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UNIVERSIDADE FEDERAL DE PERNAMBUCO
CENTRO DE TECNOLOGIA E GEOCIÊNCIAS
Programa de Pós-Graduação em Engenharia Química
P
P
E
Q
PPEQ - Programa de Pós-Graduação
em Engenharia Química
CEP: 50740-521
Cidade Universitária - Recife - PE
Telefax: 0-xx-81-21267289
DDIISSSSEERRTTAAÇÇÃÃOO DDEE MMEESSTTRRAADDOO
UUttiilliizzaaççããoo ddee TTHHPPSS ee XXaannttaannaa ccoommoo EEssttrraattééggiiaa ppaarraa oo
CCoonnttrroollee ddaa CCoorrrroossããoo MMiiccrroobbiioollooggiiccaammeennttee IInndduuzziiddaa
PPuullkkrraa SSiillvvaa
Recife/PE
Dezembro/2011
Orientadora: Profa. Dra. Maria Alice G. de Andrade Lima
Co-orientadora: Profa. Dra. Glória Maria Vinhas
ii
PULKRA SILVA
UTILIZAÇÃO DE THPS E XANTANA COMO ESTRATÉGIA PARA O
CONTROLE DA CORROSÃO MICROBIOLOGICAMENTE INDUZIDA
Dissertação apresentada ao Programa de Pós-graduação em
Engenharia Química da Universidade Federal de
Pernambuco, como requisito para a obtenção do título de
mestre em Engenharia Química.
Área de concentração: Processos Bioquímicos
Orientadora: Profa. Dr
a. Maria Alice G. de Andrade Lima
Co-orientadora: Profa. Dr
a. Glória Maria Vinhas
Recife
2011
Catalogação na fonte
Bibliotecária Margareth Malta, CRB-4 / 1198
S586u Silva, Pulkra.
Utilização de THPS e Xantana como estratégia para o controle da
corrosão microbiologicamente induzida / Pulkra Silva. - Recife: O Autor,
2011.
xv, 100 folhas, il., gráfs., tabs.
Orientadora: Profa. Dra. Maria Alice G. de Andrade Lima.
Co-Orientadora: Profa. Dra. Glória Maria Vinhas.
Dissertação (Mestrado) – Universidade Federal de Pernambuco. CTG.
Programa de Pós-Graduação em Engenharia Química, 2011.
Inclui Referências Bibliográficas e Anexo.
1. Engenharia Química. 2. Biofilmes. 3. Aço Carbono. 4. Água do Mar.
5. Biocidas. 6. THPS. I. Lima, Maria Alice G. de Andrade. (Orientadora).
II. Vinhas, Glória Maria. (Co-Orientadora). III. Título.
UFPE
660.2 CDD (22. ed.) BCTG/2012-046
iii
Dissertação de Mestrado defendida e aprovada em 19 de dezembro de 2011 a Banca
Examinadora constituída pelos professores:
__________________________________________________
Profa.Dra.Maria Alice Gomes de Andrade Lima
Departamento de Engenharia Química da UFPE
__________________________________________________
Profa.Dra. Olga Martins Marques
Departamento de Engenharia Química da UFPE
_________________________________________________
Profa.Dra. Sara Horacio de Oliveira
Programa Nacional de Pós-Graduação da CAPES-CNPq
_________________________________________________
Prof.Dr. Ladimir José de Carvalho
Escola de Química da UFRJ
iv
Aos meus pais José Francisco da Silva e
Sílvia Maria da Silva pelo amor incondicional.
v
AGRADECIMENTOS
A Deus, em todos os momentos alegres e difíceis. Ele sempre esteve presente. Deus é a minha força. Ele faz da derrota uma vitória, da fraqueza uma coragem. Através das orações, Ele ensina a ter paciência, a acreditar que nós somos um milagre ao nosso próprio modo.
Aos meus pais José Francisco da Silva e Sílvia Maria da Silva e ao meu irmão Fúlvio Manolo da Silva. Um simples obrigado não bastaria. Não teria realizado mais uma etapa da minha vida se não fosse o sacrifício, a dedicação, a paciência e o amor dos meus pais e irmão.
A Fábio Silveira, que é e será sempre muito especial em minha vida! Obrigada pelo carinho, apoio e compreensão.
A minha orientadora Maria Alice Gomes de Andrade Lima pelos conselhos, dedicação, incentivo e apoio em todos os momentos.
À professora Glória Maria Vinhas pela orientação, apoio e disposição para concluir este trabalho.
Ao professor Severino Leopoldino Urtiga Filho pelo apoio e suporte técnico na realização dos experimentos.
Ao professor Ladimir José de Carvalho (DPI/UFRJ) pela disposição, dedicação e valiosos ensinamentos para este trabalho.
À pesquisadora Sara Horácio de Oliveira pela amizade, compreensão, disponibilidade em ajudar e conhecimentos transmitidos. Muito Obrigada Sarete!
Às professoras Olga Martins Marques, Sônia Albuquerque, Maria de Los Angeles Palha, Francisca Pessoa de França (UFRJ) e Simone Louise Delarue Cezar Brasil (UFRJ) pela contribuição e ensinamentos.
À Márcia Marques de Menezes e Maria da Conceição Gomes da Silva por todo suporte técnico, amizade e momentos de descontração.
Aos queridos amigos do Laboratório de Microbiologia: Edivânia Souza de Lima, Karinne Vieira, Valéria de Paula, Thiago Antônio, Tiago Barros Santos Malta, Gustavo Vieira, Danilo, Roberto, Gabi. Em especial às florzinhas e sempre amigas Edkarlla Sousa Dantas de Oliveira, Virgínia Carmem Rocha Bezerra e Jéssica Simões de Andrade pelo carinho, atenção e conversas agradáveis.
Aos professores César Augusto Moraes de Abreu e Mohand Benachour pelo apoio e atenção durante o mestrado.
A Flávio Garreti do Programa de Pós-Graduação em Engenharia Química pela enorme ajuda.
Aos amigos inesquecíveis: Luciana Pimentel Marques (tchezinha), Raphael Moreno Pereira Maia, Luiz Carlos Zoby, Victor Machado de Oliveira, Rodrigo Antônio, Armindo Maciel Ferreira, Sérgio Anterino, Sidartha, Pérsio, Marcílio Borba, Raphael Caldas, Tiago Fraga, Cristiane Marcelina, Márcia Fernanda, Adams, Carla Silva, Lílian Araújo, Fatinha. Sem vocês, essa trajetória seria mais difícil, pois compartilhamos alegrias e dificuldades. Muito obrigada!
vi
Aos meus lindos e sempre amigos do Salé: Mariana Navarro Veras, Grace Anne Tavares Velozo de Oliveira, Tiago Rafael de Sousa Nunes.
Ao Engenheiro Mecânico Diniz Ramos de Lima Júnior por toda ajuda, dedicação e suporte neste trabalho.
Ao professor Osmar Baraúna do Laboratório de Materiais (ITEP) pela contribuição nas análises de DRX.
A todos do Laboratório de Microscopia e Microanálise (LAMM) do CETENE.
À turma do Laboratório de Materiais Compósitos e Integridade Estrutural do Departamento de Engenharia Mecânica (UFPE): Jadeilson, Janaína, Ivaldo, Magda Vieira, José César, Everthon, Diogo, Larissa.
A CAPES, FACEPE, CNPQ pelo apoio financeiro.
vii
RESUMO
O controle da Corrosão Microbiologicamente Induzida (CMI) em materiais metálicos
está diretamente ligado a formação de biofilmes em superfícies. Os biofilmes são
constituídos por compostos orgânicos e inorgânicos, micro-organismos e produtos
excretados por esses, como os materiais poliméricos extracelulares (MPE), células
mortas, produtos de corrosão entre outros. Os biofilmes podem causar diversas
dificuldades operacionais nas indústrias, tais como o entupimento de filtros e
incrustações em tubos, levando a perda de eficiência nos equipamentos e aumento no
consumo de combustíveis. Medidas técnicas de controle dos biofilmes podem ser
preventivas, como o monitoramento do ambiente biológico; físicas como as passagens
de pigs nas tubulações para retiradas de incrustações, e químicas como a utilização de
biocidas para evitar e/ou controlar o crescimento microbiológico nos sistemas. Este
trabalho teve como objetivo avaliar a eficiência do biocida Sulfato de Tetrakis
(Hidroximetil) Fosfônio (THPS), usado isoladamente ou acrescido do biodispersante
xantana, com a finalidade de minimizar os efeitos da CMI. O trabalho foi realizado em
sistemas dinâmico de escoamento turbulento (looping) e estático, usando água do mar
da região do Complexo Portuário de SUAPE e cupons de aço carbono SAE 1010. Os
resultados mostraram que o biocida THPS foi mais efetivo para as bactérias sésseis
anaeróbias heterotróficas e BRS, ao final de 28 dias de análise. Já o conjunto THPS e
xantana diminuiu as concentrações celulares sésseis de todos os grupos microbianos,
aeróbios e anaeróbios. As taxas de corrosão das superfícies dos aços carbono, com o
biocida THPS e/ou THPS acrescido da xantana, aumentaram em relação ao controle.
Neste trabalho, observou-se a presença de mackinawita e a ausência de formação da
lepidocrocita quando foi utilizado o THPS. Em ensaios eletroquímicos, os resultados
mostraram que o biodispersante xantana promoveu a proteção do aço carbono, o que é
corroborado pelas taxas de corrosão nos ensaios estático e dinâmico.
Palavras-chave: Biofilmes. Aço carbono. Água do mar. Biocidas. THPS.
viii
ABSTRACT
Control of Microbiologically Induced Corrosion (MIC) of metallic materials is directly
related to biofilm formation on surfaces. Biofilms are composed of organic and
inorganic compounds, microorganisms and its excreted products, such as extracellular
polymeric material (EPM), dead cells, corrosion products among others. Biofilms can
cause a plenty of operational difficulties in diverse industries such as clogging of filters
and scaling in pipes, resulting in loss of efficiency in equipment and increased fuel
consumption. Technical measures for the control of biofilms can be preventive, such as
monitoring the biological environment; the physical ones, passages of pigs in the pipes
for the removal of fouling and the chemical ones, the use of chemical biocides to
prevent and / or control microbiological growth in the systems. This study aimed to
evaluate the efficiency of the biocide Tetrakis (Hydroxymethyl) Phosphonium Sulphate
(THPS), used alone or plus xanthan biodispersant, in order to minimize the effects of
CMI. The work was carried out in dynamic systems of turbulent flow (looping) and
static, using seawater in the region of Port Complex SUAPE and coupons of carbon
steel SAE 1010. The results showed that the THPS biocide was more effective for
sessile anaerobic heterotrophic bacteria and sulfate-reducing bacteria (SRB), after 28
days of analysis. In turn, THPS and xanthan decreased the cellular concentrations of all
sessile microbial groups, aerobic and anaerobic. Corrosion rates of carbon steel
surfaces, with the THPS biocide and / or THPS plus xanthan gum, were increased
compared to control. In this study, we observed the presence of mackinawite and the
absence of formation of lepidocrocite when using THPS. In electrochemical tests, the
results showed that xanthan biodispersant promoted the protection of carbon steel,
which is confirmed by the corrosion rates in static and dynamic systems.
Keywords: Biofilms. Carbon steel. Seawater. Biocides. THPS.
ix
LISTA DE FIGURAS
Figura 1 - Ciclo de vida dos micro-organismos no biofilme, basicamente, em três
etapas: (1) aderência, (2) crescimento de colônias e (3) desprendimento em grupo ou
“dispersão individual” ...................................................................................................... 8
Figura 2 - Bactérias precipitantes de ferro dentro dos tubérculos. ................................. 12
Figura 3 - Tubulação de água com tubérculos de óxidos de ferro. ................................. 13
Figura 4 - Diagrama da estrutura da célula microbiana.................................................. 17
Figura 5 - Ilustração conceitual da heterogeneidade da estrutura do biofilme. .............. 20
Figura 6 - Processos que governam a formação do biofilme ......................................... 21
Figura 7 - Representação da capacidade de migração e tendência para formar colônias
mistas e integradas. ......................................................................................................... 23
Figura 8 - Microfotografia de um biofilme de Pseudomonas putida numa superfície... 26
Figura 9 - Biofouling em trocador de calor .................................................................... 29
Figura 10 - Estrutura do THPS ....................................................................................... 33
Figura 11 - Estrutura do THPO ...................................................................................... 33
Figura 12 - Deposição e remoção ocorrendo ao mesmo tempo. .................................... 36
Figura 13 - Perfil de velocidade num tubo em regime laminar. ..................................... 37
Figura 14 - Perfil de velocidade num tubo em regime turbulento. ................................. 37
Figura 15 - Forças atuando numa partícula residindo sobre a superfície. ...................... 38
Figura 16 - Curvas de polarização anódica e catódica. .................................................. 40
Figura 17 - Estrutura da DCE. Q, plano interno de Helmholtz; P, o plano externo de
Helmholtz e CGC, camada de Gouy-Chapman. ............................................................. 41
Figura 18 - Looping utilizado nos experimentos. ........................................................... 46
Figura 19 - Cupom sendo acoplado ao looping. ............................................................. 47
Figura 20 - Bomba utilizada no processo. ...................................................................... 47
Figura 21 - Biorreator para ensaio estático (a) Visão geral (b) Detalhe das amarrações.
........................................................................................................................................ 49
x
Figura 22 - Inoculação nos meios de cultura específicos para crescimento de BRS e
bactérias anaeróbias totais. ............................................................................................. 52
Figura 23 - Crescimento das colônias de Pseudomonas. ............................................... 53
Figura 24 - (a) cupom de incrustação; (b) detalhe do cupom. ........................................ 56
Figura 25 - Aparelho de ponto crítico. ........................................................................... 57
Figura 26 - Metalizador .................................................................................................. 58
Figura 27 - Esquema representativo do corpo de prova para ensaio eletroquímico. ...... 58
Figura 28 - Sistema utilizado para medida de potencial em circuito aberto................... 59
Figura 29 (a) e (b) - Célula de ensaio eletroquímico: 1 - Eletrodo de referência
(Ag/AgCl); 2 - Contra-eletrodo (Pt); 3 - Eletrodo de trabalho (Aço carbono). .............. 60
Figura 30 - Concentração celular das bactérias sésseis (a) aeróbias heterotróficas (b)
precipitantes do ferro (c) Pseudomonas sp. .................................................................... 61
Figura 31 - Concentração celular das bactérias sésseis anaeróbias (a) anaeróbias totais
(b) BRS. .......................................................................................................................... 62
Figura 32 - Taxas de corrosão em ensaio dinâmico do aço carbono submetido a
diferentes ciclos nos períodos de 14 e 28 dias. ............................................................... 64
Figura 33 - Cupons retirados do looping no sistema dinâmico (a) Controle (apenas água
do mar) (b) Água do mar acrescido de THPS (c) Água do mar acrescido de THPS e
xantana (d) Água do mar acrescentado de xantana. ....................................................... 66
Figura 34 - Aspecto visual da água de saída do ensaio dinâmico, após 28 dias, dos ciclos
contendo (a) apenas água do mar (b) água do mar acrescido de THPS (c) água do mar
contendo THPS e xantana (d) água do mar acrescido de xantana. ................................. 67
Figura 35 - MEV da formação de biofilme no cupom exposto à água do mar em ensaio
dinâmico com (a) aumento de 30000x (b) aumento de 60000x. .................................... 72
Figura 36 - MEV da formação de biofilme no cupom exposto à água do mar acrescido
de THPS em ensaio dinâmico com (a) aumento de 3000x (b) aumento de 11000x (c)
aumento de 30000x. ........................................................................................................ 73
Figura 37 - MEV da formação de biofilme no cupom exposto à água do mar acrescido
de THPS e xantana em ensaio dinâmico com (a) aumento de 3000x (b) aumento de
11000x (c) aumento de 30000x. ..................................................................................... 75
Figura 38 - MEV da formação de biofilme no cupom exposto à água do mar acrescido
de xantana em ensaio dinâmico com aumento de 6000x................................................ 76
xi
Figura 39 - Difração de Raios X dos produtos de corrosão dos cupons em ensaio
dinâmico (a) ciclo I (b) ciclo II (c) ciclo III (d) ciclo IV ................................................ 78
Figura 40 - Esquema da interconversão biológica e eletroquímica dos sulfetos formados
pelas BRS. ...................................................................................................................... 79
Figura 41 - Disposição dos sistemas para ensaio estático. (a) Montagem do sistema (b)
Sistemas com água do mar e suas devidas substâncias adicionadas (c) Sistemas após 24
h. ..................................................................................................................................... 80
Figura 42 - Concentração celular das bactérias sésseis no período de 28 dias. .............. 81
Figura 43 - Taxas de corrosão em ensaio estático do aço carbono submetido a diferentes
sistemas nos períodos de 14 e 28 dias. ........................................................................... 83
Figura 44 - Medida de potencial em circuito aberto (30 dias)........................................ 84
Figura 45 - Ensaio de OCP das primeiras 8 horas. ......................................................... 85
Figura 46 - Detalhe dos cupons após medida do potencial de circuito aberto (a) em água
do mar (b) acrescido de THPS (c) acrescido de THPS e xantana (d) adicionado de
xantana. ........................................................................................................................... 85
Figura 47 - Curvas de polarização anódica do aço carbono em diferentes situações. .... 86
xii
LISTA DE TABELAS
Tabela 1 - Variáveis importantes no ataque de células, formação e desenvolvimento de
biofilme ........................................................................................................................... 22
Tabela 2 - Propriedades e concentrações usuais dos biocidas empregados em sistemas
de águas industriais. ........................................................................................................ 32
Tabela 3 - Análises físico-químicas do fluido utilizado. ................................................ 44
Tabela 4 - Análises microbiológicas da água do mar para o ensaio dinâmico. .............. 45
Tabela 5 - Tipos, concentrações e intervalos de adição dos agentes químicos. ............. 45
Tabela 6 - Dados do processo em ensaio dinâmico. ....................................................... 47
Tabela 7 - Composição do meio de cultura Postgate E modificado. .............................. 50
Tabela 8 - Composição do meio para bactéria precipitante de ferro .............................. 51
Tabela 9 - Composição do meio de cultura para bactérias anaeróbias totais. ................ 51
Tabela 10 - Composição do meio de cultura para bactérias aeróbias heterotróficas. ..... 52
Tabela 11 - Composição do meio Pseudomonas Isolation ágar. .................................... 53
Tabela 12 - Composição da solução redutora. ................................................................ 54
Tabela 13 - Condições dos diferentes eletrólitos usados nos ensaios. ........................... 60
Tabela 14 - Análises físico-químicas da água de saída do sistema dinâmico. ............... 68
Tabela 15 - Caracterização física de biofilmes dos cupons nos diferentes ciclos
estudados. ....................................................................................................................... 69
Tabela 16 - Caracterização bioquímica de biofilmes nos diferentes ciclos estudados. .. 70
Tabela 17 - Valores de taxas de corrosão e valores estimados de densidades de corrente
dos sistemas estudados. .................................................................................................. 87
Tabela 18 - Ficha técnica da goma xantana. ................................................................. 100
xiii
SUMÁRIO
1. INTRODUÇÃO ............................................................................................................ 1
2. REVISÃO BIBLIOGRÁFICA ..................................................................................... 4
2.1. CORROSÃO .......................................................................................................... 4
2.2. AMBIENTES CORROSIVOS ............................................................................. 5
2.3. TIPOS DE CORROSÃO ...................................................................................... 6
2.3.1. CORROSÃO MICROBIOLOGICAMENTE INDUZIDA (CMI) ................. 7
2.4. MICRO-ORGANISMOS ENVOLVIDOS NA CORROSÃO .............................. 7
2.4.1. MECANISMOS GERAIS DE BIOCORROSÃO ........................................ 15
2.5. BIOFILMES ........................................................................................................ 16
2.5.1. CAPACIDADE DE ADAPTAÇÃO DAS BACTÉRIAS ............................ 18
2.5.2. FASE INICIAL NA FORMAÇÃO DE BIOFILME .................................... 20
2.5.3. BIOFILMES INIBIDORES DA CORROSÃO ............................................ 23
2.5.4. SUBSTÂNCIAS POLIMÉRICAS EXTRACELULARES (EPS) ............... 25
2.5.5. BIODISPERSANTE: GOMA XANTANA ................................................. 27
2.6. PREVENÇÃO E CONTROLE DA BIOCORROSÃO ....................................... 28
2.7. CONTROLE DA BIOCORROSÃO ATRAVÉS DO TRATAMENTO COM
BIOCIDA .................................................................................................................... 29
2.8. DETERMINAÇÃO DAS TAXAS DE CORROSÃO ......................................... 34
2.8.1. CÁLCULO DA TAXA DE CORROSÃO ................................................... 34
2.9. INFLUÊNCIA DO TIPO DE ESCOAMENTO NA FORMAÇÃO DO
BIOFILME. ................................................................................................................. 35
2.10. PRINCIPAIS TÉCNICAS ELETROQUÍMICAS APLICADAS PARA A
CORROSÃO INFLUENCIADA POR MICRO-ORGANISMOS ............................. 39
3. MATERIAIS E MÉTODOS ....................................................................................... 43
3.1. ENSAIO DINÂMICO ......................................................................................... 43
xiv
3.1.1. CORPOS DE PROVA .................................................................................. 43
3.1.2. FLUIDO DE PROCESSO ............................................................................ 43
3.1.3. AGENTES QUÍMICOS ............................................................................... 45
3.1.4. REATOR ...................................................................................................... 46
3.2. ENSAIO ESTÁTICO .......................................................................................... 48
3.3. MEIOS DE CULTURA E SOLUÇÕES .............................................................. 49
3.3.1. MEIO POSTGATE E – MODIFICADO PARA BACTÉRIAS
REDUTORAS DE SULFATO ............................................................................... 49
3.3.2. BACTÉRIAS PRECIPITANTES DO FERRO ............................................ 50
3.3.3. BACTÉRIAS ANAERÓBIAS HETEROTRÓFICAS ................................. 51
3.3.4. BACTÉRIAS AERÓBIAS HETEROTRÓFICAS ....................................... 52
3.3.5. PSEUDOMONAS SÉSSEIS ........................................................................ 52
3.3.6. SOLUÇÃO REDUTORA ............................................................................ 53
3.3.7. SOLUÇÃO TAMPÃO CACODILATO DE SÓDIO ................................... 54
3.3.8. SOLUÇÃO DE GLUTARALDEÍDO .......................................................... 54
3.3.9. SOLUÇÃO DE TETRÓXIDO DE ÓSMIO ................................................. 54
3.4. CARACTERIZAÇÃO BIOQUÍMICA DOS BIOFILMES NOS CUPONS ....... 54
3.4.1. ANÁLISE DE CARBOIDRATOS ............................................................... 55
3.4.2. ANÁLISE DE PROTEÍNAS ........................................................................ 55
3.5. CARACTERIZAÇÃO FÍSICA DOS BIOFILMES NOS CUPONS .................. 55
3.6. PERDA DE MASSA E TAXA DE CORROSÃO ............................................... 56
3.7. MICROSCOPIA ELETRÔNICA DOS BIOFILMES FORMADOS NOS
CUPONS ENSAIADOS. ............................................................................................ 57
3.8. ENSAIO ELETROQUÍMICO ............................................................................. 58
3.8.1. MEDIDA DE POTENCIAL EM CIRCUITO ABERTO ............................. 59
3.8.2. CÉLULA DE POLARIZAÇÃO ................................................................... 60
xv
4. RESULTADOS E DISCUSSÃO ............................................................................... 61
4.1. CONCENTRAÇÃO CELULAR DE MICRO-ORGANISMOS SÉSSEIS NOS
TEMPOS 14 E 28 DIAS NOS CICLOS ESTUDADOS. ........................................... 61
4.1.2. TAXA DE CORROSÃO EM ENSAIO DINÂMICO .................................. 64
4.1.3. ANÁLISES DA ÁGUA DE SAÍDA DO SISTEMA DINÂMICO .............. 66
4.1.4. CARACTERIZAÇÃO FÍSICA DOS BIOFILMES NOS CUPONS ........... 69
4.1.5. CARACTERIZAÇÃO BIOQUÍMICA DOS BIOFILMES ......................... 70
4.1.6. MICROSCOPIA ELETRÔNICA DOS BIOFILMES FORMADOS NOS
CUPONS ENSAIADOS ......................................................................................... 71
4.1.7. DIFRAÇÃO DE RAIOS X (DRX) .............................................................. 76
4.2. ENSAIO ESTÁTICO .......................................................................................... 80
4.2.1. CONCENTRAÇÃO CELULAR DE MICRO-ORGANISMOS SÉSSEIS NO
PERÍODO DE 28 DIAS ......................................................................................... 81
4.2.2. TAXA DE CORROSÃO EM ENSAIO ESTÁTICO ................................... 82
4.3. ENSAIO ELETROQUÍMICO ............................................................................. 83
4.3.1. MEDIDAS DE POTENCIAL EM CIRCUITO ABERTO .......................... 83
4.3.2. CURVAS DE POLARIZAÇÃO .................................................................. 86
5. CONCLUSÕES .......................................................................................................... 88
6. SUGESTÕES PARA TRABALHOS FUTUROS ...................................................... 89
7. REFERÊNCIAS BIBLIOGRÁFICAS ....................................................................... 90
8. ANEXOS .................................................................................................................. 100
8.1. FICHA TÉCNICA DA GOMA XANTANA .................................................... 100
INTRODUÇÃO
1
1. INTRODUÇÃO
Com o crescente desenvolvimento das indústrias, os problemas advindos da
corrosão aumentaram em grandes proporções, impondo desta forma, aos pesquisadores,
maior demanda por estudos do processo corrosivo. Com o intuito de buscar soluções
para aumentar o tempo de vida útil dos componentes industriais, estão sendo
desenvolvidas técnicas de melhoria dos materiais utilizados nas várias indústrias, ou
ainda o desenvolvimento de novos materiais mais resistentes e revestimentos mais
eficientes.
