torta de mamona (ricinus communis l); como biolarvicida ... · medicamento, cosméticos, alimentos...

UNIVERSIDADE ESTADUAL DE MONTES CLAROS

PROGRAMA DE PÓS GRADUAÇÃO STRICTO SENSU

EM CIÊNCIAS BIOLÓGICAS

Torta de Mamona (Ricinus communis L); Como biolarvicida contra

Aedes aegypti L. (Díptera: Culicidae)

JULIANA OLIVEIRA ABREU NARCISO

Montes Claros, Minas Gerais

2014




Dissertação apresentada ao programa de Pòs-

Graduação Stricto Sensu em Ciências

Biológicas da Universidade Estadual de

Montes Claros, como requisito necessário

para a conclusão do curso de Mestrado em

Ciências Biológicas.

Orientador:

Prof. Dr. Magno Augusto Zazá Borges

Co-orientadora:

Prof. Dra. Vanessa Royo


2014




Dissertação apresentada ao programa de Pòs-

Graduação Stricto Sensu em Ciências

Biológicas da Universidade Estadual de

Montes Claros, como requisito necessário

para a conclusão do curso de Mestrado em

Ciências Biológicas.

Data da aprovação:________de______________de 2014

Orientador:__________________________________________________

Prof: Dr. Magno Augusto Zazá Borges (UNIMONTES)

Examinadores:_______________________________________________

Prof: Dr.Ronaldo Reis Júnior (UNIMONTES)

_______________________________________________

Prof. Dr. Guilherme Araújo Lacerda (SOEBRAS/UNIMONTES)


2014

“Nascer, morrer, renascer ainda e progredir sempre, tal é a

lei.”

Allan Kardec

À minha filha, Lúcia Narciso, o sol de todos os meus dias,

principalmente nos dias de tormentas.

DEDICO

AGRADECIMENTOS

Agradeço a todos aqueles que de alguma maneira, direta ou indiretamente,

contribuíram para a realização deste trabalho.

Ao meu orientador, Prof. Dr.Magno Augusto Zazá Borges, e minha co-

orientadora, Dra. Vanessa Royo, pela oportunidade, conhecimento e orientação precisa,

construída durante o tempo de convívio acadêmico. E ao Prof. Dr. Ronaldo Reis Junior,

por ser solícito sempre que precisei, tirando todas as minhas dúvidas e pelos conselhos

que realmente pontuaram no meu trabalho (principalmente nos cálculos).

Agradeço ao PROGRAMA DE FORMAÇÃO DE RECURSOS HUMANOS-

PRFH225, pela bolsa do mestrado e ao Programa de Pós-Graduação em Ciências

Biológicas da Universidade Estadual de Montes Claros, pela estrutura oferecida.

OBRIGADA!

RESUMO

Este estudo propôs verificar a atividade larvicida em larvas de 3° instar de Aedes

aegypti (Díptera: Culicidae) das substâncias tóxicas extraídas do extrato aquoso da

“torta de mamona”, um subproduto da cadeia de biodiesel. A utilização de óleos

vegetais como combustível (biodiesel) tem se mostrado uma alternativa viável aos

combustíveis fósseis, especialmente por serem biodegradáveis não tóxicos e com baixos

perfis de emissões. A mamona possui especial interesse para o semiárido, por crescer

espontaneamente em toda região, a sua semente é rica em ricina substância com

conhecido efeito inseticida. Os bioensaios com o extrato aquoso da “torta de mamona”

foram realizados com 40 larvas/grupo, perfazendo um total de 120 larvas por tratamento

(concentrações) incluindo grupo controle. A aplicação do extrato foi feita no meio de

desenvolvimento e criação das larvas, acrescida de dieta larval e mantidas em câmaras

incubadoras com temperatura e umidade constantes. Os resultados mostraram que o

extrato aquoso da “torta de mamona”, interferiu sobre o ciclo de desenvolvimento do

mosquito marcando sua eficiência pelo efeito tóxico com 100% de mortalidade larval,

nas concentrações ≥ 40% em um tempo mínimo de três horas e máximo de cinco horas.

E, a mesma nos teste de degradação apresentou atividade larvicida por até 72 horas (três

dias) no qual inicia seu processo de degradação, demonstrando um baixo poder residual

ao ambiente. Dessa forma, o extrato aquoso da “Torta de Mamona” mostrou-se como

um potente biolarvicida de origem natural de rápida ação e de baixo poder residual no

controle do A. aegypti, principal mosquito transmissor da dengue e da febre amarela

urbana.

Palavras- chave: Produto natural, mamona, fitolarvicida, controle

populacional, culicídeo.

SUMÁRIO

LISTA DE ABREVIAÇÕES 1

LISTA DE FIGURAS 2

LISTA DE TABELAS 3

1- INTRODUÇÃO 4

1.1 Bioatividade de plantas no controle de insetos 4

1.2 Família Euphorbiaceae e o gênero ricinus 5

1.2.2 A espécie Ricinus communis e a toxidez da “Torta de Mamona” 6

1.3 Família Culicidae 8

1.3.1 Inseto modelo: Aedes aegypti 9

2- OBJETIVOS 11

3- METODOLOGIA 12

3.1 Obtenção, metodologia e preparo dos extratos vegetais 12

3.2 Aedes aegypti 12

3.3 Bioensaios – Atividade Biológica 14

3.3.1 Ensaio de degradação do extrato VS Atividade biológica 14

3.4 Análise estatísticas 16

4- RESULTADOS 17

4.1 Testes biológicos 17

4.2 Ensaio da degradação do extrato VS Atividade biológica 22

5- DISCUSSÃO 24

5.1 Desenvolvimento do processo de extração 24

5.2 Bioensaios 25

6- CONCLUSÃO 28

7- REFERÊNCIAS 29

8- ANEXO I 46

1

LISTA DE ABREVIAÇÕES

µğ=Micrograma

µL= Microlitro

BOD=Câmera climatizada para observação biológica do desenvolvimento

CL50=Concentração letal 50%

CL90=Concentração letal 90%

DL90=Dose letal 90%

DL50=Dose letal 50%

DMSO=Sulfóxido de dimetil

DP=Desvio padrão

L3= Larvas de 3o estádio

mg / ml=Miligramas por miliitro

OMS=Organização Mundial da Saúde

PPM=Partes por milhão

SVS=Secretaria de vigilância em saúde

UR=Umidade relativa

UV=Ultra violeta

X=média

RIP2=Proteína Inativadora de Ribossomos Classe 2

2

LISTA DE FIGURAS

Figura 1 Esquema representando as fases do ciclo de desenvolvimento

de mosquitos. 10

Figura 2 PPapel filtro contendo ovos de A.aegypti obtidos do

LLaboratório Tramsmissores de Hemtozoários, iIInsetario/IOC 13

Figura 3 Degradação do extrato VS Atividade Biológica 15

Figura 4 AAnálise de Sobrevivência 19

Figura 5 CConcentração Letal 50% dos tratamentos 20

Figura 6 CConcentração Letal 50% e 90% 21

Figura7 Teste de Degradação após 72 horas 22

3

LISTA DE TABELAS

Tabela 1 Mortalidade (%) de larvas de A.aegypti tratadas em gGrupo

com o extrato. 18

Tabela2 Ensaio de Degradação do extrato VS Atividade VS

AAtividade Biológica. 23

Tabela 3 Rendimento teórico a nível industrial para a produção do

extrato bruto oriundo da “Torta de Mamona.” 25

4

1.INTRODUÇÃO

1.1.Bioatividade de Plantas no Controle de Insetos

Plantas, insetos e outros organismos têm coexistido por mais de 300 milhões de

anos. Durante este tempo, plantas estiveram sobre contínua pressão seletiva por

predadores e inúmeros fatores ambientais. Devido à falta de mobilidade as plantas

devem confiar tanto em seus mecanismos de defesa físicos quanto químicos. A defesa

química se faz produzindo vários metabólitos tóxicos para sobreviver aos ataques

predatórios de outros organismos e para competir adequadamente com outras espécies

de plantas por luz e recursos nutricionais (Rice, 1984; Tsau, 1995).

Dentre os diversos reinos da natureza, o reino vegetal é o que tem contribuído

de forma mais significativa para o fornecimento de metabólitos secundários. Muitos

dos quais possuem grande valor agregado devido às suas aplicações como

medicamento, cosméticos, alimentos e agroquímicos (Phillipson e Anderson, 1998).

Usualmente são classificados de acordo com suas estruturas químicas em diferentes

classes. A enorme variedade de estruturas químicas encontradas determina o número

infinito de sinais que são requeridos para manter a complexidade de diferentes

ecossistemas presentes na natureza (Luckner, 1972; Janzen, 1973; Swain, 1974, 1977)

como as propriedades atrativas (alimentação, polinização) e/ou detergentes e inseticidas

(Pichersky e Gerchenzon, 2002; Kainulainen e outros. 1998).

Cientistas do mundo todo vêm desenvolvendo estudos com a finalidade de

implementar um inseticida ambientalmente seguro (Hougard e Back, 1992; Monnerat e

outros. 2004), como os inseticidas biológicos à base de vírus, bactérias (Bacillus

thurigiensis Berliner 1915), fungos (conídios de Beauveria bassiana Vuillemin 1912),

moluscos, crustáceos, insetos, protozoários, bactérias (Alves e outros. 1986; Oliveira e

outros. 1996; Barreto e outros. 2008). Assim, como alternativas de controle de insetos,

os produtos naturais de plantas vêm sendo estudados, como os análogos do hormônio

juvenil, que interferem na pupação e na emergência de adultos (Oliveira e outros. 1994),

apresentando baixo poder residual ao ambiente, no aprimoramento dos programas

governamentais atuais destinados ao controle da transmissão das enfermidades

transmitidas por culicíneos. Conforme é possível verificar no “ANEXO I” deste

trabalho.

5

1.1 .Família Euphorbiaceae e o gênero Ricinus

A família Euphorbiacea está inserida na ordem Malpighiales, no clado Rosídeas

e subclado Fabídeas (APG III, 2009). Compreende aproximadamente 6.500 espécies,

300 gêneros e cinco subfamílias (Acalyphoideae, Cheilosoideae, Crotonoideae,

Euphorbioideae e Peroideae) amplamente distribuídas pelos trópicos e subtrópicos do

mundo (Radclife-Smith, 2001). No Brasil, está representada por 72 gêneros e cerca de

1.100 espécies em todos os tipos de vegetação, representando uma das principais

famílias da flora brasileira e uma das mais complexas do ponto de vista taxonômico

(Souza e Lorenzi, 2008).

