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ESTUDO QUÍMICO E ATIVIDADE LARVICIDA DO ÓLEO ESSENCIAL DAS FOLHAS DE Piper aduncum L.

UNIVERSIDADE FEDERAL DO CEARÁ CENTRO DE CIÊNCIAS

PROGRAMA DE PÓS-GRADUAÇÃO EM QUÍMICA

PABLO BUSATTO FIGUEIREDO

FORTALEZA 2014

PABLO BUSATTO FIGUEIREDO

ESTUDO QUÍMICO E ATIVIDADE LARVICIDA DO ÓLEO ESSENCIAL DAS FOLHAS DE Piper aduncum L.

Dissertação de Mestrado apresentada ao

Programa de Pós-Graduação em Química, do

Centro de Ciências da Universidade Federal

do Ceará, como requisito parcial para

obtenção do Título de Mestre em Química.

Área de concentração: Química Orgânica

Orientadora: Profa Dra Maria Goretti de

Vasconcelos Silva

FORTALEZA 2014

Dados Internacionais de Catalogação na Publicação

Universidade Federal do Ceará

Biblioteca de Ciências e Tecnologia

F492e Figueiredo, Pablo Busatto.

Estudo químico e atividade larvicida do óleo essencial das folhas de Piper aduncum L.

/ Pablo Busatto Figueiredo. – 2014.

79 f. : il. color., enc. ; 30 cm.

Dissertação (mestrado) – Universidade Federal do Ceará, Centro de Ciências, Departamento

de Química Orgânica e Inorgânica, Programa de Pós-Graduação em Química, Fortaleza, 2014.

Área de Concentração: Química Orgânica.

Orientação Profa. Dra. Maria Goretti de Vasconcelos Silva.

1. Atividade larvicida. 2. Bioinseticida. 3. Aedes aegypti. 4. Dengue. I. Título.

CDD 547

RESUMO

Os óleos essenciais produzidos por diversas espécies vegetais são misturas, por vezes,

bastante complexas com variadas funções ecológicas como inibição de germinação, proteção

contra predadores, atração de polinizadores, proteção contra perda de água e aumento da

temperatura. Os óleos essenciais são obtidos através de métodos físicos de extração e

apresentam diversas aplicações, como flavorizantes, conservantes, fixadores, agentes

antibacterianos e antifúngicos. Vários produtos industriais também utilizam óleos essenciais

em suas formulações, como pesticidas, repelentes e atraentes se apresentando como uma

alternativa natural no controle ou na eliminação de pragas. A restrição de alguns pesticidas

sintéticos promoveu ainda mais a pesquisa em busca de novos produtos que pudessem

desempenhar a função daqueles que não estão mais disponíveis no mercado. Vários

biopesticidas estão relatados na literatura e dentre eles o dilapiol, que é um fenilpropanoide de

atividade inseticida comprovada, encontrado em alto teor no óleo essencial de Piper aduncum

L. (Piperaceae). Neste trabalho, foi analisada a variabilidade quantitativa do dilapiol nos óleos

essenciais (OE) obtidos das folhas frescas de P. aduncum e quando submetidas a 24, 48, 72 e

96h de secagem a 40 °C. Os OE foram submetidos a reações de hidrogenação e hidroxilação

em busca de biopesticidas mais ativos e todos os produtos foram analisados por CG-EM,

RMN1H e RMN13C. O teor de dilapiol foi analisado por CG–FID e por CLAE, obtendo-se em

média 89,68% e 89,91% respectivamente, e permitiu concluir que a temperatura de secagem

não influencia no conteúdo deste composto presente no OE de P. aduncum. O segundo

componente majoritário do óleo foi identificado como �-cariofileno (4,47%). O ensaio

larvicida frente a Aedes aegypti realizado forneceu IC50 de 47,12 mg/L, confirmando o

potencial deste produto como biopesticida.

Palavras-chaves: Piper aduncum. Dilapiol. Atividade larvicida. Aedes aegypti. Bioinseticida.

Dengue.

ABSTRACT

Essential oils produced by various plant species are mixtures sometimes quite complex with

varied ecological functions, such as inhibition of germination, protection against predators,

attraction of pollinators, protection against water loss and temperature rise. Essential oils are

obtained by physical extraction methods and present several applications, such as flavorings,

preservatives, fixatives, antibacterial and antifungal agents. Various industrial products also

use essential oils in their formulations, such as pesticide repellents and attractive presenting as

a natural alternative to control or eliminate pests. The restriction of some synthetic pesticides

further promoted the search for new products that could play the role of those who are no

longer available in the market. Several biopesticides are reported and among them dilapiolle,

which is a phenylpropanoid with proven insecticidal activity found in high content in essential

oil of Piper aduncum L. (Piperaceae). In this work, we analyzed the quantitative variability in

dilapiolle essential oils (EO) obtained from fresh leaves of P. aduncum and when subjected to

24, 48, 72 and 96 h of drying at 40 °C. The EO underwent hydrogenation and hydroxylation

reactions in search of more active biopesticides and all products were analyzed by GC-MS,

NMR 1H and NMR 13C. The content of dilapiolle was analyzed by GC-FID and HPLC,

yielding on average 89.68 % and 89.91 % respectively and showed that the drying

temperature does not influence the content of this compound in P. aduncum EO. The second

major component of the oil was identified as �-caryophyllene (4.47 %). The test larvicide

against Aedes aegypti performed provided IC50 of 47.12 mg/L, confirming the potential of this

product as a biopesticide.

Keywords: Piper aduncum. Dilapiolle. Aedes aegypti. Larvicide activity. Bioinseticide.

Dengue fever.

LISTA DE TABELAS

Tabela 1 – Substâncias identificadas em espécies de Piper produtoras de dilapiol. ................ 19

Tabela 2 – Teor de umidade e rendimento de óleo essencial das folhas de Piper aduncum

submetidas a diferentes tempos de residência em estufa com circulação de ar a

40 °C. ...................................................................................................................... 40

Tabela 3 – Teor de de dilapiol nos óleos essenciais das folhas de Piper aduncum

submetidas a diferentes tempos de residência em estufa com circulação de ar a

40 °C analisados por CG e CLAE .......................................................................... 49

Tabela 4 – Composição química do óleo essencial das folhas frescas de Piper aduncum....... 50

Tabela 5 – Deslocamento químico de RMN 1H e RMN 13C de dilapiol comparados com os

dados da literatura. .................................................................................................. 61

Tabela 6 – Deslocamento químico de RMN 1H e RMN 13C de dilapiol comparados com os

derivados. ................................................................................................................ 69

Tabela 7 – Contagem de larvas Aedes aegypti (linhagens Rockefeller e Quix) mortas após

exposição ao óleo essencial de folhas frescas de Piper aduncum diluído em

solução aquosa de dimetilsulfóxido 2 %. ............................................................... 70

Tabela 8 – Contagem de larvas Aedes aegypti (linhagens Rockefeller e Quix) mortas após

exposição ao óleo essencial de folhas secas de Piper aduncum diluído em

solução aquosa de dimetilsulfóxido 2 %. ............................................................... 70

Tabela 9 – Dose letal de óleo essencial de folhas frescas e secas de Piper aduncum para

inibir 50 % e 99 % das larvas Aedes aegypti. ......................................................... 71

LISTA DE ILUSTRAÇÕES

Figura 1 – Registro fotográfico de arbustos de Piper aduncum no Horto da Embrapa

Agricultura Tropical. ............................................................................................... 16�

Figura 2 – Registro dos tricomas em microscopia eletrônica de varredura e vista frontal de

Piper aduncum (tg: tricoma glandular; tt: tricoma tector). Barra: 50 �m. .............. 16�

Figura 3 – Representação estrutural do dilapiol (4,5-dimetoxi-6-prop-2-enil-1,3-

benzodioxol) ............................................................................................................ 17�

Figura 4 – Publicações com a palavra-chave “dillapiole”, no período de 1967 a 2014, por

área do conhecimento. ............................................................................................. 18�

Figura 5 – Evolução das publicações sobre dilapiol no período de 1967 a 2014. .................... 18�

Figura 6 – Representação estrutural de substâncias identificadas em Piper spp. (1-21).......... 25�

Figura 7 – Representação estrutural de substâncias identificadas em Piper spp. (22-34)........ 26�



Figura 10 – Representação estrutural de substâncias identificadas em Piper spp. (73-91)...... 29�

Figura 11 – Representação estrutural de substâncias identificadas em Piper spp. (92-122).... 30�

Figura 12 – Representação estrutural de substâncias identificadas em Piper spp. (123-144).. 31�

Figura 13 – Classes de substâncias identificadas em espécies de Piper. ................................. 32�

Figura 14 – Média e desvio padrão do teor de umidade em função do tempo de secagem a

40 °C...................................................................................................................... 39�

Figura 15 – Média e desvio padrão do rendimento do óleo essencial em função do tempo

de secagem das folhas. .......................................................................................... 40�

Figura 16 – Cromatograma do óleo essencial de folhas Piper aduncum L. frescas. ................ 42�

Figura 17 – Cromatograma do óleo essencial de folhas Piper aduncum L. submetidas a 24h

de secagem. ........................................................................................................... 43�


de secagem. ........................................................................................................... 44�


de secagem ............................................................................................................ 45�


de secagem. ........................................................................................................... 46�

Figura 21 – Média e desvio padrão da concentração de dilapiol no óleo essencial em

função do tempo de secagem das folhas. .............................................................. 47�

Figura 22 – Análise quantitativa relativa de dilapiol no óleo essencial em função do tempo

de secagem das folhas obtidos por CLAE. (a) 24h (b) 48h (c) 72h (d) 96h. ........ 48�

