fotossíntese, crescimento e metabolismo...

UNIVERSIDADE ESTADUAL DE SANTA CRUZ

PROGRAMA DE PÓS-GRADUAÇÃO EM GENÉTICA E BIOLOGIA MOLECULAR

Fotossíntese, crescimento e metabolismo antioxidativo em

plântulas de cacau submetidas ao estresse mecânico por

compactação e a variações de doses de fósforo

em solo de tabuleiros costeiros

THAYSE FRANÇA TOSTO

ILHÉUS – BAHIA – BRASIL

Fevereiro de 2015

ii




compactação a e variações de doses de fósforo

em solo de tabuleiro costeiro

ILHÉUS – BAHIA – BRASIL

Fevereiro de 2015

Dissertação apresentada à Universidade

Estadual de Santa Cruz, como parte das

exigências para obtenção do título de

Mestre em Genética e Biologia Molecular.

Área de concentração: Genética e Biologia

Molecular

Orientador: Prof. Dr. Alex-Alan Furtado de

Almeida

iii




compactação e a variações de doses de fósforo

em solo de tabuleiro costeiro

APROVADA: 24 de fevereiro de 2015

Dr. Mauricio Antonio Coelho Filho Dra. Bruna Carmo Rehem

(EMBRAPA- CNPMF) (IFBA)

Dr. Márcio Gilberto Cardoso Costa Dr. Alex-Alan Furtado de Almeida

(UESC) (UESC – Orientador)

Dissertação apresentada à Universidade

Estadual de Santa Cruz, como parte das

exigências para obtenção do título de

Mestre em Genética e Biologia Molecular.

Área de concentração: Genética e Biologia

Molecular

Orientador: Prof. Dr. Alex-Alan Furtado de

Almeida

iv

DEDICATÓRIA

Dedico este trabalho a todos que me ensinaram o que eu aprendi: em especial aos

meus pais Divinalva França Tosto e Maxwell Kleber Imbassahy Tosto, pelo incentivo

e apoio em todas as minhas escolhas e decisões, amo vocês.

v

“Leve na sua memória para o resto de sua vida as coisas boas que surgiram no

meio das dificuldades. Elas serão uma prova de sua capacidade em vencer as

provas e lhe darão confiança na presença divina, que nos auxilia em qualquer

situação, em qualquer tempo, diante de qualquer obstáculo.”

Chico Xavier

vi

AGRADECIMENTOS

Agradeço a DEUS pela vida e por me guiar para que chegasse até aqui.

Aos meus pais Divinalva e Maxwell, que sempre foram os maiores idealizadores e

que sempre fizeram de tudo para que eu pudesse chegar onde estou.

A minha avó Elizabeth, por estar sempre torcendo e rezando para que meus

objetivos sejam alcançados;

Ao meu irmão Cleberth pelo apoio, carinho e atenção que teve comigo;

A meu namorado Marcos Antonio, por ter estado ao meu lado durante todo esse

percurso completando minha felicidade, pelo amor, apoio, confiança, motivação e

incentivo a percorrer este caminho, por compartilhar angústias e dúvidas,

estendendo suas mãos nos momentos mais difíceis;

À Universidade Estadual de Santa Cruz (UESC) e ao Programa de Pós-Graduação

em Genética e Biologia Molecular, pela oportunidade concedida para a realização do

Mestrado.

À Fundação de Amparo a Pesquisa do Estado da Bahia (FAPESB), pela concessão

de bolsa durante o curso.

Ao meu orientador Dr. Alex-Alan Furtado de Almeida, pelos ensinamentos,

orientação, palavras de incentivo, paciência, dedicação e oportunidade de realizar

este trabalho.

Ao prof. Dr. Arlicélio de Queiroz Paiva, pela disponibilidade e orientação para a

montagem e realização do experimento, além da disponibilização do Laboratório de

Física e Manejo de solos.

Aos professores do Programa de Pós-Graduação em Genética e Biologia Molecular,

pelos valiosos ensinamentos.

Aos técnicos do Laboratório de Física e Manejo de Solos, Gerson e Pablo; e aos

IC’s do Laboratório de Fisiologia Vegetal Alessandro e Jadiel, pela assessoria e

ajuda na montagem do experimento.

Aos membros da banca por aceitarem o convite de participar.

Ao Centro de Biotecnologia e Genética (CBG) e a todos que fazem parte dele, em

especial aos Laboratórios Genômica e Biologia Molecular.

vii

Ao funcionário da casa de vegetação Marcelo, pela disponibilidade e importante

ajuda na montagem do experimento.

Aos colegas do Laboratório de Fisiologia Vegetal: Graciele, Joedson, Ivanildes,

Márcia, Tainã e Téssio, pela convivência e disposição para ajudar. Em especial a

Graciele, que se mostrou uma grande companheira nessa caminhada, por estar

sempre me ajudando, seja na montagem, coleta do experimento, realização dos

procedimentos metodológicos e análises.

Aos meus amigos e familiares, pelo carinho e pela compreensão nos momentos em

que a dedicação aos estudos foi exclusiva.

A todos que, de alguma forma, contribuíram para realização deste trabalho, meus

sinceros agradecimentos.

viii

ÍNDICE

EXTRATO ................................................................................................................... x

ABSTRACT ............................................................................................................... xii

LISTA DE FIGURAS ................................................................................................ xiv

LISTA DE TABELAS ............................................................................................... xviii

1. INTRODUÇÃO ........................................................................................................ 1

2. REVISÃO DE LITERATURA ................................................................... ................4

2.1. Theobroma cacao L. ......................................................................................... 4

2.2. Solos de Tabuleiro Costeiro (TC) ...................................... ................................5

2.3. Deficiência de fósforo (P) para a cultura do cacau em solos TC. ..................... 6

2.4. Estresse mecânico em plantas. ........................................................................ 7

2.5. Sistema radicular e os estímulos mecânicos .................................................... 8

2.6. Estresse e metabolismo antioxidativo ............................................................. 10

2.7. Emissão de fluorescência e trocas gasoas em nível foliar ............................. 12

3. MATERIAL E MÉTODOS ...................................................................................... 13

3.1. Material vegetal e condições de cultivo ........................................................... 13

3.1.1. Caracterização da área experimental ....................................................... 13

3.1.2. Solo e adubação ....................................................................................... 13

3.2. Fluorescência transiente da clorofila .............................................................. 18

3.3. Medições de trocas gasosas foliares .............................................................. 18

3.4. Metabolismo antioxidativo ............................................................................... 19

3.4.1. Preparo do extrato bruto ........................................................................... 19

3.4.2. Dismutase do superóxido (SOD) .............................................................. 20

3.4.3. Catalase (CAT) ......................................................................................... 21

3.4.4. Peroxidase do ascorbato (APX) ................................................................ 21

3.5.5. Peroxidase do guaiacol (GPX) .................................................................. 21

3.5. Variáveis de Crescimento ............................................................................... 22

3.6. Análise estatística ........................................................................................... 22

4. RESULTADOS ...................................................................................................... 24

4.1. Fluorescência da clorofila ............................................................................... 24

ix

4.2. Trocas gasosas foliares .................................................................................. 27

4.3. Variáveis de crescimento ................................................................................ 30


5. DISCUSSÃO ......................................................................................................... 53

5.1. Fotossíntese.................................................................................................... 53

5.2. Variáveis de crescimento ................................................................................ 54


6. CONCLUSÕES ..................................................................................................... 59

7. REFERÊNCIAS ..................................................................................................... 60

x

EXTRATO

TOSTO, Thayse França, MSc, Universidade Estadual de Santa Cruz, Ilhéus, BA, fevereiro de 2015. Fotossíntese, crescimento e metabolismo antioxidativo em plântulas de cacau submetidas ao estresse mecânico por compactação e a variações de doses de fósforo em solo de tabuleiro costeiro. Orientador: Alex-Alan Furtado de Almeida. Co-orientadores: Arlicélio de Queiros Paiva e Carlos Priminho Pirovani.

Na região cacaueira da Bahia, Brasil, existem grandes áreas de solos de Tabuleiros

Costeiros (TC), caracterizados como Latossolos Amarelos, distróficos ou álicos, que

apresentam horizontes subsuperficiais coesos, onde normalmente não se cultivam

cacau em virtude de limitações físicas e químicas do solo. Objetivou-se, no presente

trabalho, avaliar a fotossíntese, o crescimento e o metabolismo antioxidativo em

plântulas de cacau submetidas ao estresse mecânico, por compactação, e a

variações de doses de fósforo (P) em solo de tabuleiros costeiros. Ao analisar as

trocas gasosas foliares e a emissão de fluorescência da clorofila, não foram

encontradas diferenças significativas (p ≤0,05) entre os parâmetros avaliados. Para

as variáveis de crescimento, verificou-se um aumento significativo (p ≤0,05) no

número de folhas por plântula nas densidades de solo correspondentes a 1,3; 1,4;

1,5 e 1,7 kg dm-3 em relação ao controle (1,0 kg dm-3). Houve, também, um aumento

na área foliar por planta nas densidades 1,4; 1,5 e 1,7 kg dm-3, independentemente

de doses de P. Além disso, observou-se, nas densidades de 1,0 e 1,3 kg dm-3 com P

adicional no solo, uma maior área foliar por plântula em relação as outras

densidades com P remanescente. Em contrapartida, a altura e o diâmetro do coleto

das plântulas não foram influenciados significativamente (p ≤0,05) pelas densidades

e doses de P no solo. Já o comprimento da raiz principal das plântulas diferiu

significativamente (p ≤0,05) em relação às doses de P. Nas densidades do solo

correspondentes a 1,4 e 1,5 kg dm-3, houve maior comprimento da raiz principal na

presença de P, ao passo que no tratamento controle o maior comprimento foi

verificado no tratamento sem adição de P. Verificou-se, ao avaliar a biomassa seca

dos diferentes órgãos das plântulas, que as biomassas de caule e folha não foram

xi

alteradas pelas densidades e doses de P no solo. Em contrapartida, nas densidades

de 1,0; 1,3; e 1,4 kg dm-3 e nas densidades de 1,0 e 1,4 kg dm-3, sem e com adição

de P no solo, respectivamente, houve um maior incremento na biomassa seca de

raiz. Além do mais, em relação à adição ou não de P, houve diferença significativa (p

≤0,05) apenas na densidade correspondente a 1,7 kg dm-3. Por outro lado, quando

se analisou a biomassa seca de raiz por camada, constatou-se diferenças

significativas (p ≤0,05) entre a camada 2, na densidade de 1,5 kg dm-3 com adição

de P, e a camada 3, nas densidades 1,3 e 1,4 kg dm-3, independentemente da

adição de P, cujas biomassas secas foram superiores em relação aos demais

tratamentos. Adicionalmente, pôde-se observar, também, atividade diferencial para

as enzimas dismutase do superóxido (SOD), catalase (CAT), peroxidase do

ascorbato (APX) e peroxidase do guaiacol (GPX), envolvidas no metabolismo

antioxidativo, em folhas e raízes das plântulas de cacau submetidas ao referido

estresse mecânico e as doses de P. Em suma, a compactação e a adição diferencial

de P no solo promoveram alterações nas variáveis de crescimento, principalmente

em nível de raízes, além das mudanças na atividade das enzimas envolvidas no

metabolismo antioxidativo em folhas e raízes. Entretanto, não interferiram na

atividade fotossintética.

Palavras-chave: Fluorescência da clorofila, Latossolo amarelo, Metabolismo

antioxidativo, Solos de tabuleiro costeiro, Theobroma cacao, Trocas gasosas

foliares.

xii

ABSTRACT

TOSTO, Thayse França MSc, State University of Santa Cruz , Ilhéus, BA, February

2015. Photosynthesis, growth and antioxidant metabolism in cocoa seedlings

subjected to mechanical stress by compaction and the variations in the

phosphorus content in soil of coastal plains. Advisor: Alex-Alan Furtado de

Almeida. Co-Advisors: Arlicélio de Queiros Paiva and Carlos Priminho Pirovani.

In the cocoa region of Bahia, Brazil, there are large areas of coastal plain soils

(CPS), characterized as yellow Latosols, dystrophic or alic, with subsurface cohesive

horizons, which usually do not cultivate cocoa due to physical and chemical

limitations of the soil. This study aimed to evaluate photosynthesis, growth and

antioxidant metabolism in cocoa seedlings subjected to mechanical stress, by

compaction, and to variations in the phosphorus content in soil of coastal plains.

When analyzing the leaf gas exchange and chlorophyll fluorescence emission, no

significant (p ≤0.05) differences were found between the evaluated parameters. For

the growth parameters, there was a significant increase (p ≤0.05) in the number of

leaves per seedling in soil densities corresponding to 1.3, 1.4, 1.5 and 1.7 kg dm-3

compared with control (1.0 kg dm-3). There was also an increase in leaf area per

plant in the densities of 1.4, 1.5 to 1.7 kg dm-3, regardless of doses of P. In addition, it

was observed at densities of 1.0 and 1.3 kg dm-3, with additional soil P a greater leaf

area per seedling when compared with the other densities with P content remaining.

In contrast, the height and stem diameter of seedlings were not affected significantly

(p ≤0.05) by density and soil P content. Since the main root length of seedlings

differed significantly (p ≤0.05) by P content. In the soil densities corresponding to 1.4

and 1.5 kg dm-3, there was a greater length of the primary root in the presence of P,

whereas in the control treatment the greater root length was observed in the

treatment without the addition of P. In assessing the dry biomass of different organs

of seedlings, it was found that the stem biomass and leaf were not changed by the P

content and by soil density. However, in the densities of 1.0, 1.3, and 1.4 kg dm-3 and

xiii

of 1.3; 1.5 and 1.7 kg dm-3, without and with addition of P, respectively, there was a

greater increase in root dry biomass. Moreover, for the addition or not of P, there was

a significant difference only on the corresponding density of 1.7 kg dm-3. On the other

hand, when was analyzed the root dry biomass per layer, significant differences were

found between layer 2, in the density 1.5 kg dm-3 with the addition of P, and the

layer 3, in the densities 1.3 and 1.4 kg dm-3, regardless of the addition of P, whose

dry biomass were higher than the other treatments. Additionally, it was observed

differential activity for the enzymes superoxide dismutase (SOD), catalase (CAT),

ascorbate peroxidase (APX), and guaiacol peroxidase (GPX), involved in the

antioxidant metabolism of leaves and roots of cocoa seedlings subjected to

mechanical stress and P content. In summary, the soil compaction and addition of P

caused changes in growth variables, especially in roots level; and in the activity of

enzymes involved in the antioxidant metabolism of leaves and roots. However, they

did not affect the photosynthetic activity.

Keywords: Chlorophyll fluorescence, Yellow latosol, Antioxidant metabolism, Coastal

Plain soils, Theobroma cacao, Leaf gas exchange.

xiv

LISTA DE FIGURAS

Figura 1 - Esquema da montagem dos anéis, componentes dos vasos, usados para

a germinação de sementes e crescimento das plântulas de cacau .......................... 17

Figura 2 - Visão panorâmica do experimento. Plântulas de cacau, com 7 (A), 15 (B),

30 (C) e 60 (D) dias após a emergência das plântulas, crescidas em vasos, cujo solo

da camada intermediária foi submetido a compactação, criando diferentes

densidades (1,0; 1,3; 1,4; 1,5 e 1,7 kg dm-3), e o solo da camada inferior submetido a

doses de P [com (400 mg dm-3) e sem adição (P remanescente do solo)]. . ............ 18

Figura 3 - Biomassa seca de raiz (A), caule (B) e folha (C) de plântulas de cacau

submetidas a diferentes densidades e doses de P no solo. Fósforo remanescente do

solo (- P, ) e fósforo adicionado ao solo [400 mg dm-3 (+ P, )]. Valores médios de

dez repetições (± EP). * Médias seguidas das mesmas letras maiúsculas e

minúsculas, entre as densidades e dentre as doses de P, respectivamente, não

diferem entre si pelo teste de Scott-Knott (p ≤0,05).. ................................................ 33

Figura 4 - Biomassa seca de raiz, nas camadas 1 (A), 2 (B) e 3 (C), de plântulas de

cacau submetidas a diferentes densidades e doses de P no solo. Fósforo

remanescente do solo (- P, ) e fósforo adicionado ao solo [400 mg dm-3 (+ P, )].

