universidade estadual de santa cruz ana graziela de … · são os bens mais preciosos que tenho e...
TRANSCRIPT
UNIVERSIDADE ESTADUAL DE SANTA CRUZ
ANA GRAZIELA DE JESUS DEIRÓ
OCORRÊNCIA DE ANTICORPOS ANTI-Toxoplasma gondii, Leishmania spp. e Ehrlichia canis EM CÃES EM MUNICÍPIOS DO ESTADO DA BAHIA
ILHÉUS – BAHIA 2016
ANA GRAZIELA DE JESUS DEIRÓ
OCORRÊNCIA DE ANTICORPOS ANTI-Toxoplasma gondii, Leishmania spp. e Ehrlichia canis EM CÃES EM MUNICÍPIOS DO ESTADO DA BAHIA
Dissertação apresentada à Universidade Estadual de Santa Cruz como parte das exigências para obtenção do título de Mestre em Ciência Animal. Área de concentração: Ciência Animal Orientador: Prof. Dr. George Rêgo Albuquerque
ILHÉUS – BAHIA 2016
D324 Deiró, Ana Graziela de Jesus. Ocorrência de anticorpos anti-toxoplasma gon- ddi, Leishmania spp. e Ehrlichia canis em cães em municípios do estado da Bahia / Ana Graziela de Jesus Deiró. – Ilhéus, BA: UESC, 2016. 64f. : Il.; anexos. Orientador: George Rêgo Albuquerque. Dissertação (Mestrado) – Universidade Estadual de Santa Cruz. Programa de Pós-Graduação em Ciência Animal. Inclui referências.
1. Cão - Doenças. 2. Toxoplasmose em ani- mais. 3. Leishmaniose. 4. Ehrlichia canis. I. Título. CDD 636.0896
ANA GRAZIELA DE JESUS DEIRÓ
OCORRÊNCIA DE ANTICORPOS ANTI-Toxoplasma gondii, Leishmania spp. e Ehrlichia canis EM CÃES EM MUNICÍPIOS DO ESTADO DA BAHIA
Ilhéus – BA, 23 /02/2016
___________________________________
George Rêgo Albuquerque – DSc UESC/DCAA (Orientador)
____________________________________ Renata Santiago Alberto Carlos – DSc
UESC/DCAA
___________________________________ Carlos Wilson Gomes Lopes – PhD, LD
UFRRJ/DPA
ILHÉUS – BAHIA 2016
DEDICATÓRIA
Dedico esse trabalho a minha família e a de meu esposo, que me apoiou em todos
os momentos, incentivando-me, compreendendo-me e transmitindo-me amor, força
e confiança, possibilitando assim vencer os obstáculos da vida.
Ao meu esposo Walter Junior pelo amor, amizade, paciência e união.
As minhas filhas Luana Marina Deiró de Souza e Ana Letícia Deiró de Souza que
são os bens mais preciosos que tenho e que amo incondicionalmente.
AGRADECIMENTOS
A Deus, nosso Senhor, à Nossa Senhora da Conceição e ao Senhor do Bonfim que
sempre me iluminou e guiou-me, em tudo, dando-me forças para chegar com
sabedoria e disposição à conclusão deste trabalho.
Aos meus pais, Tereza Cristina Bomfim de Jesus Deiró e Haroldo Monteiro Fontes
Deiró, responsáveis pela minha existência, pessoas mais importantes da minha vida,
exemplos de dedicação, honestidade e perseverança, verdadeiros exemplos para a
minha fortaleza, minha base, meu esteio, meu TUDO! Agradeço por proporcionarem
o que eu necessitei. Não conseguiria realizar meus objetivos sem o apoio de vocês.
Muito Obrigado!
Aos meus irmãos, Ricardo Deiró, Pablo Deiró, Renata Deiró, Paula Deiró, Haroldo
Deiró Filho e Rodrigo Deiró, pelo amor e apoio em todas as horas, dignidade,
respeito e exemplos de luta, trabalho, amor e fé, além da torcida pelo meu sucesso.
A todos aos meus familiares e familiares de meu esposo, sempre torcendo pelo meu
sucesso. Agradeço de coração o apoio de todos vocês.
A meu orientador Professor Dr. George Rego Albuquerque, pela confiança, por
aceitar me orientar, pelo carinho, conhecimentos transmitidos, atenção, paciência,
pressão, pelo astral, pelos puxões de orelhas, pelos elogios e pelo incentivo.
Aos diversos professores do programa de pós-graduação em Ciência Animal da
Universidade Estadual de Santa Cruz, principalmente ao Prof.Dr. Alexandre Dias
Munhoz, grata pelos ensinamentos, paciência e compreensão.
Aos meus amigos do “coração” e aos amigos “acadêmicos”, por fazerem parte da
minha vida e por não me permitirem desanimar.
Aos meus amigos e colegas da pós-graduação: Graziela Baroni, Fábio Santos
Carvalho, Luciana Guimarães, Daniele Rocha, Pedro Brito Junior, Gideão Galvão,
Luciana Lacerda e Rodrigo Bezerra, pela ajuda e por compartilharem suas
experiências, dúvidas e conhecimentos ao longo dessa jornada;
A toda equipe do laboratório de parasitologia, obrigada pelo apoio, conversas,
caronas, resenhas, estudos... Enfim, por me ajudarem, vocês fazem parte desta
vitória.
A todos os colegas, funcionários do Hospital Veterinário da UESC.
Aos professores do Curso de Pós-Graduação em Ciência Animal, pelos
ensinamentos transmitidos;
Aos CCZ’s, ONG’s e proprietários dos animais, por terem entendido na importância
deste projeto e disponibilizarem alguns animais para estudo, permitindo a realização
de coleta de sangue dos cães, material imprescindível para a realização deste
trabalho.
A Coordenação de Aperfeiçoamento de Pessoal de Nível Superior (CAPES) pela
concessão da bolsa de mestrado.
A todos aqueles que direta ou indiretamente contribuíram de alguma forma para a
concretização desse trabalho.
O meu muito OBRIGADO!
"Tudo é uma questão de manter. A mente quieta. A espinha ereta. E o coração tranqüilo."
Walter Franco
OCORRÊNCIA DE ANTICORPOS ANTI-Toxoplasma gondii, Leishmania spp. e Ehrlichia canis EM CÃES EM MUNICÍPIOS DO ESTADO DA BAHIA
RESUMO
Objetivou-se com esse estudo detectar anticorpos IgG anti- Toxoplasma gondii,
Leishmania spp. e Ehrlichia canis em cães do estado da Bahia, bem como detectar a
presença de fatores de risco associados. Amostras de sangue de 300 cães foram
coletadas em diversos municípios deste estado e os soros foram submetidos a
testes sorológicos como Reação de Imunofluorescência Indireta (RIFI) para T. gondii
e Leishmania spp. e Ensaio Imunoenzimático Indireto (ELISA) para E. canis, no
Laboratório de Parasitologia Veterinária do Hospital Veterinário da Universidade
Estadual de Santa Cruz (HOSPVET). Os dados foram tabulados e analisados pelos
programa EPIINFO 7.1.5. Para o agente etiológico T. gondii, das 300 amostras
coletadas, 122 (40,66%) forram positivas frente a RIFI com títulos de anticorpos
variando de 1:16 à 1:4096. Para Leishmania spp., utilizando também RIFI, 74
(24,66%) mostraram soropositividade, com títulos de anticorpos variando de 1:40 a
1:160. A soropositividade de E. canis foi a maior em relação aos outros agentes,
dos animais amostrados 155 (51,60%) tiveram anticorpos anti-E.canis, no ELISA.
Das 300 amostras analisadas, 4% foram soropositivas tanto para T. gondii quanto
para Leishmania spp., 21% foram sororeagentes para T. gondii e E. canis, 6,70%
mostraram sorologia positiva para E.canis e Leishmania spp. e 5% dos animais
foram soropositivos para os três agentes etiológicos. Dentre os fatores de risco
analisados, a idade foi significativa (p= 0,05), ao Teste Exato de Fisher) para E.
canis e Leishmania spp., os cães errantes foram mais propensos a se infectar com o
Leishmania spp. (p=0,01) do que os cães semidomiciliados e não houve
significância para variável sexo entre os agentes etiológicos estudados. Os
resultados comprovam a presença dos três agentes etiológicos nos municípios
estudados no estado da Bahia, distribuídos de maneira heterogenea e apresentando
animais com coinfecções.
Palavras-chave: toxoplasmose. Leishmaniose. Erliquiose. Fatores de risco.
ANTIBODY OCCURRENCE OF ANTI-Toxoplasma gondii, Leishmania sp. and Ehrlichia canis IN DOGS IN BAHIA STATE MUNICIPALITIES
ABSTRACT
The objective of this study to detect IgG anti-Toxoplasma gondii, Leishmania spp.
and Ehrlichia canis in the state of Bahia dogs as well as the presence of risk factors.
300 dogs blood samples were collected in several counties of this state and the sera
were subjected to serological tests as Immunofluorescence Assay (IFA) for T. gondii
and Leishmania spp. Enzyme-Linked Immunosorbent Assay and Indirect (ELISA) for
E. canis in Veterinary Parasitology Laboratory of the Veterinary Hospital of the State
University of Santa Cruz (HOSPVET). The data were tabulated and analyzed by
EPIINFO 7.1.5 program. For the etiologic agent T. gondii, the 300 samples collected,
122 (40.66%) lining positive front IFT with antibody titers ranging from 1:16 to 1:
4096. . For Leishmania spp, also using IFA, 74 (24.66%) showed seropositivity, with
antibody titers ranging from 1:40 to 1: 160. The seropositivity E. canis was higher
compared to other agents, of animals sampled 155 (51.60%) had anti-E.canis
antibodies, ELISA. Of the 300 samples analyzed, 4% were seropositive for both T.
gondii and for Leishmania spp., 21% were reactive serum T. gondii and E. canis,
6.70% showed positive serology for E.canis and Leishmania spp. and 5% of the
animals were seropositive for the three etiological agents. Among the risk factors
analyzed, age was significant (p = 0.05), Fisher's Exact Test) for E. canis and
Leishmania spp., The stray dogs were more likely to become infected with
Leishmania spp. (P = 0.01) than semidomiciliados dogs and there was no
significance to gender among the etiologic agents studied. The results show the
presence of the three etiological agents in the municipalities studied in the state of
Bahia, distributed heterogeneous way and presenting animals with coinfections.
Keywords: Toxoplasmosis, Leishmaniasis, Ehrlichiosis. Risk factors.
LISTA DE FIGURAS Figura Página
1 Ciclo biológico deToxoplasma gondii. Fonte: NEVES, 2010.
21
2 Ciclo Biológico de Leishmania spp.. Fonte: Center for Disease Control and Prevention, 2016
25
3 A. Ciclo Biológico de E. canis. B. Célula infectada por Ehrlichia canis. Fonte: http://slideplayer.es/slide/1105531
30
4 Mapa do estado da Bahia – Mesorregiões Fonte: http://slideplayer.es/slide/5635638Co-
34
5 Coropositividade dos cães amostrados frente aos antígenos de Toxoplasma gondii, Leishmania spp. e E. canis.
39
LISTA DE TABELAS
Tabela Página
1 Valores de ocorrência de anticorpos anti- Toxoplasma gondii em caninos de diferentes estados brasileiros, técnicas e respectivos autores.
22
2 Valores de ocorrência de anticorpos anti- Leishmania em caninos de diferentes estados brasileiros, técnicas e respectivos autores.
27
3 Valores de ocorrência de anticorpos anti- Ehrlichia canis em caninos de diferentes estados brasileiros, técnicas e respectivos autores.
33
4 Titulação dos soros, em número e porcentagem, positivos à detecção de anticorpos anti-Toxoplasma gondii em cães do estado da Bahia.
37
5 Titulação dos soros, em número e porcentagem, positivos à detecção de anticorpos anti-Leishmania em cães do estado da Bahia.
38
6 Detecção de anticorpos anti- T. gondii em cães e sua distribuição no estado da Bahia, Brasil.
40
7 Detecção de anticorpos anti- Leishmania spp.em cães e sua distribuição no estado da Bahia, Brasil.
41
8 Detecção de anticorpos anti-Ehrlichia canis em cães e sua distribuição no estado da Bahia, Brasil.
42
9 Análise bivariada de fatores associados a infecção de Toxoplasma gondii, Leishmania spp. e Ehrlichia canis relacionados aos cães na Bahia
43
LISTA DE ABREVIATURAS E SIGLAS
CEUA
Comitê de Ética no Uso de Animais
ELISA “Enzyme Linked Imuno Sorbent Assay”
EDTA
Ácido etilenodiamino tetra-acético
HAI Reações de Hemaglutinação
IBGE
Instituto Brasileiro de Geografia e Estatística
MAD Método de Aglutinaçao Direta
PCR Reação em Cadeia da Polimerase
RIFI Reação de Imunofluorescência Indireta
SESAB
Secretaria Estadual de Saúde da Bahia
SUVISA Superintendência de Vigilância em Saúde
LISTA DE ANEXOS
Anexos Páginas
A Protocolo da Reação de Imunofluorescência Indireta (RIFI) para Toxoplasma gondii.
61
B Protocolo da Reação de Imunofluorescência Indireta (RIFI) para Leishmania spp..
62
C Protocolo do Teste de ELISA para Ehrlichia canis. 63
SUMÁRIO
Pág.