Figura 23 – Espectro de massas identificado como �-pineno no óleo essencial de folhas

frescas de Piper aduncum. .................................................................................... 51�

Figura 24 – Espectro de massas identificado como �-pineno no óleo essencial de folhas


Figura 25 – Espectro de massas identificado como �-felandreno no óleo essencial de folhas


Figura 26 – Espectro de massas identificado como limoneno no óleo essencial de folhas


Figura 27 – Espectro de massas identificado como (Z)-�-ocimeno no óleo essencial de

folhas frescas de Piper aduncum. .......................................................................... 51�

Figura 28 – Espectro de massas identificado como (E)-�-ocimeno no óleo essencial de


Figura 29 – Espectro de massas identificado como �-copaeno no óleo essencial de folhas


Figura 30 – Espectro de massas identificado como �-cariofileno no óleo essencial de folhas


Figura 31 – Espectro de massas identificado como �-humuleno no óleo essencial de folhas


Figura 32 – Espectro de massas identificado como germacreno D no óleo essencial de


Figura 33 – Espectro de massas identificado como biciclogermacreno no óleo essencial de


Figura 34 – Espectro de massas identificado como �-muuroleno no óleo essencial de folhas


Figura 35 – Espectro de massas identificado como 7-epi-�-selineno no óleo essencial de


Figura 367 – Espectro de massas identificado como �-cadineno no óleo essencial de folhas


Figura 37 – Espectro de massas identificado como germacreno B no óleo essencial de


Figura 38 – Espectro de massas identificado como nerolidol no óleo essencial de folhas


Figura 39 – Espectro de massas identificado como óxido de cariofileno no óleo essencial

de folhas frescas de Piper aduncum. ..................................................................... 54�

Figura 40 – Espectro de massas identificado como guaiol no óleo essencial de folhas


Figura 41 – Espectro de massas identificado como dilapiol no óleo essencial de folhas


Figura 42 – Espectro de ressonância magnética nuclear de hidrogênio-1 para dilapiol.

Frequência de operação 300,13 MHz. ................................................................... 55�

Figura 43 – Espectro de ressonância magnética nuclear de hidrogênio-1 para dilapiol.

Frequência de operação 300,13 MHz. Intervalo 3,2 a 6,4 ppm. ........................... 56�

Figura 44 – Espectro de ressonância magnética nuclear de carbono-13 para dilapiol.

Frequência de operação 75,48 MHz. ..................................................................... 57�

Figura 45 – Espectro de ressonância magnética nuclear de carbono-13 e DEPT para

dilapiol. Frequência de operação 75,48 MHz. ...................................................... 58�

Figura 46 – Representação estrutural do dilapiol. .................................................................... 61�

Figura 47 – Reação de hidrogenação do dilapiol. .................................................................... 62�

Figura 48 – Reação de hidroxilação do dilapiol. ...................................................................... 62�

Figura 49 – Espectro de ressonância magnética nuclear de hidrogênio-1 para dilapiol

hidrogenado. Frequência de operação 499,70 MHz. ............................................. 63�

Figura 50 – Espectro de ressonância magnética nuclear de carbono-13 para dilapiol

hidrogenado. Frequência de operação 499,70 MHz. ............................................. 64�

Figura 51 – Espectro de ressonância magnética nuclear de carbono-13 DEPT para dilapiol

hidrogenado. Frequência de operação 499,7 MHz. ............................................... 65�

Figura 52 – Espectro de ressonância magnética nuclear de hidrogênio-1 para dilapiol

hidroxilado. Frequência de operação 499,70 MHz. .............................................. 66�

Figura 53 – Espectro de ressonância magnética nuclear de carbono-13 para dilapiol


Figura 54 – Espectro de ressonância magnética nuclear de carbono-13 DEPT para dilapiol


LISTA DE ABREVIATURAS E SIGLAS

BB Broadband / Banda larga

CENAUREMN Centro Nordestino de Aplicação e Uso da Ressonância Magnética Nuclear

CG-EM Cromatografia em fase gasosa acoplada a espectrometria de massas

CV Coeficiente de variação

d Dubleto

DDT Diclorodifeniltricloroetano

DEPT Distortionless enhancement by polarization transfer / Melhoramento sem

distorção por transferência de polarização

FAO/UN Food and Agriculture Organization of the United Nations / Organização das

Nações Unidas para Agricultura e Alimentação

HPLC High performance liquide chromatography / Cromatografia líquida de alta

eficiência

IK Índice de Kovats

M Multipleto

n. Número

NIST National Institute of Standards and Technology / Instituto Nacional de

Padrões e Tecnologia (Estados Unidos)

NUVET Núcleo de Controle de Vetores

RMN 13C Ressonância magnética nuclear de carbono-13

RMN 1H Ressonância magnética nuclear de hidrogênio-1

s Singleto

t Tripleto

LISTA DE SÍMBOLOS

J Constante de acoplamento

Massa de folha utilizada na hidrodestilação

Massa de folha utilizada para a análise da umidade

Teor de umidade, em fração mássica

Volume de água

� Deslocamento químico

Rendimento do óleo

SUMÁRIO

1 INTRODUÇÃO ............................................................................................................. 12�

2 CONSIDERAÇÕES BOTÂNICAS ............................................................................. 14�

2.1 A família Piperaceae ..................................................................................................... 14�

2.2 O gênero Piper ............................................................................................................... 14�

3 REVISÃO BIBLIOGRÁFICA ..................................................................................... 17�

4 PROCEDIMENTO EXPERIMENTAL ..................................................................... 33�

4.1 Obtenção do material vegetal ....................................................................................... 33�

4.2 Beneficiamento e secagem do material vegetal ........................................................... 33�

4.3 Análise do teor de umidade .......................................................................................... 33�

4.4 Delineamento experimental e análise estatística ........................................................ 34�

4.5 Obtenção do óleo essencial ........................................................................................... 34�

4.6 Análise da composição do óleo essencial ..................................................................... 35�

4.6.1 Análise da composição do óleo essencial por cromatografia gasosa acoplada a

espectrometria de massas ............................................................................................... 35�

4.6.2 Análise da composição do óleo essencial por cromatografia líquida de alta eficiência 35�

4.6.3 Análise da composição do óleo essencial por ressonância magnética nuclear .............. 36�

4.7 Obtenção de derivados semissintéticos do dilapiol .................................................... 37�

4.7.1 Derivação do dilapiol por hidrogenação ........................................................................ 37�

4.7.2 Derivação do dilapiol por hidroxilação .......................................................................... 37�

4.8 Ensaio larvicida ............................................................................................................. 37�

5 RESULTADOS E DISCUSSÃO .................................................................................. 39�

5.1 Análises do teor de umidade, rendimento de óleo e teor de dilapiol ........................ 39�

5.1.1 Análise do teor de umidade ............................................................................................. 39�

5.1.2 Rendimento de óleo essencial .......................................................................................... 39�

5.1.3 Análise quantitativa de dilapiol no óleo essencial obtidos por CG-EM e CLAE............ 41�


espectrometria de massas. .............................................................................................. 49�

5.2 Identificação do dilapiol por ressonância magnética nuclear ................................... 55�

5.3 Obtenção de derivados semissintéticos do dilapiol .................................................... 62�

5.4 Ensaio larvicida ............................................................................................................. 70�

6 CONCLUSÃO ............................................................................................................... 72�

7 REFERÊNCIAS ............................................................................................................ 73

12

1 INTRODUÇÃO

Várias espécies vegetais produzem óleos essenciais constituídos por metabólitos

secundários na forma de misturas, por vezes, bastante complexas, mas com variadas funções

ecológicas, como inibição de germinação, proteção contra predadores, atração de

polinizadores, proteção contra perda de água e aumento da temperatura.

Dependendo da família da planta, os óleos essenciais podem ocorrer em várias

estruturas secretoras especializadas, tais como em tricomas glandulares (Lamiaceae,

Piperaceae e Poaceae), canais oleíferos (Apiaceae), ou em bolsas lisígenas (Pinaceae e

Rutaceae). Os óleos essenciais podem ser produzidos por qualquer órgão da planta: flores

(laranjeira), folhas (capim-limão), cascas dos caules (canela), madeira (pau-rosa), raízes

(vetiver), rizomas (gengibre), frutos (erva-doce) ou sementes (noz-moscada) (SIMÕES;

SPITZER, 2004).

Os óleos essenciais são obtidos através de métodos físicos de extração, que

incluem hidrodestilação, arraste a vapor, fluido supercrítico, turbodestilação, solvente,

enfleurage e prensagem. Têm diversas aplicações, como flavorizantes nas indústrias de

alimentos e bebidas, conservantes, em doçarias e em drinks. Na indústria de tabaco são usados

como flavorizantes e fixadores. Na fabricação de produtos de higiene e beleza os óleos

essenciais são utilizados em perfumes, colônias, sprays, cremes, pós, sabonetes, xampus,

cremes dentais, enxaguantes bucais, antissépticos, cimentos odontológicos, detergentes,

desodorizantes e limpadores. Na indústria farmacêutica são usados como descongestionantes,

agentes antibacterianos e antifúngicos, flavorizantes, inclusive em medicamentos de uso

veterinário. Outros produtos industriais também são fabricados com óleos essenciais, como

pesticidas sprays, repelentes e atraentes de insetos (UNITED NATIONS INDUSTRIAL

DEVELOPMENT ORGANIZATION; FOOD AND AGRICULTURE ORGANIZATION OF

THE UNITED NATIONS, 2005).