Valores médios de cinco repetições (± EP). * Médias seguidas das mesmas letras

maiúsculas e minúsculas, entre as densidades e dentre as doses de P,

respectivamente, não diferem entre si pelo teste de Scott-Knott (p ≤0,05). .............. 34

Figura 5 – Fotografias de raízes de plântulas de cacau submetidas a diferentes

densidades (1,0; 1,3; 1,4; 1,5 e 1,7 kg dm-3) e doses de fósforo [com P adicional (+

P) e com P remanescente (- P)] no solo. Densidade do solo 1,0 kg dm-3 e - P (A);

densidade do solo 1,0 kg dm-3 e + P (B); densidade do solo 1,3 kg dm-3 e - P (C);

densidade do solo 1,3 kg dm-3 e + P (D); densidade do solo 1,4 kg dm-3 e - P (E);

densidade do solo 1,4 kg dm-3 e + P (F); densidade do solo 1,5 kg dm-3 e - P (G);

densidade do solo 1,5 kg dm-3 e + P (H); densidade do solo 1,7 kg dm-3 e - P (I) e

densidade do solo 1,7 kg dm-3 e + P (J). Fotos tiradas aos 60 dias após a

emergência das plântulas...........................................................................................35

xv

Figura 6 - Fotografias de raízes de plântulas de cacau submetidas a diferentes

densidades (1,0; 1,3; 1,4; 1,5 e 1,7 kg dm-3) e doses de fósforo [com P adicional (+

P) e com P remanescente (- P)] por camada de solo. Camada 1 (superior a

compactada), camada 2 (compactada) e camada 3 (inferior a compactada). Fotos

tiradas aos 60 dias após a emergência das plântulas.. ............................................. 36

Figura 7 - Detalhes do caule das plântulas de cacau, mostrando a presença de

lenticelas (setas). Fotos tirada aos 60 dias após a emergência das plântulas na

densidade correspondente a 1,7 kg dm-3... ............................................................... 37

Figura 8 - Atividade da dismutase do superóxido (SOD) em folhas de plântulas de

cacau submetidas a diferentes densidades e doses de P no solo, aos 30 (A), 45 (B)

e 60 (C) dias após a emergência das plântulas. Fósforo remanescente do solo (- P,

) e fósforo adicionado ao solo [400 mg dm-3 (+ P, )]. Valores médios de cinco

repetições (± EP). * Médias seguidas das mesmas letras maiúsculas e minúsculas,

dentre as densidades e entre as doses de P, não diferem entre si pelo teste de

Scott-Knott (p ≤0,05)..................................................................................................39

Figura 9 - Atividade da dismutase do superóxido (SOD) em raízes de plântulas de






Scott-Knott (p ≤0,05).. ............................................................................................... 40

Figura 10 - Atividade da catalase (CAT) em folhas de plântulas de cacau submetidas

a diferentes densidades e doses de P no solo, aos 30 (A), 45 (B) e 60 (C) dias após

a emergência das plântulas. Fósforo remanescente do solo (- P, ) e fósforo

adicionado ao solo [400 mg dm-3 (+ P, )]. Valores médios de cinco repetições (±

EP). * Médias seguidas das mesmas letras maiúsculas e minúsculas, dentre as

densidades e entre as doses de P, não diferem entre si pelo teste de Scott-Knott (p

≤0,05).. ...................................................................................................................... 43

xvi

Figura 11 - Atividade da catalase (CAT) em raízes de plântulas de cacau submetidas


a emergência das plântulas. Fósforo remanescente do solo (- P, ) e fósforo

adicionado ao solo [400 mg dm-3 (+ P, )]. Valores médios de cinco repetições (±

EP). * Médias seguidas das mesmas letras maiúsculas e minúsculas, dentre as


≤0,05).. ...................................................................................................................... 44

Figura 12 - Atividade da peroxidase do guaiacol (GPX) em folhas de plântulas de






Scott-Knott (p ≤0,05).. ............................................................................................... 47

Figura 13 - Atividade da peroxidase do guaiacol (GPX) em raízes de plântulas de






Scott-Knott (p ≤0,05).. ............................................................................................... 48

Figura 14 - Atividade da peroxidase do ascorbato (APX) em folhas de plântulas de






Scott-Knott (p ≤0,05)..................................................................................................51

Figura 15 - Atividade da peroxidase do ascorbato (APX) em raízes de plântulas de


xvii


) e fósforo adicionado ao solo [400 mg dm-3 (+ P, )], Valores médios de cinco



Scott-Knott (p ≤0,05). ................................................................................................ 52

xviii

LISTA DE TABELAS

Tabela 1 - Análise física do solo utilizado no experimento, coletado no horizonte B do

Latossolo Amarelo coeso, localizado no município de Ilhéus, BA.. ........................... 15

Tabela 2 - Análise química do solo utilizado no experimento, coletado no horizonte B

do Latossolo Amarelo Coeso, localizado no município de Ilhéus, BA.. ..................... 15

Tabela 3 - Fluorescência inicial (F0), máxima (Fm), variável (Fv) e razão Fv/Fm de

plântulas de cacau submetidas a diferentes densidades e doses de P no solo.

Plântulas com 30 dias após emergência. Valores médios de cinco repetições (±

EP)... ......................................................................................................................... 25

Tabela 4 - Fluorescência inicial (F0), máxima (Fm), variável (Fv) e razão Fv/Fm de

plântulas de cacau submetidas a diferentes densidades e doses de P no solo.

Plântulas com 60 dias após emergência. Valores médios de cinco repetições (±

EP)... ......................................................................................................................... 26

Tabela 5 - Taxa fotossintética líquida por unidade de área foliar (A), condutância

estomática ao vapor de água (gs), concentração interna de CO2 (Ci), transpiração

(E) e déficit de pressão de vapor de água entre a folha e a atmosfera (VPDL) em

folhas de plântulas de cacau submetidas a diferentes densidades e doses de P no

solo. Plântulas com 30 dias após a emergência. Valores médios de cinco repetições

(± EP) ........................................................................................................................ 28

Tabela 6 - Taxa fotossintética líquida por unidade de área foliar (A), condutância

estomática ao vapor de água (gs), concentração interna de CO2 (Ci), transpiração

(E) e déficit de pressão de vapor de água entre a folha e a atmosfera (VPDL) em

folhas de plântulas de cacau submetidas a diferentes densidades e doses de P no

solo. Plântulas com 60 dias após a emergência. Valores médios de cinco repetições

(± EP) ........................................................................................................................ 29

Tabela 7 - Número de folhas (NF), área foliar (AF), altura da planta (AP),

comprimento de raiz (CR) e diâmetro do coleto (DC) de plântulas de cacau

xix

submetidas a diferentes densidades (kg dm-3) e doses de P (mg dm-3) no solo.

Valores médios de dez repetições (± EP). ................................................................ 32

1

1. INTRODUÇÃO

A natureza séssil das plantas faz com as mesmas dependam do seu

ambiente circundante (CHEHAB et al., 2009). Em condições de estresse ambiente

pode haver limitações para o seu crescimento e desenvolvimento. Dentre os

estresses abióticos podemos destacar o estresse mecânico por compactação do

solo e as limitações de fósforo (P) no solo. Geralmente, para minimizar estes fatores

estressores, são utilizadas várias práticas de manejo do solo, como a subsolagem e

adubação fosfatada. Entretanto, estas práticas apresentam alto custo e podem

inviabilizar economicamente o cultivo de espécies de interesse econômico.

Normalmente, os solos de tabuleiros costeiros possuem limitações físicas e

químicas que comprometem o crescimento e desenvolvimento das plantas. As

limitações físicas estão associadas à presença de horizontes coesos, em virtude da

acomodação de colóides que migraram da superfície, provocando a obstrução dos

macroporos e, como consequência, diminuindo a permeabilidade e a aeração do

solo (POTOCKA et al., 2011; AGUIAR NETTO; NACIF,1988). Além disso, observa-

se, também, redução na profundidade efetiva do solo, prejudicando a dinâmica da

água no seu perfil, impedindo o aprofundamento do sistema radicular e

comprometendo o desenvolvimento da planta toda. Por outro lado, as limitações

químicas, neste tipo de solo, estão relacionadas com a baixa capacidade de

suprimento de nutrientes, o aumento da acidez com a profundidade, o caráter álico e

a baixa capacidade de retenção de água (SOUZA, 1996).

Baixas densidades no solo podem ser benéficas ao crescimento das raízes,

já que estas dependem da interação de seu ápice com as partículas de solo,

aumentando assim o seu contato com o solo para absorção de água e nutrientes.

Por outro lado, altas densidades no solo limitam o crescimento de raízes nas

camadas compactadas, em detrimento da redução da área de absorção de água e

nutrientes e do suprimento de oxigênio (ALVARENGA et al., 1996; ROSELEM et al.,

1994). Plantas crescidas em solos compactados sofrem desequilíbrios no seu

desempenho e na sua fisiologia, pois a compactação do solo, à semelhança do

alagamento do solo, resulta, também, em hipoxia e, ou anoxia, que,

2

consequentemente, (i) danifica as raízes, em consequência da inibição da

respiração celular aeróbica e ativação da respiração anaeróbica ou fermentação,

reduzindo, assim, a produção de ATP; (iv) aumenta a produção de espécies reativas

de oxigênios (GILL; TUJETA, 2010); (v) promove o fechamento estomático e

redução da atividade fotossintética em nível foliar; (iii) altera a produção de

biomassa; (iv) altera a expressão gênica, em virtude da síntese de proteínas

anaeróbicas; (v) promove o desenvolvimento de aerênquima e de lenticelas

hipertrofiadas; dentre outras alterações. (BERTOLDE et al., 2014; BERTOLDE et al.,

2009).

Em condições de estresse, o acúmulo de espécies reativas de oxigênio

(EROs), nas células dos tecidos vegetais, pode levar a morte celular devido sua alta

toxicidade (GILL; TUJETA, 2010). Para minimizar os efeitos deletérios de EROs, as

plantas possuem um mecanismo antioxidativo enzimático e não enzimático. Dentre

os mecanismos enzimáticos temos a atuação de enzimas importantes como a

dismutase do superóxido (SOD), peroxidase do ascorbato (APX), peroxidase do

guaiacol (GPX), catalase (CAT), dentre outras (MITTLER, 2002). No entanto, os

mecanismos não enzimáticos, compreendem várias substâncias como o ácido

ascórbico (vitamina C), a glutationa, a prolina, o α-tocoferol (vitamina E) e os

flavonóides em sistemas de oxidorredução (MITTLER et al., 2004), dentre outros.

O cacau (Theobroma cacao L.) é uma espécie perene, cultivada para

fabricação de chocolate e apresenta grande importância econômica mundial

(ALMEIDA et al., 2007). Na região cacaueira da Bahia, Brasil, existe grandes áreas

de solos de tabuleiros costeiros, caracterizados como Latossolo Amarelo Coeso,

onde normalmente não se cultivam cacau, em virtude de limitações físicas e

químicas destes solos. A deficiência de fósforo, associada a estas limitações,

compromete também o crescimento e o desenvolvimento das plantas de cacau.

O presente trabalho teve como objetivo principal avaliar a fotossíntese, o

crescimento e o metabolismo antioxidativo em plântulas de cacau submetidas ao

estresse mecânico por compactação do solo de tabuleiros costeiros, com variações

nas doses de P. Além disso, teve como objetivos específicos avaliar (i) as trocas

gasosas e a emissão de fluorescência da clorofila em nível foliar; (ii) o crescimento

da planta toda e a morfologia do sistema radicular; (iii) e a atividade de enzimas

3

envolvidas no metabolismo antioxidativo, em níveis radicular e foliar, de plântulas de

cacau submetidas ao estresse mecânico por compactação do solo e a variações de

doses de P no solo.

4

2. REVISÃO DE LITERATURA

2.1. Theobroma cacao L.

O gênero Theobroma pertence à família Malvaceae, compreende 22

espécies, dentre as quais se destaca T. cacao, que tem como centro de origem as

florestas quentes e úmidas das terras baixas do México, da América Central e das

bacias do rio Amazonas e Orinoco (ALMEIDA; VALLE, 2009; 2007). O T. cacao é

uma espécie perene, lenhosa, preferencialmente alógama, com altura que varia

entre 4-8 m. (MONTEIRO; AHNERT, 2011). Além disso, trata-se de uma espécie de

grande importância econômica mundial, já que suas sementes fermentadas e secas,

denominadas amêndoas, são a matéria prima na fabricação de chocolate e de uma

série de outros produtos com grande valor agregado.

A espécie T. cacao está dividida em três grupos principais denominados

Criollo, Forastero e Trinitário, caracterizados por diferenças morfológicas, sensoriais,

geográficas e relacionadas a tipos botânicos (CARR LOCKWOOD, 2011; ALMEIDA;

VALLE, 2009;). O grupo Criollo, considerado o príncipe da espécie, foi domesticado

a mais de três mil anos na Mesoamérica pelos indígenas (McNEIL, 2006). Hoje esse

grupo é cultivado principalmente na Venezuela, outros países da América Latina,

Madagascar, Ilhas Comores, Sri Lanka, Java e Samoa, e representa apenas 5% da

produção mundial. O Forastero foi introduzido nas regiões de cultivo do Criollo em

meados do século XVIII, cujas árvores são consideradas estrangeiras, razão pela

qual apresentam essa denominação. Esse grupo representa aproximadamente 80%

da produção mundial (MARITA et al., 2001), além de ser o mais cultivado no Brasil,

seus genótipos são resistentes a doenças e altamente produtivos. Por outro lado, o

grupo Trinitário foi originado da hibridização entre Forastero e Criollo, iniciado em

Trinidad, em meados do século XVIII, sendo cultivado comercialmente no Caribe e

Papua Nova Guiné; representa 15% da produção mundial (ZHANG et al., 2011;

CARR; LOCKWOOD, 2011).

O cacau é considerado uma das culturas perenes mais importantes do

planeta, com uma produção mundial de amêndoas estimada próxima a 4 milhões de

5

toneladas na safra 2012-2013; sendo o sul da Bahia a principal região produtora de

cacau do Brasil (ICCO, 2013). No entanto, para manter alta produtividade de cacau,

é imprescindível que as condições do solo estejam adequadas para promover o

desenvolvimento da planta. Para isso, a adubação com nutrientes se faz necessário,

para manter ou mesmo ampliar o potencial produtivo. Estudos realizados em solos

que se cultivam e produzem cacau na Bahia, revelaram a baixa disponibilidade de P,

até mesmo os solos considerados altamente produtivos para a cultura cacaueira

(SILVA et al.,1967).

2.2. Solos de Tabuleiros Costeiros (TC)

Os tabuleiros costeiros (TC) são formações terciárias que ocorrem desde o

Amapá ao Rio de Janeiro, abrangendo uma zona litorânea na região nordeste de

cerca de 5.321.800 ha (JACOMINE, 1996). Os solos de TC são caracterizados como

Latossolos Amarelos, distróficos ou álicos, que apresentam horizontes

subsuperficiais coesos. A coesão ocorre tanto nas áreas sob florestas como nas

áreas sob cultivo; por isso, não se pode considerar este fenômeno como herança do

manejo, parecendo tratar-se de um processo de transformação do material de

origem. A coesão é originada da acomodação de colóides que migraram da

superfície, provocando a obstrução dos macroporos e, como consequência,

diminuindo a permeabilidade e a aeração (AGUIAR NETTO; NACIF,1988).

O endurecimento dos solos coesos é resultante do ajuste das suas

partículas, favorecido principalmente pela boa cristalinidade e pela forma laminar da

caulinita presente nesse ambiente (DE VIÇOSA-UFV, 1984). Moreau et al. (2006)

estudaram solos de TC da região Sul da Bahia, Brasil, e observaram que não houve

tendência de aumento de silício (Si) e alumínio (Al) nos horizonte coesos. Estes

autores não identificaram a presença de gibbsita nos horizonte coesos, encontrando

esse mineral apenas nos horizontes livres de coesão. Essa afirmação está de

acordo com a hipótese destacada por DE VIÇOSA-UFV (1984), de que a gibbsita

6

dificulta o ajuste entre as lâminas de caulinita, impedindo, assim, a manifestação do

caráter coeso.

Apesar de serem considerados profundos, os solos de TC possuem uma

profundidade efetiva reduzida pela presença de horizontes coesos, prejudicando a

dinâmica da água no perfil e, principalmente, o aprofundamento do sistema

radicular, agravando assim as suas limitações (SOUZA, 1996). Outros problemas

agrícolas que os solos de TC apresentam são a baixa fertilidade natural, aumento de

acidez com a profundidade, caráter álico, baixa capacidade de troca catiônica, baixa

saturação por bases e baixa capacidade de retenção de água.

Diversos trabalhos já foram desenvolvidos com o Latossolo Amarelo coeso

do Estado da Bahia, Brasil, procurando avaliar a dinâmica da água neste solo. Costa

(1993) avaliou a condução e retenção de água e observou que o horizonte Bw1,

muito coeso, constitui um impedimento à livre movimentação de água no perfil. Mota

(1995), também estudando o Latossolo Amarelo, onde avaliou a variação do

potencial total da água, sob diferentes sistemas de preparo, afirma que, no período

chuvoso, não foram observadas grandes diferenças no potencial total da água no

solo. Já no período seco, com os tratamentos de subsolagem + arado de disco e

subsolagem + arado de aiveca, os solos de TC tenderam a permanecer mais tempo

com potenciais de água mais elevados, o que significa um maior conteúdo de água

no solo.

2.3. Deficiência de P para a cultura do cacau em solos TC

A produtividade do cacau é influenciada por vários fatores, dentre eles

podemos citar o clima, o solo e as práticas culturais, que incluem adubação e

irrigação. A nutrição mineral é essencial, uma vez que eleva a produtividade e

melhora a qualidade dos frutos (SANTANA et al., 1988). Os nutrientes fornecidos por

meio da adubação química devem ser aplicados, levando em consideração as

exigências nutricionais da planta e a forma de adubação utilizada. Dentre os

7

elementos minerais, o fósforo (P) é o fator nutricional mais limitante à produção de

cacau (GAMA-RODRIGUES, 2004).

Nos solos tropicais muito intemperizados e argilosos, a capacidade de

fixação de P é elevada, reduzindo sua disponibilidade às plantas. O nutriente P atua

como componente estrutural das membranas celulares, bem como fazendo parte de

compostos responsáveis pela fixação do CO2 atmosférico e pelo metabolismo de

açúcares, sendo fundamental para que as plantas alcancem seu potencial

(SANTANA et al., 1988).

Solos brasileiros, como os solos de TC, são deficientes em P (SILVA et

al.,1967), tornando-se necessária a utilização de adubos químicos para suprir a

deficiência. Os sintomas de deficiência de P ocorrem em folhas maduras, onde se

observa a redução do seu tamanho, estas tornam-se amareladas e ainda podem

apresentar limbo com manchas avermelhadas (NAIDO et al., 1978). Os problemas

relacionados ao aproveitamento de P em solos ácidos, como é o caso dos solos de

TC, ocorrem em virtude de altas concentrações de alumínio trocável (Al3+) existente

nestes solos, que tem a capacidade de adsorver o P, deixando assim indisponível

para as plantas. A adsorção de P resulta da interação entre Al3+/P conhecida como

reação-precipitação, na qual confere sintomas de deficiência de P em plantas

crescidas em solos álicos (NAIDO et al., 1978). Além disso, quando o crescimento

das plantas é limitado pela deficiência de P no solo, estas desenvolvem um maior

número de raízes, na busca de aumentar a chance de capturar o nutriente (NAIDO

et al., 1978).

