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UNIVERSIDADE DE SÃO PAULO
ESCOLA DE ARTES, CIÊNCIAS E HUMANIDADES
PROGRAMA DE PÓS-GRADUAÇÃO EM TÊXTIL E MODA
CAROLINE SANTOS ALVES DE LIMA
Estudo do Desenvolvimento de Microcápsulas de Polímeros
Naturais para Aplicação em Têxteis Médicos
São Paulo
2017
CAROLINE SANTOS ALVES DE LIMA
Estudo do desenvolvimento de microcápsulas de polímeros
naturais para aplicação em têxteis médicos
Dissertação apresentada à Escola de Artes, Ciências e Humanidades da Universidade de São Paulo para obtenção do título de Mestre em Ciências do Programa de Pós-Graduação em Têxtil e Moda. Versão corrigida contendo as alterações solicitadas pela comissão julgadora em 05 de setembro de 2017 A versão original encontra-se em acervo reservado na Biblioteca da EACH/USP e na Biblioteca Digital de Teses e Dissertações da USP (BDTD), de acordo com a Resolução CoPGr 6018, de 13 de outubro de 2011.
Área de Concentração: Têxti e Moda
Orientadora:
Prof.ª Dr.ª Silgia Aparecida da Costa
São Paulo
2017
Autorizo a reprodução e divulgação total ou parcial deste trabalho, por qualquer meio
convencional ou eletrônico, para fins de estudo e pesquisa, desde que citada a fonte.
CATALOGAÇÃO-NA-PUBLICAÇÃO
(Universidade de São Paulo. Escola de Artes, Ciências e Humanidades. Biblioteca)
Lima, Caroline Santos Alves de Estudo do desenvolvimento de microcápsulas de polímeros
naturais para aplicação em têxteis médicos / Caroline Santos Alves de Lima ; orientadora, Sílgia Aparecida da Costa. – São Paulo, 2017 132 f. : il
Dissertação (Mestrado em Ciências) - Programa de Pós-
Graduação em Têxtil e Moda, Escola de Artes, Ciências e Humanidades, Universidade de São Paulo
Versão corrigida
1. Tecnologia têxtil. 2. Tecidos (Indústria têxtil). 3. Quitosana. 4. Alginatos. I. Lima, Caroline Santos Alves de , orient. II. Título.
CDD 22.ed. – 677
Nome: LIMA, Caroline Santos Alves de
Título: Estudo do desenvolvimento de microcápsulas de polímeros naturais para
aplicação em têxteis médicos
Dissertação apresentada à Escola de Artes, Ciências e Humanidades da Universidade de São Paulo para obtenção do título de Mestre em Ciências do Programa de Pós-Graduação em Têxtil e Moda.
Área de Concentração: Têxtil e Moda
Aprovado em: 05 /09 /2017
Banca Examinadora
Prof. Dr. Natalino Lourenço Instituição: FOB - USP
Julgamento: Aprovado Assinatura: __________________
Prof. Dr. João Paulo Marcicano Instituição: EACH - USP
Julgamento: Aprovado Assinatura: __________________
Prof. Dr. Adriano Marim Oliveira Instituição: IPT
Julgamento: Aprovado Assinatura: _________________
Aos meus pais que são minha maior inspiração.
Agradecimentos
Primeiramente agradeço a Deus por todas as oportunidades de estudos e por ter
encontrado na pesquisa e ciência um trabalho que eu amo.
À minha família, especialmente a minha mãe, Amélia, que sempre me ensinou a
amar os estudos, me impulsionou a seguir a carreira acadêmica e enxergou
potencial em mim; ao meu pai, Eduardo, por me ensinar a ser crítica, pelo imenso
apoio e carinho; a minha irmã, Giovanna pela paciência, amor e exemplo de
profissional acadêmico; e a minha avó Maria (in memorian) que sempre me inspirou
com sua bondade e altruísmo. Muito obrigada por terem me ensinado as lições mais
precisosas.
À professora doutora Silgia Aparecida da Costa que sempre foi mais que
orientadora, professora e grande amiga, mas também um exemplo de profissional
excepcional. É de todo coração e com grande admiração que digo muito obrigada!
À professora doutora Sirlene Maria da Costa por sua imensa dedicação,
disponibilidade e preciosas sugestões. Obrigada por tanto carinho, atenção e
amizade!
Às minhas amigas da vida, Carolina, Luísa e Vivian que me deram suporte
emocional e auxílio fundamental no andamento desta pesquisa.
À equipe do LPTT (Laboratório de Pesquisa de Têxteis Técnicos), Esmeralda,
Letícia, Ticiane e Yuki pela amizade e apoio no laboratório.
Ao especialista de laboratório Kelliton Francisco por todo o auxílio prestado durante
a realização dos experimentos e também pelos cafés cheios de conselhos
científicos.
Aos professores doutores Humberto Ferraz (FCF – USP), Adriano Marim (IPT), Rita
de Cássia Rodrigues (EEL - USP) por toda a disponibilidade e parceria para a
realização das análises.
À Rosmery Leon (FCF - USP), Lucas (FCF - USP), Bárbara (EEL - USP), Ana
Carolina (LMGB - UNESP) e Renato (LCT – USP) pelo auxílio em diversas análises
aqui apresentadas.
Aos grandes amigos da EACH Vitor, Neildes, Anny, Daniela, Marina, Eduardo,
Bethânia, Guilherme, Yuri e Helena pela amizade e todo conhecimento
compartilhado.
À FAPESP pelo auxílio financeiro.
"Que os vossos esforços desafiem as impossibilidades, lembrai-vos de que
as grandes coisas do homem foram conquistadas do que parecia impossível.”
(CHARLES CHAPLIN)
RESUMO
LIMA, Caroline Santos Alves. Estudo do desenvolvimento de microcápsulas de
polímeros naturais para aplicação em têxteis médicos. 2017. 132 f. Dissertação
(Mestre em Ciências) - Escola de Artes, Ciências e Humanidades, Universidade de
São Paulo, 2017. Versão Corrigida.
A indústria têxtil busca recuperar a diminuição do ritmo dos negócios, notado
principalmente em países desenvolvidos devido ao cenário da economia mundial,
por meio da elaboração de têxteis com maior valor agregado. A microencapsulação
é uma técnica versátil e flexível que apresenta diversas vantagens, como evitar que
o princípio ativo reaja com outros compostos presentes no sistema e possibilitar a
liberação controlada, que aumenta potencialmente a eficiência do produto. O
principal objetivo deste trabalho foi desenvolver microcápsulas de quitosana e
alginato com incorporação de Triclosan, que possui propriedades bactericida e
fungicida, para aplicação em substratos têxteis para utilizações médicas. As
microcápsulas foram produzidas a partir do método de emulsificação e reticulação, e
caracterizadas por Termogravimetria (TG), Calorimetria Exploratória Diferencial
(DSC), Espectroscopia no Infravermelho com Transformada de Fourier (FTIR),
capacidade de absorção de água e perda de massa, Microscopia Eletrônica de
Varredura (MEV), ensaio de atividade bactericida e liberação in vitro. Após
caracterizadas, as microcápsulas foram impregnadas em tecidos 100% algodão com
ligamentos tela e sarja. Estes foram submetidos a testes físicos e análise de
resistência à lavagem. As microcápsulas produzidas apresentaram forma esférica e
tiveram 80,78% de eficiência de encapsulação do fármaco. Os ensaios de liberação
mostraram que o fármaco não foi liberado em 24h, entretanto, o material apresentou
atividade bactericida contra a bactéria gram-positiva S. aureus, com halo de inibição
de até 60 mm e também contra a bactéria gram-negativa E. coli, com halo de até 25
mm. Os resultados de resistência à lavagem avaliados por MEV mostraram que as
microcápsulas não permenceram no substrato. Entretanto, o material apresentou
atividade antibacteriana podendo ser interessante para aplicação em materiais
têxteis descartáveis, como bandagens utilizadas na área médica.
Palavras-chave: Têxteis. Microcápsulas. Quitosana. Alginato.
ABSTRACT
LIMA, Caroline Santos Alves. Study of the development of microcapsules of
natural polymers for application in medical textiles. 2017. 132 p. Dissertation
(Master of Science) - School of Arts, Sciences and Humanities, University of São
Paulo, São Paulo, 2017. Corrected Version.
The textile industry seeks to recover the decrease of the pace of business, noted
mainly in developed countries due to the scenario of the world economy, through the
development of textiles with higher added value. The microencapsulation is a
versatile and flexible technique that presents several advantages such as to avoid
that the active ingredient react with other compounds present in the system, and
allow controlled release that potentially increases the efficiency of the product. The
main objective of this work was to develop microcapsules of chitosan and alginate
with incorporation of triclosan, which has bactericidal and fungicide properties, for
use in textile substrates for medical uses. The microcapsules were produced from the
method of emulsification and crosslinking, and characterized by Thermogravimetry
(TG), Differential Scanning Calorimetry (DSC), Infrared Spectroscopy Fourier
Transform (FTIR), water absorption capacity and mass loss, Scanning Electron
Microscopy (SEM), bactericidal activity assay and in vitro release. After
characterized, the microcapsules were impregnated in 100% cotton twill and taffeta
woven. Physical tests and analysis of resistance to washing were carried out. The
microcapsules produced presented spherical shape and had 80.78% of drug
encapsulation efficiency. Release tests showed that the drug was not released in 24
hours, however, the material presented bactericidal activity against the gram-positive
bacterium S. aureus, with inhibition halo up to 60 mm and also against the gram-
negative bacterium E. coli, with halo of up to 25 mm. The results of washing
resistance evaluated by SEM showed that the microcapsules did not remain in the
substrate. However, the material showed antibacterial activity and may be interesting
for application in disposable textiles, such as bandages used in the medical field.
Keywords: Textiles. Microcapsules. Chitosan. Alginate.
LISTA DE FIGURAS Figura 1 - Fluxograma classificação das fibras têxteis .............................................. 24
Figura 2 - Esquema microcápsula ............................................................................. 30
Figura 3 - Estrutura química quitosana ..................................................................... 32
Figura 4 - Solubilidade da quitosana ......................................................................... 35
Figura 5 - Ação bactericida da quitosana .................................................................. 36
Figura 6 - Estrutura química do Alginato ................................................................... 38
Figura 7 - Sistema para preparação da reação de microencapsulação contendo
banho-maria e agitador mecânico. ............................................................................ 42
Figura 8 - Amostras dos produtos das reações sem Triclosan.................................. 54
Figura 9- Amostras dos produtos das reações com Triclosan................................... 55
Figura 10 - Produtos das reações RF2.5; RF3; RF5; RF6 ........................................ 56
Figura 11 – Curva padrão do triclosan ...................................................................... 57
Figura 12 - Microscopia Eletrônica de Varredura reação R1 (Quitosana: 1 Alginato,
sem incorporação do fármaco) .................................................................................. 60
Figura 13 - Microscopia Eletrônica de Varredura da reação R3 (Relação 2:1
quitosana e alginato, sem incorporação de fármaco). ............................................... 61
Figura 14 - Microscopia Eletrônica de Varredura da reação R4 (relação 1:1 quitosana
e alginato, sem incorporação de fármaco). ............................................................... 62
Figura 15 - Microscopia Eletrônica de Varredura da reação R7 (sem adição de
alginato e fármaco). ................................................................................................... 63
Figura 16 - Microscopia Eletrônica de Varredura da reação R9 (sem adição de
alginato e fármaco). ................................................................................................... 65
Figura 17 – Microscopia Eletrônica de Varredura do produto da reação RTCS09 .... 66
Figura 18 - Microscopia Eletrônica de Varredura do produto da reação RTCS10..... 67
Figura 19 - Microscopia Eletrônica de Varredura do produto da reação RTCS11..... 68
Figura 20 - Imagens obtidas na microscopia confocal: (a-1), (b-1), (c-3) amostras sob
luz fluorescente para detecção do RITC; (a-2), (b-2), (c-2) amostras sob luz
fluorescente para detecção do FITC; (a-3), (b-3), (c-3) amostras com luzes
sobrepostas para a detecção dos dois corantes. ...................................................... 70
Figura 21 - Espectro de FTIR dos polímeros............................................................. 71
Figura 22 – Espectro de FTIR das amostras de micropartículas ............................... 72
Figura 23 - Espetros de FTIR comparativo................................................................ 73
Figura 24 – Espectro de FTIR do Triclosan ............................................................... 74
Figura 25 - FTIR produtos das microcápsulas com fármaco (RTCS09, RTCS10,
RTCS11). .................................................................................................................. 75
Figura 26 - Curvas de TG dos polímeros .................................................................. 77
Figura 27 - Curvas de TG das micropartículas das reações R7 (a) e R9 (b) ............ 78
Figura 28 - TG do Triclosan....................................................................................... 79
Figura 29 – TG das Microcápsulas com incorporação de fármaco ........................... 80
Figura 30 - TG Microcápsulas obtidas das reações RF2.5, RF3, RF5, RF6 ............. 81
Figura 31 - Curvas de DSC dos polímeros alginato (a) e quitosana (b) .................... 84
Figura 32 - Curvas de DSC das micropartículas produzidas sem adição de alginato.
.................................................................................................................................. 85
Figura 33 - Curvas de DSC (a) polímero alginato; (b) polímero quitosana; (R7)
reação 7; (R9) reação 9. ........................................................................................... 86
Figura 34 - DSC do Triclosan .................................................................................... 87
Figura 35 – DSC das microcápsulas com incorporação de fármaco ......................... 88
Figura 36 - DSC Microcápsulas das Reações Finais ................................................ 90
Figura 37 - Gráfico de absorção de água .................................................................. 93
Figura 38 - Gráfico de perda de massa ..................................................................... 94
Figura 39- Amostras controle (sem fármaco) do teste de atividade bactericida: (a)
microcápsulas em contato com colônia da bactéria Staphylococus aureus; (b)
microcápsulas em contato com colônia de bactérias Escherichia coli. ..................... 97
Figura 40- Placas de culturas de Staphylococus aureus após 24h de contato com as
microcápsulas ........................................................................................................... 98
Figura 41 - Placas de culturas de Eschechiria coli após 24h de contato com as
microcápsulas ........................................................................................................... 99
Figura 42 - Tecidos com aplicação de microcápsulas e resinas ............................. 109
Figura 43 – Microscopia Eletrônica de Varredura das amostras de tecidos sarja -
100% algodão com aplicação de microcápsulas RF2.5 antes e após lavagens ..... 111
Figura 44 - Microscopia Eletrônica de Varredura das amostras de tecidos sarja -
100% algodão com aplicação de microcápsulas RF3 antes e após lavagens ........ 112
Figura 45 - Remoção da cor das microcápsulas por meio de redução com H2O2 . 113
LISTA DE QUADROS
Quadro 1 - Aplicações de microcápsulas na indústria têxtil ...................................... 29
Quadro 2 - Utilizações finais de têxteis com microcápsulas e mecanismos de
liberação. ................................................................................................................... 31
Quadro 3 - Relação da desacetilação da quitina com as propriedades da quitosana
.................................................................................................................................. 33
LISTA DE TABELAS
Tabela 1 - Comparação de parâmetros entre as reações iniciais realizadas para fins
de acerto de metodologia .......................................................................................... 41
Tabela 2 - Parâmetros reações com incorporação de Triclosan ............................... 43
Tabela 3 - Variações de porcentagem de TCS nas reações finais ............................ 43
Tabela 4 - Áreas dos picos referentes ao triclosan presente nas soluções utilizadas
para o cálculo da curva padrão ................................................................................. 57
Tabela 5 - Concentrações de triclosan nas amostras RF3 analisadas por HPLC ..... 58
Tabela 6 - Cálculos da eficiência de encapsulação ................................................... 59
Tabela 7 - Valores das curvas de DSC dos polímeros e das amostras microesfera . 87
Tabela 8 – Valores das curvas DSC dos polímeros, do Triclosan e das
microcápsulas. .......................................................................................................... 89
Tabela 9 - Valores das curvas DSC dos polímeros, do Triclosan e das amostras de
microcápsulas RF2,5, RF3, RF5 e RF6. ................................................................... 92
Tabela 10 - Halos de Inibição da Atividade Bactericida das Microcápsulas .............. 96
Tabela 11 - Gramatura do tecido tela sem acabamento ......................................... 100
Tabela 12 - Gramatura do tecido com tela com acabamento utilizando resina Zelan
................................................................................................................................ 100
Tabela 13 - Gramatura do tecido tela com acabamento utilizando resina Acrylux .. 100
Tabela 14 - Gramatura do tecido sarja sem acabamento ....................................... 101
Tabela 15 - Gramatura do tecido sarja com acabamento utilizando resina Zelan ... 101
Tabela 16 - Gramatura do tecido sarja com acabamento utilizando resina Acrylux 102
Tabela 17 - Densidade de fios do tecido tela .......................................................... 102
Tabela 18 - Densidade de fios do tecido sarja ........................................................ 102
Tabela 19 - Título dos fios de urdume do tecido tela ............................................... 103
Tabela 20 - Título dos fios de trama do tecido tela .................................................. 103
Tabela 21 - Título dos fios de urdume do tecido tela com aplicação de acabamento
com resina Acrylux .................................................................................................. 104
Tabela 22 - Títulos de fios de trama do tecido tela com aplicação de acabamento
com resina Acrylux .................................................................................................. 104
Tabela 23 - Títulos de fios de urdume do tecido tela com aplicação de acabamento
com resina Zelan ..................................................................................................... 104
Tabela 24- Títulos de fios de trama do tecido tela com aplicação de acabamento com
resina Zelan ............................................................................................................. 104
Tabela 25 - Título dos fios de urdume do tecido sarja ............................................. 105
Tabela 26 - Título dos fios de trama do tecido tela .................................................. 105
Tabela 27 - Títulos de fios de urdume do tecido sarja com aplicação de acabamento
com resina Acrylux .................................................................................................. 105
Tabela 28 - Títulos de fios de trama do tecido sarja com aplicação de acabamento
com resina Acrylux .................................................................................................. 106
Tabela 29 - Títulos de fios de urdume do tecido sarja com aplicação de acabamento
com resina Zelan ..................................................................................................... 106
Tabela 30 - Títulos de fios de trama do tecido sarja com aplicação de acabamento
com resina Zelan ..................................................................................................... 106
Tabela 31 - Propriedades de tração dos fios de urdume do tecido tela .................. 107
Tabela 32 - Propriedades de tração dos fios de trama do tecido tela ..................... 108
Tabela 33 - Propriedades de tração dos fios de urdume do tecido sarja ................ 108
Tabela 34- Propriedades de tração dos fios de trama do tecido sarja .................... 109
LISTA DE ABREVIAÇÕES, ACRÔNIMOS E SÍMBOLOS UTILIZADOS
ABINT Associação Brasileira da Indústria de Nãotecidos e Têxteis Técnicos
DSC Differential Scanning Calorimetry
EDS Espectroscopia por Dispersão de Energia de Raios X
EDC 1-Etil-3 - (- 3-dimetilaminopropil) Cloridrato de carbodiimida
FITC Isotiocianato de fluoresceína
FTIR Fourier Transform Infrared Spectroscopy
HPLC Cromatografia Líquida de Alta Eficiência
INPE Instituto Nacional de Pesquisas Espaciais
IPT Instituto de Pesquisas Tecnológicas
ISO International Organization for Standardization
MEV Microscopia Eletrônica de Varredura
MTT Brometo de 3-(4,5-dimetiltiazol-2-il)-2,5-difenil-tetrazólio
NBR Norma Brasileira
PCM Phase Change materials
RITC Isotiocianato de rodamina B
TCS Triclosan
TG Termogravimetria
TSA Ágar de soja tríptico
TSB Caldo de soja tríptica
SUMÁRIO
1 INTRODUÇÃO E JUSTIFICATIVA ......................................................................... 17
2 OBJETIVOS ........................................................................................................... 21
2.1 Objetivos Específicos .......................................................................................... 21
3 REVISÃO BIBLIOGRÁFICA ................................................................................... 22
3.1 Têxteis Técnicos ................................................................................................. 22
3.1.2 Têxteis Médicos ............................................................................................... 23
3.2 Microencapsulação ............................................................................................. 28
3.3 Quitosana ............................................................................................................ 32
3.3.1 Aplicações da Quitosana .................................................................................. 34
3.3.2 Propriedade Bactericida da Quitosana ............................................................. 35
3.4 Alginato de Sódio ................................................................................................ 37
3.5 Triclosan .............................................................................................................. 39
4 MATERIAIS E MÉTODOS...................................................................................... 40
4.1 Materiais .............................................................................................................. 40
4.2 Métodos ............................................................................................................... 40
4.2.1 Estudo das Condições de Obtenção das Microcápsulas.................................. 40
4.2.2 Determinação da Eficiência de Encapsulação ................................................. 43
4.2.3 Microscopia Eletrônica de Varredura (MEV) .................................................... 44
4.2.4 Microscopia Confocal ....................................................................................... 45
4.2.5 Espectroscopia no Infravermelho com Transformada de Fourier (FTIR).......... 45
4.2.6 Calorimetria Exploratória Diferencial – DSC e Termogravimetria – TGA ......... 46
4.2.7 Ensaios de Absorção e Perda de Massa.......................................................... 46
4.2.8 Ensaio de Liberação in Vitro ............................................................................. 48
4.2.9 Teste de avaliaçao da atividade antimicrobiana das microcápsulas ................ 48
4.2.11 Aplicação das Microcápsulas em Material Têxtil ............................................ 50
4.2.12 Ensaio de Resistência a Lavagens do Acabamento dos Tecidos
Funcionalizados com Microcápsulas ......................................................................... 51
4.2.13 Ensaio de branqueamento das microcápsulas ............................................... 52
5 RESULTADOS E DISCUSSÃO .............................................................................. 53
5.1 Estudo das Condições de Obtenção das Microcápsulas .................................... 53
5.2 Determinação da Eficiência da Encapsulação .................................................... 56
5.3 Microscopia Eletrônica de Varredura (MEV) ....................................................... 59
5.4 Microscopia Confocal .......................................................................................... 69
5.5 Espectroscopia no Infravermelho com Transformada de Fourier (FTIR)............. 70
5.6. Termogravimentira – TGA e Calorimetria Exploratória Diferencial –DSC .......... 76
5.6.1 Termogravimetria ............................................................................................. 76
5.6.2 Calorimetria Exploratória Diferencial – DSC ..................................................... 83
A curva de DSC do triclosan (Figura 34) apresentou dois eventos principais, o
primeiro endotérmico e o segundo exotérmico. O evento endotérmico com pico a
58,8 ºC e está relacionado à fusão do fármaco, conforme a ficha técnica do produto
que assinala que o ponto de fusão está compreendido dentro do intervalo de 56 a
58 ºC. O exotérmico, com pico a 334,9 ºC se refere, provavelmente, à degradação.