A variação qualitativa e quantitativa da composição química dos óleos essenciais

pode ser relacionada com fatores genéticos, mas também depende da técnica de extração e de

fatores edafoclimáticos, tais como o estágio do ciclo vegetativo da planta, as técnicas de

cultivo, o clima e a hora da coleta da planta. Alguns desses fatores modificam a rota

biossintética da planta, estimulando ou inibindo a produção de um específico e importante

composto; vários estudos são realizados, no sentido da obtenção de maior teor desses

compostos. A técnica utilizada na secagem do material botânico pode ser determinante na

composição química e no rendimento do óleo essencial obtido, pois um elevado teor de

13

umidade influencia no aumento da ação enzimática que levam a reações de hidrólise e o

crescimento microbiano (COSTA et al., 2005; MOCHI, 2005).

Vários biopesticidas estão relatados na literatura e dentre eles o dilapiol (4,5-

dimetoxi-6-prop-2-enil-1,3-benzodioxol), que é um fenilpropanoide de atividade inseticida

comprovada encontrado em alto teor no óleo essencial de Piper aduncum L. (Piperaceae). O

óleo essencial das folhas de P. aduncum, produzido por tricomas glandulares na face abaxial,

quando de origem amazônica é geralmente rico em dilapiol, constituindo de 35-90 % da

composição química do óleo (ALMEIDA et al., 2009). Estudos relatam atividade inseticida

contra insetos fitófagos e mosquitos transmissores de dengue e malária (SOUSA, 2008).

Esse trabalho compreende a descrição dos procedimentos utilizados na aplicação

de quatro repetições de cinco tratamentos de secagem e posterior avaliação dos rendimentos e

composição química dos óleos obtidos, utilizando as técnicas de CG-EM, RMN1H e

RMN13C, CG–FID e CLAE, em busca das melhores condições de obtenção em um produto

com maior teor de dilapiol, para um potencial uso como bioinseticida.

14

2 CONSIDERAÇÕES BOTÂNICAS

A espécie Piper aduncum L. é uma planta angiosperma pertencente à família das

piperáceas (Piperaceae), identificada em 1753 por Caroli Lineæi na obra Species Plantarum

(LINNÆI, 1753, p. 29).

2.1 A família Piperaceae

A família Piperaceae Giseke é uma das maiores dentre as angiospermas, com três

subfamílias: Verhuellioideae Arnott, Zippelioideae Samain & Wanke e Piperoideae Samain &

Wanke (FERREL; RODRÍGUEZ, 2013).

Kunth (1839, apud FERREL; RODRÍGUEZ, 2013) reconhece dez gêneros dessa

família: Arctottonia Trel. (17 espécies), Macropiper Miq. (30 espécies), Peperomia Ruiz &

Pav. (c. 700 espécies), Piper L. (c. 1200 espécies), Pothomorphea Miq. (41 espécies),

Trianaeopiper Trel. (44 espécies), Verhuellia Miq. (8 espécies), Manekia Trel. (9 espécies),

Zippelia Blume (6 espécies) e Ottonia Spreng. (187 espécies).

A família apresenta porte herbáceo, arbustivo ou arbóreo, folhas alternadas,

simples, frequentemente com glândulas que produzem óleos essenciais. As inflorescências

são densas espigas carnosas, algumas vezes umbeladas. As flores são muito pequenas,

bracteadas, uni ou bissexuais. Têm entre um e dez estames, sem pétalas ou sépalas. O fruto é

uma baga indeiscente, com apenas uma semente (FERREL; RODRÍGUEZ, 2013).

Várias famílias botânicas são conhecidas como produtoras de óleos essenciais e

dentre elas, a família das Piperaceae que compreende de dez a doze gêneros e 2 mil espécies,

sendo o gênero Piper o que contém maior número de espécies, cerca de metade das espécies

de piperáceas (MIRANDA JÚNIOR, 2010).

No Brasil, são encontrados cinco gêneros de piperáceas: Ottonia Spreng.,

Peperomia Ruiz & Pav., Piper L., Pothomorphe Miq. e Sarchorhachis Trel., enquanto no

Nordeste estão presentes todos os gêneros encontrados no Brasil, com exceção de

Sarchorhachis Trel., presente nas regiões Sul e Sudeste (GUIMARÃES; GIORDANO, 2004).

2.2 O gênero Piper

As plantas do gênero Piper são ervas, arbustos ou pequenas árvores,

frequentemente aromáticas, com as superfícies às vezes cobertas por pelos simples,

dendríticos ou estrelados. Apresentam um único profilo lateral que aparece usualmente nos

15

nós. As folhas são simples, alternadas e espalhadas, pecioladas, inteiras ou lobuladas somente

na base, iguais na base foliar ou desiguais com um lado mais curto no pecíolo, às vezes

peltadas, unidas ao pecíolo, com a superfície lisa a rugosa; o pecíolo costuma ter margens

estreitas ou com trajeto até a base foliar. A inflorescência é pedunculada, com uma única

espiga, simples, oposta à folha, linear, cilíndrica, ereta, ascendente, ou pêndulas, reta ou

raramente recurvada ou arqueada. As flores são numerosas, usualmente agrupadas

densamente ou, com menor frequência, soltas e distantes, principalmente sésseis. O fruto tem

uma semente, é carnoso ou seco, globular, piramidal invertido, cilíndrico, redondo ou angular,

às vezes comprimido lateralmente, triangular ou quadrangular, liso sem pelos ou pubescente,

especialmente acima e ao redor do ápice (FERREL; RODRÍGUEZ, 2013).

2.3. Piper aduncum

A espécie Piper aduncum (Figura 1, p. 16) conhecida como pimenta-de-macaco,

está distribuída pela América Central, Antilhas e América do Sul, com maior incidência em

solos arenoargilosos da Amazônia e Mata Atlântica. No Brasil, pode-se encontrar essa espécie

nos estados do Amazonas, Amapá, Pará, Mato Grosso, Ceará, Bahia, Minas Gerais, Espírito

Santo, Rio de Janeiro, São Paulo e Paraná (GUIMARÃES; GIORDANO, 2004).

Os espécimes de P. aduncum da Mata Atlântica são tolerantes à sombra. Para que

a planta se estabeleça nessa região, basta que seja removido o dossel florestal, de modo a

permitir a entrada da luz solar e a emersão das plântulas. Na Amazônia, ao contrário, a planta

se desenvolve sob intensa radiação solar, em consequência da exploração de madeira e da

abertura de novas estradas na região (ALMEIDA et al., 2009; CICCIÓ; BALLESTERO,

1997). O óleo essencial das folhas de P. aduncum é produzido por tricomas glandulares na

face abaxial (Figura 2, p. 16).

16

(GUIMARÃES, 2010) Figura 1 – Registro fotográfico de arbustos de Piper aduncum no Horto da Embrapa

Agricultura Tropical.

(GOGOSZ, 2012) Figura 2 – Registro dos tricomas em microscopia eletrônica de varredura e vista frontal de

Piper aduncum (tg: tricoma glandular; tt: tricoma tector). Barra: 50 �m.

17

3 REVISÃO BIBLIOGRÁFICA

O dilapiol (Figura 3) é uma molécula de fórmula C12H14O4, pertencente à classe

dos fenilpropanoides. Possui reconhecida atividade sinergética com inseticidas como DDT,

carbaril, piretrinas e �-tertienil contra o besouro-castanho (Tribolium castaneum Herbst) e o

mosquito Aedes atropalpus Coquillett (BELZILE et al., 2000; MUKERJEE; SAXENA;

TOMAR, 1979).

Figura 3 – Representação estrutural do dilapiol (4,5-dimetoxi-6-prop-2-enil-1,3-benzodioxol)

O dilapiol possui um grupo metilenodioxifenil, característico de muitas lignanas

naturalmente ativas. Esse grupamento, encontrado nos inseticidas piperina e safrol, a partir do

qual o sinérgico butóxido de piperonila comercial é derivado, interage com o citocromo P450

e inibe a atividade de mono-oxigenases polissubstrato responsáveis pelo metabolismo de

excreção de toxinas em insetos (BELZILE et al., 2000).

O dilapiol é encontrado em diversas plantas tropicais, de diferentes famílias,

dentre as quais estão as Apiaceae, Lauraceae, Lamiaceae e Piperaceae. A pesquisa

bibliográfica pela palavra-chave “dillapiole” usando a ferramenta de busca Scopus.com

retornou 76 resultados, conforme apresentado nas Figuras 4 e 5, p. 18.

18

(SCOPUS, 2014) Figura 4 – Publicações com a palavra-chave “dillapiole”, no período de 1967 a 2014, por área

do conhecimento.

(SCOPUS, 2014) Figura 5 – Evolução das publicações sobre dilapiol no período de 1967 a 2014.

Nos resultados obtidos percebe-se alta concentração dos trabalhos nas áreas de

Química, Ciências Biológicas e Agrárias e Bioquímica, Genética e Biologia Molecular, pela

19

própria natureza e origem do dilapiol, enquanto produto do metabólito secundário de plantas.

Nota-se ainda a abrangência de aplicações para o dilapiol pela presença de artigos nas áreas

de medicina, farmacologia, toxicologia e farmacêutica.

Na Tabela 1, estão relacionadas as substâncias identificadas em espécies do

gênero Piper em que foi relatada a presença do dilapiol.

