frequência da infecção por toxoplasma gondii em ... · frequência da infecção por toxoplasma...
TRANSCRIPT
UNIVERSIDADE FEDERAL DO RIO GRANDE DO NORTE
CENTRO DE BIOCIÊNCIAS
PROGRAMA DE PÓS-GRADUAÇÃO EM CIÊNCIAS BIOLÓGICAS
MESTRADO EM CIÊNCIAS BIOLÓGICAS
Frequência da infecção por Toxoplasma gondii em galinhas caipira e frangos de corte em regiões dos Estados do Rio Grande do Norte e Paraíba
MARIA CECÍLIA FARIAS DOS SANTOS
NATAL
2012
MARIA CECÍLIA FARIAS DOS SANTOS
Frequência da infecção por Toxoplasma gondii em galinhas caipiras e frangos de corte em regiões dos estados do Rio Grande do Norte e Paraíba
Dissertação apresentada ao Programa de Pós-Graduação em Ciências Biológicas do Centro de Biociências da Universidade Federal do Rio Grande do Norte, como requisito parcial para obtenção do título de Mestre em Ciências Biológicas – Área de concentração em Biodiversidade
Orientador: Prof. Dr. Valter Ferreira de Andrade Neto
NATAL
2012
À minha família,
base de tudo.
Dedico.
Não sei se a vida é curta ou longa para nós, mas sei que nada do que vivemos tem sentido,
se não tocarmos o coração das pessoas. Muitas vezes basta ser: colo que acolhe, braço que envolve,
palavra que conforta, silêncio que respeita, alegria que contagia, lágrima que corre, olhar que acaricia, desejo que sacia, amor que promove.
E isso não é coisa de outro mundo, é o que dá sentido à vida. É o que faz com que ela não seja nem curta, nem longa demais,
mas que seja intensa, verdadeira, pura enquanto durar. Feliz aquele que transfere o que sabe e aprende o que ensina.
Cora Coralina
AGRADECIMENTOS À Deus, pelo dom da vida, por me amparar nos momentos difíceis e sempre iluminar os meus passos.
Aos meus pais, Sebastião e Maria, por não medirem esforços para que essa meta fosse alcançada. Nas suas palavras e gestos de apoio, encontrei o alento necessário para não baixar a cabeça frente às dificuldades que surgiram no percurso. Essa vitória é nossa. Muito obrigada por tudo!
À minha querida irmã Maria Teresa, pelo amor e carinho. Que este trabalho sirva de incentivo para que você perceba que com esforço e dedicação, os objetivos profissionais são alcançados.
Ao meu namorado, Marcio Costa, pelo apoio incondicional e incentivo em todas as minhas decisões, mesmo a quilômetros de distância. Obrigada por vibrar com as minhas vitórias e suportar, pacientemente, meus momentos de bipolaridade.
A todos os meus queridos familiares, cujo incentivo, apoio e carinho sempre se fizeram presentes.
Ao meu orientador, prof. Valter Andrade, por ter me recebido em seu laboratório sem ao menos me conhecer. Obrigada pelos ensinamentos, pela confiança e incentivo, pela ajuda nunca negada e por acreditar no meu potencial, que eu mesma não sabia possuir.
Ao técnico Edson Santana, pela ajuda nas coletas e por se fazer sempre presente nos momentos em que precisei, seja para uma conversa sincera, um puxão de orelha ou um incentivo nas horas difíceis. Muito obrigada pela amizade tão valiosa.
Ao prof. Dr. Ricardo Vítor, pela receptividade com que me acolheu no Laboratório de Toxoplasmose da UFMG, pelas contribuições valiosas ao trabalho e atenção dedicada a mim no período em que permaneci em Belo Horizonte.
À querida Rosálida Nazar, pela ajuda com as técnicas sorológicas e por todo o apoio e carinho concedidos durante a minha estadia em Belo Horizonte.
Aos alunos do Laboratório de Toxoplasmose do ICB/UFMG: Alice, Anderson, Breno, Carlos, Carol, Júlia, Letícia, Mariana e Renata, pela companhia e receptividade mineira.
À amiga Milena Clementino, por toda a ajuda concedida durante o mestrado. Você foi imprescindível para que eu conseguisse alcançar esse objetivo.
À secretária do PPgCB, Louise da Mata, e às estagiárias Juliana e Liege, por resolverem de forma solícita os pequenos problemas burocráticos, e por sempre me receberem tão bem quando precisava desabafar ou tagarelar nos momentos de folga.
Aos colegas da turma de mestrado e, em especial, às minhas queridas amigas Danielle, Érika e Gracielle, por todos os momentos agradáveis compartilhados juntas e por sempre poder contar com vocês nos momentos em que precisei.
A todos os colegas do LABMAT: Aline, Andrea, Bruno, Camila, Claudio Bruno, Ganilson, Joelma, José, Juliete, Luis, Marianne, Norma, Raquel, Samira, Thatiany, Thales, Valber, Valéria e Ywlliane.
Ao querido amigo Carlos Eduardo (Cajuzinho), pela amizade tão especial e que se fez tão presente na minha vida ao longo desse tempo em Natal. Sempre lembrarei com carinho dos momentos de descontração, programas de índio e conversas que compartilhamos juntos.
À companheira de apê, Lisianne Rabello, pela agradável convivência, deliciosa comida, e por aturar minhas baguncinhas e pedidos fora de hora.
Ao amigo Andrew Douglas, pelos conselhos e sugestões, e por sempre me mostrar, mesmo indiretamente, a necessidade de aproveitar os momentos da vida com intensidade.
A todos os meus amigos de Campina Grande, pelo incentivo e torcida; em especial a todos da Biodiversidade em Simbiose, espalhados em cada canto do país – o sucesso de vocês me impulsiona a seguir cada vez mais longe.
Ao meu irmão Helder, minha cunhada Sinara e meus sobrinhos Antônio Neto e Maria Eliane, por todo o apoio concedido quando cheguei a Natal e pelo tempo que aí permaneci. Obrigada pelas caronas, hospitalidade e pelos momentos nostálgicos nas brincadeiras e tarefas escolares. Sei que posso contar com vocês sempre que precisar.
À prima Conceição e toda sua família, pelo apoio e atenção durante esses dois anos e por sempre me receber calorosamente em sua casa para os deliciosos almoços de fim de semana.
À Wagner, da Viação Nordeste, que, apesar do péssimo serviço prestado pela empresa, sempre intermediou com atenção e bom humor minhas tão aguardadas viagens à Campina Grande.
Aos pequenos proprietários rurais que confiaram no nosso trabalho e abriram as portas das suas casas para nos receber de forma tão acolhedora. Muito mais do que amostras para a pesquisa, vocês ofereceram lições de simplicidade e gentileza que levarei por toda a vida.
A todos os que viabilizaram, direta ou indiretamente, as viagens e coletas de campo, e possibilitaram a realização desse trabalho.
Aos membros da banca de apresentação do projeto e exame de qualificação, professores Dra. Maria de Fátima Ximenes, Dr. Josélio Galvão, Dra. Cecília Holanda e Dra. Valéria Farias, pelas críticas e sugestões valiosas.
À Luanda, do laboratório de Imunologia Clínica, à prof. Edna, do Departamento de Análises Clínicas e Toxicológicas, à prof. Selma Jerônimo, do Departamento de Bioquímica, e à Freire,
do laboratório de Imunogenética, por gentilmente cederem e viabilizarem o uso do microscópio de fluorescência para leitura das lâminas da RIFI.
À técnica Rízia Maria, pela ajuda concedida.
À Universidade Federal do Rio Grande do Norte e ao Programa de Pós-Graduação em Ciências Biológicas, pela oportunidade de realização do curso de mestrado.
Aos professores do curso de Pós-Graduação em Ciências Biológicas, pelos ensinamentos compartilhados.
Ao galinho Mary Lou, por sua curta vida dedicada à ciência.
Ao bom e velho hard rock, pelos momentos de inspiração.
À CAPES, pelo apoio financeiro.
E, por fim, a todos que direta ou indiretamente contribuíram para a realização deste trabalho.
Fundamental é mesmo o amor. É impossível ser feliz sozinho.
Tom Jobim
ÍNDICE
RESUMO............................................................................................................................... ABSTRACT ......................................................................................................................... LISTA DE TABELAS ......................................................................................................... LISTA DE FIGURAS ......................................................................................................... LISTA DE ABREVIATURAS E SIGLAS ........................................................................... 1. INTRODUÇÃO ............................................................................................................... 1.1. Biologia e transmissão de Toxoplasma gondii................................................................ 1.2. Aspectos epidemiológicos da toxoplasmose em humanos.............................................. 1.3. Toxoplasmose em aves, com ênfase na infecção em Gallus gallus domesticus............... 1.4. Diagnóstico da toxoplasmose.......................................................................................... 1.5. Produção avícola – situação das criações de frangos de corte e galinhas no Brasil......... 2. OBJETIVOS ..................................................................................................................... 2.1. Objetivo geral...................................................................................................................... 2.2. Objetivos específicos....................................................................................................... 3. MATERIAL E MÉTODOS ................................................................................................ 3.1. Caracterização da área de estudo..................................................................................... 3.2. Marco amostral................................................................................................................... 3.3. Obtenção e processamento das amostras.............................................................................. 3.4. Questionários................................................................................................................... 3.5. Testes sorológicos para a detecção de anticorpos IgG anti-Toxoplasma gondii................. 3.5.1. Teste de Hemaglutinação Indireta (HAI)..................................................................... 3.5.2. Reação de Imunofluorescência Indireta (RIFI).............................................................. 3.5.3. Reação Imunoenzimática (ELISA)............................................................................... 3.5.3.1. Preparo do antígeno..................................................................................................... 3.5.3.2. Execução da técnica................................................................................................. 3.6. Análise estatística.............................................................................................................. 4. RESULTADOS.................................................................................................................. 4.1. Padronização do ELISA.................................................................................................. 4.2. Características populacionais da amostra estudada........................................................ 4.3. Determinação da soroprevalência da toxoplasmose aviária nas regiões estudadas......... 4.4. Características físicas das propriedades rurais avaliadas................................................... 4.5. Comparação entre as técnicas sorológicas........................................................................ 5. DISCUSSÃO.................................................................................................................... 6. CONCLUSÕES................................................................................................................... REFERÊNCIAS..................................................................................................................... ANEXO ................................................................................................................................... Questionário para monitoramento das criações extensivas..........................................................
viii ix x xi xii 13 13 16 17 22 24 27 27 27 28 28 29 31 32 32 32 33 35 35 35 37 38 38 38 39 43 43 46 59 60 77 78
viii
RESUMO
A toxoplasmose é uma zoonose causada pelo Toxoplasma gondii, protozoário que tem
distribuição geográfica cosmopolita e pouca especificidade parasitária. Comumente de curso
benigno e autolimitante, a infecção pode manifestar-se de forma sistêmica grave, tornando-se
gravíssima em fetos e pacientes com imunodepressão. Galinhas domésticas são consideradas
um dos mais importantes hospedeiros na epidemiologia da toxoplasmose, uma vez que são
potenciais fontes de infecção para humanos, além de desempenharem o papel de importantes
indicadores da contaminação ambiental por oocistos de T. gondii. Neste trabalho, estudou-se a
frequência da infecção pelo protozoário em galináceos de diferentes sistemas de criação
provenientes de mesorregiões dos estados do Rio Grande do Norte e Paraíba, tanto frangos de
corte de granjas comerciais (200/PB), como galinhas caipira de pequenas propriedades rurais
(322/RN e PB). Foram padronizadas técnicas de RIFI e ELISA para a detecção de anticorpos
séricos específicos nas amostras sanguíneas das aves, e foi utilizado kit comercial para
determinação dessa prevalência pelo HAI. Não foi observada infecção por T. gondii em
nenhuma das amostras de frango de corte analisada, indicando que particularidades do manejo
intensivo limitam as chances de infecção para esses animais. Entre as galinhas caipira, a
frequência de anticorpos IgG anti-T. gondii diagnosticada pelas técnicas de HAI, RIFI e
ELISA foi, respectivamente, 3,73% (12/322), 37,88% (122/322) e 40,37% (130/322),
analisando animais jovens e adultos. Das amostras soropositivas pela RIFI, 33 (27,05%)
foram reagentes na diluição 1:16; em 1:32, 31 (25,41%); em 1:64, 24 (19,67%); 15 (12,29%)
em 1:128 e 19 apresentaram titulação maior ou igual a 1:256 (15,57%). A avaliação da
presença de anticorpos anti-T. gondii deve ser criteriosa, sendo que os reagentes do HAI
forneceram resultados erráticos nesta medida, para a espécie estudada, sugerindo a
necessidade de padronização própria dos kits para diagnóstico antes do uso em estudos
epidemiológicos em espécies animais. Por outro lado, a concordância substancial observada
entre as técnicas RIFI e ELISA (Kappa = 0,62) capacita estas metodologias como técnicas
eficazes no diagnóstico da infecção pelo protozoário em galináceos. A alta frequência de
anticorpos específicos observada entre as aves da região estudada atenta para o risco potencial
de transmissão da toxoplasmose para o homem.
Palavras-chave: toxoplasmose, testes sorológicos, soroprevalência, Gallus gallus domesticus
ix
ABSTRACT
Toxoplasmosis is a zoonosis caused by Toxoplasma gondii, a protozoan that has a
cosmopolitan geographic distribution and low host specificity. Usually a benign and self-
limiting, infection can manifest itself in a severe systemic becoming overwhelming in fetuses
and patients with immunosuppression. Domestic fowl are considered one of the most
important hosts in the epidemiology of toxoplasmosis, since they are potential sources of
infection for humans, in addition to playing the role of important indicators of environmental
contamination by oocysts of T. gondii. We studied the prevalence of infection by the
protozoan in chickens of different breeding systems mesoregions from the states of Rio
Grande do Norte and Paraiba: broilers from commercial farms (200/PB) and free-range
chickens of small farms (322/RN and PB). Were standardized IFAT and ELISA techniques
for detecting specific antibodies in blood samples of birds, and commercial kit was used to
determine the prevalence by IHAT. There was no seropositive reaction by T. gondii in the
samples of broilers tested, indicating that the particularities of intensive management limit the
chances of infection for these animals. Among the hens, the frequency of IgG anti-T. gondii
diagnosed by the techniques of IHAT, IFAT and ELISA, respectively, were 3.73% (12/322),
37.88% (122/322) and 40.37% (130/322), for both young and adult animals. Amongst the
seropositive samples by IFAT, 33 (27.05%) were positive at a dilution of 1:16, in 1:32, 31
(25.41%), in 1:64, 24 (19.67%), 15 (12.29%) in 1:128, and 19 presented titer greater than or
equal to 1:256 (15.57%). The evaluation of the presence of anti-T. gondii should be careful,
and reagents IHAT provided erratic results in this measure for the specie studied. This
suggests the need for own standardization of the kit before the use in epidemiological studies
in animal species. On the other hand, substantial agreement observed between IFAT and
ELISA techniques (Kappa = 0.62) enables these methods as effective methodologies for the
diagnosis of toxoplasmosis in chickens. The high prevalence of specific antibodies among
poultry in the region studied attempts to the potential risk of transmission of toxoplasmosis to
humans.
Keywords: toxoplasmosis, serological tests, seroprevalence, Gallus gallus domesticus.
x
LISTA DE TABELAS
Frequência de galinhas soropositivas para Toxoplasma gondii através de diferentes técnicas sorológicas e total de animais avaliados em vários estudos epidemiológicos realizados no Brasil...................................................................................................................
Frequência de anticorpos anti-Toxoplasma gondii em soros de galinhas caipira naturalmente infectadas, estratificada de acordo com o município de origem de cada amostra......................................................................................................................................
Frequência de anticorpos anti-Toxoplasma gondii em soros de galinhas caipira naturalmente infectadas, estratificada de acordo com a mesorregião de origem de cada amostra......................................................................................................................................
Frequência de anticorpos anti-Toxoplasma gondii em soros de galinhas caipira naturalmente infectadas, estratificada de acordo com o estado de origem de cada amostra......................................................................................................................................
Frequência de anticorpos anti-Toxoplasma gondii em soros de galinhas caipira naturalmente infectadas, estratificada de acordo com a idade e o gênero de cada animal......
Titulação de anticorpos anti-Toxoplasma gondii e sua porcentagem, em soros de galinhas caipira naturalmente infectadas e reagentes pela RIFI, distribuídos de acordo com o município de coleta...................................................................................................................
Características das pequenas propriedades rurais avaliadas, em relação às instalações e práticas de manejo nas criações extensivas de galinhas domésticas, e sua ocorrência..................................................................................................................................
Avaliação da concordância observada, copositividade, conegatividade e do índice Kappa entre as técnicas sorológicas RIFI e ELISA em 322 soros de galinhas caipira..
TABELA 1
TABELA 2
TABELA 3
TABELA 4
TABELA 5
TABELA 6
TABELA 7
TABELA 8
20
39
40
40
41
42
44
45
xi
LISTA DE FIGURAS
Ciclo de vida evidenciando as fases e o modo de transmissão do Toxoplasma gondii. As imagens a, b e c correspodem, respectivamente, a: oocisto não esporulado, vacúolo com oito parasitos haplóides e cisto tecidual no cérebro de um camundongo.........................
Mapa do Estado do Rio Grande do Norte com suas Mesorregiões, mostrando, em destaque, a distribuição geográfica dos municípios potiguares alvo do estudo.................
Mapa do Estado da Paraíba com suas Mesorregiões, mostrando, em destaque, a distribuição geográfica dos municípios paraibanos alvo do estudo.........................................
Distribuição dos tipos climáticos, temperatura média, precipitação anual e umidade relativa na área territorial dos Estados do Rio Grande do Norte e Paraíba. A pesquisa de anticorpos anti-T. gondii em galinhas caipira ocorreu nos municípios em destaque..........
Padrões de fluorescência utilizados para a interpretação dos resultados da RIFI: a. (+) amostra reagente, b. (–) amostra não reagente, com ausência de fluorescência, c. (– ap.) amostra não reagente, com fluorescência apical......................................................................
Determinação da concentração ótima de conjugado (1:4000, 1:8000 e 1:12000) e diluição de soros (1:50, 1:100 e 1:200) para a utilização no ELISA.......................................
Dados representativos dos valores de índice de reatividade (IR) de cada amostra de galinha caipira adulta avaliada, pelo ELISA, agrupados de acordo com as amostras positivas ou negativas pela RIFI. Os pontos em vermelho representam as amostras positivas detectadas pelo HAI................................................................................................................
Análise de correspondência entre amostras de galinhas caipira positivas e negativas, de acordo com o município de origem e a técnica sorológica empregada. Amostras positivas e negativas estão representadas pelos símbolos (+) e (●), respectivamente..............
FIGURA 1
FIGURA 2
FIGURA 3
FIGURA 4
FIGURA 5
FIGURA 6
FIGURA 7
FIGURA 8
13
30
30
31
34 38
42
45
xii
LISTA DE ABREVIATURAS E SIGLAS
AIDS - Síndrome da imunodeficiência adquirida DT - Dye test: teste do corante ELISA - Enzyme Linked Immunosorbent Assay: teste imunoenzimático g - giros HIV - vírus da imunodeficiência humana HAI - Teste de hemaglutinação indireta H2O2 - Água oxigenada H2SO4 - Ácido sulfúrico IC - Intervalo de confiança ICB - Instituto de Ciências Biológicas IgG - Imunoglobulina G IgM - Imunoglobulina M IR - Índice de reatividade LAT - Teste de aglutinação em látex M - molar MAD - Teste de aglutinação direta MAT - Teste de aglutinação modificado mL - mililitro mm - milímetro PBS - Solução de fosfato tamponada PBS-T - Solução de fosfato tamponada Tween 20 RIFI - Reação de Imunofluorescência Indireta SST - solução salina contendo Tween 20 a 0,05% µg - micrograma µL - microlitro
13
1 INTRODUÇÃO
1.1 Biologia e transmissão de Toxoplasma gondii
A toxoplasmose é uma antropozoonose causada pelo protozoário Toxoplasma gondii,
parasito intracelular obrigatório pertencente ao Filo Apicomplexa, Classe Sporozoea, Sub-
classe Coccidia, Ordem Eucoccidiida, Sub-ordem Eimeriina, Familia Sarcocystidae e Sub-
familia Toxoplasmatinae (LEVINE et al., 1980). Trata-se de um protozoário com capacidade
de infectar células nucleadas de uma ampla variedade de mamíferos e aves, além de culturas
primárias de células de peixes e insetos (MINEO; KASPER, 1994). Apresenta uma
distribuição geográfica cosmopolita, com altas taxas de infecção em humanos. Estima-se que
um terço da população mundial já tenha sido exposto a T. gondii (LIESENFELD, 2002).
A primeira descrição da espécie foi realizada por Alfonso Splendore (1909 apud COX,
2002) em 1908 no Brasil, que relatou a presença do protozoário parasitando coelhos de
laboratório. No mesmo ano, os parasitologistas franceses Charles Nicolle e Louis Hebert
Manceaux (1908 apud COX, 2002) o isolaram de um roedor africano (Ctenodactylus gondii),
no Instituto Pasteur da Tunísia. Inicialmente denominado Leishmania gondii, por sua
similaridade com protozoários do gênero Leishmania, a adequação de sua nomenclatura só
ocorreu no ano seguinte (Nicolle e Manceaux, 1909).
O ciclo biológico de T. gondii foi somente elucidado após mais de 50 anos do primeiro
relato do seu encontro. No final da década de 1960, a análise do material fecal de gatos
possibilitou a descoberta de uma forma evolutiva do protozoário, capaz de induzir a infecção
de outros mamíferos e aves através da sua ingestão. Seu ciclo coccidiano foi elucidado na
década de 1970, quando foram encontrados estágios sexuais de T. gondii no intestino delgado
de gatos (FRENKEL et al., 1970; DUBEY; BEATTIE, 1988). Atualmente, sabe-se que seu
ciclo de vida é dividido entre infecções felinas e não-felinas, que estão correlacionadas com
replicação sexuada e assexuada, respectivamente (BLACK; BOOTHROYD, 2000).
Trata-se, portanto, de um parasito com ciclo de vida heteroxeno facultativo, no qual os
animais da família Felidae são os únicos que atuam como hospedeiros definitivos, enquanto
que demais animais homeotérmicos comportam-se como os seus hospedeiros intermediários.
Todos estão susceptíveis à infecção por T. gondii por meio dos três estágios infectivos do
protozoário: taquizoíto, bradizoíto (em cistos teciduais) e esporozoíto (no interior de oocistos)
(DUBEY, 1986).
14
Na fase assexuada da infecção, após a ingestão pelo hospedeiro, a parede externa de
cistos ou oocistos é rompida pela ação de enzimas proteolíticas e as formas infectantes
(bradizoítos ou esporozoítos) são liberadas no lúmen intestinal (TENTER et al., 2000). No
intestino, elas penetram ativamente nas células epiteliais iniciando a multiplicação do parasito
por endodiogenia, originando os taquizoítos. A célula hospedeira é lisada quando não mais
suporta as sucessivas divisões do protozoário (DUBEY et al., 1998). O parasito é, então,
disseminado no organismo do hospedeiro via circulação sanguínea e linfática. A taxa de
invasão e crescimento dos taquizoítos é variável de acordo com a virulência da cepa de T.
gondii envolvida na infecção (APPLEFORD; SMITH, 1997). Esse período inicial caracteriza
a fase aguda da infecção. Com o desenvolvimento da imunidade, o hospedeiro inicia uma
resposta que atua diretamente sobre a multiplicação dos taquizoítos, os quais passam a
dividir-se mais lentamente, sendo então denominados de bradizoítos (FRENKEL, 1988).