Segundo Wurdack e outros (2005), entre todas as famílias de Malpighiales,

Euphorbiaceae se sobressai em relação à riqueza de espécies, diversidade morfológica e

fitoquímica e importância econômica. Merecendo destaque especialmente na

alimentação humana, produção de látex e óleos, medicina popular e importância

paisagística (Souza e Lorenzi, 2005). Muitas espécies são nativas, as quais apresentam

grande relevância como componentes ecológicos das formações vegetacionais e na

recuperação de áreas degradas (Reitz, 1988).

Uma vez que possuem vários compostos bioativos em suas constituições, tais

como alcaloides, flavonóides, taninos, terpenos entre outros, as plantas desta família são

conhecidas pelo seu potêncial terapêutico e também como inseticidas através da

toxidade de seus constituintes. Muitos estudos têm sido conduzidos no sentido de

comprovar as atividades biológicas das plantas desta família Euphorbiaceae. Conforme

é possível verificar no “ANEXO I” deste trabalho.

Dentre a família Euphorbiaceae encontra-se o gênero Ricinus, monotípicos com

cinco subespécies e 25 variedades botânicas deste modo, têm-se grande diversidade

morfológica entre elas como o tamanho, coloração das folhas e do caule, porte, hábito

de crescimento, conteúdo de óleo nas sementes, peso das sementes (0,1 a 1,0g/unidade)

etc (Beltrão, 2003). De acordo com Vando (2010) a espécie Ricinus communs, apresenta

diversas aplicações econômicas, entre elas, destaca-se a produção do óleo, indicado

como matéria prima para produção do biodiesel e no controle biológico de insetos,

devido á atividade biológica das substâncias extraídas do seu tecido vegetal.

6

1.2.1 A espécie Ricinus communis e a toxidez da “Torta de Mamona”

A mamoneira (Ricinus communis) é uma oleaginosa da família Euphorbiacea

com classificação já descrita anteriormente neste trabalho. Possui origem na Ásia

meridional, com centro de diversidade localizada na antiga Abissínia, hoje Etiópia, no

leste da África. No Brasil sua adaptação às condições edafoclimáticas foi imediata,

sendo encontrada em praticamente todo território nacional de forma espontânea (Milani

e outros, 2009).

A utilização de óleos vegetais como combustível (biodiesel) tem se mostrado

uma alternativa viável aos combustíveis fósseis, especialmente por serem

biodegradáveis não tóxicos e com baixos perfis de emissões. No Brasil, a soja ainda

representa 90% dos óleos vegetais produzidos, mas são considerados promissores os

óleos de dendê, coco, girassol e a mamona, especialmente para cultivos em pequenas

propriedades. A mamona possui especial interesse para o semiárido, por ser

naturalmente encontrada em toda região (Milani e outros, 2009).

A semente da mamona possui um teor de óleo de 45 a 50%, rendendo de 0,6 a

0,8 toneladas de óleo por hectare, aproximadamente o dobro do rendimento da soja. No

processo de beneficiamento da mamona são originados vários produtos e subprodutos

dentre eles encontra-se a “Torta de Mamona”que é extremamente tóxica. A “Torta de

Mamona” é definida como resíduo da extração do óleo das sementes da mamoneira.

Trata-se de um subproduto do biodiesel com elevado teor de proteínas, produzido na

proporção aproximada de 12 toneladas para cada tonelada de óleo extraída, ou seja,

corresponde a 55% do peso das sementes, valor que pode variar de acordo com o teor de

óleo da semente e do processo industrial de extração do óleo (Azevedo e Lima, 2001).

A toxidez da mamona já é conhecida desde a antiguidade, a qual já foi relatada

pelos antigos hebreus, egípcios, persas, gregos e romanos, embora somente na segunda

metade do século XX se tenha descoberto que sua toxidez e alergenicidade se deviam a

diferentes compostos (Icoa, 1985), os compostos tóxicos e alergênicos encontrados na

torta são; a proteína ricina (toxoalbumina) o alcaloide volátil ricinina e uma fração

alergênica que se trata de um conjunto de glicoproteínas denominado CB-1A (castor

bean allergen).

7

A ricina é a principal responsável pela toxidez da torta de mamona, sendo uma

proteína encontrada exclusivamente no endosperma das sementes de mamona (Anandan

e outros, 2005), classificada como RIP do tipo II, esse tipo de proteína foi encontrado

somente em sete espécies de plantas pertencentes a cinco diferentes famílias:

Euphorbiaceae, Sambucaceae, Fabaceae, Passifloraceae e Viscaceae. Na família

Euphorbiaceae, foram encontradas RIPs do tipo 1 e 2 (Girbes e outros, 2004).

Estruturalmente a RIP, consiste de uma cadeia A com atividade enzimática de

RNA N-glicosidase e uma cadeia B tipo lectina que promove a ligação da RIP a sítios

específicos na superfície da célula. RIPs tipo 2 ligam-se às células eucarióticas através

de interações com galactosídeos da superfície celular e, após entrada no citosol por

internalização mediada por receptor, promovem a morte celular por inibição da síntese

de proteínas (por depurinação de ribossomos) ( Lord e outros, 1994). São citotoxinas

extremamente potentes e estima-se que apenas uma única moléula seja suficiente para

matar uma célula (Stirpe e outros, 1980).

As RIPs depurinam também ribossomos de não mamíferos, como insetos (Zhou

e outros, 2000), plantas (Iglesias e outros, 1993), leveduras (Roberts, 1986) e bactérias

(Girbes e outros, 1993). Outras propriedades biológicas foram propostas para RIP, como

atividade antifungo, acaricida, antimicrobiano e atividade inseticida.

Gatehouse e outros (1990) testaram ricina incorporada à dieta de duas espécies

de insetos da ordem coleóptera, os quais foram extremamente suscetíveis ao efeito da

RIP, em concentrações muito baixas (0,001-0,0001% p/p). No mesmo trabalho, esses

autores não observaram efeitos dessas RIPs contra Lepidoptera (Heliothis virescens e

Spodoptera littoralis), concluindo que a proteína, ricina, pode ser extremamente tóxica

para insetos, embora os efeitos sejam variáveis em diferentes ordens.

As proteínas tóxicas (ricina e ricinina) encontradas na mamona estão

relacionadas com a importância do seu uso no controle biológico de pragas (inseticida).

Burg e Mayer (1999), ao estudarem o efeito do óleo da semente de R. communis sobre

pulgões e piolhos descreveram como eficiente no controle desses insetos. Atividade

bioinseticida desse vegetal também foi estudada por Hebling (1996), em formigas

cortadeiras, verificando-se eficiência no combate a esse Hymenoptero. Santiago e outros

(2008) ao estudarem o efeito do extrato aquoso de frutos verde de mamona sobre larvas e

pupas de Spodoptera frugiperda observaram uma redução no tempo de vida desses estágios,

Rother (2009) identificou efeito tóxico de extratos de folha de R.communis sobre larvas de

8

operárias de Apis mellifera, usando o óleo da mamona e Candido (2011) observou uma

eficiência no controle de larvas e de pupas do culicídeo A. aegypti.

1.3. Família Culicidae

Os mosquitos da família Culicidae são responsáveis por uma série de prejuízos

diretos e indiretos à saúde pública. Além do incômodo e irritação que causam ao

homem e outros animais, eles podem frequentemente funcionar como vetores de agentes

patogênicos. Somente na espécie humana, os agentes patogênicos causadores de

doenças graves como malária, filariose e arboviroses (como Dengue e Febre Amarela)

são transmitidas durante a prática do hematofagismo desses insetos.

No Brasil, os mosquitos da família Culicidae ocupam uma posição de destaque

no que diz respeito a doenças parasitárias e virais e o Aedes aegypti como o único vetor

conhecido transmissor do dengue, em nossos dias. A epidemiologia da dengue no

Brasil, pelo aspecto entomológico, em tudo se assemelha à da febre amarela urbana,

extinta do país desde 1942, quando ocorreram seus últimos casos (Nelson, 1986). Sua

última epidemia na América, produzida a custa do A. aegypti aconteceu em 1929 no Rio

de Janeiro. Por outro lado, pouco após sua reintrodução no Brasil por volta de 1967

quando foi observado no estado do Pará, o mosquito iniciou uma progressiva e

alarmante propagação da dengue (Consoli e Oliveira, 1994). Tanto na febre amarela

urbana como na dengue há transmissão transovariana do vírus, de maneira que, variável

percentual de fêmeas filhas de um espécime infectado, já nasce infectada com o vírus da

dengue (Consoli e Oliveira, 1994).

Frente a esse quadro, é importante a necessidade do desenvolvimento de novos

bioensaios com produtos naturais para o controle dos culicídeos vetores de zoonoses. A

escolha do bioensaio mais apropriado para determinar a atividade inseticida depende

dos hábitos dos insetos a serem combatidos (Simões e outros,1998).

Em geral, larvas de Aedes são mais robustas e menos susceptíveis a inseticidas e

extratos botânicos do que as larvas de Culex, por exemplo. Já a susceptibilidade das

larvas de Anopheles pode variar desde que elas podem ser mais ou menos susceptíveis

que as larvas de Culex e Aedes aos derivados botânicos e inseticidas. A. aegypti é o

9

inseto mais comumente usado para a triagem de substâncias com ação inseticida por ser

menos susceptível e de fácil colonização em laboratório (Shaalan e outros, 2005).

1.3.1.Inseto Modelo : Aedes aegypti

O ciclo de desenvolvimento do mosquito A. Aegypti compreende desde ovo até o

adulto entre oito a dez dias. Os ovos podem resistir à dessecação por cerca de um ano e

em contato com a água dão origem a larvas após dois dias. Ativas e alimentando-se

constantemente, as larvas passam por quatro estádios (L1- L4), a duração da fase larval

depende da temperatura, disponibilidade de alimento e densidade das larvas no

criadouro. Em condições ótimas, o período entre a eclosão e a pupação pode não

exceder a cinco dias. Contudo, em baixa temperatura e escassez de alimento, o L4

larvário pode prolongar-se por várias semanas, antes de sua transformação em pupa.

A larva do A. aegypti é composta de cabeça, tórax e abdômen que possui no

seguimento posterior e anal quatro brânquias lobuladas para regulação osmótica e um

sifão ou tubo de ar para a respiração na superfície da água. O sifão é curto, grosso e

mais escuro que o corpo. Para respirar, a larva vem à superfície, onde fica em posição

quase vertical. Movimenta-se em forma de serpente, fazendo um “S“ em seu

deslocamento. É sensível a movimentos bruscos na água e, sob feixe de luz, desloca-se

com rapidez, buscando refúgio no fundo do recipiente (fotofobia) (FUNASA, 2001)

transformando-se em pupas que não se alimentam e, dois dias após, em mosquitos

adultos.

