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UNIVERSIDADE ESTADUAL DE SANTA CRUZ

PROGRAMA DE PÓS-GRADUAÇÃO EM PRODUÇÃO VEGETAL

GUSTAVO MAGNO SOUZA DE MAGALHÃES

EFEITO DE BIOFERTILIZANTE SOBRE A PRODUÇÃO DE QUIAB EIRO MICORRIZADO E ATRIBUTOS FÍSICOS E QUÍMICOS DO SOLO

ILHÉUS – BAHIA

Fevereiro de 2015

ii



Dissertação apresentada à Universidade Estadual

de Santa Cruz para obtenção do título de Mestre

em Produção Vegetal.

Área de concentração: Solos e Nutrição de

Plantas em Ambiente Tropical Úmido.

Orientador: Prof. Dr. Eduardo Gross

Co-orientador: Prof. Dr. José Olímpio de Souza Júnior

ILHÉUS – BAHIA

Fevereiro de 2015

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Ilhéus, Bahia, 27/02/2015

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Dr. Eduardo Gross

UESC (Orientador)

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Dr. Aldo Vilar Trindade

EMBRAPA Mandioca e Fruticultura

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Dr. George Andrade Sodré CEPLAC, UESC

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“É bom olhar para trás e admirar a vida que soubemos fazer! É bom olhar para frente...” Nando Reis

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DEDICATÓRIA

À minha amada e graciosa mãe, Diva, seu nome é tão significativo quanto à força e energia que tem, sendo essencial para o que sou hoje e para o que ainda serei. Ao meu amado pai, Carlos Magno, meu imperador, alguém que, embora me esforce, jamais alcançarei na força de vontade, humildade, bondade e honestidade.

Dedico essa obra ao senhor e senhora, com muito amor e carinho.

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AGRADECIMENTOS

À Deus, por ter dado a mim a oportunidade de viver e de alcançar esse nível em minha vida, com o qual me alegro grandiosamente por mais uma vitória.

À minha mãe e ao meu pai por todo apoio, ensinamento, conselho, proteção e direcionamento na minha vida, sobretudo, por tudo que fizeram com muito amor e carinho.

Aos meus queridos irmãos, Alexandre Magno, Carlos Magno Neto e, especialmente, ao mais novo, Danilo Magno, o qual esteve sempre mais próximo e presente no meu dia a dia, desde a infância. Agradeço a todos meus familiares pelo pensamento positivo e a fé depositada em mim.

À Thais, Lua da Minha Vida, pela compreensão nos momentos em que não pude estar presente devido às obrigações do projeto e por ter participado sempre, presente ou não, me apoiando e, até mesmo, sendo efetiva nas atividades de implantação e condução do experimento.

Ao meu orientador, Prof. Eduardo Gross, por ter me recebido no primeiro contato, por ter confiado em meu potencial, por levantar meu ânimo nos momentos difíceis, por sentar comigo quando preciso e me ajudar na resolução dos problemas e, principalmente, por ser mais que um professor ou orientador, por ser um grande amigo.

Ao meu co-orientador, Prof. José Olímpio de Souza Júnior, pela atenção que teve sempre que necessitei de suas contribuições.

Ao Prof. Arlicélio, sempre presente como mestre e amigo, ensinando e me fortalecendo com gestos e palavras. À Prof.ª Agna, pelas correções e sugestões de melhoria do projeto na reta final. À Prof.ª Larissa, pela atenção e contribuição no sentido de facilitar ao máximo a condução do experimento e as análises.

Ao amigo e irmão Bruno, por ser parte fundamental dessa história, pelas conversas sábias, pela parceria, por me surpreender sempre com demonstração de amizade verdadeira.

Ao meu amigo e parceiro Rafael (Galotinho), que me incentivou a buscar esse novo desafio e me ajudou a enxergar mais adiante.

Ao meu amigo e conselheiro Bruno dos Passos, pelas orientações e amizade muito bem construída, tendo participado constantemente no decorrer de meu projeto.

Aos colegas de curso, principalmente Jorge e Pedro, e colegas do laboratório, Gedeon, Léo, Miguel, Caíque, César, Lander, Lidi, Verônica, Mari, Carol, Naira, Nairane, Ariane, Patrícia, Amanda e Tami por ajudarem nessa caminhada. Aos técnicos dos laboratórios, principalmente Pablo e Gerson, por acompanharem e auxiliarem sempre que possível nas análises. A toda equipe do CBG e da Microscopia da UESC, principalmente à Dona Jaci, por cuidar de tudo e sempre nos receber com o mesmo sorriso e carinho.

Aos meus amigos de infância, em especial Guigo, Gabel, Alvinho, Phillipe, Bruno Oliveira e Diego, pelos momentos de descontração e apoio. A UFV pela estrutura disponibilizada para realização das análises e aos técnicos dos laboratórios pelo acompanhamento e auxílio, principalmente Lula, Carlos e Paulo, além de Fernanda. Aos professores Teógenes, Leônidas e Rafhael, pela atenção e contribuição. Ao grande amigo Timão e a todos da Toca do Tatu de Viçosa, Minas Gerais, pela amizade e excepcional recepção. A UESC, toda sua estrutura disponibilizada e todos seus funcionários, principalmente Marcelo, que participou diretamente na fase inicial do experimento, e à secretária do curso Caroline Tavares, pela paciência e dedicação de sempre.

Por fim, agradeço à FAPESB pela importante concessão da bolsa de estudo.

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SUMÁRIO

RESUMO......................................................................................................................... ix

ABSTRACT..................................................................................................................... xi

1. INTRODUÇÃO........................................................................................................... 1

2. OBJETIVOS................................................................................................................ 4

3. REVISÃO DE LITERATURA.................................................................................. 5

3.1. Cultura do Quiabeiro............................................................................................. 5

3.2. Adubação Orgânica............................................................................................... 7

3.3. Fungos Micorrízicos Arbusculares........................................................................ 11

4. MATERIAL E MÉTODOS........................................................................................ 14

4.1. Preparo do Biofertilizante Líquido........................................................................ 15

4.2. Preparo do Solo..................................................................................................... 17

4.3. Teste de Capacidade de Campo............................................................................. 17

4.4. Análise Granulométrica do Solo Antes do Cultivo............................................... 18

4.5. Análise de Densidade de Partícula do Solo Antes do Cultivo.............................. 19

4.6. Análise Química do Solo Antes do Cultivo, Interpretação e Adubação............... 19

4.7. Estabelecimento das Doses do Biofertilizante...................................................... 20

4.8. Teste de Incubação com Calcário.......................................................................... 21

4.9. Correção da Acidez do Solo.................................................................................. 21

4.10. Autoclavagem do Solo........................................................................................ 21

4.11. Limpeza dos Vasos.............................................................................................. 22

4.12. Obtenção das Sementes de Quiabo..................................................................... 22

4.13. Preparo dos Vasos, Irrigação, Inoculação e Plantio............................................ 22

4.14. Colheita, Quantificação, Medição, Pesagem e Secagem dos Frutos................... 23

4.15. Ocorrência de Pragas e Doenças......................................................................... 23

4.16. Coleta das Plantas e do Solo Após Cultivo......................................................... 24

4.17. Secagem e Pesagem das Amostras de Material Vegetal..................................... 25

4.18. Secagem e Preparo das Amostras de Solo........................................................... 25

4.19. Análise Química do Solo Após Cultivo.............................................................. 26

4.20. Análise Mineral do Material Vegetal.................................................................. 28

4.21. Coloração de Raízes Micorrizadas...................................................................... 29

viii

4.22. Análise do Grau de Colonização das Raízes....................................................... 30

4.23. Análise de Agregados do Solo Após Cultivo...................................................... 30

4.24. Análises Estatísticas............................................................................................ 31

5. RESULTADOS............................................................................................................ 32

5.1. Avaliação do Desenvolvimento e Produção do Quiabeiro.................................... 32

5.2. Análise de Nutrientes na Parte Aérea.................................................................... 36

5.3. Análise de Nutrientes no Fruto.............................................................................. 42

5.4. Análise do Grau de Colonização Micorrízica....................................................... 44

5.5. Análise dos Nutrientes no Solo............................................................................. 49

5.6. Análise dos Agregados do Solo............................................................................. 55

6. DISCUSSÃO................................................................................................................ 58

6.1. Desenvolvimento e Produção do Quiabeiro.......................................................... 58

6.2. Nutrientes na Parte Aérea...................................................................................... 59

6.3. Nutrientes no Fruto................................................................................................ 61

6.4. Colonização Micorrízica....................................................................................... 62

6.5. Nutrientes no Solo................................................................................................. 63

6.6. Agregados do Solo................................................................................................ 66

7. CONCLUSÃO............................................................................................................. 68

8. REFERÊNCIAS BIBLIOGRÁFICAS...................................................................... 69

ix

RESUMO

O quiabeiro (Abelmoschus esculentus L. Moench) apresenta grande relevância econômica no mercado de hortaliças e características agronômicas peculiares à agricultura familiar. Como prática orgânica utilizada por pequenos produtores, os biofertilizantes assumem um papel importante no estímulo da resistência das plantas por apresentarem alta atividade microbiana, atuando também nutricionalmente no vegetal e no solo, sendo de baixo custo. Práticas agroecológicas favorecem o desenvolvimento da microbiota do solo, aumentando a atuação de microrganismos, como os fungos micorrízicos arbusculares (FMAs). Estes permitem às plantas maior absorção de água, de nutrientes, principalmente o fósforo, que é relativamente imóvel no solo. O presente trabalho teve como objetivo de avaliar a influência da aplicação de biofertilizante, produzido por processo semi-aeróbico, na produção do quiabeiro inoculado com FMAs. O experimento foi conduzido em casa de vegetação utilizando solo no qual foram aplicadas cinco doses do fertilizante orgânico líquido (0, 100, 200, 300 e 400 mL por vaso contendo 5 dm3 de solo) e quatro tratamentos micorrízicos (controle não inoculado, inoculação com Rhizophagus clarus, com Acaulospora scrobiculata e a mistura desses inóculos) com seis repetições por tratamento. Durante o ciclo produtivo do quiabeiro, foi realizada a colheita, contagem, pesagem e medição do tamanho e diâmetro dos frutos, e ao final do ciclo produtivo foi feita avaliação da massa seca da parte aérea e massa fresca e seca do sistema radicular das plantas, bem como as análises nutricionais e do grau de colonização por FMAs. Também foi realizada análise química e física (agregados) do solo ao final do experimento após coleta das plantas. O tamanho, diâmetro e massa fresca dos quiabos foram influenciados pela interação entre as doses de biofertilizante aplicadas e os FMAs inoculados, sendo que de maneira geral, os dados obtidos para essas características agronômicas do fruto se ajustaram ao modelo matemático quadrático com valores máximos alcançados para a dose de 200 mL de biofertilizante aplicada por vaso. Os quiabeiros inoculados com R. clarus e com a mistura de FMAs apresentaram valores maiores para as características avaliadas dos frutos do que os que foram inoculados com A. scrobiculata. As plantas não inoculadas com os FMAs não produziram frutos em quaisquer das cinco doses de biofertilizante aplicadas, indicando que os FMAs foram fundamentais para o florescimento e frutificação do quiabeiro nas condições experimentais testadas. A massa seca dos quiabeiros, bem como o teor de P, Zn e B da parte aérea foram significativamente influenciados pela interação dos fatores biofertilizante e FMAs, apresentando valores, geralmente, ajustados ao modelo de regressão quadrática. As plantas micorrizadas apresentaram teores de P mais elevados na dose de 300 mL de biofertilizante, superiores em 2,4 g de P por kg de material da parte aérea das plantas controle em quaisquer das doses testadas do fertilizante orgânico líquido. As taxas de colonização micorrízica nos quiabeiros foram maiores nas plantas inoculadas com R. clarus e com a mistura de FMAs do que nas inoculadas com A.

scrobiculata. Essas taxas foram influenciadas pelas doses de biofertilizante aplicas e o modelo quadrático foi o que melhor explicou os valores obtidos. As concentrações de todos os macro e micronutrientes, especialmente do P, encontrados no solo pós-colheita dos quiabeiros não inoculados foram maiores do que as encontradas nos solos em que foram cultivadas as plantas micorrizadas, supostamente em consequência da aplicação do biofertilizante e da baixa extração

x desses nutrientes por parte das plantas controle que tiveram reduzido crescimento. Os solos em que foram cultivadas as plantas inoculadas com FMAs apresentaram percentuais de macroagregados significativamente maiores do que o observado para o solo cultivado com as plantas não inoculadas, independentemente da dose de biofertilizante utilizada. O conjunto de resultados permite concluir que o uso do biofertilizante concomitantemente à inoculação com FMAs proporcionaram melhorias na produção e crescimento dos quiabeiros além de influenciarem nos atributos químicos e físicos do solo, com destaque para a inoculação conjunta das duas espécies de FMAs (A. scrobiculata e R. clarus) na dose de 200 mL do fertilizante orgânico líquido aplicada.

Palavras-chave: fungos micorrízicos arbusculares, biofertilizante, quiabo, nutrição de plantas.

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ABSTRACT

The okra (Abelmoschus esculentus L. Moench) has great economic relevance in the vegetable market and peculiar agronomic characteristics to family farming. As organic practice used by small producers, biofertilizers play an important role in stimulating resistance of plants due to their high microbial activity, influencing also nutritionally in plant and soil, being low cost. Agroecological practices favor the development of soil microbes, increasing the action of microorganisms such as arbuscular mycorrhizal fungi (AMF). These enable to plants higher absorption of water, nutrients, particularly phosphorus, which is relatively non-labile on the ground. This study was proposed with the objective of evaluating the influence of the application of biofertilizers, produced semi-aerobic way, in the production of okra inoculated with AMF. The experiment was conducted in a greenhouse using soil in which were applied five doses of liquid organic fertilizer (0, 100, 200, 300 and 400 mL per pot of soil containing 5 dm3) and four mycorrhizal treatments (uninoculated control, inoculation with Rhizophagus clarus, with Acaulospora scrobiculata and the mixture of these inoculants) with six replications per treatment. At the end of the production cycle of the okra, fruit harvest was carried out, counting, weighing and measuring the size and diameter thereof, evaluation of the dry weight of shoot and root system of the plants as well as the nutritional analysis and the degree of colonization by AMF. It was also carried out physical and chemical analysis (aggregates) of the soil at the end of the experiment after plants harvesting. The production, size, diameter and fresh weight of okra were influenced by the interaction between biofertilizer doses and AMF inoculated, and in general, the data obtained for these agronomic characteristics of the fruit adjusted to the quadratic mathematical model with maximum values achieved for the dose in about 200 mL of biofertilizer applied per pot. The okras inoculated with R. clarus and with the mixture of AMF showed higher values for the evaluated characteristics of the fruits of those who were inoculated with A. scrobiculata. The plants not inoculated with AMF did not produce fruit in any of the five biofertilizer doses suggesting that AMF are fundamental for okra flowering and fruiting on experimental conditions tested. The dry mass of the okras and the content of P, Zn and B of the shoots were significantly influenced by the interaction of biofertilizer and AMFs factors, with values generally adjusted to the polynomial model. Mycorrhizal plants showed higher P levels at a dose of 300 mL of biofertilizer, higher than those found in the control plants in any of the tested liquid organic fertilizer doses. The mycorrhizal colonization rates in okras were higher in plants inoculated with R. clarus and the AMFs mixture than in inoculated with A. scrobiculata. These rates were influenced by bio-fertilizer rates applied and the quadratic model was the best explained the values obtained. The concentrations of all the macro and micronutrients, particularly P found in soil after harvest of non-inoculated okras were higher than those found in soils in which the inoculated plants were grown, as a consequence of the application of biofertilizer and low extraction of these nutrients by control plants that had reduced growth. The soil in which the plants inoculated with AMFs were grown had significantly higher percentage of macroaggregates than that observed for the soil under the plants not inoculated, regardless of the dose used biofertilizer. The result set shows that the use of bio-fertilizers concomitantly to inoculation with AMFs provided improvements in production and growth of okras apart from influencing the chemical and physical properties of the soil, particularly for joint inoculation of

xii two species of AMFs (A. scrobiculata and R. Clarus) at a dose of 200 mL of liquid organic fertilizer applied.

Keywords: arbuscular mycorrhizal fungi, biofertilizer, okra, plant nutrition.

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1. INTRODUÇÃO

O quiabeiro é uma angiosperma da Família Malvaceae, originário da África, de porte ereto, arbustivo, com até 2 m de altura conforme a variedade, de folhas grandes, lobadas e pilosas, haste verde que pode ser tingida de vermelho com ramos variáveis e uma raiz profunda com até 30 cm de comprimento; o florescimento e frutificação ocorrem ao longo do ciclo da planta, apresentando flores grandes de cor branco-amareladas com centro escuro; os frutos são alongados e estreitos, fibrosos e com sementes claras e redondas, podendo se apresentar na cor verde, avioletado e vermelho (AWOSUSI, 1989). O quiabo é rico em vitamina A, C, B1, em proteína, carboidratos, cálcio, potássio, magnésio e outros minerais que muitas vezes faltam na dieta das pessoas, sendo valioso no tratamento alternativo da úlcera péptica e como fonte de reposição de plasma no fluido corporal do homem. Além disso, os frutos maduros e o caule contêm fibras que podem ser utilizadas industrialmente em fabricação de papel, corda e tapete. Somente pode ser cultivado em regiões quentes, com temperatura mínima de cultivo de 15 ºC, se desenvolvendo bem ao longo dos vales dos rios durante a estação seca e em todas as classes de solo, com melhor desempenho em solo argiloso (ADEOYE, 1987). O quiabo é um fruto bastante consumido e de alta produção no Nordeste do Brasil, sendo destaque a produtividade em Sergipe, que permite ao estado exportar este produto para a Bahia. Os estados brasileiros que mais produzem quiabo são Rio de Janeiro, Minas Gerais, Espírito Santo, Sergipe e Bahia (SANTOS, 2002; SANTOS et al., 2005; OLIVEIRA et al., 2007b).

Alguns dos principais fatores responsáveis pela baixa produção de hortaliças são a baixa fertilidade do solo e o alto custo e dificuldade na compra e transporte para as propriedades rurais (especialmente as pequenas e médias) dos fertilizantes minerais. Na agricultura familiar, a horticultura é uma excelente opção para obtenção de renda de forma rápida, já que se trata de cultivos de ciclo curto. O quiabeiro, por exemplo, pode iniciar produção com 75 dias, se cultivado no verão, ou até 120 dias, se cultivado no inverno, podendo se prolongar por até nove meses.

Uma grande parte das áreas cultiváveis, devido anos de exploração e degradação, apresentam solos desestruturados, acidificados e de baixa fertilidade, necessitando assim de fertilização. Malavolta et al. (2002) afirmaram que a adubação é importante para produtividade em muitos tipos de solos, considerando, sobretudo, a grande variação das características físico-químicas das diversas unidades edáficas, e salientam que em regiões tropicais e subtropicais úmidas, a matéria orgânica decompõe-se com grande rapidez. Os fertilizantes inorgânicos apresentam custos elevados, e por isso são, em muitos casos, de difícil acesso aos agricultores familiares. Uma alternativa viável a esses pequenos agricultores é a utilização dos recursos encontrados no próprio imóvel rural ou em suas proximidades para a fabricação do fertilizante no local. Em sistemas orgânicos, isso pode ser feito usando diferentes práticas de adubação (BORGES et al., 2003). A fertilização é componente chave para a manutenção da qualidade dos solos e, como consequência, para a sustentabilidade dos sistemas produtivos em médio e longo prazo (SILVA e MENDONÇA, 2007). Entretanto, a melhoria da capacidade produtiva do solo é um processo gradual onde a matéria orgânica tem influência direta (BONILLA, 1992). Aproveitando o potencial natural do ambiente unido ao conhecimento agroecológico, a

2 fertilização pode ser alcançada com uso de compostos orgânicos ou biofertilizantes promovendo sustentabilidade do agroecossistema.

De acordo com Alves et al. (2001), os biofertilizantes são compostos bioativos, resíduos finais da fermentação, que contém células vivas ou latentes de microrganismos (bactérias, leveduras, algas e fungos filamentosos) e seus metabólitos, além de quelatos organominerais. Também podem ser definidos como compostos biodinâmicos e biologicamente ativos, produzidos por biodigestores por meio de fermentação semi-aeróbica e/ou anaeróbica da matéria orgânica podendo conter antibióticos, enzimas, vitaminas toxinas, fenóis, ésteres e ácidos de ação fito-hormonal, embora varie a composição, conforme o método e o material pelo qual foi obtido (BETTIOL et al., 1997). O biofertilizante, como todo fertilizante orgânico, contribui para fertilidade do solo, fornecendo macro e micronutrientes e influenciando no poder tampão do solo, com aumento da capacidade de troca catiônica, possibilitando às plantas alcançarem boa produção com o suprimento de nutrientes. Alguns fertilizantes orgânicos podem auxiliar na melhoria da estrutura física do solo, possibilitando aeração, drenagem e retenção de água com a formação de micro e macroporos. Sua aplicação no solo fornece matéria orgânica, estimulando os processos biológicos por meio da manutenção do metabolismo energético (respiratório) dos macro e microrganismos. Sendo assim, não só os atributos físicos e químicos do solo são favorecidos com o uso dos fertilizantes orgânicos, mas também toda a sua microbiota, incluindo os fungos micorrízicos arbusculares (FMAs).

Os FMAs se associam de forma mutualística com as raízes de algumas plantas, ou seja, vivem em simbiose com a maioria dos vegetais. As micorrizas formam-se quando as hifas de um fungo invadem as raízes de uma planta, auxiliando-as na função de absorção de água e nutrientes do solo, já que aumentam a superfície de absorção ou a rizosfera. Deste modo, as plantas podem absorver mais água e adaptar-se a climas mais secos ou de restrição hídrica, por exemplo. Os fungos, como compensação dos seus benefícios, recebem da planta os fotoassimilados (carboidratos), que necessitam para a sua sobrevivência e que não conseguem sintetizar, pois não possuem clorofila. Apesar de sua origem tão antiga, as associações entre fungos e raízes de plantas só foram observadas com detalhes no início do século XIX, em 1842, quando Nágeli fez a primeira descrição da associação fungo-raiz. Essa só foi reconhecida e tratada cientificamente no final daquele século, quando o alemão Bernard Franck, um fisiologista de plantas, em 1885, distinguiu entre micorrizas ectotróficas e endotróficas e desenvolveu estudos científicos sobre a anatomia e a ocorrência dessas associações, especulando sobre os possíveis benefícios para as plantas. Frank, além de descrever tais associações, empregou, pela primeira vez, o termo “mycorrhiza”, originado do grego (myco = fungo, e rhiza = raízes), para se referir a essa relação peculiar. Nos anos seguintes, o pesquisador aprofundou seus estudos, descrevendo e lançando as bases funcionais dessa simbiose. Os anúncios de sua descoberta geraram muita polêmica com relação à natureza da associação, se mutualista ou parasítica. Sua proposição de que as micorrizas eram benéficas para as plantas foi amplamente contestada pelos estudiosos da época, especialmente pelos fitopatologistas que a consideravam como doença, até que o próprio Frank provou experimentalmente sua natureza mutualista, afirmando tratar-se de “um órgão

morfologicamente característico e com dependência fisiológica íntima e recíproca”, não cabendo mais qualquer contestação sobre a natureza mutualista das micorrizas (MOREIRA e SIQUEIRA, 2006).

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Moreira e Siqueira (2006) citaram a Dra. Lilian Tomazini, da UNESP de Rio Claro (SP), que estudou a colonização de raízes de plantas do cerrado, e afirmaram que esse foi o primeiro trabalho documentado sobre as micorrizas no Brasil, realizado em 1970. Afirmaram ainda, que no Instituto Agronômico de Campinas (SP), sob a coordenação do Dr. Eli Lopes, Dra. Barbara Mosse e Dr. David Hayman foi realizado na década de 70 um curso intensivo sobre endomicorrizas, contando com participantes de vários estados, constituindo a semente da micorrizologia brasileira. O interesse e a pesquisa com micorrizas no país consolidaram-se com a realização da I Reunião Brasileira Sobre Micorrizas (REBRAM), em Lavras, em outubro de 1985, e os avanços e o estado atual da pesquisa no Brasil foram avaliados por Siqueira e Klauberg-Filho (2000) com base nos trabalhos brasileiros publicados em periódicos indexados. É evidente a ênfase em pesquisa com fungos micorrízicos arbusculares (FMAs), sendo a maioria dos trabalhos relacionados a estudos em ecossistemas manejados e, ainda raros, aqueles desenvolvidos em ecossistemas naturais (MOREIRA & SIQUEIRA, 2006).

Não foram encontrados na literatura científica, trabalhos que avaliem os efeitos do uso concomitante de fertilizantes orgânicos líquidos e fungos micorrízicos sobre o crescimento e produção do quiabeiro. A maioria dos trabalhos é direcionada à qualidade de sementes (CASTRO et al., 2008), nutrição mineral do quiabeiro (COSTA et al., 1972), controle de pragas e doenças (CARDOSO et al., 2005), desenvolvimento em diferentes substratos e tipos de manejo (SANTOS et al., 2010) e genética de quiabeiro (MARTINELLO et al., 2003). São escassos trabalhos sobre micorrizas influenciando na produção e nutrição do quiabo, tornando assim necessária a realização de pesquisas direcionadas a área de fertilização orgânica e ação das micorrizas para melhoria da produtividade do quiabeiro e das condições físicas e químicas do solo. Estudo sobre a influência de FMAs no crescimento do quiabeiro utilizando adubação fosfatada (BERBARA et al., 1999), indicaram, além da resposta positiva do quiabeiro ao P, maior eficiência da inoculação com mistura de oito espécies de FMAs do que a inoculação de apenas uma espécie, nesse caso Acaulospora longula. É bom salientar que a aplicação de matéria orgânica em solos tropicais em forma de adubo verde ou adição de resíduos agrícolas estimula a proliferação de FMAs (HARINIKUMAR e BAGYARAJ, 1989).