Inicia-se, desta forma, uma segunda fase de multiplicação do parasito, que resulta na
formação de cistos teciduais e no estabelecimento de uma infecção crônica. Estes cistos são
encontrados em tecido neural e muscular, principalmente em cérebro, olhos, músculos
esqueléticos e cardíacos, podendo também se desenvolver em vísceras, incluindo pulmão,
fígado e rins (DUBEY, 1986). Segundo Dubey e colaboradores (1998), apesar de a fase
crônica persistir por toda a vida do hospedeiro, os cistos teciduais podem romper-se
periodicamente, com invasão de novas células e formação de novos cistos.
A fase sexuada de desenvolvimento do parasito ocorre no intestino delgado dos
hospedeiros definitivos. Quando há a ingestão de bradizoítos ou oocistos por um felino, os
taquizoítos ou esporozoítos liberados destas formas infectantes penetram nas células epiteliais
do intestino delgado e se multiplicam de forma eficiente por meio de numerosos ciclos
sexuais e assexuais (DUBEY, 2008; BLACK; BLOOTHROYD, 2000). O ciclo enteroepitelial
da reprodução sexuada origina esquizontes que liberam merozoítos, que por sua vez originam
as formas sexuadas denominadas gametócitos. Os gametócitos dão origem aos gametas
masculinos, que são móveis e flagelados, e saem da célula hospedeira para fecundar os
gametas femininos, também formados a partir dos gametócitos, que permanecem no interior
da célula. Após a fecundação, ocorre a formação do zigoto que é envolto por uma parede
resistente originando o oocisto (DUBEY, 1986). O oocisto não esporulado é liberado junto
com as fezes para o meio ambiente. Em contato com a atmosfera ocorre a esporogonia e o
oocisto se torna infectante, contendo dois esporocistos, cada um com quatro esporozoítos.
Esta etapa ocorre em um período de 1 a 5 dias após a excreção, dependendo das condições
15
ambientais (DUBEY, 1986). O modelo esquemático do ciclo biológico de T. gondii pode ser
observado na Figura 1.
Figura 1. Ciclo de vida evidenciando as fases e o modo de transmissão de Toxoplasma gondii. As imagens a, b e c correspodem, respectivamente, a: oocisto não esporulado, vacúolo com oito parasitos haplóides e cisto tecidual no cérebro de um camundongo. Fonte: Coura (2005); Sibley; Ajioka (2008).
As vias primárias de transmissão de T. gondii são três, todas com importância
epidemiológica: (1) horizontal, através da ingestão de oocistos esporulados no ambiente; (2)
horizontal, mediante a ingestão de cistos teciduais contidos em carne crua ou mal cozida; e (3)
vertical, pela transmissão transplacentária por taquizoítos (TENTER et al., 2000). A infecção
pode ocorrer, também, por outros meios de transmissão, como ingestão de leite cru,
transplante de órgãos, transfusão sanguínea ou, ainda, acidentes laboratoriais (HILL;
DUBEY, 2002).
Normalmente, T. gondii parasita o hospedeiro sem produzir sinais clínicos, contudo, em
alguns casos, o protozoário pode causar doença grave, principalmente quando ocorre a
transmissão congênita e em reativação de infecções latentes em indivíduos imunossuprimidos.
A infecção primária na gestação tem sido responsabilizada pela ocorrência de abortos,
debilidade e mortalidade neonatal, tanto no homem como em outros animais, sendo essa uma
16
das principais causas de perda em rebanhos de animais de produção (DUBEY et al., 1980;
DUBEY; BEATTIE, 1988; FREYRE et al., 1999; DUNCANSON et al., 2001;
WEISSMANN, 2003). Em indivíduos imunossuprimidos, essa parasitose tem sido relatada
como séria infecção oportunista e, atualmente, é considerada re-emergente. Estima-se que
25% dos indivíduos que apresentam co-infecção HIV/T. gondii desenvolvem toxoplasmose
encefálica (TENTER et al., 2000; BOPHALE, 2003; GROSS et al., 2004).
1.2 Aspectos epidemiológicos da toxoplasmose em humanos
A infecção por T. gondii encontra-se amplamente disseminada entre os seres humanos
nas diversas regiões do mundo. Estima-se que nos Estados Unidos e no Reino Unido a
prevalência da infecção atinja percentuais entre 16% e 40% da população, enquanto que nas
Américas Central e do Sul e Europa continental esse índice pode ser ainda superior, variando
entre 50% e 80% (HILL; DUBEY, 2002). No Brasil, o parasito infecta cerca de 60% da
população adulta (GUIMARÃES et al., 1993). Em algumas áreas, essa predominância
sorológica pode variar, de 50% a 80% da população. Vários inquéritos realizados no Brasil
reafirmam essa alta prevalência do indivíduo sororreagente (FOCACCIA et al., 1982).
Em estudo realizado na cidade de Recife, no Estado de Pernambuco, foi encontrada
uma prevalência de anticorpos anti-T. gondii de 79% em doadores de sangue (COELHO et al.,
2003). Da mesma forma, em um estudo realizado no Estado de Minas Gerais foi encontrada
uma soroprevalência próxima a 50% nos 499 indivíduos envolvidos (PORTELA et al., 2004).
Além destes, foram conduzidos exames sorológicos para a detecção da imunoglobulina anti-T.
gondii em grupos da população de Fortaleza (CE), encontrando 22,8% de soropositividade
entre pré-escolares, e 58,4% e 71,5% em estudantes e puérperas, respectivamente (REY;
RAMALHO, 1999). Avaliando a prevalência da infecção em gestantes do município de Natal
(RN), Barbosa et al. (2009) constataram que 66,3% das 190 grávidas participantes do estudo
eram sororreagentes para T. gondii.
Essas discrepâncias observadas na soroprevalência desta infecção relacionam-se a
fatores geográficos, climáticos, ocupacionais e hábitos alimentares (TENTER et al., 2000;
CONTRERAS et al., 1996; FOCCACIA et al., 1982). É importante ressaltar que os crescentes
níveis de soropositividade que ocorrem com o aumento da idade e com o baixo status
socioeconômico dos indivíduos são características relevantes na epidemiologia da
toxoplasmose (TENTER et al., 2000; SOUZA et al., 1987). Deste modo, conhecer as
particularidades do cotidiano, do comportamento, bem como as práticas culturais de uma
17
população é essencial e vital para compreender a distribuição da toxoplasmose entre seus
moradores (CAVALCANTE et al., 2006).
Além dos fatores supracitados, a variabilidade da frequência da infecção também pode
estar ligada à procedência urbana ou rural da população-alvo (CONTRERAS et al., 1996),
sobretudo devido à existência de fatores associados à infecção intrínsecos ao ambiente rural, o
que pode resultar em elevadas prevalências sorológicas nessas populações humanas. A alta
migração populacional e as modificações ambientais importantes, principalmente em
assentamentos rurais, bem como o contato frequente com fontes de infecção e hábitos
culturais dessas populações intensificam a hipótese de que ambientes rurais podem se tornar
áreas de importância epidemiológica para T. gondii (GARCIA; NAVARRO, 1995;
MARQUES et al., 2009).
Diversos estudos reinteram o fato de que a toxoplasmose tem se mostrado relevante no
meio rural, em populações humanas. Levantamentos epidemiológicos têm evidenciado
prevalências altas de anticorpos nesse ambiente, variando de 66% a 79,4% (BARROS et al.,
1993; GARCIA; NAVARRO, 1995; CAVALCANTE et al., 2006; MARQUES et al., 2009).
Essa elevada taxa de infecção em humanos pode estar diretamente relacionada à infecção em
animais de produção e/ou domésticos, com os quais é comum uma relação estreita em
comunidades rurais. Já foi relatada uma correlação entre a existência de títulos positivos de
anticorpos para T. gondii em soro de seres humanos e cães, sugerindo uma via de transmissão
comum para ambas as espécies, em função dos hábitos alimentares carnívoros (ULON;
MARDER, 1990; GARCIA et al., 1999).
De um modo geral, a alta infectividade de T. gondii, demonstrada pelos dados
epidemiológicos de prevalência da infecção, contrasta com a sua baixa patogenicidade,
considerando-se a abrangência cosmopolita da toxoplasmose em relação à ocorrência de casos
clínicos graves. A existência de numerosas cepas de diferentes graus de virulência isoladas de
humanos e animais infectados também deve ser observada (AMATO NETO et al., 1982).
1.3 Toxoplasmose em aves, com ênfase na infecção em Gallus gallus domesticus
A natureza versátil de T. gondii tem sido bem documentada (DRESSEN, 1990). Quase
todas as espécies de animais são susceptíveis à infecção pelo protozoário e existem variadas
taxas de soropositividade e sinais clínicos de toxoplasmose em diferentes hospedeiros
(DUBEY; BEATTIE, 1988). Diversas espécies de aves domésticas e silvestres apresentam
evidência sorológica positiva para T. gondii, a exemplo de anseriformes (patos),
18
accipitriformes (gaviões, abrutes, urubus e falcões), galiformes (perdizes, faisões, perus e
galinhas), gruiformes (carquejas), charadriiformes (gaivotas e andorinhas), columbiformes
(pombos e rolas), strigiformes (corujas) e passeriformes (pardais) (DUBEY, 2002).
A infecção de aves por T. gondii tem sido observada desde 1911, quando parasitos
semelhantes ao Toxoplasma foram observados por Carini (1911) em lâminas preparadas a
partir de fígado e baço de um pombo. Inicialmente, esses parasitos encontrados em aves
foram denominados de T. columbae (YAKIMOFF; KOHL-YAKIMOFF, 1912), T. avium
(MARULLAZ, 1913), T. fulicae (DE MELLO, 1935), de acordo com o hospedeiro
comprometido. Posteriormente, Levine (1977) designou todas as espécies de Toxoplasma que
acometiam aves como sinônimos de T. gondii.
Estudos sorológicos em aves e isolamento de T. gondii a partir de tecidos de aves por
bioensaios em camundongos e gatos têm sido relatados em diversos países. Essas aves são
oriundas de zoológicos (LITERAK et al., 1992; ZHANG et al., 2000; DUBEY et al., 2001;
DUBEY et al., 2009), criatórios particulares (DUBEY et al., 2004c; DUBEY et al., 2007c;
LEITE et al., 2007) e aves de vida livre (DUBEY et al., 1992; QUIST et al., 1995; WORK et
al., 2000; DUBEY et al., 2003b). Algumas espécies de aves são resistentes à infecção por T.
gondii, porém outras podem desenvolver sintomatologia da doença. Em 2000, dois gansos
foram a óbito por toxoplasmose disseminada, apresentando cistos do parasito em fígado, baço
e ureter, além de lesões significativas em outros órgãos (DUBEY et al., 2001). Taquizoítos de
T. gondii foram encontrados, através de imunohistoquímica, no miocárdio de uma águia, que
veio a óbito por miocardite necrosante (SZABO et al., 2004). Pombos naturalmente infectados
com T. gondii apresentaram quadros clínicos de anorexia, prostração e emagrecimento,
culminando em convulsões e morte (CARINI, 1911).
Outro aspecto importante relacionado à prevalência da infecção pelo protozoário em aves
é o papel que esses animais desempenham na transmissão de T. gondii aos carnívoros,
comportando-se como reservatórios da doença. Deste modo, galinhas domésticas (Gallus
gallus domesticus) podem desempenhar um papel importante na epidemiologia da
toxoplasmose. Vários estudos (CAMARGO et al., 1995; CAVALCANTI et al., 2006;
DUBEY et al., 2003d; DUBEY et al., 2006a) indicam o papel dessas aves como fonte de
infecção direta para humanos, em especial aqueles que mantêm contato estreito com as
criações domésticas, uma vez que essa relação pode estar associada ao aumento da
oportunidade de adquirir a infecção por meio de consumo da carne e/ou ovos parasitados.
Essa espécie também assume importância significativa no ciclo de vida de T. gondii, uma vez
19
que é considerada, juntamente com outras aves e pequenos roedores, importante fonte de
cistos desses protozoários para os gatos domésticos, devido ao hábito predatório desses
felinos (DUBEY; FRENKEL, 1998).
O interesse na detecção da prevalência de infecção por T. gondii em galinhas domésticas
está relacionado, do mesmo modo, à contaminação ambiental. Estes animais têm o hábito de
se alimentar diretamente do solo e o resultado dessa atividade seria sua infecção pela ingestão
de oocistos esporulados. As galinhas caipiras usualmente se alimentam de restos de comida
fornecida pelos próprios criadores e também têm hábito de predar, eventualmente, pequenos
roedores, ocasião pela qual podem se infectar por cistos teciduais. Em conjunto, essas
características comportamentais, aliada a alta susceptibilidade desse hospedeiro ao
protozoário, tornam esses animais importantes indicadores epidemiológicos do agente no
meio ambiente (DEVADA et al., 1998). Dessa forma, galinhas domésticas são utilizadas
como animais sentinelas em regiões de alta prevalência de infecção humana (DA SILVA et
al., 2003).
Estudos sobre infecções por T. gondii em galinhas têm recebido grande atenção em
diversas regiões do mundo, incluindo o Brasil (DUBEY, 2010). Diversos trabalhos têm
relatado a soroprevalência para o parasito nessas aves em diferentes continentes (DUBEY et
al., 2003a,b,c,d,e; SREEKUMAR et al., 2003; DUBEY et al., 2004a; DUBEY et al., 2008).
No Brasil, galinhas soropositivas para T. gondii têm sido observadas em diferentes regiões do
país, conforme sumarizado na Tabela 1.
20
ESTADO BRASILEIRO Nº DE AVES AVALIADAS
MÉTODO DE DIAGNÓSTICO A
PONTO DE CORTE
FREQUÊNCIA DE INFECÇÃO
REFERÊNCIA
Amazonas 17 HAI 1:16 41,2% Ferraroni; Marzochi (1980)
Pará 34 MAT 1:10 58,8% Dubey et al. (2007)b
Pará* 300 MAT 1:5 0,33% Barbosa (2007)
Rondônia 50 MAT 1:5 66% Dubey et al. (2006)a
Pernambuco
(Fernando de Noronha) 50 MAT 1:5 84% Dubey et al. (2010)
Bahia 200 RIFI 1:16 25% Costa et al. (2008)
Bahia+ 200 RIFI 1:16 3% Costa et al. (2008)
Estados nordestinos (MA,
CE, RN, PE, AL, SE, BA) 152 MAT 1:5 53,3% de Oliveira et al. (2009)
Mato Grosso do Sul 195 MAD 1:25 22,8% Marques et al. (2009)
Mato Grosso do Sul 40 MAT 1:5 67,5% Silveira (2009)
Espírito Santo 510 MAT 1:5 38,8% Beltrame et al. (2012)
Espírito Santo 510 HAI 1:16 40,4% Beltrame et al. (2012)
Minas Gerais 28 RIFI 1:16 53,6% Brandão et al. (2006)
Minas Gerais* 50 RIFI 1:16 0 Brandão et al. (2006)
Rio de Janeiro 198 MAT 1:10 65,1% da Silva et al. (2003)
Rio de Janeiro 316 RIFI 1:16 47,8% Bonna et al. (2006)
Rio de Janeiro 88 RIFI 1:16 70,5% Boechat et al. (2011)
São Paulo 82 MAT 1:10 40,2% Dubey et al. (2002)
São Paulo* 182 ELISA 1:100 0 Meireles et al. (2003)
Paraná 40 MAT 1:5 40% Dubey et al. (2003)d
Paraná 155 RIFI 1:16 10,3% Garcia et al. (2000)
Santa Catarina 128 HAI 1:64 17,1% Perdoncini et al. (2010)
Santa Catarina* 41 HAI não informado 4,8% Frigotto et al. (2011)
Rio Grande do Sul 50 MAT 1:10 38% Dubey et al. (2007)b
Rio Grande do Sul* 500 HAI 1:64 2,8% Araújo et al. (1989)
Tabela 1. Frequência de galinhas soropositivas para Toxoplasma gondii através de diferentes técnicas sorológicas e total de animais avaliados em vários estudos epidemiológicos realizados no Brasil
*frangos de corte de granjas comerciais +galinhas poedeiras de granjas comerciais A MAT: teste de aglutinação modificado / HAI: teste de hemaglutinação indireta / RIFI: reação de imunofluorescência indireta / MAD: teste de aglutinação direta
21
O papel das criações de galinhas em escala industrial na transmissão toxoplásmica para
humanos é de pequena importância, devido ao sistema de criação ser rápido e não permitir o
contato com felinos, porém, contrasta com a criação doméstica em pequena escala, em que as
aves permanecem durante anos convivendo no mesmo ecossistema (ARAUJO et al., 1989;
LITERAK; HEJLICEK, 1993). Embora frangos criados em sistema intensivo aparentemente
não ofereçam grandes riscos para a contaminação humana pela ingestão de cistos teciduais de
T. gondii, é importante a adoção de investigação sorológica em frangos criados em “fundo de
quintal” ou em escala industrial como medida preventiva contra o risco de contaminação
(BARBOSA, 2007).
A infecção por T. gondii em galinhas domésticas desperta interesse em outras áreas,
envolvendo aspectos clínicos e econômicos. Assim como em outras espécies de aves, a
sintomatologia da toxoplasmose em galinhas naturalmente infectadas varia de total abstenção
de sinais clínicos a sintomas como: febre, espasmos, paralisia, cegueira e morte (ERICHSEN;
HARBOE, 1953). Em um estudo com galinhas poedeiras e pombas experimentalmente
infectadas com o parasito, Biancifiori et al. (1986) observaram a suspensão temporária da
postura e morte de embriões, durante as duas primeiras semanas pós-inoculação, e sinais
clínicos como diarreia, incoordenação, espasmos, hepatomegalia, esplenomegalia, cegueira e
altas taxas de mortalidade. A ocorrência de diarreia grave em galinhas experimentalmente
infectadas também foi relatada por Bonapaz (2010). Como sugerem os autores, a morte e
atrofia de neurônios do sistema nervoso entérico das aves podem estar envolvidas no
desenvolvimento desse sinal clínico, seja pela ação direta do protozoário ou indiretamente
pela modulação de mediadores químicos atuando na resposta imune à infecção. Foi
observada, ainda, a presença de infiltrados inflamatórios na túnica mucosa, o que pode ser
considerada um processo chave na contenção do parasito (BLISS et al., 2001).
Em infecções experimentais com T. gondii em frangos de corte, foram isolados cistos
do parasita em vários órgãos, mesmo esses animais não apresentando nenhum sinal clínico de
toxoplasmose. Neste trabalho, o autor alerta sobre a real possibilidade de transmissão desse
agente para o homem, pela presença de cistos no coração e musculatura esquelética
(KANETO et al., 1997). Da mesma forma, Dubey et al. (1993)b, através de inoculações
experimentais de T. gondii em galinhas, observaram a formação de cistos teciduais em
cérebro, coração e musculatura esquelética, bem como confirmaram que estas aves podem
desenvolver anticorpos específicos para T. gondii.
22
1.4 Diagnóstico da toxoplasmose
O diagnóstico laboratorial da toxoplasmose é necessário e adquire grande importância, na
medida em que a doença pode se manifestar nas mais variadas formas e situações, e com
quadros clínicos que podem facilmente ser confundidos com outras enfermidades infecciosas,
dificultando a tomada de medidas específicas de tratamento e controle (VIDOTTO et al.,
1992; CANTOS et al., 2000).
A demonstração da presença de T. gondii no hospedeiro, ou o isolamento dos parasitos
mediante inoculação do material suspeito em animais de laboratório, constituem as principais
técnicas parasitológicas de diagnóstico (REY, 2001). Entretanto, tais técnicas apresentam
sérias limitações, como diferença na susceptibilidade dos animais a diferentes cepas e
necessidade de longo tempo para confirmação do diagnóstico, além de dificuldades técnicas
impedindo sua ampla aplicação, como o alto custo. Devido às limitações e dificuldades
inerentes às técnicas parasitárias, os métodos sorológicos são os mais comumente utilizados
para o diagnóstico da infecção por T. gondii (VITALIANO, 2007).
T. gondii estimula uma forte e persistente resposta humoral em todos os hospedeiros, seja
nos casos de infecção assintomática ou na presença de manifestações clínicas (FRENKEL et
al., 1991). A pesquisa de anticorpos específicos, portanto, constitui um meio eficiente de
diagnóstico. Como resposta à infecção, anticorpos da classe IgM são preponderantes no início
da resposta imune à maioria dos antígenos, dando lugar a IgG, a medida que a resposta se
torna mais efetiva (GOODMAN, 1991).
Diversos testes sorológicos têm sido propostos para determinar a presença desses
anticorpos no homem e em diversas espécies animais (TENTER et al., 2000). A primeira
reação desenvolvida para detectar anticorpos específicos anti-T. gondii foi a de Sabin-
Feldman, ou o clássico teste do corante (dye test), criada em 1948. Recentemente ainda é
considerado um teste de referência para a toxoplasmose, com taxas altas de sensibilidade e
especificidade para humanos (REITER-OWONA et al., 1999). Entretanto, o uso deste teste
em aves não é aconselhável pelo fato de ocorrência de falsos negativos (RUIZ; FRENKEL,
1980). Atualmente esse método está em desuso, pela maior sensibilidade de outros testes
sorológicos de mais fácil execução e de aplicabilidade mais generalizada, em como a reação
de imunofluorescência indireta (REITER-OWONA et al., 1999).
A reação de hemaglutinação indireta (HAI) foi descrita pela primeira vez para a detecção
da toxoplasmose por Jacobs e Lund (1957) como uma técnica que revela constituintes
citoplasmáticos de origem protéica. Trata-se de um teste de simples execução, o qual fornece
23
resultados em curto prazo e de custo reduzido (MAROBIN et al., 2004). É capaz de avaliar
anticorpos que persistem por anos, mas aparecem mais tardiamente, por esse motivo não é
indicada para diagnóstico de toxoplasmose aguda, mas sim como triagem da infecção.
Apresenta alta sensibilidade e facilidade na execução e, portanto, é considerado um excelente
método de diagnóstico (FIALHO; ARAÚJO, 2002). Tem sido muito utilizada em estudos
epidemiológicos em diversas espécies de animais domésticos e de produção como suínos,
caprinos, ovinos, cães e gatos (SILVA et al., 2002; FIALHO; ARAÚJO, 2003), além de ser
amplamente utilizada em aves silvestres (PARENTI et al., 1986; GHORBANI et al., 1990;
MUSHI et al., 2001; MAROBIN et al., 2004).
O teste de aglutinação modificado (MAT) foi considerado por diversos autores como uma
técnica sorológica de alta sensibilidade e especificidade, capaz de detectar maiores títulos de
anticorpos para T. gondii que outros testes sorológicos, como dye test, aglutinação em látex e
hemaglutinação indireta (DESMONTS; REMINGTON, 1980; DUBEY; THULLIEZ, 1989).
É amplamente utilizado na detecção de infecção por T. gondii em diversas espécies de
animais silvestres, bem como em galinhas domésticas (KIRKPATRICK et al., 1990;
VALENTINI et al., 2004; PATITUCCI et al., 2006; SILVA et al., 2007; DUBEY, 2010).