.................................................................................................................................. 87
5.7 Ensaios de Absorção e Perda de Massa ............................................................ 92
Figura 37 - Gráfico de absorção de água .................................................................. 93
5.8 Ensaio de Liberação in Vitro ................................................................................ 94
5.9 Teste de avaliaçao da atividade antimicrobiana das microcápsulas ................... 95
5.10 Análises Físicas para Caracterização dos Tecidos ......................................... 100
5.10.1 Determinação da Gramatura ........................................................................ 100
5.10.2. Determinação da densidade de fios ............................................................ 102
5.10.3 Determinação do título dos fios .................................................................... 103
Como não houve um comportamento padrão em relação às alterações dos títulos
com a aplicação das resinas, as variações identificadas, provavelmente, estão
relacionadas às próprias características do tecido, visto que os fios não são
homogêneos e possuem irregularidades em toda a sua extensão. Portanto, pode-se
afirmar que a aplicação do acabamento não interefere na titulação dos fios que
compõem os substratos. ......................................................................................... 107
5.10.4 Propriedades de tração dos tecidos – Método Grab teste ............................ 107
5.11 Aplicação das Microcápsulas em material têxtil .............................................. 109
5.12 Ensaio de resistência a lavagens do acabamento dos tecidos funcionalizados
com microcápsulas .................................................................................................. 110
5.13 Ensaio de branqueamento das microcápsulas ................................................ 112
6 CONCLUSÃO ....................................................................................................... 114
7 PERSPECTIVAS FUTURAS ................................................................................ 115
REFERÊNCIAS BIBLIOGRÁFICAS .................................................................... 116
APÊNDICE A – CROMATOGRAMAS OBTIDOS NAS ANÁLISES DE EFICIÊNCIA
DE ENCAPSULAÇÃO ......................................................................................... 129
APÊNDICE B – CROMATGRAMAS OBTIDOS NAS ANÁLISES DE LIBERAÇÃO
IN VITRO............................................................................................................. 130
17
1 INTRODUÇÃO E JUSTIFICATIVA
A indústria têxtil é constituída por cadeias que envolvem desde o processo de
estudo da fibra para produção do fio até a comercialização do produto final. As fibras
são comumente matéria-prima para a produção de têxteis e podem ser classificadas
em naturais e químicas.
Na cadeia têxtil, observam-se diferentes setores, como fiação, malharia,
tecelagem, nãotecidos, beneficiamento e a confecção. Além desses ramos, o estudo
de novos tecidos, como os “tecidos inteligentes” ou têxteis técnicos, vem crescendo
cada vez mais, tanto no cenário internacional, quanto no brasileiro. Dentro dos
têxteis técnicos, há inúmeras ramificações referentes a aplicações desses materiais
como na indústria esportiva, automobilística, construção civil, geotêxteis, área
médica e odontológica, entre outras (ARAÚJO, FANGUEIRO, HONG, 2001;
QUAGLINI, CORAZZA, POGGI; 2008; DESAI, JAIN, SOLAMKI; 2012).
Os têxteis médicos, foco do presente estudo, são definidos como estruturas
têxteis produzidas para utilização na área médica, podendo ser aplicados desde em
uma sutura até complexas estruturas de regeneração de tecidos (ARAÚJO,
FANGUEIRO, HONG, 2001).
O mercado tem se tornado cada vez mais exigente em relação às
expectativas de produtos inovadores e com características diferenciadas, isto é, com
tecnologias que proporcionam a potencialização e até mesmo superação da
funcionalidade. Na área médica, isso pode ser observado, por exemplo, quando se
percebe a participação dos têxteis de higiene e saúde em contaminações
nosocomiais (COLADONATO et al., 2012). Dentre as variáveis responsáveis pela
proliferação de bactérias dentro de hospitais estão os próprios profissionais da
saúde que se expõem constantemente a sangue e fluidos corporais dos pacientes
(JAGGER, BALON, 1995, MITCHELL, SPENCER, EDMISTON JR, 2015). Aqueles
que trabalham em unidades menores, como clínicas e ambulatórios ou ambientes
em que equipamentos de proteção individual podem ser menos acessíveis que em
grandes hospitais estão ainda mais vulneráveis a estes microrganismos. Somado a
estes fatos, ainda há de se considerar o deslocamento destes profissionais em
meios de transporte públicos com seus uniformes de trabalho que acabam se
tornando vetores de migração de outros microrganismos de fora para dentro das
18
unidades de saúde e vice-versa (OTTER, FRENCH, 2009). Segundo Miraftab (2014)
as fibras têxteis convencionais em determinadas condições podem, inclusive,
constituir um ambiente favorável para a proliferação desses agentes patogênicos.
Neste contexto, a aplicação de têxteis com propriedades bactericidas e
impermeabilizantes representariam uma medida interessante a fim de evitar essas
contaminações (MITCHELL, SPENCER, EDMISTON JR, 2015).
A possibilidade de integração de tecnologias aos têxteis e o desenvolvimento
crescente dos processos dentro dos têxteis inteligentes tem sido um fator chave
para a criação de soluções e oportunidades de mercados (TOETERS et al., 2013;
VAN DER VELDEN, KUUSK, KOHLER, 2015).
A expressão “smart textiles” (têxteis inteligentes) descende da ideia de “smart
materials” (materiais inteligentes) que foi integrada aos têxteis na década de 90.
Para que um material possa ser classificado como inteligente, ele deve ser capaz de
identificar um estímulo vindo do ambiente, e, a partir disso, gerar uma resposta que
seja proveitosa, confiável, reprodutível e, normalmente, reversível. Os materiais
inteligentes possuem a qualidade de alteração de suas propriedades, sejam elas
mecânicas - como viscosidade e forma - térmicas ou eletromagnéticas, entre outras,
de maneira prudente e previsível como reação a um estímulo que pode ser de
naturezas variadas como temperatura, pH, mecânica, elétrica, etc. Podem-se citar
como exemplos de têxteis inteligentes aqueles com propriedades crômicas, de
luminescência, com memória de forma, fotovoltaicos e capazes de liberar
substâncias microencapsuladas (FERREIRA, FERREIRA, OLIVEIRA; 2014).
A microencapsulação é uma técnica versátil e flexível que apresenta diversas
vantagens. Um dos maiores benefícios dessa tecnologia está no fato de ela proteger
a substância ativa da ação do ambiente - como oxidação, temperatura e
evaporação. Para, além disso, ela ainda evita que o ingrediente ativo reaja com
outros compostos presentes no sistema, e possibilita a liberação controlada que
aumenta potencialmente a eficiência do produto (CHENG et al., 2008; LAM et al.,
2012; LAM, GAMBARI, 2014). Esta técnica de acondicionamento de partículas em
microcápsulas poliméricas é aplicada em diversas áreas farmacêuticas e
terapêuticas para o desenvolvimento de sistemas de liberação controlada de drogas
(LAM, GAMBARI, 2014).
A indústria têxtil, de maneira generalizada, reagiu de forma lenta às
possibilidades abrangidas pelas técnicas de microencapsulação. Mas, ao adentrar o
19
século XXI, esse procedimento tem se destacado cada vez mais na área,
principalmente na Europa, Japão e América do Norte. Com isso, a
microencapsulação passou a ser vista como uma técnica para se agregar valor aos
tecidos com propriedades que antes eram inviáveis. Nomeadamente, a aplicação de
microcápsulas em tecidos de maior interesse tem por finalidade cuidados com a pele
e possibilidade de maior duração de fragrâncias. As microcápsulas também podem
ser empregadas para liberação de cosméticos, agentes antimicrobianos, repelentes
e medicamentos (NELSON, 2002; HUI et al., 2013; QIN, 2016).
De acordo com Ferreira et al. (2014), as últimas projeções mostram que o
mercado dos têxteis inteligentes aparece com um enorme potencial na ordem dos
bilhões de dólares, fundamentando o grande empenho que se tem aplicado aos
estudos na área. Apesar de já existirem diversas soluções para o desenvolvimento
desses materiais, ainda há muito que se pesquisar visando o aperfeiçoamento dos
mesmos e as exigências do mercado. Portanto, a busca por novas soluções, aliadas
a amplas possibilidades de aplicações tornam estes produtos inovadores aptos ao
processo de massificação, justificando o investimento em pesquisas.
Kim et al. (2006) desenvolveram microcápsulas de quitosana e gelatina
contendo Triclosan por método de spray drying para aplicação na pele ou em
mucosas. Souza et al. (2014) desenvolveram microcápsulas de quitosana com óleo
de limonene que possui atividade antimicrobiana para aplicação em nãotecidos de
celulose. Goetzendorf-Grabowska et al. (2008) desenvolveram microcápsulas de
po(L,L-lactida) com Triclosan e aplicaram em nãotecidos de viscose. As
microcápsulas foram produzidas pelo método de emulsão e evaporação do solvente.
Uma vez que a quitosana e o alginato são polímeros já muito utilizados na área
biomédica e o Triclosan difundido no mercado de materiais de higiene pessoal,
neste trabalho buscou-se aliar esses reagentes para criar um novo material para fins
de aplicação têxtil, bem como estudar a adequação dos parâmetros necessários
para otimização da síntese das microcápsulas com esse ativo.
O principal objetivo deste estudo foi desenvolver microcápsulas a partir de
polímeros naturais com incorporação de um fármaco com propriedade bactericida
para aplicação em substratos têxteis da área médica. O biopolímero selecionado foi
a quitosana, que é derivada da desacetilação parcial da quitina, o segundo mais
abundante polissacarídeo presente na natureza e resíduo da indústria pesqueira
(GAVHANE, ATUL, ADHIKRAO; 2013; YUAN et al., 2016). O outro polímero
20
selecionado foi o alginato que é extraído das algas marrons e é produzido por
algumas bactérias (GOH, HENG, CHAN, 2012; DEKAMIN et al., 2016). A quitosana
e o alginato, já amplamente utilizados na área médica por possuírem todas as
características necessárias para este fim (JAYAKUMAR, 2011; GOH, HENG, CHAN,
2012), foram aliados ao fármaco triclosan que é facilmente encontrado em produtos
de higiene pessoal e atuou como agente antibacteriano (DAYAN, 2007).
21
2 OBJETIVOS
O principal objetivo deste estudo foi desenvolver microcápsulas de quitosana
e alginato com incorporação de Triclosan para aplicação em substratos têxteis para
área médica.
2.1 Objetivos Específicos
Caracterizar os polímeros: por análise de Calorimetria Exploratória Diferencial
(DSC); Termogravimetria (TG) e de Infravermelho por Transformada de Fourier
(FTIR);
Examinar as condições de preparação das microcápsulas;
Caracterizar as microcápsulas desenvolvidas por Microscopia Eletrônica de
Varredura (MEV) e análise Calorimétrica Exploratória (DSC);
Estudar as condições de incorporação do Triclosan na estrutura das
microcápsulas;
Aplicação das microcápsulas de quitosana com Triclosan em tecido 100%
algodão;
Estudos de liberação controlada in vitro de Triclosan incorporado nas
Microcápsulas;
Realizar ciclos de lavagens para avaliação dos têxteis com incorporação das
microcápsulas.
22
3 REVISÃO BIBLIOGRÁFICA
3.1 Têxteis Técnicos
Têxteis técnicos são materiais ou produtos têxteis de alta performance que
possuem características específicas para aplicação em diferentes áreas. São
produzidos sem ter como principal objetivo o conforto e a estética, mas sim
propriedades particulares focadas em atender as exigências do seu uso final. A
maior feira internacional do segmento – Techtextil – dividiu esses materiais em doze
áreas de aplicações (BYRNE, 2000; HORROCKS, ANAND, 2015):
- Agroindústria: agricultura, aquacultura, silvicultura. Muito utilizados na indústria
pesqueira na forma de linhas, cordas e redes. Na agricultura, aplicados como
materiais para proteção, cobertura e contenção. Podem ser utilizados como proteção
contra granizo e contenção de ervas daninhas. Outra aplicação é no próprio
vestuário para os trabalhadores das lavouras;
- Construção: construção civil. Podem ser utilizados em barragens, edifícios em
construção, pontes, túneis, entre outros. Também podem ser aplicados para fins
temporários, como toldos, tendas e barracas. Dentro das casas, podem ser
empregados como proteção contra infiltração em telhados e paredes;
- Vestuário: artigos técnicos e componentes técnicos utilizados na fabricação do
vestuário. Podem também ser aplicados como linhas de costura e entretelas. São
representados também por artigos a prova d’água e de vento;
- Têxteis técnicos para o lar: artigos técnicos para mobiliário e revestimentos para
pavimentos. Podem ser utilizados em cortinas, carpetes e outros artigos para casa;
- Geotêxteis: engenharia civil e geotêxteis. Podem ser utilizados tanto na construção
de estradas de ferro como em aterros. Auxiliam no processo de revegetação se
aplicados com os materiais adequados, como as fibras biodegradáveis;
- Mobilidade: automobilístico, aeroespaço e ferrovias;
- Proteção ambiental: materiais para proteção ambiental;
- Vedação: materiais de vedação;
23
- Proteção: proteção contra cortes, fogo, explosões, balas, riscos biológicos e
químicos, poeira, partículas e riscos nucleares. Podem também ser utilizados para
vestuário específico para condições extremas de pouca visibilidade e muito frio;
- Lazer e esportes: artigos esportivos e de lazer, como paraquedas, balões e artigos
para ciclismo, golfe e raquetes de tênis;
- Industriais: materiais para filtração, limpeza e outros usos industriais;
- Médico: artigos médicos, odontológicos e de higiene. Na maioria dos casos são
utilizados em fraldas, toalhas e produtos para incontinência. Outra área utilizada é
em materiais hospitalares, como jalecos, roupas de cama e almofadas ortopédicas.
Pode também apresentar utilização na engenharia de tecidos, como por exemplo,
em vasos sanguíneos, ligamentos artificiais e substituição de pele. Esses últimos
podem ser produzidos a partir de fibras biodegradáveis (BYRNE, 2000;
HORROCKS, ANAND, 2015).
3.1.2 Têxteis Médicos
A utilização de materiais têxteis na área médica é uma prática que surgiu
centenas de anos antes de Cristo. Registros mostram que o algodão, o linho e a
seda já eram usados como bandagens e suturas em civilizações antigas, como a
persa, egípcia, chinesa, romana e indiana (KING, 2001; MIRAFTAB, 2014). Até o
final do século XIX, essa prática não sofreu grandes avanços até que o homem
passou a ter maior domínio sobre as características físicas e químicas dos materiais
e, portanto, controle sobre elas (MIRAFTAB, 2014).
Um dos processos que permitem a alteração das características do algodão,
por exemplo, é a Mercerização que dá à fibra melhor toque, aparência e tenacidade
(HEARLE, 2000; MIRAFTAB, 2014). Ao conquistar-se um maior domínio sobre
celulose, passa-se a utilizar a madeira como principal fonte desse polímero, dando
abertura para o desenvolvimento das primeiras fibras artificias como a Viscose
(MIRAFTAB, 2014). A partir daí, surgem inúmeras fibras sintéticas com propriedades
e características diferenciadas (MIRAFTAB, 2014). A Figura 1 ilustra a classificação
das principais fibras têxteis de acordo com sua origem. Com o domínio da produção
de novas fibras, o foco se transfere para o desenvolvimento de materiais têxteis
24
especializados com características e propriedades pensadas especificamente para
suas aplicações - os têxteis de alta performace (MIRAFTAB, 2014).
Figura 1 - Fluxograma classificação das fibras têxteis
(Fonte: adaptado de SALEM, 2010)
Na área da saúde, atualmente, a busca é por fibras naturais que sejam
biocompatíveis, ecológicas, biodegradáveis, cicatrizantes, descartáveis e com
propriedades bactericidas (MIRAFTAB, 2014).
O mercado de produtos para cuidados com a saúde se tornou bastante
promissor devido ao novo cenário social com aumento da expectativa de vida da
população por causa do avanço da medicina e das mudanças demográficas.
Somadas a este fato, estão as situações de risco presentes das atividades habituais
das pessoas, entre as quais podem ser citadas desde práticas esportivas até
acidentes com agentes químicos.
25
Os têxteis médicos tem sido, cada vez mais, objeto de pesquisas
(CHRISTENSEN et al., 2009; GERHARDT et al., 2009; DERLER et al., 2012; QIN,
2016). Para o desenvolvimento de um têxtil médico de qualidade, o material
escolhido deve atender a uma série de características exigidas para a sua aplicação
final. Entre elas, é possível citar flexibilidade, tenacidade e resistência a
microrganismos, sem excluir características básicas de qualquer têxtil, como
conforto. A viabilidade econômica nessa área também possui grande importância
(GERHARDT et al., 2013)
Uma das grandes questões a serem resolvidas na área médica são as
infecções nosocomiais. Esse tipo de infecção tem sido um grande problema não
apenas de saúde, mas também financeiro. Uma das medidas que tem se implantado
a fim de buscar soluções para infecções bacterianas em hospitais é o investimento
em pesquisas para o desenvolvimento de materiais têxteis com propriedades
bactericidas. Os gastos decorrentes de pacientes com esse tipo de infecção tem se
sobreposto aos avanços médicos, uma vez que essa situação aumenta o tempo de
internação do paciente por oito dias, em média (HEALTH FIRST EUROPE;
PERELSHTEIN et al., 2015). Na União Europeia, um em cada dez pacientes
adquirem infecções nocosomias, e cerca de três milhões morrem por ano por esse
motivo (PERELSHTEIN et al., 2015).
Seria ideal a efetivação de um programa de controle para a diminuição do
número de infecções e redução de gastos com hospitalizações. Os principais
veículos de transmissão de infecções nosocomiais são o ambiente hospitalar, os
próprios pacientes, os equipamentos médicos e os profissionais da saúde. É fato
que as infecções por contato com outras pessoas doentes são as mais comuns,
porém deve haver uma preocupação com o ambiente hospitalar, afinal, materiais
como os têxteis podem sim ser vetores de contaminação. Os têxteis estão
fortemente presentes nos procedimentos diários de um hospital, portanto é de
grande importância que eles não facilitem a transmissão de agentes patológicos
entre pacientes, nem para os profissionais que os manuseiam (KURTZ et al., 2008;
COLADONATO et al., 2012).
Os materiais têxteis médicos podem ser divididos em três grupos: têxteis
cirúrgicos, têxteis para sistemas extra corporais e produtos de higiene e saúde.
Dentro do primeiro tópico, podem ser encontrados os têxteis implantáveis (como
vasos sanguíneos) e não implantáveis (como ligaduras). O segundo tópico se refere
26
aos órgãos artificiais e o último, a roupas de cama, uniformes e materiais de limpeza,
entre outros (RAMOS, 2003; AJMERI, AJMERI, 2010).
Higiene e limpeza são imperativas para a sobrevivência de forma saudável.
Os materiais têxteis podem tanto prevenir como acelerar processos de proliferação
de microrganismos nocivos à saúde. Por isso, os têxteis utilizados para fins
higiênicos necessitam ser resistentes a esse tipo de situação (MIRAFTAB, 2014).
Estes materiais são, em sua maioria, descartáveis e normalmente possuem
em sua composição fibras naturais. O algodão e o linho são reconhecidos por terem
alta resistência a lavagens repetidas (MIRAFTAB, 2014).
Entretanto, as fibras convencionais, bem como grande parte dos materiais
poliméricos, não possuem ou possuem limitada resistência a microrganismos e,
quando em condições ambientais favoráveis, podem, inclusive, acelerar sua
multiplicação. Portanto, existe uma necessidade de que esses têxteis sejam
proativos a fim de evitar a proliferação de agentes patogênicos. De acordo com
Miraftab (2014), os têxteis da área médica devem apresentar algumas
características ideais:
Ter ação contra uma diversidade de micro-organismos (micróbios, fungos e
vírus);
Não ser fonte de alimento para os micro-organismos;
Serem antialérgicos e não agressivos à pele humana;
Não nocivo ao corpo humano.
Os têxteis médicos possuem certas especificações que devem satisfazer para
poderem ser utilizados: ser biocompatível, poder ser esterilizado, não ser tóxico e
apresentar boas características mecânicas, principalmente, em relação à resistência
e durabilidade. Essas recomendações são necessárias para a proteção do paciente
e da equipe médica contra infecções e contaminações (RAMOS, 2003).
Propriedades importantes para esses materiais também são: tenacidade,
capacidade de absorção, e flexibilidade (REBELO et al., 2011). De acordo com Qin
(2016), a união das propriedades e características clássicas dos têxteis com o
desenvolvimento da tecnologia, permite que estes materiais apresentem atributos
ainda mais interessantes para aplicações inteligentes, como maior área de superfície
de contato e maior capacidade de absorção.