Espera-se que ao final do estudo seja observado o efeito positivo das micorrizas na nutrição das planta, principalmente na absorção de P, Cu e Zn, e na agregação do solo. Em relação ao biofertilizante, acredita-se na influência positiva na fertilidade do solo e ação conjunta com as micorrizas na nutrição do quiabeiro, refletindo em uma boa produtividade das plantas favorecidas por essa interação.

4 2. OBJETIVOS

Avaliar a influência do fertilizante orgânico líquido sobre a produtividade do quiabeiro micorrizado e sobre os atributos físicos e químicos do solo. Analisar os efeitos das diferentes doses desse biofertilizante e das espécies de fungos micorrízicos arbusculares (FMAs) inoculadas sobre a nutrição e produtividade do quiabeiro. Avaliar o efeito das diferentes doses do fertilizante orgânico e a influência das diferentes espécies de FMAs sobre os atributos físicos e químicos do solo. Estimar a influência das diferentes doses do fertilizante orgânico sobre o desenvolvimento e colonização dos FMAs.

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3. REVISÃO DE LITERATURA

3.1. Cultura do Quiabeiro

O quiabeiro (Abelmoschus esculentus L. Moench), é um membro da família Malvacea, hortaliça amplamente cultivada e muito importante na dieta das pessoas, principalmente dos povos africanos (OMOTOSO e SHITTU, 2008), sendo uma das mais importantes hortaliças cultivadas na Nigéria (FMAWR e RD, 1989). O Brasil caracteriza-se como um país de adequadas condições para o cultivo da grande maioria das plantas cultivadas de interesse econômico, inclusive, o quiabeiro que é considerado uma planta rústica, tolerante ao calor e não exige tecnologia muito avançada para seu cultivo, sendo mais explorado nas regiões Nordeste e Sudeste (OLIVEIRA et al, 2003; MOTA et al., 2005). É uma cultura que inicia a produção rapidamente e apresenta custo relativamente baixo, o que representa uma boa alternativa de renda para o agricultor (RESENDE, 1986), proporcionando um excelente rendimento e oportunidade, principalmente, àqueles que produzem em pequena escala (SELLECK e OPENA, 1985). Essa hortaliça pode ser consumida fresca (quiabos normalmente cortados, cozidos ou fritos) ou na forma seca (FATOKUN e CHEDDA, 1983). É uma espécie potencialmente importante graças a sua diversificação de uso como fonte de óleo e proteínas, como fonte de polpa de papel e combustível ou biomassa e como alimento animal (MARTIN, 1983). Suas flores são frequentemente visitadas por abelhas (Apis mellifera), destacando o quiabeiro com potencial como planta apícola, ótima produtora de pólen (PUREWAL & RHANDHAWA, 1947).

A planta de quiabo cresce em todas as classes de solos, com melhor desenvolvimento em condições de solo úmido, friável e bem drenado (KOCHHAR, 1986), podendo ser produzido durante o ano todo, em regiões de clima quente (OLIVEIRA et al, 2007a). As temperaturas médias apropriadas para seu cultivo estão na faixa de 21,1 a 29,4°C, com a média das máximas em 35°C e a média das mínimas em 18,3°C. Assim, o quiabeiro é uma das hortaliças mais exigentes em calor (CAMARGO, 1981). É tolerante ao estresse da seca (MAJANBU et al., 1985), no entanto, para uma produção satisfatória, a irrigação complementar pode ser necessária durante períodos estendidos de seca (OKUNADE et al., 2009). A necessidade de irrigação, durante a época seca, é uma das causas da elevação do preço do quiabo. Também, as temperaturas relativamente baixas do outono e inverno podem reduzir sua produtividade no período seco, aumentando, conseqüentemente, o preço do produto (SONNENBEG e SILVA, 2002). De acordo com Cerri & Vilella (1996), em Buenos Aires, cultivares de quiabo semeadas em abril, produziram menos do que quando semeadas em dezembro, devido à geada que encurtou o ciclo. A época de plantio também pode influenciar a incidência de doenças e pragas. Na Índia, observou-se menor incidência do vírus do mosaico em quiabeiro nas culturas semeadas entre fevereiro e março, quando a população de mosca-branca (Bemisia tabaci) foi menor, com efeitos positivos na produção de frutos (NATH et al. 1992).

Segundo Tindall (1983), a composição química do quiabo é de 88% de água, 2,1% de proteína, 0,2% de gordura, 8% de hidratos de carbono (carboidratos), 1,7% de fibra e 0,2% de cinza (resultado de sua incineração). O teor de óleo nas sementes pode ser mais elevado do que nos ovos de aves e na soja (AKINFASOYE e NWANGUMA, 2005). As folhas jovens das

6 plantas de quiabo, quando preparadas em conjunto com melão, tornar-se uma deliciosa iguaria chamada “ilasa”, e, principalmente, uma sopa local conhecida como “amalá” (semelhante ao caruru), alimento preparado com farinha de inhame, que é muito popular entre os iorubas da Nigéria.

Devido à crescente preferência do consumidor, tem-se registrado expressiva expansão da cultura do quiabeiro em todo o Brasil, principalmente nos Estados do Rio de Janeiro, São Paulo e Sergipe. Em São Paulo, do inicio ao final da década de 90, a área cultivada com essa olerícola aumentou de 621 para 1575 hectares. Aumentos significativos foram também registrados no Brasil Central, Rio de Janeiro, Sergipe, Paraíba e Pernambuco (SANTOS, 2002; SANTOS et al., 2005; OLIVEIRA et al., 2007b). Mas para garantir uma produção satisfatória, é necessário conhecer as exigências da cultura. A nutrição mineral do quiabeiro caracteriza-se por uma extração de macros e micronutrientes lenta até os 20 dias, aumentando posteriormente. Os teores de nutrientes nas folhas de plantas de quiabo sob deficiência nutricional determinados aos 60 dias foram próximos de 18,2 g kg-1 de N; 1,7 g kg-1 de P; 10,5 g kg-1 de K; 29,4 g kg-1 de Ca e 2,4 g kg-1 de Mg, enquanto os desenvolvidos sem deficiências minerais foram 37,1 g kg-1 de N; 4,1 g kg-1 de P; 20 g kg-1 de K; 37,3 g kg-1 de Ca e 8,6 g kg-1 de Mg (COSTA et al., 1972). Considerando a carência de informações sobre a nutrição mineral do quiabeiro na literatura brasileira, a realização de trabalhos dessa natureza deve ser mais frequentemente desenvolvida. Trabalhos como o de Cavalcante et al. (2010), que teve como objetivo avaliar os efeitos de fontes (esterco bovino, de frango e de caprino) e níveis de matéria orgânica (0, 5, 10 e 15% do volume da cova com capacidade de 48 litros) sobre os teores foliares de macronutrientes em quiabeiro da cultivar “Santa Cruz”. Encontraram maiores teores de cálcio, fósforo e magnésio proporcionados pelo esterco de frango, maior teor de potássio proporcionado pelo esterco de caprino e maior teor de nitrogênio nas folhas das plantas de quiabeiro proporcionado pelo esterco bovino, mas sem definição estatística de doses entre as diferentes fontes de matéria orgânica.

O quiabeiro pode ser cultivado em diversos espaçamentos, variando de acordo com o sistema de condução e interesse do produtor, existindo recomendações de altas e baixas densidades populacionais, como 90 x 23 cm, 100 x (20-50) cm e 150 x 50 cm, sendo a última com duas plantas por cova (ZANIN e KIMOTO, 1980; KAHN et al., 2003; SETUBAL et al., 2004). O uso do espaçamento adequado é muito importante por exercer influência na floração, no número de hastes produtivas, na produção por planta e na produtividade da cultura (SETUBAL et al., 2004), que pode ser superior a 15.000 kg ha-1 (SILVA et al., 2007). Apresenta bom desenvolvimento vegetativo e produtivo no sistema orgânico, atendendo às exigências do mercado (SOUZA, 1999). Normalmente, as plantas demandam altas doses de adubação orgânica, o que é de fundamental importância para nutrição adequada, qualidade dos frutos e melhoria na produtividade com menor ou nenhum uso de fertilizantes minerais nitrogenados. Esse tipo de adubação contribui de forma decisiva para a melhoria das características do solo, podendo inclusive reduzir o custo de produção da cultura, pois o insumo que mais onera o custo de produção do quiabeiro é o adubo mineral usado no plantio e na cobertura. No entanto, deve-se evitar o uso excessivo de adubos orgânicos o que pode acarretar em desenvolvimento vegetativo exagerado, dificultando as colheitas e o controle fitossanitário, entre outros aspectos (TRANI et al., 2013). Trani et al. (2013), afirmaram ainda que a adubação orgânica pode ser recomendada, aplicada em toda área de cultivo, cerca de 30 dias antes do plantio, nas dosagens de 2,5 a 5 t/ha

7 de esterco de galinha curtido ou húmus de minhoca, e de 10 a 20 t/ha de esterco de gado ou composto orgânico, ambos bem decompostos.

Atualmente, existe grande preferência da população por alimentos de boa qualidade e uma exigência mundial de se produzir alimentos e produtos usando cada vez menos insumos sintéticos. Ao considerar a qualidade nutricional do fruto do quiabo, é importante refletir sobre a prática de uma agricultura alternativa baseada na agroecologia, tendência que cresce em ritmo acelerado (CAPORAL & COSTABEBER, 2003). Os adubos orgânicos de origem vegetal e animal são alternativa viável para substituição parcial dos fertilizantes minerais. Esses produtos, em geral são de preços mais acessíveis e influenciam positivamente nas propriedades físicas, químicas e biológicas do solo além de agredirem menos o meio ambiente (PIRES et al., 2008). As novas tecnologias de produção presentes no mercado acarretam riscos cada vez maiores ao ambiente, aumentando a escala, a frequência e o impacto de desastres causados ou influenciados pela atividade humana, que compromete a própria saúde (RODOLFO JÚNIOR et al., 2008). A redução na aplicação de fertilizantes inorgânicos pode prevenir problemas ecológicos causados pelo uso excessivo desses insumos no solo (YU-KUI et al., 2009). Além da utilização de fertilizantes orgânicos, manejos que preservam a biota do solo devem ser praticados para garantir a ação benéfica desses organismos. As micorrizas arbusculares, por exemplo, através da simbiose estabelecida com as raízes das plantas, podem influenciar positivamente a nutrição do quiabeiro, principalmente em relação ao P, proporcionando valores de matéria seca e área radicular das plantas em geral, superiores nos tratamentos com 60 kg ha-1 de P (BERBARA et al., 1999). Filgueira (2008) acrescenta que a cultura responde bem a aplicações de P e N, bem como à adubação orgânica.

Sendo assim, esse cultivo se mostra muito apropriado à agricultura familiar, especialmente, pelo elevado número de serviços gastos com mão-de-obra nas operações de colheita, classificação e embalagem. Além disso, a precocidade na produção e período relativamente longo de colheita torna essa cultura uma boa alternativa de renda para o pequeno agricultor (FILGUEIRA, 2000). O cultivo de quiabeiro oferece uma grande promessa para seus produtores e consumidores e é uma das principais hortaliças em muitos países. Apesar da sua considerável importância como hortaliça, pouco trabalho tem sido feito com esta espécie (PAKSOY et al., 2010).

3.2. Adubação Orgânica

Araújo (2010) afirmou que com o progresso experimentado pela ciência agronômica com adoção de novas tecnologias e incorporação de conhecimentos, aliado à ampliação das áreas de cultivo, o modelo convencional de produção agrícola, revelou-se esgotante dos recursos naturais, gerando uma considerável quantidade de desequilíbrios ambientais. A poluição dos cursos de água e do solo por elementos químicos provenientes do uso indevido e, ou exacerbado de fertilizantes sintéticos, agrotóxicos e outros agroquímicos é uma das consequências mais danosas. É inegável, entretanto, que a produção e a produtividade das plantas foram fortemente alavancadas com o uso destes insumos, contrapondo os benefícios com os custos ambientais e econômicos. O sobreconsumo das sociedades, principalmente daquelas dos países desenvolvidos,

8 tem impactado demasiadamente o ambiente, a saúde e a qualidade de vida no planeta, completou Araújo (2010).

No passado, o uso de adubo orgânico aplicado ao solo pelos agricultores era praticado em conjunto com fertilizantes minerais, tais como NPK, sulfato de amônio, nitrato de potássio e superfosfatos, sendo que seu uso quase foi abandonado devido utilização dos adubos fabricados pelo homem (OLAWUYI et al., 2012). Nos últimos 160 anos, a agricultura foi profundamente modificada pelos novos conhecimentos desenvolvidos pela agronomia e outros ramos da ciência. O conceito de adubação e o entendimento dos agricultores sobre fertilidade sofreram transformações. Tem-se estudado frequentemente as substâncias orgânicas e suas funções no solo e, consequentemente, sobre a produtividade das plantas. Assim, muitos conhecimentos práticos nascidos com o saber popular têm sido difundidos e usados como objetos de pesquisas. Um exemplo bem evidente é o uso dos biofertilizantes líquidos considerados pelos pequenos e médios agricultores como alternativa viável para a fertilização de solos, com a utilização de fontes orgânicas locais e regionais, como excreções de animais e resíduos vegetais (ARAÚJO, 2010).

Há uma demanda crescente por alimento no mundo. Para suprir essa necessidade, os agricultores usam fertilizantes minerais para aumentar a produção agrícola (PROCHNOW, 2007). Os elementos químicos tóxicos (arsênico e cádmio) dos fertilizantes químicos se acumulam nos produtos vegetais causando problemas de saúde em humanos (HANSRA, 1993), além de provocar contaminação do solo, das águas subterrâneas, da fauna e flora do meio.

Nos últimos anos, a utilização de produtos naturais como substitutos para os fertilizantes sintéticos convencionais assumem uma grande importância (THIRUMARAN et al., 2009). A fabricação de adubos orgânicos pode ser feita com a utilização de fontes diversas de matéria orgânica. O despejo indiscriminado de lodo de esgoto, por exemplo, em áreas abertas e rios é um grave problema em muitos países por ocasionar a degradação dos ecossistemas (KAKULU & OSIBANJO, 1992), problema que pode ser resolvido por meio de um planejamento social e ambiental, pensando na utilização na agricultura do composto originado no final do processo de tratamento do lodo de esgoto. Esse fato é mais agravante em países onde pouco ou nenhum tratamento é realizado nos materiais antes de serem descartados.

O lodo de esgoto não é tão utilizado na fabricação de adubos orgânicos como os materiais provenientes de fezes de animais, que são aproveitados em maior escala na agricultura orgânica. Tanto o lodo de esgoto como o esterco tornam os alimentos produzidos, mais suscetível à contaminação por microrganismos patogênicos, como bactérias responsáveis por surtos de intoxicação alimentar, helmintos e protozoários causadores de diversas patologias humanas (SCHÖNNING & STENSTRÖM, 2004; MORETTI, 2003). Independentemente do sistema de cultivo, o consumo de vegetais “in natura” constitui um importante meio de transmissão de várias doenças infecciosas, indicando que as excreções utilizadas como fertilizantes requerem tratamentos que possa eliminar os potenciais agentes infecciosos. Comumente na agricultura, emprega-se como meio de tratamento de resíduos orgânicos, a compostagem, que ocorre mediante o processo de biodigestão. De acordo com McCaskey (1990), a utilização da biodigestão reduz a contaminação ambiental já que converte as excreções que

9 contêm microrganismos patogênicos, como bactérias, protozoários, larvas, ovos, pupas de insetos e fungos em resíduos úteis e com baixo risco de transmissão de enfermidades.

Os benefícios derivados dos fertilizantes orgânicos incluem redução do impacto da lixiviação de nutrientes no solo, melhoria da fertilidade e das propriedades químicas, melhoria na aeração, conservação da umidade e propriedades físicas do solo, melhoria da produção agrícola, proteção ambiental e aumento do teor de matéria orgânica do solo (AGBOOLA & OMUETI, 1982). Entretanto, há um ponto em que o uso indiscriminado destes fertilizantes sem a análise do solo e sem verificar o tipo e a dose necessária, oferece desequilíbrio à composição química do solo pelo fornecimento de quantidades inadequadas de nutrientes, além de desperdício de recursos, retardando o crescimento das plantas e produção de frutos (IGBINNOSA et al., 1992).

Fertilizantes orgânicos contêm substâncias húmicas que constituem 65-75% da matéria orgânica do solo e são temas de estudos em várias áreas da agricultura, como a química do solo, fertilidade, fisiologia vegetal, bem como ciências ambientais, devido aos múltiplos papéis desempenhados por estes materiais no crescimento das plantas, sendo os principais grupos funcionais de ácido húmico as carboxilas, hidroxilas, compostos fenólicos, hidroxilo-alcoólico e cetonas (CACCO & AGNOLLA, 1984). Foi relatado que a aplicação de ácido húmico aumentou o crescimento das plantas e absorção de nutrientes (DURSUN et al., 2002; TÜRKMEN et al, 2004). Sua aplicação pode contribuir positivamente no cultivo de hortaliças como na germinação de sementes, crescimento e conteúdo de macro e micronutrientes em mudas de tomate em condições de solo salino (TÜRKMEN et al, 2004; TÜRKMEN et al, 2005), além de aumentar a performance, o crescimento e conteúdo de minerais em quiabeiro (PAKSOY et al., 2010). O quiabo organicamente fertilizado é mais aceitável do que aquele cultivado com fertilizantes minerais (TAIWO et al., 2002). Moyin-Jesu (2007) relatou a superioridade de um fertilizante orgânico sobre um fertilizante mineral, tanto em qualidade e quantidade, sugerindo que os consumidores absorvem mais minerais em suas refeições com quiabo orgânico e gastam menos em compras de vitaminas e minerais para atender aos requisitos de saúde. Os fertilizantes de base orgânica reforçam a biodisponibilidade e mobilidade de nutrientes para as plantas e, assim, melhoram a absorção de nutrientes pelo quiabeiro (ADEWOLE e ILESANMI, 2011).

Além de lodo de esgoto e estercos, outros tipos de fertilizantes são usados na agricultura orgânica. Os fertilizantes orgânicos líquidos, por exemplo, são úteis para alcançar maior produção agrícola, por conterem hormônios de crescimento (AIA e AIB), citocininas, giberelinas, oligoelementos, vitaminas, aminoácidos, antibióticos e micronutrientes (BOOTH,1965). Booth (1969), também observou que o valor de um fertilizante líquido não foi apenas devido ao conteúdo de nitrogênio, fósforo e potássio, mas também pela presença de oligoelementos e metabólitos. Além de sua aplicação no solo como adubo agrícola, o extrato líquido pode ser usado na pulverização foliar para induzir um crescimento mais rápido e produtividade em culturas de cereais, legumes, frutas, pomares e plantas hortícolas (THIVY, 1961; METHA et al., 1967; BOKIL et al., 1974).

Biofertilizantes possuem grande potencial em fornecer importantes nutrientes para as plantas de forma mais econômica, como nitrogênio e fósforo. Portanto, se os biofertilizantes forem usados completando a adubação mineral, isso pode reduzir a necessidade de fertilizantes minerais de 25-50% (SINGH et al., 2010). Assim, é preciso integrar e equilibrar a aplicação de

10 fertilizantes minerais, adubos orgânicos e biofertilizantes para sustentar a produtividade e a saúde do solo. Há uma quantidade considerável de dados científicos que mostram que a aplicação combinada de fertilizantes minerais com biofertilizantes aumenta o rendimento e os atributos de qualidade em vários vegetais, além da economia referente à redução do uso de fertilizantes minerais (SHANKARANARAYAAN et al., 1995; VERMA et al., 1997; BAHADUR e MANOHAR, 2001; BAHADUR et al., 2003). Existem muitos tipos e formulações de biofertilizante, preparados com diferentes ingredientes, como dejetos de suínos, extrato de algas marinhas, esterco de gado, esterco de ave, sendo misturados com calcário, fosfatos naturais e resíduos de vegetais, principalmente leguminosas. Eles são preparados de acordo com os recursos encontrados na própria propriedade rural ou nas proximidades, por isso é um insumo bastante apropriado ao uso por pequenos produtores. A sociedade está sempre buscando formas de se livrar de resíduos provenientes de indústrias, residências, dentre outras instalações urbanas, e para isso as tecnologias devem ser utilizadas de forma eficaz para a gestão adequada desses materiais, podendo ocorrer o aproveitamento de alguns desses resíduos para produção de biofertilizantes. Segundo indicação de Ansari e Ismail (2001), a aplicação de fertilizantes minerais por longo período de tempo acaba resultando em desequilíbrios na biologia, química e física do solo, redução na produção, aumento da incidência de pragas e doenças e poluição ambiental. Portanto, agricultura orgânica fornece muitas vantagens, tais como redução do uso de produtos químicos na forma de fertilizantes e pesticidas, reciclagem e regeneração do lixo, transformando-o em material rico em nutrientes para o solo e melhorando a vida das plantas, animais e do homem. Cria-se assim, um ecossistema sustentável de modelos bio-econômicos (ANSARI e ISMAIL, 2001).

Araújo (2004) afirma que a pesquisa deve percorrer o caminho inverso relatado por Lazzarini et al. (1967), que abordam a evolução da pesquisa do IAC para a adubação mineral, recomendando, a partir de 1955, a adubação de cafeeiros com uso facultativo de adubos orgânicos e elevação dos adubos minerais, com aplicações em cobertura e parceladas várias vezes por ano. Essa tendência na agricultura é criticada por Yamada (2001) em artigo intitulado “Esquecemos da matéria orgânica...”, recordando idéias de autores clássicos do século XX, com base no sucesso das técnicas de produção e manejo da matéria orgânica no sistema de plantio direto. Este caminho defendido por Araújo (2004) e Yamada (2001) para a agricultura orgânica será, certamente, o uso facultativo dos adubos minerais, que são fontes esgotáveis ou não renováveis. A direção aponta para maior produção e reciclagem de biomassa, maior sustentabilidade ambiental, tendo a combinação das diversas fontes de adubos como garantia de produções rentáveis e adequadas às condições de cada agroecossistema.

É bem verdade que há uma grande disponibilidade de fontes de matéria orgânica para fabricação de adubos. Um bom exemplo disso é a adubação orgânica através do uso de vermicomposto, produto este originado das minhocas (ISMAIL, 2005). O vermicomposto pode ser utilizado na fabricação de biofertilizantes através da lavagem de seu material, ou seja, é obtido um fertilizante orgânico líquido através da passagem de água em coluna de ação constante pelo vermicomposto, sendo muito útil em pulverização foliar. Por outro lado, a preservação da biota do solo também contribui para sua manutenção. As minhocas, juntamente com outros organismos, têm desempenhado um papel importante na regulação dos processos do solo (ISMAIL, 1997). Darwin (1881) realizou um cuidadoso estudo e concluiu que "pode-se duvidar

11 se existem outros animais que têm desempenhado um papel tão importante na história do mundo como essas criaturas humildemente organizadas”. Elas melhoram a física do solo e a química por aceleração da decomposição da matéria orgânica e, consequentemente, liberação de nutrientes na forma disponível para absorção pelas plantas (CURRY, 1987). Outros organismos que também desempenham influência sobre a estrutura do solo, formando agregados e melhorando as condições físicas, além de facilitarem a absorção de nutrientes pelas plantas, são os fungos micorrízicos arbusculares.

3.3. Fungos Micorrízicos Arbusculares

Da mesma forma que novos conhecimentos relacionados aos adubos orgânicos foram surgindo com o tempo, pesquisas direcionadas à microbiologia do solo apontaram a importância dos fungos micorrízicos arbusculares. Como as raízes das plantas fornecem um nicho ecológico para muitos microrganismos do solo, torna-se possível a associação simbiótica com esses fungos denominados micorrizas. Frank criou o termo “mycorrhiza” para descrever a associação simbiótica de raízes de plantas com fungos em 1885. Micorriza significa literalmente “fungos radiculares”. Os fungos micorrízicos fornecem uma maior absorção na superfície dos pelos radiculares e assim auxilia na absorção de íons relativamente imóveis no solo, como o fosfato, cobre e zinco. Em adição, plantas micorrizadas possuem maior tolerância a metais tóxicos, a patógenos de raízes, a seca, elevada temperatura do solo, a variação do pH do solo e ao choque com transplante (MOSSE et al. 1981; BAGYARAJ, 1990; BAGYARAJ e VARMA, 1995). Desde a época de Frank, já era evidente que as micorrizas representavam uma variedade de associações que ele separou em ectotróficas e endotróficas, termos não mais empregados. Atualmente, a separação em grupos ou tipos pode variar, dependendo do autor e do enfoque dado, mas a tendência atual é a categorização em sete tipos distintos (MOREIRA e SIQUEIRA, 2006).

Os dois principais tipos de micorrizas e de maior ocorrência nos ecossistemas são as ectomicorrizas e as micorrizas arbusculares. As ectomicorrizas são formadas, na maioria, por fungos septados em geral pertencentes aos Basidiomicetos, que só penetram intercelularmente no córtex das raízes, com formação de estrutura anatômica característica, a rede de Hartig, substituindo a lamela média e também ocorrendo a formação do manto fúngico ao redor das raízes. Esse tipo de micorriza se caracteriza ainda pelas intensas modificações morfológicas das raízes colonizadas, sendo típico de árvores de clima temperado, como as coníferas (ex.: Pinus). Ocorrem também em plantas tropicais das famílias Caesalpiniaceae, Dipterocarpaceae e Myrtaceae.

