UNIVERSIDADE FEDERAL RURAL DE PERNAMBUCO

PROGRAMA DE PÓS-GRADUAÇÃO EM CIÊNCIA DO SOLO

FUNDAÇÃO DE ESTUDOS AGRÁRIOS LUIZ DE QUEIROZ – FEALQ

RELATÓRIO PARCIAL

BACTÉRIAS DIAZOTRÓFICAS NO MANEJO DA CANA-DE-AÇÚCAR:

ALTERNATIVA PARA REDUÇÃO DA ADUBAÇÃO NITROGENADA

PERÍODO: 01/11/2019 – 01/04/2020

Coordenador: Prof. Dr. Emídio Cantídio Almeida de Oliveira

Recife, Pernambuco

Abril de 2020

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SUMÁRIO

1. IDENTIFICAÇÃO DA PROPOSTA............................................................................... 3

2. INTRODUÇÃO ................................................................................................................ 4

3. METODOLOGIA ............................................................................................................ 6

3.1. MONTAGEM DO EXPERIMENTO E DELINEAMENTO ...................................... 6

3.2. PRODUÇÃO E APLICAÇÃO DO INOCULANTE EM CANA SOCA ..................... 9

3.3. CULTIVO DE PLANTAS REFERÊNCIA ..................................................................11

3.4. COLETA E ANÁLISE DOS DADOS......................................................................... 12

3.4.1. Coleta e análise dos dados morfológicos .................................................................. 12

3.4.2 Análise nutricional ...................................................................................................... 14

5.3.2. Determinação da Fixação Biológica de Nitrogênio (FBN) ........................................15

5.3.3. Atividade da enzima Redutase do Nitrato ..................................................................15

3.4.5. Coleta de material e extração de proteínas na cana-de-açúcar ................................16

3.4.6 Biomassa radicular ....................................................................................................... 17

3.5. ANÁLISE ESTATÍSTICA......... ................................................................................. 17

4. RESULTADOS PARCIAIS ........................................................................................... 18

5. CONCLUSÕES ................................................................................................................. 21

6. DESCRIÇÃO DAS DIFICULDADES E MEDIDAS CORRETIVAS ......................... 21

7. DETALHAMENTO DO USO DOS RECURSOS........................................................... 22

REFERÊNCIAS .....................................................................................................................22

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1. IDENTIFICAÇÃO DA PROPOSTA

- Projeto Agrisus N°: 2858/19

- Título da Pesquisa: Bactérias diazotróficas no manejo da cana-de-açúcar

- Interessado (Coordenador do Projeto): Emídio Cantídio Almeida de Oliveira

Professor Adjunto IV e Docente Permanente do Programa de Pós-graduação em Ciência do Solo da

UFRPE. Doutor em Ciências - Agronomia (Solos e Nutrição de Plantas) pela Escola Superior de

Agricultura Luiz de Queiroz-ESALQ/USP (2011). Mestre em Agronomia (Ciência do Solo) pela

Universidade Federal Rural de Pernambuco. Engenheiro Agrônomo pela Universidade Federal

Rural de Pernambuco.

Telefone: (81) 3320.6221; (81) 995196092

Endereço eletrônico: emidio.oliveira@ufrpe.br

- Instituição: Universidade Federal Rural de Pernambuco – UFRPE

Programa de Pós-graduação em Ciência do Solo

Endereço: Rua Dom Manoel de Medeiros, s/n, Dois Irmãos, Recife – PE, CEP: 52171-900.

Responsável pela instituição: Prof. Dra. Maria José de Sena

Telefone: 3320-6200

Endereço eletrônico: reitor@reitoria.ufrpe.br

- Local da Pesquisa: Miriri Alimentos e Bioenergia

CNPJ: 09.090.259/0001-45

Faz Miriri, S/N, Zona Rural, Santa Rita, PB.

Fone: (83) 2106-2764

- Valor financiado pela Fundação Agrisus: R$ 25.250,00

- Vigência do Projeto: 15/10/2019 à 01/04/2021

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2. INTRODUÇÃO

A cana-de-açúcar ocupa o primeiro lugar entre as comodities mais produzidas do Brasil, e é

o recurso renovável de maior representatividade na matriz energética nacional. A demanda mundial

por biocombustíveis na década de 70, impulsionou o desenvolvimento econômico e tecnológico da

cultura no Brasil. Atualmente o país é o segundo maior produtor de etanol de cana-de-açúcar do

mundo. Por meio do Renovabio, o governo brasileiro estimula o setor sucroenergético com o

objetivo de reduzir as emissões de CO2 no país.

