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UNIVERSIDADE FEDERAL DO CEARÁ

CENTRO DE TECNOLOGIA

DEPARTAMENTO DE ENGENHARIA QUÍMICA

PROGRAMA DE PÓS-GRADUAÇÃO EM ENGENHARIA QUÍMICA

JANAINA MARIA MARTINS VIEIRA

MACERAÇÃO ENZIMÁTICA DA CASCA RESIDUAL DO DESPOLPAMENTO

DOS FRUTOS DA CAJAZEIRA

FORTALEZA

2013




Tese apresentada ao Programa de Pós-Graduação em Engenharia Química da Universidade Federal do Ceará, como requisito parcial à obtenção do título de Doutor em Engenharia Química. Área de concentração: Processos Químicos e Bioquímicos. Orientador: Dr. Gustavo Adolfo Saavedra Pinto.

FORTALEZA

2013




Tese apresentada ao Programa de Pós-Graduação em Engenharia Química da Universidade Federal do Ceará, como requisito parcial à obtenção do título de Doutor em Engenharia Química. Área de concentração: Processos Químicos e Bioquímicos.

A Deus.

Aos meus pais, Itamar e Margaret.

AGRADECIMENTOS

A Deus, por me permitir estar aqui.

À Universidade Federal do Ceará pela oportunidade de realizar a graduação em

Engenharia de Alimentos, o Mestrado em Engenharia Química e agora o Doutorado também

em Engenharia Química.

Ao Dr. Gustavo Saavedra, pela orientação durante a pesquisa e também pelo

exemplo de profissional, ajudando sempre no experimento e também orientando para o futuro

profissional.

À Embrapa Agroindústria Tropical, pela oportunidade de realização da parte

experimental deste trabalho nas dependências do Laboratório de Bioprocessos e do

Laboratório de Processos Agroindustriais.

À Drª. Kally Alves, pelos ensinamentos, paciência e colaboração dada,

principalmente no tratamento estatístico.

À pesquisadora da Embrapa Ana Paula Dionísio, pela grande ajuda nas análises

de carotenoides.

Ao Prof. Dr. José Maria pela colaboração na fase final do trabalho.

À Prof. Drª. Rossana Figueirêdo, pela participação na banca e considerações feitas

na finalização da tese.

À Prof. Drª. Lucicléia Barros, pela disponibilidade e pela colaboração.

À Natália Moura pela ajuda constante na organização dos meus trabalhos, como

também pela amizade e pelos momentos maravilhosos de companheirismo.

Ao pesquisador da Embrapa, Lindbergue Araújo Crisóstomo, que a cada safra de

cajá de seu sítio, cedia parte de sua safra para a obtenção de polpa e película comestível para

serem utilizadas em diferentes trabalhos de Pós-Graduação do Laboratório de Bioprocessos.

À Novozymes, pela disponibilização das preparações enzimáticas.

À Universidade Federal de Campina Grande pela flexibilização dos horários e

pelo entendimento para que eu conseguisse seguir o doutorado.

À Funcap, pelo apoio financeiro com a manutenção da bolsa de auxílio durante 2

anos do doutorado.

À Ídila Maria pela ajuda nas análises físico-químicas, além dos momentos dentro

e fora da Embrapa Agroindústria Tropical.

Aos professores do Programa de Pós-graduação do Departamento de Engenharia

Química pela convivência, paciência e ricos ensinamentos.

A todos do Laboratório de Bioprocessos da Embrapa Agroindústria Tropical que

estiveram ao meu lado nas etapas mais importantes deste trabalho. Agradeço em especial a

Adriana Crispim, Carina Lemos, Andréa Cardoso, Cyntia Ladyane, Renata Débora, Cívita

Sousa, Suzanne CQ, Natália Lima, Helder Levi, Ruann Janser, Genilton Faheina, Caroline

Gondim, Rakel Hina, Mariza Vieira e Ana Paula Colares. A vida e o trabalho ao lado de

vocês é bem mais leve e divertida.

À Virna Luiza, pela amizade sincera, pela ajuda sempre constante, pelas dúvidas

tiradas via email, facebook, telefone ou mensagens e por compartilhar dos vários momentos,

sejam eles alegres ou tristes.

Aos meus pais, Itamar e Margaret, por sempre pensarem em mim antes de pensar

em si mesmos. Por terem renunciado de muitas coisas e momentos para que eu realizasse esta

etapa tão importante para mim e para minha vida. Muito obrigada por simplesmente tudo que

fizeram e fazem por mim.

À minha irmã Marieta, pelos conselhos, pelas brigas, discussões, crises

existenciais, tudo foi importante para as minhas decisões e para que continuasse a minha

caminhada.

À minha irmã Luciana, e minhas queridas sobrinhas Ana Letícia e Lavínia pelos

finais de semana de descontração e alegria que me fortaleciam.

À tia Marta, por simplesmente existir e sempre estar disponível a ajudar sem

medir esforços.

À minha irmã Neide e sua família, obrigada por sempre me ajudar e me escutar

quando eu precisei.

Ao Gerson, pela tranquilidade passada, pela paciência prestada, por sempre ter a

solução dos meus problemas e me ajudar de toda forma possível para que eu não sentisse

tanto a distância entre o meu trabalho e o Doutorado, além de entender o meu cansaço e a

minha indisposição principalmente. Enfim, obrigada por tudo que tem feito.

Aos amigos Carlos Eliardo, Marina Rebouças, Ilane Ximenes, Juliana Aderaldo,

Guilherme Sobral, Jéfferson Malveira, Francisca Maria, Milena Maria, Patrícia Barreto, Karine

Macedo e Joaquim Sotero, pela amizade, por aguentar meus desabafos, pelas palavras de apoio.

Tudo isso se transformou em força e me fez chegar até aqui.

Aos amigos de trabalho Julice Dutra e Rennan Gusmão, pela ajuda mútua,

convívio, apoio e momentos alegres durante o trabalho.

Aos que participaram de alguma forma e me ajudaram em mais esta etapa,

obrigada.

"O que vale na vida não é o ponto de partida,

e sim a caminhada. Caminhando e semeando,

no fim terás o que colher."

Cora Coralina

RESUMO O Brasil é um dos países que mais produz resíduos agroindustriais, como os resíduos de frutas

pelas indústrias de polpas, o que tem contribuído para o aumento da produção do lixo

orgânico provocando graves problemas ambientais. O Nordeste se destaca devido à enorme

diversidade de frutos considerados exóticos, sendo o cajá (Spondias mombin L.) um forte

exemplo. Este fruto contém substâncias antioxidantes, presença de compostos fenólicos, tais

como flavonoides, ácidos fenólicos, antocianinas, carotenoides, além das vitaminas A e C.

Desta forma, este estudo propôs caracterizar e quantificar a película comestível de cajá a fim

de direcionar o processo de extração de carotenoides por maceração enzimática e assim

determinar a melhor condição, através de um planejamento experimental, além de avaliar a

influência de fatores físicos e físico-químicos na maceração enzimática de película comestível

de cajá, e por fim realizar a maceração enzimática de película de cajá em reator de bancada e

obter um produto em pó através de secagem por atomização. A película de cajá apresentou-se

como uma boa fonte de carotenoides, onde a melhor condição para recuperação de

carotenoides foi ao utilizar 300 µL do complexo enzimático Pectinex XXL durante o período

de 3 horas de incubação, conseguindo o teor de 120,94 µg/g. Dentre os fatores físicos e físico-

químicos, a utilização de preparações enzimáticas de caráter celulolíticos junto às preparações

pectinolíticas, para a recuperação de carotenoides de película comestível de cajá, não se

mostrou eficiente e o ajuste do pH próximo à neutralidade (pH 6,0), antes de iniciar a

maceração mostrou-se eficiente para uma maior recuperação de carotenoides, isto a nível

laboratorial. A quantidade de água adicionada no processo não altera a recuperação de

carotenoides, podendo ser utilizada nas proporções película: água de 1: 2, 1: 3 ou 1: 4. O

emprego do ultrassom associado à maceração enzimática funcionou em escala laboratorial. A

utilização de reator de bancada foi tecnicamente viável especialmente pela melhora das

condições de homogeneização da mistura reacional, o que por sua vez levou à obtenção de

maior teor de carotenoides recuperados na fase aquosa, não sendo necessário ajuste do pH do

meio reacional. A secagem por atomização foi possível sendo necessária uma adequação dos

fatores que influenciam a secagem para que se encontre a melhor condição.

Palavras-chave: Polpa de frutas. Cajá. Carotenoides.

ABSTRACT Brazil is one of the countries that most produces organic residues, such as residues of fruit

pulp industries, which have contributed to the increased production of organic waste causing

serious environmental problems. The Brazilian Northeast stands out due to the huge diversity

of fruits considered exotic, where the yellow mombin (Spondias mombin L.) is a good

example. This fruit contains antioxidants, phenolic compounds such as flavonoids, phenolic

acids, anthocyanins, carotenoids, and also vitamins A and C. Thus, this study aimed to

characterize and quantify the yellow mombin edible peel, in order to direct the process of

extraction of carotenoids by enzymatic maceration and then determine the best condition,

through an experimental design, and also to evaluate the influence of physical and physico-

chemical factors on enzymatic maceration of the yellow mombin edible peel, and finally

performing enzymatic maceration in the the yellow mombin edible peel in a batch reactor and

obtain a product powder through spray drying. The yellow mombin edible peel presented

himself as a good source of carotenoids, where the best condition for recovery of carotenoids

was using 300 µL of the Pectinex enzymatic complex XXL during 3 hours of incubation,

reaching the level of 120.94 µg/g. Among the physical and physico-chemical factors, the use

of enzyme preparations of cellulolytics status with the pectinolytic preparations for the

recovery of carotenoids yellow mombin edible peel was not efficient, and adjusting the pH to

neutrality (pH 6.0) before starting maceration proved efficient for a greater recovery of

carotenoids, that in the laboratory level. The amount of water added in the process does not

alter the recovery of carotenoids, used in proportions skin: water of 1: 2, 1: 3 or 1: 4. The use

of ultrasound associated with enzymatic maceration worked at the laboratory scale. The use of

batch reactor was technically feasible especially for the improvement of the conditions of

homogenization of the mixture, which in turn led to obtaining higher levels of carotenoids

recovered in the aqueous phase, not being necessary to adjust the pH of the reaction

environment. Spray drying was possible being necessary suitability of the factors that

influence drying to find the best condition necessary.

Keywords: Pulp fruit. Yellow mombin. Carotenoids

LISTA DE ILUSTRAÇÕES

Figura 1- Fruto da cajazeira em diversos tamanho (A), fruto da cajazeira em tamanho médio

(B) e fruto em corte transversal (C). ......................................................................................... 17

Figura 2 - Estrutura de alguns carotenoides. ............................................................................ 25

Figura 3 – Estrutura da parede celular vegetal. ........................................................................ 27

Figura 4 - Fluxograma de obtenção da película comestível de cajá. ........................................ 39

Figura 5 - Obtenção da película comestível de cajá: cajás congelados (A), tanque para

separação da película e caroços (B) e película comestível (C)................................................. 39

Figura 6 – Esquema do tratamento enzimático da película comestível de cajá. ...................... 42

Figura 7 – Diagrama de Pareto para a variável dependente grupos redutores totais (GRT). ... 51

Figura 8 – Diagrama de pareto para a variável dependente sólidos solúveis totais (SST). ...... 53

Figura 9 – Diagrama de Pareto para a variável dependente resíduo seco. ............................... 55

Figura 10 – Diagrama de Pareto para a variável dependente teor de carotenoides na fase

aquosa. ...................................................................................................................................... 56

Figura 11 – Preparação da maceração enzimática da película comestível de cajá com

associação do ultrassom............................................................................................................ 67

Figura 12 – Reator de bancada utilizado na maceração enzimática de película comestível de

cajá (A) e a dorna utilizada (B). ............................................................................................... 84

Figura 13 – Fases da maceração enzimática da película comestível de cajá. Película

comestível de cajá (A), trituração realizada antes da maceração enzimática em reator (B),

dorna vazia (C), dorna com película triturada e água (D), dorna após a maceração durante 3h

(E) e líquido obtido na maceração enzimática da película comestível de cajá, após a separação

da fase sólida (F e G). ............................................................................................................... 87

Figura 14 – Secagem em spray dryer dos extratos de carotenoides obtidos por maceração

enzimática de película comestível de cajá. Secagem do extrato direto em spray dryer (A),

secagem do extrato adicionado do adjuvante maltodextrina De 4,0 – 7,0 (B). ........................ 90

Figura 15 - Pó obtido após a maceração enzimática de película comestível de cajá em reator

de bancada, seguido de secagem em spray dryer: secagem do líquido de maceração (A),

secagem do líquido de maceração com ajuste de pH (B), secagem do líquido de maceração

com adição de maltodextrina (C), secagem do líquido de maceração com ajuste de pH e

adição de maltodextrina (D). .................................................................................................... 91

LISTA DE TABELAS

Tabela 1 – Matriz do planejamento fatorial 2k completo, com valores reais e codificados das

variáveis independentes. ........................................................................................................... 43

Tabela 2 – Rendimento das frações após o processamentode cajá........................................... 45

Tabela 3 – Caracterização da película comestível de cajá, em base seca. ................................ 46

Tabela 4 – Atividade enzimática do complexo enzimático Pectinex XXL. ............................. 47

Tabela 5 – Variáveis dependentes determinadas em cada condição experimental. ................. 49

Tabela 6 – Análise da variância para as respostas Y1, Y2, Y3 e Y4. ...................................... 50

Tabela 7 – Combinações das enzimas Pectinex XXL e Celluclast. ......................................... 64

Tabela 8 – Atividade enzimática do complexo enzimático Pectinex XXL e Celluclast. ......... 70

Tabela 9 – Resultados das análises de grupos redutores totais (GRT), resíduo seco e teor de

carotenoides totais para as macerações enzimáticas utilizando combinações das preparações

comerciais Pectinex XXL e Celluclast. .................................................................................... 71

Tabela 10 – Valores de pH das amostras de maceração enzimática. ....................................... 72

Tabela 11 – Teor de grupos redutores totais (GRT), sólidos solúveis totais (SST), resíduo seco

e teor de carotenoides totais para amostra controle e amostra com ajuste de pH. .................... 73

Tabela 12 – Teor de grupos redutores totais na fase líquida de película de cajá. .................... 74

Tabela 13 – Teor de carotenoides na fase líquida e na fase sólida determinados na película de

cajá, com diferentes quantidades de água adicionada. ............................................................. 74

Tabela 14 – Porcentagem de recuperação de carotenoides na fase líquida de película de cajá.

.................................................................................................................................................. 75

Tabela 15 – Teor de carotenoides na fase aquosa e na fase sólida determinados na película de

cajá, utilizando maceração enzimática associada à utilização do ultrassom. ........................... 76

Tabela 16 – Teor de grupos redutores totais na fase aquosa de película de cajá. .................... 77

Tabela 17 – Resultados das análises realizadas após a maceração em reator de bancada de

película comestível de cajá. ...................................................................................................... 88

Tabela 18 – Resultados das análises realizadas nos pós obtidos na secagem por atomização. 92

Tabela 19 – Rendimento dos pós obtidos por secagem em spray dryer. .................................. 93

SUMÁRIO

INTRODUÇÃO ........................................................................................................................ 14

CAPÍTULO 1. REVISÃO BIBLIOGRÁFICA ........................................................................ 16

1.1. Cajá .................................................................................................................................... 16

1.2. Resíduos agroindustriais .................................................................................................... 19

1.3. Carotenoides ...................................................................................................................... 22

1.4. Maceração enzimática ....................................................................................................... 26

CAPÍTULO 2. CARACTERIZAÇÃO E MACERAÇÃO ENZIMÁTICA DA PELÍCULA

COMESTÍVEL DE CAJÁ (Spondias mombin L.) ................................................................... 37

2.1. INTRODUÇÃO ................................................................................................................. 37

2.2. MATERIAL E MÉTODOS ............................................................................................... 38

2.2.1. Obtenção e preparação da película comestível de cajá................................................... 38

2.2.3. Caracterização da película comestível de cajá ............................................................... 40

2.2.4. Maceração enzimática da película comestível de cajá ................................................... 42

2.2.5. Atividade enzimática do complexo Pectinex XXL ........................................................ 43

2.2.6. Determinações analíticas na maceração enzimática ....................................................... 44

2.3. RESULTADOS E DISCUSSÃO ...................................................................................... 45

2.4. CONCLUSÃO ................................................................................................................... 57

REFERÊNCIAS BIBLIOGRÁFICAS ..................................................................................... 58

CAPÍTULO 3. INFLUÊNCIA DE FATORES FÍSICOS E FÍSICO-QUÍMICOS NA

MACERAÇÃO ENZIMÁTICA DE PELÍCULA COMESTÍVEL DE CAJÁ ........................ 62

3.1. INTRODUÇÃO ................................................................................................................. 62


3.2.1. Teste 1: Avaliação de duas diferentes preparações enzimáticas comerciais na maceração

enzimática da película comestível de cajá ................................................................................ 64

3.2.2. Teste 2: Ajuste de pH para a maceração enzimática da película comestível de cajá ..... 64

3.2.3. Teste 3: Proporção película:água utilizada na maceração enzimática da película

comestível de cajá ..................................................................................................................... 65

3.2.4. Teste 4: Efeito do uso do ultrassom associado à maceração enzimática da película


3.2.5. Determinações analíticas ................................................................................................ 67



enzimática da película comestível de cajá ................................................................................ 69

3.3.2. Teste 2: Ajuste de pH para a maceração enzimática da película comestível de cajá ..... 72

3.3.3. Teste 3: Proporção película: água utilizada na maceração enzimática da película


3.3.4. Teste 4: Efeito do uso do ultrassom associado à maceração enzimática da película


3.4. CONCLUSÃO ................................................................................................................... 78


CAPÍTULO 4. MACERAÇÃO ENZIMÁTICA DE PELÍCULA COMESTÍVEL DE CAJÁ

EM REATOR DE BANCADA ................................................................................................ 82

4.1. INTRODUÇÃO ................................................................................................................. 82


4.2.1. Maceração enzimática em reator de bancada ................................................................. 83

4.2.2. Secagem do extrato ......................................................................................................... 84

4.2.3. Determinações analíticas ................................................................................................ 85


4.3.1. Maceração enzimática .................................................................................................... 86

4.3.2. Secagem do extrato ......................................................................................................... 89

4.4. CONCLUSÃO ................................................................................................................... 94


ANEXO I .................................................................................................................................. 98

14

INTRODUÇÃO

As tendências do mercado mundial de alimentos apontam para alto crescimento

no consumo de produtos naturais, como as frutas e verduras. Nos últimos anos, o Brasil

apresentou expressivo crescimento no comércio internacional do agronegócio, consolidando

sua posição como um dos maiores produtores e exportadores de alimentos (BUENO;

BACCARIN, 2012). A fruticultura brasileira teve um ano de manutenção do desempenho

geral, 2011 apresentou volumes praticamente iguais aos obtidos anteriormente, 42.101

milhões de toneladas. O Brasil exporta 25 espécies de frutas frescas, no entanto, a

produtividade aumentou sem ocupar extensão maior. Nesse sentido, os produtores dos polos

estão buscando soluções para elevar a rentabilidade, investindo em variedades mais

produtivas (ANUÁRIO FRUTICULTURA, 2012).

