dessecação e temperaturas na qualidade das sementes de achras
TRANSCRIPT
UNIVERSIDADE ESTADUAL DE SANTA CRUZ - UESC
PROGRAMA DE PÓS-GRADUAÇÃO EM PRODUÇÃO VEGETAL
NADJAMA BARRETO DO PRADO
DESSECAÇÃO E TEMPERATURAS
NA QUALIDADE DAS SEMENTES DE Achras sapota L.
ILHÉUS - BAHIA
2012
i
NADJAMA BARRETO DO PRADO
DESSECAÇÃO E TEMPERATURAS
NA QUALIDADE DAS SEMENTES DE Achras sapota L.
Dissertação apresentada ao Programa de
Pós-Graduação em Produção Vegetal, da
Universidade Estadual de Santa Cruz –
UESC, como parte dos requisitos para a
obtenção do título de Mestre em
Produção Vegetal.
Área de Concentração: Cultivo em
ambiente tropical úmido.
Orientador: Profª. Dra. Eusínia Louzada
Pereira
Co-orientador: Profº. Dr. Jadergudson
Pereira
ILHÉUS - BAHIA
2012
ii
NADJAMA BARRETO DO PRADO
DESSECAÇÃO E TEMPERATURAS
NA QUALIDADE DAS SEMENTES DE Achras sapota L.
Ilhéus, BA, 23/07/2012.
________________________________________________
Dra. Eusínia Louzada Pereira
DCAA/UESC
________________________________________________
Dr. Marcelo Schramm Mielke
DCB/UESC
________________________________________________
Dr. Abel Rebouças São José
DFZ/UESB
iii
DEDICO
A DEUS, força que me alimenta espiritualmente.
Aos meus queridos pais, Valtemi e Mª Auxiliadora que,
com muito amor e apoio, não mediram esforços para que
eu cumprisse mais esta etapa de minha vida.
Ao meu irmão Cristiano e família (Ana Márcia, Bruno Vicenzo e
Pedro Artur) pela atenção e carinho, e para demonstrar que
dedicação + persistência = sucesso.
iv
AGRADECIMENTOS
Agradeço a DEUS, por estar sempre iluminando os meus caminhos e
abençoando a minha vida.
Sou e serei eternamente grata aos meus pais, Valtemi Lemos do Prado e Mª
Auxiliadora Barreto do Prado, pelo apoio e amor incondicional que tornou possível a
concretização de mais um desejo almejado por mim.
A meu irmão Cristiano Barreto do Prado, pela amizade, companheirismo e
amor. E a minha cunhada Ana Márcia e meus sobrinhos Bruno Vicenzo e Pedro
Artur, pela atenção e carinho, que me faz me sentir querida sempre que nos
encontramos.
A Coordenação de Aperfeiçoamento de Pessoal de Nível Superior –CAPES,
pela concessão da bolsa.
A minha orientadora, Dra. Eusínia Louzada Pereira pela paciência, respeito e
contribuições que me conduziram ao sucesso dessa conquista.
Ao meu co-orientador, Dr. Jadergudson Pereira, pela disponibilidade e ajuda
nos trabalhos experimentais.
Aos meus colegas de curso e de república, Adriano Murielli e Cristina de
Paula Martins, que devido aos momentos de alegria e tristeza que vivemos juntos se
tornaram meus irmãos de coração.
A Alayana e Ana Luíza pelo companheirismo no laboratório e pela valiosa
ajuda na montagem e avaliação dos experimentos.
Ao Sr. Julival administrador da fazenda Planalto, por ter doado os frutos para
instalação do experimento.
Aos colegas da Pós-graduação em Produção Vegetal da UESC, Mariana,
Rodrigo, Eliane, Cristiane, Téssio, Lucas, Eullaysa, Patrícia e demais colegas pelo
companheirismo e carinho.
A Carol, secretária da PPGPV-UESC, por sua disposição para solucionar e
informar sobre as atividades desenvolvidas na instituição.
Ao corpo docente do Curso de Pós-Graduação em Produção Vegetal
(PPGPV) – UESC, pelas contribuições na minha formação.
Aos membros da banca examinadora pelas preciosas sugestões e correções
desse trabalho.
A todos que de alguma forma contribuíram para realização desse trabalho e
por esta conquista.
v
“Para cultivar a sabedoria, é preciso força interior. Sem
crescimento interno, é difícil conquistar a autoconfiança e a
coragem necessárias. Sem elas, nossa vida se complica. O
impossível torna-se possível com a força de vontade.”
Dalai Lama
vi
SUMÁRIO
RESUMO ..........................................................................................................x
ABSTRACT .................................................................................................... xi
1. INTRODUÇÃO ......................................................................................... 1
2. OBJETIVOS ............................................................................................. 3
2.1. Geral ..................................................................................................... 3
2.2. Específicos ............................................................................................ 3
3. REVISÃO DE LITERATURA .................................................................... 4
3.1. Importância da Fruticultura .................................................................... 4
3.2. A cultura da sapota ............................................................................... 5
3.3. Reprodução e Propagação ................................................................... 7
3.4. Dessecação das sementes ................................................................... 7
3.5. Temperatura x Germinação de sementes ........................................... 11
3.6. Sanidade de sementes ....................................................................... 13
4. MATERIAL E MÉTODOS ....................................................................... 15
4.1. Obtenção e Preparo das Sementes .................................................... 15
4.2. Experimento I: Tolerância de sementes de sapota (Achras sapota L.) à
dessecação. ................................................................................................. 16
4.2.1. Grau de umidade ............................................................................... 17
4.2.2. Condutividade elétrica ........................................................................ 18
4.2.3. Emergência de plântulas .................................................................... 18
4.2.4. Primeira contagem do teste de emergência ....................................... 20
4.2.5. Tempo médio de emergência ............................................................. 20
4.2.6. Comprimento de plântulas ................................................................. 20
4.2.7. Massa seca de plântulas .................................................................... 20
4.3. Experimento II: Biometria de sementes, feito da temperatura na
qualidade fisiológica e sanidade de sementes de sapota (Achras sapota
L.).................................................................................................................. 21
4.3.1. Grau de umidade ............................................................................... 22
4.3.2. Teste de germinação ......................................................................... 22
4.3.3. Primeira contagem do teste de germinação ....................................... 23
4.3.4. Velocidade de germinação ................................................................. 23
4.3.5. Tempo médio de germinação. ............................................................ 23
vii
4.3.6. Comprimento de plântulas ................................................................. 23
4.3.7. Massa seca de plântulas .................................................................... 23
4.3.8. Sanidade ............................................................................................ 24
5. RESULTADOS E DISCUSSÃO ............................................................... 25
5.1. Experimento I. ..................................................................................... 25
5.2. Experimento II ..................................................................................... 35
6. CONCLUSÕES ...................................................................................... 389
REFERÊNCIAS ........................................................................................ 40
viii
ÍNDICE DE FIGURAS E TABELAS
Figura 1: Frutos maduros de Achras sapota no momento da extração das sementes (A) e sementes sendo beneficiadas (B). ................................................................... 16 Figura 2: Bandeja de malha de alumínio utilizada para secagem das sementes (A);sementes de Achras sapota distribuídas na bandeja de malha de alumínio (B) e acondicionamento das bandejas na estufa de circulação forçada (30 + 2°C) (C). .... 17 Figura 3: Sementes de Achras sapota distribuídas em copos plásticos contendo 75 mL de água destilada autoclavada (A); Amostras acondicionadas em câmara tipo B.O.D. (B); Mensuração da condutividade elétrica de sementes de sapota (C)........ 18 Figura 4: Plântulas de Achras sapota classificadas como normais no teste de emergência e germinação. ........................................................................................ 19 Figura 5: Plântulas anormais de Achras sapota em seus diferentes estágios de desenvolvimento. ...................................................................................................... 19 Figura 6: Mensuração do comprimento total de uma plântula normal de Achras sapota. ...................................................................................................................... 20 Figura 7: Sementes de Achras sapota semeadas em bandeja de polietileno (dimensões 45 x 28 x 7,5 cm) contendo como substrato areia autoclavada, umedecida com 60% da sua capacidade de campo. ................................................ 22 Figura 8: Tempo estimado no processo de dessecação de sementes de Achras sapota até atingir 7% de teor de água, utilizando o método da estufa à temperatura de 30º ± 2°C,UESC-Ilhéus-BA, julho de 2012. .......................................................... 25 Figura 9: Grau de umidade de sementes de Achras sapota submetidas a diferentes pontos de dessecação, UESC-Ilhéus-BA, julho de 2012. Cada ponto no gráfico representa a média de cada tratamento e as barras o erro padrão. ......................... 26 Figura 10: Emergência de plântulas (%) oriundas de sementes de Achras sapota submetidas a diferentes pontos de dessecação, UESC-Ilhéus-BA, julho de 2012. Cada ponto no gráfico representa a média de cada tratamento e as barras o erro padrão. ...................................................................................................................... 28 Figura 11: Plântulas anormais (%) oriundas de sementes de Achras sapota submetidas a diferentes pontos de dessecação, UESC-Ilhéus-BA, julho de 2012. Cada ponto no gráfico representa a média de cada tratamento e as barras o erro padrão. ...................................................................................................................... 28 Figura 12: Condutividade elétrica da solução de sementes de Achras sapota submetidas a diferentes pontos de dessecação, UESC-Ilhéus-BA, julho de 2012. Cada ponto no gráfico representa a média de cada tratamento e as barras o erro padrão. ...................................................................................................................... 30
ix
Figura 13: Primeira contagem do teste de emergência (%) após as sementes de Achras sapota serem submetidas a diferentes pontos de dessecação, UESC-Ilhéus-BA, julho de 2012. Cada ponto no gráfico representa a média de cada tratamento e as barras o erro padrão. ............................................................................................ 31 Figura 14: Comprimento de plântulas (cm.plântula-¹) de Achras sapota, oriundas de sementes submetidas a diferentes pontos de dessecação, UESC-Ilhéus-BA, julho de 2012. Cada ponto no gráfico representa a média de cada tratamento e as barras o erro padrão. ............................................................................................................... 31 Figura 15: Tempo médio de emergência (dias) de Achras sapota, oriundas de sementes submetidas a diferentes pontos de dessecação, UESC-Ilhéus-BA, julho de 2012. Cada ponto no gráfico representa a média de cada tratamento e as barras o erro padrão. ............................................................................................................... 32 Figura 16: Frequência de ocorrência de fungos detectados em sementes de Achras sapota pelo método “blotter test”, UESC-Ilhéus-BA, julho de 2012. .......................... 38 Tabela 1: Estimativa dos coeficientes de correlação simples de Pearson (r) das variáveis estudadas em sementes de Achras sapota, submetidas à dessecação, UESC-Ilhéus-BA, julho de 2012. ............................................................................... 33 Tabela 2: Média, valor máximo, valor mínimo e coeficiente de variação (C.V.) para as variáveis de biometria e caracterização física de sementes de Achras sapota, UESC-Ilhéus-BA, julho de 2012 (n= 200). ............................................................................ 35 Tabela 3: Dados médios de Germinação (G), Primeira Contagem do Teste de Germinação (PC), Plântulas Anormais (PA), Sementes Mortas (SM), Comprimento de Plântulas (CP), Massa Seca de Plântulas (MS) e Tempo Médio de Germinação (TMG) de sementes de Achras sapota, submetidas a diferentes temperaturas, UESC-Ilhéus-BA, julho de 2012. ............................................................................... 36
x
PRADO, Nadjama Barreto do, M.Sc., Universidade Estadual de Santa Cruz, Ilhéus,
julho de 2012. Dessecação e temperaturas na qualidade de sementes de Achras
sapota L. Orientadora: Dra. Eusínia Louzada Pereira. Co-orientador: Dr.
Jadergudson Pereira.
