colonização de pycnoporus sanguineus e...
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1. Organização
Estágio curricular obrigatório desenvolvido durante o período de 09 de
julho a 09 de outubro na Universidade Federal de Pelotas (UFPEL). A UFPEL é
uma instituição de ensino superior, fundada em oito de agosto de 1969, conta
hoje com 1110 docentes e cerca de 22000 alunos de graduação.
Durante o estágio foram realizadas pesquisas na área de Tecnologia da
Madeira no Laboratório de Propriedades Físicas e Mecânicas da Madeira do
curso de Engenharia Industrial Madeireira sob a supervisão do Professor Darci
Alberto Gatto, responsável pelo laboratório.
No laboratório estão presentes uma Técnica em química, o Professor
chefe do Laboratório e dois bolsistas da graduação.
2. Introdução
A madeira, por ser uma excelente alternativa para muitos consumidores
em função de sua valorização tanto em beleza quanto em durabilidade e
trabalhabilidade é um material que sempre terá ampla utilização.
As atividades desenvolvidas durante o período de estágio foram com a
utilização das madeiras de Cordia americana (guajuvira), Tetrorchidium
rubrivenium Poepp (canemaçu), Parapiptadenia rígida (angico), Pinus sp e
Acacia mearnsii.
A Cordia americana (guajuvira) pertencente a família Boraginaceae
possui tronco raramente cilíndrico com a floração de setembro a outubro nos
estados de Santa Catarina e Rio Grande do Sul, sua dispersão ocorre
principalmente anemocórica, pelo vento e também autocórica e notadamente
por gravidade (CARVALHO, 2004).
A guajuvira apresenta um crescimento lento e moderado, possui um
madeira densa, com a uma porcentagem de umidade a 15% (Carvalho, 2004
apud Pereira & Mainieri, 1957). A madeira da espécie possui grande
durabilidade quando exposto às intempéries, sendo muito resistente ao
apodrecimento quando em contato com a terra (CARVALHO, 2004).
A Parapiptadenia rigida foi outra madeira estudada, é uma espécie
nativa do Brasil, pertencente a família mimosaceae. No Rio Grande do Sul a
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floração ocorre de outubro a janeiro e a frutificação de maio a julho, pode
atingir uma altura de até 35 m e 140 cm de DAP quando adulta CARVALHO
(2002).
Segundo Lorenzi (1992), a madeira é pesada, com massa específica em
torno de 0,93 g/cm³, compacta, bastante dura, composta de fibras grossas e
revessas, de grande durabilidade.
Conforme Mori (2007) o angico possui um cerne duro em relação ao
corte, pesado e apresenta estrias e veias onduladas tornando-o assim uma
espécie muito agradável com relação a beleza de sua madeira, dessa forma
oferece excelente superfície de envernizamento.
A madeira por ser de origem orgânica, está sujeita a biodegradação
quando em contato com microorganismos como fungos, insetos e bactérias.
Sendo os fungos os principais responsáveis por grandes perdas econômicas
no setor madeireiro por afetar a qualidade da madeira.
Entre os principais problemas causados por fungos estão a redução da
resistência mecânica devido ao consumo dos componentes estruturais da
parede celular, tornando a madeira quebradiça, alteração nos parâmetros
colorimétricos, com a presença de manchas escuras na área atacada,
causando depreciação do produto final por afetar sua qualidade.
Os fungos que provocam danos em peças de madeira pertencem a
classe dos basidiomicetos (Oliveira et al, 2005), eles se dividem em
manchadores e apodrecedores.
As avaliações realizadas durante o estágio envolveram os fungos
apodrecedores, Pycnoporus snaguineus (podridão branca) e Gloephylum
trabeum (podridão parda).
Foi feito o acompanhamento de ensaios de colorimetria e rugosidade na
madeira de canemaçu com o objetivo de avaliar as tonalidades naturais dos
corpos de prova de canemaçu nas regiões periférica e central do tronco antes
de serem colocados em contato direto com fungos causadores de podridão
branca e parda no campo de apodrecimento acelerado.