O desenvolvimento da indústria conduz à produção de resíduos e no processo de

obtenção de alimentos, além do produto desejado são gerados subprodutos residuais. A

maioria dessas indústrias não tem qualquer plano para gerir os subprodutos formados devido

ao custo elevado da reutilização. Estes resíduos, quando gerados a partir de frutas podem ser

reutilizados em alimentos e rações, fertilizantes, biocombustível, óleos essenciais, pectinas,

recuperação de compostos como carotenoides e flavonoides, entre outros (DAMODARAN;

PARKIN; FENNEMA, 2010; YEPES; NARANJO; SÁNCHEZ, 2008). Os carotenoides,

especificamente, são compostos lipossolúveis que formam um dos mais importantes grupos

de pigmentos naturais encontrados na natureza e são insolúveis em meio aquoso. Embora as

principais fontes dos carotenoides sejam as plantas, eles são também encontrados nos micro-

organismos e nos animais, sendo armazenados em diferentes tecidos. No entanto, o conteúdo

de carotenoides nos frutos depende da espécie, variedade, safra e grau de maturação. A

distribuição destes compostos também apresenta variações consideráveis, sendo geralmente

mais concentrados na película do que na polpa de alguns frutos (RODRIGUEZ-AMAYA;

KIMURA, 1989).

Um fruto bastante promissor e que a literatura relata a presença de carotenoides é

o cajá (Spondias mombin L). O fruto possui sabor exótico e apresenta boas características

agroindustriais, como bom rendimento da polpa e teor de sólidos solúveis elevados, o que faz

de sua polpa uma das mais comercializadas e utilizadas na produção de sucos, néctares,

sorvetes, geleias e outros produtos no Norte e Nordeste do país (SACRAMENTO; SOUZA,

2000). O fruto pertence à família Anarcadiaceae, que apesar da grande importância

15

econômica ainda está em fase de domesticação. Essa espécie sofre diversos tipos de

exploração, dentre os quais se destaca o extrativismo que é a forma mais comum de obtenção.

O sabor característico deve-se ao elevado teor de glicídios e de vitamina C. O conhecimento

do valor nutritivo do cajá assume importância considerável, uma vez que a aplicação de

métodos eficientes de processamento é diretamente vinculada ao entendimento das

propriedades nutricionais desse fruto (RODRIGUES et al., 2010; ALMEIDA et al., 2009).

A aplicação de enzimas é utilizada para a extração de uma variedade de

compostos, incluindo a extração de carotenoides a partir de frutos ou resíduos de plantas. Essa

nova tecnologia é objeto de estudo contínuo e tem potencial para ser comercialmente atraente

(PURI; SHARMA; BARROW, 2012). O processo de maceração e liquefação é considerado

uma tecnologia limpa, a qual consiste em tratar o triturado com preparações enzimáticas

compostas por poligalacturonases e celulases a uma temperatura ótima por um determinado

período de tempo e promover uma hidrólise da parede celular (GRANERO et al., 2012).

Sabendo-se da presença de carotenoides no cajá, e principalmente em seus

resíduos, investigou-se a maceração enzimática na recuperação de carotenoides da película

comestível de cajá. A grande vantagem seria a transformação de um resíduo, sem valor

comercial, em ingredientes para utilização e aproveitamento em outros ramos da indústria.

Como objetivos específicos foram definidos:

• Caracterizar e quantificar o rendimento da película comestível de cajá a fim de

direcionar o processo de extração de carotenoides por maceração enzimática e assim

determinar a melhor condição para a realização da maceração enzimática de película

comestível de cajá.

• Avaliar a influência de fatores físicos e físico-químicos na maceração enzimática de

película comestível de cajá, como a adição de celulases à maceração, ajuste do pH, quantidade

de água adicionada e o uso do ultrassom associado à maceração enzimática na extração de

carotenoides presentes na película comestível de cajá.

• Realizar a maceração enzimática de película de cajá em reator de bancada e obter um

produto em pó através de secagem por atomização.

16

CAPÍTULO 1. REVISÃO BIBLIOGRÁFICA

1.1. Cajá

O gênero Spondias é um fruto tropical da família Anacardiaceae, com cerca de 14

espécies em todo o mundo. Existem relatos de sua origem na Ásia e sua dispersão para as

Américas ocorreu no Eoceno Atlântico Norte ou por dispersões de longa distância através do

Pacífico. No Brasil, os representantes mais significativos têm como centro de diversidade o

bioma Caatinga e as florestas úmidas, sendo a Spondias mombin uma das espécies

espontâneas regionais com potencial socioeconômico promissor no cenário agroindustrial do

Nordeste brasileiro. Isso, devido sua qualidade sensorial e diversidade de formas de consumo

dos frutos, muito embora, em razão do seu caráter essencialmente extrativista, ainda

permaneça na condição de cultivos não domesticados, para os quais inexistem sistemas de

produção definidos (DUVALL, 2006; LEDERMAN; LIRA JÚNIOR; SILVA JÚNIOR,

2008).

A cajazeira é conhecida na Amazônia como taperebá e cajazeira miúda e em São

Paulo, Minas Gerais e Bahia como cajá pequeno ou mirim. As plantas são de porte alto com

frutos nuculânios perfumados, com mesocarpo carnoso, amarelo, de sabor agridoce e que se

desprendem da planta quando maduros, possuindo até 6 cm de comprimento, formato ovóide

ou oblongo, casca fina e lisa, polpa pouco espessa e ácida (GOMES, 2007; CAVALCANTE,

1996; SACRAMENTO; SOUZA, 2000).

O fruto é constituído de polpa, casca e semente (Figura 1), mas apenas a polpa

assume posição de destaque no tocante ao aspecto comercial (BOSCO et al., 2000). Os frutos

possuem excelente sabor e aroma, além de rendimento de 60% em polpa, sendo amplamente

utilizados na confecção de sucos, néctar, sorvetes, geleias, vinhos, licores. Alguns autores

afirmam que devido à sua acidez, normalmente não é consumido ao natural

(SACRAMENTO; SOUZA, 2000). A polpa de cajá tem sido exportada da região Nordeste

para todo o Brasil, sua colheita é feita manualmente, coletando-se os frutos maduros caídos no

solo, que pode comprometer a qualidade do fruto (MATA; DUARTE; ZANINI, 2005; BRITO

et al., 2008). Nos Estados produtores o período de safra é variável, sendo de maio a julho na

Paraíba, fevereiro a maio no Sudeste da Bahia e janeiro a maio no Estado do Ceará. A

17

comercialização dos frutos é feita em feiras livres, às margens de rodovias próximas às

unidades de produção e nas indústrias de processamento de polpas.

Figura 1- Fruto da cajazeira em diversos tamanho (A), fruto da cajazeira em tamanho médio (B) e fruto em corte transversal (C).

A cajazeira ainda não é cultivada em escala comercial e de exploração extrativa,

sendo considerada planta em domesticação, mesmo assim tem participação crescente no

agronegócio da região Nordeste. Para que se promova a viabilidade econômica a nível

comercial da cajazeira, é necessário que a pesquisa se aprofunde no conhecimento de

caracteres específicos da planta visando a solução de problemas tecnológicos que resultem na

otimização do rendimento e qualidade dos frutos, tanto para consumo ao natural como para

processamento agroindustrial (LIRA JUNIOR et al., 2005).

Apesar do impacto das frutas na economia brasileira e, com o conhecimento de

seus atributos como fontes de diversas vitaminas, carboidratos, sais minerais e lipídios, aliado

às suas qualidades organolépticas, pouco se sabe sobre o potencial de uso de algumas

frutíferas e sua importância no agronegócio brasileiro (MOREIRA et al., 2002).

O cajá, por ser considerado um fruto muito perecível, tem na extração da sua

polpa um menor desperdício de matéria-prima, entre as operações mais comumente

empregadas na indústria de alimentos para a utilização de frutas (MATTIETTO et al., 2010).

No entanto, por melhor que seja o método aplicado, ocorrem perdas de nutrientes. Os

carotenoides, por exemplo, se concentram nas camadas mais externas e são perdidos em

processos que exigem a retirada da casca (MATTIETTO et al., 2010, apud SGARBIERI,

1987). Segundo Rodriguez-Amaya (2008), a retirada da casca de frutas e a extração de seu

suco resultam em perdas substanciais de carotenoides, podendo superar as perdas em

tratamentos térmicos.

Dentre os trabalhos que vem sendo realizados com o cajá, a maioria utiliza sua

polpa como estudo. Bastos et al. (1997) estudaram o desenvolvimento das empresas de

18

beneficiamento de frutas como o cajá nos estados do Ceará e Rio Grande do Norte, e

diagnosticaram que mesmo com o aumento crescente de indústrias de polpa de frutas no

Nordeste, estas ainda se enquadram como micro empresas e não dispõem de equipamentos

necessários para produção elevada de polpas. Assis et al. (2006) realizaram um trabalho de

medição das propriedades termofísicas como condutividade térmica, difusividade térmica,

densidade e viscosidade aparente de suco de cajá. Cavalcante et al. (2009) avaliaram as

características físicas e químicas de cajás oriundos de plantas espontâneas localizadas na

Microrregião do Brejo Paraibano, visando o consumo in natura e verificaram que os frutos

possuíam grande variação nas suas características físicas, sendo necessário uma

caracterização em relação a cada município em que as plantas estão disseminadas. As

características físico-químicas e a composição centesimal da polpa de cajá congeladas foram

estudadas por Monção et al. (2010), onde os autores detectaram grande heterogeneidade do

produto final.

Rodriguez-Amaya e Kimura (1989) determinaram a composição de carotenoides e

o valor de vitamina A do cajá, detectando e identificando 7 carotenoides como o α-caroteno,

β-caroteno, γ-caroteno, zeinoxantina, criptoxantina, criptoflavina e luteína. A polpa com casca

apresentou um conteúdo total de carotenoides de 25,8 µg/g, o conteúdo total da polpa foi de

17 µg/g. Em termos de vitamina A, a remoção da casca causa um decréscimo de

aproximadamente 30%. Desta forma, estes autores sugerem que em termos nutricionais é

melhor se consumir o cajá com a casca, que segundo Silva et al. (1997) também é chamada de

película comestível.

Tiburski et al. (2011) avaliaram a composição centesimal, conteúdo de minerais,

compostos fenólicos totais, atividade antioxidante e caracterizaram os carotenoides da polpa

congelada do cajá. Os resultados indicaram uma quantidade importante de potássio e cobre, e

identificaram cinco carotenoides, β-criptoxantina, luteína, zeinoxantina, α e β caroteno, sendo

β-criptoxantina a principal, representando o nível elevado de atividade pró-vitamínica A na

polpa. Os autores afirmam que uma porção de 100 g de polpa de cajá pode fornecer mais de

37% da dose diária recomendada de vitamina A.

Silva et al. (2012c) avaliaram a presença de compostos bioativos, polifenóis

extraíveis e a atividade antioxidante de frutos da cajazeira (Spondias mombin L.),

provenientes de genótipos clones e pés-franco. A atividade antioxidante apresentou um

percentual de inibição da oxidação superior a 75% para os genótipos em estudo e a polpa de

cajá apresentou elevado poder antioxidante, estando correlacionados com os flavonoides,

carotenoides amarelos, e a clorofila.

19

Outros estudos também estão sendo realizados com componentes do cajá. Silva et

al. (2012b) investigaram a secagem do bagaço de cajá usando um secador de bandejas de

convecção com a finalidade de avaliar a influência da temperatura, velocidade do ar de

secagem e a espessura do material no teor de umidade do bagaço de cajá. Vieira (2010)

estudou os parâmetros para a maceração enzimática de película comestível de cajá com o

intuito de recuperar carotenoides. Ferreira et. al. (2011) utilizaram o resíduo do cajá como

meio de fermentação em estado sólido para verificar o efeito do tempo de fermentação e

umidade sobre a atividade específica da enzima endoglucanase produzida, sob a ação do

fungo Aspergillus niger, concluindo que a biotransformação do resíduo de cajá sob

fermentação em estado sólido é uma forma viável de obtenção da enzima endoglucanase.

Silva et al. (2012a) determinaram a composição química, antioxidante e atividade

antimicrobiana de espécies de Spondias para justificar seu uso etnofarmacológico, enfatizando

que as folhas de Spondias tuberosa e Spondias mombin L. tem sido utilizada para fins

medicinais. O resultado do trabalho foi satisfatório verificando dentre os fatores estudados

que os extratos de Spondias demonstraram alto rendimento de flavonoides.

Apesar de existirem poucas informações tecnológicas a respeito do seu

processamento. A literatura especializada apresenta poucos trabalhos, não muito abrangentes,

cujos resultados são de pouco alcance em função da restrita divulgação (MENDONÇA et al.,

2008).

1.2. Resíduos agroindustriais

As normas que definiam e regulavam a gestão de resíduos sólidos, até 2010,

tinham como características sua dispersão em corpos legais diferentes, às vezes, conflitantes

entre si, emanados de órgãos públicos também diferentes, com normas estabelecidas com

objetivos diversos nos três níveis de poder e nos três poderes da República (GODOY, 2013).

De acordo com a recente Lei 12.305, decretada em 2010 e que institui a Política

Nacional dos Resíduos Sólidos, a definição de resíduos sólidos por Brasil (2010) é: material,

substância, objeto ou bem descartado resultante de atividades humanas em sociedade, a cuja

destinação final se procede, se propõe proceder ou se está obrigado a proceder, nos estados

sólido ou semissólido, bem como gases contidos em recipientes e líquidos cujas

particularidades tornem inviável o seu lançamento na rede pública de esgotos ou em corpos

20

d’água, ou exijam para isso soluções técnicas ou economicamente inviáveis em face da

melhor tecnologia disponível.

Della, Kühn e Hotza (2005) avaliaram os processos de reciclagem de resíduos

agroindustriais e sugeriu que estes resíduos não podem mais ser definidos como lixo, e sim

como substâncias residuais possíveis de serem utilizadas como matéria-prima ou como fonte

de energia.

Dentro do contexto da legislação os resíduos da indústria de frutas, podem ser

classificados como resíduos industriais, pois são gerados nos processos produtivos e

instalações industriais. Ultimamente a pesquisa esteve centrada no aumento da capacidade e

sofisticação dos sistemas de gestão dos resíduos, onde uma vertente em crescimento é a

conversão ou isolamento de compostos bioativos ou produtos químicos de alto valor dos

resíduos agrícolas, principalmente provenientes da indústria de frutas e vegetais (SUDTO;

PORNPAKAKUL; WANICHWECHARUNGRUANG, 2009).

Nas últimas três décadas ocorreram grandes transformações na relação do homem

com o meio ambiente, em especial no processo produtivo. Desta forma, as empresas foram

impulsionadas a buscar uma resposta e uma adequação às questões ambientais. Até pouco

tempo, as exigências relacionadas com proteção ambiental eram consideradas como

empecilhos ao crescimento da produção. No entanto, é possível evidenciar que ocorreu um

processo evolutivo em relação aos aspectos ambientais, e o que antes era considerado como

ameaça passou a ser visto como oportunidade empresarial (BERTOLINO, 2012).

Existem consideráveis perdas de produtos agrícolas nas diversas etapas da cadeia

produtiva desde a produção no campo até o momento de consumo. O aproveitamento das

matérias-primas vegetais pode chegar até 85% e a quantidade de resíduos gerados podem

chegar a 30%. A geração de resíduos sólidos deve ser prevenida, mas se for inevitável é

necessário que seja minimizada o quanto possível. A implementação de um sistema de

reciclagem para resíduo sólido gerado pelo processamento de frutas na indústria é importante,

uma vez que agrega valor econômico ao bagaço de frutos reduzindo problemas ambientais e

resultando em atividade industrial (OLIVEIRA et al., 2012; BERTOLINO, 2012; SILVA et

al., 2012b).

Em toda cadeia produtiva de alimentos de origem vegetal ocorre perda

significativa devido a inúmeros fatores, tais como o amadurecimento, colheita tardia, excesso

de chuva, seca, formas inadequadas de armazenamento, falta de planejamento e a não

utilização integral dos vegetais. Dentre as várias alternativas já existentes para evitar

desperdício, destaca-se o aproveitamento de partes usualmente não consumíveis, que

21

normalmente apresentam valor nutricional relevante. As cascas das frutas e verduras possuem

grande quantidade de vitaminas e sais minerais e muitas vezes auxiliam em tratamentos e

prevenções de doenças (DAMIANI et al., 2011).

Na indústria de processamento de frutas e hortaliças o principal entrave está

associado à significativa quantidade de resíduos orgânicos que são gerados. Inúmeros

procedimentos são criados para utilização desses materiais, transformando-os em bagaços

para produção de enzimas lignocelulolíticas ou produtos como etanol, enzimas, ácidos

orgânicos, aminoácidos e metabólitos secundários biologicamente ativos (MIGUEL et al.,

2008; ALEXANDRINO, 2007).

A gestão agroindustrial apoia uma tecnologia limpa com o gerenciamento

adequado dos resíduos produzidos. Este tipo de tecnologia aplicado ao processamento de

frutas pode minimizar a produção de bagaço/resíduos/cascas e ainda otimizar o processo para

que o máximo de suco seja extraído, diminuindo as perdas do processo, bem como a

utilização do resíduo para obtenção de produtos com maior valor agregado (OLIVEIRA et al.,

2006).

Resíduos do cacau, por exemplo, possuem grande viabilidade para utilização, o

farelo e a casca do fruto do cacaueiro constituem os resíduos gerados em maior quantidade.

Normalmente são aproveitados para produção de biogás, biofertilizantes, briquetes e também

como substrato na produção de enzimas (PIRES et al., 2004; GONZALES et al., 2013).

Li et al. (2006) afirmam que a romã é uma importante fonte de compostos

bioativos e tem sido usada na medicina popular por muitos séculos. Em estudos realizados

pelos autores foi descoberto que a casca de romã teve a maior atividade antioxidante das

frações de casca, polpa e sementes de 28 tipos de frutas comumente consumidas na China,

além de grande quantidade de compostos fenólicos sendo responsável pela sua capacidade

antioxidante.

Alcântara, Almeida e Silva (2007) avaliaram a caracterização físico-química do

bagaço seco do pedúnculo do caju para sua utilização em um processo de fermentação com a

finalidade de produzir pectinases. Os autores afirmam que o aproveitamento integral do caju

(Anacardium occidentale L) é uma meta a ser alcançada pela indústria do beneficiamento da

castanha, que considera o pedúnculo dessa fruta um resíduo.

Uchoa et al. (2008) estudaram os parâmetros físico-químicos e o teor de fibra

bruta e fibra alimentar dos resíduos do bagaço do caju, bagaço da goiaba e casca do maracujá,

obtidos do processamento de polpa de fruta e transformados em pós alimentícios. Os autores

concluíram que os pós alimentícios dos resíduos de caju, goiaba e maracujá são fontes

22

importantes de vitamina C e apresentam alto índice de fibra bruta e alimentar e que, de forma

geral, os pós alimentícios obtidos de resíduos de frutas são ricos em fibras e outros

componentes, podendo ser aproveitados na formulação de novos produtos alimentícios.