RESUMO
Os processos metabólicos que ocorrem no interior das sementes podem ser
alterados por diversos fatores, dentre eles o teor de água, a temperatura do
ambiente de germinação e a presença de microrganismos associados às sementes
podem acarretar na diminuição do seu potencial fisiológico e viabilidade. Diante
disso, o objetivo deste trabalho foi avaliar os efeitos da dessecação e de duas
temperaturas na qualidade de sementes de Achras sapota L. Os experimentos foram
desenvolvidos no Laboratório de Fitotecnia da Universidade Estadual de Santa Cruz,
Bahia, onde o experimento I consistiu no decréscimo de aproximadamente 5% do
teor de água (dessecação) até atingir 7%. No experimento II foram realizadas a
biometria das sementes, a análise da germinação e vigor sob temperaturas
constante 28°C e alternada 20-30°C, e o teste de sanidade. Diante dos resultados
obtidos concluiu-se que, o decréscimo do teor de água das sementes de A. sapota
até os valores de 11 e 7% resultam na desestruturação das membranas celulares
aumentando a quantidade de solutos lixiaviados, reduzindo o vigor das sementes.
No entanto, quando dessecadas até atingir o teor de água de 16% não há o
comprometimento de sua viabilidade (germinação). A temperatura constante de
28°C é a que melhor favorece os testes de germinação e vigor utilizados, não sendo
recomendada para a espécie a temperatura alternada 20-30°C. As sementes de A.
sapota oriundas de frutos coletados na fazenda Planalto, localizada no município de
Canavieiras-BA, apresentaram maior freqüência de fungos Penicillium sp.,
Lasiodiplodia theobromae e Trichoderma sp.
Palavras chave: condutividade elétrica, secagem, viabilidade, vigor.
xi
PRADO, Nadjama Barreto do, M.Sc., Universidade Estadual de Santa Cruz, Ilhéus,
julho de 2012. Desiccation and temperature on seed quality Achras sapota L.
Orientadora: Dra. Eusínia Louzada Pereira. Co-orientador: Dr. Jadergudson Pereira.
ABSTRACT
The metabolic processes that occur inside the seed can be altered by various
factors, including water content, temperature of the germination environment and the
presence of microorganisms associated with seeds can result in decreased
physiological potential and feasibility. Therefore, the objective of this study was to
evaluate the effects of desiccation and temperature in two seed quality Achras
sapota L. The experiments were conducted at the Laboratory of Plant Science, State
University of Santa Cruz, Bahia, where the first experiment consisted in a decrease
of approximately 5% water content (desiccation) up to 7%. In experiment II were
made of the seeds biometrics, the analysis of germination and vigor under constant
temperature 28 ° C and alternating 20-30 ° C, and sanity. Based on these results it
was concluded that the decrease of the water content of the seeds of A. sapota up to
values of 11 and 7% results in disruption of cell membranes by increasing the
amount of solute leachates, reducing the vigor. However, when dried until water
content of 16% no compromise its viability (germination). A constant temperature of
28 ° C is the best that favors germination and vigor used and is not recommended for
the species to alternating temperature of 20-30 ° C. The seeds of A. sapota derived
from fruits collected in Plateau farm, located in the municipality of Canavieiras-BA
showed higher frequency of fungus Penicillium sp., Lasiodiplodia theobromae and
Trichoderma sp.
Key words: electrical conductivity, drying, feasibility, force.
1
1. INTRODUÇÃO
A Achras sapota L. é uma espécie frutífera de porte arbóreo pertencente à
família Sapotaceae, originária da América Central. De clima tropical e subtropical,
adaptou-se muito bem no Brasil, sendo cultivada desde as faixas subtropicais de
São Paulo até a Floresta Tropical Úmida da Região Amazônica, como também no
litoral e serras Nordestinas, onde as condições climáticas são bastante favoráveis
(pluviosidade acima 1.000 mm e temperatura média anual maior que 20°C), ao seu
desenvolvimento e produção (ALVES; FILGUIERAS; MOURA, 2000; GOMES, 2007;
LORENZI et al., 2006).
Os frutos dessa espécie são conhecidos popularmente como sapoti e sapota
a depender da cultivar, e na América de idioma espanhol são empregados os nomes
zapotilla e sapota chico. Eles são atrativos por sua polpa ser considerada suculenta
e bastante doce, não apresentando fibras, podendo ser comercializados in natura ou
processado na forma de suco, doces, sorvetes, entre outras, agregando valor ao
produto final (GOMES, 2007).
A multiplicação da sapoteira pode ser sexuada ou assexuada. Embora a
propagação por enxertia, seja muito utilizada visando à produção de mudas, a
disponibilidade de sementes de boa qualidade é necessária para a produção de
portas-enxerto. Sendo assim, é importante o conhecimento do comportamento
fisiológico pós-colheita das sementes em relação aos teores de água limitantes e
condições ambientais que favoreçam a manutenção da viabilidade e potencial
fisiológico, pois as modificações progressivas e determinadas por fatores genéticos,
bióticos e abióticos, durante a secagem, beneficiamento, manuseio e
2
armazenamento podem resultar em alterações durante o desenvolvimento da planta
(FERREIRA; BORGHETTI, 2004). Portanto é necessário evidenciar dois aspectos
práticos nos padrões de comportamento contrastante no período de armazenamento
de sementes; o efeito da dessecação sobre a viabilidade das sementes, e a resposta
à longevidade das sementes para o ambiente de armazenamento (HONG; ELLIS,
1996).
A perda da viabilidade das sementes de espécies sensíveis à desidratação
está diretamente relacionada com a tolerância à dessecação, que é avaliada a partir
da determinação do teor de água mínimo suportável pelos tecidos das sementes. A
dessecação é um dos métodos adotados para aumentar a longevidade das
sementes, mas nem todas toleram o processo de secagem, fator este que
compromete diretamente a sua qualidade e a viabilidade. Esse comportamento pode
variar entre as sementes de algumas espécies, classificando-as em ortodoxas,
recalcitrantes e intermediárias. No caso da espécie A. sapota são poucos os
trabalhos que relatam as características fisiológicas e estruturais dessas sementes,
e o que interfere em sua qualidade fisiológica durante o processo de germinação e
desenvolvimento das plântulas (FONSECA; FREIRE, 2003; HONG; ELLIS, 1996;
LEON, 1969; LORENZI et al., 2006; GOMES, 2007).
O conhecimento das condições ótimas para a germinação, principalmente
temperatura ambiental e sanidade das sementes, é imprecindível para a formação
de uma plântula normal e vigorosa. Esses fatores podem afetar negativamente os
processos metabólicos das sementes acarretando em sua deterioração e na perda
de sua viabilidade (MARCOS FILHO, 2005). Portanto, o desenvolvimento de estudos
que visem um maior conhecimento em relação aos fatores que favoreçam a
manutenção da qualidade fisiológica de sementes da espécie A. sapota é essencial
durante a multiplicação e desenvolvimento da planta.
3
2. OBJETIVOS
2.1. Geral
Avaliar os efeitos da dessecação e de duas temperaturas na qualidade de sementes de Achras sapota L.
2.2. Específicos
a) Avaliar a tolerância das sementes à dessecação e sua relação com a estruturação das membranas celulares por meio do teste de condutividade elétrica. b) Determinar o ponto de alteração do potencial fisiológico das sementes em função dos pontos de dessecação. c) Verificar os efeitos das temperaturas constante e alternada na germinação e vigor de sementes de A. sapota. d) Isolar e identificar os fungos associados às sementes de A. sapota.
4
3. REVISÃO DE LITERATURA
3.1. Importância da Fruticultura
O Brasil apresenta uma grande diversidade de espécies de plantas, devido à
sua extensa área continental com os mais diferentes ecossistemas. Dentre as
categorias florísticas existentes, as espécies frutíferas destacam-se pela sua
importância nutricional e econômica, com o sustento de populações de baixa renda
em várias partes do país e a comercialização de frutas in natura e/ou processadas
no mercado interno e externo (ALMEIDA et al., 2011).
A fruticultura é uma dos segmentos do agronegócio brasileiro mais importante,
respondendo por 25% do valor da produção agrícola nacional, posicionando o Brasil
em terceiro lugar dentre os maiores produtores mundiais de frutas frescas. São
produzidas no país frutas tropicais, subtropicais e de clima temperado, lançando no
mercado uma grande diversidade de frutas durante todo o ano, e várias delas
exclusivas da região. A produção no país está em torno de 43 milhões de toneladas,
se destacando internacionalmente como grande supridor de frutas frescas (47%) e
processadas (53%). As principais regiões produtoras são Sudeste; Nordeste e Sul,
com destaques para os Estados de São Paulo, Bahia e Rio Grande do Sul (IBRAF,
2012; BRAZILIAN FRUIT, 2012).
Na Bahia, a fruticultura possui uma área cultivada de 263 mil hectares, com
produção de mais de 3,7 milhões de toneladas de frutas. Se tornando um dos mais
importantes segmentos da agropecuária, devido à inserção de novas tecnologias
5
que são favorecidas pelas condições ambientais, o que tem propiciado a produção
de frutas de ótima qualidade, contribuindo para a expansão nos mercados, interno e
externo, resultando na geração de emprego e renda nas regiões produtoras
(SANTOS; FERRAZ, 2012).
Segundo Lorenzi (2006) observa-se uma necessidade no mercado interno e
externo por frutíferas que apresentem sabores, cores e texturas diferentes das já
existentes no mercado, como exemplo destas espécies pode-se citar a carambola, a
phisalis, a sapota, a atemóia, o cajámanga e a graviola, que são espécies exóticas,
que se convencionou chamar de “potenciais”.
De acordo com Almeida et al. (2011), a grande maioria das plantas frutíferas
consumidas e exportadas no Brasil são compostas por espécies de frutíferas
exóticas. Apesar do seu grande potencial agronômico, devido as suas
características de rusticidade e adaptação às condições adversas das regiões onde
são cultivadas, ainda há pouco conhecimento em relação ao seu cultivo e produção.
A existência de um grande potencial de várias espécies de fruteiras exóticas, ainda
pouco exploradas, assim como a necessidade urgente de seleção de cultivares mais
adaptáveis às condições locais, que atendam melhor às exigências dos
consumidores, evidenciam a importância de pesquisas que auxiliem no manejo e
produção das mesmas.
3.2. A Cultura da Sapota
A espécie Achras sapota é uma frutífera tropical nativa da América Central,
incluindo o sul do México. No Brasil é cultivada principalmente no Norte e Nordeste.
No entanto, o sudeste brasileiro tem excelentes condições para produzir frutos
deliciosos. No Brasil esta espécie é conhecida popularmente como sapoti, sapota,
zapotilla e sapota chico empregadas na América de idioma espanhol, a depender da
cultivar (LORENZI et al., 2006; GOMES, 2007).
Essa espécie teve adaptação muito boa em praticamente todo o Brasil, sendo
plantada desde o Sul do Estado de São Paulo até a região Amazônica. No Nordeste
brasileiro foi inicialmente cultivada nas serras úmidas, onde as condições climáticas
são bastante favoráveis ao seu desenvolvimento e produção, e posteriormente
6
expandiu-se para outros ecossistemas. Em nosso país o fruto é muito apreciado e
considerado um dos melhores devido às suas características organolépticas, como a
suculência e sabor adocicado que agradam o paladar. Na primeira metade do século
20, desenvolveu-se no México e na América Central uma grande indústria de goma
de mascar tendo como matéria-prima o látex exsudado do tronco da planta. No
Brasil, no entanto, só é comercializado o fruto na forma in natura (GOMES, 2007).