Com o advento de técnicas de marcação de antígenos e anticorpos, as reações de
imunofluorescência indireta (RIFI) e imunoenzimática (ELISA) assumiram importante papel
no diagnóstico da infecção por T. gondii, principalmente com a possibilidade de se determinar
anticorpos de vários isotipos diferentes em função do conjugado utilizado (CAMARGO et al.,
1978). A RIFI é uma técnica de aceitação mundial, já que pode ser utilizada para
diagnósticos, inquéritos e levantamentos epidemiológicos por ter alta sensibilidade e ser de
fácil realização. Apresenta como inconveniente a necessidade de utilizar um microscópio de
epi-fluorescência (SILVA et al., 2002).
As reações imunoenzimáticas são provavelmente as mais utilizadas atualmente em
ensaios imunológicos e têm sido consideradas altamente sensíveis como os métodos
sorológicos. ELISA (Enzyme Linked Immunosorbent Assay), introduzido por VOLLER et al.
(1976), baseia-se na reação de soros testes com antígenos, mediante sensibilização de placas
de microtitulação. O anticorpo ligado é demonstrado pela adição de anti-imunoglobulina
marcada com enzima seguido por ensaio da reação da enzima que reage com seu substrato.
Esta técnica além de apresentar alta sensibilidade e especificidade, possibilita trabalhar com
quantidades variadas de amostras. A maior desvantagem do ELISA é a necessidade de
espectrofotômetro de placa para leitura objetiva da reação (VITALIANO, 2007).
24
Dubey et al. (1993a,c; 1994a,b; 1995) examinaram soros de aves de diferentes espécies
por diferentes técnicas sorológicas: MAT, LAT (teste de aglutinação em látex), DT (dye test),
ELISA, RIFI e HAI. Foram realizadas coletas de amostras sorológicas das aves antes e após
terem sido infectadas por oocistos de T. gondii. Observaram que anticorpos anti-T. gondii não
foram detectados pelo DT em nenhuma das espécies de aves utilizadas. HAI e LAT foram
inferiores ao MAT, o qual detectou mais precocemente os anticorpos e com mais altos títulos.
ELISA mostrou-se eficaz na detecção de anticorpos de perus e galinhas, não tendo sido
testado em outras aves e RIFI também mostrou bons resultados em soros de aves galináceas.
1.5 Produção avícola – situação das criações de frangos de corte e galinhas no Brasil
A produção e o consumo de carne de frango no Brasil têm aumentado consideravelmente
ao longo dos últimos 40 anos, favorecidos pela aceitação, por parte do mercado consumidor,
de uma proteína animal mais acessível, atributo fundamental no momento da compra. Tal
característica, aliada às qualidades nutricionais da carne de aves e sua diversificada oferta,
contribui para uma maior expansão em mais segmentos de mercado. Como conseqüência,
estima-se que o aumento da importância do setor e seus respectivos lucros impulsionem,
ainda mais, o crescimento da produção avícola, dada a ótima relação preço/qualidade/produto
saudável (LIMA, 2008).
O sistema de produção avícola brasileiro destaca-se como um dos maiores no mundo, em
produção de carne de frango. No primeiro semestre de 2011, o Brasil faturou US$ 3,7 bilhões
com o envio do produto ao exterior, contabilizando um aumento de 29,9% relativo ao período
homólogo de 2010. A demanda do mercado externo foi acompanhada por um crescimento no
consumo interno, registrado em 46 kg per capita durante os seis primeiros meses de 2011.
Com base nesses dados, a expectativa para dados de produção no mesmo ano foi de 13
milhões de toneladas de carne de frango no Brasil, consolidando o país como o terceiro maior
produtor no mundo, no setor avícola (ABABEF, 2011).
O avanço da atividade no setor agropecuarista no país permitiu um desenvolvimento da
produção avícola em todo o território brasileiro. Inicialmente concentrada nas regiões Sul e
Sudeste, atualmente a produção vem se expandindo não só para as regiões fornecedoras de
matéria-prima, como também para as regiões consumidoras, o que explica em parte o seu
crescimento na região Nordeste.
A avicultura nordestina apresentou, em 2005, uma produção de 703,6 mil toneladas,
concentrada em três principais Estados: Pernambuco, Bahia e Ceará. Nos Estados do Rio
25
Grande do Norte e Paraíba, observou-se uma produção, no mesmo ano, de 26.718 e 44.987
toneladas, respectivamente, o que corresponde a aproximadamente 10% do total produzido na
região (ABABEF, 2011). Conquanto a avicultura nesses últimos Estados não se tenha ainda
adentrado ao mercado externo, já se constitui em importante fonte geradora de renda e de
emprego.
Em contrapartida ao sucesso da produção avícola industrial, a alta competitividade entre
grandes empresas (como reflexo da globalização da economia) e a produção intensiva de
frangos de corte contribuíram para o surgimento de novas tendências no consumo de carne de
aves. Observa-se uma forte demanda por carnes oriundas de sistemas de produção que
garantam a segurança alimentar (alimentação livre de gorduras animais, antibióticos e
promotores de crescimento) ou que se preocupem com o bem-estar animal. Esta tendência
está incentivando cada vez mais o consumo de produtos artesanais, oriundos de criações
extensivas.
Uma das imagens mais associadas a esse tipo de criação é o fato dos animais serem
criados livres, ou com acesso a uma área verde. A produção de aves nos criatórios de
exploração não tecnificados consiste em uma atividade agropecuária de grande relevância
para as regiões do mundo em desenvolvimento (DOLBERG, 2001). Tal atividade apresenta
um papel de destaque nos âmbitos econômico, social e cultural, uma vez que fornece fonte
proteica de alto valor biológico, alimentação para festivais especiais e oferendas para
cerimônias religiosas. Constituem, ainda, um meio natural de controle de pequenas pragas
mais eficiente, além de causarem pouco impacto ao meio ambiente e necessitarem de baixos
investimentos para instalação e manutenção das criações (MINGA et al., 2000; KITALYI,
1998).
No Brasil, essas aves domésticas são popularmente denominadas de caipira ou “galinhas
de fundo de quintal”. Esse tipo de criação é considerado uma das atividades agropecuárias
mais tradicionais no país, possuindo mais de cinco séculos de existência, com especial
destaque para a região do semiárido nordestino (ARASHIDO, 1989). Segundo ALBINO et al.
(2001), a produção de aves caipiras está aproximadamente em torno de 80% das propriedades
rurais existentes no Brasil e, em sua grande maioria, são pequenos produtores que a praticam
como forma de subsistência.
Diferentemente das criações intensivas, em que as características desejáveis para as aves
são precocidade, tamanho grande e boa conversão alimentar (visando diminuir o custo de
produção e abate) (RIZZOLI et al., 2001), as criações extensivas adotam um manejo com
26
perspectivas produtivas inferiores, embora sejam empregados custos mínimos. Nessas
criações, a população de aves é geralmente pequena, contendo cerca de 5 a 20 cabeças por
propriedade, com todas as faixas de idade representadas dentre elas (GUEYE, 1997;
ALDERS; SPRADBROWN, 2001), com ausência de práticas específicas de biosseguridade e
de intervenções reprodutivas (KITALYI, 1998; SONAIYA, 2001).
Devido ao seu maior custo de mercado, o frango oriundo de criações extensivas não
compete em escala de produção com o frango de linhagem comercial, mas em qualidade e
sabor da carne, atendendo a um segmento de mercado disposto a despender um maior
investimento por estas características de apelo ecológico (BRASIL, 1998). Segundo Moori et
al. (2007), a maioria dos consumidores brasileiros estaria disposta a pagar até 20% a mais
para adquirir o frango criado em sistema diferenciado, demonstrando o real interesse dos
consumidores por uma carne de diferentes procedência e características.
27
2 OBJETIVOS
2.1 Objetivo geral
Estudar a frequência de anticorpos anti-T. gondii em galinhas caipira e frangos de
corte de diferentes Mesorregiões dos Estados do Rio Grande do Norte e Paraíba, por meio de
diferentes técnicas sorológicas.
2.2 Objetivos específicos
1. Estimar as frequências de galinhas soropositivas a T. gondii pelas técnicas RIFI,
ELISA e HAI;
2. Verificar diferenças nos níveis de infectividade para T. gondii entre as aves oriundas
de sistemas de criação distintos – extensivo e intensivo – de uma mesma região;
3. Avaliar a concordância entre as técnicas sorológicas RIFI, ELISA e HAI no
diagnóstico da toxoplasmose aviária.
28
3 MATERIAL E MÉTODOS
3.1 Caracterização da área de estudo
O Estado do Rio Grande do Norte tem uma extensão total de 53.077,3 km², ocupando
3,41% da Região Nordeste e aproximadamente 0,62% do território nacional. Localiza-se no
hemisfério sul ocidental, e seus pontos extremos são limitados pelos paralelos de 4˚49’53” e
6˚58’57” de latitude sul e pelos meridianos 35˚58’03” e 38˚36’12” de longitude oeste de
Greenwich. Limita-se a oeste com o Estado do Ceará, ao sul com o Estado da Paraíba, a leste
e a norte com o Oceano Atlântico, o que lhe confere uma faixa litorânea com cerca de 410 km
de extensão. No tocante às características econômica, social e política, o Estado é dividido em
quatro Mesorregiões geográficas (Figura 2): Leste Potiguar, Agreste Potiguar, Central
Potiguar e Oeste Potiguar. Quanto aos aspectos físico-ambientais, apresenta características de
regiões próximas à linha do Equador, com temperaturas elevadas durante todo o ano, com
uma média anual em torno de 25,5˚C, baixas amplitudes térmicas, forte insolação e altas taxas
de evaporação. O clima semiárido, predominante em cerca de 60% do território do Estado,
destaca-se pela acentuada variabilidade espacial e temporal da pluviometria e taxas negativas
de balanço hídrico. No litoral oriental e nas regiões serranas do Estado, o clima atuante é
descrito como tropical sub-úmido, com uma estação seca na primavera-verão e uma estação
chuvosa no outono-inverno. Nessas regiões, a precipitação pluviométrica média atinge o nível
de 1.400 mm/ano, contrastando com a pluviometria em torno de 400 a 600 mm por ano
predominante nas mesorregiões de clima árido e semiárido do Estado (Figura 4) (IDEMA,
2010; ANA, 2006).
Características fisiográficas semelhantes são observadas no Estado da Paraíba,
localizado ao sul do Estado do Rio Grande do Norte, na porção oriental do Nordeste
brasileiro. Encontra-se situado entre os paralelos de 6˚02’12” e 8˚19’18” de latitude sul e os
meridianos de 34˚45’54” e 38˚45’45” de longitude oeste de Greenwich. Limita-se a leste com
o Oceano Atlântico, onde está situado o ponto mais oriental das Américas, a oeste com o
Estado do Ceará, ao norte com o Estado do Rio Grande do Norte e ao sul com o Estado de
Pernambuco. Com uma área de 56.439.838 km², a Paraíba ocupa a sexta posição em extensão
territorial em relação ao Nordeste, representando 3,63% de sua área e apenas 0,66% da área
territorial brasileira. Os municípios do Estado estão divididos em quatro mesorregiões
geográficas (Figura 3): Mata Paraibana, Agreste Paraibano, Borborema e Sertão Paraibano.
As temperaturas do Estado são consideradas elevadas durante todo o ano, variando entre 20˚C
29
e 28˚C, com pequenas diferenças regionais. O Estado apresenta variações climáticas que vão
do úmido ao semiárido, com marcantes diferenças de leste para oeste, o que corresponde em
linhas gerais à transição Mata-Agreste-Sertão (Figura 4). Na região próxima ao litoral
predomina o clima tropical úmido, com chuvas de outono-inverno e estação seca durante o
verão. Seguindo para o interior, as chuvas diminuem, atingindo totais anuais entre 350 e 700
mm na faixa do Planalto da Borborema, em áreas das mesorregiões Borborema e Agreste
Paraibano. O clima semiárido é dominante nessas regiões e em grande parte da área territorial
do Estado (IDEME, 2010).
3.2 Marco amostral
Os animais analisados nesse estudo foram provenientes das Mesorregiões Oeste
Potiguar e Leste Potiguar, no Estado do Rio Grande do Norte, e Agreste Paraibano e
Borborema, no Estado da Paraíba (Figuras 2 e 3). Durante o período de novembro de 2010 a
novembro de 2011, foram coletadas amostras em 15 pequenas propriedades rurais, nos
seguintes municípios: Macaíba (n=1), Martins (n=2) e Felipe Guerra (n=4), no Rio Grande do
Norte; e Pocinhos (n=2), Gado Bravo (n=1), Boqueirão (n=1), Massaranduba (n=1),
Queimadas (n=1) e Campina Grande (n=2), na Paraíba; além de amostras provenientes de três
granjas comerciais no estado da Paraíba – municípios de Pocinhos, Soledade e Puxinanã
(Figuras 2 e 3). A seleção das propriedades alvo do estudo foi baseada na amostragem não
probabilística por conveniência, tendo em vista a ausência de listagens representativas das
criações nos Estados. Neste sentido, as propriedades rurais e granjas comerciais foram
escolhidas a partir da seleção prévia do pesquisador, obedecendo a critérios como
acessibilidade e o conhecimento de possíveis proprietários ou de pessoas que pudessem
facilitar esse contato, visando mitigar possíveis riscos relacionados a problemas técnicos.
30
Figura 2. Mapa do Estado do Rio Grande do Norte com suas Mesorregiões, mostrando, em destaque, a distribuição geográfica dos municípios potiguares alvo do estudo.
¹ pesquisa em galinhas caipira de propriedades rurais
Figura 3. Mapa do Estado da Paraíba com suas Mesorregiões, mostrando, em destaque, a distribuição geográfica dos municípios paraibanos alvo do estudo.
¹ pesquisa em galinhas caipira de propriedades rurais ² pesquisa em frangos de corte de granjas comerciais
31
Figura 4. Distribuição dos tipos climáticos, temperatura média, precipitação anual e umidade relativa na área territorial dos Estados do Rio Grande do Norte e Paraíba. A pesquisa de anticorpos anti-T. gondii em galinhas caipira ocorreu nos municípios em destaque.
3.3 Obtenção e processamento das amostras de sangue
As amostras de sangue foram obtidas por meio de punção da veia braquial das aves
(aproximadamente 0,8 mL/ave). As amostras coletadas foram mantidas à temperatura
ambiente para retração do coágulo e transportadas em contêiner para o Laboratório de
32
Biologia da Malária e Toxoplasmose, no Centro de Biociências da Universidade Federal do
Rio Grande do Norte, para posterior processamento. As amostras de soro foram obtidas por
meio de centrifugação a 2500 g por 15 minutos, aliquotadas em micro tubos tipo eppendorfs e
armazenadas a -20˚C até a realização dos testes sorológicos.
3.4 Questionários
Para a obtenção de dados epidemiológicos nas criações extensivas, foram aplicados
questionários estruturados aos proprietários no momento da colheita das amostras de sangue,
abordando dados das propriedades como: fonte de água, instalações, manejo alimentar e
presença de felinos e roedores nas criações; e o gênero das aves, como dado individual de
cada animal coletado. Utilizou-se o questionário proposto por Andrade (2012) para a coleta de
dados das propriedades, o qual enfoca questões diretamente relacionadas à epidemiologia da
toxoplasmose em rebanhos de pequenos ruminantes. No sentido de selecionar, organizar e
validar as questões, alguns itens foram reformulados para que estes se adequassem às
dimensões do objeto de investigação deste trabalho. Durante a aplicação do questionário nas
primeiras visitas às propriedades rurais, algumas questões foram eliminadas e/ou
reestruturadas, de acordo com observações propostas pelos próprios inquiridos. A versão final
do questionário encontra-se no Anexo 1.
Recorreu-se ao inquérito por administração indireta, em que o próprio pesquisador o
completa a partir das respostas que lhe são fornecidas pelo inquirido. A rejeição da
possibilidade de aplicação do questionário de administração direta resultou do fato de se
considerar a necessidade de evitar dificuldades de interpretação e de preenchimento e
comprometer a veracidade da informação recolhida. A escolha do questionário estruturado e
direto como técnica de recolha da informação resultou do interesse de obter dados passíveis
de comparação. O tratamento das respostas a essas perguntas foi efetuado de modo
estritamente quantitativo e descritivo, agrupando as respostas semelhantes.
3.5 Testes sorológicos para a detecção de anticorpos IgG anti-Toxoplasma gondii
3.5.1 Teste de Hemaglutinação Indireta – HAI
Para o teste foi utilizado o kit comercial Imuno-HAI TOXO (Wama Diagnostica,
Brasil), seguindo todas as especificações do fabricante. Em cada poço de uma placa de
microtitulação de fundo “V” foram depositados 25 µL dos soros a testar, diluídos na
33
concentração de 1:32, na solução diluente fornecida. Todas as amostras, assim como os soros
controle positivo e negativo, foram testados em triplicata.
A seguir, adicionou-se 25 µL da suspensão antigênica, constituída por hemácias de
aves sensibilizadas com antígenos solúveis de T. gondii. Após leve agitação, a placa foi
incubada durante uma hora à temperatura ambiente, quando a leitura foi realizada a olho nu.
A reação foi considerada reagente quando um véu uniforme de hemácias recobriu toda a
cavidade do poço, e não reagente quando as hemácias ficaram acumuladas em sedimentos na
forma de um botão compacto no fundo do poço. Amostras indeterminadas, que se
apresentaram com um padrão diferente dos descritos acima, foram retestadas.
3.5.2 Reação de Imunofluorescência Indireta – RIFI
A RIFI foi realizada de acordo com o método descrito por Chiari et al. (1987), com
algumas modificações. Os soros foram diluídos para pesquisa de anticorpos da classe IgG
utilizando-se o fator de diluição dois a partir de 1:16 até 1:256 em PBS pH 7,2.
O antígeno foi preparado no laboratório de Toxoplasmose do Instituto de Ciências
Biológicas da Universidade Federal de Minas Gerais (ICB-UFMG), a partir de taquizoítos da
cepa RH de T. gondii obtidos por lavagem da cavidade peritoneal de camundongos Swiss
infectados, realizada com solução salina tamponada fosfatada (PBS) pH 7,2. O material foi
centrifugado durante 20 segundos a 800 g para separação das células do camundongo. O
sobrenadante contendo os parasitos foi coletado, sendo então adicionado de formol PA até
uma concentração de 0,5% do volume final. Após a formalização, o material foi
homogeneizado e centrifugado por 10 minutos a 800 g. Em seguida, o sobrenadante foi
descartado e o sedimento ressuspendido em PBS pH 7,2, e novamente homogeneizado e
centrifugado por 10 minutos a 1000 g. Este processo foi repetido duas vezes. A suspensão
obtida foi aplicada sobre as lâminas marcadas e os taquizoítos formolizados foram fixados por
dessecação à temperatura ambiente. Após essa etapa, as lâminas foram acondicionadas em
caixas próprias e armazenadas a temperatura de -20ºC para posterior utilização.
Para a realização dos testes, as lâminas foram retiradas do freezer e secas em
temperatura ambiente. Os soros teste diluídos foram distribuídos nas lâminas sensibilizadas,
juntamente com um soro controle positivo e dois soros controle negativos – um dos quais com
fluorescência apical, provenientes de aves infectadas naturalmente e não infectadas com T.
gondii. Soros com títulos iguais ou superiores a 1:16 foram considerados positivos, segundo
Chumpolbanchorn e colaboradores. (2009).
34
As lâminas foram então incubadas em câmara úmida por 30 minutos a 37ºC. Após a
lavagem com PBS pH 7,2 por três minutos e com água destilada, foi adicionado o conjugado
anti-IgG de galinha marcado com isotiocianato de fluoresceína (Sigma Chemical Company,
St. Luis, USA – F4137) diluído na solução de azul de Evans (1:5000 em PBS pH 7,2) mais
Tween 80 a 2%. Conforme padronização prévia, o conjugado foi utilizado na concentração de
1:4000. Para determinação da concentração ótima do conjugado, procedeu-se padronização
para a titulação do mesmo, utilizando-se soros controle positivo e negativos. O conjugado foi
testado nas diluições 1:1400, 1:1500, 1:1700, 1:1900, 1:2100, 1:2300, 1:2500, 1:2750, 1:3000,
1:3400, 1:3600 e 1:4000. Procurou-se avaliar o intervalo discriminatório em que o controle
negativo não mais se apresentava como falso-positivo, devido ao excesso de fluoresceína.
Justifica-se, dessa forma, o critério de escolha por diluições próximas entre si. A seleção da
concentração ótima baseou-se na maior diluição capaz de reproduzir o mesmo resultado do
soro de referência.
A lâmina foi novamente incubada por 30 minutos a 37ºC e a lavagem com PBS pH
7,2 por três minutos e com água destilada foi repetida. As lâminas foram então montadas com
glicerina tamponada (pH 7,2) e lamínula e, finalmente, examinadas em microscópio equipado
para fluorescência com epi-iluminação (Olympus IX70-FLA). As amostras foram
consideradas reagentes quando os taquizoítos demonstraram completa marcação fluorescente
em toda a sua membrana externa, à medida que amostras que apresentaram padrão de
fluorescência apolar ou ausência de fluorescência foram consideradas não reagentes (Figura
5). Dois avaliadores distintos realizaram a leitura da maioria das lâminas, visando corrigir
erros de subjetividade na interpretação dos resultados.
Figura 5. Padrões de fluorescência utilizados para a interpretação dos resultados da RIFI: a. (+) amostra reagente, b. (–) amostra não reagente, com ausência de fluorescência, c. (– ap.) amostra não reagente, com fluorescência apical.
a b c
35
3.5.3 Enzyme linked immunosorbent assay – ELISA
3.5.3.1 Preparo do antígeno
Para o preparo do antígeno para o ELISA foi coletado o exsudato peritoneal de
camundongos, previamente inoculados com a cepa RH de T. gondii. O material foi
centrifugado duas vezes em PBS pH 7,2 e adicionado 10 mL de PBS pH 7,2 ao sedimento
restante. Em seguida foi realizada a contagem dos parasitos em câmera hemocitométrica e a
seguir, a concentração final destes foi acertada para 1x109 taquizoítos por mL. Essa suspensão
foi processada por ultrassom em cinco ciclos de 40 hertz (em banho de gelo), durante um
minuto e com intervalos de um minuto entre cada ciclo. O rompimento dos parasitos foi
acompanhado em microscópio óptico. Após a sonicação, o material foi centrifugado a 15000
g a 4ºC durante 30 minutos. O sobrenadante foi estocado a -20ºC até o uso. A concentração de
proteínas foi determinada pelo método de Lowry (1951).
3.5.3.2 Execução da técnica
A utilização do ELISA, como técnica de eleição para realização do teste sorológico,
deve ser precedida de processo de padronização, em que as diferenças de resultados obtidos
com diferentes diluições do soro e do conjugado, entre outras variáveis, devem ser avaliadas,
a fim de se minimizar variações que possam ocorrer por ocasião da leitura. Neste estudo, o
ELISA foi executado de acordo com a técnica descrita por Voller et al. (1976), com
modificações.
Antes da realização dos ensaios nas amostras de soro a serem testadas, realizou-se uma
padronização como descrito a seguir. Microplacas de 96 orifícios com fundo chato (Sarstedt
Ltda – Alemanha) foram utilizadas para testar diferentes diluições de soro (1:50, 1:100,
1:200) e de conjugado (1:4000, 1:8000, 1:12000). Optou-se por utilizar a concentração de
antígeno (0,05µg/poço) previamente padronizada entre os testes realizados no laboratório de
Toxoplasmose (ICB-UFMG). Foram utilizados seis soros de galinhas: três referenciais
positivos e três negativos pela RIFI. Os dados absolutos de absorbância a 492 nm dos soros
positivos e negativos foram transformados em média. O “signal-to-ratio” (razão S/N) foi
calculado pela divisão da média de absorbância dos soros positivos pela média de absorbância
dos soros negativos (RAJASEKARIAH et al., 2001). Considerou-se como ponto ótimo de
padronização os valores de S/N mais elevados obtidos nas diferentes concentrações.