A corrosão causa danos nas mais variadas atividades, como por exemplo:
indústrias químicas, petrolífera, petroquímica, construção civil, naval, automobilística,
meios de transporte (aéreo, ferroviário), termoelétricas, hidroelétricas, e na medicina
(ortopedia). A consequência desses danos pode ser de ordem econômica, devido à
manutenção ou substituição de materiais; ou social, por meio de graves acidentes, que
podem afetar a natureza e os seres humanos.
Nos diversos segmentos industriais, o aço carbono é o metal mais utilizado para
construção de estruturas e equipamentos devido às suas excelentes propriedades mecânicas
(alta resistência a impactos, ductibilidade, facilidade de soldagem) e ao seu custo
relativamente baixo. Porém, na maioria das aplicações, o aço é utilizado com proteção, por
ser um metal que apresenta uma baixa resistência à corrosão.
No mundo são gastos bilhões de dólares pelas indústrias devido a problemas de
corrosão (NUNES, 2007). Em muitas situações, esses problemas são intensificados pela
ação de micro-organismos. Quando o aço carbono está em contato com a água;
bactérias, fungos e algas podem ficar aderidos à superfície sólida formando biofilmes.
Problemas industriais associados com o acúmulo de micro-organismos sobre as
superfícies de equipamentos de processamento industrial aumentam os custos
operacionais. Alguns destes problemas são: a redução da transferência de calor em
trocadores, e a corrosão nas superfíceis desses equipamentos.
Uma vez que existam condições de formação de biofilmes em sistemas
industriais, torna-se necessária à adoção de medidas que possibilitem a prevenção ou a
INTRODUÇÃO
2
remoção dos biofilmes formados. O combate à corrosão pode ser realizado através de
vários métodos: seleção do material adequado; monitoramento do ambiente biológico;
limpeza sistemática e sanitização; inibição dos micro-organismos e consequentemente
da formação do biofilme; eliminação de áreas de estagnação e frestas; variação do pH;
revestimentos, entre outros. A escolha do método, no entanto, depende da eficiência
pretendida e da estimativa dos custos do processo (VIDELA, 2003).
Dentre os inibidores de corrosão, os biocidas são os mais usados em sistemas
industriais, ainda que métodos alternativos à sua utilização seja continuamente alvo de
investigação (PEREIRA, 2001).
Para facilitar a remoção de depósitos orgânicos, pode-se utilizar a combinação de
biodispersante e biocida. Um biodispersante tem a finalidade de dispersar as populações
microbianas em suspensão tornando-as mais suscetíveis a ação dos biocidas, além de
apresentar também a capacidade de fragilizar as interações da matriz polimérica, assim
como as interações entre o biofilme e o material de suporte (FLEMMING &
SCHAULE, 1996).
Neste trabalho, o biocida utilizado foi o THPS (sulfato de tetrakis (hidroximetil)
fosfônio), pois comprovou-se que esse tem um efeito ambiental menos drástico do que
outros biocidas, normalmente utilizados no combate aos micro-organismos
(DOWNWARD & TALBOT, 1997). Foi acrescido um biodispersante (goma xantana)
para atuar nas populações microbianas, tornando-as mais sujeitas à ação do biocida. A
xantana não eliminará os micro-organismos nem inibirá o seu crescimento, mas como
biodispersante pode apresentar a capacidade de fragilizar as interações da matriz
polimérica, bem como as interações entre o biofilme e o material de suporte. Além
disso, deverá ajudar na penetração do biocida nos depósitos orgânicos, facilitando a sua
remoção pela turbulência da água circulante (DANTAS, 1988).
Este trabalho teve como principal objetivo avaliar a corrosão microbiologicamente
induzida em sistemas dinâmico (looping) e estático (Erlenmeyers), através da utilização
de um biocida THPS (sulfato de tetrakis (hidroximetil) fosfônio) com biodispersante
(xantana).
Dentre os objetivos específicos deste trabalho, pôde-se destacar:
INTRODUÇÃO
3
Quantificação dos micro-organismos sésseis e planctônicos das amostras;
Teste da eficiência de tratamento com biocida (THPS) acrescido de
biodispersante (xantana) na formação do biofilme;
Avaliação das taxas de corrosão;
Avaliação da corrosão microbiologicamente induzida em cupons de aço
carbono SAE 1010 em regime turbulento;
Caracterização bioquímica das proteinas e carboidratos presentes nos
biofilmes microbianos;
Análise das superfícies dos cupons metálicos por MEV e DRX;
Avaliação comparativa da variação do potencial ao longo do processo
corrosivo para os corpos de prova em água do mar sem e com tratamento
de agentes químicos.
REVISÃO BIBLIOGRÁFICA
4
2. REVISÃO BIBLIOGRÁFICA
Para um engenheiro, a tarefa de escolher materiais para um determinado
equipamento ou estrutura é bastante árdua, devido à grande variedade de materiais
disponíveis, como, por exemplo, os metais e suas ligas, os materiais poliméricos
(plásticos, borrachas) e os materiais compósitos (cerâmica, madeira). O material ideal
será aquele que apresenta as propriedades desejadas, com o menor custo possível e,
ainda, uma maior durabilidade. As propriedades físicas e mecânicas como dureza,
resistência mecânica, resistência ao impacto, ductilidade, condutividade elétrica e
térmica, entre outros; são intrínsecas aos materiais e, de certa forma, previsíveis. Na
maioria dos metais e suas ligas, esses dados podem ser encontrados em literatura ou
determinados experimentalmente (PANOSSIAN, 1993).
Entretanto, a durabilidade dos materiais, especificamente aquela relacionada com
a resistência à corrosão, depende tanto da natureza do meio em que os materiais ficarão
expostos, como das condições de exposição, sendo por isso de difícil previsão. Neste
caso, para uma boa estimativa da durabilidade dos materiais é imprescindível que se
tenha, além de conhecimento dos princípios básicos de corrosão, uma boa experiência e
vivência profissional, pois não se trata apenas de simples consultas a dados, como no
caso das propriedades físicas, mas, de um estudo criterioso das informações disponíveis
(PANOSSIAN, 1993).
2.1. CORROSÃO
A corrosão tem sido definida de várias maneiras: algumas vezes, enfocando-se
apenas em algumas de suas peculiaridades e, outras, referindo-se a alguns tipos
específicos de materiais. Uma definição bastante simples é aquela que afirma: “a
corrosão é o processo inverso da metalurgia extrativa, em que o metal retorna ao seu
estado original, ou seja, ao minério do qual foi extraído” (PANOSSIAN, 1993).
Assim, como resultado do próprio processo de obtenção, sabe-se que os metais,
nas suas formas refinadas, encontram-se num nível energético superior ao do composto
que lhes deu origem. Excetuam-se apenas os metais nobres que são encontrados na
natureza na forma metálica. Essa é, portanto, a razão termodinâmica da espontaneidade
REVISÃO BIBLIOGRÁFICA
5
das reações de corrosão que transformam os metais novamente em compostos, num
processo inverso ao siderúrgico. A energia liberada nessa transformação é perdida para
o meio ambiente (GENTIL, 2007).
Uma das definições mais atuais, que conceitua a corrosão de maneira mais ampla
é dada por Gentil (2007), na qual a corrosão é a deterioração de um material,
geralmente metálico, por ação química ou eletroquímica do meio ambiente aliada ou
não a esforços mecânicos. A deterioração representa alterações prejudiciais e
indesejáveis sofridas pelo material tais como desgaste, variações químicas ou
modificações estruturais tornando-o inadequado para o uso.
A maioria dos fenômenos de corrosão é de natureza eletroquímica. A corrosão em
meios aquosos é a mais comum, e isto é esperado, uma vez que a maioria dos
fenômenos de corrosão ocorre no meio ambiente, no qual a água é o principal solvente.
A própria corrosão atmosférica, que é a de maior incidência, ocorre através da
condensação da umidade na superfície do metal (WOLYNEC, 2003).
Nos processos eletroquímicos, observados nos metais, os elétrons são cedidos em
determinada região e recebidos em outra, semelhante a uma pilha de corrosão sendo
mais intensa quanto menor for o pH e quanto maior for a concentração do oxigênio.
Esse processo é observado sempre que existir heterogeneidade no sistema material
metálico-meio corrosivo, pois a diferença de potencial resultante possibilita a formação
de áreas anódicas e catódicas. Enquanto que no mecanismo químico, há reações
químicas diretas entre o material metálico e o meio corrosivo não havendo geração de
corrente elétrica (GENTIL, 2007).
2.2. AMBIENTES CORROSIVOS
Os meios corrosivos no campo da corrosão eletroquímica são responsáveis pelo
aparecimento do eletrólito. O eletrólito é uma solução eletricamente condutora
constituída de água contendo sais, ácidos ou bases, ou ainda outros líquidos como sais
fundidos. Segundo Nunes e Lobo (2007), os meios corrosivos mais frequentes nos
processos são: águas naturais (dos rios, lagos ou do subsolo), água do mar, atmosfera,
solo e produtos químicos.
REVISÃO BIBLIOGRÁFICA
6
Neste item será abordado a água do mar, uma vez que, é o eletrólito utilizado nos
experimentos da dissertação.
A água do mar é um meio corrosivo bastante complexo constituído de solução de
sais, matéria orgânica viva, gases dissolvidos e matéria orgânica em decomposição.
Portanto, a ação corrosiva desse eletrólito não pode se restringir à ação isolada de uma
solução salina, pois certamente ocorre uma ação conjunta dos diferentes constituintes
(GENTIL, 2007). Videla (2003), também chama atenção ao fato de a água do mar ser
um meio biológico bastante favorável ao desenvolvimento de formas de vida
microbiana. É possível afirmar que as condições oferecidas são tão variadas quanto às
espécies microbianas presentes, logo é provável encontrar os mais diversos mecanismos
de corrosão microbiológica.
Gentil (2007) divide os fatores que influenciam a corrosão através da água do mar
em químicos, físicos e biológicos. Entre os fatores químicos destacam-se gases
dissolvidos, como oxigênio e gás carbônico; salinidade, que torna a água do mar um
eletrólito forte; e o pH embora esse último não seja o fator mais influente na ação
corrosiva da água do mar. Como fatores físicos consideram-se a velocidade do
escoamento, pois seu aumento, em geral, eleva a taxa de corrosão e remove camadas de
produtos de corrosão, mas se a velocidade de circulação for muito pequena, aumentará a
possibilidade de corrosão por aeração diferencial devido à deposição de sólidos; a
temperatura e a pressão. Dentre os fatores biológicos pode-se citar a formação do
biofilme, vida vegetal (geração de oxigênio e consumo de gás carbônico) e vida animal
(consumo de oxigênio e geração de gás carbônico).
Quando o eletrólito do processo é a água do mar observam-se, com mais
frequência, as formas de corrosão uniforme, o ataque por placas e por pites ou alvéolos
(GENTIL, 2007).
2.3. TIPOS DE CORROSÃO
Existem vários tipos de corrosão, além da corrosão uniforme e localizada, que
podem ser apresentados considerando-se a aparência ou forma de ataque, bem como as
diferentes causas da corrosão e seus mecanismos. Desse modo, a corrosão segundo a
morfologia pode ser caracterizada em uniforme, por placas, alveolar, puntiforme ou por
REVISÃO BIBLIOGRÁFICA
7
pite, intergranular, transgranular, filiforme, por esfoliação, grafítica, dezincificação,
empolamento pelo hidrogênio, em torno do cordão de solda. Segundo as causas ou
mecanismos: por aeração diferencial, eletrolítica ou por correntes de fuga, galvânica,
associada a solicitações mecânicas (corrosão sob tensão fraturante), em torno de cordão
de solda, seletiva (grafítica e dezincificação), empolamento pelo hidrogênio,
biocorrosão. A caracterização segundo a morfologia auxilia no esclarecimento do
mecanismo e na aplicação de medidas adequadas de proteção (JAMBO & FÓFANO,
2008; GENTIL, 2007). A abordagem principal será dada a corrosão
microbiologicamente induzida, tema da pesquisa.
2.3.1. CORROSÃO MICROBIOLOGICAMENTE INDUZIDA (CMI)
A corrosão influenciada por micro-organismos, também chamada de corrosão
microbiologicamente induzida ou biocorrosão, é aquela em que micro-organismos
participam de maneira intensiva no processo corrosivo, e é dificilmente associada a um
único mecanismo. Ou seja, é qualquer processo de corrosão localizada causada por
modificações microbianas. Os micro-organismos mais importantes no processo são as
bactérias, embora existam exemplos de corrosão atribuídos a fungos e algas (GENTIL,
2007; JAMBO & FÓFANO, 2008; LITTLE & LEE, 2007).
A corrosão microbiologicamente induzida está diretamente associada com a
corrosão eletroquímica onde, em ambos os casos, têm-se uma região anódica
desenvolvendo um processo de oxidação que leva à dissolução do metal (corrosão) e,
simultaneamente, à redução de algum componente do meio através da reação catódica
(CRAVO, 2004). Os micro-organismos participam desse processo de forma ativa sem
modificar a natureza eletroquímica do fenômeno. Esses apenas alteram a interface
metal/solução para induzir, acelerar ou inibir o processo anódico ou catódico que
controla a reação de corrosão (VIDELA, 2003).
2.4. MICRO-ORGANISMOS ENVOLVIDOS NA CORROSÃO
Em ambientes naturais, os micro-organismos formam comunidades sinérgicas
onde realizam processos combinados, que individualmente não seria possível. Em
ambientes aquáticos, células microbianas ligam-se aos sólidos incluindo metais. Células
imobilizadas crescem, reproduzem e produzem polímeros extracelulares formando um
REVISÃO BIBLIOGRÁFICA
8
biofilme. O acúmulo desses é o resultado do condicionamento, crescimento e
desprendimento (Figura 1).
Figura 1 - Ciclo de vida dos micro-organismos no biofilme, basicamente, em três etapas: (1)
aderência, (2) crescimento de colônias e (3) desprendimento em grupo ou “dispersão individual”
Fonte: (LITTLE & LEE, 2007)
A corrosão microbiologicamente induzida mais agressiva ocorre com populações
contendo muitos tipos de micro-organismos. Além disso, um único tipo de micro-
organismos pode simultaneamente afetar a corrosão através de vários mecanismos.
Morte celular ou lise dentro de um biofilme bem desenvolvido não significa
necessariamente uma pausa da influência nos processos eletroquímicos. Miller & Tiller
(1970) confirmaram que a corrosão por pite continua sob depósitos das bactérias
oxidantes de ferro, independente da atividade bioquímica das bactérias. De modo
similar, o FeS gerado microbiologicamente acelera as reações de corrosão na ausência
de células viáveis (BOOTH & TILLER, 1962).
Embora vários grupos de micro-organismos estejam envolvidos nos processos de
biocorrosão serão descritos a seguir os mais frequentes:
Bactérias oxidantes do enxofre
Muitas bactérias envolvidas na biocorrosão fazem parte do ciclo do enxofre na
natureza (TANG, BASKARAN, & NEMATI, 2009). Entre as bactérias oxidantes do
enxofre destacam-se as espécies Acidithiobacillus thiooxidans e Acidithiobacillus
thioparus. Esses micro-organismos são aeróbios e quimioautotróficos, obtendo energia
REVISÃO BIBLIOGRÁFICA
9
a partir da oxidação de compostos inorgânicos de enxofre ou de enxofre elementar. O
processo corrosivo nesse caso ocorre devido à formação de ácido sulfúrico, que ataca
superfícies de concreto e metais como o aço carbono, amplamente empregados na
construção de equipamentos usados em várias indústrias (WARSCHEID & BRAAMS,
2000).
Bactérias redutoras de sulfatos (BRS)
São bactérias heterotróficas que utilizam uma fonte de carbono orgânico, a fim de
obter a energia necessária para reduzir o íon sulfato a sulfeto. São anaeróbias; em outras
palavras, não necessitam de oxigênio para crescimento e atividade
(JAVAHERDASHTI, 2008). Crescem em uma faixa de temperatura entre 25 e 44ºC e
pH entre 5,5 e 9,0. Como resultado da redução do sulfato, ocorre a produção de sulfetos,
bissulfetos e hidrogênio sulfetado, assim como produtos metabólicos intermediários
(tiossulfatos, tetrationatos, politionatos), que possuem um papel importante na corrosão
anaeróbia do ferro (VIDELA, 2003).
As BRS constituem um grupo taxonomicamente variado de bactérias,
relacionadas por aspectos fisiológicos e ecológicos. Algumas podem utilizar,
alternativamente, como receptor de elétrons o nitrato, o fumarato ou o piruvato.
Originalmente, essas bactérias foram classificadas em dois gêneros, o Desulfovibrio
(cinco espécies) e Desulfotomaculum (sete espécies) (VIDELA, 2003).
O mecanismo postulado por Wolzogen Kuhr & van der Vlugt (1934) tenta
explicar o problema da corrosão em termos do envolvimento de BRS. As bactérias
utilizam o hidrogênio catódico através do consumo por uma enzima chamada
hidrogenase. Foi postulado que o provável efeito principal no desgaste do metal é a
remoção do hidrogênio adsorvido na superfície metálica por meio da hidrogenase
(JAVAHERDASHTI, 2008).
As sequências de reações da teoria clássica podem ser divididas em três
categorias: metal, solução, e micro-organismos, como seguem:
REVISÃO BIBLIOGRÁFICA
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METAL: Reação anódica: eFeFe 844 2
(Célula eletroquímica) Equação 1
SOLUÇÃO: Reação catódica: adHeH 888 Equação 2
Dissociação da água: OHHOH 888 2 (Eletrólito) Equação 3
MICRO-
ORGANISMO: OHSHSO ad 2
22
4 48 (Despolarização microbiana) Equação 4
FeSSFe 22
(Produtos de corrosão) Equação 5
2
2 )(363 OHFeOHFe (Produtos de corrosão) Equação 6
OHFeSOHFeSOOHFe 2)(344 2
2
42
(Reação global) Equação 7
Wolzogen Kuhr & van der Vlugt (1934) descreveram o processo geral como a
despolarização catódica, baseado na teoria que a hidrogenase de BRS remove o
hidrogênio acumulado no catodo. A remoção do hidrogênio catódico na Equação 2 força
o ferro a dissolver no anodo na Equação 1. Enquanto a reação geral pode ser descrita
corretamente na Equação 7, é duvidoso que etapas de reação individual da Equação 1 à
Equação 6 procedam do modo proposto por von Wolzogen Kuhr & van der Vlugt (1934)
(LITTLE & LEE, 2007). É pouco provável que uma camada de hidrogênio atômico
exista na superfície do metal como postulado na Equação 2 (SCHWEISFURTH &
HEITZ, 1989). A concentração de H é extremamente pequena em ambientes
anaeróbios e neutros. Portanto, reações catódicas adicionais deveriam ser consideradas
tal como a redução de SH 2 :
222
1HHSeSH
Equação 8
As linhagens de BRS Desulfovibrio que não produzem a hidrogenase podem
estimular corrosão por despolarização catódica induzida por FeS produzido
microbiologicamente (LITTLE & LEE, 2007). King, Miller & Wakerly (1973)
demonstraram que a perda de massa do aço era proporcional a concentração de sulfeto
de ferro presente e dependia da estequiometria, em particular, dos minerais de sulfeto de
ferro.
REVISÃO BIBLIOGRÁFICA
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As bactérias redutoras de sulfato têm sido relatadas por serem responsáveis pela
corrosão extensa de máquinas de perfuração e bombeamento e tanques de
armazenamento (SINGLETON, 1993; JAVAHERDASHTI, SARIOGLU, & AKSOZ,
1997). Também foi constado que as BRS estão associadas à contaminação de petróleo
bruto, resultando no aumento dos níveis de enxofre dos combustíveis. Em operações de
recuperação secundária de petróleo são usadas grandes quantidades de água do mar e,
em alguns casos, nota-se nessa água um odor característico de gás sulfídrico,
observando-se também corrosão dos equipamentos (GENTIL, 2007; SINGLETON,
1993).
Bactérias produtoras de ácidos
São bactérias heterotróficas que produzem ácidos orgânicos, tais como os ácidos
fórmico, acético, láctico, propiônico e butírico (BOGAN et al., 2004). O impacto de
metabólitos ácidos é intensificado quando esses são fixados na interface metal-biofilme
(LITTLE & LEE, 2007).
As bactérias produtoras de ácido estão diretamente relacionadas à biocorrosão
através da produção de substâncias corrosivas, podendo estar relacionadas com as BRS,
pois os ácidos secretados podem ser metabolizados pelas bactérias redutoras do sulfato
(BOGAN et al., 2004).
A atividade de outras espécies bacterianas também pode resultar na geração dos
ácidos nítrico (Nitrobacter e Pseudomonas), nitroso (Nitrosomonas) e sulfídrico (BRS,
Clostridium (VIDELA, 2003).
Bactérias precipitantes do ferro
Esse grupo abrange, principalmente, as bactérias oxidantes de ferro.
Os gêneros de bactérias oxidantes de ferro, geralmente citados como causadores
da CMI, são Gallionella, Sphaerotilus, Crenothrix, Siderocapsa, Clonothrix, e
Leptothrix. Essas bactérias (Figura 2) desenvolvem-se no intervalo de temperatura entre
0 a 40°C, sendo faixa ótima entre 6 e 25°C e no intervalo de pH entre 5,5 a 8,2, sendo o
melhor 6,5 (GENTIL, 2007). Esses organismos oxidam íons ferrosos 2Fe a íons
REVISÃO BIBLIOGRÁFICA
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férricos 3Fe ou íons manganosos a íons mangânicos para obter energia. Bactérias
precipitantes do ferro produzem tubérculos vermelho-alaranjados de óxidos de ferro
OHOFe 232 e hidróxidos de ferro 3)(OHFe por oxidação de íons ferrosos do meio
líquido ou do substrato (LITTLE & LEE, 2007).
Figura 2 - Bactérias precipitantes de ferro dentro dos tubérculos.
Fonte: (LITTLE, WAGNER, & LEWANDOWSKI, 1998)
Esses tubérculos podem ficar aderidos nas paredes das tubulações (Figura 3), e
ocasionam inconvenientes como: diminuição da capacidade de vazão da tubulação,
entupindo-a após algum tempo; interferência na troca de calor; condições para corrosão
por aeração diferencial, ocorrendo corrosão embaixo dos tubérculos com consequente
formação de resíduo preto de 2)(OHFe ou 43OFe ; condições anaeróbias, embaixo dos
tubérculos, podendo-se ter o desenvolvimento de bactérias redutoras de sulfato. Altas
velocidades de fluxos e tensões hidráulicas podem deslocar tubérculos, causando água
vermelha e problemas nas válvulas e bombas. O óxido, ou hidróxido de ferro, que não
adere às paredes das tubulações é arrastado pela água, que apresenta devido a isto, uma
coloração castanho avermelhada, sendo chamada de água vermelha ou ferruginosa
(GENTIL, 2007).
REVISÃO BIBLIOGRÁFICA
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Figura 3 - Tubulação de água com tubérculos de óxidos de ferro.
Fonte: (GENTIL, 2007)
Bactérias produtoras de exopolissacarídeos
Polímeros extracelulares são produzidos por diversos micro-organismos, que
facilitam a aderência à superfície e proporcionam uma medida de proteção em
condições adversas (BOTT, 2011).
Diferentes espécies de bactérias apresentam a capacidade de sintetizar e excretar
material polimérico. Os gêneros das bactérias produtoras de exopolissacarídeos que
mais se destacam para o estudo da corrosão são: “Pseudomonas”, “Flavobacterium”,
“Escherichia”, “Aerobacter” e “Bacillus”. Esses micro-organismos atuam formando
densas massas que isolam a superfície do metal do contato com oxigênio, favorecendo o
aparecimento da corrosão por aeração diferencial, ou beneficiando a ação das bactérias
redutoras de sulfato (CORRÊA, 2003). Clostridium, Desulfovibrio., Desulfotomaculum
também podem produzir EPS e já foram isolados em processos corrosivos de aços
inoxidáveis (SCOTTO, 1993).
Pseudomonas sp.
Algumas espécies de Pseudomonas, predominantes em águas do mar e industriais,
têm sido encontradas envolvidas no processo de corrosão do aço carbono, aço
inoxidável e ligas de alumínio em ambientes marinho (BORENSTEIN, 1996).
Inicialmente, espécies de Pseudomonas aeróbias são reconhecidas por serem
colonizadoras pioneiras no processo de formação do biofilme, o papel principal delas
surge por criar um ambiente livre de oxigênio para nutrir as BRS. No entanto, foi
REVISÃO BIBLIOGRÁFICA
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posteriormente descoberto que essas espécies são antigas produtoras de material
extracelular e frequentemente crescem numa distribuição superficial sobre o metal e
eliminam o oxigênio através da respiração; desse modo criam pilhas de aeração
diferencial ou pilhas de concentração de íons (BORENSTEIN, 1996).
Também foi demonstrado que as espécies de Pseudomonas acentuam a corrosão
de metais e induzem a ocorrência de corrosão por pites na superfície metálica
(PEDERSEN, KJELLEBERG, & HERMANSSON, 1988; BEECH & SUNNER, 2004).
Pedersen e colaboradores (1988) e Videla (1996) informaram que Pseudomonas sp.
facilitavam a desagregação da passividade pela excreção de ácidos orgânicos, dessa
forma resultando no aumento nas taxas de corrosão de metais.
Fungos
Em condições aeróbias, alguns fungos produzem ácidos orgânicos incluindo
oxálico, lático, acético e cítrico, podendo então ocasionar a corrosão de materiais
metálicos como o cobre, ferro e alumínio (LITTLE & LEE, 2007). As enzimas
secretadas pelos fungos também estão frequentemente relacionadas com a destruição de
revestimentos de estruturas metálicas (JUZELIUNAS et al., 2007).
A temperatura ótima de crescimento dos fungos é de 30ºC, sendo aceitável entre
15 e 37ºC (VIDELA, 2003). É constatada a presença de espécies dos gêneros
Aspergillus, Fusarium e Trichosporon em associação com Hormoconis resinae em
tanques e condutos de alumínio de uso aeronáutico (VIDELA, 2003).