Pertencente à família Sapotaceae, A. sapota é uma espécie arbórea
perenifólia, latescente, podendo atingir uma altura de 10-20 m. As folhas são
simples, coloração glabra (face superior) e ferrugíneas-tomentosa (face inferior),
dispostas no ápice dos ramos, com pecíolo de 1-2 cm. As flores são solitárias,
andróginas, nas colorações brancas ou levemente róseas (GOMES, 2007; LORENZI
et al., 2006).
O fruto é chamado de sapota tem forma arredondada, casca muito fina, de
coloração marrom-escura, possui uma cobertura parecida com pó de serra que se
desprende facilmente quando o fruto é esfregado entre as mãos. A polpa, algumas
vezes apresenta cor de chocolate, no entanto é mais comum à coloração amarelo-
esbranquiçada, transparente, bem tenra, sem fibras, doce. Os frutos com polpa de
cor chocolate quando maduros são suculentos, doces e de boa palatabilidade.
Quando imaturos possuem um sabor pouco enjoativo, apresentando um látex leitoso
e uma pequena percentagem de tanino, tornando-o desagradável ao paladar. Os
frutos podem conter de 1 a 4 sementes. Elas são duras, de coloração escura,
achatadas, tamanho médio 0,7 x 1,2 x 2,0 cm e se mantém viáveis por um longo
período quando armazenadas sob condições adequadas. As mesmas se
desprendem facilmente da polpa se o fruto estiver maduro, caso contrário deixa um
resíduo de látex leitoso, junto à polpa, dando um sabor desagradável à mesma
(GOMES, 2007).
A sapoteira é uma fruteira espontânea em locais de clima quente e úmido.
São cultivadas em locais onde a pluviosidade ultrapassa os 1.000 mm, e a
temperatura média anual é superior a 20°C. Apesar da sua adaptação a diferentes
condições edafoclimáticas, a sua produtividade responde melhor quando a mesma é
cultivada em altitudes inferiores a 400 m, sob temperatura acima de 28°C e se
beneficia com irrigação em épocas críticas. A multiplicação desta espécie por ser
através da semente ou enxertia (ALVES; FILGUIERAS; MOURA, 2000; GOMES,
2007).
7
De acordo com Lima (2005), faz-se necessário uma maior divulgação e
promoção de trabalhos que proporcionem um maior conhecimento do cultivo e
formas de comercialização desta espécie, proporcionando o aumento do consumo
da fruta e assegurando a expansão do seu cultivo nas regiões potencialmente
produtoras.
3.3. Reprodução e Propagação
A multiplicação da espécie A. sapota pode ser sexuada ou assexuada, ou
seja, por semente ou propagação vegetativa (ALVES; FILGUIERAS; MOURA, 2000).
A enxertia é o método mais utilizado na propagação da sapota e para o
desenvolvimento do porta-enxerto. Portanto é importante o conhecimento das
características físicas e ecofisiológicas das sementes, pois através dessas
informações é possível produzir plantas-mãe com bons padrões de qualidade
favorecendo todos os métodos de propagação vegetativa a serem utilizados na
multiplicação da espécie (MARQUES, 2007).
No entanto, os pesquisadores ressaltam a importância da semente na
continuidade da vida da planta após a senescência da planta-mãe. Ela responsável
pela diversificação da espécie, e é o mecanismo mais rápido e eficiente na difusão
de novas cultivares através dos programas de melhoramento genético (BANDEIRA
et al. 2000; MARCOS FILHO, 2005). Diante disso faz-se necessário um maior
conhecimento em termos da multiplicação da espécie A. sapota, pois a mesma
apresenta uma grande variabilidade genética. Esse fator constitui um dos problemas
no momento da definição dos sistemas de cultivo, resultando na variação das
características físicas da planta e de seus frutos (LEON, 1969).
3.4. Dessecação das Sementes
Roberts (1972) em suas pesquisas agrupou as sementes em relação ao seu
comportamento fisiológico associado indiretamente à sua viabilidade, separando-as
8
em dois tipos: ortodoxas e recalcitrantes. No entanto, este agrupamento trouxe
discussões à medida que novas informações eram geradas pela pesquisa, por tais
motivos sugeriram a introdução de um terceiro grupo de espécies, as intermediárias,
como exemplo as sementes de café, que inicialmente foram classificadas como
recalcitrantes, devido à sensibilidade a dessecação, sendo constatado
posteriormente que elas toleram uma perda de umidade maior do que as sementes
recalcitrantes, e menores que as ortodoxas (ELLIS, 1990 citado por PEIXOTO et al.,
2006).
Segundo Dickie e Pritchard (2002), tolerância à dessecação em sementes é a
capacidade de recuperar as atividades metabólicas depois de quase completa a
remoção da água presente no interior da semente, conservando sua germinabilidade
e vigor. Para que isto ocorra é necessário que as sementes tenham habilidade de se
reidratar de forma coordenada preservando a estrutura das membranas celulares e
das organelas integralmente, reparando os danos quando houver maior
disponibilidade de água.
Durante o desenvolvimento inicial das sementes elas são intolerantes à
dessecação, a aquisição da tolerância pelas sementes ocorre durante a formação e
maturação, fases na qual a água assume um papel fundamental durante todo o
processo. Na maioria das sementes, o desenvolvimento é dividido em três fases. A
primeira fase caracteriza-se pela histodiferenciação, onde ocorre a divisão celular e
o acúmulo do conteúdo de água resultando no aumento rápido no peso fresco da
semente. Em seguida, na segunda fase ou fase intermediária de maturação, ocorre
o aumento do tamanho da semente devido, principalmente, à expansão das células
e à deposição de reservas (proteínas, como as do tipo Late-embryogenesis-
abundant – LEA, junto com lipídeos ou carboidratos); durante essa fase há o
aumento do peso seco e diminuição do conteúdo de água. Por fim, na terceira fase o
desenvolvimento termina com a secagem pré-programada das sementes tolerantes
à dessecação (BLACKMAN et al., 1992; FERREIRA; BORGHETTI, 2004; MARCOS
FILHO, 2005).
Os trabalhos que relacionam a presença da proteína LEA à tolerância a
dessecação não esclarecem a função dessas proteínas, mas por se apresentar de
forma abundante e estável, desempenhando a habilidade de atrair moléculas de
água, podendo de alguma forma até substituir a água em organismos que toleram a
desidratação, sugerem um importante papel na tolerância à dessecação (BEWLEY;
9
BLACK, 1994; BLACKMAN et al., 1992). A associação dessas proteínas à
dessecação de sementes de frutíferas não é relatado na literatura, sendo possível
observar apenas em trabalhos com sementes de soja, milho e café (FARIA et al.,
2004; VEIGA, ADRIANO et al., 2007; VEIGA, ANDRÉ et al.; 2007).
A diminuição do teor de água em sementes tolerantes proporciona uma
redução do metabolismo e um estado de quiescência do embrião. Neste estado a
semente resiste a condições adversas do ambiente, podendo voltar à suas
atividades metabólicas (crescimento e desenvolvimento) durante o processo de re-
hidração, quando as condições ambientais forem favoráveis. No entanto, o grau
máximo de tolerância à dessecação e a taxa em que se desenvolvem, varia
substancialmente entre as espécies (BEWLEY; BLACK, 1994; HONG; ELLIS, 1996).
A tolerância à dessecação é avaliada a partir da determinação do grau de
umidade mínimo suportável pelos tecidos das sementes. Sendo assim, a tolerância
à dessecação está diretamente ligada à proteção das membranas celulares dos
efeitos deletérios oriundos da remoção da água. A desidratação pode induzir danos
à bicamada fosfolipídica das membranas celulares, porque durante esse processo a
membrana muda do estado fluído para o estado de gel alterando sua integridade
funcional e estrutural. A desestruturação das membranas promove uma maior
liberação de íons, açúcares, proteínas e tanto a taxa como a extensão da perda da
solução citoplasmática podem ser correlacionadas com o grau de sensibilidade à
dessecação (LEPRINCE et al., 1993).
Quanto à viabilidade das sementes, o seu declínio é provocado pela redução
do teor de água a níveis inferiores àqueles considerados críticos, ou seja, quando
apresentam valores iguais ou inferiores aos considerados letais (HONG; ELLIS,
1992). Cada espécie possui um nível crítico representado pelo grau de umidade no
qual as sementes apresentam queda de sua viabilidade, e o nível letal, onde o teor
de água apresentado pela semente à torna completamente inviável (PEIXOTO,
2006).
Para avaliação do potencial fisiológico das sementes são exigidos
principalmente a aplicação de métodos rápidos que estejam relacionados a eventos
de deterioração, como as atividades respiratórias e a integridade do sistema de
membranas celulares. Dentre eles, destaca-se o teste de condutividade elétrica que
pode ser correlacionado aos resultados obtidos no teste de germinação (teste que
demanda um tempo bem maior a depender da espécie analisada). De acordo com o
10
princípio do teste as sementes que durante o processo de embebição, liberarem
uma maior quantidade de solutos para o meio externo, em consequência da menor
velocidade de restabelecimento da integridade das membranas celulares, estão
mais deterioradas, ou seja, são sementes menos vigorosas (KRZYZANOWSKI et al.,
1999; MARCO FILHO, 2005).
Cruz (2006) em seu trabalho com sementes de Theobroma grandiflorum
(Willd. Ex Spreng.) K. Schum (cupuaçuzeiro) obteve 92% de germinação quando as
sementes foram dessecadas até 41,4% de umidade, e observou que 28,3% e 14,6
% são os pontos crítico e letal, respectivamente, para as sementes desta espécie.
Tal tolerância à perda da umidade é menor em sementes de Talisia esculenta (A. St.
Hil) Radlk (pitombeira), onde o potencial fisiológico das sementes foi
significativamente prejudicada quando o teor de água foi reduzido de 40,23% para
39,41% concluindo que o teor de água crítico é superior a 39% (ALVES et al., 2008).
Há vários fatores que contribuem para o aumento dos danos causados
durante o processo de dessecação em sementes sensíveis, como a temperatura e a
taxa de secagem, o estádio de desenvolvimento e atividade metabólica das
sementes quando desidratadas. Esta influência foi observada na germinação de
sementes de Mangifera persiciformis Wu et Ming (pêssego enxertado com manga)
quando submetidas aos tratamentos de secagem rápida e lenta, onde na secagem
rápida o decréscimo do teor de água de 32,4% (umidade inicial) para 18,2% resultou
na diminuição gradual da viabilidade, de 100% para 53,2%; e quando dessecadas
até 13,7% de teor de água a viabilidade das sementes foi rapidamente perdido.
Enquanto que na secagem lenta, a perda da umidade foi menor (21,5%), mas
resultou na perda de 50% da viabilidade das sementes, e quando o teor de água
atingiu 18,3% quase nenhuma germinou (TANG; TIAN; LONG, 2008).
Comportamento semelhante foi observado por Melchior et al. (2006) em
sementes de Campomanesia adamantium Camb. (gabirobeira), no qual a
temperatura de 25°C e a semeadura logo após a extração dos frutos proporcionou
índices de germinação de, no mínimo, 74%, concluindo que a espécie pode ser
classificada como recalcitrante por ser intolerante à dessecação.
Barros et al. (2010) constataram que não houve diferença significativa entre
os tratamentos de secagem na avaliação do potencial fisiológico de sementes de
Hancornia speciosa Gomes (mangabeira). A secagem em dois ambientes (ambiente
de laboratório e dessecador) avaliada em cinco períodos (0, 12, 24, 36 e 48 horas),
11
promoveu valores de 76 a 72,3% de germinação e vigor quando as sementes foram
dessecadas em ambiente de laboratório, e 78% para as mesmas características
descritas acima, nas sementes que ficaram no dessecador. Santos et al. (2010)
estudando a qualidade de sementes da mesma espécie após a secagem em
condições de ambiente de laboratório pelos seguintes períodos: 0 (sem secagem),
24, 48, 72, 96, 120 e 144 horas observaram que a secagem das sementes por até
48 horas, não afeta a emergência de plântulas apresentando valores acima de 80%,
sob condições de ambiente de laboratório (27°C, 45% U.R.).
