Departamento de Química

AVALIAÇÃO DA QUALIDADE DA ÁGUA NA RPPN BOA ESPERANÇA- TINGUÁ,

RJ

Aluno: Larissa de Souza Pinto Nogueira

Orientador: Angela de Luca Rebello Wagener

Co-Orientadora: Adriana Haddad Nudi

1.1 Introdução

O crescimento da população mundial estimula o aumento das atividades industria is,

comerciais e agropecuárias, e o desenvolvimento dessas atividades, de forma não sustentáve l,

contribui para a contaminação dos recursos hídricos superficiais e subterrâneos em decorrência

do lançamento de rejeitos contendo metais, matérias orgânicas, fertilizantes, pesticidas, óleos,

percolados tóxicos de lixões, entre outros. Consequentemente, além da escassez, a sociedade

mundial está se deparando com a queda da qualidade das águas em taxas muito acentuadas

(SARAIVA et. al, 2009).

De acordo com a Resolução nº 357 de 2005 do CONAMA (Conselho Nacional Meio

Ambiente) quanto às diretrizes ambientais acerca dos corpos d’água, uma série de

considerações presentes nesta resolução são de suma importância para assegurarem a qualidade

da água, mesmo que para diferentes destinações. A exemplo, do que está previsto pela

Legislação: “CONSIDERANDO que a água integra as preocupações do desenvolvimento

sustentável, baseado nos princípios da função ecológica da propriedade, da prevenção, da

precaução, do poluidor-pagador, do usuário-pagador e da integração, bem como no

reconhecimento de valor intrínseco à natureza”. Assim, os corpos d'água sofrem todos os

impactos das atividades antropogênicas ao longo da bacia, da qual recebem materia is,

sedimento e poluentes, refletindo os usos e ocupação do solo nas áreas vizinhas (TUNDISI &

SHASKRABA, 1999).

A avaliação da qualidade da água pode ser realizada caracterizando determinados

parâmetros como: oxigênio dissolvido, coliformes termotolerantes, pH, demanda bioquímica

de oxigênio (DBO), temperatura da água, turbidez, resíduo total, nitrogênio total e fósforo total

(ANA_Agência Nacional de Águas, 2009). Sendo esses dois últimos, nutrientes de extrema

importância para esta avaliação, uma vez que, muitos compostos químicos presentes nos corpos

d’água possuem estes elementos em suas composições. Em paralelo às análises químicas, é

possível determinar qualitativamente o estado de conservação de ecossistemas que contém

corpos d’água, utilizando-se, por exemplo, o Protocolo de Avaliação Rápida de Rios-PAR

(CALLISTO et al., 2002; Bizzo et al., 2014) que é uma destas ferramentas pois realizam uma

análise integrada dos ecossistemas loticos por meio de uma metodologia de fácil aplicação, que

através de uma inspeção visual da área captam as caracteristicas do habitat para a valoração do

grau de impacto medido em escores pré-estabelecidos, determinando a qualidade ambienta l,

auxiliando no monitoramento ambiental de cursos hídricos a partir de informações coletadas no

local, gerando assim um diagnóstico, de forma rápida, do meio em que se encontra o rio.

Mesmo com alguns parâmetros pré-determinados que são utilizados para avaliação da

qualidade da água, há uma série de outros estudos que devem ser realizados no âmbito de

caracterização de corpos d’água acerca da presença de metais pesados, hidrocarbonetos

policíclicos aromáticos (HPAs) e pesticidas, por exemplo.

Na avaliação ambiental, além da utilização de ferramentas químicas, o uso de

bioincadores como ferramentas biologicas têm sido frequentemente empregados, pois tendem

a ser bem sensiveis e reacionarem, seja de forma comportamental ou a nivel fisiológico, os

possíveis efeitos de compostos e substâncias contaminantes disponíveis no ambiente e que

podem afetar a saúde ambiental ecossistêmica. Entre estes bioindicadores estão as minhocas,

organismos fáceis de visualizar e coletar, e segundo Brown e Dominguez (2010), são sensive is

e reagem a mudanças induzidas por atividades antropicas e naturais ao solo e sua cobertura

vegetal. Portanto, elas podem dar noções do estado atual dos ecossistemas e de mudanças

induzidas aos mesmos, por forças internas e externas (bioticas e abioticas) através do tempo.

As minhocas estão entre os organismos edáficos mais importantes para vários processos

considerados criticos para a manutenção da fertilidade e qualidade dos solos de

agroecossistemas e ecossistemas naturais (LAVELLE et al. 2001). Dentre os organismos de

solo, elas compreendem de 40% a 90% da biomassa de macrofauna da maioria dos ecossistemas

tropicais (FRAGOSO et al. 1999).

Ecotoxicologia é a ciência que estuda efeitos das substâncias naturais ou sintéticas sobre

organismos vivos, populações e comunidades, animais ou vegetais, terrestres ou aquáticos, que

constituem a biosfera, incluindo assim a interação das substâncias com o meio nos quais os

organismos vivem num contexto integrado (PLAA, 1982).

Biomarcadores são definidos como qualquer resposta a um contaminante ambiental ao

nível individual, medidos no organismo ou matriz biológica, indicando um desvio do status

normal que não pode ser detectado no organismo intacto. Ou seja, são medidas de fluidos

corporais, células, tecidos ou medidas realizadas sobre o organismo completo, que indicam, em

termos bioquímicos, celulares, fisiológicos, compartimentais ou energéticos, a presença de

substâncias contaminantes ou a magnitude da resposta do organismo alvo (LIVINGSTONE,

1993).

A PUC-Rio recebeu como doação em 2011 uma área de conservação ambienta l

denominada como Campus-Tinguá, que é uma Reserva Particular do Patrimônio Natural

(RPPN-Tinguá) inserida no Município de Nova Iguaçu no estado do Rio de Janeiro e faz parte

da URG Tinguá (Unidade Regional de Governo), que é composta por outros cinco bairros

(Tinguá, Montevidéu, Adrianópolis, Rio d'Ouro e Jaceruba). Atualmente diversos estudos em

Ecologia, Conservação, Química Ambiental, Geoambientais, dentre outros, e principalmente

de Educação Ambiental são desenvolvidos na área.

A paisagem de Tinguá reflete seus ciclos econômicos e suas resultantes ambienta is

expressas na composição de suas florestas e das áreas que hoje constituem o sistema de espaços

livres de ocupação: pastagens, campos antrópicos, matas degradadas e margens de rios

ocupadas. As propriedades rurais predominam na região e o número de habitantes é bem

inferior comparado ao centro de N. Iguaçu, mas uma ocupação menos densa também acarreta

transformações. Uma importante Reserva Biológica está instalada no local e segundo dados do

Instituto Chico Mendes de Conservação da Biodiversidade (ICMBio), a ReBio preserva em seu

interior um grande número de nascentes que formam as principais bacias hidrográficas do

estado do Rio de Janeiro. A unidade é de vital importância para a conservação dos manancia is

responsáveis pelo abastecimento de parte do estado, em especial de quase 80% da Baixada

Fluminense, com benefício direto para a população que utiliza este recurso.

Os objetivos do presente estudo foram avaliar a qualidade ambiental de diferentes

trechos do corpo d’água do Rio Boa Esperança, que corta a Reserva Particular do Patrimônio

Natural (RPPN PUC-Rio), através de análises de compostos orgânicos e inorgânicos e aplicar

o Protocolo de Avaliação rápida de Rios (PAR), entendendo os possíveis impactos das

atividades agrícolas e antrópicas na região mediante o contexto socioambiental do local, além

de introduzir o uso de bioindicadores como ferramenta de avaliação ambiental na área.