Além disso, foi realizado o acompanhamento de outro trabalho que
objetivou avaliar o crescimento micelial de dois fungos de podridão branca
(Trametes versicolor e Pycnoporus sanguineus) em meios de cultura-padrão para
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crescimento de fungos apodrecedores da madeira e meios compostos com serragem
de Pinus sp e extrato de serragem de Acacia mearnsii,, visando analisar a
viabilidade destes microorganismos no processo de biopolpação.
3. ATIVIDADES ACOMPANHADAS
3.1 Colorímetro e Rugosímetro
Primeiramente foram realizadas análises de colorimetria e
posteriormente rugosidade para obter informações sobre a coloração das
madeiras em estudo e a rugosidade, que posteriormente irão passar por outros
testes de propriedades físicas.
As madeiras analisadas foram Tetrorchidium rubrivenium Poepp
(Canemaçu), Parapiptadenia rigida e Cordia americana.
O colorímetro é o aparelho utilizado para avaliar a cor da madeira que
utiliza o sistema CIE-L*a*b*, que possui um sistema de coordenadas de cor
tridimensional luminosidade (L*) que varia de 0 (preto) a 100% (branco) e as
coordenadas cromáticas a* (verde-vermelho) e b* (azul-amarelo).
De acordo com STAGERLIN (2012), este sistema é caracterizado por
definir a cor baseado em três elementos: a luminosidade ou claridade, a
tonalidade ou matiz e a saturação ou cromaticidade, permitindo percepções
de cores em termos de um espaço tridimensional (L*, a* e b*), conforme a
figura 1 (FIGURA 1).
A qualidade da superfície de uma madeira pode ser avaliada através da
medição da rugosidade desde que não existam irregularidades superficiais que
interfiram nos valores analisados.
A estrutura anatômica, principalmente a cavidade celular influencia na
rugosidade superficial da madeira Taylor (1999 apud Martins et al 2011).
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FIGURA1: Sistema de coordenadas de cores CIELab
FONTE: Stangerlin, 2012
3.1.1 Tetrorchidium rubrivenium Poepp. (Canemaçu)
As amostras de canemaçu foram confeccionadas com dimensões de
9,0 X 25,00 X 25,00 mm, de acordo com a norma ASTM 2017 (1994) para
aproveitar o dimensionamento das madeiras para o campo de apodrecimento
acelerado após a colorimetria. Foram no total oitenta amostras de Canemaçu,
sendo quarenta para a região periférica do tronco e quarenta para a região
central.
A colorimetria foi realizada da seguinte forma nas amostras de
canemaçu: Duas analises no sentido radial e duas analises no sentido
tangencial. Logo foram realizadas quatro análises no sentido transversal, para
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evitar a entrada de luminosidade do ambiente externo na amostra, devido a sua
dimensão ser inferior à abertura do colorímetro, o que poderia provocar
alteração nas cores naturais das amostras.
Foi realizado ensaio de rugosidade nos corpos de prova de canemaçu
após a colorimetria. As analises de rugosidade foram realizadas nos dois
sentidos radial e tangencial respectivamente.
Após os corpos de prova foram acondicionados em câmara climatizada
20 graus Celsius e 65% de umidade relativa até que atinjam massa constante
para obter massa inicial antes de serem postos em campo de apodrecimento
acelerado.
FIGURA 2: A e B: Colorímetro, C e D: Rugosímetro
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A B
C D
3.1.2 Parapiptadenia rígida e Cordia americana
Foram realizados ensaios de rugosidade e colorimetria em sessenta e
seis amostras, sendo trinta de Parapiptadenia rigida e trinta de Cordia
americana.
A colorimetria foi realizada da seguinte forma nas amostras de angico e
guajuvira: Duas análises no sentido radial e duas analises no sentido
tangencial. Estas análises foram apenas como objetivo de caracterizar estas
madeiras. O dimensionamento das amostras foi de 2 X 2 X 3 cm.
As análises de rugosidade foram realizadas nos dois sentidos radial e
tangencial respectivamente.
Logo elas foram armazenadas em câmara climatizada com temperatura
e umidade controlada até atingirem peso constante para posteriormente avaliar
a retratibilidade.