As micorrizas arbusculares ocorrem em muitos cultivos na agricultura, em horticultura e em algumas espécies de árvores tropicais. Cultivos em sistemas tropicais são estabelecidos em áreas previamente ocupadas por espécies ricas de ecossistemas florestais. Isso apresenta como resultado uma drástica mudança na biodiversidade de fungos micorrízicos. Além do mais, as práticas de uma agricultura mais intensiva geralmente são prejudiciais aos fungos micorrízicos, ao passo que os métodos da agricultura sustentável, menos intensiva, realçam a população dos fungos (MOREIRA e SIQUEIRA, 2006; MUNYANZIZA, KEHRI e BAGYARAJ, 1996). Além

12 desses dois tipos ainda são encontradas as ectendomicorrizas, micorrizas arbutóides, micorrizas ericóides e micorrizas orquidoides, algumas com certas semelhanças às ectomicorrizas.

As micorrizas arbusculares (MAs) são representadas por fungos classificados como Glomeromycota (ordem Glomales e classe Zygomycotina), que são asseptados e colonizam as raízes de plantas de quase todos os gêneros das Gimnospermas e Angiospermas, além de alguns representantes das Pteridófitas e dos gametófitos das Briófitas (PETERSON, HOWARTH e WHITTIER, 1981; ALLEN, 1996). São as mais abundantes e geralmente as menos específicas no que diz respeito ao fitossimbionte (MOLINA, MASSICOTTE e TRAPPE, 1992). As indicações apontam que 80% das espécies vegetais formam esse tipo de micorriza, estão atualmente na maioria dos táxons vegetais em nível de ordem e em todos os níveis hierárquicos abaixo deste, de plantas vasculares, representando “uma regra e não uma exceção na natureza”, sendo a ausência da associação simbiótica um evento restrito a poucas famílias, gêneros ou espécies vegetais. Certamente, a capacidade de formar ou a suscetibilidade à micorrização tem bases evolucionárias, mas as razões para a condição não micorrízica de certos grupos de plantas como as crucíferas que não formam nenhum tipo de micorrizas, embora muito pouco conhecidas, podem resultar da presença de compostos fungistáticos, como glicosinalatos nas crucíferas ou outras substâncias com ação antifúngica em outras espécies vegetais; insuficiência de fatores estimulantes ou sinais moleculares nos exsudatos de certas espécies pouco suscetíveis à micorrização; deficiência no mecanismo de aderência e reconhecimento celular, eventos cruciais para o início da associação simbiotrófica; e existência de barreiras físicas na parede do hospedeiro. O fungo coloniza as células do córtex inter e intracelularmente, de modo muito característico, formando os arbúsculos, estruturas intra-radiculares altamente ramificadas e típicas das MAs (MOREIRA e SIQUEIRA, 2006).

Não apenas uma espécie de fungo micorrízico é considerada importante para a microbiota do solo e para as plantas. A colonização múltipla com mistura de micorrizas indica estratégias ecológicas diferentes que são, provavelmente, mais benéficas às plantas e distantes em relação à colonização por um único e simples endófito, o qual não pode ser capaz de resistir certas mudanças no ambiente. Isso é sugerido em pesquisas, que apresentam benefício maior originado pela mistura de espécies, duas, três ou mais (DAFT, 1983; MALLESHA e BAGYARAJ, 1990). Mas existem exceções, como ocorrido com Sieverding (1991) que observou que a elevada diversidade de espécies de FMAs pode ou não ter mais vantagens do que a situação em que a diversidade é reduzida. Esse autor sugeriu que é especialmente improvável que a produção de plantas será maximizada com uma composição altamente diversa de espécies de FMAs. Parece provável que a elevada diversidade em inóculos é mais importante para casos imprevisíveis, em ambientes semelhantes e variavelmente estressados, que frequentemente ocorrem nos trópicos. Entretanto, não é somente o relacionamento entre a diversidade de espécies e a produção primária de plantas que deve ser levado em consideração. É igualmente importante a força dos efeitos benéficos de hifas de diferentes FMAs na formação de agregados do solo (GUPTA e GERMIDA, 1988).

Para viabilizar o uso das micorrizas em pesquisas, é essencial possuir isolados fúngicos eficientes. O desempenho de isolados selecionados para inoculação deve ser avaliado sob diferentes níveis de fertilidade de P, por exemplo, pois esse fator influencia o grau de

13 colonização e o benefício da planta hospedeira. Essa eficiência pode ser estimada relacionando-se o benefício em crescimento que o isolado promove à planta (benefício micorrízico) com aquele que a planta sem o fungo obtém da adição de fósforo (benefício de P) (MOREIRA e SIQUEIRA, 2006). Isolados fúngicos eficientes irão provocar efeitos sobre as variáveis analisadas, originando informações e materiais confiáveis na pesquisa.

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4. MATERIAL E MÉTODOS

O experimento foi conduzido entre 04 de abril e 04 de setembro de 2014, em casa de vegetação do Departamento de Ciências Agrárias e Ambientais da Universidade Estadual de Santa Cruz (UESC), Ilhéus-BA, sob condições naturais de luminosidade e temperatura. Foi utilizada camada de 20 cm de um Latossolo Amarelo Distrófico típico de textura franco-arenosa. Foram usados vasos de polietileno com capacidade de 5 kg de solo autoclavado. A utilização de vasos sem furos foi determinada para melhor caracterização da absorção dos nutrientes do fertilizante orgânico pela cultura, minimização de contaminações por outros fungos micorrízicos e para caracterização da fertilidade do solo ao final do experimento. O delineamento experimental foi o inteiramente casualizado com seis repetições, em esquema fatorial 5 x 4, em que os tratamentos representaram a combinação de 5 doses de fertilizante orgânico (0, 100, 200, 300 e 400 mL), que foi definido após análise do fertilizante e do solo, e 4 tratamentos micorrízicos, sendo que um foi o controle não micorrizado e os outros três com Rhizophagus

clarus, Acaulospora scrobiculata e a mistura desses dois inóculos.

Foram utilizadas sementes comerciais de quiabo, com elevado padrão genético e qualidade fitossanitária, de apenas uma cultivar, a Santa Cruz 47, mais consumida atualmente no mercado. Com isso objetivou-se reduzir a variabilidade e o erro experimental, tentando estabelecer assim um comparativo entre rentabilidade e produtividade. Foram utilizadas seis sementes por vaso, que foram dispostos de forma inteiramente casualizada no interior da casa de vegetação, efetuando o desbaste de cinco plântulas após dez dias de plantio, deixando apenas a mais vigorosa. O fertilizante orgânico utilizado foi um Biofertilizante Líquido produzido na UESC, com formulação criada exclusivamente para uso no experimento, fabricado por fermentação aeróbico com misturas contendo esterco de gado e de ave, cinza, fosfato de Irecê, calcário dolomítico, leguminosas picadas, sais minerais e água não clorada, cuja primeira aplicação foi realizada após 25 dias da emergência das plântulas, para evitar inibição ao desenvolvimento inicial dos inóculos, sendo este aplicado diretamente no solo, o mais próximo possível da região da raiz.

As aplicações seguintes foram realizadas com intervalos de 20 dias até completar o total de cinco aplicações das diferentes doses, realizando alternância na posição dos vasos nas bancadas, para uniformizar ao máximo as condições no interior da casa de vegetação. O experimento foi conduzido por 150 dias e durante todo o ciclo as plantas foram irrigadas sempre de acordo com sua necessidade hídrica e respeitando o máximo de 60% da capacidade de campo do solo utilizado, verificada por meio da pesagem dos vasos (sempre três repetições por tratamento). Em dias mais quentes, era necessária irrigação diária, principalmente das plantas maiores. Em dias com temperatura mais amena, a irrigação seguia com intervalo de um a dois dias.

Após o final do ciclo das plantas, além da análise dos parâmetros fitotécnicos do quiabeiro para avaliação de produtividade, bem como os atributos do solo, foi avaliado o comportamento dos fungos micorrízicos arbusculares. Durante o ciclo produtivo do quiabeiro que se iniciou após dois meses do plantio, foi realizada a colheita, contagem, pesagem em balança de precisão e medição com fita métrica do tamanho e diâmetro dos frutos, e ao final do

15 ciclo produtivo foi feita avaliação da massa seca da parte aérea e massa fresca e seca do sistema radicular das plantas. Foram feitas análises da parte aérea das plantas para determinação dos teores de macro e micronutrientes, segundo metodologia adotada pela Embrapa (2011). A análise do efeito das diferentes doses do fertilizante orgânico sobre os fungos micorrízicos inoculados foi feita por meio do grau de colonização destes fungos nas raízes (metodologia adotada por PHILLIPS & HAYMAN, 1970) e número de esporos presentes no solo (metodologia adotada por GERDEMANN & NICOLSON, 1963, combinada com a de JENKINS, 1964). Após o cultivo, esse solo foi analisado quanto às características químicas ligadas à sua fertilidade (determinação de pH, P, K, Ca, Mg, Al, H+Al, Cu, Mn, Fe, Zn e matéria orgânica), segundo metodologia adotada pela Embrapa (2011), e características físicas relacionadas com agregação do solo (índice de estabilidade dos agregados e diâmetro médio ponderado), segundo metodologia adotada pela Embrapa (2011).

Na análise estatística, foi usada a análise de variância (ANOVA), seguida de análise de regressão para as doses do biofertilizante. Análises comparando os tratamentos micorrízicos dentro de cada dose de biofertilizante foram realizadas por ANOVA seguida por teste de Tukey a 5% de probabilidade. Foram utilizados os programas Sisvar e Statistica 8.

4.1. Preparo do Biofertilizante Líquido

O preparo do Biofertilizante apresentou duração de 75 dias. Utilizou-se uma bombona com capacidade de 200 L, com adição de três componentes essenciais (Tabela 1). O primeiro foi o componente inoculante, constituído por 30 L de esterco fresco de gado, 5 kg de esterco de ave, 5 kg de cinza e 5 kg de casca de cacau seca, adicionados em 100 L de água da chuva (não clorada). O segundo foi o componente proteico constituído de açúcar, leite, fosfato de Irecê, calcário dolomítico e plantas picadas. O terceiro e último foi o componente contendo a mistura de sais, sendo a mistura 1 composta por 100 g de sulfato de manganês, de potássio e magnésio e 100 g de cloreto de cálcio; mistura 2 com 100 g de sulfato de cobre, 100 g de ácido bórico, 50 g de sulfato de zinco e 50 g de sulfato de ferro; e mistura 3 com 50 g de sulfato de cobalto e 50 g de molibidato de sódio.

Tabela 1. Componentes utilizados durante o preparo do biofertilizante líquido.

Mistura Inoculante Mistura Protéica Mistura de Sais 1 Mistura de Sais 2 Mistura de Sais 3

100 L de água não clorada

5 kg de açúcar100 g de sulfato de

manganês100 g de sulfato de cobre 50 g de sulfato de cobalto

30 L de esterco de gado fresco

5 L de leite100 g de sulfato de

potássio100 g de ácido bórico

50 g de molibidato de sódio

5 kg de esterco de ave 5 kg de Fosfato de Irecê100 g de sulfato de

magnésio50 g de sulfato de zinco

5 kg de casca de cacau seca

500 g de calcário dolomítico

100 g de cloreto de cálcio 50 g de sulfato de ferro

5 kg de cinza 7 kg de plantas picadas

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No primeiro dia, foram adicionadas partes dos componentes da mistura inoculante e proteica e o restante com intervalo de cinco dias até se completar três adições (Figura 1). O açúcar foi usado em 2 kg no primeiro dia e 1 kg em cada uma das três adições seguintes, totalizando 5 kg. O mesmo ocorreu com o leite (total de 5 L), fosfato de Irecê (5 kg), calcário dolomítico (500 g) e a cinza da mistura inoculante (5 kg), sendo adicionadas em única vez 7 kg de parte aérea picada das plantas de boldo (Plectranthus barbatus), mamona (Ricinus communis), feijão de corda (Vigna unguiculata), andu (Cajanus cajan), erva-cidreira (Melissa officinalis), citronela (Cymbopogon winterianus) e kudzu (Pueraria phaseoloides), no primeiro dia de preparo. No 6º, 11º e 16º dia, foram adicionadas as três partes restantes do componente inoculante e proteico e as três misturas diferentes de sais, efetuando-se agitação sempre após adição dos componentes e por mais duas vezes a cada semana.

Figura 1. Esquema de preparo do biofertilizante líquido com momentos diferentes de adição de componentes.

1° Dia

Mistura Inoculante 100 L de água não clorada 30 kg de esterco bovino 5 kg de esterco de ave

5 kg de casca de cau seca 2 kg de cinza

Mistura Proteica 2 kg de açúcar

2 L de leite 2 kg de Fosfato de Irecê

200 g de calcário dolomítico 7 kg de plantas picadas




Mistura Inoculante 1 kg de cinza

Mistura de Sais Mistura 1

6° Dia









16° Dia



Adição de água não clorada até completar 200 L da bombona

75° Dia

Biofertilizante Pronto

11° Dia

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Após última adição no 16º dia, completou-se a bombona com água da chuva até o volume de 200 L. Com 75 dias o biofertilizante ficou pronto, coletando-se amostra para análise química (Tabela 2).

Tabela 2. Resultado da análise química do biofertilizante realizada pelo Laboratório de Análise Agronômica e Ambiental da Fullin, Linhares – ES, por metodologia da Embrapa (2007).

¹ Resultado com base na matéria seca

4.2. Preparo do Solo

O solo foi coletado numa profundidade de 0 a 20 cm, em propriedade rural localizada na Rodovia Ilhéus – Itabuna, BA 415, Km 16, município de Ilhéus. Trata-se de um Latossolo Amarelo Distrófico típico, de uma área de pasto bastante degradada e com características de baixa fertilidade. Assim, foi definido como ideal para estudar a influência das micorrizas na absorção dos nutrientes pelas plantas e nutrientes aplicados através do biofertilizante. Após a coleta, esse material de solo foi peneirado em malha de 4 mm e colocado para secar no interior da casa de vegetação, em cima de lona plástica. A análise física inicial para determinar sua granulometria o classificou na textura franco-arenosa. Foram retiradas amostras do solo para análise química e física, antes do enchimento dos sacos. Depois de peneirado e seco, foi pesado e separado de 5 em 5 kg em sacos de autoclave. Antes da irrigação do solo, correção da acidez e autoclavagem, foram feitos os testes de capacidade de campo e o teste de incubação com calcário.

4.3. Teste de Capacidade de Campo

O teste foi realizado por oito dias, utilizando-se 10 vasos com furos no fundo, que receberam 5 kg de solo seco cada um. A saturação do solo dos vasos foi feita utilizando-se um vaso sem furos com capacidade de 10 L, onde foram imersos os vasos furados, com solo, para que a saturação com água destilada ocorresse de baixo para cima, evitando bolsões de ar e garantindo 100% de saturação. Ocorrendo a total saturação, procedeu-se com a drenagem do excesso de água e com a vedação da boca dos vasos com plástico filme com o objetivo de evitar evaporação da água e determinar a real capacidade de campo do solo. Foram feitas pesagens diárias até o oitavo dia, quando o peso alcançou a estabilidade.

Foi calculada a média dos valores diários de peso de cada vaso e a média final da soma das médias dos 10 vasos, descobrindo a massa adicional obtida com adição da água. O peso inicial foi de 5 kg de solo seco, que passou a apresentar no último dia uma média de 6,277 kg, ou seja, 1,277 kg a mais, que corresponde a 100% de capacidade de campo. No experimento, foi utilizado 60% dessa capacidade, por vaso, para manter o solo com umidade ideal para as plantas.

pH Carb. Org. M.O. Total¹ CTC¹ N P K Ca Mg S Fe Zn Cu Mn B

- % g/L mmol/Kg

7,4 6,5 10,32 200 600 2600 1800 3600 1400 300 500 30 50 300 100

mg/L

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4.4. Análise Granulométrica do Solo Antes do Cultivo

A análise granulométrica do solo foi realizada no Laboratório de Física do Solo da UESC (Tabela 3), utilizando metodologia adotada pela Embrapa (2011). Foram usadas amostras de terra fina seca ao ar (TFSA), que foram beneficiadas usando rolo de madeira, para tornar o material o mais fino possível, e peneira de 2 mm. Pesou-se 50 g de solo em vasilhas de plástico, foi feita adição de 25 mL de NaOH 1 mol/L e 100 mL de água destilada, e agitou-se com bastão de vidro por 10 segundos. Após agitação, a solução coloidal ficou em repouso por 12 horas, já que se trata de solo mais arenoso, diferente do argiloso que deve ficar em repouso por 16 horas.

Após tempo em repouso, todo o material foi transferido para copo de inox, com auxílio de pisseta e água destilada, para ser processado na coqueteleira, completando o volume para 300 mL (marca no copo). A coqueteleira foi regulada para velocidade 5 (8500 RPM), funcionando por 5 minutos, (solo arenoso). Em seguida, o próximo passo foi transferir o material para as provetas com uso de funil de vidro e peneira de 0,053 mm, permitindo passagem da argila e silte, retendo a areia. A areia foi lavada na torneira ainda na peneira e depois colocada em latinhas devidamente marcadas. As amostras das provetas ficaram em repouso por uma hora e meia antes de efetuar a leitura, após decantação. As latinhas com a areia foram levadas à estufa por 5 horas, à 105ºC. As provetas de 1000 mL foram completadas com água destilada, agitadas por 20 segundos com um bastão de alumínio com ponta adaptada com pequeno disco com furos, que permitem movimento de agitação de cima para baixo, já que os furos deixam a solução coloidal passar e evitam o derramamento do conteúdo das provetas. Foi feito o mesmo com a prova em branco.

Após repouso, as mangueiras das provetas foram abertas para coleta da solução coloidal e em seguida foram transferidas das vasilhas de plástico para proveta de 250 mL, onde o densímetro é inserido para ser efetuada a leitura da massa específica da mistura e chegar ao valor do teor de argila. Foram usadas duas amostras com 50 g de TFSA para o fator de correção. Após as cinco horas na estufa, as latinhas com areia foram pesadas para determinar a areia total e em seguida foram levadas para o agitador de partículas (peneiras vibratórias de 1; 0,500; 0,250; 0,106; 0,053 e < 0,053 mm), onde receberam agitação por cinco minutos na velocidade 5 recomendada. A areia foi retirada das peneiras e separada de acordo com as frações retidas de diferentes diâmetros, com o auxílio de pincel adaptado com pêlos bem curtos e mais rígidos. Em seguida, as frações foram pesadas separadamente. O valor real da massa da última peneira que representa a areia muito fina, de 0,053 mm, foi obtido subtraindo o valor da areia total do valor do somatório das outras peneiras.

Tabela 3. Análise granulométrica do solo antes do cultivo realizada no Laboratório de Física do solo da Universidade Estadual de Santa Cruz – UESC, por metodologia adotada pela Embrapa (2011).

AMG AG AM AF AMF AT Silte Argila TexturaDensidade de

Partícula

kg dm-3

2 12,26 233,66 379,80 112,81 740,53 126,14 133,33 Franco-Arenosa 2,70

g kg-1

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4.5. Análise de Densidade de Partícula do Solo Antes do Cultivo

A análise de densidade de partícula (Dp) do solo foi realizada no Laboratório de Física do Solo da UESC (Tabela 3), utilizando metodologia adotada pela Embrapa (2011). Colocou-se 20 g de TFSA em três balões volumétricos de 50 mL e em duas latinhas de alumínio para fator de correção de umidade. Foi utilizada bureta de 50 mL contendo álcool etílico para completar o volume dos balões e proceder com a leitura. Ao liberar o álcool, toda partícula impregnada na parede do balão foi transportada para o fundo do recipiente e todo ar preso no fundo foi retirado com leves agitações com movimento circular do balão. A cada leitura, a bureta foi completada até os 50 mL com álcool. O resultado para densidade de partícula (Dp) foi de 2,70 kg dm-3

(Tabela 3).

4.6. Análise Química do Solo Antes do Cultivo, Interpretação e Adubação

A análise química do solo foi realizada pelo Laboratório de Análise Agronômica e

Ambiental da Fullin, Linhares – ES, e apresentou resultados que comprovaram a baixa fertilidade desse solo (Tabela 4).

Tabela 4. Análise química do solo antes do cultivo realizada pelo Laboratório de Análise Agronômica e Ambiental da Fullin, Linhares – ES.

Os resultados da análise química do solo foram associados aos valores contidos na tabela de recomendação de adubação do quiabeiro para o Estado de São Paulo, elaborada pelo Instituto Agronômico de Campinas – IAC (Tabela 5).

Tabela 5. Recomendação de adubação do quiabeiro para o Estado de São Paulo.

O valor de 7 mg/dm³ de P da análise relacionou-se à recomendação de 200 kg/ha de P2O5 e o de 36 mg/dm³ de K da análise relacionou-se à recomendação de 120 kg/ha de K2O. A recomendação para o N é de 20 kg/ha no plantio e 50 kg/ha em cobertura, no total de 70 kg/ha para todo o ciclo. Para o K em cobertura foi recomendado 30 kg/ha, que somado com a quantidade recomendada no plantio, dá um total de 150 kg/ha para todo o ciclo da cultura. Segundo a tabela de recomendação, não houve necessidade para B nem Zn, apenas 1 kg/ha de Cu. A adubação com o biofertilizante foi iniciada após vinte dias da emergência das plantas,

pH P K Ca Mg Al H+Al MO Cu Mn Fe Zn Ca/Mg Ca/K Mg/KCa na CTC

Mg na CTC

K na CTC

SB T t V m

- dag/kg - - -4,7 7 36 0,6 0,3 1,2 8,4 2,6 0,8 46 183 1,6 2 6,5 3,2 6,4 3,2 1 1 9,4 2,2 10,6 55

%mg/dm³ cmol/dm³ mg/dm³ % cmol/dm³

Nitrogênio0-25 26-60 61-120 >120 0-60 61-120 121-240 >240

N (Kg/ha)20 300 150 100 50 120 80 40 20

P (mg/dm³) K (mg/dm³)

K2O (Kg/ha)P2O5 (Kg/ha)

20 sendo repetidas a cada vinte dias. A adubação foi baseada na tabela de recomendação de adubação do IAC para o quiabeiro no Estado de São Paulo (TRANI et al., 2013).

4.7. Estabelecimento das Doses do Biofertilizante

As doses foram baseadas na exigência nutricional do quiabeiro e no Manual de Recomendações Para Uso de Corretivos e Fertilizantes em São Paulo, respeitando o espaçamento de 1,0 x 0,40 m (25000 plantas por hectare), o mais utilizado em plantios comerciais. De acordo com o material consultado, o quiabeiro possui uma exigência de 70 kg de Nitrogênio, 200 kg de Fósforo e 150 kg de Potássio por hectare para completar seu ciclo. Considerando o volume de solo nos vasos de 5 kg e a exigência nutricional do quiabeiro, calculou-se a dose do biofertilizante.

Volume do Solo => 1 ha = 100 x 100 x 0,20 m = 2000 m³

Volume do Vaso => 10 L = 0,01 m³ => 5 L = 0,005 m³

Nitrogênio em 1000 mL do Biofertilizante: 600 mg/L

Potássio em 1000 mL do Biofertilizante: 1800 mg/L

Fósforo em 1000 mL do Biofertilizante: 2600 mg/L

Nitrogênio Fósforo Potássio

2000 m³ ------ 70 kg de N 2000 m³ ------ 200 kg de P 2000 m³ ------ 150 kg de K

0,005 m³ ----- x 0,005 m³ ----- x 0,005 m³ ----- x

x = 0,175 g de N/vaso x = 0,5 g de P/vaso x = 0,375 g de K/vaso

1000 mL ------ 0,6 g de N 1000 mL ------ 2,6 g de P 1000 mL ------ 1,8 g de K

x ------ 0,175 g N x ------- 0,500 g P x ------ 0,375 g K

x = 291,6 mL do Bio/vaso x = 192,3 mL de Bio/vaso x = 208,3 mL do Bio/vaso

As cinco doses determinadas para construção da curva padrão, para identificar a melhor dose como resultado final, foram de 0, 100, 200, 300 e 400 mL do biofertilizante. O valor de 200 mL do centro da curva foi baseado no teor de potássio. Observou-se que o teor de fósforo no biofertilizante foi maior que a de potássio e que, por esse motivo, a dose de 200 mL baseada nos cálculos com os teores de potássio seria o suficiente para suprir as exigências da cultura. O teor de nitrogênio foi o menor dentre os três macronutrientes, mas a dose central, tida como ideal, não pôde ser baseada em seu teor, pois poderia causar fitotoxidez, principalmente pelo potássio. Por outro lado, se essa dose fosse baseada no teor de fósforo, poderia ocorrer deficiência nutricional,

21 principalmente de nitrogênio e potássio. Da quantidade total desses nutrientes no biofertilizante, 12% corresponderam ao N, 36% ao K e 52% P.

4.8. Teste de Incubação com Calcário

Foram testadas sete doses (0; 0,125; 0,250; 0,375; 0,500; 0,625; 0,750 g) de calcário dolomítico, PRNT de 82%, com o objetivo de elevar o pH para 6. Essas doses foram aplicadas em 500 g de solo seco dentro de sacos plásticos, com cinco repetições cada. O calcário dolomítico foi admitido baseado na análise química inicial do solo, observando a relação Ca/Mg igual a 2. As quantidades de calcário foram pesadas e colocadas em papel alumínio para serem aplicadas com auxílio de pisseta e água destilada, lavando todo o papel alumínio para evitar perda do produto. Depois de aplicado o calcário, o solo foi umedecido para 60% da capacidade de campo. Contudo, ainda foi feito teste com saco extra contendo solo, para verificar se a quantidade de água era adequada para manter a umidade em 60% da capacidade de campo sem encharcar. Dessa forma, aplicou-se 76,6 mL de água por saco com 500 g de solo, que foram colocados em uma bancada na casa de vegetação devidamente identificados segundo as doses de calcário. De oito em oito dias foram agitados para proporcionar melhor mistura e ação do calcário no solo.