27
Os materiais utilizados podem ser biodegradáveis, naturais, sintéticos ou não
biodegradáveis. Alguns exemplos de materiais fibrosos que podem ser usados
nesse campo são: algodão, poliuretanos, polipropileno, poliéster, alginato e
quitosana. Entre os materiais fibrosos utilizados na medicina, estão as fibras, os fios
de mono e multifilamento, e estruturas têxteis como tecidos, malhas, entrançados e
nãotecidos, e compósitos; sendo que estes podem ser naturais ou sintéticos,
biodegradáveis ou não (REBELO et al., 2011).
3.1.1 Têxteis Médicos com Propriedades Bactericidas
De acordo com a finalidade do material têxtil, algumas características são
requeridas. Alguns exemplos de materiais têxteis bactericidas e suas respectivas
aplicações estão listados a seguir:
A união de têxteis a materiais inorgânicos como cristais ou nanopartículas de
prata, cobre, óxido de titânio, gálio, ouro, entre outros, também tem sido alvo de
pesquisas (SILVER, PHUNG, 2009; CARTER et al., 2010).
A utilização de extratos de vegetais com propriedades bactericidas, como da
plana Neem (Azadirachta indica), pertencente à família das Meliaceae. Há muito
já utilizado em diversas formulações em diferentes países, devidos às suas
propriedades antimicrobianas, o extrato de Neem já foi microencapsulado e
aplicado em tecidos para fins médicos (THILAGAVATHI, BALA, 2007).
A quitosana já é utilizada na produção de diversos materiais para aplicação
médica. Além de bactericida, ela possui propriedade cicatrizante, uma vez que ao
entrar em contato com a lisozima (enzima presente no exsudato), ela se quebra
em glucosamina que é essencial na regeneração das células e/ou tecido na
região da lesão (JAYAKUMAR et al., 2011). Comumente, a quitosana é unida ao
alginato de sódio (polissacarídeo extraído das algas marrons) a fim de potenciar
as propriedades de absorção, bactericida, cicatrizante e anticoagulante dos
materiais produzidos.
Os biopolímeros são materiais que vem sendo pesquisados para utilização
como matérias-primas no desenvolvimento de têxteis médicos (COSTA et al., 2008).
Alguns fatores impulsionam o crescimento deste mercado, como as taxas de
28
crescimento da população; questões demográficas, como o envelhecimento e
mudança na vida das pessoas; maior consciência dos riscos do trabalho, de
doenças transmissíveis; e maior desenvolvimento da área de nãotecidos e têxteis
técnicos (CZAJKA, 2005; QIN, 2016).
3.2 Microencapsulação
O culto pelo corpo saudável tem crescido de maneira a permitir que os têxteis
técnicos voltados para o esporte e estética ganhassem ainda mais espaço. Isso
ocorreu porque houve a necessidade de adequação dos produtos a esse estilo de
vida. Portanto, surge uma demanda não apenas de tecidos confortáveis e
esteticamente bonitos, mas também com propriedades inovadoras que
proporcionam uma vida de melhor qualidade (CHENG et al., 2008).
A partir dessa demanda, surgiram também os têxteis aliados aos cosméticos.
Estes tecidos, ao entrarem em contato com o corpo, liberam substâncias ativas,
como hidratantes, a fim de tratar a pele. E, neste contexto, a utilização de
microcápsulas permitiu que essas funções fossem mais duradouras e satisfatórias
(CHENG et al., 2008).
As pesquisas sobre o tema têm crescido, focando nos limites e oportunidades
referentes à aplicação de têxteis nas áreas de cosméticos e saúde, nas diversas
possibilidades de se incorporar substâncias ativas de maneira funcional e
procedimentos práticos para se provar a eficácia desses produtos (CHENG et al.,
2008).
Uma das primeiras aplicações de microcápsulas foi em um projeto da NASA
(National Aeronautics and Space Administration) que utilizou PCM (Phase Change
materials) em vestimentas de astronautas. Os Phase Change Materials são
considerados termorreguladores, pois conseguem combater tanto o excesso de frio
como o excesso de calor por meio da mudança de fase decorrente da absorção ou
liberação de energia de calor (REGIN, SOLANKI, SAINI, 2008; NEJMAN,
GOETZENDORF-GRABOWSKA, 2013). Isso acontece porque as microcápsulas têm
em média de 20 a 40 µm de diâmetro e paredes com menos de um µm de
espessura, além de serem compostas de 80 a 85% de PCM, de maneira que o seu
pequeno tamanho proporciona, relativamente, uma maior área para a transferência
de calor (PAUSE, 2000). Atualmente, as microcápsulas de PCM estão presentes em
29
diversos materiais como roupas de neve, jaquetas, fronhas, cobertores, roupas
esportivas e etc (NELSON, 2002; SARIER, ONDER, 2012).
A técnica de microencapsulação aplicada aos têxteis permitiu o
desenvolvimento dos mais variados tipos de tecidos inteligentes, dos quais se
destacam propriedades de mudanças de cor, retardante de chamas, proteção contra
falsificações, liberação controlada de medicamentos e cosméticos, entre outros. O
Quadro um apresenta algumas das aplicações da técnica de microencapsulação,
relacionando-as com seus princípios ativos:
Quadro 1 - Aplicações de microcápsulas na indústria têxtil
Princípio ativo Função Aplicação
Materiais de mudança de fase
(PCM)
Redução do impacto de
mudanças de temperatura.
Roupas de neve, cobertores,
jaquetas, etc.
Microcápsulas com retardantes
de chamas Proteção contra fogo. Roupas militares
Microcápsulas contendo cor
antiga ou ativador Proteção contra falsificações Etiquetas, produtos de grife.
Lipossomos de corantes têxteis Diminuição da temperatura de
tingimento de têxteis
Tingimentos em altas
temperaturas, diminuindo riscos
de danificação das fibras.
Microcápsulas de octano, óleo
de tungue, óleo de parafina e
solventes de limpeza.
Propriedades de limpeza Panos de limpeza.
Microcápsulas de glicerol e
proteínas da seda Têxteis para tratamento de pele Bandagens e lingerie.
Microcápsulas de sistemas
fotocrômicos e termocrômicos Mudança de cor
Rotulagem de produtos, têxteis
médicos, produtos de moda.
Microcápsulas com fragrâncias,
hidratantes, repelente,
vitaminas, medicamentos,
extratos vegetais.
Combater odores ruins, agregar
valor, proteção, tratamentos,
propriedades bactericidas.
Artigos de moda, roupas para
esporte, lingerie, têxteis
médicos.
(Fonte: adaptado de NELSON, 2002; EL-RAFIE et al., 2016)
A microencapsulação é uma tecnologia de acondicionamento de substâncias
em pequenas cápsulas que serão capazes de liberá-las de forma controlada, de
acordo com os estímulos oferecidos pelo ambiente e das particularidades do
30
material de revestimento. As substâncias acomodadas dentro das cápsulas podem
estar em estado gasoso, líquido ou sólido (HOLME, 2004; QIN, 2016).
Esse acondicionamento acontece por meio da construção de um envoltório de
uma fina camada de um material polimérico em torno da substância em questão,
conforme a Figura 2. Portanto, a microcápsula é constituída pelo material de núcleo
e pelo material de revestimento. É importante que o material de revestimento seja
quimicamente compatível com a substância do núcleo e não reaja com ela
(BANSODE et al., 2010).
Segundo Bansode et al. (2010), o material de revestimento deve possuir as
seguintes propriedades:
- Estabilizar a substância encapsulada;
- Ser inerte em relação a materiais ativos;
- Promover liberação controlada da substância em determinadas condições;
- Ser maleável, ter capacidade de formar filmes, ser estável;
- Possuir baixa viscosidade, não ser higroscópico;
- Ser economicamente viável;
- Ser solúvel em meio aquoso ou em solvente;
- Possuir flexibilidade.
Figura 2 - Esquema microcápsula
(Fonte: CHENG et al., 2008)
31
A liberação do princípio ativo encapsulado pode se dar por mecanismos
diferentes. A liberação de medicamentos, por exemplo, pode ser impulsionada por
estímulos químicos (pH; forças iônicas; solventes); forças físicas (temperatura; laser,
campos magnéticos, etc) e estímulos biológicos (DELCEA, OHWALD, SKIRTACH,
2011). O Quadro 2 mostra quais os mecanismos de liberação das substâncias
encapsuladas e aplicadas em materiais têxteis.
Quadro 2 - Utilizações finais de têxteis com microcápsulas e mecanismos de liberação.
(Fonte: CHENG et al., 2008)
Nota-se que dentro deste universo existe uma classificação que especifica se
uma micropartícula é uma microcápsula ou microesfera. No primeiro caso, o material
caracteriza-se por um “sistema de reservatório” em que necessariamente o princípio
ativo encontra-se revestido por uma camada polimérica. Já no segundo caso, das
microesferas, observa-se um sistema em que o fármaco está disperso ou dissolvido
de forma homogênea no polímero (SILVA et al., 2003; SIEPMANN, SIEPMANN,
2012).
Entre os materiais largamente utilizados na confecção de microcápsulas, está
o polímero natural quitosana. Este polímero é amplamente usado na indústria
farmacêutica em sistemas de liberação de drogas, pois é biocompatível,
biodegradável e tem propriedades de adsorção (SIRIUPAYO, BLACKWELL,
RUJIRAVANIT, 2005; HU et al, 2011; HUT et al., 2011; YANG et al., 2014).
Utilizações Finais Mecanismos de Liberação
Têxteis com cosméticos (em contato com a
pele)
Fricção, pressão, biodegradação (ACHWAL,
2003; ANON, 2005).
Aromoterapia e Fragrâncias
Fricção, difusão através da parede do
polímero (CELESSENCE INTERNATIONAL
LIMITED, 2006; DEVAN CHEMICALS, 2007).
Termoregulação (PCM) Temperatura (SHIN et al., 2005)
Sistemas de mudança de cores
Temperatura, luz ultravioleta (SAWADA et al.,
2005; SEKAR, 1998; SOLARACTIVE®
INTERNATIONAL, INC., 2007)
Retardante de chamas Chamas, altas temperaturas. (ANON, 2005;
KOVER et al, 1997)
32
3.3 Quitosana
A quitosana é um polissacarídeo catiônico de cadeia (1-4)-2-amino-2-deoxi-β-
D-glucano (YUAN et al., 2016). A estrutura química da quitosana é linear e possui
alta densidade de carga de grupos reativos, bem como uma numerosa quantidade
de ligações de hidrogênio (Figura 3). Tais características são responsáveis pela
biocompatibilidade do polímero e pela facilidade de seu processamento (TAVARIA,
2013). Ela é um biopolímero que pode estar presente naturalmente em fungos dos
gêneros Mucor e Zygomicetes ou ser obtida por meio da desacetilção parcial da
quitina (KAFETZOULOS et al., 1993; JUN et al., 2013).
A quitina (N-acetil-D-glucosamina) é um polímero linear que, de forma similar
à celulose, é encontrada na natureza em estado cristalino fibroso (OGAWA et al.,
2010). Dependendo da sua função biológica e da fonte de que é extraído, este
biopolímero pode apresentar três formas polimorfas: α, β e ϓ. A primeira (α-quitina)
é caracterizada por possuir suas cadeias de carboidrato arranjadas de maneira
alternada e antiparalelas, enquanto que a segunda (β-quitina) apresenta suas
cadeias organizadas paralelamente, e, a última (ϓ-quitina) possui duas cadeias na
mesma direção e uma cadeia invertida (FARIA et al., 2015). A α-quitina é aquela que
apresenta menor capacidade de absorção de água devido à presença em maior
quantidade de pontes de hidrogênio intermoleculares entre os grupos carbonila e
hidroxila dando origem a um empacotamento denso. Já a β-quitina possui pontes de
hidrogênio intermoleculares em menor quantidade e, portanto, uma estrutura menos
empacotada (TAN et al., 2015), o que atribui maior reatividade, solubilidade e
capacidade de turgescência quando comparada a polimorfa α. O alomorfe β é
encontrado nas carapaças dos crustáceos e o mais utilizado, tanto em pesquisas
quanto na indústria (BIROLLI, DELEZUK, CAMPANA-FILHO, 2016).
Figura 3 - Estrutura química quitosana
(Fonte: ALVARENGA, 2011)
33
A desacetilação da quitina para a obtenção da quitosana pode ser realizada
por três métodos diferentes: químico (em meio alcalino), microbiano ou enzimático
(TAN et al., 2015). O método químico é o mais utilizado em laboratório e, também,
na indústria. Ele é executado por meio da suspenção aquosa de hidróxido de sódio.
A concentração da solução alcalina, bem como o tamanho das partículas de quitina,
temperatura e tempo de reação são parâmetros determinantes para o êxito do
processo de desacetilação. A desacetilação total é raramente efetuada a fim de se
evitar a despolimerização (CAMAPANA-FILHO et al, 2007). Quando o grau de
desacetilação da quitosana é maior que 50%, o grupo NH2 da glucosamina fica
protonado em contato com solução aquosa ácida e permite a solubilização do
polímero (YOUNES et al., 2014). O Quadro 3 apresenta os graus de desacetilação
de acordo com as propriedades da quitosana. O grau de desacetilação, juntamente
com a massa molar e a origem biológica estão diretamente relacionados com a
solubilidade da quitosana, afetando desta maneira, sua aplicabilidade (TAVARIA et
al., 2013).
Quadro 3 - Relação da desacetilação da quitina com as propriedades da quitosana Propriedade Características estruturais
Solubilidade DD Cristalinidade DD
Biodegradabilidade DD, Massa molar Viscosidade DD
Biocompatibilidade DD Biológico
Muco adesão DD, Massa molar Analgésico DD
Antimicrobiano DD Efeito de melhora na permeação DD
Antioxidante DD, Massa molar Hemostático DD
DD: grau de desacetilação Diretamente proporcional à propriedade Inversamente proporcional à propriedade (Fonte: Dash, 2011)
Algumas características estruturais como a alta porcentagem de nitrogênio
presente na quitosana são importantes para a produção de géis, filmes e bem como
34
para a biodegrabilidade e biocompatibilidade, e conferem a este polímero um valor
comercial significativo (LIM, HALIM, 2010).
A principal diferença entre as cadeias de celulose e de quitosana está na
presença da acetilamina, ou grupos aminos livres que são responsáveis pelas
características que dão destaque a quitosana (HWANG, SHIN, 2000; ELGADIR et
al., 2015). Dentre as propriedades terapêuticas da quitosana estão a capacidade de
ativar repostas do sistema imune, baixar os níveis de colesterol e até ação anti-
hipertensiva (ALLAN et al., 1984; ELGADIR et al., 2015) Também são citadas na
literatura propriedades bactericidas, anestesiantes (BADAWY et al., 2004;
BALAKRISHNAN et al., 2005), capacidade de promover homeostase e crescimento
celular do tecido epitelial (HOWLING, 2001; ELGADIR, 2015) o que torna o polímero
ainda mais atraente para aplicações médicas e farmacêuticas.
3.3.1 Aplicações da Quitosana
A quitosana é utilizada em diversas áreas, entre elas na indústria alimentícia
(conservante), na agricultura (adubagem), em cosméticos e na área médica
(ZIVANOVIC, DAVIS, GOLDEN, 2015). Nesta última, a quitosana é aplicada como
bandagens, bioadesivos, agente cicatrizador, material para sutura, curativos,
enxertos, na forma de filmes, géis, fibras, cápsulas, microcápsulas ou soluções
(SENEL, 2004; JAYAKUMAR, 2011).
A preparação de microcápsulas a partir de quitosana é viável devido às
diversas vantagens que a quitosana apresenta como: ser um material de origem
natural e, portanto seguro e biocompatível; apresentar grande quantidade de poros
de maneira uniforme promovendo grande difusão no substrato; ter grupos aminas
capazes de imobilizar enzimas por meio de ligações covalentes (AZEVEDO et al.,
2007). Já foram realizados estudos que comprovaram a eficiência da quitosana em
reconstituição de tecidos e liberação controlada de drogas, biocompatibilizante entre
tecidos e ação cicatrizante através de aplicações ortopédicas e odontológicas
(AZEVEDO et al., 2007; JAYAKUMAR et al., 2011).
35
3.3.2 Propriedade Bactericida da Quitosana
O principal grupo funcional presente na quitosana que o diferencia da quitina
é o grupo amino, que é o responsável pelas suas propriedades físico-químicas (XIA
et al., 2011). Dentre as propriedades terapêuticas da quitosana estão a capacidade
de ativar repostas do sistema imune, baixar os níveis de colesterol e até ação anti-
hipertensiva (ALLAN et al., 1984; ELGADIR et al., 2015) Também são citadas na
literatura propriedades bactericidas, anestesiantes (BADAWY et al., 2004;
BALAKRISHNAN et al., 2005), capacidade de promover homeostase e crescimento
celular do tecido epitelial (HOWLING, 2001; ELGADIR, 2015) o que torna o polímero
ainda mais atraente para aplicações médicas e farmacêuticas.
A quitosana é uma base fraca solúvel apenas em soluções aquosas ácidas
diluídas (pH<6,5) e, portanto, insolúvel em água e solventes orgânicos (KUMAR et
al., 2004; QIN et al., 2006). Isso acontece devido à protonação do grupo amino em
meio ácido, que fica com carga positiva (NH3) e, portanto, solúvel, conforme ilustra a
Figura 4 (DASH et al., 2011). A ação bactericida da quitosana também só é
constatada em pHs ácidos, sugerindo que a baixa solubilidade em meio alcalino tem
influência nesta propriedade (LIU et al., 2004, QIN et al., 2006).
Figura 4 - Solubilidade da quitosana
(Fonte: DASH et al., 2011)
Existem algumas teorias relacionados ao mecanismo de funcionamento da
atividade antibacteriana da quitosana. A Figura 5 apresenta um esquema de
36
algumas possíveis formas de ações do polímero ao atacar o microorganismo. Neste
esquema, a quitosana com carga positiva interage com a membrana celular
bacteriana por meio de resíduos de carga negativa e, dessa forma, modifica a
permeabilidade da célula (XING et al., 2009; SEVERINO et al., 2015; CHIEN, YEN,
MAU, 2015; Li, Yang, Yang, 2015). Também está ilustrado na imagem a capacidade
de interação de um derivado da quitosana (O-quaternário amônio N-acetil tioureia
quitosana) com a membrana celular provocando o aumento da permeabilidade e
quebra da membrana (LI, YANG, YANG, 2015). A possibilidade da quitosana dar
origem a uma membrana polimérica na superfície da célula bacteriana impede a
entrada de nutrientes necessários à célula (LIU et al., 2004(b); LIU et al., 2004(a);
EL-TAHLAWY et al., 2005). Outra atividade da quitosana seria a interação entre os
produtos de hidrólise difundidos e o DNA do microrganismo que pode inibir o mRNA
e afetar a síntese protéica (YUAN et al., 2016). A atividade quelante da quitosana
também intereferiria no crescimento microbiano, ao sequestrar nutrientes e metais
essenciais (LI et al., 2010; CHIEN, YEN,MAU, 2015; YUAN et al., 2016).
Figura 5 - Ação bactericida da quitosana
(Fonte: HOSSEINNEJAD, JAFARI, 2016)
Alguns fatores tem influência direta na atividade antibacteriana da quitosana.
O primeiro aspecto importante, conforme citato anteriormente, é o pH. A atividade
bactericida da quitosana é maior em pH ácido devido à ionização dos grupos aminos
37
(DEVLIEGHERE, VERMEULEN, DEBEVERE, 2004). Quando em contato com meio
alcalino, os grupos amino ficam desprotonados e, portanto, a quitosana tende a
precipitar (GÓMEZ-ESTACA et al., 2010). Outro aspecto que influencia nesta
propriedade da quitosana é a sua massa molar que interefere no mecanismo de
ação bactericida. A quitosana de alta massa molar age dificultando a entrada de
nutrientes essenciais à manutenção da célula. Uma vez que não é capaz de
atravessar a membrana celular, a quitosana cria uma espécie de barreira na
superfície da membrana celular, aterando sua permeabilidade e provocando, por fim,
seu rompimento (LI et al., 2010(a), LI et al., 2010(b)). Por outro lado, as moléculas
de quitosana de baixa massa (<5000kDa) conseguem adentrar a célula do micro-
organismo, penetrar no núcleo da mesma e se ligar ao DNA, impedindo a síntese
proteica (CHIEN, YEN, MAU, 2015).
Com relação a concentração, quanto maior ela for, a quitosana agirá criando
uma película em torno da célula e impedindo a fuga de elementos intracelulares. No
caso contrário, em baixas concentrações, a quitosana mata a célula por meio de
uma indução da fuga de componetes intracelulares ao se ligar a membrana celular e
provocar uma desorientação (LIM, HUDSON, 2004)
Quanto ao grau de desacetilação da quitosana, ele tem fundamental
importância na sua ação bactericida, visto que é ele que determina a presença em
maior ou menor quantidade dos grupos amino. Logo, de forma geral, pode-se dizer
que quanto maior for o grau de desacetilação maior será a solubilidade do polímero
em ácido acético e, portanto, mais positivamente carregada estará a cadeira e a
atividade bactericida será mais intensa (TOLAIMATE et al., 2003).
3.4 Alginato de Sódio
O alginato de sódio é um polímero composto por macromoléculas aniônicas,
obtido a partir de algas marrons e produzido por bactérias (DEKAMIN et al., 2016). É
muito utilizado para o desenvolvimento de géis e micropartículas devido as suas
propriedades físicas e químicas (GOH, HENG, CHAN, 2012). Este polímero aniônico
é biodegradável, biocompatível, mucoadesivo, não tóxico, não imunogênico e de
baixo custo. Estas propriedades podem variar de acordo com a sequência da cadeia
do polímero que é composta por resíduos de ácido α-L-gulurônico (G) e ácido β-D-
manurônico (M) que são unidos por ligações 1,4-glicosídicas (Figura 6). Na estrutura
também são encontrados dímeros MG que possuem a mesma proporção dos dois
38
monômeros (PAWAR, EDGAR, 2012; LEE, MOONEY, 2012). Esta variação existe
em função da procedência do alginato, mas pode ser modificada (PAWAR, EDGAR,
2012).