36
Após o processo de padronização, a técnica foi realizada de acordo com o protocolo.
Inicialmente, as placas foram sensibilizadas com 100 µL do antígeno em cada poço na
concentração de 0,05µg/poço, diluído em tampão carbonato/bicarbonato (pH 9,6), seguindo-
se incubação over night a 4ºC. No momento do uso, a solução de antígeno foi desprezada e as
placas lavadas duas vezes com solução salina contendo Tween 20 a 0,05% (SST). As placas,
em seguida, foram bloqueadas com 100 µL de tampão de bloqueio (caseína 2% diluída em
PBS pH 7,6) por cavidade e incubadas em estufa a 37ºC por 30 minutos. Após esse período, a
solução foi desprezada e as placas submetidas a duas lavagens com SST.
Os soros a serem testados foram diluídos em tampão de incubação (PBS pH 7,6,
0,25% de caseína e 0,05% de Tween 20), na diluição única de 1:100, definida por titulação
prévia, e distribuídos nos orifícios das placas, secas previamente por inversão sobre papel
absorvente. Após esse processo, as placas eram incubadas em estufa a 37ºC por 45 minutos.
Os soros foram ensaiados em duplicata, na mesma placa. Em seguida, foi realizada uma série
de quatro lavagens com SST.
Foram adicionados a cada poço da placa 100 µL de conjugado anti-IgG de galinha
marcado com peroxidase (Sigma Chemical Company, St. Luis, USA – A9046), na diluição de
1:4000 em PBS-T conforme o título previamente estabelecido. Após 45 minutos de incubação
a 37ºC, as placas foram lavadas (série de quatro lavagens com SST), seguida da adição de 100
µL do substrato (3µg de σ-phenylinediamine em 15 mL de solução de ácido cítrico e 3 µL de
H2O2 – 30 vol.).
A reação foi interrompida após 20 minutos com 30 µL de H2SO4 1:20 por orifício e a
leitura realizada em leitor de ELISA (BIO RAD Modelo 3550), com filtro de 492 nm. Foram
utilizados como brancos poços de cada placa em número de quatro, nos quais foram
adicionados todos os reagentes da reação (antígeno, conjugado e substrato), menos o soro.
O ponto de corte para o ELISA foi a média de absorbância de seis amostras de soro de
galinhas negativos para T. gondii mais três desvios padrão testados em cada placa. A média
dos soros testados em duplicata foi dividido pelo valor do ponto de corte da placa, com o
objetivo de determinar o índice de reatividade (IR). Soros com valores de IR ≥ 1 foram
considerados positivos. Para garantir a reprodutibilidade do teste e a confiabilidade dos
resultados, cada reação foi repetida por, no mínimo, três vezes para cada amostra.
37
3.6 Análise estatística
As informações coletadas nos questionários e os resultados das análises sorológicas
foram codificadas e digitadas utilizando-se o software Windows Excel versão 2007. Após a
digitação foram feitas as consistências dos dados e correções das divergências encontradas.
Para a análise dos dados, foram avaliadas a frequência de todas as variáveis e a
estimativa da prevalência da infecção por T. gondii para as técnicas sorológicas utilizadas,
com cálculos de intervalos de confiança de 95%. Para avaliar a correlação entre as
abundâncias de amostras positivas e negativas pelas três técnicas sorológicas procedeu-se a
Análise de Correspondência. Para a comparação entre a RIFI e o ELISA foi utilizado o teste
de McNemar para avaliar a igualdade entre as proporções de positividade geradas por cada
uma das técnicas. Ainda, a concordância entre as provas foi aferida pela avaliação do índice
Kappa e determinação dos valores de concordância observada, copositividade e
conegatividade, por meio de tabela de contingência 2 x 2. A comparação entre infectados e
não infectados para as variáveis relacionadas às características dos animais utilizados neste
estudo foi realizada utilizando o teste Qui-quadrado e ANOVA univariada multifatorial,
utilizando o programa MiniTab 15. Foram considerados significativos os valores de p<0,05.
38
4 RESULTADOS 4.1 Padronização do ELISA
Na figura 6, observa-se que a melhor diluição para o conjugado capaz de distinguir os
soros reativos dos não reativos testados em diferentes diluições foi a de 1:4000, visto que o
valor S/N nessa concentração foi o mais elevado entre os observados (S/N = 4,72), utilizando
soro diluído a 1:100.
Figura 6. Determinação da concentração ótima de conjugado (1:4000, 1:8000 e 1:12000) e diluição de soros (1:50, 1:100 e 1:200) para a utilização no ELISA. *Os números acima das colunas representam a razão média da absorbância dos soros positivos, pela média de absorbância dos soros negativos (razão S/N).
4.2 Características populacionais da amostra estudada
Das 322 galinhas caipiras examinadas para a presença de anticorpos anti-T. gondii, 79
(23,53%) eram procedentes de municípios (Martins e Felipe Guerra) localizados na
Mesorregião Oeste Potiguar; 76 (23,61%) do município de Macaíba, localizado na
Mesorregião Leste Potiguar; 143 (44,41%) de municípios (Campina Grande, Gado Bravo,
Massaranduba, Pocinhos e Queimadas) localizados na Mesorregião Agreste Paraibano; e,
finalmente, 24 (7,45%) do município de Boqueirão, localizado na Mesorregião Borborema. A
distribuição etária foi de 76 (23,61%) animais jovens, com aproximadamente 90 dias de
39
idade, e 246 (76,39%) animais adultos, nos quais o tempo de vida exato não pode ser
verificado. Desse total de animais adultos, 22 (8,94%) aves eram do gênero masculino e 224
(91,06%) do gênero feminino.
As 200 amostras sorológicas de frangos de corte estudadas procederam da mesma
Mesorregião – Agreste Paraibano –, concentradas em três municípios distintos: Soledade
(n=104 – 52%), Pocinhos (n=48 – 24%) e Puxinanã (n=48 – 24%). Todos os animais
analisados possuíam idade aproximada de 25 a 36 dias.
4.3 Determinação da soroprevalência da toxoplasmose aviária nas regiões estudadas
Na tabelas 2, 3 e 4 é apresentada a frequência de anticorpos anti-T. gondii em soros de
galinhas caipira naturalmente infectadas em diferentes municípios, Mesorregiões e Estados,
respectivamente, testados pela RIFI, ELISA e HAI.
¹ Intervalo de confiança IC 95%
MUNICÍPIO PROPRIEDADES ESTUDADAS
AMOSTRAS EXAMINADAS
AMOSTRAS POSITIVAS
RIFI (%) ELISA (%) HAI (%)
Boqueirão 1 24 17 (70,83) 15 (62,50) 2 (8,33)
Campina Grande 2 29 19 (65,51) 22 (75,86) 5 (17,24)
Felipe Guerra 4 49 24 (48,97) 27 (55,10) 2 (4,08)
Gado Bravo 1 4 1 (25) 1 (25) 0
Macaíba 1 76 0 0 0
Martins 2 30 16 (53,33) 13 (43,33) 0
Massaranduba 1 22 11 (50) 6 (27,27) 3 (13,63)
Pocinhos 2 60 31 (51,66) 38 (63,33) 0
Queimadas 1 28 3 (10,71) 8 (28,57) 0
TOTAL 15 322 122
(37,88) (32,76 – 43,30)¹
130 (40,37)
(35,16 – 45,81)¹
12 (3,73)
(2,14 – 6,84)¹
Tabela 2. Frequência de anticorpos anti-Toxoplasma gondii em soros de galinhas caipira naturalmente infectadas, estratificada de acordo com o município de origem de cada amostra
40
¹ Intervalo de confiança IC 95%
¹ Intervalo de confiança IC 95% *As amostras de Macaíba foram excluídas desse agrupamento
Do total de galinhas caipira analisadas, 155 foram sororreagentes (48,14%; IC95%
42,56 – 53,74) e 167 (51,86%; IC95% 46,25 – 57,43) não reagentes, em pelo menos uma das
três metodologias estudadas. Analisando cada técnica isoladamente, observa-se que 122
amostras (37,88%; IC95% 32,76 – 43,30) foram reativas para a presença de anticorpos anti-T.
gondii pela RIFI, 130 (40,37%; IC95% 35,16 – 45,81) pelo ELISA e 12 (3,73%; IC95% 2,14
– 6,84) pelo HAI. A proporção de propriedades positivas foi de 100% para todas as
Mesorregiões, exceto o Leste Potiguar. A única propriedade da região que fez parte do estudo
não apresentou nenhuma amostra sororreativa entre as 76 analisadas. Os valores percentuais
de positividade para RIFI, ELISA e HAI são variáveis entre os municípios estudados. Os
maiores valores de soro reagentes foram observados nos municípios de Campina Grande e
Boqueirão, de acordo com os dados apresentados pela RIFI e pelo ELISA.
MESORREGIÃO AMOSTRAS
EXAMINADAS
AMOSTRAS POSITIVAS
RIFI (%) ELISA (%) HAI (%)
Oeste Potiguar 79 40 (50,63) 40 (50,63) 2 (2,53)
Leste Potiguar 76 0 0 0
Agreste Paraibano 143 65 (45,45) 75 (52,45) 8 (5,59)
Borborema 24 17 (70,83) 15 (62,50) 2 (8,33)
TOTAL 322 122
(37,88) (32,76 – 43,30)¹
130 (40,37)
(35,16 – 45,81)¹
12 (3,73)
(2,14 – 6,84)¹
ESTADO AMOSTRAS
EXAMINADAS
AMOSTRAS POSITIVAS
RIFI (%) ELISA (%) HAI (%)
Rio Grande do Norte 79* 40 (50,63) 40 (50,63) 2 (2,53)
Paraíba 167 82 (49,10) 90 (53,89) 10 (5,99)
TOTAL 246 122
(49,59) (43,40 – 55,80)¹
130 (52,84)
(46,61– 58,99)¹
12 (4,87)
(2,81 – 8,33)¹
Tabela 3. Frequência de anticorpos anti-Toxoplasma gondii em soros de galinhas caipira naturalmente infectadas, estratificada de acordo com a mesorregião de origem de cada amostra
Tabela 4. Frequência de anticorpos anti-Toxoplasma gondii em soros de galinhas caipira naturalmente infectadas, estratificada de acordo com o estado de origem de cada amostra
41
A associação dos resultados dos testes sorológicos com a variável Estado pesquisado e
com o método de diagnóstico foi verificada através da análise de variância (ANOVA one-
way). Foi observada uma diferença significativa (p<0,05) entre a técnica sorológica utilizada e
o resultado do teste (F=5,003; p=0,012). A análise post-hoc permitiu identificar uma
associação estatisticamente significativa (p=0,049), entre as diferenças de soropositividade e
negatividade do teste HAI. O teste de significância do qui-quadrado mostrou que a proporção
de animais positivos variou significativamente (p<0,05) entre os municípios estudados, pelo
ELISA (X2=15,720; p=0,008). A mesma significância, contudo, não foi confirmada na análise
das amostras positivas pela RIFI (X2=4,491; p=0,419). Para esta variável, foram excluídas as
abundâncias dos municípios Gado Bravo, Queimadas e Macaíba por apresentarem médias
esperadas e/ou observadas menores que cinco. Não houve diferença estatística significativa
entre as proporções de aves positivas agrupadas de acordo com o Estado de origem (RIFI:
X2=0,050; p=0,823 / ELISA: X2=0,229; p=0,633) ou Mesorregião (RIFI: X2=5,345; p=0,069 /
ELISA: X2=1,062; p=0,588), excluindo as abundâncias nulas.
A frequência de amostras positivas por idade e gênero é apresentada na tabela 5. Na
análise estatística, para a variável gênero, foram excluídos os animais jovens por ausência de
informações a respeito desta variável, devido a dificuldades do entrevistado em distinguir os
caracteres sexuais entre os dois gêneros. O teste de qui-quadrado mostrou diferenças
significativas (p<0,05) para esta variável, pelo ELISA.
Pela RIFI, todas as amostras foram diluídas de 1:16 até 1:256, sendo que o maior
número de soros reagentes foi observado na diluição 1:16. Na tabela 6 é apresentada a
titulação dos soros de cada amostra analisada. Com relação ao ELISA, o índice de reatividade
calculado para os soros das galinhas caipira variou de 0,11 até 5,42, sendo considerados
animais positivos aqueles que apresentaram valores de IR maiores ou iguais a 1,00. A
VARIÁVEIS AMOSTRAS
EXAMINADAS
AMOSTRAS POSITIVAS
RIFI ELISA
n % X² p n % X² P
Idade Jovem 76 0 -
- - 0 -
- - Adulto 246 122 49,59 130 52,84
Gênero¹ Machos 22 9 40,90
0.7993 0.3713 7 31,81
4.2869 0.0384 Fêmeas 224 113 50,44 123 54,91
Tabela 5. Frequência de anticorpos anti-Toxoplasma gondii em soros de galinhas caipiras naturalmente infectadas, estratificada de acordo com a idade e o gênero de cada animal
1Avaliando apenas os animais adultos
42
concentração do maior número de aves reagentes se deu entre os valores de IR ≥1 e <2. A
figura 7 apresenta uma distribuição das amostras positivas ou negativas pela RIFI, em
associação com a média do IR demonstrado nos testes de ELISA realizados.
¹ Intervalo de confiança IC 95%
RIFI + RIFI -
0.00.20.40.60.81.01.21.41.61.82.02.23.03.84.65.46.27.0
ELI
SA
(IR
)
MUNICÍPIO AMOSTRAS NÚMERO DE
POSITIVOS (%)
NÚMERO DE POSITIVOS EM CADA TÍTULO (%)
1:16 1:32 1:64 1:128 ≥1:256
Boqueirão 24 17 (70,83) - 5 (29,4) 4 (23,5) 1 (5,8) 7 (41,1)
Campina Grande 29 19 (65,51) 3 (15,8) 3 (15,8) 3 (15,8) 3 (15,8) 7 (36,8)
Felipe Guerra 49 24 (48,97) 8 (33,3) 5 (20,8) 4 (16,7) 5 (20,8) 2 (8,3)
Gado Bravo 4 1 (25) - - 1 (100) - -
Martins 30 16 (53,33) 6 (37,5) 5 (31,2) 2 (12,5) 2 (12,5) 1 (6,2)
Massaranduba 22 11 (50) 6 (54,5) 2 (18,2) 1 (9,1) - 2 (18,2)
Pocinhos 60 31 (51,66) 8 (25,8) 10 (32,3) 9 (29) 4 (12,9) -
Queimadas 28 3 (10,71) 2 (66,7) 1 (33,3) - - -
TOTAL 246 122
(49,59) (43,40 – 55,80)¹
33 (27)
(43,4 – 55,8)¹
31 (25,4)
(18,5 – 33,8)¹
24 (19,7)
(13,6 – 27,6)¹
15 (12,3)
(7,6 – 19,3)¹
19 (15,6)
(10,2 – 23,1)¹
Tabela 6. Titulação de anticorpos anti-Toxoplasma gondii e sua porcentagem, em soros de galinhas caipira naturalmente infectadas e reagentes pela RIFI, distribuídos de acordo com o município de coleta
Figura 7. Dados representativos dos valores de índice de retividade (IR) de cada amostra de galinha caipira adulta avaliada, pelo ELISA, agrupados de acordo com as amostras positivas ou negativas pela RIFI. Os pontos em vermelho representam as amostras positivas detectadas pelo HAI
43
Nenhuma das 200 amostras sorológicas de frangos de corte avaliadas apresentou-se
reagente pelas técnicas empregadas.
4.4 Características físicas das propriedades rurais avaliadas
No presente trabalho foram estudadas 15 pequenas propriedades rurais com criações
de galinhas caipira distribuídas entre nove municípios. Desse total, 6 (40%) encontram-se
localizadas na Mesorregião Oeste Potiguar; 1 (6,67%), na Mesorregião Leste Potiguar; 7
(46,66%), na Mesorregião Agreste Paraibano e 1 (6,67%), na Mesorregião Borborema. O
baixo número de propriedades envolvidas neste trabalho não permitiu a análise de fatores de
risco associadas à positividade da toxoplasmose. As características das propriedades, de
acordo com as informações obtidas mediante a aplicação de questionário, estão sumarizadas
na tabela 7.
4.5 Comparação entre as técnicas sorológicas
Utilizou-se a análise de correspondência para verificar possíveis agrupamentos entre
os resultados positivos e negativos detectados pelos três testes sorológicos. A aplicação dessa
análise está exibida na Figura 8, que mostra o mapa de correspondência gerado da análise dos
dados apresentados na Tabela 1. A representação gráfica obtida possibilita visualizar a
distribuição das variáveis na sua relação com todas as outras. Cada categoria de cada variável
(técnica sorológica ou amostras positivas/negativas de cada município) é representada por um
ponto, e as distâncias entre os pontos representam as relações que se deseja analisar.
Pode-se perceber, portanto, uma possível relação entre o número de amostras positivas
ou negativas de cada município de acordo com a técnica sorológica empregada. Verifica-se
que a dimensão 1 (CA1) separa à esquerda do gráfico as amostras positivas correspondentes à
cada cidade, agrupadas próximo às técnicas sorológicas ELISA e RIFI, enquanto que as
amostras negativas detectadas agrupam-se à direita do gráfico, em associação com o HAI.
Essa dimensão 1 é responsável por 94,6% da inércia, ou seja, praticamente toda a variação
total dos dados é explicada por esse eixo do gráfico. A avaliação do mapa permite afirmar que
o HAI possui mais abundâncias nos níveis negativos e não obteve êxito, portanto, em detectar
resultados positivos, ao contrário do ELISA e da RIFI. Estas técnicas, por sua vez,
apresentaram variações mínimas entre o número de amostras positivas detectadas por cada
metodologia.
44
Tabela 7. Características das pequenas propriedades rurais avaliadas, em relação às instalações e práticas de manejo nas criações extensivas de galinhas domésticas, e sua ocorrência
VARIÁVEIS NÚMERO DE
PROPRIEDADES (n=15)
%
Fonte de água exposta
Não tem 15 100
Fonte de água não exposta
Cacimba 10 66,7
Poço 4 26,7
Água encanada 1 6,6
Tipo de bebedouro
Cimento 4 26,7
Plástico 9 60
Cano PVC 2 13,3
Tipo de comedouro
Pneu 4 26,7
Cimento 5 33,3
Cano PVC 2 13,3
Não tem 4 26,7
Tipo de terreno
Plano 12 80
Plano/Acidentado 3 30
Tipo de exploração
Mista 12 80
Carne 3 30
Número de gatos domesticados
Não tem gatos 2 13,3
1 a 2 gatos 11 73,4
3 ou mais gatos 2 13,3
Gatos não domesticados
Presente 5 33,3
Ausente 10 66,7
Acesso de gatos a fonte de água
Não 15 100
Presença de roedores
Sim 3 30
Não 12 80
45
Em 322 soros de galinhas caipira de diferentes Mesorregiões, sexo e idade,
considerando-se como positivos pela RIFI todos os soros reagentes quando diluídos a 1:16, a
proporção de positivos foi 37,88%, enquanto que a proporção de positivos pelo ELISA foi de
40,37%. A tabela 8 mostra a avaliação da concordância observada, copositividade,
conegatividade e do índice Kappa entre as duas metodologias. Segundo o teste de McNemar,
não houve diferença significativa (p<0,05) entre as proporções de positividade entre as duas
técnicas sorológicas (X2=1,1034; p=0,2935).
Concordância observada: 82% RIFI/ELISA: Copositividade = 0,795 / Conegatividade = 0,835 ELISA/RIFI: Copositividade = 0,746 / Conegatividade = 0,869 Índice Kappa: 0,62
Testes sorológicos RIFI TOTAL
Resultado do teste Positivo Negativo
ELISA Positivo 97 33 130
Negativo 25 167 192
TOTAL 122 200 322
Tabela 8. Avaliação da concordância observada, copositividade, conegatividade e do índice Kappa entre as técnicas sorológicas RIFI e ELISA em 322 soros de galinhas caipira
Figura 8. Análise de correspondência entre amostras de galinhas caipira positivas e negativas, de acordo com o município de origem, e a técnica sorológica empregada. Amostras positivas e negativas estão representadas pelos símbolos (+) e (●), respectivamente.
46
5 DISCUSSÃO
Classicamente, o diagnóstico da toxoplasmose, tanto no homem como em animais
domésticos e silvestres, tem se baseado na pesquisa de anticorpos contra o parasito através de
testes sorológicos. A detecção de imunoglobulinas específicas é fundamental para o
tratamento e controle da toxoplasmose, uma vez que a infecção pode assumir quadros clínicos
facilmente confundidos com outras infecções, devido a uma sintomatologia transitória e
inespecífica, bem como pela ocorrência de grande número de casos assintomáticos (COSTA
et al., 2007; SILVA et al., 2002; FIGUEIREDO et al., 2001).
A importância do diagnóstico sorológico, desta forma, implica na adoção de critérios
específicos na escolha de um método eficiente, capaz de fornecer um diagnóstico correto e
preciso. Segundo Chiari (1981), uma técnica sorológica para ser utilizada em estudos
epidemiológicos precisa ser econômica, simples, sensível, específica e apresentar boa
praticidade, reprodutibilidade e concordância. Por essas razões, em relação à toxoplasmose
animal, RIFI e ELISA são as técnicas mais utilizadas na rotina de diagnóstico e em
levantamentos sorológicos (SAWADOGO et al., 2005; FIALHO; ARAÚJO, 2003;
MEIRELES et al., 2003; FIGUEIREDO et al., 2001; GARCIA et al., 1999; ESTEBAN-
REDONDO; INNES, 1977).
O diagnóstico da toxoplasmose aviária por meio de técnicas sorológicas ainda não está
bem estabelecido, uma vez que diversos autores apresentam resultados divergentes em relação
ao método ideal na detecção de anticorpos no soro das aves. Dubey e colaboradores (1993) ao
compararem as provas de aglutinação em látex, hemaglutinação indireta, Sabin-Feldman,
aglutinação modificado e ELISA, verificaram que apenas os dois últimos testes apresentaram
sensibilidade satisfatória para detectar T. gondii em galinhas. Cumpre assinalar que trabalhos
anteriores já associavam a prova de Sabin-Feldman à baixa sensibilidade diagnóstica para
detecção de anticorpos anti-T. gondii nessas aves (LITERAK; HEJLICEK, 1993; RUIZ;
FRENKEL, 1980). Por outro lado, o diagnóstico de toxoplasmose em galinhas por meio da
técnica de hemaglutinação indireta (HAI) já vem sendo recorrente em vários trabalhos, com
resultados satisfatórios (HARFOUSH; TAHOON, 2010; PERDONCINI et al., 2010;
AGANGA; BELINO, 1984; FERRARONI; MARZOCHI, 1980), inclusive, com sensibilidade
e especificidade comparáveis ao MAT (BELTRAME, et al., 2012).
Apesar do teste de aglutinação modificado (MAT) ser uma técnica amplamente
utilizada em estudos soroepidemiológicos da infecção de T. gondii em galinhas de vida livre
47
(DUBEY et al., 2008; DUBEY; JONES, 2008; DUBEY et al., 2005), há controvérsias a
respeito da sua eficácia, uma vez que o título que deveria ser considerado específico para o
diagnóstico de toxoplasmose em galinhas ainda não foi determinado (DUBEY, 2009).