O adulto mede de seis a nove mm e vive em média de 30 a 35 dias. O

acasalamento geralmente se dá durante o voo, mas, ocasionalmente, pode-se dar sobre

uma superfície, vertical ou horizontal. Uma única inseminação é suficiente para

fecundar todos os ovos que a fêmea venha a produzir durante toda a sua vida (Funasa,

1994; Costa, 2000; Silva e outros. 2008).

Machos e fêmeas, após energética alimentação com seiva vegetal, realizam a

cópula. As fêmeas fecundadas realizam o primeiro repasto sanguíneo e com auxílio de

proteínas do sangue ingerido, iniciam o processo de maturação dos ovos. Após alguns

dias, escolhido o criadouro, cada fêmea deposita cerca de 120 ovos, alguns milímetros

acima do nível d’água e reinicia o ciclo (Figura 1).

10

Eclosão da larva

Fase mais longa do ciclo

Emergência do adulto

Cópula Postura

Fase de Alimentação

Não se alimenta

Alimentação energética em seiva vegetal

Alimentação

sanguínea

1º 2º 3º 4º

Pupa Adulto

♀♂ ♀

Fecundada

♀ Até 120 ovos

Ciclo reinício ♂ ♀

Fase Aquática Fase aérea

Figura 1: Esquema representando as fases do ciclo de desenvolvimento de mosquitos, adaptado

de Denlinger e Zdarek (1994).

11

2– OBJETIVOS

Desenvolver um processo de extração fácil em laboratório dos componentes

tóxicos da “Torta de Mamona” tendo como base a literatura atual.

Avaliar a eficácia do extrato como atividade biolarvicida para as larvas de

terceiro estádio (L3) de A. aegypti.

Verificar o nível de toxicidade (Concentração Letal 50% e Concentração Letal

90%) do extrato sobre as larvas do mosquito.

Verificar o tempo de degradação do extrato da torta de mamona, exposto em

meio aquoso, o mesmo usado na criação e nos testes das larvas de A. aegypti .

12

3-METODOLOGIA

3.1. Obtenção, método e preparo dos Extratos Vegetais

Neste estudo as sementes de mamona (O genótipo de mamona utilizado foi a

cultivar Al Guarani) fornecidas pelo Programa de Biodiesel da PETROBRAS, nos quais

foram cedidas pela cooperativa de produtores rurais do Município de Almenara,

localizado no norte de Minas.

Em laboratório foi realizado a forma mais simples, baseado na literatura, do

preparo do extrato bruto.

A semente de mamona (12 kilos) foi prensada manualmente em uma prensa

hidráulica para a obtenção da “Torta de Mamona” resultando em 6 kilos de massa. A

torta de mamona foi então triturada em liquidificador para obtenção de um pó fino

pesando no final 2 kilos. O pó resultante foi diluído em 4 litros de água mineral a

temperatura ambiente e colocado sobre refrigeração (geladeira) por 24 horas. Após esse

período, o extrato foi coado em peneiras de plástico comum e em seguida armazenados

em vidros âmbar, resultando em um volume de 2,700 litros e congelados em freezer.

O extrato foi descongelado e filtrado a vácuo, sendo necessário o uso de algodão

sobre o disco de papel filtro para o funcionamento do vácuo (a substância mostrou-se

viscosa o que gerou dificuldade para a filtração), resultando um concentrado do extrato

de 1,700 mL. Para os testes biológicos foi considerado que o extrato filtrado terá um

valor de concentração igual a 100% (concentrado).

3.2.Aedes aegypti

Os ovos de A. aegypti foram cedidos pelo Laboratório de Transmissores de

Hematozoários, Insetário/IOC do Instituto Oswaldo Cruz/FIOCRUZ Os insetos foram

mantidos no Laboratório de Controle Biológico LECBI na Universidade Estadual de

Montes Claros - UNIMONTES, como metodologia preconizada por Alencar e outros.

13

(2004). Todos os experimentos foram realizados com larvas de terceiro estádio (L3)

com tratamento realizado em grupo. (Fig.2)

Figura 2: Papel filtro contendo ovos de A. aegypti obtidos do Laboratório Transmissores de

Hematozoários, Insetário/IOC

14

3.3. Bioensaios – Atividade Biológica

Os bioensaios com o extrato derivado da torta de mamona foram realizados com

larvas de A. aegypti do terceiro estádio (L3), com testes experimentais com grupos de

40 larvas/grupo teste, perfazendo um total de 120 larvas por tratamento (concentrações),

a fim de avaliar a interferência da toxidade sobre a fisiologia do desenvolvimento do

mosquito.

No tratamento em grupo, o extrato foi aplicado em recipientes de plástico (4,0

cm de diâmetro x 4,5 cm de altura) contendo água filtrada (10 mL), acrescida de dieta

de ração de peixe na proporção de 1:3. A aplicação do extrato foi realizada nas

concentrações de 10%, 20%, 40%, 60%, 80% e 100%. Após uma hora de aplicação do

extrato teste o meio foi acrescido de alimento para o seu desenvolvimento.

Foi realizado um controle como referência contendo apenas o meio de criação

das larvas (água). Após o tratamento, as formas imaturas foram observadas em horas/dia

quanto à mortalidade. Todos os experimentos foram feitos em triplicatas e com três

repetições. Após a exposição do extrato teste e durante todos os experimentos descritos,

as larvas foram mantidas em câmara climatizada a 28±1°C e 60±10% RH, com controle

de fotofase (12 h).

Os ensaios biológicos foram realizados segundo adaptação da metodologia

preconizada pela OMS (1970).

3.3.1. Ensaio de degradação do extrato VS Atividade biológica

O extrato foi aplicado na concentração 100% em triplicatas, com diferentes

horários (12, 24, 48, 72, 96h) no meio de criação das larvas (L3) de A. aegypti, mas sem

a presença das mesmas.

As larvas (L3) de A. aegypti, num total de 30 larvas por grupo, foram

adicionadas ao meio previamente tratado, de acordo com os períodos de incubação (12,

24, 48, 72 e 96h) do produto, incluindo o grupo controle. As larvas receberam alimento

de ração de peixe, conforme metodologia já descrita, após 1h de exposição à substância.

15

Após 24h de exposição das larvas em cada período (12, 24, 48, 72 e 96h) as

larvas mortas foram sendo retiradas do meio. O bioensaio foi mantido em câmara

climatizada a 28ºC ± 29ºC, 70 ± 80% UR e 12h fotofase. (Fig.3)

Figura 3: Degradação do extrato Vs Atividade biológica

16

3.4. Análises estatísticas

Os resultados foram analisados através da Análise de sobrevivência com

distribuição de Weibull, extensivamente usada em análise de confiabilidade e de dados

de vida devido a sua versatilidade (W.Weibull, 1951).

A análise estatística para o calculo das concentrações Letais (CL50% e CL 90%)

foram feitos através de modelos lineares generalizados (GLMs) de distribuição quase

binomial e função de ligação logit. Todas as análises foram realizadas no software R (R

Development Core Team,2013).

17

4-RESULTADOS

4.2. Testes Biológicos

O tratamento com o extrato no meio de criação sobre as larvas de L3 (em grupo)

de A. Aegypti mostrou atividade larvicida em todas as concentrações, com mortalidades

de 25% e 45% nas concentrações de 10 e 20. (tab.1) (fig. 6, 7)

Os bioensaios demonstraram uma toxicidade larval significativa em todas as

concentrações (p <0.001), nas concentrações de 40, 60, 80 e 100 com 100% de

mortalidades em um tempo mínimo de três horas e máximo de cinco horas (menos de

24 horas). (Tab.1) (Fig. 4, 5).

Os grupos controle mostraram-se normais e não apresentaram mortalidades nos

experimentos realizados. Estes dados resultaram em uma Cl50 = 20,39 % e uma CL90 =

34,12% (fig.5, 6)

18

Tabela 1: Mortalidade (%) de larvas de Aedes aegypti tratados em grupo com o extrato

em diferentes concentrações, adicionada no meio de criação das larvas de 3° estádio.

Concentração

Horas

(Min- Máx)

Mortalidade de

Larvas %

Controle 0h 0%

Extrato (10%) 24-96h *** 25%

Extrato (20%) 10-96h*** 45%

Extrato (40%) 1h-5h*** 100%

Extrato (60%) 1h-3h*** 100%

Extrato (80%) <1-3h*** 100%

Extrato (100%) <1-3h*** 100%

Experimentos em Triplicadas e com 3 repetições, com 40 larvas de A. aegypti (n=120),

para cada grupo teste e controle. Níveis de significância pelo teste de Análise de

Sobrevivência, representados com *** p<0.001

19

Figura 4: Gráfico representativo da Análise de sobrevivência, no eixo y o valor zero

corresponde a mortos e o valor 1 corresponde a vivos, no eixo x o tempo que levou ao

evento (morte) para cada concentração.

P <0.001

Análise de Sobrevivência

20

Figura 5: Gráfico representativo do Tempo que cada concentração levaria para matar

50% das larvas de 3° instar de A. aegypti, no eixo y o tempo letal em horas e no eixo x

as concentrações de 10 -100%.

21

Figura 6: Gráfico representativo das CL 50 e CL 90 do tratamento com o extrato no

meio de criação das larvas em grupo, no eixo y o valor zero corresponde a vivos e o

valor 1 corresponde a mortos, no eixo x Concentração Letal 50% = 20,39 e a

concentração letal 90% = 34,12.

22

4.3 Ensaio da degradação do extrato VS Atividade biológica

O ensaio da atividade do extrato adicionado ao meio de criação das larvas em

diferentes períodos de exposição apresentaram uma mortalidade de 100% nas

concentrações de 12h, 24h, 48h,72 horas e 96 horas. Foi observado que a partir de três

dias (72h) a substância (em degradação) formou uma espessa camada de espuma de

aspecto turvo e com mau cheiro de decomposição. (fig.7)

Desse modo, como não foi possível avaliar a mortalidade larval no tempo à

cima de 72h, o experimento foi considerado com o tempo máximo de 72h. Este dado

sugere que o extrato entra em degradação a partir de 72 horas de exposição ao meio.

(tabela 2)

Figura 7: Teste de degradação após 72h, apresentando uma espessa camada de espuma

sobrenadante no meio de criação.

23

Tabela 2: Ensaio da degradação do extrato VS atividade biológica. O extrato foi

aplicado na água SEM a presença das larvas em diferentes horários. As larvas foram

expostas ao extrato em grupos de 30 larvas, incluindo o controle em diferentes horários

(12h – 96h) após o extrato ter sido aplicado no meio de criação. A alimentação foi

oferecida após 1h a larva ter sido submetida a exposição ao extrato.