2.4. Estresse Mecânico em Plantas

Os estímulos físicos ou mecânicos afetam vários aspectos do crescimento e

desenvolvimento das plantas. Em geral, muitos destes estímulos induzem respostas

específicas. O estresse mecânico em plantas geralmente induz alterações

morfológicas durante o seu crescimento (LIU et al., 2007). As respostas mais

8

comuns a este tipo de estresse, verificadas numa grande variedade de espécies

vegetais, estão associadas ao retardamento do alongamento e da espessura do

entrenó (BIRO et al., 1980). Estas respostas das plantas aos estímulos mecânicos é

denominada thigmomorphogenesis (JAFFE, 1973).

As plantas percebem e respondem aos estímulos mecânicos, de forma

imediata ou a longo prazo, por meio da síntese de uma matriz de fitormonios e de

outros produtos químicos, além de expressão de gênica (CHEN et al., 2005;.

CHEHAB et al., 2008), induzindo alterações morfofisiológicas em seu crescimento e

desenvolvimento (SAIDI et al., 2009). As respostas bioquímicas ao estresse

mecânico são complexas. Especificamente, em nível celular, foi demonstrado que a

tensão mecânica afeta a parede celular, promovendo uma diminuição na expansão

celular (BOYER et al., 1979). Em entrenós de Bryonia dioica, a inibição do

alongamento está relacionada ao rápido aumento da atividade de peroxidases, que,

por sua vez, induz um aumento no teor de lignina (JAEGHER et al., 1985). Estas

enzimas têm sido envolvidas em muitos processos fisiológicos e bioquímicos,

interferindo no crescimento e na expansão celular (PASSARDI et al., 2004), no

catabolismo de auxina e no processo de lignificação (CAIA et al., 2006), bem como

nas respostas aos estresses abióticos e bióticos. O aumento da atividade de

peroxidases, observado em várias plantas submetidas ao estresse mecânico, tem

sido frequentemente usado como marcador bioquímico de estresse envolvido no

mecanismo de defesa das plantas (LIU et al., 2007).

2.5. Sistema radicular e os estímulos mecânicos

O sistema radicular da planta, responsável pelo crescimento e

desenvolvimento da parte subterrânea da planta, é composto de diferentes tipos de

raízes que diferem na morfologia e função, cujo funcionamento é fundamental para a

planta toda (POTOCKA et al., 2011). O meristema apical da raiz (MAR), localizado

no ápice, possue células que crescem e se dividem dando origem a todos os tecidos

do vértice (CUTTER, 1971). Além disso, a configuração espacial e a distribuição

9

dessas raízes determinam a arquitetura do sistema radicular no solo, que, por sua

vez, regula principalmente a aquisição de recursos como água e nutrientes. O

tamanho e a forma de MAR são diferentes em várias espécies (ROST; BAUM,

1988). Entretanto, o arranjo das células do ápice maduro, crescendo em condições

mais ou menos estáveis, permanece relativamente constante; já a organização de

MAR pode sofrer mudanças naturais (CHAPMAN et al., 2003; BAUM et al., 2002). O

crescimento do ápice exposto a estímulos físicos, bem como a produtos químicos,

também pode apresentar um rearranjo de MAR (KOZHEVNIKOVA et al., 2007;

WAWRECKI; ZAGO'RSKA-MAREK, 2007).

Como parte constituinte de uma planta, as raízes respondem a esses

estímulos mecânicos (CHEHAB et al., 2009), manifestando respostas bioquímicas

complexas, quando submetidas ao estresse (SAIDI et al., 2009), o que implica em

alterações em seu desenvolvimento (ANTEN et al., 2010). Naturalmente, a raiz em

crescimento empurra as partículas do solo no sentido do crescimento, muitas vezes

enfrentando resistência mecânica de diferentes direções (POTOCKA et al., 2011).

Em experiências nas quais tais condições são simuladas, vários efeitos foram

observados, tais como (i) aumento no diâmetro da raiz, associado à alteração na

dimensão das células do córtex; (ii) diminuição no alongamento da raiz e, ou

alterações na sua osmoregulação (CLARK et al., 2001 ), e (iii) mudanças nos limites

das células (IIJIMA et al., 2000). No entanto, pouco se sabe sobre a resposta de

MAR ao tratamento mecânico.

O sistema radicular cresce em estreita coordenação com o crescimento da

planta toda, cujas funções são reguladas pela ciclagem de nutrientes entre parte

aérea e a raiz (WANG et al., 2006). O tipo de nutriente presente no solo, bem como

a sua mobilidade, está estreitamente relacionado com a morfofisiologia da raiz

(WANG et al., 2006). O processo de aquisição de P tem sido mais extensivamente

estudado, usando topologia entre os nutrientes minerais; avaliando como ocorre a

sua aquisição através da raiz, e as adaptações na raiz para melhorar a sua

aquisição no solo, devido sua relativa imobilidade (WANG et al., 2006).

Os mecanismos envolvidos na absorção e no transporte de nutrientes

minerais foram recentemente elucidados em nível molecular (WANG et al., 2006).

10

Foram identificados vários genes relacionados ao transporte de nutrientes minerais

em vários sistemas, tais como Arabidopsis thaliana, proporcionando assim o

entendimento de estratégias que superem o estresse, possibilitando, assim, uma

melhor produtividade das culturas quando são cultivadas em solos com deficiência

nutricional (WANG et al., 2006). O transporte de fósforo inorgânico (Pi) na planta é

mediado por famílias de proteínas transportadoras de dois tipos principais: Pht1 e

Pht2. As transportadoras Pht1 são divididas em duas subfamílias, as que são

expressas em raízes e na parte aérea e aquelas que são somente expressas

quando são privadas de P (BUCHER et al., 2001). Alguns autores propuseram

identificar genes envolvidos no processo de tensão subterrânea, estudando a

expressão no mecanismo de estresse na raiz (KIMBROUGH et al., 2004). Verificou-

se, nas plantas submetidas ao estresse mecânico, uma super produção de espécies

reativas de oxigênio (EROs), as quais são altamente reativas e tóxicas, resultando

em estresse oxidativo e morte celular programada (MCP) (GILL; TUJETA, 2010).

Além disso, as células podem utilizar EROs como moléculas de sinalização para

regular a expressão de genes (CHEHAB et al., 2009), controlando, assim, diversos

processos como crescimento, ciclo celular e MCP, em respostas ao estresse abiótico

(GILL; TUJETA, 2010).

2.6. Estresse e metabolismo antioxidativo

Estresse, tanto biótico quanto abiótico, é um desvio significativo das

condições ótimas para o crescimento e desenvolvimento das plantas, uma vez que

provoca mudanças e lançam respostas em todos os níveis funcionais do organismo.

As mudanças, por sua vez, podem ser reversíveis, como forma de aclimatação, mas

podem se tornar permanentes, como proposta de adaptação ao estresse

(LARCHER, 2000). As plantas normalmente estão expostas a estresses bióticos e

abióticos que prejudicam o seu crescimento, desenvolvimento e sua produtividade

(TAIZ; ZEIGER, 2013). Estes estresses desencadeiam várias respostas, como

alterações na expressão gênica, no metabolismo celular, na taxa de crescimento e

11

na produção de biomassa. Entretanto, as plantas conseguem modular respostas de

defesa de forma a superar tais estresses e retornar ao metabolismo normal (GILL;

TUJETA, 2010).

No início do estresse, pode haver redução de algumas atividades

antioxidantes, contribuindo para o aumento da produção de EROs, como

subprodutos do metabolismo dos organelos celulares com alta atividade de oxidação

metabólica ou com fluxo de elétrons sustentado, como cloroplastos, mitocôndrios e

peroxissomos (ASADA, 2006), a exemplo de superóxidos (O2-), peróxido de

hidrogênio (H2O2), radical hidroxila (OH) e oxigênio “singlet” (O2*), cujo acúmulo que,

não podendo ser eliminado pelos sistemas enzimático e não-enzimático, induz MCP

e provoca a destruição do sistema de transporte de elétrons durante condições de

estresse (ÉAUX, 2007; MITTLER, 2002). Nos cloroplastos, por exemplo, a formação

de EROs está relacionada com eventos da fotossíntese e são produtos

intermediários de várias reações metabólicas. Além do mais, concentrações

elevadas de EROs reagem também com lipídios, proteínas, pigmentos e ácidos

nucléicos, ocasionando danos à membrana e inativando várias enzimas (GRATÃO

et al., 2005). Por outro lado, as enzimas que protegem as células vegetais e seus

compartimentos subcelulares dos efeitos citotóxicos causados por EROs,

influenciam diversas reações envolvidas na sinalização de defesa vegetal. A

concentrações de EROs e as atividades antioxidativas estão relacionadas a muitos

processos fisiológicos envolvidos em mecanismos de sinalização celular na defesa

vegetal ou no estresse oxidativo (MITTLER et al., 2011; PANDA; CHOUDHURY,

2005; DIPIERRO et al., 2005; ).

Nos vegetais, a produção de EROs é favorecida por diversos fatores

ambientais estressores como a exposição a níveis elevados de luz, deficiência

hídrica, altas concentrações de metais pesados, alta concentração de sais, extremos

de temperatura, radiação UV, poluição atmosférica, herbicidas, estresses físico e

mecânico, além de respostas a estresses bióticos tais como o ataque de patógenos

(MALLICK; RAÍ, 1999). As plantas protegem suas células e compartimentos

subcelulares dos efeitos citotóxicos das EROs com o auxílio do metabolismo

antioxidativo, por meio de sistemas enzimáticos, envolvendo enzimas antioxidantes

12

como dismutase do superóxido (SOD), peroxidase do ascorbato (APX), catalase

(CAT), peroxidade guaiacol (GPX), dentre outras (MITTLER, 2002); e não

enzimáticos. Estes sistemas antioxidativos vêm sendo utilizados para identificar

possíveis estresses em plantas submetidas às condições adversas, uma vez que

EROs, em baixas concentrações, induzem genes de defesa e respostas de

aclimatação; porém, em níveis elevados, direcionam as plantas a condições de

estresse (BREUSEGEM et al., 2001).

2.7. Emissão de fluorescência e trocas gasosas em nível foliar

Os equipamentos utilizados para as medições da emissão de fluorescência

da clorofila têm se mostrado bastante eficaz, uma vez que são de fácil manuseio,

com medições não destrutivas das plantas e leituras obtidas de forma imediata.

Além disso, são bastante utilizados na identificação de danos do sistema

fotossintético das plantas causadas por vários tipos de estresse (BAKER, 2008;

TORRES NETTO, 2005). As variáveis de emissão de fluorescência mais comumente

utilizadas para avaliar a eficiência fotoquímica e o estado fisiológico geral das

plantas sob estresse são as fluorescências inicial (F0), variável (Fv) e máxima (Fm),

e o rendimento quântico máximo de PS2 (Fv/Fm) (BAKER; ROSENQVIST, 2004). A

variável F0 representa a fluorescência quando todos os centros de reação estão

abertos; Fm quando todos os centros de reação estão fechados; e Fv é definida pelo

estado do centro de reação (aberto ou fechado) (STRASSER et. al., 2004). Já a

razão Fv/Fm avalia a integridade de PS2 em folhas, exibindo o nível energético de

excitação dos pigmentos fotossintéticos (BAKER, 2008). A cinética de emissão de

fluorescência da clorofila vem sendo utilizada para detectar plantas tolerantes a

estresses bióticos e abióticos. Vários trabalhos vêm demonstrando a eficiência da

fluorescência da clorofila, como ferramenta para diagnosticar como a maquinaria

fotossintética se comporta frente às adversidades ambientais (Lu e ZHANG, 2000;

BAKER; ROSENQVST, 2004; MACHADO et. al., 2004). Durães et. al. (2002),

trabalhando com a seleção de plantas tolerantes à doenças, a Al e ao déficit hídrico,

e com plantas eficientes no uso de nitrogênio (N), observaram que essas limitações

13

provocaram danos em PS2, possibilitando selecionar genótipos tolerantes e

intolerantes a cada um dos estresses avaliados.

A redução da disponibilidade de O2 no solo, devido a compactações, dentre

outros fatores, influencia a sobrevivência, o crescimento e a produtividade das

plantas (PEZESHKI, 2001), crescidas nestes ambientes; interfere nas trocas

gasosas foliares, ocasionando uma diminuição da condutância estomática e na taxa

de fotossíntética; na absorção de macro e micronutrientes minerais; no balanço

hormonal (LOPEZ; KURSAR, 2003; KOZLOWSKI et al., 1999); na partição e

translocação de fotoassimilados e na produção de biomassa (PEZESHKI, 2001),

dentre outras respostas morfofisiológicas.

3. MATERIAL E MÉTODOS

3.1. Material vegetal e condições de cultivo

3.1.1. Caracterização da área experimental

O experimento foi conduzido em condições de casa de vegetação, localizada

no Campus Soane Nazaré de Andrade, da Universidade Estadual de Santa Cruz

(UESC), Rodovia Jorge Amado, km 16, Bairro Salobrinho, Ilhéus, BA, nas

coordenadas 39°13’59’’ de longitude oeste e 14°45’15’’ de latitude sul, no período de

15/06/14 a 15/09/14, com duração de 92 dias.

3.1.2. Solo e adubação

O solo utilizado no experimento foi coletado na Fazenda São Sebastião (14º

54’ 3,59” S; 39º 07’ 2,3” W), no município de Ilhéus, BA, de um horizonte B de

um Latossolo Amarelo coeso. O solo foi seco ao ar e passado em peneira de

4,0 mm de abertura de malha. Subamostras de solo foram retiradas para

14

caracterizar inicialmente os atributos físicos (Tabela 1) e químicos (Tabela 2),

na fração de 2,0 mm de diâmetro (EMBRAPA, 2009).

15

Tabela 1 – Análise física do solo utilizado no experimento, coletado no horizonte B do Latossolo Amarelo coeso, localizado no

município de Ilhéus, BA.

AREIA SILTE ARGILA

----------------------------------------------- g kg-1 -----------------------------------------------

487,3 65,7 447,0

Tabela 2 – Análise química do solo utilizado no experimento, coletado no horizonte B do Latossolo Amarelo coeso, localizado no

município de Ilhéus, BA.

pH

CaCl2

P MO H+Al Al K Ca Mg SB CTC B Cu Fe Mn Zn

mg dm-3 g dm-3 -------------------- mmolc dm-3 --------------------- -------------- mg dm-3 --------------

4,8 3 6 28 1,2 1,8 10 6 17,8 45,8 0,2 0,1 20 0,4 1,1

P, K, Ca e Mg (Resina) B (água quente) Cu, Fe, Mn e Zn (DTPA) Al (Cloreto de Potássio 1 mmolc dm-3) MO Walkley Black (Col.) SB (Soma de bases trocáveis - Ca+2, Mg+2, K+, Na+ e mmolc dm-3) CTC (Capacidade de troca catiônica - mmolc dm-3

16

De posse das análises física e química do solo, foi feita a correção de

acidez e da fertilidade do solo antes do preenchimento dos anéis e a cada 15

dias fez-se uma adubação nitrogenada por vaso, na forma de uréia, após o

plantio.

Posteriormente, fez-se a semeadura utilizando sementes do genótipo de

cacau CCN– 51, oriundas de autofecundação de plantas com cinco anos de idade,

cultivadas nas fazendas reunidas do vale da Juliana (Igrapiúna, BA). As sementes

foram germinadas em tubos PVC com 0,22 m de altura e 0,10 m de diâmetro

interno, dividido em 3 anéis sobrepostos. Os anéis superior e inferior, com 8 cm de

altura, foram preenchidos com o Latossolo Amarelo de forma que sua densidade

fosse de 1,0 kg dm-3. Ainda no anel inferior, adicionou-se uma dose de P (400 mg

dm-3) no solo, e manteve-se como controle para P a concentração existente no solo,

considerada baixa (P remanescente do solo). O anel intermediário, com 6 cm de

altura, foi também preenchido com o mesmo tipo de solo utilizado nos outros dois

anéis. Porém, antes do preenchimento, foi adicionado caulim nas paredes do anel,

de forma que se formasse uma interface solo-PVC preenchida com caulim. Para isto,

o caulim foi umedecido com água, para formação de uma pasta, que foi passada na

parede do anel até que se formasse uma camada de caulim com 0,01m de

espessura. Esse procedimento foi realizado, pois o caulim possui, em sua

constituição, alumínio tóxico (Al3+) que impede que as raízes cresçam entre o solo e

a parede de PVC, forçando, assim, o seu crescimento na camada de solo

compactada. Após a adição do caulim na parede de PVC do anel intermediário,

procedeu-se a compactação do solo de forma que se criassem densidades variáveis

no solo (1,0; 1,3; 1,4; 1,5 e 1,7 kg dm-3) deste anel, de acordo com o grau de

compactação. A compactação foi realizada mecanicamente, com o auxilio de um

bastão de madeira com diâmetro compatível com o do anel do tubo de PVC. O

volume da amostra de solo, para esta etapa, foi calculado para se obter as

compactações correspondentes aos tratamentos de densidade no solo. Após o

preenchimento dos três anéis com o solo, de acordo com os tratamentos

preestabelecidos (duas doses de P e cinco densidades), estes, por sua vez, foram

sobrepostos e unidos por meio de fita plástica adesiva. Posteriormente, o fundo dos

17

vasos (anéis sobrepostos) foi tampado com lâmina de isopor perfuradas, e

colocados sobre bancadas da casa de vegetação.

22 cm (altura ) e100 mm (diâmetro)

1,0 kg dm-3

1,0; 1,3; 1,4; 1,5 e 1,7 kg dm-3

1,0 kg dm-3

P: 0* e 400 mg dm-3

Camada 10 – 8 cm

Camada 28 – 14 cm

Camada 314 – 22 cm

Caulim (1,0 cm)

* Sem adição de P do solo.

Figura 1 – Esquema da montagem dos anéis, componentes dos vasos, usados para a germinação de sementes e crescimento das plântulas de cacau.

18

A B

C D

Figura 2 - Visão panorâmica do experimento. Plântulas de cacau, com 7 (A), 15 (B),

30 (C) e 60 (D) dias após a emergência das plântulas, crescidas em vasos, cujo solo

da camada intermediária foi submetido a compactação, criando diferentes

densidades (1,0; 1,3; 1,4; 1,5 e 1,7 kg dm-3), e o solo da camada inferior submetido a

doses de P [com (400 mg dm-3) e sem adição (P remanescente do solo)].