O conhecimento do grau de tolerância das sementes à desidratação é
importante para o planejamento dos procedimentos a serem aplicados ao manejo da
cultura, caso ocorra um período de estiagem após a semeadura efetuada sob
condições hídricas adequadas e, posteriormente, interrupção do processo pela seca,
após o início de captação de água pelas sementes; ou quando a semeadura é feita
em solos com quantidade insuficientes de água, manejo adotado por alguns
produtores, quando ocorre atraso do início da estão chuvosa (MARCOS FILHO,
2005).
3.5. Temperatura X Germinação de Sementes
Fatores de naturezas diversas, como a temperatura, a umidade, o
armazenamento, o substrato, a luz, a qualidade fisiológica, a formação das
sementes, os microorganismos, podem influenciar no processo de germinação
(FERREIRA; BORGHETTI, 2004).
Dentre esses fatores, a temperatura do ambiente promove uma grande
influência sobre a germinação, pois altera o metabolismo das sementes, provocando
a redução da viscosidade e aumento da energia cinética da água, beneficiando a
embebição e a velocidade das reações bioquímicas dos componentes do
metabolismo. No entanto, estas reações são diferenciadas entre espécies, já que
cada espécie possui uma faixa característica de temperatura que favorece a
germinação de suas sementes (BEWLEY; BLACK, 1994; MARCOS FILHO, 2005).
Espécies subtropicais e tropicais apresentam uma faixa de temperatura ótima
para germinação dentro de 20° a 30°C, sendo esta também a faixa de temperatura
12
adequada para a maioria das espécies cultivadas. Algumas podem apresentar
limites mais altos porque pode necessitar de exigências distintas. Dentre as faixas
de temperaturas encontram-se as máximas de 35 e 40°C e mínimas inferiores a
15°C. A temperatura ótima é àquela que promove a melhor combinação entre a
percentagem e a velocidade de germinação (MARCOS FILHO, 2005).
Dias et al. (2011) observaram que a temperatura ambiente de 30°C favoreceu a
germinação e o vigor de plântulas de Myrciaria cauliflora B. (jabuticabeira)
semeadas em substrato constituído de terra, areia e esterco quando comparadas as
temperaturas constante de 20ºC e alternada de 20-30ºC.
Gama et al. (2010) em seu trabalho sobre a influência de diferentes substratos
e temperaturas (20-30; 25; 30 e 35°C) para condução de testes de germinação e
vigor de sementes de Euterpe oleracea Mart. (açaizeiro) observaram que não houve
diferença significativa entre as temperaturas constantes, para os dados de
germinação, velocidade de germinação, comprimento de plantas e massa seca. No
entanto, as temperaturas constantes de 30 e 35ºC proporcionaram melhor
crescimento e desenvolvimento das plântulas, sendo consideradas as mais
favoráveis para as sementes desta espécie.
Resultado diferente foi observado por Silva (2006) em seu trabalho com
frutíferas nativas do nordeste, no qual a temperatura constante de 30°C favoreceu a
germinação das espécies Psidium arboreum Vell (araçazeiro boi), Psidium araça
Raddi (araçazeiro) e Jaracatia spinosa (Aubl.) A. DC. (jaracatiazeiro) apresentando
valores de 87% a 70%; enquanto que para a espécie Bromelia karacas L. (bananeira
de raposa), o maior valor de germinação (80%) foi resultante das condições de
temperatura alternada 20-30°C. Em contra partida, na espécie Talisia esculenta
Radlk (pitombeira) as temperaturas constante (30°C) e alternada (20-30°C), não
proporcionaram diferença significativa nos valores de germinação obtidos 91 e 93%,
respectivamente.
Vários autores afirmam que a temperatura do ambiente é um dos fatores que
afetam a germinação das sementes e desenvolvimento das plântulas, de maneira
favorável ou limitante. Portanto, é importante determinar a faixa de temperatura e o
período de exposição que melhor propicia uma porcentagem de germinação máxima
em menor espaço de tempo, pois a redução da temperatura, afeta o processo de
embebição, podendo provocar a redução do crescimento das plântulas, mesmo
quando a temperatura retornar a níveis favoráveis. As exposições por períodos e
13
temperaturas não adequadas podem estender o problema por todo o ciclo da planta,
prejudicando o seu desenvolvimento e produção por área (CARVALHO;
NAKAGAWA, 2000).
3.6. Sanidade de sementes
Muito embora os agentes bióticos causadores, em sua maioria fungos, seguido
por bactérias, nematoides e vírus, sejam externos, a sanidade das sementes é uma
característica intrínseca. Esses microrganismos patogênicos se associam as
sementes durante o desenvolvimento vegetativo ou o processo reprodutivo. No
entanto, o transporte e a transmissão de doenças provenientes desses patógenos
são verificados na maioria das espécies multiplicadas sexuadamente, ou seja, de um
modo geral as sementes podem abrigar e transportar microrganismos ou agentes
patogênicos de todos os grupos taxonômicos, causadores ou não de doenças
(BRASIL, 2009; MARCOS FILHO, 2005).
Ecologicamente esses organismos podem ser separados em dois grupos: os de
campo, onde predominam espécies fitopatogênicas, e os de armazenamento,
representado por um pequeno número de espécies que deterioram as sementes
durante esta fase. Os fungos englobam o maior número de espécies associadas às
sementes, seguidos pelas bactérias, com um número expressivo de representantes
e os vírus e nematóides, em menor número. Dentre os fungos que contaminam as
sementes após o longo período que permanecem no campo depois de atingirem a
maturidade destacaram-se os dos gêneros Fusarium, Colletotrichum, Alternaria,
Helminthosporium. Por outro lado, os fungos dos gêneros Aspergillus, Penicillium e
Paecilomyces invadem as sementes após a colheita e se desenvolvem durante o
armazenamento quando a umidade do ar é superior a 80%, sendo chamados de
“fungos de armazenamento” (BARROCAS; MACHADO, 2010; BRASIL, 2009;
MARCOS FILHO, 2005).
Magalhães et al. (2008) identificando e quantificando os microrganismos que
estavam presentes em sementes de Butia capitata Mart. Bess. (coquinho-azedo)
após dois meses de armazenamento sob temperatura ambiente, por meio dos testes
“blotter test” e meio batata-dextrose-ágar (BDA) detectaram a ocorrência de oito
14
espécies de fungos tanto em sementes com ou sem endocarpo (Aspergillus flavus,
Aspergillus Níger, Cladosporium sp., Epicoccum sp., Fusarium sp., Mucor sp.,
Penicillium spp. e Trichoderma sp.) e um actinomiceto. Fusarium sp. (72,3%) e
Penicillium spp. (32,5%) foram os de maior predominância. Viana et al. (2003)
utilizando o método do papel filtro “blotter test” para fazer o levantamento da
microflora fúngica associada às sementes frescas e armazenadas de A. sapota com
e sem tegumento identificaram nove diferentes gêneros, sendo eles: Aspergillus
spp., Penicillium spp., Pestalotiopsis, Cladosporium, Alternaria sp., Fusarium sp.,
Rhizopus sp., e o fungo antagônico Trichoderma sp.. De acordo com os autores, as
sementes armazenadas e frescas com tegumento, apresentaram na soma total das
colônias dos diferentes gêneros uma freqüência de 100% e 86%, respectivamente,
enquanto as que estavam sem tegumento apresentaram uma freqüência total de
4,0% e 28,0% para sementes frescas e armazenadas, respectivamente. Esses
dados indicam que a maior parte dos fungos da semente do sapoti estão associados
à superfície das mesmas.
A presença de agentes patogênicos nas sementes de diversas culturas afeta
a germinação, a emergência de plântulas, o vigor e a produção da cultura e, além
disso, pode se constituir em risco para a disseminação de patógenos para cultivos
posteriores e para novas áreas. Para culturas agronômicas, esses danos resultam
em redução do “stand” e da produtividade (MACHADO, 1988).
15
4. MATERIAL E MÉTODOS
4.1. Obtenção e Preparo das Sementes
Os frutos de Achras sapota foram provenientes de plantas da cultivar IPA 180,
denominada chocolate, oriundos da Fazenda Planalto, localizada no município de
Canavieiras-BA a 15° 40‟ 30‟‟S – 38° 56‟ 49‟‟O. As mudas dessa cultivar foram
provenientes da seleção de genótipos pertencentes ao Banco Ativo de
Germoplasma (BAG) de Sapotizeiro na Estação Experimental de Itapirema, em
Goiana, PE, pertencente a Empresa Pernambucana de Pesquisa Agropecuária- IPA.
Os frutos foram colhidos no estágio de maturidade fisiológica e acondicionados
em sacos de polietileno preto, nos meses de agosto e novembro de 2011. Em
seguida foram transportados para o Laboratório de Fitotecnia da Universidade
Estadual de Santa Cruz – Bahia, onde foram mantidos por oito dias, sob temperatura
de 25°C, para completarem o processo de maturação do fruto, facilitando a retirada
das sementes.
16
Figura 1: Frutos maduros de Achras sapota no momento da extração das sementes (A) e sementes sendo beneficiadas (B).
As sementes foram facilmente extraídas com as mãos por meio da abertura
dos frutos, sendo submetidas a um jato d‟água visando à retirada de qualquer
substância aderida ao seu tegumento (Figura 1). Aquelas sementes danificadas
mecanicamente ou por incidência de pragas e doenças, bem como os resíduos
provenientes do endocarpo dos frutos foram retiradas, sendo as demais secas com
papel toalha e submetidas ao processo de assepsia. Esse processo foi realizado em
capela de fluxo laminar onde as sementes foram desinfestadas em álcool 70% por 1
minuto, lavadas três vezes em água destilada. Em seguida imersas em solução
comercial de água sanitária por três minutos e novamente lavadas três vezes com
água destilada. Por fim foram imersas em solução de nistatina (fungicida) a 1% por
10 minutos, passado esse tempo foram lavadas três vezes. Após a assepsia, as
sementes foram colocadas para secar, por uma hora, sobre papel toalha para
remoção da água superficial, sob temperatura ambiente.
4.2. Experimento I: Tolerância de sementes de sapota (Achras sapota) à
dessecação.
As sementes, após o processo de assepsia e secagem inicial, foram
distribuídas sobre bandeja de malha de alumínio de 32 x 32 cm e acondicionadas
em estufa de circulação forçada de ar mantida a temperatura de 30 ± 2ºC (Figura 2).
B A
17
Figura 2: Bandeja de malha de alumínio utilizada para secagem das sementes (A); sementes de Achras sapota distribuídas na bandeja de malha de alumínio (B) e acondicionamento das bandejas na estufa de circulação forçada (30 + 2°C) (C).
Aproximadamente, a cada decréscimo de 5% na massa de sementes, as
mesmas foram amostradas para avaliação da viabilidade, conforme metodologia
utilizada por Masetto et al. (2008) até atingir 7% de umidade. A estimativa do
conteúdo de água foi realizada pela diferença de massa, de acordo com a expressão
proposta por Cromarty et al. (1985):
Mf = Mi (100 – Ui)
100 - Uf
Onde:
Mf = massa da amostra (g) após a secagem;
Mi = massa da amostra (g) antes da secagem;
Ui = grau de umidade (%) antes da secagem;
Uf = grau de umidade (%) desejado após a secagem.
A cada ponto de secagem até atingir 7% de teor de água, uma amostra de
sementes foi retirada para a determinação do grau de umidade e os seguintes
testes:
4.2.1. Grau de umidade
Determinado pelo método da estufa (temperatura de 105ºC ± 2ºC/24 horas),
onde foram utilizadas quatro repetições de 10 sementes. Os resultados foram
obtidos através da média aritmética das porcentagens de cada uma das repetições
(BRASIL, 2009).