Ao final dos 45 dias, os sacos foram levados ao laboratório para determinação de pH em água, segundo metodologia da Embrapa (2011). Foi colocado 10 cm³ de solo em copo plástico descartável devidamente identificado. Adicionou-se 25 mL de água destilada e agitou-se com bastão de vidro, deixando em repouso por uma hora. Após isso, agitou-se novamente e procedeu-se com a leitura utilizando o pHmetro. Antes de cada mergulho na suspensão homogeneizada, os eletrodos foram lavados com água destilada com auxílio de pisseta. Com os resultados da análise e a obtenção da quantidade de 1,32 g de calcário/kg de solo, procedeu-se a incubação do calcário, para correção de acidez do solo durante o período de 45 dias, e logo depois, autoclavagem de todos os sacos contendo solo por uma hora, duas vezes seguidas.

4.9. Correção da Acidez do Solo

O tempo de espera para reação do calcário no solo foi de 45 dias, o mesmo tempo usado para obtenção da curva de incubação, garantindo o efeito esperado. O solo já se encontrava pesado separadamente (5 kg por vaso) em sacos destinados à autoclavagem. Foram preparados 120 sacos que receberam 6,6 g de calcário dolomítico com o objetivo de elevar o pH ao valor de 6, de acordo com resultado obtido com a curva de incubação. Para promover e acelerar a reação, foi adicionado 700 mL (60% da CC) de água de chuva, seguindo com agitação dos sacos em intervalos de oito dias. O processo foi finalizado após os 45 dias e os sacos com o solo foram imediatamente direcionados para serem autoclavados.

4.10. Autoclavagem do Solo

A autoclavagem durou cerca de 6 dias, depois que os sacos foram transportados da casa de vegetação para o CBG (Centro de Biotecnologia e Genética da UESC) utilizando-se carro-de-

22 mão. Foram usadas duas autoclaves, uma com capacidade de oito sacos de cada vez com 5 kg de solo e outra com capacidade de 15 sacos por vez. Antes de acionar o funcionamento das autoclaves, foi adicionado água da torneira no interior das mesmas até o nível indicado, abaixo do suporte onde fica a grade que protege o material a ser autoclavado do contato direto com a água. Com a água em seu nível adequado e sacos acomodados, as autoclaves foram fechadas com segurança e o aquecimento foi iniciado para alcançar temperatura de 121°C, a qual foi mantida por uma hora. Cada saco foi autoclavado duas vezes, com intervalo de 24 horas, para garantir uma máxima esterilização, já que há a possibilidade de alguns esporos resistirem ao calor e se manterem em estado de dormência para se reidratar em condições ambientais adequadas e originar um novo fungo.

4.11. Limpeza dos Vasos

A limpeza procedeu-se com a separação de garrafas de vidro para autoclavar água. As garrafas foram lavadas com água da torneira e detergente e por fim água destilada. Os materiais utilizados para limpeza dos vasos foram papel filme, álcool 70%, hipoclorito de sódio 50%, borrifadores, pissetas, provetas de plástico e papel toalha. Foi realizada lavagem dos vasos com água e detergente e em seguida foram colocados nas bancadas para seguir com a limpeza e arrumação. A esterilização foi feita com aplicação de álcool 70%, hipoclorito de sódio 50% e água destilada. Depois do álcool, utilizou-se papel toalha até secá-lo e aplicou-se hipoclorito de sódio, deixando agir por 2 minutos. O excesso foi retirado utilizando pisseta e água destilada.

4.12. Obtenção das Sementes de Quiabo

Foram adquiridas cinco dias antes do plantio, da marca Isla Pro®, variedade Santa Cruz 47, embalagem de 500 g longa vida (combinação de seis camadas, uma delas de alumínio, garantindo barreira total à umidade, gases e à luz). Lote 36529, validade até março de 2016, 98% de germinação, 100% de pureza, categoria S2, sem tratamentos com produtos químicos, como fungicidas e inseticidas, para não interferir no desenvolvimento dos fungos micorrízicos arbusculares.

4.13. Preparo dos Vasos, Irrigação, Inoculação e Plantio

Com os vasos esterilizados e organizados nas bancadas de acordo com os tratamentos, o solo que estava nos sacos foi transferido para os vasos. Foi feita irrigação com 700 mL de água destilada e autoclavada, segundo 60% da capacidade de campo do solo, a inoculação com os Fungos Micorrízicos Arbusculares (FMA’s) e plantio de seis sementes de quiabeiro por vaso. A inoculação foi feita em pequenas aberturas no solo com cerca de 2 cm de profundidade no centro dos vasos. Foram utilizadas duas linhagens pertencentes à Coleção de Fungos Micorrízicos Arbusculares da Embrapa Agrobiologia (COFMEA), transferidas da TTP para a UESC.

Foram inoculados trinta vasos com 0,5 g do inóculo (26 esporos/g de solo - inóculo) contendo a espécie Rhizophagus clarus. Outros trinta vasos receberam 1 g do inóculo (16 esporos/g de solo - inóculo) contendo a espécie Acaulospora scrobiculata. Mais trinta vasos

23 receberam a mistura das duas espécies, a inoculação com 0,5 g de inóculo de Rhizophagus clarus

e 1 g do inóculo de Acaulospora scrobiculata. Os trinta últimos vasos não receberam inoculação, totalizando cento e vinte vasos (vinte tratamentos diferentes com seis repetições). As pequenas aberturas foram cobertas e as sementes foram plantadas logo acima do local de inoculação. Observou-se a germinação das primeiras sementes dois dias após o plantio.

4.14. Colheita, Quantificação, Medição, Pesagem e Secagem dos Frutos

Após dois meses, observou-se surgimento dos primeiros botões florais, mas com o passar dos dias esses botões foram sendo abortados naturalmente. A primeira planta a iniciar produção foi a RC-4D (tratamento com R. clarus e dose 4 de 300 mL do biofertilizante), na qual verificou-se o primeiro fruto após pouco menos de três meses do plantio. Após três meses do plantio, outras plantas, inclusive dos tratamentos com A. scrobiculata e a mistura das duas espécies de FMAs (Mix), já apresentavam frutos em desenvolvimento. O período de produção e quando ocorreram as colheitas durou pouco mais de dois meses, quando o experimento foi finalizado. Os frutos foram colhidos observando o ponto de colheita ideal para a comercialização e consumo, cerca de oito dias após queda das pétalas. Com um dos dedos, era verificada a resistência da ponta dos frutos para a colheita de quiabos mais tenros e não fibrosos. Os quiabos eram colhidos, quantificados, medido o comprimento e diâmetro maior, com uso de fita métrica, ainda na casa de vegetação. Em seguida, eram colocados em sacos de papel devidamente identificados para serem pesados e levados à estufa, para secagem a 70°C por 72 horas.

Depois de secos, foram moídos em moinho de bola, separadamente, de acordo com a planta de origem, para realização de análise nutricional do fruto. As primeiras plantas a produzirem foram as que receberam inoculação com R. clarus e as que receberam a mistura das duas espécies de FMAs, foram, também, as que obtiveram maior produtividade. Os quiabeiros associados ao fungo A. scrobiculata iniciaram a produção após 23 dias da primeira planta, com produtividade inferior. As plantas sem inoculação não produziram no período em que foi conduzido o experimento, nem alcançaram porte suficiente para tal.

Vale ressaltar que as plantas de quiabo apresentaram queda foliar ao longo do experimento, consequência natural da fenologia da planta para frutificação, e que essas folhas não foram consideradas na pesagem ao final do experimento para obtenção da massa seca total vegetal e nem para análise do tecido vegetal. Os tratamentos com as plantas inoculadas com o Mix e com o R. clarus produziram mais folhas e mais brotações, além de mais botões florais que as plantas do tratamento inoculadas com A. scrobiculata, o que no final pode determinar maiores perdas de massa seca total e de valores nutricionais no tecido vegetal.

4.15. Ocorrência de Pragas e Doenças

Durante a condução do experimento, observou-se ocorrência de oídio (Erysiphe

polygoni), tripes (Tripes palmi) e cochonilha branca ou farinhenta (Planococcus citri). O oídio, doença fúngica que merece atenção na cultura do quiabo, foi o que apresentou maior infestação, mas não representou danos capazes de comprometer o experimento. Baseado em práticas

24 agroecológicas, o controle foi feito através da aplicação do próprio biofertilizante e uma aplicação adicional de urina de vaca na parte aérea de todas as plantas, mesmo as não atacadas, com objetivo de proporcionar o mesmo tratamento a todos os indivíduos do experimento. O biofertilizante foi aplicado na concentração de 75% e a urina de vaca na concentração de 25% com água destilada. Foi verificado que a dose de 30% (v:v) foi a mais eficiente no controle do oídio (BROEK et al., 2002; BELAN et al., 2010). Foram utilizados borrifadores para a aplicação manual.

Em algumas ocasiões, as cochonilhas foram eliminadas por esmagamento manual pela sua ocorrência isolada em algumas plantas. O tripes ocorreu da mesma forma e ambos foram bem controlados com a ação repelente do biofertilizante e da urina de vaca. A urina de vaca foi coletada de animal sadio, pertencente ao rebanho da UESC, armazenada em garrafa pet por quatro dias, para o nitrogênio se transformar em amônia, forma também absorvível pelas plantas via foliar (BURG & MAYER, 2002). Esses autores afirmaram que a ótima vedação da garrafa evita perdas de nitrogênio por volatilização, podendo permanecer armazenada por um ano sem perder sua eficiência. As aplicações ocorreram em intervalos de 15 dias.

4.16. Coleta das Plantas e do Solo Após Cultivo

Após 150 dias do início do experimento e da inoculação dos FMAs nos quiabeiros, foi feita a coleta das amostras das plantas e de solo. Foram preparados sacos devidamente etiquetados para coleta de parte aérea da planta, raiz e solo, e potes de plástico de 70 mL contendo 40 Ml de etanol 70% para acondicionamento das raízes. Para cada planta, foram disponibilizados dois sacos de papel para parte aérea e raiz e dois sacos plásticos para amostras de solo para análise química e física. Além de sacos de plástico e papel para receberem as amostras, foram utilizados os materiais como luva de látex para evitar contaminação, bandeja para receber o solo com a raiz e permitir a separação para coleta das amostras, etiquetas para identificação dos sacos das amostras, marcador permanente, lápis e caneta para marcações e anotações, tesoura de poda e tesoura simples para coletar a parte aérea, pá de jardinagem para coleta de solo, pinça para manuseio das raízes e coleta na bandeja, lâmina de barbear para cortar as raízes, peneira menor de 1 mm para peneirar o solo e reter as raízes e papel toalha para enxugá-las após lavagem em água de torneira. Antes de iniciar as coletas, foi feita anotação da situação de cada planta em relação ao tamanho, quantidade de folhas, botões florais, flores e frutos para, se necessário, ser associado aos resultados obtidos com as análises.

Os frutos foram quantificados, medidos e pesados no decorrer de todo o ciclo reprodutivo das plantas. Ao final, os frutos inteiros foram secos em estufa a 70°C por 72 horas e triturados em moinho de bola juntamente com suas sementes para análise nutricional. As amostras de parte aérea foram secas em estufa a 70°C por 72 horas para obtenção de massa seca. Após isso, as amostras das maiores plantas foram trituradas em moinho de faca e as amostras das plantas menores foram trituradas em moinho de bola, para evitar perda de material e obtenção de quantidade insuficiente para análise. O material moído foi destinado à análise mineral.

As amostras de raiz foram destinadas para obtenção de valores de massa fresca e seca e grau de colonização da raiz pelos FMA’s. As raízes foram coletas, enxugadas com papel toalha e

25 colocadas no saco de papel. Depois de 15 minutos foram pesadas, para obtenção de massa fresca, e retirada 1,5 g para análise do grau de colonização. A balança digital de precisão foi instalada na casa de vegetação para agilizar o processo e evitar que as raízes perdessem muita água no transporte até o laboratório, influenciando os resultados da massa fresca. Foram usados os pequenos potes de plástico de 70 mL para receberem 1,5 g de raiz, sendo conservada em álcool 70%. Uma planta do tratamento não micorrizado que se desenvolveu mais em relação às outras, se diferenciando (outlier) do padrão do tratamento, foi usada para obter a massa fresca de 1,5 g de raiz e a massa seca dessa mesma quantidade, ou seja, ter o conhecimento de quanto pesa 1,5 g de raiz quando seca para somar ao peso seco da maior fração, separada no dia da coleta, e obter assim a massa seca total da raiz. Depois da coleta de toda a raiz com auxílio de pinça, retirou-se com pá de jardinagem cerca de 400 g de solo peneirado para análise química, 100 g de solo para contagem de esporos de FMA’s e 400 g de solo em torrões para análise de agregados.

4.17. Secagem e Pesagem das Amostras de Material Vegetal

Todo o material vegetal, parte aérea, raiz e frutos, foi levado ao laboratório para secagem em estufa à 70°C por 72 horas. Somente a raiz e os frutos foram pesados no momento da coleta para obtenção da massa fresca. As amostras foram organizadas seguindo a sequência dos tratamentos, para facilitar a localização no momento da análise, e embaladas em papel madeira para serem levadas à estufa. Após a secagem, as amostras foram levadas até balança analítica onde se procedeu a pesagem e obtenção da massa seca. Os frutos foram secos com o objetivo de serem moídos inteiros para análise de valor nutricional, não sendo necessária a pesagem para massa seca. As amostras de material vegetal (parte aérea e frutos) foram embaladas adequadamente e enviadas para o Departamento de Solos da Universidade Federal de Viçosa, em Minas Gerais. Foram 103 amostras de parte aérea de planta e 65 amostras de frutos.

4.18. Secagem e Preparo das Amostras de Solo

Depois de coletadas, as amostras de solo foram transportadas para a sala de preparo de amostras para a secagem e peneiramento. Foram separadas 240 bandejas de madeira forradas com papel madeira para acondicionarem as amostras ainda úmidas. O solo permaneceu nas bandejas por sete dias, tempo suficiente para se obter uma secagem uniforme. Depois de secas, as amostras destinadas a análise química foram processadas com rolo de madeira, para destorroar ao máximo o solo e, em seguida, em peneira de 2 mm para obtenção de TFSA. Os torrões para análise física de agregados foram quebrados cuidadosamente com as pontas dos dedos, sendo peneirados em malha de 4 mm e retidos em peneira de 2 mm. Dessa forma, foram usadas duas peneiras, a maior em cima e a menor embaixo.

Os agregados retidos na peneira de 2 mm retornaram aos sacos para as análises. As amostras de solo para análise química e as amostras de material vegetal (parte aérea e frutos) foram embaladas adequadamente e enviadas para o Departamento de Solos da Universidade Federal de Viçosa, em Minas Gerais. Foram 120 amostras de solo, 103 amostras de parte aérea de planta e 65 amostras de frutos. Amostras reservas de solo, na mesma quantidade, foram armazenadas para o caso de necessidade de repetição de análises ou perda de amostras.

26

4.19. Análise Química do Solo Após Cultivo

A análise química do solo foi realizada no Laboratório de Fertilidade do Solo do Departamento de Solos da Universidade Federal de Viçosa, Minas Gerais, segundo metodologia da Embrapa (2011). Inicialmente, toda a vidraria (frascos e tubos) a ser usada foi separada e lavada com água de torneira, detergente e água destilada, e colocadas na estufa para secagem mais rápida. As amostras de solo foram colocadas sobre a bancada, com os sacos abertos, seguindo a sequência dos tratamentos. As vidrarias foram identificadas com numeração de acordo com a quantidade de amostras (1 – 120) mais três provas em branco. Foi feito um mapa no caderno de anotações relacionando o nome de cada amostra (correspondente aos diferentes tratamentos) às numerações usadas na identificação dos recipientes para facilitar os processos de análise e leitura. A primeira extração foi feita para as análises de P, K, Cu, Mn, Fe e Zn. Usando cachimbo de 5 cm³, foi retirada uma medida de solo de cada saco e colocada nos respectivos frascos. Foi utilizado um bastão de vidro para auxiliar na padronização do volume de 5 cm³ do cachimbo. Com as medidas de solo nos frascos de vidro, foi adicionado aos mesmos 50 mL do extrator Mehlich 1 com uso de proveta de igual volume. Em seguida, os frascos foram levados para Mesa Agitadora de 200 rpm, marca e modelo Fanem 259, por cinco minutos. Foram deixados em repouso por 16 horas para a análise no dia seguinte.

Para a leitura do teor P, foram pipetados 20 mL do sobrenadante (extrato) e transferidos para tubos já identificados em suportes de madeira. Usou-se pipeta automática de volume variado da marca Transferpette S Brand. Copinhos descartáveis foram identificados para receber 2,5 mL do extrato mais 2,5 mL de Mehlich 1 mais 5 mL do Reagente de Trabalho (RT 725, solução Sufomolibdica mais Vitamina C). Essa foi a diluição para as amostras com menor teor de P. Outra diluição contendo 1 mL do extrato mais 4 mL de Mehlich 1 mais 5 mL do RT foi feita para as amostras com maior teor de P, ou seja, as amostras de solo provenientes dos tratamentos que receberam a maior dose do biofertilizante (400 mL). A diluição foi baseada em teste para observar a coloração com a adição do RT, com o objetivo de alcançar um azul padrão para todas as amostras. O teste foi feito com amostras apresentando teores extremos, isto é, uma amostra com teor de P provavelmente menor em relação às outras e uma outra amostra com teor provavelmente maior comparando com as demais. Foi feita a curva padrão de calibração com soluções de diferentes concentrações, com intuito de obter uma curva de formato semelhante às doses do nutriente aplicadas no solo do experimento. As diferentes soluções para a curva padrão foram lidas no Espectrofotômetro UV/VIS, marca e modelo GBC Sample Sipper 911ª, com leitura em 725 nm de comprimento de ondas, que fornece resultados em absorbância (intensidade de radiação absorvida pela solução, leis de Lambert-Beer). Apenas uma amostra precisou de nova diluição (amostra 29, por apresentar teor elevado de P), utilizando 0,5 mL do extrato mais 4,5 mL de Mehlich 1 mais 5 mL do RT.

Para a análise de K, os tubos contendo o extrato foram levados para o Espectrofotômetro de Emissão em Chamas para leitura direta. Esse aparelho fornece uma leitura numérica de 0 a 100, onde a curva padrão deve ser construída respeitando esses limites. Antes do processo, a curva padrão de calibração foi preparada com solução padrão de K e as alíquotas. Algumas amostras precisaram de nova diluição (39 amostras), que foi feita com 1 mL do extrato

27 dos tubos mais 9 mL de Mehlich 1. No caso da leitura dos micronutrientes Cu, Mn, Fe e Zn, foram utilizados os mesmos extratos usados para o K que estavam nos tubos de ensaio para leitura direta, sem nova diluição.

Para o pH, foi usado cachimbo de 10 cm³ para colocar as medidas de solo em copinhos descartáveis. Com pipeta de vidro e pipetador, adicionou-se 25 mL de água destilada nos copinhos e agitaram-se por cerca de 20 segundos cada amostra, usando bastão de vidro, sempre com o cuidado de lavar com água destilada antes de prosseguir para amostra seguinte. As amostras ficaram em repouso por 30 minutos e, após esse tempo, foi feita outra agitação antes da leitura no pHmetro. A cada leitura espera-se estabilizar o aparelho para obter o pH, lavando os eletrodos com água destilada e enxugando com papel toalha.

Para Al, Ca e Mg, utilizou-se a mesma medida de 5 cm³ de solo dentro dos frascos de vidro, onde se adicionou 50 mL da solução de KCl para extração. A solução foi levada à Mesa Agitadora por 5 minutos e deixada em repouso por 16 horas. Foi preparada solução com 10,2240 g de SrCl2 (cloreto de estrôncio) em 2 L de água destilada para a análise de Ca e Mg e uma solução de NaOH (hidróxido de sódio) a 0,05 mol/L, diluindo 4 g do reagente em 3 L de água destilada, para titulação na análise de Al. Com pipeta, foi transferido 25 mL do extrato dos frascos de vidro para copos descartáveis devidamente identificados para análise de Al, sempre lavando a pipeta de uma amostra para outra. Adicionou-se 3 gotas de Azul de Bromotimol (indicador) nos copos descartáveis, surgindo coloração amarelada. Em seguida, é feita titulação com bureta de 50 mL contendo a solução de NaOH para mudança da cor amarela para azul. Quanto mais amarela fica a amostra, mais Al tem o solo, necessitando de uma quantidade maior da solução de NaOH. Quanto mais clara é a amostra e mais rápida a mudança da cor amarela para azul com a titulação, menor é o teor de Al no solo. No final, anota-se quanto que foi usado (em mL) da solução de NaOH na titulação de cada amostra. Para o Ca e Mg, pipetou-se 1 mL do extrato em tubos, sempre com o cuidado de lavar a pipeta com água destilada a cada amostra. Adicionou-se 10 mL da solução de SrCl2, em seguida, foi feita agitação e leitura no Espectrofotômetro de Absorção Atômica. Apenas as amostras para análise de Mg precisaram de nova diluição (todas as 120 amostras). Utilizou-se 1 mL da primeira diluição mais 9 mL de SrCl2, foi feita agitação e a leitura em seguida.

Para a análise de H + Al, foi feita a mesma medida de 5 cm³ de solo para os frascos de vidro, onde foi adicionado 75 mL de acetato de cálcio a 0,5 mol/L, pH 7,0. Os frascos foram levados para mesa agitadora por 10 minutos, deixando em repouso por 16 horas. Com pipeta de vidro e pipetador, transferiu-se 25 ml do extrato para copos descartáveis já identificados. Adicionou-se 3 gotas do indicador Fenolftaleína e procedeu-se com titulação utilizando bureta de 50 mL contendo solução de NaOH, ocorrendo viragem de incolor para o róseo. Fez-se anotação do volume usado da solução de NaOH para cada amostra.

No caso da Matéria Orgânica, a análise de determinação do carbono orgânico foi baseada nos princípios do método de Walkley-Black (1934) com adaptações da UFV. Pesou-se 0,5 g de solo em erlenmeyers de 125 mL, seguindo com o preparo das soluções. Dissolveu-se 49,04 g de K2Cr2O7 (dicromato de potássio) em água destilada, completando o volume para 1000 mL em balão volumétrico para obtenção de uma solução a 1/6 mol/L. Para preparo do indicador difenilamina, dissolveu-se 0,5 g em 20 mL de água destilada e 100 mL de H2SO4 concentrado. O

28 FeSO4 a 0,5 mol/L usado para titular o carbono, foi feito dissolvendo 139 g de sulfato ferroso amoniacal em 800 mL de água destilada com 15 mL de H2SO4 concentrado, completando o volume para 1000 mL. Foi separado ainda 2 L de H2PO4 concentrado e 3 L de H2SO4. O FeSO4 foi preparado somente no momento da análise para evitar oxidação e redução na concentração do reagente. Os erlenmeyers foram levados para capela para o processo de oxidação com a adição de 10 mL de K2Cr2O7 1/6 mol/L e 20 mL de H2SO4 concentrado, foram agitados e deixados em repouso por 30 minutos dentro da capela. Foram feitas cinco amostras para prova em branco. Utilizou-se pêra de sucção com pipeta de vidro para adição do dicromato e dispenser para o ácido. Após repouso, em cada erlenmeyer foi adicionado 40 mL de água destilada, 10 mL de H2PO4 e 0,2 g de NaF (fluoreto de sódio). Para titulação utilizou-se bureta com FeSO4 e cinco gotas do indicador difenilamina em cada erlenmeyer, sendo agitado no agitador magnético com imãs. A viragem de coloração ocorreu de um tom marrom escuro para um verde, quando foi feita a anotação da quantidade de FeSO4 usada. Após análise, o descarte do material das amostras foi feito com extremo cuidado, depositados em bombonas até o recolhimento pela empresa responsável pelo descarte, devido à presença do dicromato de potássio e, consequentemente, o metal pesado cromo, que oferece risco à qualidade ambiental e saúde pública.

4.20. Análise Mineral do Material Vegetal

A análise mineral do material vegetal também foi realizada no Laboratório de Fertilidade do Solo do Departamento de Solos da Universidade Federal de Viçosa, Minas Gerais, segundo metodologia da Embrapa (2011). O material moído da parte aérea e dos frutos do quiabeiro foi acondicionado em copinhos de plásticos de exames laboratoriais, identificados de acordo com a origem das amostras.

Para a análise de P, K, Ca, Mg, S, Zn, Cu, Mn, Fe e B, foi feita pesagem de 0,5 g de cada amostra em erlenmeyers de 50 mL, usando espátula e balança digital de precisão com duas casas decimais da marca e modelo Micronal B 600. Em seguida, foi feita adição de 10 mL da mistura de ácido nítrico mais ácido perclórico na proporção de 3:1 dentro da capela de exaustão. Depois os erlenmeyers foram levados para chapa de aquecimento pré-aquecida a 80°C, elevando a temperatura gradativamente até 200°C. Quando os extratos atingiram estado cristalino, foram retirados da chapa para esfriar. O volume foi completado para 50 mL com água destilada, realizando filtragem da solução com papel filtro e funil de vidro antes da leitura, para evitar que as partículas de sílica originadas da digestão do material vegetal danificasse o aparelho utilizado, o ICP OES (Espectrofotômetro de Emissão Ótica por Plasma), modelo Optima 8300, marca Perkin Elmer, que tem alto custo de funcionamento e sensível a qualquer tipo de resíduo, por isso todo o cuidado com a filtragem do material. O extrato foi transferido para tubos tipo Falcon de 15 mL, para a leitura completa de todos os minerais listados de forma simultânea no ICP de Argônio.