3.2. Fluorescência da clorofila

A emissão fluorescência da clorofila foi medida usando um fluorômetro

portátil Pocket PEA Clorophyll Fluorimeter – v 1.10 (Hansatech Instruments, Norfolk,

UK) na segunda ou terceira folha a partir do ápice da plântula, nos diversos

tratamentos de compactação do solo e doses de P e em duas épocas, aos 30 e 60

19

dias após a emergência das plântulas. Os dados foram coletados em agosto e

setembro de 2014 entre 7h: 30min e 9h: 30min, usando 5 plântulas de cada

tratamento, totalizando 50 plântulas em cada medição. As folhas selecionadas foram

submetidas a um período de adaptação ao escuro por 20 min, suficiente para a

oxidação completa dos centros de reação dos fotossistemas 1 (PS1) e 2 (PS2) da

fase fotoquímica da fotossíntese. Após este período, as folhas foram expostas a um

pulso saturante de luz com intensidade de 3500 μmol m−2 s−1, comprimento de onda

650 nm, por 1s. Os sinais de emissão de fluorescência foram registrados no sistema

de aquisição de dados do Pocket PEA, utilizando um software específico. Dentre os

parâmetros obtidos, foram avaliados as fluorescências inicial (F0), máxima (Fm) e

variável (Fv) e o rendimento quântico máximo de PS2 (Fv/Fm).

3.3. Medições de trocas gasosas foliares

Aos 30 e 60 dias após a emergência das plântulas, foram realizadas

avaliações de trocas gasosas foliares, na segunda ou terceira folha madura a partir

da extremidade do eixo ortotrópico das plântulas, entre 7h: 30min e 9h: 30min,

utilizando um sistema portátil de medição de fotossíntese Li-Cor, modelo Li-6400 (Li-

Cor Biosciences Inc., Lincoln, NE, USA), equipado com uma fonte de luz artificial

6400-02B RedBlue. Durante as medições, a fonte de luz artificial foi ajustada para

prover uma radiação fotossinteticamente ativa de 800 μmol m−2 s−1, acima da

irradiância de saturação para espécie T. cacao, sem provocar fotoinibição. As

leituras foram registradas em intervalos de 1-2 min., quando o coeficiente de

variação atingisse valores inferiores a 0,3% (CV < 0,3%). O fluxo de CO2 foi ajustado

para manter uma concentração de 380 µmol mol-1 no interior da câmara e a

temperatura da câmara foliar foi mantida constante em 26°C. As taxas de

fotossíntese líquida (A) e de transpiração (E) por unidade de área foliar, a

condutância estomática ao vapor de água (gs), a concentração interna de CO2 (Ci)

no mesofilo foliar e o déficit de pressão de vapor de água entre a folha e a atmosfera

(VPDL), foram estimadas a partir dos valores da variação de CO2 e da umidade no

20

interior da câmara, determinados pelo analisador de gases por infravermelho do

referido aparelho.

3.4. Metabolismo antioxidativo

Coletaram-se amostras da segunda ou terceira folha madura, a partir do

ápice do eixo ortotrópico, e de raízes das plântulas nos diversos tratamentos, aos

30, 45 e 60 dias após a emergência das plântulas. Durante a coleta de raízes, fez-se

a retirada dos anéis. Em seguida, realizou-se a separação das raízes do solo,

utilizando a lavagem em peneiras com água corrente de torneira, para minimizar, ao

máximo, as perdas de raízes finas. Imediatamente após a coleta do material vegetal,

fez-se a imersão das amostras em nitrogênio líquido e o armazenamento em

ultrafreezer a -80 °C. Posteriormente, as amostras foram liofilizadas e armazenadas

em freezer -20 °C para as análises bioquímicas.

3.4.1. Preparo do extrato bruto

As coletas de folhas e raízes foram realizadas entre 7 e 10 h, aos 30, 45 e

60 dias após a emergência das plântulas, utilizando cinco plantas por tratamento,

totalizando 50 plantas por coleta. Para realização dos ensaios enzimáticos em raízes

e folhas, o tecido vegetal foi submetido à maceração em nitrogênio líquido.

Imediatamente após, foram pesados em balança analítica (SHIMADZO – AUW 220)

40 mg do macerado, que, em seguida, foi acondicionado em microtubos eppendorf

de 2 mL. Logo após, adicionou-se polivinilpirrolidona (PVP) (0,7 g de PVP/g de

tecido) para evitar a oxidação do macerado. Imediatamente após, o macerado foi

ressuspenso em 800 µL de tampão de extração, que variou de acordo com o tipo de

enzima envolvida no metabolismo antioxidativo [tampão fosfato de potássio, 50 mM,

pH 7,0, para as atividades das enzimas catalase (CAT), peroxidase do ascorbato

(APX); tampão fosfato de sódio 50 mM, pH 6,0, para a atividade da enzima e

peroxidase do guaiacol (GPX); e tampão fosfato de potássio, 50 mM, pH 7,8 para a

21

atividade da enzima dismutase do superóxido (SOD)], seguido de agitação em

vórtex. Posteriormente, as amostras foram submetidas à sonicação, em

ultrassonicador de sonda (Gex 130, 130 W), sob amplitude de 70%, 8 pulsos de 5 s,

com intervalos de 10 s, seguido de centrifugação (10.000 x g) por 10 min a 4°C. Em

seguida, coletou-se o sobrenadante, considerado como extrato bruto, e fez-se a sua

transferência para um novo microtubo de 2 mL, que foi mantido em isopor com gelo,

para uso imediato.

3.4.2. Dismutase do superóxido (SOD)

A reação de ativação da atividade de SOD foi mensurada como proposto por

Gianopolitis e Ries (1977), com modificações. A unidade de atividade (UA) foi

calculada para medir a capacidade da enzima de inibir 50% da redução fotoquímica

de nitroazul de tetrazólio (NBT), que leva a formação do precipitado formazana azul.

Ao extrato bruto foi adicionado o tampão de extração (fosfato de potássio, 50 mM,

pH 7,8), EDTA (1mM) e metionina (13 mM). A atividade enzimática teve início com a

adição de riboflavina (1 mM). A leitura inicial ocorreu após a placa ter ficado no

escuro por 10 min, e a segunda leitura foi realizada após a placa ter sido submetida

à luz fluorescente de 15 W por mais 20 min. Os brancos foram os poços que não

continham extrato vegetal. As leituras foram realizadas em comprimento de onda de

560 nm e as amostras lidas em quadruplicatas no espectrofotômetro de microplacas

Espectramax Paradigm (Molecular Devices).

3.4.3. Catalase (CAT)

A atividade de CAT foi determinada por meio do consumo de H2O2, segundo

o método descrito por Havir e Mchale (1987), com modificações.

22

O ensaio ocorreu a 30°C, momento no qual foi adicionado tampão de reação

(tampão fosfato de potássio, 50 mM, pH 7,0) em 5 µL do extrato vegetal de folhas e

raízes. A reação teve início com o acréscimo de H2O2 a 30 mM. As leituras foram

realizadas em quadruplicatas, calculando-se o decaimento em comprimento de onda

de 240 nm por 300 s, contra um branco sem extrato vegetal, e expressa em µmol

H2O2 g-1 MS min-1, usando-se o coeficiente de extinção molar de 36 M cm-1. A

atividade foi realizada no espectrofotômetro de microplacas Espectramax Paradigm

(Molecular Devices).

3.4.4. Peroxidase do ascorbato (APX)

A atividade de APX foi determinada de acordo com a metodologia descrita

por Nakano e Asada (1981), com modificações. Na reação, a presença de APX no

extrato vegetal reduz a concentração de H2O2 do meio, em função da redução de

ácido ascórbico adicionado. Ao extrato vegetal diluído foi acrescentado o tampão de

reação (fosfato de potássio a 50 mM pH 7,0, ascorbato a 0,5 mM, EDTA a 0,1mM e

H2O2 a 0,1 mM). A reação teve início com a adição do ascorbato. O decaimento foi

acompanhado no comprimento de onda de 290 nm por 300 s, com leituras a cada 30

s. A atividade foi determinada em espectrofotômetro de microplacas Espectramax

Paradigm (Molecular Devices). A análise foi realizada em quadruplicatas e os

valores expressos em µmol ascorbato g-1 MS min-1.

3.4.5. Peroxidase do guaiacol (GPX)

A determinação da atividade de GPX, consistiu no preparo do ensaio

enzimático, em microplacas de 96 poços contendo 140 µL de tampão de reação

GPX 2x [guaiacol 40 mmol L-1, H2O2 a 0,06% e tampão fosfato de sódio (20 mmol L-

1, pH 6,0)], 139 µL de tampão fosfato de sódio (50 mmol L-1, pH 6,0) e 1 µL de

extrato enzimático de folhas e raízes. A leitura das amostras foi realizada em

quadruplicatas, em espectrofotômetro de microplacas (VERSAmax), no comprimento

de onda de 470 ƞm. A leitura foi realizada por 100 s e o valor de consumo de GPX

23

expresso com o aumento do consumo de guaiacol em µmol s-1 g-1 MS. A conversão

dos dados obtidos em valores de absorvância a 470 nm min-1 g-1 MS para consumo

de guaiacol em mmol h-1 g-1 MS foi feita com o uso da equação y= 0,1284x + 0,0189,

originada a partir de uma curva padrão para POD-guaiacol (REHEM et al., 2011).

3.5. Variáveis de crescimento

No final do experimento, parte das plantas de cada tratamento foi dividida

em raiz, caule e folha. Em seguida, após medição de área foliar total, fez-se a

contagem do número de folhas por planta; mediram-se a altura da planta, o

comprimento da raiz primária e o diâmetro do coleto. Logo após, as diferentes partes

da planta foram armazenadas, isoladamente, em sacos de papel e colocadas para

secar em estufa de circulação forçada de ar a 75 oC até massa constante, para

obtenção da biomassa seca total da planta e de suas partes. A área foliar foi

mensurada com um medidor de área modelo Li-3100 (LI-Cor, Inc. Lincoln, Nebraska,

USA). O diâmetro do coleto e a altura do caule foram medidos com o uso de

paquímetro digital e régua, respectivamente.

3.6. Análise estatística

O delineamento experimental utilizado foi o inteiramente casualizado, com

10 tratamentos [5 densidades de solo x 2 doses de P (com e sem adição de P no

solo), em esquema fatorial 5 x 2, com número variável de repetições (cinco para os

dados de trocas gasosas foliares, emissão de fluorescência da clorofila e

metabolismo antioxidativo; e 10 para variáveis de crescimento) e uma plântula por

unidade experimental. Os dados foram submetidos à análise de variância (ANOVA)

e, posteriormente, fez-se as comparações de médias dos tratamentos, por meio do

teste Scott-Knott (p ≤0,05), quando pertinente.

24

4. RESULTADOS

4.1. Fluorescência da clorofila

Não houve diferenças significativas (p ≤0,05) entre e dentre os níveis de

compactação e doses de P, aos 30 (Tabela 3) e 60 (Tabela 4) dias após a

emergência das plântulas, para as variáveis de emissão de fluorescência da clorofila

(F0, Fm, Fv e Fv/Fm) avaliadas .

25

Tabela 3 - Fluorescência inicial (F0), máxima (Fm), variável (Fv) e razão Fv/Fm de plântulas de cacau submetidas a diferentes densidades e doses de P no solo. Plântulas com 30 dias após emergência. Valores médios de cinco repetições (± EP).

Densidade

(kg dm-3)

Fósforo

(mg dm-3) F0 Fm Fv Fv/Fm

1,0 (-P) 6880,6 ± 194ns* 34395,4 ± 796ns 27514,8 ± 843ns 0,8 ± 0,008ns

1,0 (+P) 7257,0 ± 132ns 36559,4 ± 896ns 29302,4 ± 1012ns 0,8 ± 0,009ns

1,3 (-P) 7623,6 ± 207ns 37346,2 ± 548ns 29722,6 ± 457ns 0,8 ± 0,004ns

1,3 (+P) 6941,4 ± 59ns 35342,4 ± 275ns 28401,0 ± 302ns 0,8 ± 0,003ns

1,4 (-P) 6939,8 ± 48ns 35499,6 ± 570ns 28559,8 ± 535ns 0,8 ± 0,002ns

1,4 (+P) 7117,2 ± 436ns 33891,6 ± 2073ns 26774,4 ± 1794ns 0,8 ± 0,011ns

1,5 (-P) 7215,8 ± 188ns 36374,8 ± 623ns 29159,0 ± 587ns 0,8 ± 0,005ns

1,5 (+P) 7373,2 ± 281ns 34173,0 ± 1644ns 26799,8 ± 1791ns 0,8 ± 0,018ns

1,7 (-P) 7163,2 ± 212ns 35474,2 ± 456ns 28311,0 ± 630ns 0,8 ± 0,008ns

1,7 (+P) 7306,4 ± 74ns 36764,0 ± 538ns 29457,6 ± 483ns 0,8 ± 0,002ns

* Médias entre e dentre densidades não diferiram entre si pelo teste de Scott-Knott (p ≤0,05). ns – não significativo.

26

Tabela 4 - Fluorescência inicial (F0), máxima (Fm), variável (Fv) e razão Fv/Fm de plântulas de cacau submetidas a diferentes densidades e doses de P no solo. Plântulas com 60 dias após emergência. Valores médios de cinco repetições (± EP).

Densidade

(kg dm-3)

Fósforo

(mg dm-3) Fo Fm Fv Fv/Fm

1,0 (-P) 7885,8 ± 446ns* 34008 ± 1458ns 26122,2 ± 1622ns 0,8 ± 0,018ns

1,0 (+P) 6842,6 ± 288ns 35532,8 ± 372ns 28690,2 ± 372ns 0,8 ± 0,008ns

1,3 (-P) 7331,4 ± 109ns 34877,6 ± 1088ns 27546,2 ± 1169ns 0,8 ± 0,010ns

1,3 (+P) 6996,4 ± 127ns 35659,2 ± 757ns 28662,8 ± 632ns 0,8 ± 0,01ns

1,4 (-P) 7042,2 ± 164ns 34176 ± 979ns 27133,8 ± 862ns 0,8 ± 0,004ns

1,4 (+P) 6905 ± 342ns 35001,4 ± 866ns 28096,4 ± 872ns 0,8 ± 0,010ns

1,5 (-P) 7522,6 ± 299ns 35093 ± 823ns 27570,4 ± 944ns 0,8 ± 0,011ns

1,5 (+P) 7519,8 ± 162ns 34615 ± 1754ns 27095,2 ± 1616ns 0,8 ± 0,008ns

1,7 (-P) 7175 ± 92ns 35400,8 ± 277ns 28225,8 ± 265ns 0,8 ± 0,003ns

1,7 (+P) 7011,4 ± 114ns 35717,4 ± 949ns 28706 ± 911ns 0,8 ± 0,005ns


27

4.2. Trocas gasosas foliares

Verificou-se, também, para as trocas gasosas foliares, que não houve

diferença significativa (p ≤0,05) entre e dentre os níveis de compactação do solo e

doses de P para as variáveis A, gs, Ci, E e VPDL, aos 30 (Tabela 5) e 60 (Tabela 6)

dias após a emergência das plântulas.

28

Tabela 5 - Taxa fotossintética líquida por unidade de área foliar (A), condutância estomática ao vapor de água (gs), concentração interna de CO2 (Ci), transpiração (E) e déficit de pressão de vapor de água entre a folha e a atmosfera (VPDL) em folhas de plântulas de cacau submetidas a diferentes densidades e doses de P no solo. Plântulas com 30 dias após a emergência. Valores médios de cinco repetições (± EP).

Densidade (kg dm-3)

Fósforo (mg dm-3)

A (µmol m-2 s-1)

gs (mol m-2s-1)

Ci (µmol mol-1)

E (mmol m-2 s-1)

VPDL (kPa)

1,0 (-P) 2,5 ± 0,2ns* 0,036 ± 0,003ns 151,2 ± 6,9ns 0,7 ± 0,05ns 2,0 ± 0,03ns

1,0 (+P) 2,6 ± 0,1ns 0,037 ± 0,003ns 139,3 ± 4,4ns 0,7 ± 0,05ns 2,1 ± 0,02ns

1,3 (-P) 2,4 ± 0,2ns 0,035 ± 0,003ns 157,1 ± 5,5ns 0,7 ± 0,05ns 2,0 ± 0,02ns

1,3 (+P) 2,7 ± 0,2ns 0,043 ± 0,005ns 147,1 ± 4,2ns 0,8 ± 0,07ns 2,0 ± 0,04ns

1,4 (-P) 2,4 ± 0,1ns 0,033 ± 0,003ns 145,7 ± 7,7ns 0,7 ± 0,04ns 2,1 ± 0,03ns

1,4 (+P) 1,9 ± 0,1ns 0,029 ± 0,002ns 150,0 ± 1,8ns 0,6 ± 0,04ns 2,1 ± 0,02ns

1,5 (-P) 2,1 ± 0,1ns 0,027 ± 0,001ns 138,5 ± 7,7ns 0,6 ± 0,02ns 2,1 ± 0,02ns

1,5 (+P) 1,6 ± 0,1ns 0,022 ± 0,001ns 136,6 ± 2,8ns 0,5 ± 0,03ns 2,1 ± 0,02ns

1,7 (-P) 2,3 ± 0,1ns 0,032 ± 0,001ns 146,1 ± 5,5ns 0,6 ± 0,01ns 2,0 ± 0,01ns

1,7 (+P) 2,2 ± 0,2ns 0,028 ± 0,002ns 131,3 ± 3,3ns 0,6 ± 0,04ns 2,1 ± 0,02ns


29

Tabela 6 - Taxa fotossintética líquida por unidade de área foliar (A), condutância estomática ao vapor de água (gs), concentração interna de CO2 (Ci), transpiração (E) e déficit de pressão de vapor de água entre a folha e a atmosfera (VPDL) em folhas de plântulas de cacau submetidas a diferentes densidades e doses de P no solo. Plântulas com 60 dias após a emergência. Valores médios de cinco repetições (± EP).