Algas
As algas são micro-organismos eucarióticos encontrados em diversos ambientes,
tais como água, solo, rochas e plantas. São organismos autotróficos e fotossintéticos que
sintetizam a matéria orgânica a partir de dióxido de carbono e água, usando a luz solar
como fonte de energia (VIDELA, 2003).
As algas estão mais relacionadas à formação de biofouling do que à biocorrosão,
sendo a causa da bioacumulação em sistemas de trocadores de calor. Vale a pena
ressaltar que entre os gêneros mais frequentemente associados ao biofouling de
REVISÃO BIBLIOGRÁFICA
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instalações marinhas ou industriais, podem-se citar Navícula (diatomácea), Ocillatoria
(alga azul-verde), Chlorella e Ulothrix (clorofitas). As algas podem induzir a corrosão
por meio de um mecanismo de aeração diferencial, criando gradientes de pH ou
oxigênio sobre as superfícies metálicas onde ocorre o crescimento (VIDELA, 2003).
2.4.1. MECANISMOS GERAIS DE BIOCORROSÃO
O processo de corrosão microbiológica se dá por diferentes mecanismos:
Produção de substâncias corrosivas
Os micro-organismos durante seu crescimento e metabolismo são capazes de
sintetizar e excretar ácidos (orgânicos e inorgânicos) e outras substâncias corrosivas. A
produção de ácidos pode causar a ruptura de filmes protetores sobre o metal (VIDELA,
2003).
Criação de pilhas de aeração diferencial
A associação de espécies diferentes de micro-organismos, que consomem
quantidades desiguais de oxigênio, estabelece condições de aeração diferencial,
proporcionando um ambiente adequado para o crescimento de micro-organismos
aeróbios e anaeróbios. Além disso, não havendo um filme uniforme sobre toda a
superfície do metal, ou liga imersa, esse será um gerador de células de aeração
diferencial em potencial (VIDELA, 1981).
A formação de pites, em geral, ocorre com o desenvolvimento de tubérculos, na
área anódica, constituído de produtos de corrosão e micro-organismos. Conforme o pite
aumenta, ocorrem reações catódicas, com a formação de íons hidroxilas, e reações
anódicas, com a formação de íons 2Fe , no caso da corrosão do ferro ou de materiais
metálicos que o contenham na sua composição (GONÇALVES, 2002).
Despolarização catódica
O ferro em meios desaerados, águas ou solos úmidos, normalmente não sofre
corrosão considerável, mas em certos casos observa-se corrosão acentuada. Segundo
Gentil (2007), isso ocorre devido às bactérias anaeróbias capazes de utilizar, em seu
REVISÃO BIBLIOGRÁFICA
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metabolismo, hidrogênio livre (como o hidrogênio catódico) ou hidrogênio combinado
de compostos orgânicos. Entre essas bactérias estão as redutoras de sulfato (BRS), as
redutoras de dióxido de carbono e as redutoras de nitrato.
Corrosão por ação conjunta de bactérias
Ocorrem casos de corrosão microbiológica na qual é observada a ação simultânea
de bactérias. Por exemplo, no centro dos tubérculos, ocasionados pelas bactérias
precipitantes do ferro, há o crescimento de bactérias anaeróbias redutoras de sulfato,
acarretando, então, a corrosão localizada embaixo desses tubérculos, formando pites.
Quando tubérculos de óxido de ferro (Fe2O3.H2O) são removidos, pode-se observar um
resíduo preto de sulfeto de ferro, FeS, que desprende H2S (GENTIL, 2007).
2.5. BIOFILMES
Quando bactérias aderem às superfícies, inicia-se a formação de um filme fino
conhecido como biofilme que consiste de células imobilizadas em um substrato,
geralmente incorporados em uma matriz de polímero orgânico de origem microbiana
(JAVAHERDASHTI, 2008). Os biofilmes estão presentes em qualquer superfície
molhada ou úmida, tais como equipamentos industriais, médicos e odontológicos,
pedras de rio, cascos de navios, tubulações entre outros (TROSTMANN, FROLUND, &
OLESEN, 2001).
Os biofilmes são constituídos, essencialmente, por água, células microbianas,
carboidratos, proteínas (TROSTMANN, FROLUND, & OLESEN, 2001). Segundo
Javaherdashti (2008), a água presente no biofilme corresponde cerca de 95% da massa
total.
A formação de biofilme consiste de uma sequência de etapas que inicia com a
adsorção de macromoléculas (proteínas, polissacarídeos e ácidos húmicos) e moléculas
menores (ácidos graxos e lipídeos) nas superfícies. Essas moléculas adsorvidas formam
filmes condicionantes que alteram as características físico-químicas na interface,
incluindo superfície hidrofóbica e carga elétrica (LITTLE & LEE, 2007). A aderência
microbiana é causada principalmente por forças físicas e interações eletrostáticas, e tem
caráter reversível. Os micro-organismos que permanecem na superfície começam um
REVISÃO BIBLIOGRÁFICA
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processo de propagação e de produção de material polimérico extracelular, pelo qual
aderem firmemente à superfície (aderência irreversível) (VIDELA, 2003).
A aderência é devida ao transporte microbiano e subsequente adesão à superfície.
A dimensão da adesão bacteriana e o seu molde dependem das características
bacterianas, incluindo a hidrofobicidade da superfície celular e a carga; tamanho da
célula; órgãos de locomoção como os flagelos que podem ou não estar presentes;
propriedades do substrato tais como: composição química, rugosidade, fendas, e
cobertura por filmes de óxidos ou camadas orgânicas; a composição e concentração do
meio aquoso e o regime de fluxo hidráulico (LITTLE & LEE, 2007).
A hidrofobicidade da superfície celular é importante na adesão devido ao fato de
as interações hidrofóbicas tenderem a aumentar com o acréscimo da natureza apolar de
uma ou ambas as superfícies envolvidas, isto é, a célula microbiana e o substrato
(DONLAN, 2002). Ou seja, bactéria com uma superfície celular hidrofóbica prefere
superfície hidrofóbica (HORI & MATSUMOTO, 2010).
Muitas células produzem membros filamentosos extracelulares (Figura 4). Esses
podem, entretanto, ter um papel fundamental no processo de aderência. Na verdade,
seus raios de interação com a superfície são menores do que a própria célula. Várias
dessas estruturas são conhecidas – flagelos, pili ou fímbrias, prostecae1 (HARBRON &
KENT, 1988; HORI & MATSUMOTO, 2010).
Figura 4 - Diagrama da estrutura da célula microbiana.
Extraído e adaptado: (BOTT, 2011)
Os flagelos, quando existem, são responsáveis pela mobilidade da bactéria. Esses
são uma parte muito fina de flagelina protéica com uma estrutura helicoidal estendendo
1 Protusões semelhantes a pendúculos e brotos; singular: prosteca.
REVISÃO BIBLIOGRÁFICA
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para fora do citoplasma através da parede celular. Os flagelos podem ter o diâmetro
entre 0,01 µm e 0,02 µm. Muitos tipos de bactérias têm flagelos, incluindo o gênero
Pseudomonas. É possível que o próprio flagelo possa formar uma ligação aderente com
a superfície adesiva (HARBRON & KENT, 1988). A função primária do flagelo na
formação do biofilme está relacionada no transporte e nas interações iniciais da
superfície celular (SAUER & CAMPER, 2001). Acredita-se que a mobilidade do
flagelo supera as forças repulsivas do substrato e, como consequência, uma
monocamada de células se forma na superfície adesiva (DANIELS,
VANDERLEYDEN, & MICHIELS, 2004).
Pili ou fímbrias são encontrados em muitas bactérias Gram-negativas incluindo
também espécies de Pseudomonas. São finos membros filamentosos, também protéicos,
4 nm - 35 nm de largura e até vários micrômetros de comprimento (HARBRON &
KENT, 1988). Essas estruturas são geralmente retas, e não estão envolvidas na
motilidade. A função geral é tornar células mais aderentes, desde que a bactéria com pili
possa aderir fortemente a outras células bacterianas e partículas inorgânicas
(HARBRON & KENT, 1988). No entanto, nem sempre estão envolvidos no processo de
adesão mesmo que estejam presentes (CHARACKLIS & COOKSEY, 1983). De acordo
com Sauer e Camper (2001), pili e estruturas associadas têm sido apontados por serem
importantes na adesão e colonização de superfícies, provavelmente por superar a inicial
barreira de repulsão eletrostática que existe entre a célula e o substrato.
Prostecae formam um terceiro grupo de estruturas de ataque (aderentes) que
ocorrem em vários tipos de micro-organismos. Podem ocorrer em um ou mais locais
sobre a superfície celular, e são filiformes ou extensões sem ponta (comumente 0,2 µm)
da parede celular e membrana (HARBRON & KENT, 1988).
2.5.1. CAPACIDADE DE ADAPTAÇÃO DAS BACTÉRIAS
A força de direção do desenvolvimento numa comunidade bacteriana se baseia na
organização e cooperação entre as células, mais do que uma competitividade clássica de
seleção natural de micro-organismos individuais (DANIELS, VANDERLEYDEN, &
MICHIELS, 2004; DAVIES et al., 1998; FUQUA & GREENBERG, 2002; PARSEK &
GREENBERG, 2005). Esse conceito fica particularmente evidente quando se examina
REVISÃO BIBLIOGRÁFICA
19
comunidades bacterianas dos biofilmes (PARSEK & GREENBERG, 2005; SURETTE,
MILLER, & BASSLER, 1999).
A sinalização celular tem demonstrado um papel importante na aderência da
célula e desprendimento de biofilmes (DANIELS, VANDERLEYDEN, & MICHIELS,
2004; DONLAN, 2002). Bactérias são consideradas longe de serem micro-organismos
solitários, e na verdade são colônias por natureza que exploram sistemas elaborados de
interações intercelulares e comunicações para facilitar suas adaptações em ambientes
transitórios (DAVIES et al., 1998; FUQUA & GREENBERG, 2002; SAUER &
CAMPER, 2001).
Uma adaptação bem-sucedida de bactérias para mudanças nas condições naturais
depende da habilidade em “sentir” e reagir a ambientes externos e, portanto, modular a
expressão genética (DANIELS, VANDERLEYDEN, & MICHIELS, 2004). A
sensibilidade à densidade celular também denominada de “quorum sensing” é baseada
no processo de autoindução (EBERHARD et al., 1981). O processo de “quorum
sensing” fornece um mecanismo de auto-organização e regulação de células
microbianas (PARSEK & GREENBERG, 2005). Isso envolve um sistema ambiental
sensorial que permite as bactérias monitorar e reagir a suas próprias densidades
populacionais.
As bactérias produzem sinais orgânicos difusíveis, originalmente chamados de
moléculas autoindutoras (AI), as quais se acumulam nos ambientes próximos durante o
crescimento (FUQUA & GREENBERG, 2002). Altas densidades celulares resultam em
altas concentrações de sinais, e induzem a expressividade de determinados genes e/ou
mudanças fisiológicas em células vizinhas (PARSEK & GREENBERG, 2005). Uma
resposta a sinais químicos no processo de comunicação celular é um processo
dependente da concentração, onde uma concentração limiar crítica deve ser alcançada
antes de a resposta fisiológica ser obtida (DECHO, 1999; FUQUA & GREENBERG,
2002).
Sistemas de “quorum sensing” são conhecidos por participarem de uma gama de
atividades microbianas importantes. Essas incluem biossínteses de enzimas
extracelulares, biossínteses de antibióticos, produção de biossurfactante, sínteses de
exopolímeros, fatores de virulências extracelulares em bactérias Gram-negativas e
REVISÃO BIBLIOGRÁFICA
20
desenvolvimento de biofilme (DANIELS, VANDERLEYDEN, & MICHIELS, 2004;
DAVIES et al., 1998; FUX, STEWART, & STOODLEY, 2005).
2.5.2. FASE INICIAL NA FORMAÇÃO DE BIOFILME
O principal fator que controla a taxa de colonização, durante os estágios iniciais
na formação de biofilme, é a hidrodinâmica. A colonização microbiana começa com o
transporte de micro-organismos à interface mediada por no mínimo três mecanismos:
(1) transporte difusivo devido ao movimento Browniano; (2) transporte convectivo
devido ao fluxo do líquido; (3) movimento ativo de bactérias móveis próximo à
interface. A célula microbiana pode ou não estar aderida. A proporção do número de
células ligadas à superfície em relação ao número de células transportadas depende das
propriedades do substrato, do estado fisiológico dos organismos e da hidrodinâmica
(LEWANDOWSKI & STOODLEY, 1995). Segundo Videla (2003), os micro-
organismos formam aglomerados, separados por canais ou túneis nos quais o transporte
líquido ocorre essencialmente por convecção (Figura 5).
Figura 5 - Ilustração conceitual da heterogeneidade da estrutura do biofilme.
Extraído e adaptado: (LITTLE & LEE, 2007)
Atualmente, os processos que governam a formação do biofilme, apresentados na
Figura 6, incluem:
REVISÃO BIBLIOGRÁFICA
21
1. Pré-condicionamento na superfície de adesão por macromoléculas presentes na
camada fluida ou intencionalmente revestidas sobre a superfície;
2. Transporte de células planctônicas da camada líquida para a superfície;
3. Adsorção de células na superfície;
4. Desorção de células adsorvidas reversivelmente;
5. Produção de moléculas sinalizadoras e adsorção irreversível de células bacterianas na
superfície;
6. Transporte de nutrientes da fase líquida à interface líquido-biofilme, bem como no
interior do filme microbiano;
7. Reprodução de células;
8. Metabolismo no substrato por células do biofilme e transporte de produtos para fora
do biofilme. Esses processos são acompanhados por crescimento, reprodução, e
produção de exopolímeros;
9. Remoção de biofilme por desprendimento ou deslocamento súbito (BREYERS &
RATNER, 2004).
Figura 6 - Processos que governam a formação do biofilme
Extraído e adaptado: (SIMÕES, SIMÕES, & VIEIRA, 2010)
O ataque de micro-organismos nas superfícies e o subsequente desenvolvimento
do biofilme são processos muito complexos afetados por diversas variáveis (BREYERS
& RATNER, 2004) que estão listadas na Tabela 1.
REVISÃO BIBLIOGRÁFICA
22
Tabela 1 - Variáveis importantes no ataque de células, formação e desenvolvimento de biofilme
(baseado em Dolan, 2002).
Adesão na superfície Camada fluida Célula
Textura ou rugosidade Velocidade do fluxo Hidrofobicidade da
superfície celular
Hidrofobicidade pH Membros
extracelulares
Química da superfície Temperatura
Substâncias
poliméricas
extracelulares
Carga Cátions Moléculas
sinalizadoras
Filme condicionante Presença de produtos
antimicrobianos
Disponibilidade de
nutrientes
Os biofilmes formam superfícies que interagem ativamente com a camada limite
hidrodinâmica e podem se formar em ambientes extremos tais como águas ultra puras
ou em condições altamente radiotivas (KULAKOV et al., 2002). As bactérias no
biofilme podem se mover de maneiras diferentes: coletivamente por ondulação ou
rolamento através da superfície, por desprendimento em aglomerados, ou ainda por
meio de uma dispersão individual. A Figura 7 mostra essa capacidade de migração e
tendência para formar colônias mistas e integradas para uma cooperação metabólica
ideal (LITTLE & LEE, 2007).
REVISÃO BIBLIOGRÁFICA
23
Figura 7 - Representação da capacidade de migração e tendência para formar colônias mistas e
integradas.
Extraído e adaptado: (LITTLE & LEE, 2007)
As bactérias no biofilme atuam de forma a produzir condições mais favoráveis
para o crescimento de várias espécies. As bactérias próximas à fase fluida são
favorecidas por oxigênio e nutrientes complexos, ou seja, utilizam o oxigênio, quebram
fontes de carbono, e produzem polímeros simples e ácidos graxos. As bactérias dentro
do biofilme, removidas da camada líquida, utilizam os rejeitos gerados por outras
bactérias como, por exemplo, os nutrientes que são metabolizados a ácidos graxos,
dióxido de carbono e hidrogênio (LITTLE & LEE, 2007).
2.5.3. BIOFILMES INIBIDORES DA CORROSÃO
Potekhina e colaboradores (1999) sugerem a existência de dois principais tipos de
bactérias em relação à capacidade de induzir ou inibir a corrosão:
1. As bactérias que causam a corrosão e que são capazes de criar uma pilha galvânica
entre elas mesmas e o metal. Sob condições de anaerobiose, essas bactérias atuariam
como catodo e o metal como anodo, elétrons seguem do metal em direção à bactéria.
Para esse grupo de bactérias corrosivas, pertencem as bactérias consumidoras de
hidrogênio como as bactérias redutoras de sulfato (BRS), algumas bactérias redutoras de
nitrato e bactérias fototróficas.
REVISÃO BIBLIOGRÁFICA
24
2. Os outros grupos são de bactérias que inibem a corrosão e protegem metais sob
condições aeróbias (PEDERSEN & HERMANSSON, 1991) assim como sob condições
anaeróbias (JAYARAMAN, EARTHMAN, & WOOD, 1997). Nessa situação, a
remoção do oxigênio conduz a uma queda nas reações catódicas e ao retardamento da
dissolução do metal. Essas bactérias protetoras atuariam como anodo e o metal como
catodo da pilha galvânica entre a bactéria e o metal assemelhando-se ao método de
proteção catódica amplamente utilizada para prevenir efeitos de corrosão (VIDELA &
HERRERA, 2009).
Zuo (2007) analisa progressos recentes na inibição da corrosão pelo uso de
biofilmes benéficos. Em resumo, os diferentes mecanismos envolvidos são os seguintes:
i) biofilmes benéficos que removem agentes corrosivos, como por exemplo, o oxigênio
por atividades bacterianas metabólicas tais como respiração aeróbia (DUBIEL et al.,
2002; POTEKHINA et al., 1999; ZUO, 2007); ii) nos biofilmes benéficos onde há o
aumento da inibição da corrosão criando bactérias capazes de gerar agentes
antimicrobianos dentro do biofilme (JAYARAMAN, EARTHMAN, & WOOD, 1997);
iii) produção de camadas protetoras por biofilmes benéficos (CHONGDAR,
GUNASEKARAN, & KUMAR, 2005).
Potekhina e colaboradores (1999) tentaram elucidar como as bactérias podem
induzir ou inibir a corrosão. Para inibição da corrosão por biofilmes através da remoção
de agentes catódicos corrosivos, esses pesquisadores citam que: bactérias formadoras de
biofilme, sob condições de aerobiose, inibem a corrosão através da remoção de
oxigênio; bactérias quimiorganotróficas, sob condições de anaerobiose, inibem a
corrosão removendo produtos de corrosão e destruindo ambientes de BRS. Enquanto
que micro-organismos anaeróbios que consomem hidrogênio, tais como as BRS e as
bactérias redutoras do ferro (III) (por exemplo, as Pseudomonas spp. e Shewanella
putrefaciens) promovem a corrosão, removendo hidrogênio molecular, resultando na
despolarização catódica.
Através de experimentos, Jayaraman, Earthman e Wood (1997) também
afirmaram que a remoção de oxigênio poderia ser o principal motivo para a inibição da
corrosão sob condições aeróbias.
REVISÃO BIBLIOGRÁFICA
25
Para a inibição da CMI por biofilmes excretores de substâncias antimicrobianas,
um consórcio de bactérias aeróbias e anaeróbias está comumente presente em campo.
Portanto, isso é necessário para a formação de biofilme aeróbio protetor, não apenas
para reduzir a concentração de oxigênio, ou seja, minimizar a reação catódica, mas
também inibir o crescimento das bactérias causadoras de corrosão, como as BRS, as
quais despolarizam o catodo e estimulam a corrosão localizada. Quando o tratamento
tradicional com biocida não é satisfatório, os biofilmes que excretam substâncias
antimicrobianas, naturalmente ou geneticamente, são bons candidatos para tal propósito
(ZUO, 2007).
Exemplos de biofilmes manipulados geneticamente foram os de Bacillus subtilis,
excretores das substâncias antimicrobianas indolicidin, bactenecin, e probactenecin.
Jayaraman, Earthman e Wood (1997) constataram que esses biofilmes foram capazes
de inibir o crescimento das bactérias causadoras de corrosão, BRS (Desulfovibrio
vulgaris e D. gigas), e reduzir significativamente as taxas de corrosão em condições de
culturas contínuas. Uma das vantagens dessas manipulações é a produção de
exopolímeros, no biofilme, que pode ajudar a manter as concentrações antimicrobianas
mais elevadas, prevenindo a difusão em massa nos fluidos (ZUO, 2007).
As camadas protetoras, que inibem a corrosão microbiológica, podem ser
constituídas de produtos de óxidos passivos formados e aprisionados em biofilmes ou
da própria matriz do biofilme. A bactéria Pseudomonas cichorii foi capaz de inibir a
corrosão do aço, em um corrosivo tampão fosfato com solução salina básica (BSS)
(CHONGDAR, GUNASEKARAN, & KUMAR, 2005). Análise da película na
superfície, usando espectroscopia de infravermelho por transformada de Fourier
(FTIR), revelou que a formação de uma camada de óxido de ferro/fosfato de ferro
dentro da matriz polimérica do biofilme contribuiu para a redução da corrosão.
2.5.4. SUBSTÂNCIAS POLIMÉRICAS EXTRACELULARES (EPS)
EPS são responsáveis por unir as células microbianas e outros materiais
particulados (coesão), e contribuir na aderência dessas células à superfície (adesão)
como mostrado na Figura 8 (ALLISON, 2003; CHARACKLIS & WILDERER, 1989;
SUTHERLAND, 2001). As células não precisam ser viáveis para adesão, os EPS já
existentes são suficientes para aderi-las (FLEMMING & SCHAULE, 1988).
REVISÃO BIBLIOGRÁFICA
26
Figura 8 - Microfotografia de um biofilme de Pseudomonas putida numa superfície.
EPS circunda as células, mantendo-as juntas e sobre a superfície.
Fonte: (FLEMMING et al., 2009)
A composição geral de substâncias poliméricas extracelulares bacterianas
constitui de polissacarídeos, proteínas, ácidos nucléicos, lipídeos, fosfolipídeos, e
substâncias húmicas (JAHN & NIELSEN, 1998; SUTHERLAND, 2001;
WINGENDER, NEU, & FLEMMING, 1999). De acordo com Tsuneda e colaboradores
(2003), proteínas e polissacarídeos representam entre 75-89% da composição de EPS no
biofilme, indicando serem os principais componentes.
Os biofilmes formam uma estrutura gelatinosa onde os micro-organismos vivem
(SUTHERLAND, 2001; WINGENDER, NEU, & FLEMMING, 1999). A matriz de
EPS atua como uma barreira na qual o transporte difusivo prevalece sobre o transporte
convectivo (SUTHERLAND, 2001). Uma função frequentemente atribuída aos EPS é a
efetiva proteção para os micro-organismos no biofilme contra condições adversas.
Como um exemplo, comumente observado, é que células no biofilme podem tolerar
altas concentrações de biocidas (FOLEY & GILBERT, 1996; MAH & O’TOOLE,
2001; SIMÕES & VIEIRA, 2009; SIMÕES, PEREIRA, & VIEIRA, 2005). Isso se deve
principalmente a características fisiológicas das bactérias no biofilme, mas também à
função de barreira de EPS (MORTON et al., 1998; SIMÕES, PEREIRA, & VIEIRA,
2005).
A matriz de EPS retarda ou previne substâncias antimicrobianas de alcançar os
micro-organismos dentro do biofilme por limitação na difusão e/ou interação química
com as proteínas extracelulares e polissacarídeos (HEINZEL, 1998; MAH &
REVISÃO BIBLIOGRÁFICA
27
O’TOOLE, 2001). Além disso, dentro da matriz de EPS, as moléculas necessitam da
comunicação celular, e o comportamento comunitário pode acumular concentrações
altas o suficiente para ser eficaz (PEARSON, DELDEN, & IGLEWSKI, 1999;
SUTHERLAND, 2001).
2.5.5. BIODISPERSANTE: GOMA XANTANA
Os biodispersantes produzidos por micro-organismos são fundamentais em
programas de controle na formação de biofilmes (CLOETE, JACOBS, & BROZEL,
1998). Os biodispersantes, incluindo compostos orgânicos sintéticos, polímeros e
agentes de superfície ativos são geralmente aplicados para penetrar e dispersar os micro-
organismos na biomassa. Frequentemente, um biodispersante é utilizado em conjunção
com um biocida desde que a eficácia do biocida seja obtida. A dispersão de
aglomerados da biomassa ou micro-organismos os torna mais vulneráveis ao biocida
pelo aumento associado à área exposta. A seleção de um dispersante adequado para um
sistema operacional é baseado em análises reais do depósito associado a um
determinado meio, por exemplo, água (BOTT, 2011). Segundo Pereira (2001), os
biodispersantes não eliminam os micro-organismos nem inibem o seu crescimento.
A goma xantana é um heteropolissacarídeo2, produzida pela fermentação da
bactéria Xanthomonas campestris (PSOMAS, LIAKOPOULOU-KYRIAKIDES, &
KYRIAKIDIS, 2007), contendo glicose, manose, ácido glucurônico, ácido pirúvico e
grupos acetila (SANDFORD, 1979). Em relação às propriedades reológicas, as
soluções de xantana mostram um comportamento pseudoplástico, ou seja, a viscosidade
diminui com o aumento da deformação do fluido (JEANES, PITTSLEY, & SENTI,
1961). Devido a essas propriedades, a goma xantana é utilizada em muitas aplicações,
principalmente na indústria alimentícia como agente de suspensão, espessante e
estabilizante (KATZBAUER, 1998).
Células de Xanthomonas são Gram-negativas, aeróbias, retas (geralmente 0,4-0,7
µm de largura x 0,7-1,8 µm de comprimento) com um único flagelo polar. As colônias
são geralmente amarelas, lisas e viscosas (BRADBURY, 1984). Podem ser cultivadas
em diferentes temperaturas entre 25ºC e 35ºC em pH neutro (GARCIA et al., 2000).
2 Normalmente composto de unidades repetidas e alinhadas desde dissacarídeos até octassacarídeos,
compostos de dois a quatro tipos de monossacarídeos diferentes.