A análise do N foi feita separadamente com outra metodologia (destilação com NaOH e H3BO3 e titulação com HCl), pesando 0,2 g de material vegetal em tubos de ensaio de vidro. Utilizou-se papel alumínio, espátula e balança digital de precisão com duas casas decimais da marca e modelo Micronal B 600. Foi adicionado 0,2 g de Mistura Digestora (200 g de sulfato de

29 sódio, 20 g de sulfato de cobre e 2 g de selênio) e 5 mL de ácido sulfúrico em cada amostra. Os tubos foram, então, levados ao bloco aquecedor pré-aquecido a 150°C, elevando temperatura lentamente até 360°C. Quando o material atingiu aspecto cristalino, os tubos foram retirados para esfriar. Foi realizada destilação de cada amostra, acoplando os tubos no destilador, utilizando 10 mL de NaOH a 40% e 10 mL de H3BO3 a 2% em cada erlenmeyers de 250 mL, que coletou o material destilado até o volume de 50 mL. Quando o sulfato de amônio dos tubos reage com o hidróxido de sódio, ocorre liberação de amônia, que reage com o ácido bórico do indicador, se transformando em borato de amônio no erlenmeyer. Após esse processo, adicionam-se três gotas da mistura indicadora de verde de bromocresol e vermelho de metila, fazendo titulação com HCl 0,1 mol. A viragem passa da cor azulada para a cor verde, quando finaliza-se a titulação e anota-se o quanto do HCl foi usado.

4.21. Coloração de Raízes Micorrizadas

O clareamento e coloração das raízes micorrizadas foi feita no Laboratório de Química e Fertilidade do Solo da Universidade Estadual de Santa Cruz, Ilhéus, Bahia, usando técnica do clareamento com solução de KOH a 10% e coloração com tinta de caneta (PHILLIPS & HAYMAN, 1970).

As raízes foram retiradas dos copinhos plásticos de exame laboratorial somente no momento da coloração. Foram lavadas para retirar qualquer partícula de solo, com lâmina de barbear foram cortadas e separadas as partes mais finas, mais novas e sem pigmentos em tamanhos entre 2-4 cm com ajuda de pinça, em quantidade suficiente para caber nos cassetes. Estes foram mergulhados em solução de KOH a 10% em um béquer para descoloração (desintegra o protoplasma do tecido vegetal removendo o conteúdo citoplasmático das células) e levados para a placa aquecedora por 20 minutos com aquecimento a 70°C. Sempre que a solução escureceu muito, efetuou-se a troca por nova solução. O restante das raízes retornou aos copinhos com álcool 70%.

Depois os cassetes foram lavados com água de torneira em abundância e a solução de KOH usada foi descartada. Então, as raízes foram colocadas em béquer com peróxido de hidrogênio (água oxigenada, também desintegra as células das raízes, mas é menos abrasivo) a 10% e só foram retiradas quando estavam totalmente claras, após 15 min. Em seguida, as raízes foram lavadas em água de torneira e imergidas em solução corante de tinta azul de caneta na placa aquecedora por no máximo 1 minuto. O preparo do corante foi com 57 mL de tinta de caneta com 1 L de ácido acético à 5% (facilita a penetração do corante). As raízes não devem ficar imergidas por muito tempo, pois uma coloração muito forte pode dificultar a leitura na análise. O peróxido de hidrogênio foi descartado e o corante foi reutilizado nas outras amostras. As raízes foram acondicionadas em Eppendorfs com Lactoglicerol (1:1:1 em volume de ácido láctico, glicerina e água) até o momento da análise em microscópio no aumento de 40x. A parte que fica com a cor mais intensa corresponde às estruturas dos fungos micorrízicos.

30

4.22. Análise do Grau de Colonização das Raízes

A análise do grau de colonização das raízes pelos FMAs realizada no Laboratório de Química e Fertilidade do Solo da Universidade Estadual de Santa Cruz, Ilhéus, Bahia, foi feita por contagem das estruturas micorrízicas das raízes através de microscópio, na lente de aumento aqde 40x (PHILLIPS & HAYMAN, 1970). Essa análise é realizada para determinar o quanto que as micorrizas colonizaram as raízes das plantas e, consequentemente, a eficiência da simbiose.

Para a análise no microscópio, as lâminas foram preparadas a partir das raízes já separadas na quantidade e tamanho adequado nos Eppendorfs com Lactoglicerol. Antes de preparar as raízes, foram traçadas com marcador permanente 10 retas transversais nas lâminas com o objetivo de marcar os pontos de análise de cada estrutura radicular disposta no sentido longitudinal da lâmina de vidro. Com o auxílio de duas pinças, as raízes foram retiradas dos recipientes de armazenamento e acondicionadas nas lâminas de forma a serem cortadas pelas retas, ou seja, os pontos de análise foram exatamente a intersecção entre as raízes e as retas. Todas as lâminas foram preparadas da mesma forma, com 10 retas transversais e 6 raízes no sentido longitudinal passando por todas essas retas, resultando em um total de 60 pontos em cada lâmina a serem analisados no microscópio.

Depois de acomodadas nas lâminas, foi gotejada pequena quantidade de lactoglicerol para finalizar a confecção da lâmina com a lamínula aderida à superfície das raízes. Os pontos foram focalizados na lente de aumento de 10x e a verificação e contagem das estruturas micorrízicas presentes nas raízes foi feita na lente de aumento de 40x. A contagem foi anotada a mão em planilha contendo colunas com nome de cada estrutura: hifas externas, hifas internas, arbúsculos, vesículas e esporos. O cálculo foi feito multiplicando o valor correspondente à quantidade de estruturas micorrízicas identificadas e contadas por 100, dividindo o resultado pela quantidade de pontos observados na lâmina contendo a raiz, que foi sempre 60 pontos, obtendo resultado em porcentagem (%).

4.23. Análise de Agregados do Solo Após Cultivo

Avaliação de agregados do solo foi feita seguindo metodologia da Embrapa (2011), no Laboratório de Física do Solo da Universidade Estadual de Santa Cruz, Ilhéus, Bahia, para obtenção da distribuição das classes de agregados (DCA), índice de estabilidade de agregados (IEA) e diâmetro médio ponderado (DMP), através do método por via úmida com o aparelho de oscilação vertical.

Com as amostras já beneficiadas na sala de solos e acondicionadas em vasilhas de plástico, devidamente identificadas, despejou-se uma quantidade em uma bandeja para homogeneizar as quantidades das diferentes classes de agregados. Pesou-se 50 g para cada amostra da triplicata de cada tratamento (3 repetições x 20 tratamentos = 60 amostras) mais uma amostra para fator de correção. As triplicatas de cada tratamento foram colocadas para saturar por 4 minutos sobre papel filtro e espuma encharcada com água destilada dentro de Placas de Petri. A saturação deve ocorrer por capilaridade, de baixo para cima, para que todo o ar saia do interior dos poros do solo.

31

Após o tempo determinado, com a amostra totalmente saturada com água destilada, a mesma foi transferida cuidadosamente para o conjunto de peneiras para análise de agregados com o auxílio de pisseta e água de torneira, sendo levado em seguida para o agitador de agregados por 4 minutos funcionando a 32 oscilações por minuto. Esse equipamento possui 5 peneiras com malhas de diferentes tamanhos (4,76; 2,0; 1,0; 0,5 e 0,25 mm), que simula a ação da chuva sobre a estrutura do solo. Cada peneira retém o agregado do tamanho referente a sua malha, separando-os em diferentes classes de tamanhos. Após o processo, os agregados foram retirados de cada peneira com pisseta e água de torneira, captados em bandeja e logo transferidos para latinhas identificadas com o tratamento, repetição e tamanho da peneira. As latinhas com os agregados foram levadas para a estufa para permanecerem por 24 horas a 105°C. Ao serem retiradas e colocadas para esfriar já tampadas, procedeu-se a pesagem e, em seguida, o beneficiamento para a análise da fração areia.

Depois de serem pesados, os agregados da peneira de 4,76 mm foram colocados juntos com os da peneira de 2 mm e os da peneira de 0,25 foram descartados. Em seguida, os agregados das peneiras de 2, 1 e 0,5 mm foram destruídos adicionando água da torneira e desfazendo-os com a ponta do dedo. Com os agregados destruídos, o material resultante foi levado às peneiras de acordo com a identificação das latinhas (relacionada com os tamanhos dos agregados) e lavados com água da torneira até restar somente areia. Essa fração retornou para as latinhas para secagem na estufa por 2 horas. Após secagem a fração areia, de todas as amostras, foi pesada para serem feitos os cálculos nas planilhas.

4.24. Análises Estatísticas

Os dados de produção, tamanho, diâmetro e massa fresca dos frutos, bem como da massa seca das plantas, teor de nutrientes nos frutos e na parte aérea, grau de colonização micorrízica das raízes, teor de nutrientes e agregados do solo foram submetidos à análise de variância (two way ANOVA) e testes de comparação de médias (Tukey com 5 % de probablidade de erro), quando necessários, foram realizados utilizando os pacotes estatísticos SISVAR e Statistica versão 7.0. As análises de regressão entre os fatores doses do biofertilizante e tratamentos micorrízicos e a confecção dos gráficos foram realizadas utilizando o software Statistica versão 7.0. Os modelos aceitos foram o quadrático e o linear, tomando como base o maior coeficiente de determinação (R2) e a menor probabilidade de erro (P), ou seja, o modelo com maior significância e que mais se ajustou e explicou os dados amostrais.

32

5. RESULTADOS

5.1. Avaliação do Desenvolvimento e Produção do Quiabeiro

Cerca de 40 dias após a inoculação dos quiabeiros com os FMAs, diferenças visuais no desenvolvimento e porte das plantas já eram observadas sendo que as não inoculadas (controle) tinham porte menor do que as inoculadas (Figura 2A). Com aproximadamente 60 dias, plantas inoculadas com os FMAs começaram a florescer (Figura 2B) e aos 75 dias a maioria dos quiabos, com diferentes tamanhos (Figura 2C), foram produzidos pelas plantas micorrizadas. Esses frutos variaram entre 5,6 a 21 cm de comprimento e 1,7 a 28,3 g de massa fresca. Ao final do experimento (150 dias) as plantas inoculadas com FMAs apresentaram porte significativamente maior do que as plantas controle não inoculadas (Figuras 2D e 2E).

Figura 2. Aspecto geral das plantas e frutos de quiabeiro submetido a doses de biofertilizante e inoculado com Rhizophagus clarus (Rc), Acaulospora scrobiculata (As), a mistura desses dois fungos micorrízicos (Mix) e não inoculado (controle, Co). A. Plantas de quiabeiro 40 dias após a inoculação com os FMAs. Nota-se o pequeno porte das plantas controle (setas) quando comparadas às micorrizadas. B. Detalhe das flores (setas) produzidas pelas plantas inoculadas com FMAs (as plantas controle não floresceram). C. Detalhe dos quiabos de diferentes tamanhos produzidos pelas plantas micorrizadas. D. Vista geral das plantas ao final do experimento (150 dias após a inoculação), salientando novamente o pequeno desenvolvimento das plantas controle (setas). E. Comparação do porte das plantas de quiabeiro micorrizadas com uma planta não micorrizada.

Rc Mix Rc Mix Rc

Rc As

As

C B A

D E

Co Mix As Rc

5 cm

30 c

m

33

Com relação ao aspecto depauperado das plantas ao final do experimento, é importante ressaltar que no decorrer do período de frutificação ocorreu a queda de folhas (Fig. 2E), consequência natural da fenologia da espécie.

Com a análise do desdobramento, não houve interação entre os fatores dose de biofertilizante e inoculação com FMAs para a quantidade média de frutos por planta (Tabela 6). Houve diferença estatisticamente significativa apenas entre os FMAs na dose de 400 mL de biofertilizante aplicado, sendo que as plantas inoculadas com a mistura dos dois fungos (Mix) tiveram média de produção de frutos superior do que as inoculadas com A. scrobiculata e com R.

clarus.

As plantas inoculadas com A. scrobiculata tiveram redução da quantidade de frutos a partir da dose de 200 mL de biofertilizante aplicado por vaso, enquanto que para as plantas inoculadas com R. clarus a quantidade aumentou até a dose de 300 mL/vaso, reduzindo na dose de 400 mL/vaso. No tratamento inoculado com a mistura dessas espécies de fungos (Mix), o número de frutos por planta alcançou a maior média na dose de 400 mL de biofertilizante aplicado. As plantas do tratamento Mix apresentaram maior número de frutos, seguidas pelas do tratamento com R. clarus. Vale ressaltar que todas as plantas controle (isto é, não inoculadas com os FMAs), independentemente das doses de biofertilizante aplicadas aos vasos, não frutificaram. Na totalidade as plantas do tratamento inoculado com A. scrobiculata produziram 42 frutos, as do tratamento inoculado com R. clarus produziram 72 frutos e as do tratamento inoculados com a mistura dos FMAs (Mix) produziram um total de 81 frutos.

Tabela 6. Média do número de frutos produzidos por planta em 150 dias de cultivo de quiabeiro inoculado com fungos micorrízicos arbusculares nas diferentes doses do biofertilizante aplicado por vaso

Doses do Biofertilizante

Média do número de frutos por planta A. scrobiculata* R. clarus* Mix ns

0 mL 1,00aA 1,83aA 2,17aA 100 mL 2,50aA 2,67aA 2,33aA 200 mL 1,50aA 2,67aA 3,00aA 300 mL 1,17aA 3,17aA 2,83aA 400 mL 0,83bA 1,67baA 3,17aA

Letras iguais, minúsculas nas linhas e maiúsculas nas colunas dos tratamentos micorrízicos nas diferentes doses do biofertilizante, não diferem entre si pelo teste de Tukey a 5% de probabilidade de erro. *Significativo. ns Não significativo.

Para a variável tamanho dos frutos (Figura 3) houve interação entre os fatores dose de biofertilizante e inoculação com FMAs. Foi observado que os tamanhos dos frutos foram semelhantes aos padrões comerciais, que estabelecem valores de 8 a 14 cm de comprimento (MULLER, 1982; MODOLO et al., 2001), e que em alguns casos apresentaram tamanhos superiores a esses padrões. Plantas inoculadas com o Mix de FMAs obtiveram os maiores valores com aplicação da dose de biofertilizante de 278,88 mL, tendendo a redução do tamanho dos frutos com doses de biofertilizante aplicado por vaso acima desse valor. Plantas inoculadas separadamente com R. clarus e com A. scrobiculata apresentaram um ajuste linear crescente no tamanho dos frutos conforme elevação das doses de biofertilizante, não apresentando um valor

34 máximo para o tamanho dos fruto dentro da faixa das doses estabelecidas ao início do experimento. Conforme anteriormente exposto, plantas do tratamento controle (sem inoculação dos FMAs) não produziram frutos.

0 100 200 300 400

Doses do Biofertilizante (mL/vaso)

0

2

4

6

8

10

12

14

16

18

20

Ta

ma

nho

do F

ruto

(cm

)

A. scrobiculata y = 11.777*+0.0081*xns-0.000006*x^2ns R^2= 0,98

R. clarus y = 14.443*+0.0091*xns-0.000011*x^2ns R^2= 0,92

Mix y = 13.274*+0.0251*x*-0.000045*x^2* R^2= 0,91

Controle y = 0

Figura 3. Análise de regressão para o tamanho médio do fruto por planta de quiabeiro submetido a diferentes doses de biofertilizante e inoculado com Rhizophagus clarus, Acaulospora scrobiculata e a mistura desses dois fungos micorrízicos (Mix), e não inoculados (controle). * Significativo. ns Não significativo.

Quanto aos aspectos agronômicos de diâmetro (Figura 4) e massa fresca do fruto (Figura 5), ambos foram influenciados pela interação dose de biofertilizante e inoculação com FMAs. Plantas inoculadas com o Mix de FMAs mostraram maiores valores para diâmetro do fruto na dose de 200 mL de biofertilizante aplicado ao vaso, ocorrendo redução do diâmetro do fruto com doses maiores. As equações de regressão que melhor representaram o diâmetro do fruto foram quadráticas, com excessão do tratamento com A. scrobiculata, que apresentou um ajuste linear crescente nos valores a medida que se elevaram as doses do biofertilizante (Figuras 4 e 5). Nas plantas dos tratamentos inoculados com R. clarus, o diâmetro do fruto não apresentou seu melhor resultado dentro da faixa de doses de biofertilizante estabelecida para o experimento (Figuras 4).

Para massa fresca do fruto, o modelo matemático que melhor se ajustou foi o quadrático para os dados de todos os tratamentos micorrízicos (Figura 5). Entretanto, para o tratamento inoculado com R. clarus a massa fresca do fruto apresentou os maiores valores na dose de 325 mL do biofertilizante aplicado por vaso e o tratamento com A. scrobiculata não apresentou uma dose ideal dentro da faixa estabelecida (Figura 5). Já o tratamento Mix, obteve a maior massa fresca de fruto em comparação aos demais tratamentos, alcançando esse resultado com a aplicação da dose de 170,5 mL de biofertilizante por vaso.

35

0 100 200 300 400


0,0

0,5

1,0

1,5

2,0

2,5

3,0D

iâm

etr

o do

Fru

to (

cm)

A. scrobiculata y = 2,250* + 0,00077*x* R^2=0,91

R. clarus y = 2.389* + 0.0011*xns - 0.000001*x^2ns R^2=0,88

Mix y = 2.624* + 0.0012*xns - 0.000003*x^2ns R^2=0,96

Controle y = 0

Figura 4. Análise de regressão para o diâmetro médio do fruto por planta de quiabeiro submetido a diferentes doses de biofertilizante e inoculado com Rhizophagus clarus, Acaulospora scrobiculata e a mistura das espécies de FMA (Mix), e não inoculados (controle). * Significativo. ns Não significativo.

0 100 200 300 400

Doses do Biofert ilizante (mL/vaso)

0

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Ma

ssa F

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o F

ruto

(g)

A. scrobiculata y = 13,384*+0,0060*xns-0,000007*x^2ns R^2=0,99

R. clarus y = 14.515*+0.0312*xns-0.000048*x^2ns R^2=0,98

Mix y = 18.562*+0.0341*xns-0.00010*x^2* R^2=0,96

Controle y = 0

Figura 5. Análise de regressão para a média da massa fresca do fruto por planta de quiabeiro submetido a diferentes doses de biofertilizante e inoculado com Rhizophagus clarus, Acaulospora scrobiculata e a mistura das espécies de FMA (Mix), e não inoculados (controle). * Significativo. ns Não significativo.

36

Para dados de massa seca total da planta (Figura 6) os modelos que melhor se ajustaram foram quadráticos para todos os tratamentos micorrízicos, inclusive para as plantas controle não inoculadas com FMAs. A massa seca total dos quiabeiros foi significativamente influenciada pela interação entre biofertilizante e inoculação com fungos micorrízicos. O tratamento em que foi inoculada a mistura das duas espécies de FMAs (Mix) apresentou os maiores valores de massa seca total das plantas na dose de 161,34 mL de biofertilizante por vaso. O tratamento inoculado com A. scrobiculata apresentou valores menores de massa seca total das plantas em relação aos outros tratamentos micorrízicos até a dose de 100 mL de fertilizante orgânico por vaso e se aproximou do Mix, que apresentou o melhor resultado, na dose de 200 mL/vaso, voltando a reduzir os valores após essa dose. As plantas inoculadas com A. scrobiculata obtiveram maior massa seca total em relação às plantas com R. clarus com dose ideal de biofertilizante de 236,84 mL por vaso, apresentando um ajuste quadrático semelhante ao apresentado pelo tratamento com a mistura das espécies. As plantas controle apresentaram os menores valores no geral, enfatizando a grande dependência do quiabeiro pelos fungos micorrízicos arbusculares. As plantas do tratamento inoculado com R. clarus apresentaram pouca variação na massa seca total em função das doses de biofertilizante aplicadas. O melhor resultado para esse tratamento foi encontrado na dose de 313,64 mL do fertilizante líquido por vaso.

0 100 200 300 400


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A. scrobiculata

R. clarus

MIX

Controle

y = 3,976*+0.0540*x*-0.000114*x^2* R^2 = 0,84y = 7.096*+0.0138*xns-0.000022*x^2ns R^2 = 0,87y = 8.782*+0.0313*x*-0.000097*x^2* R^2 = 0,88y = 0.179ns+0.0078*xns-0.000019*x^2ns R^2 = 0,99

Figura 6. Análise de regressão para a média da massa seca total das plantas de quiabeiro submetido a diferentes doses de biofertilizante e inoculado com Rhizophagus clarus, Acaulospora scrobiculata e a mistura desses dois fungos micorrízicos (Mix), e não inoculados (controle). * Significativo. ns Não significativo.

5.2. Análise de Nutrientes na Parte Aérea

Os teores de P, Zn e B na parte aérea das plantas de quiabeiro foram influenciados significativamente pela interação entre os fatores dose de biofertilizante e inoculação com FMAs (Figuras 7, 8 e 9). Com relação aos teores de P na parte aérea das plantas inoculadas com A.

37 scrobiculata e com R. clarus os modelos matemáticos que melhor se ajustaram foram quadráticos, já para as plantas controle e inoculadas com o mix de isolados foram modelos lineares (Figura 7). Os maiores teores de P na parte aérea foram observados nas plantas inoculadas com A. scrobiculata e os menores teores para esse nutriente foram observados nas plantas controle. As plantas inoculadas com A. scrobiculata apresentaram teores maiores de P na parte aérea na dose de 290,91 mL de biofertilizante por vaso. No tratamento com R. clarus os resultados foram menores do que os resultados do tratamento com A. scrobiculata, com maior valor na dose de 300 mL de biofertilizante. As plantas com a mistura de FMAs apresentaram teores crescentes de P na parte aérea conforme o aumento das doses de biofertilizante, caracterizando o ajuste linear.

0 100 200 300 400


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(g/

kg)

A. scrobiculata y = 2,705*+0,0064*x* -0,000011*x^2ns R^2 = 0,48

R. clarus y = 1,924*+0,0090*x* -0,000015*x^2* R^2 = 0,91

Mix y = 2,037*+0,00388*x* R^2 = 0,83

Controle y = 0,8695*+0,000917*x

ns R^2 = 0,81

Figura 7. Análise de regressão para o teor médio de fósforo na parte aérea de quiabeiros submetidos a diferentes doses de biofertilizante e inoculados com Rhizophagus clarus, Acaulospora scrobiculata e a mistura desses dois fungos micorrízicos (mix), e não inoculados (controle). * Significativo. ns Não significativo.

Os teores de Zn encontrados na parte aérea das plantas em todos os tratamentos micorrízicos, inclusive nas plantas controle, apresentaram ajustes quadráticos (Figura 8). Os maiores teores de Zn na parte aérea dos quiabeiros foram observados nas plantas inoculadas com R. clarus e com as misturas dos dois isolados nas doses de 142,97 e 193,07 mL de biofertilizante aplicado respectivamente. Como não houve diferença significativa entre esses dois tratamentos, o recomendado seria a aplicação da menor dose que corresponde ao tratamento com R. clarus. Os menores teores para esse nutriente foram observados nas plantas controle e nas plantas inoculadas com A. scrobiculata, que obtiveram seus melhores resultados nas doses de 183,83 e 177,32 mL de biofertilizante respectivamente.

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a p

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(mg/k

g)

Controle y = 27,643*+0,0739*xns-0,000201*x^2ns R^2 = 0,75

A. scrobiculata y = 29,675*+0,0727*xns-0,000205*x^2ns R^2 = 0,87

R. clarus y = 62,432*+0,1424*x*-0,000498*x^2* R^2 = 0,80

Mix y = 44,178*+0,2784*x*-0,000721*x^2* R^2 = 0,95

Figura 8. Análise de regressão para o teor médio de zinco na parte aérea de quiabeiros submetidos a diferentes doses de biofertilizante e inoculados com Rhizophagus clarus, Acaulospora scrobiculata e a mistura desses dois fungos micorrízicos (mix), e não inoculados (controle). * Significativo. ns Não significativo.

Os teores de B na parte aérea dos quiabeiros também foram influenciados pela interação entre a aplicação de biofertilizante e a inoculação de fungos micorrízicos, sendo os modelos quadrático (para as plantas controle e para as inoculadas com A. scrobiculata) e linear (para as plantas inoculadas com R. Clarus e com a mistura de FMAs) os que melhor se ajustaram aos dados (Figura 9). Os maiores teores de B na parte aérea dos quiabeiros foram observados nas plantas inoculadas com A. scrobiculata. As plantas inoculadas com R. clarus e com o Mix apresentaram teores crescentes de B na parte aérea conforme elevação nas doses de biofertilizante. No tratamento com A. scrobiculata a melhor dose dentro da faixa estabelecida que proporcionou o maior resultado foi a de 325,43 mL de biofertilizante, de acordo com derivação da equação de regressão. O tratamento controle apresentou os menores teores de B, mas seu melhor resultado foi alcançado na dose de 315,66 mL de biofertilizante aplicado por vaso.

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mg/

kg)

Controle y = 18,057*+0,1995*xns-0,000316*x^2ns R^2 = 0,99

A. scrobiculata y = 24,640*+0,4159*x*+0,000639*x^2* R^2 = 0,92

R. clarus y = 29,197*+0,21002*x* R^2 = 0,91

Mix y = 17,651*+0,3438*x* R^2 = 0,80

Figura 9. Análise de regressão para o teor médio de boro na parte aérea de quiabeiros submetidos a diferentes doses de biofertilizante e inoculados com Rhizophagus clarus, Acaulospora scrobiculata e a mistura desses dois fungos micorrízicos (mix), e não inoculados (controle). * Significativo. ns Não significativo.