Sousa et al. (2011) realizaram um estudo visando a caracterização nutricional dos

resíduos de polpas de frutas tropicais e a quantificação dos principais compostos

antioxidantes. O foco principal era a perspectiva de uma melhor utilização destes resíduos,

agregando valor. Os frutos avaliados foram goiaba, acerola, abacaxi, cupuaçu, bacuri e

graviola. Com este estudo foi possível perceber que os resíduos industriais apresentaram

quantidades variáveis de macro nutrientes, apresentando elevado teor de água e reduzido teor

de calorias; e os resíduos das polpas de acerola e goiaba se destacaram como fontes potenciais

de carotenoides totais, fenólicos totais e vitamina C, possibilitando a inserção destes resíduos

no desenvolvimento de novos produtos alimentícios, agregando valor nutricional e

antioxidante e diminuindo a contaminação ambiental por resíduos industriais.

Ainda existem poucas alternativas para a utilização da maior parte dos resíduos

vegetais, sendo esses dispostos no ambiente, utilizados como fertilizantes orgânicos ou na

alimentação animal. Os consumidores estão exigindo cada vez mais a extinção do uso de

produtos químicos em frutas e hortaliças com a intenção de aproveitar melhor as substâncias

que ocorrem naturalmente nestes alimentos. A composição dos resíduos do processamento de

alimentos é extremamente variada e depende tanto da natureza da matéria-prima como da

técnica de produção empregada, as cascas, por exemplo, são constituídas basicamente por

carboidratos, proteínas e pectinas, o que possibilitaria seu aproveitamento dentro da indústria,

podendo-se tornar uma alternativa viável para resolver o problema da eliminação dos

resíduos, além de aumentar seu valor comercial (MIGUEL et al., 2008; KALPNA; MITAL;

SUMITRA, 2011).

1.3. Carotenoides

Os produtos naturais são utilizados pela humanidade desde tempos antigos. A

grande extensão territorial brasileira e as condições climáticas fazem com que a flora possua

inúmeras espécies vegetais consideradas importantes matérias-primas e algumas já

incorporadas ao hábito alimentar dos brasileiros, mesmo sendo pouco conhecidas e

potencialmente benéficas (PEREIRA; CARDOSO, 2012). A produção contínua de radicais

23

livres durante os processos metabólicos levou ao desenvolvimento de muitos mecanismos de

defesa antioxidante para limitar os níveis intracelulares e impedir a indução de danos. Os

antioxidantes são agentes responsáveis pela inibição e redução das lesões causadas pelos

radicais livres nas células (BIANCHI; ANTUNES, 1999). As frutas, verduras e legumes,

principalmente, contêm agentes antioxidantes, tais como as vitaminas C, E e A, a clorofilina,

os flavonoides, carotenoides e outros que são capazes de restringir a propagação das reações

em cadeia e as lesões induzidas pelos radicais livres.

Os alimentos de origem vegetal são produtos de grande interesse quando

relacionados ao fornecimento de macro e micronutrientes, pois contêm uma série de

substâncias consideradas essenciais para a saúde humana. A dieta habitual fornece também

alguns compostos químicos, presentes, em sua maioria, em frutas e hortaliças, que exercem

uma potente atividade biológica. Alguns autores nomeiam estes compostos como bioativos, e

podem desempenhar diversos papéis em benefício da saúde humana. Estes compostos

bioativos são constituintes extras nutricionais e ocorrem tipicamente em pequenas

quantidades nos alimentos. Estudos baseados em dietas ricas em alimentos de origem vegetal

apresentam resultados interessantes sugerindo que esses alimentos são capazes de exercer

influência na redução do risco do desenvolvimento de doenças crônicas como

cardiovasculares, cânceres, distúrbios metabólicos, doenças neurodegenerativas e

enfermidades inflamatórias (MARTÍNEZ-NAVARRETE; VIDAL; LAHUERTA, 2008;

COZZOLINO, 2005).

Os carotenoides são pigmentos naturais amplamente distribuídos, responsáveis

pelas cores amarela, laranja e vermelha de frutas, raízes, flores, pescados, invertebrados e

pássaros, que apesar de não sintetizarem tais moléculas, podem obtê-las a partir do consumo

de alimentos de origem vegetal (RIBEIRO; SERAVALLI, 2004).

O nome carotenoides é derivado do nome científico da cenoura - Daucus carote,

reconhecido por Wackenroder em 1831 como a primeira fonte de caroteno (MORAIS, 2006,

apud GOODWIN, 1952). Atualmente, já foram identificados mais de 600 exemplares de

carotenoides, classificados estruturalmente em sete tipos diferentes e distribuídos em várias

formas isoméricas (FONTANA, et al., 2000). Os carotenoides dos alimentos são

tetrapernoides (C40) formados pela união de oito unidades isoprenoides (C5). A característica

marcante deste composto é o sistema extenso de duplas ligações conjugadas, responsável por

suas propriedades e funções, sendo considerado um sistema cromóforo, responsável pela cor

dos carotenoides. Denominam-se coletivamente como carotenos e os que contêm oxigênio se

denominam xantofilas. Podem ser acíclicos, monocíclicos ou bicíclicos. A ciclização ocorre

24

em um, ou ambos, extremos da molécula, formando um ou dois anéis β, ou anéis ε

(RODRIGUEZ-AMAYA; KIMURA; AMAYA-FARFAN, 2008; RODRIGUEZ-AMAYA,

1999).

A característica estrutural dos carotenoides (Figura 2) consiste em alternar

ligações carbono-carbono simples e duplas. Esta parte da molécula é responsável pela

capacidade de absorção de luz na região visível, e em consequência, uma grande capacidade de

coloração. É necessário pelo menos sete ligações duplas conjugadas para que um carotenoide

produza a cor amarelo suave. A cor se acentua, à medida que o sistema conjugado se estende. A

ciclização causa impedimento, por isso o β-caroteno e o ζ-caroteno são de cor laranja e vermelho-

laranja respectivamente, ainda que tenham o mesmo número de ligações duplas conjugadas que o

licopeno (onze), de cor vermelha. A intensidade e matiz das cores nos alimentos dependem de

quais carotenoides estão presentes, suas concentrações e estado físico. As frutas em geral, têm

baixos níveis de pró-vitamina A quando relacionadas a plantas com folhas, no entanto, são

geralmente bem aceitas por crianças e adultos. Acredita-se que a pró-vitamina A das frutas

são mais biodisponíveis (RODRIGUEZ-AMAYA, 1999). Por causa da estrutura molecular

dos carotenoides e dos muitos fatores que afetam sua bioconversão em retinol, a atividade

biológica de carotenoides em pró-vitamina A não é equivalente ao de retinol. Estudos relatam

que 1 mg de retinol é equivalente a 12 mg de β - caroteno de frutas e 26 mg de β-caroteno em

vegetais folhosos (NESTEL; NALUBOLA, 2003).

25

Figura 2 - Estrutura de alguns carotenoides.

Fonte: pubchem.ncbi.nlm.nih.gov (2013)

Os carotenoides parecem desempenhar alguns papéis fundamentais na saúde

humana, sendo essenciais para a visão. Os efeitos benéficos de carotenoides contra cânceres,

doenças de coração e degeneração macular foram reconhecidos e estimularam intensas

investigações sobre o papel desses compostos como antioxidantes e como reguladores de

26

resposta do sistema imune (CASTENMILLER et al., 1999; UENOJO; MARÓSTICA

JUNIOR; PASTORE, 2007).

Rodriguez-Amaya e Kimura (1989) determinaram a composição de carotenoides e

o valor de vitamina A do cajá, onde a polpa com a casca apresentou um conteúdo total de 25,8

µg/g de carotenoides, onde 64% era constituído por β-criptoxantina.

Lima, Mélo e Lima (2002) realizaram estudos com pitanga roxa e vermelha e

observaram que o teor de carotenoides totais do fruto maduro foi maior do que no semi

maduro, entretanto a quantidade deste fitoquímico foi significativamente mais elevada na

pitanga roxa do que na vermelha. Em polpa de acerola recém-processada não congelada,

foram identificados β-caroteno, β-criptoxantina e α-caroteno (AGOSTINI-COSTA; ABREU;

ROSSETI, 2003). Na polpa in natura e farinha de bacuri foram encontrados, por ordem

decrescente de concentração, β-caroteno, ζ-caroteno e β-zeacaroteno (HIANE et al., 2003).

Sentanin e Rodriguez-Amaya (2007) determinaram os principais carotenoides

presentes em três cultivares de mamão e três cultivares de pêssego. Nas variedades de mamão

foi encontrado licopeno, β-criptoxantina e β-caroteno como principais carotenoides, sendo o

primeiro majoritário. Fonseca et al. (2007) objetivaram explicar as diferenças na coloração da

polpa e da casca entre os frutos dos mamoeiros Sunrise Solo e Golden, e ao realizarem a

análise de carotenoides totais perceberam que a casca possuía um teor superior à polpa.

Huber et al. (2012) investigaram a caracterização química e o potencial

antioxidante de resíduos de manga Ubá e concluiu que o resíduo agroindustrial da casca de

manga tem um expressivo potencial de utilização como fonte alternativa de compostos

antioxidantes.

1.4. Maceração enzimática

A maceração enzimática, também tratada como liquefação enzimática, tem por

objetivo degradar os polissacarídeos da parede celular e favorecer o rendimento da extração

do suco, assim como a liberação de compostos funcionais presentes nos frutos, como

carotenoides, antocianinas, vitaminas, polifenois, entre outros (GRASSIN;

FAUQUEMBERGUE, 1996; RODRIGUES; FERNANDES, 2012).

A parede celular (Figura 3) é composta por várias camadas. A lamela média é a

camada mais externa que faz a coesão entre as células e é composta principalmente de

27

pectinas. A parede celular primária localiza-se após a lamela média e a secundária liga-se

imediatamente do lado de dentro da parede primária, ambas consistem de microfibrilas de

celulose trançadas em conjunto num padrão irregular, embebidas numa matriz amorfa

composta de hemiceluloses, pectinas e proteínas (CHITARRA; CHITARRA, 2005).

Figura 3 – Estrutura da parede celular vegetal.

Fonte: nature.com (2013)

A celulose encontrada na parede celular das plantas é a biomolécula mais

abundante na natureza. É produzida na forma de microfibrilas de celulose, (semi)-cristalina

em cadeias lineares de β-1,4-D-glicose ligadas por pontes de hidrogênio. Cada microfibrila de

celulose consiste de aproximadamente 36 cadeias lineares de glicose, cuja organização

determina as propriedades mecânicas da célula e promovem o suporte e resistência à parede

celular. Em geral, a parede primária contém de 10 a 40% de celulose e a secundária

aproximadamente 40 a 60%. As hemiceluloses são formadas por diversos grupos de

polissacarídeos, interligados às microfibrilas de celulose. (DELMER, 1999; MACNEIL et al.,

1984).

As substâncias pécticas encontram-se na parede celular vegetal e podem ser

degradadas por enzimas pectinolíticas, produzidas em diferentes combinações pelas plantas e

por micro-organismos como fungos e bactérias. São muito utilizadas nas indústrias de sucos

de frutas para reduzir viscosidade e melhorar e aumentar a eficiência de filtração e de

clarificação; no tratamento preliminar da uva em indústrias vinícolas; na maceração,

liquefação e extração de tecidos vegetais; na fermentação de chá, café e cacau; para melhorar

a extração de óleos vegetais e na extração de polpa de tomate. São também utilizadas para

28

reduzir o amargor excessivo em cascas de citrus, restaurar o aroma perdido durante secagem e

melhorar a firmeza de pêssego e picles processados. A infusão de pectinase e β-glicosidase

aumentam o aroma e as substâncias voláteis de frutas e vegetais e aumenta a quantidade de

agentes antioxidantes em óleo de oliva extra virgem (UENOJO; PASTORE, 2007).

Enzimas são catalisadores biológicos, de natureza principalmente proteica, que

participam de várias reações bioquímicas, tendo como fundamental o controle metabólico.

Estas moléculas aceleram reações termodinamicamente favorecidas, sendo extremamente

versáteis e de elevada importância nos processos biotecnológicos (COELHO; SALGADO;

RIBEIRO, 2008).

As pectinases são enzimas hidrolíticas, cuja definição e classificação se faz com

base na parte galacturano da molécula de pectina que é atacada. Embora o ácido D-

galacturônico seja o principal constituinte das substâncias pécticas, proporções variáveis de

outros açúcares, tais como D-galactose, L-arabinose, D-xilose, L-ramnose, L-fucose e traços

de 2-O-metilfucose também podem ser encontrados (LEITÃO et al., 1995).

Tais enzimas são produzidas e vendidas por diversas empresas industriais. Os

componentes majoritários das pectinases são a pectinesterase, pectinaliase e poligalacturonase

(COELHO; SALGADO; RIBEIRO, 2008).

A influência da adição de preparações comerciais de celulase e pectinase na

fermentação natural de raízes de mandioca para produção da puba foi avaliada por Menezes,

Sarmento e Daiuto (1998). Os autores constataram que atividades de celulases, xilanase e

poligalacturonase aumentaram durante a fermentação natural e ao adicionar os preparados

comerciais, o aumento foi maior do que o esperado pela fermentação natural.

Com o objetivo de aumentar o rendimento durante o processo de extração da

polpa de cupuaçu, estudos foram realizados utilizando dois tipos de preparações enzimáticas

de ação pectolítica (Citrozym-L e Rohament PL) adicionados à polpa bruta. Após todo o

processo, obteve-se a polpa, e o rendimento foi comparado com a polpa-controle, obtendo

assim um rendimento próximo a 60%, quando adicionada a preparação enzimática Citrozym-

L acima da concentração de 300 ppm (BASTOS et al., 2002).

Aquino (2008) realizou um estudo onde o objetivo era encontrar uma condição de

maceração enzimática da polpa de bacuri para a obtenção de uma bebida. Foram testadas

cinco preparações enzimáticas de caráter pectinolítico, onde a melhor condição indicou a

utlização da preparação Viscozyme L, com tratamento enzimático de 40 minutos, sendo

realizada homogeneização de 20 segundos e diluição da polpa em água na proporção de 1:2,

respectivamente.

29

Granero et al. (2012) objetivaram diminuir a produção de resíduos no

processamento de sucos de maçã e caracterizar os perfis dos bagaços em relação ao teor de

fibras totais, cinzas e lignina após os tratamentos com a preparação enzimática. Utilizaram as

preparações Novozym 33102 e Ultrazym®AFP-L, onde a melhor condição de trabalho foi

encontrada a 50°C com rendimento de 2,13% em relação à amostra inicial.

Em estudo com resíduos sólidos de framboesa a hidrólise com mistura de água e

álcool e aplicação 12 preparações enzimáticas comerciais demonstrou que uma concentração

mais elevada de enzima melhora significativamente a extração de antioxidantes fenólicos

(LAROZE; SOTO; ZÚÑIGA, 2010). Papaioannou e Karabelas (2012) realizaram um estudo

para extrair o licopeno de cascas de tomate, os autores utilizaram a associação da maceração

enzimática e extração com surfactante. Os resultados mostraram que a recuperação de

licopeno a partir da casca de processamento de tomate pode ser maior ao associar as duas

tecnologias (maceração enzimática e extração com surfactante). Ao utilizar o pré-tratamento

com enzimas o rendimento aumentou cerca de seis vezes.

Sabajanes et al. (2012) utilizaram hidrólise enzimática para extrair

oligossacarídeos a partir da pectina da casca de laranjas. Para isso realizaram o processo em

duas etapas: a extração de açúcar dos resíduos e posteriormente a hidrólise enzimática do

sólido extraído. Na hidrólise enzimática utilizaram duas preparações comerciais de enzimas,

Celluclast e Viscozyme. Foram desenvolvidos modelos matemáticos para esta finalidade,

conseguindo rendimento de 7,5 kg de gluco-oligossacarídeos, 4,5 kg de galacto-

oligossacarídeos, 6,3 kg de arabino-oligossacarídeos e 13 kg de oligogalacturonídeos, isso ao

utilizar 100 kg de substrato.

A maceração enzimática também foi utilizada para extrair flavonoides de cascas

de espinheiro-marítimo, onde os resíduos foram tratados com enzimas celulolíticas e a

extração chegou a 8 mg/g de resíduo(JIAO et al., 2012). Em raízes de jicama (Pachyrhizus

erosus), o processo foi capaz de aumentar o rendimento do suco empregando o complexo

enzimático Pectinex Ultra SP-L (RAMOS-DE-LA-PEÑA et al., 2012). Saxena et al. (2012)

fizeram vários tratamentos enzimáticos em sumo de melancia, onde diferentes concentrações

de enzima (0,01 a 0,1%), intervalo de tempo (20 a 120 min.) e temperaturas (30 a 50 ºC)

foram utilizadas para avaliar os efeitos no processamento. Os autores obtiveram como

resultado uma recuperação máxima de suco, com aproximadamente 86%, e uma diminuição

na viscosidade.

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REFERÊNCIAS BIBLIOGRÁFICAS

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37

CAPÍTULO 2. CARACTERIZAÇÃO E MACERAÇÃO ENZIMÁTICA DA PELÍCULA COMESTÍVEL DE CAJÁ (Spondias mombin L.)

2.1. INTRODUÇÃO

O consumo de frutas e hortaliças é prioridade mundial para a melhoria da saúde

da população. Várias investigações evidenciaram o efeito protetor das frutas e hortaliças e

nesse sentido, a Organização Mundial da Saúde (OMS) recomenda o consumo diário de 400g

de frutas (RAMALHO; DALAMARIA; SOUZA, 2012).

No Nordeste do Brasil, há muitas áreas onde o clima e as características do solo

são particularmente favoráveis para a produção de frutos tropicais. A atratividade do sabor e

do aroma destes frutos é o principal responsável pela elevada aceitação. No entanto, o

conhecimento do valor nutricional também tem uma grande participação nessa popularidade e

contribui para o aumento do consumo, considerando-se a grande preocupação dos

consumidores em manter hábitos alimentares saudáveis (TIBURSKI et al., 2011).

Um forte exemplo dentre estas frutas exóticas, é o fruto da cajazeira (Spondias

mombin L.), uma árvore frutífera da família Anacardiaceae, que se encontra dispersa nas

regiões tropicais da América, África e Ásia. No Brasil, a cajazeira é encontrada

principalmente nos estados do Norte e Nordeste. O fruto é constituído de polpa, casca e

semente, mas apenas a polpa assume posição de destaque no tocante ao aspecto comercial.