1.2 Fundamentos Teóricos

1.2.1 Pesticidas

Pesticidas são comumente utilizados no Brasil e muitas vezes em quantidades

exacerbadas. Dentre os empregados na agricultura destacam-se os herbicidas, que

correspondem à maior parcela comercializada mundialmente (UETA et al., 2001). Os

herbicidas são agentes biológicos ou substâncias químicas que agem matando ou suprimindo o

desenvolvimento de espécies daninhas (ROMAN et al., 2007). O problema é que muitas destas

moléculas têm grande probabilidade de contaminar os recursos hídricos, graças a característ ica s

como alto potencial de deslocamento no perfil do solo (lixiviação), elevada persistência no solo,

baixa a moderada solubilidade em água. (ALMEIDA et al., 2006; SILVA et al., 2006). Os

pesticidas podem ser carregados para dentro de rios através do runoff, podem ser absorvidos

por plantas e animais presentes no solo e entrar na cadeia alimentar, podem ser volatilizados na

atmosfera, entre outros destinos (BRADY e WELL, 2003).

O ácido 2,4-diclorofenoxiacético (2,4-D) é amplamente utilizado como herbicida e

controlador de crescimento de espécies vegetativas em mais de 1500 produtos e em algumas

formulações de herbicidas no Brasil e no exterior (AMARANTE JR et al, 2002).

1.2.2 Esteróis

Os esterois são amplamente utilizados, desde a década de 1960, como marcadores

moleculares no estudo da origem e transformações da matéria organica no ambiente. A poluição

por esgotos domésticos no ambiente aquático é o principal tipo de poluição avaliada através do

mapeamento dos esterois, valendo-se das vantagens de boa especificidade e do elevado tempo

de meia-vida nos sedimentos anaerobicos, da ordem de décadas (TAKADA & EGANHOUSE,

1998). O coprostanol (5β-colestan-3β-ol), é o esterol de origem fecal, formado pela

hidrogenação do colesterol em organismos de sangue quente, mais utilizado como traçador da

contaminação por efluentes domésticos no ambiente (CORDEIRO, 2006). Além de

O lançamento de esgotos domésticos, com ou sem tratamento prévio, em ambientes

aquáticos afeta a qualidade da água do sistema receptor, provocando redução do oxigenio

dissolvido, aumento da turbidez, mudanças do pH, entre outros efeitos, e tem reflexos sobre a

manutenção das condições ideais para a sobrevivencia dos organismos e sobre a saude humana

(CARREIRA et al, 2001).

1.2.3 Hidrocarbonetos

A contaminação por hidrocarbonetos petrolíferos perfaz um dos enfoques mais

debatidos, visto o crescente conhecimento cientifico acerca dos prejuizos à saude humana e ao

meio ambiente decorrentes de compostos comumente utilizados na sociedade moderna, tais

como aqueles do grupo BTEX (benzeno, tolueno, etil-benzeno e xileno), os hidrocarbonetos

policíclicos aromáticos (HPAs), as bifenilas policloradas (PCB), metais, compostos organicos

voláteis (COV) dentre outros (ESTEVES, 2012).

Os HPAs são compostos organicos, formados por 2 ou mais anéis benzênicos,

amplamente distribuidos no meio ambiente e além de muito estáveis, altamente persistentes.

São considerados lipofilicos (possuem tendência em se acumularem nos compartimentos

gordurosos dos organismos) e potencialmente toxicos para a biota (AAS et al., 2001).

Segundo Tiburtius et al (2004) e Corseuil e Alvarez (1996), o maior problema da

contaminação por gasolina está relacionada aos BTEX que são os hidrocarbonetos voláteis

monoaromáticos. Os hidrocarbonetos aromáticos são geralmente mais toxicos que os

compostos alifáticos com o mesmo numero de carbonos e possuem maior mobilidade e

solubilidade em água, caracteristica que pode ser representada significativamente pelo menor

coeficiente de partição octanol-água. Um menor coeficiente de partição implica em uma lenta

absorção no solo e um transporte preferencial via água. Sua deposição no ambiente também

pode ser via material particulado atmosférico.

1.2.4 Espécie bioindicadora

As minhocas são importantes organismos do solo, que pertencem ao Domínio Eukarya,

Reino Animália, Filo Annelida, Classe Clitellata, Subclasse Oligochaeta (RUPPERT et al.,

2005; MADIGAN et al., 2010).

Segundo Brusca e Brusca (2007) e Ruppert e Barnes (1996), a subclasse Oligochae ta

contém cerca de 6800 espécies, e compreende o grupo terrestre das minhocas, embora existam

muitos em ambientes dulcícolas e poucos representantes marinhos. Os oligoquetas aproximam-

se dos poliquetas em tamanho. Acredita-se que os oligoquetas evoluíram diretamente dos

anelídeos marinhos ancestrais e escavadores. Os primeiros organismos deste grupo eram,

provavelmente, escavadores de sedimentos de água doce.

No Brasil são conhecidas 315 espécies (descritas), destas 269 são nativas (85%) e 46

são exoticas (15%), ou seja, espécies introduzidas e geralmente relacionadas a ambientes

antropizados (BROWN & JAMES, 2007).

Nos solos tropicais a identificação das espécies de minhocas é muito complexa e a alta

abundância da espécie invasora Pontoscolex corethrurus (Muller, 1857), nativa do Planalto

Guianense, pode indicar uma degradação severa do solo (CHAUVEL et al. 1999).

A P. corethrurus ou minhoca-mansa como é conhecida regionalmente, é uma espécie

peregrina da familia Glossoscolecidae, nativa da região neotropical. E predominante nos solos

brasileiros, ou seja, amplamente distribuida, geofaga e se destaca como indicadores de

perturbação (BROWN et al., 2006). Pode ser encontrada nos mais variados tipos de solos,

normalmente nas camadas superiores, até 30 centimetros de profundidade, habitando desde

solos arenosos a solos argilosos de terra vermelha ou preta bem como, em lugares muito umidos

tais como pantanos, e solos secos de topos de morros (Vannucci, 1953).

As minhocas da espécie Pontoscolex corethrurus apresentam uma proeminencia na

parte dorsal proxima a região caudal. O comprimento varia entre 7 a 10 cm, o diametro entre 3

a 4 mm e a biomassa de um adulto pode estar entre 0, 6 a 3,5 g (LAVELLE et al., 1987).

2. Área de estudo

O local de pesquisa é no entorno da RPPN da PUC Rio (22°35'27.37"S/43°24'20.67"O),

no bairro de Tinguá em Nova Iguaçu (Fig. 4.1.1 e Fig. 4.1.2) e se estende ao longo do rio Boa

Esperança.

Os rios que nascem na região da Reserva Biológica do Tinguá abrangem a bacia da Baía

de Guanabara, das lagoas metropolitanas, a Baía de Sepetiba, a bacia do Rio Paraíba do Sul e

zonas costeiras adjacentes.

Segundo dados contidos em uma cartilha confeccionada pelo IBAMA em 2005 sobre a

ReBio Tinguá, os mananciais denominados Serra Velha, Boa Esperança e Bacurubu, que

nascem na reserva contribuem até hoje para o abastecimento de água para boa parte da Baixada

Fluminense e o nucleo urbano do Tinguá cresce também em Duque de Caxias, na margem

esquerda dos Rios Boa Esperança e Tinguá, solicitando entendimentos entre as municipalidades

para uma gestão uniforme da área. O rio Boa Esperança é um afluente do rio Tinguá e possui

8,5 km de extensão, nascendo na Serra do Couto

Foram observados muitos sítios de lazer no local, os quais oferecem vários tipos de

atividades de recreação, principalmente parques aquáticos e por conta disso um dos pontos de

amostragem se situa bem próximo a um desses sítios. Segundo informações colhidas com

moradores da região, principalmente em finais de semana e no verão em época de férias, há

congestionamento e sobrecarga das vias urbanas, que são estreitas e não asfaltadas, devido ao

grande fluxo de excursionistas e de carros que trazem veranistas e a geração e acumulo de lixo

aumentam, além de sobrecargas do sistema de esgoto sanitário, quando existente, pois durante

as coletas, observaram-se em alguns locais, saídas de esgoto a céu aberto, diretamente no rio.