Figura 6 - Estrutura química do Alginato
(Fonte: DEKAMIN et al., 2016)
A primeira vez em que o alginato foi aplicado em métodos de encapsulação
foi em 1980 por Lim e Sun (PAQUES et al., 2014) e a partir de então inúmeras
pesquisas a respeito foram realizadas. O alginato é um dos materiais mais utilizados
na área (VOS et al., 2006; ANTOSIAK-IWARISKA et al., 2009).
Grande parte dos estudos com alginato gelificado produz partículas com um
diâmetro maior que 100µm, embora partículas menores de até 1µm apresentem um
leque de vantagens sobre as primeiras. As nanopartículas possuem maior força
mecânica e superfície de contato, além de conseguirem passar por canais e agulhas
significantemente menores. Apesar das nanopartículas serem interessantes para
liberação controlada de drogas, o alginato é mais utilizado na confecção de
partículas de dimensão micro (PANYAM, LABHASETWAR, 2003; CHO et al., 2008).
O alginato tem sido aplicado em uma grande variedade de métodos de
produção de micropartículas. Grande parte das experiências se baseia na técnica de
gelificação externa, em que se adiciona uma solução de alginato a um banho
contendo cátion (RIBEIRO et al., 2005). Para que ocorra a formação de partículas e
a gelificação, mistura-se o alginato na substância que será encapsulada. Além disso,
com o objetivo de formar um complexo polieletrólito, o alginato também pode
interagir com um polímero catiônico, como a quitosana (GASEROD, SANNES,
SKJAK-BRAEK, 1999; PAQUES et al., 2014).
Bloco G Bloco GM Bloco M
39
Neste estudo o fármaco selecionado para incorporação nas microcápsulas foi
o Triclosan que possui propriedade bactericida e fungicida e já é utilizado pela
indústria há algum tempo em produtos de higiene pessoal.
3.5 Triclosan
Entre os fármacos amplamente utilizados como agente antimicrobiano em
produtos de cuidados pessoais – pasta de dentes, sabonetes, produtos para limpeza
de pele e em enxaguantes bucais – está o Triclosan (TCS, 5-cloro-2-(2,4-
diclorofenoxi) (DAYAN, 2007). Sua estrutura química é muito próxima a dos
estrógenos não-esteroidais e sua aplicação é regulamentado pelas administrações
de comida, drogas e de proteção ao meio ambiente (ISHIBASHI et al., 2004; LOUIS,
HALLINGER, STOKER; 2013).
Esta substância possui propriedade bactericida contra vários tipos de
bactérias, pois tem capacidade de impedir a ativação da principal proteína
necessária para a síntese de ácidos graxos. O Triclosan também possui propriedade
fungicida (HEALTH et al, 2000). É considerado um fármaco com baixa toxidade e,
portanto, seguro (KWON et al., 2013).
Além das aplicações já citadas, o TCS também é encontrado em produtos
para limpeza de casa, e em processos de manufatura de têxteis e plásticos. Estudos
apontaram um uso anual de aproximadamente 350 toneladas de Triclosan na
Europa e de 300 toneladas nos EUA (HALDE, PAULL, 2005). Este agente é aplicado
em quantidades que oscilam entre 0,1% e 0,3% (m/m) e está presente em mais de
700 produtos com propriedade bactericida (DANN, HONTELA, 2011).
Foram realizados alguns testes em animais com a finalidade de se identificar
possíveis efeitos colaterais nos níveis de hormônios da tireoide devido à
administração de Triclosan (CROFTON et al., 2007; PAUL et al., 2010; ZORILLA et
al., 2009). Nos ratos, foi constatada uma redução desses níveis, entretanto, não
existem comprovações de que o mesmo ocorreria em seres humanos (WITORSCH,
2014). Inclusive, estudos desenvolvidos por Cullinan et al. (2015), analisaram os
efeitos do uso de pasta de dentes com Triclosan e concluíram que o uso contínuo
por mais de quatro anos não provoca nenhuma alteração nas funções da tireoide em
humanos. Pesquisas também demonstraram que o uso desta pasta de dente com
TCS por mais de quatro anos, de maneira ininterrupta, também não causam
40
alterações hematológicas ou bioquímicas no corpo humano (RODRICKS et al.,
2010).
4 MATERIAIS E MÉTODOS
4.1 Materiais
A quitosana utilizada neste estudo foi comercial (Sigma Aldrich, St. Loius,
USA), procedente da purificação de quitina extraída de cascas de camarões com no
mínimo 75% de desacetilação. Foi utilizado o alginato comercial (Sigma Aldrich, St.
Loius USA), em forma de pó branco. O Triclosan utilizado foi de grau farmacêutico
(U.S.P.) em forma de pó branco e os solventes foram de grau analítico.
4.2 Métodos
4.2.1 Estudo das Condições de Obtenção das Microcápsulas
O método utilizado para a produção das microcápsulas foi segundo o descrito
por Hui et al (2013) com algumas alterações. Foram realizadas 9 reações sem a
presença do fármaco com o objetivo de otimizar as condições de produção das
microcápsulas. Os parâmetros das reações de 1 a 9 sofreram alterações segundo as
condições mostradas na Tabela 1. Posteriormente, foram realizados testes de
incorporação do fármaco. Três reações, nomeadamente, RTCS 09, RTCS10 e
RTCS11, apresentaram produtos mais próximos aos esperados. As condições
descritas a seguir foram as utilizadas na reação 9 (sem adição de alginato e
Triclosan).
Em um Becker de 40 mL, foi adicionado 1 g de quitosana e 25 mL de uma
solução 2% (v/v) de ácido acético. A solução foi mantida sob agitação durante 24h.
O alginato nesta reação não foi adicionado (Tabela 1). Em seguida foram pesados
3g de surfactante Span-80 que foram adicionados a 150 mL de parafina líquida e
colocados em banho-maria à temperatura de 55ºC sob agitação em torno de 600rpm
(Figura 7). O gel de quitosana foi adicionado à mistura de surfactante e parafina no
banho-maria e a solução foi mantida sob agitação por 20 minutos para atingir
completa homogeneização. A mistura foi então resfriada em um banho de gelo a
uma temperatura de -10°C e o pH foi ajustado para 9 com uma solução de hidróxido
41
de sódio 10% (m/v). Posteriormente foram adicionados, lentamente, 10 mL de uma
solução aquosa de glutaraldeído 25% na reação, utilizando um sistema de spray. O
processo de adição do glutaraldeído levou cerca de 30 minutos e a após a adição a
reação foi mantida por mais 30 minutos sob agitação a fim de se estabilizar as
microcápsulas. Ao término do tempo a mistura foi transferida para tubos de Falcon
de 15mL e centrifugados por 40 minutos, a 5ºC, a uma rotação de 4000rpm. As
microcápsulas foram lavadas com 10 mL de álcool de etílico e 10 mL de éter de
petróleo e, finalmente, secas à vácuo (HUI et al., 2013). Foram realizadas 9 reações
de produção de material sem incorporação de fármaco. Nas quatro primeiras foram
utilizados os dois polímeros (quitosana e alginato) e nas cinco ultimas, optou-se pela
utilização somente da quitosana. Nas reações 1, 2, 3, 4 e 5, o agente reticulante foi
adicionado com a ajuda de uma pipeta de Pasteur, enquanto que nas reações 6, 7, 8
e 9, a adição foi feita com dois tipos de spray. Todas as amostras após o processo
de lavagem foram transferidas para uma placa de petri e mantidas no dessecador
fechado sob vácuo, contendo sílica.
Tabela 1 - Comparação de parâmetros entre as reações iniciais realizadas para fins de acerto de metodologia
Reação
Proporções
Polímeros
Utilizados
Temperatura do
Banho de Gelo
(ºC)
Temperatura (ºC) e
Tempo (mim) de
Centrifugação
R1 1CH: 1Alg -1 5ºC/40min
R2 1CH: 1Alg -10 5ºC/40min
R3 2CH: 1Alg -20 5ºC/40min
R4 1CH: 1Alg -20 5ºC/40min
R5 1CH: 0Alg -20 5ºC/40min
R6 1CH: 0Alg 5 5ºC/60min
R7 1CH: 0Alg 5 5ºC/40min
R8 5CH: 1Alg 0 5ºC/40min
R9 1CH: 0Alg -10 5ºC/40min
42
Figura 7 - Sistema para preparação da reação de microencapsulação contendo banho-maria e agitador mecânico.
Para a produção das microcápsulas com presença do fármaco, o gel de
quitosana foi preparado dissolvendo-se 1g do polímero em 25 mL de ácido acético
2% (v/v) e submetido à agitação magnética por 24h. O gel de alginato foi preparado
da seguinte forma: 0,5% (m/m) de Triclosan foi dissolvido em 5 mL de etanol
absoluto; então 1g de alginato foi disperso nessa solução e, finalmente, 20 mL de
NaOH (0,1M) foram adicionados a fim de se ionizar o alginato. A mistura ficou sob
agitação magnética até completa solubilização. Um volume de 150 mL de parafina
líquida e 3 g de surfactante Span-80 foram adicionados em um Becker de 400 mL e
colocados para aquecer a 55ºC em banho maria, sob agitação mecânica constante.
A esta solução foi adicionado o gel de alginato em gotas. Após a homogeneização,
adicionou-se o gel de quitosana, também em gotas. A emulsão permaneceu sob
agitação e aquecimento por 20 min. Após esse tempo, a emulsão foi resfriada em
um banho de gelo a -10 ºC e permaneceu sob agitação. O pH foi ajustado para uma
faixa 9-10 com solução 10% (m/v) de NaOH e foram adicionados, com o auxílio de
um spray, 10 mL de glutaraldeído 25%. A reação permaneceu no banho de gelo
com agitação por mais 50 minutos. A emulsão foi então transferida para tubos de
falcon de 15 mL e centrifugada por 40 min., a 4000 rpm e 5 ºC. As cápsulas foram
separadas e o sobrenadante descartado. A lavagem das cápsulas foi feita
primeiramente com 50 mL éter de petróleo, 50 mL de etanol e, aproximadamente,
1 L de água destilada e, novamente, 50 mL de etanol. O material foi transferido para
um dessecador contendo sílica e seco a vácuo por 24h. A Tabela 2 apresenta as
diferenças de parâmetros na realização das reações RTCS09, RTCS10 e RTCS11.
43
Tabela 2 - Parâmetros reações com incorporação de Triclosan
Para o estudo da eficiência da atividade bactericida das microcápsulas foram
sintetizadas quatro composições diferentes, com porcentagens distintas de fármaco
contido no material. Portanto foram preparadas microcápsulas contendo 5% e 6% de
triclosan, com as variações contidas na Tabela 3.
Tabela 3 - Variações de porcentagem de TCS nas reações finais
Reação % TCS no gel de
quitosana
% TCS no gel de
alginato Total de TCS
RF2,5 2,5% 2,5% 5,0%
RF3 3,0% 3,0% 6,0%
RF5 0,0% 5,0% 5,0%
RF6 0,0% 6,0% 6,0%
4.2.2 Determinação da Eficiência de Encapsulação
Para a determinação da eficiência de encapsulação do fármaco, foram
realizadas análises de quantificação da presença do triclosan no produto final da
reação, bem como no sobrenadante obtido após a centrifugação. A partir disso e da
quantidade conhecida utilizada na reação, foi possível calcular por diferença quanto
do fármaco utilizado foi realmente encapsulado. Os cálculos feitos foram de acordo
com a Equação 1.
𝐸𝑓𝑖𝑐𝑖ê𝑛𝑐𝑖𝑎 𝑑𝑒 𝑒𝑛𝑐𝑎𝑝𝑠𝑢𝑙çã𝑜(%) =𝑄𝑢𝑎𝑛𝑡𝑖𝑑𝑎𝑑𝑒 𝑟𝑒𝑎𝑙 𝑑𝑒 𝑓á𝑟𝑚𝑎𝑐𝑜
𝑄𝑢𝑎𝑛𝑡𝑖𝑑𝑎𝑑𝑒 𝑡𝑒ó𝑟𝑖𝑐𝑎 𝑑𝑒 𝑓á𝑟𝑚𝑎𝑐𝑜 𝑥 100 (Equação 1)
Reação Ordem de adição dos polímeros Gel de alginato
RTCS09 Quitosana/ Alginato Diluído em NaOH 0,1M
RTCS10 Alginato/ Quitosana Diluído em H2O destilada
RTCS11 Alginato/Quitosana Diluído em NaOH 0,1M
44
A quantificação do Triclosan foi feita por meio de Cromatografia Líquida
(HPLC), no laboratório de Desenvolvimento e Inovação em Farmacotécnica (Deinfar)
do Departamento de Farmácia da FCF/USP do prof. Dr. Humberto Gomes Ferraz.
O método utilizado no HPLC para a identificação e quantificação do TCS foi
de acordo com o descrito por Li et al. (2016) com algumas modificações. O HPLC
utilizado foi um LaChrom elite 2200, da marca Hitachi (Japan) com coluna de
separação HPLC Cartridge LichoCART Purospher (250mm x 4mm, 5µm). As fases
móveis utilizadas foram metanol e água (80/20 v/v) com fluxo de 0,8 mL/min, a 40ºC.
O volume de injeção foi de 10µL e a detecção de comprimento de onda a 220 nm
(UV).
Para a obtenção da curva padrão do triclosan foram preparadas soluções de
100, 50, 10, 5, 3 e 1 µg/mL de triclosan em metanol e analisadas via HPLC.
Para a extração do triclosan das microcápsulas, 100,37 mg das amostras
(RF3) foram dispersas em 25 mL de metanol e permaneceram em um ultrason por
48h. Após esse tempo, a dispersão foi filtrada com um filtro de 0,45 µm.
No caso do sobrenadante, 100 mL foram transferidos para um funil de
separação de 250 mL juntamente com 50 mL de metanol. A mistura foi agitada
manualmente por 5 min e depois o funil foi deixado em repouso por 20 min. Durante
o repouso, a parafina se separou do metanol. A parafina foi descartada e o metanol
foi recolhido para análise em HPLC. Devido à alta concentração de Triclosan o
metanol foi diluído em 10/1000. A extração também foi feita nas soluções de éter de
petróleo e de etanol utilizadas para a lavagem das microcápsulas no final da síntese.
Os resultados obtidos foram substituídos na equação da reta da linearidade
do fármaco e, por fim, as concentrações de cada amostra calculadas.
4.2.3 Microscopia Eletrônica de Varredura (MEV)
As microcápsulas foram avaliadas por MEV. As amostras foram colocadas em
um suporte com fita de carbono e revestidas com platina por 170s. No caso das
amostras com triclosan, o suporte foi preparado da seguinte forma: as amostras
foram dispersas em 2 mL de etanol e gotejadas no suporte sem a fita de carbono. O
etanol foi seco a temperatura ambiente e então as amostras revestidas com platina
por 170s. Foi utilizado um microscópio Quanta 600 FEG da marca FEI do
45
Laboratório de Caracterização Tecnológica LCT do Departamento de Engenharia de
Minas e de Petróleo da Escola Politécnica da Universidade de São Paulo. A
amplitude utilizada para a análise foi de 500 a 20.000 vezes.
4.2.4 Microscopia Confocal
Com o intuito de se verificar a presença dos dois polímeros, quitosana e
alginato, nas microcápsulas sintetizadas, foram utilizados dois corantes
fluorescentes com refletância em comprimentos de onda distintos e o material obtido
foi observado em um microscópio confocal Zeiss - modelo LSM 510-Meta na Central
Analítica do Instituto de Química da Universidade de São Paulo.
A metodologia utilizada para corar os polímeros foi segundo descrito por
CHANG et al. (2012). Foram incialmente preparados 100 mL de gel de quitosana
(4%), diluído em ácido acético 0,2% e gel de alginato (4%), diluído em NaOH 0,1M.
Ao gel de quitosana foram adicionados 200 mg de isotiocianato de rodamina B
(RITC) e 60 mg de 1-Etil-3-(-3-dimetilaminopropil) Cloridrato de carbodiimida (EDC).
Ao gel de alginato foram adicionados 22,73 mg de isotiocianato de fluoresceína
(FITC) e 45,45 mg de EDC. Ambos os géis permaneceram sob agitação magnética,
a temperatura ambiente, por 24h.
Com os géis dos polímeros corados, foi realizado o procedimento de síntese
das microcápsulas conforme descrito no tópico 4.2.1.
4.2.5 Espectroscopia no Infravermelho com Transformada de Fourier (FTIR)
As amostras dos polímeros alginato e quitosana, e dos produtos das reações
R7,R9, RTCS09, RTCS10 e RTCS11 produzidas no laboratório foram previamente
secas em estufa a 60ºC, juntamente com KBr, sendo posteriormente resfriada por 30
minutos em dessecador com P2O5 sob vácuo. Foram preparadas pastilhas de KBr
contendo 250 mg de KBr e 1,5 mg de amostra, que foram compactadas a uma
pressão de 10 Kgf.Cm-2 sob vácuo. A pastilha de referência, foi preparada contendo
apenas KBr. Foram realizadas 32 varreduras na resolução de 4 cm-1. Em um
espectrofotômetro Spectrum One Parkin Elmer foram feitos varreduras de 400 a
4000 cm-1, para cada amostra com resolução de 4 cm-1. Os ensaios foram realizados
no Departamento de Biotecnologia da Universidade de São Paulo, em Lorena, SP.
46
4.2.6 Calorimetria Exploratória Diferencial – DSC e Termogravimetria – TGA
As análises térmicas foram realizadas em amostras dos polímeros puros
(quitosana e alginato), das micropartículas (R7, R9) e das microcápsulas (RTCS09,
RTCS10, RTCS11, RF2,5, RF3, RF5 e RF6).
Foram pesadas 2 mg das microcápsulas que foram colocadas em porta
amostra de alumínio hermeticamente fechados e submetidas a análise em
Calorímetro de Varredura DSC 7020 (Exstar, SII Nano Technology Inc., Japão) com
atmosfera de nitrogênio de 50 mL min-1 e na razão de aquecimento de 10 °C min-1,
na faixa de temperatura de 25 a 350°C. O elemento químico Índio foi utilizado como
padrão para calibrar a escala de temperatura e a resposta de entalpia.
A Termogravimetria foi realizada por meio da termobalança TG/DTA 7200
(Exstar, SII Nano Technology Inc., Japão) com atmosfera de nitrogênio de 100 mL
min-1, utilizando uma massa das amostras de microcápsulas com cerca de 3,5 mg,
na faixa de temperatura de 25 a 600ºC, na razão de aquecimento de 10°C min-1.
Antes dos ensaios, foi verificada a calibração do instrumento empregando-se um
padrão de oxalato de cálcio. As análises de DSC e TGA foram realizadas no
Laboratório de Desenvolvimento e Inovação em Farmacotécnica (Deinfar), no
Departamento de Farmácia da FCF/USP do prof. Dr. Humberto Gomes Ferraz.
4.2.7 Ensaios de Absorção e Perda de Massa
Os experimentos foram realizados em triplicatas. As amostras foram
incialmente secas em estufa a 40ºC por 24h. Em seguida, foram pesadas em torno
de 100 mg das microcápsulas, sem a presença do fármaco, e imersas em 2 mL de
soluções de suor alcalino e ácido. As soluções de suor alcalino e ácido foram
preparadas de acordo com a norma “Ensaio de determinação da solidez de cor ao
suor - NBR ISSO 105 – E04/2014”. Portanto, para o suor alcalino foram utilizados:
0,5 g/L de monoidrocloreto de L-histidina monoidratada (C6H9O2N3.HCl.
H2O);
5,0 g/L de cloreto de sódio (NaCl);
5,0 g/L de ortofosfato dissódico dodecaidratado (Na2HPO4.12 H2O), ou
2,5 g/L de ortofosfato dissódico di-hidratado (Na2HPO4.2 H2O).
47
Os reagentes foram solubilizados e o pH ajustado para 8,0 (±0,2) com
solução de hidróxido de sódio de concentração 0,1 mol/L.
Para o preparo do suor ácido foram utilizados:
0,5 g/L de monoidrocloreto de L-histidina monoidratada (C6H9O2N3.HCl.
H2O);
5,0 g/L de cloreto de sódio (NaCl),
2,2 g/L de ortofosfato monosódico di-hidratado (NaH2PO4.2 H2O).
O pH da solução foi ajustado para 5,5 (±0,2) também com solução de
hidróxido de sódio de concentração 0,1 mol/L.
Os eppendorfs contendo as amostras foram submetidos à agitação constante
(60 rpm) a 37 ºC. Após os períodos de tempo determinados (1, 3, 5, 7, 9, 15, 21,
30 dias) as amostras foram removidas das soluções por filtragem e suas massas
úmidas determinadas. A quantidade de água absorvida foi calculada pela Equação
2.
100mi
mi-wm absorvida água %
(Equação 2)
Em que: mw é a massa da amostra úmida e mi= massa inicial da amostra.
Ao fim de cada teste as amostras foram submetidas à secagem a 40ºC por
24h e novamente pesadas para se determinar a massa seca final de modo que a
perda de massa foi calculada segundo a Equação 3.
100mi
mi-mf massa de perda %
(Equação 3)
Em que: mf = massa final da amostra após a secagem e mi = massa inicial da
amostra.
Este ensaio foi realizado com amostras de quitosana e alginato sem a
presença do fármaco, pois a finalidade do experimento foi verificar a resistência do
involucro das microcápsulas à umidade, bem como o comportamento referente à
capacidade de absorção dos polímeros visto que os polissacarídeos usados tendem
a absorver um grande volume de água.