(SACRAMENTO; SOUZA, 2000; BOSCO et al., 2000). Mendes et al. (2008) afirmaram que

a polpa de cajá, além das propriedades nutricionais, apresenta propriedades funcionais

bastante desejáveis, principalmente pelos expressivos teores de carotenoides encontrados. Isto

torna o cajá uma promissora fonte de compostos antioxidantes, cujo consumo deveria ser

estimulado. Esses compostos encontram-se nos vegetais na forma livre ou ligadas a açúcares e

proteínas polifenólicas (CATANEO et al., 2008). É importante salientar que as evidências

desse alto potencial antioxidante não está restrito à polpa das frutas; tem sido demonstrado

que tal atividade é frequentemente superior em cascas, pelo fato destas possuírem teor

elevado de compostos fenólicos (HUBER et al., 2012).

Vieira (2010) estudou a maceração enzimática em película comestível de cajá

utilizando preparações enzimáticas pectinolíticas, empregou variação de quantidade de

38

preparação enzimática, tempo e temperatura. Pesquisas indicaram que a maceração

enzimática foi influenciada pela preparação utilizada, a concentração das enzimas, o tempo de

incubação e temperatura durante o tratamento (SUN et al., 2006). A concentração da

preparação enzimática está associada à quantidade de preparação usada e à atividade das

enzimas específicas contidas na preparação.

Desta forma o objetivo deste trabalho foi caracterizar e quantificar o rendimento

da película comestível de cajá a fim de direcionar o processo de extração de carotenoides por

maceração enzimática e assim determinar a melhor condição.

2.2. MATERIAL E MÉTODOS

2.2.1. Obtenção e preparação da película comestível de cajá

A obtenção de película comestível de cajá foi realizada de acordo com o

fluxograma ilustrado na Figura 4. Os frutos de cajá foram colhidos em pequena propriedade

rural no município de Pecém/CE, situado a 60 km da capital Fortaleza. Foram congelados a -

18ºC e armazenados em caixas de poliestireno expandido para serem transportados até o

Laboratório de Processos Agroindustriais da Embrapa Agroindústria Tropical em

Fortaleza/CE.

Na unidade de processamento, os frutos foram inicialmente lavados com água

para a retirada de sujidades. Foram processados apenas frutos em estádio de maturação. Após

a seleção, realizou-se uma segunda lavagem com água clorada (20 mg/L de cloro) com

imersão de 15 minutos. Em seguida, ocorreu a etapa de despolpa empregando despolpadeira

Bonina modelo 0.25 df (ITAMETAL – Itabuna/BA), malha de 1mm, para a remoção das

cascas e caroços. Posteriormente a retirada da polpa, películas e caroços foram colocados em

tanque com água para sua separação por diferença de densidade. As películas recolhidas da

porção inferior do tanque foram dispostas em telas para a retirada do excesso de água e, em

seguida, foram embaladas em sacos plásticos de polietileno e lacrados em seladora Sulpack

SP-350. Os sacos lacrados foram cobertos com papel alumínio para evitar reações oxidativas

e armazenados em freezer a -18°C (Figura 5).

39

Figura 4 - Fluxograma de obtenção da película comestível de cajá.

Figura 5 - Obtenção da película comestível de cajá: cajás congelados (A), tanque para separação da película e caroços (B) e película comestível (C).

40

2.2.2. Quantificação dos resíduos

Nesta etapa realizou-se a medida da quantidade de resíduos gerados na despolpa

dos frutos da cajazeira ao utilizar a peneira com furos de 1 mm de diâmetro. Quantificou-se o

rendimento em porcentagem de polpa, caroços e película.

2.2.3. Caracterização da película comestível de cajá

As análises físico-químicas da película comestível de cajá foram realizadas em

duplicatas e determinadas de acordo com a Associations of Official Analytical Chemists,

AOAC (2005):

Resíduo seco: conforme método 920.151;

Cinzas: conforme método 923.03;

Extrato etéreo: conforme método 922.06;

Teor de proteínas: de acordo com a determinação do nitrogênio total, conforme método

920.123.

A determinação de AIR (resíduo insolúvel em álcool), que quantifica pectina,

hemicelulose e celulose + lignina foi determinada de acordo com a metodologia de Schieber

et al. (2005). Pesaram-se 30 g de película de cajá e homogeneizou-se em 300 mL de etanol

(80% v/v) fervente como auxílio de um Mixer – Walita, permanecendo sob aquecimento por 1

hora a 80 °C. Logo após realizou-se uma centrifugação a 15.000 g durante 10 minutos e

filtrou-se o centrifugado à vácuo, coletando o resíduo. O resíduo foi lavado com etanol quente

até se obter um extrato com filtrado claro. Em seguida o extrato foi colocado em agitação com

50 mL de acetona. A agitação ocorreu em shaker orbital (TE-420 marca Tecnal) a 150 rpm

por 12 horas. Realizou-se nova filtração e secou-se o resíduo em exaustor por 24 horas.

Determinou-se o peso e assim obteve-se o AIR (resíduo insolúvel em álcool). Foi retirado 0,8

g do AIR e colocado sob agitação com 50 mL de solução alcalina de EDTA (0,05M NaOH;

0,5mM EDTA) a 150 rpm durante 1 hora. Em seguida realizou-se centrifugação a 15.000 g

por 20 minutos e logo após uma filtração à vácuo, coletando o resíduo e lavando com água

destilada. Este resíduo foi reservado para quantificar hemicelulose. Juntaram-se os

41

sobrenadantes e ajustou-se o pH para 6,5. A solução foi colocada na diálise em membranas de

diálise Dyalises membrane cellulose de espessura 33 mm (SIGMA-ALDRICH) com água

destilada por 48h. Após a diálise, o líquido das membranas foi coletado e adicionou-se álcool

comercial na proporção 3:1 (álcool:líquido), deixando em repouso por 24h. Após o descanso

foi colocado em estufa a 60°C e pesou-se o resíduo determinando assim pectina. O resíduo

reservado na etapa anterior foi colocado sob agitação em 50 mL de solução de NaOH 16%

por 5h. Em seguida realizou-se centrifugação a 15.000g por 20 minutos. Foi realizada

filtração à vácuo, coletando o resíduo e lavando com água destilada por duas vezes. O resíduo

foi reservado para quantificar celulose + lignina. Juntou-se os sobrenadantes e o pH foi

ajustado para 6,5. A solução foi colocada na diálise da mesma forma que quantificou pectina.

Após a diálise, o líquido das membranas foi coletado e adicionou-se álcool comercial na

proporção 3:1 (álcool:líquido), deixando em repouso por 24h. Após o descanso foi colocado

em estufa a 60°C e pesou-se o resíduo determinando assim hemicelulose. Ao resíduo

reservado na etapa anterior adicionou-se 100 mL de água destilada e colocou-se a solução na

diálise da mesma forma que quantificou pectina e hemicelulose. Após a diálise, o líquido das

membranas foi coletado e adicionou-se álcool comercial na proporção 3:1 (álcool:líquido),

deixando em repouso por 24h. Após o descanso foi colocado em estufa a 60°C e pesou-se o

resíduo. Após a pesagem, a amostra foi incinerada em mufla a 550ºC. Para determinar

celulose + lignina, retirou-se a diferença de peso referente às cinzas. Os resultados foram

determinados através da relação de peso de cada fração com o peso do AIR total da amostra e

expressos em g/100g película.

O teor de carotenoides totais foi determinado segundo o método proposto por

Higby (1962) Em um Becker âmbar, pesou-se aproximadamente 1 g do extrato da maceração

de película de cajá, adicionou-se 30 mL de álcool isopropílico e 10 mL de hexano,

homogeneizou-se por 1 minuto. Em seguida adicionou-se aproximadamente 10 mL de água e

transferiu-se para um tubo de centrífuga envolto em papel alumínio, agitando o material por 1

minuto em agitador de tubos. Transferiu-se para um funil de separação âmbar de 250 mL e

realizaram-se descansos de 30 minutos no funil de separação para a completa distinção das

fases aquosa e orgânica. A fase orgânica separada foi transferida para um Becker âmbar e

após a completa extração, o conteúdo foi filtrado em algodão contendo sulfato de sódio anidro

P.A., para um balão volumétrico âmbar de 50 mL. O algodão foi lavado com hexano para

retirar todo o pigmento presente. Adicionou ao balão 5 mL de acetona e aferiu-se o conteúdo

com hexano. A leitura foi feita em espectrofotômetro Varian em um comprimento de onda de

450 nm. Os resultados foram expressos em µg/g.

42

2.2.4. Maceração enzimática da película comestível de cajá

A maceração enzimática da película comestível de cajá foi realizada de acordo

com Vieira (2010). Os ensaios de maceração foram conduzidos em Erlenmeyers com

capacidade de 250 mL, onde 20 g de película de cajá foram trituradas em 80 mL de água

destilada com o auxílio de um Mixer Walita durante 30 segundos. A maceração enzimática da

película ocorreu utilizando a preparação enzimática Pectinex XXL, sob a agitação de 150 rpm

(Figura 6). Realizou-se uma maceração controle, sem adição de enzima, para comparação. Ao

término das macerações, a película (fase sólida) foi separada da água (fase aquosa) e

descartada. Esta separação foi feita com o auxílio de peneiras de malha com diâmetro de 1

mm.

Figura 6 – Esquema do tratamento enzimático da película comestível de cajá.

Com a finalidade de se obter dados significativos e confiáveis, os experimentos

foram conduzidos de acordo com um planejamento experimental. Estaticamente, todos os

dados foram analisados para que houvesse a atenuação dos erros experimentais e a garantia da

representatividade dos resultados encontrados. Estabeleceram-se como variáveis

independentes: a quantidade enzimas aplicadas na maceração (x1), o tempo de maceração (x2)

e a temperatura de maceração (x3). Assim, a escolha de um planejamento fatorial 2k com

adição de pontos centrais tornou-se pertinente. Pontos centrais adicionados ao espaço

experimental permitiram testar a linearidade nos efeitos dos fatores e, estimar

43

independentemente o erro obtido. O planejamento experimental verificou a influência das três

variáveis independentes nos seguintes parâmetros: teor dos grupos redutores totais (Y1), sólidos

solúveis totais (Y2), resíduo seco (Y3) e teor de carotenoides (Y4). A matriz do planejamento com

valores reais e codificados das variáveis independentes é apresentada na Tabela 1. Para a

determinação dos coeficientes de regressão do modelo utilizou-se o método dos mínimos

quadrados e, para a medida de adequação do modelo, aportaram-se do coeficiente de

correlação (R2) e da análise residual. Os dados experimentais foram analisados usando-se o

software Statistica versão 7.0. O nível de significância avaliado foi de 95%.

Tabela 1 – Matriz do planejamento fatorial 2k completo, com valores reais e codificados das

variáveis independentes.

Variáveis codificadas Variáveis reais

Ensaio Quantidade de

preparação Tempo Temperatura

Quantidade de

preparação

(µL)

Tempo

(h)

Temperatura

(°C)

1 -1 -1 -1 100 1 25

2 +1 -1 -1 300 1 25

3 -1 +1 -1 100 3 25

4 +1 +1 -1 300 3 25

5 -1 -1 +1 100 1 35

6 +1 -1 +1 300 1 35

7 -1 +1 +1 100 3 35

8 +1 +1 +1 300 3 35

9 0 0 0 200 2 30

10 0 0 0 200 2 30

11 0 0 0 200 2 30

2.2.5. Atividade enzimática do complexo Pectinex XXL

A preparação enzimática Pectinex XXL, da Novozymes®, foi caracterizada

quanto à atividade de:

i) Poligalacturonase (COURI, 1993): em tubos de ensaio adicionou-se 4 mL de

ácido poligalacturônico e foram mantidos em banho termostático a 35 °C por 10 minutos. Em

44

seguida, adicionou 0,1 mL do extrato enzimático devidamente diluído. Após 30 minutos de

reação transferiu-se 0,1 mL do meio reacional para um tubo contendo 1 mL de DNS e

completando o volume com 0,9 mL de água destilada. A atividade de poligalacturonase foi

expressa em U.mL-1, onde uma unidade corresponde a 1 µmol de ácido galacturônico por mL,

por minuto nas condições de reação.

ii) Pectinametilesterase (KHANNA; SETHI; TEWARI, 1981): em um Becker

adicionou-se 30 mL de solução de pectina a 1% (previamente ajustada o pH para 7,0) e 6 mL

do extrato enzimático devidamente diluído. Realizou-se uma titulação com NaOH 0,01N

ajustando o pH do conteúdo do Becker para 7,0 em um tempo de 10 minutos de reação.

Anotou-se o volume de NaOH gasto para o ajuste do pH. O resultado é baseado no volume de

NaOH gasto, no fator do NaOH e na diluição do extrato enzimático. A atividade da

pectinametilesterase foi expressa em U.mL-1, onde uma unidade de pectinesterase

corresponde como a quantidade de enzima que libera 1 µmol de grupos carboxílicos por hora

de reação.

iii) Pectinaliase (ZETELAKI-HORVATH, 1982): em tubos de ensaio adicionou-se

2,5 mL de solução de pectina 2%, 0,5 mL de CaCl2 0,01M e 21,0 mL de tampão acetato. Em

seguida colocou-se em banho termostático a 35 °C por 10 minutos. Adicionou 1 mL do

preparo enzimático devidamente diluído, agitou-se e realizou-se imediatamente a leitura em

espectrofotômetro a 235 nm. Retornou ao banho e realizou-se nova leitura após 10 minutos de

reação. A atividade de pectinaliase foi expressa em U.mL-1, onde uma unidade representa 1

µmol de 4,5 glicosídeo uronato produzido por minuto de reação em pH 5,5 nas condições de

reação, por mL do preparado enzimático.

2.2.6. Determinações analíticas na maceração enzimática

As determinações analíticas foram realizadas na fase líquida da maceração. Os

grupos redutores totais (GRTs) foi determinado por método colorimétrico, utilizando o ácido

3,5 dinitrossalicílico (DNS), conforme metodologia proposta por Miller (1959). Os sólidos

solúveis totais (SST) foram quantificados em refratômetro digital (ATAGO PR-101) através

de leitura direta. Os resultados foram expressos em °Brix de acordo com o método 932.12 da

Association of Official Analytical Chemists (AOAC, 2005). O resíduo seco foi determinado

45

conforme método 920.151 da AOAC (AOAC, 2005). A quantificação de carotenoides totais

foi determinada na fase líquida segundo o método proposto por Higby (1962) (item 2.2.3).

2.3. RESULTADOS E DISCUSSÃO

O rendimento em polpa do processamento de cajá foi de 54,44%, a quantidade de

resíduos presentes foi de 42,45%, a película comestível representa 6,19% do resíduo gerado

(Tabela 2). Houve perdas no processamento, resultando em 3,11%. Silva Júnior et al.(2004)

obtiveram um rendimento médio de polpa para frutos de cajá-umbu entre 54,5 e 66,5%.

Cavalcante et al. (2009) estudaram os aspectos físicos e físico-químicos do cajá e encontraram

uma variação na porcentagem de polpa de 46,8 a 62,3%.

O processamento de frutas gera grandes quantidades de resíduos, que podem ser

perfeitamente utilizados no desenvolvimento de novos produtos, aumentando seu valor

agregado (UCHOA et al., 2008). Andrade et al. (2012) estudaram a obtenção e características

de melão cristalizado e, registraram 22,58% de resíduos de melão, entre casca e sementes.

Huber et al. (2012) encontraram o rendimento percentual do resíduo do processamento da

manga Ubá de aproximadamente 23% de casca e 15% de caroço ao investigarem a

caracterização química deste resíduo. Desta forma percebeu-se que há um grande percentual

de resíduos gerados pelo processamento de frutos.

Tabela 2 – Rendimento das frações após o processamentode cajá.

Característica Rendimento (%)

Polpa 54,44

Caroço 36,26

Película 6,19

Perdas 3,11

A película de cajá apresentou 80,18 g/100 g de umidade e 19,82 g/100 g de

resíduo seco, 2,51 g/100 g de cinzas, 6,54 g/100 g de extrato etéreo e 12,52 g/100 g de

proteínas, em base seca (Tabela 3).

46

O teor de extrato etéreo, proteína, carboidratos e cinzas para a película de cajá, em

base úmida, foram 1,29 g/100 g, 2,53 g/100 g, 15,49 g/100 g e 0,50 g/100 g respectivamente.

Os trabalhos sobre caracterização da película comestível de cajá são escassos, no entanto essa

caracterização foi realizada por alguns autores na polpa de cajá. Vieira Neto (2002) registrou

0,8 g/100 g de proteínas, Mattietto (2005) detectou 0,82 g/100 g de proteínas e 0,26 g/100 g

de extrato etéreo, Viana et al. (2009) demonstrou valores de proteínas referentes a 0,66 - 0,71

g/100 g e Santos et. al. (2010), encontrou 0,63 g/100 g de proteínas, 0,11 g/100 g de extrato

etéreo e 0,99 g/100 g de cinzas na polpa de cajá. A composição química da película de cajá,

ao ser comparada com os resultados citados, encontra-se com teores de proteína, extrato

etéreo e cinzas superiores ao da própria polpa de cajá.

Tabela 3 – Caracterização da película comestível de cajá, em base seca.

Característica Quantidade (g/100 g película)

Composição centesimal

Cinzas 2,5

Extrato etéreo 6,5

Proteína 12,5

Carboidratos 78,2

AIR1 66,9

Pectina 42,4

Hemicelulose 22,3

Celulose + lignina 1,9 1Resíduo insolúvel em álcool.

A quantificação da pectina, hemicelulose e celulose + lignina permitiu

caracterizar a parede celular da película comestível de cajá. Registrou-se maior teor de pectina

em sua estrutura, cerca de 42,39 g/100 g de película (Tabela 3).

As pectinas contribuem para a adesão entre as células e para a resistência

mecânica da parede celular, podem ser degradadas por enzimas pectinolíticas. Tais enzimas

são produzidas e vendidas por diversas empresas industriais. Os componentes majoritários das

pectinases são a pectinesterase, pectinaliase e poligalacturonase (BRANDÃO; ANDRADE,

1999; UENOJO; PASTORE, 2007; COELHO; SALGADO; RIBEIRO, 2008). O

conhecimento prévio da composição da parede celular da matéria-prima ajuda na seleção de

enzimas úteis para um tratamento adequado (PURI; SHARMA; BARROW, 2012).

47

O teor de carotenoides encontrado, foi de 242,39 µg/g. Rodriguez-Amaya e

Kimura (1989) determinaram a composição de carotenoides, detectando e identificando 7

carotenoides. A polpa com casca apresentou um conteúdo total de carotenoides de 25,8 µg/g,

o conteúdo total na polpa foi de 17 µg/g. Desta forma, estes autores sugerem que em termos

nutricionais é melhor se consumir o cajá com a casca. Mattietto (2005) encontrou 28,30 µg/g

de carotenoides totais para a polpa de cajá e 9,85 µg/g para o néctar e avaliou ainda a perda de

carotenoides em néctar de cajá durante 90 dias de armazenamento a temperatura ambiente,

onde houve uma queda significativa em 30 dias, mas ao longo do tempo não se observou mais

nenhuma variação significativa.

Hamano e Mercadante (2001) em estudo da composição de carotenoides em

produtos comerciais de cajá encontraram para o suco integral de cajá valores de 16,71µg/g e

88,7µg/100 g para carotenoides totais e vitamina A, respectivamente.