Tabela 1 – Substâncias identificadas em espécies de Piper produtoras de dilapiol. (continua)

Classe por espécie Substância Referência(s) P. aduncum

Alcaloides/amidas Aduncamida (1) (ORJALA et al, 1994a) Fenilpropanoides Asaricina (2) (MACEDO; OVIEDO,

1987; PARMAR et al, 1998)

Dilapiol (3) (BERNARD et al, 1995; ORJALA et al, 1993a; PARMAR et al, 1998; SMITH; KASSIM, 1979)

Acetato de 4-alil-2,6-dimetoxifenila (4) 2,6-Dimetoxi-4-alilfenol (5), Elemicina (6)

(PARMAR et al, 1998)

Miristicina (7) (ORJALA et al, 1993a; PARMAR et al, 1998)

Pseudodilapiol (8) (DESHPANDE; UPADHYAY; SINGH, 1970; NAIR; BURKE, 1990; NAIR; MANSINGH; BURKE, 1986; TERHUNE et al, 1975)

Safrol (9) (PARMAR et al, 1998) Terpenos Cânfora (10) (GOTLIEB et al, 1981)

Óxido de cariofileno (11), Cariofilenol-II (12), Cubebol (13), �-Humuleno (14), Epóxido de humuleno I (15)

(ORJALA et al, 1993a), (ORJALA et al, 1994a)

Piperitona (16) (ORJALA et al, 1993c; PARMAR et al, 1998; SMITH; KASSIM, 1979)

Espatulenol (17) (ORJALA et al, 1994a) trans-Fitol (18) (ORJALA et al, 1993b)

Viridiflorol (19) (ORJALA et al, 1994a) Esteroides Sitosterol (20) (PARMAR et al, 1998) Estigmasterol (21) (ORJALA et al, 1993c) Chalconas e di-hidrochalconas

Adunctina A (22) (ORJALA et al, 1993b)

20

Tabela 1 – Substâncias identificadas em espécies de Piper produtoras de dilapiol. (continuação)

Classe por espécie Substância Referência(s) Adunctina B (23), Adunctina C (24) Adunctina D (25), Adunctina E (26)

(ORJALA et al, 1993b)

Asebogenina (27) (ORJALA et al, 1994b) 2’,6’-Di-hidroxi-4’-metoxidi-hidrochalcona (28)

(BURKE; NAIR, 1986; NAIR; MANSINGH; BURKE, 1986; ORJALA et al, 1994b; PARMAR et al, 1998)

Metilindaretina (29) (ORJALA et al, 1993b) Piperaduncina A (30), Piperaduncina B (31), Piperaduncina C (32)


Flavonoides Pinostrobina (33) (BURKE; NAIR, 1986; NAIR; MANSINGH; BURKE, 1986)

Sakuranetina (34) (ORJALA et al, 1994b) Outras Ácido 3,5-bis(3-metil-2-butenil)-4-

metoxibenzóico (35) (BURKE; NAIR, 1986; MACEDO; OVIEDO, 1987; NAIR; MANSINGH; BURKE, 1986; ORJALA et al, 1993a; PARMAR et al, 1998)

Ácido 2,2-dimetil-8-(3-metil-2-butenil)-2H-cromeno-6-carboxílico (36)

(BALDOQUI et al, 1999)

(5Z,6Z)-Fadienolida (37), (5E,6E)-Fadienolida (38)

(NAIR; MANSINGH; BURKE, 1986)

Ácido 4-hidroxi-3,5-bis(3-metil-2-butenil)benzóico (39), Ácido 4-hidroxi-3-(3-metil-2-butenoil)-5-(3-metil-2-butenil)benzóico (40)

(ORJALA et al, 1993a)

Luteína (41) (ORJALA et al, 1994b) 3,5-Bis(3-metil-2-butenil)-4-

metoxibenzoato de metila (42) (ORJALA et al, 1993a)

2,2-Dimetil-2H-1-benzopiran-6-carboxilato de metila (43)

(ORJALA et al, 1993c)

3-(3,7-Dimetil-2,6-octadienil)-4-metoxibenzoato de metila (44)


1-(1-Metiletil)-4-metil-3-ciclohexenil-3,5-bis(3-metil-2-butenil)-4-hidroxibenzoato (45)


1-(1-Metiletil)-4-metil-3-ciclohexenil-3,5-bis(3-metil-2-butenil)-4-metoxibenzoato (46)


4-Hidroxi-3,5-bis-(3-metil-2-butenil)benzoato de metila (47)


21


Classe por espécie Substância Referência(s) 4-Hidroxi-2,2-dimetil-2H-cromeno-6-

carboxilato de metila (48), 3-(6’-Hidroxi-3’,7’-dimetil-2’,7’-octadienil)-4-metoxibenzoato de metila (49), 4-Hidroxi-3-(2’-hidroxi-3’-metilbut-3’-enil)-benzoato de metila (50)


4-Hidroxi-3-(3-metil-2-butenil)benzoato de metila (51)


Nodendroato de metila (52) (DUTTA; SOM, 1978 apud PARMAR, 1997)

(2E,6S)-6-hidroxi-2,6-dimetil-2,7-octadienoato de metila (53)


Sacarose (54) (MACEDO; OVIEDO, 1987)

�-Tocoferol (55) (ORJALA et al, 1993b) P. banksii

Alcaloides/amidas (2E,4E)-N-Isobutiloctadienamida (56) (LODER; NEARN, 1972)

Fenilpropanoides Dilapiol (3), Elemicina (6) (LODER; NEARN, 1972)

P. guineense

Alcaloides/amidas ��,�-Di-hidropiperina (57) (EKUNDAYO, 1988)

4,5-Di-hidropiperlonguminina (58), ��,�-Di-hidrowisanidina (59), ��,�-Di-hidrowisanina (60), Guineensina (61) (2E,4E)-N-Isobutildecadienamida (62) (2E,4E)-N-Isobutildodecadienamida (63) (2E,4E)-N-Isobutileicosadienamida (64)

(2E,4E)-N-Isobutilhexadecadienamida (65)

(ADDAE-MENSAH et al, 1977; DWUMA-BADU; AYIM; DABRA, 1976)

(2E,4E)-N-Isobutiloctadecadienamida (66) (DWUMA-BADU; AYIM; DABRA, 1976; DWUMA-BADU et al, 1976)

Pipericida (67) (SONDENGAM; KIMBU; CONNOLLY, 1977)

Piperina (68) (OKOGUN; SONDENGAM; KIMBU, 1977; SONDENGAM; KIMBU, 1977)

22


Classe por espécie Substância Referência(s) Piperlonguminina (69) (GBEWONYO;

CANDY, 1992a; OKOGUN; EKONG, 1974)

(2E,4E,9E,11Z)-N-pirrolidil-12-(3,4-metilenodioxifenil)dodecatetraenamida (70)

(GBEWONYO; CANDY, 1992a, 1992b)

Silvetina (71) (GBEWONYO; CANDY, 1992a)

Piperilina (72) (ADDAE-MENSAH et al, 1977; OKOGUN; EKONG, 1974)

Wisanidina (73) (OKOGUN; EKONG, 1974)

Wisanina (74) (DWUMA-BADU; AYIM; DABRA, 1976; OKOGUN; EKONG, 1974; TACKIE et al, 1975)

Fenilpropanoides Dilapiol (3) (GBEWONYO; CANDY, 1992a; OKOGUN; EKONG, 1974)

Elemicina (6) (ADDAE-MENSAH et al, 1977; DWUMA-BADU; AYIM; DABRA, 1976; OKOGUN; EKONG, 1974)

Eugenol (75) (OKOGUN; EKONG, 1974)

Metileugenol (76) (GBEWONYO; CANDY, 1992a)

Isoelemicina (77) (DWUMA-BADU; AYIM; DABRA, 1976)

Miristicina (7) (OKOGUN; EKONG, 1974)

Safrol (9) (ADDAE-MENSAH et al, 1977; SONDENGAM; KIMBU; NJIMI, 1977)

Sarisano (78) (ADDAE-MENSAH et al, 1977, 1981; ADDAE-MENSAH; TORTO; BAXTER, 1976; OKOGUN; SONDENGAM; KIMBU, 1977;

23


Classe por espécie Substância Referência(s) Ligninas Aschantina (79), (−)-Di-hidrocubebina

(80), Sesamina (81), (+)-Yangambina (82)(EKUNDAYO, 1988)

Terpenos �-Bergamoteno (83) (HÄNSEL; PELTER, 1969)

�-Bisabolol (84) (DWUMA-BADU; AYIM; DABRA, 1975; OKOGUN; EKONG, 1974)

Borneol (85) (OKOGUN; EKONG, 1974)

Bulnesol (86) (JULIANI et al, 2013) (+)-�-Cadineno (87); Cadina-1,4-dien-3-ol

(88); �-Cadinol (89), Calameneno (90), Canfeno (91), Cânfora (10), 3-Careno (92)�-Cariofileno (93), Óxido de cariofileno (11), �-Copaeno (94), �-Cubebeno (95) Cubenol (96), p-Cimeno (97), p-Cimen-8-ol (98), �-Elemeno (99), �-Fameseno (100), Germacreno D (101), Guaiol (102), �-Gurjuneno (103), �-Elemol (104), Isoborneol (105), Limoneno (106), Linalol (107), T-Muurolol (108), Mirceno (109), Nerolidol (110), �-Ocimeno (111) �-Felandreno (112), �-Felandreno (113) �-Pineno (114), �-Pineno (115) Piperitona (16), Sabineno (116) Hidrato de cis-sabineno (117) Espatulenol (17), �-Terpineno (118) Terpinen-4-ol (119), �-Terpineol (120) Terpinoleno (121), �-Thujeno (122)

(EKUNDAYO, 1988)

P. marginatum

Fenilpropanoides Anetol (123), Dilapiol (3), Elemicina (6), Metil-eugenol (76) Miristicina (7) Safrol (9)

(RAMOS et al, 1986)

Estragol (124) (DIAZ; GOTTLIEB, 1979; RAMOS et al, 1986; SILVA et al, 1973)

Isoelemicina (77) (FOUNGBE et al, 1976; RAMOS et al, 1986)

Metilisoeugenol (125) (RAMOS et al, 1986)

24

Tabela 1 – Substâncias identificadas em espécies de Piper produtoras de dilapiol. (conclusão)