Período de incubação do

extrato em horas

Mortalidade larval a

cada Tratamento

%

Controle 0%

Extrato

12 horas

100%

Extrato

24horas 100%

Extrato

48 horas 100%

Extrato

72 horas* 100%

Extrato

96 horas 100%

Experimentos na concentração de 100% em triplicadas, com 30 larvas de 3°estádio de

Aedes aegypti, para cada grupo teste e controle. (*) Os testes realizados após 72 horas

foram desconsiderados por demonstrarem processo de degradação que interferiram na

qualidade do meio de criação.

24

5- DISCUSSÃO

5.1. Desenvolvimento do processo de extração

A maioria dos estudos de extratos vegetais como inseticidas utiliza métodos de

extração por álcool ou outros solventes. Para o nosso estudo, o acréscimo de outras

substâncias para a retirada das toxinas da torta, não era viável, uma vez que poderia

causar dúvidas se a substância usada provocava toxidade (por sinergia ou não) nos

testes biológicos, interferindo nos resultados. Além disso, a intenção era desenvolver

um método barato e prático para extração da substância inseticida.

A eficácia obtida para o extrato aquoso testado pode ser devido ao fato de que as

proteínas tóxicas encontradas são solúveis em água. Segundo Santos (2007), a Ricina é

solúvel em água, clorofórmio e insolúvel em álcool e óleo. Na indústria, existem

diversos processos físicos e químicos para promover a extração da ricina da torta de

mamona (Ribeiro; Ávila, 2006), dentre os tratamentos químicos, se encontram:

embebição em água por até 12horas, gerando uma remoção de até 84% da ricina,

aquecimento com vapor de até 60 minutos, gerando uma remoção de até 85%, ebulição

por até 60 minutos, remoção de até 91% , autoclavagem e forno de ar quente (Anandan

e outros; 2005), ocorre que a estrutura química da ricina pode ser desativada em algum

destes processos (calor), inviabilizando seu uso. Com relação aos tratamentos químicos

utilizados para a remoção da ricina a nível industrial, encontram o uso de hidróxido de

sódio, cloreto de sódio, clorofórmio e outros (Anandan e outros ; 2005).

. Dessa forma, através da literatura, foi estipulada uma metodologia de fácil

extração das substâncias ativas da “torta de mamona” em água, para sua utilização no

controle biológico do mosquito da dengue.

Após o desenvolvimento de uma metodologia para o processo de extração das

substâncias tóxicas da “torta de mamona”, foi estipulada uma tabela teórica para o

rendimento provável a nível industrial para o concentrado (o extrato bruto aquoso),

caracterizando uma provável aplicação viável dentro da linha de produção do biodiesel

que gere sustentabilidade ao utilizar um resíduo sólido, agregando um provável valor

econômico a ele (tab. 3).

25

Tabela 3: Rendimento Teórico a nível industrial para a produção do extrato bruto

oriundo da “Torta de Mamona”.

Rendimento Teórico Extrato Bruto

Sementes

Peso

*Torta

peso

Trituração

pó

Peso

Água

Litro

Extrato

Concentrado

2Kg 1kg 0,30g 0,60mL 0,4kg

100kg 50kg 15kg 30L 20kg

1000kg 500kg 150kg 300L 201kg

*O rendimento a nível industrial teoricamente será maior, pois a “torta” contém menos

óleo que a feita em laboratório.

5.2. Bioensaios

Os resultados observados neste estudo com o extrato da “Torta de

Mamona”, extraída por metodologia simplificada em laboratório desde a

semente até o concentrado bruto, demonstraram a eficácia da atividade larvicida

para A. aegypti, indicando que a mamona possui um grande potencial na

produção de subtâncias bioativas em insetos.

O nível de atividade larvicida de 45% concentração de 20 e de 100% de

mortalidade na concentração a partir de 40% apresentado pelo extrato aquoso da

“Torta de Mamona,” justifica o interesse do estudo desta classe de substância ou

da família vegetal em questão. Estudo com o extrato etanólico das folhas da

Euphorbiacea de Acalypha indica resultou em uma CL50 a concentrações

superiores a 200ppm na mortalidade de larvas L4 de A. aegypti e C.

quinquefasciatus (Sakthivel e Daniel, 2008), e com o extrato aquoso de

Coediaeum variegatum mostrou uma CL 50=37,6µg/mL ação larvicida contra A.

aegypti e C.quinquefasciatus (Mozon e outros, 1994). Estes dados indicam a

presença da atividade larvicida na família Euphorbiaceae, e os estudos

biomonitorados (fitoquimica VS atividade) permitem uma busca mais eficaz por

produtos bioativos.

26

A alta toxidade encontrada para o extrato de mamona no tratamento em

grupo com larvas de L3 de A. aegypti é confirmada pelo curto tempo de

mortalidade (< 24horas) no CL50 de todas as concentrações testadas, dando

destaque para as concentrações de 80% e 100% que tiveram um tempo de

mortalidade CL50(< 1 Hora). Na grande maioria dos testes biológicos, a

mortalidade é somente observada a partir de 24 horas de aplicação da substância,

no nosso estudo a ação foi rápida e medida em horas. Atividade tóxica a partir

de 24 horas de observação em Ricinus communis foi demonstrado em outras

partes da planta, segundo Abdalla e outros (2009), o extrato aquoso da folha

retirada no período de floração da planta, demonstrou efeito larvicida, após 24

horas de aplicação, inibidora de emergência e repelência na ovoposição contra

Anopheles arabienses e Culex quinquefasciatus. Brahim e outros (2006)

utilizando extrato aquoso da mistura de partes da mamona (folha, caule e casca)

obtiveram atividade larvicida satisfatório após 24 horas de aplicação contra

larvas de Culex pipiens, A. caspius, Culiseta longiareolata e Anopheles

maculupennis.

Em nosso trabalho com a “torta de mamona”, essa atividade altamente

tóxica e rápida pode ser atribuída a ricina, uma proteína toxica classificada como

RIP 2 (Proteínas inativadoras do ribossomo) presente em abundância na

semente da mamona, o efeito inseticida da ricina foi avaliado por outros

pesquisadores em diferentes espécies de insetos. Sismeiro e outros (2010) testou

o efeito de extratos de semente de R. communis sobre pupa e larva de

Spodoptera. frugiperda, obtendo 14,89% de deformação e 50, 92% mortalidade

de lagartas, indicando seu potencial larvicida. Alvares e outros (1996)

observaram efeito inseticida do extrato ácido/ salino de R. communis sobre

larvas e adulto de mosca doméstica.

Os extratos de mamona e, em especial, seu ingrediente ativo mais potente

a ricina, possui uma parte da molécula que faz parte da classe das lectinas, várias

lectinas vegetais têm mostrado efeitos entomotóxicos quando ingeridas por

insetos das ordens Coleoptera, Homoptera e Lepidoptera. Algumas lectinas

ligam-se às enzimas presentes na borda em escova das células epiteliais do

intestino do inseto, ou à quitina integrante da membrana peritrófica ou

perimicrovilar (Chispeels e Raikhel, 1991; Peumans e Van Damme, 1995).

27

A concanavalina A, uma lectina manose-específica isolada de sementes

de feijão de porco, apresenta atividade entomotóxica. Gatehouse e outros (1999)

mostraram dietas contendo 25 p/p de concanavalina A induziram mortalidade no

lepidóptero Lacanobia oleracea e em pulgões (Myzus persicae), e os mesmos

insetos em bioensaios com batatas transgênicas expressando a lectina tiveram

seu desenvolvimento afetado. Sauvion e outros (2004), relataram efeito

entomotóxico da concanavalina A também para pulgões da ervilha

Acyrthosiphon pisum (Harris) (Hemíptera: Aphididae).

O bioensaio com o intuito de verificar a degradação VS atividade

biológica do extrato mostrou toxidade de 100% com as larvas adicionadas até

período de 72 horas após sua aplicação no meio de criação. Segundo Neto e

outros (2010), após o esmagamento da semente, ocorre liberação de proteases e

um processo de degradação das proteínas, entre elas a ricina se inicia em 72

horas de exposição, segundo o artigo, a ricina apresenta-se reduzido na torta de

mamona. Narciso (2009), verificou a degradação da neolignana burchelina,

previamente encubada na água, a sua atividade larvicida sobre larvas de

Ae.aegypti foi maior durante as 12 primeiras horas, mantendo-se por até 48

horas, onde é degradada. Estes dados mostram que o extrato da “torta de

Mamona,” por apresentar baixo poder residual, ação rápida e com estabilidade

razoável de sua molécula na água (três dias), é um forte candidato para a criação

de um biolarvicida de origem natural.

28

6- CONCLUSÕES

Neste estudo o extrato da “Torta de Mamona” apresentou atividade

larvicida contra o mosquito A. aegypti. O extrato apresentou degradação após três dias

da sua aplicação a água tornando-a ainda mais atrativa para sua comercialização, como

um controle alternativo e natural do culicideo por ter baixo poder residual ao ambiente.

Agregou um valor econômico ao resíduo sólido da cadeia do biodiesel gerando

sustentabilidade. Foi possível a formulação de uma metodologia de extração do extrato

fácil em laboratório e com bom rendimento no produto final (extrato). Dessa forma, o

extrato aquoso da “Torta de Mamona” mostrou-se como um potente biolarvicida de

origem natural de rápida ação e de baixo poder residual no controle do A. aegypti,

principal mosquito transmissor da dengue e da febre amarela urbana.

29

7. Referências Bibliográficas

ABDALLA, M;E; KHITMA, H, E; FAYSAL, S, A. Larvicidal, adult emergence

inhibition and oviposition deterrent effects of foliage extract from Ricinus

communis L. Against Anopheles arabiensis and Culex quinquefasciatus in Sudan.

Tropical Biomedicine 26(2):130-139, 2009.

AHN, Y. J.; KIN NAM, J.; BYUN, S. G.; CHO, J. E.; CHUNG, K. Larvicidal activity

of Kaempferia galanga rhizome phenylpropananoids towards towards three

mosquito species. Pest Management Science 64(8): 857-862, 2008.

AL SHAROOK, Z.; BALAN, K.; JIANG, Y.; REMBOLD. H. Insect groth inhibitors

from two tropical meliacea. Effect of crude seed extracts on mosquito larvae. J

Appl Entomol 111:425-430, 1998.

ALVES, S. B.; ANDRADE C. F. S.; CAPALHO O. M. F. Controle microbiano de

insetos. Ed. Manole. São Paulo; 1986.

AMER, A.; MEHLHORN, H. Repellency effect of forty one essential oils against

Aedes, Anopheles and Culex mosquitoes. Parasitol Res 99:478-490, 2006a.

AMER, A.; MEHLHORN, H. Repellency effect of forty one essential oils against

Aedes, Anopheles and Culex larvae (Diptera, Culicidae). Parasitol Res 99:466-472,

2006b.