1 INTRODUÇÃO........................................................................ 16
2 OBJETIVOS............................................................................ 17
2.1 Objetivo geral.......................................................................... 17
2.2 Objetivos específicos.............................................................. 17
3 REVISÃO DE LITERATURA.................................................. 17
3.1 Agentes etiológicos:............................................................. 17
3.1.1 Toxoplasma gondii............................................................... 17
3.1.1.1 Transmissão........................................................................... 18
3.1.1.2 Ciclo Biológico........................................................................ 19
3.1.1.3 Sinais clínicos......................................................................... 21
3.1.1.4 Diagnóstico............................................................................. 22
3.1.1.5 Epidemiologia.......................................................................... 22
3.1.2 Leishmania spp..................................................................... 23
3.1.2.1 Transmissão............................................................................ 24
3.1.2.2 Ciclo Biológico ........................................................................ 25
3.1.2.3 Sinais clínicos......................................................................... 26
3.1.2.4 Diagnóstico............................................................................. 26
3.1.2.5 Epidemiologia.......................................................................... 27
3.1.3 Ehrlichia canis....................................................................... 28
3.1.3.1 Transmissão............................................................................ 28
3.1.3.2 Ciclo Biológico......................................................................... 29
3.1.3.3 Sinais clínicos......................................................................... 31
3.1.3.4 Diagnóstico............................................................................. 31
3.1.3.5 Epidemiologia.......................................................................... 32
3.2 Coinfecções........................................................................... 33
4 MATERIAL E MÉTODOS....................................................... 34
4.1 Local de Realização do Estudo.............................................................. 34
4.2 Coleta do Material Biológico..................................................................... 34
4.3 Coleta de Dados............................................................................................. 35
4.4 Sorologia para Toxoplasma gondii.......................................... 35
4.5 Sorologia para Leishmania spp............................................... 36
4.6 Sorologia para Ehrlichia canis................................................. 36
4.7 Análise Estatística................................................................... 37
5 RESULTADOS....................................................................... 37
6 DISCUSSÃO........................................................................... 44
7 CONCLUSÕES....................................................................... 48
REFERÊNCIAS...................................................................... 49
ANEXOS................................................................................. 61
17
1 INTRODUÇÃO
A toxoplasmose, a leishmaniose e a erliquiose são doenças infecciosas
importantes, com distribuição cosmopolita, que afetam a saúde dos cães, de
outros animais homeotérmicos e dos seres humanos. Cães são considerados
um risco potencial para a transmissão desses agentes etiológicos, o que pode
acarretar em grandes problemas a saúde pública. Os fatores associados a
infecções por Toxoplasma gondii, Leishmania spp. e Ehrlichia canis estão
diretamente relacionados com a via de transmissão e a susceptibilidade do
hospedeiro (LABRUNA; PEREIRA, 2001; CAMARGO et al., 2007; PAULAN et
al., 2013).
Essas três enfermidades são consideradas como zoonoses (BRASIL,
2006; DUBEY; LAPPIN, 2006; PEREZ et al., 2006). Os cães podem servir
como reservatório, como no caso da Leishmania spp e E. canis, podendo levar
a disseminação da doença para outros animais e para o ser humano (COELHO
et al, 2013; GIRARDI et al., 2014). Na toxoplasmose a espécie canina é
importante como sentinela para contaminação humana (SALB et al., 2008).
Associações da infecção por esses parasitos foram relatadas na
literatura por Coelho et al. (2013) demonstrando a detecção de coinfecções por
Leishmania (L.) chagasi, Trypanosoma evansi, T. gondii e Neospora caninum
em cães. Girardi et al. (2014) assinalaram a ocorrência de anticorpos anti-T.
gondii e E. canis.
O diagnóstico dessas enfermidades é realizado principalmente com o
uso de testes sorológicos, devido a boa sensibilidade, ao fácil acesso e baixo
custo. Essa técnica permite o reconhecimento de um maior número de cães
positivos em diferentes estágios de infecção.
A gravidade e a disseminação das doenças causadas pelos agentes T.
gondii, Leishmania spp. e E. canis devem ser consideradas. Ademais, a
necessidade de obter-se mais informações sobre esses agentes e o caráter
endêmico para essas doenças em cães, vem se configurando em várias
regiões do Brasil, o que tem motivado pesquisadores a estudar os agentes
etiológicos causadores, a presença de anticorpos e outros fatores, que possam
contribuir para o controle dessas zoonoses e diminuir o risco de infecção
principalmente para a população human
18
2 OBJETIVOS
2.1 Objetivo geral
O presente trabalho tem como objetivo, verificar a ocorrência de
anticorpos anti- T. gondii, Leishmania spp. e E. canis na população de cães em
municípios do estado da Bahia, e identificar os possíveis fatores de risco.
2.2 Objetivos específicos
Verificar a ocorrência de anticorpos contra T. gondii, Leishmania spp. e
E. canis nos cães dos municípios coletados no estado da Bahia;
Identificar os possíveis fatores de risco associados a essas doenças;
Identificar coinfecções entreT. gondii, Leishmania spp. e E. canis.
3 REVISÃO DE LITERATURA
3.1 Agentes etiológicos
3.1.1 Toxoplasma gondii
Toxoplasma gondii pertence ao filo Apicomplexa, ordem Coccidia,
família Sarcocystidae é um protozoário intracelular obrigatório, que acomete
humanos e animais homeotérmicos (HILL; DUBEY, 2002; DUBEY, 2008)
O agente etiológico da toxoplasmose foi descoberto em 1908 na Tunísia
por Nicolle e Mancaeux (1908) notados no cérebro do roedor Ctenodactylus
gundi e no Brasil por Splendore (1908) em um coelho doméstico (Oryctolagus
cuniculus), inicialmente identificado como Leishmania gondii por ambos
pesquisadores e em 1909, modificou sua nomeclatura para Toxoplasma gondii
(NICOLLE; MANCEAUX, 1909).
Devido a sua forma de “quarto crescente” ou “meia lua”, o gênero foi
denominado Toxoplasma (do grego taxon=arco) e o nome gondii foi dado em
referência ao roedor onde o parasito foi isolado (BLACK; BOOTHROYS, 2000).
Existe somente uma espécie de Toxoplasma, T. gondii e existem
centenas de cepas e pelo menos três linhagens deste parasito, com a
19
patogenicidade variando entre as diferentes espécies de animais (DUBEY,
2010). T. gondii possui uma grande diversidade genética. Estudos indicaram
que além dos três genótipos Ι, ΙΙ e ΙΙΙ, apresenta ainda genótipos recombinantes
ou com alelos atípicos, tanto nas Américas quanto na Europa (LANGONI et al.,
2001; DUBEY, 2012).
No Brasil os genótipos são geneticamente mais diversificados, com
praticamente ausência de genótipos clonais, apresentando combinações de
alelos das linhagens I, II e III, assim como alelos ausentes em outras regiões
do mundo, chamados de atípicos (PENA et al., 2008; DUBEY; SU, 2009).
Os primeiros relatos de cães positivos para toxoplasmose, ocorreram na
Itália em 1910 descrita por Mello e no Brasil em 1911 por Carini, possuindo
essa espécie uma alta suceptibilidade a infecção (BARBOSA, 2003).
3.1.1.1 Transmissão
A transmissão da toxoplasmose pode ocorrer de três formas principais:
ingestão de tecidos de animais infectados, contendo cistos do parasito, através
de carne crua ou mal cozida, fonte de infecção comum para hospedeiros
definitivos e intermediários; pela ingestão de oocistos eliminados nas fezes de
gatos, através de água e alimentos contaminados, e; terceiro, a infecção
congênita, transplacentária, que pode ser causa de aborto, natimortos ou
mortalidade neonatal (SHERDING, 2003). A transmissão transplacentária pode
ocorrer quando a gestante tiver os taquizoítos circulantes na corrente
sanguínea, o que é comum na infecção primária (LANGONI et al., 2006).
Mulheres que entraram em contato com o agente antes da gravidez geralmente
não infectam seus fetos (MONTAÑO et al., 2010).
Os cães podem atuar como vetores mecânicos por xenosmofilia e,
ainda, em certas partes do mundo, a sua carne é consumida por humano. O
hábito de rolar no chão e até mesmo em cima de fezes pode contaminar os
pelos, podendo transmitir os oocistos esporulados do parasito para pessoas,
principalmente crianças (ETHEREDGE et al., 2004). Estudos indicam alta
soropositividade nesses animais, significando que os mesmos caçaram e se
infectaram ou receberam carne crua ou mal-cozida contendo cistos ou até
mesmo que houve contaminação ambiental por oocistos esporulados, assim os
20
cães podem servir como sentinela para contaminação ambiental (DUBEY et al.,
2007, DUBEY; JONES, 2008; SALB et al., 2008, CARLOS et al., 2010).
3.1.1.2 Ciclo Biológico
No seu ciclo, T. gondii se apresenta sob três formas evolutivas: os
taquizoítos, bradizoítos e esporozoítos (DUBEY, 1998).
Os taquizoítos são estruturas de rápida multiplicação e que ocorrem na
infecção aguda, sendo também denominada forma proliferativa. Quando o
número de taquizoítos se tornam excessivos, a célula infectada se rompe e
esses organismos intracelulares são liberados para invadir outras células (
DUBEY, 2012).
Os bradizoítos são confinados em cistos teciduais, principalmente em
músculos esqueléticos e cardíacos, sistema nervoso e olhos, presentes
durante a fase crônica da infecção, sendo também denominada cistozoítos
(DUBEY, 1998; DUBEY, 2008).
Os oocistos são produzidos nas células intestinais de felídeos não
imunes e eliminados imaturos junto com as fezes. No solo, os oocistos passam
por processo de esporulação em período de um a cinco dias, e tornam-se
infectantes ao homem e aos animais. O oocisto possui uma parede bastante
resistente às condições do meio ambiente (LANGONI et al., 2006).
Toxoplasma gondii apresenta dois tipos de reprodução: uma assexuada
em células nucleadas no hospedeiro intermediário e definitivo, e outra sexuada,
ou coccidiana, no epitélio intestinal de felídeos (NEVES, 2010).
Cerca de oito horas após a ingestão das formas infectantes, as mesmas
já estão interiorizadas nas células (fagocíticas e não fagocíticas) do novo
hospedeiro, dentro do vacúolo parasitário, iniciando o processo de reprodução
assexuada por endodiogenia. A reprodução se repete rapidamente, rompendo
as células e os taquizoítos produzidos invadem várias células nas
proximidades, ou à distância, levados pela circulação sanguínea ou linfática
(DUBEY et al., 1998).
Os taquizoítos, após um número desconhecido de divisões, dão origem
a outro estágio denominado de bradizoítos, responsáveis pela formação dos
cistos teciduais. Os cistos normalmente se desenvolvem a partir de seis a sete
21
dias após a infecção nos hospedeiros intermediários contaminados por
oocistos ou cistos de outros tecidos (DUBEY et al. 1998). O interior dos cistos
pode conter centenas de bradizoítos (DUBEY, 2010). Os cistos são mais
prevalentes em tecidos musculares e nervosos, incluindo o cérebro,
musculatura esquelética e cardíaca, embora cistos teciduais possam se
desenvolver em diversos órgãos, incluindo pulmões, fígado e rins, e podem
persistir durante toda a vida do hospedeiro (DUBEY et al., 1998). Devido a sua
localização, cistos teciduais mostram-se importantes no ciclo de vida do T.
gondii, pois hospedeiros carnívoros podem ser infectados pela ingestão de
carne contaminada (DUBEY, 2008).
A reprodução sexuada ocorre quando um felino, não imune, geralmente,
ao caçar animais que estejam na fase aguda ou crônica da toxoplasmose,
ingere taquizoítos, bradizoítos ou oocistos. Qualquer uma das formas
infectantes ingeridas podem penetrar no epitélio intestinal, onde se reproduz
por endodiogenia, seguida de merogonia, produzindo o meronte. A célula
parasitada se rompe e libera os merozoítos, que penetram em outras células
epiteliais, realizando até 5 merogonias, até estarem prontos, dando início à
formação de gametócitos, ou seja, início da reprodução sexuada. O
microgameta (masculino) móvel sai de sua célula e se dirige para uma célula
que contenha um macrogameta (feminino), penetrando aí para formar o zigoto;
essa forma produz uma parede dupla, dando origem ao oocisto. Esse, ainda
imaturo, romperá a célula epitelial em poucos dias e será eliminado junto com
as fezes do animal (Figura 1).
22
Figura 1- Ciclo biológico deToxoplasma gondii.
Fonte: NEVES, 2010.
3.1.1.3 Sinais clínicos
Quando a toxoplasmose foi descrita pela primeira vez em uma cadela,
ela apresentava febre, anorexia, emagrecimento, anemia, vômito e diarréia.
Também foi encontrado edema disseminado, nodulos com parasitas nos
pulmões, exsudato torácico sero-sanguinolento, úlceras intestinais e hipertrofia
de fígado, baço, e linfonodos mesentéricos, no exame post mortem (MELLO,
1910).
A toxoplasmose canina, na maioria das vezes, é secundária a uma
infecção ou imunossupressão. Geralmente, é vista como uma complicação da
cinomose, em especial em cães com sinais neurológicos. Em filhotes ou cães
imunossuprimidos com infecção generalizada, a sintomatologia é aguda e os
animais podem vir a óbito em uma semana. Os sinais clínicos podem ser:
febre, linfoadenopatia, vômito, diarréia, tosse e desconforto respiratório, dor
abdominal e icterícia, irregularidades cardíacas, uveíte e sinais neurológicos,
como inclinação da cabeça, nistagmo, ataxia e acessos convulsivos. Os
taquizoítos podem atravessar a placenta e causar infecção fetal nos animais
prenhes, T. gondii pode ser causa de aborto em cadelas (McCANDLISH, 2001).
23
3.1.1.4 Diagnóstico
Classicamente, o diagnóstico laboratorial da toxoplasmose tem se
baseado na sorologia, histologia, ensaio biológico, diagnóstico molecular e
exame parasitologico de fezes (gatos). Entretanto, a evidenciação do parasita
pela demonstração de seus componentes, como antígenos e segmentos de
DNA, é de alto valor diagnóstico (CAMARGO, 1996).
A Reação de Imunofluorescência indireta (RIFI) é a mais utilizada para
o diagnóstico da toxoplasmose, é um dos melhores métodos de diagnóstico
para a toxoplasmose, sendo sensível e segura, podendo ser usada, tanto na
fase aguda (pesquisa de IgM), como na fase crônica (pesquisa de IgG). Uma
vantagem muito importante na realização do teste é não requerer organismos
vivos, sendo, portanto, a execução mais segura (CAMARGO, 1996). Títulos ≥
16 são considerados positivos para T.gondii em cães (DUBEY, 2010). Também
pode-se fazer levantamentos de anticorpos das classes IgG, IgM, IgA e IgE
pelos métodos de Ensaio Imunoenzimatico (ELISA), quimioluminescência,
hemaglutinação indireta (HAI), Fixação de Complemento (FC) e teste Sabin-
Feldmann (GRANATO, 2008).