Classe por espécie Substância Referência(s) Terpenos �-Bourboneno (126), (+)-�-Cadineno (87),

�-Cadinol (89), 3-Careno (92), �-Cariofileno (93), 1,8-Cineol (127), �-Copaeno (94), p-Cymeno (97), �-Elemeno (99) �-Eudesmol (128) �-Humuleno (14) �-Elemol (104) Limoneno (106) Linalol (107) (−)-Muuroleno (129) Mirceno (109) �-Ocimeno (111)Nerolidol (110) �-Pineno (114) �-Pineno (115) Sabineno (116) �-Terpineno (118) Terpinoleno (121) �-Thujeno (122)

(RAMOS et al, 1986)

�-Felandreno (112) (ALENCAR; CRAVEIRO; MATOS, 1984)

�-Terpineno (130) (FOUNGBE et al, 1976) Flavonoides Marginatosídio (131)

Vitexina (132) (TILLEQUIN et al, 1978)

Outros Cetona etílica e piperonílica (133) (SILVA et al, 1973) Ácido 3-farnesil-4-hidroxibenzóico (134) (MAXWELL;

RAMPERSAD, 1988) Ácido 3-farnesil-4-metoxibenzóico (135) (MAXWELL;

RAMPERSAD, 1988) Ácido galotânico (136) (NÚÑEZ; JOHNSON,

1943) 2-Hidroxi-4,5-metilenodioxipropiofenona

(137), 2-Metoxi-4,5-metilenodioxipropiofenona (138), 3,4-Metilenodioxipropiofenona (139), Piperonal (140), Ácido esteárico (141), n-Tridecano (142)

(RAMOS et al, 1986; DIAZ; GOTTLIEB, 1979)

P. novæ-hollandiæ

Alcaloides/amidas ��,�-Di-hidropiperina (57), (2E,4E)-N-

Isobutildecadienamida (62), (2E,4E)-N-Isobutiloctadienamida (56), N-3’,4’-Metilenodioxicinamoilpiperidina (143), Piperina (68), Piperlonguminina (144)

(LODER; MOORHOUSE; RUSSEL, 1969)

Fenilpropanoides Dilapiol (3) (LODER; MOORHOUSE; RUSSEL, 1969)

�-Hidroxi-isodilapiol (144) (FALKINER et al, 1972)

25

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Figura 6 – Representação estrutural de substâncias identificadas em Piper spp. (1-21).

26

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31

Figura 12 – Representação estrutural de substâncias identificadas em Piper spp. (123-144)

32

Apesar das numerosas espécies de Piper conhecidas, no período pesquisado,

foram detectadas apenas cinco espécies produtoras de dilapiol e 144 substâncias diferentes

foram identificadas nestas espécies (Figura 13). Oito classes de substâncias estruturalmente

diversificados foram identificadas, como alcaloides e terpenoides, estando os fenilpropanoides

presentes em todas as espécies.

Figura 13 – Classes de substâncias identificadas em espécies de Piper.

33

4 PROCEDIMENTO EXPERIMENTAL

4.1 Obtenção do material vegetal

O experimento consistiu em reproduzir espécimes de P. aduncum, coletar suas

folhas e quantificar o teor de umidade delas frescas e após processo de secagem.

As mudas de P. aduncum foram produzidas em casa de vegetação no Horto da

Embrapa Agroindústria Tropical. As sementes foram manualmente coletadas de plantas

adultas e semeadas em bandeja de poliestireno com substrato composto por uma parte de terra

e duas partes de húmus de minhoca. As mudas foram transportadas para vasos 60 dias após a

germinação.

Durante o período de produção das mudas, foram realizados os tratos culturais

adequados (irrigação e capinas). Essas plantas permaneceram por mais 45 dias na casa de

vegetação e foram plantadas definitivamente em canteiros, utilizando-se espaçamento de 1 m

por 1 m. As plantas usadas na análise estavam aos seis meses de germinação. A certificação

botânica foi realizada no Herbário Prisco Bezerra, Departamento de Biologia da UFC, onde a

exsicata foi registrada sob o n. 49101.

4.2 Beneficiamento e secagem do material vegetal

O material vegetal coletado no Horto foi beneficiado, selecionando as folhas que

aparentavam estar em bom estado, as quais foram picadas e separadas em porções de

aproximadamente 5 g e 100 g para analisar o teor de umidade e obter óleo essencial,

respectivamente.

As folhas foram então submetidas a secagem em estufa com circulação de ar, em

triplicata, à temperatura constante de 40 °C por 0 h, 24 h, 48 h, 72 h e 96 h.

4.3 Análise do teor de umidade

Em um balão de 250 mL, foi colocado 5,000 g de folhas picadas, emergidas em

75 mL de cicloexano. O balão foi conectado a um aparelho Dean-Stark, e este a um

condensador de 20 cm. O sistema foi aquecido por 3h em manta aquecedora, o volume de

água obtido foi medido e o teor de umidade calculado pela Equação (1). Em que é o teor de

umidade, em fração mássica adimensional; o volume de água coletado no aparelho

34

Dean-Stark, em mililitros; a densidade da água a 20 °C e 1 bar (WEAST,

1989) e a massa de folha picada inserida no balão, em gramas.

(1)

4.4 Delineamento experimental e análise estatística

O experimento foi realizado com delineamento inteiramente casualizado,

consistindo de quatro repetições de cinco tratamentos (material fresco e seco por 24, 48, 72 e

96h) e analisados em relação ao teor de umidade, ao rendimento de óleo essencial e à

concentração de dilapiol. Os dados referentes aos efeitos dos tratamentos foram submetidos às

análises de variâncias, de desvios padrão e testes de comparações múltiplas de médias

(Tukey), utilizando o programa Sisvar (FERREIRA, 2000).

4.5 Obtenção do óleo essencial

Para obtenção do óleo essencial cerca de 100 g de folhas frescas e secas picadas

foram acondicionadas em balões com capacidade para 3 L. Nesses balões foi colocada água

destilada em quantidade para cobrir as folhas presentes. Para a extração utilizou-se o sistema

de hidrodestilação usando o aparelho de Clevenger. As fases aquosa e orgânica foram

coletadas por meio de tubo de ensaio graduado, no qual foi realizada a centrifugação a 2100

rpm (70� rad/s) para separação do óleo essencial. A separação completa da essência foi

efetivada com sulfato de sódio anidro.

O rendimento de óleo essencial em base seca foi calculado pela Equação (2), em

que é o rendimento do óleo, em mililitros por grama; é o volume de óleo obtido, em

mililitros; é a massa de folhas submetidas à hidrodestilação, em gramas; é o teor de

umidade, adimensional e é a fração mássica de folha livre de água.

(2)

Associando as equações (1) e (2) pode-se calcular o rendimento de óleo essencial

diretamente dos valores mensurados, conforme apresentado na Equação (3).

(3)

35

4.6 Análise da composição do óleo essencial

O óleo essencial de P. aduncum foi analisado por cromatografia gasosa acoplada a

espectrometria de massas (CG-EM), Cromatografia líquida de alta eficiência e por

ressonância magnética nuclear de hidrogênio-1 (RMN 1H) e de carbono-13 (RMN 13C).


espectrometria de massas

Os óleos essenciais foram analisados por cromatografia em fase gasosa acoplada à

espectrometria de massas (CG-MS e CG-FID) em um instrumento Shimadzu QP-2010

(Quioto, Japão), com impacto de elétrons a 70 eV, coluna DB-5MS (5%-fenil)metil-

polissiloxano (30 m × 0,25 mm × 1,0 µm; J&W Scientific Inc., Folsom, EUA), modo de

injeção com divisão de fluxo de 1:100, durante toda a corrida (30,3 min), gás carreador hélio

com fluxo de 1,20 mL.min-1 (53,5 kPa) e velocidade linear constante de 42 cm.s-1,

temperatura do injetor 230 °C, temperatura da linha de transferência 260 °C. Programação do

forno cromatográfico: temperatura inicial de 70 °C com rampa de aquecimento de 4 °C.min-1

até 180 °C por 27,5 min, seguida por rampa de aquecimento de 25 °C.min-1 até 250 °C, ao

término da corrida. A identificação dos compostos foi realizada pela análise dos padrões de

fragmentação exibidos nos espectros de massas, tendo sido confirmada por comparação dos

seus espectros de massas com aqueles presentes na base de dados fornecida pelo equipamento

(NIST – 147.198 compostos), bem como através da comparação dos seus índices de retenção

com os de compostos conhecidos, obtidos por injeção de uma mistura de padrões contendo

uma série homóloga de alcanos C7-C22, e dados da literatura (ADAMS, 2001; NATIONAL

INSTITUTE OF STANDARDS AND TECHNOLOGY, 2013).

4.6.2 Análise da composição do óleo essencial por cromatografia líquida de alta eficiência

Os óleos essenciais obtidos foram analisados utilizando um cromatógrafo líquido

de alta eficiência (CLAE) AGILENT, detector arranjo de diodos UV-VIS, injetor automático,

Bomba G1311C e aquisição de dados via computador tipo Pentium III 550 MHz, usando o

software LC Real Time Analysis. As análises dos extratos voláteis obtidos foram realizadas

utilizando-se a coluna analítica Phenomenex KINECT C18 (250 mm x 4,60 mm-5 µm). O

detector (DAD) foi usado na região do UV, com os cromatogramas registrados em 254, 280 e

36

350 nm e os espectros na faixa de 200 a 400 nm. Os solventes, eluente e modificador de fase

móvel empregados foram ácido acético grau UV/HPLC Espetr. (DMQ), metanol grau HPLC

(Baker e Tedia) e, sempre que necessário, água ultrapura, preparada em sistema Milli-Q

(Millipore).