30

AMONKAR, S. V.; REEVES, E. L. Mosquito control with active principle of garlic,

Allium sativum. J Econ Entomol 63:1172-1175, 1970.

ANADAN, S.; ANIL KUMAR, G. K.; GHOSH, J.; RAMACHANDRA, K. S. Effect of

different physical and chemical treatments on detoxification of ricin in castor cake.

Anim Feed Sci Technol. v. 120, p. 159–168, 2005.

APG III. An update of the Angiosperm Phylogeny Group classification for the

orders and families of flowering plants: APG III. Botanical Journal of the Linnean

Society, 161, 105-121, 2009.

ARRUDA, W.; OLIVEIRA, G. M. C.; SILVA, I. G. Toxicity of the ethanol estract of

Magonia pubescens on larvae Aedes aegypti. Rev Soc Bras Med Trop 36:17-25, 2003.

AZEVEDO, D. M. P.; LIMA, E. F. O Agronegócio da mamona no Brasil. Brasília:

Embrapa Informação Tecnológica, (ed)2001. 350p.

AZMI, M. A.; NAOVI, S. H.; AHMAD, I. A.; TABASSUM, R.; ANBREEN, B.

Toxicity of neem leaves extract (NLX) compared with malation (57 E.C.) against

late 3rd instar larvae of Culex fatingas (Wild Strain) by WHO method. Tr J of

Zoology 22:213-218, 1998.

BARRETO, C. E.; GUEDES, R. N.; SOUZA, R. C. P. Avaliação da Eficácia do

Bacillus thuringiensis var. israelensis no Controle de Formas Imaturas do Aedes

31

(Stegomyia) aegypti (Linnaeus, 1762) em Ambiente de Laboratório. Entomologistas

do Brasil.l(11):10-13, 2008.

BELTRÃO, N. E. M. Crescimento e Desenvolvimento da mamoneira (Ricinus

communis L.). (Embrapa Comunicado Técnico) Campina Grande, PB Janeiro/2003

BRAHIM, A; SAADIA, O; FOUAD, M; SAADIA, M. Évaluation préliminaire de l’

activité larvicide dês extrits aqueux dês feuilles Du ricin ( Ricinus communis L.)

ET Du bois de thuya ( Ttraclinis articulata) sur lês larves de quatre moustiques

culkicidés: Culex pipiens (Linné), Aedes caspius (pallas), Culiseta longiareolata (

Aiteken) ET Anopheles maulipennis (Meigen).Botechnol.AgronSoc. Environ. 10(2),

67-71.2006

BURG, I. C.; MAYER, P. H. Alternativas ecológicas para prevenção e controle de

pragas e doenças. 7, Ed. Francisco Beltrão/PR, Grafit,1999.

CABRAL, M. M. O; AZAMBUJA, .; GOTTLIEB, O. R.; GARCIA, E. S. Neolignans

inhibit Trypanosoma cruzi infection of its triatomine vector, Rhodnius prolixus.

Parasitology Ressearch. 85:184- 187, 1999.

CARLINI, C. R.; GROSSI DE SÁ, M. F. Proteínas tóxicas de plantas com

propriedades inseticidas. Uma revisão sobre as suas potencialidades como

bioinseticidas. Toxicon 40, 1515-1539, 2002.

32

CHAHAD, S.; BOOF, M. I. C. Efeito de extrato de pimento preta sobre larvas de

Culex (Culex) quinquefasciatus Say (Diptera: Culicidae). An Soc Entomol Brasil

23(1):13-18, 1994.

CHAVAN, S. R.; NIKAM, S. T. Studies on the larvicidal properties of Nerium

indicum (Apocynaceae) leaves. Bull Haffkine Inst 11:68-70, 1983.

CHAVASSE, D. C.; YAP, H. H. Chemical methods for the control of vestores and

pests of public health importance. WHO/CTC/WHOPES/97.2, 1997.

CHOOCHOTE, W.; CHAITHONG, U.; KAMSUK, K.; RATTANACHANPICHAI, E.;

JITPAKDI, A.; TIPPAWANGKOSOL, P.; CHAIYASIT, D.; CHAMPAKAEW, D.;

TUETUN, B.; PITASAWAT, B. Adulticidal Activity against Stegomyia aegypti

(Diptera: Culicidae) of three Piper spp. Rev Ins Med Trop S Paulo, 2006; 48(1):33-

37.

CICCIA, G.; COUSSIO, J.; MONGELI, E. Insecticidal activity against Aedes aegypti

larvae of some medicinal. South American plants. J Ethmpharmacol 72:185-189, 2000.

CONSOLI, R.; LOURENÇO, O. R. Principais mosquitos de importância sanitária

no Brasil. 1° ed. Rio de Janeiro: Fundação Instituto Oswaldo Cruz; 1994.

COSTA, P. R. Safrol e eugenol: estudo da reatividade química e uso em síntese de

produtos naturais biologicamente ativos e seus derivados. Química Nova. 2000;23

(3).

33

CUTKOMP, L. K.; SUBRAMANYAM, B. Toxicity of pyrethroids to Aedes aegypti

larvae in relation to temperature. J Am Mosq Control Assoc 3:347-348, 1986.

DELDUQUE, E. Ficha da planta Andiroba. Rev Globo Ruaral. Rio de Janeiro. 169 p.,

1999.

DENLINGER, D.L.; ZDAREK, J. Metamorphosis behavior of flies. Annual Review

Entomology. 1994; 39:243-266.

EIRAS, A. E. Parasitologia Humana. In Neves DP, Melo AL, Genaro O, Linardi PM.

Culicidae, São Paulo, p. 355-367, 2005.

FUNASA-FUNDAÇÃO NACIONAL DE SAÚDE. Controle de vetores da febre

amarela e dengue. Instruções para pessoal de operações (Normas Técnicas).

Brasília (DF):Funasa; 1994.

FUNASA-FUNDAÇÃO NACIONAL DE SAÚDE. Dengue instruções para pessoal

de combate ao vetor (Normas Técnicas). 3ª ed. Brasília (DF). Funasa; 2001.

GATERHOUSE, A. M. R.; BARBIERI, L.; STIRPE, .; CROY, R. R. D. Effects of

ribosome inactivating proteins on insect development- differences between

Lepidoptera and Coleoptera. Entomol. Exp. Appl. 54: 43-51; 1990.

GIRBES, T.; BARBIERI, L.; FERRERAS, M.; ARIAS, F. J.; ROJO, M. A.;

IGLESIAS, R.; ALEGRE, C.; ESCARMIS, C.; STIRPE, F. Effects of ribosome-

34

inactivating proteins on Scherichia coli and Agrobacterium tumefaciens

Translation systems. J. Bacteriol. 175: 6721-6724; 1993.

GIRBES, T.; FERRERAS, J. M.; ARIAS, F. J.; STIRPE, F. Description, distribution,

activity and phylogenetic relationship of ribosome-inactivating proteins in plants,

fungi and bactéria. Mini. Rev. Med. Chen. 4:461-476; 2004.

GUARIN NETO, G.; SANTANA, S. R.; SILVA, J. V. B. Notas etnobotânicas de

espécies de Sapindaceae Jusieu. Acta Bot Bras. 14(3): 327-334, 2000.

HEBLING, M. J. A. Toxic effect of Ricinus communis (Euphorbeaceae).To

laboratory nests of Atta sexdens rubropilosa (Hymenoptera:Formicidae). Bulletin of

Entomological Research,v.86, p.253-256; 1996.

HOUGARD, J. M.; BACK, C. Perspectives on the bacteriological control of vectors

in the tropics. Parasitology Today. 1992;8:364-366.

ICOA. The processing of castor meal for detoxification and deallergenation.

Ridgewood, 1989. 75p. (Technical Bulletin, 1).

IGLESIAS, R.; ARIAS, F. J.; ROJO, M. A.; ESCARMIS, C.; FERRERAS, J. M.;

GIBES, T. Molecular action of the type 1 ribosome-inactivating protein saporin 5

on Vicia sativa ribossomes. FEBS let. 325: 291-294, 1993.

35

JANZEN, D. H. Community structure of secondary compounds in plants. Pure and

Applied Chemistry. 1973;34:529-538.

JAYAPRAKASHA, G. K.; SINGH, R. P.; PEREIRA, J.; SAKARIAH, K. K.

Limonoids from Citrus reticulata and their moult inhibiting activity in mosquito

Culex quinquefasciatus larvae. Phytochemistry 44:843-846, 1997.

JOLY, A. B. Botânica: introdução à taxonomia vegetal. Vol I, São Paulo, 777 pp.

1985.

KABIR, K. E.; KHAN, A. R.; MOSADDIK, M. A. Goniothalamin a potent mosquito

larvicide from Bryonopsis laciniosa L. J Appl Entomol 127:112-115, 2003.

KAINULAENEM, P.; TARHANEN, J.; TIILIKKALA, K.; HOLOPAINEN, J. K.

Foliar and emission composition of essencial oil in two carrot varieties. Journal of

Agricultural and Food Chemistry. 1998;46:3780-3784.

KAMARAJ, C.; RANUMAN, A. A.; BAGAVAN, A. Antireedant and larvicidai

effects of plant extracts against Spodoptera litura (F.), Aedes aegypti L. and Culex

quinquefasciatus Say. Parasitol Res 103:325-331, 2008.

KHANNA, P.; KAUSHIK, P. New sources of insecticides: Rotenoids. Proc National

Academy of Sciences 59(1): 83-86, 1989.

36

LEITE, A. M. C.; LLETRAS, E. Áreas prioritárias na Amazônia para a construção

dos recursos genéticos de espécies florestais nativas: fase preliminar. Acta Bot Bras

7(1): 61-94, 1993.

LUCKNER, M. Secundary Metabolism in Plants and Animals. 1°ed. London:

Chapmam & Hall; 1972.

MANSON, P. Report of a case of bilharzia from the West Indies. Britsh Medical

Journal. 1902;2:1894-1895.

MILANI, M.; MIGUEL, S. R. J.; SOUSA, R. L. Sub-espécies de Mamona.

Documentos 230,ISSN,Embrapa Algodão,Campina Grande-PB,dezembro,2009.

MOHSEN, Z. H.; JAWAD, A. M.; AL SAADI, M.; AL NAIB, B. A. Mosquito

larvicidal and ovipositional activity of Callistemon lanceolatus and Descurainia

sophia extracts. Int J Crude Drug Res 28:77-80, 1990.