A B C
18
4.2.2. Condutividade elétrica
Foram utilizadas quatro repetições de 50 sementes, pesadas (precisão de
0,0001g) e colocadas em copos plásticos contendo 75 mL de água destilada
autoclavada e mantidas em incubadora do tipo B.O.D. a 25ºC, por 24 horas. A leitura
foi realizada em um condutivímetro e os resultados obtidos foram divididos pelo peso
de cada repetição e os valores expressos em µS.cm-1.g-1 (KRZYZANOWSKI et al.,
1999).
Figura 3: Sementes de Achras sapota distribuídas em copos plásticos contendo 75
mL de água destilada autoclavada (A); Amostras acondicionadas em
câmara tipo B.O.D. (B); Mensuração da condutividade elétrica de
sementes de sapota (C).
4.2.3. Emergência de plântulas
Foram semeadas quatro repetições de 50 sementes numa profundidade de
2,5 cm em jardineiras de polietileno (dimensões 46 x 20 x 15 cm) contendo o
substrato areia autoclavada, umedecida com 60% da sua capacidade de retenção
de água, e mantidas em ambiente de laboratório sob temperatura média de 25° ±
2°C. Ao final do teste, quando as plântulas apresentaram as folhas cotiledonares
totalmente expandidas, foram computadas a porcentagem de plântulas normais
(Figura 4), plântulas anormais (Figura 5) e sementes mortas (BRASIL, 2009).
A B C
19
Figura 4: Plântulas de Achras sapota classificadas como normais no teste de emergência e germinação.
Figura 5: Plântulas anormais de Achras sapota em seus diferentes estágios de
desenvolvimento.
20
4.2.4. Primeira contagem do teste de emergência
Foi realizada em conjunto com o teste de emergência, registrando-se a
porcentagem de plântulas normais na primeira contagem, realizada ao décimo oitavo
dia após a semeadura (VIEIRA; CARVALHO, 1994).
4.2.5. Tempo médio de emergência
Foi calculado empregando-se a equação em que ni representa o número de
sementes germinadas dentro de um intervalo de tempo ti-1 e ti. Os resultados foram
expressos em dias (FERREIRA; BORGHETTI, 2004).
tmédio = ∑ni . ti ∑ ni
4.2.6. Comprimento de plântulas
Realizado ao final do teste de emergência mensurando o comprimento total
das plântulas normais, tomando-se a medida da ponta da raiz principal até a
inserção dos cotilédones, com o auxílio de uma régua graduada em centímetro
(Figura 5). Os comprimentos médios das plântulas foram obtidos somando as
medidas tomadas de cada plântula normal, em cada repetição, e dividindo, a seguir,
pelo número de plântulas normais mensuradas. Os resultados foram expressos em
cm/plântula, considerando uma casa decimal (KRZYZANOWSKI et al., 1999).
Figura 6: Mensuração do comprimento total de uma plântula normal de Achras
sapota.
21
4.2.7. Massa seca de plântulas
Após a mensuração do comprimento das plântulas normais de cada
repetição, as mesmas foram colocadas em sacos de papel e levadas para secar em
estufa de circulação forçada de ar regulada a 80°C, durante 24 horas. Os resultados
foram expresso em mg/plântula (KRZYZANOWSKI et al., 1999).
O delineamento experimental adotado foi o inteiramente casualisado com sete
tratamentos (teor de água) e quatro repetições. Verificou-se pelos testes de Lilliefors
para normalidade e de Cochran e Bartlett para homogeneidade, a necessidade de
transformação dos dados para fins de análise estatística. Nas transformações foram
utilizadas arcoseno √x/100 para as variáveis com dados expressas em porcentagem,
e log (x + 1) para as decimais. Os dados normais foram submetidos à análise de
variância e os que não seguiram distribuição normal foram submetidos ao teste não
paramétrico de Kruskal-Wallis. As médias das variáveis que apresentaram
resultados significativos foram ajustadas modelos de regressão. Posteriormente
calcularam-se os coeficientes de correlação simples de Pearson (r) entre as
variáveis estudadas.
4.3. Experimento II: Biometria de sementes; efeito da temperatura na
qualidade fisiológica e sanidade de sementes de sapota (Achras
sapota).
Para a caracterização física das sementes foi feita a biometria, sendo utilizadas
quatro repetições de 50 sementes. As medidas de comprimento, largura e espessura
foram mensuradas com o auxílio de um paquímetro digital, com precisão de 0,01
mm. A partir dos valores obtidos calcularam-se os valores máximo, mínimo e a
média aritmética das repetições, e os resultados foram expressos em centímetros.
Na determinação do peso de 1000 sementes foram pesadas oito repetições
de 100 sementes e em seguida calculados a variância, o desvio padrão e o
coeficiente de variação. O resultado foi calculado multiplicando-se por 10 o peso
médio obtido das repetições de 100 sementes, e o resultado expresso em gramas
(BRASIL, 2009).
22
Em seguida foi determinado o grau de umidade e realizados os testes
descritos abaixo.
4.3.1. Grau de umidade
Determinado pelo método da estufa (temperatura de 105ºC ± 2ºC/24 horas),
onde foram utilizadas quatro repetições de 10 sementes. Os resultados foram
obtidos através da média aritmética das porcentagens de cada uma das repetições
(BRASIL, 2009).
4.3.2. Teste de germinação
Foram semeadas quatro repetições de 50 sementes numa profundidade de
2,5 cm em bandejas de polietileno (dimensões 45 x 28 x 7,5 cm) contendo o
substrato areia autoclavada (Figura 7), umedecida com 60% da sua capacidade de
retenção de água e acondicionadas em incubadora do tipo B.O.D. (modelo TE-
401/TECNAL e modelo NI 1718/NOVA), regulados a temperatura constante de 28° ±
2°C e alternada 20-30°C, ambas sob fotoperíodo de 12 horas de luz. A contagem
iniciou no décimo dia e findou no quadragésimo sétimo dia após a semeadura, e os
resultados foram expressos em porcentagem de plântulas normais (Figura 4),
plântulas anormais (Figura 5) e sementes mortas (BRASIL, 2009).
Figura 7: Sementes de Achras sapota semeadas em bandeja de polietileno
(dimensões 45 x 28 x 7,5 cm) contendo como substrato areia
autoclavada, umedecida com 60% da sua capacidade de campo.
23
4.3.3. Primeira contagem do teste de germinação
Foi realizado em conjunto com o teste de germinação, registrando a
porcentagem de plântulas normais, verificadas aos dez dias após a semeadura
(VIEIRA; CARVALHO, 1994).
4.3.4. Velocidade de germinação
Conduzido conjuntamente com o teste de germinação computando
diariamente o número de plântulas normais e, posteriormente, determinado o índice
de velocidade de germinação utilizando-se a fórmula descrita abaixo proposta por
Maguire (1962) citado por Vieira e Carvalho (1994). O resultado foi obtido através do
cálculo da média aritmética das quatro repetições; por se tratar de um índice não foi
usada nenhuma unidade.
IVG = G1 + G2 + ... + Gn
N1 N2 Nn
Onde:
IVG = índice de velocidade de germinação;
G1, G2, Gn = número de plântulas normais, computadas na primeira, na segunda e na
última contagem, respectivamente;
N1, N2, Nn = número de dias de semeadura à primeira, segunda e última contagem,
respectivamente.
4.3.5. Tempo médio de germinação
Foi calculado empregando-se a equação em que ni representa o número de
sementes germinadas dentro de um intervalo de tempo ti-1 e ti. Os resultados foram
expressos em dias (FERREIRA; BORGHETTI, 2004).
tmédio = ∑ni . ti
∑ ni
4.3.6. Comprimento de plântulas
A mesma metodologia aplicada no item 4.2.6. (KRZYZANOWSKI et al., 1999).
4.3.7. Massa seca de plântulas
A mesma metodologia aplicada no item 4.2.7. (KRZYZANOWSKI et al., 1999).
24
O delineamento foi inteiramente casualizado com quatro repetições e os
resultados foram submetidos à análise estatística descritiva.
4.3.8. Sanidade
Foi aplicado o método do “Blotter test” utilizando-se três repetições de 100
sementes. As sementes depois de desinfestadas (item 4.1.) e secas foram
distribuídas em caixas do tipo gerbox esterilizadas contendo três folhas de papel tipo
mata borrão autoclavadas, umedecidas com solução de sal 2,4-D (2,4-
diclorofenoxiacetato de sódio) a 5 ppm de concentração (BRASIL, 2009). As gerbox
foram incubadas em estufa B.O.D. durante quatro semanas, sob fotoperíodo de 12
horas luz/escuro e temperatura constante de 252°C. A identificação dos
microorganismos foi realizada aos 8 e 16 dias após a incubação, utilizando-se
microscópios estereoscópico e ótico, no qual foram observadas lâminas
microscópicas contendo estruturas dos fungos para a devida identificação, com
auxílio de chaves taxonômicas. Os fungos encontrados foram isolados em placas de
Petri contendo o meio de cultura BDA (Batata-Dextrose-Agar) e mantidos sob
temperatura ambiente, para obtenção de culturas puras das espécies de fungos
encontrados nas sementes de A. sapota.
25
5. RESULTADOS E DISCUSSÃO
5.1. Experimento I
O teor de água inicial das sementes de A. sapota foi de 36% e a redução
desse teor foi relativamente rápida nos primeiros pontos de dessecação (29, 22, 18
e 16%) levando pouco mais de 24 horas. Ao atingir o teor de água de 16%
observou-se praticamente o dobro do tempo necessário para dessecar as sementes
até os valores de 11 e 7% (FIGURA 8).
Figura 8: Tempo estimado no processo de dessecação de sementes de Achras
sapota até atingir 7% de teor de água, utilizando o método da estufa à
temperatura de 30º ± 2°C,UESC-Ilhéus-BA, julho de 2012.
26
O tempo para a perda de água das sementes é variável entre espécies e é
influenciado por alguns fatores desde a estrutura das sementes, como um pericarpo
mais espesso e mais denso; a pressão osmótica do endosperma; o teor de água; a
temperatura ambiente; dentre outros fatores. A diferença entre espécies e a
influência dos fatores intrínsecos e extrínsecos na velocidade da perda de água
pelas sementes foi observado por Andrade et al. (2005) quando submeteram as
sementes de Archantophoenix alexandrae Wendl & Drud (palmeira real australiana)
à secagem em ambiente natural por um período de 24, 54, 78, 102, 127 e 151 horas.
Os autores constataram velocidade de perda de água gradual e relativamente lenta
requerendo 151 horas para reduzir umidade inicial de 46,38% para 16,68%.
Resultado semelhante foi observado por Santos et al. (2010), onde o teor de água
das sementes de Hancornia speciosa (mangabeira) foi reduzido de 56% para 12%
após 144 horas de secagem em ambiente de laboratório (temperatura média de 24,5
± 0,5°C e umidade relativa média de 78 ± 3%).
Quando analisado estatisticamente os valores do teor de água estimados (30,
25, 20, 15, 10 e 5%) com os valores obtidos (29, 22, 18, 16, 11 e 7 %), obteve-se
resultado altamente significativo demonstrando que a equação aplicada pode ser
utilizada para determinar previamente a massa final das amostras, correspondente
aos teores de água desejados (FIGURA 9).
Figura 9: Grau de umidade de sementes de Achras sapota submetidas a diferentes
pontos de dessecação, UESC-Ilhéus-BA, julho de 2012. Cada ponto no gráfico representa a média de cada tratamento e as barras o erro padrão.
27
A aplicabilidade desta equação pode ser observada nos trabalhos de
Nascimento et al. (2006) utilizada para determinar previamente a massa final das
amostras de sementes de Euterpe oleracea, conhecida como açaizeiro,
correspondente aos teores de água desejados, e por Scalon et al. (2012) em
sementes de Eugenia pyriformis Cambess. (uvaia).