Diante da demanda por fontes energéticas menos poluentes que o petróleo e sistema de

produção sustentável, a cana-de-açúcar tem vantagem competitiva, pelo balanço energético alto. O

metabolismo C4 da cultura promove maior conversão do CO2 e de insumos (como água e

nutrientes) em biomassa, superando o rendimento em biocombustível de culturas como milho e

trigo. A utilização dos subprodutos agrícolas e industriais na própria cadeia produtiva e na produção

de outros produtos (como celulose e plástico), reduz a geração de resíduos e o impacto ambiental da

cultura. Além das questões agrícola e ambiental, a produção de cana-de-açúcar gera empregos e

renda em escala local e regional, em vários setores econômicos.

A produção de biomassa na cana-de-açúcar tem alta correlação com a nutrição nitrogenada.

Nos solos tropicais, esse nutriente é limitante, e o fornecimento de nitrogênio (N) é feito via

fertilizante. Esse nutriente passa por várias transformações no solo que resultam em perdas no

sistema, de forma que parte do fertilizante aplicado não é aproveitado pelas plantas. As perdas

podem provocar eutrofização e emissão de gases de efeito estufa. No ciclo de cana planta, as perdas

podem ser superiores a 70%, comprometendo o balanço energético da cultura, e gerando prejuízos

financeiros e ambientais. Formas de aumentar o aproveitamento do fertilizante nitrogenado no

primeiro ciclo da cultura são necessárias para um sistema de produção sustentável, com menor

impacto ambiental e financeiro.

A FBN na cana-de-açúcar é uma alternativa sustentável para o manejo do N na cultura, que

possibilita a redução do consumo do fertilizante nitrogenado por meio da contribuição do ar para a

nutrição nitrogenada da planta. Em solos com baixo teor de matéria orgânica, a deficiência de N

cria condição favorável à FBN, e esse mecanismo pode ser manipulado para aumentar sua

contribuição para o desenvolvimento da planta.

A comunidade microbiana fixadora (diazotrófica) pode realizar outros mecanismos

promotores do crescimento de plantas, como a produção de hormônios vegetais e solubilização de

nutrientes no solo. Maior crescimento radicular é verificado em plantas inoculadas, o que aumenta o

5

aproveitamento dos nutrientes do solo. A ação conjunta desses mecanismos promove o

desenvolvimento das plantas, mas podem ser limitados por fatores ambientais bióticos e abióticos,

como temperatura, umidade, disponibilidade de nutrientes e variedade utilizada. O manejo de

diazotróficos deve considerar tais fatores, selecionando micro-organismos eficientes, variedades

que respondam à inoculação, e condição ambiental favorável aos mecanismos de interesse.

O molibdênio (Mo) é um nutriente limitante para a FBN, e a adubação molíbdica aumenta a

eficiência da FBN. Esse micronutriente é requerido pelos diazotróficos para ativar a enzima

nitrogenase, responsável por reduzir o N2 em NH3. O Mo também está presente na síntese do

fitohormônio auxina nesses micro-organismos, promovendo o crescimento das raízes e parte aérea

das plantas. Nas plantas, o Mo atua no metabolismo do nitrato, aumentando o aproveitamento no

nitrogênio do solo. Dessa forma, por meio do Mo, há maior disponibilização e aproveitamento de N

pelas plantas.

A necessidade de N no meio é condição necessária para ocorrência da FBN, no entanto, a

adição de N em quantidades que não suprem a necessidade das plantas possibilita que a fixação

ocorra, e favorece a comunidade microbiana rizosférica associada às plantas. Na presença de N, os

micro-organismos aumentam a atividade metabólica, aumentando também a população e a

realização dos mecanismos benéficos às plantas. Assim, o fornecimento de N pode potencializar

ação das bactérias promotoras do crescimento de plantas (BPCP).

Na cana soca as fontes secundárias de N oriunda do solo e da atmosfera (N da matéria

orgânica mineralizado após o preparo do solo e N da fixação biológica por bactérias diazotróficas),

disponibilizam menos N para a planta, que promove maior resposta ao fornecimento de N pela

adubação mineral (VITTI et al., 2008; URQUIAGA et al., 2012). Franco et al. (2011) verificaram

que o aproveitamento do N-fertilizante pela cana soca foi superior a 70 % nas fases iniciais de

desenvolvimento e de 30% no final do ciclo. Deste modo, alternativas para melhorar a eficiência da

adubação nitrogenada neste ciclo de crescimento ou inovações tecnológicas no campo que

possibilitem reduzir a N-fertilizante e manter a produtividade devem ser pesquisadas e aplicadas ao

sistema de produção atual da cana-de-açúcar.