Segundo o IBAMA (2005), não há um controle sistemático dessas atividades e supõe-se que

estejam, em geral, longe de um padrão sustentável.

Figura 2.1: Mapa localizando o Município de Nova Iguaçu no Estado do Rio de Janeiro

Figura 2.2: Unidade Regional de Governo Tinguá em Nova Iguaçu-RJ (nº 68 no mapa)*.

*

3. Metodologia

3.1 Pontos de coleta e desenho amostral

Primeiramente foi realizada uma pesquisa de campo para a elaboração de um desenho

amostral, de modo a avaliar possíveis impactos oriundos das atividades locais (hoteleira e

agropecuária). Foram definidos cinco pontos de coleta ao longo do Rio Boa Esperança (Fig.

3.1.1) que passa por várias propriedades, sendo o primeiro ponto dentro da Reserva Biológica

de Tinguá (P1); o segundo foi sob uma ponte onde havia trânsito de pessoas, veículos e casa de

eventos- Sitio Seeamee (P2). O ponto três (P3) foi na fazenda do Senhor Mario, onde há uma

plantação de goiaba (área adjacente ao Campus da PUC); o ponto 4 é o localizado na própria

RPPN – PUC-Rio (P4) (Fig.3.1.2) e o cinco, localizado na área urbana de Tinguá (P5)

(Fig.3.1.3).

Figura 3.1.1: Pontos de coleta da área de estudo ao longo do rio Boa Esperança

e D) P4.

Figura 3.1.2: Pontos de coleta da área de estudo ao longo do rio Boa Esperança: A, P1; B, P2; C,

P3 e D, P4.

A B

C D

Figura 3.1.3: Ponto 5 na área urbana, evidenciando as moradias próximas às margens do rio,

saídas de esgoto diretamente no corpo d’ água e muito lixo no local.

Duas campanhas foram realizadas, a primeira em Julho de 2015 (C1) e a segunda em

Fevereiro de 2016 (C2) para comparação entre períodos seco e úmido. No local foram

realizadas as amostragens de água e sedimento, nas duas campanhas, além das informações

contidas no formulário PAR. Na primeira campanha, foram coletadas também algumas

amostras de peixes nos cinco pontos, mas como as espécies e n-amostral não foram suficientes

para obtenção das massas mínimas para as determinações químicas, na segunda campanha,

optou-se em utilizar minhocas como bioindicadores da condição ambiental local.

3.2. Aplicação do protocolo de Avaliação Rápida de Rios (PAR)

Objetivou-se uma abordagem qualitativa da área com a aplicação do questionário PAR,

aplicando 22 itens preconizados pelo protocolo em cada ponto do rio (Anexo 1). Os resultados

foram tabelados e quantificados, atribuindo notas e diagnosticando as áreas de acordo com as

notas geradas e descritas por Callisto et al. (2002).

3.3 Parâmetros físico-químicos

A coleta das amostras para determinação dos parâmetros físico-químicos: oxigênio

dissolvido (OD), pH, temperatura da água, turbidez, resíduo total, nitrogênio total e fósforo

total, seguiu o protocolo estabelecido pelo Laboratório de Caracterização de Águas

(LABAGUAS-PUC-Rio).

Para OD foram utilizados frascos de 300 mL com tampa esmerilhada e, ainda no local

de amostragem, após a coleta da água, adicionaram-se reagentes R1 e R2, (sulfato de manganês

e iodeto alcalino de potássio, respectivamente) na sequência para a fixação de oxigênio. O

conteúdo foi misturado por agitação, e após a sedimentação do precipitado formado (de cor

marron), acidificaram-se as amostras com ácido sulfúrico concentrado (R3), tornando-as mais

estáveis e posteriormente seguindo com a etapa de titulação com tiossulfato de sódio no

laboratório. Para os demais parâmetros, foram coletados dois frascos de material específico,

fornecido pelo LABAGUAS. Todas as amostras foram mantidas sob refrigeração até a chegada

à PUC.

3.4 Determinação de 2,4 D em amostras de água

Foram utilizadas garrafas de vidro âmbar de 1L previamente descontaminadas. Todas

as amostras foram mantidas sob refrigeração até a chegada à PUC.

A metodologia utilizada para a determinação de 2,4-D em água foi baseada na descrita

por Hamann (1987). As amostras de água foram extraídas em funis de separação de 2 L,

utilizando-se 100 ml de MeCl2, seguida de agitação dos funis por 10 minutos e repouso de 3

minutos, recolhendo a fase orgânica em um balão de vidro. Esse processo foi repetido por mais

duas vezes, porém, adicionando 50 mL de MeCl2, diferentemente da primeira vez (Figura

5.4.1). Antes da extração, as amostras foram acidificadas com ácido fosfórico até atingir pH 2.

O extrato final foi reduzido a 1 mL no sistema Turbo Vap II (Caliper Life Sciences), sob fluxo

de N2 e o solvente final foi trocado para metanol.

A quantificação foi realizada por cromatografia líquida de alta eficiência (HPLC),

utilizando uma fase móvel composta de metanol e água (75:25). Uma curva de calibração foi

confeccionada, composta por 8 concentrações, como segue: 3,13; 6,25; 12,50; 25,00; 50,00;

100,00; 250,00 e 500,00 ng mL-1. Uma correlação linear (R2 >0,90) foi obtida para as curvas.

Os parâmetros programados no instrumento foram 1.000 mL/minuto o fluxo da bomba, com

pressão média de 8.7 Mpa, modo isocrático, comprimento de onda de 280 nm e volume de

injeção de 20 μl. Apos a injeção de cada amostra, um branco de metanol puro era injetado no

aparelho para que não ocorresse nenhum resíduo de amostras anteriores, que pudessem

interferir no resultado.

3.5 Determinacao de hidrocarbonetos e esteróis em água

Foram coletadas 3 garrafas de 1 L (vidro âmbar, previamente descontaminadas) de água

do rio em cada ponto de amostragem. Todas as amostras foram mantidas sob refrigeração até a

chegada à PUC.

As amostras de água foram acondicionadas em geladeira até início do processo de

extração dos hidrocarbonetos, quando esta foi retirada com antecedência para que ficasse em

temperatura ambiente. Antes da extração foi adicionado 100 mL de MeCl2 à amostra, além dos

padrões subrogados de F1 e F2, para análise de hidrocarbonetos alifáticos e aromáticos. A

adição destes padrões tem como objetivo o acompanhamento do desempenho da metodologia

empregada, que é considerada adequada caso a recuperação situe-se na faixa entre 40 e 125%.

(SAUER &BOEHM, 1995).

A metodologia utilizada na determinação de hidrocarbonetos alifáticos e aromáticos

descrita acima é baseada no método EPA 8015C e EPA 8270C, respectivamente.

A quantificação da fração de hidrocarbonetos alifáticos foi obtida por cromatografia

gasosa com detector de ionização por chama (CG/DIC), segundo o método EPA-8015B. Os

alifáticos totais representam o somatório de compostos resolvidos e não- resolvidos pela

metodologia utilizada. Os alifáticos resolvidos incluem os n-alcanos individuais e outros picos

identificados no cromatograma.

Para a determinação de F3, as amostras passaram por um processo de derivatização

antes da injeção no (CG/EM), utilizando-se equipamentos da Thermo Finnigan® (cromatógra fo

modelo Trace e espectrômetro de massas modelo GCQ Plus).

A fração dos esteróis foi levada completamente à secura sob fluxo de nitrogênio.