Estudos em suínos (GARCIA et al., 2008; HILL et al., 2006) têm demonstrado que o ELISA
apresenta uma maior sensibilidade em detrimento ao MAT e poderia, portanto, apresentar
uma eficiência maior na detecção de anticorpos séricos específicos para T. gondii. Além
disso, o ELISA torna-se uma boa opção para testes sorológicos por ser uma técnica prática,
rápida e de leitura automatizada, sendo ideal para levantamentos epidemiológicos
(SAWADOGO et al., 2005; GARCIA-VAZQUEZ et al., 1993). Ademais, trata-se de um dos
testes sorológicos mais frequentemente utilizados na avicultura, no diagnóstico de infecções
causadas por diversos agentes patogênicos (SANTOS et al., 2008).
A eficácia da reação de imunofluorescência indireta (RIFI) na detecção de anticorpos
anti-T. gondii nas aves já foi demonstrada por Garcia et al. (2000), e confirmada por diversos
outros autores (MORÉ et al., 2012; COSTA et al., 2008; BONNA et al., 2006; BRANDÃO et
al., 2006). Chiari e colaboradores (1987) e Serra-Freire e colaboradores (1994) descrevem a
RIFI como uma reação sensível, específica e reprodutível, afastando a possível ocorrência de
reações falso positivas entre antígenos de T. gondii e de outras espécies de coccídeos. Em se
tratando de sorologia em aves, essa informação adquire uma conotação importante, uma vez
que galinhas domésticas são comprovadamente hospedeiros intermediários naturais do
coccídeo Neospora caninum (COSTA et al., 2008). Neste trabalho, foi frequente a ocorrência
de coinfecção por T. gondii em 17 das 50 galinhas sororreagentes para N. caninum. Nessas
aves, porém, os autores demonstraram que não existiu reação cruzada entre os antígenos dos
dois parasitos, utilizando a RIFI.
Os critérios acima expostos regeram a eleição dos métodos sorológicos avaliados
nesse estudo. Desta forma, foi detectada a frequência de anticorpos IgG anti-T. gondii em
galinhas caipira e frangos de corte de diferentes Mesorregiões dos Estados do Rio Grande do
Norte e Paraíba, utilizando ELISA, RIFI e HAI como os métodos de escolha.
Nossos dados demonstraram uma grande diferença no número de resultados positivos
detectados pelo HAI (12) em relação às outras duas metodologias (RIFI: 122 / ELISA: 130),
na pesquisa de anticorpos em galinhas caipira. Optamos, portanto, em não considerar a
positividade demonstrada por essa técnica como um valor de referência, por acreditar que não
representa de modo satisfatório a real condição da população estudada.
48
À procura de fatores que possam ocasionar esta variação de resultados, alguns
elementos podem ser considerados. Há uma grande variabilidade quanto às proteínas
antigênicas utilizadas nos testes para detecção de anticorpos, seja na quantidade de antígenos
ou até mesmo na procedência da cepa. Além disso, diversos fatores, tais como erros de
manipulação do operador, variação na sensibilidade dos reagentes devido a transporte ou
estocagem inadequadas, diferença de qualidade entre os fabricantes dos kits comerciais ou
entre kits de diferentes lotes, entre outros, podem estar influenciando o resultado final da
metodologia, permitindo o encontro de resultados contraditórios ao serem comparadas as
técnicas (ALBUQUERQUE et al., 2012).
A ineficácia do HAI no diagnóstico sorológico da toxoplasmose em galinhas, no nosso
estudo, confirma o exposto por Dubey et al. (1993), porém contrasta com os resultados
apresentados por Beltrame et al. (2012). Contudo, diferindo do nosso trabalho, estes autores
optaram por utilizar a diluição inicial de 1:16 para analisar a frequência de anticorpos anti-T.
gondii no soro das galinhas avaliadas, com o propósito de aumentar a sensibilidade do teste, o
que pode ter influenciado na divergência de resultados entre os referidos trabalhos. Enfatiza-
se, portanto, a necessidade de padronização própria de kits de HAI para diagnóstico da
toxoplasmose humana antes do uso em estudos epidemiológicos em espécies animais.
A indisponibilidade de um padrão ouro para o diagnóstico da toxoplasmose aviária
impossibilitou o cálculo de parâmetros como sensibilidade e especificidade das técnicas
sorológicas empregadas nesse estudo. Utilizou-se, portanto, o co-eficiente Kappa para avaliar
a concordância entre os testes RIFI e ELISA, na análise da prevalência de toxoplasmose em
galinhas caipira. O fundamento desse enfoque é que a correlação entre os métodos é evidência
de validade, enquanto que a não concordância sugere que os testes não são confiáveis
(THRUSFIELD, 2004). Arbitrariamente, os níveis de comparação para avaliar o índice Kappa
observado são: > 0,81: concordância quase perfeita; 0,61 a 0,8: concordância substancial; 0,41
a 0,6: concordância moderada; 0,21 a 0,4: concordância razoável; 0 a 0,2: concordância fraca;
0: concordância pobre (EVERITT, 1989).
A concordância observada entre os resultados do RIFI e do ELISA foi considerada
substancial (Kappa = 0,62); a diferença na prevalência observada com a utilização do ELISA
ou do RIFI foi pequena: 40,37% e 37,88%, respectivamente (avaliando galinhas domésticas
jovens e adultas), não apresentando diferença estatística pelo qui-quadrado, enquanto que pelo
teste de McNemar, não houve diferença significativa entre as proporções de positividade,
independentemente de concordância dos resultados, para um mesmo animal. Em conjunto,
49
esses dados permitem concluir que as duas técnicas são apropriadas para a realização de
levantamentos epidemiológicos da infecção por T. gondii em galinhas. Trata-se, portanto, de
técnicas eficazes para screening, diagnóstico ou monitoramento, capazes de fornecer um
resultado confiável a cerca da prevalência da infecção em plantéis de aves. Diferenças entre a
operacionalização dos testes e a oportunidade dos resultados, como leitura automatizada ou
subjetiva, devem ser consideradas, visando uma escolha entre os métodos que apresente
melhor relação custo-benefício.
Segundo Van Knapen citado por Albuquerque et al. (2012), possíveis diferenças de
resultados observados entre estes testes podem ser atribuídas à natureza do antígeno em cada
reação – íntegro na RIFI e solúvel no ELISA – detectando, neste último, anticorpos de
aparecimento mais tardio. Além disso, não excluímos a possibilidade de existência de
possíveis resultados falso-negativos entre as amostras analisadas, devido ao
comprometimento da estrutura dos anticorpos presentes nos soros, em função de erros na
manutenção, nem sempre assistida, da temperatura ideal de congelamento das amostras.
Portanto, ainda que sejam tomados cuidados com a refrigeração e com o isolamento dos soros
em relação à temperatura mais elevada do meio externo, pode ocorrer diminuição do nível de
anticorpos, principalmente quando são utilizadas amostras originárias do campo.
A análise da proporção de animais apresentando anticorpos anti-T. gondii relacionado
à idade mostrou que a prevalência deste protozoário restringiu-se às aves adultas, em
detrimento dos animais ainda jovens. Tal fato deve-se, provavelmente, a maior probabilidade
de infecção, uma vez que animais mais velhos permanecem expostos ao agente por um tempo
maior. Em levantamento realizado em seis fazendas de uma região na Argentina, Moré et al.
(2012) observaram diferenças significativas entre a soroprevalência de T. gondii nos grupos
de galinhas jovens, com 2-3 meses de idade, e de galinhas adultas, as quais conviviam no
mesmo ambiente por um tempo aproximado de um ano. O percentual de positividade para os
diferentes grupos foi de 3% e 50%, respectivamente.
Por outro lado, é importante destacar que diferentes fatores podem também estar
relacionados à soronegatividade dessas aves, como particularidades no manejo e menor
exposição a fatores de risco. Além disso, no presente estudo, a população de animais jovens
pesquisada originou-se de apenas uma propriedade rural, totalizando toda a amostragem de
aves do município de Macaíba. Sabe-se que animais procedentes de um mesmo rebanho, ou
bando, no caso das aves, reagem de maneira homogênea quando são mantidos em condições
semelhantes, enquanto a dispersão da toxoplasmose pode variar entre os animais de diferentes
50
procedências (CHIARI, 1981). Portanto, nos dados do nosso trabalho, optamos por não incluir
essa amostragem na prevalência total da infecção nos Estados, por considerar que as aves
jovens representam uma população diferente das galinhas adultas estudadas. Procuramos
assim, eliminar esse viés, que provavelmente iria subestimar o percentual de animais
infectados na região. Deste modo, consideramos os valores 49,59% e 52,84% como a
positividade de galinhas infectadas por T. gondii pelas técnicas de RIFI e ELISA,
respectivamente.
De um modo geral, observando a população de aves adultas, a soroprevalência
encontrada foi semelhante àquela observada por outros pesquisadores, também estudando
galinhas caipira. Como foi mostrado na Tabela 1, a prevalência de sorologia positiva para
anticorpos anti-T. gondii variou de 10,3% (GARCIA et al., 2000) a 84% (DUBEY et al.,
2010) em diferentes Estados brasileiros. A prevalência média observada em nossa pesquisa
está mais próxima da observada no Amazonas (FERRARONI; MARZOCHI, 1980), no Pará
(DUBEY et al., 2007), no Nordeste (DE OLIVEIRA et al., 2009), em Minas Gerais
(BRANDÃO et al., 2006), em São Paulo (DUBEY et al., 2002), no Paraná (DUBEY et al.,
2003) e no Rio Grande do Sul (DUBEY et al., 2007), que variaram de 40% a 53,3%.
Assim como no Brasil, relatos na literatura mundial sobre pesquisa de anticorpos anti-
T. gondii em galináceos apresentam prevalências discrepantes. O percentual de
soropositividade neste trabalho foi inferior aos valores encontrados na Argentina – 65,5%
(DUBEY et al., 2003), em Gana – 64% (DUBEY et al., 2008), na Itália – 73,1% (ZARDI et
al., 1967), na Nicarágua – 85,7% (DUBEY et al., 2006a), nos Estados Unidos – 100%
(DUBEY et al., 2007a) e na Guiana – 65,8% (DUBEY et al., 2007b). Entretanto, nossos
resultados de prevalência foram próximos aos níveis de infecção registrados no Chile – 55,3%
(DUBEY et al., 2006b), na República Democrática do Congo – 50% (DUBEY et al., 2005),
no Egito – 47,2% (EL-MASSRY et al., 2000), na Nigéria – 44,8% (AGANGA; BELINO,
1984) e em Israel – 46,8% (DUBEY et al., 2004), e superior a prevalência registrada em
Portugal – 27,1% (DUBEY et al., 2006c), na Turquia – 5% (INCI et al., 1998), no Vietnam –
24,2% (DUBEY et al., 2008), no Peru – 26% (DUBEY et al., 2004), no México – 6,2%
(DUBEY et al., 2004) e no Quênia – 13,3% (DUBEY et al., 2005).
Essas diferenças em relação à literatura podem refletir níveis diferentes de
infectividade nos ecossistemas estudados ou variações na sensibilidade das técnicas utilizadas
(GARCIA et al., 2000). Outros fatores também devem ser ponderados, como oportunidade de
exposição ao agente etiológico, particularidades climáticas de cada região, número de animais
51
pesquisados, além de diferenças entre os parasitos circulantes em cada área e a resposta
particular de cada animal à infecção.
Por outro lado, o viés apresentado por algumas dessas variáveis poderia ser facilmente
contornado caso as publicações a respeito da prevalência da toxoplasmose em animais de
produção nos Estados avaliados não fossem tão raras. Essa escassez prejudica a observação e
comparação das variações nos valores de ocorrência da infecção na região estudada, contudo,
ressalta a importância e impacto do nosso trabalho no contexto local, regional e por que não
dizer de importância para o país como um todo.
De fato, o nosso grupo de pesquisa foi pioneiro nos estudos relacionados à prevalência
de toxoplasmose em rebanhos no Rio Grande do Norte (CLEMENTINO et al., 2007). Nesse
trabalho, verificou-se a positividade de 29,41% da infecção em 102 ovinos, pela técnica do
ELISA, no município de Lages, Mesorregião Central Potiguar. Os dados desse estudo e de
posteriores, realizados por outros autores, e os resultados do presente trabalho, relatam
soropositividade para T. gondii em animais de produção do Rio Grande do Norte, o que gera
implicações importantes no papel desses animais de consumo na cadeia epidemiológica da
infecção.
No município de Mossoró, Mesorregião do Oeste Potiguar, foi realizado estudo
soroepidemiológico em 409 ovinos, sendo encontrados 20,7% de positividade pela RIFI
(SOARES et al., 2009). No ano anterior, estudo realizado com 366 caprinos provenientes da
Mesorregião Central Potiguar do Estado relata positividade de 30% pela mesma técnica
sorológica para detecção de anticorpos anti-T. gondii. Os autores observaram associação
positiva entre a prevalência da infecção toxoplásmica e a presença de gatos, indicando que o
contato estreito com esta espécie é importante na epidemiologia da doença (ARAÚJO NETO
et al., 2008).
A mesma associação foi relatada por Azevedo e colaboradores (2005), ao estudar a
soroepidemiologia da toxoplasmose em 286 cães na cidade de Campina Grande, Estado da
Paraíba. Nesse estudo, foi registrada uma prevalência de 45,1% entre os cães analisados, pela
RIFI. O alto número de animais sororreagentes implica, segundo os autores, em uma ampla
distribuição do parasito no ambiente, uma vez que cães, assim como galinhas domésticas, são
considerados ótimos animais sentinelas da infecção. Os dados apresentados no nosso trabalho,
relatando alta prevalência de toxoplasmose em galinhas do mesmo município (RIFI: 65,51% /
ELISA: 75,86%) corroboram essa afirmação.
52
Em relação ao gênero das galinhas caipira avaliadas nesse trabalho, observa-se que a
amostragem era composta por 224 fêmeas e 22 machos, considerando apenas as aves adultas.
Essa diferença na proporção é justificável, uma vez que em pequenas criações a razão sexual
de machos é usualmente menor, devido a aspectos reprodutivos e ao bem-estar das aves. Ao
avaliar a soropositividade desses animais, foram detectados 40,90% dos machos e 50,44% das
fêmeas reagentes ao T. gondii pela RIFI, enquanto que, pela técnica do ELISA, a
soropositividade foi constatada em 31,84% dos machos e 54,91% das fêmeas. Embora a
análise estatística dos dados tenha demonstrado uma diferença significativa (p<0,05) entre a
prevalência de anticorpos anti-T. gondii em machos e fêmeas apenas pelo ELISA, o papel do
gênero nessa proporção pode ser questionável, pelo baixo número de machos avaliados. Além
disso, foi observada uma boa concordância entre as técnicas sorológicas, já discutida
anteriormente, o que não corrobora com essa questão.
Estudos em mamíferos têm demonstrado que as fêmeas são mais sensíveis do que os
machos a infecções parasitárias por protozoários (ALEXANDER; STINTON, 1988),
provavelmente devido a uma possível imunossupressão relacionada aos eventos de gestação e
lactação (UZEDA et al., 2004). Estudos semelhantes em aves não são encontrados na
literatura, embora particularidades relacionadas ao processo reprodutivo desses animais não
permitam essa mesma associação direta. Reforçando essa hipótese, Ueno (2005), ao verificar
a prevalência da toxoplasmose em caprinos, defende que a divergência de resultados entre os
gêneros não obedece a uma explicação biológica coerente e, portanto, seria esse fato derivado
ao acaso.
A análise estatística, pelo qui-quadrado, entre as médias de positividade em relação
aos municípios revelou uma diferença significativa entre os resultados apontados pelo ELISA,
o que não entrou em conformidade com a análise a partir dos resultados encontrados pela
RIFI. Observa-se, portanto, uma distribuição mais uniforme das positividades por uma técnica
em detrimento à outra, o que não é evidenciado no agrupamento desses resultados em
Mesorregiões ou Estados, pela ausência de diferenças significativas em ambos os testes.
A alta prevalência da infecção encontrada em galinhas caipira contrastou de forma
acentuada com os resultados sorológicos dos testes realizados nos frangos de corte, nos quais
não foram detectados anticorpos anti-T. gondii. Resultados semelhantes aos nossos foram
encontrados por outros pesquisadores em diferentes regiões do Brasil (FRIGOTTO et al,
2011; COSTA et al., 2008; BRANDÃO et al., 2006; MEIRELES et al., 2003; ARAÚJO et al.,
1989).
53
Sabe-se que frangos criados em sistemas intensivos têm menor probabilidade de
contato com as vias de transmissão do parasito, pela higidez sanitária adotada nas cadeias
produtivas e abate precoce ao qual se submetem as aves. Van Knapen e colaboradores (1982)
sugeriram que apenas as criações extensivas de aves mostram percentual de animais positivos
acima dos 30% dos testados, o que denota que a tecnificação das granjas e a retirada da ave do
contato direto com o solo diminuem o número de animais infectados.
Corroborando com os resultados aqui apresentados, estudos em outros países
demonstraram a discrepância observada na soropositividade de aves provenientes de
diferentes sistemas de criação, em uma mesma região. Na China, Peng et al. (2012)
encontraram uma prevalência de toxoplasmose de 5,6% e 18,8% em galinhas de sistema
intensivo e extensivo, respectivamente, utilizando o MAT. No mesmo país, Yan et al. (2009)
observaram que o percentual de positividade pelo ELISA de galinhas de vida livre e daquelas
oriundas de criações tecnificadas era de 4,1% e 11,4%. No ano anterior, Zhu et al. (2008)
demonstraram, pelo MAT, que essa diferença na soropositividade poderia ser ainda maior,
com a prevalência de 2,8% em galinhas submetidas ao confinamento e de 37,4% em galinhas
criadas de forma livre, também na China. Resultado similar ao observado por Deyab e
Hassanein (2005), no Egito, onde a toxoplasmose aviária era prevalente em 11,1% e 30% das
galinhas nos sistemas de criação intensivo e extensivo, respectivamente.
A grande proporção de animais reagentes nas pequenas propriedades pesquisadas pode
estar também relacionada a fatores climáticos, uma vez que estes influenciam a dinâmica de
transmissão do T. gondii para os diversos hospedeiros. Em todo o mundo, a prevalência da
toxoplasmose é maior em áreas de clima tropical úmido, as quais favorecem o
desenvolvimento e sobrevivência de oocistos no meio ambiente (TENTER et al., 2000).
Considerando o clima do Nordeste brasileiro, que de uma forma geral é quente e com elevada
umidade, principalmente em regiões litorâneas, pode-se supor que existe a tendência de que a
transmissão da infecção por esta via possa alcançar proporções indesejáveis.
Dentre as localidades pesquisadas, essas condições são características do clima
observado no município de Martins, região serrana do Oeste Potiguar e em Macaíba, no Leste
Potiguar. Tais regiões apresentam precipitação anual média bem superior à média anual do
Estado do Rio Grande do Norte, o que favorece o estabelecimento de condições de umidade
do solo elevadas. Sabe-se que em um ambiente úmido, oocistos esporulados permanecem
viáveis por um considerável tempo, em média entre 1 a 2 anos (DUBEY; BEATTIE, 1988);
uma vez que eles podem resistir amplamente a condições extremas como o calor e o frio.
54
Dessa forma, os resultados de positividade observados no município de Martins (RIFI:
53,33% / ELISA: 43,33%) sugerem que o clima pode estar influenciando na dispersão da
toxoplasmose, ao passo que em Macaíba, outros fatores, como a idade da população amostral,
interferiram de maneira mais incisiva, como discutido anteriormente. A ausência de animais
infectados na região, portanto, pode ser um reflexo do pouco tempo de exposição da ave às
condições da localidade em questão, o que não exclui uma possível contaminação do
ambiente por oocistos de T. gondii. Contudo, outros fatores que possam interferir nessa
ausência de infectividade não podem ser descartados, como por exemplo: o tipo de manejo
usado nessa propriedade ou até mesmo a ausência de felídeos infectados.
Nos demais municípios alvo do estudo, o clima é caracterizado como do tipo tropical
quente semiárido brando a clima tropical quente semiárido, com temperaturas médias e
precipitação pluviométrica similares. Embora nessas regiões o índice médio de pluviosidade
seja inferior ao observado no município de Martins, os valores percentuais de positividade das
aves nessas localidades são muito próximos. Ademais, as elevadas temperaturas registradas
no semiárido brasileiro não são favoráveis ao desenvolvimento de oocistos no solo e, desta
forma, não se justificaria a existência de alta prevalência de toxoplasmose em animais
sentinela dessas regiões.
Contudo, a resistência ambiental de oocistos de T. gondii pode depender do seu
estágio de esporulação (LINDSAY et al., 2002), o que garante a manutenção de oocistos
viáveis no solo mesmo em altas temperaturas, embora por um curto espaço de tempo. Estudos
anteriores já demonstraram que a exposição a 37°C durante o período de 24 horas foi
suficiente para a letalidade de oocistos não esporulados, enquanto que oocistos infectantes
sobrevivem pelo menos 32 dias submetidos à temperatura de 35°C (DUBEY et al., 1970).
Alguns autores, ainda, defendem que pode ser um equívoco atribuir-se diferenças de
prevalências de toxoplasmose a altos índices pluviométricos. Na África, Bisson e
colaboradores (2000), ao observarem elevada prevalência de anticorpos anti-T. gondii em
caprinos oriundos de regiões com “estações secas” prolongadas, sugeriram que a natureza do
solo e sua cobertura vegetal teriam um grau de importância proporcional à pluviosidade na
manutenção da umidade do solo. Esses fatores garantiriam deste modo, a existência de
microclimas favoráveis à manutenção dos oocistos de T. gondii. Afonso e colaboradores
(2006) hipotetisam que condições úmidas, de modo geral, podem aumentar a sobrevivência de
oocistos durante longos períodos de calor, uma sugestão também mencionada por outros
autores (FRENKEL et al., 1975).
55
Além da ingestão de oocistos presentes no solo contaminado, uma importante fonte
alternativa de infecção para galinhas domésticas encontra-se no tipo de nutrimento a elas
fornecido. Em todas as propriedades alvo deste estudo, de acordo com os dados obtidos no
questionário epidemiológico, a alimentação dos animais consistia no aproveitamento de restos
de frutas e de alimentos como complemento da dieta, geralmente composta por grãos,
preferencialmente milho, e suplementada por porções variadas de ração comercial. A prática
comum de fornecer refugos da alimentação humana às aves pode influenciar na dinâmica de
transmissão da toxoplasmose nesses animais, além de reforçar seu papel como animais
sentinela, não apenas da contaminação do ambiente como também da exposição do homem ao
T. gondii.
Apesar da impossibilidade da identificação de fatores de risco associados à
toxoplasmose nos galináceos, os questionários epidemiológicos revelaram que em 13
propriedades rurais era comum a presença de gatos, domesticados ou errantes, convivendo em
um ambiente comum às aves. Sugere-se, portanto, uma participação destes felinos na infecção
das galinhas caipira. Em uma das propriedades, inclusive, era visível a presença de gatos
consumindo vísceras de animais recém-abatidos. Para Hill e Dubey (2002), felinos podem
eliminar milhões de oocistos pelas fezes após a ingestão de apenas um bradizoíto contido em
cisto tecidual de um animal infectado. Embora se saiba que felinos jovens são mais
susceptíveis à infecção toxoplásmica, pela maior oportunidade da primo-infecção, e, portanto,
os principais eliminadores de oocistos nas fezes, não é descartada a importância
epidemiológica de gatos adultos na disseminação da toxoplasmose no ambiente. Em
condições experimentais, gatos re-infectados após seis anos da primeira infecção voltaram a
excretar oocistos, assim como gatos co-infectados por Isospora felis (DUBEY, 1995;
DUBEY; BEATTIE, 1988).