Os cinco extratos voláteis obtidos das folhas de P. aduncum, foram preparados na

concentração de 10 mg/mL e filtrados em membranas Chromafil® Xtra RC-20/25 de poros de

0,20 �m e em seguida analisados através de CLAE. O gradiente de eluição utilizado foi

executado com a solução A composta por ácido acético por ácido acético (2%) e metanol na

proporção de 30:70 respectivamente. Utilizou-se um fluxo de 1,0 mL/min, a temperatura do

compartimento da coluna foi mantida a 40 ºC e o tempo de análise foi 30 min.

4.6.3 Análise da composição do óleo essencial por ressonância magnética nuclear

Os dados técnicos e as condições operacionais sobre os espectros de RMN 1H e

RMN 13C unidimensionais foram obtidos no Centro Nordestino de Aplicação e uso da

Ressonância Magnética Nuclear (CENAUREMN). Os espectros foram obtidos em

espectrômetros Bruker, modelo Avance DPX-300 e modelo Avance DRX-500, operando na

freqüência do hidrogênio a 300 e 500 MHz, e na freqüência do carbono a 75 e 125 MHz,

respectivamente.

Na dissolução da amostra foi utilizado clorofórmio deuterado (CDCl3). Os

deslocamentos químicos (�) foram expressos em partes por milhão (ppm) e referenciados, no

caso dos espectros de RMN 1H, pelos picos dos hidrogênios pertencentes às moléculas

residuais não deuteradas do solvente: clorofórmio (� 7,27). Para os espectros de RMN 13C, os

deslocamentos químicos (�) foram referenciados pelos picos dos carbonos-13 dos solventes:

clorofórmio (� 77,23). Os conceitos de multiplicidades dos sinais dos espectros de RMN 1H

foram indicadas segundo a convenção: s (singleto), d (dubleto) e m (multipleto).

O padrão de hidrogenação dos carbonos em RMN 13C foi determinado através da

técnica DEPT (Distortionless Enhancement by Polarization Transfer), com ângulo de nutação

de 135º, CH e CH3 com amplitudes em oposição aos CH2). Os carbonos não hidrogenados

foram caracterizados pela subtração do espectro DEPT 135º do espectro RMN 13C-BB.

37

4.7 Obtenção de derivados semissintéticos do dilapiol

O óleo essencial de P. aduncum rico em dilapiol foi usado para a obtenção de

derivados semissintéticos do dilapiol. Buscou-se modificar o grupamento alílico ligado ao

anel benzênico através de reações de hidrogenação e hidroxilação. Após os procedimentos

descritos nas subseções seguintes, os produtos foram analisados por ressonância magnética

nuclear de hidrogênio-1 e carbono-13.

4.7.1 Derivação do dilapiol por hidrogenação

Em um balão de fundo redondo de 250 mL contendo 0,1000 g do óleo essencial

rico em dilapiol, adicionou-se 15 mL de etanol e 0,2000 g de paládio sob carvão ativo. Em

seguida, vedou-se o balão de fundo redondo com um balão de ar contendo hidrogênio. O

sistema foi deixado sob agitação por 48 h, reabastecendo o volume de hidrogênio na metade

do período. Obteve-se 0,0714 g de produto.

4.7.2 Derivação do dilapiol por hidroxilação

Dissolveu-se 0,7870 g de permanganato de potássio em 50 mL de acetona. A

solução foi filtrada em lã de vidro e transferida para um balão de fundo chato de 250 mL.

Adicionou-se então 0,5546 g de dilapiol e manteve-se a mistura sob agitação por 24 h. Após a

agitação, a solução foi novamente filtrada em lã de vidro para retirada do MnO2, e a ela foi

acrescentado 0,7785 g de permanganato de potássio dissolvido em água e filtrado em lã de

vidro. Em seguida, o sistema foi mantido sob agitação por mais 24 h. Decorrido esse tempo,

retirou-se a amostra do balão e extraiu-se cinco vezes em clorofórmio. Após a extração, a

solução foi seca com sulfato de sódio anidro. Obteve-se 0,0648 g de produto.

4.8 Ensaio larvicida

Foram utilizados dois tipos de larva da espécie Aedes aegypti L.: a linhagem

Rockefeller, que funcionou como grupo controle, por se tratar de uma população de larvas

que não foi colocada em contato com nenhuma substância química larvicida e a linhagem

Quix, que é uma população de larvas resistentes, oriundas da cidade de Quixeramobim, Ceará.

Essas larvas foram cedidas pelo Núcleo de Controle de Vetores (NUVET) da Secretaria de

Saúde do Estado do Ceará.

38

Os óleos essenciais foram diluídos em solução aquosa de dimetilsulfóxido 2 %

(DMSO) nas concentrações: 500, 250, 100, 50, 10, e 1 ppm.

O ensaio foi realizado de acordo com Furtado et al. (2005), em que 25 larvas de A.

aegypti em terceiro estágio para cada linhagem (Rockefeller e Quix) foram separadas com o

auxílio da pipeta de Pasteur e distribuídas em recipientes contendo 20 mL das soluções

diluídas por um período de 24h. Logo após esse período foram feitas as contagens das larvas

que morreram. Os testes foram feitos em triplicata.

39

5 RESULTADOS E DISCUSSÃO

5.1 Análises do teor de umidade, rendimento de óleo e teor de dilapiol

5.1.1 Análise do teor de umidade

O resultado da análise do teor de umidade conforme descrito na subseção 4.3 está

apresentado no Figura 14.

Figura 14 – Média e desvio padrão do teor de umidade em função do tempo de secagem a 40 °C.

A análise estatística mostrou que o teor de umidade da testemunha difere das

demais análises e essas são iguais entre si, considerando um intervalo de confiança de 95 %.

5.1.2 Rendimento de óleo essencial

O resultado da análise de rendimento de óleo essencial conforme descrito na

subseção 4.3 está apresentado na Figura 15, p. 40.

40

Figura 15 – Média e desvio padrão do rendimento do óleo essencial em função do tempo de secagem das folhas.

Os resultados nas análises de teor de umidade, rendimento de óleo estão

resumidos na Tabela 2 a seguir e discutidos nas subseções anteriores.

Tabela 2 – Teor de umidade e rendimento de óleo essencial das folhas de Piper aduncum submetidas a diferentes tempos de residência em estufa com circulação de ar a 40 °C.

Tratamento Teor de umidade¹ (%) Rendimento² (g/100 mL)

0 h 71,15a 3,86c

24 h 9,68b 3,26c

48 h 6,23b 2,80c

72 h 5,73b 2,94c

96 h 5,48b 2,70c

Notas: a, b, c Médias seguidas de mesma letra não diferem entre si pelo teste de Tukey ao nível de 5 % de probabilidade. ¹ CV(%) = 18,42; Média geral = 19,65 %; ² CV(%) = 25,23; Média geral = 3,11 mL/100 g.

41

Apesar de aparentar uma diminuição no teor de óleo com o aumento do tempo de

secagem, a análise estatística mostra que não há diferença entre as médias dos tratamentos

com um intervalo de confiança de 95 %. Portanto, pode-se concluir que não houve perda

significativa de óleo essencial por vaporização durante o processo de secagem e o rendimento

médio em base livre de umidade do óleo essencial de folhas de P. aduncum é 3,11 mL/100 g.

5.1.3 Análise quantitativa de dilapiol no óleo essencial obtidos por CG-FID e CLAE

O teor de dilapiol foi quantificado a partir dos resultados das análises dos

cromatogramas obtidos por CG-FID, Figuras 16 a 20, p. 42 a 46, e CLAE, Figura 22, p. 48.

42

Figura 16 – Cromatograma do óleo essencial de folhas Piper aduncum L. frescas.

43

Figura 17 – Cromatograma do óleo essencial de folhas Piper aduncum L. submetidas a 24h de secagem.

44


45

Figura 19 – Cromatograma do óleo essencial de folhas Piper aduncum L. submetidas a 72h de secagem

46


47

O resultado da análise do teor de dilapiol no óleo essencial por CG-EM, conforme

os cromatogramas, está apresentado na Figura 21.

Figura 21 – Média e desvio padrão da concentração de dilapiol no óleo essencial em função do tempo de secagem das folhas.

Os cromatogramas de CLAE obtidos a 254 nm, das amostras de óleo essencial de

P. aduncum, obtidos conforme descrito na subseção 4.6.1, estão apresentados na Figura 22.

48

Figura 22 – Análise quantitativa relativa de dilapiol no óleo essencial em função do tempo de secagem das folhas obtidos por CLAE. (a) 24h (b) 48h (c) 72h (d) 96h.

49

A análise estatística mostra que não há diferença entre as médias dos tratamentos

ao nível de 5 % de probabilidade, confirmando que o tempo e a temperatura de secagem não

influenciam significativamente no teor de dilapiol obtido e analisado por CG-EM.

Os resultados obtidos por ambas as técnicas para as amostras estudadas são

apresentados na Tabela 3 abaixo.

Tabela 3 – Teor de de dilapiol nos óleos essenciais das folhas de Piper aduncum submetidas a diferentes tempos de residência em estufa com circulação de ar a 40 °C analisados por CG e CLAE

Tratamento Dilapiol (%) CG–EM

Dilapiol (%) CLAE (254 nm)

0 h 91,29 90,01

24 h 89,45 88,68

48 h 88,90 91,70

72 h 88,95 88,34d

96 h 89,83 90,81

Os resultados obtidos por CG e CLAE foram bastante semelhantes, não

apresentando diferenças significativas, para nenhum tempo de residência experimentado.

Observou-se que o teor é levemente aumentado quando analisado por CG-EM para as folhas

frescas e com tempo de 48 h quando analisado por CLAE.


espectrometria de massas.