Adicionou-se às amostras 200 µL de acetonitrila e 200 µL do reagente derivatizante BSTFA

(N,O-bis(trimetillsilil)trifluoroacetamida), os vials foram tampados e cobertos por teflon, em

seguida as amostras foram homogeneizadas e aquecidas por 30 minutos à 85 °C, aliviando a

pressão das tampas. As amostras foram secas novamente à 50 °C, sob o fluxo de Nz . Após esses

processos e despois do esfriamentos das amostras, adicionou-se 500 μL de MeCl2 e 25 μL do

padrão interno (colestano, C27H48 -5α-colestan) para a quantificação no cromatógrafo.

3.6 BTEX

Foram coletadas amostras de água em triplicata para cada ponto, totalizando 15

amostras. Foram utilizados vials especificos de 40 mL, previamente acidificados com HCl e a

temperatura foi mantida entre 2 a 6 °C, para minimizar o potencial de volatilização ou

biodegradação da amostra. As amostras foram analisadas por GCPID (Cromatografia Gasosa

com detector de fotoionização) da Thermo Finigan.

3.8 Coleta de minhocas e determinação de hidrocarbonetos e esteróis

3.8.1 Amostragem

As amostragens foram realizadas através de busca ativa com a cavação de buracos

aleatorios, porém bem próximo das áreas estabelecidas como pontos, nas margens dos rios.

Objetivou-se obter o maior numero de espécimes possiveis para identificação e realização das

análises químicas, acerca da contaminação por hidrocarbonetos e esteróis. Alguns dos

organismos encontrados foram fixados em álcool 70% para posterior identificação.

3.8.2 Identificação dos espécimes coletados

A identificação ocorreu a partir de artigos científicos como base, limitando-se às

espécies que possivelmente ocorressem em áreas similares ao presente estudo e apresentassem

características parecidas para uma comparação (Figura 5.8.2.1).

Mediante a esses fatores concluiu-se que os espécimes coletados são da espécie

Pontoscolex corethrurus cf.

Figura 3.8.2.1: A) espécime coletado, B) espécime coletado e C) imagem de retirada Pontoscolex corethrurus

do BOLD SYSTEMS

A B C

3.8.3 Extração de hidrocarbonetos e esteróis na biota

A extração dos hidrocarbonetos a partir das amostras de tecido foi realizada seguindo o

método EPA-3540C com modificações. As amostras foram acondicionadas em potes de vidros

descontaminados e congeladas a -80ºC e posteriormente, submetidas aos processos de extração,

clean-up e fracionamento, para a então análise dos compostos por cromatografia em fase gasosa

(GCMS), através da quantificação baseada na padronização interna.

4. Parâmetros estatísticos utilizados

Para análise estatística utilizou-se o programa estatístico BIOESTAT 5.0 (Ayres et al.

2007), aplicando o teste estatístico de Shapiro–Wilk para verificar normalidade dos dados e

Teste T para averiguar diferenças significativas e realizar a comparação entre os pontos

analisados em cada campanha (comparação entre as áreas P1, P2, P3, P4 e P5) e ainda, comparação

entre a sazonalidade das estações (campanhas C1 e C2).

5. Resultados e discussão

5.1 PAR

Com relação ao Protocolo de Avaliação Rápida de Rios (PAR) que foca a diversidade

dos pontos analisados, as áreas avaliadas apresentaram a seguinte classificação, de acordo com

os parâmetros observados e somados, a pontuação pré-determinada por Callisto et al. (2002),

segue a seguinte classificação: 0 a 40: “áreas consideradas impactadas”, de 41 a 60: “áreas

alteradas” e de 61 a 100: “áreas naturais”, diagnosticando cada área amostrada (Tabela 5.1.1).

Tabela 5.1.1: Diagnóstico para cada ponto de coleta de acordo com cada pontuação atribuída.

PONTOS DE COLETA

Coleta 1 Coleta 2

S O PONTUAÇÕES DIAGNÓSTICO PONTUAÇÕES DIAGNÓSTICO

1 (Controle) -

22.57889 -

43.39361 88 Área natural 87 Área natural 2 (Ponte depois do

hotel) -

22.58556 -

43.40139 44 Área alterada 59 Área alterada 3 Fazenda Sr. Mario

(Adjacente RPPN PUC-Rio)

-22.58778

-43.40306 61 Área natural 63 Área natural

4 (RPPN PUC) -

22.58833 -

43.40722 52 Área alterada 62 Área natural

5 (Cidade) -

22.59250 -

43.41417 28 Área

impactada 36 Área impactada

Dentre os resultados obtidos, percebem-se claramente várias diferenças entre os pontos

coletados mediante as características abordadas pelo PAR, principalmente entre o ponto 1,

utilizado como controle (dentro de uma mata densa) e o P5, localizado na parte mais urbana do

bairro. O P1, diagnosticado como área natural, está localizado dentro da Reserva Biológica do

Tinguá e pôde-se observar uma cobertura vegetal maior no leito, a água bem transparente, sem

odor e o único sem alterações antrópicas, de acordo com o preconizado no questionário PAR.

O ponto 5 apresenta moradias nas adjacências do rio, o despejo de lixo e esgoto doméstico (14

pontos de lançamento no trecho amostrado, além disto, a retirada parcial de vegetação aquática

influenciou bastante nos parâmetros avaliados, sendo assim o diagnóstico desta área foi tido

como “impactado”, desta forma, os pontos receberam as maiores e menores pontuações,

respectivamente.

Ressalva-se que embora o ponto 3 tenha sido classificado como natural, sua pontuação

foi limite ao estabelecido como área alterada, na primeira coleta. Visualmente a densidade de

vegetação no entorno deste ponto era menor que da área controle e o tipo também, pois não se

trata de uma área de floresta e sim uma propriedade agrícola e a largura do rio neste ponto

também era inferior ao P1 (3,50m e 1,80m, respectivamente).

Em todos os pontos amostrados as extensões de rápidos não foram tão expressivas na

C1, quanto na C2. Na C1, estes rápidos eram mais acentuados apenas no P1. Em comparação

ao P1 e com relação ao que se estabelece no protocolo, o P2 apresentou uma disponibilidade de

habitats insuficiente e isto implica diretamente na diversidade de espécies presentes no trecho,

e o P5 recebeu uma pontuação ainda menor, apresentando menos de 10% de habitats

diversificados. Não foi observado nenhum peixe no período em que a coleta de água e solo foi

realizada neste trecho, diferentemente dos outros pontos, nos quais observou-se alguns

espécimes de peixes e outros animais, porém a quantidade também variou, sendo o P1,

aparentemente mais abundante, porém uma amostragem mais detalhada e específica poderia

ser conduzida, com o intuito de corroborar essas observações rapidamente pontuadas. Na C1,

nos pontos 2, 4 e principalmente 5 havia um odor característico de esgoto tanto na água, quanto

no sedimento, porém, já na C2, esta característica não está tão evidenciada quanto antes, sendo

que apenas no P5 esse odor se mostrou presente. Ressalta-se que a segunda coleta foi realizada

após uma grande chuva, que além de ter aumentado a profundidade do rio, aumentou também

a frequência de rápidos do mesmo.

No P2, observou-se um bambuzal extenso na margem do rio, bananeiras e outras

espécies exóticas. O P1 apresentava uma grande diversidade em relação à vegetação ripária,

grande parte nativa, porém existiam algumas espécies exóticas, assim como no entorno do rio,

principalmente por se tratar de um trecho localizado dentro de uma mata de vegetação densa.

Nos outros trechos, observou-se alguns pontos de desflorestamento e uma clara redução da

vegetação ripária em relação ao P1, sendo que no P5, essas características estavam muito mais

acentuadas. Muitas espécies vegetais exóticas foram observadas nas margens dos diferentes

trechos avaliados e o impacto das atividades antrópicas era perceptível nos outros pontos.