Nesse sentido, a inoculação de BPCP combinada com adição de molibdênio e dose baixa de

nitrogênio pode promover a FBN e a ocorrência de outros mecanismos promotores de crescimento

de plantas. A interação desses fatores pode potencializar a promoção do crescimento da cana-de-

açúcar, durante o segundo ciclo, aumentando o aproveitamento do fertilizante, o desenvolvimento e

produtividade da cultura. Diante do exposto o presente trabalho tem o objetivo de analisar no

segundo ciclo de duas variedades de cana-de-açúcar, a FBN e demais mecanismos envolvidos na

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promoção de crescimento vegetal em plantas inoculadas com BPCP e adubadas com N e Mo em

condições de campo.

3. MATERIAIS E MÉTODOS

3.1. MONTAGEM DO EXPERIMENTO E DELINEAMENTO

O experimento está sendo conduzido em condições de campo, na área agrícola da Miriri

Alimentos e Bioenergia, no município de Rio Tinto, no Estado da Paraíba, com localização

geográfica 6º49’58,8” S e 34º57’24” W (Figura 1). O município está localizado mesorregião Zona

da Mata Paraibana, e microrregião Litoral Norte (AESA, 2020). Segundo a classificação de

Koppen, a região está inserida na zona climática As, com chuvas de inverno. A precipitação e

temperatura anual média são de 1.500 mm e 26ºC, respectivamente (ALVARES et al., 2013).

Figura 1: Localização geográfica da área experimental. Fonte: Adaptado de

IBGE (2020).

Os tratamentos consistiram de doses de nitrogênio (0 e 80 kg ha-1

), doses de molibdênio (0 e

200 g ha-1

), inoculação bacteriana (com e sem) e uma parcela adicional com adubação total de

nitrogênio (150 kg ha-1

), utilizada como controle na análise do potencial produtivo da cana soca e

para ser utilizada como planta referência (FORTES et al., 2013). Os tratamentos foram distribuídos

no arranjo fatorial triplo (2 x 2 x 2) + 1, com quatro repetições, perfazendo 36 parcelas

experimentais, distribuídos no delineamento experimental em blocos casualizados (Figura 2).

7

Os tratamentos foram aplicados na primeira rebrota (primeira soca) das variedades de cana-

de-açúcar RB867515 e RB92579 em continuação do experimento realizado no ciclo de cana planta,

no qual os tratamentos aplicados foram adubação nitrogenada (0 e 80 kg ha-1

), adubação molíbdica

(0 e 200 mg ha-1

) e inoculação bacteriana (com e sem). Como fonte dos tratamentos foi utilizada

solução de N e Mo aplicada sobre a linha de cultivo da cana soca 20 e 60 dias após a colheita

(DAC).

A variedade RB867515 foi escolhida por ser a mais utilizada no sistema de cultivo agrícola

em cana do Brasil e apresentar resultados positivos a FBN (RIDESA, 2018; SCHULTZ et al, 2016).

A RB92579 foi escolhida devido ser a variedade mais utilizada nos canaviais na região Nordeste

(RIDESA, 2010) e apresentar potencial significativo a FBN (SANTOS et al., 1019b).

Figura 2: Croqui da área experimental ilustrando o delineamento experimental e distribuição das

variedades RB867515 (amarelo) e RB92579 (azul), e plantas referência sem (cinza) e com

(preto) adubação nitrogenada.

Cada parcela possui 10 sulcos com 6 metros de comprimento, espaçados em 0,8 x 1,6 m,

perfazendo 72 m2 por parcela (Figura 3). Os quatro sulcos laterais são considerados bordaduras e

seis sulcos compõem a área útil, descartando-se 1 m do final e do início da linha, totalizando 28,8

m2 de área útil. Desta área são destinados dois sulcos para amostragem destrutiva e quatro sulcos

para amostragens não destrutivas.

8

Será contabilizada a precipitação pluviométrica durante o período estudado. Após a colheita

da cana planta foi realizada coleta de solos nas profundidades 0,0 - 0,20 e 0,20 – 0,40 m para

análise dos atributos físicos e químicos.

Figura 3: Croqui da parcela experimental com 5 sulcos duplos.