MONNERAT, R.; SILVA, S. F.; DIAS, D. S.; MARTINS, E. S.; PRAÇA, L. B.;

JONES, G. W.; SOARES, C. M.; DIAS, J. M. C.; BERRY, C. Screemimg of Brazilian

Bacillus sphaericus strains for high toxicity against Culex quinquefasciatus and

Aedes aegypti. Journal of Applied Entomology. 2004;128(7): 469-473.

MONTI, H.; TILIACOS, N.; FAURE, R. Two diterpenoids from cobaiba oil.

Phytochemistry 42: 1653-1656, 1996.

37

MONZON, R. B.; ALVIOR, J. P.; LUCZON, L. L.; MORALES, A. S.; MUTUC, F. E.

Larvicidal potential of five Philippine plants against Aedes aegypti (Linnaeus) and

Culex quinquefasciatus (Say). Southeast Asian J Trop Med Public Health. 1994; 25:

755-759.

MOREIRA, J. A. N.; SILVA, O. R. R. F.; NETO, M. A. S.; BELTRÃO, N. E. M.;

VALE, L. V.; SANTOS, R. F. Declínio do sisal e medidas para soerguimento no

Nordeste Brasileiro. Campina Grande: Embrapa Algodão, n 45, 19 pp. 1996.

MOSSINI, S. A. G.; KEMMELMEIER, C. A árvore Nim (Azadirachta indica A.

Juss): Múltiplos Usos. Acta Farm Bonaerense 24(1): 139-148, 2005.

NAKANISHI, K. Insect antifeedants from plants. “In”: Locke M, Smith DS. Insect

Biology in the Future. 1°ed. New York: Academic press. 1980;603-612.

NELSON, M. J. Aedes aegypti: Biologia y ecologia. 1°ed. Washington DC:

Organização Panamericana de la salud. 1986.

NEVES, E. J. M. Importância dos fatores edafo climáticos para o uso do nim

(Azadirachta indica A. Juss) em programas florestais e agroflorestais nas diferentes

regiões do Brasil. Colombo: Embrapa Florestas. Boletim de Pesquisa Florestal, 49:99-

107, 2004.

OHSAKI, A.; YAN, L. T. ITO, S.; EDATSUGI, H. IWATA, D.; KOMOTA, Y. The

isolation and in vivo potent antitumour activity of elerodane diterpenoid from the

38

oleoresin of the Brazilian medicinal plant, Copaifera langsdorffii Desfon. Bioorg

Med Chem Lett 4: 2889-2892, 1998.

OLIVEIRA, F. A. M.; MELO, M. T. V.; SILVA, E. L.; SANTOS, C. E.; COSTA, E.

G.; YASUDA, J. A. Juvenile Hormone analogue against Culex quinquefasciatus and

Aedes aegypti. In Abstract of 1st International Congress of Parasitology and Tropical

Medicine, Kuala Lumpur, Malásia 1994.

OLIVEIRA, F. A. M.; COSTA, E. G.; MELO, M. T. V.; SANTOS, C. E. Activity and

persistentence of Bacillus thurigiensis Pyproxifen and temefós against Culex

quinquefasciatus and Aedes aegypti larvae.

PARK, I. K.; LEE, S. G.; SHIN, S. C.; PARK, J. D.; AHN, Y. J. Larvicidal Activity os

Isobutylamides Identified in Piper nigrum Fruits against Three Mosquito Species. J

Agric Chem 50(7): 1866-1870, 2002.

PESSOA, S. B.; MARTINS, A. V. Parasitologia Médica. 10ª ed. Rio de Janeiro:

Guanabara Koogan 1977.

PHILLIPSON, G. W.; ANDERSON, A. C. Journal Ethnopharmacolology. 1998;25:

61.

PICHRSKY, E.; GERSHENZON, J. The formation and function of plant volatiles:

perfumes for pollinator attraction and defense. Current Opinion Plant Biology.

2002;5:237-243.

39

PRABAKAR, K.; JEBANENSAN, A. Larvicidal efficacy of some Cucurbitacious

plant leaf extracts against Culex quinquefasciatus (Say). Bioresource Technology 95:

113-114, 2004.

PROPHIRO, J. S.; ROSSI, J. C. N.; KANIS, L. A.; SANTOS, T. G.; SILVA, O. S.

Estudo Comparativo do efeito larvicida de extratos de frutos verdes e maduros de

Melia Azedarach L. (Sapindales: Meliaceae) em Aedes aegypti. (Diptera: Culicidae).

Bioassay 3:2, 1995.

PUSHPALATHA, E.; MUTHUKRISHNAN, J. Larvicidal activity of a new plant

extracts against Culex quinquefasciatus and Anopheles stephensi. Ind J Malar 32:14-

23, 1995.

R CORE TEAM. 2013. R: A language and environment for statitical computing. R

foundation for Statstical Computing, Vienna, Austria. URL http/;\\WWW.R-

project.org/.

RADCLIFFE-SMITH, A. Genera Euphorbiacearum. Royal Botanic Gardens, Kew,

UK. Revista da Sociedade Brasileira de Medicina Tropical. 1996;29(Suppl 1):62.

RAHMAN, M. M.; HOSSAIN, M. I.; AMEEN, M. U.; RASHID, M. A. Evaluation of

oil, seed and seed cake extracts against Culex quinquefasciatus Say larvae of Dhaka

City. Bangladesh J Zool 29: 121-125, 2001.

40

RAHUMAN, A. A.; GEETHA, G.; VENKATESAN, P.; GEETHA, K. Larvicidal

activity of some Euphorbiaceae plant extracts against Aedes aegypti and Culex

quinquefasciatus (Diptera: Culicidae). Parasitol Res 103:133-139,2008.

RAHUMAN, A. A.; VENKATESSAN, P. Larvicidal efficacy of five cucurbitaceous

plant leaf extracts against mosquito species. Parasitol Res 103:133-139, 2008.

RANAWWERA, S. S. Mosquito larvicidal activity of some Sri Lankan plants. J

Natl Sci Counc Sri Lanka 24: 63-69, 1996.

REITZ, P. R. Euforbiáceas. In: REITZ, P.R. (Org.) Flora Ilustrada Catarinense. 1988

Itajaí: Herbário Barbosa Rodrigues.

RICE el. Allelopathy. 2°ed. New York: Academic Press; 1984.

ROBERTS, W. K.; SELITRENNIKOFF, C. P. Isolation and partial characterization

of two antifugal proteins from barley. Biochim. Biophys. Acta 880: 160-170; 1986.

ROSSI, J. C. N.; PROPHIRO, J. S.; MENDES, A. M.; KANIS, L. A.; SILVA, O. S.

Efeito larvicida de extratos etanólicos de folhas secas e frutos maduros de Melia

azedarach (Meliaceae) sobre Aedes albopictus. Lat Am J Pharm 26 (5): 737-740,

2007.

ROTH, G. N.; CHANDRA, A.; NAIR, M. G. Novel bioactivities of Curcuma longa

constituents. J Nat Prod 61: 542-545, 1998.

41

ROTHER, D. C. et al. Suscetibilidade de operárias e larvas de abelhas sociais em

relação a ricinina.Iheringia, Serie Zoologia,vol.99,n° 1,Porto Alegre,Março,2009.

SAKTHIVADIVEL, M.; DANIEL, T. Evaluation of certain insecticidal plants for

the control of vector mosquitoes viz. Culex quinquefasciatus, Anopheles stephensi

and Aedes aegypti. Appl. Entomol Zool 43 (1): 57-63, 2008.

SALLES, L. A.; REACH, N. L. Efeito de extratos de nim (Azadiractha indica) e

cinamomo (Melia azedarach) sobre Anastrepha fraterculus (Wied). (Diptera:

Tephiritidae). Rev Bras Agroc 5(3): 225-227, 1999.

SANTIAGO, G. P. et al. Efeitos de extratos de plantas na biologia de Spodoptera

frugiperda (Lepidoptera:Noctuidae) mantida em dieta artificial. Cienc. Agrotec.

vol.32, n.3, p.792-796, 2008.

SANTOS, K. M. P. Identificação química de flavonoides, taninos e verificação da

presença de saponinas nas folhas de mamona branca ( Ricinus Communis L.). TCC;

Farmácia/FMU. 2007.

SANTOS, M. R. A.; INNECCO, R. Adubação orgânica e altura do corte de erva-

cidreira brasileira. Hortc Bras 22(2): 182-185, 2004.

SCHANUTTERER, H. Properties and potencial of pesticides from the neem tree.

Ann Review Entom 35:271-297, 1990.

42

SCHWASTZ, A. M.; PASKEWITZ, S. M.; ORTH, A. P.; TESCH, M. J.; TOONG, Y.

C.; GOODMAN, W. G. The effects of Cyperus iria on Aedes aegypti. J Am Mosq

Contr Assoc 14: 78-82, 1998.

SHAALAN, E. A.; CANYON, D.; YOUNES, M. W. F.; ABDEL, W. H.; MANSOUR,

A. H. A review of botanical phytochemical with mosquitocidal potential. Envir Inter

31: 1149-1166, 2005.

SHARMA, S. K.; DUA, V. K.; SHARMA, V. P. Field study on the mosquito

repellent action of neem oil Southeast Asian. Acta Tropica 72: 39-52, 1999.

SILVA, I. G.; SILVA, H. H. G.; GUIMARÃES, V. P.; LIMA, C. G.; PEREIRA, A. L.;

FILHO, E. R.; ROCHA,C. Prospecção da atividade insetida de plantas do cerrado,

visando ao combate do Aedes aegypti. Inf Epidemiol Sus 10(1): 51-52, 2001.

SILVA, I. G.; ZANON, V. O. M.; SILVA, H. H. G. Larvicidal activity of Copaifera

reticulata ducke oil resin against Culex quinquefasciatus Say. (Diptera: Culicidae).

Neotrop Entomol 32(4): 729-732, 2003.

SILVA, H. H. G.; GERIS, R.; RODRIGUES FILHO, E.; ROCHA, C.; SILVA I. G.

Larvicidal activity of oil resin fractions from the Brazilian medicinal plant

Copaifera reticulata Ducke (leguminisae, Caesalpinoidea) against Aedes aegypti.

Rev Soc Bras Med Trop 40: 264-267.

43

SILVA, S. S.; ARIANO, Z. F.; SCOPEL, I. A dengue no Brasil e as políticas de

combate ao Aedes aegypti: da tentativa de erradicação às políticas de controle

HYGEIA. Revista Brasileira de geografia Médica e da Saúde. 2008;3(6):163-176.

SIMÕES, C. M. O.; SCHENKEL, E. P. A pesquisa e a produção brasileira de

medicamentos a partir de plantas medicinais: a necessária interação da indústria

com a academia. Rev. Bras. Farmacogn 12 (1):35-40, 2002.

SISMEIRO, M. N. S.; SANTOS, L. A. O.; SANTOS, M. C. MIHSFELDT, L. H.