3.2 Campo de apodrecimento acelerado
3.2.1 Obtenção do material
As amostras de madeira foram fornecidas pelo Centro Tecnológico do
Mobiliário (CETEMO), localizado na cidade de Bento Gonçalves-RS, região
Nordeste do estadolocalizado na cidade de Bento Gonçalves-RS, região
Nordeste do estado. O CETEMO atua na cadeia produtiva moveleira e no
atendimento de empresas de diversas regiões do país, recebendo materiais
para a realização de estudos e pesquisas.
Os fungos utilizados neste estudo (Trametes versicolor e Gloeophyllum
trabeum) foram fornecidos pelo Laboratório de Produtos Florestais do Serviço
Florestal Brasileiro, localizado em Brasília, no Distrito Federal e atua na área de
tecnologia da madeira e outros produtos florestais, contribuindo para o
desenvolvimento sustentável no setor florestal.
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O dimensionamento dos corpos de prova foi de 9,0 X 25,00 X 25,00
mm, de acordo com a norma ASTM 2017 (1994).
O presente trabalho está em desenvolvimento, com o objetivo de avaliar
a resistência natural da madeira de Canemaçu em duas posições (alburno e
cerne) quanto a presença de fungos apodrecedores Trametes versicolor
(podridão branca) e Gloephylum trabeum (podridão parda).
3.2.2 Montagem do experimento
Após as análises de rugosidade e colorimetria nas amostras de
canemaçu, realizou-se a montagem do campo de apodrecimento acelerado, de
acordo com a norma ASTM 2017 (1994). Para isto foram utilizados setenta e
dois fracos de vidro com capacidade de 450 ml, sendo quatro tratamentos com
doze repetições e vinte e quatro blocos de correção.
Em cada frasco foram adicionados 100 gramas de solo, 43 gramas de
água e uma placa suporte de Pinus sp. Primeiramente foi realizada a coleta do
solo na região de São Gabriel para análise física, onde foram obtidos os
valores de pH 6,4, considerado levemente ácido e capacidade de retenção de
água de 39%. Logo o solo foi peneirado em uma peneira com 4,50 mm de
abertura.
Em seguida foi calculado o teor de umidade do solo, pelo método
gravimétrico, utilizando-se para isto de quatro amostras do lote de solo
coletado, que foi adicionado nos frascos de vidro. Realizou-se a pesagem do
solo úmido, antes de colocá-lo em estufa a 103ºC para secagem até atingir
peso constante. O teor de umidade determinado para este solo foi 4,24 %. Este
valor foi calculado pela média dos pesos do solo seco. Conforme a seguinte
fórmula:
Tu=Pu-Ps/Ps *100 EQUAÇÂO 1.
Onde:
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Tu=Teor de umidade do solo %
Pu=Peso do solo seco ao ar em g
Ps= Peso do solo seco em estufa em g
O teor de umidade do solo foi ajustado para 130% de sua capacidade de
retenção de água, conforme a norma ASTM 2017 (1994).
O cálculo para saber a quantidade de água adicionada foi realizado
conforme a equação abaixo (EQUAÇÂO 2), presente na norma ASTM 2017
(1994). A partir deste cálculo foram adicionados 43 gramas de água destilada
ao substrato de cada frasco.
Qa=[1,30*(A-B)*[D/(100+B)] EQUAÇÂO 2.
Qa=Quantidade de água a ser adicionada, em g;
A=Capacidade de retenção de água do solo, %;
B=Conteúdo de umidade do solo seco ao ar, %;
D=Quantidade de solo seco a ser adicionado em cada frasco, em g;
Após esta montagem, os frascos passaram por duas autoclavagens de
40 minutos à temperatura de 120ºC e pressão de 1 atm. Após foram colocados
em sala de incubação à temperatura de aproximadamente 25ºC até o
recebimento do meio de cultura contendo o micélio dos fungos.
FIGURA 3- Montagem do campo de apodrecimento acelerado.