3.1.1.5 Epidemiologia
Estudos soroepidemiológicos em diferentes partes do mundo têm
demonstrado a infecção canina por T. gondii, sendo esta bastante comum, com
prevalência que varia entre 20 a 91% (MELLO, 1910; CABRAL et al., 1998;
TENTER et al., 2000; DUBEY, 2010). Devido ao hábito de alimentação
carnívora, os cães são considerados animais de elevada receptividade para o
parasito. O estreito e frequente contato desses animais com humanos é um
fato de extrema importancia para a cadeia epidemiológica da infecção humana
e precisa de atenção especial (LAPPIN, 2004).
A soropositividade a T. gondii em cães é relativamente alta no Brasil,
demonstrando a necessidade de realizar mais estudos com esse parasito
(Tabela 1).
24
Tabela 1- Valores de ocorrência de anticorpos anti-Toxoplasma gondii em
caninos de diferentes estados brasileiros, técnicas e respectivos autores.
Fonte Ano Cidade e estado BR Técnica* N° cães analisados
% cães positivos
BARBOSA et al. 2003 Salvador-BA ELISA 225 63,5
SOUZA et al. 2003 Paraná MAT 1244 21,3
AZEVEDO et al. 2005 Campina Grande- PB RIFI 286 45,1
MOURA et al. 2009 Lages e Balneário Camboriú- SC
RIFI 400 22,3
CARLOS et al. 2010 Itabuna e Ilhéus- BA HAI 529 36,5
ARAÚJO et al . 2011 Alto Paraíso- PR MAD 42 54,8
ZULPO et al. 2012 Londrina- PR RIFI 112 59,8
COELHO et al. 2013 São Paulo – SP RIFI 84 5,9
PAULAN et al. 2013 Ilha Solteira- SP RIFI 93 47,3
SORTE et al. 2015 Cuiabá- MT RIFI 269 48,7
* MAT - Teste de Aglutinação Modificado, RIFI- Reação de Imunofluerescência Indireta, HAI- Teste de Hemaglutinação Indireta, MAD- Método de Aglutinação Direta, ELISA- Ensaio Imunoenzimático Indireto.
Variáveis como raça não definida, idade, acesso à rua, tipo de
alimentação (dieta caseira) e presença de gatos na residência são fatores
predisponentes para a infecção por T. gondii (BARBOSA et al., 2003;
AZEVEDO et al., 2005; MOURA et al., 2009, CARLOS et al., 2010). Os cães
são onívoros carniceiros e quando possuem acesso à rua, apresentam maior
chance de contaminação, pois têm acesso a diversos locais e formas de
alimentação diferentes todos os dias (SOUZA et al., 2003; MOURA et al., 2009;
CARLOS et al., 2010)
Vale salientar que, animais que tem acesso ao médico veterinário,
tornam-se menos expostos a possíveis fatores de risco, pois o proprietário
recebe orientações sobre hábitos de higiene e alimentares além da posse
responsável. A alimentação comercial, a fonte de água controlada, além de
cuidados de higiene e saúde, também minimizam os fatores de risco da doença
(CARLOS et al., 2010).
3.1.2 Leishmania spp.
Leishmania spp. pertence a ordem Kinetoplastidae, Família
Trypanossomatidae, são protozoários flagelados que causam doenças
25
cutâneas, mucocutâneas e viscerais em cães, seres humanos e outros
mamíferos (CAMARGO et al., 2007).
Duas espécies do complexo donovani transmitem a doença para o
homem: Leishmania donovani e Leishmania infantum (= L. chagasi). Apresenta
como hospedeiros vertebrados os cães e o homem e, como hospedeiro
invertebrado insetos pertencentes ao gênero Lutzomyia no continente
americano e Plhebotomus na Eurásia e África (ALVAR, 2004).
A leishmaniose é considerada como zoonose, que inclui animais como
reservatórios no ciclo de transmissão, e também como antropozoonose, na
qual o homem se apresenta como fonte de infecção para o mosquito vetor
(ALONSO, 2011).
A leishmaniose visceral (LV), leishmaniose muco-cutânea (LMC),
leishmaniose cutânea difusa (LCD) e leishmaniose cutânea (LC), são fenótipos
associados a doença (BERN; MAGUIRE, 2008). A mais severa dentre todas as
formas clínicas da doença é a leishmaniose visceral (LV) conhecida também
como calazar ou febre dum-dum (COURA, 2005; SRIVIDYA et al., 2012).
O cão desempenha papel fundamental na epidemiologia da LV, por ser
reservatório, devido á riqueza das formas amastigotas na pele (MOREIRA et
al., 2007; CAMARGO et al., 2007). Possui papel ativo na transmissão da
doença para o homem, mesmo os assintomáticos, e a infecção em cães é um
importante parâmetro na estimativa de casos humanos (COELHO et al., 2013).
3.1.2.3 Transmissão
A Leishmaniose é transmitida através da picada da fêmea do
flebotomínio da espécie Lutzomyia longipalpis infectada. No ambiente silvestre
as principais fontes de infecção para este vetor, são a raposa (Dusicyon
vetulus) o cachorro do mato (Cerdocyon thous) e os marsupiais do gênero
Didelphis spp.. A participação de outras espécies de animais como galinhas,
bovinos, eqüídeos, caprinos, ovinos, suínos e gatos na epidemiologia da
Leishmania parece estar associada à capacidade de atração dos vetores ao
peridomicílio (CAMARGO et al., 1969; CAMARGO et al., 2007).
No ambiente urbano o cão doméstico (Canis familiares) é o principal
reservatório da Leishmania infantum (=L. chagasi), cujas enzootias costumam
26
preceder a ocorrência em humanos. Mesmo assintomáticos os cães são fontes
de infecção para os flebotomíneos e, consequentemente, têm papel ativo na
transmissão da doença (MOREIRA et al., 2007; COELHO et al., 2013).
3.1.2.2 Ciclo Biológico
Os cães, mesmo assintomáticos, são fontes de infecção para os
flebotomíneos (insetos vetores da leishmaniose) e, conseqüentemente, têm
papel ativo na transmissão da doença. O mosquito ao realizar o repasto
sanguíneo se infecta com a forma amastigota. Uma vez no tubo digestivo do
inseto, estas formas diferenciam-se e replicam-se em promastigota metacíclica
(infectante). Posteriormente, as formas promastigotas migram para a faringe
misturando-se com a saliva do inseto, que infecta o hospedeiro através da
picada (BRASIL, 2006; MAIA- ELKHOURY et al., 2008). No novo hospedeiro
essas promastigotas são fagocitadas por células do sistema monuclear
fagocitário, se transformam em amastigotas que se multiplicam por mitose. Os
macrófagos ficam repletos de formas amastigotas, ocorrendo então a
disseminação hematogênica para outros tecidos ricos em células do sistema
mononuclear fagocitário (MOREIRA et al., 2007; HARHAY et al., 2011) (Figura
2).
Figura 2 – Ciclo Biológico de Leishmania spp.
Fonte: Center for Disease Control and Prevention, 2016
27
3.1.2.4 Sinais clínicos
As alterações clínicas mais freqüentemente observadas em cães com
leishmaniose são linfadenopatias, alterações dermatológicas, hepatomegalia e
esplenomegalia, emaciação e onicogrifose, sendo constatados quadros de
artrite, alterações neurológicas e respiratórias, porém há uma grande
porcentagem de animais assintomáticos ou oligoassintomáticos (MOREIRA et
al., 2007; TRONCARELLI et al., 2009).
O período de incubação da doença é variável, tanto para seres humanos
como para cães. No cão varia de três a sete meses, podendo ocorrer anos
após a infecção,em alguns casos. Em humanos pode variar de 10 dias a 24
meses, em média de dois a quatro meses (BEPA, 2008).
3.1.2.5 Diagnóstico
Para a leishmaniose, pelo fato de existir animais assintomáticos ou
oligoassintomáticos e ser uma enfermidade que possui sinais comuns a outras
doenças, o diagnóstico clínico é difícil e inconclusivo. Atualmente, realizam-se
testes parasitológicos, testes sorológicos e moleculares. O diagnóstico
parasitológico é realizado a partir da observação direta de formas amastigotas
do parasito em esfregaços de órgãos linfóides (linfonodos ou medula óssea),
de escarificações de pele, biopsias de baço ou fígado (COIRO, 2014). Os
Testes sorológicos como a Reação de Imunofluorescência Indireta (RIFI), o
teste de hemaglutinação e o teste de ELISA são muito utilizados (MOREIRA et
al., 2007; COELHO et al., 2013). A RIFI, possui sensibilidade de 82 a 95% e
especificidade de 78 a 92% e é o método mais utilizado no Brasil e
preconizado pelo Ministério da Saúde. Há também o teste sorológico Dual Path
Plataform (DPP) que é um teste rápido qualitativo, imunocromatogográfico com
antígenos recombinantes, recomendado pelo Ministério da Saúde como rotina
para todos os Centros de Controle de Zoonoses a nível nacional (COELHO et
al., 2013). A Reação em Cadeia da Polimerase (PCR), com amplificação e
identificação seletiva da seqüência de DNA de interesse, é uma técnica
28
molecular que além de detectar o agente, distingue o tipo de Leishmania, o que
não é possível com o teste sorológico (MOREIRA et al., 2007).
3.1.2. Epidemiologia
Em todo o mundo, e no Brasil, o número de cães infectados com
Leishmania spp. varia de 20 a 90% (BIGELI et al., 2012).
A Leishmaniose Visceral Canina (LVC) é considerada uma endemia nas
áreas rurais do Brasil. A destruição das florestas em larga escala, a adaptação
do flebotomíneo a novos ambientes e a migração das áreas rurais para o meio
urbano, contribuiu para que o ciclo de transmissão chegasse ao meio urbano
(MAIA- ELKHOURY et al., 2008; HARHAY et al., 2011)
O controle da doença possui grande complexidade, devido ao padrão
epidemiológico diversificado e a adoção de difíceis medidas como: a redução
de vetores, eliminação de reservatórios, proteção pessoal, ações de vigilância,
dificuldade na obtenção de diagnóstico rápido e seguro. No Brasil, a eliminação
de cães infectados é recomendado pelo Ministério da Saúde como medida de
controle da LV (BEPA, 2008; HARHAY et al., 2011).
Cães soropositivos para este agente etiológico estão distribuídos de
maneira endêmica no Brasil (Tabela 2).
Tabela 2- Valores de ocorrência de anticorpos anti- Leishmania em caninos de
diferentes estados brasileiros, técnicas e respectivos autores.
Fonte Ano Cidade e estado BR Técnica* N° cães analisados
% cães positivos
BEZERRA et al. 1996 Ceará MAD 58 58,6
LUCIANO et al. 2009 Bauru - São Paulo RIFI 150 62,7
PAULAN et al. 2013 Ilha Solteira - São Paulo
RIFI 93 37,6
FIGUEIREDO et al. 2014 Pará ELISA/RIFI 435 19,7
CARVALHO et al. 2015 Ilhéus - Bahia ELISA 560 41,7
LEÇA JÚNIOR et al. 2015 Buerarema – Bahia RIFI 292 50,3
D’ANDREA et al. 2015 Presidente Prudente - São Paulo
ELISA 4547 11,2
MENDONÇA; BATISTA; ALVES.
2015 Teresina – Piauí ELISA 70 78,2
PIMENTEL et al. 2015 Petrolina- Pernambuco
ELISA 600 19
JUSI et al. 2015 Jaboticabal – São Paulo
ELISA 482 63
* RIFI- Reação de Imunofluerescência Indireta, MAD- Método de Aglutinação Direta, ELISA- Ensaio Imunoenzimático Indireto.
29
Outros aspectos importantes a serem considerados são aqueles
relacionados ao meio ambiente, tais como terrenos baldios em torno da casa, a
presença de pequenos roedores, animais silvestres e do vetor da doença como
fatores de risco associados à infecção. Tais fatores facilitam a ligação de
transmissão entre animais silvestres e o ambiente peridomiciliar, pois animais
podem atuar tanto como um reservatório quanto como uma fonte de alimento
para o vetor, o que possibilita a infecção em humanos e cães (BRANDÃO-
FILHO et al.; 2003; BRASIL, 2010). A presença de energia elétrica nas casas
também revelou-se como um fator de risco para leishmaniose, e aumentou a
possibilidade de exposição de cães (LEÇA JÚNIOR et al., 2015).
3.1.3. Ehrlichia canis
Ehrlichia canis pertence à ordem Rickttsiales, família Anaplasmataceae,
gênero Ehrlichia (CAMARGO et al., 2007). Atualmente o gênero Ehrlichia
contempla cinco espécies: E. canis, E. chaffeensis, E. ewingii, E. muris e E.
ruminantium. São bactérias gram-negativas, parasitos intracelulares
obrigatórios de células hematopoiéticas maduras ou imaturas, especialmente
do sistema fagocitário mononuclear, tais como monócitos e macrófagos, e para
algumas espécies, neutrófilos e células endoteliais (DUMLER et al., 2001).
Os hospedeiros vertebrados mais comuns são os da família Canidae
(cães, coiotes, raposa e chacal) e os carrapatos são os vetores. Os cães são
infestados frequentemente por carrapatos e assim estão expostos a se infectar
com E. canis (LABRUNA; PEREIRA, 2001). No Brasil a erliquiose canina foi
diagnosticada pela primeira vez em Belo Horizonte, MG por COSTA (1973). A
distribuição da doença está relacionada com a distribuição do carrapato vetor,
ocorrendo na Ásia, África, Europa e Américas (KEEFE et al., 1982, LABRUNA;
PEREIRA, 2001).
3.1.3.1 Transmissão
O carrapato marrom do cão, Rhipicephalus sanguineus, lato sensu no
Vet Parasitology, é o principal vetor e reservatório da doença, é endêmico em
praticamente todas as regiões do Brasil. Esses artrópodes contaminam-se ao
30
realizar o repasto sanguíneo em um cão infectado. Essa infecção pode ocorrer
em qualquer estágio de parasitemia do cão e a transmissão é transestadial
(DAGNONE et al., 2001; HARRUS et al., 2010).
Cães sadios são infectados quando os carrapatos realizam o repasto
sanguíneo, inoculando a secreção salivar contaminada com E. canis no interior
do hospedeiro. (COSTA, 1973; ANDEREG; PASSOS, 1999).
Em condições experimentais, o carrapato Dermacentor variabilis
também foi capaz de transmitir E. canis (HARRUS; WANER, 2010). No Brasil,
COSTA Jr et al. (2007) incluíram também Amblyomma cajennense (=A.
sculptum), nos Estados Unidos, como potencial vetor de E. canis em áreas
rurais.