A análise do desdobramento mostrou que os teores médios dos nutrientes K, Ca, Mg, S, N, Cu, Mn e Fe da parte aérea do quiabeiro não foram significativamente influenciados pela interação dos fatores dose de biofertilizante e inoculação com FMAs (Tabela 7). Foram apenas influenciados significativamente pelo inóculo micorrízico, sendo que as médias desses teores foram comparadas dentro de cada dose de biofertilizante aplicado (Tabela 7). A parte aérea das plantas controle não micorrizadas apresentaram os menores teores de K, Ca, Mg, S, Cu, Mn e Fe em todas as doses de biofertilizante testadas.

Os teores de K na parte aérea das plantas controle foram os mais baixos e nas doses de 200 e 400 mL de biofertilizante aplicado no vaso foram significativamente menores do que os das plantas micorrizadas (Tabela 7). De maneira geral, a inoculação com o fungo micorrízico A.

scrobiculata proporcionou maiores teores de K na parte aérea das plantas de quiabo.

No caso do nutriente Ca, novamente as plantas controle apresentaram os menores teores do nutriente na parte aérea dos quiabeiros tendo diferido significativamente das plantas inoculadas com A. scrobiculata na dose de 200 mL (Tabela 7). Na análise dos teores de Mg encontrados na parte aérea das plantas, o tratamento controle apresentou resultados inferiores em todas as doses do biofertilizante e os quiabeiros inoculados com A. scrobiculata e com o Mix apresentaram melhores resultados dentre os tratamentos micorrizados, com o A. scrobiculata proporcionando maiores teores desse nutriente na planta quando não se aplicou o biofertilizante e nas doses de 300 e 400 mL/vaso (Tabela 7).

40

Em relação ao teor de N, houve diferença significativa em todas as quatro doses do biofertilizante, com o tratamento controle apresentando os maiores teores desse nutriente na parte aérea dos quiabeiros. Dentre os tratamentos micorrízicos, houve diferença significativa apenas na dose de 200 mL de biofertilizante por vaso em que o tratamento com A. scrobiculata obteve maior valor em relação ao tratamento com o Mix.

A análise do teor de S na parte aérea dos quiabeiros do tratamento controle apresentou, consistentemente, os menores valores em todas as doses testadas do biofertilizante em relação aos tratamentos micorrízicos, mas não foram verificadas diferenças significativas (Tabela 7).

Para micronutrientes, no caso do teor de Cu na parte aérea, o tratamento inoculado com a mistura dos FMAs apresentou valores significativamente superiores que os demais tratamentos na dose de 200 mL de biofertilizante aplicada por vaso. Para os teores de Mn e Fe no tecido vegetal da parte aérea dos quiabeiros, em relação às plantas controle foi observado, consistentemente, menores valores para esses dois micronutrientes, mas não houve diferenças estatisticamente significativas entre estas e as demais inoculadas com fungos micorrízicos (Tabela 7).

41

Tabela 7. Média do teor de macro e micronutrientes da parte aérea de quiabeiro submetido a diferentes doses de biofertilizante e inoculado com Rhizophagus clarus, Acaulospora scrobiculata, a mistura das espécies (Mix) e não inoculado (controle).

Tratamento K * Ca* Mg* Sns N* Cu* Mn ns Fens g/kg dag/kg mg/kg

Dose 0 mL de biofertilizante Controle 5,20a 13,05a 5,54b 7,55a 3,96a 2,09a 381,16a 108,10a A. scrobiculata 7,33a 16,13a 7,87a 10,43a 2,76ba 3,52a 547,52a 154,80a R. clarus 6,82a 15,28a 7,76a 8,61a 1,96b 2,33a 735,91a 232,15a Mix 7,01a 14,19a 7,77a 9,10a 1,42b 2,23a 553,86a 116,25a Dose 100 mL de biofertilizante

Controle 10,23a 12,97a 5,70b 8,84a 4,36a 2,06a 403,46a 112,72a A. scrobiculata 10,97a 15,94a 7,35a 10,03a 1,80b 3,80a 644,19a 155,78a R. clarus 11,86a 13,79a 7,12ba 10,52a 1,25b 3,04a 842,69a 256,56a Mix 13,53a 15,42a 7,59a 10,18a 1,39b 2,57a 842,47a 127,61a Dose 200 mL de biofertilizante

Controle 12,56b 13,63a 5,84b 8,04a 4,56a 1,33b 751,21a 121,27a A. scrobiculata 20,70a 14,42a 6,92ba 10,59a 2,65b 3,76b 918,50a 288,14a R. clarus 15,85ba 13,76a 6,67ba 10,23a 1,51cb 4,38ba 976,49a 251,38a Mix 12,78b 14,63a 7,40a 10,83a 1,07c 7,25a 812,48a 129,75a Dose 300 mL de biofertilizante

Controle 12,59a 11,26b 5,06b 8,87a 5,23a 2,30a 684,98a 133,80a A. scrobiculata 19,23a 16,88a 7,02a 8,99a 2,29b 3,51a 962,79a 185,45a R. clarus 12,61a 11,86b 5,69ba 10,28a 1,00b 3,71a 916,13a 288,34a Mix 17,17a 12,23ba 6,62a 9,72a 1,41b 3,94a 748,38a 165,08a Dose de 400 mL de biofertilizante

Controle 9,82b 9,12a 4,04b 7,88a 5,44a 1,69a 582,61a 105,07a A. scrobiculata 17,24a 12,28a 6,62a 8,04a 1,97b 3,09a 738,79a 156,62a R. clarus 14,23ba 10,46a 4,91b 9,18a 2,18b 3,96a 775,76a 182,56a Mix 20,56a 11,92a 6,49a 8,76a 1,90b 2,95a 685,20a 136,56a CV (%) 23,48 16,25 10,67 15,80 37,87 49,11 28,09 45,10 DMS 6,64 4,79 1,52 3,23 1,43 3,41 445,95 168,23

Letras iguais, minúsculas nas colunas dentro de cada tratamento micorrízico em função de diferentes doses do biofertilizante, não diferem entre si pelo teste de Tukey a 5% de probabilidade de erro. *Significativo. ns Não significativo.

42

5.3. Análise de Nutrientes no Fruto

Os teores de Ca presentes nos quiabos foram influenciados significativamente pela interação entre os fatores dose de biofertilizante e inoculação com FMAs (Figura 10). Os modelos matemáticos que melhor se ajustaram aos valores de Ca observados nos tratamentos micorrizados foram quadráticos (Figura 10). Foi observado um comportamento inverso para esses teores nos frutos das plantas inoculadas com R. clarus com relação às inoculadas com A.

scrobiculata e com a mistura de fungos micorrízicos. Na dose 0 (zero) de biofertilizante aplicado, os frutos das plantas inoculadas com R. clarus apresentaram os maiores teores de Ca, sendo que esses teores reduziram conforme aumento das doses de biofertilizante aplicadas aos vasos. O tratamento com A. scrobiculata apresentou resultado melhor do que o tratamento Mix, com a dose de 187,1 mL de biofertilizante correspondendo ao seu maior teor de Ca no fruto. O Mix obteve maior teor de Ca no fruto com a dose de 142,31 mL de biofertilizante por vaso.

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(g/k

g)

A. scrobiculata y = 3,802*+0,0116*x* -0,000031*x^2* R^2 = 0,89

R. clarus y = 5,300* -0,0113*x*+0,000014*x^2ns R^2 = 0,91

Mix y = 3,753*+0,0037*xns-0,000013*x^2ns R^2 = 0,40

Figura 10. Análise de regressão para o teor médio de cálcio no fruto de quiabeiros submetidos a diferentes doses de biofertilizante e inoculados com Rhizophagus clarus, Acaulospora scrobiculata e a mistura desses dois fungos micorrízicos (mix), e não inoculados (controle). * Significativo. ns Não significativo.

Para os teores dos macronutrientes P e K do fruto de quiabeiro não houve diferenças estatisticamente significativas entre os tratamentos (Tabela 8). Para o teor de Mg houve diferença na dose 0 (zero) de biofertilizante em que as plantas inoculadas com R. clarus apresentaram valor superior que as inoculadas com a mistura de inóculos e com A. scrobiculata (Tabela 8). No caso do teor de S, a diferença significativa ocorreu apenas na dose de 300 mL do biofertilizante, com o tratamento Mix apresentando resultado superior aos do tratamento com A.

43

scrobiculata (Tabela 8). Em relação ao N, houve diferença significativa somente na dose de 400 mL do biofertilizante em que os tratamentos com A. scrobiculata e o Mix apresentaram valores significativamente maiores aos do tratamento com R. clarus.

Para os teores dos micronutrientes Cu e B do fruto de quiabeiro não houve diferenças estatisticamente significativas entre os tratamentos micorrízicos. O Fe não foi detectado na análise mineral dos frutos. Os teores dos micronutrientes Mn e Zn presentes nos frutos de quiabeiro foram significativamente diferentes entre os tratamentos micorrízicos. Na dose zero (0) de biofertilizante aplicado, as plantas inoculadas com R. clarus apresentaram valor estatisticamente superior de Mn do que as inoculadas com A. scrobiculata (Tabela 8). Já na análise do teor de Zn presente no quiabo, o tratamento inoculado com a mistura dos FMAs apresentou significativamente maior valor que o teor encontrado nos frutos das plantas de quiabeiro inoculadas com R. clarus na dose de 400 mL de biofertilizante aplicada por vaso (Tabela 8).

Tabela 8. Média do teor de macro e micronutrientes no fruto de quiabeiro submetido a diferentes doses de biofertilizante e inoculado com Rhizophagus clarus, Acaulospora scrobiculata e a mistura desses dois fungos micorrízicos (Mix).

Tratamentos com FMA

Pns Kns Mg* S* N* Cuns Mn * Zn* Bns g/kg dag/kg mg/kg

Dose 0 mL de biofertilizante A. scrobiculata 5,38a 7,73a 3,58b 6,92a 2,47a 3,57a 169,82b 58,71a 0,63a R. clarus 6,84a 11,66a 4,77a 6,81a 2,42a 5,86a 343,12a 56,60a 0,32a MIX 5,48a 9,23a 4,12ba 6,25a 2,63a 3,94a 235,66ba 57,45a 0,62a Dose 100 mL de biofertilizante A. scrobiculata 6,51a 15,17a 4,92a 7,40a 2,79a 4,71a 265,31a 51,02a 8,85a R. clarus 6,12a 11,75a 4,66a 6,45a 2,76a 6,08a 331,72a 55,85a 5,21a MIX 6,39a 13a 5,10a 6,81a 2,53a 4,80a 308,47a 49,49a 8,68a Dose 200 mL de biofertilizante A. scrobiculata 6,69a 13,70a 5,34a 6,64a 2,77a 4,73a 307,23a 58,27a 16,86a R. clarus 7,20a 12,58a 5,16a 6,33a 2,52a 5,79a 268,87a 53,57a 11,88a MIX 7,25a 14,89a 4,85a 6,41a 2,42a 4,44a 268,44a 48,56a 9,68a Dose 300 mL de biofertilizante A. scrobiculata 6,98a 13,47a 4,75a 6,14b 2,80a 4,27a 211,37a 56,42a 31,78a R. clarus 8,24a 10,91a 5,16a 6,55ba 2,19a 5,52a 284,24a 54,44a 25,52a MIX 8,31a 13,25a 5,41a 7,20a 2,43a 5,58a 254,33a 53,01a 30,84a Dose de 400 mL de biofertilizante A. scrobiculata 7,26a 13,13a 4,89a 6,37a 2,96a 5,29a 205,88a 54,24ba 55,03a R. clarus 8,40a 13,61a 5,06a 6,25a 1,91b 5,56a 273,66a 44,66b 61,62a MIX 7,54a 13,82a 5,12a 6,65a 2,88a 5,97a 166,27a 62,61a 54,13a CV (%) 15,08 39,14 11,50 7,31 14,44 32,12 22,87 16,27 40,99 DMS 2,12 9,87 1,12 0,97 0,71 3,28 119,56 17,79 17,70


44

5.4. Análise do Grau de Colonização Micorrízica

O grau de colonização micorrízica das plantas de quiabeiro foi significativamente influenciado pela interação dose de biofertilizante e inoculação com FMAs, sendo quadráticos os modelos matemáticos que melhor se ajustaram aos tratamentos micorrízicos (Figura 11). Os maiores valores para o grau de colonização micorrízica foram obtidos nas raízes das plantas inoculadas com a mistura dos FMAs (Mix) em todas as doses testadas do biofertilizante, chegando a alcançar o nível de 100% de colonização por fungos micorrízicos nas raízes finas de quiabeiros submetidos à dose de 234,65 mL de biofertilizante por vaso. Na dose de 265,63 mL de biofertilizante foi observada a média de 95% de colonização micorrízica nas raízes das plantas inoculadas com R. clarus. Para as plantas do tratamento inoculado com A. scrobiculata houve maior porcentagem de colonização micorrízica quando não foi aplicado o biofertilizante no solo. Com aplicação de biofertilizante, ocorreu redução do grau de colonização até a dose de 322,34 mL de biofertilizante por vaso.

0 100 200 300 400


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o (%

)

Controle y = 7,381ns - 0,0643*xns + 0,000119*x^2ns R^2 = 0,85

A. scrobiculata y = 74,158* - 0,1515*x* + 0,000235*x^2* R^2 = 0,98

R. clarus y = 86,351* + 0,0680*xns - 0,000128*x^2ns R^2 = 0,98

Mix y = 91,949* + 0,0474*xns - 0,000101*x^2ns R^2 = 0,58

Figura 11. Análise de regressão para o grau de colonização micorrízica de quiabeiros submetidos a diferentes doses de biofertilizante e inoculados com Rhizophagus clarus, Acaulospora scrobiculata e a mistura desses dois fungos micorrízicos (mix), e não inoculados (controle). * Significativo. ns Não significativo.

Plantas inoculadas com A. scrobiculata apresentaram os menores percentuais de colonização das raízes quando comparadas às inoculadas com o Mix de fungos e com R. clarus, e esses percentuais de colonização foram reduzidos da dose de 100 até a de 400 mL de biofertilizante aplicado, sendo que nesta última dose o grau de colonização foi de 50,6%. Para o tratamento controle não micorrizado com esterilização do solo por autoclavagem antes da implantação do experimento era esperado valores próximos ou iguais a zero no grau de

45 colonização micorrízica das raízes de quiabeiro, sendo que os casos de ocorrência de estruturas micorrízicas se deu devido contaminação da amostra (Figura 11).

Após análise do grau de colonização micorrízica, lâminas com algumas amostras das raízes foram observadas e fotografadas em microscópio invertido para ilustrar e identificar em detalhe algumas estruturas fúngicas (Figuras 12, 13 e 14). As raízes das plantas controle, como esperado, não apresentaram evidências de colonização fúngica (Figuras 12A e 12B). Raízes de quiabeiro colonizadas pelo FMA A. scrobiculata apresentaram estruturas fúngicas, especialmente na região cortical mais interna, além das hifas extraradiculares (Figuras 12C e 12D), sendo frequentemente observada no interior das células corticais vesículas e arbúsculos (Figuras 12E e 12F).

Raízes de quiabeiro foram maciçamente colonizadas pelo FMA R. clarus (Figura 13A) que também apresentou hifas extraradiculares (Figura 13B) e vesículas no interior do córtex (Figura 13C). Uma característica única e que permite identificar a espécie R. clarus foi observada por meio de microscópio nas amostras das raízes do quiabeiro inoculadas com esse FMA, que foi a produção de esporos agrupados no interior da raiz (Figura 13D). Os arbúsculos foram observados frequentemente (Figuras 13 E e 13F) no interior das células corticais.

As observações realizadas quando da avaliação do grau de colonização micorrízica foram confirmadas durante a análise detalhada das raízes dos quiabeiros em que o tratamento inoculado com a mistura dos dois FMAs (A. scrobiculata e R. clarus) apresentou densa colonização por estruturas fúngicas (Figura 14). As raízes dos quiabeiros do tratamento Mix (mistura dos dois FMAs) foram densamente colonizadas pelos FMAs também com presença de hifas extraradiculares (Figuras 14A e 14B). As vesículas (Figuras 14C e 14E) e os arbúsculos (Figuras 14C, 14D e 14F) foram frequentemente observados na região cortical, bem como esporo (Figura 14D). Alguns arbúsculos eram finamente ramificados e tomavam praticamente todo o interior das células corticais (Figura 14F).

46

Figura 12. Raízes de quiabeiro dos tratamentos controle e inoculado com A. scrobiculata submetido a diferentes doses de biofertilizante. A. Vista geral de uma raiz não micorrizada do tratamento controle; B. Detalhe da figura anterior mostrando a ausência de estruturas micorrízicas nas células corticais; C. Vista geral de uma raiz micorrizada do tratamento com A. scrobiculata; D. Detalhe da figura anterior mostrando um esporo (seta) preso a uma hifa externa e estruturas micorrízicas no interior do córtex; E. Vesículas (seta) e arbúsculos de A. scrobiculata (ponta de seta) nas células do córtex; F. Detalhe de arbúsculos (setas) de A. scrobiculata no interior das células corticais.

A B

C D

E F

47

Figura 13. Raízes de quiabeiro colonizadas por Rizophagus clarus e submetido a diferentes doses de biofertilizante. A. Vista geral de uma raiz colonizada pelo FMA R. clarus com estruturas fúngicas no interior do córtex; B. Detalhe da figura anterior mostrando hifas extraradiculares (seta) na raiz do quiabeiro; C. Vista geral de uma raiz micorrizada com presença de vesículas (setas) e hifas intraradiculares (ponta de seta); D. Segmento de raiz com presença maciça de esporos no interior. Essa é uma característica do fungo R. clarus. E. Arbúsculos (setas) e hifas intraradiculares (ponta de seta) no interior da raiz; F. Detalhe de arbúsculos (setas) no interior das células corticais.

E F

C D

B A

48

Figura 14. Raízes de quiabeiro colonizadas pela mistura de FMAs Acaulospora scrobiculata e Rizophagus clarus e submetido a diferentes doses de biofertilizante. A. Vista geral de uma raiz densamente colonizada pelos FMAs; B. Detalhe da figura anterior mostrando hifas extraradiculares (seta); C. Arbúsculos (setas) e vesículas (ponta de setas) no interior de células corticais; D. Detalhe de arbúsculos (setas) e hifas intraradiculares (ponta de seta) e de um esporo (e). E. Detalhe de duas vesículas; F. Detalhe de arbúsculos (setas) que podem ser finamente ramificados e tomar praticamente todo interior das células corticais.

F

C

E

D

A B

e

49

5.5. Análise dos Nutrientes no Solo

Nos solos em que foram cultivados quiabeiros não inoculados com FMAs (plantas controle), de maneira geral, os valores para os teores dos nutrientes foram maiores, e em alguns casos significativamente diferentes em relação aos solos em que foram cultivados quiabeiros micorrizados nas diferentes doses do biofertilizante aplicado (Tabela 9).

Os teores de P, K e Cu no solo ao final do experimento foram influenciados significativamente pela interação entre os fatores dose de biofertilizante aplicado e plantas inoculadas com FMAs (Figuras 15, 16 e 17). Com relação ao P no solo pós-plantio com quiabeiros inoculados com a mistura dos FMAs e com as plantas controle, os modelos matemáticos que melhor se ajustaram foram quadráticos. Para os tratamentos com A.

scrobiculata e com R. clarus os modelos mais adequados foram os lineares (Figura 15). Maiores teores residuais de P foram encontradas no solo em que foram cultivadas as plantas controle não inoculadas com FMAs, onde ocorreu redução dos valores da dose 0 (zero) até 84,91 mL de biofertilizante e aumento contínuo até a dose de 400 mL. No tratamento Mix, houve queda do teor de P no solo até a dose de 91,31 mL e aumento após essa dose até 400 mL de biofertilizante aplicado por vaso. Teores residuais de P no solo após plantio de quiabeiros inoculados separadamente com A. scrobiculata e R. clarus foram relativamente baixos e elevaram-se linearmente com aumento da dose de biofertilizante aplicada.

0 100 200 300 400


0

20

40

60

80

100

120

140

Te

or d

e P

no

solo

(m

g/dm

³)

Controle y = 29,718*-0,1187*xns+0,000699*x^2* R^2 = 0,91

A. scrobiculata y = 26,1200*+0,0484*x* R^2 = 0,85

R. clarus y = 19,7953*+0,0437*x* R^2 = 0,78

Mix y = 22,509*-0,0904*x

ns+0,000495*x^2

* R^2 = 0,91

Figura 15. Análise de regressão para o teor de P residual no solo após o plantio com quiabeiros inoculados com Rhizophagus clarus, Acaulospora scrobiculata e a mistura desses dois fungos micorrízicos (mix), e não inoculados (controle) submetidos a diferentes doses de biofertilizante. * Significativo. ns Não significativo.

50

Para o teor de K disponível no solo ao final do experimento dos tratamentos micorrízicos e controle, os modelos matemáticos que melhor se ajustaram foram os lineares e o quadrático (este apenas para o solo em que foram cultivados quiabeiros inoculados com R. clarus) conforme pode ser observado na Figura 16. Os maiores teores residuais de K foram novamente encontradas no solo em que foram cultivadas as plantas controle (não inoculadas com FMAs), sendo que os teores residuais de K foram aumentando confome elevação das doses do biofertilizante aplicadas ao solo. O solo em que foi cultivado as plantas do tratamento inoculado com a mistura de FMAs (Mix) apresentou os menores teores residuais de K. No tratamento com R. clarus houve uma leve redução do teor de K no solo até a dose de 68,56 mL e, após isso, um aumento até a dose de 400 mL de biofertilizante (Figura 16).

0 100 200 300 400


0

50

100

150

200

250

300

350

400

Te

or d

e K

no

solo

(m

g/dm

³)

Controle y = 31,8354*+0,6209*x* R^2 = 0,99

A. scrobiculata y = 17,9350ns+0,3521*x* R^2 = 0,93

R. clarus y = 30,469*-0,1289*xns+0,000940*x^2* R^2 = 0,97

Mix y = 0,003467ns+0,2558*x* R^2 = 0,89

Figura 16. Análise de regressão para o teor de K residual no solo após o plantio com quiabeiros inoculados com Rhizophagus clarus, Acaulospora scrobiculata e a mistura desses dois fungos micorrízicos (mix), e não inoculados (controle) submetidos a diferentes doses de biofertilizante. * Significativo. ns Não significativo.

Com relação ao teor do micronutriente Cu presente no solo pós-colheita dos quiabeiros, os valores foram significativamente influenciados pela interação entre os fatores dose de biofertilizante aplicada e os FMAs inoculados ou não (tratamento controle). Nos solos em que foram cultivadas as plantas controle e as inoculadas com a mistura dos FMA o modelo matemático que melhor se ajustou aos dados obtidos para o teor de Cu foi o quadrático. Já para os solos após o plantio de quiabeiros inoculados separadamente com A. scrobiculata e com R.

clarus o melhor ajuste para os valores observados dos teores desse micronutriente foi o linear (Figura 17). No tratamento Mix, há uma pequena redução inicial do teor de Cu mostrado no

51 gráfico e explicada através da equação que mostra que o teor aumenta a partir da dose de 8,5 mL e continua se elevando até 400 mL de biofertilizante. No tratamento controle não micorrizado, a redução do teor ocorre até a dose de 73,68 mL e se eleva até a dose de 400 mL. A exemplo do que ocorreu com os teores de K e P residuais, o solo em que foi cultivada plantas não inoculadas com FMAs (controle) apresentou os maiores teores de Cu (Figura 17), especialmente na maior dose do fertilizante orgânico líquido aplicada.

0 100 200 300 400


0,0

0,5

1,0

1,5

2,0

2,5

3,0

3,5

Te

or d

e C

u no

sol

o (m

g/dm

³)

Controle y = 0,583*-0,0028*xns+0,000019*x^2* R^2 = 0,94

A. scrobiculata y = 0,4437*+0,0027*x* R^2 = 0,97

R. clarus y = 0,4013*+0,0025*x* R^2 = 0,99

Mix y = 0,467*+0,000136*xns+0,000008*x^2* R^2 = 0,96

Figura 17. Análise de regressão para o teor de Cu residual no solo após o plantio com quiabeiros inoculados com Rhizophagus clarus, Acaulospora scrobiculata e a mistura desses dois fungos micorrízicos (mix), e não inoculados (controle) submetidos a diferentes doses de biofertilizante. * Significativo. ns Não significativo.

Para os teores dos demais macronutrientes (Ca e Mg) e micronutrientes (Mn, Fe e Zn) analisados no solo após a colheita do experimento com quiabeiro, não foi verificada influência significativa da interação entre dose do biofertilizante aplicado e plantas micorrizadas ou não. Os teores dos nutrientes são apresentados na Tabela 9 e estes foram comparados dentro de cada dose de biofertilizante aplicado ao solo.

Os teores de Mg disponível no solo após cultivo dos quiabeiros inoculados com R.

clarus e a mistura dos dois FMAs apresentaram valores significativamente menores do que o solo em que foram cultivadas as plantas não inoculadas (controle) nas dose de 0 e 200 mL de biofertilizante aplicadas aos vasos (Tabela 9). Na análise do Ca residual no solo após a colheita do experimento, os maiores teores foram observados no solo em que foram cultivadas as plantas controle nas doses 0 e 200 mL do biofertilizante aplicado no vaso, além superioridade

52 significativa desse tratamento em relação aos tratamentos micorrízicos na dose de 400 mL de biofertilizante (Tabela 9).

Para o teor de Mn no solo pós-colheita, os tratamentos com quiabeiros inoculados com R. clarus e Mix apresentaram valores significativamente menores do que os tratamentos com plantas controle e as inoculadas com A. scrobiculata (Tabela 9). Um fato interessante foi que, no geral, os menores valores para o teor dos micronutrientes foram observados no solo cultivado com quiabeiros inoculados com R. clarus (Tabela 9), devido maior extração desses nutrientes pelas plantas desse tratamento.