REVISÃO BIBLIOGRÁFICA
28
A viscosidade das soluções de xantana praticamente não se altera com a
temperatura entre 4ºC e 93 °C, com o pH entre 1 e 13 e com forças iônicas equivalentes
a concentração de cloreto de sódio entre 0,05% e 1% (LIMA, BORZANI, &
SCHMIDELL, 2001).
A alta viscosidade das soluções e a solubilidade em água do biopolímero têm
assegurado importantes aplicações para a goma xantana na indústria de petróleo, onde é
habitualmente utilizada em processo de perfurações para recuperação de óleo (GARCIA
et al., 2000; NAVARRETE, 2001). A xantana também tem sido testada como
biodispersante em pesquisas que envolvem processos corrosivos (OLIVEIRA, 2010).
2.6. PREVENÇÃO E CONTROLE DA BIOCORROSÃO
O controle dos micro-organismos é muito importante no gerenciamento da água.
Isso não significa apenas controlar a disseminação de doenças epidêmicas, mas também
a corrosão influenciada por micro-organismos pelas quais estruturas e equipamentos são
severamente danificados.
Métodos de tratamento da água, atualmente em uso, incluem tratamentos
mecânicos e físicos, tais como: filtração, separação e esterilização usando ozônio,
correntes elétricas, calor, irradiação usando micro-ondas, UV, raios gama ou raios X.
Além do mais, tratamentos químicos têm sido aplicados através da adição de agentes
químicos (desinfetantes, biocidas) para inativar micro-organismos (CHELOSSI &
FAIMALI, 2006).
A regra essencial, a qual deve ser aplicada nos sistemas industriais, para prevenir
e controlar a biocorrosão e o biofouling é manter o sistema limpo. Entretanto, esse
princípio básico poucas vezes pode ser aplicado devido à falta de uma adequada
compreensão dos processos de corrosão que somente são diagnosticados quando ocorre
forte contaminação, com perda de energia e eficiência do sistema ou falhas estruturais
por corrosão do material (VIDELA, 2002).
Geralmente, o biofouling (Figura 9) pode ser definido como um acúmulo
indesejado de depósitos de natureza biológica sobre a superfície. Tais depósitos podem
conter micro-organismos ou macro-organismos (GEESEY, 1982).
REVISÃO BIBLIOGRÁFICA
29
Figura 9 - Biofouling em trocador de calor
Fonte: (ADLER et al., 2003)
Numa planta industrial é provável conter vários sistemas onde a biocorrosão e o
biofouling podem causar problemas. Os sistemas industriais que frequentemente sofrem
de tais riscos são: (i) sistemas de refrigeração abertos ou fechados; (ii) linhas de injeção
de água; (iii) tanques de armazenamento; (iv) sistemas de tratamento de águas residuais;
(v) filtros; (vi) diferentes tipos tubulações; (vii) membranas de osmose reversa; (viii)
sistemas de distribuição de água potável (VIDELA, 2002).
A natureza do biofouling varia não apenas quanto a seus constituintes
microbianos, mas também em relação às características e proporções de seus
componentes. De acordo com Characklis (1991) podem ocorrer os seguintes tipos de
fouling e suas combinações: (i) fouling biológico, devido ao ataque de macro-
organismos (macrofouling) e/ou micro-organismos (microfouling); (ii) fouling químico,
produzido por reações químicas; (iii) fouling de corrosão, proveniente da reação do
substrato metálico com a fase líquida presente; (iv) fouling particulado e de
sedimentação, devido ao acúmulo de partículas sólidas transportadas pelo fluido; e (v)
fouling de precipitação, que tem origem na precipitação de substâncias dissolvidas sobre
o metal (VIDELA, 2002).
2.7. CONTROLE DA BIOCORROSÃO ATRAVÉS DO TRATAMENTO COM
BIOCIDA
O biocida é um produto formulado para inibir a atividade metabólica dos micro-
organismos. Os biocidas podem ser aplicados das seguintes formas: em batelada,
injeções contínuas ou combinações de ambos. A compatibilidade com o equipamento,
nível e frequência de dosagem, segurança, persitência, toxidade e a solubilidade
influenciam a seleção e aplicação do biocida (LITTLE & LEE, 2007).
REVISÃO BIBLIOGRÁFICA
30
Characklis (1990) e Stein (1993) estudaram a formação do biofilme e o controle
da corrosão microbiologicamente induzida usando biocidas. Em todos os casos, testes
qualificados são exigidos para certificar se um biocida particular é efetivo numa
determinada aplicação. É bem estabelecido que é mais difícil matar bactérias nos
biofilmes com biocidas do que matar os mesmos tipos de organismos suspensos em
meio líquido, porque biocidas não podem penetrar os biofilmes (STEIN, 1993).
Costerton e colaboradores (1994) relataram que bactérias em biofilmes foram resistentes
a antibióticos e biocidas em níveis de 500 a 5000 vezes mais altos do que aqueles
exigidos para matar células planctônicas das mesmas espécies.
Existem problemas adicionais com o uso de biocidas. O uso persistente de um
tratamento único de biocida pode permitir que mais micro-organismos resistentes se
desenvolvam e permaneçam no biofilme (LITTLE & LEE, 2007). Ridgway e
colaboradores (1984) demonstraram que bactérias previamente expostas ao cloro foram
mais resistentes do que àquelas nunca expostas. A resistência a um determinado biocida
pode ser superada com a mudança periódica desse. Little e Lee (2007) observaram um
rápido reinício do biofilme depois de um tratamento com biocida ou remoção de células
da superfície. Um novo crescimento ou recuperação pode ser devido aos seguintes
fatores: (1) A permanência viável de células reproduz um biofilme. (2) Residual de
biofilme transmite uma superfície rugosa que aumenta o transporte e a sorção. (3)
Oxidação de substâncias poliméricas extracelulares pode oferecer nutrientes para um
novo crescimento.
Segundo Videla (2003), a desinfecção de qualquer sistema pelo uso de biocidas
deve cumprir três funções principais: bactericida, fungicida e algicida. Resulta daí o
conceito de polivalência dos biocidas. Determinado composto químico pode ser
bactericida, mas não necessariamente fungicida ou algicida; da mesma forma, no que se
refere a um mesmo grupo de bactérias ou fungos, o produto pode atuar sobre uma
espécie e não necessariamente sobre outra.
Gonçalves (2002) chama atenção ao fato de que o mecanismo de ação do biocida
envolve várias etapas: difusão até a superfície da célula; interação e, possível reação
com os componentes das estruturas de superfícies; permeação através da parede celular
REVISÃO BIBLIOGRÁFICA
31
e da membrana citoplasmática; difusão no citoplasma até o sítio “alvo”, onde haverá
reação específica.
Os biocidas são classificados em oxidantes e não oxidantes. Os biocidas oxidantes
agem, normalmente, oxidando a matéria orgânica presente nas células, destruindo suas
estruturas vitais e assim causando a morte das células (TELANG et al., 1998). Os mais
comuns são cloro, bromo, ozônio e peróxido de hidrogênio (VIDELA, 2003).
Já os biocidas não oxidantes atacam seletivamente alvos particulares dentro da
célula (TELANG et al., 1998). Entre os biocidas não oxidantes tem-se: o glutaraldeído,
os compostos quaternários de amônio, as isotiazolinas, o THPS (VIDELA, 2003).
Segundo Bott (2011), há necessidade que o biocida alcance efetivamente o
biofilme. Para atingir esse requisito, é necessário garantir que o fluxo seja
turbulento de modo que a transferência de massa do biocida através da camada limite
para o biofilme seja maximizada. Fendas contendo micro-organismos não podem ser
penetrados por um biocida, e esses focos de atividade representam em efeito, inóculos
para um novo crescimento. No tratamento com biocidas, portanto, deve-se levar em
conta essa possibilidade. A transferência de massa através das fronteiras entre a camada
de fluido e o biofilme deve ser eficaz para garantir que o biocida seja efetivo.
No entanto, conforme Lavania e colaboradores (2011), a eficácia de substâncias
químicas nos micro-organismos em biofilmes são em causa limitada pelos mecanismos
de defesa natural de micro-organismos incorporados. Apesar de biocidas facilmente
destruírem as células planctônicas, as células do biofilme localizadas nas superfícies de
tubulações são protegidas por uma camada de polissacarídeo e diminuem os efeitos de
biocidas. Um aumento na dosagem dos biocidas pode, ou não, superar a proteção
oferecida por essa camada de polissacarídeo porque esses polímeros restringem a
permeabilidade dos biofilmes para a maioria dos biocidas.
A Tabela 2 apresenta as propriedades e concentrações usuais dos principais
biocidas empregados em sistemas de águas industriais.
REVISÃO BIBLIOGRÁFICA
32
Tabela 2 - Propriedades e concentrações usuais dos biocidas empregados em sistemas de águas
industriais.
Biocidas Propriedades/concentrações usuais
Cloro Efetivo contra bactérias e algas; oxidante; depende do pH; 0,1-0,2
ppm (contínuo).
Dióxido de cloro Efetivo contra bactérias; menos efetivo sobre algas e fungos; oxidante;
não depende do pH; 0,1-1,0 ppm.
Bromo Efetivo contra bactérias e algas; oxidante; amplo intervalo de pH;
0,05-0,1 ppm (contínuo).
Ozônio Efetivo contra bactérias e biofilmes; oxidante; depende do pH; 0,2-0,5
ppm.
Metileno-bistiocionato Efetivo contra bactérias; não-oxidante; hidrolisa acima de pH 8,0; 1,5-
8,0 ppm.
Isotiazolinas Efetivo contra bactérias algas e biofilmes; não-oxidante; não depende
do pH; 0,9-10,0 ppm.
Quats Efetivo contra bactérias e algas; não-oxidante; tem ação tensoativa;
8,0-35,0 ppm.
Glutaraldeído Efetivo contra bactérias, algas, fungos e biofilmes; não-oxidante;
amplo intervalo de pH; 10,0-70,0 ppm.
THPS Efetivo contra bactérias, algas, fungos; baixa toxicidade ambiental;
ação especifica sobre as BRS; 10,0-50,0 ppm (contínuo). Fonte: (VIDELA, 2003)
2.7.1. THPS
O THPS (sulfato de tetrakis (hidroximetil) fosfônio) é um novo biocida ativo
designado para uso de uma variedade de aplicações suscetíveis ambientalmente tais
como: sistemas de resfriamento industrial, e situações em campo de petróleo
(DOWNWARD & TALBOT, 1997). Segundo Videla (2003), esse biocida é eficaz
contra bactérias, fungos e algas. Na indústria petrolífera, é usado por dissolver o sulfeto
de ferro, é compatível com outros reagentes do tratamento de água, e de rápida e fácil
determinação analítica em campo. O THPS é de manipulação simples e de baixa
toxidade ambiental, degradando-se rapidamente, depois de eliminado, em produtos não-
poluentes.
THPS é um sal quaternário fosfônio cuja estrutura é mostrada na Figura 10.
REVISÃO BIBLIOGRÁFICA
33
Figura 10 - Estrutura do THPS
Fonte: (DOWNWARD & TALBOT, 1997)
A característica surpreendente dessa molécula biocida é o pequeno comprimento
da cadeia. Convencionalmente, era sabido que sais de quaternário de amônio ou
fosfônio com no mínimo uma longa cadeia eram ativos em termos de biocidas, mas
aqueles com pequenas cadeias normalmente seriam considerados inativos
(DOWNWARD & TALBOT, 1997). A química do THPS foi, entretanto, de grande
interesse, e o produto deve ser esperado ter significativamente propriedades diferentes
de biocidas quaternários convencionais.
As diferenças esperadas foram confirmadas na prática quando foi encontrado que
o THPS era particularmente um bactericida atuante rápido e era excepcionalmente
efetivo contra bactérias redutoras de sulfato, as quais eram uma preocupação particular
em sistemas de resfriamento e produção de petróleo devido à tendência para produzir
rapidamente corrosão por pite (DOWNWARD & TALBOT, 1997).
Outra vantagem ambiental é que o THPS é ligeiramente oxidado, no ambiente,
para THPO (óxido tris hidroxi metil fosfônio) o qual apresenta uma baixa toxidade
aquática e não é considerado um risco ambiental (DOWNWARD & TALBOT, 1997).
O THPO tem a seguinte estrutura química:
Figura 11 - Estrutura do THPO
Fonte: (DOWNWARD & TALBOT, 1997)
REVISÃO BIBLIOGRÁFICA
34
2.8. DETERMINAÇÃO DAS TAXAS DE CORROSÃO
A corrosão dos materiais metálicos é influenciada por vários fatores que
modificam o ataque químico ou eletroquímico, não havendo, portanto, um único
método de ensaio de corrosão. Na prática, os fenômenos de corrosão se multiplicam,
obrigando à variedade de ensaios.
Geralmente, os ensaios de corrosão são úteis para: estudar o mecanismo do
processo corrosivo; indicar o material metálico mais adequado para determinado meio
corrosivo e estimar a durabilidade provável nesse meio; estudar a eficiência de medidas
de proteção anticorrosiva (GENTIL, 2007).
A fim de se determinar as taxas de corrosão provocadas pela água nos sistemas de
distribuição e refrigeração, por exemplo, utilizam-se métodos de cupons metálicos. O
material do cupom deverá ter as mesmas características do trocador de calor em estudo.
Aço carbono, cobre, latão e alumínio poderão ser utilizados (DANTAS, 1988).
2.8.1. CÁLCULO DA TAXA DE CORROSÃO
Após a realização do ensaio de corrosão e limpeza do corpo de prova, verifica-se
a perda de peso, durante o ensaio de corrosão, subtraindo-se do seu peso original o peso
após o ensaio. Como a perda de peso é influenciada pela área exposta e tempo de
exposição, essas variáveis são combinadas e expressas em taxa de corrosão. Uma
unidade comumente usada para expressar a taxa de corrosão, relacionada com a
variação de massa é a mm/ano, que é calculada segundo a equação abaixo:
Std
goperdadepesT
1000365)(
Equação 9
Onde:
T: taxa de corrosão )/( anomm
S: área exposta da superfície do cupom )( 2mm
t = tempo do experimento
d = massa especifica do aço estudado
REVISÃO BIBLIOGRÁFICA
35
Os valores de taxas de corrosão só podem ser utilizados para corrosão uniforme,
não se aplicando para casos de corrosão localizada como, puntiforme, intergranular e
transgranular (GENTIL, 2007).
2.9. INFLUÊNCIA DO TIPO DE ESCOAMENTO NA FORMAÇÃO DO
BIOFILME.
A colonização e crescimento de seres vivos sobre a superfície em equipamentos
industriais são profundamente influenciados pelo fluxo de fluido e transferência de
massa pertencente ao sistema. Os fluidos, geralmente, estão localizados em tubos e
reservatórios que constituem a planta do processo industrial, sendo, pois, necessário
entender o que acontece quando esses fluem através das superfícies de equipamentos
(BOTT , 2011).
As condições que afetam a deposição dos biofilmes dependerão principalmente da
taxa de fluxo, suas propriedades físicas e a natureza da superfície.
Segundo Bott (2011), existem duas condições de fluxos: a condição de fluxo
laminar, que ocorre em baixas velocidades, onde o movimento do fluido é paralelo à
superfície através da qual passa; e o fluxo turbulento que ocorre em altas velocidades,
onde além do movimento paralelo do fluido à superfície e próxima a essa, há um
movimento aleatório da camada fluida afastada da superfície.
Devido à resistência de fluxo causada pelo atrito entre o fluido e a superfície, a
camada do fluido em contato com a superfície do sólido pode ser considerada
estacionária. Uma força de arraste será exercida no sólido pelo movimento do fluido. A
velocidade aumentará com a distância da superfície. Mesmo sob condições turbulentas,
uma camada de movimento lento do fluido existirá próxima à superfície com uma
camada estacionária na interface superfície/fluido. A região de movimento lento do
fluido próxima ao substrato é frequentemente referida como “subcamada viscosa” ou
“subcamada laminar”. Em um duto, por exemplo, a espessura da subcamada viscosa
dependerá da velocidade do fluido. Em geral, quanto mais alta a velocidade do líquido,
mais fina é a subcamada laminar (BOTT, 2011). A Figura 12, mostra
diagramaticamente depósitos de micro-organismos e a remoção de pedaços do biofilme
os quais foram desprendidos.
REVISÃO BIBLIOGRÁFICA
36
Figura 12 - Deposição e remoção ocorrendo ao mesmo tempo.
Adaptado e extraído de Bott (2011)
Como um resultado do trabalho pioneiro, Reynolds elaborou um critério para
distinguir a diferença entre fluxo laminar e turbulento em tubos. Um número
adimensional, o chamado número de Reynolds, (Re), identifica a diferença e é definido
como:
DvRe Equação 10
Onde D é o diâmetro do tubo; v é a velocidade do fluido; é a densidade do fluido; é
a viscosidade do fluido.
Tem sido mostrado que quando o número de Reynolds está abaixo de 2000, o
fluxo é laminar e quando o número de Reynolds está acima de 4000, o fluxo é
turbulento (BOTT, 2011).
O perfil de distribuição de fluxo através do diâmetro do tubo depende se o fluxo,
como definido por Reynolds, é laminar ou turbulento. Sob regime laminar, o perfil de
velocidade é uma parábola (Figura 13). Sob condições turbulentas, o perfil de
velocidade não é tão longo como uma parábola como mostrado na Figura 14 (BOTT,
2011).
REVISÃO BIBLIOGRÁFICA
37
Figura 13 - Perfil de velocidade num tubo em regime laminar.
Adaptado de Bott (2011).
Figura 14 - Perfil de velocidade num tubo em regime turbulento.
Adaptado de Bott (2011).
De acordo com Bott (2011), a força de “arraste” na interface entre um depósito
sobre uma superfície sólida e o fluxo de fluido tenderá a remover o depósito da
superfície. O grau do processo de remoção dependerá da tenacidade de adesão do
depósito à superfície e sua força intrínseca coesiva em relação à força exercida pelo
fluxo. Esse fenômeno é extremamente complexo, particularmente em relação à
acumulação de micro-organismos, e é difícil se não impossível, prever com alguma
certeza exceto em termos mais gerais.
A formação de biofilme envolve a colonização da superfície por micro-
organismos transferidos do seio do líquido para a superfície pelo processo de
transferência de massa (CRAVO JUNIOR, 2004; VIANA, 2009), ou seja, da mais alta
concentração em direção a mais baixa concentração. Isso envolve tanto as diferenças na
concentração de micro-organismos como de nutrientes entre o fluxo e a superfície
receptiva (BOTT, 2011).
Em água estacionária ou sob condição laminar, o movimento de células
microbianas para a superfície é devido ao seu movimento aleatório dentro do fluido, o
qual é geralmente referido como movimento Browniano. Mesmo quando o fluxo está
sob condições turbulentas, existe uma subcamada laminar na superfície que prejudica a
Dis
tân
cia
Dis
tân
cia
REVISÃO BIBLIOGRÁFICA
38
transferência de moléculas, partículas, micro-organismos e nutrientes necessários ao
biofilme. Sob essas condições, o movimento em direção à superfície é devido ao
movimento Browniano. A espessura dessa camada e, portanto, sua resistência à
transferência de massa dependerá da velocidade do fluido. Quanto mais alta a
velocidade do fluido, mais fina será a subcamada laminar, reduzindo assim, a resistência
à transferência de massa. Com isso, ocorrerá a colonização e o subsequente
desenvolvimento dos micro-organismos. O desprendimento do biofilme também
dependerá das condições de fluxo, sendo que, nesse caso, da concentração mais alta no
biofilme para concentração mais baixa no líquido (BOTT, 2011).
Sob condições de fluxo, o movimento do fluido através de um depósito aderido a
uma superfície sólida exercerá uma força no depósito, como ilustrado na Figura 15. Se
a suposta força de arraste é forte o suficiente, alguns depósitos provavelmente serão
removidos da superfície. Em termos gerais, a taxa de crescimento de um depósito
dependerá da magnitude relativa da deposição, das forças removedoras e da resistência
inerente do depósito para remoção (BOTT, 2011).
Figura 15 - Forças atuando numa partícula residindo sobre a superfície.
Extraído e adaptado de Bott (2011)
Contudo, quanto maior a velocidade do fluido, mais fina será a subcamada
laminar e, portanto, irá proporcionar uma menor resistência à transferência de massa.
Por outro lado, quanto maior a velocidade do fluido através da superfície sólida,
maiores serão as forças de cisalhamento na interface sólido/fluido. Esses efeitos de
cisalhamento impõem forças removedoras na interface dos depósitos com o fluido.
REVISÃO BIBLIOGRÁFICA
39
2.10. PRINCIPAIS TÉCNICAS ELETROQUÍMICAS APLICADAS PARA A
CORROSÃO INFLUENCIADA POR MICRO-ORGANISMOS
Potencial de corrosão
O potencial de corrosão é designado quando um metal, que sofre corrosão numa
dada solução de baixa resistividade elétrica, assume um potencial característico. Pela
intersecção das linhas de polarização (curvas) anódica e catódica obtém-se o potencial
de corrosão (Ec) (Figura 16). Esse potencial é um dos parâmetros eletroquímicos de
mais fácil determinação experimental (WOLYNEC, 2003). Por causa da simplicidade, a
medida do potencial de corrosão tem sido utilizada em estudos de corrosão influenciada
por micro-organismos por muitos anos, e pode ser usada tanto em laboratório como em
campo (JAVAHERDASHTI, 2008).
Como se trata de um potencial assumido pelo metal, é suficiente proceder a
medida direta desse com relação a um eletrodo de referência. O eletrodo prata-cloreto
de prata constitui-se numa opção quando se deseja um eletrodo de dimensões pequenas,
uma vez que esse pode ter a forma de um fio bem fino. A medida de potencial de
corrosão é também designada como medida de potencial em circuito aberto
(WOLYNEC, 2003).
O potencial em circuito aberto da maioria dos metais em água do mar não é uma
constante e varia com o teor de oxigênio, velocidade da água, temperatura e condição
metalúrgica e de superfície do metal (SHEIR, JARMAN, & BURSTEIN, 1994).
Verifica-se qualitativamente que o mecanismo de evolução do potencial de circuito
aberto com o tempo não depende da temperatura, mas à medida que essa se eleva, os
potenciais se tornam mais negativos (AGOSTINHO, JAIMES, & BARBOSA, 2010).
REVISÃO BIBLIOGRÁFICA
40
Figura 16 - Curvas de polarização anódica e catódica.
Extraído e adaptado: (NUNES, 2007)
Quando um metal M se dissolve para formar aquo-íons Mz+
, ocorre uma gradativa
separação das cargas elétricas: o metal carregado negativamente e a solução aquosa
carregada positivamente. Essas cargas tendem a se alinhar uma em relação à outra,
formando planos semelhantes aos de um capacitor eletrônico. O plano P, na Figura 17, é
denominado de plano externo de Helmholtz. O plano Q contendo os átomos ainda na
superfície metálica é chamado de plano interno de Helmholtz. Esse plano permite que as
cargas não solvatadas sejam adsorvidas. Fora da DCE (dupla camada elétrica) existe,
normalmente, uma região de difusão conhecida como camada de Gouy-Chapman, que
possui um excesso de cargas elétricas, semelhante em módulo à camada P e que tem um
tamanho médio de 1 micrômetro. A estrutura da DCE depende de vários fatores, tais
como: o grau de agitação da solução, outros íons além de Mz+
e suas concentrações
(JAMBO & FÓFANO, 2008; WOLYNEC, 2003).
A formação da dupla camada é caracterizada quando é estabelecido uma situação
de equilíbrio ou estado estacionário após um certo tempo relativamente curto. Um metal
que forma uma dupla camada elétrica é chamado de eletrodo (WOLYNEC, 2003).
Pote
nci
al -
Volt
Log i (mA/cm2)
Curva anódica
Curva catódica
REVISÃO BIBLIOGRÁFICA
41
Figura 17 - Estrutura da DCE. Q, plano interno de Helmholtz; P, o plano externo de Helmholtz
e CGC, camada de Gouy-Chapman.
Fonte: (JAMBO & FÓFANO, 2008)
Curvas de polarização
Se por um processo qualquer, por exemplo, por imposição de um potencial
externo, a diferença de potencial através da dupla camada for alterada, diz-se que o
eletrodo sofreu polarização. A extensão da polarização, medida com relação ao
potencial de corrosão (ou de equilíbrio) é chamada de sobretensão ou sobrepotencial e
normalmente designada por (PANOSSIAN, 1993; WOLYNEC, 2003). Dependendo
do sinal deste sobrepotencial, , oriundo da polarização, os íons serão encorajados a
voltar para o metal ou ir para a solução. Se essa diferença de potencial for negativa, essa
tornará o metal mais nobre, ou seja, guiará os íons no sentido da sua redução (volta ao
estado metálico), ocorrendo deposição. No caso contrário, os átomos do metal serão
encorajados a se oxidar e ir para a solução e, portanto, haverá corrosão (JAMBO &
FÓFANO, 2008).
Para impor experimentalmente a um eletrodo um potencial diferente ao de
corrosão é necessária a utilização de fontes externas de potencial, como um
potenciostato. Através do potenciostato é possível, além de impor ao eletrodo o
potencial desejado com relação ao eletrodo de referência, também medir a corrente de
polarização e, inclusive, registrá-la em função do potencial por meio de um registrador.
REVISÃO BIBLIOGRÁFICA
42
Pode-se, assim, obter as curvas de polarização experimentais, que representam a relação
entre o potencial de eletrodo aplicado e a correspondente corrente medida no
potenciostato (WOLYNEC, 2003).
Verifica-se, assim, que as curvas de polarização experimentais podem constituir-
se numa importante ferramenta de investigação de processos corrosivos. Além disso,
essas curvas podem fornecer meios para a medida quantitativa de diversos parâmetros
eletroquímicos da corrosão, tais como taxa de corrosão, declives de Tafel, e outros
(WOLYNEC, 2003). No entanto, dados de polarização podem ser mais úteis do que
apenas estimar as taxas de corrosão. A extensão da polarização pode ajudar a prever o
tipo e a gravidade da corrosão (SCHWEITZER, 2010).
