Colheita e remessa de materiais para laboratório clínico veterinário – Amostras sanguíneas

Danieli Brolo Martins (CRMV/GO 6581) e Joyce Rodrigues Lobo (CRMV/GO 3225)Laboratório Clínico Veterinário (Labclin Vet), Hospital Veterinário da Escola de Veterinária e Zootecnia da Universidade Federal de Goiás (HV/EVZ/UFG), Goiânia – GO.

RESUMOEste texto foi elaborado com o intuito de informar sobre procedi-mentos adequados para realizar a colheita, envio e transporte de amostras biológicas a serem processadas em um laboratório de aná-lises clínicas veterinárias. O correto manejo de obtenção desse tipo de material, fazendo-o chegar ao laboratório em condições viáveis para a realização do exame solicitado e sem perdas, permite uma avaliação � dedigna da real condição de saúde em que o paciente se encontra no momento da avaliação clínica e colheita da amostra. Assim, dar-se-á ênfase à obtenção das amostras sanguíneas desti-nadas a hemograma, bioquímica e pesquisa de hematozoários.

INTRODUÇÃOA Patologia Clínica é uma área da Medicina Veterinária que tem ganhado cada vez mais espaço e importância, uma vez que fornece valioso apoio clínico complementar aos pro� ssionais que trabalham tanto com pequenos quanto com grandes animais. Os exames laboratoriais como hemograma, bioquímica sérica, pesquisa de hematozoários, urinálise, análise de líquidos cavitários, hemogasometria, parasitológico de fezes e pele, citologia por agulha � na são apenas alguns dos serviços que podem ser oferecidos por um laboratório clínico veterinário.Vale salientar que antes da solicitação dos exames laboratoriais é necessário um cuidadoso exame clínico no paciente com posterior formulação das hipóteses diagnósticas. É justamente a partir das hipóteses diagnósticas que a seleção dos exames laboratoriais a serem pedidos é feita. Tais exames servirão para rati� car ou excluir tais hipóteses. No entanto, lembre-se: “o que começa bem, tende a terminar bem”, ou seja, uma boa colheita do material biológico a ser analisado pode evitar a presença de inúmeros artefatos que poderiam interferir na interpretação do resultado � nal. É importante que se revise, ou mesmo que se conheçam as formas corretas de colheita e envio de materiais biológicos ao laboratório clíni-co. Por isso, este texto tem como objetivo descrever as formas corretas de procedimentos com as amostras sanguíneas para hemograma, pesquisa de hematozoários e bioquímica sérica, em grandes e pequenos animais.

Figura 1 – Colheita de sangue da jugular em felinos com equipamentos

para auxiliar na contenção e diminuir o campo visual dos animais. A) Utili-

zação de focinheira especial de tecido para felinos. Observe que toda a face

do animal é coberta, com exceção da região das narinas. B) Uso de colar

elisabetano que pode ser utilizado na ausência da focinheira de tecido.

PALAVRAS-CHAVES: colheita de sangue, conservação e transporte de amostras, exames hematológicos, laboratório clínico veterinário.

Caderno TécnicoAno I n° 001 – Julho de 2015

Interferências externas durante a colheita que podem infl uenciar os resultados hematológicos

Independente do laboratório ou da técnica utilizada, os resultados con� áveis começam a surgir a partir de uma colheita e manuseio adequados da amostra. A colheita, o processamento, a análise do material e a interpretação dos resultados devem ser efetuados como uma cadeia sequencial, para que se obtenha o diagnóstico pretendido (Weiser, 2006).

O jejum de 6 horas (mínimo) é recomendado para realização de qualquer exame submetido ao laboratório clínico veterinário. Na ausência deste, aumenta a possibilidade de lipemia (taxa de gordura) do sangue, podendo ocorrer alterações nos resultados, principalmente nos testes que dependem do metabolismo (glicose, proteínas, colesterol). Bush (2004) enfatiza que no caso do per� l lipídico e glicose o jejum deve ser de no mínimo 12 horas. No entanto, deve-se evitar colher o sangue em animais sob período intenso de jejum (acima de 16 horas).