5.2 Parâmetros físico-químicos

Os anexos 2 e 3 apresentam o resumo dos resultados dos parâmetros físicos e físico-

químicos obtidos nos cinco pontos estudados em ambas as campanhas. Os resultados foram

comparados ao Valor Máximo Permitido (VMP) de cada órgão balizador nacional, como a RDC

nº 274 de 2005, aplicável para águas minerais passíveis de serem engarrafadas da Resolução da

Agência da Vigilância Sanitária, Portaria nº 2914 de 2011 do Ministério da Saúde e a Resolução

nº 396 de 2008 do CONAMA. De um modo geral, os resultados destes parâmetros apresentam

a área com ausência de influências antropogênicas, com exceções. Alguns pontos (P2/C2,

P3/C2, P4/C1/C2 e P5/C2) mostraram valores acima dos limites estabelecidos pela portaria

2914 MS para a cor aparente e turbidez. Quanto aos parâmetros e ensaios físico-químicos, como

cátions (Na, K, Ca e Mg) pela cromatografia de íons, todas as amostras ficaram abaixo dos

limites preconizados pelos mesmos.

No intuito de qualificar o corpo d’água através dos parametros estabelecidos, criam-se

índices, que também podem ser empregados como importantes ferramentas na avaliação

ambiental., uma vez que, o Índice de Qualidade das Águas (IQA) reflete a interferência dos

esgotos domésticos e outros materiais orgânicos, nutrientes e sólidos na qualidade da água.

Segundo a ANA (2015), o IQA foi criado em 1970, nos Estados Unidos, pela National

Sanitation Foundation e a partir de 1975 começou a ser utilizado pela CETESB (Companhia

Ambiental do Estado de São Paulo). Nas décadas seguintes, outros Estados brasileiros adotaram

o IQA, que hoje é o principal índice de qualidade da água utilizado no país, com algumas

adaptações. Significa uma espécie de nota atribuída à qualidade da água, podendo variar entre

zero e cem (Tabela 5.2.1)

A criação se baseou numa pesquisa de opinião feita entre 142 especialistas, os quais

indicaram os parâmetros que deveriam ser medidos, bem como sua importância relativa. Dos

35 parâmetros indicados inicialmente, nove parâmetros (preconizados pela ANA), com seus

respectivos pesos (w), que foram fixados em função da sua importância para a conforma ção

global da qualidade da água (anexo 4). E foi aplicado aos resultados obtidos no presente estudo

para diagnosticar os trechos selecionados do rio Boa Esperança (Tabela 5.2.2), também

adaptado do IQA da ANA, utilizando apenas sete dos parâmetros preconizados (oxigênio

dissolvido, pH, temperatura, fosfato total, nitrato, turbidez e sólidos totais), pois o laboratório

não realiza análises de DBO e coliformes fecais. O IQA foi estabelecido apenas com os dados

da C1, pois na C2 os resultados para OD não foram bem estabelecidos.

Alguns resultados se correlacionaram qualitativamente com os resultados obtidos no

questionário PAR, pois de um modo geral, os valores obtidos para os pontos 1, 3, 2, 4 e 5

apresentaram com raras exceções, um gradiente crescente dos parâmetros avaliados, ou seja,

em relação ao P1, considerado “área natural”, segundo o PAR e escolhido como área controle

no estudo, apresentou a maior nota no IQA, porém este índice diagnostica apenas acerca da

qualidade da água, enquanto no PAR, a questão socioambiental também é preconizada,

demonstrando assim as diferenças no diagnóstico de alguns dos outros pontos, por exemplo, o

P5, considerado “área impactada”, de acordo com o PAR e foi a área mais problematizada em

relação ao uso e ocupação do solo (quanto a lançamento de esgoto de domestico, margens

ocupadas, lixo nas margens e no rio), dentre os pontos analisados, mas em relação apenas aos

parâmetros do IQA, a área é diagnosticada como excelente. Sendo assim, salienta-se a

importância de integrar as duas ferramentas, originando um diagnóstico mais completo.

Quanto aos resultados dos ânions fluoretos, cloretos, brometos, nitratos, fosfatos e

sulfatos, nenhuma amostra apresentou níveis próximos aos estabelecidos pelas normas.

Tabela 5.2.1: Indicadores de qualidade preconizados pelo IQA

Tabela 5.2.2: IQA C1 e diagnóstico de área

5.4 BTEX

A tabela 5.4.1 apresenta os resultados de BTEX (benzeno, tolueno, etilbenzeno e

xilenos) nas amostras de água, bem como os limites de detecção e de quantificação da

metodologia utilizada. Estes resultados indicam que a área não sofre impactos referentes a estes

compostos, ou seja, existe pouca influência de carreamento deste tipo de composto pela ação

de chuvas e/ou outros carreamentos para os corpos d´água. A sazonalidade não apresentou

diferenças entra as campanhas.

Tabela 5.4.1 Resultados de BTEX das amostras de água coletadas na RPPN-Tinguá em julho de 2015

e fevereiro de 2016. Valores expressos em ng mL-1.

Campanhas C1 e

C2 Benzeno Tolueno Etilbenzeno m/p xileno O-xileno

Limite Quantificação < 1,00 < 1,00 < 1,00 < 2,00 < 1,00

Limite Detecção < 0,49 < 0,17 < 0,08 < 0,19 < 0,08

P1 < 0.49 <LQ <LQ < 0.19 < 0.08

P2 < 0.49 <LQ <LQ < 0.19 <LQ

P3 < 0.49 <LQ <LQ < 0.19 <LQ

P4 < 0.49 <LQ <LQ < 0.19 <LQ

P5 < 0.49 <LQ <LQ < 0.19 <LQ

5.5 Herbicida 2,4-D em água

Os resultados obtidos na determinação de 2,4-D nas amostras de água em ambas as

campanhas estão apresentados na Tabela 5.5.1. As concentrações variaram em torno de 2,78 e

4,51 ng L-1, na C1 e 2,76 e 3,20 ng L-1 na C2. Embora tenha sido quantificado o herbicida 2,4-

D em todos os pontos avaliados, os resultados estão muito abaixo dos valores preconizados nas

agências balizadoras. Na C1, a maior concentração foi obtida no P3, local onde existe uma

grande plantação de goiabas, o que justifica o valor encontrado. Os cromatogramas gerados

para cada amostra estão apresentados no Anexo 5. Não foram obtidas diferenças significat ivas

entre as áreas e campanhas.

Tabela 5.5.1: Concentrações de 2,4-D em amostras de água nas campanhas C1 e C2.

Concentrações expressas em ng L-1.

Concentração de 2,4-D (ng L-1)

PONTOS C1 C2 Conama 357/2005 Portaria 2914/2011

P1 2,78 2,92

4,0 µg L-1 30,0 µg L-1

P2 3,66 2,76

P3 4,51 3,20

P4 3,73 3,08

P5 2,81 3,16

5.6 Hidrocarbonetos e esteróis em água e biota

Os resultados de HPAs nas amostras de água da C1 estão apresentados no Anexo 5a e

5b (C1) e de água e biota da C2, no Anexo 7b. Na campanha 1, foram determinados HPAs

apenas em amostras de água, pois embora tenham sido coletados amostras de peixes, as mesmas

não foram amostradas em quantidade suficiente para realização desta análise. A recuperação da

metodologia variou entre 50 e 60% e os valores para o somatório dos 16 HPA (EPA) variaram

entre 0,5 e 172 ng L-1. Na 2ª campanha, foram também coletadas amostras de minhocas das

áreas estudadas. Como já mencionado, a coleta ocorreu após forte chuva na região e os

resultados obtidos apresentaram valores superiores aos da 1ª campanha. As concentrações nas

amostras de água ficaram todas abaixo do que é estabelecido pelo CONAMA 357/05 para

alguns compostos (Tabela 5.6.1). As figuras 5.6.1 e 5.6.2 apresentam os histogramas da C2,

onde é possível observar um alto sinal de hidrocarbonetos nas amostras de minhocas. Os valores

variaram de 60 a 308 ng g-1, para os somatório dos 16 HPAs. Ressalva-se a presença de

compostos alquilados, que são característicos de fontes petrogênicas. É possível identificar

predominantemente as famílias dos fluorenos e dos fenantrenos nas figuras apresentadas. Pelas

escalas, nota-se uma acumulação na ordem de até 100 vezes as concentrações de fluorenos. Este

comportamento já foi observado em outros trabalhos com mexilhões (FRANCIONI et al, 2005,

YOSHIMINE et al, 2012, NOGUEIRA, 2014 e caranguejos NUDI et al, 2007 e 2010).