O resultado da análise referente a composição química do óleo essencial encontra-

se descrito na Tabela 4, p. 50.

Os espectros de massas, obtidos conforme descrito na subseção 4.6.1, estão

representadas nas Figuras 23 a 41, p. 51 a 54.

50

Tabela 4 – Composição química do óleo essencial das folhas frescas de Piper aduncum.

Componentes IK

calculado IK

literatura¹ %²

Total identificado .. .. 99,89

�-Pineno 940 940 0,15

�-Pineno 986 982 0,65

�-Felandreno 1013 1004 0,09

Limoneno 1036 1032 0,05

(Z)-�-Ocimeno 1039 1041 0,23

(E)-�-Ocimeno 1050 1052 0,49

�-Copaeno 1376 1378 0,35

�-Cariofileno 1419 1420 4,47

�-Humuleno 1456 1455 0,62

Germacreno D 1480 1485 1,19

Biciclogermacreno 1493 1495 0,80

�-Muuroleno 1499 1499 0,46

7-Epi-�-selineno 1514 1511 0,35

�-Cadineno 1516 1517 0,24

Germacreno B 1558 1558 0,08

Nerolidol 1561 1565 0,31

Óxido de cariofileno 1581 1581 0,07

Guaiol 1593 1595 0,23

Dilapiol 1621 1622 89,06

Notas – Sinal convencional utilizado: .. Não se aplica dado numérico. ¹ Fonte: National Institute of Standards and Technology (2013). ² Valores expressos em porcentagem relativa de área de pico.

Os espécimes analisados apresentam um elevado teor de dilapiol (89,06 %) e tem

como segunda substância majoritária o �-cariofileno (4,47 %), de um total de 19 substâncias

identificadas. Por classe de metabólito, o óleo é constituído de fenilpropanoide (89,06 %,

dilapiol), sesquiterpenos (9,17 %, 12 substâncias) e monoterpenos (1,66 %, 6 substâncias),

além de 0,11 % de substâncias não identificadas.

51

Figura 23 – Espectro de massas identificado como �-pineno no óleo essencial de folhas frescas de Piper aduncum.

Figura 24 – Espectro de massas identificado como �-pineno no óleo essencial de folhas frescas de Piper aduncum.

Figura 25 – Espectro de massas identificado como �-felandreno no óleo essencial de folhas frescas de Piper aduncum.

Figura 26 – Espectro de massas identificado como limoneno no óleo essencial de folhas frescas de Piper aduncum.

Figura 27 – Espectro de massas identificado como (Z)-�-ocimeno no óleo essencial de folhas frescas de Piper aduncum.

52

Figura 28 – Espectro de massas identificado como (E)-�-ocimeno no óleo essencial de folhas frescas de Piper aduncum.

Figura 29 – Espectro de massas identificado como �-copaeno no óleo essencial de folhas frescas de Piper aduncum.

Figura 30 – Espectro de massas identificado como �-cariofileno no óleo essencial de folhas frescas de Piper aduncum.

Figura 31 – Espectro de massas identificado como �-humuleno no óleo essencial de folhas frescas de Piper aduncum.

Figura 32 – Espectro de massas identificado como germacreno D no óleo essencial de folhas frescas de Piper aduncum.

53

Figura 33 – Espectro de massas identificado como biciclogermacreno no óleo essencial de folhas frescas de Piper aduncum.

Figura 34 – Espectro de massas identificado como �-muuroleno no óleo essencial de folhas frescas de Piper aduncum.

Figura 35 – Espectro de massas identificado como 7-epi-�-selineno no óleo essencial de folhas frescas de Piper aduncum.

Figura 36 – Espectro de massas identificado como �-cadineno no óleo essencial de folhas frescas de Piper aduncum.

Figura 37 – Espectro de massas identificado como germacreno B no óleo essencial de folhas frescas de Piper aduncum.

54

Figura 38 – Espectro de massas identificado como nerolidol no óleo essencial de folhas frescas de Piper aduncum.

Figura 39 – Espectro de massas identificado como óxido de cariofileno no óleo essencial de folhas frescas de Piper aduncum.

Figura 40 – Espectro de massas identificado como guaiol no óleo essencial de folhas frescas de Piper aduncum.

Figura 41 – Espectro de massas identificado como dilapiol no óleo essencial de folhas frescas de Piper aduncum.

55

5.2 Identificação do dilapiol por ressonância magnética nuclear

Os espectros obtidos por ressonância magnética nuclear de hidrogênio-1 e de

carbono-13 estão nas Figuras 42 a 45, p. 55 a 58.

Figura 42 – Espectro de ressonância magnética nuclear de hidrogênio-1 para dilapiol. Frequência de operação 300,13 MHz.

56

Figura 43 – Espectro de ressonância magnética nuclear de hidrogênio-1 para dilapiol. Frequência de operação 300,13 MHz. Intervalo 3,2 a 6,4 ppm.

57

Figura 44 – Espectro de ressonância magnética nuclear de carbono-13 para dilapiol. Frequência de operação 75,48 MHz.

58

Figura 45 – Espectro de ressonância magnética nuclear de carbono-13 e DEPT para dilapiol. Frequência de operação 75,48 MHz.

59

O espectro de RMN 1H (500 MHz, CDCl3) do óleo essencial de Piper aduncum

rico em dilapiol apresentou dois sinais simples para três hidrogênios, correspondentes aos

hidrogênios dos grupamentos metoxila, em � 3,76 (s, 3H) e � 4,01 (s, 3H). Sinal em � 6,36

(1H), característico de hidrogênio aromático. Sinal dupleto em 3,30-3,32 (d, J = 6,51, 2H),

característico de hidrogênios benzílicos. Sinal singleto em � 5,88, relativo aos hidrogênios do

grupamento metilenodioxifenílico e sinais multipletos nas faixas de � 5,02-5,03, � 5,06-5,08 e

� 5,85-5,99, devidos aos hidrogênios olefínicos do grupamento alila.

O espectro de RMN 13C-DEPT (75,48 MHz, CDCl3) do óleo essencial de Piper

aduncum rico em dilapiol apresentou sinal para CH2 em � 34,06, referente ao carbono

benzílico do grupamento alila, sinais em � 60,06 e � 61,37, referentes aos carbonos

metoxílicos, sinal para carbono metilênico em � 101,24, referente ao carbono do grupamento

metilenodioxifenílico, sinal em � 102,89, relativo ao carbono metínico aromático. Sinal para

CH2 em � 115,65, referente ao carbono olefínico terminal do grupamento alila. Sinal em �

137,55, relativo ao carbono metínico olefínico no grupamento alila. Sinais para carbonos

aromáticos não hidrogenados em � 126,19, � 136,10, � 137,79, � 144,48 e � 144,75.

O espectro de RMN 1H (500 MHz, CDCl3) do derivado por hidrogenação do

dilapiol apresentou dois sinais simples para três hidrogênios, correspondentes aos hidrogênios

dos grupamentos metoxila, em � 3,8 (s, 3H) e � 4,0 (s, 3H). Sinal em � 6,4 (1H), característico

de hidrogênio aromático. Sinal tripleto em 2,5 (t, J = 7,70, 2H), característico de hidrogênios

benzílicos. Sinal singleto em 5,9, relativo aos hidrogênios do grupamento

metilenodioxifenílico e sinais multipletos em � 0,9, � 1,2 relativos aos hidrogênios terminais

do grupamento propílico, obtido pela hidrogenação do grupamento alílico do dilapiol.

O espectro de RMN 13C-DEPT (75,48 MHz, CDCl3) do derivado por

hidrogenação do dilapiol apresentou sinal para CH2 em � 31,98, referente ao carbono

benzílico do grupamento propila, sinais em � 60,15 e � 61,47, referentes aos carbonos

metoxílicos, sinal para carbono metilênico em � 101,22, referente ao carbono do grupamento

metilenodioxifenílico, sinal em � 101,22, relativo ao carbono metínico aromático. Sinais em �

14,22, � 24,29 referentes aos carbonos terminais do grupamento propílico, obtido pela

hidrogenação do grupamento alílico do dilapiol.

No espectro de RMN 1H (500 MHz, CDCl3) do derivado por hidroxilação do

dilapiol observa-se seis sinais. Os sinais com deslocamento químico em � 3,76 e � 4,02 estão

de acordo com hidrogênios metoxílicos. Em � 3,30-3,32 (d, 2H, J = 6,15), observa-se um

sinal dubleto para dois hidrogênios, que corresponde aos hidrogênios benzílicos da cadeia

lateral do dilapiol. Sinais em � 5,03 e � 5,91 correspondem aos hidrogênios olefínicos

60

terminais do grupamento alila. Portanto é possível concluir que ocorreu a reação de

hidrogenação do dilapiol, porém não ocorreu a reação de hidroxilação.

Os sinais obtidos na RMN 1H e na RMN 13C são coerentes com os dados

encontrados na literatura para fenilpropanoides semelhantes ao dilapiol, conforme mostra a

Tabela 5, a seguir, apesar de diferenças encontradas na literatura para algumas correlações.

61

Tabela 5 – Deslocamento químico de RMN 1H e RMN 13C de dilapiol comparados com os dados da literatura.