Se o clínico optar por administrar algum fármaco com o propósito de facilitar a colheita, tal como a acepromazina, este deverá ser infor-mado, pois poderá alterar os valores hematológicos. Nesse sentido, faz-se de extrema relevância que o ambiente onde será feita a colheita seja um lugar calmo e tranquilo. Em várias espécies, mas especialmente nos felinos, odores e sons de outros animais, principalmente oriundos de cães, podem provocar sensação de medo e excitação, com consequente liberação de substâncias como a adrenalina. Por sua vez, o estresse de uma colheita traumática pode ocasionar a liberação excessiva de cortisol. Tanto a adrenalina quanto o cortisol podem in� uenciar o hemograma e o per� l bioquímico, interferindo nos valores celulares e na taxa de glicose (Bush, 2004).

Neste ambiente, seja o ambulatório, a enfermaria, ou a sala especí� ca de colheita de materiais, o clínico deve disponibilizar de forma fácil e rápida todo o material que será necessário durante a colheita, evitando correria e batida de portas. Isso é especialmente válido em espécies facilmente excitáveis como felinos.

Materiais necessários para a colheita de sangueEm toda colheita de material biológico sempre há risco de exposição a agentes potencialmente infectantes, causadores de doenças in-

clusive no homem. Assim, é essencial o uso de jaleco ou avental e luvas no momento da colheita de sangue (Souza et al., 2008). A utilização de luvas pode impedir, em até 98%, um contato do sangue do paciente com o manipulador (Kopka et al., 2005).

No caso de pequenos animais, deve-se priorizar o uso de focinheiras de plástico ou couro (caninos) e nylon ou tecido (felinos) (Figura 1). Para animais de grande porte, além de contenção com auxílio de brete, pode-se utilizar o cachimbo (equinos) ou formiga (bovinos). Para felinos, pode-se ainda lançar mão de um saco de tecido grosso aberto na região dos membros e cabeça que pode ser fechado com zíper ou feltro, para uma contenção total mais tranquila, mimetizando uma toalha (Feitosa, 2008).

Para evitar contaminações do material a ser colhido com produtos ou microrganismos deve-se priorizar pelo uso de instrumentos estéreis ou novos (como frascos, seringas, agulhas, sacos plásticos) (Gomes e Escalante, 2006). Estas contaminações podem di� cultar a realização do exame e induzir dúvidas na interpretação dos resultados.

Após a tricotomia, o local da punção deve ser desinfetado com algodão ou gaze embebida em álcool ou álcool iodado. Também é im-portante que o clínico tenha em mente quais os exames serão solicitados, pois a quantidade de sangue a ser colhida deve ser ideal para a realização dos mesmos, mais uma alíquota de reserva caso seja necessária alguma repetição. A quantidade de sangue colhida deve sem-pre ser proporcional à quantidade de anticoagulante contido no frasco, para que este tenha uma ação e� caz.

O anticoagulante mais comumente utilizado para a realização do hemograma é o EDTA, por manter maior integridade das células sanguíneas. O volume de sangue em tubos comerciais a vácuo com EDTA varia de 0,5 a 4 ml de sangue (dependendo do tipo do frasco) (Figura 2). Para � lhotes de pequenos animais ou animais severa-mente hipotensos pode-se utilizar frascos comerciais pediátricos para um volume menor. O sangue deve ser homogeneizado, suavemente, por alguns segundos com o anticoagulante para evitar a coagulação. Os coágulos na amostra prejudicam as contagens das células, principalmente de plaquetas.

Figura 2 – Tubos para hemograma, contendo EDTA,

para diferentes volume de sangue. Da esquerda

para direita: 4ml (adulto), 2ml (pediátrico) e 0,5ml

(neonato).

Pesquisas de hematozoários (Babesia, Ehrlichia, Anaplasma, Trypanossoma, dentre outros) podem ser realizadas em amostras de sangue total, caso o clínico já tenha suspeita pelas características clínicas do animal. Todavia, recomen-da-se a realização de um esfregaço sanguíneo realizado com o sangue obtido da ponta de orelha do paciente, devi-do ao maior número de eritrócitos parasitados. No caso de equinos, é interessante a colheita de duas amostras: a primeira obtida para hemograma com o animal em repouso (frio) e após submetê-lo a uma corrida de 10 a 15 minutos para que haja contra-ção esplênica e seja, então, colhida a segunda amostra com o animal exercitado (quente), somente para a pesquisa de hematozoários.