Tabela 5.6.1: Limite para alguns compostos em água estabelecidos pelo CONAMA 357/05

Figura 5.6.1. Resultados de HPAs em amostras de água na campanha C2. Concentrações

expressas em ng L-1.

Figura 5.6.2. Resultados de HPAs em amostras de biota na campanha C2.

Concentrações expressas em ng g-1.

0

2

4

6

8

10

N

2M

N

1M

N

C2

N

C3

N

C4

N

AC

EN

F

AC

E F

C1

F

C2

F

C3

F

DB

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C1

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T

C2

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C3

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T

Fe

C1

Fe

C2

Fe

C3

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C4

Fe A Fl

Pi

C1

Pi

C2

Pi

Ba

A

Cri

C1

Cri

C2

Cri

Bb

Fl

Bk

Fl

Be

Pi

Ba

Pi

Pe

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IPi

Da

hA

Bg

hiP

er

HP

A e

m á

gu

a (

ng

L-1

)P1 P2 P3 P4 P5

5.7 Esteróis

Os resultados da determinação de esteróis nas amostras de água de ambas as campanha s

estão apresentados na Tabela 5.7.1. Conforme esperado, por se tratar de uma área controle, o

ponto P1 não apresentou nenhum dos compostos analisados no presente estudo na primeira

campanha, no P2 observou-se uma tubulação diretamente conectada ao rio, advinda de um sitio

(figura 5.7.1), que funciona também como parque aquático, localizado bem próximo ao local

de amostragem e o ponto P5, foi o que apresentou os maiores valores (figuras 5.7.2 e 5.7.3). Na

segunda campanha, os valores detectados nas cinco áreas ficaram abaixo dos obtidos na C1 e

não variaram entre os pontos. Segundo Cordeiro em um estudo realizado em 2006 sobre esterois

como marcadores moleculares da contaminação fecal, a coprostanona é um dos marcadores

fecais mais importantes e nos resultados obtidos nesse trabalho quando o ambiente estava mais

anoxico havia maior producao de estanois e quando o ambiente estava mais oxigenado era mais

propicio a uma maior preservacao das estanonas, produzindo assim, menos coprostanol.

Verificou-se uma mesma tendência no presente estudo em relação a esses compostos na

primeira campanha em relação à C2, principalmente no P5, local onde foram contabilizados 14

saídas de esgoto no trecho de coleta, provenientes de casas construídas às margens do rio Boa

Esperança. Sendo assim, conclui-se que a quantidade de oxigênio disponivel no corpo d’água

era menor na C1 em comparação à C2, gerando mais estonas, que demonstram o perfil

encontrado em relação às concentrações dos compostos, uma vez que a produção de coprostanol

foi maior na primeira coleta.

Quanto ao sinal de esteróis na matriz biológica escolhida, este foi baixo e salienta-se a

possibilidade de um estudo mais aprofundado no local, sendo proposta uma coleta de minhocas

e repetição do teste, porém também associando a determinação dos marcadores de esgoto em

sedimento.

Tabela 5.7.1: Concentração de esteróis em cada ponto

Legenda: (%) de recuperação da metodologia através do Androstanol

Compostos P1 P2 P3 P4 P5

C1 C2 C1 C2 C1 C2 C1 C2 C1 C2

Coprostanol 1,4 <LD 648,4 <LD 472,6 148,6 373,2 384,2 1027,4 265,3

Epicoprostanol 1,4 104,4 648,4 107,8 472,6 107,4 373,2 <LD 1027,4 125,7

Etilcoprostanol <LD 98,1 625,7 11,8 416,5 103,1 339,2 158,3 872,5 140,2

Colestanona <LD 124,0 118,2 134,0 98,8 117,9 104,4 124,3 309,7 154,6

Coprostanona <LD <LD 112,4 117,4 95,6 117,7 99,6 118,3 301,0 118,1

Androstanol (%) 46,0 107,0 103,8 79,5 76,4 59,3 80,2 90,8 85,2 112,0

Figura 5.7.1 Tubulação diretamente conectada ao rio no P2.

Figura 5.7.2: Gráfico expondo a concentração de esteróis em cada ponto na Campanha 1

0

200

400

600

800

1000

1200

P1 P2 P3 P4 P5Co

nce

ntr

ação

em

ng

L-1

C1

Coprostanol Epicoprostanol Etilcoprostanol Colestanona Coprostanona

Figura 5.7.3: Gráfico expondo a concentração de esteróis em cada ponto na Campanha 2

6. Conclusões

Para os resultados do protocolo PAR, os quais classificaram qualitativamente os locais

de estudo, principalmente quanto ao uso e ocupação do solo nas áreas próximas ao rio Boa

Esperança, o resultado corrobora com o que foi observado nos pontos de amostragem

escolhidos, ainda mais no que tange aos extremos, como o P1, se tratando de uma área controle

e obtendo a maior pontuação e o P5 quanto a degradação do solo, despejo de esgoto doméstico,

lixo, ocupações das margens e portanto, obtendo a pontuação mais baixa e evidenciando o

impacto na área. Este protocolo se mostrou uma ferramenta bem útil sendo aplicada de forma

fácil, rápida e de baixo custo para avaliações iniciais e contínuas em monitoramentos

ambientais.

De uma maneira geral, os resultados obtidos acerca dos parâmetros químicos e

biológicos para a avaliação ambiental da área, mostraram que apesar das diferenças obtidas

entre as concentrações nas duas campanhas, o rio Boa Esperança não está sendo afetado a ponto

de sinalizar um estresse ambiental. Salientam-se, porém, alguns parâmetros que demonstram

uma potencialidade futura de um prejuízo da saúde ambiental na região, uma vez que, os efeitos

da antropização e sua influência através do uso e ocupação do solo no entorno do rio são fatores

que representam riscos ambientais.

A questão da sazonalidade é um fator importante em relação ao que foi observado nos

resultados nas duas campanhas, já que no período chuvoso, principalmente na segunda

0

50

100

150

200

250

300

350

400

450

P1 P2 P3 P4 P5

Co

nce

ntr

ação

em

ng

L-1C2

Coprostanol Epicoprostanol Etilcoprostanol Colestanona Coprostanona

campanha, realizada no verão, quando temporais fortes, porém passageiros, são comuns. A

segunda coleta foi realizada justamente após um episódio de uma forte chuva na região e o rio

apresentou um fluxo continuo de suas águas, em relação a C1, concluindo que muitos dos

compostos analisados estavam mais diluídos e a matéria organica mais homogeneizada por toda

a extensão do corpo d’água, propiciando valores mais uniformes, a exemplo dos esteróis. Mas

em relação aos hidrocarbonetos, os quais apresentaram sinais maiores na C2, hipotetiza-se a

um possível resuspensão desse tipo de composto por conta da chuva e a coleta de água é uma

“fotografia instantanea” da área de estudo. Mediante esse aspecto, reforça-se a importância do

uso de bioindicadores para uma avaliação ambiental mais refinada, já que o resultado sinalizado

através das análises químicas nos indivíduos de Pontoscolex corethrurus cf. para

hidrocarbonetos corroboram com que foi observado anteriormente. Ressaltando a utilização

desse bioindicador em estudos futuros, principalmente pela facilidade de coleta e visualização.