Quanto à titulação das amostras positivas pela RIFI, observou-se que em nenhuma
propriedade as aves apresentavam títulos demasiadamente elevados. Segundo Larsson (1989),
o animal catalogado como positivo em títulos baixos nas reações de RIFI ou HAI já entrou em
contato com o T. gondii e se infectou, em algum momento de sua vida, porém, em virtude de
sua resposta imunológica, das características de patogenicidade e virulência do agente ou da
dose infectante, superou o quadro mórbido, permanecendo apenas a cicatriz imunológica.
Outros autores já avaliaram a relação tempo de infecção versus título de anticorpos em
aves, por meio de infecções experimentais. Galli et al. (2008) realizaram infecção
experimental em frangos domésticos para verificar as diferenças de padrões clínicos e
56
comportamento de aglutininas séricas em animais inoculados com diferentes cepas de T.
gondii. Mediante a infecção com concentrações variadas de oocistos de duas cepas distintas,
via oral, verificou-se um pico de produção de anticorpos 35 dias após a infecção, sendo a
partir daí, observada uma diminuição progressiva dos títulos, apesar de que, durante os 63
dias de duração do experimento, anticorpos ainda foram detectados, pelo método de
aglutinação direta. Em estudo anteriores, Dubey et al. (1993) e Biancifiori et al. (1986)
detectaram, pelos métodos de aglutinação modificado e ELISA, respectivamente, altos títulos
de anticorpos nas galinhas experimentalmente infectadas com oocistos de T. gondii. Ambos
relataram a permanência desses altos títulos, mesmo após 40 a 68 dias da inoculação.
Infecção experimental em frangos e posterior mensuração dos títulos de anticorpos
anti-T. gondii por vários meses ainda não foi realizada. Um estudo mais duradouro poderia
revelar o comportamento da resposta imune humoral em frangos infectados pelo T. gondii
sugerindo se, nestes animais, as infecções aguda e crônica estão relacionadas a altos ou baixos
títulos de anticorpos ou se a produção é intrínseca a cada animal, ou seja, dependendo da
resistência individual de cada um (SILVEIRA, 2009). Altos títulos de anticorpos específicos
podem estar relacionados, ainda, a reinfecções por diferentes cepas de T. gondii (WASTLING
et al., 1995; DZITKO et al., 2006).
De um modo geral, a soropositividade em animais de produção destinados ao consumo
humano não reflete, necessariamente, risco de infecção direta ao homem, devido a variações
no organotropismo de T. gondii em diferentes espécies hospedeiras (CENCI-GOGA et al.,
2011; DUBEY; JONES, 2008). Admite-se que a carne de bovinos e búfalos raramente contém
cistos teciduais, embora, em algumas áreas, a prevalência da infecção por T. gondii nesses
animais seja superior a 90%. Por outro lado, porcos e pequenos ruminantes soropositivos
podem abrigar um grande número de cistos teciduais em sua carne (DUBEY; JONES, 2008),
e o mesmo pode ser observado em relação às galinhas domésticas.
Há quase vinte anos, Literak e Hejlicek (1993) já chamavam a atenção para o fato de
que galinhas oriundas de pequenas criações poderiam conter cistos teciduais de T. gondii,
representando risco de infecção para o homem, principalmente quando estes manipulavam
carnes sem a higiene necessária ou por meio do consumo das mesmas cruas ou mal cozidas.
Dois anos depois, pesquisadores observaram que a proporção de indivíduos que tinham
contato com galinhas criadas em fundo de quintal era maior estatisticamente no grupo com
sorologia reativa do que no grupo com sorologia não reativa. Sugeriram, com isso, uma
57
relação entre o contato com galinhas domésticas e o aumento na oportunidade de adquirir a
infecção por meio do consumo de carne infectada (CAMARGO et al., 2005).
As aves podem ser consideradas como fonte de infecção deste parasito, apesar de
normalmente se manterem clinicamente sadias. Há mais de dez anos, Peixoto e Lopes (1991)
isolaram T. gondii, por bioprova em camundongos albinos, em 30% das galinhas de criação
de fundo de quintal e Kaneto et al. (1997), ao utilizarem inoculação prévia de cepa de T.
gondii em frangos, isolaram o parasito no 35º dia após a infecção de diversos órgãos,
inclusive coração e musculatura esquelética, sem que as aves tivessem qualquer resposta
clínica.
Além desses fatores, o aumento no consumo de carne de galinha caipira, associado a
práticas alimentares culturais, e a alta susceptibilidade desse hospedeiro à infecção pelo
protozoário, podem propiciar razões para que a toxoplasmose aviária supere seu campo de
relevância na contaminação ambiental e na saúde veterinária, e adquira uma significante
importância epidemiológica no ciclo de transmissão da doença. A alta prevalência nos dados
aqui apresentados potencializa, com acuidade, essa questão.
Na culinária nordestina ou brasileira não é comum a utilização de carnes de aves mal
cozidas no preparo de pratos específicos, uma vez que frequentemente são consumidas fritas
ou após longo processo de cozimento. No entanto, tais práticas se resumem, muitas vezes, ao
preparo de cortes da musculatura esquelética da ave, enquanto que vísceras e outros órgãos
nem sempre são submetidos ao cozimento adequado. O coração de galinha, já bem utilizado
na gastronomia de forma tradicional, normalmente é assado na chama e na brasa, servido
como entrada ou “aperitivo”, ou consumido na forma de espetinhos. Nesses casos, a cocção
pode não ocorrer de forma homogênea, favorecendo a viabilidade de possíveis cistos teciduais
presentes na musculatura cardíaca da ave, assumindo um risco real de infecção a humanos.
Tal fato, associado com a tendência, nesse hospedeiro, da formação de cistos teciduais em
coração (KANETO et al., 1997; MEDEIROS; LOPES, 1996; DUBEY et al., 1993), reintera
esta questão.
Estudos de genotipagem de isolados de Toxoplasma gondii em animais de produção
no Rio Grande do Norte, conduzidos pelo nosso grupo (ANDRADE, 2012), mostraram um
rendimento de mais de 60% na obtenção de isolados do parasita em galinhas caipira quando
comparados a suínos, caprinos e/ou ovinos. Apesar de não ter sido possível a utilização do
coração das galinhas para isolamento, uma vez que eram comercializados como iguarias
culinárias; amostras de cérebro permitiram a obtenção de 13 isolados com variações de
58
virulência. Esses dados são corroborados por Dubey e colaboradores (1993), que confirmam
que os órgãos de galinhas que mais se prestam ao isolamento do T. gondii são coração e
cérebro, sendo o primeiro mais adequado. Desse modo, podemos inferir que o consumo de
coração de galinha, uma iguaria muito apreciada no Nordeste, pode ser fonte de infecção para
humanos, servindo como mantenedor da toxoplasmose humana em nosso meio; sendo
importante fator a ser observado na cadeia de transmissibilidade dessa parasitose.
59
6 CONCLUSÕES
1. A elevada proporção de animais soropositivos nas criações de galinhas caipiras nos Estados neste levantamento indica que o protozoário T. gondii encontra-se amplamente difundido no Rio Grande do Norte e Paraíba. 2. A ausência de soropositividade entre os frangos de corte analisados ressalta a pouca importância epidemiológica desses animais no ciclo de transmissão do protozoário. 3. A alta concordância observada entre a RIFI e o ELISA quando se realiza pesquisa de anticorpos anti-T. gondii permite indicar ambas as técnicas como eficientes para o diagnóstico da toxoplasmose aviária. 4. Resultados erráticos de probabilidade da toxoplasmose diagnosticados pelo HAI classificam enfatizam a necessidade de padronização própria dos kits comerciais para o uso em estudos epidemiológicos com espécies animais.
60
REFERÊNCIAS
ABABEF. Associação Brasileira dos Produtores de Frango. Relatório Anual ABABEF . Disponível em: <http://www.abef.com.br/noticias_portal/exibenoticia.php?notcodigo=2264>. Acesso em 26 de setembro de 2011. AFONSO, E.; THULLIEZ, P.; GILOT-FROMONT, E. Transmission of Toxoplasma gondii in an urban population of domestic cats (Felis catus). International Journal of Parasitology, v.36, p.1373-1382, 2006. AGANGA, A. O.; BELINO, E. D. Toxoplasmosis in local breed of chicken in Zaria, Nigeria. International Journal of Zoonoses, v.11, p.170-172, 1984. ALBINO, L. F. T.; JÚNIOR, J. G. de V.; SILVA, J. H. V. Criação de frango e galinha caipira: avicultura alternativa. Viçosa: Aprenda Fácil, 2001. 113p. ALBUQUERQUE, M. C.; CONCEIÇÃO, R. M. P.; NICOLAU, J. L.; NEVES, L. B.; AMENDOEIRA, M. R. R. Avaliação de três métodos sorológicos utilizados no diagnóstico da toxoplasmose. Newslab, v.110, p.96-101, 2012. ALDERS, R.G.; SPRADBROWN, P.B. Controlling Newcastle Disease in Village Chickens: a field manual. Canberra: Australian Centre for International Agricultural Research, 2001. 112p. ALEXANDER, J.; STINTON, V. H. Sex hormony and the course of parasitic infection. Parasitology Today, v.4, p.189-193, 1988. AMATO NETO, V.; CAMPOS, R.; BARUZZI, R. G.; DUARTE, M. I. S. Toxoplasmose. São Paulo: Sarvier, 1982. ANDRADE, M. M. C. Prevalência da toxoplasmose em ovinos e caracterização molecular de isolados de Toxoplasma gondii (Nicolle & Manceaux, 1909) obtidos de animais de produção no Estado do Rio Grande do Norte. 2012. Tese (Doutorado em Parasitologia), Universidade Federal de Minas Gerais, Belo Horizonte, 2012. 122p. APPLEFORD, P. J.; SMITH, J. E. Toxoplasma gondii the growth characteristics of three virulent strains. Acta Tropica, v. 65, p. 97-104, 1997. ARAUJO F.A.P.; SILVA N.R.S.; CHAPLIN E.L.; BIGATTI, L. E. Prevalência de anticorpos toxoplásmicos em frangos abatidos para consumo humano em Porto Alegre, Rio Grande do Sul. Arquivos da Faculdade de Veterinária da UFRGS, v.17, p.23-28, 1989. ARAÚJO NETO, J. O.; AZEVEDO, S. S.; GENNARI, S. M.; FUNADA, M. R.; PENA, H. F. J.; ARAÚJO, A. R. C. P.; BATISTA, C. S. A.; SILVA, M. L. C. R.; GOMES, A. A. B.; PIATTI, R. M.; ALVES, C. J. Prevalence and risk factors for anti-Toxoplasma gondii antibodies in goats of the Seridó microregion, Rio Grande do Norte state, Northeast region of Brazil. Veterinary Parasitology, v.156, p.329-332, 2008.
61
AZEVEDO, S. S.; BATISTA, C. S. A.; VASCONCELLOS, S. A.; AGUIAR, D. M.; RAGOZO, A. M. A.; RODRIGUES, A. A. R.; ALVES, C. J.; GENNARI, S. M. Seroepidemiology of Toxoplasma gondii and Neospora caninum in dogs from the state of Paraíba, northeast region of Brazil. Research in Veterinary Science, v.79, p.51-56, 2005. BACKES, A. A.; RONER, M. N. B.; BARBOSA, L. Viabilidade de um sistema de produção e alimentação alternativa para frango de corte direcionado para agricultura familiar. Revista da Fapese, v.5, p.37-46, 2009. BARBOSA, S. A. A. Survey of anti-Toxoplasma gondii antibodies by modified agglutination test in chicken slaughtered for consumption in Belém city, Northern Brazil. Revista do Instituto Adolf Lutz , v.66, p.228, 2007. BARBOSA, I. R.; HOLANDA, C. M. C. X.; ANDRADE-NETO, V. F. Toxoplasmosis screening and risk factors amongst pregnant females in Natal, northeastern Brazil. Transactions of the Royal Society Medicine and Hygiene, v.103, p.377-382, 2009. BARROS, M. A. I.; NAVARRO, I. T.; MARANA, E. R. M.; SHIDA, P. N. Toxoplasmose humana: inquérito sorológico em habitantes da região rural de Londrina, Paraná, Brasil. In: VIII Seminário Brasileiro de Parasitologia Veterinária . Londrina: Colégio Brasileiro de Parasitologia Veterinária, p.16, 1993. BELTRAME, M. A. V.; PENA, H. F. J.; TON, N. C.; LINO, A. J. B.; GENNARI, S. M.; DUBEY, J. P.; PEREIRA, F. E. L. Seroprevalence and isolation of Toxoplasma gondii from free-range chickens from Espírito Santo state, southeastern Brazil. Veterinary Parasitology, 2012, no prelo. BIANCIFIORI, F.; RONDINI, C.; GRELLONI, V.; FRESCURA, T. Avian toxoplasmosis: experimental infection of chickens and pigeon. Comparative Immunology, Microbiology & Infectious Diseases, v.9, p.337-346, 1986. BISSON, A.; MALEY, S.; RUBAIRE-AKIIKI, C. M.; WASTLING, J. M. The seroprevalence of antibodies to Toxoplasma gondii in domestic goats in Uganda. Acta Tropica, v.76, p.33-38, 2000. BLACK, M.W.; BOOTHROYD, J.C. Lytic cycle of Toxoplasma gondii. Microbiology and Molecular Biology Reviews, v.64, p.607-623, 2000. BLISS, S. K.; GAVRILESCU, L. C.; ALCARAZ, A.; DENKERS, E. Y. Neutrophil depletion during Toxoplasma gondii infection leads to impaired immunity and lethal systemic pathology. Infection and Immunity , v.69, p.4898-4905, 2001. BOECHAT, V. C.; MACEDO-COUTO, R.; CASARTELLI-ALVES, L.; FERREIRA, L. C.; NEVES, L. B.; NICOLAU, J. L.; OLIVEIRA, R. V. C.; AMENDOEIRA, M. R. R.; SCHUBACH, T. M. P.; MENEZES, R. C. Frequência e fatores associados à infecção por Toxoplasma gondii em galinhas criadas extensivamente nos municípios de Maricá e Rio Bonito, Estado do Rio de Janeiro. In: XXII Congresso Brasileiro de Parasitologia, 2011, São Paulo. Resumos... São Paulo: Sociedade Brasileira de Parasitologia, 2011.
62
BONAPAZ, R. S.; HERMES-ULIANA, C.; SANTOS, F. N.; SILVA, A. V.; ARAÚJO, E. J. A.; SANT’ANA, D. M. G. Effects of infection with Toxoplasma gondii oocysts on the intestinal wall and the myenteric plexus of chicken (Gallus gallus). Pesquisa Veterinária Brasileira, v.30, p.787-792, 2010. BONNA, I. C. F.; FIGUEIREDO, F. B.; COSTA, T.; VICENTE, R. T.; SANTIAGO, C. A. D.; NICOLAU, J. L.; NEVES, L. B.; MILLAR, P. R.; SOBREIRO, L. G.; AMENDOEIRA, M. R. R. Estudo soroepidemiológico da infecção por Toxoplasma gondii em suínos e frangos, para abate, em região rural do Rio de Janeiro. Revista Brasileira de Ciência Veterinária, v.13, p.186-189, 2006. BOPHALE, G. M. Pathogenesis of toxoplasmosis. Comparative Immunology, Microbiology and Infectious Diseases, v.26, p.213-222, 2003. BRANDAO, G. P.; FERREIRA, A. M.; MELO, M. N.; VITOR, R. W. A. Characterization of Toxoplasma gondii from domestic animals from Minas Gerais, Brazil. Parasite, v.13, p.143-149, 2006. CAMARGO, M. C. V.; ANTUNES, C. M. F.; CHIARI, C. A. Epidemiologia da infecção por Toxoplasma gondii no município de Ribeirão das Neves, MG. I. Importância dos animais domésticos como fonte de infecção do T. gondii para o homem. Revista da Sociedade Brasileira de Medicina Tropical, v.28, p.211-214, 1995. CAMARGO, M. E.; FERREIRA, A. W.; MINEO, J. R.; TAKIGUTI, C. K.; NAKAHARA, O. S. Immunoglobulin G and immunoglobulin M enzyme-linked immunosorbent assays and defined toxoplasmosis serological patterns. Infection and Immunity , v.21, p.55-8, 1978. CANTOS, G. A.; PRANDO, M. D.; SIQUEIRA, M. V.; TEIXEIRA, R. M. Toxoplasmose: ocorrência de anticorpos anti-Toxoplasma gondii e diagnóstico. Revista da Associação Médica Brasileira, v.46, p.335-341, 2000. CARINI, A. Infection spontanée du pigeon et du chien due au Toxoplasma cuniculi. Bulletin de la Société de Pathologie Exotique, v.4, p.518–519, 1911. CAVALCANTE, G. T.; AGUIAR, D. M.; CAMARGO, L. M. A.; LABRUNA, M. B.; ANDRADE, H. F.; MEIRELLES, L. R.; DUBEY, J. P.; THULLIEZ, P.; DIAS, R. A.; GENNARI, S. M. Seroprevalence of Toxoplasma gondii antibodies in humans from rural Western Amazon, Brazil. Journal of Parasitology, v.92, p.647-649, 2006. CENCI-GOGA, B. T.; ROSSITTO, P. V.; SECHI, P.; MCCRINDLE, C. M.; CULLOR, J. S. Toxoplasma in animals, food and humans: An old parasite of new concern. Foodborne Pathogens and Disease, v.8, p.751-762, 2011. CHIARI, C. A. Soroepidemiologia da Toxoplasmose Caprina. 1981. 131f. Tese (Doutorado em Ciências) – Instituto de Ciências Biológicas, Universidade Federal de Minas Gerais, Belo Horizonte, 1981. CHIARI, C. A.; LIMA, J. D.; LIMA, W. dos S.; ANTUNES, C. M. F. Soroepidemiologia da Toxoplasmose Caprina em Minas Gerais, Brasil. Arquivo Brasileiro de Medicina Veterinária e Zootecnia, v.39, p.587-600, 1987.
63
CHUMPOLBANCHORN, K.; ANANKEATIKUL, P.; RATANASAK, W.; WIENGCHAROEN, J.; THOMPSON, R. C. A.; SUKTHANA, Y. Prevalence of Toxoplasma gondii indirect fluorescent antibodies in naturally- and experimentally-infected chickens (Gallus domesticus) in Thailand. Acta Parasitologica, v.54, p.194-196, 2009. CLEMENTINO, M. M.; SOUZA, M. F.; ANDRADE NETO, V. F. Seroprevalence and Toxoplasma gondii avidity in sheep from Lajes, Brazil. Veterinary Parasitology, v.146, p.199-203, 2007. COELHO, R. A.; KOBAYASHI, M.; CARVALHO JUNIOR, L. B. Prevalence of IgG antibodies specific to Toxoplasma gondii among blood donors in Recife, Northeast Brazil. Revista do Instituto de Medicina Tropical de São Paulo, v.45, p.229-231, 2003. CONTRERAS, M. C.; SCHENONE, H.; SALINAS, P.; SANDOVAL, L.; ROJAS, A.; VILLARROEL, F.; SOLIS, F. Seroepidemiology of human toxoplasmosis in Chile. Revista do Instituto de Medicina Tropical de São Paulo, v.38, p.431-435, 1996. COSTA, T. L.; SILVA, M. G.; RODRIGUES, I. M. X.; BARBARESCO, A. A.; AVELINO, M. M.; CASTRO, A. M. Diagnóstico clínico e laboratorial da toxoplasmose. Newslab, v.85, p.88-104, 2007. COSTA, K.S.; SANTOS, S.L.; UZEDA, R.S.; PINHEIRO, A.M.; ALMEIDA, M.A.; ARAUJO, F.R.; MCALLISTER, M.M.; GONDIM, L.F. Chickens (Gallus domesticus) are natural intermediate hosts of Neospora caninum. International Journal for Parasitology, v.38, p.157-159, 2008. COURA, J. R. Dinâmica das Doenças Infecciosas e Parasitárias. Rio de Janeiro: Guanabara Koogan, v.1, p.815-832, 2005. COX, F. E. G. History of human parasitology. Clinical Microbiology Reviews, v.15, p.595-612, 2002. DA SILVA, D.S.; BAHIA-OLIVEIRA, L.M.; SHEN, S.K., KWOK, O.C.; LEHMAN, T.; DUBEY, J.P. Prevalence of Toxoplasma gondii in chickens from an area in southern Brazil highly endemic to humans. The Journal of Parasitology, v.89, p.394-396, 2003. DE MELLO, F. On a toxoplasmid of Fulica atra L. with special reference to a probable sexuality of agametes. Proceedings of Indian Academy of Science, v.1, p.705–709, 1935. DE OLIVEIRA, L.N.; COSTA JUNIOR, L.M.; DE MELO, C.F.; RAMOS SILVA, J.C.; BEVILAQUA, C.M.; AZEVEDO, S.S.; MURADIAN, V.; ARAUJO, D.A.; DUBEY, J.P.; GENNARI, S.M. Toxoplasma gondii isolates from free-range chickens from the northeast region of Brazil. The Journal of Parasitology, v.95, p.235-237, 2009. DESMONTS, G.; REMINGTON, J. S. Direct agglutination test for diagnosis of Toxoplasma infection: method for increasing sensitivity and specificity. Journal of Clinical Microbiology , v.11, p.562-568, 1980.
64
DEVADA, K.; ANANDAN, R.; DUBEY, J. P. Serologic prevalence of Toxoplasma gondii in chickens in Madras, India. Journal of Parasitology, v.84, p.621-622, 1998. DEYAB, A. K.; HASSANEIN, R. Zoonotic toxoplasmosis in chicken. Journal of the Egyptian Society of Parasitology, v.35, p.341-350, 2005. DOLBERG, F. A livestock development approach that contributes to poverty alleviation and widespread improvement of nutrition among the poor. IFAD Workshop - Malnutrition in Developing Countries: generating capabilities for effective community action, 2001. 12p. DRESSEN, D.W. Toxoplasma gondii infections in wildlife. Journal of the American Veterinary Medical Association, v.196, p.274-276, 1990. DUBEY, J. P. Toxoplasmosis in cats. Feline Practice, v.16, p.12-26, 1986. DUBEY, J. P. Toxoplasma, Neospora, Sarcocystis, and other tissue cyst-forming coccidia of humans and animals, In: KREIER, J. P. (Ed.). Parasitic protozoa, New York: Academic Press, Inc., v.6, p.150-158, 1993. DUBEY, J. P. Duration of immunity to shedding of Toxoplasma gondii oocysts by cats. Journal for Parasitology, v.81, p.410-415, 1995. DUBEY, J.P. A review of toxoplasmosis in wild birds. Veterinary Parasitology, v.106, p.121-153, 2002. DUBEY, J. P. The history of Toxoplasma gondii – The first 100 years. Jounal of Eukaryotic Microbiology , v.55, p.446-475, 2008. DUBEY, J.P. Toxoplasma gondii Infections in Chickens (Gallus domesticus): Prevalence, Clinical Disease, Diagnosis and Public Health Significance. Zoonoses and Public Health, v.57, p.60-73, 2010. DUBEY, J. P.; BEATTIE, C. P. Toxoplasmosis of animals and man. Boca Raton, Florida. CRC Press, 1988. DUBEY, J. P.; FRENKEL, J. K. Toxoplasmosis of rats: a review, with considerations of their value as an animal model and their possible role in epidemiology. Veterinary Parasitology, v.77, p.1-32, 1998. DUBEY, J. P.; JONES, J. L. Toxoplasma gondii infection in humans and animals in the United States. International Journal for Parasitology, v.38, p.1257-1278, 2008. DUBEY, J.P.; THULLIEZ, P. Serologic diagnosis of toxoplasmosis in cats fed Toxoplasma gondii tissue cysts. Journal of the American Veterinary Medical Association, v.194, p.1297-1299, 1989. DUBEY, J. P.; MILLER, N. L.; FRENKEL, J .K. The Toxoplasma gondii oocyst from cat feces. The Journal of Experimental Medicine, v.132, p.636-662, 1970.