A adubação da cana soca foi realizada em duas fases de forma manual sobre a palhada ao

lado de cada linha de cultivo sem incorporação, inclusive a aplicação dos tratamentos nitrogenados

e molíbdicos (Figura 4). A aplicação de fósforo (100 %) e potássio (1/3), e os tratamentos

nitrogenados (1/3) e molíbdicos (100%) foram aplicados aos 20 DAC, junto à inoculação

bacteriana. Na segunda adubação foi realizada os tratamentos nitrogenados e potássio (2/3),

micronutrientes (manganês, cobre, zinco e boro), juntamente a reinoculação bacteriana aos 60 DAC

(OLIVEIRA, et al., 2013).

No adubação foram aplicados 50 e 150 kg ha-1

de P2O5 e K2O, respectivamente e os

micronutrientes (cobre, manganês, zinco e boro) para atender a produtividade de 100 TCH

(Tonelada de Colmo por Hectare) (OLIVEIRA et al., 2013). A fonte de N, K, P e Mo utilizada foi

uréia, cloreto de potássio, superfosfato triplo e molibdato de fósforo.

Parcela experimental

9

Figura 4: Aplicação de cloreto de potássio e superfosfato triplo (A) e solução de micronutrientes e

quando necessário com a adição dos tratamentos nitrogênio e molibdênio (B).

3.2. PRODUÇÃO E APLICAÇÃO DO INOCULANTE EM CANA SOCA

A bactéria diazotrófica utilizada na inoculação foi a Stenotrophomonas sp. (UAFG 869),

escolhida por apresentar resultados positivos na fixação biológica de nitrogênio e produção de

biomassa em comparação com as demais bactérias inoculadas, em estudos realizados por Lima et al.

(2018) e Silva (2016) na variedade RB 867515.

A bactéria Stenotrophomonas sp. foi adquirida da Unidade Acadêmica de Garanhuns

(UAG/UFRPE), proveniente da coleção de culturas bacterianas do Laboratório de Genética e

Biotecnologia Bacteriana. A bactéria foi repicada em placa de petri com meio Tryptone Soya Agar

10% (TSA), em seguida multiplicadas em meio líquido TSA em pH 7,3, mantida em agitação

constate com o intuito de atingir a concentração bacteriana 10-8

células mL-1

(ARAÚJO et al., 2010)

no período entre 16:00 e 18:00 horas (Figura 5A).

A B

10

Figura 5: Repicagem da bactéria Stenotrophomonas sp. (UAFG 869) da placa de Petri para o meio

líquido (A). Diluição da solução bacteriana em meio líquido e aplicação na cana soca (B).

A solução contendo o inoculante foi diluída em 100 L de água (1:100) e aplicado na

soqueira 20 e 60 dias após a colheita utilizando pulverizadores costais com jato direcionado a base

da soqueira (Figura 5B), aplicando de 10 a 15 mL m-1

do inoculante (SHULTS et al., 2012; 2016;

OLIVEIRA; SIMÕES 2016).

A1

B1 B2 B3

A2

11

3.3. CULTIVO DE PLANTAS REFERÊNCIA

As plantas utilizadas como referência foram sorgo IPA SF15 (Sorghum bicolor (L.)

Moench), girassol BRS 122 (Helianthus annuus L.) e algodão herbáceo criolo (Gossypium sp. L.),

adquiridas da coleção de sementes do Instituto Agronômico de Pernambuco – IPA. Tais plantas

foram escolhidas por apresentarem menor diluição isotópica em estudos anteriores (ANTUNES et

al., 2019; SILVA, 2016; SILVA, 2018). Aos 30 DAC da cana-de-açúcar, realizou-se o semeio em

linhas das espécies referências em parcelas localizada no final de cada bloco. Em cada parcela foi

delimitada uma área para as plantas utilizadas como referência (sorgo, girassol e algodão) (Figura

6).

Figura 6: Esboço da área experimental do plantio das espécies referências (sorgo, algodão e

girassol), para análise da fixação biológica de nitrogênio.

A adubação e quantidade de sementes por linha seguiu as recomendações do Manual de

Recomendação de Adubação para o Estado de Pernambuco (IPA, 2008), exceto para nitrogênio. A

dose aplicada de N foi à mesma fornecida à cana-de-açúcar (80 kg ha-1

), fracionando em aplicação

de plantio e cobertura, aos 30 DAP (Figura 7). Metade das plantas referência não receberam

12

nitrogênio, com o objetivo de fornecer as mesmas condições de disponibilidade de nitrogênio da

cana-de-açúcar sem adubação nutrigenada.