Os cães são os únicos hospedeiros de importância para a manutenção
das populações de R. sanguineus (LABRUNA ;PEREIRA, 2001).
3.1.3.2 Ciclo Biológico
As larvas, as ninfas e carrapatos adultos ao se alimentarem de um
hospedeiro na fase aguda da doença, ingerem leucócitos infectados pela E.
canis, mais tarde esses microorganismos se disseminam por hemócitos do
intestino do artrópode para a glândula salivar. No repasto sanguíneo carrapatos
inoculam secreção salivar contaminada nos cães (DAGNONE et al., 2001).
Nos cães infectados o ciclo da E. canis ocorre em monócitos e possui
três estádios: no primeiro, os corpúsculos elementares entram nos monócitos
por fagocitose. Esses corpúsculos crescem e se dividem dentro dos limites do
fagossomo, pois a fusão fagolisossomal não ocorre em células infectadas. A
multiplicação ocorre por fissão binária. O segundo estádio ocorre de três a
cinco dias após infecção, onde um pequeno número de corpúsculos
elementares, denominados corpúsculos iniciais são observados como
inclusões pleomórficas. O terceiro estágio ocorre entre sete a 12 dias
subseqüentes, onde há o crescimento adicional e multiplicações. Os
corpúsculos iniciais desenvolvem-se para inclusões maduras, que na
microscopia óptica têm aspecto de “amora”, as chamadas mórulas, que
tipificam o gênero. Os monócitos infectados, geralmente apresentam mórulas e
cada mórula contém vários corpúsculos elementares. As mórulas liberam esses
31
corpúsculos quando as células infectadas se rompem ou então são liberadas
por exocitose e o ciclo infeccioso é repetido (NYINDO et al., 1971; DAGNONE
et al., 2001; ZHANG et al., 2006) (Figura 3).
Acrescenta-se que o parasito localiza-se nas células reticulo endoteliais
do fígado, baço e linfonodos, onde ocorre a replicação primária em macrófagos
mononucleares e linfócitos (SWANGO et al., 1989).
Figura 3. A. Ciclo Biológico de E. canis. B. Célula infectada por Ehrlichia canis.
Fonte: http://slideplayer.es/slide/1105531
A
B
32
3.1.3.3 Sinais clínicos
Os cães infectados por E. canis podem ser classificados clinicamente em
quatro fases: assintomática, fase aguda, subclínica e crônica. O período de
incubação da erliquiose canina é de 8 a 20 dias (HARRUS et al., 2004).
Durante a fase assintomática o cão apresenta-se aparentemente
normal. Na fase aguda, que dura de duas a quatro semanas, as riquétsias
replicam-se nos leucócitos e se replica por fissão binária antes de se
disseminar para outros órgãos do hospedeiro. Após essa fase o parasita se
espalha através da circulação por diversos órgãos. Animais apresentam
sintomas inespecíficos incluindo febre, secreção ocular e nasal e também
sinais clínicos normalmente de grande comprometimento como depressão,
perda de peso, anorexia, febre, esplenomegalia, linfonodomegalia, vasculite,
sinais neurológicos, musculares, oculares e de poliartrite (ANDEREG;
PASSOS, 1999; DAGNONE et al., 2001; HARRUS; WANER , 2010).
Após a fase aguda o animal pode se curar, ou entrar na fase subclínica,
onde os sinais clínicos desaparecem, mas a riquétsia se mantém no
organismo. Esta fase pode persistir por anos (NYINDO et al., 1971; DAGNONE
et al., 2001). Cães imunocompetentes podem eliminar o parasita, enquanto que
os cães com resposta imunológica insuficiente entrarão na fase crônica da
doença. A fase crônica desenvolve-se em alguns animais após a fase
subclínica e pode variar de leve a severa. Nesta fase normalmente há
complicações da infecção e exacerbação dos sintomas agudos como
sangramentos por mucosas e conjuntivas (DAGNONE et al., 2001; CASTRO et
al., 2004, NEER, 2006, UENO et al., 2009).
Na fase crônica severa, ocorre comprometimento da medula óssea com
pancitopenia, o óbito por hemorragias secundárias à trombocitopenia ou
infecções secundárias podem ocorrer nesta fase (DAGNONE et al., 2001;
HARRUS et al., 2010).
3.1.3.4 Diagnóstico
Para a erliquiose, o diagnóstico clínico dos cães, baseia-se nas
alterações clínicas, no histórico e nas alterações hematológicas. O diagnostico
33
é confirmado com a visualização de inclusões intracitoplasmáticas em
leucócitos (mórulas) em esfregaços sanguíneos, porém é um diagnóstico difícil.
Mórulas de E. canis podem ser detectadas em monócitos por um curto período
de tempo, mas geralmente não são observadas durante as fases subclínica e
crônica da infecção. Outro tipo de diagnóstico é o isolamento e cultura da
bactéria, mas possui um resultado muito lento, de 30 a 70 dias. Teste
sorológicos como ELISA e RIFI são bastante utilizados, bem como o
diagnóstico molecular (HARRUS et al., 2004; HARRUS; WANER, 2010). Kits
sorológicos utilizados na detecção da erliquiose canina, como, o “kit”
Immunocomb, baseado na técnica de “Dotblot-ELISA”, detecta anticorpos da
classe IgG específicos (NAKAGHI et al., 2008). O teste de “Dotblot enzyme
linked-immunoassay”(Dotblot-ELISA) é uma técnica sensível para a detecção
de anticorpos no soro. A técnica utiliza antígenos purificados de cultura de
células DH 82 infectadas com E. canis aderidos a microplacas. O “Dotblot-
ELISA” é tão sensível e específico quanto a RIFI. Os resultados são de fácil
leitura por pessoal não treinado e proporcionam um registro permanente
(ANDREG; PASSOS,1999).
3.1.3.5 Epidemiologia
Ehrlichia canis possui potencial zoonótico, com contaminação do homem
e envolvimento de cães e infestações por carrapatos (PEREZ et al., 2006).
Segundo Labruna e Pereira (2001), os cães podem ser carreadores
deste agente em regiões endêmicas e houve uma grande expansão de
populações do carrapato R. sanguineus nas últimas décadas, o que torna bem
provável que a doença venha ocorrendo frequentemente nos cães.
Estudos epidemiológicos (Tabela 3) sobre a infecção por E. canis no
Brasil estão sendo realizados para melhor avaliar os históricos clínicos, idade,
sexo e raça dos cães e a presença de carrapatos, na tentativa de se
estabelecer fatores de riscos para a doença (DAGNONE et al., 2003; TRAPP et
al., 2006).
34
Tabela 3- Valores de ocorrência de anticorpos anti- Ehrlichia canis em caninos
de diferentes estados brasileiros, técnicas e respectivos autores.
Fonte Ano Cidade e estado BR Técnica* N° cães analisados
% cães positivos
TRAPP et al. 2006 Rio Grande do Sul ELISA 381 23
AGUIAR et al. 2007 Monte Negro- Rondônia RIFI 314 31,2
CARLOS et al. 2011 Ilhéus e Itabuna- Bahia ELISA 200 36
KRAWCZAK et al. 2012 Santa Maria – Rio Grande do Sul
RIFI 316 4,43
SOUSA et al. 2013 Mato Grosso do Sul RIFI 60 65
PAULAN et al. 2013 Ilha Solteira - São Paulo RIFI 93 75,3
WITTER et al. 2013 Mato Grosso RIFI 77 70,1
SPOLIDORIO et al. 2013 Amazonia RIFI 129 16,2
GIRARDI et al. 2014 Cuiabá – Mato Grosso RIFI 58 94,8
GUEDES et al. 2015 Ituberá-Bahia RIFI 379 32,7
* RIFI- Reação de Imunofluerescência Indireta, ELISA- Ensaio Imunoenzimático Indireto.
3.2 Coinfecções
Devido a abundância, a atividade dos vetores e os períodos de
transmissão serem semelhante, além da presença dos cães nas áreas
endêmicas, a infecção desses animais pela Leishmania spp., E. canis e T.
gondii coexistem (COX, 2001).
Estudos no Brasil demonstram alta frequencia de infecção por T. gondii,
Leishmania spp e E. canis em cães variando de 3 a 95% (DUBEY, 2010; HILL
& DUBEY, 2002; GRANATO, 2008; ZULPO et al., 2012; COELHO et al.,
2013).
Coelho e colaboradores (2013) encontraram coinfecção por Leishmania
spp. em 20% (1/5) dos animais positivos para o T. gondii e 66,6% (2/3) para N.
caninum e um cão macho jovem positivo para toxoplasmose apresentou
mórulas de Ehrlichia spp.
Em um estudo realizado por pesquisadores do Hospital Veterinário da
Universidade Federal de Cuiabá, dos seis cães soropositivos para T. gondii,
cinco apresentaram coinfecção por E. canis (GIRARDI et al., 2014).
Outro estudo, realizado em um assentamento rural no município de Ilha
Solteira em São Paulo, 93 amostras de soro de cães foram coletadas. Um cão
(1,1%) apresentou sorologia positiva para os cinco parasitas estudados, e a
35
maioria dos cães (61,3%) mostraram anticorpos reativos a partir de 2 a 3
parasitas com as seguintes associações: Leishmania × Babesia × Toxoplasma
ou Leishmania × Ehrlichia × Toxoplasma (48,6 %) ou Leishmania × Babesia ×
Ehrlichia (31,4%). A associação entre dois parasitas variou de 62,9% para
74,3% (PAULAN et al., 2013).
4 MATERIAL E MÉTODOS
4.1 Local de Realização do Estudo
O estudo foi realizado nos seguintes municípios da Bahia: Dias D’ávila
(CCZ), Itabuna (CCZ), Ilhéus (CCZ), Salvador (semidomiciliados), Feira de
Santana (ONG), Jequié (semidomiciliados), Eunápolis (CCZ), Una
(semidomiciliado) e Brumado (ONG) do estado da Bahia. O estado da Bahia
localiza-se na região Nordeste do Brasil. Possui 14.016.906 habitantes, uma
área de 564.733,177 Km² e 417 municípios e esta dividido em 7 mesorregiões
(Figura 4 )(IBGE, 2010). A população canina do estado esta estimada em 2,1
milhoes (SESAB, 2014).
Figura 4 – Mapa do estado Bahia - Mesorregiões baianas
Fonte: Fonte: http://slideplayer.com.br/slide/5635628
36
4.2 Coleta do Material Biológico
Amostras sanguíneas de 300 cães foram coletadas no período de
novembro de 2014 a novembro de 2015, sendo esses animais originados de
Centro de Controle de Zoonoses (CCZ), Organizações não-governamentais
(ONG) de defesa de animais ou cães que tinham proprietários, mas tinham
acesso a rua (semidomiciliados) dos seguintes municípios da Bahia: Dias
D’ávila (CCZ), Itabuna (CCZ), Ilhéus (CCZ), Salvador (semidomiciliados), Feira
de Santana (ONG), Jequié (semidomiciliados), Eunápolis (CCZ), Una
(semidomiciliado) e Brumado (ONG).
Os animais eram heterogêneos em idade, sexo e raça. Foram coletados
3mL de sangue por punção venosa, cefálica ou jugular de cada animal,
acondicionado em tubo sem EDTA para obtenção do soro sanguíneo e
realização da sorologia. Os valores obtidos em todas as análises foram
tabulados em pacote Excel.
O projeto obedeceu aos princípios de bioética e bem estar animal do
Comitê de Ética no Uso dos Animais (CEUA-UESC), recebendo o número de
protocolo 12/018.
4.3 Coleta de Dados
As informações de identificação dos animais (sexo, idade e cidade de
origem), foram anotadas em planilhas para controle dos resultados e para
posterior repasse de informações.
4.4 Sorologia para Toxoplasma gondii
Para realização da sorologia para pesquisa de anticorpos contra T.
gondii foi utilizada Reação de Imunofluorescência Indireta (RIFI), considerando
como ponto de corte a diluição de 1:16. Foi utilizado conjugado anti-IgG canino
Sigma (Anti-DogIgG – F4262, Sigma-Aldrich ®) na diluição de 1:128. Para a
leitura das lâminas, foi utilizado microscópio com sistema de epifluorescência
(OLYMPUS, BX 51®).
37
Foram consideradas positivas as reações com completa fluorescência
na periferia dos taquizoítos. As lâminas sensibilizadas com taquizoítos da cepa
RH, fixadas em metanol foram confeccionadas no laboratório do Hospital
Veterinário da Universidade Estadual de Santa Cruz e sendo os controles
positivo e negativo provenientes de amostras de soros de cães deste
experimento, submetidas aos testes HAI e RIFI. O protocolo de realização da
RIFI encontra-se no Anexo A.
4.5 Sorologia para Leishmania spp.
Para realização da sorologia para pesquisa de anticorpos contra
Leishmania spp. foi utilizada Reação de Imunofluorescência Indireta (RIFI),
considerando como ponto de corte a diluição de 1:40. Foi utilizado conjugado
anti-IgG canino Sigma (Anti-DogIgG – F4262, Sigma-Aldrich ®) na diluição de
1:128. Para a leitura das lâminas, foi utilizado microscópio com sistema de
epifluorescência (OLYMPUS, BX 51®).
Foram consideradas positivas as reações com completa fluorescência
na periferia das promastigotas. As lâminas sensibilizadas com promastigotas
de L. infantum, fixadas (formol 2%), foram confeccionadas no laboratório
Imunodot e os controles positivo e negativo foram provenientes do laboratório
de Biomanguinhos. O protocolo de realização da RIFI encontra-se no Anexo B.
4.6 Sorologia para Ehrlichia canis
Para realização da sorologia para pesquisa de anticorpos contra E. canis
foi utilizado o teste de ELISA IMUNOTEST® Ehrlichia canis do laboratório
Imunodot, conforme orientações do fabricante. A leitura da reação foi realizada
em um leitor de microplacas de ELISA (Microplate Reader MRX TC Plus,
Dynex Technology), a um comprimento de onda de 405 nm. O protocolo de
realização do teste ELISA encontra-se no Anexo C.
38
4.7 Análise Estatística
Para identificar fatores de risco associados à infecção por T. gondii, foi
conduzida uma análise bivariada usando o Teste do Qui-quadrado e o Teste
Exato de Fisher com nível p=0,05, utilizando o programa estatístico EPI-INFO
versão 7.1.5.