O fato de grande importância para fins práticos é a existência de metais que, a
partir de um certo potencial, cujo valor varia com o meio e outros fatores, apresentam
um filme protetor na sua superfície, o qual reduz a corrente de dissolução a valores
desprezíveis. Ou seja, as curvas de polarização anódica são importantes auxiliares para
o estudo e identificação de sistemas metal/meio passiváveis (GENTIL, 2007).
MATERIAIS E MÉTODOS
43
3. MATERIAIS E MÉTODOS
Neste capítulo da dissertação, serão descritos os ensaios dinâmico, estático e
eletroquímico, e as respectivas metodologias utilizadas.
3.1. ENSAIO DINÂMICO
Este ensaio foi dividido em quatro ciclos: Ciclo I (controle), Ciclo II (THPS),
Ciclo III (THPS acrescido de xantana) e Ciclo IV (xantana); e realizado no Laboratório
de Materiais Compósitos e Integridade Estrutural do Departamento de Engenharia
Mecânica - UFPE
3.1.1. CORPOS DE PROVA
Para avaliação da formação do biofilme, foram confeccionados corpos de prova
em aço carbono SAE 1010 com dimensões mmmmmm 3,33,103,100 e
mmmmmm 21,315,1121,100 , área aproximada de 296,27 cm e 250,29 cm
respectivamente, e composição química percentual: Mn430,0 ; Si010,0 ; P016,0 ;
S008,0 ; Cr010,0 ; Al060,0 ; Cu010,0 ; V001,0 ; C100,0 e remanescente de Fe.
Antes dos testes, os cupons foram jateados com microesferas de vidro para a
remoção de impurezas e incrustações. Após esse tratamento, os corpos de prova foram
lavados em álcool isopropílico e em seguida acetona para retirada também de algumas
impurezas resultantes do jateamento e matéria orgânica. Posteriormente, os cupons
foram secos em estufa à 70ºC por 30 minutos, levados ao dessecador por 20 minutos.
Antes de serem inseridos no looping, os cupons foram previamente pesados em balança
analítica para posterior cálculo das taxas de corrosão (DANTAS, 1988).
3.1.2. FLUIDO DE PROCESSO
Foi utilizado água do mar proveniente da região do Porto de SUAPE, Ipojuca-PE,
tendo sido analisada sob o ponto de vista físico-químico e microbiológico.
As análises físico-químicas (Tabela 3) foram realizadas de acordo com o Standard
Methods for Examination of Water and Wastewater (APHA, AWWA, & WPCF, 1989),
nos laboratório de Engenharia Ambiental e da Qualidade (LEAQ), e Análises Minerais
MATERIAIS E MÉTODOS
44
Solos e Águas (LAMSA) da Universidade Federal de Pernambuco (UFPE). Foram
quantificados os seguintes parâmetros: Cloreto, condutividade, DQO (Demanda
Química de Oxigênio), Fósforo, Nitrato, Nitrogênio, OD (Oxigênio Dissolvido), pH,
SST (Sólidos Suspensos Totais), SSV (Sólidos Suspensos Voláteis), SSF (Sólidos
Suspensos Fixos), Sulfatos, Sulfetos, Ferro. As análises microbiológicas foram:
bactérias aeróbias heterotróficas, bactérias precipitantes do ferro, Pseudomonas,
bactérias anaeróbias heterotróficas e BRS (Tabela 4).
Tabela 3 - Análises físico-químicas do fluido utilizado.
DQO - Demanda Química de Oxigênio; OD - Oxigênio Dissolvido; SST - Sólidos Suspensos
Totais; SSV - Sólidos Suspensos Voláteis; SSF – Sólidos Suspensos Fixos; - não foi possível a
determinação desses dados.
A Tabela 4 apresenta a quantificação dos grupos microbianos avaliados na água
do mar.
Parâmetros
Água de entrada
Ensaio dinâmico
Ciclo I
Controle
Ciclo II
THPS
CicloIII
THPS + xantana
Ciclo IV
Xantana
Cloreto (mg/L) 13759,50±0,00 1739,10±0,00 2683,20±0,00 21822,45±2442,28
Condutividade (mS/cm) 52,70±0,00 37,70±0,00 39,10±0,28 56,80±1,41
DQO (mg de O2/L) 786,10±0,00 628,60±0,00 986,30±17,11 1010,60±40,16
Fosforo (mg/L) 21,00±0,00 38,28±49,76
Nitrato (mg/L) 0,20±0,00 0,80±0,00
Nitrogênio Kejhadal Total
(mg/L) 3,62±0,00 0,00±0,00
Nitrito (mg/L) 0,04±0,00 0,05±0,00 0,04±0,00 0,04±0,02
OD (mg de O2/L) 5,20±0,00 9,95±0,00
pH 8,30±0,00 7,13±0,00 7,76±0,47 6,59±1,86
SST (mg/L) 99,00±0,00 98,30±0,00 154,35±108,82 95,00±43,84
SSV (mg/L) 24,20±0,00 25,00±0,00 81,80±4,43 16,56±12,93
SSF (mg/L) 73,30±0,00 103,15±61,02
Sulfatos (mg/L) 5664,60±0,00 5640,70±0,00 2359,00±634,84 3333,75±639,58
Sulfetos (mg/L) 0,79±0,00 2,20±0,00 1,70±0,42 1,90±0,99
Ferro (mg/L) 0,10±0,00 0,05±0,00 0,10±0,02 0,24±0,00
MATERIAIS E MÉTODOS
45
Tabela 4 - Análises microbiológicas da água do mar para o ensaio dinâmico.
Micro-
organismos
Ciclos/
Tempo (dias)
Ciclo I
Controle
Ciclo II
THPS
Ciclo III
THPS + xantan
Ciclo IV
xantana
zero 14 zero 14 zero 14 zero 14
Aeróbias
heterotróficas
(NMP/mL)
2,42x103 5,91x103 1,08x104 7,53x104 7,53x103 5,91x103 5,91x102 2,42x103
Precipitantes do
ferro (NMP/mL) 7,53x102 2,42x103 7,53x103 7,53x104 2,42x105 5,91x104 5,91x104 4.03x103
Pseudomonas sp.
(UFC/mL) 1,14x102 1,14x102 3,84x102 6,83x102 2,46x102 4,16x102 1,08x103 8.09x102
Anaeróbias
heterotróficas
(NMP/mL)
7,53x102 5,91x102 5,91x102 8,06x102 1,88x104 2,42x103 2,42x103 1.61x101
BRS (NMP/mL) 4,84x100 0,0 3,76x100 4,84x100 2,42x101 1,34x101 2,42x101 2.42x101
Para cada ciclo estudado, foram colocados 18 cupons com a finalidade de simular
as condições de fluxo de água do mar nas tubulações industriais e as condições de
crescimento microbiano para o referido fluido.
3.1.3. AGENTES QUÍMICOS
Os agentes químicos e as concentrações utilizadas podem ser visualizados na
Tabela 5.
Tabela 5 - Tipos, concentrações e intervalos de adição dos agentes químicos.
Agentes Químicos Concentração Tempo
THPS 100 ppm A cada 24 horas
THPS acrescido de xantana 100 ppm de THPS e 2 ppm
de xantana
A cada 24 h (THPS) e a
cada 14 dias (xantana)
Xantana 2 ppm A cada 14 dias
O THPS apresenta coloração amarelo claro, massa específica de 1,37 g/cm3, peso
molecular de 406,28 g/mol, é hidrossolúvel e contém formaldeído.
A xantana foi importada da China pela empresa Quimitêxtil LTDA. As
características físico-químicas e microbiológicas desse biopolímero estão descritas no
anexo 8.1.
MATERIAIS E MÉTODOS
46
3.1.4. REATOR
Para o ensaio dinâmico foi utilizado um looping (Figura 18) em regime turbulento
( 90000Re ), fechado, com 32 mm de diâmetro interno, conectados a um tanque de 20
litros de capacidade. Tanto o reservatório quanto a tubulação foram confeccionados com
policloreto de vinila (PVC).
Figura 18 - Looping utilizado nos experimentos.
Os cupons metálicos foram fixados por mediação de parafusos em hastes, e
acoplados ao sistema (Figura 19). Os parafusos e as hastes também eram de PVC para
evitar o contato de diferentes materiais, e consequente corrosão. As hastes com os
referidos cupons foram inseridos ao looping de forma que estivessem na mesma direção
do fluxo de água circulante para que ocasionasse a formação do biofilme semelhante às
paredes internas das tubulações de sistemas industriais.
MATERIAIS E MÉTODOS
47
Figura 19 - Cupom sendo acoplado ao looping.
Os dados do processo estão mostrados na Tabela 6:
Tabela 6 - Dados do processo em ensaio dinâmico.
Dados do processo
Vazão 0,0022m³/s
Velocidade de escoamento 2,74 m/s
Temperatura C333
Regime de processo Turbulento, Re ~ 90000
A circulação do fluido de processo foi realizada com o auxílio de uma bomba
HP21 de potência (Figura 20).
Figura 20 - Bomba utilizada no processo.
MATERIAIS E MÉTODOS
48
Quando completados os 14 dias, a água do mar foi substituída, e foram realizadas
análises físico-químicas das amostras de água de saída. O monitoramento dos corpos de
prova foi feito também nesse período. Foram analisadas as concentrações celulares dos
micro-organismos sésseis (presentes no biofilme), taxas de corrosão, além da
observação microscópica das estruturas dos biofilmes formados (MEV).
No período de 28 dias foram novamente analisadas as concentrações celulares
dos grupos microbianos presentes no biofilme e taxas de corrosão, caracterização
bioquímica e física do biofilme.
3.2. ENSAIO ESTÁTICO
Esse método foi utilizado com a finalidade de avaliar a taxa de corrosão em
condições estáticas envolvendo quatro situações semelhantes ao ensaio dinâmico. Para
cada sistema foram inseridos seis cupons.
Este ensaio foi dividido em quatro sistemas. Sistema II (THPS); Sistema III
(THPS acrescido de xantana) e Sistema IV (xantana). Foi realizado inicialmente um
sistema controle (Sistema I), no qual havia apenas água do mar. Os experimentos foram
conduzidos em Erlenmeyers de vidro 1,5L com volume de trabalho de 1L.
Foram utilizados corpos de prova em aço carbono SAE 1010 com dimensões em
média mmmmmm 1,36,118,30 , que foram vinculados aos sistemas por um suporte
em nylon com varas fixas de aço inox, onde os cupons foram amarrados com fios de
nylon para evitar o contato entre os diferentes metais (Figura 21), e consequentemente a
corrosão galvânica. Realizou-se um monitoramento da taxa de corrosão no período de
14 e 28 dias (DE FRANÇA & CRAVO, 2000). Quando completados os 14 dias, a água
foi trocada através de uma seringa. Ao final de 28 dias foi realizada a quantificação de
micro-organismos sésseis.
MATERIAIS E MÉTODOS
49
Figura 21 - Biorreator para ensaio estático (a) Visão geral (b) Detalhe das amarrações.
3.3. MEIOS DE CULTURA E SOLUÇÕES
Para a quantificação dos micro-organismos sésseis, os cupons foram retirados do
sistema e acondicionados em recipientes contendo 30 mL de solução fisiológica para os
micro-organismos aeróbios, e 30 mL de solução redutora para os anaeróbios.
Os corpos de prova foram submetidos à ultrassom por 15 segundos, garantindo
assim uma melhor dispersão dos micro-organismos. Em seguida, o biofilme formado
nas superfícies dos cupons foi removido através da raspagem com espátula estéril em
solução fisiológica ou em solução redutora. Os procedimentos foram feitos obedecendo
às normas da técnica asséptica. A seguir estão descritos os meios de cultura e soluções
utilizados nos ensaios.
3.3.1. MEIO POSTGATE E – MODIFICADO PARA BACTÉRIAS REDUTORAS
DE SULFATO
A Tabela 7 mostra a composição do meio Postgate E modificado. O pH foi
ajustado para 7,6. O meio recebe purga de nitrogênio durante o preparo e a mudança de
cor da resazurina de azul para róseo detectando-se assim o estado de anaerobiose. Em
seguida, o meio foi acondicionado em vidros tipo penicilina de 10 mL, tampados com
borracha e lacres de alumínio.
(a) (b)
MATERIAIS E MÉTODOS
50
Esse meio é utilizado para o crescimento e quantificação de BRS (POSTGATE,
1984). Após o crescimento celular, o meio escurece devido à formação de um
precipitado preto que evidencia a redução bacteriana de sulfato.
Tabela 7 - Composição do meio de cultura Postgate E modificado.
Reagente Quantidade
Agar-ágar 1,9g
KH2PO4 0,5g
Na2SO4 1,0g
CaCl2.H2O 0,67g
MgCl2.6H2O 1,68g
Extrato de levedura 1,0g
Ácido ascórbico 0,1g
Lactato de sódio 7,0mL
Solução de resazurina 0,025% 4mL
NaCl 30g
FeSO4.7H2O 0,5g
NH4Cl 1,0g
Água destilada 1000mL
3.3.2. BACTÉRIAS PRECIPITANTES DO FERRO
Foram quantificadas pela técnica do número mais provável (NMP), usando meio
citrato férrico amoniacal, incubação a 30 ± 1ºC por 14 dias, ao abrigo da luz. O pH foi
ajustado para 6,6. A formação de uma coloração avermelhada (ferruginosa), causada
pela formação de óxidos de ferro, caracteriza o crescimento destes micro-organismos
(CETESB, 1992). A composição está descrita na Tabela 8.
MATERIAIS E MÉTODOS
51
Tabela 8 - Composição do meio para bactéria precipitante de ferro
Reagente Quantidade
(NH4)2SO4 0,5g
NaNO3 0,5g
K2HPO4 0,5g
MgSO4.7H2O 0,5g
CaCl2.2H2O 0,2g
Citrato férrico amoniacal 10g
NaCl 30g
Água destilada 1000mL
3.3.3. BACTÉRIAS ANAERÓBIAS HETEROTRÓFICAS
O meio foi preparado com purga de nitrogênio durante todo o processo. Ao final,
foi acondicionado em vidros de penicilina de 10 mL. Os vidros receberam tampas de
borracha e lacres de alumínio. Os componentes do meio estão listados na Tabela 9.
Tabela 9 - Composição do meio de cultura para bactérias anaeróbias totais.
Reagente Quantidade
Meio ao tioglicolato 30g
NaCl 30g
Água destilada 1000mL
Essas bactérias também foram quantificadas pela técnica do número mais
provável (NMP). Com o auxílio de seringas descartáveis de 1mL foi feita a inoculação,
sendo incubados a (30 ± 1)ºC por 28 dias (SILVA et al., 2005). O crescimento dessas
bactérias foi identificado pela turvação do meio de cultura, causada pelo crescimento de
células microbianas e a liberação de metabólitos. A Figura 22 mostra o momento da
inoculação no meio para bactérias anaeróbias heterotróficas.
MATERIAIS E MÉTODOS
52
Figura 22 - Inoculação nos meios de cultura específicos para crescimento de BRS e bactérias
anaeróbias totais.
3.3.4. BACTÉRIAS AERÓBIAS HETEROTRÓFICAS
Essas bactérias foram quantificadas através da técnica do número mais provável
(NMP). O pH do meio foi ajustado para 7,0 antes da esterilização à 0,5 atm por 20
minutos. Após a inoculação, o meio foi incubado a 30 ± 1ºC por 48 horas (SILVA et al.,
2005). A composição para o meio está descrita na Tabela 10.
Tabela 10 - Composição do meio de cultura para bactérias aeróbias heterotróficas.
Reagente Quantidade
Peptona de carne 5g
Extrato de carne 3g
Sacarose 20g
NaCl 30g
Água destilada 1000mL
3.3.5. PSEUDOMONAS SÉSSEIS
A análise foi feita através da Contagem de Unidades Formadoras de Colônias
(UFC), usando a técnica “pour-plate”, em placas de Petri contendo meio para
isolamento de Pseudomonas (Pseudomonas isolation ágar) (Figura 23) (TORTORA et
al., 2000).
MATERIAIS E MÉTODOS
53
Figura 23 - Crescimento das colônias de Pseudomonas.
A composição do meio está descrita na Tabela 11. A determinação do crescimento
celular foi feita após incubação a 35 1ºC por 24 horas (SILVA et al., 2005).
Tabela 11 - Composição do meio Pseudomonas Isolation ágar.
Reagente Quantidade
Pseudomonas Isolation ágar 45g
Glicerol 20mL
NaCl 30g
Água destilada 1000mL
Para os meios de precipitantes do ferro, Pseudomonas, anaeróbias heterotróficas e
BRS, a esterilização foi realizada em autoclave durante 20 minutos após atingir a
pressão de 1atm e temperatura de 121ºC.
3.3.6. SOLUÇÃO REDUTORA
O preparo da solução redutora foi realizado sob purga de nitrogênio. O pH foi
corrigido ao valor de 7,6. Posteriormente o meio foi distribuído em frascos tipo
penicilina, tampados com borracha e selados com lacre de alumínio e esterilizados. Os
componentes dessa solução estão descrito na Tabela 12.
MATERIAIS E MÉTODOS
54
Tabela 12 - Composição da solução redutora.
Reagente Quantidade
Tioglicolato de sódio 0,124g
Ácido ascórbico 0,1g
NaCl 20,0g
Solução de resazurina de 0,025% (m/v) 4,0mL
Água destilada 1000mL
3.3.7. SOLUÇÃO TAMPÃO CACODILATO DE SÓDIO
Essa solução foi utilizada para preparar o glutaraldeído, o tetróxido de ósmio e
lavar os cupons para a microscopia eletrônica de varredura. A solução para lavagens do
biofilme foi preparada a 0,1 M e pH 7,6 (MOTA, 2009).
3.3.8. SOLUÇÃO DE GLUTARALDEÍDO
A solução de glutaraldeído foi utilizada no procedimento de fixação na
microscopia eletrônica. Inicialmente foi preparada a solução tampão cacodilato de sódio
0,1 M com pH 7,6 e depois acrescentado o glutaraldeído a temperatura ambiente. Essa
solução foi então guardada em vidro âmbar na geladeira e protegida da luz (MOTA,
2009).
3.3.9. SOLUÇÃO DE TETRÓXIDO DE ÓSMIO
Para uma pós-fixação no preparo de amostras para a microscopia eletrônica foi
utilizada a solução de tetróxido de ósmio 1%. Esse reagente é tóxico e volátil, devendo
ser manipulado com as precauções adequadas. O tetróxido de ósmio foi diluído em
solução cacodilato de sódio 0,1 M com pH 7,6 e armazenado em frasco âmbar na
geladeira (MOTA, 2009).
3.4. CARACTERIZAÇÃO BIOQUÍMICA DOS BIOFILMES NOS CUPONS
Os cupons com biofilme foram inseridos em recipientes com 15 mL de NaCl
0,85% e levado a ultrassom por 15 segundos. Depois foi raspado e centrifugado a
10.000 rpm por 10 minutos. A análise foi realizada em triplicata. Em seguida o
sobrenadante foi filtrado com membrana 0,2 µm em aparato de filtração da milipore,
para separar as células microbianas. Uma alíquota de 1 mL deste filtrado foi retirada
MATERIAIS E MÉTODOS
55
para análise de carboidratos e uma alíquota de 0,2 mL para análise de proteínas
(CHONGDAR, GUNASEKARAN, & KUMAR, 2005).
3.4.1. ANÁLISE DE CARBOIDRATOS
Foi adicionado a 1 mL da amostra retirada para análise de carboidratos, 1 mL de
fenol 5% e utilizou-se o vortex para homogeneização. Em seguida foram adicionados 5
mL de ácido sulfúrico concentrado aos tubos e colocado em banho de gelo. A
temperatura ambiente foi mantida por 10 minutos. A análise foi realizada em triplicata..
A leitura da absorbância foi realizada em 490 nm de comprimento de onda em
espectrofotômetro UV visível. Utilizou-se curva padrão de glicose entre 0 µg/mL e 100
µg/mL (DUBOIS et al., 1956; CHONGDAR, GUNASEKARAN, & KUMAR, 2005).
3.4.2. ANÁLISE DE PROTEÍNAS
Foi adicionado a 0,2 mL da amostra retirada para análise de proteínas, 1 mL de
uma solução recém preparada de: 10 mL de solução de Na2CO3 2% em NaOH 0,1N,
0,1 mL CuSO4 1% e 0,1 mL de tartarato de sódio e potássio 2%. Para homogeneização
foi utilizado o vortex e as amostras foram deixadas em repouso por 10 minutos. Após
esse tempo, adicionou-se a cada amostra 0,1 mL de reagente de Folin-Ciocalteau
(Merck) diluído 1N. Esperando-se em repouso por 30 minutos. A leitura da absorbância
foi obtida em 750 nm de comprimento de onda em espectrofotômetro. Utilizou-se curva
padrão de albumina serica bovina entre 0 e 300 µg/mL (LOWRY et al., 1951;
MARTELLI & PANEK, 1968).
3.5. CARACTERIZAÇÃO FÍSICA DOS BIOFILMES NOS CUPONS
A determinação do peso úmido do biofilme foi determinado imediatamente após
a sua remoção do local de formação no sistema dinâmico, numa balança analítica com a
capacidade máxima de 200g e precisão de 0,001g. Foi avaliado o peso do conjunto
biofilme úmido mais a superfície de suporte, sendo posteriormente subtraído o peso do
suporte que havia sido determinado previamente (PEREIRA, 2001).
O peso seco da massa total de biofilme formado nas várias superfícies de suporte
foi estimado, por gravimetria, determinando-se os sólidos totais após a secagem do
MATERIAIS E MÉTODOS
56
biofilme, até peso constante, numa estufa a 105°C. O procedimento realizado foi
baseado no Standard Method of Analysis (1989).
A percentagem de água presente nos biofilmes foi determinada calculando a
diferença entre os pesos úmido e seco e dividindo pelo peso úmido. O resultado foi
multiplicado por 100 (PEREIRA, 2001).
A biomassa presente num biofilme foi estimada através do teor em sólidos
voláteis totais. Esses foram obtidos após calcinação da massa total do biofilme a
500°C±50°C, seguindo-se o metódo descrito no Standard Method of Analysis (1989).
A taxa de deposição nestes cupons foi estimada por diferença de massa entre o
cupom incrustado (Figura 24) e o cupom limpo, após secagem em estufa a 105°C, e
expressa em mg/cm2 (DANTAS, 1988).
Figura 24 - (a) cupom de incrustação; (b) detalhe do cupom.
3.6. PERDA DE MASSA E TAXA DE CORROSÃO
Para caracterizar a agressividade de um determinado meio corrosivo e fornecer
fundamentos básicos para o controle da corrosão, realizam-se os chamados ensaios de
corrosão. Neste ensaio, os cupons foram pesados antes do início do processo e ao final
desse. Após a retirada dos corpos de prova dos sistemas estáticos e dinâmicos, o
biofilme foi removido, e então realizada a decapagem ácida. Foram imersos em solução
de ácido clorídrico 26% por 5 segundos, lavados em água corrente, neutralizados com
solução de NaOH a 10% (p/v) por 5 segundos e novamente lavados em água corrente.
Por fim, os cupons foram imersos em álcool isopropílico e posteriormente em acetona.
Os cupons tratados foram secos em estufa a 70ºC±1 por 30 min e levados a dessecador
(a) (b)
MATERIAIS E MÉTODOS
57
por 20 minutos, antes de ser efetuada a pesagem final (DANTAS, 1988). Para o cálculo
da taxa de corrosão foi realizada a média de quatro corpos de prova.
3.7. MICROSCOPIA ELETRÔNICA DOS BIOFILMES FORMADOS NOS
CUPONS ENSAIADOS.
As micrografias foram realizadas nos cupons retirados do sistema dinâmico. Após
a retirada do looping, os cupons foram submetidos ao protocolo de preparo descrito a
seguir.
Os cupons com biofilme, retirados do sistema, foram colocados em solução de
glutaraldeido 5% em tampão cacodilato de sódio 0,1M a temperatura ambiente por 3
horas e na ausência de luz. Em seguida, os cupons foram pós-fixados com tetróxido de
ósmio (OsO4) 1% em tampão cacodilato de sódio 0,1 M, durante 1 hora a 4 ºC, na
ausência de luz. Após a fixação e pós-fixação, os cupons foram lavados em solução
cacodilato de sódio 0,1 M por 30 minutos, e em seguida, dessalinizados e parcialmente
desidratados. A dessalinização consistiu em lavagens sucessivas em soluções contendo
água do mar e água destilada estéreis em diferentes proporções, iniciando da solução
mais concentrada (30% de água destilada) até chegar 100% de água destilada. Para a
desidratação, os cupons foram imersos em diversas soluções apresentando
concentrações crescentes de acetona em água destilada entre 30% v/v e 100% v/v
(PENNA, 2002; MOTA, 2009).
Após essa primeira etapa, a secagem da amostra foi concluída no aparelho de
Ponto Crítico modelo CPD-030 (Figura 25) no Laboratório de Microscopia e
Microanálise (LAMM) do CETENE.
Figura 25 - Aparelho de ponto crítico.
MATERIAIS E MÉTODOS
58
Após esse procedimento as amostras foram metalizadas com ouro no
equipamento Leica SCD 500 (Figura 26).
Figura 26 - Metalizador
Posteriormente, as amostras foram submetidas ao Microscópio Eletrônico de
Varredura (MEV) da marca JEOL, modelo 6460, entre 15 kV e 30 kV, com ampliações
entre 6000 e 60000.
3.8. ENSAIO ELETROQUÍMICO
Para a realização do ensaio eletroquímico, foram fabricados corpos de prova de
aço carbono SAE 1010 com dimensões de mmmmmm 5,50,100,10 . Esses foram
soldados a um fio de cobre e posteriormente embutidos em resina, para delimitação da
área que ficaria exposta ao eletrólito (Figura 27).
Com a finalidade de minimizar o efeito da corrosão por fresta, foi aplicada, na
zona de interface metal/resina, uma camada de esmalte.