Para realização de teste de bioquímica sérica poderá ser obtida amostra de sangue em tubos sem o uso de anticoagulantes ou com gel acelerador de coágulo. Deste modo, após a formação do coagulo sanguíneo será obtido o soro.

De acordo com Weiser (2006), os tubos podem estar disponíveis das seguintes formas e cores (� gura 3):- Tubo sem anticoagulante (tampa vermelha) é para a obtenção de soro, com capacidade entre 5 e 10mL. Após colher o sangue deve-se

aguardar a retração do coágulo em temperatura ambiente.- Tubo com heparina (tampa verde) para realização de hemogasometria e de hemograma de aves, reptéis e peixes. Esta amostra deverá

ser processada o mais rápido possível. Não se indica heparina na realização de hemograma em mamíferos em virtude de provacar artefa-tos na coloração da lâmina.

- Tubo com EDTA (tampa roxa) é o anticoagulante de eleição para realização do hemograma em mamíferos, pois preserva as células e suas características. A contagem das células sanguíneas pode ser feita até 12 horas após a colheita (quando refrigerado). Dá-se preferência pela realização do esfregaço de sangue em lâmina antes do seu contato com o EDTA, quando a amostra não for processada imediatamente. O contato prolongado de algumas células sanguíneas com este anticoagulante por tempo prolongado pode causar algumas carcaterísticas de reatividade, que não estão presentes no sangue circulante do paciente, como por exemplo, excesso de vacuolozição no citoplasma dos monócitos.

- Tubo com citrato de sódio (tampa azul) indicado para testes de coagulação, como o de � brinogênio, TTPa (tempo de tromblastina par-cial ativada) e TP (tempo de protrombina).

- Tubo com � uoreto de sódio (tampa cinza) é indicado para determinação da glicose, permanecendo estável por até 6 horas.

Locais de punçãoPequenos Animais

O local a ser puncionado para a obtenção de sangue dependerá do tamanho do animal. Em raças pequenas e � lhotes dá-se preferência à jugular. Para cães de médio e grande porte pode-se puncionar a veia cefálica, safena ou mesmo a jugular.

Grandes AnimaisOs locais de punção sanguínea estão demonstrados na Figura 4. Considerando-se bovinos e equinos, incluem a jugular em animais mais

facilmente contidos em bretes ou troncos ou veia caudal para animais de difícil contenção. Quando há um número grande de animais a serem colhidas amostras a veia caudal também pode ser utilizada, já que o auxílio de brete agiliza o procedimento.

Quanto a suínos adultos, a cabeça do animal deve estar levemente elevada e o corpo alinhado quando a colheita de sangue for reali-zada pela veia cava ou pela jugular. Pode ser utilizada uma corda atada em torno do focinho para contenção, visto que há risco de ataque durante o procedimento. Para leitões com até 20 Kg, utiliza-se o decúbito dorsal, com os membros anteriores esticados caudalmente e a cabeça � xada para baixo. A contenção de leitões e de animais um pouco maiores pode ser realizada também em uma mesa em forma de calha ou com uma pessoa ajoelhada sobre o animal. Neste caso a cabeça é conti-da por um auxiliar ou um laço ao redor do focinho (Mo-reno et al., 1997).

Figura 3 – Tubos com cores distintas para armazenamento de sangue para diferentes

testes. Da esquerda para direita, por coloração de tampa: roxa (EDTA) – hemograma

de mamíferos, azul (citrato) – testes hemostáticos, cinza (� uoreto) – mensuração de

glicose, verde (heparina) – hemograma em algumas espécies silvestres, vermelho (com

gel acelerador de coágulo ao fundo) – obtenção de soro para exames bioquímicos,

tijolo (sem acelerador de coágulo) – obtenção de soro.

Figura 4 – Colheita de sangue

em grandes animais com o uso de

vacutainer. A) Veia caudal em bo-

vino. B) Preparação da tricotomia

na região de jugular em equino.

C) Posição em decúbito dorsal

para colheita da jugular em leitão

abaixo de 20kg.

Remessa da amostra ao laboratório

O material para envio deve estar devidamente identi� cado de forma clara e única, com etiquetas ou canetas de difícil remoção. Na eti-queta as informações necessárias serão: identi� cação do animal (nome ou número, idade ou data de nascimento, sexo, espécie animal, raça), data da colheita, responsável pela colheita, nome do proprietário, suspeita clínica e exames solicitados.