Segundo Rodriguez-Amaya, Kimura e Amaya-Farfan (2008), a retirada da casca

de frutas e extração de seu suco resultam em perdas substanciais de carotenoides, podendo

superar as perdas ocasionadas por tratamentos térmicos. A liberação de ácidos orgânicos,

quando as frutas são cortadas ou transformadas em sucos, é suficiente para provocar

isomerização, causando ligeira perda de cor e alteração da atividade biológica. O fato que

ocorre é que há o aumento da exposição ao oxigênio e assim carotenoides e enzimas catalisam

as reações de oxidação. Por tais motivos, recomenda-se um processamento rápido e o uso de

técnica alternativa de conservação logo após a extração.

O complexo enzimático Pectinex XXL apresentou atividade enzimática das três

enzimas caracterizadas como pectinases (Tabela 4), que atuam na degradação da pectina

facilitando assim a degradação da parede celular. É importante destacar a presença da

atividade de pectinaliase, 3,9 U/mL. Segundo Yadav et al. (2009) as pectinaliases são as

pectinases conhecidas capazes de degradar pectinas altamente esterificadas (como aqueles

encontrados em frutas) em pequenas moléculas sem produzir metanol, em contraste com a

combinação de poligalacturonase e pectinametilesterase, que são normalmente encontrados

em produtos comerciais.

Tabela 4 – Atividade enzimática do complexo enzimático Pectinex XXL.

Preparação

enzimática

Pectinases (U/mL)

Poligalacturonase Pectinametilesterase Pectinaliase

Pectinex XXL 323,6 7918,3 3,9

48

A Tabela 5 apresenta os parâmetros determinados (variáveis dependentes) em

cada condição experimental ao final do processo de maceração. Consideraram-se, nos dados

apresentados, os valores médios das determinações de GRT, SST, resíduo seco e teor de

carotenoides na fase líquida.

Na amostra controle, sem adição de enzimas, não ocorreu passagem de material

da fase sólida para a aquosa, o que inviabilizou a realização das análises de grupos redutores

totais, sólidos solúveis totais, resíduo seco e teor de carotenoides totais.

A maior quantificação de grupos redutores totais foi registrada no ensaio 8 (4189

mg/L), onde empregou-se a maior quantidade de preparação enzimática, associada aos níveis

mais altos de tempo e temperatura de incubação. O teor máximo de carotenoides totais

encontrado foi 120,94 µg/g de extrato (experimento 4), ao utilizar maior quantidade de

preparação enzimática, mediante maior tempo e menor temperatura de incubação.

Analisando os resultados, percebeu-se que o emprego da maceração enzimática

possibilitou a recuperação de carotenoides da película de cajá para a fase líquida, uma vez que

os carotenoides foram determinados em todos os ensaios. Essa constatação é reforçada ao

avaliarem-se as demais variáveis dependentes do planejamento experimental. Aumento nos

parâmetros GRT, SST e resíduo seco correlacionam-se com a efetividade do complexo

enzimático em romper as células vegetais presentes na película de cajá. O complexo

enzimático Pectinex XXL, empregado no estudo tem atividade para enzimas pectinolíticas,

possuindo atividade de 3,9 U/mL para pectinaliase como relatado anteriormente.

49

Tabela 5 – Variáveis dependentes determinadas em cada condição experimental.

Condições Experimentais Parâmetros Determinados

Testes Preparação

(µL) x1

Tempo (h) x2

Temperatura (oC) x3

GRT (mg/L)

Y1

SST (°Brix)

Y2

Resíduo seco (g/100g)

Y3

Carotenoides (µg/g)

Y4

1 100 1 25 1023 0,5 0,40 23,33

2 300 1 25 1810 0,8 0,58 18,15

3 100 3 25 1835 0,55 0,62 44,77

4 300 3 25 2988 0,9 1,16 120,94

5 100 1 35 1841 0,75 0,49 34,20

6 300 1 35 2335 0,80 0,68 21,64

7 100 3 35 2627 0,65 0,77 74,58

8 300 3 35 4189 1,1 1,27 66,60

9 200 2 30 3234 0,8 0,89 58,43

10 200 2 30 2709 0,75 0,80 51,95

11 200 2 30 2832 0,70 0,89 40,28

Com os resultados obtidos foi possível determinar a análise de variância para as

distintas variáveis respostas, como apresentada na Tabela 6. A validade dos modelos foi

aferida pela análise da variância através do teste F, comparando-se os valores de F dos

modelos com os valores de F críticos. Notou-se que, para todas as variáveis dependentes

investigadas, as curvaturas não foram significativas. Tais constatações sugerem que, diante

das condições experimentais estabelecidas, os modelos provavelmente comportaram-se

linearmente.

Para a resposta Y4, correspondente ao teor de carotenoides presente na fase líquida,

observou-se que o modelo matemático não foi tão robusto, conseguindo explicar cerca de

52,0% da variação total em torno da média (R2 ajustado), no entanto com valor de F calculado

(12,93) maior que o valor de F crítico (5,32). Notou-se que para essa resposta, o teste de falta

de ajuste não foi significativo, com o valor de F calculado (6,35) menor que o F crítico

(19,33), reafirmando que os dados se ajustaram bem ao modelo linear. O coeficiente de

correlação da variável Y3 foi altamente significativo (93,0%), sendo estabelecido para a

resposta resíduo seco, um valor de F calculado (41,15) superior ao F crítico (4,76) e falta de

ajuste não significativa (2,44) em comparação ao F crítico (19,25). Para as demais variáveis

independentes (Y1, Y2), embora não tenham apresentado coeficientes de correlação

50

relativamente altos, 63,0 e 52,0% respectivamente, apresentaram testes de falta de ajuste não

significativos, ou seja, valores de F calculados menores que os valores do F crítico.

Tabela 6 – Análise da variância para as respostas Y1, Y2, Y3 e Y4.

Para a variável resposta Y1 (GRT), as maiores determinações estão diretamente

relacionadas aos experimentos em que se empregaram quantidades de preparação enzimática

superiores ou iguais a 200 µL em períodos de maceração superiores ou iguais a 2 horas

(experimentos 4, 8, 9, 10 e 11). Os fatores considerados significativos para esta resposta

podem ser facilmente visualizados pelo emprego do diagrama de Pareto (Figura 7).

Causa de Variação Soma Quadrática

Graus de Liberdade

Média Quadrática

Fcal

GRT (mg/L) (Y1) Regressão 4675615 2 2337807,5 8,54 Curvatura 769824 1 769824 Resíduos 1915037 7 2773576,7 Lack of fit 1764251 5 352850,2 4,68 Erro puro 150786 2 75393 Total 7360476 10 736047,6 R2 ajustado= 63,0% SST (°Brix) (Y2) Regressão 0,165313 1 0,165313 12,98 Curvatura 0,000085 1 0,000085 Resíduos 0,101875 8 0,01273437 Lack of fit 0,096875 6 0,01614583 6,46 Erro puro 0,00500 2 0,002500 Total 0,267273 10 0,0267273 R2 ajustado= 52,0% Resíduo seco (g/100 g) (Y3) Regressão 0,653238 3 0,217746 41,15 Curvatura 0,028231 1 0,028231 Resíduos 0,03175 6 0,0052917 Lack of fit 0,02635 4 0,0065875 2,44 Erro puro 0,0054 2 0,002700 Total 0,713218 10 0,071322 R2 ajustado= 93,0% Carotenoides (µg/g) (Y4) Regressão 5489,948 1 5489,948 12,93 Curvatura 0,205 1 0,205 Resíduos 3396,251 8 424,5314 Lack of fit 3227,050 6 537,8417 6,35 Erro puro 169,201 2 84,6005 Total 8886,404 10 888,6404 R2 ajustado= 52,0%

51

Figura 7 – Diagrama de Pareto para a variável dependente grupos redutores totais (GRT).

Os efeitos nos quais os retângulos se dispõem após a linha divisória (p = 0,05)

podem ser considerados significativos no modelo matemático. Analisando-se os fatores,

observou-se que o tempo e quantidade de preparação apresentaram efeitos positivos na

resposta Y1, ou seja, o aumento dessas variáveis independentes contribui para o aumento da

liberação de GRT na fase líquida, sendo o efeito do tempo de incubação maior que o da

quantidade de preparação aplicada na maceração. O efeito temperatura de incubação e todos

os termos de interação não influenciaram significativamente na liberação de GRT durante o

processo de maceração.

A maior liberação de GRT na fase líquida foi obtida mediante a aplicação de

maior quantidade de preparação enzimática (300 µL), sob temperatura de incubação de 35 oC,

durante 3 horas de processo (experimento 8). No entanto, percebeu-se uma queda de 28,67%

nas determinações de GRT, quando foram empregados os níveis superiores para os

parâmetros quantidade de preparação e tempo de maceração e o nível inferior para a

temperatura de incubação (experimento 4). Queda mais acentuada na liberação de GRT

(37,30%) foi verificada quando se mantiveram os parâmetros tempo e temperatura de

incubação nos níveis mais altos e reduziu-se o nível para o parâmetro quantidade de

preparação (experimento 7). Aumentando-se em três vezes a quantidade de preparação (300

µL), no experimento que ocorreu sob temperatura de incubação de 25 oC durante 3 horas,

registrou-se um aumento de 62,8% na liberação de GRT. Efeito similar ocorreu quando a

,1493645

,8369564

,9039129

1,846455

3,195437

4,295518

5,145351

5,961705

p=,05

1by3

2by3

1*2*3

1by2

Curvatr.

(3)Temperatura

(1)Quantidade de enzima

(2)Tempo

,8369564

,9039129

1,846455

3,195437

4,295518

5,145351

52

quantidade de preparação enzimática foi empregada no nível mais alto (300 µL) durante 1

hora de processo sob incubação de 35 oC (experimento 6), ou seja, aumento de 26,8% na

resposta GRT.

De modo geral, o emprego da quantidade de enzimas, no nível mais alto, permitiu

liberação mais acentuada de GRT na fase líquida. Os GRT são constituídos principalmente

por açúcares, um aumento nessa determinação possivelmente deve-se a presença de enzimas

degradantes da parede celular encontradas no complexo Pectinex XXL. Essas enzimas são

principalmente as poligalacturonases que liberam ácido poligalacturônico e as pectinaliases

que atuam sobre os resíduos de ácido poligalacturônico ou substratos desmestoxilado

liberando oligogalacturonídeos (UENOJO; PASTORE, 2007). Silva et al. (1999) estudaram a

produção de suco clarificado de cajá utilizando uma preparação enzimática pectinolítica

(Pectinex AR) e realizaram quantificação de GRT na polpa in natura e no suco clarificado

com emprego de enzimas pectinolíticas. Na polpa determinaram 4,53% de GRT e no suco o

valor subiu para 6,65%. Afirmando assim, que enzimas pectinolíticas presentes nos

complexos enzimáticos comerciais são capazes de liberar GRT em frutos, polpas ou sucos de

frutos. Kunnika e Pranee (2011) realizaram um estudo para avaliar o efeito da maceração

enzimática sobre a polpa e casca de pitaya, utilizando os grupos redutores totais como

indicativo da degradação da parede celular. Assim, verificaram que a preparação enzimática

Pectinex Ultra SP-L é capaz de degradar os polissacarídeos contidos na lamela média e que o

teor de grupos redutores foi aumentado de acordo com o tempo de maceração. Afirmando que

a preparação Pectinex Ultra SP-L degrada as ligações glicosídicas da pectina, celulose e

hemicelulose da parede celular do tecido de frutos levando a uma liberação de grupos

redutores.

Visualizando o diagrama de Pareto (Figura 8) para a variável Y2 (SST), expressa

em °Brix, foi possível constatar que apenas o efeito principal quantidade de preparação foi

significativo na resposta. Os demais efeitos principais e termos de interações não

apresentaram significância na resposta ao intervalo de confiança de 95,0%. Maiores

determinações de SST ocorreram nas condições em que o nível mais elevado de quantidade

de preparação foi adotado, sendo o efeito desse fator positivo, ou seja, aumento no nível

quantidade de preparação determina em aumento na resposta.

53

Figura 8 – Diagrama de pareto para a variável dependente sólidos solúveis totais (SST).

A maior determinação de SST foi verificada em condições experimentais nas

quais se aplicaram os níveis superiores dos fatores independentes (experimento 8). Mantendo

os mesmos níveis de temperatura e tempo de incubação, mediante diminuição em três vezes a

quantidade de preparação (experimento 7), constatou-se queda de 40,90% nos valores de SST.

Quedas menores nos valores de SST (em torno de 27,27%) foram verificadas quando

mantiveram os níveis mais altos para a quantidade de preparação e temperatura e diminuiu-se

o nível do tempo para incubação (experimento 6) ou ainda, quando manteve-se o nível mais

elevado para quantidade de preparação e diminuíram-se os níveis de temperatura e tempo de

incubação (experimento 2). Queda menos acentuada (18,18%) foi registrada no experimento

que manteve os níveis altos para quantidade de preparação e tempo de incubação e diminuiu-

se o nível de temperatura do processo (experimento 4). Nos experimentos realizados com os

níveis inferiores de quantidade de preparação foram verificadas as menores determinações

para a resposta Y2. Percebeu-se que nessas condições, aumentando-se o tempo de incubação

(3 horas), independentemente da temperatura empregada no processo, as determinações para

SST na fase líquida foram as mais baixas registradas.

Os sólidos solúveis totais são os sólidos que se encontram dissolvidos, na fase

aquosa do experimento. Aumento nos sólidos solúveis era esperado, pois a maceração

enzimática utilizando enzimas pectinolíticas facilitou a liberação dos sólidos que estavam

,3535534

-1,06066

2,474874

2,474874

3,181981

3,889087

8,131728

p=,05

2by3

1by3

1*2*3

(2)Tempo

1by2

(3)Temperatura


,3535534

-1,06066

2,474874

2,474874

3,181981

3,889087

54

contidos na película. Singh, Dhuique-Mayer e Lozano (1999) fizeram um estudo com

maceração enzimática da polpa de manga, utilizando complexos enzimáticos comerciais a

base de enzimas pectinolíticas, e perceberam um aumento no teor de sólidos solúveis totais e

grupos redutores totais e uma ligeira diminuição no valor do pH. Outro fator importante no

referido trabalho é que os autores constataram também uma maior retenção dos pigmentos

amarelos. Norjana e Noor Aziah (2011) utilizaram a enzima Pectinase Ultra SP-L para tratar o

suco da fruta durião e verificou que houve um incremento no teor de sólidos solúveis totais ao

aumentar a quantidade de enzima e o tempo de incubação. O autor percebeu também que

somente o aumento do tempo não contribuiu para uma maior determinação de SST, o mesmo

fato ocorrido nos ensaios com a película de cajá. O autor ainda afirma que uma maior

quantidade de preparação enzimática desencandeia uma maior degradação dos tecidos

facilitando o aumento dos sólidos solúveis.

Com a variável (Y3), resíduo seco, quantidades de preparação superior ou igual a

200 µL e períodos de maceração superiores ou iguais a 2 horas (experimentos 4, 8, 9, 10 e 11)

promoveram incremento na resposta. A Figura 9 apresenta o diagrama de Pareto para a

resposta Y3 (resíduo seco), onde observam-se que os efeitos principais tempo de incubação e

quantidade de preparação tiveram efeito positivo. O que significa concluir que aumento

nesses fatores resulta em aumento na produção de resíduo seco, sendo o efeito principal

tempo o mais determinante. O termo de interação x1.x2 também foi significativo, em intervalo

de confiança de 95,0% e, proporciona aumento na resposta Y3.

55

Figura 9 – Diagrama de Pareto para a variável dependente resíduo seco.

Observou-se que as maiores determinações de resíduo seco relacionaram-se com

os maiores níveis de quantidade de preparação e tempo de incubação (experimentos 4 e 8).

Nesses experimentos, alterando em 10 ºC a temperatura de incubação, a quantidade de resíduo

seco gerada foi praticamente a mesma. Os menores resultados para resíduo seco foram

relacionados aos níveis mais baixos de quantidade de preparação e tempo de incubação,

independentemente da temperatura que ocorreu o processo de maceração (experimentos 1 e

5). Uma maior quantidade de preparação enzimática irá atuar fortemente na película de cajá,

desestruturando a parede celular e liberando os sólidos solúveis e insolúveis. O resíduo seco

encontrado na fase aquosa é todo o material que foi possível recuperar da película de cajá

após a maceração.

Para a variável teor de carotenoides totais (Y4), a maior determinação foi

encontrada no experimento 4 (120,94 µg/g de extrato). Mantendo os níveis mais elevados de

quantidade de preparação e temperatura de incubação, diante da diminuição do tempo de

incubação (experimento 2). É relevante destacar que os experimentos conduzidos com a

quantidade de preparação e temperatura em níveis inferiores, apenas com a alteração do

tempo, resultou em um aumento de aproximadamente 40 % para a resposta Y4, na ordem de

44,77 µg/g de extrato (experimento 3). Alto teor de carotenoides (74,58 µg/g de extrato) foi

detectado sob nível inferior de quantidade de preparação e temperatura e tempo de incubação

em níveis superiores (experimento 7).

-,204124

-,340207

,4762897

3,061862

4,558773

9,593835

11,36291

p=,05

1by3

1*2*3

2by3

(3)Temperatura

1by2


(2)Tempo

-,340207

,4762897

3,061862

4,558773

56

Para Y4, o efeito principal tempo foi significativo a um intervalo de confiança de

95%. O efeito principal tempo foi o mais importante na resposta e tem efeito positivo, um

aumento nesse fator resulta em aumento na liberação de carotenoides na fase líquida (Figura

10). Diferentemente do que ocorreu com as variáveis Y1, Y2 e Y3, o efeito principal

quantidade de preparação passou a ter efeito negativo na resposta Y4, um aumento nesse

efeito proporcionaria diminuição na resposta.

Nas frutas e hortaliças intactas, a estrutura celular e a complexação com proteínas

conferem aos carotenoides certa estabilidade. Durante as várias etapas do processamento esta

estrutura e os complexos podem ser quebrados, expondo os pigmentos a fatores adversos

(STRINGHETA et al., 2006). Para que um carotenoide esteja disponível é necessário que

sejam liberados mecanicamente ou enzimaticamente da fonte e, devido à sua solubilidade

limitada em água, devem ser incorporados em gotículas lipídicas, ou associados a outros

componentes como proteína e amido (BOHN, 2008). Uma quantidade maior de enzimas

podem desestruturar a parede celular e os carotenoides liberados não complexam com outros

componentes para serem recuperados na fase aquosa.

Figura 10 – Diagrama de Pareto para a variável dependente teor de carotenoides na fase aquosa.

-,402579

-1,53927

1,997106

-3,03907

3,402184

-3,62321

8,296277

p=,05

(3)Temperatura

2by3


1*2*3

1by2

1by3

(2)Tempo

-,402579

-1,53927

1,997106

-3,03907

3,402184

-3,62321

57

Dentro do contexto investigado e das constatações demonstradas pelo

planejamento experimental, verificou-se que houve recuperação de carotenoides da película

de cajá para a fase líquida. Essa constatação foi reforçada pelo aumento das variáveis GRT,

SST e resíduo seco ao final do processo de maceração enzimática.