Os corpos de prova embutidos foram lixados, utilizando-se uma politriz com
circulação de água e rotação 250 rpm, e uma sequência de lixas com as seguintes
granulometrias: 180, 320, 400, 600 e 1200 até o polimento das amostras com auxílio de
pasta diamantada de 3 m.
Figura 27 - Esquema representativo do corpo de prova para ensaio eletroquímico.
1
2
3 4
5
MATERIAIS E MÉTODOS
59
1. Tubo de PVC;
2. Resina;
3. Superfície metálica dos corpos de prova;
4. Trecho do fio de cobre encapado;
5. Trecho do fio de cobre descoberto: contato elétrico.
A região pontilhada, observada na Figura 27, representa o trecho isolado com
esmalte incolor.
3.8.1. MEDIDA DE POTENCIAL EM CIRCUITO ABERTO
O monitoramento do processo de corrosão e formação de biofilme foi
acompanhado através da medida de potencial em circuito aberto (OCP) ao longo de um
período de 30 dias.
Para o experimento, foi utilizada uma célula eletroquímica de dois eletrodos
composta por um corpo de prova de área aproximadamente igual de 1 cm2 e um
eletrodo de referência de )(,/ satKClAgClAg . As medidas de potencial em circuito
aberto foram efetuadas através de um potenciostato AUTOLAB PGSTAT 302N
acoplado a um computador e controlado pelo programa GPES para aquisição e
tratamento de dados (Figura 28).
Figura 28 - Sistema utilizado para medida de potencial em circuito aberto.
O eletrólito utilizado foi água do mar da região de SUAPE (Ipojuca – PE), em
quatro diferentes condições, conforme apresentado na Tabela 13.
MATERIAIS E MÉTODOS
60
Tabela 13 - Condições dos diferentes eletrólitos usados nos ensaios.
Sistema Descrição
I Água do Mar
II Água do Mar + THPS
III Água do Mar + THPS + xantana
IV Água do Mar + xantana
Para os sistemas II e III, contendo THPS, a medida de potencial foi realizada, nas
primeiras 24h, sem a adição desse biocida. Após esse período foi adicionado, no
intervalo de 24h, o volume de 0,03mL de THPS (75% v/v).
3.8.2. CÉLULA DE POLARIZAÇÃO
Para a realização dos ensaios foi utilizada uma célula eletroquímica de vidro com
capacidade de 500 mL com uma tampa de material polimérico contendo furos para
acomodar os eletrodos de trabalho, referência e contra-eletrodo como pode ser
observado na Figura 29. Os ensaios foram obtidos com o auxílio do potenciostato
AUTOLAB PGSTAT 302N acoplado a um computador e controlado pelo programa
GPES, com velocidade de varredura de 20 mV/min.
Figura 29 (a) e (b) - Célula de ensaio eletroquímico: 1 - Eletrodo de referência
(Ag/AgCl); 2 - Contra-eletrodo (Pt); 3 - Eletrodo de trabalho (Aço carbono).
(a) (b)
1 2 3
1
3
2
RESULTADOS E DISCUSSÃO
61
4. RESULTADOS E DISCUSSÃO
Neste capítulo serão apresentados e discutidos os resultados dos ensaios
desenvolvidos na pesquisa.
4.1. CONCENTRAÇÃO CELULAR DE MICRO-ORGANISMOS SÉSSEIS NOS
TEMPOS 14 E 28 DIAS NOS CICLOS ESTUDADOS.
A Figura 30 (a, b e c) apresenta as concentrações dos grupos de micro-organismos
aeróbios sésseis em aço carbono, nos tempos de estudo de 14 e 28 dias de exposição à
água do mar em diferentes ciclos e tratamentos, em looping de escoamento turbulento; a
Figura 31 (a e b) apresenta as concentrações dos micro-organismos anaeróbios sésseis
nas mesmas condições. No ciclo I (controle), os cupons foram expostos à água do mar
sem adição de biocida; no ciclo II, os cupons foram expostos ao biocida THPS; no ciclo
III, os cupons foram expostos ao biocida THPS + biodispersante xantana e no ciclo IV
os cupons ficaram expostos somente ao biodispersante xantana.
Figura 30 - Concentração celular das bactérias sésseis (a) aeróbias heterotróficas (b)
precipitantes do ferro (c) Pseudomonas sp.
(a) (b)
(c)
RESULTADOS E DISCUSSÃO
62
Figura 31 - Concentração celular das bactérias sésseis anaeróbias (a) anaeróbias totais (b) BRS.
Através dos gráficos (Figura 30) pode-se observar que a aplicação isolada do
biocida THPS (ciclo II) ao looping não foi eficaz para o grupo de micro-organismos
aeróbios heterotróficos e precipitantes do ferro, pois aumentou a concentração celular
séssil destes grupos no tempo final de 28 dias. O grupo Pseudomonas sp., mesmo
estando presente nas águas de alimentação dos diferentes ciclos (Tabela 4), não se
desenvolveram nos biofilmes dos ciclos controle, THPS e THPS + xantana. Essas
bactérias foram quantificadas no biofilme com o tempo final de 28 dias com aplicação
da xantana isolada (ciclo IV). O biocida THPS (ciclo II) foi muito eficaz com o grupo
de micro-organismos anaeróbios, pois diminuiu a concentração celular séssil em 3
ordens de grandeza dos anaeróbios heterotróficos e eliminou as BRS do biofilme.
Penna e colaboradores (2001) avaliaram a ação biocida de seis produtos
comerciais para controle de uma cultura mista de bactérias redutoras de sulfato (BRS),
em amostra de óleo proveniente de um oleoduto da Petrobras. As composições foram
avaliadas quanto à ação no controle das BRS planctônicas e sésseis. Os resultados
mostraram que os produtos que apresentaram melhor desempenho na presença de óleo
foram os biocidas THPS e uma mistura de surfactantes, aldeídos e quaternários; sendo o
THPS o mais efetivo com as BRS planctônicas e sésseis. Downward e Talbot (1997)
também comprovaram o efeito do THPS contra as BRS planctônicas e sésseis.
A adição do biodispersante ao THPS (ciclo III) foi efetiva na diminuição da
concentração celular séssil das bactérias aeróbias heterotróficas e precipitantes do ferro
em relação ao controle. O THPS + xantana também reduziu as concentrações celulares
dos micro-organismos anaeróbios heterotróficos e eliminou as BRS do biofilme.
1,0000E+00
1,0000E+01
1,0000E+02
1,0000E+03
1,0000E+04
1,0000E+05
1,0000E+06
1,0000E+07
Controle (I) THPS (II) THPS +xantana(III)
Xantana (IV)Co
nce
ntr
ação
ce
lula
r (C
élu
las/
cm²)
Ciclos
Bactérias Anaeróbias Heterotróficas
14 dias
28 dias
1,00E+00
1,00E+01
Controle (I) THPS (II) THPS +xantana(III)
Xantana (IV)Co
nce
ntr
ação
ce
lula
r (C
élu
las/
cm²)
Ciclos
Bactérias Redutoras de Sulfato (BRS)
14 dias
28 dias
(a) (b)
RESULTADOS E DISCUSSÃO
63
A aplicação de substâncias químicas com propriedades antimicrobianas,
tensoativas e dispersantes agem através da fragilização da matriz polimérica dos
biofilmes, pelo enfraquecimento das interações biofilme-superfície de adesão, pela
dispersão de depósitos biológicos e prevenção da formação de biofilmes (CLAUSS &
MULLER, 1996; FLEMMING, GRIEBE, & SCHAULE, 1996). Os dispersantes ao
realizarem a dispersão das populações microbianas e substâncias poliméricas
incorporadas no biofilme para o seio da fase líquida favorecem o processo de controle
destes biofilmes, pois tornam os micro-organismos mais susceptíveis à ação dos agentes
antimicrobianos (CLOETE, JACOBS, & BROZEL, 1998).
Na Figura 30(b) e Figura 31(b), observa-se que a aplicação da xantana (ciclo IV)
foi eficaz com o grupo de micro-organismos precipitantes do ferro e BRS quando
comparados ao controle. Com os micro-organismos Pseudomonas sp., Figura 30(c), e
anaeróbios heterotróficos, Figura 31(a), essa aplicação do biopolímero provocou um
aumento na concentração celular séssil em relação ao controle. Esses efeitos,
provavelmente, devem-se ao fato da xantana ter uma composição que se assemelha ao
EPS expelido por alguns micro-organismos (FATIBELLO, 2006; OLIVEIRA, 2010).
Com o aumento de EPS no biofilme, o crescimento das bactérias anaeróbias
heterotóficas é favorecido. Já para as bactérias aeróbias heterotróficas, Figura 30(a),
observa-se uma diminuição da concentração celular séssil de 14 dias para 28 dias, como
também sua concentração está próxima do controle.
Oliveira (2010), realizando estudo semelhante com o biocida hipoclorito de sódio
(NaClO) e com o composto hipoclorito + xantana, encontrou os seguintes resultados:
redução da concentração celular de todos os grupos microbianos aeróbios e anaeróbios,
quando esses foram tratados com o NaClO isoladamente, e redução na concentração
celular séssil dos grupos de micro-organismos precipitantes do ferro, anaeróbios
heterotróficos e BRS, quando esses foram tratados com o conjunto NaClO + xantana. Já
o grupo de micro-organismos aeróbios heterotróficos teve um aumento na concentração
celular séssil quando tratados em conjunto.
RESULTADOS E DISCUSSÃO
64
4.1.2. TAXA DE CORROSÃO EM ENSAIO DINÂMICO
A Figura 32 apresenta as taxas de corrosão para os cupons em aço carbono
expostos em água do mar, no sistema turbulento, submetidos a diferentes ciclos e
tempos de 14 e 28 dias.
Figura 32 - Taxas de corrosão em ensaio dinâmico do aço carbono submetido a diferentes
ciclos nos períodos de 14 e 28 dias.
Pelo gráfico (Figura 32), verifica-se um comportamento semelhante nos ciclos I
(controle) e IV (xantana). Provavelmente houve a formação de um filme com
características semelhantes, pois ambas apresentam menores taxas de corrosão. No
Ciclo IV, o efeito de proteção da xantana diminuiu a taxa de corrosão, mas não eliminou
os micro-organismos como pode ser observado no item 4.1. (Figura 30 e Figura 31).
Nesse ciclo, a goma xantana deve ter formado um filme aderente, mas não uniforme
sobre a superfície do metal, e que apresentou falhas, conforme mostra a Figura 33(d).
Contudo, o fato de apresentar uma menor taxa de corrosão, quando comparado com o
ciclo I, não significa que o ataque corrosivo seja mais ameno, uma vez que pode ocorrer
ataque localizado (pites ou alvéolos).
Com relação aos ciclos II (THPS) e III (THPS + xantana), observou-se um efeito
semelhante ao comentado no parágrafo anterior, ou seja, o efeito de proteção da xantana
diminui a taxa de corrosão. O filme formado pela goma xantana apresenta falhas
0,00000,20000,40000,60000,80001,00001,20001,40001,60001,80002,00002,20002,40002,60002,80003,0000
Controle (I) THPS (II) THPS +xantana (III)
Xantana (IV)
mm
/an
o
Ciclos Looping Turbulento
Taxa de Corrosão
14d Turbulento
28d Turbulento
RESULTADOS E DISCUSSÃO
65
criando pequenas áreas anódicas em relação às áreas cobertas (Figura 33d). Com a
introdução do THPS, nota-se que o biofilme perde aderência e provoca a exposição do
substrato metálico, com maior frequência, ao eletrólito (Figura 33c). Por isso, as taxas
de corrosão foram maiores no ciclo III em relação aos ciclos I e IV.
Os cupons do ciclo sem nenhum tratamento (controle) apresentaram uma camada
de produtos de corrosão mais espessa, Figura 33(a), do que nos ciclos onde incidiram
tratamentos (II, III e IV), conforme mostram as Figura 33 (b, c, d).
Comparando-se os resultados de 14 e 28 dias, observa-se que as taxas de corrosão
do período de 28 dias foram menores. Segundo Rodriguez e colaboradores (2002), as
taxas de corrosão para o aço carbono são mais altas em uma fase inicial de exposição,
estabilizando-se depois com o tempo. Esse fato ocorre devido aos óxidos formados nas
amostras tornarem-se mais compactos com o tempo, em função do tipo de ambiente e
presença de substâncias.
Andrade e colaboradores (2007) realizaram trabalhos utilizando o biocida THPS
em substituição do nitrato de sódio, que havia elevado consideravelmente as taxas de
corrosão em tanques usados para processar e armazenar água produzida em navio-
plataforma. A pesquisadora observou que apesar da dosagem do biocida THPS ter
reduzido a corrosividade do fluido em relação ao tratamento com nitrato, este biocida
também provocou elevação nas taxas de corrosão do aço carbono.
Oliveira (2010), no trabalho realizado com o biocida hipoclorito de sódio e
hipoclorito acrescido de xantana, em looping, com água do mar e escoamento
turbulento, encontrou menores taxas de corrosão em relação ao controle. A menor taxa
de corrosão foi adquirida através do tratamento com hipoclorito de sódio e xantana.
À medida que aumenta a espessura do biofilme, as camadas de micro-organismos
tornam-se vulneráveis às forças de remoção. No entanto, com o passar do tempo a
estrutura torna-se mais resistente a essas forças, devido à remoção das
partes mais fracas do biofilme que já aconteceu, para ser substituído com o
desenvolvimento de uma estrutura mais robusta. Os biofilmes formados sob condições
turbulentas (Figura 33) tendem a ser densos, com matrizes fortes de polissacarídeos
extracelulares. Em contraste, a formação sob condições laminares tendem a dar uma
RESULTADOS E DISCUSSÃO
66
acumulação difundida sobre a superfície, a partir da qual as células são facilmente
removidas (VIEIRA, 1992).
Figura 33 - Cupons retirados do looping no sistema dinâmico (a) Controle (apenas água do
mar) (b) Água do mar acrescido de THPS (c) Água do mar acrescido de THPS e xantana (d)
Água do mar acrescentado de xantana.
4.1.3. ANÁLISES DA ÁGUA DE SAÍDA DO SISTEMA DINÂMICO
Através da Figura 34, pode-se observar turbidez mais acentuada nos ciclos onde
incidiram tratamentos (ciclos II, III e IV), conforme as Figura 34 (b, c, d). Nesses ciclos,
os sólidos suspensos totais e voláteis foram mais altos (Tabela 14). As taxas de corrosão
também foram mais altas onde ocorreram tratamentos com THPS e THPS + xantana
(ciclo II e III). Já no ciclo com xantana, mesmo com os sólidos suspensos e vólateis
altos, a taxa de corrosão foi a mais baixa, provavelmente pelo efeito dispersante da
xantana.
(b)
(c) (d)
(a)
RESULTADOS E DISCUSSÃO
67
Figura 34 - Aspecto visual da água de saída do ensaio dinâmico, após 28 dias, dos ciclos
contendo (a) apenas água do mar (b) água do mar acrescido de THPS (c) água do mar contendo
THPS e xantana (d) água do mar acrescido de xantana.
Segundo Bott e Melo (1992), a água de resfriamento industrial, por exemplo,
originada de fontes naturais (água do mar ou água doce) contém material particulado,
como areia, silte, argila ou quartzo e, em certa medida óxidos metálicos resultantes da
corrosão de equipamentos. Embora em sistemas industriais a presença de partículas em
suspensão seja comum, estudos sobre sua interação com biofilmes são limitados. A
deposição dessas partículas nas superfícies dos substratos ocorre em etapas
consecutivas. A presença de partículas em suspensão influencia o crescimento do
biofilme por: (1) aumentar a disponibilidade de nutrientes para os micro-organismos,
influenciando diretamente o seu metabolismo, (2) os efeitos da erosão de partículas,
resultando na remoção ou supressão da formação de biofilme e (3) a presença de
(a)
(b)
(c)
(d)
RESULTADOS E DISCUSSÃO
68
biofilme aumenta a captura de partículas de sistemas de fluxo, aumentando a
acumulação em superfícies. Esses mecanismos podem ser observados e são dependentes
da força de cisalhamento e tamanho das partículas. Sabendo-se também que o material
particulado presente no fluxo influencia fortemente na espessura e no desenvolvimento
do biofilme (LOWE, 1988).
Tabela 14 - Análises físico-químicas da água de saída do sistema dinâmico.
DQO - Demanda Química de Oxigênio; OD - Oxigênio Dissolvido; SST - Sólidos Suspensos
Totais; SSV - Sólidos Suspensos Voláteis; SSF – Sólidos Suspensos Fixos; - não foi possível a
determinação desses dados.
Parâmetros
Água de saída
Ensaio dinâmico
Ciclo I
Controle
Ciclo II
THPS
Ciclo III
THPS + xantana
Ciclo IV
Xantana
Cloreto (mg/L) 9530,70±0,00 1490,70±0,00 2683,20±0,00 22921,40±3996,43
Condutividade (mS/cm) 54,00±0,00 32,35±2,05 37,35±0,00 64,60±1,70
DQO (mg de O2/L) 998,40±0,00 919,10±329,51 1164,65±320,11 1081,45±349,24
Fósforo (mg/L) 119,20±0,00 306,60±0,00
Nitrato (mg/L) 1,10±0,00
Nitrogênio Kejhadal Total
(mg/L) 0,00±0,00 0,84±1,18
Nitrito (mg/L) 0,04±0,00 0,26±0,21 0,07±0,05 0,05±0,00
OD (mg de O2/L) 8,32±0,00 6,20±0,00
pH 8,12±0,00 5,21±0,21 5,58±0,00 7,86±0,01
SST (mg/L) 209,50±0,00 279,15±59,89 439,45±50,13 610,25±319,97
SSV (mg/L) 38,00±0,00 47,65±21,00 78,60±0,00 74,75±36,42
SSF (mg/L) 231,50±38,89 400,30±5,66
Sulfatos (mg/L) 4233,30±0,00 2829,70±2873,82 1910,10±0,00 3164,80±63,22
Sulfetos (mg/L) 1,20±0,00 2,10±0,14 0,80±0,57
Ferro (mg/L) 27,90±0,00 81,23±3,22 12,60±0,00 193,55±132,87
RESULTADOS E DISCUSSÃO
69
4.1.4. CARACTERIZAÇÃO FÍSICA DOS BIOFILMES NOS CUPONS
A Tabela 15 caracteriza a biomassa de biofilmes dos cupons em ensaio dinâmico
nos ciclos estudados.
Tabela 15 - Caracterização física de biofilmes dos cupons nos diferentes ciclos estudados.
Caracterização Física
Biofilme
Ciclo I
Controle
Ciclo II
THPS
Ciclo III
THPS+xantana
Ciclo IV
Xantana
Biomassa (mg)/cm2 11,9212 6,4231 1,5861 0,8583
Nessa Tabela pode-se observar que houve redução da biomassa em todos os ciclos
onde ocorreram tratamentos (ciclo II, III e IV), evidenciando que esses tratamentos
foram eficientes na redução do biofilme.
Os biocidas ajudam apenas na morte de células, e a biomassa morta muitas vezes
acelera o processo de aderência por oferecer uma superfície rugosa. Além disso, os
biocidas aumentam a matéria orgânica biodegradável na água com tratamento. Ao invés
de limpar o sistema, os biocidas podem aumentar a quantidade de nutrientes disponíveis
para o crescimento. Daí a importância da adição de um dispersante, para difundir essa
biomassa e produtos de corrosão, evitando que esses se depositem na superfície
metálica. Em geral, o tratamento e a eficácia dos agentes de controle microbiano devem
ser monitorados periodicamente usando uma combinação de inspeção visual e contagem
de micro-organismos (FLEMMING et al., 2009).
Oliveira (2010) também encontrou valores menores de biomassa quando tratou
sistema dinâmico turbulento com água do mar e cupons de aço carbono com o
hipoclorito de sódio e hipoclorito com xantana. O valor de biomassa para o hipoclorito
de sódio foi reduzida a um valor não quantificavel. E a biomassa para o sistema tratado
com hipoclorito de sódio com xantana foi quantificada em 0,85 mg/cm².
Foram realizados os procedimentos para determinar a porcentagem de água no
biofilme e taxa de deposição no cupom de incrustação. No entanto, não foi possível a
determinação desses parâmetros, provavelmente, devido às perdas de massa no ensaio
dinâmico.
RESULTADOS E DISCUSSÃO
70
4.1.5. CARACTERIZAÇÃO BIOQUÍMICA DOS BIOFILMES
A Tabela 16 mostra a quantidade de EPS (carboidratos e proteínas) secretado
pelos micro-organismos no cupom de aço carbono em ensaio dinâmico.
Tabela 16 - Caracterização bioquímica de biofilmes nos diferentes ciclos estudados.
Caracterização Bioquímica Biofilme
Ciclo I
Controle
Ciclo II
THPS
Ciclo III
THPS +
xantana
Ciclo IV
Xantana
Carboidratos (µg)/cm2 9,40±1,20 6,00±0,40 3,30±0,00 7,10±1,70
Proteínas (µg)/cm2 5,70±3,10 6,50±1,40 1,20±1,00 8,90±4,50
A quantidade do EPS, nos ciclos II e III, diminuiu em relação ao controle (ciclo I).
Provavelmente o THPS tenha contribuído para essa redução. O ciclo com xantana
apresentou o maior valor de EPS, que pode ser explicado por a xantana ser um
biopolímero.
Lavania e colaboradores (2011) analisaram EPS de biofilmes das espécies
Desulfovibrio vulgaris e Desulfovibrio gigas sobre aço carbono em uma mistura de
água do mar e óleo. Encontraram no sistema controle um valor para carboidratos
correspondente a 4,9 μg/cm3, e para proteínas 35,2 μg/cm
3. Esses pesquisadores também
obtiveram resultados de carboidratos e proteínas em biofilmes testando vários biocidas.
Com a utilização do THPS, encontraram para carboidratos 7,3 μg/cm3, e proteínas 48,9
μg/cm3. Com o glutaraldeído, o valor de carboidratos 6,2 μg/cm
3, e proteínas 58,0
μg/cm3. O uso do formaldeído teve para carboidratos 6,6 μg/cm
3, e proteínas 47,6
μg/cm3. A dosagem com benzil trimetil cloreto de amônio resultou para carboidratos 6,3
μg/cm3, e proteínas 58,9 μg/cm
3.
Oliveira (2010) analisou a quantidade de carboidratos e proteínas em um sistema
dinâmico turbulento com água do mar e cupons de aço carbono com aplicação de
hipoclorito de sódio e hipoclorito com xantana. Encontrou valores de carboidratos de
8,2 µg/cm2 e proteínas 3,0 µg/cm
2, com o tratamento com hipoclorito de sódio. E
valores de carboidratos de 7,6 µg/cm2 e proteínas 9,4 µg/cm
2, para o sistema tratado
com hipoclorito de sódio acrescido da xantana.
Galvão (2008) quantificou a concentração de exopolissacarídeos presentes nos
biofilmes formados sob proteção catódica. Encontrou diferentes valores para diferentes
potenciais aplicados. Para o sistema sem proteção catódica, valores em mg/L: 5,56 (-
RESULTADOS E DISCUSSÃO
71
800mV), 5,18 (-900mV) e 5,07 (-1000mV). No sistema com proteção catódica, valores
menores em mg/L: 1,35 (-800mV), 2,05 (-900mV) e 2,23 (-1000mV).
Chongdar e colaboradores (2005) avaliaram o EPS do meio e biofilme da bactéria
Pseudomonas cichorii em sistema estático com água salina; encontraram valores para os
carboidratos e proteínas do meio: 13,6 µg/cm² e 22,3 µg/cm² respectivamente;
carboidratos e proteínas dos biofilmes: 1,58 µg/cm² e 1,69 µg/cm² respectivamente.
A composição química de EPS é heterogênea e complexa, mas de um modo geral,
são os polissacarídeos que predominam (65% do EPS) seguidos de proteínas,
substâncias húmicas, ácidos nucléicos, glicoproteinas, fosfolipídeos, entre outros
(HORAN & ECCLES, 1986). Jahn e colaboradores (1999), analisando biofilmes de
Pseudomonas putida, encontraram uma fração de 75% de proteínas nos EPS. Essa
oposição de valores demonstra a necessidade de análises da composição química do
EPS, pois esse é responsável pela morfologia, estrutura, coesão e integridade funcional
dos biofilmes (PEREIRA, 2001).
4.1.6. MICROSCOPIA ELETRÔNICA DOS BIOFILMES FORMADOS NOS
CUPONS ENSAIADOS
As Figuras 35, 36, 37 e 38 apresentam as micrografias da formação do biofilme
no cupom em ensaio dinâmico após 14 dias.
As micrografias foram obtidas com o objetivo de observar a presença de micro-
organismos no biofilme, porém, não foi possível constatar essa existência através das
imagens obtidas (entre 6000 e 60000), mas foi comprovada a presença por meio das
análises microbiológicas (vide item 4.1).
Na Figura 35, observa-se uma estrutura mais uniforme do biofilme. Isso pode ter
influenciado na diminuição do ataque corrosivo, pois, a taxa de corrosão para o ciclo I
(controle) foi menor em relação aos ciclos II e III.
RESULTADOS E DISCUSSÃO
72
(a)
(b)
Figura 35 - MEV da formação de biofilme no cupom exposto à água do mar em ensaio
dinâmico com (a) aumento de 30000x (b) aumento de 60000x.
As micrografias da Figura 36 pertencente ao ciclo II apresentaram biofilmes com
rachaduras e ranhuras. O fluxo contendo o biocida, provavelmente, penetrou e arrastou
o biofilme, ocorrendo o seu desplacamento. Ou seja, o THPS alterou a aderência do
biofilme.
RESULTADOS E DISCUSSÃO
73
(a)
(b)
(c)
Figura 36 - MEV da formação de biofilme no cupom exposto à água do mar acrescido de THPS
em ensaio dinâmico com (a) aumento de 3000x (b) aumento de 11000x (c) aumento de 30000x.
Comparando as imagens da Figura 35(a) e Figura 36(c) pode-se perceber
diferenças na estrutura do biofilme. Nota-se que o biofilme em contato com o THPS
apresenta uma morfologia com porosidades e partes com pouca aderência ao substrato
metálico.