A redução progressiva do teor de água das sementes de A. sapota influenciou
nas porcentagens de emergência e plântulas anormais (FIGURAS 10 e 11), não
havendo resultado significativo para porcentagem de sementes mortas a 5% de
significância. Foi observado que o valor do grau de umidade de 25% representa o
ponto de máxima emergência de plântulas (99 %) e que a partir desse ponto a
emergência começa a reduzir. No entanto, esta redução só é expressiva quando as
sementes são dessecadas a partir 16% do teor de água (FIGURA 10). Assim, pode-
se afirmar que de acordo com os resultados obtidos sob as condições na qual foi
instalado o experimento, 16% é o teor de água crítico para as sementes de A.
sapota culminando com o aumento da porcentagem de plântulas anormais, como
observado na Figura 11.
O reflexo da redução do teor de água das sementes na emergência de
plântulas está de acordo com as informações de alguns pesquisadores que afirmam
que, a retirada de água das células pode causar vários danos ao metabolismo,
provocando alterações no ciclo celular, diminuindo ou inviabilizando a ocorrência da
germinação após o período de secagem (MARCOS FILHO, 2005; PAMMENTER;
BERJAK, 1999).
28
Figura 10: Emergência de plântulas (%) oriundas de sementes de Achras sapota submetidas a diferentes pontos de dessecação, UESC-Ilhéus-BA, julho de 2012. Cada ponto no gráfico representa a média de cada tratamento e as barras o erro padrão.
Figura 11: Plântulas anormais (%) oriundas de sementes de Achras sapota
submetidas a diferentes pontos de dessecação, UESC-Ilhéus-BA, julho de 2012. Cada ponto no gráfico representa a média de cada tratamento e as barras o erro padrão.
Estudos realizados por Oliveira et al. (2011) mostraram que sementes de
Genipa americana L. (jenipapeiro) dessecadas por 24 horas em ambiente de
laboratório (temperatura média 28°C e umidade relativa do ar de 75%) apresentam
ŷ = 0,1179x2
- 6,2495x + 79,897
R² = 0,93**
29
máxima de emergência de plântulas (92%), momento no qual o teor de água se
encontrava acima de 40%. Após este período ocorreu redução progressiva do teor
de água comprometendo e até anulando a emergência quando a desidratação
atingiu valores abaixo de 5%. Zucarelli et al. (2009), por sua vez, verificaram em
sementes de citrumelo „Swingle‟ (Citrus paradisi Macf X Poncirus trifoliata (L) Raf.)
redução da porcentagem de germinação de 72% (grau de umidade de 35%) para
40% e aumento de sementes mortas (44%) quando foram dessecadas até 13% de
teor de água, em estufa com circulação forçada de ar (32±2°C).
Na avaliação das variáveis, condutividade elétrica, primeira contagem do teste
de emergência, comprimento total de plântulas e tempo médio de emergência de
plântulas de A. sapota foram constatadas diferenças estatísticas a 1% de
significância (FIGURAS 12, 13, 14 e 15) entre os pontos de dessecação, exceto para
variável massa seca de plântulas.
Os resultados médios das variáveis, condutividade elétrica e comprimento
total de plântulas seguiram a tendência linear com valores inversamente
proporcionais à redução do teor de água das sementes, ou seja, os maiores valores
em contraste com o menor teor de água encontrado. Diferentemente dessas
variáveis, os valores médios obtidos na primeira contagem seguiram ajuste
quadrático, indicando que sementes frescas e recém beneficiadas (36% de
umidade) promoveram maior número de sementes emergidas na primeira contagem,
quando comparado às sementes que foram dessecadas. Os resultados obtidos
demonstram que a secagem afetou o vigor das sementes (FIGURA 13), mas não
prejudicou a sua viabilidade como constatado nos dados de emergência de plântulas
(FIGURA 10) e na correlação significativa entre essas variáveis (TABELA 1).
A redução progressiva do teor de água das sementes resultou na emergência
tardia, levando assim um maior tempo para atingirem o estádio de plântula,
refletindo nos resultados do tempo médio de emergência como pode ser observado
na FIGURA 15. Esse comportamento corresponde à média do tempo necessário
para um conjunto de sementes emergirem, inferindo que o menor tempo para a
formação das plântulas normais (24 dias) foi proveniente de sementes frescas com
teor de água inicial inalterado (36%). No entanto, a redução do teor de água das
sementes para 7% de umidade ocasionou no maior tempo para a emergência de
plântulas (44 dias) (FIGURA 15), além de afetar negativamente o potencial
fisiológico das sementes (63%) (FIGURA 10) em consequência da quantidade de
30
solutos liberados durante o processo de embebição utilizado no teste de
condutividade elétrica.
A diminuição no vigor das sementes de A. sapota provavelmente ocorreu em
resposta às condições de estresse durante a desidratação, pois de acordo com os
resultados da condutividade elétrica (FIGURA 12), a diminuição do teor de água das
sementes promoveu aumento da quantidade de lixiviados. Esses resultados estão
de acordo com Walters (2000) quando afirma que a perda de água, expõe os sítios
macromoleculares a ação de radicais livres que promovem consequentemente a
perda da função ou desestruturação das macromoléculas e membranas celulares,
alterando sua integridade funcional e estrutural.
Figura 12: Condutividade elétrica da solução de sementes de Achras sapota
submetidas a diferentes pontos de dessecação, UESC-Ilhéus-BA, julho de 2012. Cada ponto no gráfico representa a média de cada tratamento e as barras o erro padrão.
31
Figura 13: Primeira contagem do teste de emergência (%) após as sementes de
Achras sapota serem submetidas a diferentes pontos de dessecação, UESC-Ilhéus-BA, julho de 2012. Cada ponto no gráfico representa a média de cada tratamento e as barras o erro padrão.
Figura 14: Comprimento de plântulas (cm.plântula-¹) de Achras sapota, oriundas de sementes submetidas a diferentes pontos de dessecação, UESC-Ilhéus-BA, julho de 2012. Cada ponto no gráfico representa a média de cada tratamento e as barras o erro padrão.
ŷ = 0,0524x2
- 1,489x + 9,1837
R² = 0,97**
32
Figura 15: Tempo médio de emergência (dias) de Achras sapota, oriundas de
sementes submetidas a diferentes pontos de dessecação, UESC-Ilhéus-BA, julho de 2012. Cada ponto no gráfico representa a média de cada tratamento e as barras o erro padrão.
Os dados obtidos no presente trabalho demonstraram danos significativos no
sistema de membranas das células de A. sapota durante o processo de dessecação.
Esses resultados contradizem os encontrados por Corsato (2010), no estudo de
sementes de Annona emarginata (Schldt.) H. Rainer (araticum-de-terra-fria), onde a
perda do material celular foi maior em sementes que não foram submetidas ao
processo de secagem ocorrendo à redução na quantidade de material lixiviado
quando o teor de água foi reduzido de 31% para 19%, demonstrando efeito de
mecanismos de proteção das sementes quanto à tolerância à dessecação, uma vez
que a germinação não foi afetada.
Os efeitos da dessecação sobre o desempenho fisiológico de sementes
também foi verificado por Nascimento et al. (2010) onde a desidratação progressiva
(37,4; 30,3; 26,1; 21,0; 15,1 e 11,9% de água) realizada em estufa de circulação
forçada de ar (30±2°C) intensificou o processo de deterioração das sementes de
Euterpe oleracea (açaizeiro), com anulação da germinação ao atingirem 15% de teor
de água. Esses resultados diferem dos encontrados por Rebouças (2010), para
sementes de Astrocaryum aculeatum G. Mey (tucumã), onde a redução do conteúdo
de água das sementes até 14,2% não ocasionou redução do potencial fisiológico.
33
Na Tabela 1 observa-se que correlação do teste de condutividade elétrica
com todas as variáveis analisadas foi altamente significativa, exceto para a variável
sementes mortas, que não apresentou correlação com a condutividade elétrica a 5%
de significância. Os dados de condutividade elétrica apresentaram correlação
significativa e negativa com as variáveis emergência e primeira contagem; enquanto
que em relação ao tempo médio de emergência, a correlação foi signficativa e
positiva. Destaca-se também, a correlação significativa e negativa entre a
emergência e o tempo médio de emergência. Esses resultados permitem afirmar
que o aumento da liberação de solutos das sementes em resposta a menor
velocidade de restabelecimento da integridade das membranas celulares, reflete na
emergência de plântulas, comprovando a confiabilidade da aplicação do teste de
condutividade elétrica para demonstrar os danos causados pelo processo de
dessecação em sementes de A. sapota.
Tabela 1: Estimativa dos coeficientes de correlação simples de Pearson (r) das
variáveis estudadas em sementes de Achras sapota, submetidas à
dessecação, UESC-Ilhéus-BA, julho de 2012.
COEFICIENTE DE CORRELAÇÃO ( r )
VARIÁVEIS CE E PA SM PC CP MS TME
GU -0,93** 0,55** -0,63** 0,43* 0,80** -0,54** -0,55** -0,75**
CE -0,68** 0,72** -0,30ns -0,61** 0,62** 0,63** 0,75**
E -0,96** 0,07ns 0,15ns -0,39* -0,79** -0,65**
PA -0,28ns -0,27ns 0,43* 0,79** 0,71**
SM 0,38* -0,44* -0,17ns -0,31ns
PC -0,16ns -0,27ns -0,50**
CT 0,45* 0,46*
MST 0,49**
Condutividade Elétrica (CE), Emergência (G), Plântulas Anormais (PA), Sementes Mortas (SM), Primeira Contagem do Teste de Emergência (PC), Comprimento de Plântula (CP), Massa Seca de Plântula (MS) e Tempo Médio de Emergência (TME). Coeficiente de correlação (r) significativo a 1% (**), 5% (*) de probabilidade e (
ns) não-
significativo.
Resultados semelhantes aos obtidos no presente trabalho foram constatados
por Martins et al. (2009) durante a avaliação do potencial fisiológico de lotes de
sementes de Euterpe oleracea (açaízeiro) com teor de água de 32,2 a 45,5%, onde
34
os resultados de correlação simples entre condutividade elétrica e os dados de
germinação indicaram correlação negativa altamente significativa, ou seja, aumentos
nos valores de condutividade elétrica, decorrentes da desestruturação das
membranas celulares quando do processo de deterioração, corresponderam à
queda da germinação e vigor.
Tokuhisa et al. (2009) verificaram que o teste de condutividade elétrica
conduzido sob duas temperaturas (25°C e 30°C), dois volumes de água (50 e 75
mL) e seis períodos de embebição (2, 4, 6, 8, 24 e 48 horas), apresentaram
correlação negativa significativa com a emergência de plântulas de Carica papaya L.
(mamoeiro), provenientes de diferentes lotes de sementes, destacando a eficiência
do teste para detectar diferenças no potencial fisiológico de diferentes lotes,
especialmente quando as sementes são imersas em 50 e 75 mL de água e 25°C e
30°C, respectivamente.
Pouquíssimos são os trabalhos com frutíferas que correlacionam os testes de
vigor, mais especificamento o teste de condutividade elétrica, com os dados de
germinação ou emergência. Podendo ser observado esta comparação em sementes
de cereais, como é o caso de sementes de X. triticosecale Wittmack triticale); cereal
resultante da hibridação das espécies Triticum aestivum L. (trigo) e Secale cereale L.
(centeio); no qual foi observado por Steiner et al. (2011) correlação negativa
significativa entre os testes de condutividade elétrica e a germinação, e correlação
positiva significativa entre o teste de condutividade elétrica com quase todos os
testes de vigor utilizados no experimento.