Densidade (kg dm-3)

Fósforo (mg dm-3)

A (µmol m-2 s-1)

gs (mol m-2s-1)

Ci (µmol mol-1)

E (mmol m-2 s-1)

VPDL (kPa)

1,0 (-P) 3,9 ± 0,4ns* 0,035 ± 0,003ns 233,9 ± 11,3ns 0,6 ± 0,06ns 1,7 ± 0,03ns

1,0 (+P) 2,4 ± 0,3ns 0,023 ± 0,002ns 238,8 ± 15,2ns 0,4 ± 0,03ns 1,8 ± 0,02ns

1,3 (-P) 3,5 ± 0,4ns 0,033 ± 0,004ns 234,7 ± 9,8ns 0,6 ± 0,06ns 1,7 ± 0,03ns

1,3 (+P) 2,9 ± 0,4ns 0,031 ± 0,004ns 243,4 ± 12,1ns 0,5 ± 0,06ns 1,7 ± 0,02ns

1,4 (-P) 3,2 ± 0,3ns 0,030 ± 0,002ns 236,9 ± 12,7ns 0,5 ± 0,04ns 1,7 ± 0,04ns

1,4 (+P) 2,7 ± 0,5ns 0,028 ± 0,004ns 256,5 ± 15,8ns 0,5 ± 0,06ns 1,8 ± 0,02ns

1,5 (-P) 2,6 ± 0,3ns 0,024 ± 0,001ns 237,6 ± 16,8ns 0,4 ± 0,02ns 1,7 ± 0,02ns

1,5 (+P) 2,9 ± 0,4ns 0,028 ± 0,002ns 239,5 ± 20,4ns 0,5 ± 0,04ns 1,7 ± 0,02ns

1,7 (-P) 2,7 ± 0,3ns 0,027 ± 0,002ns 241,9 ± 14,0ns 0,5 ± 0,04ns 1,7 ± 0,02ns

1,7 (+P) 2,6 ± 0,3ns 0,025 ± 0,003ns 229,7 ± 12,8ns 0,4 ± 0,05ns 1,8 ± 0,02ns

30

4.3. Variáveis de Crescimento

Observou-se, para as variáveis de crescimento, um aumento significativo (p

≤0,05) no número de folhas por plântula nas densidades de solo correspondentes a

1,3; 1,4; 1,5 e 1,7 kg dm-3 em relação ao controle (1,0 kg dm-3) (Tabela 7). Houve,

também, um aumento na área foliar por plântula nas maiores densidades do solo

(1,4; 1,5 e 1,7 kg dm-3), independentemente de doses de P. Além disso, verificou-se,

também, nas densidades de 1,0 e 1,3 kg dm-3, com P adicional no solo, uma maior

área foliar por plântula em relação as outras densidades de solo com P

remanescente. Em contrapartida, para as análises alométricas de altura e diâmetro

do coleto das plântulas não houve diferença significativa (p ≤0,05) entre os

tratamentos (densidades e doses de P no solo). Já o comprimento da raiz principal

das plântulas diferiu significativamente (p ≤0,05) em relação às doses de P em

algumas densidades. Na densidade do solo correspondente 1,5 kg dm-3, houve

maior comprimento da raiz principal na presença de P, ao passo que nos

tratamentos 1,0 e 1,4 kg dm-3 o maior comprimento foi verificado no tratamento sem

adição de P (Tabela 7).

Verificou-se, ao avaliar a biomassa seca dos diferentes órgãos das

plântulas, que as biomassas de caule e folha não foram alteradas significativamente

p ≤0,05, pelas densidades e doses de P no solo (Figura 3B e C). Em contrapartida,

nas densidades de 1,0; 1,3; e 1,4 kg dm-3 e nas densidades de 1,0; 1,4 kg dm-3, sem

e com adição de P no solo, respectivamente, houve um maior incremento na

biomassa seca de raiz (Figura 3A). Além do mais, em relação à adição ou não de P

em cada densidade de solo, houve diferença significativa (p ≤0,05) apenas na

densidade correspondente a 1,7 kg dm-3, onde P adicionado proporcionou maior

biomassa seca de raiz (Figura 3A).

Por outro lado, quando se analisou a biomassa seca de raiz por camada de

solo, constatou-se que não houve diferença significativa (p ≤0,05) para a camada 1

entre e dentre os tratamentos (Figura 4A). Porém, foi observado diferenças

significativas (p ≤0,05) para a camada 2, na densidade de 1,5 kg dm-3 com adição de

P (Figura 4B), e para a camada 3, nas densidades 1,3 e 1,4 kg dm-3, em relação às

demais densidades. Além disso, nas densidades 1,3 e 1,4 kg dm-3 houve um maior

incremento na biomassas secas de raízes na presença de P (Figura 4C). Por

31

conseguinte, a compactação do solo influenciou tanto a morfologia externa quanto o

volume radicular, tornando as raízes deformadas e tortuosas, principalmente nas

maiores densidades do solo (Figuras 5 e 6), além constatar-se a presença de

lenticelas (Figura 7).

32

Tabela 7 – Número de folhas (NF), área foliar (AF), altura da planta (AP), comprimento de raiz (CR) e diâmetro do coleto (DC) de plântulas de cacau submetidas a diferentes densidades (kg dm-3) e doses de P (mg dm-3) no solo. Valores médios de dez repetições (± EP).

Densidade Fósforo NF AF (cm2) AP (cm) CR (cm) DC (mm)

1,0 (-P) 10,7 ± 0,7Ba* 446,7 ± 33,4Bb 24,4 ± 0,6ns 24,1 ± 0,8Aa 6,4 ± 0,2ns

(+P) 10,1 ± 0,7Ba 527,5 ± 34,0Ba 23,2 ± 1,0ns 21,3 ± 0,7Ab 6,2 ± 0,2ns

1,3 (-P) 11,4 ± 1,0Aa 554,8 ± 35,2Bb 24,8 ± 1,2ns 22,1 ± 0,7Aa 6,1 ± 0,2ns

(+P) 12,4 ± 0,7Aa 543,2 ± 26,3Ba 25,6 ± 1,0ns 23,7 ± 1,4Aa 6,4 ± 0,1ns

1,4 (-P) 12,9 ± 1,1Aa 651,9 ± 46,8Ab 26,8 ± 1,2ns 24,0 ± 0,8Aa 6,1 ± 0,2ns

(+P) 12,3 ± 0,4Aa 603,9 ± 30,7Aa 25,5 ± 1,4ns 23,2 ± 0,6Ab 6,0 ± 0,1ns

1,5 (-P) 11,6 ± 0,8Aa 634,5 ± 39,9Aa 26,1 ± 1,1ns 22,1 ± 1,0Ab 6,3 ± 0,2ns

(+P) 13,0 ± 0,7Aa 568,0 ± 33,1Aa 23,5 ± 0,5ns 24,9 ± 0,7Aa 6,2 ± 0,2ns

1,7 (-P) 12,9 ± 0,8Aa 646,6 ± 52,2Aa 24,3 ± 1,4ns 23,8 ± 1,1Aa 7,0 ± 0,7ns

(+P) 12,6 ± 0,9Aa 574,7 ± 58,7Aa 23,5 ± 0,8ns 24,2 ± 1,4Aa 6,3 ± 0,2ns

* Médias entre e dentre densidades, seguidas pelas mesmas letras maiúsculas e minúsculas, respectivamente, não diferem entre si pelo teste de Scott-Knott (p ≤0,05).

ns – não significativo..

33

0.0

0.1

0.2

0.3

0.4

0.5

0.6

0.7

0.8

1.0 1.3 1.4 1.5 1.7

Rai

z (g

pla

nta

-1)

A-P +P

Ba

Ba

Bb

Ba

AaAa Aa

Ba

AaAa*

0.0

0.2

0.4

0.6

0.8

1.0

1.2

1.4

1.6

1.0 1.3 1.4 1.5 1.7

Cau

le (

g p

lan

ta-1

)

B

AaAa

AaAa

AaAa

Aa

Aa AaAa

0.0

0.5

1.0

1.5

2.0

2.5

3.0

1.0 1.3 1.4 1.5 1.7

Folh

a (g

pla

nta

-1)

Densidade do solo (kg dm-3)

C

Aa

AaAa

AaAaAa

AaAa

AaAa

Figura 3 – Biomassa seca de raiz (A), caule (B) e folha (C) de plântulas de cacau

submetidas a diferentes densidades e doses de P no solo. Fósforo remanescente do

solo (-P, ) e fósforo adicionado ao solo [400 mg dm-3

(+P, )]. Valores médios de

dez repetições (± EP). * Médias seguidas das mesmas letras maiúsculas e

minúsculas, entre as densidades e dentre as doses de P, respectivamente, não

diferem entre si pelo teste de Scott-Knott (p ≤0,05).

34

0.0

0.1

0.2

0.3

0.4

0.5

0.6

1.0 1.3 1.4 1.5 1.7

Rai

z (

g ca

mad

a-1

)

A-P +P

Aa

Aa

Aa

Aa

AaAa

Aa AaAa

Aa*

0.0

0.1

0.2

0.3

0.4

0.5

0.6

1.0 1.3 1.4 1.5 1.7

Rai

z (

g ca

mad

a-1

)

B

Aa Aa

BaAa

BaAb

Aa

BaAa

Ba

0.0

0.1

0.2

0.3

0.4

0.5

0.6

1.0 1.3 1.4 1.5 1.7

Rai

z (

g ca

mad

a-1

)


C

Ba

Aa

Aa AaAa

Ba

Ba

Ba

Ba

Ba

Figura 4 – Biomassa seca de raiz, nas camadas 1 (A), 2 (B) e 3 (C), de plântulas de

cacau submetidas a diferentes densidades e doses de P no solo. Fósforo

remanescente do solo (-P, ) e fósforo adicionado ao solo [400 mg dm-3

(+P, )].

Valores médios de cinco repetições (± EP). * Médias seguidas das mesmas letras

maiúsculas e minúsculas, entre as densidades e dentre as doses de P,

respectivamente, não diferem entre si pelo teste de Scott-Knott (p ≤0,05).

35

A B C D E

F G H I J

Figura 5 – Fotografias de raízes de plântulas de cacau submetidas a diferentes

densidades (1,0; 1,3; 1,4; 1,5 e 1,7 kg dm-3) e doses de fósforo [com P adicional (+P)

e com P remanescente (-P)] no solo. Densidade do solo 1,0 kg dm-3 e -P (A);

densidade do solo 1,0 kg dm-3 e +P (B); densidade do solo 1,3 kg dm-3 e -P (C);

densidade do solo 1,3 kg dm-3 e +P (D); densidade do solo 1,4 kg dm-3 e -P (E);

densidade do solo 1,4 kg dm-3 e +P (F); densidade do solo 1,5 kg dm-3 e -P (G);

densidade do solo 1,5 kg dm-3 e +P (H); densidade do solo 1,7 kg dm-3 e -P (I) e

densidade do solo 1,7 kg dm-3 e +P (J). Fotos tiradas aos 60 dias após a

emergência das plântulas.

36

Camada 1

Camada 3

Camada 2

1,0 kg dm-3

(-P)1,0 kg dm-3

(+P)1,3 kg dm-3

(-P)1,3 kg dm-3

(+P)1,4 kg dm-3

(-P)1,4 kg dm-3

(+P)1,5 kg dm-3

(-P)1,5 kg dm-3

(+P)

1,7 kg dm-3

(-P)1,7 kg dm-3

(+P)

Figura 6 - Fotografias de raízes de plântulas de cacau submetidas a diferentes densidades (1,0; 1,3; 1,4; 1,5 e 1,7 kg dm-3) e doses

de fósforo [com P adicional (+P) e com P remanescente (-P)] por camada de solo. Camada 1 (superior a compactada), camada 2

(compactada) e camada 3 (inferior a compactada). Fotos tiradas aos 60 dias após a emergência das plântulas.

37

Figura 7 - Detalhes do caule das plântulas de cacau, mostrando a presença de lenticelas (setas). Fotos tirada aos 60 dias após a emergência das plântulas na densidade correspondente a 1,7 kg dm-3.

4.4. Metabolismo Antioxidativo

Avaliaram-se a atividade das enzimas SOD, CAT, GPX e APX, envolvidas

na desintoxificação de EROs, em raízes e folhas de plântulas de cacau submetidas

à diferentes densidades no solo e a dose de P, aos 30, 45 e 60 dias após a

emergência (DAE) das plântulas.

Observou-se, para a atividade de SOD em folha, aos 30 DAE das plântulas,

que não houve variações significativas (p ≤0,05) entre as densidades de solo, porém

diferiu entre as doses de P (Figura 8A). As maiores atividades de SOD ocorreram

nas densidades correspondentes a 1,0 kg dm-3 (9,57 UA mg-1 MS min-1) e 1,3 kg dm-

3 (9,07 UA mg-1 MS min-1), com P adicional, quando comparado com os tratamentos

sem adição de P no solo. Por outro lado, aos 45 DAE das plântulas, nos tratamentos

sem adição de P, a maior atividade de SOD (8,25 UA mg-1 MS min-1) foi observada

na densidade 1,5 kg dm-3. Na presença de P adicional a maior atividade de SOD

38

ocorreu na densidade de 1,3 kg dm-3 (8,68 UA mg-1 MS min-1). Além disso, ao

comparar densidades e doses de P, constatou-se que adição de P no solo,

determinou a maior atividade de SOD (7,84 UA mg-1 MS min-1) na densidade de 1,4

kg dm-3 (Figura 8B). Entretanto, aos 60 DAE das plântulas, a menor atividade de

SOD (5,20 UA mg-1 MS min-1) nos tratamentos sem adição de P, foi constatada na

densidade de 1,4 kg dm-3, enquanto que a maior atividade, com adição de P no solo

foi encontrada nas densidades de 1,0 e 1,4 kg dm-3 (8,29 e 7,78 UA mg-1 MS min-1,

respectivamente) (Figura 8C). Além do mais, na densidade correspondente a 1,4 kg

dm-3, a adição de P no solo foi determinante para o aumento da atividade de SOD, a

exemplo da atividade aos 45 DAE das plântulas.

Em geral, a atividade de SOD em raiz foi menor do que a atividade em folha.

(Figura 8 e 9). Aos 30 DAE das plântulas, as maiores atividades de SOD em raiz,

sem adição de P no solo, foram observadas nas densidades de 1,0; 1,5 e 1,7 kg dm-

3, cujos valores foram 6,63; 5,95; 6,42 UA mg-1 MS min-1, respectivamente. Em

contrapartida, com adição de P, não houve diferenças significativas (p≤ 0,05) para

atividade de SOD em raiz. Ao comparar as densidades de solo com a adição ou não

de P, verificou-se, nas densidades de 1,3 e 1,4 kg dm-3, que as maiores atividades

de SOD (6,52 e 6,10 UA mg-1 MS min-1, respectivamente) na raiz ocorreram na

presença de P (Figura 9A). Contudo, aos 45 DAE das plântulas, não foi notada

nenhuma variação significativa p ≤0,05, na atividade de SOD em raiz em relação a

densidade e dose de P (Figura 9B). Aos 60 DAE das plântulas, a maior atividade de

SOD (6,77 UA mg-1 MS min-1) em raiz, nos tratamentos sem adição de P no solo, foi

encontrada na densidade de 1,3 kg dm-3 , ao passo que para os tratamentos com

adição de P no solo, as maiores atividades de SOD (6,11 e 5,89 UA mg-1 MS min-1)

se verificaram nas densidades de 1,4 e 1,7 kg dm-3 (Figura 9C).

39

0

3

6

9

12

15

1.0 1.3 1.4 1.5 1.7

SOD

(U

A m

g-1M

S m

in-1

)

A-P +P

Aa Aa AaAaAa AaAa

AaAbAb*

0

3

6

9

12

15

1.0 1.3 1.4 1.5 1.7

SOD

(U

A m

g-1M

S m

in-1

)

B

Ba Aa

Cb

BbBaBaBa

CbBa Aa

0

3

6

9

12

15

1.0 1.3 1.4 1.5 1.7

SOD

(U

A m

g-1M

S m

in-1

)


C

AaAa Aa

Bb

BaAaAa BaBaAa

Figura 8 - Atividade da dismutase do superóxido (SOD) em folhas de plântulas de


e 60 (C) dias após a emergência das plântulas. Fósforo remanescente do solo (-P,

) e fósforo adicionado ao solo [400 mg dm-3

(+P, )]. Valores médios de cinco


dentre as densidades e entre as doses de P, não diferem entre si pelo teste de Scott-

Knott (p ≤0,05).

40

0

2

4

6

8

10

1.0 1.3 1.4 1.5 1.7

SOD

(UA

mg-1

MS

min

-1)

A-P +P

AaAa Aa

Bb

AaBb Aa

AaAaAa*

0

2

4

6

8

10

1.0 1.3 1.4 1.5 1.7

SOD

(UA

mg-1

MS

min

-1)

B

Aa Aa Aa AaAa AaAaAaAaAa

0

2

4

6

8

10

1.0 1.3 1.4 1.5 1.7

SOD

(UA

mg-1

MS

min

-1)


C

BaAa

BaAa

Bb BbBaBb

Aa

Ba

Figura 9 - Atividade da dismutase do superóxido (SOD) em raízes de plântulas de







Knott (p ≤0,05).

41

Em relação a CAT, verificou-se que a sua atividade foi maior em folhas em

comparação com as raízes (Figuras 10 e 11). Para a atividade de CAT em folhas,

constatou-se, aos 30 DAE das plântulas, que não houve variações significativas p

≤0,05, entre densidades de solo sem adição de P. Porém, com adição de P, as

maiores atividades de CAT (3.118,13 e 3.341,81 µmol H2O2 g-1 MS min-1) foram

encontradas nas densidades de 1,4 e 1,7 kg dm-3, respectivamente (Figura 10A).