Em um trabalho realizado por Lavania e colaboradores (2011), os pesquisadores
ressaltaram a formação de clusters, que deve-se, provavelmente, à resposta natural dos
micro-oganismos. Para evitar a exposição à toxicidade, micro-organismos tendem a se
agregar com a finalidade de reduzir a superfície total em contato com o ambiente. Ainda
nesse trabalho, observou-se que a formação de biofilme no cupom; na presença de
vários biocidas como benzil trimetil cloreto de amônio, formaldeído e glutaraldeído;
RESULTADOS E DISCUSSÃO
74
teve distribuição mais heterogênea. Segundo Li e colaboradores (2010), a
heterogeneidade visível na superfície do metal é devido às anomalias constituintes
desenvolvidas pelas células em crescimento, as quais resultam na formação de células
de aeração diferencial. Possivelmente, também ocorre a corrosão visível na região entre
os clusters microbianos. Os grupos microbianos tornam-se barreiras à difusão (FANG,
XU, & CHAN, 2002). No caso do THPS, no trabalho de Lavania e colaboradores
(2011), a heterogeneidade da superfície não foi muito proeminente, provavelmente,
porque a adesão na superfície do metal não era muito forte.
A Figura 37 mostra a morfologia do biofilme formado em presença de THPS
acrescido de xantana. O biofilme também apresentou ranhuras, mas a sua estrutura
aparenta ser mais aderente ao substrato em relação ao biofilme da Figura 36. Percebe-
se, mesmo nas ranhuras, a existência de camadas abaixo da região fraturada (Figura 37).
Ou seja, supõe-se que a goma xantana forma um filme protetor sobre o substrato
metálico, e o biofilme ficaria sobre esse filme.
RESULTADOS E DISCUSSÃO
75
(a)
(b)
(c)
Figura 37 - MEV da formação de biofilme no cupom exposto à água do mar acrescido de THPS
e xantana em ensaio dinâmico com (a) aumento de 3000x (b) aumento de 11000x (c) aumento
de 30000x.
Já a Figura 38 mostra a micrografia da formação do biofilme exposto à água do
mar acrescido de xantana. A xantana, por ter o comportamento de um espessante, forma
um filme difundido, mas, que de acordo com a imagem, apresenta porosidades.
RESULTADOS E DISCUSSÃO
76
Figura 38 - MEV da formação de biofilme no cupom exposto à água do mar acrescido de
xantana em ensaio dinâmico com aumento de 6000x.
4.1.7. DIFRAÇÃO DE RAIOS X (DRX)
A Figura 39 apresenta os resultados de DRX dos produtos de corrosão em ensaio
dinâmico dos diferentes ciclos estudados.
Os picos da Figura 39(a) apontam as substâncias: lepidocrocita (γ- FeOOH –
picos: 0,632nm; 0,330nm; 0,269nm; 0,209nm; 0,194nm; 0,147nm; 0,127nm; 0,109nm),
goetita (α-FeOOH – picos: 0,419nm; 0,147nm; 0,131nm; 0,127nm), magnetita (Fe3O4 –
picos: 0,482nm; 0,294nm; 0,253nm; 0,209nm; 0,170nm; 0,147nm; 0,131nm; 0,127nm;
0,109nm; 0,104nm), pirrotita (Fe0,875-1S – picos: 0,294nm; 0,209nm; 0,147nm;
0,131nm; 0,127nm; 0,109nm; 0,104nm), akaganeíta (β-FeOOH – picos: 0,330nm;
0,253nm; 0,209nm; 0,194nm; 0,161nm; 0,147nm) e hematita (α-Fe2O3 – picos:
0,269nm; 0,147nm; 0,131nm; 0,127nm; 0,109nm; 0,104nm).
A Figura 39(b) mostra o difratograma dos produtos de corrosão, do ciclo II, onde foi
adicionado THPS. Os picos apontam substâncias como: mackinawita, (FeS0,93-0,96 – picos:
0,501nm; 0,260nm; 0,181nm; 0,172nm; 0,157nm), goetita (α-FeOOH – picos: 5,01nm;
0,420nm; 0,340nm; 0,260 nm; 0,254nm; 0,246nm; 0,225nm; 0,220nm; 0,172nm; 0,157nm;
0,151nm; 0,148nm; 0,146nm), akaganeíta (β-FeOOH – picos: 0,260nm; 0,254nm;
0,192nm; 0,172nm; 0,161nm; 0,151nm; 0,148nm; 0,146nm), hematita (α-Fe2O3 – picos:
0,270nm; 0,254nm; 0,225nm; 0,220nm; 0,161nm; 0,148nm; 0,146nm) e magnetita (Fe3O4
– picos: 0,254nm; 0,172nm; 0,161nm; 0,148nm).
RESULTADOS E DISCUSSÃO
77
A Figura 39(c) apresenta o difratograma associado ao ciclo III, adicionado de THPS
+ xantana. Os picos identificaram as seguintes substâncias: mackinawita (FeS0,93-0,96 –
picos: 0,501nm; 0,296nm; 0,260nm; 0,181nm; 0,172nm; 0,157nm; 0,132nm), pirrotita
(Fe0,875-1S – picos: 0,340nm; 0,296nm; 0,254nm; 0,209nm; 0,181nm; 0,172nm; 0,148nm;
0,146nm; 0,132nm), magnetita (Fe3O4 – picos: 0,296nm; 0,254nm; 0,209nm; 0,172nm;
0,161nm; 0,148nm; 0,132nm), hematita (α-Fe2O3 – picos: 0,270nm; 0,254nm; 0,225nm;
0,220nm; 0,161nm; 0,148nm; 0,146nm; 0,132nm), goetita (α-FeOOH – picos: 0,501nm;
0,340nm; 0,296nm; 0,260nm; 0,254nm; 0,246nm; 0,225nm; 0,220nm; 0,172nm; 0,157nm;
0,151nm; 0,148nm; 0,146nm; 0,132nm) e akaganeíta (β-FeOOH – picos: 0,260nm;
0,254nm; 0,209nm; 0,192nm; 0,172nm; 0,161nm; 0,151nm; 0,148nm; 0,146nm).
Os picos da Figura 39(d) apontam as substâncias: lepidocrocita (γ- FeOOH –
picos: 0,632nm; 0,330nm; 0,209nm; 0,148nm; 0,128nm; 0,109nm), goetita (α-FeOOH –
picos: 0,419nm; 0,148nm; 0,128nm), magnetita (Fe3O4 – picos: 0,484nm; 0,295nm;
0,253nm; 0,209nm; 0,171nm; 0,148nm; 0,128nm; 0,109nm; 0,104nm), pirrotita
(Fe0,875-1S – picos: 0,295nm; 0,209nm; 0,148nm; 0,128nm; 0,109nm; 0,104nm),
akaganeíta (β-FeOOH – picos: 0,330nm; 0,253nm; 0,209nm; 0,161nm; 0,148nm) e
hematita (α-Fe2O3 – picos: 0,269nm; 0,148nm; 0,128nm; 0,109nm; 0,104nm).
Pelos gráficos da Figura 39(a,d), verifica-se o mesmo comportamento semelhante
dos ciclos I (controle) e IV (xantana), vistos anteriormente através das taxas de corrosão
(Figura 32). Provavelmente houve a formação de um filme com características
semelhantes. Já nos gráficos da Figura 39(b,c), observa-se a presença de mackinawita
quando se utiliza o THPS, e ausência da formação de lepidocrocita.
RESULTADOS E DISCUSSÃO
78
Figura 39 - Difração de Raios X dos produtos de corrosão dos cupons em ensaio dinâmico (a)
ciclo I (b) ciclo II (c) ciclo III (d) ciclo IV
Little e colaboradores (1997) utilizaram óxidos de ferro sintéticos, oxi-hidróxidos
(goetita, α-FeOOH; hematita, Fe2O3 e ferrihidrita, Fe(OH)3], como compostos-modelo
para simular a mineralogia de passivação de filmes em aço carbono. Szklarska-
Smialowska (1986) descreveu a formação de hematita sobre um filme de magnetita.
Oxihidróxidos férrico, incluindo goetita e lepidocrocita (γ-FeOOH), também foram
identificados nas camadas protetoras de aço carbono.
0 20 40 60 80 100
-200
0
200
400
600
800
1000
1200
1400
1600
0,1
04
0,1
09
0,1
27
0,1
,31
0,1
47
0,1
61
0,1
70
0,1
94
0,2
09
0,2
69
0,2
94
0,3
30
0,4
19
0,4
82
0,6
32
0,2
53
Controle - Ciclo I
Inte
nsid
ad
e (
cps)
2 (graus)
0 20 40 60 80 100
0
200
400
600
800
1000
1200
0,2
54
0,260
THPS - Ciclo II
0,3
40
0,1
81
0,1
92
0,1
48
0,1
46
0,1
510,1
57
0,1
61
0,1
72
0,2
20
0,2
250
,24
6
0,2
700
,42
00
,50
1
Inte
nsid
ad
e (
cp
s)
2 (graus)
0 20 40 60 80 100
0
200
400
600
800
1000
1200
0,5
01
THPS + Xantana - Ciclo III
0,1
46
0,3
40
0,1
32
0,1
48
0,1
51
0,1
57
0,1
61
0,1
72
0,1
81
0,1
92
0,2
09
0,2
20
0,2
25
0,2
46
0,2
54
0,2
60
0,2
70
0,2
96
0,4
25
Inte
nsid
ad
e (
cps)
2 (graus)
0 20 40 60 80 100
-200
0
200
400
600
800
1000
1200
1400
1600
0,2
69
0,4
19
0,1
04
0,1
09
0,1
28
0,1
48
0,1
61
0,1
71
0,2
09
0,2
53
0,2
95
0,3
30
0,4
84
0,6
32
Xantana - Ciclo IV
Inte
nsid
ad
e (
cp
s)
2 (graus)
(a)
(d)
(b)
(c)
RESULTADOS E DISCUSSÃO
79
Lee e colaboradores (2004) compararam a corrosão do aço G1020 resultante da
estagnação aeróbia, com a corrosão resultante da estagnação anaeróbia em água do mar
durante um período de 1 ano. Eles demonstraram o seguinte: (1) A corrosão foi mais
agressiva sob condições totalmente anaeróbias através das taxas de corrosão e perda de
massa. (2) Em condições aeróbias, a corrosão foi uniforme e a superfície foi coberta por
óxidos de ferro (lepidocrocita e goetita). (3) Em condições anaeróbias, a corrosão foi
localizada por pite e os produtos de corrosão foram mackinawita e pirrotita.
Em tubulações enterradas e em diversos ambientes industriais e marinhos, a
atividade metabólica de BRS introduz no meio diversos compostos de enxofre, tanto
como produtos finais do metabolismo: sulfetos, bissulfetos e sulfetos de hidrogênio
quanto como produtos intermediários: tiossulfatos, politionatos. Esses compostos do
enxofre, provenientes da redução dos íons sulfato pelas BRS, são reconhecidamente
corrosivos para o ferro e suas ligas. Sobre o aço, quando esse é exposto aos ânions de
enxofre, forma-se inicialmente um filme de mackinawita (FeS0,93-0,96), um sulfeto rico
em ferro, mas pouco protetor para a superfície. Esse filme se transforma rapidamente,
por meio de reações biológicas e eletroquímicas (Figura 40), para produzir filmes de
sulfetos de ferro mais estáveis, tais como greigita (Fe3S4), esmetita (Fe9S11) e,
finalmente, pirrotita (Fe0,875-1S) (JAVAHERDASHTI, 2008; LITTLE & LEE, 2007;
McNEIL & LITTLE, 1990; VIDELA, 2003).
Figura 40 - Esquema da interconversão biológica e eletroquímica dos sulfetos formados pelas
BRS.
Fonte: (VIDELA, 2003)
Segundo Little e Lee (2007), durante a corrosão do ferro e aço na presença de
BRS, uma fina ( m1 ) camada aderente de mackinawita é formada. Quando sua
RESULTADOS E DISCUSSÃO
80
espessura aumenta, a camada torna-se menos aderente. Se a concentração de íon ferroso
no eletrólito é baixa, a mackinawita se transforma para greigita. Essa alteração não é
observada em sistemas não-biológicos. Se a concentração de íon ferroso é alta, a
mackinawita é acompanhada por um complexo de oxi-hidróxido ferroso.
Em resumo, a mackinawita é facilmente produzida a partir do ferro e óxidos de
ferro por consórcios de micro-organismos que incluem BRS. A presença de
mackinawita nos produtos de corrosão formados em ambientes de águas rasas é a prova
de que a corrosão foi induzida por BRS (LITTLE & LEE, 2007). Por outro lado,
Newman e colaboradores (1992) acreditam que, enquanto BRS podem afetar o modo de
cristalização de sulfetos de ferro, eles rejeitam a ideia de que a mackinawita seja o
"único" produto de corrosão induzido por BRS.
4.2. ENSAIO ESTÁTICO
Para investigar a formação de biofilmes em condições estáticas, foram realizados
experimentos em sistemas estáticos (Erlenmeyers) como apresentado na Figura 41.
Figura 41 - Disposição dos sistemas para ensaio estático. (a) Montagem do sistema (b)
Sistemas com água do mar e suas devidas substâncias adicionadas (c) Sistemas após 24 h.
(a) (b)
(c)
RESULTADOS E DISCUSSÃO
81
4.2.1. CONCENTRAÇÃO CELULAR DE MICRO-ORGANISMOS SÉSSEIS NO
PERÍODO DE 28 DIAS
Na Figura 42 são apresentadas as concentrações das células sésseis dos principais
grupos microbianos associados à biocorrosão, expressas em cel/cm2, nos diferentes
sistemas estudados ao final de 28 dias.
Figura 42 - Concentração celular das bactérias sésseis no período de 28 dias.
Analisando a Figura 42 é possível evidenciar a presença de todas as espécies
monitoradas na fase séssil no sistema I (controle). Esse resultado evidencia que esse
sistema apresentava condições físicas e nutricionais favoráveis à atividade das bactérias,
principalmente das bactérias produtoras de exopolissacarídeos. Além disso, com a
formação do biofilme, foram instituídas as condições indispensáveis para o
desenvolvimento das espécies anaeróbias.
Nesse sistema I (controle), observa-se a predominância de bactérias aeróbias
heterotróficas no biofilme formado sobre a superfície do aço carbono. Mesmo em
menor número encontram-se as BRS, e numa quantidade relevante têm-se as bactérias
anaeróbias heterotróficas. Segundo Videla (2003), as condições redutoras necessárias
para o crescimento das anaeróbias são obtidas, frequentemente, em associações
microbianas onde as bactérias aeróbias consomem o oxigênio para o metabolismo
respiratório. A ação de BRS acarreta a corrosão de superfícies metálicas que ocorre
1,00E+00
1,00E+01
1,00E+02
1,00E+03
1,00E+04
1,00E+05
Controle (I) THPS (II) THPS +xantana(III)
Xantana (IV)
Cel/
cm
²
Sistemas
Bactérias Sésseis
Aer. Heterotróficos
Pseudomonas sp.
Precip. Ferro
Anaer.Heterotróficos
BRS
RESULTADOS E DISCUSSÃO
82
embaixo dos tubérculos. Esses são ocasionados pelas bactérias precipitantes do ferro,
que também estão presentes no sistema I (controle). Sob os tubérculos pode ocorrer a
formação de pites, em função de substâncias corrosivas, como o sulfeto de ferro,
produzidas durante o metabolismo de BRS (GENTIL, 2007).
A presença de Pseudomonas, no sistema I, tem importância na formação de
exopolissacarídeos, que tem como principal função aprisionar nutrientes e criar
ambientes com diferentes concentrações de O2.
O biocida THPS, utilizado no sistema II, mostrou-se efetivo contra as bactérias
aeróbias e anaeróbias heterotróficas, Pseudomonas sp., precipitantes do ferro e BRS
para esse ensaio estático. O mesmo ocorreu para o sistema com THPS + xantana no
sistema III. Provavelmente, o THPS atuou em algum componente celular,
inviabilizando a atividade metabólica dos micro-organismos.
Pelo gráfico (Figura 42), em relação ao sistema I (controle), pode-se observar, no
sistema IV, um decréscimo na concentração celular séssil das bactérias aeróbias e
anaeróbias heterotróficas onde houve adição da xantana. É provável que a xantana
esteja funcionando como um agente dispersante das células microbianas, dificultando
assim, a aderência nos cupons metálicos. Como consequência tem-se uma tendência a
diminuição da concentração celular nos cupons.
Entretanto, com o acréscimo de xantana no sistema IV, a concentração celular de
Pseudomonas sp. permaneceu constante. Já para as bactérias precipitantes do ferro, se
evidencia um aumento na concentração celular séssil. Esses organismos oxidam íons
ferrosos a íons férricos para obter energia (LITTLE & LEE, 2007), portanto essa fonte
de energia vai sendo disponibilizada à medida que o processo corrosivo aumenta.
4.2.2. TAXA DE CORROSÃO EM ENSAIO ESTÁTICO
O gráfico mostrado na Figura 43, para o ensaio estático, exibe um comportamento
similar ao da Figura 32 no ensaio dinâmico. A provável formação de um filme com
características semelhantes nos sistemas I (controle) e IV (xantana), e o presumível
efeito de proteção da xantana que diminuiu a taxa de corrosão, no Sistema IV, também
foram evidenciados no ensaio estático.
RESULTADOS E DISCUSSÃO
83
Figura 43 - Taxas de corrosão em ensaio estático do aço carbono submetido a diferentes
sistemas nos períodos de 14 e 28 dias.
O ensaio dinâmico apresentou as maiores taxas de corrosão em comparação ao
ensaio estático. Isso pode ser explicado através da suposta força de arraste ser forte o
suficiente para remover os depósitos sobre a superfície e intensificar o processo
corrosivo.
4.3. ENSAIO ELETROQUÍMICO
4.3.1. MEDIDAS DE POTENCIAL EM CIRCUITO ABERTO
A Figura 44, mostra o gráfico do Potencial em Circuito Aberto em função do
tempo. No período de 30 dias, é observado que as curvas do sistema I (água do mar) e
do sistema IV (xantana) apresentaram-se de maneira semelhante, ou seja, a medida do
potencial diminui com o tempo nos primeiros instantes e assume valores próximos ao
encontrado na literatura para o sistema Fe/H2O (-700mV) (Figura 45). A estabilidade do
potencial no decorrer do tempo, observada na Figura 44, pode ser devido,
provavelmente, à formação de uma camada de biofilme e produtos de corrosão.
RESULTADOS E DISCUSSÃO
84
Figura 44 - Medida de potencial em circuito aberto (30 dias).
No sistema contendo THPS, nas primeiras 8 horas (Figura 45), observou-se uma
redução no potencial. Provavelmente, o efeito do THPS ocorreu de forma mais lenta na
modificação das características do filme formado, ou seja, o THPS eliminou alguns
micro-organismos da água, mas devido principalmente aos íons cloretos presentes na
água do mar ocorreu inicialmente a corrosão, sendo essa eletroquímica. No sistema
contendo THPS acrescido de xantana (Figura 45), observou-se um aumento no
potencial, esse fato deve-se provavelmente a presença do biocida nas possíveis falhas do
filme formado com a xantana.
RESULTADOS E DISCUSSÃO
85
Figura 45 - Ensaio de OCP das primeiras 8 horas.
A Figura 46 apresenta as superfícies dos cupons após medida de potencial em
circuito aberto. A Figura 46(a) e Figura 46(d) apresentaram um filme com
características semelhantes. Já a Figura 46(b) e Figura 46(c) apresentaram um filme
diferente em relação às outras.
Figura 46 - Detalhe dos cupons após medida do potencial de circuito aberto (a) em água do mar
(b) acrescido de THPS (c) acrescido de THPS e xantana (d) adicionado de xantana.
(a) (b)
(c) (d)
RESULTADOS E DISCUSSÃO
86
4.3.2. CURVAS DE POLARIZAÇÃO
A Figura 47 apresenta o comportamento de polarização anódica do eletrodo de
aço carbono imerso em água do mar, com THPS, THPS + xantana e acrescido apenas de
xantana As polarizações foram iniciadas em média com dez minutos de imersão dos
corpos de prova (tempo zero). Devido a esse fato, os potenciais de equilíbrio são
diferentes dos potenciais observados após 600 horas. A finalidade dessas curvas, neste
ensaio, foi comparar o comportamento desses sistemas.
Figura 47 - Curvas de polarização anódica do aço carbono em diferentes situações.
Na Figura 47, observa-se que na presença de xantana e THPS + xantana, as curvas
de polarização apresentaram menores variações na densidade de corrente em relação às
outras duas curvas. Provavelmente, a xantana forma um filme com características de
proteção.
As curvas obtidas em água do mar e na presença de THPS apresentaram a mesma
variação na densidade de corrente. Com relação aos potenciais, as curvas sugerem que a
presença de THPS aumenta o potencial de corrosão. Contudo, não podemos esquecer
que as polarizações foram iniciadas antes da estabilização dos potenciais em circuito
aberto.
RESULTADOS E DISCUSSÃO
87
Observando a Tabela 17, os valores de taxas de corrosão nos sistemas contendo
THPS foram maiores. Já os valores de densidade de corrente para os sistemas contendo
xantana foram menores. Tal comportamento pode ser explicado devido ao fato das
curvas de polarização serem realizadas sem a estabilização de potencial. Provavelmente
não havendo a formação de biofilmes mais espessos pelo tempo de exposição ter sido
menor.
Tabela 17 - Valores de taxas de corrosão e valores estimados de densidades de corrente dos
sistemas estudados.
Sistemas Taxa de corrosão (mm/ano)
ao final de 28 dias
Intervalos estimados de
densidade de corrente
(A/cm2)
Xantana 0,0689 10-8
-10-5
THPS+xantana 0,0978 10-7
-10-4
THPS 0,0987 10-6
-10-1
Água do mar 0,0877 10-6
-10-1
O elevado valor de densidade de corrente para a água do mar também não
corresponde ao valor de taxa de corrosão. Já que seriam esperados maiores densidades
de corrente associadas a maiores taxas de corrosão. Deve-se também, provavelmente, ao
fato de não ter tido tempo suficiente de formação de um biofilme com as mesmas
características já descritas anteriormente.
CONCLUSÕES
88
5. CONCLUSÕES
De acordo com os ensaios realizados podemos concluir que:
1. No ensaio dinâmico, o biocida THPS foi eficaz na redução da concentração celular
dos micro-organismos anaeróbios heterotróficos e eliminou as BRS do biofilme.
2. A aplicação isolada do biocida THPS não foi eficaz para o grupo de micro-
organismos aeróbios heterotróficos e precipitantes do ferro.
3. A adição do biodispersante xantana ao THPS foi efetiva na diminuição da
concentração celular séssil das bactérias aeróbias heterotróficas e precipitantes do ferro.
4. O THPS + xantana também reduziu as concentrações celulares dos micro-
organismos anaeróbios heterotróficos e eliminou as BRS do biofilme.
5. A aplicação da xantana somente foi eficaz com o grupo de micro-organismos
precipitantes do ferro e BRS.
6. Os ensaios contendo THPS revelaram que este biocida favorece o aumento das taxas
de corrosão do aço carbono em ambientes contendo cloretos.
7. Os ensaios contendo apenas xantana revelaram que este biodispersante promove a
redução das taxas de corrosão do aço carbono em ambientes contendo cloretos.
8. Tanto os ensaios estáticos como o dinâmico revelaram a mesma tendência de
comportamento para o aço em todos os meios estudados. Ressaltando que as taxas de
corrosão foram maiores nos ensaios dinâmicos devido ao cisalhamento do fluido sobre a
superfície do aço.
9. Neste trabalho, observou-se a presença de mackinawita e a ausência da formação da
lepidocrocita quando foi utilizado o biocida THPS.
10. Mesmo não respeitando o tempo mínimo para estabilização dos potenciais,
observados nos ensaios de potenciais em circuito aberto, as curvas de polarização
revelaram que o sistema que contém o biodispersante xantana promoveu a proteção do
aço carbono, o que é corroborado pelas taxas de corrosão nos ensaios estático e
dinâmico.
11. De acordo com a observação dos gráficos de potencial em circuito aberto da
xantana, é necessário, em média, um intervalo mínimo de uma hora de imersão do aço
carbono, no meio estudado, antes de iniciar as curvas de polarização. Com exceção do
meio com THPS onde é necessário pelo menos duas horas.
SUGESTÕES
89
6. SUGESTÕES PARA TRABALHOS FUTUROS:
1. Monitorar a concentração da xantana ao longo do tempo nos ensaios eletroquímicos.
2. Otimizar a concentração de THPS com o objetivo de reduzir o seu impacto sobre as
taxa de corrosão no aço carbono.
3. Obter curvas de polarização após um tempo mínimo de estabilização.
4. Utilizar outro dispersante microbiano.
REFERÊNCIAS BIBLIOGRÁFICAS
90
7. REFERÊNCIAS BIBLIOGRÁFICAS
ADLER et al. (2003). Corrosion: Fundamentals, Testing, and Protection (9 ed., Vol.
13A). (S. D. CRAMER, & B. S. COVINO JR., Eds.) ASM International.
AGOSTINHO, S. M., JAIMES, R. F., & BARBOSA, L. G. (2010). O que se pode
aprender a partir de medidas de potencial de circuito aberto? INTERCORR
2010/ABRACO , 1-12.
ALLISON, D. G. (2003). The biofilm matrix. Biofouling , 19, 139–150.
ANDRADE, C. A., MULLER, E. G., & SILVA, O. P. (2007). Avaliação em campo do
tratamento com íons nitrato para controle da geração de H2S biogênico em tanques de
navio-plataforma. Parte 2: Impactos na corrosão. Trabalho apresentado ao 9ª COTEQ
- Conferência sobre tecnologia de equipamentos .
APHA, AWWA, & WPCF. (1989). Standard methods for the examination of water and
wastewater. CLESCERI, L.S. et al. American Public Health Association (17).
BEECH, I., & SUNNER, J. (2004). Biocorrosion: Towards understanding interactions
between biofilms and metals. Curr. Opin. Biotechnol. , 15, 181–186.