2.4. CONCLUSÃO

A película de cajá é uma boa fonte de carotenoides. Sua parede celular possui

quantidades consideráveis de pectina, hemicelulose e celulose + lignina, sendo majoritário o

teor de pectina. Desta forma, o processo de maceração deve ser baseado em preparações

enzimáticas com forte caráter pectinolítico.

É imprescindível a utilização de enzimas pectinolíticas para que ocorra a

recuperação de carotenoides através da maceração enzimática. A melhor condição para

recuperação de carotenoides foi ao utilizar 300µL do complexo enzimático Pectinex XXL

durante o período de 3 horas de incubação.

58


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62

CAPÍTULO 3. INFLUÊNCIA DE FATORES FÍSICOS E FÍSICO-QUÍMICOS NA MACERAÇÃO ENZIMÁTICA DE PELÍCULA COMESTÍVEL DE CAJÁ

3.1. INTRODUÇÃO

A partir das primeiras décadas do século XX o desenvolvimento da tecnologia de

enzimas se intensificou. A descoberta de novas enzimas integrantes das vias metabólicas, o

aumento do conhecimento das propriedades das enzimas, a constatação de que quase todas as

enzimas de interesse industrial podem ser produzidas por micro-organismos e o crescimento

no mercado de produção de enzimas, foram fatores responsáveis para a evolução da

tecnologia enzimática (NOVOZYMES, 2002).

As pectinases são enzimas hidrolíticas, cuja definição e classificação se faz com

base na parte galacturano da molécula de pectina que é atacada. As pectinas encontram-se

naturalmente em associação com a celulose e hemicelulose, que auxiliam na adesão entre as

células, sendo considerada a pectina, o principal agente que dá resistência à parede celular

(LEITÃO et al., 1995; PAIVA; LIMA; PAIXÃO., 2009).

A parede celular é composta por várias camadas, a lamela média é a camada mais

externa que faz a coesão entre as células e é composta principalmente de pectinas. A parede

celular primária localiza-se após a lamela média e a secundária liga-se imediatamente do lado

de dentro da parede primária, ambas consistem de microfibrilas de celulose trançadas em

conjunto num padrão irregular, embebidas numa matriz amorfa composta de hemiceluloses,

pectinas e proteínas (CHITARRA; CHITARRA, 2005).

A celulose encontrada na parede celular das plantas é a biomolécula mais

abundante na natureza. As plantas produzem, anualmente, cerca de 180 bilhões de toneladas

de celulose. É produzida na forma de microfibrilas de celulose, (semi)-cristalina em cadeias

lineares de β-1,4-D-glicose ligadas por pontes de hidrogênio (DELMER, 1999).

Celulases são enzimas que constituem um complexo capaz de atuar sobre

materiais celulósicos, promovendo sua hidrólise. Estas enzimas são biocatalisadores altamente

específicos que atuam em sinergia para a liberação de açúcares. A produção de celulases em

escala industrial começou em meados da década de 80 e sua utilização tem o potencial de

alterar a textura, sabor e outras propriedades organolépticas dos alimentos, além de facilitar a

remoção da pele ou casca de alguns frutos cítricos. Para isto muitas enzimas não são usadas

63

separadamente e sim associadas, ou seja, misturas de celulases, hemicelulases e pectinases

para o máximo benefício. A utilização de celulases na hidrólise da celulose ocorre em

condições mais brandas de pressão, temperatura e pH (PRESTES et al., 2012; CASTRO;

PEREIRA JÚNIOR, 2010; BATH, 2000).

Desta forma, a investigação de novas tecnologias para o processamento de frutos

e alimentos faz-se pertinente. Os avanços recentes, pontuados na evolução na tecnologia

enzimática, tais como, a descoberta de novas enzimas integrantes de vias metabólicas, o

aumento do conhecimento das propriedades das enzimas, a constatação de que a maioria das

enzimas de interesse industrial pode ser sintetizada por micro-organismos e o crescimento no

mercado de produção de enzimas, são exemplos promissores de alternativas no

processamento de frutos ou alimentos (NOVOZYMES, 2002). Em alimentos, o

relacionamento enzima/substrato é mais complexo e menos previsível porque os materiais

alimentícios não são substâncias químicas puras, mas sim estruturas complexas ou misturas

de potenciais substratos e inibidores, assim a instabilidade física das enzimas pode ser

induzida pelo efeito de pH e temperatura (FIB, 2001).

Este trabalho teve por objetivo avaliar a influência de fatores físicos e físico-

químicos na maceração enzimática de película comestível de cajá como a associação de

preparações pectinolíticas e celulolíticas, o ajuste de pH antes da maceração, a quantidade de

água adicionada e o uso do ultrassom associado à maceração enzimática.


Para avaliar e verificar a ocorrência de uma maior recuperação de carotenoides na

maceração enzimática da película comestível de cajá, foram realizados 4 (quatro) testes

distintos:

Teste 1: Avaliação de duas diferentes preparações enzimáticas comerciais na maceração

enzimática da película comestível de cajá;

Teste 2: Ajuste de pH para a maceração enzimática da película comestível de cajá;

Teste 3: Proporção película: água utilizada na maceração enzimática da película comestível

de cajá;

Teste 4: Efeito do uso do ultrassom associado à maceração enzimática da película

comestível de cajá.

64


enzimática da película comestível de cajá

Os ensaios de maceração foram realizados em Erlenmeyer, onde 10 g de película

e 40 mL de água destilada foram triturados por 30 segundos em Mixer Walita. Posteriormente

adicionaram-se os complexos enzimáticos. A maceração ocorreu em shaker orbital a 150 rpm,

a uma temperatura de 30 °C durante 3 horas. As preparações enzimáticas comerciais

utilizadas foram Pectinex XXL e Celluclast, doadas pela Novozymes®. As combinações

foram formuladas baseando-se em um estudo realizado com a preparação enzimática Pectinex

XXL (Capítulo 2). Na Tabela 7 encontram-se os ensaios de maceração com as combinações

das preparações enzimáticas utilizadas.

Tabela 7 – Combinações das enzimas Pectinex XXL e Celluclast.

Condições experimentais

Teste Pectinex XXL (µL) Celluclast (µL)

A 300 0

B 300 100

C 300 200

Os ensaios de maceração foram realizados em duplicata. Ao término das

macerações, a película (fase sólida) foi separada da água (fase aquosa) e descartada. Esta

separação foi feita com o auxílio de peneiras de malha com diâmetro de 1 mm. As

determinações analíticas foram realizadas na fase aquosa, onde se determinou grupos

redutores totais, resíduo seco e teor de carotenoides totais.

3.2.2. Teste 2: Ajuste de pH para a maceração enzimática da película comestível de cajá

A película comestível de cajá foi triturada com água destilada, na proporção de

1:4 (película: água destilada), em Mixer Walita durante 30 s. Em seguida realizou-se o ajuste

do pH (pHmetro HANNA HI 2221) utilizando solução de NaOH 0,01N. Com o pH ajustado,

adicionaram-se 300µL do complexo enzimático Pectinex XXL (Novozymes®) e prosseguiu

65

com a maceração a 150 rpm em shaker orbital, a temperatura de incubação de 30 °C durante 3

horas. Os experimentos foram realizados em duplicatas.

Após o término das macerações, as amostras foram separadas em fase aquosa

(líquido com recuperação de carotenoides) e fase sólida (resíduo de película). A separação foi

realizada utilizando peneira com malha de 1mm. A fase sólida foi descartada e na fase aquosa

foram realizadas análises de grupos redutores totais, sólidos solúveis totais, resíduo seco e

teor de carotenoides totais.

3.2.3. Teste 3: Proporção película:água utilizada na maceração enzimática da película comestível de cajá

A maceração enzimática foi realizada em Erlenmeyers com capacidade de 250

mL, contendo 10g de película comestível de cajá triturada previamente em Mixer Walita. A

trituração foi realizada juntamente com a água destilada. Foram realizados 4 (quatro)

tratamentos:

i) Tratamento 1: proporção película: água de 1:1;

ii) Tratamento 2: proporção película água de 1:2;

iii) Tratamento 3: proporção película: água de 1:3;

iv) Tratamento 4: proporção película: água de 1:4.

Posterior à trituração foi adicionado 300µL do complexo enzimático Pectinex

XXL, da Novozymes® e prosseguiu com a maceração a 150 rpm em shaker orbital, a uma

temperatura de incubação de 30 °C durante 3 horas. Os experimentos foram realizados em

duplicatas.

Após o término das macerações, as amostras foram separadas em fase aquosa

(líquido com recuperação de carotenoides) e fase sólida (resíduo de película). A separação foi

realizada por peneira com malha de 1 mm. Na fase aquosa foram realizadas análises grupos

redutores totais e teor de carotenoides. Na fase sólida foi realizada análise do teor de

carotenoides totais.

66

3.2.4. Teste 4: Efeito do uso do ultrassom associado à maceração enzimática da película comestível de cajá

O tratamento das amostras com ultrassom foi feito com um aparelho UP400S

processador ultrassônico (400 W, 24 kHz), conduzido com dois sonotrodos (H7 e H22),

amplitude 100% e frequência contínua (1 minuto). Os testes com ultrassom foram realizados

antes e após a maceração. Nas amostras que não sofreram maceração enzimática inicial, o

tratamento com o ultrassom foi realizado diretamente na película triturada em água.

Posteriormente ao tratamento com o ultrassom, foi adicionado o complexo enzimático

comercial Pectinex XXL, produzido pela Novozymes®. Nos experimentos de maceração

enzimática empregaram-se Erlenmeyers, com capacidade de 250 mL, contendo 10 g de

película de cajá triturados em 40 mL de água destilada com o auxílio de um Mixer Walita

durante 30 segundos. A maceração enzimática da película foi realizada com 300 µL do

complexo enzimático sob agitação de 150 rpm, em shaker orbital, a uma temperatura de

incubação de 30 °C durante 3 horas (Figura 11).

As amostras foram organizadas e submetidas ao tratamento com ultrassom, da

seguinte forma:

i) amostra controle (submetida apenas à maceração enzimática sem emprego de

ultrassom);

ii) amostra H7AM (amostra submetida ao tratamento com ultrassom antes da maceração

enzimática empregando sonotrodo com ponta de 7 mm);

iii) amostra H7DM (amostra submetida ao tratamento com ultrassom depois da

maceração enzimática empregando sonotrodo com ponta de 7 mm);

iv) amostra H22AM (amostra submetida ao tratamento com ultrassom antes da

maceração enzimática empregando sonotrodo com ponta de 22 mm)

v) amostra H22DM (amostra submetida ao tratamento com ultrassom depois da

maceração enzimática empregando sonotrodo com ponta de 22 mm).

Após os tratamentos, as amostras foram separadas em fase aquosa (líquido com

recuperação de carotenoides) e fase sólida (resíduo de película). A separação foi por peneira

de malha de 1 mm. Na fase aquosa foram realizadas análises grupos redutores totais e teor de

carotenoides. Na fase sólida foi realizada análise do teor de carotenoides totais para que

pudesse estimar o teor de carotenoides recuperados.

67

Figura 11 – Preparação da maceração enzimática da película comestível de cajá com associação do ultrassom.

3.2.

5. Determinações analíticas

As preparações enzimáticas Pectinex XXL e Celluclast foram cedidas pela

Novozymes® e caracterizadas quanto à atividade de:

i) Poligalacturonase (COURI, 1993): em tubos de ensaio adicionou-se 4 mL de

ácido poligalacturônico e foram mantidos em banho termostático a 35 °C por 10 minutos. Em

seguida, adicionou 0,1 mL do extrato enzimático devidamente diluído. Após 30 minutos de

reação transferiu-se 0,1 mL do meio reacional para um tubo contendo 1 mL de DNS e

completando o volume com 0,9 mL de água destilada. A atividade de poligalacturonase foi

expressa em U.mL-1, onde uma unidade corresponde a 1 µmol de ácido galacturônico por mL,

por minuto nas condições de reação.

ii) Pectinametilesterase (KHANNA; SETHI; TEWARI, 1981): em um Becker

adicionou-se 30 mL de solução de pectina a 1% (previamente ajustada o pH para 7,0) e 6 mL

do extrato enzimático devidamente diluído. Realizou-se uma titulação com NaOH 0,01N

ajustando o pH do conteúdo do Becker para 7,0 em um tempo de 10 minutos de reação.

Anotou-se o volume de NaOH gasto para o ajuste do pH. O resultado é baseado no volume de

NaOH gasto, no fator do NaOH e na diluição do extrato enzimático. A atividade da

pectinametilesterase foi expressa em U.mL-1, onde uma unidade de pectinesterase

68

corresponde como a quantidade de enzima que libera 1 µmol de grupos carboxílicos por hora

de reação.

iii) Pectinaliase (ZETELAKI-HORVATH, 1982): em tubos de ensaio adicionou-se

2,5 mL de solução de pectina 2%, 0,5 mL de CaCl2 0,01M e 21,0 mL de tampão acetato. Em

seguida colocou-se em banho termostático a 35 °C por 10 minutos. Adicionou 1 mL do

preparo enzimático devidamente diluído, agitou-se e realizou-se imediatamente a leitura em

espectrofotômetro a 235 nm. Retornou ao banho e realizou-se nova leitura após 10 minutos de

reação. A atividade de pectinaliase foi expressa em U.mL-1, onde uma unidade representa 1

µmol de 4,5 glicosídeo uronato produzido por minuto de reação em pH 5,5 nas condições de

reação, por mL do preparado enzimático.

iv) Celulase (WOOD; GARCIA-CAMPAYO, 1990): em tubos de ensaio

adicionou-se 0,9 mL de solução de celulose 1% e manteve-se em banho termostático a 40°C

por 10 minutos. Em seguida, foi adicionado 0,1 mL do complexo enzimático devidamente

diluído permanecendo em banho termostático, sob agitação, por 60 minutos. Para a

paralisação da reação foi adicionado 1 mL de DNS e realizada uma homogeneização. A

atividade de celulase é expressa em U.mL-1, onde uma unidade corresponde à quantidade de

enzima que libera 1 µmol de glicose por minuto.

v) Xilanase (GOMES et al., 1992): em tubos de ensaio adicionou-se 0,5 mL de

solução de xilana 1% e 0,5 mL do complexo enzimático diluído em balão volumétrico. Os

tubos foram levados ao banho termostático a 60 °C por 10 minutos. Após os 10 minutos, a

reação foi paralisada adicionando em cada tubo 1 mL de DNS. Homogeneizou-se e procedeu-

se a análise de Grupos Redutores Totais. O branco foi feito sem deixar que a reação ocorresse.

A atividade de xilanase é expressa em U.mL-1, onde uma unidade corresponde a 1 µmol de

xilose por mL, por minuto nas condições de reação.

O teor de grupos redutores totais (GRTs) foi determinado por método

colorimétrico, utilizando o ácido 3,5 dinitrossalicílico (DNS), conforme metodologia proposta

por Miller (1959). A concentração de GRT foi determinada por curvas-padrões previamente

estabelecidas. As análises de resíduo seco e de sólidos solúveis totais foram realizadas de

acordo com AOAC (2005). Para resíduo seco, utilizou-se o método 920.151 e para sólidos

solúveis totais utilizou-se o método 932.12.

Para o teste 1, a quantificação de carotenoides totais foi realizada de acordo com o

método descrito por Higby (1962), onde os resultados foram expressos em µg/g de extrato.

Para os outros testes foi realizada uma metodologia de teor de carotenoides mais

recente e utilizada ultimamente com maior frequência, proposta por Rodriguez-Amaya

69

(2001), com as adaptações necessárias para a película comestível de cajá. Para a fase sólida

foi pesado, em média, 1 g da película e, na fase aquosa foram pesados 3 g de amostra

homogeneizada. Em almofariz, misturou-se a amostra com aproximadamente quatro vezes

sua quantidade de celite. Adicionou-se acetona em temperatura de aproximadamente 4 °C

para promover a extração dos pigmentos. A mistura foi filtrada a vácuo em funil de porcelana

e o resíduo foi levado novamente ao almofariz. A extração e a filtração foram repetidas até

que o resíduo se tornasse incolor. O extrato foi recolhido em um único kitassato. Foram

adicionados 30 a 80 mL de éter de petróleo, dependendo da amostra. Em seguida, os

carotenoides dissolvidos no éter foram transferidos para um funil de separação.

Posteriormente, adicionou-se água para que houvesse a separação de fases. A etapa de adição

foi repetida por 3 vezes e feito o descarte da fase água-acetona após cada repetição. Ao final,

depois de toda a remoção da acetona, a fase etérea foi recolhida em frasco Erlenmeyer. Em

seguida foi adicionado sulfato de sódio anidro para que absorvesse a água que eventualmente

poderia ter passado juntamente com a fase etérea. Transferiu-se o líquido para uma proveta

para verificar a quantidade. Foi realizada leitura em espectrofotômetro Varian Cary – 50 a 450

nm. O cálculo foi realizado baseando-se no coeficiente de absorção do carotenoide

majoritário, no caso a β-criptoxantina.

Para uma melhor avaliação do experimento, foi utilizado o teste de Tukey para

avaliar os resultados, pelo pacote Statistica 7.0. O nível de significância avaliado foi de 95%.



enzimática da película comestível de cajá

A preparação enzimática comercial Celluclast apresentou atividade enzimática das

duas enzimas caracterizadas como pectinases, atividade de celulase totais de 15,3 U/mL e de

xilanase de 407,9 U/mL (Tabela 8). Em relação às atividades pectinolíticas, percebeu-se que o

complexo, mesmo sendo a base de celulases possui a atividade de pectinametilesterase e

pectinaliase. A película de cajá possui quantidades majoritárias de pectina e hemicelulose,

70

mas os complexos enzimáticos são compostos por uma mistura de enzimas que degradam a

parede celular. Segundo Silva et al. (2005) as preparações comerciais de enzimas destinadas à

maceração enzimática de produtos de frutas contem um ou mais tipos de pectinases, além de

atividades de celulases, hemicelulases, proteases e amilases, onde os autores denominam

como coquetel enzimático.

A ação das hemicelulases é realizada através de enzimas específicas tais como:

xilanase, arabinofuranosidase, α-Galactosidase e mananase, que atuam degradando xilanas,

arabinanas, galactomananas e mananas, respectivamente (WOOD; KELLOGG, 1986).

Tabela 8 – Atividade enzimática do complexo enzimático Pectinex XXL e Celluclast.

Preparação

enzimática

Pectinases (U/mL)

PG1 PME2 PL3 Celulase Xilanase

Pectinex XXL 323,6 7918,3 3,9 0,8 202,8

Celluclast ND 808,4 5,0 15,3 407,9 1Poligalacturonase, 2Pectinametilesterase, 3Pectinaliase, ND = não detectada.

Os resultados dos testes utilizando diferentes complexos enzimáticos estão

descritos na Tabela 9. Na análise de grupos redutores totais houve diferença significativa ao

nível de 5% de significância. O maior teor de grupos redutores encontrados foi no Teste 3, ao

utilizar 300 µL de Pectinex XXL e 200 µL de Celluclast. O uso de 200 µL de celulase fez o

teor de grupos redutores totais aumentar aproximadamente 35%. Sabe-se que é uma

característica das ações destas enzimas que degradam a parede celular, liberar açúcares.