Atividade de extratos de Ricinus communis L. na biologia de Spodoptera frugiperda

(J.E.SMITH,1797) (LEPIDOPTERA:NOTUIDAE).In:CONGRESSO BRASILEIRO

DE eNTOMOLOGIA,XXIII.Anais,Natal-RN,2010.

SOUZA, V. C.; LORENZI, H. 2005. Botânica Sistemática. Instituto Plantarum. São

Paulo, SP.

SOUZA, V. C.; LORENZI, H. Botânica Sistemática: Guia ilustrado para

identificação das famílias de Angiospermas da flora brasileira, baseado em APG

II. 2ªed. Nova Odessa: Instituto Plantarum de Estudos da Flora,2008; 640p.

SUPAVAN, P.; KNAPP, R. W.; SIGAFUS, R. Biologically active plant extracts of

control of mosquito larvae. Mosq news 34:398-402, 1974.

SWAIN, T. Biochemical evolution in plants. “In”: Florkin M and Stortz EH.

Comprehensive Biochemistry. Amsterdam: Elsevier 1974;125-302.

44

SWAIN, T. Secondary compounds as protective agents. Annual Review of Plant

Physiology. 1977;28:479-501.

TSAU, R.; CUATS, J. R. Starting from nature to make better insecticides.

Chemtech. 1995;25:23-38.

VALLADARES, G.; DEFAGO, M. T.; PALACIOS, S.; CARPINELLA, M. C.

Laboratory evaluation of Melia azedarach (Meliaceae) extracts against the Elm

Leaf Beetle (Coleoptera: Chysomelidae). J Econ Entomol 90(3): 747-750, 1997.

VERMA, H. K.; BHATIA, R. Y. P.; PRABHAKAR, M.; RAO, T. S. Forensic studies

of poisonous and medicinal plats. II Abrus precatorius. L. (Fabaceae). From Forense

1:363-371, 1989.

VIEGAS, J. C. Terpenses with insecticidal activity: an alternative to chemical

control of insects. Quim Nova 26: 390-400, 2003.

VOGEL, H.; SILVA, M. L.; RAZMILIC, I. Seasonal fluctuation of essential oil

content in lemon verbena (Aloysia triphylla (L`Herit.) Britton). Acta Horticulturae

500: 75-79, 1999.

WEI, K.; LI, W.; KOIKE, K.; CHEN, Y.; NIKAIDO, T. Nigramid ALS, dimetric

amide alkaloids from the roots of Piper nigrum. J Org Chem 70(4): 1164=1176,

2005.

45

WHITTAKER, R. H.; FEENY, P. Allelochemical: Chemical interactions between

species. Scienece. 1971;171:757-770.

W. WEIBULL: A statistical distribution function of wide applicability, J. Appl.

Mech. 18, 293–296 (1951)

ZHOU, X.; LI, X. D.; YUAN, J. Z.; TANG, Z. H.; LIU, W. Y. Toxicity of

cinnamomim-a new type II ribosomei inactivating protein to bollworm and

mosquito. Insect Biochem. M

46

8- ANEXO I

Tabela de atividades inseticida de algumas plantas em culicíneos. (*) Plantas da família

Euphorbiaciae.

Planta Principio ativos

/ Extratos

Culicíneos Referências

Abrus precatorius Rotenóides A. Aegypti /C.

quinquefasciatus

Shaalan e outros.

2005

Abuta grandifolia β-asarone A. Aegypti Côrreia, 1984.

Abutilon indicum β-stosterol A. aegypti / C.

quinquefasciatus

Shaalan e outros.

2005/Sakthivadivel,

2008

Acacia

leucophloea

Flavonóides A. aegypti / C.

quinquefasciatus

Shaalan e outros.

2005

Acacia nilótica Flavonóides A. aegypti / C.

quinquefasciatus

Shaalan e outros.

2005

*Acalypha indica Extrato etanólico A. aegypti / C.

quinquefasciatus

Shaalan e outros.

2005

Acorus calamus Extrato etanólico e

metanólico

A. aegypti / C.

quinquefasciatus /A.

albopictus

Salles, 1999/ Rossi e

outros, 2007

Agave americana Saponinas

esteroidais

A. fluviatilis / A.

aegypti /C.

quinquefasciatus

Delduque, 1999/

Eiras,

2005/Cutkomp,1986

Agave americana

marginata

Saponinas

esteroidais

A. aegypti / C.

quinquefasciatus

Delduque,1999

Agave arrovirence Saponinas

esteroidais

A. aegypti / C.

quinquefasciatus

Delduque,1999

Agave sisalana Saponinas

esteroidais

A. aegypti / C.

quinquefasciatus

Rahman e outros,

2001

47


/ Extratos


Amyris

balsamifera

Óleo essencial A. aegypti / C.

quinquefasciatus

Amer, 2006-2006b

Albizzia lebbeck Extrato etanólico A. aegypti Rossi e outros, 2007.

Allium sativum Extrato metanólico

e frações do óleo

essencial

C. peus / C. tarsalis

/ A.aegypti / A.

triseriatus / C.

pipiens

Amonkar, 1970/ Wei

e outros, 2005

Allium

schoenoprasum

Extrato metanólico A. aegypti Viegas, 2003.

Anacardium

occidentalis

óleo essencial,

extrato etanólico

A. aegypti / C.

quinquefasciatus

Mohsen e outros,

1990

Andrographis

paniculata

extrato etanólico A. aegypti / C.

quinquefasciatus

Shaalan e outros,

2005

Anethum

graveolens

óleo essencial A. aegypti / C.

quinquefasciatus

Amer, 2006-2006b

Angelico glauca Óleo comercial A. aegypti / C.

fatigans

Silva e outros, 2001

Annona squamosa Alcalóides A. aegypti / C.

quinquefasciatus

Mossini, 2005/

Guarin e outros,

2000/ Shaalan e

outros,2005

Anthemis nobilis Óleo essencial C. pipiens / A.

aegypti / C.

quinquefasciatus

Verma, 1989/Amer,

2006-2006b

Argemone

mexicana

Benzenos A. aegypti / C.

quinquefasciatus

Shaalan e outros.

2005/Leite, 1993

Aristolochia

bracteate

Extrato etanólico A. aegypti / C.

quinquefasciatus

Rahuman e outros,

2008/ Shaalan e

outros. 2005/

Artimesia nilgirica Extrato etanólico A. aegypti / C.

quinquefasciatus

Shaalan e outros.

2005/

48


/ Extratos


Barbarea vulgaris Extrato metanólico A. aegypti Viegas,2003

Benincasa cerifera Extrato etanólico C.quinquefasciatus Rahuman e outros,

2008

Boswellia carteri Óleo essencial A. aegypti / C.

quinquefasciatus

Amer, 2006-2006b

Brasica nigra Extrato metanólico A. aegypti Viegas, 2003

Bryonopsis

laciniosa

Goniothalamina C.quinquenfasciatus Kamaraj, 2008

Calotropis

gigantea

Extrato etanólico e

acetanólico

C. quinquefasciatus Park e outros, 2002

Carapa guianensis Óleo essencial A. aegypti Mohsen e

outros,1990

Carica papaya Extrato etanólico A. aegypti / C.

quinquefasciatus

Shaalan e outros

2005

Cascabela thevetia Extrato etanólico A. aegypti / C.

quinquefasciatus

Shaalan e outros

2005

Cassia obtusifolia Extrato metanólico A. aegypti / C.

pipiens pallens

Joly, 1985

Cassia holosericea Extrato etanólico A. aegypti Rossi e outros, 2007

Cassia siamea Extrato etanólico A. aegypti / C.

quinquefasciatus

Shaalan e outros

2005

Cassia tora Extrato metanólico A. aegypti / C.

pipiens pallens

Joly, 1985

Callistemon

lanceolatus

Extrato etanólico C. quinquefasciatus Moreira e outros,

1996.

Callistris

glaucophylla

Vapor destilado C. annulirostris / A.

aegypti

Silva e outros, 2007.

Calophyllum

inophyllum

Extrato etil-

acetanólico

A. aegypti / C.

quinquefasciatus

Ranaweera, 1996/

Rahuman e outros,

49

2008


/ Extratos


Caulerpa

scalpelliformis

Extrato acetonólico A. aegypti Vogel, 1999.

Chamaemelum

nobile


quinquefasciatus

Amer, 2006-2006b

Chloroxylon

swietenia


quinquefasciatus

Shaalan e outros

2005

Cinnamomum

camphora


quinquefasciatus

Amer, 2006-2006b

Ciannamomum

zeylanicum


quinquefasciatus

Amer, 2006-2006b

Citrus limon Óleo essencial A. aegypti / C.

quinquefasciatus /

C. pipiens

Wei, 2005/ Amer,

2006-2006b

Citrullus

colocynthis


quinquefasciatus

Shaalan e outros

2005

Citrullus vulgaris Extrato etanólico C. quinquefasciatus Rahuman, 2008

Citrus reticulate Obacounone,

nomilin, limonin

C. quinquefasciatus Kabir, 2003

Cleome gynandra Extrato etanólico A. aegypti / C.

quinquefasciatus

Shaalan e outros

2005

Cleome viscosa Extrato etanólico C.quinquefasciatus Khanna, 1989

Clerodendrom

inerme

Epicaryoptin C. quinquefasciatus Prophiro e outros,

2008

*Codiaeum

variegatum

Extrato aguoso A. aegypti / C.

quinquefasciatus

Mossini, 2005

Coldenia

procumbens


quinquefasciatus

Shaalan e outros

2005

Copaifera

langsdorffii

diterpenos,

sesquitepernos e

monoterpenos

A. aegypti / C.

quinquefasciatus

Valladares,

1997/Mohsen e

outros, 1990

Conium

maculatum

Extrato metanólico A. aegypti Viegas, 2003

Curcuma longa Extrato metanólico

/ curcumin

A. aegypti Schwartz e outros,

1998

Cymbopogon

citratus


quinquefasciatus

Amer, 2006

Cymbopogon

Winterianus


quinquefasciatus

Mohsen e

outros,1990/Amer,

2006-2006b

Cyperus iria Extrato etanólico A. aegypti Sharma, 1999

Dalbergia horrida Extrato etanólico C. quinquefasciatus Shaalan e outros

2005

Datura metal Extrato etanólico A. aegypti / C.

quinquefasciatus

Shaalan e outros

2005

Daucus carota Extrato acetanólico,

etanólico,

C. fatigans / A.

aegypti

Silva e outros,2001/

Simões, 2002

50

hexanólico e

metanólico


/ Extratos


Dictyota

dichotoma

Extrato metanólico

e acetanólico

A. aegypti Vogel, 1999

Diplocyclas

palmatus


quinquefasciatus

Shaalan e outros

2005

Dirca palustris Ácido oleico e

linoléico

A. aegypti Santos, 2004

Eucalyptus

citriodora


quinquefasciatus

Amer, 2006-2006b

Eucalyptus dives Óleo essencial A. aegypti / C.