BOGAN, B., LAMB, B., HUSMILLO, G., LOWE, K., PATEREK, R., & KILBANE II,
J. (2004). Development of an Evironmentally Benign Microbial Inhibitor to Control
Internal Pipiline Corrision. Gas Technology Institute, Final Report .
BOOTH, G., & TILLER, A. (1962). Polarization studies of mild steel in cultures of
sulphate reducing bacteria. Trans. Faraday Soc. , 58, 2510.
BORENSTEIN, S. (1996). Microbiologically Influenced Corrosion Handbook. 113-
160.
BOTT, T. R. (2011). Industrial Biofouling. ELSEVIER.
BOTT, T., & MELO, L. (1992). Particle–bacteria interactions in biofilms. (L. In:
MELO, T. BOTT, M. FLETCHER, & B. CAPDEVILLE, Eds.) Biofilms – science and
technology , 199-206.
BRADBURY, J. (1984). Genus II: Xanthomonas. (C. H. in: N.R. Krieg, Ed.) Manual of
Systematic Bacteriology , 199–210.
BREYERS, J. D., & RATNER, J. P. (2004). Bioinspired implant materials befuddle
bacteria. ASM News , 70, 232-237.
CETESB. (1992). Contagens de colônias de bactérias que precipitam o ferro. Norma
L5.207 , 1-11.
REFERÊNCIAS BIBLIOGRÁFICAS
91
CHARACKLIS, W. (1991). Biofouling: efects and control. (H. FLEMMING, & G.
GEESEY, Eds.) Biofouling and biocorrosion in industrial water systems , 7–27.
CHARACKLIS, W. G., & COOKSEY, K. E. (1983). Biofilms and microbial fouling.
Advances in Applied Microbiology, , 29, 93–138.
CHARACKLIS, W. G., & WILDERER, P. A. (1989). Structure and function of
biofilms. (W. G. CHARACKLIS, & P. A. WILDERER, Eds.) Glossary , 369–371.
CHARACKLIS, W. (1990). Microbial biofouling control. (W. CHARACKLIS, & K.
MARSHALL, Eds.) Biofilms , 585-633.
CHELOSSI, E., & FAIMALI, M. (2006). Comparative assessment of antimicrobial
efficacy of new potential. Science of the Total Environment , 356, 1-10.
CHONGDAR, S., GUNASEKARAN, G., & KUMAR, P. (2005). Corrosion inhibition
of mild steel by aerobic biofilm. Electrochimica Acta , 50, 4655-4665.
CLAUSS, G., & MULLER, R. (1996). Biofilms in a paper mill process water system.
(E. In: HEITZ, H.-C. FLEMMING, & W. SAND, Eds.) Microbially Influenced
Corrosion of Materials , 429-437.
CLOETE, T. E., JACOBS, L., & BROZEL, V. S. (1998). The chemical control of
biofouling in industrial water systems. Biodegradation , 9, 23-37.
CORRÊA, O. L. (2003). Petróleo: noções sobre exploração, perfuração, produção e
microbiologia. Rio de Janeiro: Interciêncai.
COSTERTON, J. (1995). Microbial biofilms. ANNU. VER. MICROBIOL. , 49, 711-
745.
COSTERTON, J., ELLIS, B., LAM, K., JOHNSON, F., & KHOURY, A. (1994).
Mechanisms of electrical enhancement of efficacy of antibiotics in killing biofilm
bacteria. Antimicrob. Agents Chemother , 38, 2803-2809.
CRAVO JUNIOR, W. (2004). Estudo do Efeito de Diferentes Parâmetros na Formação
de Biofilmes e no Pocesso de Biocorrosão. Universidade Federal do Rio de Janeiro,
Agência Nacional de Petróleo, Tecnologia de Processos Químicos e Bioquímicos, Rio
de Janeiro.
DANIELS, R., VANDERLEYDEN, J., & MICHIELS, J. (2004). Quorum sensing and
swarming migration in bacteria. FEMS Microbiology Reviews , 28, 261–289.
DANTAS, E. (1988). Geração de vapor e água de refrigeração, falhas - tratamentos -
limpeza química. Rio de Janeiro: Ecolab.
DAVIES, D. G., PARSEK, M. R., PEARSON, J. P., IGLEWSKI, B. H., COSTERTON,
J. W., & GREENBERG, E. P. (1998). The involvement of cell-to-cell signals in the
development of a bacterial biofilm. Science , 280, 295–298.
REFERÊNCIAS BIBLIOGRÁFICAS
92
DE FRANÇA, F. P., & CRAVO, J. (2000). Variation in sessile microflora as function
of velocity on coupons exposed to seawater. World Journal of Microbiology &
Biotechnology , 811-814.
DECHO, A. (1999). Chemical communication within microbial biofilms: chemotaxis
and quorum sensing in bacterial cells. (T. R.-C. J. Wingender, Ed.) Microbial
extracellular polymeric substances – Characterization, structure and function , 155-
170.
DONLAN, R. M. (2002). Biofilms: microbial life on surfaces. Emerging Infectious
Diseases , 8, 881-890.
DOWNWARD, B., & TALBOT, R. (1997). Tetrakis Hidroxymethyl Phosphonium
Sulfate (THPS): A new Industrial Biocide with Low Environmental Toxicity. Corrosion
97 , 1-11.
DUBIEL, M., HSU, C., CHIEN, C., MANSFELD, F., & NEWMAN, D. (2002).
Microbial iron respiration can protect steel from corrosion. Applied Environmental
Microbiology , 68, 1440–1445.
DUBOIS, M., HAMILTON, K., REBERS, P., & SMITH, F. (1956). Anal. Chem. (Vol.
28).
EBERHARD, A., BURLINGAME, A. L., EBERHARD, C., KENYON, G. L.,
NEALSON, K. H., & OPPENHEIMER, N. J. (1981). Structural identification of
autoinducer of Photobacterium fischeri luciferase. Biochemistry , 20, 2444–2449.
FANG, H. H., XU, L. C., & CHAN, K. Y. (2002). Effect of toxic metals and chemicals
on biofilm and biocorrosion. Water Research , 36, 4709–4716.
FATIBELLO, S. H. (2006). Estudos sobre a ocorrência e caracterização das Partículas
de Exopolímeros Transparentes (TEP) no reservatório de Barra Bonita e sua
colonização por bactérias. Tese Doutorado em Ciências - Programa de Pós-Graduação
em Ecologia e Recursos Naturais da Universidade de São Carlos, Universidade Federal
de São Carlos, São Paulo.
FLEMMING, H., & SCHAULE, G. (1988). Biofouling on membranes – a
microbiological approach. Desalination , 70, 95–119.
FLEMMING, H., & SCHAULE, G. (1996). Measures Against Biofouling. (E. Heitz, H.
Flemming, & W. Sand, Eds.) Microbially Influenced Corrosion of Materials , 121-139.
FLEMMING, H.-C., GRIEBE, T., & SCHAULE, G. (1996). Antifouling strategies in
technical systems a short review. Wat. Sci. Tech. , 34, 517-524.
FLEMMING, H.-C., MURTHY, P. S., VENKATESAN, R., & COOKSEY, K. (2009).
Marine and Industrial Biofouling (Vol. 4). (J. W. COSTERTON, Ed.) Los Angeles,
USA: Springer.
REFERÊNCIAS BIBLIOGRÁFICAS
93
FOLEY, I., & GILBERT, P. (1996). Antibiotic resistance of biofilms. Biofouling , 10,
331–346.
FUQUA, C., & GREENBERG, E. P. (2002). Listening in on bacteria acyl-homoserine
lactone signalling. Nature Reviews in Molecular Cell Biology , 3, 685–695.
FUX, C. A., STEWART, P. S., & STOODLEY, P. (2005). Survival strategies of
infectious biofilms. Trends in Microbiology , 13, 34–40.
GALVÃO, M. M. (2008). Efeito do Potencial de Proteção Catódica na Corrosão
Microbiologicamente Induzida. Universidade Federal do Rio de Janeiro, Escola de
Química, Rio de Janeiro.
GARCIA, F.-O., SANTOS, V., CASAS, J., & GOMEZ, E. (2000). Xanthan gum:
production, recovery, and properties. Biotechnology Advances , 18, 549–579.
GEESEY, G. (1982). Microbial exopolymers: ecological and economic considerations.
American Society for Microbiology News , 48, 9–14.
GENTIL, V. (2007). Corrosão (5º ed.). Rio de Janeiro: LTC - Livros Técnicos e
Científicos S.A.
GONÇALVES, N. J. (2002). Potencialidade do tratamento por choque com biocidas na
remoção e/ou formação de biofilmes. Dissertação de Mestrado em Tecnologia de
Processos Químicos e Bioquímicos, Universidade Federal do Rio de Janeiro, Escola de
Química, Rio de Janeiro.
HARBRON, R. S., & KENT, C. A. (1988). Aspects of cell adhesion. (T. R. L. F. Melo,
Ed.) NATO ASI series , 145, 125-140.
HEINZEL, M. (1998). Phenomena of biocide resistance in microorganisms.
International Biodeterioration & Biodegradation , 41, 225–234.
HORAN, N. J., & ECCLES, C. R. (1986). Purification and characterization of
extracellular polysaccharide from activated sludges. Water Research , 20, 1427-1432.
HORI, K., & MATSUMOTO, S. (2010). Bacterial adhesion: From mechanism to
control. Biochemical Engineering Journal , 424-434.
JAHN, A., & NIELSEN, P. H. (1998). Cell biomass and exopolymer composition in
sewer biofilms. Water Science and Technology , 37, 17–24.
JAHN, A., GRIEBE, T., & NIELSEN, P. H. (1999). Composition of Pseudomonas
putida biofilmes: accumulation of protein in the biofilm matrix. Biofouling , 14, 49-57.
JAMBO, H. C., & FÓFANO, S. (2008). Fundamentos, Monitoração e Controle. Rio de
Janeiro: Ciência Moderna Ltda.
REFERÊNCIAS BIBLIOGRÁFICAS
94
JAVAHERDASHTI, R. (2008). Microbiologically Influenced Corrosion. Perth,
Austrália: Springer.
JAVAHERDASHTI, R., SARIOGLU, F., & AKSOZ, N. (1997). Corrosion of drilling
pipe steel in an environment containing sulphate-reducing bacteria. Intl J Pres Ves
Piping , 73, 127–131.
JAYARAMAN, A., EARTHMAN, J., & WOOD, T. (1997). Corrosion inhibition by
aerobic biofilms on SAE 1018 steel. Applied Microbiology and Biotechnology , 47, 62-
68.
JEANES, A., PITTSLEY, J., & SENTI, F. (1961). Polyssaccharide B-1459: a new
hydrocolloid polyetectrolyte produced from glucose by bacterial fermentation. J.Appl.
Polymer Sci. , 5, 519-526.
JUZELIUNAS, E., RAMANAUSKAS, R., LUGAUSKAS, A., LEINARTAS, K.,
SAMULEVICIEM., SUDAVICIUS, A., et al. (2007). Microbially influenced corrosion
of zinc and aluminium- two years of Aspergillus niger. Corrosion Scienc , 49, 4098-
4112.
KATZBAUER, B. (1998). Properties and applications of xanthan gum. Polym. Degrad.
Stabil. , 59, 81–84.
KING, R., MILLER, J., & WAKERLY, D. (1973). Corrosion of mild steel in cultures
of sulphatereducing bacteria; effect of changing the soluble iron concentration during
growth. Br. Corros. J. , 8, 89–93.
KULAKOV, L., MCALISTER, M., OGDEN, K., LARKIN, M., & O’HANLON, J.
(2002). Analysis of bacteria contaminating ultrapure water in industrial systems. Appl.
Environ. Microbiol. , 1548-1555.
LAVANIA, M., SARMA, P. M., MANDAL, A. K., CHEEMA, S., & LAL, B. (2011).
Efficacy of natural biocide on control of microbial induced corrosion in oil pipelines
mediated by Desulfovibrio vulgaris and Desulfovibrio gigas. Journal of Environmental
Sciences , 23(8), 1394–1402.
LEE, J., RAY, R., LEMIEUX, E., FALSTER, A., & LITTLE, B. (2004). An evaluation
of carbon steel corrosion under stagnant sweater conditions . Biofouling , 20(4/5), 237–
247.
LEWANDOWSKI, Z., & STOODLEY, P. (1995). Flow induced vibrations, drag force,
and pressure drop. Water Sci. Technol , 19-26.
LI, J., YUAN, W., & DU, Y. (2010). Biocorrosion characteristics of the copper alloys
BFe30-1-1 and HSn70-1AB by SRB using Atomic Force Microscopy and Scanning
Electron Microscopy. International Biodeterioration & Biodegradation , 64, 363–370.
LIMA, U. A., BORZANI, W., & SCHMIDELL. (2001). Biotecnologia Industrial (1º
ed., Vol. 3). São Paulo: LTDA, Edgard Blucher.
REFERÊNCIAS BIBLIOGRÁFICAS
95
LITTLE, B. J., & LEE, J. S. (2007). Microbiologically Influenced Corrosion. New
Jersey: R.Winston Revie, Series.
LITTLE, B., WAGNER, P., & LEWANDOWSKI, Z. (1998). The role of
biomineralization in microbiology influenced corrosion. CORROSION/1998 .
LITTLE, B., WAGNER, P., HART, K., RAY, R., LAVOIE, D., K., N., et al. (1997).
The role of metal-reducing bacteria in microbiologically influenced corrosion.
CORROSION/1997 , 215.
LOWE, M. (1988). The effect of inorganic particulate materials on the development of
biological films. PhD thesis, University of Brimingham.
LOWRY, O., ROSEBROUGH, N., FARR, A., & RUNDALL, R. (1951). Biol. Chem.
(Vol. 193).
MAH, T.-F., & O’TOOLE, G. A. (2001). Mechanisms of biofilm resistance to
antimicrobial agents. Trends in Microbiology , 9, 34–39.
MARTELLI, H. L., & PANEK, A. D. (1968). Bioquímica Experimental. Rio de Janeiro:
Editora Ao Livro Técnico S.A.
McNEIL, M. M. (1993). Formation of copper-iron sulfide minerals during corrosion of
artifacts and implications for pseudogilding . Geoarchaeology , 8, 1:23–33.
McNEIL, M., & LITTLE, B. (1990). Mackinawite formation during microbial
corrosion. Corrosion , 46(7), 599–600.
MILLER, J., & TILLER, A. (1970). Microbial corrosion of buried and immersed metal.
(M. J.D.A., Ed.) Microbial Aspects of Metallurgy , 61-106.
MORTON, L. H., GREENWAY, D. L., GAYLARDE, C. C., & SURMAN, S. B.
(1998). Consideration of some implications of the resistance of biofilms to biocides.
International Biodeterioration and Biodegradation , 41, 247–259.
MOTA, K. D. (2009). Microscopia de biofilmes em substrato metálico formado em
sistemas estático e dinâmico na presença de fluido oleoso. Dissertação de Mestrado,
Rio de Janeiro.
NAVARRETE, R. (2001). New Biopolymer for coiled tubing applications. In:
International Symposium on Oilfield Chemistry SPE 68487 , 1-10.
NEWMAN, R., RUMASH, K., & WEBSTER, B. (1992). The effect of pre-corrosion on
the corrosion rate of steel in natural solutions containing sulphide: Relevance to
microbially influenced corrosion. Corrosion Science , 33(12), 1877–1884.
NUNES, L. d. (2007). Fundamentos de resistência à corrosão. Rio de Janeiro:
Interciência:IBP:ABRACO.
REFERÊNCIAS BIBLIOGRÁFICAS
96
NUNES, L. d., & LOBO, A. C. (2007). Pintura industrial na proteção anticorrosiva.
Rio de Janeiro: Interciência: Petrobrás.
OLIVEIRA, S. H. (2010). Estudo da utilização da xantana e hipoclorito de sódio como
estratégia para controle da biocorrosão. Tese de Doutorado, Universidade Federal de
Pernambuco, Departamento de Engenharia Mecânica, Recife.
PANOSSIAN, Z. (1993). Corrosão e proteção contra corrosão em equipamentos e
estruturas metálicas (1 ed., Vol. I). São Paulo: IPT-Instituto de Pesquisas Tecnológicas.
PARSEK, M. R., & GREENBERG, E. P. (2005). Sociomicrobiology: the connections
between quorum sensing and biofilms. Trends in Microbiology , 13, 27–33.
PEARSON, J. P., DELDEN, C. V., & IGLEWSKI, B. H. (1999). Active efflux and
diffusion are involved in transport of Pseudomonas aeruginosa cell-to-cell signals.
Journal of Bacteriology , 181, 1203–1210.
PEDERSEN, A., & HERMANSSON, M. (1991). Inhibition of metal corrosion by
bacteria. Biofouling , 3, 1-11.
PEDERSEN, A., KJELLEBEGR, S., & HERMANSSON, M. (1988). J. Microbiol.
Method 8 , 191–198.
PENNA, M. (2004). Avaliação de Bases Ativas Biocidas para Controle de Micro-
organismos em Sistemas de Recuperação Secundária de Petróleo. Tese de Mestrado,
Pontifícia Universidade Católica.
PENNA, M. d., ANDRADE, C. d., do NASCIMENTO, J. R., da SILVA, E. D., & de
SOUZA, L. S. (2001). Avaliação da ação Biocida de Produtos para o Controle de
Micro-organismos associados a Processos Corrosivos em Oleodutos da Bacia de
Campos. Boletim Técnico PETROBRÁS , 44(1/4), 17-28.
PENNA, M.O. et al. (2002). Sistema dinâmico para avaliação de técnicas de
monitoração e controle da CIM. Boletim Técnico da Petrobrás , 45, 26-33.
PEREIRA, M. O. (2001). Comparação da eficácia de dois biocidas (carbamato e
glutaraldeído) em sistemas de biofilme. Tese de Doutorado, Universidade do Minho,
Braga.
POSTGATE, J. R. (1984). The sulphate-reducing bacteria (2 ed.). Cambridge
University Press, Cambridge, England.
POTEKHINA, J., N.G., S., L.P, P., A.P, P., T.A, R., F., W., et al. (1999). Role of
microorganisms in corrosion inhibition of metals in aquatic habitats. Applied
Microbiology and Biotechnology , 52, 639-646.
PSOMAS, S., LIAKOPOULOU-KYRIAKIDES, M., & KYRIAKIDIS, D. (2007).
Optimization study of xanthan gum production using response surface methodology.
Biochemical Engineering Journal , 35, 273–280.
REFERÊNCIAS BIBLIOGRÁFICAS
97
RIDGWAY, H., JUSTICE, C., WHITTAKER, C., ARGO, D., & OLSON, B. (1984).
Biofilm fouling of RO membranes – its nature and effect on treatment of water for
reuse. J. AWWA , 76, 274–287.
RODRIGUEZ, H., & AGUILAR, L. (1997). Detection of Xanthomonas campestris
mutants with increased xanthan production. J. Ind. Microbiol. Biochem. , 232–234.
RODRIGUEZ, J. J., HERNANDEZ, F. J., & GONZALEZ, J. E. (2002). XRD and SEM
studies of the layer of corrosion products for carbon steel in various different
environments in the province of Las Palmas (The Canary Islands, Spain). Corrosion
Science , 44, 2425-2438.
SANDFORD, P. A. (1979). Exocellular microbial polysaccharides. Advance in
Carbohydrate Chemistry and Biochemistry , 36, 265-313.
SAUER, K., & CAMPER, A. K. (2001). Characterization of phenotypic changes in
Pseudomonas putida in response to surface-associated growth. Journal of Bacteriology ,
183, 6579–6589.
SCHWEISFURTH, R., & HEITZ, E. (1989). Mikrobiologische Materialzerstoerung
und Materialschutz. Frankfurt am Main .
SCHWEITZER, P. A. (2010). Fundamentals of corrosion : mechanisms, causes, and
preventative methods. CRC Press.
SCOTTO, V. (1993). Microbial and biochemical factors affecting the corrosion
behaviour of stainless steels in seawater. A working party report on marine corrosion of
stainless steels: chlorination and microbial effects , 10, 21-33.
SHEIR, L. L., JARMAN, R. A., & BURSTEIN, G. T. (1994). Corrosion:
Metal/Environment Reactions (3º ed., Vol. I).
SILVA, N., NETO, R. C., JUNQUEIRA, V. C., & SILVEIRA, N. F. (2005). Manual de
métodos de análise microbiológica da água. São Paulo: Varela Editora e Livraria Ltda.
SIMÕES, M., & VIEIRA, M. J. (2009). Persister cells in Pseudomonas fluorescens
biofilms treated with a biocide. In Proceedings of the international conference
processes in biofilms: Fundamentals to applications , 58–62.
SIMÕES, M., PEREIRA, M. O., & VIEIRA, M. J. (2005). Effect of mechanical stress
on biofilms challenged by different chemicals. Water Research , 39, 5142–5152.
SIMÕES, M., SIMÕES, L. C., & VIEIRA, M. J. (2010). A review of current and
emergent biofilm control strategies. LWT - Food Science and Technology , 43, 573-583.
SINGLETON, R. (1993). The sulphate-reducing bacteria: An overview. (J. ODOM, &
J. R. SINGLETON, Eds.) In: The sulfate-reducing bacteria: Contemporary
perspectives.
REFERÊNCIAS BIBLIOGRÁFICAS
98
STEIN, A. (1993). MIC treatment and prevention. (G. KOBRIN, Ed.) A Practical
Manual on Microbiologically Influenced Corrosion , 101-112.
SURETTE, M. G., MILLER, M. B., & BASSLER, B. L. (1999). Quorum sensing in
Escherichia coli, Salmonella typhimurium, and Vibrio harveyi: a new family of genes
responsible for autoinducer production. Proceedings of the National Academy of
Sciences USA , 96, 1639–1644.
SUTHERLAND, I. W. (2001). The biofilm matrix – an immobilized but dynamic
microbial environment. Trends in Microbiology , 9, 222–227.
SZKLARSKA-SMIALOWSKA, Z. (1986). Pitting corrosion of metals. (L. In: TERRY,
& R. ENDYVEAN, Eds.) Algal Biofouling , 211.
TANG, K., BASKARAN, V., & NEMATI, M. (2009). Bacteria of the sulphur cycle:
An overview of microbiology, biokinetics and their role in petroleum and mining
industries. Biochemical Engineering Journal , 44, 73–94.
TELANG, A. J., EBERT, S., FOGHT, J. M., WESTLAKE, D. W., & VOORDOUW,
G. (1998). Effects of two diamine biocides on the microbial community from an oil
field. Canadian Journal of Microbiology , 44, 1060-1065.
TORTORA, G. J., FUNKE, B. R., & CASE, C. L. (2000). Microbiologia (6º ed.). Porto
Alegre: ARTMED.
TROSTMANN, E., FROLUND, B., & OLESEN, B. H. (2001). Tap Water as a
Hydraulic- Pressure Medium. New York: Marcel Dekker, Inc.
TSUNEDA, S., AIKAWA, H., HAYASHI, H., YUASA, A., & HIRATA, A. (2003).
Extracellular polymeric substances responsible for bacterial adhesion onto solid surface.
FEMS Microbiology Letters , 223, 287–292.
VIANA, M. ( 2009). Avaliação de produtos naturais sobre biofilmes formados em
sistemas dinâmicos . Dissertação de Mestrado em Ciência e Engenharia do Petróleo,
Universidade Federal do Rio Grande do Norte, Natal.
VIDELA, H. A. (2003). Biocorrosão, biofouling e biodeterioração de materiais (1º
ed.). São Paulo: Edgard Blucher LTDA.
VIDELA, H. A. (1981). Corrosão microbiológica, Biotecnologia. 4 . São Paulo, Brasil:
Edgard Blücher Ltda.
VIDELA, H. A. (2002). Prevention and control of biocorrosion. International
Biodeterioration & Biodegradation , 49, 259-270.
VIDELA, H. A., & HERRERA, L. K. (2009). Understanding microbial inhibition of
corrosion. A comprehensive overview. International Biodeterioration &
Biodegradation , 63, 896-900.
REFERÊNCIAS BIBLIOGRÁFICAS
99
VIDELA, H. (1996). Manual of Biocorrosion. Lewis Publishers/CRC Press
Incorporated , 129–132.
VIDELA, H., VIEIRA, M., GUIAMET, P., deMELLE, M., & STAIBANO ALAIS, J.
(1995). Biocidal Activity of Dissolved Ozone on Sessile and Planktonic Bacteria:
Effects of Corrosion Behavior of Cooling Water Systems Structural Materials. (P. A. al.,
Ed.) NACE International.
VIEIRA, M. J. (1992). Ph.D. Thesis, University of Minho.
von WOLZOGEN KUHR, C., & van der VLUGT, L. (1934). Water. The Hague , 18,
147.
WARSCHEID, T. H., & BRAAMS, J. (2000). Biodeterioration of stone: a review.
International Biodeterioration & Biodegradation , 46, 343-368.
WINGENDER, J., NEU, T. R., & FLEMMING, H.-C. (1999). What are bacterial
extracellular polymeric substances? Microbial extracellular polymeric substances –
Characterization, structure and , function.
WOLYNEC, S. (2003). Técnicas Eletroquímicas em Corrosão. São Paulo: Edusp-
Editora da Universidade de São Paulo.
ZUO, R. (2007). Biofilms: strategies for metal corrosion inhibition employing. Appl
Microbiol Biotechnol , 76, 1245–1253.
ANEXOS
100
8. ANEXOS
8.1. FICHA TÉCNICA DA GOMA XANTANA
Tabela 18 - Ficha técnica da goma xantana.
PARÂMETROS UNIDADE RESULTADOS
Aparência Creme a branca Conforme
pH 6-8 7,5
Cinzas (%) Max. 13 9,2
Ácido Pirúvico Min 1,5 1,5
V1/V2 1,02-1,45 1,0
Metais Pesados (Pb) Max. 20ppm 2,3
Arsênio (As) Max. 3ppm 0,03
Salmonela/25g Negativo Negativo
E. Coli/25g Negativo Negativo
Viscosidade (sol. 1% KCl)cps 1200-1600 1544
Granulometria (passa malha 200) 75 microns
Contagem total de placas ufc/g 100
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