48
4.2.8 Ensaio de Liberação in Vitro
Foram realizadas análises de liberação in vitro para se avaliar a
potencialidade de liberação do fármaco contido nas microcápsulas. Essas análises
consistiram em dispersar 0,5 g de triclosan puro em 100 mL do meio que seria
utilizado na dissolução (método para análise de liberação in vitro). Também foram
avaliadas amostras de soluções do meio após o contato com microcápsulas RF2,5
por 24h. Uma vez que o tecido contendo as microcápsulas estaria em contato com a
pele humana, foi determinado que o meio utilizado no ensaio seria solução de suor
(ácida e básica) e, portanto, aquosa. A dispersão foi mantida sob agitação constante
de 100 rpm e temperatura de 37ºC por 24h. Após esse tempo, foram recolhidas
amostras das soluções e o TCS quantificado por meio de HPLC. Essas análises
foram realizadas no Laboratório de Desenvolvimento e Inovação em Farmacotécnica
(Deinfar) do Departamento de Farmácia da FCF/USP do prof. Dr. Humberto Gomes
Ferraz.
4.2.9 Teste de avaliaçao da atividade antimicrobiana das microcápsulas
O teste de atividade bactericida das microcápsulas foi realizado de acordo
com o descrito por ROMÁN et al. (2016). A atividade antibacteriana do material foi
avaliada em relação à bactéria gram-negativa Escherichia coli e à gram-positiva
Staphylococcus aureus.
As bactérias foram incubadas em caldo de soja tríptica (TSB) por 18h a 37ºC.
Então, a suspensão bacteriana obtida foi diluída com TSB estéril a fim de se atingir
turbidez equivalente à solução padrão de McFarland 0,5, que resultou em uma
solução contendo 1.5 x 108 unidades formadoras de colônia por mililitro. Em seguida,
as bactérias foram inoculadas em uma placa de petri contendo ágar de soja tríptico
(TSA) com bactérias. Este processo foi feito de modo a garantir uma distribuição
uniforme das bactérias. Por fim, 20 mg de microcápsulas foram colocados no meio
da superfície com o auxílio de um cilindro de aço de 6mm de diâmetro. O cilindro foi
removido e a placa incubada por 24h a 37ºC. . Este ensaio foi realizado no
49
Laboratório de Microbioma e Genética Bacteriana, no Departamento de
Microbiologia e Imunologia da UNESP.
4.2.10 Análises Físicas para Caracterização dos Tecidos
Os substratos texteis utilizados foram tecidos planos com composição 100%
algodão e estrutura em forma de sarja e tela. Foram caracterizados por gramatura
(NBR 10591), densidade de fios (NBR 10588), título dos fios (NBR 13216) e
propriedade de tração (NBR ISO 13934-2), com e sem acabamento a fim de se
verificar se a presença das resinas interfere nas suas características.
As amostras para os ensaios físicos foram condicionadas, conforme a norma
ABNT NBR ISO 139, por 24h em uma climatizadora M 250 – RH, da Mesdan S.p.a.
(Itália) a temperatura de 20ºC (±2 ºC) e humudade relativa de 64% (±4%).
4.2.10.1 Determinação da Gramatura
A determinação da gramatura dos tecidos utilizados foi realizada conforme a
norma brasileira ABNT NBR 10591. De cada amostra previamente condicionada,
foram cortados cinco corpos de prova de (10 x 15) cm contendo fios de trama e
urdume distintos. Todos os corpos de prova foram retirados com distância mínima de
10 cm das ourelas das amostras e foram pesados e suas massas obtidas em
gramas. Foi calculada a média aritmética dos valores obtidos e o resultado
expressado em gramas por metro quadrado.
4.2.10.2 Determinação da densidade de fios As determinações das densidades de fios dos tecidos sarja e tela foram
realizadas com base na norma brasileira ABNT NBR 10588, com alteração do
tamanho dos corpos de prova. As amostras foram previamente condicionadas em
atmosfera padrão e, com auxílio de lente conta fio, foram realizadas as contagens da
quantidade de fios de trama e de urdume por cm em cinco corpos de prova de
1 cm², contendo séries de fios diferentes. As médias aritméticas foram calculadas e
os resultados expressos em números de fios/cm.
50
4.2.10.3 Determinação do título dos fios Para a determinação do título dos fios foi utilizada como referência a norma
brasileira ABNT NBR 13216. Foram retirados dez fios de urdume e dez fios de trama
aleatórios de cada amostra. Todos os corpos de prova foram retirados com no
mínimo 520 mm, conforme definido pela norma. Os fios foram condicionados em
atmosfera padrão por 24h e, em seguida, medidos e pesados. Foi calculada a média
aritmética e os resultados expressados em Tex (g/1000 m de fio).
4.2.10.3 Propriedades de tração dos tecidos – Método Grab teste
A resistência à tração dos tecidos foi avaliada de acordo com a norma
brasileira ABNT NBR ISSO 13934-2 que determina a força máxima utilizando o
método grab teste. Para cada amostra foram preparados cinco corpos de prova com
dimensões de 100 mm de largura por 150 mm de comprimento. Em cada um deles,
foi desenhada uma linha paralela aos fios de urdume e trama, com distância de
38 mm de uma borda. Foi utilizado um dinamômetro Instron (Norwood,
Massachusetts, EUA), com a distância entre as garras ajustadas para 75 mm, com
velocidade de extensão definida para 50 mm/m. Os corpos de prova já
condicionados em atmosfera padrão foram posicionados no equipamento de forma
que as linhas desenhadas coincidiram com a extremidade de uma das garras e que
a linha central longitudinal do tecido estivesse centralizada em relação às arestas
das garras. O dispositivo foi ajustado para registrar a força máxima e de ruptura em
Newtons de todos os corpos de prova. Os testes de tração foram realizados no dia
12 de maio de 2017 em que, segundo dados do INPE (Instituto Nacional de
Pesquisas Espaciais) a temperatura era de 23ºC e a umidade relativa era de 53%.
4.2.11 Aplicação das Microcápsulas em Material Têxtil
As microcápsulas foram aplicadas em tecidos planos, 100% algodão,
alvejados que foram devidamente caracterizados. Para tanto, elas foram colocadas
em água destilada (1:10) e ficaram sob agitação por 10 minutos. Para auxiliar na
fixação das microcápsulas foram testadas as resinas ACRYLUX HTS 200 (Lumen
51
Química) e Zelan (Huntsman) no tecido em uma concentração de 20 g/L (HUI et al.,
2013). Os tecidos foram fourladados a uma pressão de 1 Bar e velocidade de
0,031 m/min, com pick-up de 80% e depois secos a 110ºC por 5 minutos. No caso
dos tecidos em que foi aplicada a resina Zelan, após a secagem também foi feita
polimerização a 130ºC por 60 segundos.
4.2.12 Ensaio de Resistência a Lavagens do Acabamento dos Tecidos
Funcionalizados com Microcápsulas
Os tecidos de sarja com o acabamento de microcápsulas antimicrobianas,
com resina Acrylux HTS 200 (Lumen Química) e Zelan (Huntsman) foram
submetidos aos testes lavagem a fim de se avaliar a duração do acabamento
utilizando como base a norma NBR ISO 105-C06 – Solidez de cor à lavagem
doméstica e comercial, com algumas alterações. A escolha de fazer esta análise
apenas com a sarja foi devido à melhor adesão das micropartículas à estrutura do
tecido.
Foram analisados corpos de prova de 10 cm x 4 cm contendo microcápsulas
com as duas formulações finais que apresentaram melhores resultados no ensaio de
atividade bactericida (RF2.5; RF3).
Não se utilizou tecido testemunha, pois o intuito do ensaio foi analisar a
resistência do acabamento à lavagem e não a transferência de cor para outros
artigos. Logo, fez-se uma adaptação da norma NBR ISSO 105-C06. A solução de
lavagem foi preparada dissolvendo-se 4 g de detergente WOB (sem branqueador
óptico) em 1 litro de água, e então 150 mL dessa solução foram acionados à caneca
de aço inoxidável, juntamente com dez esferas, também de aço inoxidável de 6 mm
de diâmetro e o corpo de prova. A lavagem foi feita segundo o ensaio A1M que
simula cinco lavagens domésticas, e tem como parâmetros temperatura a 40ºC,
tempo de 45 minutos, dez esferas de aço e pH não ajustado. Ao final do período de
lavagem as amostras foram enxaguadas duas vezes, por 1 minuto cada, com duas
porções de 100 mL de água a 40ºC. O excesso de água foi removido e os tecidos
secos em rama a 60ºC. O ciclo foi repetido quatro vezes, equivalendo a 20 lavagens.
52
4.2.13 Ensaio de branqueamento das microcápsulas
A fim de branquear as microcápsulas, foi realizada uma reação de redução com
peróxido de hidrogênio a 50%. Foram pesados 300 mg de microcápsulas que foram
imersas em 15 mL de H2O2 e deixadas em repouso por 24h. Após 24h foram
adicionados mais 15 mL de peróxido e deixado em repouso por mais 2 horas.
53
5 RESULTADOS E DISCUSSÃO
5.1 Estudo das Condições de Obtenção das Microcápsulas
Todas as reações resultaram em produtos particulados, com aspecto de pó.
Foi possível observar a variação de cor entre as amostras (Figura 8). As reações 1,
2, 3 e 4 apresentaram uma cor clara, entre branco e bege. As reações 5, 8 e 9, em
termos de cor, apresentaram um aspecto esverdeado e após uma média de sete
dias dentro do dessecador sob vácuo e em presença de sílica a intensidade da cor
tornou-se mais clara (Figuras 8e, 8h e 8i). E, por último, as reações 6 e 7 (Figuras 8f
e 8g) apresentaram visualmente uma coloração avermelhada/acastanhada, bem
como um aspecto aglomerado. Essa variação na coloração dos produtos obtidos
pode estar relacionada à oxidação do glutaraldeído.
Efeitos de alteração de cor devido à concentração de glutaraldeído e valores
de pH no tratamento das amostras de pericárdio bovino também são relatados na
literatura. Este fato foi observado por Baucia (2005). Nos estudos com o pericárdio
bovino tratado em condições de pH ˃ 7,4, as amostras adquiriram uma cor amarela-
âmbar, mais escura do que aquelas tratadas em pH fisiológico. A coloração branca
retornou após a sua redução com o borohidreto de sódio. Efeitos da influencia da
temperatura também foram relatados (BAUCIA, 2005).
54
Figura 8 - Amostras dos produtos das reações sem Triclosan
(a) Produto da reação R1 (b) Produto da reação R2
(c) Produto da reação R3 (d) Produto da reação R4
(e) Produto da reação R5 (f) Produto da reação R6
(g) Produto da reação R7 (h) Produto da reação R8 (i) Produto da reação R9
55
As reações R2, R5, R6 e R8 foram eliminadas em função das características
dos produtos obtidos. A reação R2 foi realizada de forma muito aproximada a R1; a
R5 apresentou microesferas muito grandes devido à utilização de uma pipeta
Pasteur para a adição do glutaraldeído; a R6 foi realizada com metodologia idêntica
a R7; e R8 apresentou aspecto particulado, porém sem indícios de formação de
esferas. Além disso, buscou-se seguir uma lógica de alteração de proporções
quitosana e alginato, em que a presença do alginato foi diminuindo no sentido de R1
a R9, com exceção da reação R4 em que se focou apenas na alteração do
parâmetro temperatura. Portanto, as análises de caracterização foram realizadas em
R1, R3, R4, R7 e R9.
Na Figura 9 estão os produtos das reações realizadas com a presença do
fármaco. Todos apresentaram aspecto de um pó fino, solto e de cor amarelada/
esverdeada. Após alguns dias, essas cores tenderam a ficar acastanhadas,
novamente, devido à oxidação.
Figura 9- Amostras dos produtos das reações com Triclosan
(a) Produto da reação RTCS09 (b) Produto da reação RTCS10
(c) Produto da reação RTCS11
56
Na Figura 10, estão as imagens das microcápsulas produzidas nas reações
RF2,5; RF3; RF5 e RF6, contendo, respectivamente, 2,5% de triclosan no núcleo de
alginato e no revestimento de quitosana; 3% de triclosan no núcleo de alginato e no
revestimento de quitosana; 5% de triclosan apenas no núcleo de alginato e 6% de
triclosan no núcleo de alginato. Todas apresentaram coloração acastanhada depois
de secas devido, provavelmente à oxidação. A cor pode ser convertida para branco
por meio de redução com solução 50% de H2O2 por 28 horas.
Figura 10 - Produtos das reações RF2.5; RF3; RF5; RF6
(a) Produto da reação RF2.5 (b) Produto da reação RF3
(c) Produto da reação RF5 (d) Produto da reação RF6
5.2 Determinação da Eficiência da Encapsulação
Foram preparadas soluções de triclosan nas concentrações de 1, 3, 5, 10, 50
e 100 µg/mL e feita uma curva padão do fármaco expressa na Figura 11. Na Tabela
4 estão as áreas dos picos obtidos nas análises por Cromatografia Líquida de cada
concentração. O tempo de retenção foi de 11 minutos, e foi possível observar que o
57
pico referente ao fármaco teve início aos 4,82 minutos. A equação da reta obtida
pela linearidade foi y=412920x + 351693, com R²=0,9992. A partir da equação foram
determinadas as concentrações de triclosan presente nas amostras de
microcápsulas e sobrenadante analisados.
Tabela 4 - Áreas dos picos referentes ao triclosan presente nas soluções utilizadas para o cálculo da curva padrão
Concentração da solução (µ/mL) Área dos picos
100 41208037
50 21869456
10 4687456
5 2192182
3 1313095
1 623336
Figura 11 – Curva padrão do triclosan
Em ambas as análises, das amostras das microcápsulas RF3 e do
sobrenadante, o pico referente ao triclosan foi identificado. Notou-se, porém, que o
cromatograma da amostra de sobrenadante apresentou maior área do pico
0 20 40 60 80 100
0
1x107
2x107
3x107
4x107
Áre
as d
os p
icos
Concentração de Triclosan (ug/mL)
Equation y = a + b*x
Plot Áreas dos picos
Weight No Weighting
Intercept351693,15734 ± 276011,73101
Slope 412919,54471 ± 6014,72178
Residual Sum of Squares 1,13955E12
Pearson's r 0,99958
R-Square(COD) 0,99915
Adj. R-Square 0,99894y = 412920x + 351693
R² = 0,9992
58
relacionado ao fármaco em relação ao pico obtido com as amostras de
microcápsulas, indicando maior concentração do mesmo no primeiro caso. Logo,
pode-se dizer que durante o processo de síntese das microcápsulas, ocorreu uma
perda considerável do fármaco para o meio em que a reação foi realizada. Isso se
deve à solubidade do triclosan em meios oleosos.
A partir da equação da reta da linearidade e das áreas obtidas nos
cromatogramas, foram calculadas as concentrações de triclosan presentes em cada
amostra. Portanto, as áreas dos picos de triclosan obtidos foram substituídas na
Equação 4.
𝑥 =𝑦−351639
412920 𝑥 𝑓𝑎𝑡𝑜𝑟 𝑑𝑒 𝑑𝑖𝑙𝑢𝑖çã𝑜 (Equação 4)
Na Tabela 5 estão descritas as áreas dos picos e as concentrações de
triclosan encontradas nas amostras.
Tabela 5 - Concentrações de triclosan nas amostras RF3 analisadas por HPLC
Amostra Área do pico Concentração de
triclosan
Massa de
triclosan
Sobrenadante 1º
extração 4664203,00
1044,40 µg/mL
11,15388 mg Sobrenadante 2º
extração 803805,00
109,50 µg/mL
Microcápsulas RF3
(100mg) 715955,67
3,53 µg/100mg de
Microcápsulas
35,3 µg
Considerando-se que a soma das massas encontradas (11,1891 mg) a partir
das concentrações de triclosan nas microcápsulas e no sobrenadante não resulta na
massa teórica total (120 mg), pode-se assumir que não houve extração total do
fármaco presente nas partículas. Portanto, o cálculo da eficiência da encapsulação
pode ser feito a partir da diferença entre a massa de fármaco teórica (acrescentada
no início da reação de síntese) e a massa encontrada no sobrenadante. A partir das
concentrações, calculou-se a eficiência de encapsulamento por diferença. Os
cálculos (Tabela 6) revelaram uma eficiência de 80,78% para a reação de síntese
das microcápsulas RF3.
59
Tabela 6 - Cálculos da eficiência de encapsulação
Concentração
teórica
Concentração do
sobrenadante Eficiência de encapsulação
6% de TCS sobre a
massa de 2g de
polímero
1,15 mg TCS ---100 mg MC
x-------------2000 mg MC
x= 23,06 mg de TCS no
sobrenadante de 1000mg de
MC
120 mg −23mg
120 mg𝑥 100= 80,78%
5.3 Microscopia Eletrônica de Varredura (MEV)
Para a discussão desses resultados, torna-se importante destacar, que todo o
material produzido sem a incorporação do alginato com fármaco não se caracteriza
como microcápsulas, conforme referenciado na literatura. Uma vez que a
microcápsula é definida pela presença de um núcleo contendo o princípio ativo
revestido por uma membrana polimérica, os produtos das reações sem alginato são,
na verdade micropartículas de forma esférica. As microesferas, ainda conforme a
literatura, contém o fármaco disperso de forma uniforme. Devido à ausência do
alginato com triclosan, o material sintetizado nas reações de R1 a R9 foi classificado
como micropartícula (SILVA et al., 2003, SIEPMANN, SIEPMANN, 2012). O
desenvolvimento dessas partículas foi importante no sentido de se acertar a
metodologia de síntese de um produto em escala micrométrica e de formato
esférico.
A Figura 12 apresenta as imagens de MEV realizada do produto da primeira
reação, na qual foi utilizada a mesma proporção de quitosana e alginato, sem a
incorporação do fármaco.
60
Figura 12 - Microscopia Eletrônica de Varredura reação R1 (Quitosana: 1 Alginato, sem incorporação do fármaco)
(a) (b)
(c) (d)
Ampliações (a) 500x; (b) 2.000x; (c) 5.000x; (d) 10.000x.
Foi possível observar nas Figuras 12a e 12b, que não houve formação de
micropartículas esféricas e sim de aglomerados com superfície irregular. Quando
analisada com ampliações de 5.000 x e 10.000 x (Figuras 12c e 12d) foi possível
observar na superfície das amostras formas arredondadas, sugerindo uma tendência
à formação de micropartículas esféricas.
Na Figura 13 (Reação R3) foi possível observar uma maior tendência para a
formação de micropartículas esféricas em comparação com as imagens do produto
de R1, mostradas na Figura 12. Foi possível observar novamente a formação de
61
aglomerados e a presença de algumas formas mais arredondadas, todos com
superfícies irregulares (Figura 13a). Nas imagens com ampliações de 5.000 x,
10.000 x e 20000 x (Figuras 13b, 13c, 13 d), foram identificadas pequenas esferas
nessas superfícies.
Figura 13 - Microscopia Eletrônica de Varredura da reação R3 (Relação 2:1 quitosana e alginato, sem incorporação de fármaco).
(a) (b)
(c) (d)
Ampliações (a) 500x; (b) 5.000 x; (c) 10.000 x; (d) 20.000 x.
62
Apesar da tendência a formação de micropartículas esféricas, o produto de
R3 ainda não foi satisfatório, pois não apresentava forma esférica regular. Portanto,
para verificar se o alginato estaria interferindo na reticulação da quitosana, foi
realizada reação sem alginato, somente com a quitosana (R7).
Previamente à produção de micropartículas constituídas apenas de quitosana,
realizou-se uma reação R4 com a mesma proporção de quitosana e alginato (1:1),
entretanto com temperatura menor (-20ºC) às utilizadas nas reações R1 (-1ºC) e R2
(-10ºC) para se analisar possíveis alterações, bem como formação de
micropartículas esféricas devido à mudança deste parâmetro. A Figura 14 mostra os
resultados obtidos na MEV.
Figura 14 - Microscopia Eletrônica de Varredura da reação R4 (relação 1:1 quitosana e alginato, sem incorporação de fármaco).
(a) (b)
(c) (d) Ampliações (a) 2000 x; (b) ampliação de 5000 x; (c) ampliação de 10.000 x; (d) ampliação de 20.000
x.
63
A imagem de MEV da amostra R4, novamente, não revelou formação de
esferas perfeitas e sim resultados aproximados ao da reação R1, com
conglomerados de superfície irregular, com alguns relevos arredondados o que
sugere um início de formação de uma estrutura globular.
A Figura 15 mostra a MEV da reação R7, realizada utilizando somente o
polímero quitosana. A partir das imagens de microscopia foi possível constatar a
formação de algumas microesferas perfeitas, e algumas ligeiramente irregulares.
Todas com superfícies lisas.
Figura 15 - Microscopia Eletrônica de Varredura da reação R7 (sem adição de
alginato e fármaco).
(a) (b)
(c)
Ampliação de (a) 300 x; (b) 500 x; (c) 500 x.
64
Portanto a presença somente do polímero quitosana, somado à adição de
glutaraldeído por método de spray tornou mais eficaz a síntese das microesferas.
Com relação ao tamanho das partículas, foi possível observar uma variação
considerável, mas todas possuíam escala micrométrica. Esta variação pode ser
atribuída ao controle na adição do agente reticulante. O glutaraldeído foi adicionado
com o auxílio de um spray com um jato muito carregado, desta forma gerando
gotículas grandes que levou a formação de micropartículas maiores. A reação R9 foi
realizada com a adição de glutaraldeído utilizando um spray com jatos mais
dispersos o que possibilitou a formação de micropartículas menores, conforme se
observa na Figura 16.