Carbono1 Deslocamento RMN 1H (�, ppm)

CENAUREMN (2011)

Almeida et al. (2009)

Nair, Sommerville e Burke (1989)

1 .. .. .. 2 5,87 (s, 2H) 5,87 (s) 5,85 (s, 2H)

3 .. .. .. 4 .. .. .. 5 .. .. .. 6 .. .. .. 7 6,36 (s, 1H) 6,35 (s) 6,45 (s, 1H) 8 3,30-3,32 (d,

J = 6,51, 2H) 3,30 (dt, J=6,6 Hz,

2H) 3,30 (d, 2H)

9 5,95 (m, 1H) 5,84-5,91 (m) 5,80 (m, 1H) 10 5,07 (m, 2H) 5,01-5,08 (m, 2H) 5,10 (m, 2H) 11 3,76 (s, 3H) 3,75 (s) 3,85 (s, 3H) 12 4,01 (s, 3H) 4,01 (s) 3,85 (s, 3H)

Carbono1Deslocamento RMN 13C (�, ppm)

CENAUREMN (2011)

Almeida et al. (2009)

Nair, Sommerville e Burke (1989)

1 (C) 144,48 144,5 144,00 2 (CH2) 101,24 101 101,87 3 (C) 144,75 135,8 144,36 4 (C) 137,79 137,5 137,24 5 (C) 136,10 144,2 ... 6 (C) 126,19 125,9 ... 7 (CH) 102,89 102,6 ... 8 (CH2) 34,06 33,8 40,28 9 (CH) 137,55 137,3 134,50 10 (CH2) 115,65 115,4 133,34 11 (CH3) 60,06 59,8 56,23 12 (CH3) 61,37 61,1 ... Notas – Sinais convencionais utilizados: .. Não se aplica dado numérico. ... Dado numérico não disponível. 1 Cf. Figura 46.

�

�

�

�

�

�

�

�

�

�

��

��

��

Figura 46 – Representação estrutural do dilapiol.

62

5.3 Obtenção de derivados semissintéticos do dilapiol

As reações para derivação do dilapiol por hidrogenação e hidroxilação da

insaturação do grupamento alílico, ligado ao anel benzênico, estão representadas nas Figuras

47 e 48.

0,1000 g 0,0714 g

(70,76%)

Figura 47 – Reação de hidrogenação do dilapiol.

0,5546 g 0,0648 g

Figura 48 – Reação de hidroxilação do dilapiol.

Os produtos foram analisados por ressonância magnética nuclear de hidrogênio-1

e carbono-13 e o resultado está apresentado na Tabela 6, p. 69.

63

Figura 49 – Espectro de ressonância magnética nuclear de hidrogênio-1 para dilapiol hidrogenado. Frequência de operação 499,70 MHz.

64

Figura 50 – Espectro de ressonância magnética nuclear de carbono-13 para dilapiol hidrogenado. Frequência de operação 499,70 MHz.

65

Figura 51 – Espectro de ressonância magnética nuclear de carbono-13 DEPT para dilapiol hidrogenado. Frequência de operação 499,7 MHz.

66

Figura 52 – Espectro de ressonância magnética nuclear de hidrogênio-1 para dilapiol hidroxilado. Frequência de operação 499,70 MHz.

67

Figura 53 – Espectro de ressonância magnética nuclear de carbono-13 para dilapiol hidroxilado. Frequência de operação 499,70 MHz.

68

Figura 54 – Espectro de ressonância magnética nuclear de carbono-13 DEPT para dilapiol hidroxilado. Frequência de operação 499,70 MHz.

69

Tabela 6 – Deslocamento químico de RMN 1H e RMN 13C de dilapiol comparados com os derivados.

CarbonoDeslocamento RMN 1H (�, ppm)

Dilapiol Dilapiol hidrogenado Dilapiol hidroxilado 1 .. .. .. 2 5,87 (s, 2H) 5,9 (s, 2H) 5,88 3 .. .. .. 4 .. .. .. 5 .. .. .. 6 .. .. .. 7 6,36 (s, 1H) 6,4 (s, 1H) 6,36 8 3,30-3,32 (d, J=6,51,

2H) 2,5 (t, J=7,70, 2H) 3,30-3,32 (d,

J=6,15, 2H) 9 5,95 (m, 1H) 1,2 (m, 2H) 5,91

10 5,07 (m, 2H) 0,9 (t, 3H) 5,03 11 3,76 (s, 3H) 4,0 (s, 2H) 3,76 12 4,01 (s, 3H) 3,7 (s, 3H) 4,02

CarbonoDeslocamento RMN 13C (�, ppm)

Dilapiol Dilapiol hidrogenado Dilapiol hidroxilado 1 (C) 144,48 137,75 144,49 2 (CH2) 101,24 101,21 101,28 3 (C) 144,75 ... 144,78 4 (C) 137,79 ... 137,57 5 (C) 136,10 144,67 136,12 6 (C) 126,19 128,93 126,23 7 (CH) 102,89 102,81 102,93 8 (CH2) 34,06 31,97 34,09 9 137,55 (CH) 24,28 (CH2) 137,57 (CH) 10 115,65 (CH2) 14,22 (CH3) 115,72 (CH2) 11 (CH3) 60,06 61,46 60,13 12 (CH3) 61,37 60,14 61,45

Notas – Sinais convencionais utilizados: .. Não se aplica dado numérico. ... Dado numérico não disponível.

Pelos resultados obtidos, é possível afirmar que o procedimento de hidrogenação

do dilapiol ocorreu efetivamente, comprovado pelo aparecimento das absorções em 1,2 e 0,9

ppm. O diidrodilapiol apresentou junto com piretroides efeito sinérgico insecticida estável

frente a larva de Spodoptera litura que é inseto polífago que infesta o algodão, legumes,

oleaginosas e plantas têxteis diminuindo a toxicidade do piretroide e atividade

antiinflamatória em modelo de edema em ratos. (SHANKARGANESH et al, 2012).

A reação de hidroxilação não foi efetiva, e mesmo aumentando o tempo reacional,

para 48h, e se observando a formação de MnO2, pela presença de um sólido marrom no balão,

os dados espectrais atestaram a não ocorrência da reação.

70

5.4 Ensaio larvicida

O ensaio larvicida foi executado nos dias 5 e 6 de novembro de 2012 por Irvila

Ricarte de Oliveira e Tiago Augusto Magalhães de Matos. Os resultados obtidos estão

apresentados nas Tabelas 7 a 9, p. 70 e 71.

Tabela 7 – Contagem de larvas Aedes aegypti (linhagens Rockefeller e Quix) mortas após exposição ao óleo essencial de folhas frescas de Piper aduncum diluído em solução aquosa de dimetilsulfóxido 2 %.

Concentração (10-3 mL/L) Número de larvas mortas

Rockefeller Quix (1) (2) (3) (1) (2) (3)

1 0 0 0 0 0 0 10 0 0 0 0 0 0 50 25 24 25 25 22 25 100 25 25 25 23 25 25 250 25 25 25 25 25 25 500 25 25 25 25 25 25 Total de larvas por amostra = 25

Tabela 8 – Contagem de larvas Aedes aegypti (linhagens Rockefeller e Quix) mortas após exposição ao óleo essencial de folhas secas de Piper aduncum diluído em solução aquosa de dimetilsulfóxido 2 %.

Concentração (10-3 mL/L) Número de larvas mortas

Rockefeller Quix (1) (2) (3) (1) (2) (3)

1 0 0 0 0 0 0 10 0 0 0 0 0 0 50 25 25 25 25 20 18 100 25 24 25 25 25 * 250 25 25 25 25 25 * 500 25 25 25 25 25 * Total de larvas por amostra = 25

71

Tabela 9 – Dose letal de óleo essencial de folhas frescas e secas de Piper aduncum para inibir 50 % e 99 % das larvas Aedes aegypti.

Linhagem de larva Aedes aegypti

Concentração do óleo essencial (10-3 mL/L) Folhas frescas Folhas secas

IC50 mg/L IC99 mg/L IC50 mg/L IC99 mg/LRockefeller 47,37 358,68 47,12 359,02 Quix 54,38 361,39 66,79 361,27

Dentre vários óleos de espécies nativas e cultivadas analisadas em nosso

laboratório, como de Ageratum conyzoides L., Cymbopogon citratus (DC.) Stapf, C.

winterianus Jowitt ex Bor, Lippia sidoides Cham., Ocimum basilicum var. purpurascens

Benth., O. gratissimum L., O. tenuiflorum L., e Tagetes minuta L., do caule de Vanillosmopsis

arborea (Gardner) Baker e da casca do fruto de Citrus limon L. e publicados Furtado et al

(2005), o potencial larvicida dos óleos das folhas de P. aduncum apenas é menor do que do

caule de V. arborea, este com DL50 igual a 15,91 mg/mL, é seguido pelo óleo das folhas de L.

sidoides com DL50 igual a 45,49 mg/mL.

72

6 CONCLUSÃO

Numerosas espécies de Piper são conhecidas, porém somente um pequeno

número delas é produtora de dilapiol, embora em sua composição química, substâncias

estruturalmente diversificadas foram isoladas, como alcaloides, flavonoides, terpenoides,

sendo os fenilpropanoides os mais frequentes nestas espécies.

Através dos experimentos realizados é possível concluir que o tratamento de

secagem das folhas de P. aduncum e que não houve diferença entre os rendimentos do óleo

obtidos de folhas frescas e secas, sendo obtido em média 3,11 mL/100 g.

Os espécimes analisados nos diversos tratamentos de secagem, produziram por

hidrodestilação, os óleos que não mostraram diferenças significativas no teor de dilapiol

(89,06 %), e as técnicas utilizadas nesta análise, CG-EM e CLAE (DAD), foram adequadas.

A atividade larvicida no combate a larvas de A. aegypti, foi bastante significativa

e de acordo com resultados da literatura, não há diferença entre a atividade larvicida contra

mosquitos da linhagem Quix e Rockefeller, como também não há diferença entre a atividade

do óleo de folhas frescas e secas. Este ensaio larvicida confirmou o potencial do óleo

essencial das folhas de P. aduncum como biopesticida.

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