Apesar do teste de condutividade elétrica ser mais utilizado para diferenciar o
desempenho entre lotes de alto e baixo vigor, de acordo com dados apresentados
nesse trabalho, pode-se recomendar a utilização do teste para avaliação eficiente e
rápida do potencial fisiológico de sementes de A. sapota, podendo assegurar que a
diminuição do vigor dessas sementes não atribui-se à influência do genótipo, nem
tão pouco está associada às características de dormência ou impermeabilidade do
tegumento, como observado por Azerêdo et al. (2002) e Matos et al. (2003).
35
4.4. Experimento II
Com base nos baixos valores do coeficiente de variação em relação às médias
dos valores máximo e mínimos de comprimento, largura e espessura das sementes,
1,82 - 2,66; 1,07 - 1,38 e 0,48 - 0,72 cm, respectivamente, pressupõem que o lote de
sementes utilizado era homogêneo (TABELA 2). Os resultados médios de tamanho
das sementes de A. sapota estão de acordo com os descritos por Gomes (2007) em
sementes da mesma espécie, que encontrou as dimensões de comprimento, largura
e espessura de 0,7; 1,2 e 2,0 cm, respectivamente. Em sementes de Manilkara
achras (Miller) Fosberg, espécie também pertencente à família Sapotaceae, Alves,
Filguieras e Moura (2000) encontraram medidas de tamanho dentro do mesmo
padrão médio, 2,13 cm.
Quanto ao peso de 1000 sementes, o valor médio obtido foi de 696,80g, o que
permite inferir que o quilograma de sementes de Achras sapota contém
aproximadamente, 1.435 sementes. Com base nos dados do coeficiente de variação
pode-se afirmar que as sementes não apresentaram variação acentuada em relação
ao peso (TABELA 2). Resultado superior em relação ao número de sementes por
quilograma foi observado por Almeida Júnior et al. (2010) em sementes de Manilkara
salzmannii (A. DC.) H. J. Lam pertencente também à família Sapotaceae, onde o
peso de 1000 sementes foi 271,04g resultando em cerca de 3.689
sementes/quilograma. Conforme os resultados apresentados para o peso de 1000
sementes pode-se afirmar que, apesar de pertencerem à mesma família, as
características das sementes podem variar entre e dentre espécies.
Tabela 2: Média, valor máximo, valor mínimo e coeficiente de variação (C.V.) para as
variáveis de biometria e caracterização física de sementes de Achras sapota, UESC-Ilhéus-BA, julho de 2012 (n= 200).
Variável (unidades) Média Valor
Máxima Valor
Mínima C.V. (%)
Comprimento (cm) 2,12 2,66 1,82 0,53
Largura (cm) 1,20 1,38 1,07 0,48
Espessura (cm) 0,59 0,72 0,48 0,70
Peso de 1000 sementes (g) 696,80 707,90 687,70 0,96 n = número de sementes utilizados nas avaliações biométricas
36
Na Tabela 3 estão apresentados os resultados referentes à germinação e
vigor de sementes de A. sapota submetidas às temperaturas constante (28ºC) e
alternada (20° - 30°C). As sementes apresentaram maior valor de germinação (93%)
na temperatura constante de 28°C. Essa temperatura também favoreceu um rápido
e melhor desenvolvimento das plântulas, como observado nas variáveis primeira
contagem (7%) e comprimento total (12 cm) com menor tempo médio de germinação
(14 dias). Observou-se que o valor da massa seca de plântulas na temperatura
constante de 28°C (0,1731g) foi inferior ao encontrado na temperatura alternada 20°
- 30°C (0,1787g). Este resultado foi consequência da alta temperatura durante todo
o período da germinação que favoreceu maior crescimento das plântulas, quando
comparado aos resultados obtidos na germinação sob temperatura alternada. Com
isso pode-se inferir que 28°C foi a temperatura que favoreceu o processo de
germinação de sementes da espécie A. sapota.
Gama et al. (2010) observaram que a utilização do substrato areia sob
temperaturas constantes de 30 e 35°C favoreceram a germinação de sementes de
Euterpe oleracea (açaizeiro) apresentando 97 e 92%, respectivamente, diferindo
significativamente da temperatura alternada onde a germinação foi de 85%.
Tabela 3: Dados médios de Germinação (G), Primeira Contagem do Teste de
Germinação (PC), Plântulas Anormais (PA), Sementes Mortas (SM), Comprimento de Plântulas (CP), Massa Seca de Plântulas (MS) e Tempo Médio de Germinação (TMG) de sementes de Achras sapota, submetidas a diferentes temperaturas, UESC-Ilhéus-BA, julho de 2012.
TRAT G
(%) PC (%)
PA (%)
SM (%)
CP (cm.plântula¹)
MS (g.plântula¹)
TMG (dias)
28°C 93 7 4 3 12,00 0,1731 14
20-30°C 37 0 63 0 9,35 0,1787 57
CV (%) 10.23** 14.52** 9.65** 168.22ns
1.22** 2.63ns
10.03* C.V. = coeficiente de variação (**) e (*) Significativo a 1 e 5% de probabilidade pelo teste F. Não significativo (
ns)
A alternância da temperatura proporcionou menor porcentagem de
germinação (37%), tendo como consequência maior estande de plântulas anormais
(63%), e com menor crescimento (9,35 cm) resultando em plântulas estioladas,
provavelmente devido à variação da temperatura. Essa variação favoreceu o
37
incremento na massa seca das plântulas, porém, o aumento do tempo,
correspondeu a uma média de 57 dias para completarem o desenvolvimento de uma
plântula normal (TABELA 3).
O levantamento da micobiota associada às sementes de A. sapota permitiu a
identificação de cinco diferentes gêneros (FIGURA 16). Dentre as espécies
registradas, Penicillium sp. foi a mais freqüente, atingindo um índice médio de 31%,
seguida de Lasiodiplodia theobromae, com 20,9% e de Mucor sp. com 14,8%.
Rhizopus nigricans e Aspergillus spp. foram pouco frequentes. Também foi
registrado o fungo antagonista Trichoderma sp. (17,2%), utilizado em estudos como
agente de controle biológico.
Penicillium sp., Rhizopus nigricans, Aspergillus spp. e Mucor sp., embora não
sejam primariamente patógenos de sementes, podem comprometer a qualidade das
mesmas quando armazenadas com teor de água alto e em ambiente com
temperatura elevada. A detecção desses fungos, associados às sementes, comuns
em uma ampla gama de ambientes, pode ser atribuída à contaminação durante a
manipulação das mesmas, pois se apresentavam de forma superficial, ou, em
alguns casos, como associação endofítica, especialmente Trichoderma.
Lasiodiplodia theobromae é um fungo cosmopolita, polífago, oportunista e
capaz de infectar frutos e disseminar doenças em várias espécies de frutíferas,
sendo um dos mais eficientes patógenos disseminados por meio de sementes e
causadores de problemas pós-colheita. Como pode ser observado nos resultados do
trabalho de Pereira et al. (2006) onde os oito isolados de L. theobromae estudados
mostraram-se patogênicos quando inoculados em frutos sadios de caju, maracujá,
manga, coco e mamão, os quais exibiram sintomas entre 48 e 72 h após a
inoculação, variando quanto à agressividade. A ocorrência desse fungo também foi
detectada na espécie Manilkara achras Fosberg (Sapotaceae), na qual foi observada
a presença em suas sementes, o que resultou na disseminação da doença
conhecida como seca-descendente provocando a morte de plantas enxertadas em
condições de viveiro (Freire et al., 2004).
Viana et al. (2003) estudando a aplicação de diferentes métodos para a
detecção de fungos associados aos frutos e sementes de Achras sapota
(sapotizeiro), encontraram nove gêneros de fungos associados às sementes, sendo:
Aspergillus spp. e Penicillium spp. os mais frequentes (16 e 8%, respectivamente) e
em menor porcentagem Lasiodiplodia theobromae, Trichoderma sp. e Rhizopus sp.
38
(3,5, 2,5 e 1,0%, respectivamente). A menor frequência de L. theobromae observada
pelos autores diverge dos resultados obtidos nesse trabalho, onde o fungo L.
theobromae foi o segundo mais frequente em sementes de A. sapota Isso indica que
deve-se ter preocupação na reprodução seminal dessa espécie frutífera no sul da
Bahia, uma vez que o patógeno em questão pode ser limitante à sua produção
comercial nesta região. Portanto, ensaios visando o tratamento de sementes dessa
frutífera para o controle de fungos fitopatogênicos devem ser realizados.
* Frequência obtida considerando a soma total das colônias nas diferentes bandejas.
Figura 16: Frequência de ocorrência de fungos detectados em sementes de Achras
sapota pelo método “blotter test”, UESC-Ilhéus-BA, julho de 2012.
39
6. CONCLUSÕES
a) O decréscimo no teor de água das sementes resulta no aumento da
condutividade elétrica, promovendo a diminuição do potencial fisiológico das
sementes de Achras sapota nos valores de 11 e 7% de teor de água;
b) As sementes de A. sapota podem ser dessecadas até o teor de água de 16%
sem comprometimento da viabilidade (germinação) das sementes, sendo 25% de
teor de água o ponto de máxima;
c) A temperatura constante de 28°C é a que melhor favorece os testes de
germinação e vigor utilizados, não sendo recomendada para a espécie a
temperatura alternada 20-30°C.
d) As sementes de A. sapota oriundas de frutos coletados na fazenda Planalto,
localizada no município de Canavieiras-BA, apresentaram maior freqüência de
fungos Penicillium sp., Lasiodiplodia theobromae e Trichoderma sp.
40
REFERÊNCIAS
ALMEIDA, M. B. et al. Morfologia de frutos exóticos com potencial econômico para região semiárida brasileira. Maceió: Anais CONNEPI 2010. 2011.
ALMEIDA JÚNIOR, E. B. et al. Descrição morfológica de frutos e sementes de Manilkara salzmannii (sapotaceae). Curitiba: Floresta , v. 40, n. 3, p. 535-540, 2010.
ALVES, E. U. et al. Comportamento fisiológico de sementes de pitombeira [Talisia
esculenta (A. ST. Hil) Radlk] submetidas à desidratação. Jaboticabal: Revista
Brasileira de Fruticultura, v.30, n.2, jun. 2008. p. 509-516.
ALVES, R. E.; FILGUIERAS, H. A.. C.; MOURA, C.F.H. Org. Caracterização de frutas nativas da América Latina. Sapoti (Manilkara achras (Mill.) Fosberg). Jaboticabal: UNESP/SBF, 2000. ANDRADE, R. R.; SCHORN, L. A.; NOGUEIRA, A. C. Tolerância à dessecação em sementes de Archantophoenix alexandrae wendl. And drude (palmeira real australiana). Ambiência - Revista do Centro de Ciências Agrárias e Ambientais, Guarapuava, v.1, n.2, p. 279-288, 2005.
AZERÊDO, G. A. et al. Desempenho de sementes de sapoti (Achras sapota L.) submetidas a diferentes tratamentos pré-germiantivos. Revista Brasileira de Fruticultura, Jaboticabal, v. 24, n. 1, p. 147-150, 2002. BANDEIRA, C.T. et al. Cultivo de sapoti e sapota sob irrigação localizada no litoral cearense. Fortaleza-CE: Comunicado Técnico Embrapa AgroindústriaTropical, n. 51, 6 p., 2000.
BARROCAS, E. N.; MACHADO, J. C. Introdução a patologia de sementes e testes convencionais de sanidade de sementes para a detecção de fungos fitopatogênicos. Informativo ABRATES: Inovações tecnológicas em Patologia de Sementes, v. 20, n. 3, 2010. BARROS, D. I. et al. Comportamento fisiológico de sementes de mangaba submetidas à dessecação. Revista ACTA Tecnológica - Revista Científica, v. 5, n. 1, jan-jun 2010. p. 33-43. BEWLEY, J. D.; BLACK, M. Seeds: physiology of development and germination. New York: Plenum, 1994. 367 p.