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3.2.3 Inoculação dos fungos
A inoculação dos fungos foi realizada em câmara de fluxo laminar. Os
fragmentos de 13 mm do meio de cultura contendo micélio dos fungos foram
extraídos diretamente da placa de petri e depositados sobre cada uma das
placas de Pinus elliottii (placa suporte). Logo os frascos de vidro retornaram
para a sala de incubação, onde irão permanecer durante um período de
aproximadamente 30 dias até que a placa de Pinus elliottii seja completamente
coberta pelos micélios dos fungos.
Enquanto isto as amostras de canemaçu permanecerão em câmara
climátizada com temperatura de 20ºC e umidade relativa de 65% até que
atinjam peso constante para a obtenção da massa inicial antes de serem
postas em contato direto com os fungos.
As amostras antes de entrarem em contato com os fungos serão
esterilizadas em autoclave a 120°C e pressão 1 atm durante uma hora.
3.2.4 Avaliação da resistência natural das madeiras
Ao final de dezesseis semanas, os corpos de prova serão retirados dos
frascos para a remoção dos micélios com o auxílio de um pincel e novamente
levados para a câmara climátizada a 20ºC até atingir peso constante para
obtenção da massa final.
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A resistência natural da madeira será avaliada em função da perda de
massa. De posse da massa inicial e final de cada um dos corpos de prova será
realizado o seguinte cálculo:
Pm (%)=mi-mf/mi*100
Pm=perda de massa %;
Mi=massa inicial seca a 63ºC antes do contato com os fungos;
Mf=massa final seca 63ºC após contato com os fungos;
A classificação da Resistência Natural das madeiras será obtida de
acordo com a norma americana ASTM D 2017 (1994), conforme o quadro
abaixo.
Quadro 1 - Classes de resistência da madeira a fungos xilófagos.
RESISTÊNCIA PERDA DE MASSA (%) MASSA RESIDUAL (%)
Altamente resistente 0-10 90-100
Resistente 11-24 76-89
Moderadamente resistente
25-44 56-75
Não Resistente Acima de 45 Abaixo de 55
Fonte: ASTM D 2017 (1994).
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3.3 Crescimento in vitro de Pycnoporus sanguineus e Trametes versicolor em meio de cultura suplementados com extrato de serragem de Pinus sp e extrato de serragem de Acacia mearnsii
3.3.1 Metodologia utilizada
O experimento foi realizado no laboratório de propriedades físicas da
madeira, na Universidade Federal de Pelotas. Foram utilizados dois fungos:
Pyconoporus sanguineus e Trametes versicolor. Os referidos fungos foram
fornecidos pelo Laboratório de Produtos Florestais do Serviço Florestal
Brasileiro, localizado em Brasília, no Distrito Federal.
3.3.2 Preparo do Meio de Cultura
Foram utilizados neste estudo quatro tipos de meios de cultura
diferentes para avaliar o crescimento micelial e posteriormente comparar a
velocidade de crescimento micelial dos dois fungos em estudo.
Foram preparados dois meios de cultura, um à base de extrato de
serragem de Acacia. mearnsii, açúcar e Agar. O outro meio de cultura à base
de serragem de Pinus sp, água destilada e Agar. Primeiramente a serragem
passou pelo moinho de facas com peneira de 0,9 milímetros para que fosse
totalmente reduzida, conforme a figura 4 (FIGURA 4).
O preparo do meio à base de extrato de Acacia mearnsii se deu da
seguinte forma: 15 gramas de serragem em 300 mL de água destilada, 5
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gramas de açúcar e 10 gramas de ágar dissolvidos em 200 mL de água
destilada. A serragem foi adicionada em um frasco com 300 mL de água
destilada durante 15 minutos a uma temperatura de 100ºC, após foi filtrada
com o auxílio de um funil e papel filtro. Logo foram adicionados cinco gramas
de açúcar e 10 gramas de ágar juntamente com 200 mL de água destilada.
Logo foi preparado o meio à base de extrato de serragem de pinus, água
destilada, açúcar e Agar, onde foram adicionados 15 gramas de serragem, 10
gramas de ágar, 5 gramas de açúcar e 500 mL de água destilada. Os meios
foram esterilizados em autoclave com pressão de 1 atm e 120° C durante 30
minutos.