Em relação a um dos objetivos propostos no presente estudo, quanto a classificar o corpo

d´água segundo as agências reguladoras (CONAMA 357/05, Portaria 2914/11, entre outros

utilizados) os valores obtidos através das ferramentas químicas utilizadas para quantificar os

níveis de possíveis contaminantes na área, se apresentaram abaixo dos limites preconizados

pelos órgãos legisladores, ou seja, a avaliação ambiental nas áreas amostradas foi satisfatór ia,

embora ocorram fatores que contribuem para a degradação dos serviços ecossistêmicos da

região, principalmente em relação à qualidade de água. Salienta se o importante papel do rio

Boa Esperança para a região em termos de abastecimento de água e como componente

integrante de outras bacias de grande importância, como bacia do rio Paraíba do Sul devido a

sua importância em um contexto ecológico, econômico e de Saúde Pública.

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Anexo 1. Questionário do protocolo PAR utilizado nas duas campanhas.

Protocolo de Avaliação Rápida da Diversidade de Habitats em trechos de baciais hidrográficas. Fonte: Callisto et al.(2002)

Parâmetros 4 pontos 2 pontos 0 ponto

1.Tipo de ocupação das

margens do corpo d'água

(principal atividade) Vegetação Natural

Campo de patagem/

agricultura/monocultura/

Reflorestamento Residencial/Comercial/ Industrial

2. Erosão próxima e/ou nas

margens do rio e assoreamento em seu leito Ausente Moderada Acentuada

3. Alterações Antrópicas Ausente

Alterações de origem doméstica

(esgoto, lixo)

Alterações de origem

industrial/urbana (fábricas, siderurgias, canalização do curso

do rio

4. Cobertura vegetal no leito Parcial Total Ausente

5. Odor da água Nenhum Esgoto (ovo podre) Óleo/industrial

6. Oleosidade da água Ausente Moderada Abundante

7. Transparência da Água Transparente Turva/cor de chá-forte Opaca ou colorida

8. Odor do sedimento Nenhum Esgoto (ovo podre) Óleo/industrial

9. Oleosidade do fundo Ausente Moderada Abundante

10. Tipo de Fundo Pedras/cascalho Lama/Areia Cimento/canalizado

Parâmetros 5 pontos 3 pontos 2 ponto 0 ponto

11. Tipos de fundo

Mais de 50% com

habitats diversificados;

pedaçoes de troncos submersos; cascalho ou

outros habitats estáveis

30 a 50% de habitats diversificados;

habitats adequados para a manutenção das populações de

organismos aquáticos

10 a 30% diversificados;

disponibildade de habitats insufuciente; substratos

frequentemente modificados

Menos de 10% de habitats

diversificados; ausência de habitats óbvia; sustrato rochoso instável para

fixação dos organismos

Protocolo de Avaliação Rápida da Diversidade de Habitats em trechos de baciais hidrográficas. Fonte: Callisto et al.(2002)

12. Extensão de rápidos

Rápidos e corredeiras

bem desenvolvidas;

rápidos tão largos quanto

o rio e com o

comprimento igual ao dobro da largura do rio

Rápidos com a largura igual à do rio,

mas com comprimento menor que o dobro da largura do rio

Trechos rápidos podem estar

ausentes; rápidos não tão largos

quanto o rio e seu comprimento

menor que o dobro da largura do rio Rápidos ou corredeiras inexistentes

13. Frequência de rápidos

Rápidos relativamente

frequentes; distância entre

rápidos dividida pela

largura do rio entre 5 e 7

Rápidos não frequentes; distância

entre rápidos dividida pela largura do

rio entre 7 e 15

Rápidos ou corredeiras ocasionais; hábitats formados pelos contornos

do fundo; distância entre rápidos

dividida pela largura do rio entre

15 e 25

Geralmente com lâmina d'água "lisa" ou

com rápidos rasos; pobreza de hábitats;

distância entre rápidos dividida pela

largura do rio maior que 25

14. Tipos de substratro

seixos abundantes (prevalecendo em

nascentes) seixos abundantes; cascalho comum

fundo formado predominantemente por cascalho;

alguns seixos presentes fundos pedregoso; seixos ou lamoso

15. Deposição de lama

entre 0 e 25% do fundo

coberto por lama

entre 25 e 50% do fundo coberto por

lama entre 50 e 75% coberto por lama mais de 75% coberto por lama

16. Depósitos sedimentares

Menos de 5% do fundo

com deposição de lama;

ausência de deposição

nos remansos

Alguma evidência de modificação no

fundo, principalmente como aumento

de cascalho, areia ou lama; 5 a 30 %

do fundo afetado; suave deposição de

remansos

deposição moderada de cascalho

novo, areia ou lama nas margens;

entre 30 e 50% do fundo afetado;

deposição moderada de remansos

grandes depósitos de lama, maior

desenvolvimnto nas margens; mais de

50% do fundo modifcado; remansos

ausentes devido à deposição de

sedimentos

17. Alterações nos canais do

rio

Canalização (retificação)

ou dragagem auente ou

mínima; rio com padrão

normal

alguma canalização presente,

normalmente próximo à construção de

pontes; evidencia de modificações há

mais de 20 anos

alguma modificação presente nas

duas margens; 40 a 80% do rio

modificado

margens modificadas; acima de 80% do

rio modificado

Protocolo de Avaliação Rápida da Diversidade de Habitats em trechos de baciais hidrográficas. Fonte: Callisto et al.(2002)

18. Características do fluxo

das águas

Fluxo relativamente igual em toda a largura do rio;

mínima quantidade de

substrato exposta

lâmina d'água acima de 75% do canal

do rio; ou menos de 25% do substrato

exposto

lâmina d'água entre 25 e 75% do

canal do rio, e /ou maior parte do

substrato nos "rápidos" exposto

lâmina d'água escassa e presente apenas

nos remansos

19. Presença de mata ciliar

Acima de 90% com

vegetação ripária nativa,

incluindo árvores, arbustos

ou macrófitas; mínima evidência de

desflrestamento; todas as

plantas atingindo altura

normal

entre 70 e 90% com vegetação ripária nativa; desflorestamento evidente mas

não afetando o desenvolvimento da

vegetação; maioria das plantas atingindo

a altura "normal"

entre 50 e 70% com vegetação

ripária nativa; desflorestamento óbvio; trechos com solo exposto ou

vegetação eliminada; menos da

metade das plantas atingindo a

altura "normal"

menos de 50 % da mata ciliar nativa;

desflorestamento muito acentuado

20. Estabilidade das margens

margens estáveis;

evidência de erosão

mínima ou ausente;

pequeno potencial para problemas futuros. Menos

de 5% da margem afetada

moderadamente estáveis; pequenas áreas de erosão frequentes. Entre 5 e

30% da margem com erosão

moderadamente instável; entre 30 e 60% da margem com erosão. Risco

elevado de erosão durante enchentes

Instável; muitas áreas com erosão;

ferquentes áreas descobertas nas curvas do rio; erosão óbvia enre 60 e 100% da

margem

21. Extensão de mata ciliar

Largura da vegetação

ripária entre

MODIFICADO NO RELATÓRIO

Largura da vegetação ripária entre MODIFICADO NO RELATÓRIO

Largura da vegetação ripária entre MODIFICADO NO RELATÓRIO

Largura da vegetação ripária entre MODIFICADO NO RELATÓRIO

22. Presença de plantas

aquáticas

pequenas macrófitas

aquáticas e ou musgos

distriuídos pelo leito

macrófitas aquáticas ou algas

filamentosas ou musgos distribuídos no

rio, substrato com perifiton

algas filamentosas ou macrófitas em

poucas pedras ou alguns remansos,

perifiton abundante e biofilme

ausência de vegetação aquática no leito

do rio ou grandes bancos macrófitas (p.

ex. aguapé)

Anexo 2. Resultados dos parâmetros físicos e físico-químicos das amostras de água coletadas na RPPN-Tinguá em JUL de 2015 e FEV de 2016

Anexo 3. Resultados de ânions por cromatografia de íons das amostras de água coletadas na RPPN-Tinguá em JUL de 2015 e FEVde 2016

Anexo 4: Parâmetros preconizados para o IQA e seus respectivos pesos (w)

Anexo 5a- Resultados de HPAs em água, campanha C1.