Aos 45 DAE das plântulas as maiores atividades de CAT (10.014,8; 10.193,1 e

9.717,98 µmol H2O2 g-1 MS min-1), sem adição de P, foram observadas nas

densidades correspondentes a 1,4, 1,5 e 1,7 kg dm-3, respectivamente. Entretanto,

com adição de P, a maior atividade de CAT (10.523,5 µmol H2O2 g-1 MS min-1) foi

encontrada na densidade correspondente a 1,0 kg dm-3. Por outro lado, ao comparar

densidades e doses de P, constatou-se que, com adição de P, verificamos maior

atividade de CAT na densidade de 1,0 kg dm-3, ao passo que na densidade de 1,5 kg

dm-3 a maior atividade de CAT foi encontrada sem adição de P no solo (Figura 10B).

Em contrapartida, aos 60 DAE das plântulas, houve um incremento da atividade de

CAT com o aumento da densidade do solo, sem adição de P (Figura 9C). Com

adição de P no solo, as maiores atividades de CAT (1.328,8 e 1.179,68 µmol H2O2 g-

1 MS min-1) foram observadas nas densidades de 1,3 e 1,7 kg dm-3,

respectivamente. Quando se comparou densidades e doses de P, os maiores

valores de atividade de CAT foram encontrados, sem adição de P, nas densidades

de 1,4 e 1,5 kg dm-3 (Figura 10C).

Quando se avaliou a atividade de CAT em raiz, aos 30 DAE das plântulas,

pôde-se observar, na densidade 1,3 kg dm-3, que o valor da sua atividade (1.125,73

µmol H2O2 g-1 MS min-1) foi superior em relação aos demais tratamentos sem adição

de P. Contudo, com adição de P, as maiores atividades de CAT foram verificadas nas

densidades de 1,4; 1,5 e 1,7 kg dm-3. Ao comparar densidades de solo com doses

de P, verificou-se o aumento na atividade de CAT em raiz, ocorreu sem adição de P

no solo na densidade correspondente a 1,3 kg dm-3 (Figura 11A). Entretanto, aos 45

DAE das plântulas (Figura 11B), a maior atividade de CAT (1.763,74 µmol H2O2 g-1

MS min-1) em raiz foi encontrada na densidade de 1,4 kg dm-3 sem adição de P no

solo; ao passo que com a adição de P a maior atividade de CAT (2.521,05 µmol

H2O2 g-1 MS min-1) foi observada na densidade de 1,5 kg dm-3. Já aos 60 DAE das

42

plântulas, as maiores atividades de CAT (952,34 e 1.133,63 µmol H2O2 g-1 MS min-1)

na raiz foram constatadas nas densidades de 1,0 e 1,4 kg dm-3, respectivamente,

sem adição de P. Ao comparar densidades de solo com doses de P, verificou-se que,

adição de P elevou significativamente p ≤0,05, a atividade da CAT da raiz na

densidade de 1,7 kg dm-3 (Figura 11C).

43

0

2000

4000

6000

8000

10000

12000

CA

T (µ

mo

l H2O

2g-1

MS

min

-1)

*

A-P +P

*

A-P +P

AaAa Aa

AaBa

BaAb

AbBaAa

0

2000

4000

6000

8000

10000

12000

CA

T (µ

mo

l H2O

2g-1

MS

min

-1)

B-P +P

Ba

Aa

Ba BaAa

BbBa

Aa AaBb

0

2000

4000

6000

8000

10000

12000

1.0 1.3 1.4 1.5 1.7

CA

T (µ

mo

l H2O

2g-1

MS

min

-1)


C-P +P

BaCb

BbAaAa AaAaAaAaBa

Figura 10 - Atividade da catalase (CAT) em folhas de plântulas de cacau submetidas


a emergência das plântulas. Fósforo remanescente do solo (-P, ) e fósforo

adicionado ao solo [400 mg dm-3

(+P, )]. Valores médios de cinco repetições (± EP).

* Médias seguidas das mesmas letras maiúsculas e minúsculas, dentre as


≤0,05).

44

0

500

1000

1500

2000

2500

3000

CAT

(µm

ol H

2O2

g-1M

S m

in-1

)

A-P +P

Ba

Aa AaAa

Bb

BaBa

Ba

Aa

Ba*

0

500

1000

1500

2000

2500

3000

CAT

(µm

ol H

2O2

g-1M

S m

in-1

)

B-P +P

BaBb

Aa

BaBaBa

Bb

Aa

BaBa

0

500

1000

1500

2000

2500

3000

1.0 1.3 1.4 1.5 1.7

CAT

(µm

ol H

2O2

g-1M

S m

in-1

)


C-P +P

AaAa Aa AaAa

BbBa

Aa

BaAa

Figura 11 - Atividade da catalase (CAT) em raízes de plântulas de cacau submetidas


a emergência das plântulas. Fósforo remanescente do solo (-P, ) e fósforo

adicionado ao solo [400 mg dm-3

(+P, )]. Valores médios de cinco repetições (± EP).

* Médias seguidas das mesmas letras maiúsculas e minúsculas, dentre as


≤0,05).

45

Ao contrário das atividades de SOD e CAT, GPX apresentou uma atividade

maior em raiz, em relação a folhas. Ao avaliar a atividade de GPX em folhas, aos 30

DAE das plântulas, pôde-se verificar que a maior atividade de GPX (374,39 mmol g-1

MS h-1), nos tratamentos sem adição de P, ocorreu na densidade de 1,7 kg dm-3. Em

contrapartida, com adição de P, a maior atividade de GPX (424,75 mmol g-1 MS h-1)

se verificou na densidade correspondente a 1,0 kg dm-3 (Figura 12A). Por outro lado,

aos 45 DAE das plântulas, as maiores atividades de GPX foram de 327,10 e 349,69

mmol g-1 MS h-1, nas densidades de solo de 1,3 e 1,7 kg dm-3, respectivamente, para

os tratamentos sem adição de P; ao passo que com a adição de P as maiores

atividades foram de 439,76; 432,46 e 465,62 mmol g-1 MS h-1, nas densidades de

1,0; 1,3 e 1,7 kg dm-3. Ao comparar densidades de solo e doses de P, constatou-se

que a adição de P, para a maioria das densidades, contribuiu para o aumento da

atividade de GPX em nível foliar (Figura 12B). Já aos 60 DAE das plântulas, nos

tratamentos sem adição de P, a maior atividade de GPX (314,02 mmol g-1 MS h-1)

ocorreu na densidade de 1,7 kg dm-3, enquanto que com adição de P a maior

atividade de GPX (409,53 mmol g-1 MS h-1) se verificou na densidade

correspondente a 1,5 kg dm-3 (Figura 12C). Quando se comparou as densidades e

doses de P, observou-se a maior atividade de GPX ocorreu sem adição de P, na

densidade de 1,7 kg dm-3; enquanto que, para os demais tratamentos, a adição de P

contribui para o aumento da atividade de GPX em nível foliar (Figura 12C).

Nas raízes, aos 30 DAE das plântulas, a maior atividade de GPX (673,45

mmol g-1 MS h-1), sem adição de P no solo, ocorreu na densidade de 1,3 kg dm-3.

Entre as densidades do solo, com adição de P, o maior incremento na atividade de

GPX (559,76 mmol g-1 MS h-1) se verificou na densidade de 1,4 kg dm-3 (Figura 13A).

Ao avaliar as densidades do solo e doses de P, pôde-se constatar que as maiores

atividades de GPX ocorreram com adição de P, nas densidades 1,0; 1,4 e 1,5 kg dm-

3. Por outro lado, nas densidades de solo correspondentes a 1,3 e 1,7 kg dm-3, o

incremento na atividade de GPX ocorreu sem adição de P no solo (Figura 13A).

Entretanto, aos 45 DAE das plântulas, ao comparar as densidades de solo sem

adição de P, verificou-se uma maior atividade de GPX (731,31 mmol g-1 MS h-1) na

densidade de 1,4 kg dm-3. No entanto, quando se fez esta mesma comparação com

adição de P no solo, a maior atividade de GPX (664,42 mmol g-1 MS h-1) foi

46

encontrada na densidade de 1,3 kg dm-3 (Figura 13B). Além disso, quando se faz a

comparação entre densidades e doses de P, constatou que a atividade de GPX foi

maior sem adição de P, apenas na densidade de 1,4 kg dm-3 no solo (Figura 13B).

Ademais, aos 60 DAE das plântulas, as maiores atividades de GPX foram

encontradas nas densidades de 1,3 e 1,4 kg dm-3, cujos valores foram de 799,60

mmol g-1 MS h-1 e 723,16 mmol g-1 MS h-1, sem e com adição P, respectivamente.

Por outro lado, ao se comparar as interações entre densidades de solo e doses de P,

observou-se que as maiores atividades de GPX em nível raiz se encontraram, nos

tratamentos sem adição de P, nas densidades correspondentes de 1,0 e 1,3 kg dm-3

(Figura 13C).

47

0

100

200

300

400

500

1.0 1.3 1.4 1.5 1.7

GPX

(mm

ol g

-1M

S h-1

)

A-P +P

Ca

Eb

Bb

Db

Ca

Aa

EaDb

BaAa

*

0

100

200

300

400

500

1.0 1.3 1.4 1.5 1.7

GPX

(mm

ol g

-1M

S h-1

)

BAa

Cb

Aa

Aa

Ca

Ba Ab

Aa

Ba

Ab

0

100

200

300

400

500

1.0 1.3 1.4 1.5 1.7

GPX

(mm

ol g

-1 M

S h-1

)


C

Db

Eb

BbCb

Ba Aa

Aa

CbCaDa

Figura 12 - Atividade da peroxidase do guaiacol (GPX) em folhas de plântulas de







Knott (p ≤0,05).

48

0

150

300

450

600

750

900

1.0 1.3 1.4 1.5 1.7

GPX

(mm

ol g

-1M

S h-1

)

-P +P A

Cb Ca

Aa

AaBa Ba

Db Eb

Bb

Db*

0

150

300

450

600

750

900

1.0 1.3 1.4 1.5 1.7

GPX

(mm

ol g

-1M

S h-1

)

B

Bb

Bb Bb

Aa

Da

Db

Cb

Ca

AaBa

0

150

300

450

600

750

900

1.0 1.3 1.4 1.5 1.7

GPX

(mm

ol g

-1M

S h-1

)


CAa

Ba

Aa

CbBa

Db

Cb

Ea

CbDb

Figura 13 - Atividade da peroxidase do guaiacol (GPX) em raízes de plântulas de







Knott (p ≤0,05).

49

Em relação a APX, houve redução de sua atividade com o tempo de coleta

de material vegetal, para a maioria dos tratamentos, tanto em folhas quanto em

raízes. Porém, a atividade de APX em folhas foi superior à ocorrida nas raízes

(Figura 14 e 15). O mesmo fato foi observado, anteriormente, tanto para a atividade

de SOD quanto para a de CAT.

Ao comparar as densidades de solo, sem adição de P, pôde-se observar,

aos 30 DAE das plântulas, que a maior atividade de APX (38.8107,0 µmol ascorbato

g-1 MS min-1) em nível foliar ocorreu na densidade de 1,3 kg dm-3 (Figura 14A).

Entretanto, ao comparar as densidades com adição de P, não se verificou variações

significativas p ≤0,05, na atividade de APX. Por outro lado, ao avaliar as interações

entre densidades de solo e doses de P, evidenciou-se um incremento na atividade

de APX sem adição de P no solo, nas densidades de 1,0 e 1,3 kg dm-3 (Figura 14A).

Por conseguinte, aos 45 DAE das plântulas, não foram observadas variações

significativas p≤ 0,05, entre densidades de solo sem adição de P. Em contrapartida,

ao comparar densidades com adição de P de solo, verificou-se que as maiores

atividades de APX ocorreram nas densidades de 1,4; 1,5 e 1,7 kg dm-3, cujos valores

corresponderam a 63.035,7; 63.357,1; e 64.464,3 µmol ascorbato g-1 MS min-1,

respectivamente. Além disso, ao comparar densidade de solo e doses de P, pôde-se

verificar que, com a adição de P no solo na densidade 1,4 kg dm-3 a atividade de

APX foi maior (Figura 14B). Além do mais, aos 60 DAE das plântulas, ao comparar

as densidades sem adição de P no solo, observou-se que a menor atividade de APX

foi encontrada na densidade de 1,0 kg dm-3 (Figura 14C). Em contrapartida, ao

comparar densidade com adição de P no solo, as maiores atividades de APX foram

encontradas nas densidades de solo correspondentes a 1,3 e 1,7 kg dm-3, cujos

valores foram de 1.328,8 e 1.179,68 µmol ascorbato g-1 MS min-1, respectivamente.

Ademais, ao relacionar densidades e dose de P, observou-se que as maiores

atividades de APX ocorreram sem adição de P, nas densidades de 1,4 e 1,5 kg dm-3,

(Figura 14C).

Constatou-se, aos 30 DAE das plântulas, que a maior atividade de APX

(63.857,1 µmol ascorbato g-1 MS min-1) em raízes, nos tratamentos sem adição de P

no solo, ocorreu na densidade de solo de 1,3 kg dm-3 (Figura 15A). Por outro lado,

com adição de P no solo, as maiores atividades de APX foram observadas nas

50

densidades de 1,0; 1,3 e 1,4 kg dm-3, com valores de 38.714,3; 49.607,1 e 38.428,6

µmol ascorbato g-1 MS min-1, respectivamente (Figura 15A). Todavia, ao comparar

densidades e doses de P no solo, verificou-se na densidade 1,7 kg dm-3 que a maior

atividade de APX ocorreu quando não se adicionou P no solo. Entretanto, aos 45

DAE das plântulas, não foram observados diferenças significativas p ≤0,05, entre

densidades e doses de P no solo (Figura 15B). Além do mais, aos 60 DAE das

plântulas, as maiores atividade de APX em raiz ocorreram nas densidades de 1,0 e

1,4 kg dm-3, sem adição de P, cujos valores foram de 952,34 e 1.133,63 µmol

ascorbato g-1 MS min-1, respectivamente. Ademais, ao comparar densidades e doses

de P no solo, observou-se que com a adição de P no solo, a atividade de APX na

densidade 1,7 kg dm-3 foi superior significativamente p ≤0,05, em relação a adição

ou não de fósforo dentre de cada densidade (Figura 15C).

51

0

80000

160000

240000

320000

400000

480000

560000

APX

(µ

mol

asc

orba

tog-1

MSm

in-1

)

-P +P A

Ca

Ba

Aa

Aa

Ca

Aa

Ca

AaAbAb

*

0

80000

160000

240000

320000

400000

480000

560000

APX

(µ

mol

asc

orba

tog-1

MSm

in-1

)

-P +P B

AaAa Aa Ab AaAaAa

Aa

BaBa

0

80000

160000

240000

320000

400000

480000

560000

1.0 1.3 1.4 1.5 1.7

APX

(µ

mo

l as

corb

ato

g-1M

Smin

-1)


-P +P C

Ba Aa AaBb Aa

-P +P C

CbBa Aa Aa Aa

-P +P C

0

600

1200

1800

Figura 14 - Atividade da peroxidase do ascorbato (APX) em folhas de plântulas de







Knott (p ≤0,05).

52

0

15000

30000

45000

60000

75000

APX

(µm

ol a

scor

bato

g-1M

Smin

-1)

-P +P A

Aa

Aa

Ba

Ba

Ba

Ba Bb

Aa

Aa

*Ba

0

15000

30000

45000

60000

75000

APX

(µm

ol a

scor

bato

g-1M

Smin

-1)

-P +P B

Aa

AaAa

Aa

AaAa

Aa

Aa

Aa

Aa

0

15000

30000

45000

60000

75000

1.0 1.3 1.4 1.5 1.7

APX

(µm

ol a

scor

bato

g-1M

Smin

-1)


-P +P C

AaAa Ba Aa Ba BbAa AaAaAa

0

500

1000

1500

Figura 15 - Atividade da peroxidase do ascorbato (APX) em raízes de plântulas de







Knott (p ≤0,05)

53

5. DISCUSSÃO

5.1. Fotossíntese

Alterações nas variáveis de trocas gasosas foliares podem prever o grau de

tolerância das plantas a determinado tipo de estresse (MEDINA et al., 2009). Por

outro lado, a avaliação da fluorescência da clorofila em nível foliar tem sido

demonstrada como ferramenta importante no estudo de mecanismos de aclimatação

das plantas a diferentes tipos de estresses (MACHADO et. al., 2004), uma vez que a

maioria dos estresses afeta direta ou indiretamente o funcionamento de PS2 da fase

fotoquímica da fotossíntese. Além disso, trata-se de uma técnica não-destrutiva,

altamente sensível e de fácil manejo, e traz informações qualitativas e quantitativas

relacionadas às condições fisiológicas do maquinário fotossintético.

No presente estudo, não foram observados variações significativas (p ≤0,05)

para a taxa de fotossíntese líquida (A), condutância estomática ao vapor de água

(gs), concentração interna de CO2 (Ci), transpiração foliar (E) e déficit de pressão de

vapor de água entre a folha e a atmosfera (VPDL), bem como para as variáveis de

emissão de fluorescência da clorofila (F0, Fm, Fv e Fv/Fm), aos 30 e 60 dias após a

emergência das plântulas de cacau submetidas à compactação do solo e a doses de

P em relação às plantas controle. Logo, neste estudo, pôde-se verificar a

inexistência de danos na maquinaria fotossintética em plântulas de cacau

submetidas à compactação do solo e doses de P. Além disso, a invariabilidade de

F0, Fm, Fv e Fv/Fm, durante a emissão de fluorescência da clorofila, demonstra que

não houve danos em nível de PS2, indicando também que as membranas tilacóides

dos cloroplastos permaneceram intactas (PINCELLI, 2010; BAKER; ROSENQVST,

2004). Além do mais, os valores da razão Fv/Fm, encontrados no presente estudo,

se mantiveram em torno de 0,80; considerados ideais na faixa indicada como ótima,

para uma eficiente conversão da energia luminosa em nível de PS2 (TAIZ; ZEIGER,

2013). Geralmente, as plantas que não estão sob estresse por fotoinibição

apresentam relação Fv/Fm entre 0,85 e 0,75, para os quais valores menores que

0,75 seriam indicativos de condições inibitórias de PS2 (BOLHÁR-NORDENKAMPF;

54

ÖQUIST, 1993). Em contrapartida, Conroy et. al. (1986), ao trabalharem com plantas

de Pinus radiata cultivadas, sob deficiência de P, encontraram valores elevados de

F0, em detrimento de alterações estruturais nos pigmentos fotossintéticos de PS2.