5 RESULTADOS
5.1. Soropositividade para T. gondii
Das 300 amostras coletadas 122 (40,66%) foram soropositivas frente à
RIFI. O título de anticorpos desses animais variou de 1:16 a 1:4096 (Tabela 4).
Tabela 4: Titulação dos soros, em número e porcentagem, positivos à
detecção de anticorpos anti-Toxoplasma gondii em cães em municípios do
estado da Bahia.
Titulação NºAnimais %
16 3 2,46
32 8 6,56
64 31 25,41
128 23 18,85
256 33 27,05
512 3 2,46
1024 7 5,74
2048 6 4,92
4096 8 6,56
Total 122 100%
5.2. Soropositividade para Leishmania spp.
O número de animais sororeagentes frente à RIFI utilizando o antígeno
total de promastigotas de L. infantum foi 74 (24,66%). O título de anticorpos
desses animais variou de 1:40 a 1:160 (Tabela 5).
39
Tabela 5: Titulação dos soros, em número e porcentagem, positivos à
detecção de anticorpos anti-Leishmania spp. em cães em municípios do estado
da Bahia.
Titulação NºAnimais %
40 24 32,43
80 42 56,76
160 8 10,81
Total 74 100
5.3. Soropositividade para E. canis
A soropositividade de E. canis foi a maior em relação aos reagentes a T.
gondii e Leishmania. spp . Dos 300 animais amostrados 155 (51,60%)
apresentaram anticorpos anti-E. canis, no ELISA.
5.4. Co-soropositividade para Toxoplasma gondii, Leishmania spp. e Ehrlichia canis
Das 300 amostras dos cães, 4% mostraram-se soropositivos tanto para
T. gondii quanto Leishmania spp., 21% foram sororeagentes para T.gondii e E.
canis, 6,70% mostraram sorologia positiva para E.canis e Leishmania spp e 5%
dos animais foram soropositivos para os três agentes (Figura 4).
40
Figura 5. Positividade dos cães amostrados frente aos antígenos de
Toxoplasma gondii, Leishmania spp. e Ehrlichia canis.
Todas as mesorregiões apresentaram animais positivos para os três
agentes, porém com soropositividade variadas. Dentre as mesorregiões
analisadas, a do Centro Norte Baiano demonstrou maior soropositividade para
os três agentes analisados, seguida da mesorregião Centro-Sul Baiano. A
mesorregião do Sul Baiano apresentou a menor positividade para T. gondii e E.
canis e a mesorregião Metropolitana de Salvador apresentou menor
positividade para Leishmania spp. (Tabela 6, 7 e 8).
12 (4%)
41
Tabela 6 – Detecção de anticorpos anti- Toxoplasma gondii em cães e sua
distribuição no estado da Bahia, Brasil.
Mesorregião/Município Reativos Não reativos Total
n % n % N %
Mesorregião do Sul Baiano
58
38,7
92
61,3
150
50
Itabuna Ilhéus Una Eunápolis
30 8 10 10
37 30
58,8 40
51 19 7 15
63 70
41,2 60
81 27 17 25
27 9 5,6 8,4
Mesorregião do Centro-Norte Baiano
6
54,5
5
45,5
11
3,7
Feira de Santana
6 54,5 5 45,5
11 3,7
Mesorregião do Centro-Sul Baiano
35
41,7
49
58,3
84
28
Jequié Brumado
35 0
41,7 0
35 14
58,3 100
70 14
23,3 4,7
Mesorregião Metropolitana de Salvador
23
41,8
32
58,2
55
18,3
Salvador Dias D’Ávila
12 11
32,4 61,1
25 7
67,6 38,9
37 18
12,4 5,9
Total 122 40,66 178 59,33 300 100
42
Tabela 7 – Detecção de anticorpos anti- Leishmania spp. em cães e sua
distribuição no estado da Bahia, Brasil.
Mesorregião/Município Reativos. Não reativos. Total
N % n % n %
Mesorregião do Sul Baiano
39
26%
111
74%
150
50
Itabuna Ilhéus Una Eunápolis
19 6 2 12
23,45 22,2 11,8 48
62 21 15 13
76,55 77,8
88,2 52
81 27 17 25
27 9 5,6 8,4
Mesorregião do Centro-Norte Baiano
4
36,4
7
63,6
11
3,7
Feira de Santana
4 36,4 7 63,4
11 3,7
Mesorregião do Centro-Sul Baiano
23
27,3
61
72,7
84
28
Jequié Brumado
17 6
24,3 42,85
53 8
75,7 57,15
70 14
23,3 4,7
Mesorregião Metropolitana de Salvador
8
14,55
47
85,45
55
18,3
Salvador Dias D’Ávila
2 6
5,5 33,3
35 12
94,5 66,7
37 18
12,4 5,9
Total 74 24,66 226 75,33 300 100
43
Tabela 8 – Detecção de anticorpos anti-E. canis em cães e sua distribuição no
estado da Bahia, Brasil
Mesorregião/Município Reativos Não reativos Total
N % n % n %
Mesorregião do Sul Baiano
66
44
84
56
150
50
Itabuna Ilhéus Una Eunápolis
41 8 9 8
50,6 29,6 52,9 32
40 19 8 17
49,4 70,4 47,1 68
81 27 17 25
27 9 5,6 8,4
Mesorregião do Centro-Norte Baiano
7
63,6
4
36,4
11
3,7
Feira de Santana
7 63,6 4 36,4
11 3,7
Mesorregião do Centro-Sul Baiano
51
60,7
33
39,3
84
28
Jequié Brumado
44 7
62,9 50
26 7
37,1 50
70 14
23,3 4,7
Mesorregião Metropolitana de Salvador
31
56,4
24
43,6
55
18,3
Salvador Dias D’Ávila
16 15
43,2 83,3
21 3
56,8 16,7
37 18
12,4 5,9
Total 155 51,66 145 48,33 300 100
Entre os fatores analisados, observou-se associação entre a idade e a
soropositividade de Leishmania spp. e de E. canis (p = 0,05). Houve
associação de cães errantes com infecção por Leishmania (p.=0,01). Não
houve fatores associados a infecção pelo T. gondii e nenhuma associação
significativa relacionada aos agentes estudados e o sexo do animal foi
observada (Tabela 9).
44
Tabela 9 – Análise bivariada de fatores associados a infecção de Toxoplasma
gondii, Leishmania spp. e Ehrlichia canis em cães da Bahia.
Variáveis Animais Χ2 Valor de p OR IC 95%
Positivo Negativo
Leishmania spp.
Faixa etária 2,74 0,09* 5,9 0,77 – 45,4
≥ 01 ano 73 209
< 01 ano 1 17
Sexo 0,53 0,46 0,8 0,46 – 1,34
Macho 26 64
Fêmea 214 491
Errante 6,10 0,01 2,11 1,19 – 3,73
Sim 53 123
Não 21 103
Toxoplasma gondii
Faixa etária 1,94 0,16 2,5 0,80 – 7,84
≥ 01 ano 118 164
< 01 ano 4 14
Sexo 0,11 0,73 1,1 0,70 – 1,76
Macho 65 90
Fêmea 57 88
Errante 2,10 0,14 0,68 0,43 – 1,09
Sim 65 111
Não 57 67
Ehrlichia canis
Faixa etária 3,41 0,06* 3 1,02– 8,50
≥ 01 ano 150 132
< 01 ano 5 13
Sexo 0,1 0,74 1,1 0,70 – 1,74
Macho 82 73
Fêmea 73 72
Errante 1,08 0,29 0,76 0,48 – 1,20
Sim 86 90
Não 69 55
* Χ2- Teste Qui-Quadrado; p valor: probabilidade; OR: Chances de Ocorrer; CI 95%: 95% Intervalo de Confiança; * Teste Exato de Fisher p=0,05
45
6 DISCUSSÃO
A prevalência de cães com T. gondii encontrada neste estudo (40,66%)
foi similar a descrita por Azevedo et al. (2005) na Paraíba (45,1%), por Paulan
et al. (2013) em São Paulo (47,3%) e por Sorte et al. (2015) no Mato Grosso
(48,7%). Entretanto, foi maior que as encontradas por Moura et al. (2009) em
Santa Catarina (22,3%) e por Coelho et al. (2013) em São Paulo (5,9%) e
inferior as obtidas Zulpo et al. (2012) no Paraná, que encontraram prevalência
de 59,8%.
No Brasil, há uma grande variação nos valores de ocorrência de T.
gondii, variando de 3,1% (CHAPLIN et al., 1980) a 91% (GERMANO et al.,
1985). As diferenças observadas nos valores da prevalência podem ser devido
as características regionais geo-climáticas e fatores epidemiológicos, como
presença de felinos infectados, a idade, o cuidado com animais, aspectos
culturais, habitat e praticas sanitárias (LANGONI et al., 2006; CARLOS et al.,
2010).
Quando se comparam diferentes populações como cães domiciliados,
errantes e rurais, na infecção por T. gondii, verifica-se que cães rurais e
errantes têm maior chance de infecção, devido ao maior acesso a oocistos
esporulados (alimentos e água contaminada) ou cistos encontrados nas caças
(pequenos mamíferos ou pássaros) e em carcaça de açougues, carcaça de
animais abatidos em propriedades rurais e restos alimentares (CABRAL et al.,
1998; CARLOS et al., 2010).
A presença da infecção de T. gondii em cães indica um ambiente
contaminado por oocistos ou carnes contaminadas por cistos do parasita, e
como esses animais vivem no mesmo ambiente que as pessoas e se
alimentam das mesmas carnes, podem servir como sentinela da infecção
humana (DUBEY et al., 2007; SALB et al., 2008; DUBEY; JONES, 2008).
No presente trabalho a mesorregião do Centro - Norte Baiano
apresentou maior positividade para T. gondii, 54,5%(6/11) dos cães foram
soropositivos na RIFI. O números de amostras coletadas de cães nesta
mesorregião foi inferior as demais mesorregiões, provavelmente, interferindo
no resultado.
46
Em relação ao agente etiológico Leishmania spp., encontrou-se nesse
estudo a prevalência 24,66%, similar ao trabalho de Figueiredo et al. (2014) no
Pará (19,7%). E inferior aos estudos de Luciano et al. (2009) e Paulan et al.
(2013) em São Paulo com prevalência de (62,7%) e (37,6%), respectivamente.
A Bahia é um estado endêmico para leishmaniose canina, porém esse
resultado pode ter sofrido influencia dos cães residentes em Ilhéus e Una, onde
não há a presença de L. infantum, e em Salvador, onde o registro de casos
caninos ainda é baixo. Todavia, observa-se potencial para a transmissão dessa
zoonose, pois algumas cidades possuem fronteiras com regiões positivas, além
do intenso movimento migratório humano e animal e características
socioambientais favoráveis a expansão do vetor, e, conseqüentemente, da
doença.
O potencial de urbanização é demonstrado pela ocorrência de casos
(131) de leishmaniose visceral nos centros urbanos de importantes cidades do
Estado da Bahia, entre os quais: Feira de Santana, Serrinha, Jequié, Juazeiro,
Irecê, Camaçari e Salvador, correspondendo a 23,73% dos casos. No ano de
2015 as maiores incidências foram observadas em municípios da mesorregião
do Centro Sul Baiano e nos municípios da mesorregião do Centro Norte
Baiano, segundo Boletim epidemiológico da SUVISA/SESAB (2015),
corroborando com os resultados encontrados nesse trabalho, onde observou-
se cães com maior soropositividade para Leishmania spp. nestas
mesorregiões.
Os municípios estudados são áreas urbanizadas e mostraram
positividade para leishmaniose em cães, corroborando com estudos prévios já
realizados por Azevedo et al. (1996) e Carvalho et al. (2015) no estado da
Bahia.
Dentre os fatores de risco associados, Rondon et al. (2008) e Carvalho
et al. 2015 em seus estudos afirmam que animais mais velhos são mais
propensos a terem mantido contato com Leishmania spp., concordando com os
achados desse estudo. Cães com idade inferior a 1 ano tiveram menos tempo
de contato com o vetor e devem permanecer mais no ambiente doméstico, o
que também reduz a possibilidade de contato com o vetor.
Nesse estudo cães errantes capturados por CCZ’s ou mantidos pelas
ONG’s foram mais propensos a se infectar com Leishmania spp. (p= 0,01) do
47
que os cães semidomiciliados, demonstrando que se os animais que ficaram
na rua, mais expostos ao vetor, são mais propensos a terem a infecção, o
mesmo foi encontrado por CARVALHO et al. (2015).
A mesorregião do Centro - Norte Baiano apresentou maior positividade
para também para Leishmania spp., 36,4%(4/11) dos cães foram soropositivos
na RIFI, podendo ter relação com a quantidade de amostras coletadas nessa
mesorregião.
Para E. canis, foi encontrada a prevalência de 51,66% similar com
estudos de Silva et al (2010) no Mato Grosso (42,5%), e superior ao
encontrado por Carlos et al. (2011) em Ilhéus e Itabuna - Bahia (36%), por
Krawczak et al. (2012) no Rio Grande do Sul (4,43), Spolidorio et al. (2013) na
Amazônia (16,2%) e por Guedes et al. (2015) em Ituberá - BA (32,7%). Porém
é inferior ao encontrado nos estudo de Witter et al. (2013) em São Paulo
(70,1%) e de Girardi et al. (2014) no Mato Grosso (94,8%). Essas diferenças,
provavelmente estão relacionadas a variação do clima de cada região e ao
nível de exposição aos carrapatos das populações estudadas.
A elevada freqüência de cães soropositivos para E. canis, enfatiza a
importância desse agente nos municípios estudados.
A alta prevalência de E. canis em animais de zonas urbanas
semidomiciliados e errante, provavelmente, está relacionado a facilidade de
adaptação que R. sanguineus tem ao ambiente urbano, principalmente se
tratando de uma população de cães sem uso de carrapaticidas. Isso corrobora
com o estudo de Guedes et al. (2015), que afirmam que o carrapato R.
sanguineus é mais freqüente em áreas urbanas do que nas áreas rurais, o que
conseqüentemente aumenta a exposição dos cães para a E. canis. Carlos et al
2011, utilizou em sua pesquisa animais domiciliados resultando em uma
menor prevalência da infecção por esse agente, pois trata-se de uma
população que usa carrapaticida e tem acesso ao médico veterinário.