A reação R9, assim como R7, foi realizada apenas com o polímero quitosana,
porém em diferente temperatura do banho de gelo. Conforme mostrado na Tabela
1, R9 foi feita a -10ºC e R7 a 5ºC. A Microscopia Eletrônica de Varredura mostrou
micropartículas maiores, com superfícies irregulares e com crateras (Figura 16a e
16b). Com a ampliação de 2000 x e 15.000 x (Figura 16c e 16d) foi possível
observar o interior dessas crateras e identificar esferas menores e com superfícies
lisas.
65
Figura 16 - Microscopia Eletrônica de Varredura da reação R9 (sem adição de
alginato e fármaco).
(a) (b)
(c) (d)
Ampliação de (a) 500 x; (b) 2.000 x; (c) 2.000 x; (d) 15.000 x
As Figuras 17, 18 e 19 mostram as imagens obtidas por Microscopia
Eletrônica de Varredura de amostras dos produtos das reações RTCS09, RTCS10 e
RTCS11, respectivamente.
66
Figura 17 – Microscopia Eletrônica de Varredura do produto da reação RTCS09
(a) (b)
(c)
(a) ampliação de 10.000 x; (b) ampliação de 20.000 x (c) ampliação de 16.000 x .
Foi possível encontrar partículas de formato relativamente esférico em todas
as amostras, sendo que a amostra RTCS11 era a que as continha em maior
quantidade. A maioria das microcápsulas apresentou uma superfície rugosa/
irregular, mas foi possível encontrar algumas com faces lisas (Figura 19c e 23d).
67
Figura 18 - Microscopia Eletrônica de Varredura do produto da reação RTCS10
(a) (b)
(c)
(a) ampliação de 5.500 x; (b) ampliação de 4.300 x; (c) ampliação de 10.000 x.
68
Figura 19 - Microscopia Eletrônica de Varredura do produto da reação RTCS11
(a) (b)
(c) (d)
(e)
(a) ampliação de 200 x; (b) ampliação de 180 x; (c) ampliação de 5.000 x; (d) ampliação de 2.800
x; (e) ampliação de 2000 x.
69
Os resultados de MEV mostram que a reação RTCS11 foi a que apresentou uma
maior quantidade de microcápsulas esféricas. A metodologia da reação RTCS11 foi
adotada como a mais adequada para a síntese das microcápsulas.
5.4 Microscopia Confocal
A partir das imagens obtidas na microscopia confocal ficou clara a presença
de ambos os polímeros, quitosana e alginato, nas micropartículas. Conforme é
possível observar na Figura 20, nas quatro imagens obtidas (a, b, c e d) as
microcápsulas puderam ser detectadas dentro dos comprimentos de onda de ambos
os corantes utilizados. A Figura 20 a-1, b-1, c-1 e d-1 mostra as imagens das
micropartículas de forma esférica quando foram submetidas à luz fluorescente para
detecção do corante RITC, utilizado na quitosana; em seguida, na Figura 20 a-2, b-
2, c-2 e d-2 observou-se as mesmas amostras foram submetidas a luz fluorescente
para a detecção do corante FTIC, utilizado no alginato; e na ultima coluna na Figura
20 a-3, b-3, c-3 e d-3 as imagens 1 e 2 estão sobrepostas. Como os dois corantes
são detectados a comprimentos de ondas distintos, pode-se afirmar que a presença
dos dois polímeros foi constatada.
70
Figura 20 - Imagens obtidas na microscopia confocal: (a-1), (b-1), (c-3) amostras sob luz fluorescente para detecção do RITC; (a-2), (b-2), (c-2) amostras sob luz fluorescente para detecção do FITC; (a-3), (b-3), (c-3) amostras com luzes sobrepostas para a detecção dos dois corantes.
(a-1) (a-2) (a-3)
(b-1) (b-2) (b-3)
(c-1) (c-2) (c-3)
(d-1) (d-2) (d-3)
5.5 Espectroscopia no Infravermelho com Transformada de Fourier (FTIR)
Os espectros de FTIR dos polímeros alginato e quitosana apresentaram
bandas e picos muito próximos aos encontrados na literatura. No espectro da
quitosana (Figura 21a), a 3425 cm-¹ observou-se uma banda forte e larga referente à
71
ligação axial O-H e estiramento de NH. A banda em 2872 cm-¹ refere-se ao
estiramento de C-H e, posteriormente, uma banda discreta a 1601 cm-¹ de
deformação angular da ligação N-H dos grupos amino. A banda a 1651 cm-1 está
relacionada ao estiramento axial C=O dos grupos acetamidos. O espectro
apresentou uma pequena banda a 1420 cm-¹ referente à ligação de estiramento axial
do C-N e deformação angular de N-H. Observou-se uma banda em 1380 cm-1 mais
intensa relacionada à deformação simétrica do CH3 (DE BRITTO, CAMPANA-
FILHO, 2004). Por fim, a banda a 1080 cm-¹ relaciona-se a vibrações de estiramento
de pontes glicosídicas, C-O e C-O-C de estiramento (COZZARI et al., 2015).
Figura 21 - Espectro de FTIR dos polímeros
(a)
(b)
(a) polímero quitosana; (b) polímero alginato
4000 3500 3000 2500 2000 1500 1000 500
80
100
120
140
160
Tra
nsm
itância
(%
)
Número de ondas (cm-1
)
3425
2872
1651
1422
1380
1080
1601
4000 3500 3000 2500 2000 1500 1000 500
0
20
40
60
80
100
1031
1618
3454
1417
2929
Tra
nsm
itâ
ncia
(%
)
Número de onda (cm-1)
a
72
A amostra de alginato de sódio, conforme mostra a Figura 21b, apresentou
uma banda larga a 3454 cm-¹ referente à deformação axial das ligações OH. A
2929 cm-¹ verifica-se uma banda mais estreita relacionada à deformação axial de C-
H (HUA et al., 2010; SILVERSTEIN et al., 2007; ISLAM et al., 2010). Ainda se
verificam no espectro, bandas a 1417 cm-¹ e 1618 cm-¹ relacionados a vibrações de
estiramento dos grupos carboxila e um pico a 1031 cm-¹ conferido à vibração de
estiramento das ligações C-OH (HUI et al., 2013).
Figura 22 – Espectro de FTIR das amostras de micropartículas
(a) Micropartículas obtidas na reação R7
(b) Micropartículas obtidas na reação R9
4000 3500 3000 2500 2000 1500 1000 500
0
20
40
60
80
100
Tra
nsm
itância
(%
)
Número de ondas (cm-1)
R7
4000 3500 3000 2500 2000 1500 1000 500
0
20
40
60
80
100
Tra
nsm
itâ
ncia
(%
)
Número de ondas (cm-1)
R9
73
As reações R7 (Figura 22a) e R9 (Figura 22b) apresentaram espectros muito
próximos ao do polímero de quitosana utilizado nas reações. Observou-se que nos
produtos das reações (R7 e R9) houve uma intensificação da banda a 2924 cm-¹, e
na R9, observa-se também uma intensificação na banda em 1080 cm-¹ que,
conforme mencionado, está relacionada às vibrações de estiramento de pontes
glicosídicas.
A Figura 23 mostra a comparação dos espectros de alginato, quitosana, R9 e
R7, em que é possível observar uma a semelhança entre os espectros b (quitosana),
R9 e R7.
Figura 23 - Espetros de FTIR comparativo
a - alginato; b - quitosana; R9 - reação 9; R7 - reação 7.
Na Figura 24 está representado o espectro de infravermelho do fármaco
triclosan. O espectro de FTIR do triclosan mostra alguns picos principais
característicos de sua estrutura. Na Figura 24b é possível identificar os picos 1598,
1589, 1504, 1472, 1417 e 1392 cm-1 que são relacionados às vibrações de
estiramento C-C dos anéis benzênicos do fármaco, conforme encontrado na
literatura (CELEBIOGLU et al., 2014). O pico a 1231 cm-1 corresponde à ligação de
estiramento C – O do grupo fenol (ZHANG et al., 2016). O pico a 1084 cm-1 indica a
presença da ligação do cloro a um anel aromático (DEAN, 1999).
4000 3500 3000 2500 2000 1500 1000 500
0
20
40
60
80
100
120
140
160
180
R7
R9
b
a
Tra
nsm
itâ
ncia
(%
)
Número de ondas (cm-1)
74
Figura 24 – Espectro de FTIR do Triclosan
(a) espectro de infravermelho do TCS de 4000 a 500 ondas por cm-1
(b) espectro de infravermelho do TCS de 1800 a 1000 ondas por cm-1
Na Figura 25 estão os espectros obtidos das microcápsulas sintetizadas com
quitosana, alginato e triclosan. Verifica-se que as três amostras apresentaram perfis
similares, com uma banda por volta de 3440 cm-1 referente a hidroxilas associadas,
dois picos em torno de 2920 e 2852 cm-1 relacionados às ligações de estiramento de
4000 3500 3000 2500 2000 1500 1000 500
0
20
40
60
80
100
Tra
nsm
itân
cia
(%
)
Número de ondas (cm-1)
TCS
1800 1600 1400 1200 1000
0
20
40
60
80
100
Tra
nsm
itân
cia
(%
)
Número de ondas (cm-1)
TCS
1598
17321707
1580
1504 14171472
13921348
1283 1231
1181
1140
1056
1084
11021111
75
C-H dos polímeros utilizados. As bandas em a 1648 cm-1 referem-se a ligações C=O
de amidas associadas.
Figura 25 - FTIR produtos das microcápsulas com fármaco (RTCS09, RTCS10, RTCS11).
(a)
(b)
4000 3500 3000 2500 2000 1500 1000 500
0
20
40
60
80
100
Tra
nsm
itância
(%
)
Número de ondas (cm-1)
RTCS09
Quitosana
Alginato3440
2852
2924
2323 2133
1648
1032
1384
701
4000 3500 3000 2500 2000 1500 1000 500
0
20
40
60
80
100
Tra
nsm
itância
(%
)
Número de ondas (cm-1)
RTCS10
Quitosana
Alginato
3434
2923
2853
1462
1648 1377
721
2123
1075
76
(c)
No espectro da amostra da reação RTCS11 nota-se uma banda com
1031 cm-1 referentes a ligações de C-O em grupos carboxílicos (ALLINGER et al.,
1976). Esta banda também está presente no espectro do polímero alginato. Nota-se
uma banda forte em 1463 cm-1 que, de acordo com Dean (1999), pode estar
relacionada a ligações N-N=O em anéis aromáticos.
Portanto, por meio do perfil de RTS11 pode-se identificar a presença dos dois
polímeros, alginato e quitosana.
5.6. Termogravimentira – TGA e Calorimetria Exploratória Diferencial –DSC
5.6.1 Termogravimetria
Foram realizadas análises térmicas de TG e DSC dos polímeros alginato de
sódio e quitosana puros, do fármaco triclosan e dos produtos das reações R7, R9,
RTCS9, RTCS10, RTCS11, RF2.5, RF3, RF5 e RF6.
4000 3000 2000 1000 0
0
20
40
60
80
100
Tra
nsm
itân
cia
(%
)
Número de ondas (cm-1)
RTCS11
Quitosana
Alginato
3445
2924
2852
16471029
723
77
Figura 26 - Curvas de TG dos polímeros
(a) Polímero quitosana (b) Polímero alginato
A curva de TG do polímero quitosana (Figura 26a) expôs dois eventos
principais de decomposição. O primeiro teve início aos 31,9 ºC e término aos 98,3 ºC
em que ocorreu uma perda de massa de 6,3%, possivelmente relacionado à
evaporação de água, conforme relatado na literatura (CORAZZARI et al., 2015; LIU
et al., 2014). O mesmo evento pode ser observado nas curvas de DTG como
pequeno pico endotérmico a 52,9 ºC. A segunda perda identificada na curva denota
a degradação propriamente dita do polímero. Corazzari et al. (2015) citam que a
pirólise da quitosana ocorre no intervalo de 250 ºC a 450 ºC. No gráfico resultante da
análise realizada neste estudo, observa-se que ela tem início aos 259,8 ºC e término
aos 319,6 ºC, e corresponde a uma perda de massa de 33,3%. Esta perda também
é claramente identificada na curva de DTG (pico aos 303,7 ºC).
A análise de TG do alginato de sódio (Figura 26b) apresentou três eventos
principais de perda de massa. O primeiro evento iniciou-se aos 28,4 ºC e terminou
aos 91,1 ºC, com perda de 9,4% de massa. O segundo evento, que caracterizou a
maior perda de massa (33%), teve como temperatura inicial 225,4 ºC e final a
257,2 ºC. O último evento (temperatura inicial 257,2 ºC e temperatura final 504 ºC)
representou uma perda de 14,4%. O primeiro evento está, possivelmente,
relacionado ao desprendimento de moléculas de água, enquanto que o segundo e o
terceiro, à própria degradação do alginato que, segundo a literatura, ocorre por volta
dos 240ºC (BORBA et al., 2016). Estes eventos podem ser identificados e
confirmados na curva de DTG, com picos sob as temperaturas de 61,8 ºC, 225,4 ºC
e 244,3 ºC.
0 100 200 300 400 500 600
30
40
50
60
70
80
90
100
0,0
0,2
0,4
0,6
0,8
1,0
1,2
Pe
rda
de
ma
ssa
(%
)
Temperatura (ºC)
Quitosana
Derivada
0 100 200 300 400 500 600
30
40
50
60
70
80
90
100
110
0,0
0,2
0,4
0,6
0,8
1,0
Pe
rda
de
ma
ssa
(%
)
Temperatura (ºC)
Alginato
Derivada
78
Figura 27 - Curvas de TG das micropartículas das reações R7 (a) e R9 (b)
(a) TG Reação R7 (b) TG Reação R9
Na curva da reação R7 (Figura 27a) é possível observar dois eventos de
perda de massa, nos intervalos entre 29 ºC a 123 ºC (desprendimento de água) e
216 ºC a 507 ºC. Constatou-se, portanto, uma primeira perda de 9% e uma segunda
de 49%. Nota-se que, apesar dessas micropartículas serem compostas apenas de
quitosana, sua degradação inicia-se em uma temperatura inferior a de degradação
do polímero puro, possivelmente devido a maior superfície de contato do material.
Na curva da reação R9 (Figura 27b), verificou-se um primeiro evento de perda
de massa (39,9%) que se iniciou aos 164,3 ºC e finalizou aos 308,3 ºC – já relativo à
degradação das micropartículas – e um segundo evento (29%) com início aos
308,3 ºC e fim aos 498,1 ºC.
Pode-se concluir que após o processo de emulsificação e reticulação, os
polímeros passam a ter menor resistência ao calor.
A análise termogravimétrica do fármaco triclosan (Figura 28) apresentou dois
eventos de perda de massa, um primeiro com início a 140 ºC e fim em 278,7 ºC e
um segundo com início em 317,9 ºC e fim em 393,4 ºC. No primeiro evento, houve
89,8% de perda de massa e no segundo, 7,9%. É relatado na literatura que a
degradação do Triclosan tem início por volta dos 150º até 250 ºC (LIU te al., 2015).
0 100 200 300 400 500 600 700
30
40
50
60
70
80
90
100
110
Perd
a d
e m
assa (
%)
Temperatura (ºC)
R7
Quitosana
0 100 200 300 400 500 600 700
20
40
60
80
100
Perd
a d
e m
assa (
%)
Temperatura (ºC)
R9
Quitosana
79
Figura 28 - TG do Triclosan
As análises termogravimétricas das microcápsulas com incorporação de
triclosan estão representadas na Figura 29. A amostra do produto de RTCS09
apresentou três eventos de perda de massa: o primeiro com início aos 33 ºC e fim
aos 111,2 ºC referente à evaporação de água, com perda de 8,7% de massa; o
segundo com início aos 175ºC e fim aos 347,5 ºC, com perda de 37,7% e,
finalmente, o terceiro com início aos 347,5ºC e fim aos 517ºC, com perda de 19,2%
da massa, ambos os últimos referentes à degradação.
A amostra RTCS10 também apresentou três picos, um com inicio a 30,4 ºC e
fim a 121,2ºC e perda de 7,2% de massa; o segundo entre 180,6 ºC e 376,5 ºC, com
perda de 49,1% e, o último com início em 376,5 ºC e fim em 509,2 ºC com perda de
14,9%. Novamente, o primeiro evento relacionado ao desprendimento de moléculas
de água e os últimos à degradação que se inicia em temperatura próxima ao ponto
de degradação dos polímeros utilizados.
A análise da amostra RTCS11 apresentou, por sua vez, apenas dois eventos
de perda de massa, o primeiro iniciado aos 33,4 ºC e término aos 137,2 ºC, com
perda de 5,2% (evaporação de água) e o segundo entre 163 ºC e 353,7 ºC com
perda de 56,4% da massa do material. Nota-se que degradação iniciou-se na
temperatura próxima a de fusão dos polímeros. O pico da degradação foi em
235,1 ºC.
0 100 200 300 400 500 600 700
0
20
40
60
80
100
Pe
rda
de
ma
ssa (
%)
Temperatura (ºC)
Triclosan
80
Figura 29 – TG das Microcápsulas com incorporação de fármaco
(a) Microcápsulas RTCS09
(b) Microcápsulas RTCS10
(c) Microcápsulas RTCS11
0 100 200 300 400 500 600 700
0
20
40
60
80
100
Perd
a d
e m
assa (
%)
Temperatura (ºC)
RTCS09
Triclosan
Quitosana
Alginato
0 100 200 300 400 500 600
0
20
40
60
80
100
Perd
a d
e M
assa (
%)
Temperatura (ºC)
RTCS10
Triclosan
Quitosana
Alginato
0 100 200 300 400 500 600
0
20
40
60
80
100
Pe
rda
de
Ma
ssa (
%)
Temperatura (ºC)
RTCS11
Triclosan
Quitosana
Alginato
81
Os gráficos sugerem que os polímeros ofereceram proteção térmica ao
fármaco, uma vez que todas as amostras apresentaram temperaturas de
degradação maiores que a do triclosan.
Por fim, foram realizadas análises de termogravimetria nas amostras RF2.5,
RF3, RF5 e RF6, que continham maior porcentagem de fármaco incorporada, com o
objetivo de se verificar se haveria maior influência do triclosan nas temperaturas em
que ocorrem os eventos de perda de massa. Na Figura 30 estão representados os
gráficos obtidos.
Figura 30 - TG Microcápsulas obtidas das reações RF2.5, RF3, RF5, RF6
(a) TG da reação RF2.5
(b) TG da reação RF3
0 100 200 300 400 500 600
0
20
40
60
80
100
Massa (
%)
Temperatura (ºC)
RF2.5
Troclosan
Quitosana
Alginato
0 100 200 300 400 500 600
0
20
40
60
80
100
Ma
ssa (
%)
Temperatura (ºC)
RF3
Triclosan
Quitosana
Alginato
82
(c) TG da reação RF5
(d) TG da reação RF6
No gráfico referente às microcápsulas da reação RF2.5 (Figura 30a),
observaram-se três eventos de perda de massa: o primeiro com início aos 39,8 ºC e
fim aos 118,6 ºC, relacionado à evaporação de solventes; o segundo com início aos
184,5 ºC e fim aos 253,1ºC, associado à maior perda de massa, de 34%, e, portanto
à degradação do material; e, por fim, o terceiro evento com inicio aos 353,1 ºC e fim
aos 528,9 ºC (perda de 18,1%) , provavelmente, referente à queima de cinzas visto
que este evento já ultrapassa as temperaturas de degradação dos polímeros
utilizados.
No caso das microcápsulas RF3, também foram notados, na Figura 30b, três
eventos principais de perda de massa. O primeiro evento ocorreu entre 37,2 ºC e
0 100 200 300 400 500 600
0
20
40
60
80
100
Ma
ssa (
%)
Temperatura (ºC)
RF5
Triclosan
Quitosana
Alginato
0 100 200 300 400 500 600
0
20
40
60
80
100
Massa (
%)
Temperatura (ºC)
RF6
Triclosan
Quitosana
Alginato
83
73,4 ºC (perda de 13,8% da massa); o segundo entre 194,8 ºC e 291,1 ºC (perda de
20,5% da massa) e o terceiro entre 281,2 ºC e 489,5 ºC (15,1% de perda de massa).
Novamente, o segundo evento está relacionado ao início da degradação do material.
No gráfico da Figura 30c, referente às microcápsulas RF5, percebeu-se que o
principal evento de perda de massa iniciou-se com, pelo menos, dez graus a menos
que as outras amostras, aos 173,3 ºC e terminou aos 344,8 ºC. Este evento
representou uma perda de 36,4% da massa. Foram observados também uma perda
de 10,9% entre 38,7ºC e 127,8ºC e outra perda de 24,1% entre 344,8 ºC e 509,4 ºC.
Finalmente, na termogravimetria das microcápsulas RF6 (Figura 30d), o
principal evento de perda de massa evidenciou-se entre os 183,9ºC e 343ºC, com
30% de perda devido à degradação. Novamente, outros dois eventos foram
constatados, entre as temperaturas de 39,7 ºC e 113,8 ºC, e 370,3 ºC e 497,9 ºC,
com menores perdas (9,6% e 15,7%, respectivamente).
Percebe-se que os principais eventos de perda de massa de todos os
materiais analisados, ocorreram em intervalos de temperaturas próximas às
temperaturas de degradação dos polímeros utilizados na síntese das microcápsulas.
5.6.2 Calorimetria Exploratória Diferencial – DSC
A análise das transições de primeira ordem da curva de DSC do polímero
quitosana mostrou um pico endotérmico à temperatura de 183,4 ºC e um exotérmico
a 308.3 ºC (Figura 31a). O primeiro evento é, provavelmente, associado à fusão do
polímero. O pico exotérmico está relacionado com a degradação do polímero que,
segundo a literatura (CORAZZARI et al., 2015; LIU et al., 2014) se inicia em torno
dos 250ºC a 350ºC.