A análise de resíduo seco apresentou diferença significativa no Teste C, os Testes

A e B não diferiram (ao nível de 5%). O resíduo seco constitui o material que foi possível

passar da fase sólida para a fase aquosa. Assim, no Teste 3 foi onde se conseguiu passar mais

material, 1,7 g/100 g de extrato, este fato deve-se possivelmente a maior quantidade de

enzima empregada.

71

Tabela 9 – Resultados das análises de grupos redutores totais (GRT), resíduo seco e teor de carotenoides totais para as macerações enzimáticas utilizando combinações das preparações comerciais Pectinex XXL e Celluclast.

Teste GRT

(mg/L)

Resíduo seco

(g/100g)

Teor de carotenoides

(mg/ 100mL de extrato)

A 1832,1a ± 10,10 1,3a ± 0,01 1,92b ± 0,03

B 2033,9b ± 7,58 1,4a ± 0,09 1,75a ± 0,08

C 2814,3c ± 10,10 1,7b ± 0,03 1,27a ± 0,12 Médias seguidas de mesma letra, na mesma coluna, não diferem significativamente entre si, ao nível de 5% de significância, pelo Teste de Tukey.

O teor de carotenoides encontrado não apresentou diferença significativa (ao nível

de 5%) para os Testes A e B, somente o Teste C apresentou esta diferença. No entanto o

maior teor de carotenoide encontrado foi ao utilizar somente a preparação enzimática Pectinex

XXL, ou seja, não adicionar complexo enzimático rico em celulases à maceração. Ao utilizar

a preparação enzimática Celluclast, o teor de carotenoides foi reduzido em aproximadamente

18% (Teste 3). Castro e Pereira Junior (2010), afirmam que a hidrólise enzimática da celulose,

normalmente, tem seu rendimento aumentado com incrementos na carga enzimática, até uma

concentração limite, a partir da qual não é compensatório continuar adicionando enzimas ao

processo, pois os sítios da matriz do substrato já se encontram saturados pelos

biocatalisadores.

A não eficiência do uso da Celluclast neste estudo pode estar associada ao tipo de

material que se deseja degradar e ao tipo de composto que se deseja recuperar, no caso, os

carotenoides. Alguns trabalhos afirmam que o uso de celulases está associado à hidrólise

parcial de componentes da parede celular, reduzindo a viscosidade e mantendo a textura em

sucos de frutas (SANTOS, 2011). Coelho, Salgado e Ribeiro (2008) afirmam que a quebra da

pectina age formando uma suspensão celular. Se esta suspensão for subsequentemente tratada

com celulases, a quebra da parede celular aumenta levando a uma quase completa degradação

dos carboidratos solúveis e insolúveis. Mas, para uma boa ação das celulases é necessário

atenção para alguns fatores, uma vez que Oliveira et al. (2006 apud SPAGNUOLO et al.,

1997) afirmam que as condições ótimas de atividade da celulase são temperatura de 50 °C.

Uenojo e Pastore (2007) afirmam que o efeito sinergístico da combinação de

pectinases e celulases é um processo crucial no tratamento enzimático da polpa para uma

quase completa liquefação das frutas e dos vegetais. Aquino (2012) estudou a maceração

72

enzimática de polpa de bacuri e concluiu que a maceração da polpa foi melhorada quando

utilizou a adição das combinações de preparações enzimáticas (Pectinex XXL e Celluclast/

Viscozyme L e Celluclast), ocorrendo uma redução da consistência de cerca de 70 – 75%.

3.3.2. Teste 2: Ajuste de pH para a maceração enzimática da película comestível de cajá

O pH das amostras, após a trituração foi de 3,7. A amostra A1 (controle) não

sofreu ajuste de pH antes da maceração. Na amostra A2 o pH foi ajustado para 6,1 (Tabela

10). Os resultados das análises estão apresentados na Tabela 11. Todos os resultados, grupos

redutores totais, sólidos solúveis totais, resíduo seco e teor de carotenoides totais foram

diferentes significativamente ao nível de 5% pelo teste de Tukey.

Tabela 10 – Valores de pH das amostras de maceração enzimática.

Amostra pH inicial pH para maceração

A1 – Controle 3,7 -

A2 - pH ajustado 3,7 6,1

O teor de grupos redutores totais foi maior na amostra controle (A1), 691,2 mg/L.

Este resultado pode ser associado ao valor do pH e à presença dos ácidos orgânicos. O pH é

uma variável importante em qualquer processo biológico e esses ácidos orgânicos conferem

um pH baixo à amostra (DEMIATE et al., 2002; ALCÂNTARA; ALMEIDA; SILVA, 2007;

SANTANA et al., 2008).

Os sólidos solúveis totais capazes de serem percebidos na fase aquosa apresentou

maior teor na amostra A2, onde foi feito o ajuste de pH, chegando a praticamente ao dobro,

1,1 ºBrix. O resíduo seco também apresentou diferença significativa sendo um pouco a

quantidade maior na amostra controle, cerca de 18% maior que a amostra com pH ajustado.

Com relação ao teor de carotenoides totais percebeu-se que foi possível recuperar

uma maior quantidade de carotenoides ao ajustar o pH deixando-o próximo da neutralidade

antes de iniciar a maceração. O teor de carotenoides totais, ao se ajustar o pH, teve um

aumento de aproximadamente 44%.

73

Tabela 11 – Teor de grupos redutores totais (GRT), sólidos solúveis totais (SST), resíduo seco e teor de carotenoides totais para amostra controle e amostra com ajuste de pH.

Amostra GRT

(mg/L) SST

(ºBrix) Resíduo seco

(g/100g) Teor de carotenoides

(µg/g de extrato)

A1 - Controle 6912,0b 0,6a 1,7b 32,4a

A2 - pH ajustado 5446,0a 1,1b 1,4a 57,9b Médias seguidas de mesma letra, na mesma coluna, não diferem significativamente entre si, ao nível de 5% de significância, pelo Teste de Tukey.

3.3.3. Teste 3: Proporção película: água utilizada na maceração enzimática da película comestível de cajá

Com a realização da maceração foi possível notar que no tratamento 1, que

utilizou a proporção 1:1 (película: água) não houve maceração. Visivelmente não se observou

nenhuma transformação na amostra após 3h de incubação. Neste tratamento não foi possível

realizar as análises.

Com os tratamentos 2, 3 e 4 notou-se visualmente que ocorreu maceração e as

análises transcorreram normalmente. O tratamento 2 apresentou diferença significativa,

enquanto que os tratamentos 3 e 4 encontraram-se iguais estatisticamente. Na Tabela 12 são

apresentados os resultados do teor de grupos redutores totais estimados no tratamento. O

maior teor foi registrado no tratamento 2, com 11240,5 mg/L de grupos redutores totais e, ao

empregar a maior proporção de água (tratamento 4), obteve-se menor quantidade de grupos

redutores totais, 5231,0 mg/L.

Heck et al. (2003) realizaram um estudo de hidrólise de um resíduo fibroso de

soja utilizando extratos enzimáticos produzidos por bactérias e compararam a eficiência da

hidrólise através da análise de grupos redutores totais. A comparação utilizou o extrato e

preparações enzimáticas comerciais, o resultado foi favorável para o extrato devido uma

maior liberação de grupos redutores totais.

A partir do efeito destas enzimas sobre a parede celular, açúcares neutros como D-

arabinose, D-galactose, L-ramnose e D-xilose, que estão ligados nas substâncias pécticas, são

liberados e se tornam solúveis.

74

Tabela 12 – Teor de grupos redutores totais na fase líquida de película de cajá.

Médias seguidas de mesma letra, na mesma coluna, não diferem significativamente entre si, ao nível de 5% de significância, pelo Teste de Tukey.

Para o teor de carotenoides recuperados na fase aquosa, não houve diferença

significativa ao nível de 5% de significância, mas o teor de carotenoides máximo encontrado

foi no tratamento 3, onde utilizou-se a proporção de 1:3, película:água (Tabela 13).

Tabela 13 – Teor de carotenoides na fase líquida e na fase sólida determinados na película de cajá, com diferentes quantidades de água adicionada.


Juntamente com este resultado percebeu-se que a maior porcentagem de

recuperação dos carotenoides foi também no tratamento 3, onde conseguiu-se recuperar 24%

de carotenoides (Tabela 14). A porcentagem recuperada refere-se à quantidade de

carotenoides capaz de ser extraídos da película de cajá para a fase aquosa durante a

maceração. O resultado é similar ao dos autores Zeraik e Yariwake (2008), que estudaram a

extração de carotenoides da cenoura utilizando maceração com éter de petróleo e verificaram

que o extrato de cenouras apresentou 10% de carotenoides totais.

Amostra Concentração (mg/L)

Tratamento 1 -

Tratamento 2 11240,5b

Tratamento 3 7301,2a

Tratamento 4 5231,0a

Amostra

Fase sólida Fase aquosa

Teor de carotenoides (µg/g de película macerada)

Teor de carotenoides (µg/g de extrato)

Tratamento 1 269,1ª ± 23,14 -

Tratamento 2 200,8a ± 37,20 14,3 ± 8,02

Tratamento 3 261,3a ± 9,52 27,7 ± 3,87

Tratamento 4 262,0a ± 36,31 19,7 ± 9,31

75

Tabela 14 – Porcentagem de recuperação de carotenoides na fase líquida de película de cajá.


A adição de água é um requisito para se trabalhar com enzimas hidrolíticas, como

o caso das pectinases. Moura (2009) realizou um estudo com maceração da polpa de cajá e

concluiu que a adição do complexo enzimático á polpa, sem adição de água já proporciona

uma boa redução na viscosidade. No entanto, Aquino (2008) realizou maceração enzimática

em polpa de bacuri e percebeu que a adição de enzimas em baixas concentrações não obteve

bons resultados, necessitando utilizar a razão polpa: água de 1:2.

Dentro deste contexto, a adição de água nas proporções estudadas 1:2, 1:3 e 1:4,

de película: água favorecem a maceração enzimática e consequente recuperação de

carotenoides, mas não apresentam diferença significativa (ao nível de 5%) entre si. A única

proporção que desfavorece a maceração é a proporção 1: 1 (película: água).

3.3.4. Teste 4: Efeito do uso do ultrassom associado à maceração enzimática da película comestível de cajá

Analisando os dados apresentados na Tabela 15, percebeu-se que não houve

diferença significativa no teor de carotenoides em um nível de 5% pelo Teste de Tukey para

as amostras controle, sonda H7AM, sonda H7DM e H22DM.

Amostra Porcentagem recuperada (%)

Tratamento 1 -

Tratamento 2 12ª

Tratamento 3 24ª

Tratamento 4 23ª

76

Tabela 15 – Teor de carotenoides na fase aquosa e na fase sólida determinados na película de cajá, utilizando maceração enzimática associada à utilização do ultrassom.


Entretanto, verificou-se que o maior teor de carotenoides recuperado ocorreu na

amostra H7AM (40,8 µg/g de extrato), apresentando diferença signifcativa em relação ao

restante dos tratamentos. A liberação de carotenoides é prevista pela atuação das enzimas

pectinolíticas, que degradam as substâncias pécticas da parede celular, liberando os

carotenoides retidos na célula. O uso da sonda H7 antes da maceração possibilitou um

acréscimo na recuperação de carotenoides, uma vez que sua ação possivelmente desestruturou

as células e facilitou uma maior liberação de pigmento. Essa tendência pode ser confirmada

pelo valor inferior alcançado pela amostra controle (17,4 µg/g de extrato). É relevante

destacar que a amostra H22AM também apresentou uma considerável recuperação de

carotenoides (28,6 µg/g de extrato), sendo inclusive maior que o teor determinado no

controle.

Para aumentar a eficiência de métodos de extração a frio, é importante romper as

paredes das células para liberar os constituintes desejados e assim as ondas ultrassônicas

podem proporcionar os meios necessários para interromper as paredes celulares da amostra de

fruta (RODRIGUES; FERNANDES, 2012).

Ainda observando os valores apresentados na Tabela 15, para as determinações

realizadas na fase sólida, o teor de carotenoides não apresentou diferença significativa (nível

de 5%) para as amostras controle, sondas H7AM e H7DM, sondas H22AM e H22DM. O teor de

carotenoides na fase sólida refere-se aos valores de carotenoides presentes na película de cajá

que não foram recuperados na fase líquida.

Cabe salientar, que a literatura é muito escassa no que tange o emprego do

ultrassom como alternativa no processamento de frutos. Considerações sobre a técnica são

Fase sólida Fase aquosa

Amostra Teor de carotenoides

(µg/g de película macerada) Teor de carotenoides

(µg/g de extrato)

Controle 188,2a ± 10,0 17,4a ± 3,2

H7AM 172,2a ± 11,2 40,8c ± 1,6

H7DM 189,8a ± 22,6 15,7ab ± 5,2

H22AM 124,3a ± 41,3 28,6b ± 1,0

H22DM 102,4a ± 8,7 11,0a ± 0,2

77

feitas por alguns autores, como Sganzerla et al. (2009), mas discorrem sobre o sucesso do

ultrassom em um estudo realizado com óleo de amêndoas. Os autores demonstraram que o

maior rendimento de extração foi observado com o emprego associado do ultrassom com

outras técnicas e, esse rendimento relacionou-se possivelmente com os efeitos de cavitação e

agitação provocados pelas ondas sonoras na amostra imersa.

Em relação ao teor de grupos redutores totais presente na fase aquosa da película

de cajá (Tabela 16), percebeu-se que não houve diferença significativa, ao nível de 5% entre

as amostras analisadas. Desta forma, entendeu-se que, o teor de grupos redutores totais não é

alterado pelo emprego do ultrassom, mesmo que seja demonstrado acréscimo da liberação dos

grupos redutores totais em relação à amostra controle.

Tabela 16 – Teor de grupos redutores totais na fase aquosa de película de cajá.

Médias seguidas de mesma letra não diferem significativamente entre si, ao nível de 5% de significância, pelo Teste de Tukey.

Mesmo não constatando diferenças significativas das amostras pelo Teste de

Tukey, notou-se um acréscimo considerável na liberação dos grupos redutores totais das

amostras tratadas com ultrassom. É interessante observar, que os maiores acréscimos

ocorreram nas amostras que empregaram o ultrassom com a sonda de 22 cm, amostras H22AM

e H22DM, que apresentaram em relação à amostra controle, um acréscimo no teor de grupos

redutores totais na fase líquida, de 853,4 mg/L (cerca de 11,7% de aumento) e 1241,5 mg/L

(cerca de 16,1 % de aumento), respectivamente.

Amostra Concentração (mg/L)

Controle 6466,3a ± 429,4

H7AM 6549,3a ± 752,7

H7DM 6573,0a± 301,9

H22AM 7319,7a ± 429,4

H22DM 7707,8a ± 512,6

78

3.4. CONCLUSÃO

A utilização de preparações enzimáticas de caráter celulolíticos junto às

preparações pectinolíticas, para a recuperação de carotenoides de película comestível de cajá,

não se mostrou eficiente.

O ajuste do pH, próximo à neutralidade (pH 6,0), antes de iniciar a maceração

mostrou-se eficiente para uma maior recuperação de carotenoides.

A quantidade de água adicionada para que haja uma boa maceração não altera a

recuperação de carotenoides, podendo ser utilizada nas proporções película: água de 1: 2, 1: 3

ou 1: 4. No entanto, as proporções 1:3 e 1:4 recuperaram um maior teor de carotenoides e

recomenda-se o emprego da proporção 1:4, por conter uma maior quantidade água que facilita

a operação além de melhorar na fase de separação entre fase sólida e fase aquosa.

O emprego do ultrassom associado à maceração enzimática favoreceu a operação,

sendo a utilização da sonda com 7 cm, antes da maceração a mais eficiente, amostra H7AM.

79


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82

CAPÍTULO 4. MACERAÇÃO ENZIMÁTICA DE PELÍCULA COMESTÍVEL DE CAJÁ EM REATOR DE BANCADA

4.1. INTRODUÇÃO

A tecnologia de maceração enzimática tem por objetivo degradar os

polissacarídeos da parede celular liberando os compostos solúveis, em especial o ácido D-

galacturônico e os açúcares neutros. A hidrólise que ocorre na parede celular é devida à

atividade de poligalacturonases, pectinaliases e pectinesterases. A partir do efeito destas

enzimas sobre a parede celular, açúcares neutros como D-arabinose, D-galactose, L-ramnose

e D-xilose, que estão ligados nas substâncias pécticas, são liberados e se tornam solúveis

(OLIVEIRA et al., 2006; PIATKA; WILKOWSKA; POGORZELSKI., 2010). Oliveira et

al.(2006 apud LANZARINI; PIFFERI, 1989) afirmam que a estrutura celular consiste em

uma parede com uma composição que varia na mesma fruta durante o amadurecimento,

composta por um complexo de celulose e hemicelulose. O citoplasma, estratificado na parede

celular, contém o núcleo, os plastídios, as enzimas, os fatores de crescimento e os vacúolos,

nos quais estão dissolvidos os açúcares, ácidos, sais, polifenóis e pigmentos.

Todas as frutas de interesse industrial e nutricional possuem quantidade variável

de substâncias pécticas. A maceração enzimática já é amplamente utilizada na produção de

sucos de frutas tropicais (COELHO; SALGADO; RIBEIRO, 2008). No entanto, há uma

expansão de pesquisas envolvendo o aproveitamento de resíduos de frutas e vegetais que

utilizam tecnologia limpa como as aplicações de enzimas. Após a extração do sumo, os

resíduos que permanecem são compostos principalmente de polpa e bagaços e a composição

destes resíduos tem enorme potencial para obter compostos bioativos ou fibras dietéticas que

podem ser utilizados como ingrediente de processamento de alimentos ou utilização em

outros ramos da indústria (VIUDA-MARTOS et al., 2011).

Dentre os pigmentos, os carotenoides são conhecidos por estarem presentes

naturalmente nos alimentos e, representam uma classe de antioxidantes encontrados

predominantemente em frutas e vegetais. Apresentam diversas funções benéficas à saúde, mas

nem todos são absorvidos e utilizados nos tecidos, devido ao fato de que estes não se

encontram livres nos alimentos, mas sim associados a várias estruturas celulares da planta,

como fibras, polissacarídeos, proteínas. Para que ocorra a absorção, o rompimento da matriz

83

alimentar constitui-se o primeiro passo. Trabalhos realizados por diferentes autores

confirmam estas informações, a exemplo de pesquisadores que observaram que o tratamento

enzimático com celulase e pectinases, utilizado para destruição da matriz de espinafre, por

exemplo, aumentou a resposta plasmática do β-caroteno em homens e mulheres com idade

entre 18 e 58 anos (LIMA et al., 2011; CASTENMILLER et al., 1999).

Desta forma, este trabalho teve por objetivo utilizar a maceração enzimática de

película de cajá em reator de bancada para obter um extrato líquido de carotenoides e em

seguida realizar secagem do extrato por atomização.