O teor de Fe no solo em que foram cultivadas plantas inoculadas com com R. clarus foi significativamente menor do que no solo em que foram cultivadas as plantas controle nas doses de 200 e 300 mL de biofertilizante aplicadas aos vasos (Tabela 9). Não houve diferença significativa nos dados obtidos na análise de Zn.

Para o pH, houve diferença significativa somente na dose de 300 mL, com o R. clarus apresentando valor significativamente maior em relação ao tratamento controle. No teor de Al, o tratamento com R. clarus apresentou valores significativamente maiores na dose de 200 mL de biofertilizante em relação ao Mix e ao tratamento controle, enquanto o A. scrobiculata foi significativamente maior que o tratamento controle não micorrizado. Na análise de H+Al, o tratamento Mix apresentou resultado significativamente menor na dose de 200 mL do biofertilizante em relação aos tratamentos com R. clarus e A. scrobiculata. Para os valores de V (saturação por bases), na dose de 200 mL de biofertilizante os dados dos tratamentos controle e Mix foram significativamente superiores ao tratamento com R. clarus. Na análise de m (saturação por Al), na dose de 200 mL houve uma superioridade significativa do tratamento com R. clarus em relação aos tratamentos com Mix e o controle, enquanto o A. scrobiculata apresentou resultado significativamente maior apenas comparado ao tratamento controle.

53

Tabela 9. Teor médio dos nutrientes residuais presentes no solo pós-colheita do experimento de quiabeiro submetido a diferentes doses de biofertilizante e inoculado com Rhizophagus clarus, Acaulospora scrobiculata e a mistura desses dois FMAs (Mix) e não inoculado (controle).

Tratamentos com FMA

pH* Ca* Mg* Al * H + Al * V* m* Mn * Fe* Znns M.O.* cmolc/dm³ % mg/dm³ dag/kg

Dose 0 mL de biofertilizante

Controle 5,50a 2,45a 1,98a 0,10a 3,47a 57,47a 2,10a 44,48a 132,46a 2,16a 2,00ba A. scrobiculata 5,47a 2,20ba 1,59ba 0,10a 3,30a 53,88a 2,50a 42,15a 125,56a 1,92a 5,91a R. clarus 5,41a 2,10b 1,37b 0,10a 3,25a 51,97a 2,98a 40,77a 122,27a 1,79a 1,75ba MIX 5,40a 2,12b 1,37b 0,10a 3,80a 48,32a 2,68a 40,73a 122,15a 1,77a 1,01b

Dose 100 mL de biofertilizante Controle 5,37a 2,41a 2,04a 0,10a 3,25a 59,10a 2,17a 46,20a 138,43a 2,13a 2,84a A. scrobiculata 5,46a 2,19a 1,65ba 0,10a 3,30a 54,23a 2,70a 43,45a 130,10a 1,97a 6,40a R. clarus 5,47a 2,13a 1,60ba 0,10a 3,58a 51,68a 2,65a 39,70a 120,48a 1,86a 2,62a MIX 5,67a 2,13a 1,58b 0,10a 3,14a 54,70a 2,55a 43,92a 131,44a 1,66a 2,24a

Dose 200 mL de biofertilizante Controle 5,59a 2,38a 2,18a 0,00c 2,59ba 65,65a 0,00c 44,39a 132,49a 1,97a 2,17b A. scrobiculata 5,50a 2,18ba 1,90ba 0,07ba 3,19a 57,65ba 1,53ba 40,59ba 120,83ba 1,96a 8,39a R. clarus 5,54a 2,04b 1,57b 0,10a 3,52a 51,45b 2,55a 36,34b 108,85b 1,66a 3,58b MIX 5,75a 2,04b 1,63b 0,03cb 2,09b 69,05a 0,93cb 39,21ba 117,70ba 2,04a 2,51b

Dose 300 mL de biofertilizante

Controle 5,57b 2,31a 2,19ba 0,00a 2,86a 64,12a 0,00a 47,89a 142,83a 2,16a 5,17ba A. scrobiculata 5,63ba 2,40a 2,43a 0,00a 2,86a 64,38a 0,00a 48,21a 144,45a 2,19a 9,09a R. clarus 5,95a 2,20a 2,02ba 0,00a 2,75a 61,40a 0,00a 36,92b 111,85b 1,78a 5,40ba MIX 5,77ba 2,18a 1,88b 0,00a 2,97a 58,58a 0,00a 41,23ba 124,47ba 1,83a 2,82b

Dose de 400 mL de biofertilizante Controle 5,88a 2,53a 2,50a 0,00a 2,42a 70,42a 0,00a 47,48a 142,37a 2,64a 7,97b A. scrobiculata 5,80a 2,19b 2,24a 0,00a 2,64a 64,52a 0,00a 46,02a 137,20a 2,57a 14,69a R. clarus 5,90a 2,18b 2,27a 0,00a 2,97a 61,85a 0,00a 44,13a 131,28a 2,15a 5,80cb MIX 5,92a 2,20b 2,18a 0,00a 2,48a 65,38a 0,00a 43,96a 131,02a 2,30a 2,44c CV (%) 3,78 9,62 15,19 31,97 21,15 12,79 36,6 11,21 11,19 17,7 44,50 DMS 0,32 0,32 0,44 0,04 0,96 11,44 1,03 7,26 21,68 0,54 4,62


54

Em relação à análise de MO, quando não se aplicou o biofertilizante e na dose de 300 mL por vaso, o tratamento com A. scrobiculata apresentou resultado significativamente superior ao tratamento com a mistura de espécies (Mix). Na dose de 200 e 400 mL de biofertilizante, o tratamento com A. scrobiculata apresentou resultado significativamente maior quando comparado aos demais tratamentos. Na dose de 400 mL de biofertilizante, o tratamento Mix apresentou resultado significativamente inferior ao tratamento controle não micorrizado e ao A.

scrobiculata.

Os dados apresentados na Tabela 10, permitem uma comparação das condições da fertilidade do solo inicial com as condições da fertilidade do solo após o cultivo dos quiabeiros inoculados com os FMAs ou não (controle) e submetidos a dose de 200 mL de biofertilizante aplicado por vaso. Tal dose foi escolhida para essa análise comparativa, por ter apresentado melhores resultados para a produção do quiabeiro.

Houve aumento significativo de pH, tendo o solo pós-cultivo dos quiabeiros inoculados com a mistura dos isolado (Mix) apresentado uma variação maior que 1,0. De maneira geral, quando comparada a condição do solo inicial com a dos solos pós-colheita do experimento nota-se a elevação dos teores de macronutrientes nos solos cultivados aumentando sua reserva de minerais. Houve, entretanto, pequenas variações nos teores micronutrientes destes solos pós-colheita quando comparadas ao solo do início do experimento. Houve redução da atividade do Al nos solos em que foram cultivadas as plantas controle, as inoculadas com R. clarus e as inoculadas com A. scrobiculata, influenciando na redução da acidez provocada pelo H + Al. Na relação Ca/K foram observados resultados mais próximos da faixa de 15-25 nos solos pós-cultivo de plantas inoculadas com o Mix, enquanto que para a relação Mg/K se apresentaram na faixa de 5-15 os solos em que foram cultivadas as plantas controle e as plantas inoculadas com A.

scrobiculata. Na relação Ca/Mg, houve redução do valor em todos os solos cultivados. Foi observada elevação das proporções de Ca, Mg e K na CTC dos solos pós colheita do experimento.

55 Tabela 10. Teor médio dos nutrientes no solo pré-cultivo (inicial) e pós-colheita do quiabeiro submetido a dose de 200 mL de biofertilizante por vaso e inoculado com Rhizophagus clarus, Acaulospora scrobiculata e a mistura desses dois FMAs (Mix), e não inoculado (controle).

Parâmetros Unidade Solo Inicial Controle A. scrobiculata R. clarus Mix pH - 4,7 5,59 5,5 5,54 5,75 P mg/dm³ 7 39,35 40,48 25,48 28,12 K mg/dm³ 36 153,9 98,88 44,17 28,1 Ca cmol/dm³ 0,6 2,38 2,18 2,04 2,04 Mg cmol/dm³ 0,3 2,18 1,9 1,57 1,63 Al cmol/dm³ 1,2 0 0,07 0,10 0,03 H + Al cmol/dm³ 8,4 2,59 3,19 3,52 2,09 MO dag/kg 2,6 2,17 12,16 3,58 2,51 Cu mg/dm³ 0,8 0,9 1,1 0,92 0,92 Mn mg/dm³ 46 44,39 40,59 36,34 39,21 Fe mg/dm³ 183 132,49 120,83 108,85 117,7 Zn mg/dm³ 1,6 1,97 1,96 1,66 2,04 Ca/Mg - 2 1,09 1,15 1,2 1,25 Ca/K - 6,5 6,1 8,72 34,29 29,14 Mg/K - 3,2 5,59 7,6 22,43 23,29 Ca na CTC % 6,4 31,55 28,98 28,35 34,97 Mg na CTC % 3,2 28,9 25,26 21,82 27,92 K na CTC % 1 5,22 3,36 0,91 1,23 SB cmol/dm³ 1 4,95 4,33 3,68 3,73 CTC pH 7 (T) cmol/dm³ 9,4 7,54 7,52 7,2 5,82 CTC efetiva (t) cmol/dm³ 2,2 4,95 4,38 3,76 3,75 V % 10,6 65,65 57,65 51,45 69,05 m % 55 0 1,53 2,55 0,93

5.6. Análise dos Agregados do Solo

Nessa análise do solo pós-colheita do experimento, foi obtida a Distribuição das Classes de Agregados (DCA) que permitiu os cálculos para o Diâmetro Médio Ponderado (DMP), Índice de Estabilidade de Agregados (IEA) e a divisão em Macro, Meso e Microagregados.

Na DCA, os solos em que foram cultivadas as plantas micorrizadas, apresentaram os melhores resultados com maiores agregados (4,76 - 2 mm) do que o controle não micorrizado, que manteve resultados com valores maiores para agregados da classe abaixo de 2 mm, independentemente das doses do biofertilizante (Tabela 11).

Para o DMP, o solo pós-cultivo de quiabeiros inoculados com a mistura dos FMAs apresentou maiores valores, sendo significativamente maior que o tratamento controle quando ocorreram as aplicações com o biofertilizante (Tabela 11). O solo pós-cultivo das plantas não inoculadas com FMAs apresentaram os menores valores de DMP em praticamente todas as doses do biofertilizante aplicadas.

56

Na análise do IEA, os maiores valores foram obtidos no solo pós-cultivo de quiabeiros inoculados com a mistura dos FMAs nas doses de 100 e 200 mL de biofertilizante por vaso e pelo solo pós-cultivo de plantas inoculadas com R. clarus nas doses de 300 e 400 mL/vaso de biofertilizante (Tabela 11). O solo pós-cultivo dos quiabeiros inoculados com A. scrobiculata apresentou valores superiores aos do solo do tratamento com R. clarus nas doses de 0, 100 e 200 mL de biofertilizante por vaso.

Nos resultados de macroagregados, observou-se que o solo pós-colheita do tratamento Mix apresentou uma maior proporção até a dose de 300 mL de biofertilizante por vaso, sendo superado pelo solo do tratamento com R. clarus na dose de 400 mL/vaso de biofertilizante (Tabela 11).

Para os dados de mesoagregados, o solo pós-cultivo das plantas controle apresentou os maiores valores, exceto quando não houve aplicação do biofertilizante, no qual o solo em que foram cultivadas as plantas do tratamento com R. clarus assumiu a maior proporção. Dentre os solos dos tratamentos micorrizados, o que foi cultivado as plantas inoculadas com R. clarus não apresentou a maior proporção de mesoagregados apenas na dose de 300 mL de biofertilizante por vaso, quando superado pelos valores do solo pós-cultivo de plantas do tratamento A.

scrobiculata (Tabela 11).

Nos dados de microagregados, o solo do tratamento controle não micorrizado apresentou os maiores valores em todas as doses do biofertilizante. Dentre os tratamentos micorrizados, o solo pós-cultivo de plantas inoculadas com R. clarus apresentou maiores proporções de microagregados, exceto na dose de 400 mL de biofertilizante por vaso, quando foi superado pelo solo pós-colheita dos quiabeiros inoculados com A. scrobiculata (Tabela 11).

57 Tabela 11. Diâmetro médio ponderado (DMP), índice de estabilidade de agregados (IEA), macro, meso e microagregados do solo pós-colheita submetido a diferentes doses de biofertilizante e inoculado com Rhizophagus clarus, Acaulospora scrobiculata, a mistura das espécies (Mix), e não inoculado (controle).

Tratamento DMP* IEA * Macro* Meso* Micro *

mm % Dose 0 mL de biofertilizante

Controle 2,04a 98,23a 58,54a 11,76ba 29,70a A. scrobiculata 2,31a 97,30a 66,75a 7,29ba 25,95a R. clarus 1,96a 96,32a 56,11a 17,13a 26,76a MIX 2,58a 98,09a 75,09a 5,58b 19,32a

Dose 100 mL de biofertilizante Controle 1,83b 94,67a 50,61b 13,10a 36,29a A. scrobiculata 2,57ba 97,69a 75,59a 5,03a 19,38ba R. clarus 2,17ba 96,08a 62,64ba 9,85a 27,51ba MIX 2,68a 97,97a 78,68a 4,60a 16,72b

Dose 200 mL de biofertilizante Controle 1,63b 94,50a 46,77b 15,78a 37,45a A. scrobiculata 2,44a 97,15a 70,96a 4,47b 24,57ba R. clarus 2,07ba 95,99a 59,64ba 9,75ba 30,61ba MIX 2,57a 97,63a 75,14a 5,23ba 19,63b

Dose 300 mL de biofertilizante Controle 1,56b 95,12a 43,16b 22,18a 34,66a A. scrobiculata 2,44a 98,23a 71,42a 8,27b 21,31a R. clarus 2,38a 98,24a 69,88a 5,54b 24,58a MIX 2,64a 97,71a 76,81a 4,62b 18,56a

Dose de 400 mL de biofertilizante Controle 1,35b 92,11b 38,57b 21,68a 39,75a A. scrobiculata 2,50a 97,12a 73,18a 4,70b 22,12b R. clarus 2,64a 98,0a 76,96a 4,91b 18,13b MIX 2,56a 97,20a 75,43a 5,34b 19,22b CV (%) 15,32 1,68 16,85 54,92 31,28 DMS 0,75 3,55 24,02 11,23 17,51 Letras iguais, minúsculas nas colunas dentro de cada tratamento micorrízico em função de diferentes doses do biofertilizante, não diferem entre si pelo teste de Tukey a 5% de probabilidade de erro. *Significativo. ns Não significativo.

58 6. DISCUSSÃO

6.1. Desenvolvimento e Produção do Quiabeiro

Analisando o conjunto de dados amostrados sobre desenvolvimento e produção do quiabeiro, verifica-se que as plantas dos tratamentos micorrizados, inoculadas com R. clarus, A.

scrobiculata e a mistura desses dois fungos, quando comparadas às do tratamento controle (sem inoculação) obtiveram maiores valores, o que significou maior crescimento e pleno desenvolvimento do cultivo.

As plantas não inoculadas com os FMAs não completaram seu ciclo produtivo no período experimental (150 dias) não produzindo flores ou frutos. Isso indica grande dependência micorrízica do quiabeiro, cujas plantas que se desenvolveram em solo esterilizado, sem inoculação com FMA’s (tratamento controle), não floriram e não frutificaram em nenhuma das doses do biofertilizante aplicado (0, 100, 200, 300 e 400 mL). Possivelmente, as aplicações do biofertilizante podem ter exercido efeito salino no solo e prejudicado o desenvolvimento das plantas do tratamento controle. A simbiose entre FMAs e plantas resulta na redução de prejuízos por fatores de estresse, como a salinidade (MUNIER-LAMY et al., 2007). A associação com FMAs permitem às plantas maior resistência ao estresse salino, por melhorarem a absorção de água e nutrientes (ASGHARI et al., 2005), o equilíbrio iônico (GIRI et al., 2007) e por protegerem a atividade de enzimas (RABIE & ALMADINI, 2005). A micorrização aumenta o conteúdo relativo de água, o potencial hídrico, a fotossíntese e a concentração de clorofila nas folhas de várias espécies de plantas em estresse salino (SANNAZZARO et al., 2006; COLLA et al., 2008; SHENG et al., 2008). Efeitos benéficos das micorrizas parecem estar associados à compartimentalização de sais nas raízes e/ou nas hifas fúngicas, armazenando-os e controlando a absorção e reduzindo o efeito deletério destes íons nas folhas das plantas (BUWALDA et al., 1983). A dependência do quiabeiro em relação aos FMAs foi, anteriormente, verificada por Olawuyi et al. (2012), sendo observado que o número médio de frutos produzidos por quiabeiro inoculado com FMAs foi maior do que o de plantas não micorrizadas. Berbara (1999) também observou que plantas de quiabo micorrizadas apresentaram maior desenvolvimento radicular e vegetativo, e maior produtividade do que os quiabeiros não micorrizados. A ausência dos frutos não é condição para a não produção, mas no período em que o experimento foi conduzido as plantas do tratamento controle não micorrizado e com as doses do biofertilizante não alcançaram desenvolvimento adequado para a produção de quiabos.

As plantas em simbiose com o fungo R. clarus e as que receberam a mistura das duas espécies de FMAs iniciaram produção de frutos cerca de 20 dias antes das plantas inoculadas com A. scrobiculata. Isso reforça o maior potencial do R. clarus sobre o Acaulospora

scrobiculata para simbiose e produção do quiabeiro.

A dose de 200 mL do biofertilizante por vaso quando associada à inoculação com a mistura (Mix) das espécies de FMAs (A. scrobiculata com R. clarus), promoveu os melhores resultados para o tamanho, diâmetro e peso fresco dos frutos e massa seca total da planta, ocorrendo redução desses valores quando aplicadas doses maiores, principalmente 400 mL de biofertilizante no vaso. Esse comportamento (descrito por equação quadrática) em plantas é esperado para experimentos que testam fertilizantes orgânicos e inorgânicos, como já averiguado

59 em hortaliças, por exemplo, na década de 1970, por Glumstove et al. (1975) que concluíram que com o aumento de doses de fertilizante mineral NPK houve redução no rendimento de pepino. Isso foi observado, também, no trabalho de Bamidele (2000) em que ocorreu um aumento na produção de pepino com aumento das taxas de NPK de 200 para 400 kg / ha. A ação benéfica de fertilizantes líquidos, inclusive em hortaliças, foi observada em trabalhos de Kannan e Tamilselvan (1990), Whapham et al., 1993 e Beckett e Staden (1989). Em quiabeiro, Thirumaran et al. (2009) concluíram que o uso de fertilizante líquido a base de algas marinhas apresentaram melhores resultados em todos os aspectos de crescimento e rendimento da planta.

Não houve grande variação dos dados de crescimento e produção do quiabeiro entre as doses do biofertilizante testadas nas plantas micorrizadas com pequenos ganhos observados, principalmente, na dose de 200 mL por vaso para as plantas inoculadas com a mistura dos FMAs. Maiores diferenças foram observadas somente quando comparados os dados de massa seca das plantas micorrizadas com a massa seca das não micorrizadas, as quais não responderam ao aumento das doses do biofertilizante. O número total de frutos produzidos, bem como a massa fresca, o diâmetro e comprimento médios dos frutos, indicaram a inoculação dos dois FMAs (A.

scrobiculata com R. clarus) como mais adequada para a produção do quiabeiro utilizando-se concomitantemente a dose de 200 mL por vaso do biofertilizante. Pode-se comparar esse resultado com o trabalho de Thirumaran (2009) que estabeleceu a concentração de 20% de adubo orgânico (biofertilizante de algas marinhas) como a de melhor resposta em termos de parte aérea e comprimento de raiz, número de raízes laterais e número de folhas do quiabeiro. Resultados semelhantes, com doses intermediárias de adubos orgânicos, foram observados para o cultivo do milho (STEPHENSON, 1974), da batata (BLUNDEN & WILDGOOSE, 1977) e para a cultura do quiabo (THIRUMARAN et. al., 2006) e do nabo forrageiro (THIRUMARAN et. al., 2007). Segundo Challen e Hemingway (1965) a promoção de crescimento está ligada a fatores como AIA e AIB (auxinas), giberelinas (A e B), micronutrientes e macronutrientes presentes nos adubos orgânico, enquanto que os efeitos de decréscimo do crescimento das plantas podem ser atribuídos, nas maiores concentrações de biofertilizantes, ao excesso de fitormônios, como citocininas (redução do tamanho de brotos, redução no tamanho das folhas, encurtamento dos entrenós, engrossamento exagerado dos caules e vitrificação), auxinas e giberelinas (impedem formação de raízes). O decréscimo do crescimento das plantas pode ser devido, também, à alta concentração de minerais presentes em adubos orgânicos que provocam salinidade no solo.

6.2. Nutrientes na Parte Aérea

Os resultados para os nutrientes extraídos pelas plantas mostraram um comportamento contrário do que aconteceu com os minerais no solo. Enquanto os teores dos minerais no solo reduziram-se nos tratamentos com inoculação de micorrizas, eles se elevaram nos tecidos vegetais, somando os teores da parte aérea e dos frutos do quiabeiro. Esse fato confirma a eficiência dos fungos micorrízicos na absorção e translocação dos nutrientes para a planta. À medida que o teor do nutriente diminuiu no solo, observou-se seu aumento na parte aérea da planta. Dados obtidos por Adewole e Ilesanmi (2011), mostraram que as concentrações de todos nutrientes na parte aérea do quiabeiro foram afetados significativamente pelos tratamentos com fertilizante orgânico e micorrizas, quando comparado com o controle. Os ácidos húmicos do

60 composto orgânico melhoram a absorção de nutrientes pelas plantas, aumentando a permeabilidade das membranas das células radiculares (VALDRIGHI et al., 1996). O caráter alcalino do biofertilizante (pH 7,4) também contribuiu para a evolução da absorção dos nutrientes pelas plantas, por reduzir a acidez do solo e permitir uma maior disponibilidade de nutrientes. Shaheen et al. (2007) concluíram que a aplicação de biofertilizantes em combinação com microrganismos em cultivo de quiabo promoveu melhores valores nutricionais nos tecidos das plantas em comparação com aplicação somente de fertilizante nitrogenado. A presença das micorrizas potencializaram a absorção dos nutrientes do biofertilizante pelas plantas, sendo que o N absorvido contribuiu para promover um melhor desenvolvimento da parte vegetativa das plantas, a produção de folhas, além de evitar a queda de frutos e garantir boa produção (OLAWUYI et al., 2010; SCHIPPERS, 2000) e a absorção do P possivelmente auxiliou na floração e formação de frutos (AKINSANMI, 1995).

Os maiores teores de P e Zn encontrados na parte aérea das plantas de quiabeiro inoculadas com A. scrobiculata, R. clarus e a mistura desses inóculos podem ser explicados pela atuação das hifas extradiculares dos FMAs que aumentam a área radicular explorada (micorrizosfera), promovendo a absorção desses nutrientes (LAMBERT et al. 1979; EL-SHAIKH e MOHAMMED, 2009) de baixa mobilidade no solo e que é transportado por difusão e interceptação radicular. Esses resultados são similares aos apresentados pelo experimento com quiabeiro realizado por Adewole e Ilesanmi (2011), em que a maior concentração de P na raiz de quiabeiros foi obtida com no tratamento micorrizado e foi significativamente maior do que as dos tratamentos não micorrizados.

O teor de Zn das plantas de quiabeiro micorrizadas variou significativamente e foi diferente em relação ao das plantas não micorrizadas. Esse fato também foi observado por Radziah et al. (2007) em seu trabalho com quiabeiro, onde a maior absorção de Zn foi observada no tratamento micorrízico, o qual apresentou uma média de 4,96 frutos por planta, enquanto o tratamento controle apresentou uma média de 1,51 frutos por planta. Nesse mesmo trabalho o rendimento e biomassa da planta também se destacaram.

Os teores dos nutrientes na planta apresentaram tendência de maiores valores na dose de 200 mL de fertilizante aplicado por vaso, aparentemente pelo estímulo à atividade das micorrizas de facilitar a absorção dos minerais em solos de baixa e média fertilidade. Aplicação de níveis elevados de minerais, principalmente o P (BOLAN et al., 1984), reduz a taxa de colonização micorrízica, sendo que seus benefícios em promover a nutrição da planta podem ser anulados. Para a maioria dos nutrientes analisados (P, K, Ca, Mg, Cu, Zn e B) os resultados apresentados pelas plantas não micorrizadas foram significativamente menores do que os das plantas micorrizadas, resultados semelhantes aos encontrados também em quiabeiros por Adewole e Ilesanmi (2011). Portanto, as micorrizas não potencializam apenas a absorção de P, Cu e Zn, mas também a absorção de outros nutrientes como o K, que foi encontrado em valores significativamente menores nas plantas sem inoculação. Esse efeito na absorção do K também foi observado por Tokeshi (2013) com a contribuição das micorrizas no aumento de produtividade devido ao equilíbrio nutricional gerado na planta.

Quiabeiros com R. clarus e com a mistura dos dois FMAs (Mix) tiveram menores teores de nutrientes na parte aérea quando comparadas às inoculadas com A. scrobiculata. Isso pode ser

61 explicado pelo fato de que aquelas produziram maior quantidade de frutos e, possivelmente translocaram mais nutrientes para essa produção. É importante ressaltar que as plantas do tratamento Mix foram as que produziram mais frutos e por isso apresentaram, ao final do ciclo, menores teores de minerais na parte aérea em relação aos outros tratamentos com inoculação. Adicionado a isso, por terem um desenvolvimento maior, apresentaram maiores perdas por queda natural de folhas durante o ciclo produtivo.