Segundos outros meios de cultura utilizados foram os meios comerciais
Malte-ágar – MEA (45 g para 1000 mL de água destilada) e meio Batata-
dextrose-ágar - BDA (39 g para 1000 mL de água destilada). Após o preparo
dos quatro meios, estes foram esterilizados em autoclave durante 30 minutos a
120°C. Os meios foram então, vertidos assepticamente (em câmara de fluxo
laminar) para placas de petri esterilizadas em estufa a 180°C durante uma hora
e meia.
FIGURA 4: A: Moinho de facas; B: Serragem reduzida.
3.3.3 Repicagem dos fungos
A repicagem dos fungos para os quatro meios de cultura preparados foi
realizada em capela de fluxo laminar, onde foram transferidos discos de treze
milímetros de micélio de colônias de 25 dias de idade cada um dos fungos
crescidos em meio malte-ágar.
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A B
Esses discos foram transferidos para o centro de cada placa contendo
os diferentes meios de cultura com extrato serragem de Pinus sp, extrato de
serragem de Acacia mearnsii, malte-ágar e BDA. Foram utilizadas no total trinta
e duas de Petri previamente preparadas com cada meio de cultura, sendo oito
tratamentos (2 espécies fúngicas x 4 meios de cultura), cada um com quatro
repetições, sendo cada repetição composta por uma placa. As placas foram
incubadas a 25ºC até que o crescimento micelial atingisse as extremidades das
placas.
3.3.4 Variáveis analisadas
As variáveis analisadas foram a velocidade de crescimento micelial,
medindo-se o diâmetro da colônia (mm) com paquímetro digital em duas
direções diametralmente opostas a cada 48 horas, durante um período de 15
dias de incubação, conforme a figura 5 (FIGURA 5). Com o diâmetro final da
colônia também será calculada a taxa de crescimento micelial diário (mm/dia),
obtida com o valor final dividido pelo número total de dias da avaliação final.
FIGURA 5: Medidas do crescimento micelial com auxílio de paquímetro
digital.
4.Resultados Observados
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4.1 Resultudos das análises de colorimetria e rugosidade
Ainda não foi realizada análise estatística das amostras que passaram
passaram por testes de colorimetria e rugosidade, pois estas permanecem em
câmara climatizada para posteriormente avaliar a retratibilidade.
Conforme a tabela 1 (TABELA 1) estão os resultados das análises de
colorimetria das amostras de angico e guajuvira.
TABELA 1- Analises de colorimetria nos plano radial nas amostras de
Parapiptadenia rigida e Cordia americana.
PLANO L* a* b* C*
1r1 75,64 4,04 14,4 14,961r2 74,11 4,18 16,81 17,322r1 70,67 4,44 16,01 16,612r2 71,85 3,57 15,26 15,683r1 69,62 5,3 16,06 16,913r2 71,31 4,88 16,11 16,834r1 69,08 4,75 15,92 16,624r2 50,9 6,35 16,98 18,135r1 74,6 4,25 15,54 16,115r2 72,45 4,69 16,13 16,86r1 70,33 5,46 17,6 18,436r2 71,62 4,88 17,59 18,257r1 73,22 4,3 14,6 15,227r2 71,75 5,11 16,01 16,88r1 72,13 3,78 14,51 158r2 62,75 5,11 18,17 18,879r1 70,11 4,41 17,15 17,719r2 71,24 4,75 17 17,65
10r1 72,37 4,34 16,98 17,5310r2 73,84 4,23 15,5 16,0711r1 71,43 4,6 16,53 17,1611r2 70,14 4,87 16,54 17,2412r1 68,76 4,23 14,65 15,2512r2 70,36 4,32 15,06 15,6713r1 67,9 4,68 15,48 16,1713r2 73,23 3,84 15,59 16,0514r1 74,33 4,08 15,8 16,3214r2 72,43 4,37 17,23 17,7815r1 70,43 5,07 15,46 16,2715r2 68,32 5 16,85 17,57
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TABELA 2: Analises de colorimetria nos plano tangencial nas amostras de
Parapiptadenia rigida e Cordia americana.