Alguns fatores podem favorecer o desenvolvimento da erliquiose canina,
como a presença e distribuição do vetor R. sanguineus, o comportamento do
animal, a idade, o habitat e o tipo de população estudada (LOULY et al., 2006;
AZEVEDO et al, 2011; CARLOS et al., 2011; GUEDES et al., 2015).
48
Animais acima de um ano foram mais propensos a infecção de E. canis
(p valor = 0,05) corroborando com os estudos de Azevedo et al. (2011) e
Guedes et al. (2015), possivelmente, por que cães mais jovens foram menos
expostos ao vetor.
A mesorregião do Sul Baiano apresentou maior soropositividade para E.
canis 44%. Essa porcentagem pode ter sido influenciada pelo número de
amostra coletada, que foi superior a todas as mesorregiões.
A variável sexo não foi significativa para as três doenças analisadas,
semelhante ao encontrado por Carlos et al. (2011), Carvalho et al. (2015) e
Leça Junior et al. (2015).
A coinfecção de pelo menos dois desses parasitos é comum no Brasil,
mostrando que os cães estão expostos a diversos agentes patogênicos,
influenciado, principalmente, pelo clima tropical que favorece a proliferação de
vetores e a manutenção de oocistos no ambiente (DUBEY; LAPIN, 2006;
COELHO et al., 2013; GIRARDI et al, 2014;). Paulan et al. (2013) também
verificaram coinfecções por T. gondii, Leishmania e E. canis em cães na cidade
de Ilha Solteira em São Paulo, porém apresentou 18,27% de coinfecção para
estes agentes, superior ao encontrado nesse trabalho (5%).
Em se tratando de coinfecções é importante ressaltar que um patógeno
possa funcionar como agente facilitador para o estabelecimento de outras
infecções. A presença de anticorpos anti-Ehrlichia evidencia o contato prévio
com o agente e pode ser considerado um fator imunossupressor, que pode
desencadear reativação ou maior susceptibilidade para a ocorrência da
toxoplasmose e outras doenças (BOOZER et al., 2003; DUBEY; LAPIN, 2006).
Cães infestados por carrapatos possuem 53% mais chance de
adquirirem infecção por L. chagasi em comparação aos cães sem infestação,
as infestações por carrapatos causam anemia, debilidade e aumenta a
ocorrência de coinfecção (PAZ et al., 2010). Já Feitosa et al. (2000) e Mekusas
et al. (2009) relatam que a imunossupressão causada pela LVC pode
promover, em regiões endêmicas, a ocorrência de coinfecções com outros
agentes tais como E. canis., os autores concluíram que a erliquiose possa ser
um fator contribuidor para o estabelecimento da infecção por leishmaniose.
Esse estudo mostrou que cães residentes em diversos municípios da
Bahia apresentaram soropositividade para os três agentes estudados, podendo
49
albergar mais de um, e ter como consequência uma exacerbação dos sinais
clínicos apresentados e o surgimento de complicações. Considerando que as
coinfecções podem exacerbar uma imunossupressão, os animais
coparasitados estão mais propensos a apresentarem altas parasitemias, o que
assegura a transmissão vetorial e a permanência das enzootias.
7 CONCLUSÃO
O uso das técnicas de RIFI e ELISA possibilitaram a identificação de
animais soropositivos para Toxoplasma gondii, Leishmania spp. e
Ehrlichia canis na população canina de algumas mesorregiões do estado
da Bahia.
A idade dos animais foi considerada o fator de risco associado a
leishmaniose e erliquiose canina;
Cães errantes têm maior predisposição a se infectar por Leishmania
spp., possivelmente por uma maior exposição ao vetor, onde as chances
de ocorrer é duas vezes mais;
A distinta distribuição da infecção pelos três agentes etiológicos
estudados em diversas cidades da Bahia reflete uma distribuição
heterogênea destes agentes etiológicos estudados no presente trabalho.
50
REFERÊNCIAS AGUIAR, D. M; PINTER, A.; GENNARI, S. M.; CAMARGO; L. M.; LABRUNA, L. M. Prevalence of Ehrlichia canis (Rickettsiales: Anaplasmataceae), in dogs and Rhipcephalus sanguineus (Acari: Ixodidae) ticks from Brazil. Journal of Medical Entomology, v.44, n.1, p.126-132, 2007. ALONSO, D.P. Utilização de marcadores moleculares no estudo populacional de Leishmania infantum chagasi no Brasil. Botucatu. Tese [Doutorado em Ciências Biológicas- Genética]. Universidade Paulista-Campus de Botucatu; 2011 ALVAR, J.; CANAVATE, C.; MOLINA, R.; MORENO, J.; NIETO, J. Canine leishmaniasis. Advances in Parasitology; v.57,p.1-88,2004. ANDEREG, P.; PASSOS, L. Erliquiose canina: revisão. Revista Clínica Veterinária, n.19, p.31-38, 1999. ARAÚJO, D. A.; SILVA, A. V.; ZANETTE, D. F.; SILVA, D. R.; CORREA, N. A. B.; VELASQUEZ, L. G.; NETO, A. P. Investigação dos fatores associados à infecção pelo Toxoplasma gondii em cães e seres humanos de Porto Figueira, PR. Veterinária e Zootecnia, v. 18, p. 98-111, 2011. AZEVEDO, A. C. R.; VILELA, M. L.; SOUZA, N. A.; ANDRADE-COELHO, C. A.; et al.. The sand fly fauna (Diptera: Psychodidae: Phlebotominae) of a focus of cutaneous leishmaniasis in Ilhéus, State of Bahia, Brazil. Memórias do Instituto Oswaldo Cruz, v.91, p. 75-79, 1996. AZEVEDO, S. S.; BATISTA, C. S. A.; VASCONCELLOS,S. A.; AGUIAR, D. M.; RAGOZO, A. M. A.;RODRIGUES, A. A. R.; ALVES, C. J.; GENNARI, S. M. Seroepidemiology of Toxoplasma gondii and Neospora caninum in dogs from the state of Paraíba, Northeast region of Brazil.Research in Veterinary Science, v. 79, n. 1, p. 51-56, 2005. AZEVEDO, S. S.; AGUIAR, D. M.; AQUINO, S. F.; ORLANDELLI, R. C.; FERNANDES, A. R. F.; UCHÔA, I. C .P. Soroprevalência e fatores de risco associados à soropositividade para Ehrlichia canis em cães do semiárido da Paraíba.Brazilian Journal of Veterinary Research and Animal Science, v.48, n.1, p. 14-18, 2011.
51
BARBOSA, M. V. F.; GUIMARÃES, J. E.; ALMEIDA, M. A. O.; GONDIM, L. F. P.; REGIS, G. B. Frequência de anticorpos IgG anti-Toxoplasma gondii em soros de cães errantes da cidade de Salvador-Bahia, Brasil. Brazilian Journal of Veterinary Research and Animal Science, v. 40, p. 457-465, 2003. BEPA. Comitê de Leishmaniose Visceral Americana da Secretaria do Estado de São Paulo: Classificação epidemiológica dos municípios segundo o Programa de Vigilância e Controle da Leishmaniose Visceral Americana no Estado de São Paulo.; v.8, n.96, p.32-36, 2008. BERN, C.; MAGUIRE, J. H. Complexities of assessing the disease burden attributable to leishmaniasis.PLOS Neglected Tropical Diseases, v.2, p.313, 2008. BEZERRA, H. S. S.; VIANA, J. R.; TEXEIRA, M. J.; CHAVES, C. S.; ARAÚJO, D. B.; LIMA FILHO, J. H. C. Avaliação do teste de aglutinação direta na detecção da infecção por Leishmania (Viannia) braziliensis em possíveis reservatórios de leishmaniose tegumentar americana no Estado do Ceará.Revista da Sociedade Brasileira de Medicina Tropical, v. 29, p.181-184, 1996. BIGELI, J.G.; OLIVEIRA, W.P. JR.; TELES, N. M. Diagnosis of Leishmania (Leishmania) chagasi infection in dogs and the relationship with environmental and sanitary aspects in the municipality of Palmas, State of Tocantins, Brazil.Revista da Sociedade Brasileira de Medicina Tropical.v.45, n.1, p.18-23, 2012.
BLACK, M. W.; BOOTHROYD, J.C. Cycle of Toxoplasma gondii. Microbiology and Molecular Biology Reviews, v.64, p.607-623, 2000. BOLETIM SUVISA/SESAB. Situação Epidemiológica da Leishmaniose Visceral no Estado da Bahia. Ano 3, n. 01, 2015. BOOZER, A. L.; MACINTIRE, D. K. Canine babesiosis. Veterinary Clinics of North America: Small Animal Practice, v. 33, n. 4, p. 885-904, 2003. BRANDÃO-FILHO, S.P., BRITO, M.E., CARVALHO, F.G.,ISHIKAWA E.A., CUPOLILLO, E., FLOETER-WINTER, L., SHAW, J.J. Wild and synanthropic hosts of Leishmania (Viannia) braziliensis in the endemic cutaneous leishmaniasis locality of Amaraji, Pernambuco state, Brazil. Transactions of the Royal Socciety of Tropical Medicine & Hygiene, v. 97, p.291–296, 2003.
52
BRASIL. Manual de Vigilância da Leishmaniose Tegumentar Americana, 2ªedição, Ministério da Saúde: Brasília. 1ª reimpressão, 2010. BRASIL. Ministério da Saúde. Secretaria de Vigilância em Saúde. Departamento de Vigilância Epidemiológica. Manual de vigilância e controle da leishmaniose visceral. p. 9-18, 2006. BREITCHWERDT, E.B. The Rickettioses. In: S.J. Ettinger and E.C. Feldman (Ed), Textbook of Veterinary Internal Medicine. Diseases of the Dog and Cat.. W.B. Saunders Company, p.376-383, 1995. CABRAL, D. D.; SILVA, D. A. O.; MINEO, J. R.; FERREIRA, F. A.; DURAN, F. P. Frequency of anti- Toxoplasma gondii antibodies in apparently healthy dogs of the city of Uberlândia, MG. Revista Brasileira de Parasitologia Veterinária, v. 7, n. 2, p.87-90, 1998. CAMARGO, J. B.; TRONCARELLI, M. Z.; RIBEIRO, M. G.; LANGONI, H. Leishmaniose visceral canina: aspectos de saúde pública e controle. Revista Clínica Veterinária, n.71, p.86-92, 2007. CAMARGO, M. E. Toxoplasmose. In: FERREIRA, A. W.; DE AVILO, S. L. M. Diagnóstico Laboratorial. Rio de Janeiro: Guanabara Koogan, p. 165-174, 1996. CAMARGO, M.E.; REBONATO, C. Cross reactivity in fluorescence tests for Trypanosoma and Leishmania antibodies.American Journal of Tropical Medicine and Hygiene, v. 18, n. 4, p. 500-505, 1969. CARLOS, R.S.A.; ALBUQUERQUE, G.R.; BEZERRA, R.A;, SICUPIRA, P.M.L.; MUNHOZ, A.D. ; LOPES, C.W.G.; Ocurrence of anti-Toxoplasma gondii antibodies and the risk factors associated with canine infection at Ilhéus-Itabuna Region in the State of Bahia.Revista Brasileira de Medicina Veterinária, v.32, n. 2 p.115-121, 2010.
CARLOS, R.S.A.; CARVALHO, F.S.; WENCESLAU, A. A.; ALMOSNY, N.R.P.; ALBUQUERQUE, G. R. Risk factors and clinical disorders of canine ehrlichiosis in the South of Bahia, Brazil. Revista Brasileira de Parasitologia Veterinária; v.20, n.3, p.210-214, 2011.
53
CARVALHO, F.S.; WENCESLAU, A.A.; ALBUQUERQUE, G.R.;MUNHOZ, A.D. GROSS, E.; CARNEIRO, P.L.S.; OLIVEIRA, H.C.; ROCHA, J.M.; SANTOS, I. A.; REZENDE, R.P.Leishmania (Viannia) braziliensis in dogs in Brazil: epidemiology, co-infection, and clinical aspects. Genetics and Molecular Research, v.14, p.12062-12073, 2015. CASTRO, M.B.; MACHADO, R. Z.; AQUINO, L.P.C.T.; ALESSI, A.C.;COSTA, M.T. Experimental acute canine monocytic canine ehrlichiosis: clinicopathological and imunopathological findings. Veterinary Parasitology, v.119, p. 73-86, 2004. CHAPLIN, E.L., SILVA, N.R.S., SEBBEN, J.S. Cadeia epidemiológica da toxoplasmose em Guaporé/RS, relacionando humanos e seus animais domésticos. Arquivos da Faculdade de Veterinária UFRGS, v. 12, p. 25-34, 1984. COELHO, W.M. D.; APOLINÁRIO COELHO, J. C.; TEIXEIRA, W. F. P.; COELHO, N. M. D.; OLIVEIRA,G. P.; LOPES, W. D. Z.; CRUZ, B. C.; MACIEL , W. G.; SOARES, V. E.; BRESCIANI, K. D. S. DETECTION OF CO-INFECTIONS BY Leishmania (L.) chagasi, Trypanosoma evansi, Toxoplasma gondii AND Neospora caninum IN DOGS.Ars. Veterinária, v.29, n.3, 169-174, 2013. COIRO, C. J.Caracterização genotípica de amostras de Leishmania spp. isoladas de cães de área endêmica para Leishmaniose Visceral Canina no estado de São Paulo. Dissertação apresentada ao programa de Pós-Graduação em Doenças Topicais da Faculdade de Medicina de Botucatu, Universidade Estadual Paulista, para obtenção do Título de Mestre em Doenças Tropicais, 2014. COSTA, J.O.; SILVA, M. ; BATISTA Jr, J. A.; GUIMARÃES, M. P.Ehrlichia canis infections in dog in Belo Horizonte – Brazil. Arquivo da Escola de Veterinária UFMG.v.25, n.2, p.199-200, 1973. COSTA JR., L.M.; REMBECK. K.; RIBEIRO, M.F.B.; BEELITZ, P.; PFISTER; K.; PASSOS, L. M. F. Sero-prevalence and risk indicators for canine ehrlichiosis in three rural areas of Brazil. The VeterinaryJournal, v. 174, p. 673-676, 2007. COURA, JR. Dinâmica das doenças infecciosas e parasitárias. Rio de Janeiro: Edit. Guanab.Koogan, v.2, p. 2025, 2005.