65
DUBEY, J. P.; WILLIAMS, J. F.; WEISBRODE, S. E. Caprine toxoplasmosis: abortion, clinical signs and distribution of Toxoplasma in tissues of goats fed Toxoplasma gondii oocysts. American Journal of Veterinary Research, v.41, p.1072-1076, 1980. DUBEY, J.P.; PORTER, S.L.; TSENG, F.; SHEN, S.K.; THULLIEZ, P. Induced toxoplasmosis in owls. Journal of Zoo and Wildlife Medicine, v.23, p.98 -102, 1992. DUBEY, J. P.; CAMARGO, M. E.; RUFF, M. D.; WILKINS, G. C.; SHEN, S. K.; KWOK, O. C. H.; THULLIEZ, P. Experimental toxoplasmosis in turkeys. Journal of Parasitology, v.79, p.949-952, 1993a. DUBEY, J. P.; RUFF, M. D.; CAMARGO, M .E.; SHEN, S. K.; WILKINS, G. L.; KWOK, O. C.; THULLIEZ, P. Serologic and parasitologic responses of domestic chickens after oral inoculation with Toxoplasma gondii oocysts. American Journal of Veterinary Research, v.54, p.1668-1672, 1993b. DUBEY, J. P.; RUFF, M. D.; KWOK, O. C. H.; SHEN, S. K.; WILKINS, G. C.; THULLIEZ. P. Experimental toxoplasmosis in Bobwhite quail (Colinus virginianus). Journal of Parasitology, v.79, p.935-939, 1993c. DUBEY J. P.; GOODIN, M. A.; RUFF, M. D.; KWOK, O. C. H.; SHEN, S. K.; WILKINS, G. C.; THULLIEZ, P. Experimental toxoplasmosis in Japanese quail. Journal of Veterinary Diagnostic Investigation, v.6, p.216-221, 1994a. DUBEY, J. P.; RUFF, M. D.; WILKINS, G. C.; SHEN, S. K.; KWOK, O. C. H. Experimental toxoplasmosis in pheasants (Phasianus colchicus). Journal of Wildlife Diseases, v.30, p.40-45, 1994b. DUBEY, J. P.; GOODWIN, M. A.; RUFF, M. D.; SHEN, S. K.; KWOK, O. C. H.; WILKINS, G. L.; THULLIEZ, P. Experimental toxoplasmosis in chukar partridges (Alectoris graeca). Avian Pathology, v.24, p.95-107, 1995. DUBEY, J. P.; LINDSAY, D. S.; SPEER, C. A. Structures of Toxoplasma gondii tachyzoites, bradyzoites and sporozoites and biology and development of tissue cysts. Clinical Microbiology Reviews, v.11, p.267-299, 1998. DUBEY, J.P.; GARNER, M.W.; WILLETTE, M.M.; BATEY, K.L.; GARDINER, C.H. Disseminated toxoplasmosis in magpie geese (Anseranas semipalmata) with large numbers of tissue cysts in livers. The Journal of Parasitology, v.87, p.219-223, 2001. DUBEY, J.P.; GRAHAM, D.H.; BLACKSTON, C.R.; LEHMANN, T.; GENNARI, S.M.; RAGOZO, A.M.; NISHI, S.M.; SHEN, S.K.; KWOK, O.C.; HILL, D.E.; THULLIEZ, P. Biological and genetic characterisation of Toxoplasma gondii isolates from chickens (Gallus domesticus) from Sao Paulo, Brazil: unexpected findings. International Journal for Parasitology, v.32, p.99-105, 2002. DUBEY, J.P.; GRAHAM, D.H.; DA SILVA, D.S.; LEHMANN, T.; BAHIA OLIVEIRA, L.M. Toxoplasma gondii isolates of free-ranging chickens from Rio de Janeiro, Brazil: mouse mortality, genotype, and oocyst shedding by cats. The Journal of Parasitology, v.89, p.851-853, 2003a.
66
DUBEY, J.P.; GRAHAM, D.H.; DAHL, E.; HILALI, M.; EL-GHAYSH, A.; SREEKUMAR, C.; KWOK, O.C.; SHEN, S.K.; LEHMANN, T. Isolation and molecular characterization of Toxoplasma gondii from chickens and ducks from Egypt. Veterinary Parasitology, v.114, p.89-95, 2003b. DUBEY, J.P.; GRAHAM, D.H.; DAHL, E.; SREEKUMAR, C.; LEHMANN, T.; DAVIS, M.F.; MORISHITA, T.Y. Toxoplasma gondii isolates from free-ranging chickens from the United States. The Journal of Parasitology, v.89, p.1060-1062, 2003c. DUBEY, J. P.; NAVARRO, I. T.; GRAHAM, D. H.; DAHL, E.; FREIRE, R. L.; PRUDENCIO, L. B.; SREEKUMAR, C.; VIANNA, M. C.; LEHMANN, T. Characterization of Toxoplasma gondii isolates from free-range chickens from Paraná, Brazil. Veterinary Parasitology, v.117, p.229-234, 2003d. DUBEY. J. P.; VENTURINI, M .C.; VENTURINI, L.; PISCOPO, M.; GRAHAM, D. H.; DAHL, E.; SREEKUMAR, C.; VIANNA, M. C.; LEHMANN, T. Isolation and genotyping of Toxoplasma gondii from free-ranging chickens from Argentina. The Journal of Parasitology, v.89, p.1063-1064, 2003e. DUBEY, J. P.; LEVY, M.; SREEKUMAR, C.; KWOK, O. C. H.; SHEN, S. K.; DAHL, E.; THULLIEZ, P.; LEHMANN, T. Tissue distribution and molecular characterization of chicken isolates of Toxoplasma gondii from Peru. The Journal of Parasitology, v.90, p.1015-1018, 2004a. DUBEY, J.P., MORALES, E.S.; LEHMANN, T. Isolation and genotyping of Toxoplasma gondii from free-ranging chickens from Mexico. The Journal of Parasitology, v.90, p.411-413, 2004b. DUBEY, J. P.; PARNELL, P. G.; SREEKUMAR, C; VIANNA, M. C.; DE YOUNG, R, W.; DAHL, E.; LEHMANN, T. Biologic and molecular characteristics of Toxoplasma gondii isolates from striped skunk (Mephitis mephitis), Canada goose (Branta canadensis), black-winged lory (Eos cyanogenia), and cats (Felis catus). The Journal of Parasitology, v.90, p.1171-1174, 2004c. DUBEY, J. P.; SALANT, H.; SREEKUMAR, C.; DAHL, E.; VIANNA, M. C. B.; SHEN, S. K.; KWOK, O. C. H.; SPIRA, D.; HAMBURGER, J.; LEHMANN, T. High prevalence of Toxoplasma gondii in a commercial flock of chickens in Israel, and public health implications of free-range farming. Veterinary Parasitology, v.121, p.317-322, 2004d. DUBEY, J. P.; KARHEMERE, S.; DAHL, C.; SREEKUMAR, C.; DIABATÉ, A.; DABIRÉ, K. R.; VIANNA, M. C. B.; KWOK, O. C. H.; LEHMANN, T. First biologic and genetic characterization of Toxoplasma gondii isolates from chickens from Africa (Democratic Republic of Congo, Mali, Burkina Faso and Kenya). The Journal of Parasitology, v.91, p.69-72, 2005. DUBEY, J. P.; GENNARI, S. M.; LABRUNA, M. B.; CAMARGO, L. M.; VIANNA, M. C.; MARCET, P. L..; LEHMANN, T. Characterization of Toxoplasma gondii isolates in free-range chickens from Amazon, Brazil. The Journal of Parasitology, v.92, p.36-40, 2006a.
67
DUBEY, J. P.; PATITUCCI, A. N.; SU, C.; SUNDAR, N.; KWOK, O. C. H.; SHEN, S. K. Characterization of Toxoplasma gondii isolates in free-range chickens from Chile, South America. Veterinary Parasitology, v.140, p.76-82, 2006b. DUBEY, J. P.; SUNDAR, N.; PINEDA, N.; KYVSGAARD, N. C.; LUNA, L. A.; RIMBAUD, E.; OLIVEIRA, J. B.; KWOK, O. C. H.; QI, Y.; SU, C. Biologic and genetic characateristics of Toxoplasma gondii isolates in free-range chickens from Nicaragua, Central America. Veterinary Parasitology, v.142, p.47-53, 2006c. DUBEY, J. P.; VIANNA, M. C. B.; SOUSA, S.; CANADA, N.; MEIRELES, S.; CORREIA DA COSTA, J. M.; MARCET, P. L.; LEHMANN, T.; DARDÉ, M. L.; THULLIEZ, P. Characterization of Toxoplasma gondii isolates in free-range chickens from Portugal. The Journal of Parasitology, v.92, p.184-186, 2006d. DUBEY, J. P.; APPLEWHAIT, L.; SUNDAR, N.; VELMURUGAN, G. V.; BANDINI, L. A.; KWOK, O. C. H.; HILL, R.; SU, C. Molecular and biological characterization of Toxoplasma gondii isolates from free-range chickens from Guyana, South America identified several unique and common parasite genotypes. Parasitology, v.134, p.1559-1566, 2007a. DUBEY, J.P.; SUNDAR, N.; GENNARI, S.M.; MINERVINO, A.H.; FARIAS, N.A.; RUAS, J.L.; DOS SANTOS, T.R.; CAVALCANTE, G.T.; KWOK, O.C.; SU, C. Biologic and genetic comparison of Toxoplasma gondii isolates in free-range chickens from the northern Para state and the southern state Rio Grande do Sul, Brazil revealed highly diverse and distinct parasite populations. Veterinary Parasitology, v.143, p.182-188, 2007b. DUBEY, J. P.; WEBB, D. M.; SUNDAR, N.; VELMURUGAN, G. V.; BANDINI, L. A.; KWOK, O. C. H.; SU, C. Endemic avian toxoplasmosis on a farm in Illinois: clinical disease, diagnosis, biologic and genetic characteristics of Toxoplasma gondii isolates from chickens (Gallus domesticus), and a goose (Anser anser). Veterinary Parasitology, v.148, p.207-212, 2007c. DUBEY, J.P.; HUONG, L.T.; LAWSON, B.W.; SUBEKTI, D.T.; TASSI, P.; CABAJ, W.; SUNDAR, N.; VELMURUGAN, G.V.; KWOK, O.C.; SU, C. Seroprevalence and isolation of Toxoplasma gondii from free-range chickens in Ghana, Indonesia, Italy, Poland, and Vietnam. The Journal of Parasitology, v.94, p.68-71, 2008. DUBEY, J. P.; VELMURUGAN, G.V.; MORALES, J. A.; ARQUEDAS, R.; SU, C. Isolation of Toxoplasma gondii from the keel-billed toucan (Ramphastos sulfuratus) from Costa Rica. The Journal of Parasitology, v.95, p.467-468, 2009. DUBEY, J. P.; RAJENDRAN, C.; COSTA, D. G.; FERREIRA, L. R.; KWOK, O. C.; SU, C.; MARVULO, M. F.; ALVES, L. C.; MOTA, R. A.; SILVA, J. C. New Toxoplasma gondii genotypes isolated from free-range chickens from the Fernando de Noronha, Brazil: unexpected findings. The Journal of Parasitology, v.96, p.709-712, 2010. DUNCANSON, R. S.; TERRY, J. E.; SMITH, G. H. High levels of congenital transmission of Toxoplasma gondii in a commercial sheep flock. International Journal for Parasitology, v.31, p.1699-1703, 2001.
68
DZITKO, K.; STACZEK, P.; GATKOWSKA, J.; DLUGONSKA, H. Toxoplasma gondii: Serological recognition of reinfection. Experimental Parasitology, v.112, p.134-137, 2006. EL-MASSRY, A.; MAHDY, O. A.; EL-GHAYSH, A.; DUBEY, J. P. Prevalence of Toxoplasma gondii antibodies in sera of turkeys, chickens and ducks from Egypt. The Journal of Parasitology, v.86, p.627-628, 2000. ERICHSEN, S.; HARBOE, A. Toxoplasmosis in chickens. Acta Pathologica, Microbiologica et Immunologica Scandinavica, v.33, p.56-71, 1953. ESTEBAN-REDONDO, I.; INNES, E. A. Toxoplasma gondii infection in sheep and cattle. Comparative Immunology Microbiology Infectious Disease, v.20, p.191-196, 1997. EVERITT, R. S. Statistical Methods for Medical Investigations. Oxford University Press, New York/ Edward Arnold, London, 1989. FERRARONI, J.J.; MARZOCHI, M.C. Prevalence of Toxoplasma gondii infection in domestic and wild animals, and human groups of the Amazonas region. Memórias do Instituto Oswaldo Cruz, v.75, p.99-109, 1980. FIALHO, C.G.; ARAUJO, F.A.P. Detecção de anticorpos para Toxoplasma gondii em soro de suínos criados e abatidos em frigoríficos da região da grande Porto Alegre- RS, Brasil. Ciência Rural, v.33, p.893-897, 2003. FIALHO, C.G.; ARAÚJO, F.A.P. Comparação entre os testes de imunofluorescência indireta e hemaglutinação indireta para a detecção de anticorpos anti- Toxoplasma gondii em soros de suínos. Acta Scientiae Veterinariae, v.30, p.185-189, 2002. FIGUEIREDO, J. F.; SILVA, D. A.; CABRAL, D. D.; MINEO, J. R. Seroprevalence of Toxoplasma gondii infection in goats by the indirect haemaglutination, immunofluorescence and immunoenzymatic tests in the Region of Uberlândia, Brazil. Memórias do Instituto Oswaldo Cruz, v.96, p.687-692, 2001. FOCACCIA, R.; HYAKUTAKE, S.; SICILIANO, S. F.; BAZONE, J. R. C.; FELDMAN, C.; MAZZA, C. C.; VERONESI, R. Prevalência de Toxoplasmose-Infecção em comunidades ilhadas do litoral Sul do Estado de São Paulo. Revista do Hospital de Clínicas da Faculdade de Medicina de São Paulo, v.37, p.164-166, 1982. FRENKEL, J. K. Pathophysiology of toxoplasmosis. Parasitology Today, v.4, p.273-278, 1988. FRENKEL, J. K.; DUBEY, J. P.; MILLER, N. L. Toxoplasma gondii in cats: fecal stages identified as coccidian oocysts. Science, v.167, p.893-896, 1970. FRENKEL, J. K.; PFEFFERKORN, E. R.; SMITH, D. D.; FISHBACK, J. L. Prospective vaccine prepared from a new mutant of Toxoplasma gondii for use in cats. American Journal of Veterinary Research, v.52, p.759-763, 1991.
69
FRENKEL, J. K.; RUIZ, A.; CHINCHILLA, M. Soil survival of Toxoplasma gondii in Kansas and Costa Rica. The American Journal of Tropical Medicine and Hygiene, v.24, p.439-443, 1975. FREYRE, A.; BONINO, J.; FALCON, J.; CASTELLS, D.; CORREA, O.; CASARETTO, A. The incidence and economic significance of ovine toxoplasmosis in Uruguay. Veterinary Parasitology, v.81, p.85-88, 1999. FRIGOTTO, E.; FERRANTI, O.; HERBES, A. L.; ESCOPELLI, K. S. Diagnóstico por hemoaglutinação indireta para toxoplasmose em criações comerciais de aves da região oeste de Santa Catarina. In: XXII Congresso Brasileiro de Parasitologia, 2011, São Paulo. Resumos... São Paulo: Sociedade Brasileira de Parasitologia, 2011. GALLI, S.; BELINATO, F. C.; LUCAS, T. M.; DA SILVA, R. C.; LANGONI, H.; DA SILVA, A. V. Infecção experimental de frangos domésticos (Gallus gallus) com cepas geneticamente distintas de Toxoplasma gondii. Veterinária e Zootecnia, v.15, p.542-550, 2008. GARCIA, J. L.; NAVARRO, I. T. Levantamento soroepidemiológico da toxoplasmose em moradores da zona rural do município de Guaraci – Paraná – Brasil. Semina: Ciências Agrárias, v.16, p.63-67, 1995. GARCIA, J. L., NAVARRO, I. T., OGAWA, L.; OLIVEIRA, R. C. Soroprevalência do Toxoplasma gondii, em suínos, bovinos, ovinos e equinos, e sua correlação com humanos, felinos e caninos, oriundos de propriedades rurais do Norte do Paraná-Brasil. Ciência Rural, v.29, p.91-97, 1999. GARCIA, J. L.; NAVARRO, L.; OLIVEI, I. T.; OGAWA, R. C.; MARANA, E. R. M. Soroprevalência do Toxoplasma gondii em galinhas (Gallus gallus domesticus) de criações domésticas, oriundas de propriedades rurais do norte do Paraná, Brasil. Ciência Rural, v.30, p.123-127, 2000. GARCIA, J. L.; GENNARI, S. M.; NAVARRO, I. T.; MACHADO, R. Z.; HEADLEY, S. A.; VIDOTTO, O.; GUIMARÃES JUNIOR, J. S.; BUGNI, F. M.; IGARASHI, M. Evaluation of IFA, MAT, ELISAs and immunoblotting for the detection of anti-Toxoplasma gondii antibodies in paired serum and aqueous humour samples from experimentally infected pigs. Research in Veterinary Science, v.84, p.237-242, 2008. GARCIA-VAZQUEZ, Z.; ROSARIO-CRUZ, R.; DIAZ-GARCIA, G.; HERNANDEZ-BAUMGARTEN, O. Seroprevalence of Toxoplasma gondii infection in cattle, swine and goats in four Mexican states. Preventive Veterinary Medicine, v.17, p.127-132, 1993. GHORBANI, M.; GHARAVI, M. J.; KAHNAMOUI, A. Serological and parasitological investigations on Toxoplasma infection in domestic fowls in Iran. Iranian Journal of Public Health, v.19, p.9-17, 1990. GOODMAN, J. W. Immunoglobulin structure and function. In: STITES, D. P.; TERR, A. I. Basic and clinical immunology. 7.ed. Norwalk: Appleton & Lange, 1991. p.109-121.
70
GROSS, U.; HOLPERT, M.; GOEBEL, S. Impact of stage differentiation on diagnosis of toxoplasmosis. Annali dell’nstituto Superior di Sanità , v.40, p.65-70, 2004. GUÈYE, E. F. Diseases in village chickens: control trough ethnoveterinary medicine. ILEIA Newsletter, v.13, p.20-21, 1997. GUIMARÃES, A. C.; KAWARABAYASHI, M.; BORGES, M. M.; TOLEZANO, J. E.; ANDRADE JUNIOR, H. F. Regional variation in toxoplasmosis seronegativity in São Paulo metropolitan region. Revista do Instituto de Medicina Tropical de São Paulo, v.35, p.479-483, 1993. HARFOUSH, M.; TAHOON, A. N. Seroprevalence of Toxoplasma gondii antibodies in domestic ducks, free-range chickens, turkeys and rabbits in Kafr El-Sheikh Governorate Egypt. Journal of the Egyptian Society of Parasitology, v.40, p.295-302, 2010. HILL, D.; DUBEY, J. P. Toxoplasma gondii: transmission, diagnosis and prevention. Clinical Microbiology and Infection, v.8, p.634-640, 2002. HILL, D.; SREEKUMAR, C.; DUBEY, J. P.; LUNNEY, J. K.; GAMBLE, H. R. Comparison of detection methods for Toxoplasma gondii in naturally and experimentally infected swine. Veterinary Parasitology, v.141, p.9-17, 2006. IDEMA. Instituto de Desenvolvimento Sustentável e Meio Ambiente do Rio Grande do Norte. Anuário Estatístico do Rio Grande do Norte 2010. Disponível em: <http://www.idema.rn.gov.br/contentproducao/aplicacao/idema/socio_economicos/arquivos/Anuario-CDROM%202010/index.htm>. Acesso em 25 de abril de 2012. INCI, A.; BABUR, C.; DINCER, S.; ERDAL, N. Detection of anti-Toxoplasma gondii using Sabin-Feldman dye test in domestic fowls in some provinces in Turkey. Türkiye Parazitoloji Dergisi, v.22, p.420-423, 1998. INNES, E. A. Toxoplasmosis: comparative species susceptibility and host immune response. Comparative Immunology, Microbiology & Infectious Diseases, v.20, p.131-138, 1997. KANETO, C. N.; COSTA, A. J.; PAULILLO, A. C.; MORAES, F. R.; MURAKAMI, T. O.; MEIRELLES, M. V. Experimental toxoplasmosis in broiler chicks. Veterinary Parasitology, v.69, p.203-210, 1997. KIRKPATRICK, C.E.; COLVIN, B.A.; DUBEY, J.P. Toxoplasma gondii antibodies in common barn-owls (Tyto alba) and pigeons (Columba livia) in New Jersey. Veterinary Parasitology, v.36, p.177-180, 1990. KITALYI, A. J. Village chicken production systems in developing countries. What does the future hold? World Animal Review, v.89, p.48-53, 1998. LANG, C.; GROSS, U.; LUDER, C. G. Subversion of innate and adaptive immune responses by Toxoplasma gondii. Parasitology Research, v.100, p.191-203, 2006. LARSSON, C. D. Diagnóstico laboratorial da Toxoplasmose: reações utilizadas e interpretação clínica. Cães e Gatos, jan/fev, p.5-11, 1989.