PLANO L* a* b* C*1t1 72,21 4,61 18,4 18,971t2 69,4 5,48 17,87 18,692t1 68,21 5,25 17,7 18,472t2 72,76 3,94 15,7 16,193t1 70,57 5,26 18,13 18,883t2 66,98 5,85 16,69 17,694t1 69,13 5,4 16,3 17,174t2 67,02 3,97 15,68 16,185t1 72 4,78 17,05 17,715t2 70,59 4,15 15,38 15,936t1 70,7 4,79 17,27 17,926t2 69,92 5,06 18,62 19,297t1 70,91 5,32 16,94 17,757t2 71,42 4,87 17,34 18,018t1 67,73 4,22 16,55 17,078t2 68,26 4,43 15,16 15,799t1 67,64 4,67 18,14 18,739t2 69,53 5,15 16,83 17,6
10t1 71,51 4,93 16,64 17,3610t2 68,48 5,72 19,05 19,8911t1 70,57 4,35 15,4 1611t2 61,69 5,43 15,96 16,8612t1 74,17 5,23 23,72 24,2912t2 62,31 4,55 17,77 18,3413t1 71,02 4,24 16,21 16,7513t2 70,88 4,82 17,15 17,8214t1 73,96 4,22 17,81 18,314t2 74,15 4,09 17,94 18,415t1 68,91 4,7 14,86 15,5915t2 65,19 4,97 16,12 16,87
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Onde: L*: representa a luminosidade, a qual varia de 100 (branco) a zero
(preto). a*: variação de cor no eixo verde-vermelho. b*: variação de cor no eixo
amarelo-azul. C*: saturação.
4.2 Crescimento micelial do Trametes versicolor nos diferentes meios de cultura
Observa-se que a média do diâmetro micelial do Trametes versicolor nos
primeiros dois dias de medição foi maior no meio de cultura BDA conforme a
tabela 2 (TABELA 2) abaixo com 35,78 mm e 51,56 mm respectivamente. Já
nos últimos seis dias de medição a maior média do diâmetro meicelial foi no
meio de cultura malte-ágar.
Foi possível afirmar que o Trametes versicolor atingiu as extremidades
das placas com 91 mm de diâmetro médio em um período de treze dias de
incubação, que corresponde ao sexto dia de medição tanto no meio de cultura
malte-ágar quanto em BDA.
TABELA 2- Média do diâmetro da colônia (mm) do Trametes versicolor em
meio de cultura malte-agar (MA), BDA, extrato de Acacia mearnsii (EA) e
extrato de pinus sp (EP) com intervalos periódicos de 48 horas durante 15
dias.
Trametes versicolor MeiosMedições
(mm) MA BDA EP EA1 34,68 35,78 25,50 30,60 2 51,51 51,56 36,47 41,78 3 73,14 72,29 38,81 43,74 4 82,49 78,02 39,40 45,14 5 89,34 89,31 39,40 45,14 6 91,00 91,00 39,40 45,14 7 91,00 91,00 39,40 45,14
16
Ao comparar o diâmetro micelial médio do Trametes versicolor nos
outros meios de cultura, observa-se que o crescimento foi maior no meio de
cultura a base de extrato de Acacia mearnsii.
De acordo com a tabela 2 (TABELA 2) acima, o crescimento micelial do
Trametes versicolor tanto no meio com extrato de acácia quanto no meio com
extrato de Pinus sp se manteve estável com 45,15 mm ( EA) e 39,40 mm (EP)
respectivamente após um período de nove dias de incubação correspondente a
quarta medição.
0 1 2 3 4 5 6 7 80
10
20
30
40
50
60
70
80
90
100
f(x) = − 0.81556547619047 x² + 8.37229166666661 x + 25.2066071428573R² = 0.883445353302462f(x) = − 0.806428571428573 x² + 8.17017857142859 x + 20.3564285714285R² = 0.865098589425494
f(x) = − 1.94026785714286 x² + 24.8634821428571 x + 12.0598214285715R² = 0.991179705396715f(x) = − 2.24988095238095 x² + 27.4323511904762 x + 8.57660714285714R² = 0.993982162478089
Malte-ágarPoly-nomial (Malte-ágar)
Trametes versicolor
Conforme o gráfico acima é possível observar que não houve diferença
significativa no crescmento do Trametes versicolor nos meios BDA e malte-
ágar, porém nos meios com serragem houve diferença significativa ao
comparar com os meios padrão.