41
BLACKMAN, S. A. et al. Maturation proteins associated with desiccation tolerance in soybean. Plant Physiology, Rockville, v. 96, p. 868-874, 1992.
BRASIL. Manual de Análise Sanitária de Sementes. Brasília: Ministério da Agricultura, Pecuária e Abastecimento - MAPA-ACS, 2009, 200 p.
BRAZILIAN FRUIT. A fruticultura – No Brasil. 2012. Disponível em:< http://www.brazilianfruit.org/Pbr/Fruticultura/Fruticultura.asp>. Acesso em: 09 mai. 2012.
CARVALHO, N. M.; NAKAGAWA, J. Sementes: ciência, tecnologia e produção. 4 ed. Jaboticabal: FUNEP, 2000. 588p..
CORSATO, J. M. Tolerância à dessecação e armazenamento de sementes de Araticum-de-terra-fria (Annona emarginata (SCHLTDL.) H. Rainer). 101 p. 2010. Dissertação (Mestrado): Universidade Estadual Paulista – Instituto de Ciências Biológicas de Botucatu, 2010. CROMARTY, A.S.; ELLIS, R.H.; ROBERTS, E.H. Designing of seed storage facilities for genetic conservation. Rome: IPGRI, 1985. 100 p.
CRUZ, E. D. Armazenamento de sementes de cupuaçu (Theobroma grandiflorum (Willd. Ex Spreng.) K. Schum). 67 p. 2006. Piracicaba: Tese de doutorado – Escola Superior de Agricultura Luiz de Queiroz, Universidade de São Paulo, Piracicaba, 2006.
DIAS, M. A. et al. Influência da temperatura e substrato na germinação de sementes de jabuticabeira (Myrciaria cauliflora Berg.). Chile: IDESIA, v. 29, n. 1, p. 23-27, 2011. DICKIE, J. B.; PRITCHARD, H. W. Systematic and evolutionary aspects of desiccation tolerance in seeds. In: BLACK, M.; PRITCHARD, H. W. Desication and survival in plants: drying without dying. Wallingford: CABI, cap. 9, 2002. p. 239 – 254. FARIA, M. A. V. R. et al. Germinabilidade e tolerância à dessecação em sementes de milho colhidas em diferentes estádios de maturação. Revista Brasileira de Milho e Sorgo, v. 3, n. 2, p. 276-289, 2004. FERREIRA, A. G.; BORGHETTI, F. Germinação: do básico ao aplicado. Porto Alegre: Artmed, 323 p., 2004.
42
FONSECA, S. C. L.; FREIRE, H. B. Sementes recalcitrantes: problemas na pós-colheita. Campinas: Bragantia, v.62, n.2, p.297-303, 2003. FREIRE, F. C. O. et al. Novos hospedeiros do fungo Lasiodiplodia theobromae no estado do Ceará. Comunicado Técnico - Embrapa Agroindústria Tropical, Fortaleza, n. 91, 2004. GAMA, J. S. N. et al. Temperaturas e substratos para germinação e vigor de sementes de Euterpe oleracea Mart. Fortaleza: Revista Ciência Agronômica, v. 41, n. 4, p. 664-670, 2010. GOMES, R. P. Fruticultura Brasileira. São Paulo: Nobel, ed. 13, 2007 p. 395-399.
HONG, T. D.; ELLIS, R. H. A protocol to determine seed storage behaviour. Ipgri Technical Bulletin, Italy, n.1, 1996. p. 38 – 39. HONG, T. D.; ELLIS, R. H. Optimum air-dry seed storage enviroments for Arabica coffee. Seed Science and Tecnology, Zürich, v. 20, n. 3, p. 547-560, 1992.
IBRAF. Frutas brasileiras em ascensão - Grande produtor mundial mostra sua diversidade e qualidade no mercado internacional. 2012. Disponível em:< http://www.ibraf.org.br/imprensa/0901_FrutasBrasileirasAscensao.asp>. Acesso em: 09 mai. 2012.
KRZYZANOWSKI, F. C.; VIEIRA, R. D.; FRANÇA NETO, J. de B. Vigor de
sementes: conceitos e testes. Londrina: Associação Brasileira de Tecnologia de
Sementes, Comitê de Vigor de Sementes – ABRATES, 1999, 218 p.
LEON, J. Fundamentos botánicos de los cultivos tropicales. IICA, 1969. p. 244 - 249.
LEPRINCE, O.; HENDRY, G. A. F.; MCKERSIE, B. D. The mechanisms of desiccation tolerance in developing seeds. Seed Science Research, Cambridge, v.3, p.231-246, 1993. LIMA, A. N. de. Uso do tratamento térmico no controle de Ceratitis capitata em frutos de sapotizeiro (Achras sapota L.). 139 p. 2005. Tese de doutorado - Universidade Federal da Paraíba Centro De Ciências Agrárias, Curso de Pós-Graduação em Agronomia - Departamento de Fitotecnia. 2005.
43
LORENZI, H. et al. Frutas brasileiras e exóticas cultivadas (de consumo in natura). São Paulo: Instituto Plantarum de Estudos da Flora, 650 p., 2006.
MACHADO, J. C. Patologia de sementes: fundamentos e aplicações. Brasília, DF: Ministério da Educação, 1988, 107 p.
MAGALHÃES, H. M. et al. Qualidade sanitária de sementes de coquinho-azedo (Butia capitata) no Norte de Minas. Ciência Rural, v.38, n.8, 2008. MARCOS FILHO, J. Fisiologia de sementes de plantas cultivadas. Piracicaba: Fealq, 2005, 495 p. MARQUES, F. J. Propagação sexuada e assexuada da faveleira (Cnidoscolus phyllacanthus (Müll. Arg.) Pax & L. Hoffm.): subsídios para o seu cultivo como lavoura xerófila. 112 p. 2007. Dissertação (Mestrado em Agronomia) Centro de Ciências Agrárias da Universidade Federal da Paraíba. Área de Concentração: Ecologia Vegetal e Meio Ambiente, 2007.
MARTINS, C. C.; NAKAGAWA, J.; BOVI, M. L. A. Avaliação da qualidade fisiológica de sementes de açaí. Revista Brasileira de Fruticultura, Jaboticabal, v. 31, n. 1, p. 231-235, 2009. MASETTO, T. E. et al. Desiccation tolerance and dna integrity in Eugenia pleurantha O. Berg. (Myrtaceae) seeds. Revista Brasileira de Sementes, Londrina, v.30, n.2, 2008, p.51-56.
MATOS, V. P. et al. Sementes de sapoti (Achras sapota L.) dormência e emergência. Pesquisa Agropecuária Tropical, 33 (2): p. 79-82, 2003. MELCHIOR, S. J. et al. Colheita e armazenamento de sementes de gabiroba (Campomanesia adamantium camb. – myrtaceae) e implicações na germinação. Revista Brasileira de Sementes, Londrina, v. 28, n. 3, p.141-150, 2006. NASCIMENTO, W. M. O.; CÍCERO, S. M.; NOVEMBRE, A. D. L. C. Conservação de sementes de açaí (Euterpe oleracea Mart.). Revista Brasileira de Sementes, v. 32, n. 1, p.024-033, 2010. NASCIMENTO, W. M. O. Conservação de sementes de açaí (Euterpe oleracea Mart.). 61 p. Tese (doutorado) – Escola Superior de Agricultura Luiz de Queiroz, Piracicaba. 2006.
44
OLIVEIRA, L. M. et al. Períodos e ambientes de secagem na qualidade de sementes de Genipa americana L. Semina: Ciências Agrárias, Londrina, v. 32, n. 2, p. 495-502, 2011. PAMMENTER, N.W.; BERJAK, P. A review of recalcitrant seed physiology in relation to desiccation-tolerance mechanisms. Seed Science Research 9, 1999. p.13-37.
PEIXOTO, A. M. et al. Enciclopédia agrícola brasileira S-Z. São Paulo: Editora da Universidade de São Paulo, Fapesb, v. 6, 2006. p. 126-127.
PEREIRA, A. L.; SILVA, G. S.; RIBEIRO, V. Q. Caracterização fisiológica, cultural e patogênica de diferentes isolados de Lasiodiplodia theobromae. Fitopatologia Brasileira, 2006. p. 572-578. REBOUÇAS, E. R. Dessecação e conservação de sementes de tucumã (Astrocaryum aculeatum G. Mey). 59 p. 2010. Dissertação (mestrado): Instituto Nacional de Pesquisas da Amazônia – Programa de Pós-Graduação em Agricultura no Trópico Úmido, Manaus. 2010.
ROBERTS, E.H. Storage environment and the control of viability. In: ROBERTS, E.H. (Ed.). Viability of seeds. New York: Syracuse University Press, 1972. p.14-58.
SANTOS, E. O.; FERRAZ, Z. M. L. Agrossíntese: Os bons frutos da Bahia. Salvador-Ba: SEAGRI. Disponível em:<http://www.seagri.ba.gov.br/agrosintese_BaAgricV6N1. asp>. Acesso em: 01 mar. 2012.
SANTOS, P. C. G. et al. Qualidade de sementes de Hancornia speciosa Gomes em função do tempo de secagem. Semina: Ciências Agrárias, Londrina, v. 31, n. 2, p. 343-352, 2010. SCALON, S. P. Q. et al. Sensibilidade à dessecação e o armazenamento em sementes de Eugenia pyriformis Cambess. (UVAIA). Revista Brasileira de Fruticultura, Jaboticabal - SP, v. 34, n. 1, p. 269-276, 2012. SILVA, E. E. Frutíferas nativas do Nordeste: qualidade fisiológica, morfologia e citogenética. 110 p.. 2006 Dissertação (Mestrado em Agronomia) - Universidade Federal da Paraíba - Centro de Ciências Agrárias. 2006. STEINER, F. Comparação entre métodos para a avaliação do vigor de lotes de
45
sementes de triticale. Ciência Rural, Santa Maria, v. 41, n. 2, p. 200-204, 2011. TANG, A.J.; TIAN, M. H.; LONG, C. L. Desiccation tolerance and storability of Mangifera persiciformis Wu et Ming seeds, a narrowly distributed and endemic species in China. Seed Science & Technology, n. 36, p. 486-490, 2008.
TOKUHISA, D. et al. Teste de condutividade elétrica para avaliação da qualidade fisiológica de sementes de mamão (Carica papaya L.). Revista Brasileira de Sementes, v. 31, n. 2, p. 137-145, 2009. VEIGA, Adriano D. et al. Tolerância de sementes de soja à dessecação. Ciência e Agrotecnologia, Lavras, v. 31, n. 3, p. 773-780, 2007. VEIGA, André D. et al. Armazenabilidade de sementes de cafeeiro colhidas em diferentes estádios de maturação e submetidas a diferentes métodos de secagem. Revista Brasileira de Sementes, Londrina, v. 29, n. 1, p.83-91, 2007. VIANA, F. M. P. et al. Fungos associados a frutos e sementes do sapotizeiro. Fortaleza: Embrapa Agroindústria Tropical, Boletim de Pesquisa e Desenvolvimento, n. 10, 2003, 23 p. VIEIRA, R.D.; CARVALHO, N.M de. Testes de vigor em sementes. Jaboticabal:
FUNEP/UNESP. 1994,164 p.
WALTERS, C. Levels of recalcitrance in seeds. Revista Brasileira de Fisiologia Vegetal, n. 12 (edição especial), p. 7-21, 2000. ZUCARELLI, V. et al. Tolerância à dessecação e influência do tegumento na
germinação de sementes de citrumelo „swingle‟ (Citrus paradisi MACF X Poncirus
trifoliata (L) RAF.). Revista Brasileira de Fruticultura, Jaboticabal - SP, v. 31, n. 1,
p. 291-295, 2009.