71
LEITE, A.S.; ALVES, L.C.; FAUSTINO, M.A.G. Serological survey of Toxoplasmosis in birds from Cracidae family in a wild bird center facility at Pernambuco state, Northeast of Brazil. Medicina Veterinária Recife, v.1, p.55-57, 2007. LEVINE, N.D. Taxonomy of Toxoplasma. Journal of Protozoology, v.24, p.36–41, 1977. LEVINE, N. D.; CORLISS, J. O.; COX, F. E. G.; DEROUX, G.; GRAIN, J.; HONIGBERG, B. M.; LEEDALE, G. F.; LOEBLICH, A. R.; LOM, J.; LYNN, D.; MERINFELD, E. G.; PAGE, F. C.; POLJANSKY, G.; SPRAGUE, V.; VAVRA, J.; WALLACE. F.G. A newly revised classification of the Protozoa. Journal of Protozoology, v.27, p.37-58, 1980. LINDSAY, D. S.; BLAGBURN, B. L.; DUBEY, J. P. Survival of nonsporulated Toxoplasma gondii oocysts under refrigerator conditions. Veterinary Parasitology, v.103, p.309-313, 2002. LIESENFELD, O. Oral infection of C57BL/6 mice with Toxoplasma gondii: a new model of inflammatory bowel disease? Journal of Infectious Diseases, v.185, p.96-101, 2002. LITERAK, I.; HEJLICEK, K. Incidence of Toxoplasma gondii in population of domestic birds in the Czech Republic. Avian Pathology, v.22, p.275-281, 1993. LITERÁK, I.; HEJLÍCEK, K.; NEZVAL, J.; FOLK, C. Incidence of Toxoplasma gondii in populations of wild birds in the Czech Republic. Avian Pathology, v.21, p.659-665, 1992. LOWRY, O. H.; ROSEBROUGH, N. J.; FARR, A. L.; RANDALL, R. J. Protein measurement with the Folin phenol reagent. Journal of Biological Chemistry, v.193, p.265-275, 1951. MAROBIN, L.; FLÔRES, M.L.; RIZZATTI, B.B.; SEGABINAZI, S.D.; LAGAGGIO, V.R.A.; GRIGULO, M.; SCALCO, M.A. Prevalência de anticorpos para Toxoplasma gondii em emas (Rhea americana) em diferentes criatórios do Estado do Rio Grande do Sul. Brazilian Journal of Veterinary Research and Animal Science, v.41, p.5-9, 2004. MARQUES, J. M.; ISBRECHT, F. B.; LUCAS, T. M.; GUERRA, I. M. P.; DALMOLIN, A.; SILVA, R. C.; LANGONI, H.; SILVA, A. V. Detecção de anticorpos anti-Toxoplasma gondii em animais de uma comunidade rural do Mato Grosso do Sul, Brasil. Semina: Ciências Agrárias, v.30, p.889-898, 2009. MARULLAZ, M. Au sujet d’un toxoplasme des oiseaux. Bulletin de la Société de Pathologie Exotique, v.6, p.323–326, 1913. MEDEIROS, S. M.; LOPES, C. W. G. Pleomorfismo de uma amostra acistogênica de Toxoplasma gondii Nicolle & Manceaux, 1909 (Apicomplexa: Toxoplasmatinae) isolada de uma galinha naturalmente infectada. Revista Brasileira de Medicina Veterinária, v.18, p.71-73, 1996. MEIRELES, L. R.; GALISTEO, JUNIOR, A. J.; ANDRADE JR., H. F. Serological survey of antibodies to Toxoplasma gondii in food animals from São Paulo State, Brazil. Brazilian Journal of Veterinary Research and Animal Sciense, v.4, p.267-271, 2003.
72
MINEO, J. R.; KASPER, L. H. Attachment of Toxoplasma gondii to host cells involves major surface protein, SAG-1 (P30). Experimental Parasitology, v.79, p.11-20, 1994. MINGA, U. M., MTAMBO, M. M. A., KATULE, A. M., MUTAYOBA, S. K., MWALUSANYA, N. A., LAWRENCE, P., MDEGELA, R. H., OLSEN, J. E. Improving the health and productivity of the rural chicken in Africa: Research and development efforts in Tanzania. In: ALDERS, R. G.; SPRADBROW, P. B. Planning Workshop on Newcastle Disease Control in Village Chickens. Proceedings of an International Workshop. ACIAR Proceedings, v.103, p.134-139, 2000. MORÉ, G.; MAKSIMOV, P.; PARDINI, L.; HERRMANN, D. C.; BACIGALUPE, D.; MAKSIMOV, A.; BASSO, W.; CONRATHS, F. J.; SCHARES, G.; VENTURINI, M. C. Toxoplasma gondii infection in sentinel and free-range chickens from Argentina. Veterinary Parasitology, v.184, p.116-121, 2012. MUSHI, E. Z.; BINTA, M. G.; CHABO, R. G.; NDEBELE, R.; PANZIRAH, R. Seroprevalence of Toxoplasma gondii and Chlamydia psittaci in domestic pigeons (Columba livia domestica) at Sebele, Gaborone, Botswana. Onderstepoort Journal of Veterinary Research, v.68, p.159-161, 2001. NICOLLE, M. M. C.; MANCEAUX, L. Sur un protozoaire nouveau du gundi. Comptes Rendus Hebdomadaires des Séances de l’Academie des Sciences, v.148, p.369-372, 1909. OLIVEIRA, M. A. P.; SANTIAGO, H. C.; LISBOA, C. R.; CERAVOLLO, I. P.; TRINCHIERI, G.; GAZZINELLI, R. T.; VIEIRA, L. Q. Leishmania sp.: Comparative study with Toxoplasma gondii and Trypanosoma cruzi in their ability to initialize IL-12 and INF-γ synthesis. Experimental Parasitology, v.95, p.96-105, 2000. PARENTI, E.; SOLA, S.C.; TURILLI, C.; CORAZZOLA, S. Spontaneous toxoplasmosis in canaries (Serinus canaria) and other small passerine cage birds. Avian Pathology, v.15, p.183-197, 1986. PATITUCCI, A.N.; PÉREZ, M.J.; BARRIL, G.; CÁRCAMO, C.M.; MUÑOZ, A. Detección de anticuerpos séricos contra Toxoplasma gondii (Nicolle y Manceaux, 1909) en llamas (Lama glama Linneus, 1758) y alpacas (Lama pacos Linneaus, 1758) de Chile. Archivos de Medicina Veterinaria, v.38, p.179-182, 2006. PEIXOTO, C. M. S.; LOPES, C. W. G. Isolamento do Toxoplasma gondii Nicolle & Manceaux, 1909 (Apicomplexa: Toxoplasmatinae) em galinhas naturalmente infectadas. Arquivos da Universidade Federal Rural do Rio de Janeiro, v.13, p.105-111, 1991. PENG, X.; XINGSHUAI, S.; WEI, W.; FENGYANG, W.; LILI, C.; QUAN, L. Seroprevalence of Toxoplasma gondii infection in chickens in Jinzhou, Northeastern China. The Journal of Parasitology, 2012, no prelo. PERDONCINI, G.; PASQUALI, A. K. S.; MARIANI, F.; CEMBRANEL, D. J.; ESCOPELI, K. S. Prevalência de Toxoplasma gondii em aves e suínos: um problema para a saúde pública. Unoesc & Ciência, v.1, p.57-64, 2010.
73
PORTELA, R. W.; BETHONY, J.; COSTA, M. I.; GAZZINELLI, A.; VITOR, R. W.; HERMETO, F. M.; CORREA-OLIVEIRA, R.; GAZZINELLI, R. T. A multihousehold study reveals a positive correlation between age, severity of ocular toxoplasmosis, and levels of glycoinositolphospholipid-specific immunoglobulin. Journal of Infectious Diseases, v.190, p.175-183, 2004. QUIST, C.F.; DUBEY, J.P.; LUTTRELL, M.P.; DAVIDSON, W.R. Toxoplasmosis in wild turkeys: a case report and serologic survey. Journal of Wildlife Diseases, v.31, p.255-258, 1995. RAJASEKARIAH, G. H. R.; RYAN, R. J.; HILLIER, R. S.; YI, L. P.; STITELER, J. M.; CUI, L.; SMITHYMAM, A. M.; MARTIN, S. K. Optimisation of an ELISA for the serodiagnosis of visceral leishmaniasis using in vitro derived promastigote antigens. Journal of Immunological Methods, v.252, p.105-119, 2001. REITER-OWONA, I.; PETERSEN, E.; JOYNSON, D.; ASPOCK, H.; DARDE, M.L.; DISKO, R.; DREAZEN, O.; DUMON, H.; GRILLO, R.; GROSS, U.; HAYDE, M.; HOLLIMAN, R.; HO-YEN, D.O.; JANITSCHKE, K.; JENUM, P.A.; NASER, K.; OLSZEWSKI, M.; THULLIEZ, P.; SEITZ, H.M. The past and present role of the Sabin-Feldman dye test in the serodiagnosis of toxoplasmosis. Bulletin of the World Health Organization, v.77, p.929-935, 1999. REY, L. Parasitologia: parasitos e doenças parasitárias do homem nas Américas e na África. 3. ed. Rio de Janeiro: Guanabara Koogan, 2001. 856p. REY, L. C.; RAMALHO, I. L. C. Seroprevalence of toxoplasmosis in Fortaleza, Ceará, Brazil. Revista do Instituto de Medicina Tropical de São Paulo, v.41, p.171-174, 1999. RIZZOLI, A. L. Avicultura de corte e posturaAvicultura de corte e posturaAvicultura de corte e posturaAvicultura de corte e postura. 2001. Monografia (Graduação
em Agronomia), Universidade Federal de Santa Catarina, Florianópolis, 2001.
47p.
RUIZ, A.; FRENKEL, J. K. Intermediate and transport hosts of Toxoplasma gondii in Costa Rica. American Journal of Tropical Medicine and Hygiene, v.29, p.1161-1166, 1980. SANTOS, B. M.; PEREIRA, C. G.; GOMEZ, S. Y. M.; ABREU, T. G. M. Prevenção e Controle de Doenças Infecciosas nas Aves de Produção. Viçosa: UFV, 2009. 150p. SAWADOGO, P.; MAFIO, J.; BELLETE, B.; SUNG, R. T. M.; CHAKDI, M.; FLORI, P.; RABERIN, H.; MAMOUNI, J. B.; CHAIT, A.; DALAL, A. Seroprevalence of Toxoplasma gondii in sheep from Marrakech, Marocco. Veterinary Parasitology, v.130, p.89-92, 2005. SERRA-FREIRE, N. M.; NORBERG, A. N.; GAZETA, G. S. Toxoplasmose caprina no Rio de Janeiro. Parasitologia al Día, v.18, p.77-81, 1994. SILVA, A. V.; CUTOLO, A. A.; LANGONI, H. Comparação da reação de imunofluorescência indireta e do método de aglutinação direta na detecção de anticorpos anti-Toxoplasma em soros de ovinos, caprinos, caninos e felinos. Arquivo do Instituto Biológico, v.69, p.7-11, 2002.
74
SILVA, J. C. R.; MARVULO, M. F. V.; DIAS, R. A.; FERREIRA, F.; AMAKU, A.; ADANIA, C. H.; NETO, J. S. F. Risk factors associated with sero-positivity to Toxoplasma gondii in captive neotropical felids from Brazil. Preventive Veterinary Medicine, v. 78, p. 286- 295, 2007. SILVEIRA, L. H. Caracterização biológica e genotípica de isolados de Toxoplasma gondii obtidos de galinhas de criação livre do Pantanal do Mato Grosso do Sul. 2009. Tese (Doutorado em Epidemiologia Experimental e Aplicada às Zoonoses), Faculdade de Medicina Veterinária e Zootecnia, Universidade de São Paulo, São Paulo, 2009. 135p. SOARES, H. S.; AHID, S. M. M.; BEZERRA, A. C. D. S.; PENA, H. F. J.; DIAS, R. A.; GENNARI, S. M. Prevalence of anti-Toxoplasma gondii and Neospora caninum antibodies in sheep from Mossoró, Rio Grande do Norte, Brazil. Veterinary Parasitology, v.160, p.211-214, 2009. SONAIYA, E.B. Small poultry holdings, the family and community development - ethology, ethics and self interest. Proceedings of the 10th International Conference of the Association of Institutions for Tropical Veterinary Medicine, v.1, p.20-23, 2001. SOUZA, W. J. S.; COUTINHO, S. G.; LOPES, C. W. G.; SANTOS, C. S.; NEVES, M. M.; CRUZ, A. M. Epidemiological aspects of toxoplasmosis in school children residing in localities with urban or rural characteristics within the city of Rio de Janeiro, Brazil. Memórias do Instituto Oswaldo Cruz, v.82, p.475-482, 1987. SZABO, K. A.; MENSE, M. G.; LIPSCOMB, T. P.; FELIX, K. J.; DUBEY, J. P. Fatal toxoplasmosis in a bald eagle (Haliaeetus leucocephalus). Journal of Parasitology, v.90, p. 907-908, 2004. SIBLEY, L.D.; AJIOKA, J.W. Population structure of Toxoplasma gondii: clonal expansion driven by infrequent recombination and selective sweeps. Annual Review of Microbiology, v.62, p.329–351, 2008. SREEKUMAR, C.; GRAHAM, D.H.; DAHL, E.; LEHMANN, T.; RAMAN, M.; BHALERAO, D.P.; VIANNA, M.C.; DUBEY, J.P. Genotyping of Toxoplasma gondii isolates from chickens from India. Veterinary Parasitology, v.118, p.187-194, 2003. TENTER, A. M.; HECKEROTH, A. R.; WEISS, L. M. Toxoplasma gondii: from animals to human. International Journal of Parasitology, v.30, p.1217-1258, 2000. THRUSFIELD, M. Epidemiologia Veterinária. 2. Ed. São Paulo: Roca, 2004. UENO, T. H. E. Prevalência das infecções por Toxoplasma gondii e Neospora caninum em matrizes e reprodutores ovinos de rebanhos comerciais do Distrito Federal, Brasil. 2005. Dissertação (Mestrado em Epidemiologia Experimental e Aplicada às Zoonoses), Faculdade de Medicina Veterinária e Zootecnia, Universidade de São Paulo, São Paulo, 2005. 107p. ULON, S. N.; MARDER, G. Tasas de infeccion toxoplasmica en el hombre y su relacion com los animals domesticos en la ciudad de Corrientes. Veterinária Argentina , v.7, p.518-522, 1990.
75
UZEDA, R. S.; FERNANDEZ, S. Y.; JESUS, E. E. V.; PINHEIRO, A. M.; AYRES, M. C. C.; SPINOLA, S.; BARBOSA JUNIOR, H. V.; ALMEIDA, M. A. O. Fatores relacionados à presença de anticorpos IgG anti-Toxoplasma gondii em caprinos leiteiros do Estado da Bahia. Revista Brasileira de Saúde e Produção Animal, v.5, p.1-8, 2004. VALENTINI, E.J.G.; CAPRARA, A.; SOUZA, S.L.P.; MATTARAIA, V.G.M.; GENNARI, S.M.; RODRIGUES, U.P.; FRANCISCO, F.M.; SOARES, R.M. Investigação sorológica de infecção por Toxoplasma gondii em colônia de macacos da espécie macaca mulatta. Arquivos do Instituto Biológico, v.71, p.507-510, 2004. VAN KNAPEN, F.; FRANCHMONT, J. H.; VAN DER LUGT, G. Prevalence of antibodies to Toxoplasma in farm animals in the Netherlands and its implication for meat inspection. Veterinary Quarterly , v.4, p.101-105, 1982. VIDOTTO, O. Toxoplasmose: epidemiologia e importância da doença na saúde animal. Semina. Ciências Agrárias, v.13, p.69-75, 1992. VITALIANO, S. N. Infecção experimental em carcarás (Caracara plancus, Miller, J. F., 1777) com Toxoplasma gondii (amostra ME49). 2007. Dissertação (Mestrado em Medicina Veterinária), Universidade Estadual Paulista, Jaboticabal, 2007. 65p. VITALIANO, S.N.; SILVA, D.A.; MINEO, T.W.; FERREIRA, R.A.; BEVILACQUA, E.; MINEO, J.R. Seroprevalence of Toxoplasma gondii and Neospora caninum in captive maned wolves (Chrysocyon brachyurus) from southeastern and midwestern regions of Brazil. Veterinary Parasitology, v.122, p.253-260, 2004. VOLLER, A.; BIDWELL, D. E.; BARTLETT, A. Enzyme immunoassays in diagnostic medicine. Bulletin of the World Health Organization, v.53, p.55-65, 1976. WASTLING, J. M.; HARKINS, D.; MALEY, S.; INNES, E.; PANTON, W.; THOMPSON, K.; BUXTON, D. Kinetics of the local and systemic antibody response to primary and secondary infection with S48 Toxoplasma gondii in sheep. Journal of Comparative Pathology, v.112, p.53-62, 1995. WEISSMANN, J. Presumptive Toxoplasma gondii abortion in a sheep. Canadian Veterinary Journal , v.44, p.322-324, 2003. WORK, T. M.; MASSEY, J. G.; RIDEOUT, B. A.; GARDINER, C. H.; LEDIG, D. B.; KWOK, O. C. H.; DUBEY, J. P. Fatal toxoplasmosis in free-ranging endangered ’Alala from Hawaii. Journal of Wildlife Diseases, v.36, p.205–212, 2000. YAKIMOFF, W. L.; KOHL-YAKIMOFF, N. Toxoplasma canis (Mello). Archives in Protistenk, v.27, p.195–206, 1912. YAN, C.; YUE, C. L.; YUAN, Z. G.; HE, Y.; YIN, C. C.; LIN, R. Q.; DUBEY, J. P.; ZHU, X. Q. Toxoplasma gondii infection in domestic ducks, free-range and caged chickens in southern China. Veterinary Parasitology, v.165, p.337-340, 2009.
76
ZARDI, O.; GABRIELLI, G.; DEL VECCHIO, R.; ADORISIO, E.; DRISALDI, D. Correlazione tra toxoplasmosi ed umana. Ricerche immunobiologiche su uccelli e soggetti umani addetti al loro governo. Igiene e Sanita Pubblica, v.23, p.303-317, 1967.
ZHANG, S.Y.; WEI, M.X.; ZHOU, Z.Y.; YU, J.Y.; SHI, X.Q. Prevalence of antibodies to Toxoplasma gondii in the sera of rare wildlife in the Shanghai Zoological Garden, People's Republic of China. Parasitology International, v.49, p.171-174, 2000. ZHU, J.; YIN, J.; XIAO, Y.; JIANG, N.; ANKARLEV, J.; LINDH, J.; CHEN, Q. A sero-epidemiological survey of Toxoplasma infection in free-range and caged chickens in northeast China. Veterinary Parasitology, v.158, p.360-363, 2008.
77
ANEXO
79
QUESTIONÁRIO PARA MONITORAMENTO DE CRIAÇÕES EXTENSI VAS - AVICULTURA
1. Objetivo da exploração:
1 - ( ) Carne 2 - ( ) Ovos 3 - ( ) Mista 9 - ( ) NR (não respondeu)
2. Destino dos produtos obtidos:
1 - ( ) Consumo próprio 2 - ( ) Comercialização 3 - ( ) Doação 9 - ( ) NR
3. Origem dos animais mantidos na criação:
1 - ( ) Feiras livres (qual: __________) 2 - ( ) Doação 3 - ( ) Outra: ___________ 9 - ( ) NR
4. Tipo de alimentação fornecido às galinhas:
1 - ( ) Grãos 2 - ( ) Restos de comida 3 - ( ) Ambos 4 - ( ) Outros: ___________ 9 - ( ) NR
5. As galinhas domésticas são criadas em consórcios com outras aves? Caso afirmativo, especificar:
1 - ( ) Pato 2 - ( ) Ganso 3 - ( ) Galinha d’angola 4 - ( ) Peru 5 - ( ) Outra: ___________ 9 - ( )
NR
6. O abate dos animais é realizado na mesma propriedade, em caso afirmativo especificar:
1 - ( ) Quintal 2 - ( ) Cozinha 3 - ( ) Próximo aos criadouros 4 - ( ) Outro: __________ 9 - ( ) NR
7. Destino das vísceras após o abate:
1 - ( ) Lixo comum 2 - ( ) Terreno 3 - ( ) Alimentação de animais (especificar: _________)
4 - ( ) Outro: _________ 9 - ( ) NR
8. Área aproximada da fazenda: ___________________________________________________________________ 9. Fonte de água:
1 - ( ) Açude 2 - ( ) Poço profundo 3 - ( ) Cacimba 4 - ( ) Cacimbão 5 - ( ) Lagoa
6 - ( ) Cisterna 7 - ( ) Poço artesiano 8 - ( ) Outra:________ 9 - ( ) NR
10. Aspecto (topografia) do terreno:
1 - ( ) Plano 2 - ( ) Alagado 3 - ( ) Acidentado 9- ( ) NR
Proprietário: Município:
Fazenda: Identificação/Código:
Endereço: Telefone:
Nº: ____ Data: ___/___/___
Criações
Fazenda
80
11. Galinheiros:
11.1 Número (quantos galinheiros existem na fazenda?) : ______
11.2. A água é oferecida às galinhas em:
1 - ( ) Bebedouros dentro das instalações 2 - ( ) Bebedouros fora da instalações 9 - ( ) NR
11.3. No caso de animais utilizando bebedouro qual o tipo:
1 - ( ) Cimento 2 - ( ) Madeira 3 - ( ) Pneu 4 - ( ) Ausente 5 - ( ) Outro:__________ 9 - ( ) NR
11.4. A comida é oferecida às galinhas em:
1 - ( ) Comedouros dentro das instalações 2- ( ) Comedouros fora da instalações
4 - ( ) Diretamente no solo, sem vasilhames 3 - ( ) Não é oferecido comida 9 - ( ) NR
11.5. No caso de animais utilizando comedouros qual o tipo:
1 - ( ) Cimento 2 - ( ) Madeira 3 - ( ) Pneu 4 - ( ) Ausente 5 - ( ) Outros:________ 9 - ( ) NR
11.6. Material utilizado na limpeza do galinheiro: _________________________________________
11.7. Quantas vezes por semana o galinheiro é limpo: ________________________________________
12. Quantos gatos domésticos existem na propriedade? ________ 13. De que os gatos se alimentam:
1 - ( ) Ração 2 - ( ) Somente do que caçam 3 - ( ) Sobras de alimento e caça 4 - ( ) Leite
5 - ( ) Vísceras de animais abatidos na propriedade 6 - ( ) Leite; sobras de alimentos; vísceras; caça 9 - ( )
NR
14. Na propriedade existe alguma instalação utilizada para estocar alimentos destinados à suplementação
de galinhas?
1 - ( ) Sim 2 - ( ) Não 9 - ( ) NR
15. Gatos (domésticos ou selvagens) têm acesso a estas instalações?
1 - ( ) Sim 2 - ( ) Não 3 - ( ) Às vezes 9 - ( ) NR
16. Os gatos (doméstico ou selvagens) têm acesso a água oferecida às galinhas?
1 - ( ) Sim 2 - ( ) Não 3 - ( ) Às vezes 9 - ( ) NR
17. Roedores têm acesso a água oferecida às galinhas?
1 - ( ) Sim 2 - ( ) Não 3 - ( ) Às vezes 9 - ( ) NR
18. É feito algum controle da população de gatos na propriedade?
1 - ( ) Sim 2 - ( ) Não 3 - ( ) Às vezes 9 - ( ) NR
Dados referentes a felinos e/ou roedores na propriedade
81
19. No caso de positivo qual o tipo de controle da população de gatos?
19.1. Castração dos machos: 1 - ( ) Sim 2 - ( ) Não 9 - ( ) NR
19.2. Esterilização de fêmeas – ovariectomia: 1 - ( ) Sim 2 - ( ) Não 9 - ( ) NR
19.3. Sacrifício dos gatos recém-nascidos: 1 - ( ) Sim 2 - ( ) Não 9 - ( ) NR
19.4. Doação dos gatos recém nascidos: 1 - ( ) Sim 2 - ( ) Não 9 - ( ) NR
19.5. Outros: ____________________
20. É feito algum controle da população de roedores na propriedade?
1 - ( ) Sim 2 - ( ) Não 3 - ( ) Às vezes 9 - ( ) NR
21. No caso de positivo qual o tipo de controle da população de roedores?
21.1. Ratoeiras: 1 - ( ) Sim 2 - ( ) Não 9 - ( ) NR
21.2. Veneno: 1 - ( ) Sim 2 - ( ) Não 9 - ( ) NR
21.3. Outros: ____________________
22, Informações adicionais e/ou observações pertinentes:
__________________________________________________________________________________________
__________________________________________________________________________________________
__________________________________________________________________________________________
__________________________________________________________________________________________
__________________________________________________________________________________________
__________________________________________________________________________________________
__________________________________________________________________________________________
______________________________________________________________________________________