quinquefasciatus

Amer, 2006-2006b

Eucalyptus radiata Óleo essencial A. aegypti / C.

quinquefasciatus

Amer, 2006-2006b

Ervatamia

coronaria

Extrato etanólico A.aegypti / C.

pipiens

Moreira e

outros,1996/ Rossi e

outros, 2007

Erythraea

roxburghii

Extrato etanólico A. aegypti Rossi e outros, 2007

*Euphophorbia

pulcherrima

Extrato etanólico A. aegypti Rossi e outros, 2007

Ferula galbaniflua Óleo essencial A. aegypti / C.

quinquefasciatus

Amer, 2006-2006b

Galinsoga

quadriradiata


quinquefasciatus

Shaalan e outros,

2005

Glycina max Óleo essencial A. aegypti / C.

quinquefasciatus

Amer, 2006

Glycina soja Óleo essencial A. aegypti / C.

quinquefasciatus

Amer, 2006-2006b

Gnidia glauca Extrato etanólico A. aegypti / C.

quinquefasciatus

Shaalan e outros,

2005

Haplophyllum

tuberculatum


quinquefasciatus

Monzon e outros,

2004/Monti, 1996

Helichrysum

italicum


quinquefasciatus

Amer, 2006-2006b

Hyptis sauveoleus Extrato metanólico A. aegypti Viegas, 2003

Indoneesiella

echioides


quinquefasciatus

shaalan e outros,

2005

Indigofera

tinctoria


quinquefasciatus

Shaalan e outros,

2005

Jasminum

fructicans

Extrato etanólico C. ppiens Verma, 1989

Jasminum

grandiflorum


quinquefasciatus

Amer, 2006-2006b

*Jatropha curcus Extrato Etanólico A. aegypti / C.

quinquefasciatus

Leite, 1993/ Shaalan

e outros, 2005

Juniperus Óleo essencial A. aegypti / C. Amer, 2006-2006b

51

communis quinquefasciatus


/ Extratos


Kaempferia

galanga

p-

methoxycinnamato

A. aegypti / C.

quinquefasciatus/

A.togoi

Ahn e outros, 2008/

Choote e outros,

2006

Khaya

senegalensis

Extrato etanólico,

acetanólico,

hexanólico e

metanólico

C. annulirostris Simões, 2002

Languas galanga Extrato etanólico C.quinquefasciatus /

A.albopictus

Salles, 1999

Lansium

domesticum

Extrato aquoso A. aegypti / C.

quinquefasciatus

Mossini, 2001

Lavandula

angustifólia


quinquefasciatus

Amer, 2006-2006b

Lawsonia inermis Óleo essencial A. aegypti / C.

quinquefasciatus

Shaalan e outros,

2005

Leucas aspera Extrato etanólico A. aegypti / C.

quinquefasciatus

Shaalan e outros,

2005

Lippia citriodora Óleo essencial A. aegypti / C.

quinquefasciatus

Amer, 2006-2006b

Lithospermum

arvense

Extrato metanólico A.aegypti Verma e outros,

1989

litsea cubeba Óleo essencial A. aegypti / C.

quinquefasciatus

Amer, 2006-2006b

Luffa acutangula Extrato etanólico C.quinquefasciatus Rahuman e outros,

2008

Madhuca

longifolia


quinquefasciatus

Amer, 2006-2006b

Magonia

pubescentes

Tanino catéquico A.aegypti Arruda,

2003/Viegas, 2003

Melia azedarach Azaractina C.pipiens molestus/

A.aegypti/

A.albopictus

Al Sharook,

1991/Shanutterer,

1990/Rahuman,

2003

Melia volkensii Fração do extrato

hexanólico e

etilacetanólico

A.aegypti / C.

pipiens molestus

Ohsaki e outros,

1994/Al Sharook,

1991

Melaleuca

quinquenervia


quinquefasciatus

Amer, 2006-2006b

Melaleuca

leucadendron


quinquefasciatus

Amer 2006-2006b

Mentha piperita Óleo essencial A. aegypti / C.

quinquefasciatus

Amer 2006-2006b

Mimusops elengi Extrato etanólico A. aegypti / C.

quinquefasciatus

Shaalan e outros,

2005

Minthostachys

setosa

Extrato

diclorometanólico

A.aegypti Côrrea, 1984

52


/ Extratos


Momordica

charantia


quinquefasciatus

Park e outros,

2002/Rahuman e

outros, 2008/Shaalan

e outros 2005

Momordica dioica Extrato etanólico A. aegypti / C.

quinquefasciatus

Shaalan e outros

2005

Myrtus communis Óleo essencial A. aegypti / C.

quinquefasciatus

Amer 2006-2006b

Nepeta cataria Óleo essencial A. aegypti / C.

quinquefasciatus

Amer, 2002006b

Nerium indicum Extrato etanólico C. pipiens fatigans Chavasse, 1997

Nerium oleander Extrato etanólico A. aegypti / C.

quinquefasciatus

Ranaweera,1996/

Shaalan e outros,

2005

Ocimum canum Extrato matanólico A. aegypti / C.

quinquefasciatus

Lacaille, 1996

Ocimum sanctum Extrato etanólico A. aegypti / C.

quinquefasciatus

Lacaille, 1996

Olea europaea Óleo essencial A. aegypti / C.

quinquefasciatus

Amer, 2006-2006b

Oligochaeta

ramose

Extrato acetanólico A.aegypti Sharma, 1999

Origanum

majorama

Extrato metanólico A.aegypti / C.

pipiens

Viegas, 2003/Vogel,

1999

Paepalanthus

speciosa

Extrato etanólico A.aegypti Valladares e outros,

1997/Shaalan e

outros 2005

Pavetta indica Extrato etanólico A. aegypti / C.

quinquefasciatus

Shaalan e outros

2005

Pavonia zeylonica Extrato etanólico A. aegypti / C.

quinquefasciatus

Shaalan e outros

2005

Pelargonium

graveolens


quinquefasciatus

Amer 2006-2006b

Pergularia daemia Extrato etanólico A. aegypti / C.

quinquefasciatus

Shaalan e outros

2005

*Phyllanthus

amarus


quinquefasciatus

Shaalan e outros

2005

Picea excelsa Óleo essencial A. aegypti / C.

quinquefasciatus

Amer, 2006-2006b

Piper longum Piperonaline C. pipiens pallens/

A.aegypti

Loureiro, 1979/

ciccia, 2000

Piper nigrum Pellitorine,

pipercide

C. pallens/

C.quinquefasciatus

A.aegypti / A.togoi

Chavan,

1983/Monti,

1996/Prabakar,

2004, Amer, 2006-

2006b

Piper ribesoides Piperonaline A.aegypti Ciccia, 200

53


/ Extratos


Pomgamia glabra Flavonóides A. aegypti / C.

quinquefasciatus

Seetharam e outros,

2002/ Shaalan e

outros, 2003/

Guarin, 2000

Prosophis juliflora Extrato etanólico A. aegypti / C.

quinquefasciatus

Shaalan e outros,

2005

Quassia amara Extrato etanólico C.quinquefasciatus Garcia, 1992

Rphanus sativus Extrato metanólico A.aegypti Viegas, 2003

Rhazya stricta Extrato etanólico e

metanólico

A.aegypti Rossi e outros, 2007

Rhinocanthus

nasutus


quinquefasciatus

Rahuman e outros,

2008/Neves, 2004

*Ricinus

communis

Extrato etanólico,

salina e acido

A. aegypti / C.

quinquefasciatus/

Musca doméstica

Shaalan e outros,

2005

Rosmarinus

officinalis


quinquefasciatus

Amer 2006-2006b

Rumex crispus Extrato metanólico A.aegypti Viegas, 2003

Ruta graveolens Extrato etanólico C. pipiens Monti, 1996

Salvia sclarea Óleo essencial A. aegypti / C.

quinquefasciatus

Amer, 2006-2006b

Samadera indica Etil acetanólico A. aegypti / C.

quinquefasciatus

Neves, 2004

Santalum album Óleo essencial A. aegypti / C.

quinquefasciatus

Amer, 2006-2006b

Solanum suratense Extrato etanólico A. aegypti / C.

quinquefasciatus

Neves, 2004

Solanum

trilobatum


quinquefasciatus

Shaalan e outros,

2005

Sassurea lappa Óleos comerciais A.aegypti / C.

fatigans


Sorghum bicolour Extrato etanólico C. pipiens Jang e outros, 2002

Sphaeranthus

indicus

Sesquiterpenos,

lactona

C.quinquefasciatus Silva, 2003

Tabernaemontana

divaricata


quinquefasciatus

Shaalan e outros,

2005

Tagetes minuta (5E)-ocimenone A. aegypti / C.

quinquefasciatus

Pushpalatha, 1995-

1999/Amer, 2006b

Tagetus erectes Extrato etanólico A. aegypti / C.

quinquefasciatus

Shaalan e outros,

2005

Tecoma stans Extrato etanólico A. aegypti / C.

quinquefasciatus

Shaalan e outros,

2005

Terminalia

chebula


quinquefasciatus

Shaalan e outros,

2005

Thlaspi arvense Extrato metanólico A.aegypti Viegas, 2003

Thymus capitatus Thymol C. pipiens Mohan, 1995

Thymus serpyllum Óleo essencial A. aegypti / C. Amer, 2006-2006b

54

quinquefasciatus


/ Extratos


Todallia asiatica Extrato etanólico A. aegypti / C.

quinquefasciatus

Shaalan e outros,

2005

Tridax procubens Extrato etanólico C.quinquefasciatus Shaalan e outros,

2005

Trichosantes

anguina

Extrato etanólico C. quinquefasciatus Rahuman e outros,

2008

Valeriana

Wallichii

Extrato etanólico A.aegypti /

C.fatigans


Vetiveria

zizanioides

Extrato etanólico C. pipiens Verma, 1989

Vicia tetrasperma Extrato metanólico C. pipiens pallens /

A.aegypti

Joly, 1985

Vitex negundo Extrato metanólico C. quinquefacsiatus Khanna, 1989/

Ranaweera, 1996

Withania

somnifera

Extrato etanólico A.aegypti / C.

quinquefasciatus

Shaalan e outros,

2005, Leite, 1993

Wrightia tinctoria Extrato etanólico A.aegypti /

C.quinquefasciatus

Shaalan e outros,

2005

Viola odorata Óleo essencial A. aegypti / C.

quinquefasciatus

Amer, 2006-2006b

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