4.2.1. Maceração enzimática em reator de bancada

A maceração enzimática ocorreu em condições pré-estabelecidas por um

planejamento experimental no capítulo 2, ajustando os parâmetros para reator de bancada.

Foram realizados dois testes.

Teste 1: Maceração enzimática em reator de bancada;

Teste 2: Maceração enzimática em reator de bancada com ajuste de pH.

O reator utilizado foi New Brunswick, modelo Bioflo® & Celligen® 310,

capacidade de 4L, com 2 impelidores do tipo pás marinhas, com distância de 1,3 cm entre

eles, e com sensor de pH (Figura 12). No reator colocou-se 250g de película e 1500 mL de

água destilada, a película foi previamente triturada (30 segundos) em Processador Robot

Coupe. No reator, adicionou-se a preparação enzimática Pectinex XXL (Novozymes®). A

maceração ocorreu a 300 rpm, a uma temperatura de 30°C durante 3 horas. A rotação

escolhida foi a que favoreceu a agitação completa da mistura reacional, película triturada e

água destilada, sem que houvesse depósitos de películas nas paredes do reator.

A maceração foi realizada em duplicata. No teste 2, o ajuste do pH (pHmetro

HANNA HI 2221) foi realizado com uma solução de NaOH 0,01N, ajustando-se o pH para

próximo à neutralidade (pH = 6,0).

84

Ao término das macerações, a película (fase sólida) foi separada da água (fase

aquosa) e descartada. Esta separação foi feita com o auxílio de peneiras de malha com

diâmetro de 1 mm. As determinações analíticas foram realizadas na fase aquosa.

Figura 12 – Reator de bancada utilizado na maceração enzimática de película comestível de cajá (A) e a dorna utilizada (B).

4.2.2. Secagem do extrato

A secagem foi realizada por atomização em Mini Spray Dryer Büchi B-290, com

capacidade máxima de secagem de 1,0 L de água por hora e bico atomizador integrado de

duplo fluido com 0,7 mm de diâmetro. Foram determinados quatro experimentos de secagem:

Secagem 1: Secagem direta em spray dryer do extrato da maceração enzimática de película

comestível de cajá;


comestível de cajá, com ajuste do pH;


comestível de cajá,com adição de adjuvante;

85


comestível de cajá, com ajuste do pH e adição do adjuvante.

O adjuvante utilizado foi a maltodextrina DE1 4,0 – 7,0 (SIGMA), na proporção

de 10%. A escolha do adjuvante foi baseada na literatura, a maltodextrina possui baixa

higroscopicidade, alta solubilidade, baixo custo e quanto menor os valores de DE, menor a

possibilidade de absorver umidade (BHANDARI; DATTA; HOWES, 1997; COLLARES,

2002).

O volume do extrato foi medido em proveta de plástico de 250 mL, quando

adicionado o adjuvante, realizou-se uma homogeneização com Mixer por aproximadamente 1

minuto.

As condições do spray dryer para atomização foram:

Temperatura de entrada do ar de secagem: 115 °C

Temperatura de saída do ar: 85 °C

Vazão de ar comprimido para a atomização: 742 L.h-1

Aspiração: 90%

Vazão de alimentação da suspensão: 15%

A secagem foi feita nos Testes 1 (maceração em reator de bancada) e 2

(maceração em reator de bancada com ajuste de pH) de maceração, e em cada teste foi

realizada uma segunda secagem adicionando maltodextrina. Foi calculado o rendimento da

secagem com base no teor de sólidos e feitas análises de teor de carotenoides, umidade no pó

obtido e a umidade do adjuvante.

4.2.3. Determinações analíticas

O teor de grupos redutores totais (GRTs) foi determinado por método

colorimétrico, utilizando o ácido 3,5 dinitrossalicílico (DNS), conforme metodologia proposta

por Miller (1959). A concentração de GRT foi determinada por curvas-padrões previamente

estabelecidas.

1 Dextrose equivalente, poder redutor percentual de um composto quando comparado à glicose

86

As análises de resíduo seco e de sólidos solúveis totais foram realizadas de acordo

com AOAC (2005). Para resíduo seco, utilizou-se o método 920.151 e para sólidos solúveis

totais utilizou-se o método 932.12.

A análise dos carotenoides foi realizada seguindo-se as orientações de Rodriguez-

Amaya (2001), com as adaptações necessárias para a película comestível de cajá. Para a fase

sólida foi pesado, em média, 1 g da película e, na fase aquosa foram pesados 3 g de amostra

homogeneizada. Em almofariz, misturou-se a amostra com aproximadamente quatro vezes

sua quantidade de celite. Adicionou-se acetona em temperatura de aproximadamente 4 °C

para promover a extração dos pigmentos. A mistura foi filtrada a vácuo em funil de porcelana

e o resíduo foi levado novamente ao almofariz. A extração e a filtração foram repetidas até

que o resíduo se tornasse incolor. O extrato foi recolhido em um único kitassato. Foram

adicionados 30 a 80 mL de éter de petróleo, dependendo da amostra. Em seguida, os

carotenoides dissolvidos no éter foram transferidos para um funil de separação.

Posteriormente, adicionou-se água para que houvesse a separação de fases. A etapa de adição

foi repetida por 3 vezes e feito o descarte da fase água-acetona após cada repetição. Ao final,

depois de toda a remoção da acetona, a fase etérea foi recolhida em frasco Erlenmeyer. Em

seguida foi adicionado sulfato de sódio anidro para que absorvesse a água que eventualmente

poderia ter passado juntamente com a fase etérea. Transferiu-se o líquido para uma proveta

para verificar a quantidade. Foi realizada leitura em espectrofotômetro Varian Cary – 50 a 450

nm. O cálculo foi realizado baseando-se no coeficiente de absorção do carotenoide

majoritário, no caso a β-criptoxantina.


4.3.1. Maceração enzimática

Para que a maceração em reator de bancada fosse realizada da mesma forma que

em escala laboratorial, foram necessárias adaptações. Os testes em reator iniciaram-se com

agitação de 250 rpm, no entanto verificou-se pouca homogeneização da mistura. Assim,

optou-se em aumentar a quantidade de água no processo de maceração, bem como a

87

velocidade de agitação. Foi adicionado ao processo 500 mL de água destilada e estabeleceu

uma agitação de 300 rpm. Desta forma a proporção película: água modificou para 1: 6.

Ao término da maceração em reator de bancada, verificou-se visivelmente que

houve uma boa maceração do mesmo modo como ocorre em escala laboratorial de acordo

com o capítulo 2. A Figura 13 retrata essa visível maceração.

Figura 13 – Fases da maceração enzimática da película comestível de cajá. Película comestível de cajá (A), trituração realizada antes da maceração enzimática em reator (B), dorna vazia (C), dorna com película triturada e água (D), dorna após a maceração durante 3h (E) e líquido obtido na maceração enzimática da película comestível de cajá, após a separação da fase sólida (F e G).

Aquino (2012) desenvolveu um trabalho com o objetivo de elaborar um néctar de

bacuri em escala piloto, utilizando a maceração enzimática em reator, mas anteriormente

88

desenvolveu um néctar em escala laboratorial utilizando a aplicação de enzimas celulolíticas e

pectinolíticas. Como resultado verificou que é viável a produção do néctar utilizando as

mesmas condições de concentração das preparações enzimáticas, tempo e temperatura de

incubação do processamento do néctar de bacuri em escala laboratorial, mas a agitação

precisou ser modificada, sendo aumentada para que apresentasse as mesmas características do

teste realizado em menor escala.

Ao avaliar os resultados (Tabela 17), percebeu-se que o teor de grupos redutores

totais foi elevado, 8236,6 mg/L. Comparando com os resultados vistos no capítulo 2,

percebeu-se que a maceração em reator de bancada deu incremento em todas as análises

realizadas. Ao realizar a maceração em Erlenmeyer, a agitação foi feita utilizando somente a

rotação do shaker. No reator de bancada além da agitação pela rotação há atuação dos

impelidores, onde o seu atrito com a película pôde favorecer a maceração enzimática.

Tabela 17 – Resultados das análises realizadas após a maceração em reator de bancada de película comestível de cajá.

Maceração pH GRT (mg/L)

SST (ºBrix)

Resíduo seco (g/100g de extrato)


(µg/g de extrato)

Teste 1 Sem ajuste 8236,6b ± 339,2 1,5b± 0,2 3,6b± 0,06 64,3b ± 0,7

Teste 2 pH ajustado 4432,3a ± 218,9 1,0a ± 0,0 1,3a ± 0,03 33,0a ± 9,0 Médias seguidas de mesma letra, na mesma coluna, não diferem significativamente entre si, ao nível de 5% de significância, pelo Teste de Tukey.

Os sólidos solúveis totais e o resíduo seco também se destacaram em relação à

escala laboratorial. O resíduo seco é todo o material que se conseguiu recuperar da película

para o extrato, em reator de banca foi de 3,6 g/100g.

O principal componente que se deseja recuperar, os carotenoides, obtiveram um

resultado melhor ao utilizar o reator em bancada, com 64,3 µg/g de extrato. Mesmo com as

adaptações realizadas para que houvesse uma boa maceração em reator de bancada, como a

adição de água, os resultados foram mais expressivos. Assim, quando comparado ao teor de

carotenoides que foi possível recuperar em escala laboratorial, no reator de bancada foi

possível recuperar uma quantidade de carotenoides bem mais expressiva.

É um pouco recente a inserção de novas tecnologias para obtenção de compostos

bioativos a partir de frutas e legumes ou resíduos destes. Sudto, Pornpakakul e

Wanichwecharungruang (2009) obtiveram sucesso ao extrair o flavonoide naringina de cascas

89

de pomelo, um fruto cítrico nativo da Ásia, sua extração foi feita a partir de metanol e os

autores conseguiram atingir 98% de pureza.

Em um estudo realizado com cascas de manga, Huber et al. (2012) trabalham a

possibilidade de obter antioxidantes naturais e comparam com antioxidantes sintéticos. Os

autores afirmam que o resíduo é constituído por outros compostos como os açúcares, visto

que na etapa de despolpamento da manga na agroindústria as cascas descartadas podem ter

alguma parte da polpa. Assim, o resíduo da manga é constituído de uma mistura de compostos

que podem ou não ter atividade antioxidante, e mesmo assim, após comparação com

antioxidantes sintéticos conclui-se que é relevante o potencial de utilização desse extrato

como fonte de compostos antioxidantes, após a realização de purificação do mesmo.

Assim, a maceração em reator de bancada mostrou-se bastante promissora para a

recuperação de carotenoides, sendo mais eficiente do que a realizada em escala laboratorial.

4.3.2. Secagem do extrato

Ao realizar a secagem do líquido da maceração diretamente no atomizador,

percebeu-se visualmente que não houve diferença quanto a utilização do ajuste do pH. A cor

das amostras mostrou-se parecidas, com aspecto amarelado, cor característica do fruto.

O processo de secagem do líquido em spray dryer apresentou alguns problemas

operacionais que afetaram diretamente o rendimento, como a adesão de material na parede da

câmara de secagem e na tubulação do equipamento (Figura 14A).

90

Figura 14 – Secagem em spray dryer dos extratos de carotenoides obtidos por maceração enzimática de película comestível de cajá. Secagem do extrato direto em spray dryer (A), secagem do extrato adicionado do adjuvante maltodextrina De 4,0 – 7,0 (B).

Os pós obtidos com essa secagem continham grãos que se aglomeravam. Essa

aglomeração tinha a característica de ser irreversível, tornando o pó com partículas de

tamanhos variados (Figura 15).

Na secagem utilizando o adjuvante, o pó gerado apresentou partículas uniformes,

caracterizando-se com uma cor mais clara, sendo levemente amarelado. A secagem ocorreu

adequadamente, sem dificuldades durante o processo.

91

Figura 15 - Pó obtido após a maceração enzimática de película comestível de cajá em reator de bancada, seguido de secagem em spray dryer: secagem do líquido de maceração (A), secagem do líquido de maceração com ajuste de pH (B), secagem do líquido de maceração com adição de maltodextrina (C), secagem do líquido de maceração com ajuste de pH e adição de maltodextrina (D).

Em relação às análises (Tabela 18), houve diferença significativa no teor de

umidade dos pós sem adição da maltodextrina.

Assim, a umidade foi mais baixa nos pós onde houve adição de adjuvante, ou seja,

o uso da maltodextrina reduziu a umidade do pó. Na secagem direta no spray dryer, a

umidade foi de 7,31 e 5,73 g/100 g, sem ajuste do pH e com o ajuste do pH, respectivamente.

A umidade encontrada no pó obtido da maceração com adição de maltodextrina foi 3,71

g/100g, na maceração realizada com o ajuste do pH foi de 3,67 g/100 g. Ambos estando

próximos ao valor encontrado por Tanaka (2007), que realizou secagem da polpa de acerola e

92

o produto final encapsulado com maltodextrina apresentou umidade de 3,47 g/100g. A

umidade da maltodextrina utilizada foi de 3,78 g/100g.

As amostras submetidas ao ajuste de pH apresentaram umidade menor,

independentemente do uso de adjuvante de secagem. No entanto, não houve diferença

estatística significativa nas amostras com adjuvante.

Tabela 18 – Resultados das análises realizadas nos pós obtidos na secagem por atomização.

Secagem pH Adjuvante Umidade

(g/100g)


(µg/g de pó)

Secagem 1 Sem ajuste Ausência 7,31c ± 0,1 825,7b ± 140,2

Secagem 2 Ajustado Ausência 5,73b ± 0,3 587,8b ± 149,4

Secagem 3 Sem ajuste Presença 3,71a ± 0,0 124,1a ± 32,8

Secagem 4 Ajustado Presença 3,67a ± 0,2 37,9a ± 8,4 Médias seguidas de mesma letra, na mesma coluna, não diferem significativamente entre si, ao nível de 5% de significância, pelo Teste de Tukey.

Em relação aos carotenoides, o pó sem o ajuste do pH (secagem 1) apresentou um

teor maior de carotenoides, 825,7 µg/g de extrato. O ajuste do pH ocasionou um decréscimo

de cerca de 30 % no teor de carotenoides do pó da secagem 2 que foi de 587, 8 µg/g de

extrato. À medida que ocorre a maceração, o pH decresce. Embora o pH ótimo da enzima

esteja em torno de 4,5, optou-se em estabelecer um pH próximo da neutralidade (6,1), uma

vez que a película de cajá quando macerada sofre acentuada queda de pH, mesmo com os

devidos ajustes. Assim, o ajuste foi realizado em faixa superior ao ótimo de atuação da

enzima. No entanto, o ajuste não foi favorável à recuperação de carotenoides.

O teor de carotenoides encontrado na secagem 3 foi de 124,1 µg/g de pó e na

secagem 4 foi de 37,9 µg/g de pó. É esperado um menor teor de carotenoides ao utilizar a

maltodextrina, devido à diferença na proporção de sólidos. O maior teor de carotenoides foi

no pó que não sofreu ajuste do pH, mas o extrato já continha um teor de carotenoides mais

elevado. Dantas et al. (2010) estudaram a secagem de extrato de casca de acerola, utilizando

maltodextrina como agente adjuvante afim de avaliar a umidade e o teor de vitamina C.

Verificaram que o emprego da maltodextrina proporcionou menores perdas de ácido

ascórbico, quando comparado a secagem sem utilização de adjuvante, além da secagem

apresentar baixa eficiência de produção de pó, devido à grande quantidade de açúcares

redutores presentes na acerola.

93

O uso da maltodextrina favoreceu a secagem, tornando o pó uniforme, com

umidade baixa e com uma boa quantidade de carotenoides, 124,1 µg/g de pó. Na indústria

alimentícia, já é comum o uso de secagem por atomização para polpas de frutas devido à boa

qualidade conferida ao pó resultante e a facilidade no transporte, armazenamento e

estabilidade físico-química. Um fator interessante para esse tipo de secagem é o uso dos

adjuvantes de secagem, que no caso, a maltodextrina é a mais indicada (ABADIO et al., 2004;

OLIVEIRA; PETROVICKY, 2010).

O rendimento do processo de secagem variou de 14,3% a 34,7% (Tabela 19). Isso

pode ser explicado pelo baixo teor de sólidos que o extrato obtido da maceração possuía.

Daiuto e Cereda (2003) afirmaram que a desidratação por atomização se torna viável para a

maioria dos produtos em solução e suspensão com uma concentração mínima de 20% de

sólidos. A concentração de sólidos presentes no extrato que se deseja secar exerce grande

impacto sobre a eficiência da operação de secagem, isto devido ao custo do processo, pois

quanto maior o teor de sólidos, melhor será a utilização do calor (OLIVEIRA; PETROVICK,

2010 apud MASTERS, 1985).

Tabela 19 – Rendimento dos pós obtidos por secagem em spray dryer.

Secagem pH Adjuvante Rendimento (%)

Secagem 1 Sem ajuste Ausência 14,3

Secagem 2 Ajustado Ausência 15,3

Secagem 3 Sem ajuste Presença 31,9

Secagem 4 Ajustado Presença 34,7

A necessidade de conservação dos pigmentos tem incentivado o desenvolvimento

de novas pesquisas e que as formas mais importantes de conservação do pigmento são o

encapsulamento e adição de antioxidantes. No entanto, a literatura é muito escassa no que diz

respeito ao encapsulamento de compostos bioativos (DEL-VALLE, 2004; VALDUGA et al.,

2008).

Alguns trabalhos têm sido realizados nesse contexto, Valduga et al. (2008)

objetivaram obter um corante natural na forma de pó a partir do bagaço de uva da cultivar

Isabel (Vitis labrusca), onde o resultado foi favorável desde que a secagem utilizasse dois

tipos de adjuvantes de secagem. Caramez (1999) realizou secagem por atomização utilizando

adjuvante de um extrato da vinagreira Hibiscus sabdriffa L e Wagner e Warthesen (1995)

94

realizaram um estudo semelhante, mas o objetivo eram os carotenos do suco de cenoura.

Porém, a resposta mais relevante e afetada pelas condições de operação do processo é a

qualidade do produto resultante. As variáveis devem ser controladas visando a obtenção de

rendimento e teor de umidade adequados, estabilidade química, minimização da aderência de

partículas na câmara de secagem e algumas características específicas do material a ser

atomizado (OLIVEIRA; PETROVICKY, 2010). Para que se atinja a idealidade de um pó

estável estudos mais minuciosos devem ser realizados, englobando vários fatores.

4.4. CONCLUSÃO

A utilização de reator de bancada foi tecnicamente viável, especialmente pela

melhora das condições de homogeneização da mistura reacional, o que por sua vez levou a

obtenção de maior teor de carotenoides recuperados na fase líquida. Não sendo necessário

ajuste do pH do meio reacional.

A secagem por atomização foi possível sendo necessária uma adequação dos

fatores que influenciam a secagem para que se encontre a melhor condição.

95


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ANEXO I

REFERÊNCIAS BIBLIOGRÁFICAS - INTRODUÇÃO

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universidade federal do cearÁ centro de tecnologia departamento de ... · centro de tecnologia...

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