54
COX, F. E. G. Concomitant infections, parasites and immune
responses.Parasitology.v.122, p. S23-‐S38, 2001. D’ANDREA,L. A. Z.;FONSECA, E. S.; CARNEIRO, L. E. P.; GUIMARAES, R. B.; YAMASHITA, R. C.; SOARES, C. N.; HIRAMOTO, R. M.; TOLEZANO, J. E. The shadows of a ghost: a survey of canine leishmaniasis in Presidente Prudente and its spatial dispersion in the western region of São Paulo state, an emerging focus of visceral leishmaniasis in Brazil.BioMed Central Veterinary Research, 2015.
DAGNONE. A. S; MORAIS. H. S. A; VIDOTTO, O. Erliquiose nos animais e no homem. Semina: Ciências Agrárias, v. 22, n.2, p. 191-201, 2001. DUBEY, J. P. The history of Toxoplasma gondii - the first 100 years.Journal of Eukaryotic Microbiology, v. 55, n. 6, p. 467-475, 2008. DUBEY, J. P. Toxoplasmosis of animals and humans. 2 Ed. Boca Raton: CRC Press, 2010. DUBEY, J. P.; LAPPIN, M. R. Toxoplasmosis and Neosporosis. In: GREENE, C. E. Infectious diseases of the dog and cat. 3. ed.St. Louis, Missouri: Elsevier Ed. p. 754-766, 2006. DUBEY, J.P, Toxoplasmosis in humans and animals in Brazil: high prevalence, high burden of disease, and epidemiology.Parasitology, v. 139, n. 11 p. 1375-1424, 2012. DUBEY, J.P.; LAM, T.T.H.; SUNDAR, N.; SU, C. Genetic characterization of Toxoplasma gondii isolates in dogs from Vietnam suggests their South American origin. Veterinary Parasitology, v.146, n. 3-4, p.347-351, 2007. DUBEY, J.P.; LINDSAY, D.S.; SPEER, C.A. Structures of Toxoplasma gondii Tachyzoites, Bradyzoites, and Sporozoites and Biology and Development of Tissue Cyst. Clinical Microbiology Reviews, v.11, n. 2, p.267-299, 1998. DUBEY, J.P.; SU, C. Population biology of Toxoplasma gondii: what´s out and where did they come from. Memórias do Instituto Oswaldo Cruz, v. 104, n. 2, p. 190-195, 2009.
55
DUBEY, J.P; JONES J. L., Toxoplasma gondii infection in humans and animals in the United States. International Journal for Parasitology, v. 38, n. 11, pp. 1257–1278, 2008.
DUMLER, J. S.; BARBET, A. F.; BEKKER, C. P.; DASCH, G. A.; PALMER, G. H.; RAY, S. C.; RIKIHISA, Y.; RURANGIRWA, F. R.Reorganization of genera in the families Rickettsiaceae and Anaplasmataceae in the order Rickettsiales: unification of some species of Ehrlichia with Anaplasma, Cowdria with Ehrlichia and Ehrlichia with Neorickettsia, descriptions of six new species combinations and designation of and 'HGE agent' as subjective synonyms of Ehrlichia phagocytophila. International Journal of Systematic Evolutionary Microbiology, v.51, n. 6, p.2145-2165, 2001.
ETHEREDGE, G.D.; MICHAEL, G.; MUEHLENBEIN, M.P.; FRENKEL, J.K. The roles of cats and dogs in the transmission of Toxoplasma infection in Kuna and Embera children in eastern Panama. Journal of Public Health, v. 16, n. 3, p. 176-186, 2004.
FEITOSA, M.M.; IKEDA, F.A.; LUVIZOTTO, M.C.R.; PERRI, S.H.V. Aspectos clínicos de cães com leishmaniose visceral no município de Araçatuba – São Paulo (Brasil). Clínica Veterinária, v 5, n.28, p.36-44, 2000.
FIGUEIREDO, M. J. F. M.; SOUZA, N. F.;FIGUEIREDO, H. F.; MENESES, A. M. C.;FILHO, E. S.; NASCIMENTO, G. G. Risk factors and clinical classification associated with seropositivity for canine visceral leishmaniasis. Ciência Animal Brasileira, v.15, n.1, 2014.
GERMANO, P. M. L. Estudo sorológico da toxoplasmose canina, pela prova de imunofluorescência indireta, na cidade de Campinas em 198. Revistada Faculdade de Medicina Veterinária e Zootecnia da Universidade de São Paulo, v.22, n.1, p. 53-58, 1985.
GIRARDI, A. F.; LIMA, S. R.; MELO, A. L .T; BOA SORTE, E. C.; ALMEIDA, A.B.P.F.; MENDONÇA, A. J.; AGUIAR, D. M.; SOUZA, V. R .F. Ocorrência de anticorpos anti-Toxoplasma gondii e Ehrlichia canis em cães com alterações nervosas atendidos em hospital veterinário universitário Ocurrence of anti-Toxoplasma gondii and Ehrlichia canis antibodies in dogs with nervous alterations assisted at a veterinary teaching hospital Semina: Ciências Agrárias, v. 35, n. 4, p. 1913-1922, 2014.
GRANATO, C. F. H. Toxoplasmose :100 anos de desafios para a Humanidade. Rocheonline, 2008.
56
GUEDES, P. E. B.; OLIVEIRA, T. N. A.; CARVALHO, F. S.; CARLOS, R. S. A.; ALBUQUERQUE, G.R.; MUNHOZ, A.D.; WENCESLAU, A. A.; SILVA, F. L. Canine ehrlichiosis: prevalence and epidemiology in northeast Brazil. Brazilian Jounal of Veterinary Parasitology, v. 24, n. 2, p. 115-121, 2015. IBGE. Instituto Brasileiro de Geografia e Estatística. Censo demográfico. Bahia: 2010. HARHAY, M. O.; OLLIARO, P. L. C.; COSTA, C. H.. Urban parasitology visceral leishmaniasis in Brazil.Trends in Parasitology,v.27, p.403-409, 2011. HARRUS, S.; KENNY, M.; MIARA, L.; AIZENBERG, I,; WANER, T.; SHAWN, S. Comparison of simultaneous splenic sample PCR with blood sample PCR for diagnosis and treatment of experimental Ehrlichia canis infection. Antimicribial agents and chemotherapy, v. 48, n. 11, p. 2288-4490, 2004. HARRUS, S.; WANER, T. Diagnosis of canine monocytotropic erlichiosis (Ehrlichia canis): An overview. The Veterinary Journal, v. 55, p. 1-5, 2010. HILL, D.; DUBEY, J. P. Toxoplasma gondii: transmission, diagnosis and prevention. Clinical Microbiology and Infection, v.8, n. 10, p.634-640, 2002. JUSI, M. M. G.; OLIVEIRA, T.M.F.S.; NAKAGHI, A. C. H.;ANDRÉ, M. G.;MACHADO, R. Z. Expression of a recombinant protein, A2 family, from Leishmania infantum (Jaboticabal strain) and its evaluation in Canine Visceral Leishmaniasis serological test. Brazilian Journal of Veterinary Parasitology, v. 24, n. 3, p. 309-316, 2015. KEEFE, T.J.; HOLLAND, C. J.; SALVER, P. E.; RISTIC, M. Distribution of Ehrlichia canis among military working dogs in the world and selected civilian dogs in the United States. Journal of American Veterinary Medicine Association, v.181. n. 3, p.236-238, 1982. KRAWCZAK, F. S.; LABRUNA, M. B.; SANGIONI, L. A.; VOGEL, F. S. F.;SOARES, J. F.; LOPES, S. T. A. Serological survey on Ehrlichia sp. among dogs in the central region of Rio Grande do Sul. Revista Brasileira de Parasitologia Veterinária, v.21, n.4, 2012. LABRUNA, M. B.; PEREIRA, M. C. Carrapatos em cães no Brasil. Clínica Veterinária,v.30, p.24-32, 2001.
57
LANGONI, H.; SILVA, A. V.; CABRAL, K. G.; CUNHA, E. L. P.; CUTOLO, A. A. Prevalência de toxoplasmose em gatos dos Estados de São Paulo e Paraná. Brazilian Journal of Veterinary Research and Animal Science, v. 38, n. 5, p. 243-244, 2001. LANGONI, H.; MODOLO, J. R.; PEZERICO, S. B. Serological profile of anti Toxoplasma gondii in apparently healthy dogs of the city of Botucatu, São Paulo State, Brazilian Journal of Venomous Animals and Toxins Incluind Tropical Diseases, v. 12, n. 1, p. 142-148, 2006. LAPPIN, M. R. Infecções protozoárias e mistas. In ETTINGER, S. J.; FELDMAN, E. C. Tratado de medicina interna veterinária: doenças do cão e do gato, 5ed., Rio de Janeiro: Guanabara Koogan, p.433-435, 2004. LEÇA JUNIOR, N. F.; GUEDES, P. E. B.; SANTANA, L. N.; ALMEIDA, V. A.;CARVALHO, F. S.; ALBUQUERQUE, G. R.; WENCESLAU, A. A.; MUNHOZ, A. D.; SILVA, F. L. Epidemiology of canine leishmaniasis in southern Bahia, Brazil, Acta Tropica, v.148, p.115–119, 2015. LOULY, C. C. B.; FONSECA, I. N.; OLIVEIRA, V. F; BORGES, L. M. F. Ocorrência de Rhipicephalus sanguineus em trabalhadores de clínicas veterinárias e canis, no município de Goiânia, GO. Ciência Animal Brasileira, v.7, n.1, p.103-106, 2006. LUCIANO, R. M.; LUCHEIS, S. B.; TRONCARELLI, M. Z.; LUCIANO, D. M.; LANGONI, H. Avaliação da reatividade cruzada entre antígenos de Leishmania spp e Trypanosoma cruzi na resposta sorológica de cães pela técnica de imunofluorescência indireta (RIFI)-Brazilian Journal of Veterinary Research and Animal Science, v. 46, n. 3, p. 181-187, 2009. MAIA- ELKHOURY, N. A.; ALVES, W. A.; SOUSA-GOMES, M. L.; SENA, J. M.; LUNA, E. A. Visceral leishmaniasis in Brazil: trends and challenges. Cadernos de Saúde Pública, v.24, p.2941-2947, 2008. McCANDLISH, I. A. P. Infecções Específicas Caninas. In: DUNN J. K. Tratado de Medicina Interna de Pequenos Animais. Sao Paulo: Roca, p. 915-952, 2001. MEKUZAS. Y, GRADONI. L, OLIVA. G, FOGLIA MANZILLO. V AND BANETH. G. Ehrlichia canis and Leishmania infantum co-infection: a 3-year longitudinal study in naturally exposed dogs. Journal Compilation. European Society of Clinical Microbiology and Infectious Diseases, v. 15,n. 2, p.30–31, 2009.
58
MELLO, U. Uncas de toxoplamose du chien observe à Turin. Bulletin of the Exotic Pathology Society, v.3, p.359-393,1910. MENDONÇA, I. L.; BATISTA, J. F.; ALVES, L. C. Leishmania (infantum) chagasi in canine urinary sediment. Brazilian Journal of Veterinary Parasitology, v. 24, n. 1, p. 92-94, 2015. MONTAÑO, P. Y.; CRUZ, M. A.; ULMANN,L. S.; LANGONI,H.. Contato com gatos: um fator de risco para a toxoplasmose congenita? Clínica Veterinária, n. 86, p. 78-84, 2010. MOREIRA, M. A. B.; LUVIZOTTO, M. C. R.; GARCIA, J. F.; CORBET; LAURENTI, M.D. Comparison of parasitological, immunological and molecular methods for the diagnosis of leishmaniosis in dogs with different clinical signs. Veterinary Parasitology;v.145, n. 3-4, p.245-252, 2007. MOURA, A. M.; SOUZA, A. P.; SARTOR, A. A.;BELLATO, V.; TEIXEIRA, E. B.; PISETTA, G. M.;HEUSSER JUNIOR, A. Ocorrência de anticorpos e fatores de risco para infecção por Toxoplasma gondii em cães, nas cidades de Lages e Balneário Camboriú, Santa Catarina, Brasil. Revista Brasileira de Parasitologia Veterinária, v. 18, n. 3, p. 52-56, 2009. NAKAGHI, A.C.H. ; MACHADO, R.Z.; COSTA, M.T.; ANDRÉ, M.R.; BALDANI, C.D. Canine ehrlichiosis: clinical, hematological, serological and molecular aspects. Ciência Rural.v.38, n.3, p.766-700, 2008. NEER, M. T. Ehrlichiosis: canine monocytic granulocytic ehrlichiosis. In: GREENE, C. E. Infectious diseases of the dog and cat. 2.ed. Philadelphia: W. B. Saunders, p.130-147,2006. NEVES, D. P. Parasitologia humana. 11 ed. São Paulo - SP177, 188. São Paulo: Editora Atheneu, 2010. NICOLLE, C.; MANCEAUX, L. Sur une infection á corp de Leishman(ou organisms voisins) du gondii. Comptes Rendus Hebdomadaires dês Séances de l’Academic dês Sciences, v. 147, p. 763-766, 1908. NICOLLE, C.; MANCEAUX, L. Sur un protozoaire nouveau du gundi. Comptes Rendus Hebdomadaires des Séances de l’Academic des Sciences, v. 148, p. 369-372, 1909.
59
NYINDO, M.B.; RISTIC, M.; HUXSOLL, D. L.; SMITH, A. R. Tropical canine pancytopenia: in vitro cultivation of the causative agent—Ehrlichia canis. American Journal of Veterinary Research, v.32, n.11, p. 1651- 1659, 1971.
PAULAN, S. C.; LINS, A. G. S.; TENORIO, M. S.; SILVA, D. T.; PENA, H. F. J.; MACHADO, R. Z.; GENNARI, S. M.; BUZETTI, W. A. S. Seroprevalence rates of antibodies against Leishmania infantum and other protozoan and rickettsial parasites in dogs. Revista Brasileira de Parasitologia Veterinária, v. 22, n. 1, p. 162-166, 2013. PAZ, G. F.; RIBEIRO, M.F.B., MAGALHÃES, D. F.; SATHLERD, K. P. B.; MORAISD, M. H. F.; FIÚZAD, V. O.P.; BRANDÃO, S. T.; WERNECKE, G. L.; FORTES-DIAS, C.L.; DIAS, E. S. Association between the prevalence of infestation by Rhipicephalus sanguineus and Ctenocephalides felis felis and the presence of anti-Leishmania antibodies: A case–control study in dogs from a Brazilian endemic area. Preventive Veterinary Medicine, v.97, n. 2, p. 131–133, 2010. PENA, H.F.J.; GENNARI, S.M.; DUBEY, J.P.; SU, C. Population structure and mouse-virulence of Toxoplasma gondii in Brazil.International Journal for Parasitology, v. 38, n. 5, p. 561–569, 2008.