84
Figura 31 - Curvas de DSC dos polímeros alginato (a) e quitosana (b)
(a) Polímero quitosana
(b) Polímero alginato
Para o polímero alginato de sódio, o pico endotérmico aconteceu à
temperatura de 182,5 ºC e o pico exotérmico a 220,2 ºC (Figura 31b). Segundo
Borba et al., (2016), a degradação do alginato ocorre em torno da casa dos 240 ºC.
Portanto, o evento endotérmico está relacionado à fusão, enquanto que o
exotérmico à degradação do polímero.
A observação do comportamento térmico dos dois polímeros foi importante
para a discussão e comparação das curvas de DSC obtidas das reações de
microencapsulação com presença e ausência do alginato. Nota-se por meio dos
gráficos que o processo de fusão dos polímeros pode desencadear a degradação, o
que poderia justificar o fato das microesferas e microcápsulas terem degradado em
0 50 100 150 200 250 300 350
-10000
-8000
-6000
-4000
-2000
0
2000
4000
6000
(b)
En
do
Flu
xo d
e c
alo
r (m
w/m
in)
Temperatura (ºC)
0 50 100 150 200 250 300 350
-14000
-12000
-10000
-8000
-6000
-4000
-2000
0
2000
(a)
End
oF
luxo
de
calo
r (m
W/m
in)
Temperatura (ºC)
85
temperaturas próximas à de fusão da quitosana e alginato. Uma vez que a superfície
de contato das mesmas era maior devido à escala micrométrica, o processo de
fusão e posterior degradação possivelmente se deram mais rapidamente.
Figura 32 - Curvas de DSC das micropartículas produzidas sem adição de alginato.
Na Figura 32 estão representados os gráficos com as curvas de DSC das
reações 7 (a) e 9 (b), que foram realizadas na ausência do alginato. A reação 7
apresentou dois picos endotérmicos, um aos 185,7 ºC e outro aos 229,6 ºC. A
reação 9 apresentou uma curva parecida com a da quitosana, porém sem pico
(a) Micropartículas da reação R7
(b) Micropartículas da reação R9
0 50 100 150 200 250 300 350
Temperatura (ºC)
R7
Quitosana
Flu
xo d
e C
alo
r (m
W)
Endo
0 50 100 150 200 250 300 350
Temperatura (ºC)
R9
Quitosana
Flu
xo d
e c
alo
r m
W/m
inE
nd
o
86
exotérmico. O pico endotérmico deslocou-se ligeiramente para a esquerda – em
comparação com o da quitosana – ocorrendo em torno dos 180,3 ºC.
Pode-se concluir, então que os eventos endotérmicos relacionados à fusão da
quitosana se repetem em todas as reações. Apesar de não serem identificados picos
exotérmicos nas curvas dos microesferas e microcápsulas, pode-se dizer que a
fusão desencadeou o processo de degradação, visto que nas análises
termogravimétricas observou-se que a degradação dos materiais sintetizados se
iniciava em temperaturas próximas às temperaturas de fusão dos polímeros alginato
e quitosana. A Reação R7, diferentemente das outras, apresentou um segundo pico
endotérmico que sugere uma absorção de energia que desencadeou sua
degradação visto que ele ocorre dentro da faixa de temperatura em que ocorre o
principal evento de perda de massa identificado pela análise de TG analisada no
tópico anterior. Na Figura 33 observa-se que R7 e R9 apresentaram curvas com
aspectos semelhantes.
Figura 33 - Curvas de DSC (a) polímero alginato; (b) polímero quitosana; (R7) reação 7; (R9) reação 9.
Na Tabela 7, é possível observar os principais picos identificados nas curvas
de DSC dos polímeros e das reações, bem como a respectivas entalpias.
0 50 100 150 200 250 300 350
-16000
-14000
-12000
-10000
-8000
-6000
-4000
-2000
0
2000
4000
6000
(R9)
(R7)
(b)
(a)
End
oF
luxo
de
ca
lor
(mW
//m
in)
Temperatura (ºC)
87
Tabela 7 - Valores das curvas de DSC dos polímeros e das amostras microesfera
Variável Quitosana Alginato R1 R3 R4 R7 R9
EN
DO
ΔT (°C) 183,4 182,5 176,8 183,1 182,4 185,7
180,3 229,6
ΔH (mJ/mg) 164 234 184
90,6 97,6
137 122
9,81
Onset (°C) 163,1 164,4 163,2 177,7 167,1 170,3°C
161,4 228,1°C
Offset (°C) 212,1 198,9 198,2 200,2 200,8 225,4
200,7 234,5
EX
O
ΔT (°C) 308.3 220,2 * * * * *
ΔH (mJ/mg) -140 -69,6 * * * * *
Onset (°C) 290,3 211,6 * * * * *
Offset (°C) 321,6 232,3 * * * * *
A curva de DSC do triclosan (Figura 34) apresentou dois eventos principais, o
primeiro endotérmico e o segundo exotérmico. O evento endotérmico com pico a
58,8 ºC e está relacionado à fusão do fármaco, conforme a ficha técnica do produto
que assinala que o ponto de fusão está compreendido dentro do intervalo de 56 a
58 ºC. O exotérmico, com pico a 334,9 ºC se refere, provavelmente, à degradação.
Figura 34 - DSC do Triclosan
0 50 100 150 200 250 300 350
Temperatura (ºC)
Triclosan
Endo
Flu
xo
de
ca
lor
(mW
)
88
As curvas das amostras RTCS09, RTCS10, RTCS11 (Figura 35)
apresentaram perfis similares às curvas das amostras produzidas com ausência do
fármaco. Todas exibiram um pico endotérmico aos 184,5 ºC, 188,4 ºC e 141,1 ºC,
respectivamente, que são temperaturas próximas às temperaturas dos picos de
fusão dos polímeros alginato e quitosana. A amostra das reações RTCS11 ainda
apresentou um pico exotérmico aos 274 ºC correspondente à degradação já
desencadeada pela fusão. Todos os valores estão descritos na Tabela 8.
Figura 35 – DSC das microcápsulas com incorporação de fármaco
(a) DSC microcápsulas RTCS09
(b) DSC microcápsulas RTCS10
0 50 100 150 200 250 300 350
Flu
xo d
e C
alo
r (m
W)
Endo
Temperatura (ºC)
RTCS09
Quitosana
Triclosan
Alginato
0 50 100 150 200 250 300 350
Temperatura (ºC)
RTCS10
Triclosan
Quitosana
Alginato
Flu
xo d
e C
alo
r (m
W)
Endo
89
(C) Microcápsulas RTCS11
Tabela 8 – Valores das curvas DSC dos polímeros, do Triclosan e das microcápsulas.
Variável Quitosana Alginato Triclosan RTCS09 RTCS10 RTCS11
EN
DO
ΔT (°C) 183,4 182,5 58,8 184,5 188,4 141,1
ΔH (mJ/mg) 164 234 81,2 114 104 121
Onset (ºC) 163,1 164,4 54,3 172,5 180,2 98,6
Offset (ºC) 212,1 198,9 61,8 200,6 197,3 182,6
EX
O
ΔT (ºC) 308.3 220,2 334,9 * * 274
ΔH (mJ/mg) -140 -69,6 -441 * * -40
Onset (ºC) 290,3 211,6 327,7 * * 258,1
Offset (ºC) 321,6 232,3 340,1 * * 305
0 50 100 150 200 250 300 350
Temperatura (ºC)
RTCS11
Triclosan
Quitosana
Alginato
Flu
xo d
e c
alo
r (m
W)
E
ndo
90
Figura 36 - DSC Microcápsulas das Reações Finais
(a) DSC Microcápsulas RF2.5
(b) DSC Microcápsulas RF3
0 50 100 150 200 250 300 350
Temperature (ºC)
RF2.5
Triclosan
Quitosan
Alginato
Endo
Flu
xo d
e C
alo
r (m
W)
0 50 100 150 200 250 300 350
Temperature (ºC)
RF3
Triclosan
Quitosana
Alginato
End
oF
luxo
de
Calo
r (m
W)
91
(c) DSC Microcápsulas RF5
(d) DSC Microcápsulas RF6
As curvas de DSC das microcápsulas obtidas por meio das reações RF2.5,
RF3, RF5 e RF6 (Figura 36) apresentaram um perfil bastante semelhante à curva de
DSC da quitosana. Os quatro tipos de microcápsulas apresentaram um pico
endotérmico seguido de um exotérmico. As curvas sugeriram que o evento
endotérmico (fusão) pode ter desencadeado a degradação do material (pico
exotérmico). Os picos endotérmicos de FR2,5 (180,3 ºC), RF3 (183,8 ºC), RF5
(185,3 ºC) e de RF6 (183,7 ºC) relacionados à fusão, apresentaram valores similares
0 50 100 150 200 250 300 350
Temperatura (ºC)
RF5
Triclosan
Quitosana
Alginato
Endo
Flu
xo
de
Calo
r (m
W)
0 50 100 150 200 250 300 350
Temperatura (ºC)
RF6
Triclosan
Quitosan
Alginato
End
oF
luxo
de
Calo
r (m
W)
92
aos pontos de fusão identificados na quitosana (183,4ºC) e no alginato (182,5ºC).
Os picos exotérmicos, referente aos processos de degradação das microcápsulas
FR2.5 (249,5 ºC), RF3 (252,8 ºC), RF5 (250,3 ºC) e de RF6 (249,1 ºC) apresentaram
valores intermediários aos dos polissacarídeos, o que sugere interação entre os
polímeros bem como a formação de novas ligações químicas, conforme foi
observado por Furuya et al. (2017). Os valores das curvas estão expressos na
Tabela 9.
Tabela 9 - Valores das curvas DSC dos polímeros, do Triclosan e das amostras de microcápsulas RF2,5, RF3, RF5 e RF6.
Variável Quitosana Alginato Triclosan RF2.5 RF3 RF5 RF6
EN
DO
ΔT (°C) 183,4 182,5 58,8 180,3 183,8 185,3 183,7
ΔH (mJ/mg) 164 234 81,2 298 455 249 312
Onset (ºC) 163,1 164,4 54,3 171,0 169,6 168,1 170,2
Offset (ºC) 212,1 198,9 61,8 203,0 195,0 204,0 204,2
EX
O
ΔT (ºC) 308.3 220,2 334,9 249,5 252,8 250,3 249,1
ΔH (mJ/mg) -140 -69,6 -441 -97,6 -108 -151 -141
Onset (ºC) 290,3 211,6 327,7 231,9 224,2 233,7 234,9
Offset (ºC) 321,6 232,3 340,1 278,3 276,6 282,4 289,2
5.7 Ensaios de Absorção e Perda de Massa
As análises de absorção de água e perda de massa foram feitas a fim de se
observar o comportamento das microcápsulas em relação a sua capacidade de
intumescimento e degradação em meio aquoso. A Figura 37 mostra o gráfico com os
resultados obtidos para as amostras imersas em solução de suor artificial com pH
ácido e alcalino. Os resultados mostraram que quando em contato com o suor de pH
ácido, as amostras mantiveram uma tendêcia de absorção por volta dos 60%
durante todo o tempo de análise, com menor absorção com 24h de contato (57,81%)
e maior absorção no 9º dia (63%). Já quando imersas em suor alcalino, a
capacidade de absorção foi menor, com exceção do primeiro e terceiro dias em que
93
as amostras absorveram 2,19% e 4% a mais de água que as amostras imersas em
suor ácido durante o mesmo período. A partir do 3º dia houve queda desta
capacidade que chegou a apenas 53% no 22º dia e 45% no 30º dia de análise.
Figura 37 - Gráfico de absorção de água
Com relação à degradação (Figura 38), as amostras analisadas em meio
alcalino tiveram maior perda de massa nas primeiras 24h do ensaio, com menos
12%. A segunda maior perda de massa ocorreu no 3º dia, com 10%. Durante todos
os outros duas, as amostras mantiveram uma perda por volta dos 8%.
Em meio ácido, as maiores perdas de massa também ocorreram nos três
primeiros dias, com 12% e 7,7%. Durante os quatro dias seguintes, as amostras
mantiveram uma faixa de 7% de perda de massa e, nos ultimos dias, houve
degradação em torno de 4%.
0 2 4 6 8 10 12 14 16 18 20 22 24 26 28 30 32
44
46
48
50
52
54
56
58
60
62
64
Ab
osrç
ão d
e á
gu
a (
%)
Tempo (dias)
Suor ácido
Suor básico
94
Figura 38 - Gráfico de perda de massa
Os resultados sugeriram que as microcápsulas possuem boa capacidade de
absorção de água (acima de 50% em meio ácido) e boa estabilidade em relação à
degradação, perdendo menos de 13% de sua massa em 30 dias de exposição à
solução ácida e alcalina. Essa propriedade é importante, pois pode indicar que
houve resistência do invólucro e proteção do princípio ativo, conservando-o por mais
tempo em seu núcleo.
5.8 Ensaio de Liberação in Vitro
Para a realização do ensaio de liberação in vitro, foi executada uma análise
preliminar conforme descrita na metodologia. Primeiramente obteve-se o padrão
das soluções de suor a fim de se conhecer o perfil do cromatograma. Foram
identificados, tanto no suor ácido quanto no básico, picos iniciais por volta de
1,5 minutos referentes à L-histidina monoidratada, presente na formulação das
soluções.
Em seguida, foram obtidos cromatogramas referentes às soluções de suor em
contato com as amostras de microcápsulas por 24h. Assim como nas amostras
padrão, observou-se o pico referente à histidina e nenhum sinal do fármaco
triclosan, que deveria aparecer em torno dos 5 minutos de análise. Portanto, os
0 5 10 15 20 25 30
3
4
5
6
7
8
9
10
11
12
13
Perd
a d
e m
assa (
%)
Tempo (dias)
Suor ácido
Suor básico
95
resultados mostraram que o fármaco não foi liberado de dentro das estruturas das
microcápsulas. Uma das possíveis causas da não liberação está relacionada á
insolubilidade do triclosan em água.
Essa hipótese pôde ser confirmada por meio da análise da dispersão de
triclosan puro em soluções de suor ácido e básico. Quando analisadas, essas
soluções apresentaram perfis idênticos aos cromatogramas padrões mostrando que
não houve qualquer dissolução do fármaco no meio aquoso.
A não liberação do fármaco pode evitar a entrada do triclosan no organismo, e
embora o fármaco não esteja saindo da estrutura das microcápsulas, isso não indica
necessariamente que ele não esteja agindo. Portanto, análises com relação à
atividade bactericida foram realizadas.
5.9 Teste de avaliaçao da atividade antimicrobiana das microcápsulas
As microcápsulas avaliadas RF2.5 e RF3 apresentaram atividade bactericida
contra culturas de bactérias de Staphylococus aureus (gram-positivas) e Escherichia
coli (gram-negativas). A diferença fundamental existente entre as bactérias gram-
positivas e gram-negativas está na composição da membrana celular. Apesar da
parede celular de uma gram-positiva ser mais espessa, ela é composta por um único
tipo de macromolécula (90% peptidoglicano) o que a caracteriza como uma estrutura
mais simples. Por outro lado, as gram-negativas possuem uma ou algumas poucas
camadas de peptidoglicano, além de uma membrana externa. Entre essas
membranas, ainda existe um espaço periplasmático que abriga diversas enzimas e
proteínas, logo, são mais complexas. No primeiro caso, os peptidoglicanos são de
15 a 50% da massa seca da célula bacteriana, enquanto que no segundo, não
passam de 5% (SOARES, 2013). A Figura 39 mostra o controle do ensaio, a Figura
40 e Figura 41 mostram as placas com as culturas de bactérias após 24h de contato
com as microcápsulas. A concentração de triclosan bem como a localização do
fármaco nas microcápsulas influênciaram no tamanho do halo de inibição. Na Tabela
10 estão representados os tamanhos dos halos obtidos por cada microcápsula em
cada cultura.
96
Tabela 10 - Halos de Inibição da Atividade Bactericida das Microcápsulas
Microcápsulas Halos de Inibição (mm)
Staphylococus aureus Escherichia coli
RF2.5 60 25
RF3 40 15
RF5 0 0
RF6 35 0
Os halos aferidos variaram de 0 a 60 mm, sendo que os maiores foram
obtidos nas culturas de Staphylococus aureus que são bactérias gram positivas. As
microcápsulas que apresentaram maior halo de inibição, tanto em relação à cultura
de S. aureus quanto de E. coli, foram as RF2.5, com 60 e 25mm, respectivamente.
As microcápsulas RF5 não apresentaram atividade bactericida contra as bactérias, e
as RF6 apresentaram apenas para a S. aureus, com halo de 35 mm. Na Figura 39
estão as amostras controle, sem a presença do fármaco, em contato com as culturas
de bactéricas S. aureus e E. coli. Na Figura 40 e na Figura 41 estão as imagens
realizadas das placas de cultura de S. aureus e E. coli, respectivamente, após 24h
de contato com as microcápsulas.
97
Figura 39- Amostras controle (sem fármaco) do teste de atividade bactericida: (a) microcápsulas em contato com colônia da bactéria Staphylococus aureus; (b) microcápsulas em contato com colônia de bactérias Escherichia coli.
(a) (b)
A presença do triclosan na quitosana, amostras RF2.5 e RF3, permitiu uma
ação bactericida imediata de maior intensidade sobre as bactérias, gerando halos de
inibição maiores, enquanto que nos casos das microcápsulas RF5 e RF6, que
continham fármaco apenas em seu núcleo, os halos obtidos foram menores, devido
à barreira física do invólucro de quitosana. Este fato pode ser verificado ao se
comparar, por exemplo, os halos gerados pelas microcápsulas RF3 (40 e 15 mm) e
RF6 (35 e 0 mm) que, na formulação total continham a mesma quantidade teórica de
fármaco, porém localizados em diferentes partes da microcápsula. Nestes casos, o
tamanho do halo diminuiu cinco milímetros para bactérias gram-positivas e deixou
de existir para as gram-negativas. Porém, é importante ressaltar que as
microcápsulas foram analisadas em meio seco, sendo que a umidade seria
importante para a abertura da estrutura da quitosana e o consequente contato das
bactérias com o princípio ativo. Em uma aplicação hospitalar cotidiana, essa
umidade seria proveniente do contato com exsudatos de ferimentos, excreções ou
sangue.
Verificou-se também que as microcápsulas R2.5 obtiveram maior halo de
inibição do que as microcápsulas RF3 que continham maior quantidade teórica de
triclosan. Isso pode ter ocorrido porque parte do triclosan presente no invólucro de
98
quitosana da amostra RF3 pode ter sido extraído pelos solventes nas lavagens feitas
após a centrifugação, diminuindo, portanto a eficiência antimicrobiana do material.
Figura 40- Placas de culturas de Staphylococus aureus após 24h de contato com as microcápsulas
(a) Microcápsulas RF2.5 (b) Microcápsulas RF3
c) Microcápsulas RF5 d) Microcápsulas RF6
Soares (2013) estudou a atividade bactericida contra S. aureus e E. coli de
alguns sabonetes contendo triclosan. Em seu estudo, encontrou halos de inibição
que variaram de 60 a 850 mm. Essa diferença pode estar relacionada ao fato de que
neste caso, o fármaco encontrava-se diluido em uma solução, de forma a facilitar
99
sua difusão pela placa, enquanto que no caso desta pesquisa, ele encontra-se
encapsulado e necessita de um estímulo exterior para ser liberado.
Figura 41 - Placas de culturas de Eschechiria coli após 24h de contato com as microcápsulas
(a) Microcápsulas RF2.5 (b) Microcápsulas RF3
(c) Microcápsulas RF5 (d) Microcápsulas RF6
100
5.10 Análises Físicas para Caracterização dos Tecidos
Os testes físicos foram realizados a fim de se caracterizar os tecidos
utilizados na impregnação das mcirocápsulas e avaliar possíveis alterações nas
propriedades físicas em decorrencia da aplicação do acabamento.
5.10.1 Determinação da Gramatura
Os resultados obtidos da determinação da gramatura do tecido 100% algodão
com ligação tela sem acabamento, com abamento aplicado com a resina Zelan e
com acabamento aplicado com a resina Acrylux estão apresentados nas Tabelas 10,
11 e 12, respectivamente.
Tabela 11 - Gramatura do tecido tela sem acabamento
Tecido tela - algodão 100%
Corpos de prova Massa (g) Média Gramatura (g/m²)
1 1,49
1,49 99,34
2 1,44
3 1,55
4 1,48
5 1,50
Tabela 12 - Gramatura do tecido com tela com acabamento utilizando resina Zelan
Tecido tela - algodão 100% - Resina Zelan
Corpos de prova Massa (g) Média Gramatura (g/m²)
1 1,51
1,51 100,66
2 1,50
3 1,52
4 1,51
5 1,50
Tabela 13 - Gramatura do tecido tela com acabamento utilizando resina Acrylux
Tecido tela - algodão 100% - Resina Acrylux
Corpos de prova Massa (g) Média Gramatura (g/m²)
1 1,52
1,49 99,36
2 1,47
3 1,50
4 1,50
5 1,46
101
As gramaturas médias obtidas foram de 99,34 g/m² para o tecido sem
acabamento, 100,66 g/m² para o tecido com resina Zelan, e 99,36 g/m² para o tecido
com resina Acrylux. No caso da resina Zelan, a gramatura do material aumentou
1,31% e da resina Acrylux, apenas 0,02%. Nos dois casos, as alterações foram
mínimas, porém conclui-se que a resina Acrylux interferiu menos na massa por
metro quadrado do tecido.
Já com o tecido com ligação sarja, o comportamente foi diferente: houve
maior variação de gramatura com a aplicação do acabamento com a resina Acrylux.