Compostos Água (ng L-1) Br P1 P2 P3 P4 P5

N <LD <LD <LD <LD <LD 5,2 2MN <LD <LD <LD <LD <LD <LD 1MN <LD <LD <LD <LD <LD <LD C2N <LD <LD <LD <LD <LD <LD C3N <LD <LD <LD N/F <LD <LD C4N <LD <LD <LD N/F <LD <LD

ACENF 0,4 0,5 0,5 <LD 0,2 71,4 ACE 0,1 <LD <LD 0,4 <LD 57,6

F <LD <LD <LD <LD <LD 35,5 C1F <LD <LD <LD <LD <LD <LD C2F <LD <LD <LD <LD <LD <LD C3F <LD <LD <LD <LD <LD <LD

DBT <LD <LD <LD <LD <LD <LD C1DBT <LD <LD <LD <LD <LD <LD C2DBT <LD <LD <LD <LD <LD <LD C3DBT <LD <LD <LD <LD <LD <LD

Fe <LD <LD <LD <LD <LD <LD C1Fe <LD <LD <LD <LD <LD <LD C2Fe <LD <LD <LD <LD <LD <LD C3Fe <LD <LD <LD <LD <LD <LD C4Fe <LD <LD <LD <LD <LD <LD

A <LD 0,7 1,9 0,7 <LD 0,6 Fl <LD 0,2 28,0 <LD <LD 0,4 Pi <LD <LD 90,0 <LD <LD <LD

C1Pi <LD <LD <LD <LD <LD <LD C2Pi <LD <LD <LD <LD <LD <LD BaA <LD <LD <LD <LD <LD <LD Cri <LD <LD <LD <LD <LD <LD

C1Cri <LD <LD <LD <LD <LD <LD C2Cri <LD <LD <LD <LD <LD <LD BbFl <LD <LD <LD <LD <LD <LD BkFl <LD <LD <LD <LD <LD <LD BePi <LD <LD 3,3 <LD <LD <LD BaPi <LD 0,4 3,1 0,4 0,5 1,5 Per <LD <LD 0,7 0,3 3,1 <LD IPi <LD <LD <LD <LD <LD <LD

DahA <LD <LD <LD <LD <LD <LD BghiPer <LD <LD 4,2 <LD <LD <LD 16 HPA 0,5 1,8 127,8 1,5 0,7 172,3 SHPA 0,5 1,8 131,8 1,7 3,8 172,3

Rec(%) 52,7 53,4 58,2 50,4 55,5 60,6

Anexo 5b- Resultados de HPAs em água e biota, campanha C2.

Compostos

Água (ng L-1) Biota (ng g-1)

Branco_f2 P1 P2 P3 P4 P5 P2 P3 P4 P5

N <LD 2,12 2,14 0,86 <LD 2,62 3,23 4,07 <LD <LD

2MN <LD 1,49 1,52 1,21 1,19 1,58 4,31 4,12 3,31 4,07

1MN <LD 1,28 1,30 1,11 1,11 1,37 3,68 3,33 2,99 3,91

C2N <LD 1,69 1,93 1,48 1,33 1,65 5,19 7,16 4,38 7,14

C3N <LD 1,59 1,54 1,86 1,43 1,55 5,15 5,87 4,45 7,40

C4N <LD 1,02 1,16 1,32 0,98 1,03 4,20 11,81 4,34 6,41

ACENF <LD <LD <LD <LD <LD <LD <LD <LD <LD <LD

ACE <LD <LD <LD <LD <LD <LD <LD <LD <LD <LD

F <LD 0,80 0,99 0,71 0,94 0,97 13,70 15,79 6,21 58,04

C1F <LD 1,99 2,34 1,81 1,92 2,68 196,15 310,18 100,03 124,21

C2F <LD 0,80 0,95 1,37 1,06 0,79 766,03 795,14 259,71 291,71

C3F <LD 1,53 2,51 1,41 1,47 0,87 699,73 748,65 244,42 278,55

DBT <LD <LD <LD <LD <LD <LD 10,00 9,50 5,20 11,20

C1DBT <LD <LD <LD <LD <LD 0,87 47,58 45,86 9,95 18,78

C2DBT <LD <LD <LD <LD <LD 0,73 18,19 20,09 4,94 6,96

C3DBT <LD <LD <LD <LD <LD <LD 22,17 17,96 5,08 6,65

Fe <LD <LD <LD <LD 0,73 0,74 2,46 2,79 <LD 12,94

C1Fe <LD <LD <LD <LD 0,80 0,80 88,67 48,82 12,82 32,99

C2Fe <LD 0,88 1,62 1,36 0,97 2,31 43,99 37,77 16,27 42,13

C3Fe <LD 1,05 3,17 1,66 1,39 2,75 595,78 345,96 79,57 151,33

C4Fe <LD 1,34 2,03 <LD 1,26 1,84 165,30 102,99 20,20 29,99

A <LD 1,64 1,62 1,34 1,95 2,08 <LD 2,16 <LD <LD

Fl <LD 0,80 0,99 0,71 0,94 0,97 13,70 15,79 6,21 58,04

Pi <LD <LD <LD <LD <LD <LD 5,20 2,53 <LD 30,25

C1Pi <LD <LD <LD <LD <LD <LD 13,85 13,36 <LD 20,28

C2Pi <LD <LD <LD <LD <LD <LD 8,91 7,28 <LD 12,95

BaA <LD <LD <LD <LD <LD <LD 2,28 3,00 2,47 33,00

Cri <LD <LD <LD <LD <LD <LD <LD 3,21 <LD 21,88

C1Cri <LD <LD 1,14 <LD <LD <LD <LD 6,15 <LD 17,08

C2Cri <LD <LD <LD <LD <LD <LD <LD <LD <LD 5,16

BbFl <LD <LD 3,16 3,22 3,28 3,00 31,00 33,76 31,99 14,09

BkFl <LD <LD <LD <LD <LD 5,00 <LD 2,13 2,41 20,11

BePi <LD <LD <LD <LD <LD <LD <LD <LD <LD 20,85

BaPi <LD 1,65 2,05 1,48 4,86 4,29 <LD 6,94 11,03 22,55

Per <LD 1,36 1,74 1,19 4,52 3,99 <LD 7,32 9,89 5,23

IPi <LD <LD <LD <LD <LD <LD 3,26 3,61 <LD 21,44

DahA <LD <LD <LD <LD <LD <LD <LD <LD <LD 2,46

BghiPer <LD <LD <LD <LD <LD <LD <LD 100,82 <LD 14,04

16 HPA 7,01 10,96 8,33 12,71 19,67 74,83 196,58 60,32 308,83

SHPA 23,02 33,91 24,10 32,14 44,49 2773,72 2745,86 847,86 1413,81

Rec(%) 109,4 59,3 45,4 88,6 72,8 68,0 83,3 94,0 95,5 89,9