PEREZ, M.; BODOR, M.; ZHANG, C.; XIONG, Q.; RIKIHISA, Y. Human infection with Ehrlichia canis accompanied by clinical signs in Venezuela. Annals of the New York Academy of Sciences, v. 1078, p. 110-117, 2006.
PIMENTEL, D. S.; RAMOS, R. A. N.; SANTANA, M. A.;MAIA, C. S.;CARVALHO, G. A.; SILVA, H. P.; ALVES, L. C. Prevalence of zoonotic visceral leishmaniasis in dogs in an endemic area of Brazil. Revista da Sociedade Brasileira de Medicina Tropical, v. 48, n.4, p.491-493, 2015. RONDON, F. C.; BEVILAQUA, C. M.; FRANKE, C. R.; BARROS, R. S., et al. Cross-sectional serological study of canine Leishmania infection in Fortaleza, Ceará state, Brazil. Veterinary Parasitology,v.155, n. 1-2, p.24-31, 2008. SALB, A.L.; BARKEMA, H.W.; ELKIN, B.T.; THOMPSON, R.C.A.; WHITESIDE, D.P.; BLACK, S.R.; DUBEY, J.P.; KUTZ, S.J. Dogs as sources and sentinels of parasites in human and wildlife, Northern Canadá. Emerging Infectious Diseases, v. 14, n. 1, p. 60-63, 2008.
60
SESAB. Secretaria Estadual de Saúde da Bahia. Censo canino. 2014 SHERDING, R. G. Toxoplasmose, Neosporose e outras Infecções Protozoarianas Multissêmicas In: BIRCHARD S. J.; SHERDING, R. G. Manual Saunders Clínica de pequenos animais. 2ª ed, São Paulo – SP, Roca, p. 161-67, 2003.
SILVA, J. N.; ALMEIDA, A. B. P. F.; SORTE, E. C. B.; FREITAS, A. G.; SANTOS, L. G. F.; AGUIAR, D. M.; SOUSA, V. R. F. Seroprevalence anti-Ehrlichia canis antibodies in dogs of Cuiabá, Mato Grosso. Revista Brasileira de Parasitologia Veterinária, v.19, n.2, 2010. SORTE, E. C. B.; ALMEIDA, A. B. P. F.; CRUZ, F. A. C. S.; GASPARETTO, N. D. ;GODOY, I.;DUTRA, V. ; AMENDOEIRA, M. R. R.;SOUSA, V. R. F. Serological and molecular detection of Toxoplasma gondii in dogs of urban and rural áreas of Cuiabá, Mato Grosso. Semina: Ciências Agrárias, v. 36, n. 6, p. 3705-3712, 2015.
SOUSA, K. C. M.; ANDRÉ, M. C.; HERRERA, H. M.; ANDRADE, G. B; JUSI, M. M. G.; SANTOS, L. L.; BARRETO, W. T. G.; MACHADO, R. Z.;OLIVEIRA, G. P. Molecular and serological detection of tick-borne pathogens in dogs from an area endemic for Leishmania infantum in Mato Grosso do Sul, Brazil. Revista Brasileira de Parasitologia Veterinária, v. 22, n. 4, p. 525-531. 2013.
SOUZA, S. L. P.; GENNARI, S. M.; YAI, L. E. O.; D`ÁURIA, S. N. R.; CARDOSO, S. M. S. GUIMARÃES-JUNIOR, J. S.; DUBEY, J. P. Occurrence of Toxoplasma gondii antibodies in sera from dogs of the urban and rural areas from Brazil. Revista Brasileira de Parasitologia Veterinária, v. 12, n. 1, p. 1-3, 2003. SPLENDORE, A. Um novo protozoa parassita de conigli incontrato nelle lesioni anatomiche de’une malattia Che ricorda in molti punti Il Kala-azar dell’uomo. Nota preliminare. Revista da Sociedade de Ciências de SãoPaulo, v.3, p.109-112,1908. SPOLIDORIO, N. G.; MINERVINO, A. H. H.; VALADAS, S. Y. O. B.; SOARES, H. S. S. NEVES, K. A. L.;LABRUNA, M. B.;RIBEIRO, M. F. B. R.; GENNARI, S. M. Serosurvey for tick-borne diseases in dogs from the Eastern Amazon, Brazil.Revista Brasileira de Parasitologia Veterinária, v.22, n.2, 2013.
61
SRIVIDYA, G.; KULSHRESTHA, A.; SINGH, R.; SALOTRA, P. Diagnosis of visceral leishmaniasis: developments over the last decade. Parasitology Research, v.110, p.1065-1078, 2012. SWANGO, L. J.; BANKEMPER, K. W.; KONG, L. I. Bacterial, Rickettsial, Protozoal and miscelaneous infection. In: ETTINGER, S.J. (Ed.). Textbook of Veterinary Internal Medicine. Philadelphia: W.B. Saunders, p.265-2971989. TENTER, A.M.; HECKEROTH, A.R.; WEISS, L.M. Toxoplasma gondii: from animals to humans. International Journal for Parasitology, v. 30, n. 12-13, p. 1217-1258, 2000.
TRAPP, S.; DAGNONE, S.; VIDOTTO, O.; FREIRE, R.; AMUDE, A.; AUTRAN DE MORAIS, H. Seroepidemiology of canine babesiosis and ehrlichiosis in a hospital population. Veterinary Parasitology, v.140, n. 3-4, p.223-230, 2006.
TRONCARELLI, M. Z.; LUCHEIS, S. B.; CAMARGO, J. B.; MACHADO. J. G.; LANGONI, H. Análise clínica e laboratorial em cães eutanasiados no Centro de Controle de Zoonoses de Bauru-SP, com vistas ao diagnóstico de leishmaniose visceral(LV). Veterinária e Zootecnia, v.16, n. 2, p.343-352, 2009. UENO, T. E. H.; AGUIAR. D. M.; PACHECO. R. C.; RICHTZENHAIN, L. J.; RIBEIRO, M. G.; PAES, A. C.; MEGID, J.; LABRUNA, M. B. Ehrlichia canis em cães atendidos em hospital veterinário de Botucatu, estado de São Paulo, Brasil. Revista Brasileira de Parasitologia Veterinária, v.18, n.3, p.57-61, 2009. WITTER, R.; VECCHI, S. N.;PACHECO, T. A.; MELO, A. L. T.; BORSA, A.; SINKO, A. L.; MENDONÇA, A. J.; AGUIAR, D. M. Prevalence of canine monocitic ehrlichiosis and canine thrombocytic anaplasmosis in dogs suspected of hemoparasitosis in Cuiabá Mato Grosso . Semina: Ciências Agrárias, v. 34, n. 6, p. 3811-3822, 2013. ZHANG, J.; POPOV, V.L.; GAO, S.; WALKER, D.H.; YU, X.The developmental cycle of Ehrlichia chaffeensis in vertebrate cells. Cellular Microbiology, Oxf., v. 9, n. 3, p. 610-618, 2007. ZULPO, D. L.; LEITE, J. H.A.C; CUNHA, I. A. L; BARROS, L. D.; TARODA, A.; CARARGO JUNIOR, V. E.; SANTOS, H. L. E. P. L; GARCIA, J. L. Ocorrência de anticorpos contra Leishmania spp.,Neospora caninum e Toxoplasma gondii em soros de cães atendidos no Hospital Veterinário da Universidade Estadual de Londrina-Pr. Semina: Ciências Agrárias, v. 33, n. 5, p. 1897-1906, 2012.
62
ANEXOS
Anexo A – Protocolo da Reação de Imunofluorescência Indireta (RIFI) para
Toxoplasma gondii
Procedimentos para contagem de taquizoítos: Preencher a câmara de Neubauer com os taquizoítos. Realizar contagem em cinco dos 25 quadrantes centrais. Multiplicar o resultado por 50, o que corresponde à quantidade de
taquizoítos por L. O número ideal é de 1.500 – 2.000 taquizoítos/L para preparo do antígeno.
Diluir o material ressuspenso para uma concentração de 1.500 a 2.000
taquizoítos por L. Preparo das Lâminas:
Adicionar 10 L do antígeno em cada poço da lâmina. Secar em estufa a 37ºC por aproximadamente 30 minutos. Fixar em metanol por cinco minutos Acondicionar em lenço de papel e papel alumínio , armazenando a -
20ºC, até o momento do uso. Execução da técnica de RIFI:
Lavar as lâminas em PBS por 5 minutos. Secar as lâminas em temperatura ambiente ou estufa a 37ºC (tempo =
até secar). Diluir o soro, segundo seu ponto de corte (1:64).
Adicionar 10 L da diluição das amostras de soro.
Adicionar 10 L dos soros controles positivo e negativo. Incubar a 37ºC por 30 minutos, em câmara úmida. Lavar as lâminas duas vezes com PBS por 5 minutos. Secar as lâminas a temperatura ambiente. Diluir o conjugado com FITC (isotiocianato de fluoresceína) em solução
de PBS-Azul de Evans (0,5%), de acordo com o título determinado no Laboratório.
Adicionar 10 L do conjugado diluído em cada poço e proteger da luz. Incubar a 37ºC por 30 minutos, em câmara úmida, sempre protegendo
da luz. Lavar as lâminas duas vezes com PBS por 5 minutos (protegendo da
luz). Secar as lâminas a temperatura ambiente. Adicionar uma gota de glicerina entre os poços e cobrir com lamínula. Fazer a leitura em objetiva de 40x no microscópio com lâmpada de
mercúrio de alta pressão USH102 e filtro de seleção de comprimento de onda de 450 nm.
63
Anexo B – Protocolo da Reação de Imunofluorescência Indireta (RIFI) para
Leishmania spp.
1. Retirar as lâminas do refrigerador e deixe-as secar em temperatura ambiente
por 10 a 15 minutos;
2. Adicionar 10 µL do soro controle negativo na cavidade de número 6 da
lâmina e 10 µL do soro controle positivo na cavidade 7;
3. Adicionar 10 µL dos soros teste diluídos nas cavidades restantes,
registrando-se a posição de cada uma conforme a marcação na lâmina;
4. Incubar as lâminas por 30 minutos em estufa a 37°C, em câmara úmida;
5. Utilizando cuba de vidro, lavar as lâminas três vezes em PBS 1X
concentrado, 5 minutos em cada lavada;
6. Adicionar 10 µL do conjugado diluído em azul de Evans e PBS;
7. Incubar as lâminas por 30 minutos em estufa a 37°C, em câmara úmida;
8. Utilizando cuba de vidro, lavar as lâminas três vezes em PBS 1X
concentrado, 5 minutos em cada lavada;
9. Montar as lâminas com lamínula e glicerina tamponada, e fazer a leitura em
microscópio equipado para leitura de imunofluorescência, usando objetiva de
40 X.
Observação: Após a montagem, proteger as lâminas da exposição à luz e fazer
a leitura em seguida.
INTERPRETAÇÃO DOS RESULTADOS:
1. Reação positiva: os parasitas apresentarão fluorescência esverdeada
distribuída por toda a sua superfície.
2. Reação negativa: não haverá fluorescência e o campo aparecerá escuro.
64
Anexo C – Protocolo do Teste de ELISA para Ehrlichia canis.
PREPARO DOS REAGENTES PARA01 (UMA) PLACA:
- Soros Controles: Os soros controles positivo e negativo estão PRONTOS
PARA USO para serem colocados na placa sensibilizada. Recomenda-se
colocá-los nos primeiros poços da placa.
- Preparo do PBS-Tween 20: Diluir 50 mLdo PBS 20X em 950 mLde água
destilada. Acrescentar 0,5 mLde Tween 20.
- Amostras-teste: As amostras-teste devem ser diluídas 1:200 em PBS-Tween
20, utilizando-se placa de transferência não sensibilizada ou tubos tipo
eppendorf e, posteriormente, transferidas para a placa sensibilizada com
antígenos com auxílio de uma pipeta multicanal. Utilize o mapa fornecido para
anotar a localização dos soros controles e das amostras-teste.
- Preparo do conjugado (anti-IgG de Cão): Diluir 1,2 mL de conjugado em 8,8
mL de PBS-Tween 20.
USO VETERINÁRIO OBS: preparar somente no momento de uso e proteger da
luz. PROCEDIMENTO:
1. Retirar as placas do refrigerador e deixe-as em temperatura ambiente por 5
a 10 minutos;
2. Adicionar 100 µL dos soros controles negativo e positivo, e 100 µL das
amostras-teste diluídas nos respectivos pocinhos, registrando-se a posição de
cada um conforme marcação na placa.
3. Incubar as placas por 1 hora em estufa a 37°C, em câmara úmida.
4. Lavar as placas três vezes com PBS-Tween 20. Após a última lavagem,
bater a placa sobre uma superfície plana, acolchoada com várias camadas de
papel toalha. Secar bem a placa. Não deixar bolhas dentro dos pocinhos.
5. Adicionar 100 µL/pocinho do conjugado (anti-IgG de cão) diluído.
6. Incubar as placas por 1 hora em estufa a 37°C, em câmara úmida.
7. Repitir o procedimento de lavagem e secagem das placas conforme item 4.
8. Adicionar 100 µL/pocinho da solução de substrato.
65
9. Envolvel a placa em papel alumínio, incubando-a em temperatura ambiente
de 15 a 30 minutos.
10. Adicionar 50 µL/pocinho da solução de bloqueio da reação.
11. Fazer a leitura da placa em leitor de microplaca de ELISAcom filtro de 405
nm.
INTERPRETAÇÃO DOS RESULTADOS:
- Calcular o Índice de Corte (I.C.) O I.C. é a média das densidades ópticas
(D.O.s) dos soros controles negativos, multiplicada pelo fator 2,5.
- As amostras que apresentarem coloração amarela intensa e densidade
óptica (D.O.) igual ou maior que o I.C., serão consideradas positivas a Ehrlichia
canis.
- As amostras que não apresentarem coloração amarela intensa e D.O menor
que o I.C, serão consideradas negativas para Ehrlichia canis.