O tecido sem acabamento apresentou gramatura média de 198,87 g/m², com a
resina Zelan de 200,65 g/m² (0,88% de diferença) e com a resina Acrylux, 201,41
g/m² (1,26% de diferença). Entretanto, novamente, as alterações são mínimas e
ainda menores que as identificadas no tecido tela. Os resultados obtidos das
análises do tecido sarja estão expressos nas Tabelas 14, 15 e 16.
Tabela 14 - Gramatura do tecido sarja sem acabamento
Tecido sarja - algodão 100%
Corpos de prova Massa (g) Média Gramatura (g/m²)
1 3,02
2,98 198,87
2 2,94
3 3,02
4 2,96
5 2,97
Tabela 15 - Gramatura do tecido sarja com acabamento utilizando resina Zelan
Tecido sarja - algodão 100% - Resina Zelan
Corpos de prova Massa (g) Média Gramatura (g/m²)
1 2,94
3,01 200,65
2 3,15
3 2,99
4 2,98
5 2,99
102
Tabela 16 - Gramatura do tecido sarja com acabamento utilizando resina Acrylux
Tecido sarja - algodão 100% - Resina Acrylux
Corpos de prova Massa (g) Média Gramatura (g/m²)
1 3,01
3,02 201,41
2 3,07
3 3,00
4 3,01
5 3,02
5.10.2. Determinação da densidade de fios
Os tecidos foram avaliados quanto às suas densidades de fios de trama e de
urdume por centímetro. O tecido com ligamento tela apresentou 30,4 fios de
urdume/cm e 16 fios de trama/cm. Os resultados obtidos estão descritos na Tabela
17.
Tabela 17 - Densidade de fios do tecido tela
Tecido tela - algodão 100%
Corpos de prova
Fios de urdume/cm
Fios de trama/cm
1 30 16
2 31 16
3 31 16
4 30 16
5 30 16
Média 30,4 16
O tecido com ligamento sarja apresentou 32,4 fios de urdume/cm e 16 fios de
trama/cm. Portanto, maior densidade em fios de urdume em relação ao tecido com
ligamento tela. Os resultados estão descritos na Tabela 18.
Tabela 18 - Densidade de fios do tecido sarja
Tecido sarja - algodão 100%
Corpos de prova Fios de urdume Fios de trama
1 32 16
2 32 16
3 32 16
4 33 16
5 33 16
Média 32,4 16
103
5.10.3 Determinação do título dos fios
Os tecidos utilizados na aplicação do acabamento foram caracterizados pelos
títulos dos seus fios de urdume e trama. Os títulos foram determinados antes e
depois da aplicação das resinas Acrylux e Zelan. Os resultados obtidos para o tecido
com ligação tela estão descritos nas tabelas 19, 20, 21, 22, 23 e 24.
O tecido sem acabamento apresentou fios de urdume com 23 tex e trama
com 24 tex. Com a aplicação da resina Acrylux, o título dos fios de urdume
permaneceu 23 tex e os de trama diminuíram para 23 tex. E, com a aplicação da
resina Zelan, o urdume apresentou título 24 tex e o urdume 29 tex.
Tabela 19 - Título dos fios de urdume do tecido tela
Tecido tela - Título – Urdume
Amostras Comprimento (mm) Massa (mg) Título (Tex)
1 123 2,2 17,89
2 130 3,4 26,15
3 125 3 24
4 125 2,8 22,4
5 127 3,1 24,41
Média 22,97
Tabela 20 - Título dos fios de trama do tecido tela
Tecido tela - Título – Trama
Amostras Comprimento (mm) Massa (mg) Título (Tex)
1 184 4,7 25,54
2 219 5,5 25,11
3 244 5,8 23,77
4 219 5,2 23,74
5 213 4,7 22,06
Média 24,05
104
Tabela 21 - Título dos fios de urdume do tecido tela com aplicação de acabamento com resina Acrylux
Tecido tela + ACRYLUX - Título – Urdume
Amostras Comprimento (mm) Massa (mg) Título (Tex)
1 196 4,8 24,49
2 198 4,9 24,75
3 197 4,5 22,84
4 198 4,5 22,73
5 197 4,4 22,33
Média 23,43
Tabela 22 - Títulos de fios de trama do tecido tela com aplicação de acabamento com resina Acrylux
Tecido tela + ACRYLUX - Título – Trama
Amostras Comprimento (mm) Massa (mg) Título (Tex)
1 185 4 21,62
2 201 4,3 21,39
3 202 4,8 23,76
4 184 4,5 24,45
5 195 4,8 24,61
Média 23,17
Tabela 23 - Títulos de fios de urdume do tecido tela com aplicação de acabamento com resina Zelan
Tecido tela + ZELAN - Título – Urdume
Amostras Comprimento (mm) Massa (mg) Título (Tex)
1 210 4,7 22,38
2 207 4,6 22,22
3 208 4,7 22,59
4 207 5 24,15
5 208 5,6 26,92
Média 23,65
Tabela 24- Títulos de fios de trama do tecido tela com aplicação de acabamento com resina Zelan
Tecido tela + ZELAN - Título – Trama
Amostras Comprimento (mm) Massa (mg) Título (Tex)
1 170 4,6 27,06
2 169 4,9 28,99
3 170 5 29,41
4 170 5,1 30
5 168 4,7 27,98
Média 28,69
105
Já no caso do tecido com ligamento sarja, as amostras sem acabamento
apresentaram títulos de 35 tex para o urdume e 40 tex. Os fios de trama acabados
com a resina Acrylux permaneceram com 35 tex e os de trama variaram para 41 tex.
Por fim, os fios com resina Zelan, apresentaram 38 tex para urdume e 39 tex para
trama. Os resultados estão apresentados nas tabelas 25, 26, 27, 28, 29 e 30.
Tabela 25 - Título dos fios de urdume do tecido sarja
Tecido sarja - Título – Urdume
Amostras Comprimento (mm) Massa (mg) Título (Tex)
1 140 4,4 31,43
2 140 4,9 35
3 140 5,2 37,14
4 140 5 35,71
5 140 5,1 36,43
Média 35,14
Tabela 26 - Título dos fios de trama do tecido tela
Tecido sarja - Título – Trama
Amostras Comprimento (mm) Massa (mg) Título (Tex)
1 137 5,5 40,14
2 140 6 42,86
3 150 5,3 35,33
4 157 6,2 39,49
5 124 5 40,32
Média 39,63
Tabela 27 - Títulos de fios de urdume do tecido sarja com aplicação de acabamento com resina Acrylux
Tecido sarja + ACRYLUX - Título – Urdume
Amostras Comprimento (mm) Massa (mg) Título (Tex)
1 122 4,1 33,61
2 117 3,5 29,91
3 112 4,2 37,5
4 107 4 37,39
5 111 4,2 37,84
Média 35,25
106
Tabela 28 - Títulos de fios de trama do tecido sarja com aplicação de acabamento com resina Acrylux
Tecido sarja + ACRYLUX- Título – Trama
Amostras Comprimento (mm) Massa (mg) Título (Tex)
1 153 6,6 43,14
2 150 6,3 42
3 145 5,9 40,69
4 137 5,5 40,14
5 140 5,3 37,86
Média 40,77
Tabela 29 - Títulos de fios de urdume do tecido sarja com aplicação de acabamento com resina Zelan
Tecido sarja + ZELAN - Título – Urdume
Amostras Comprimento (mm) Massa (mg) Título (Tex)
1 282 11,3 40,07
2 285 11,8 41,40
3 252 8,6 34,13
4 280 10,2 36,43
5 276 10,3 37,32
Média 37,87
Tabela 30 - Títulos de fios de trama do tecido sarja com aplicação de acabamento com resina Zelan
Tecido sarja + ZELAN- Título – Trama
Amostras Comprimento (mm) Massa (mg) Título (Tex)
1 166 6,5 39,16
2 157 5,7 36,30
3 160 5,2 32,5
4 166 7,1 42,77
5 159 6,9 43,40
Média 38,82
107
Como não houve um comportamento padrão em relação às alterações dos
títulos com a aplicação das resinas, as variações identificadas, provavelmente, estão
relacionadas às próprias características do tecido, visto que os fios não são
homogêneos e possuem irregularidades em toda a sua extensão. Portanto, pode-se
afirmar que a aplicação do acabamento não interefere na titulação dos fios que
compõem os substratos.
5.10.4 Propriedades de tração dos tecidos – Método Grab teste
Os fios de urdume do tecido tela apresentaram variação na tenacidade
inerente à aplicação da resina Acrylux. O tecido controle, sem impregnação de
acabamento, apresentou uma tenacidade de 7,07 N/tex, enquanto que aqueles com
resina Acrylux apresentaram 10,87 N/tex de tenacidade, uma diferença de 3,8 N/tex.
Houve diminuição de 0,84N/tex na tenacidade com a aplicação da resina Zelan, que
passou para 6,23 N/tex. Por outro lado, os fios com resina Zelan apresentaram
propriedade de alongamento 2,3% maior que os fios do tecido controle. O Módulo de
Young das amostras controle e com impregnação de resina Acylux ficaram
próximos, com 219,1 MPa e 218,4 MPa, enquanto que a amostra com resina Zelan
apresentou um módulo de 201,9 MPa, o que sugere que a resina aumentou a
elasticidade do material. Os dados estão na Tabela 31.
Tabela 31 - Propriedades de tração dos fios de urdume do tecido tela
Fios de Urdume do tecido tela
Título (Tex)
Carga de Ruptura
(N)
Tenacidade (N/Tex)
Alongamento (%)
Módulo de
Young (MPa)
Controle 23 162.6 7.07 25,2 219,1
Resina Acrylux 23 250.1 10.87 24,28 218,4
Resina Zelan 24 149.6 6.23 27,05 201,9
O comportamento dos fios de trama do tecido tela foi similar ao dos fios de
urdume. A resina Zelan diminuiu a tenacidade do material, que passou de 2,97 N/tex
para 2,10 N/tex e, por conseguinte, diminuiu o módulo de Young de 116,1 MPa para
102,2 MPa. Por outro lado, a impregnação da resina Acrylux deu aos fios uma
tenacidade de 3,42 N/tex e também causou diminuição do Módulo de Young para
113,2 Mpa. Portanto, as resinas possuem comportamento análogo em relação à
108
alteração da elasticidade do material, porém uma aumenta a tenacidade (Acrylux) e
a outra a diminuiu (Zelan). Os resultados estão na Tabela 32.
Tabela 32 - Propriedades de tração dos fios de trama do tecido tela
Fios de trama do tecido tela
Título (Tex)
Carga de Ruptura
(N)
Tenacidade (N/Tex)
Alongamento (%)
Módulo de
Young (MPa)
Controle 24 71,3 2,97 20,6 116,1
Resina Acrylux 23 78,6 3,42 19,69 113
Resina Zelan 29 60,8 2,10 19,81 102,2
A tenacidade dos fios de urdume do tecido com ligamento sarja tiveram
comportamento análogo ao dos fios do tecido tela, apresentando aumento da
tenacidade intrínseca à aplicação da resina Acrylux (de 13,72 para 16,70 N/tex) e
diminuição significativa de 7,92 N/tex da mesma com a impregnação da resina
Zelan. Entretanto, as amostras com resina Zelan apresentaram propriedade de
alongamento 0,48% superior à das amostras controle. Todos os valores referentes
aos ensaios de tração dos fios de urdume da sarja estão na Tabela 33.
Tabela 33 - Propriedades de tração dos fios de urdume do tecido sarja
Fios de Urdume do tecido sarja
Título (Tex)
Carga de Ruptura
(N)
Tenacidade (N/Tex)
Alongamento (%)
Modulo de
Young (MPa)
Controle 35 480,1 13,72 16,6 612,8
Resina Acrylux 35 584,7 16,70 15,54 657,7
Resina Zelan 38 224,4 5,90 17,08 533,1
Os fios de trama, por outro lado, não sofreram grandes alterações de
tenacidade mediante a aplicação das resinas, apresentando valores de 0,28 (N/Tex)
(Acrylux) e 0,27 N/tex (Zelan). A capacidade de alongamento diminuiu 3,28% e
3,38% para Acrylux e Zelan, respectivamente. Os dados estão apresentados na
Tabela 34.
109
Tabela 34- Propriedades de tração dos fios de trama do tecido sarja
Fios de trama do tecido sarja
Título (Tex)
Carga de Ruptura
(N)
Tenacidade (N/Tex)
Alongamento (%)
Modulo de
Young (MPa)
Controle 40 82 2,05 22,09 238
Resina Acrylux 41 95,6 2,33 18,27 249,1
Resina Zelan 39 89,4 2,29 18,71 194,7
5.11. Aplicação das Microcápsulas em material têxtil
A aplicação das microcápsulas nos substratos foi feita com axílio de duas
resinas: Acrylux (para acabamento easy care) e Zelan (para acabameno
hidrofóbico). A resina Acrylux mostrou-se mais eficiente para a fixação das
microcápsulas em comparação com Zelan (Figura 42). Entretanto, houve alteração
do toque após aplicação da resina para easy care, ambos os tecidos, tanto a tela
quanto a sarja, ficaram mais rígidos e menos macios. Por outro lado, a resina
hidrofóbica manteve a característica do toque agradável do algodão.
Figura 42 - Tecidos com aplicação de microcápsulas e resinas
(a) Tela controle (b) Tela com Acrylux (c) Tela com Zelan
(d) Sarja controle (e) Sarja com Acrylux (f) Sarja com Zelan
110
5.12 Ensaio de resistência a lavagens do acabamento dos tecidos
funcionalizados com microcápsulas
As amostras de tecido com microcápsulas impregnadas foram submetidas a
um ciclo de lavagem correspondente a cinco lavagens domésticas. Antes de se
prosseguir com os ciclos até completar o correspondente a 20 lavagens, as
amostras foram analisadas por MEV a fim de se verificar se ainda havia presença de
microcápsulas nas filbras de algodão. Os resultados obtidos estão na Figura 43 e
Figura 44.
As imagens de MEV confirmaram que a resina Zelan teve pior desempenho
em fixar as partículas. Na amostra de tecido com aplicação de microcápsulas RF3
(Figura 44c) foram encontradas poucas partículas presas por entre as fibras dos fios.
Nas amostras com microcápsulas RF2.5 (Figura 43-c) não foram encontradas
microcápsulas. Todavia, as amostras em que a impregnação foi feita com a resina
Acrylux, foram encontradas mais microcápsulas – RF2. 5 e RF3 - entre as fibras dos
tecidos (Figura 43 a e Figura 44a).
Foi possível observar que após cinco lavagens, não foram encontradas
microcápsulas em nenhuma das amostras (Figura 43b, d e Figura 44, d), logo, as
resinas utilizadas não apresentaram resultados satisfatórios em relação à resistência
às lavagens. São necessários mais estudos a fim de se aperfeiçoar a aplicação das
microcápsulas nos tecidos de forma que haja resistência aos processos de lavagem.
111
Figura 43 – Microscopia Eletrônica de Varredura das amostras de tecidos sarja - 100% algodão com aplicação de microcápsulas RF2.5 antes e após lavagens
(a) RF2.5 – Acrylux – sem lavagem –
ampliação de 3000 x
(b) RF2.5 – Acrylux – 5 lavagens –
ampliação de 500 x
(c) RF2.5 – Zelan - sem lavagem –
ampliação de 3000 x
(d) RF2.5 – Zelan – 5 lavagens –
ampliação de 500 x
112
Figura 44 - Microscopia Eletrônica de Varredura das amostras de tecidos sarja - 100% algodão com aplicação de microcápsulas RF3 antes e após lavagens
(a) RF3 – Acrylux – sem lavagem -
ampliação de 2.200 x
(b) RF3 – Acrylux – 5 lavagens –
ampliação de 500 x
(c) RF3 – Zelan – sem lavagem -
ampliação de 8.416 x
(d) RF3 – Zelan – 5 lavagens -
ampliação de 500 x
5.13 Ensaio de branqueamento das microcápsulas
Foi testado o branqueamento das microcápsulas por meio de reação de
redução com solução de peróxido de hidrogênio a 50% a fim de se retirar a cor
escura do material (Figura 45). Com 24 horas de redução, as partículas
apresentaram coloração amarelo claro (Figura 45b). Provavelmente houve saturação
do H2O2 e a redução foi pausada. Com a adição de mais 15 mL de peróxido de
hidrogênio 50%, a amostra atingiu uma coloração próxima ao branco em duas horas
de redução (Figura 45c).
113
Figura 45 - Remoção da cor das microcápsulas por meio de redução com H2O2
(a) Sem redução (b) Após 24h em
contato com H2O2
(c) Após 26h em
contato com H2O2
114
6 CONCLUSÃO
A microencapsulação é uma técnica baseada no acondicionamento de uma
substância em uma cápsula polimérica que tem função de protegê-la de reagir com
elementos do sistema em que está contido, evitar evaporação e oxidação e permitir
o controle de liberação, entre outros. Utilizada em várias áreas, esse método
adentrou o setor têxtil com diversas finalidades, entre elas, o desenvolvimento de
sistemas de liberação controlada de cosméticos e medicamentos. Na presente
pesquisa, buscou-se agregar atividade bactericida a tecidos de algodão para
aplicação médica por meio da elaboração de um acabamento têxtil baseado em
microcápsulas de quitosana como envoltório do fármaco Triclosan, disperso em um
núcleo de alginato de sódio. A eficiência de encapsulação foi de 80,78% para
microcápsulas sintetizadas com 3% de triclosan no núcleo e 3% na concha
(revestimento de quitosana). A perda de quase 20% do fármaco esta provavelmente
relacionada à solubilidade do triclosan na parafina utilizada como meio no processo
de síntese. Além disso, provavelmente houve perda do fármaco nos solventes
orgânicos utilizados na lavagem das microcápsulas. Portanto, essa eficiência
poderia ser melhorada substituindo-se o triclosan por um fármaco hidrossolúvel.
As microscopias realizadas mostraram que as microcápsulas sintetizadas
apresentaram forma esférica e a presença dos dois polímeros utilizados. Fato que
ainda foi confirmado por meio das análises de Infravermelho das microcápsulas que
apresentaram bandas relacionadas à presença de ligações características dos
polímeros quitosana e alginato. As análises térmicas sugeriram que a matriz
polimérica fornece proteção ao fármaco encapsulado, pois não se encontrou nos
resultados picos relacionados à fusão e degradação do triclosan.
Apesar de as microcápsulas não terem liberado o princípio ativo em 24 horas,
elas apresentaram, neste mesmo tempo, eficiente atividade antibacteriana, atingindo
até 60 mm de halo de inibição quando em contato com bactérias S. aureus (gram-
positivas) e 25 mm para E. coli (gram-negativa). Portanto, obteve-se um material
com propriedade bactericida. A atividade antibacteriana ocorreu, provavelmente,
devido ao contato direto das bactérias com triclosan presente na quitosana, uma vez
que não houve liberação do princípio ativo.
Com relação à aplicação das microcápsulas nos tecidos, a fixação não ficou
satisfatória, exigindo mais estudos a fim de se pesquisar outros tipos de resinas que
115
melhorem a aderência e também a resistência à lavagem garantindo assim uma
maior durabilidade da atividade bactericida dos tecidos. Logo, as microcápsulas
obtidas neste estudo possuem potencial para aplicação em materiais têxteis
descartáveis que não passam por processos de lavagem e esterilização.
7 PERSPECTIVAS FUTURAS Neste trabalho buscou-se desenvolver um acabamento bactericida para
têxteis médicos a partir da microencapsulação de um fármaco antibacteriano pelo
processo de emulsificação e reticulação. A síntese das microcápsulas depende de
diversos parâmetros como ordem de adição dos polímeros, temperatura, tempo de
reticulação, volume e concentração do agente reticulante, entre outros. Durante esta
pesquisa foi possível observar como algum desses parâmetros, como a ordem de
adição dos polímeros e a temperatura, influenciaram na formação das
microcápsulas, porém, ainda são necessários estudos sobre os outros parâmetros a
fim de se melhorar a eficiência de síntese. O estudo do grau de reticulação das
microcápsulas, baseado no tempo de estabilização das ligações cruzadas, bem
como na concentração e volume do agente reticulante seria de grande valia para se
analisar e compreender a influência da rede polimérica formada na liberação do
princípio ativo. Portanto, variando esses parâmetros seria possível otimizar a
estrutura reticulada da microcápsula e adequar a liberação do fármaco.
Além de se avaliar a reação de síntese das microcápsulas, também são
necessários estudos para aperfeiçoar a impregnação do acabamento aos tecidos, de
forma a se obter um material com maior resistência às lavagens.
Novos testes para avaliação da atividade bactericida das microcápsulas já
impregnadas no tecido, bem como em presença de umidade também são
necessários para maior entendimento da eficácia do material.
Por fim, o método utilizado poderia ser testado para a encapsulação de outros
princípios ativos com atividades semelhantes ou não, como por exemplo, fármacos e
enzimas anestésicos ou cicatrizantes.
116
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129
APÊNDICE A – CROMATOGRAMAS OBTIDOS NAS ANÁLISES DE EFICIÊNCIA DE ENCAPSULAÇÃO
Figura 1 - Cromatograma padrão do triclosan
Figura 2 - Cromatograma das amostras de microcápsulas RF3
Figura 3 - Cromatograma do sobrenadante da síntese das microcápsulas
130
APÊNDICE B – CROMATOGRAMAS OBTIDOS NAS ANÁLISES DE LIBERAÇÃO IN VITRO
Figura 1- Cromatograma padrão suor ácido e básico
(a) Suor ácido
(b) Suor básico
131
Figura 246 - Cromatogramas das soluções de suor ácido e básico após contato com as microcápsulas RF2.5
(a) Suor ácido
(b) Suor básico
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Figura 3 - Cromatogramas do triclosan disperso em suor ácido e básico
(a) Triclosan em suor ácido
(b) Triclosan em suor básico