Ao acondicionar as amostras em uma caixa térmica ou isopor deve-se evitar o risco de contaminações cruzadas entre amostras diferentes, garantindo que estas não entrem em contato uma com as outras (Figura 5). Para manter as amostras sob-refrigeração poderá ser utilizado gelo reciclável ou gelo seco, junto às amostras. Nunca utilize cubos de gelo, pois estes poderão derreter acumulando água entre as amostras. A amostra deve estar sob refrigeração, nunca congelada.

As lâminas devem ser secas ao ar e acondicionadas em caixas ou frascos plásticos apropriados, de forma que estas não grudem uma às outras. Amostras bioquímicas ou urina de animais onde seja necessária a mensuração de bilirrubina devem vir protegidas com papel alu-mínio para evitar contato com a luz, já que essa degrada a bilirrubina, podendo interferir nos resultados.

Para evitar impacto entre as amostras durante a viagem coloque-as em grades divisórias ou envolva-as em jornal, preenchendo os espaços entre estas. O atrito entre os tubos poderá levar a perda da amostra seja por quebra do frasco ou hemólise. No caso de amostras para bioquí-mica sérica, dependendo da distância entre o local da colheita e o laboratório, torna-se necessária a separação do soro e o envio apenas desta fração para evitar hemólise. Junto ao material, envolvido por uma embalagem de plástico ou � xado do lado externo da caixa de acondiciona-mento, deverá ser enviado um formulário com a solicitação dos exames requeridos, acompanhado de um breve histórico clínico do animal.

CONSIDERAÇÕES FINAIS

Apesar da colheita de sangue ser um procedimento relativamente simples, é preciso atenção por parte do médico veterinário. Como re-visado neste texto, existem algumas interferências na amostra hematológica tanto por parte do paciente quanto do manejo da amostra, que poderão afetar o resultado � nal da análise. Desta forma, o cuidado durante todas as etapas do processamento da amostra se faz extre-mamente importante. Isso inclui não somente a análise laboratorial por parte do patologista clínico, mas também a participação ativa do clínico veterinário nas etapas iniciais deste processo, realizando, de forma correta, a colheita e a remessa das amostras de seus pacientes.

REFERÊNCIAS

BUSH, B.M. Interpretação de resultados laboratoriais para clínicos de pequenos animais. São Paulo: Roca, 2004. 376p.

FEITOSA, F.L.F.; Semiologia veterinária: a arte do diagnóstico. 2º ed. São Paulo: Roca, 2008. 735p.

GOMES, J. M. A.; ESCALANTE, R. D. Assepsia e Antissepsia: Mitos e Verdades. In: Sociedade de Anestesiologia do Rio de Janeiro. Medi-cina Perioperatória. Rio de Janeiro, SAERJ, 2006. p 837-41.

KOPKA, A.; CRAWFORD, J.M.; BROOME, I.J. Anaesthesists should wear gloves – touch sensitivity is improved with a new type of thin glove. Acta Anaesthesiologica Scandinavica, v.49, p.459-462, 2005.

MORENO, A.M.; SOBESTIANSKY, J.; LOPEZ, A.C.; SOBESTIANSKY, A.A.B. Colheita e processamento de amostras de sangue em suínos para � ns de diagnóstico. Concórdia: Embrapa, 1997. 29p.

SOUZA, A.C.S; SILVA, C.F.; TIPPLE, A.F.V.; SANTOS, S.L.V.; NEVES, H.C.C. O uso de equipamentos de proteção individual entre graduandos de cursos da área da saúde e a contribuição das instituições forma-doras. Ciência, Cuidado e Saúde, v.7, n.1, p.27-36, 2008.

WEISER, G. Coleta e processamento de amostras e análise das opções de serviços laboratoriais. In: THRALL, M.A.; BAKER, D.C.; CAMPELL, T.W.; DENICOLA, D.; FETTMAN M.J.; LASSEN, E.D.; REBAR, A.; WEISER, G. Hematologia e bioquímica clínica veterinária. Cap.2, p.37-42, 2006.

Figura 5 – Acondicionamento de amostras em caixa de isopor para envio para

o laboratório clínico. A) Organização interna com gelo seco para manter refri-

geração, grade para manter os tubos em pé e sem atrito. B) Identi� cação da

caixa. Observar que os dados do remetente e do animal devem estar do lado

de fora da caixa.