Em relação ao N na parte aérea, o tratamento controle não micorrizado apresentou os maiores teores em relação aos outros tratamentos. Isso pode, juntamente com outros fatores, ter causado um desequilíbrio fisiológico nas plantas que se desenvolveram em solo autoclavado (esterilizado) e sem inoculação. O excesso de nitrato pode ser acumulado em vacúolos, mas amônio em excesso é tóxico podendo, por exemplo, desacoplar a fotofosforilação oxidativa (SOUZA; CARVALHO, 2000). Segundo Salvador et al. (1999), a toxidez de N favorece o desaparecimento de outros nutrientes disponíveis para a planta, pois o excesso de um nutriente pode induzir a deficiência de outro. Deuner et al. (2008), verificaram que houve uma tendência a decréscimo na altura das plantas de milho quando a concentração de uréia aumentou, indicando que este pode ter sido um nível elevado ou tóxico de N, afentando negativamente a altura das plantas. Esses fatores, possivelmente, podem ter influenciado no crescimento reduzido e não floração dos quiabeiros do tratamento controle. O tratamento com Mix apresentou resultado significativamente menor que o resultado do tratamento com A. scrobiculata na dose de 200 mL de biofertilizante, mais um fato relacionado com a maior produtividade das plantas do tratamento Mix, maior crescimento visualizado no final do experimento e, consequentemente, maiores perdas com queda das folhas. A grande mobilidade do N permite que esse nutriente tenha tendência de se deslocar para as extremidades da planta, diluindo o nível de N. Por isso é sempre importante associar teor foliar do nutriente com crescimento e aspecto visual da planta, pois pode-se chegar a conclusões erradas a respeito desse nutriente, principalmente em lavouras com baixo crescimento (FAGUNDES et al., 2011).

6.3. Nutrientes no Fruto

A realização da análise de nutrientes dos frutos agregou ainda mais valor à pesquisa, determinando o nível nutricional dos quiabos de acordo com o tratamento aplicado. A ideia inicial foi a que os quiabos originados das plantas micorrizadas teriam um maior valor nutricional comparados aos quiabos das plantas não micorrizadas do tratamento controle. O que ocorreu foi ainda mais significativo em relação ao benefício dos fungos micorrízicos arbusculares, já que as plantas do tratamento controle não produziram frutos durante o período experimental.

Houve modificações nos teores de nutrientes dos quiabeiros inoculados com FMAs, nas diferentes doses aplicadas do biofertilizante, indicando que a qualidade nutricional dos quiabos pode ser influenciada pela aplicação de compostos orgânicos, como é o caso dos biofertilizantes. Isso também foi demonstrado em quiabeiros por Adewole e Ilesanmi (2011) e por Shaheen et al. (2007). Esses trabalhos demonstraram que é possível o cultivo e a produção de quiabo de boa qualidade em diversos solos fertilizados com compostos orgânicos.

62

No tratamento com R. clarus, possivelmente, ocorreu um consumo de luxo de Ca por parte das plantas desse tratamento, influenciado pela espécie de FMA e pela grande quantidade de Ca presente no biofertilizante aplicado. Com a dose zero obteve-se o maior teor de Ca no fruto que reduziu com a elevação das doses de biofertilizante. Altos teores de íons no solo podem induzir, na planta, absorção e consumo acima das necessidades (CASTRO, KLUGE & PERES, 2005). Com isso, o tratamento com A. scrobiculata proporcionou melhor resultado com aplicação de 187,1 mL de biofertilizante sem induzir nenhum tipo de consumo de luxo.

No teor de N no fruto não houve muita variação comparando os três tratamentos micorrízicos, que foram os únicos que produziram. Houve diferença significativa apenas na dose de 400 mL de biofertilizante. O teor de N das plantas dos tratamentos com A. scrobiculata e com o Mix foi significativamente superior ao teor das plantas do tratamento com R. clarus. As plantas com A. scrobiculata obtiveram frutos com maior teor de N. Isso provavelmente ocorreu devido a menor quantidade de frutos produzidos pelas plantas desse tratamento, concentrando uma maior quantidade de N nos poucos frutos concebidos. Visualmente, as plantas do tratamento com A.

scrobiculata foram as menores dentre os tratamentos que receberam inoculação. Fagundes et al. (2011), afirmaram que o efeito da diluição em maior ou menor massa de tecido vegetal, pode explicar a falta de correlação entre as doses de fertilizante aplicadas e os níveis do nutriente nos tecidos vegetais. A simples observação dos dados de análise de N no tecido vegetal pode levar a erros, quando não correlacionada com o crescimento e, provavelmente, com a produtividade das plantas (FAGUNDES et al., 2011).

No caso do Fe que não apresentou resultados, seu teor no fruto foi reduzido o suficiente para não ser detectado na análise pelo fato do fruto não ser, possivelmente, um dreno preferencial desse micronutriente. Galati et al. (2013), demonstraram acúmulo total de Fe em quiabeiro de 49,8 mg planta-1, sendo 18,2 mg nas folhas; 28,7 mg na haste e um valor reduzido de 2,9 mg de Fe nos frutos.

6.4. Colonização Micorrízica

As plantas de quiabeiro inoculadas com a mistura de FMAs tiveram percentual de colonização micorrízica que alcançou 100% das raízes finas, valor superior ao observado por Adewole e Ilesanmi (2011), que foi de 87,5% em raízes de quiabeiros micorrizados e submetidos a fertilização orgânica. O efeito das micorrizas na planta, na maioria das vezes, está positivamente correlacionado ao percentual de colonização das raízes (SHENG et al., 2004). A.

scrobiculata pode ser um FMA mais sensível aos elevados teores de minerais, principalmente o P, no solo em comparação ao R. clarus, o que foi observado quando se aplicaram as doses do biofertilizante. O possível fator que pode afetar a colonização das raízes é o teor de P, podendo diminuir a produção de esporos e formação de hifas (MENGE et al, 1978; BRUCE et al, 1994; De MIRANDA & HARRIS, 1994; LU et al, 1994; VALENTINE et al., 2001). Altos teores de P no tecido da raiz de plantas reduzem a secreção de moléculas de sinalização que são responsáveis pela ramificação de hifas (NAGAHASHI & DOUDS, 2000) e modificam os fosfolípidos das células que influenciam a permeabilidade da membrana e libertação do

63 composto de carbono que é essencial para a manutenção do FMA nas raízes (GRAHAM et al, 1981; SCHWAB et al., 1991).

Morfologicamente as micorrizas do quiabeiro aqui observadas apresentaram semelhança aos da série Arun, a qual predomina na maioria das angiospermas herbáceas (SMITH & SMITH, 1997). Nesse tipo micorrízico ocorre frequentemente arbúsculos bem desenvolvidos, os quais são as estruturas onde ocorre a troca de nutrientes entre o fungo e a planta (SMITH & READ, 1997a). Vesículas intracelulares, que são características da subordem Glomineae (MORTON et al, 1996) também foram observadas. Nessas vesículas ocorre o armazenamento de lipídios, fonte de reserva para desenvolvimento do fungo micorrízico (SMITH & READ, 1997b).

6.5. Nutrientes no Solo

Os resultados dos teores de nutrientes no solo comprovaram o benefício das diferentes doses do biofertilizante para a fertilidade do solo em comparação ao seu estado inicial de baixa fertilidade. Lalitha et al. (2000) e Ansari (2008a; b) afirmaram que, o uso de vermicomposto e lavagem de vermicomposto, foi altamente significativo para a melhoria das condições físicas e químicas do solo, podendo contribuir para aumento significativo de nitrogênio devido à presença de bactérias de fixação desse mineral no solo. A formulação do biofertilizante utilizado no presente trabalho contribuiu mais em promover um efeito residual maior para os macronutrientes ao contrário dos micronutrientes. Diferente disso, Ansari e Sukhraj (2010), trabalhando com quiabeiro, concluíram que o vermicomposto combinado com um biofertilizante originado da lavagem do vermicomposto contribuíram mais para os teores de micronutrientes no solo.

Os teores de P, K e Cu foram influenciados pelo efeito sinérgico das micorrizas e das doses do biofertilizante, apresentando diferenças entre o tratamento controle e os tratamentos micorrízicos. A maior eficiência foi vista na mistura (Mix) das espécies, com maior absorção de nutrientes do solo em comparação aos outros tratamentos. Certamente, foi o R. clarus que mais beneficiou a planta no tratamento na mistura das espécies, já que foi observado baixa eficiência do fungo micorrízico A. scrobiculata em relação ao R. clarus na absorção de nutrientes, principalmente em relação ao P e K. Isso confirma a superioridade da espécie de FMA R. clarus na adaptação às raízes do quiabeiro, com um estabelecimento mais eficiente da simbiose. Para o teor de P e Cu, as figuras 14 e 16 mostraram para os tratamentos controle e Mix uma redução dos teores desses nutrientes de 0 até a dose de 100 mL de biofertilizante, fato que pode ser explicado, possivelmente, pelo processo de adaptação das plantas às condições impostas. O mesmo ocorreu com o R. clarus no caso do teor de K no solo. O demais nutrientes não foram influenciados pela interação dos fatores. Houve diferenças significativas nos teores de macro e micronutrientes, principalmente para Ca e Mg que aumentaram à medida que se aplicou mais biofertilizante, o que contribuiu para elevar a soma das bases e reduzir a atividade do Al. O tratamento controle apresentou maiores teores de minerais no solo em relação aos outros tratamentos, pela ausência de FMAs e, conseqüentemente, pela menor extração de nutrientes do solo. A ação das micorrizas pode ajudar a reduzir aplicação de fertilizantes no solo, principalmente de fontes inorgânicas. Grandes quantidades de fósforo, por exemplo, podem estar presentes no solo mas podem não está disponíveis para as plantas por não estarem na forma solúvel. A ação das micorrizas pode

64 aumentar a disponibilidade de fósforo inorgânico para as plantas (SUNDERARAO & SINHA, 1963; VERMA & MATHUR, 1989).

Menores teores de micronutrientes foram observados no solo que recebeu inoculação com R. clarus. Isso ocorreu pelo fato dessa espécie de micorriza ter promovido uma maior absorção dos micronutrientes pelo quiabeiro. Um exemplo disso foi o que ocorreu com o Fe, onde os teores no solo foram significativamente maiores no tratamento controle em relação ao tratamento com R. clarus. O teor de Fe no fruto foi tão reduzido que não foi detectado na análise nutricional, possivelmente, por essa estrutura do quiabeiro não ser o dreno principal desse nutriente. Sendo assim, o resultado significativo do teor de Fe no solo do tratamento com R.

clarus deve-se apenas pelo efeito isolado dessa espécie na compatibilidade e absorção desse nutriente.

Em relação ao pH do solo, foi observada elevação com a aplicação do biofertilizante, melhorando assim a disponibilidade dos macronutrientes nitrogênio, fósforo, potássio, cálcio, magnésio e enxofre e do micronutriente boro. A possibilidade das micorrizas contribuírem para melhoria do pH do solo, pode ser explicada pelas substâncias orgânicas que elas liberam no meio, como a glomalina. Isso foi constatado, também, em trabalho realizado por Olawuyi et al. (2012), onde o pH saiu de 5,70 no solo pré-plantio para 6,29 nos tratamentos micorrízicos, maiores que os tratamentos que apenas utilizaram o fertilizante organomineral. O mesmo foi relatado por Ansari e Sukhraj (2010) em relação à contribuição da adubação orgânica com vermicomposto para aumento do pH do solo.

O biofertilizante reduziu a atividade do Al nos solos cultivados, diminuindo a acidez provocada pelo H + Al. Os materiais húmicos complexos, de alto peso molecular (ácidos húmicos e fúlvicos) e os compostos bioquímicos de baixo peso molecular, como ácidos orgânicos, fenóis, ácidos fenólicos e sideróforos (HAYNES & MOKOLOBATE, 2001) são os possíveis agentes da redução da atividade do Al. Estes formam complexos de estabilidade variada com formas de Al monomérico, perdendo sua toxicidade para as plantas (KINRAIDE, 1991). Espécies amorfas de Al complexado, devido ao seu grande tamanho, não podem permear os poros da parede celular nem ser absorvidas como tais (ROSSIELLO & NETTO, 2006). Maiores doses de biofertilizante significam elevadas adições de cátions na solução do solo, provocando a ação efetiva dos íons divalentes, especificamente o Ca+2 e o Mg+2, na redução da atividade do Al+3 por mecanismos eletrostáticos. Esses cátions contribuem para o aumento da força iônica e uma forte competição com o Al+3 pelos sítios eletronegativos, implicando em menor ligação do Al+3 na superfície da membrana plasmática e na parede celular (KINRAIDE, 1993, 1998a). Esse é um efeito similar ao que ocorre com o H+. Apenas na dose de 200 mL de biofertilizante houve diferença significativa, com os teores de Al do tratamento Mix significativamente inferiores aos tratamentos com A. scrobiculata e R. clarus, mostrando um melhor resultado.

Os maiores teores de Al foram observados em todos os tratamentos nas doses de 0 mL e 100 mL de biofertilizante por vaso (Tabela 9), ou seja, havia quantidade considerável de Al no solo e a aplicação crescente de biofertilizante contribuiu para a redução de sua atividade. Na dose de 200 mL o tratamento controle já apresenou 0 cmolc/dm³ de Al, enquanto os tratamentos micorrízicos permaneceram com certa atividade desse elemento, com o resultado do tratamento

65 com R. clarus significativamente superior ao tratamento Mix e o controle. A partir dessa dose, a atividade do Al foi totalmente anulada em todos os tratamento, mostrando a eficiência do biofertilizante em reduzir a acidez do solo provocada pelo efeito tóxico do Al. Na dose de 200 mL o solo do tratamento controle apresentou valor nulo para Al pelo fato da aplicação do biofertilizante e também porque as plantas não desenvolveram o bastante para extrair do solo os nutrientes adicionados e que competiam com o Al pelos sítios de adsorção. Já as plantas dos tratamentos micorrízicos desenvolveram o suficiente para extrairem nutrientes do solo e aumentarem, assim, a necessidade de aplicação de mais biofertilizante para diminuir a atividade tóxica do Al. O fator determinante para o bom desenvolvimento das plantas e a produção de frutos foi a presença das micorrizas potencializando a absorção dos nutrientes pela planta através da simbiose. O não desenvolvimento e falta de produção de frutos no tratamento controle sem inoculação pode ser atribuído à toxicidade do Al somado a outros fatores negativos, como o excesso de N na parte aérea das plantas, causando um desequilíbrio fisiológico, a baixa relação Ca/Mg de 1,09, sendo que o ideal é 3, o efeito salino da proporção acima de 5,2% de K na CTC do solo e o próprio fato do solo ter sido esterilizado antes do cultivo (ausência da microbiota). A absorção do Mg e do Ca, por exemplo, é competitiva e o excesso de um desses elementos resulta na diminuição na absorção do outro (EPSTEIN, 1975), resultando quedas no crescimento e na produção (ROSOLEM et al., 1984).

Para as análises de Saturação por Bases (V%) e Saturação por Alumínio (m%), somente houve diferença significativa da dose de 200 mL de biofertilizante aplicado por vaso. No caso do valor “V”, o tratamento com R. clarus foi significativamente inferior aos tratamentos Mix e controle, com o Mix apresentando o melhor resultado. Com o aumento da saturação por bases, foram acrescentadas quantidades maiores de Ca e Mg ao solo. Como consequência, ocorreram aumentos no crescimento das plantas e maior produção de massa seca total. Estes resultados se assemelham aos de Arantes (1983) e Carmello (1989). Para o valor “m”, o tratamento controle foi significativamente inferior aos tratamentos com R. clarus e A. scrobiculata, e não apresentou diferença significativa em relação ao tratamento Mix, que apresentou o melhor resultado dentre os tratamentos micorrízicos. A redução da saturação por alumínio foi muito importante para caracterizar a aplicação do biofertilizante como favorável a um bom condicionamento da química do solo. Quanto maior a saturação por alumínio, maior é a acidez presente no solo e menor o rendimento agrícola (DIAS et al., 1999).

Para o teor de MO no solo ao final do experimento, ocorreram diferenças significativas entre os tratamentos micorrízicos e o tratamento controle não micorrizado. O tratamento com A.

scrobiculata proporcionou os melhores teores de matéria orgânica no solo, com resultados bastante significativos. Na dose de 400 mL o tratamento controle foi significativamente superior ao tratamento Mix, que apresentou os menores resultados. O tratamento com R. clarus não apresentou diferença significativa entre o Mix e o tratamento controle, sendo que esses três tratamentos foram significativamente inferiores ao tratamento com A. scrobiculata, este apresentou o maior teor de MO no solo. No modelo convencional de recomendação de adubação, a matéria orgânica é vista como condicionador de solo (GUIMARÃES et al., 1999), mas os adubos orgânicos contribuem ainda, principalmente com a reciclagem de nutrientes e aumento da sustentabilidade no agroecossistema (ARAÚJO et al., 2008). Entretanto, a adubação com apenas uma fonte orgânica pode não ser suficiente para atender todas as necessidades de determinada

66 cultura (CERVELLINI et al., 1994, 1995), necessitando de complementação com outros adubos orgânicos ou inorgânicos que devem ser associados (LIMA et al., 2002). Soragy et al. (1998), observaram produtividades iguais entre cafeeiros em sistemas convencional e orgânico, utilizando, no sistema orgânico, diversos tipos de adubos orgânicos e minerais permitidos. Em café orgânico, comparado com sistemas em transição e convencional, Theodoro et al. (2003) observaram melhorias nas diversas características do solo em relação ao sistema convencional. Além disso, a matéria orgânica libera seus nutrientes aos poucos, podendo se prolongar durante anos (ARAÚJO et al., 2008).

Na atabela 10, foi realizada comparação das condições da fertilidade do solo inicial com as condições da fertilidade do solo após o cultivo dos quiabeiros inoculados com os FMAs ou não (controle) e submetidos a dose de 200 mL de biofertilizante aplicado por vaso, a qual apresentou os melhores resultados para a produção do quiabeiro. Houve aumento significativo de pH em relação ao solo inicial, como também aumento dos teores de P, K, Ca, Mg, MO, Cu e Zn. Observou-se redução significativa de Al e de H+Al nos solos com FMAs e o solo do tratamento controle não micorrizado em relação ao solo inicial. A adubação orgânica através do biofertilizante contribuiu, significativamente, para elevar a soma de bases trocáveis (SB), a capacidade de troca catiônica (CTC) e a saturação por bases da CTC (V%), além de reduzir a saturação por alumínio (m%). Estes benefícios foram semelhantes aos obtidos com a aplicação de composto de lixo urbano em solos de diferentes regiões do Brasil em experimento realizado por Abreu Júnior et al. (2001), que promoveu a elevação dos teores de cátions trocáveis, da capacidade de troca de cátions e da saturação por bases. Na relação Ca/Mg dos solos ao final do experimento (Tabela 10), observou-se distanciamento da faixa adequada de 3-5 em todos os solos cultivados (SOUZA & LOBATO, 2004). Na relação Ca/K, resultados foram mais próximos da faixa adequada de 15-25 no tratamento inoculado com o Mix, enquanto que para a relação Mg/K os tratamentos controle e com A. scrobiculata se apresentaram na faixa adequada de 5-15 (SOUZA & LOBATO, 2004).

6.6. Agregados do Solo

A ideia inicial foi de que os agregados do solo seriam maiores e mais estáveis nos tratamentos micorrízicos em comparação com o tratamento controle e que o biofertilizante não influenciaria positivamente na agregação do solo. Com a distribuição das classes de agregados, observaram-se melhores resultados para as amostras dos tratamentos com inoculação das micorrizas, que apresentaram agregados maiores do que os analisados nas amostras do tratamento controle não micorrizado. Isso ocorreu, possivelmente, porque as micorrizas contribuem para uma boa agregação do solo quando liberam substâncias orgânicas no meio conhecidas no conjunto como glomalina. A glomalina é uma glicoproteína hidrofóbica exsudada pelo micélio externo das micorrizas (LEAKE et al., 2004). É provável que ela tenha impacto sobre a construção de nichos ao promover a agregação do solo e sua estruturação, com consequente redução dos processos erosivos. Brady (1989) acredita que a agregação do solo, ou seja, a forma em que as partículas e poros que nele se distribuem, é influenciada pela biota, além da influência da atividade de cargas superficiais em um contexto de secagem e umedecimento do solo.

67

Quanto maior os agregados dentro da distribuição das classes, ou seja, quanto mais agregados na classe entre 4,76 a 2 mm, melhor e mais estruturado é o solo. Além de maiores, os agregados precisam possuir uma boa estabilidade para permanecerem firmes quando expostos às adversidades do meio. As melhores características foram encontradas nos resultados do tratamento com o Mix das espécies de micorrizas, com os agregados apresentando o maior diâmetro médio ponderado e maior índice de estabilidade de agregados. Em estudos realizados em um gradiente de textura e classes de solos, comprovou-se que existe estreita e positiva correlação entre estabilidade de agregados e quantidade de glomalina produzida por FMAs no solo (WRIGHT & UPADHYAYA, 1998).

Em relação à análise de macroagregados, ocorreu um fato interessante em que a maior diferença entre os tratamentos micorrízicos e o tratamento controle foi observada nos solos que receberam 400 mL do biofertilizante, comparando com os resultados das outras doses. Isso explica o porque do biofertilizante não ter contribuído para a agregação do solo. Observou-se que na ausência de micorrizas, no tratamento controle, quanto maior a dose do fertilizante orgânico menor era o DMP, o IEA e a proporção de Macroagregados. A presença das micorrizas ameniza esse efeito por parte do fertilizante orgânico. Maiores doses de biofertilizante significam elevadas adições de cátions no solo, saturando o complexo de troca e aumentando a espessura da dupla camada difusa. Nessas condições, os agregados são pouco estáveis pela ocorrência de forças de repulsão entre as partículas do solo, provocadas por cargas elétricas de mesmo sinal provenientes dos cátions adicionados com o biofertilizante, causando o fenômeno de dispersão de partículas do solo. Os fenômenos de dispersão e floculação são importantes na estabilidade dos agregados dos solos e de suas propriedades físico-hídricas, sobretudo em regiões de clima tropical (ALLEONI et al., 2009). As micorrizas contribuem para a atração entre as partículas do solo. Sua ação sobre a agregação e estabilidade dos agregados do solo, provavelmente ocorre por dois mecanismos. Um físico, com hifas extra-radiculares envolvendo e enovelando partículas minerais e orgânicas do solo, e outro quelante, graças à ação de glomalinas (BERBARA et al., 2006).

68 7. CONCLUSÃO

Houve influência da interação biofertilizante e inoculação micorrízica sobre o crescimento e nutrição do quiabeiro, mas não sobre a produção dos frutos, a qual foi influenciada exclusivamente pelas espécies de FMAs inoculadas. O uso do biofertilizante concomitantemente à inoculação com FMAs proporcionaram melhorias nos atributos químicos e físicos do solo.

O tratamento com a mistura de FMAs (Mix) apresentou a maior quantidade de frutos, com uma média de 3 frutos por planta, maior tamanho, diâmetro e massa fresca do fruto na faixa entre 170,5 mL e 278,88 mL de biofertilizante aplicado por vaso. Também apresentou maior massa seca total na dose de 161,34 mL.

Os FMAs contribuíram para maior absorção de nutrientes, principalmente o P, Zn e o B, os quais receberam influência da interação entre as doses de biofertilizante e os FMAs. O tratamento com A. scrobiculata apresentou os melhores resultados para os teores de nutrientes na parte aérea com doses na faixa entre 0 mL 325,43 mL.

Apenas as plantas dos tratamentos micorrízicos produziram frutos, sendo o tratamento com A. scrobiculata o que apresentou os melhores resultados para os teores de nutrientes nos frutos mediante doses menores que as dos tratamentos com R. clarus e com o Mix, na faixa entre 100 mL e 187,1 mL de biofertilizante aplicado por vaso.

O aumento nas doses do biofertilizante aplicado por vaso contribuíram para a elevação do pH, da soma das bases trocáveis, saturação por bases na CTC, redução da saturação por alumínio, melhorando significativamente a fertilidade do solo. O tratamento controle apresentou os maiores teores de nutrientes no solo, já que as plantas não desenvolveram e não extraíram grandes quantidades de nutrientes. Sendo assim, o tratamento com A. scrobiculata proporcionou os melhores resultados, principalmente em relação a MO.

A inoculação com os FMAs influenciou positivamente na agregação do solo, aumentando o DMP, IEA e a proporção de Macroagregados.

A aplicação do biofertilizante elevou o grau de colonização micorrízica R. clarus e da mistura de espécies de FMAs, o qual teve 100% de colonização na dose de 234,65 mL. Por outro lado o biofertilizante reduziu o grau de colonização de A. scrobiculata em quiabeiro.

A inoculação conjunta das duas espécies de FMAs (A. scrobiculata e R. clarus) apresentou o maior grau de colonização das raízes do quiabeiro, proporcionou maior produção de frutos e maior agregação do solo. A inoculação com A. scrobiculata contribuiu para elevar os teores de nutrientes no solo, na planta e no fruto. A dose mais indicada de biofertilizante em termos de custo/benefício foi a de 200 mL de biofertilizante aplicado por vaso.

Os resultados reforçaram o grande benefício da diversidade de espécies de FMAs para a produção agrícola, pelo fato de cada espécie contribuir em determinado aspecto da simbiose, como ocorreu com a mistura das espécies, onde o A. scrobiculata influenciou na qualidade do solo, nutrição da planta e do fruto, e o R. clarus influenciou na colonização e produção de frutos.

69 8. REFERÊNCIAS BIBLIOGRÁFICAS

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