17
4.3 Crescimento micelial do Pycnoporus sanguineus nos diferentes meios de cultura
TABELA 3- Média do diâmetro da colônia (mm) do Pycnoporus sanguineus em
meio de cultura malte-agar (MA), BDA, extrato de Acacia mearnsii (EA) e
extrato de pinus sp (EP) com intervalos periódicos de 48 horas durante 15 dias.
Pycnoporus sanguineus Meios Medições MA BDA EP EA
1 24,82 24,44 18,37 19,95 2 35,28 33,09 21,26 23,52 3 51,06 45,96 23,80 24,87 4 56,35 54,75 27,12 27,94 5 80,79 74,93 27,12 27,94 6 89,03 77,80 27,12 27,94 7 91,00 91,00 27,12 27,94
O diâmetro médio do Pycnoporus sanguineus no meio de cultura malte-
ágar foi maior que nos outros meios durante as sete medições no período de
15 dias de incubação, atingindo as extremidades das placas no sétimo dia de
medição com 91 mm tanto no meio de cultura malte-ágar quanto no meio BDA
conforme a FIGURA 3.
No meio a base de extrato de Pinus sp o diâmetro micelial médio do
Pycnoporus sanguineus foi 27,12 mm e no meio a base de extrato de acacia foi
27,94 mm no quarto dia de medição, que corresponde a nove dias de
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incubação, mantendo estável este valor até o sétimo dia de medição, portanto
não atingiu as extremidades das placas neste período.
0 1 2 3 4 5 6 7 80
10
20
30
40
50
60
70
80
90
100
f(x) = − 0.365860119047616 x² + 4.20890773809519 x + 16.2111428571429R² = 0.97696426613246f(x) = − 0.402410714285714 x² + 4.69410714285714 x + 13.8326785714286R² = 0.980063997296228
f(x) = 11.3597321428572 x + 11.9832142857142R² = 0.985153429675102
f(x) = − 0.497514880952386 x² + 15.9714136904762 x + 7.25428571428559R² = 0.971046481491344
Malte-ágarPoly-nomial (Malte-ágar)
Pycnoporus sanguineus
Medições (x 2 dias)
FIGURA 6: Trametes versicolor e Pycnoporus sanguineus em meio de cultura
malte-agar (MA) e BDA.
.
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5. Avaliação do Estágio
O estágio foi muito importante para mim, pois consegui realizar todas as
atividades pretendidas e relacionadas com as disciplinas de meu interesse.
Além de ter colocado em prática todo o conhecimento teórico adquirido em sala
de aula.
Apesar das dificuldades em função da coincidência de horários com a
disciplina de Topografia e a distância do local onde realizei meu estágio até a
Unipampa, São Gabriel, consegui alcançar meus objetivos no estágio.
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6. Referências Bibliográficas
ASTM D 2017- AMERICAN SOCIETY FOR TESTING AND MATERIALS. ASTM D. 2017: Standard method for accelerated laboratory test of natural decay resistance for woods. Annual Book of ASTM Standards, Philadelphia, v. 410, p. 313 – 317,1994.
CARVALHO, P. R. Circular técnica. Guajuvira - Patagonula americana. Colombo – PR. Dezembro, 2004.
LORENZI, H. Árvores Brasileiras. São Paulo. Ed. Plantarum, vol.1. 1992.
MENDES, Alfredo de Souza; ALVES, Marcus Vinicius da Silva. A degradação da madeira e sua preservação, Brasília, IBDF/DPq-LPF, 5-53 p, 1988.
MORI, C; MORI, F; MENDES, L; SILVA, J. R. Potencial da madeira de angico vermelho para móveis. Revista da Madeira, edição Nº 108. UFLA, Lavras- MG. Outubro, 2007.
STANGERLIN, D. M. Monitoramento das Propriedade de Madeiras da Amazônia Submetidas ao ataque de Fungos Apodrecedores. 2012. 56f. Tese (Doutorado em Ciências Florestais) – Universidade de Brasília, Brasília, 2012.
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