Resultados semelhantes foram encontrados por Machado et al. (2004) trabalhado

com variedades de Zea mays tolerantes a seca, submetidos a doses de N e por Lu e

Zhang (2000) avaliando os efeitos de N na emissão de fluorescência em plantas de

Zea mays.

5.2. Variáveis de Crescimento

Alterações na estrutura do solo promovidas pela sua compactação

interferem na sua resistência mecânica, bem como na sua densidade e porosidade,

influenciando o crescimento radicular e a produtividade das culturas (COSTA, 1993).

Logo, como consequência, pode haver redução no crescimento e desenvolvimento

radicular, devido à resistência mecânica encontrada pelas raízes; e na exploração

do solo (ALVARENGA et al., 1996). A deficiência na absorção de água e nutrientes,

em solos compactados, leva as plantas a uma condição de estresse, e compromete

o crescimento e o desenvolvimento da planta toda (SOUZA et al., 2002).

No presente trabalho, o aumento do número de folhas e da área foliar por

plântula, com o incremento da densidade e adição de P no solo, em relação ao

tratamento controle, pode estar associado com mudanças na partição de

fotoassimilados, proporcionadas pelo aumento da força do dreno da parte aérea, em

detrimento do sistema radicular, em consequência da restrição do crescimento da

raiz promovida pela compactação do solo. Por outro lado, Paiva et al. (2006), ao

trabalhar com genótipos de mandioca submetidos a compactação artificial do solo,

não encontraram diferenças significativas para altura da planta. O mesmo fato foi

observado no presente trabalho tanto para altura como para o diâmetro do coleto de

plântulas de cacau. Em contrapartida, Souza et al. (2004), ao trabalhar com plantas

de Citrus, utilizando o mesmo tipo de solo usado neste trabalho, observaram

diferenças significativas, entre os tratamentos de compactação do solo, para altura

da planta e diâmetro do caule.

55

Em relação ao crescimento da planta toda e de seus órgãos, pôde-se

verificar que a compactação do solo e a variação de doses de P comprometeram

principalmente o sistema radicular das plântulas de cacau, uma vez que as

biomassas secas de caule e folha mantiveram relativamente constantes; exceto nas

densidades de 1,0; 1,3 e 1,4 kg dm-3

, onde houve um incremento na biomassa seca

de raiz. O mesmo fato foi observado por Paiva et al. (2006), avaliando os efeitos da

compactação do solo no crescimento de diferentes genótipos de Manihot esculenta;

e por Souza et al. (2002) em plantas de Citrus cultivadas também em solos de

tabuleiros costeiros da Bahia, onde se verificou uma influência negativa da coesão

do solo no crescimento e no aprofundamento do sistema radicular. Em contrapartida,

Freddi et al. (2007) e Roselem et al. (1994), ao avaliarem os efeitos da compactação

do solo no crescimento de plantas de Zea mays e de Glicine max, respectivamente,

observaram um incremento no crescimento radicular com o aumento da densidade

do solo.

O aumento da densidade do solo de tabuleiro, na camada compactada,

promoveu, além da redução na biomassa de raiz de cacau, alterações na morfologia

de raízes, tornando as raízes deformadas e tortuosas; e o surgimento de lenticelas

no caule. De acordo com Leonel et al. (2007), certos graus de compactação do solo

podem ser benéficos para o desenvolvimento do sistema radicular. Pois, as plantas

desenvolvem-se melhor em solos com baixa densidade, mas o suficiente para

manter o contato das raízes com as partículas do solo, favorecendo a absorção de

água e de nutrientes disponíveis (STIRZAKER et al., 1996). Motivo pelo qual se

observou um crescimento maior das raízes de cacau na camada 1, não compactada

(densidade de 1,0 kg dm-3), e na camada 3, também não compactada, mas abaixo

da camada 2 compactada. De acordo com Souza (1996), o crescimento de raízes de

várias espécies vegetais se limita aos horizontes do solo acima do compactado.

Segundo este autor, pode-se associar a concentração de raízes nas camadas não

compactadas à maior atividade biológica, à disponibilidade de água e nutrientes e à

oxigenação do solo. Por outro lado, o decréscimo na densidade de raízes nas

camadas compactadas está relacionado com o aumento da coesão e resistência do

solo, devido ao maior teor de argila, aumento da microporosidade e menor

quantidade de matéria orgânica (SOUZA et. al., 2002); ao passo que a formação de

56

lenticelas no caule auxilia na sobrevivência das plantas em condições de hipoxia e,

ou anoxia, favorecendo a difusão de O2 para os tecidos internos e eliminando os

gases tóxicos produzido na ausência de O2 (BAILEY-SERRES; VOESENECK,

2008).

Outro grave problema encontrado em solos de tabuleiro costeiro diz respeito

à interferência na forma com que a água é retida, uma vez que essas camadas

compactadas apresentam elevados níveis de adensamento, impedindo a percolação

normal de água com consequente dificuldade na difusão de ar (TAIZ; ZAIGER,

2013). Por seguinte, em solos com altas densidades há redução na concentração de

oxigênio (O2), em virtude da diminuição do diâmetro de macroporos, criando, assim,

uma condição de hipoxia e, ou de anoxia, que pode comprometer a respiração

aeróbica, tornando-a anaeróbica ou fermentação (BAILEY-SERRES; VOESENECK,

2008). Isto, por sua vez, reduz a produção de energia na forma de ATP, diminuindo

a absorção ativa de nutrientes minerais; e reduz a difusão de água e de nutrientes

para as raízes, o que impossibilita seu crescimento e desenvolvimento (LEONEL et

al., 2007). Além disso, os solos de tabuleiros costeiros contêm um alto teor de

alumínio trocável (Al3+) (FURLANI et al., 1983). Na presença Al3+, em altas

concentrações, associado à compactação do solo, além de promover o

encurtamento e o engrossamento de raízes; torna-as quebradiças, com coloração

anormal, normalmente com manchas escuras; com ausência de ramificações finais

em suas extremidades, contribuindo, desta forma, com uma menor área superficial

do sistema radicular e desfavorecendo, por conseguinte, a absorção de água e

nutrientes (FURLANI et al., 1983).

57

5.3. Metabolismo antioxidativo

As espécies reativas de oxigênio (EROs) são produzidas em células vegetais

em condições normais e sob estresse. Quando o sistema de defesa apresenta

formação crescente de EROs, sob condições de estresse, pode haver uma

sobrecarga do sistema (ALSCHER et al., 2002). Para sobreviver, os organismos

aeróbicos evoluíram mecanismos de defesa antioxidantes enzimáticos e não

enzimáticos (POSMYK et al., 2009). Os mecanismos enzimáticos incluem as

enzimas SOD e peroxidases, dentre outras (ZHANG et al., 2010). De um modo

geral, houve respostas diferenciais das plântulas de cacau, em relação às variações

da densidade do solo e doses de P, para a atividade das enzimas envolvidas no

metabolismo antioxidativo. As atividades de SOD, CAT e APX foram superiores em

folhas em comparação com as raízes, com o incremento da densidade de solo e da

dose de P; a exceção da atividade de GPX, cuja maior atividade se verificou em

nível de raiz.

Normalmente, em solos compactados, o déficit de nutrientes promove

alterações no metabolismo primário (STIRZAKER et al., 1996 ), provocando

aumento na produção de EROs (MITTLER et al., 2011). Na ausência de

mecanismos de proteção, o excesso de EROs pode promover a oxidação de

proteínas e lipídios de membranas celulares, o que leva ao aumento do

extravasamento de eletrólitos, com concomitante incremento do conteúdo de

malondialdeido (MDA) (KOVÁCIK et al., 2007). O MDA é o produto de

decomposição de ácidos graxos poli-insaturados de membranas, cuja concentração

aumenta de acordo com o tempo e intensidade do estresse (POSMIK et al., 2009).

As alterações na concentração de MDA em um tecido pode ser um bom indicador da

integridade estrutural de membranas celulares das plantas (SHI-SHENG, 2007). A

degradação de ácidos graxos poli-insaturados, seguido da produção de MDA, pode

promover a rigidez de membranas, ocasionando morte das células (POSMIK et al.,

2009). Isto, por sua vez, pode ter contribuído para a redução do crescimento de

raízes das plântulas de cacau na camada 2, onde houve a compactação do solo de

tabuleiro costeiro.

58

A SOD constitui a primeira enzima no processo de desintoxicação de EROs,

catalisando a dismutação de O2•-

a H2O2 e O2; logo, em seguida, a maior parte de

H2O2 é eliminada por peroxidases localizadas nos vacúolos, nas paredes celulares e

no citosol (MITTLER et al., 2011; ZHANG et al., 2010). A enzima CAT, por sua vez,

tem papel importante na conversão do H2O2 em H2O e O2 e está localizada nos

peroxissomos, sendo também requerida para a desintoxificação de EROs nas

plantas (PANDA; CHOUDHURY, 2005). As enzimas GPX e APX, juntamente com

CAT, também atuam na remoção de H2O2 no interior das células. A enzima GPX

utiliza o guaiacol como receptor de elétrons e possui um papel importante na

biossíntese de lignina (ASADA, 2006). Por outro lado, a enzima APX utiliza o ácido

ascórbico como doador de elétrons para reduzir H2O2; logo sua atividade está

relacionada com o aumento na produção de ácido ascórbico e na redução de H2O2

(DIPIERRO et al., 2005). O aumento da atividade destas enzimas antioxidantes está

relacionado com o aumento na tolerância ao estresse. Logo, as folhas das plântulas

de cacau foram menos afetadas pela compactação do solo e variações de dose de

P, em função da maior eficiência na eliminação de EROs durante o metabolismo

antioxidativo. Fato este evidenciado durante a atividade fotossintética, onde foi

demonstrado que as variáveis de trocas gasosas e de emissão de fluorescência da

clorofila não foram afetadas pelos fatores estressores.

59

6. CONCLUSÕES

As trocas gasosas foliares e a emissão de fluorescência da clorofila não se

mostraram bons indicadores para avaliação do estresse mecânico promovido por

compactação do solo, associado a variações na dose de P, em plântulas de cacau.

A compactação do solo, associado a variações na dose de P, alterou o

crescimento e a morfologia do sistema radicular, e o metabolismo antioxidativo em

plântulas de cacau, principalmente em nível de raízes, evidenciado pela baixa

atividade da maioria das enzimas envolvidas no sistema antioxidante.

60

7. REFERÊNCIAS

ALSCHER, R.G.; ERTURK, N.; HEATH, L.S. Role of superoxide dismutases (SODs)

in controlling oxidative stress in plants. Journal of Experimental Botany, 53: 1331-

1341, 2002.

ALVARENGA, R.C.; COSTA, L.M.; MOURA FILHO, W.; REGAZZI, A.J. Crescimento

de raízes de leguminosas em camadas de solo compactadas artificialmente. Revista

Brasileira de Ciência do Solo. Campinas, 20: 319-326, 1996.

AGUIAR NETTO, A.O.; NACIF, P.G.S. Caracterização morfológica e físico-

hídrica de solos representativos do Recôncavo Baiano, I. Determinação da

capacidade de campo “in situ” e suas relações com dados obtidos em laboratório,

Cruz das Almas, BA: UFBA, 59 p., 1988.

ALMEIDA, A.-A.F.; VALLE, R.R. Ecophysiology of the cacao tree. Brazilian Journal

of Plant Physiology, 19: 425-448, 2007.

ALMEIDA, A.-A.F.; VALLE, R.R. Cacao: ecophysiology of growth and

production: In: Ecophysiology of Tropical Tree Crops, Nova Science Publishers,

Inc., Hauppauge, NY p. 37-70, 2009.

ANTEN, N.P.; ALCALÁ-HERRERA, R.; SCHIEVING, F.; ONODA, Y. Wind

mechanical differentially affect leaf traits in Plantago major. New Phytologist, 188:

554 – 564, 2010.

ASADA, K. Production and scavenging of reactive oxygen species in chloroplasts

and their functions. Plant Physiology, 141: 391-396, 2006.

BAILEY-SERRES, J.; VOESENECK, L.A.C.J. Flooding stress: acclimations and

genetic diversity. Annual Review of Plant Biology, Palo Alto, 59: 313-339, 2008.

61

BAKER, N.R. Chlorophyll Fluorescence: A Probe of Photosynthesis In Vivo. Annual

Review of Plant Biology, 59: 89–113, 2008.

BAKER, N.R.; ROSENQVIST, E. Application of chlorophyll fluorescence can 35

improve crop production strategies: an examination of future possibilities. Journal of

Experimental Botany, (36) 55:1607-1621, 2004.

BAKER, N.R. Chlorophyll fluorescence: A probe of photosynthesis in vivo. Annual

Review of Plant Biology, 59: 89-113, 2008.

BAUM, S.F; DUBROVSKY, J.G.; ROST, T.L. Apical organization and maturation of

the cortex and vascular cylinder in Arabidopsis thaliana (Brassicaceae) roots.

American Journal of Botany, 89: 908–920, 2002.

BERTOLDE, F.Z.; ALMEIDA, A-A.F.; PIROVANI, C.P. Analysis of Gene Expression

and Proteomic Profiles of Clonal Genotypes from Theobroma cacao Subjected to

Soil Flooding. PLoS ONE 9 (10): 2014.

BERTOLDE, F.Z.; ALMEIDA, A-A.F.; CORRÊA, R.X.; GOMES, F.P.; GAIOTTO, F.A.;

BALIGAR, V.C.; LOGUERCIO, L.L. Molecular, physiological and morphological

analysis of waterlogging tolerance in clonal genotypes of Theobroma cacao L. Tree

Physiology, 30: 56–67,2009.

BIRO, R.L.; HUNT, E.R.; ERNER, Y.; JAFFE, M.J. Thigmomorphogenesis: changes

in cell division and elongation in the internodes of mechanically perturbed or ethrel

treated bean plants. Annals of Botany, 45: 655–664, 1980.

BOLHÁR-NORDENKAMPF, H.R.; ÖQUIST, G. Chlorophyll fluorescence as a tool

in photosynthesis research. In: HALL, D.O.; SCURLOCK, J.M.O.; BOLHÁR

_NORDENKAMPF, H.R.; LEEGOOD, R.C.; LONG, S.P. (eds.). Photosynthesis and

production in changing environment: a field and laboratory manual. London:

Chapman e Hall, 193-206, 1993.

62

BOYER, N.; CASPAR, Th.; LAMOND, N. Modification des isoperoxydases et de

l’allongement des entre noeuds de Bryone a` la suite des irritations me´ caniques.

Zeitschrift fur Pflanzenphysiologie, 93: 459–470, 1979.

BREUSEGEM, F.V.; VRANOVÁ, E.; DAT, J.F.; INZÉ, D. The role of active oxygen

species in plant signal transduction. Plant Science, 161: 405-414, 2001.

BUCHER, M.; RAUSCH, C.; DARAM, P. Molecular and biochemical mechanisms of

phosphorus uptake into plants. Journal of Plant Nutrition and Soil Science, 164:

209–217, 2001.

CAI, C.; XUAN, C.; LIA, X. FERGUSONA, I.; CHENA, K. Accumulation of lignin in

relation to change in activities of lignification enzymes in loquat fruit flesh after

harvest. Postharvest Biology and Technology, 40: 163–169, 2006.

CARR, M.K.V.; LOCKWOOD, G. The water relations and irrigation requirements of

cocoa (Theobroma cacao L.): A review, Experimental Agriculture, 47 (4): 653-676,

2011.

CHAPMAN, K.; GROOT, E.P.; NICHOL, S.A.; ROST, T.L. Primary root growth and

the pattern of root apical meristem organization are coupled. Journal of Plant

Growth Regulation, 21: 287–295, 2003.

CHEHAB, E.W; KASPI, R.; SAVCHENKO, T.; ROWE, H.; NEGRE-ZAKHAROV, F.;

KLIEBENSTEIN, D.; DEHESH, K. Distinct roles of jasmonates and aldehydes in

plant-defence responses, PLoS ONE 3, 1904: 2008.

CHEHAB, E.W.; EICH, E.; BRAAM, J. Thigmomorphogenesis: a complex plant

response to mechano – stimulation, Journal of Experimental Botany, 60 (1): 43 –

56, 2009.

63

CHEN, H.; WILKERSON, C.G.; KUCHAR, J.A.; PHINNEY, B.S.; HOWE, G.A.

Jasmonate-inducible plant enzymes degrade essential amino acids in the herbivore

midgut. Proceedings of the National Academy of Sciences, USA, 102: 19237–

19242, 2005.

CLARK, L.J; WHALLEY, W.R.; BARRACLOUGH, P.B. Partial mechanical impedance

can increase the turgor of seedling pea roots. Journal of Experimental Botany, 52:

167–171, 2001.

CONROY, J.P.; SMILLIE, R.M.; KUPPERS, M.; BEVEGE, D.I.; BARLOW, E.W.

Chlorophyll a Fluorescence and Photosynthetic and Growth Responses of Pinus

radiata to Phosphorus Deficiency, Drought Stress, and High CO2. Plant Physiology,

81: 423-429, 1986.

COSTA, M.A.P.C. Condução e retenção de água em Latossolo Amarelo álico

coeso do Recôncavo Baiano. Cruz das Almas, BA: UFBA, 125 p, (Dissertação de

mestrado), 1993.

CUTTER, E.G. Plant anatomy: experiment and interpretation, Part 2: organs,

London: Edward Arnold, 1971.

DE VIÇOSA-UFV, UNIVERSIDADEDE FEDERAL. Caracterização de solos e

avaliação dos principais sistemas de manejo dos Tabuleiros Costeiros do Baixo Rio

Doce e das regiões Norte do Estado do Espírito Santo e sua interpretação para uso

agrícola. Viçosa, MG, 1984.

DIPIERRO, N. MONDELLI, D. PACIOLLA, C. BRUNETTI, G. DIPIERRO, S.

Changes in ascorbato system in the response of pumpkin (Curcubita pepo L.) roots

to aluminum stress. Journal of Plant Physiology, Jena, 162: 529-536, 2005.

DURÃES, F.O.M.; GAMA, E.E.G.; MAGALÃES, P.C.; MARRIEL, I.E.; CASELA, C.R.;

OLIVEIRA, A.C.; LUCHIARI JUNIOR, A.; SHANAHAN, J.F. The usefulness of

64

chlorophyll fluorescence in screening for disease, water, aluminum, and N use

efficiency in maize. In: 7TH EASTERN AND SOUTHERN AFRICA REGIONAL

MAIZE CONFERENCE AND SYMPOSIUM ON LOW-NITROGEN AND DROUGHT

TOLERANCE IN MAIZE. Nairobi, Kenya. Abstracts and Proceedings…

CIMMYT/KARI, 2002. p.11-15, 2002.

ÉAUX, B.; TOLEDANO, M.B. Ros as signalling molecules: mechanisms that

generate specificity in ROS homeostasis. Nature Reviews Molecular Cell Biology,

8: 813 – 824, 2007.

EMBRAPA. Manual de análises químicas de solos, plantas e fertilizantes. - 2,

edição revista e ampliada - Brasília, DF, p. 627, 2009.

FREDDI, O.S.; CENTURION, J.F.; BEUTLER, A.N.; ARATANI, R.G.; LEONEL, C.L.

Compactação do solo no crescimento radicular e produtividade da cultura do milho,

Sociedade Brasileira de Ciência do Solo, 31: 627-636, 2007.

FURLANI, A.M.C.; BATAGLIA, O.C.; FURLANI, P.R.; AZZINI, L.E.; CAMARGO,

O.B.A. Avaliação de genótipos de arroz quanto à eficiência na utilização de fósforo

em solução nutritiva e em solo. Sociedade Brasileira de Ciência do Solo,

Campinas, 7(3): 291-303, 1983.

GAMA-RODRIGUES, A.C. Ciclagem de nutrientes em sistemas agroflorestais na

região tropical: Funcionalidade e Sustentabilidade, In: MÜLLER, M.W.; GAMA-

RODRIGUES, A.C.; BRANDÃO, I.C.F.L.; SERÔDIO, M.H.C.F. Sistemas

agroflorestais, tendência da agricultura ecológica nos trópicos: sustento da vida e

sustento de vida. 1a ed. Ilhéus, Ba: Sociedade Brasileira de Sistemas Agroflorestais :

Comissão Executiva do plano da lavoura cacaueira, 67-88, 2004.

GIANNOPOLITIS, C.N.; RIES, S.K. Occurrence in higher plants. Plant Physiology,

59 (2): 309-314, 1977.

65

GILL, S.S.; TUJETA, N. Reactive oxygen species and antioxidant machinery in

abiotic stress tolerance in crop plants, Plant Physiology and Biochemistry, 48: 909

– 930, 2010.

GRATÃO, P.L.; POLLE, A.; LEA, P.J. Making the life of heavy-metal stressed plants

a little easier. Functional Plant. Biology, Australia, 32: 481-494, 2005.

HAVIR, E.A.; MCHALE, N.A. Biochemical and developmental characterization of

multiple forms of catalase in tobacco leaves. Plant Physiol., 84: 450-455, 1987.

IIJIMA, M.; GRIFFITHS, B.; BENGOUGH, A.G. Sloughing of cap cells and carbon

exudation from maize seedling roots in compacted sand. New Phytologist, 145:

477–482, 2000.

INTERNATIONAL COCOA ORGANIZATION (ICCO). Quarterly Bulletin of Cocoa

Statistics, v. 39, Cocoa year 2012/13. Disponível em:

http://www.icco.org/aboutus/international-cocoa-agreements/cat_view/30-related-

documents/46-statisticsproduction.html. Acesso em: 22/01/2015.

JACOMINE, P.K.T. Distribuição geográfica, características e classificação dos solos

de coesos dos tabuleiros costeiros, In: Reunião técnica sobre solos coesos dos

tabuleiros costeiros. Cruz das Almas, Anais, Aracaju: EMBRAPA – CPATC, 13-26,

1996.

JAEGHER, G.; BOYER, N.; GASPAR, T. Thigmomorphogenesis in Bryonia dioica:

change in soluble and wall peroxidase, phenylalanine ammonia-lyase activity,

cellulose, lignin content and monomeric constituents. Journal of Plant Growth

Regulation, 3: 133–148, 1985.

JAFFE, M.J. Thigmomorphogenesis: the response of plant growth and development

to mechanical stimulation with special reference to Bryonia dioica. Planta, 114: 143–

156, 1973.

http://www.icco.org/aboutus/international-cocoa-agreements/cat_view/30-related-documents/46-statisticsproduction.html

http://www.icco.org/aboutus/international-cocoa-agreements/cat_view/30-related-documents/46-statisticsproduction.html

66

KIMBROUGH, J.M.; SALINAS-MONDRAGON, R.; BOSS, W.F.; BROWN, C.S.;

SEDEROFF, H.W. The fast and transient transcriptional network of gravity and

mechanical stimulation in the Arabidopsis root apex. Plant Physiology 136: 2790–

2805, 2004.

KOVÁCIK, J.; GRÚZ, J.; BACKOR, M.; TOMKO, J.; STRNAD M.; REPCÀK, M.

Phenolic compounds composition and physiological attributes of Matricaria

chamomilla grown in copper excess. Environmental and Experimental Botany, 62

(2): 145-152, 2007.

KOZHEVNIKOVA, A.D.; SEREGIN, I.V., BYSTROVA, E.I.; IVANOV, V.B. Effects of

heavy metals and strontium on division of root cap cells and meristem structural

organization. Russian Journal of Plant Physiology, 54: 257–266, 2007.

KOZLOWSKI, T.T. Soil compaction and growth of woody plants. Scandinavian,

Journal of Forest Research, 14:596-619, 1999.

LARCHER, W. Ecofisiologia vegetal. São Carlos: RIMA, 2000.

LEONEL, C.L.; FREDDI, O.S.; BEUTLER, A.N.; CENTURION, M.A.P.C.;

CENTURION, J.F. Influência da compactação do solo no crescimento radicular e na

produtividade do amendoim. Científica, Jaboticabal, 35 (1): 51-60, 2007.

LIU, Y.; SCHIEVING. F.; STUEFER, J.F.; ANTEN, N.P. The effects of mechanical

stress and spectral shading on the growth and allocation of ten genotypes of a

stoloniferous plant. Annals of Botany, 99: 121–130, 2007.

LOPEZ, O.R.; KURSAR, T.A. Does flood tolerance explain tree species distribution in

tropical seasonally flooded habitats? Oecologia, 136: 193-204, 2003.

67

LU, C.; ZHANG, J. Photosynthetic CO2 assimilation, chlorophyll fluorescence and

photoinibition as affected by nitrogen deficiency in maize plants. Plant Science. 151:

135-143, 2000.

MACHADO, R.A.F.; DURÃES, F.O.M.; RODRIGUES, J.D.; MAGALHÃES, P.C.;

CANTÃO, F.R.O. Análise de Fluorescência da Clorofila em Linhagens de Milho

Contrastantes para Tolerância à Seca Submetidas a dois Níveis de Nitrogênio.

XXV Congresso Brasileiro de Milho e Sorgo. Cuiabá, 2004.

MALLICK, N., RAI, L.C. Response of the antioxidant systems of the nitrogen fixing

cyanobactrerium Anabaena doliolun to copper. Journal of Plant Physiology, 155:

146-149, 1999.

MARITA, J.M.; NIENHUIS J.; PIRES J.L.; AITKEN, W.M. Analysis of genetic

diversity in Theobroma cacao with emphasis on witches’ broom disease resistance.

Crop Science, 41: 1305-1316, 2001.

McNEIL, C.L. Chocolate in Mesoamerica: A Cultural History of Cacao, Univ.

Press. of Florida, Gainesville, FL, 2006.

MEDINA, C.L.; SANCHES, M.C.; TUCCI, M.L.S.; SOUSA, C.A.F.; CUZZUOL,

G.R.F.; JOLY, C.A. Erythrina speciosa (Leguminosae-Papilionoideae) under soil

water saturation: morphophysiological and growth responses. Annals of Botany,

Oxford, 104: 671-680, 2009.

MITTLER, R. Oxidative stress, antioxidants and stress tolerance. Trends in Plant in

Science, 7: 405-410, 2002.

MITTLER, R., VANDERAUWERA, S, SUZUKI, N., MILLER, G., TOGNETTI, V. B.,

VANDEPOELE, K., GOLLERY, M., SHULAEV, V., VAN BREUSEGEM, F. ROS

signaling: the new wave? Trends in Plant Science, 6: 300-309, 2011.

68

MITTLER, R., VANDERAUWERA, S., GOLLERY, M., VAN BREUSEGEM, F.

Reactive oxygen gene net work of plants. Trends in Plant Science, 9: 490 – 498,

2004.

MONTEIRO, W.R.; AHNERT, D. Melhoramento Genético do cacaueiro. Ciência,

tecnologia e manejo do cacaueiro, 2ª edição, 2012.

MOREAU, A.M.S.S.; COSTA, L.M.; KER, J.C.; GOMES, F.H. Gênese de horizonte

coeso fragipã e duripã em solos do Tabuleiro Costeiro do sul da Bahia. Revista

Brasileira de Ciência do Solo, 30: 1021-1030, 2006.

MOTA, P.P. Variação do potencial total da água em um Latossolo Amarelo álico

coeso, ao longo do tempo e em diferentes sistemas de preparo, Cruz das

Almas, BA: UFBA, 1995, 62 p, (Dissertação de Mestrado).

NAIDO, G.; STEWART, J.Mcd.; LEWIS R.J. Accumulation sites of Al in snapbean

and cotton roots. Agronomy Journal, Madison, 70 (3): 489-492, 1978.

NAKANO, Y.; ASADA, K. Hydrogen peroxide is scavenged by ascorbate-specific

peroxidase in spinach chloroplasts, Plant and Cell Physiology, 22 (5): 867-880,

1981.

PAIVA, A.Q.; SOUZA, L.S.; CARVALHO, L.A.; SANTANA, M.B.; RODRIGUES,

A.C.V.; FUKUDA, W.M.G.; RIBEIRO, L.S. Comportamento de genótipos de

mandioca submetidos à compactação artificial do solo. XVI Reunião Brasileira de

Manejo e Conservação do Solo e da Água, Magistra, Cruz das Almas, BA, 18 (3):

194-199, 2006.

PANDA, S.K.; CHOUDHURY, S. Chromium stress in plants. Brazilian Journal Plant

Physiology, Campinas, 6: 95-102, 2005.

69

PASSARDI, F.; PENEL, C.; DUNAND, C. Performing the paradoxical: how plant

peroxidases modify the cell wall. Trends in Plant Science, 9 (11): 534–540, 2004.

PEZESHKI, S. R. Wetland plant responses to soil flooding. Environmental and

Experimental Botany, Paris, 46 (3): 299–312, 2001.

PINCELLI, R.P. Tolerância à deficiência hídrica em cultivares de cana-de-açúcar

16 avaliada por meio de variáveis morfofisiológicas. Dissertação (Faculdade 17

de Ciências Agronômicas da UNESP – Campus de Botucatu). Universidade

Estadual 18 Júlio de Mesquita Filho. Botucatu – SP, 78p, 2010.

POSMYK, M.M.; KONTEK, R.; JANAS, K.M. Antioxidant enzymes activity and

phenolic compounds content in red cabbage seedlings exposed to copper stress.

Ecotoxicology and Environmental Safety, 72: 596-602, 2009.

POTOCKA, I.; SZYMANOWSKA-PULKA, J.; KARCZEWSKI, J.; NAKIELSKI, J. Effect

of mechanical stress on Zea root apex, I, Mechanical stress leads to the switch from

closed to open meristem organization. Journal of Experimental Botany, 62 (13):

4583 – 4593, 2011.

REHEM, B.C.; ALMEIDA, A-A.F.; SANTOS. I.C.; GOMES, F.P.; PIROVANI, C.P.;

MANGABEIRA, P.A.O.; CORRÊA, R.X.; YAMADA, M.M.; VALLE, R.R.

Photosynthesis, chloroplast ultrastructure, chemical composition and oxidative stress

in Theobroma cacao hybridswith the lethal gene Luteus-Pa mutant.

Photosynthetica. 49 (1): 127-139, 2011.

ROSOLEM, C.A.; ALMEIDA, A.C.S.; SACRAMENTO, L.V.S. Sistema radicular e

nutrição da soja em função da compactação do solo. Bragantia, Campinas, 53, (2):

259-266, 1994.

70

ROST, T.L.; BAUM, S. On the correlation of primary root length, meristem size and

protoxylem tracheary element position in pea seedlings, American Journal of

Botany. 75: 414–424, 1988.

SAIDI, I.; AMMAR, S.; DEMONT-CAUTELA, N.; THÉVENINA, J.; LAPIERREC, C.;

BOUZIDB, S.; JOUANINA, L. Thigmomorphogenesis in Solanum lycopersicum:

Morphological and biochemical responses in stem after mechanical stimulation. Plant

Science, 177: 1-6, 2009.

SANTANA, M.B.M.; CABALA-ROSAND, P.; SANTANA, C.J.L. Exigências

nutricionais e uso de fertilizantes em sistemas de produção de cacau. Ilhéus,

CEPEC/CEPLAC, 1988.

SHI-SHENG, K.E. Effects of Copper on the Photosynthesis and Oxidative

Metabolism of Amaranthus tricolor Seedlings. Agricultural Sciences in China, 6:

1182-1192, 2007.

SILVA, L.F.; MELO, A.A.O.; CARVALHO, F.R.; DIAS, A.C.C.P. Características dos

principais solos de cacau da Bahia. Proceedling II International Cocoa Research

Conference, 412-416, 1967.

SOUZA, L.S. Uso e manejo dos solos coesos do tabuleiros costeiros. In:REUNIÃO

TÉCNICA SOBRE SOLOS COESOS DOS TABULEIROS COSTEIROS. Pesquisa e

desenvolvimento para os Tabuleiros Costeiros, 1996, Cruz das Almas, BA, Anais...

Aracaju, SE: EMBRAPA-CPATC, 80p: 36-75, 1996.

SOUZA, L.S.; SOUZA, L.D.; PAIVA, A.Q.; RODRIGUES, A.C.V.; RIBEIRO, L.S.

Densidade de raízes de citros em pomar implantado em uma topossequência de

solos de tabuleiro do Estado da Bahia. In: Reunião Brasileira de Manejo e

Conservação do Solo e da Água, 14, Cuiabá, 2002.

71

SOUZA, L.D.; SOBRINHO, A.P.C.; RIBEIRO, L.S. SOUZA, L.S.; LEDO, C.A.S.

Avaliação de plantas cítricas em diferentes profundidades de plantio em latossolo

amarelo dos tabuleiros costeiros Revista Brasileira de Fruticultura, Jaboticabal, 26

(2): 241-244, 2004.

STRASSER, A.; TSIMILLI-MICHAEL, M.; SRIVASTAVA, A. Analysis of the

fluorescence transient, in: Papageorgiou, G. C.; Govindjee (eds.), Chlorophyll

fluorescence: A signature of photosynthesis. Advances in Photosynthesis and

Respiration Series. Springer, Dordrecht, p. 32-362, 2004.

STIRZAKER, R. J.; PASSIOURA, J.B.; WILMS, Y. Soil structure and plant growth:

impact of bulk density biopores. Plant and Soil, Dordrecht, 185 (1): 151-162, 1996.

TAIZ, L.; ZEIGER, E. Fisiologia vegetal. 5. ed. Porto Alegre: Artmed, 918p, 2013.

TORRES NETTO, A.; CAMPOSTRINI, E.; OLIVEIRA, J.G. de; BRESSAN-SMITH, R.

E. Photosynthetic pigments, nitrogen, chlorophyll a fluorescence and SPAD-502

readings in coffee leaves. Scientia Horticulturae, 104: 199-209, 2005.

UNIVERSIDADE FEDERAL DE VIÇOSA – UFV, Caracterização de solos e

avaliação dos principais sistemas de manejo dos tabuleiros costeiros do Baixo Rio

Doce e das Regiões Norte do Estado do Espírito Santo e sua interpretação para uso

agrícola, Viçosa, MG, Universidade Federal de Viçosa, 153p, (Relatório Convênio

545/81), 1984.

WANG, H.; INUKAI, Y.; YAMAUCHI, A. Root Development and Nutrient Upake.

Critical Reviews in Plant Sciences, 25: 279-301, 2006.

WAWRECKI, W.; ZAGO´ RSKA-MAREK B. Influence of a weak DC electric field on

root meristem architecture. Annals of Botany, 100: 791–796, 2007.

72

ZHANG, D.; GARDINI, E.A.; MOTILAL, L.A.; BALIGAR, V.; BAILEY, B.; ZUÑIGA-

CERNADES, L.; AREVALO-AREVALO, C.E.; MEINHARDT, L. Dissecting Genetic

Structure in Farmer Selections of Theobroma Cacao in the Peruvian Amazon:

Implications for on Farm Conservation and Rehabilitation. Tropical Plant Biology,

2011.

ZHANG, H.; ZHANG, F.; XIA,Y.; WANG, G.; SHEN, Z. Excess copper induces

production of hydrogen peroxide in the leaf of Elsholtzia haichowensis through

apoplastic and symplastic CuZn superoxide dismutase. Journal of Hazardous

Materials, 178: 834–843, 2010.

fotossíntese, crescimento e metabolismo...

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