Figura 7: Adubação das espécies referências no plantio e em cobertura aos 30 dias após o plantio.

3.4. COLETA E ANÁLISE DOS DADOS

Para avaliação das variáveis biométricas, produção de biomassa, FBN, ARN e proteômica)

foram coletadas os tecidos da parte aérea aos 110 dias após a colheita da cana planta. O período foi

selecionado por ser identificado como o início do maior desenvolvimento da cana soca, conforme

regime hídrico do local de cultivo (SANTOS et al., 2019b). Estando o material coletado em

processamento para análise.

3.4.1. Coleta e análise dos dados

A determinação dos dados biométricos da cana-de-açúcar foi realizada em um ponto

aleatório na área de amostragem destrutiva, delimitando um metro que tiveram as plantas removidas

realizando o corte rente ao solo. Foram medidas: altura da planta (com trena, da base do colmo até a

inserção da folha +1), diâmetro do terço médio do colmo (utilizando paquímetro) e número de

perfilhos (OLIVEIRA et al., 2016) (Figura 8).

13

Figura 8: Medição do terço média do colmo com paquímetro e altura da planta com o auxílio de

trena.

Na determinação da biomassa foram separados e pesados todos os componentes da planta:

colmo, folha +1, folhas secas, folhas verdes e perfilho (Figura 9A). Foram consideradas como

ponteiro, cartucho e folha +1, folhas verdes foram às folhas verdes abaixo da folha +1, folhas secas

consideradas as folhas secas ligadas a planta e foi considerado como colmo todo o material restante.

Em seguida foram processados cada compartimento separadamente em forrageira, exceto

folha +1 e coletadas subamostras de cada compartimento, que foram pesadas novamente, para

determinação da massa úmida (Figura 9B). Essas amostras foram colocadas em estufa à ventilação

forçada de ar a 65 °C, até a obtenção da massa constante, e posteriormente pesadas para obter a

massa seca da parte aérea, dada em g por planta (OLIVEIRA et al., 2016). Cada componente será

moído em moinho de facas.

14

Figura 9: Separação da cana soca por compartimentos (A), moagem em forrageira e pesagem de

subamostras para cada compartimento da planta (B1;2;3).

3.4.2 Análise nutricional

O conjunto de folhas +1 separadas durante a coleta dos parâmetros morfofisiológicos foram

postas para secar em estufa de circulação forçada de ar, a 65ºC, até atingir peso constante, em

seguida triturados em moinho de facas.

Na folha +1 serão determinados os teores de molibdênio, nitrato, amônio e N total de acordo

com o manual da Embrapa (2009). A análise dos teores de Mo serão realizados a partir da digestão

dos tecidos em solução nitroperclórica, posteriormente determinados em espectrofotômetro. Já a

extração do nitrogênio nas formas NO3- e NH4

+ será realizada em KCl 1 mol L

-1 e determinadas em

destilador de arraste por vapor de Kjedahl (TEDESCO et al., 1995). O teor de N total será

determinado em espectrômetro de massa, no Laboratório de Isótopos Estáveis do Centro de Energia

Nuclear na Agricultura - CENA/USP.

A B1

B2 B3

15

3.4.3. Estimativa da fixação biológica de nitrogênio (FBN)

A estimativa da fixação biológica de nitrogênio da cana-de-açúcar derivado da atmosfera foi

realizada utilizando a metodologia de abundância natural de 15

N. A razão isotópica da cana-de-

açúcar foi determinada nas folhas +1 (BODDEY et al., 2001), na mesma amostra preparada para

avaliação do teor de N (avaliação nutricional). A razão isotópica das plantas referência foi

determinada na biomassa aérea de 5 plantas coletadas em cada parcela, 50 dias após o plantio. As

plantas foram selecionadas quanto ao desenvolvimento e fitossanidade, trituradas e postas para

secar em estufa de circulação forçada de ar, a 65ºC, até atingir peso constante.

As amostras de cana-de-açúcar e plantas referências serão encaminhadas ao Laboratório de

Isótopos Estáveis do Centro de Energia Nuclear na Agricultura - CENA/USP, para determinação do

teor de 15

N em espectrômetro de massa. Os resultados serão expressos em ⸹15

N%o. Quando houve

diferença significativa entre os valores de ⸹15

N da cana-de-açúcar e a planta referência, será

estimada percentagem de N proveniente do ar, utilizando a equação proposta por Shearer & Kohl

(1986):

%Ndda = [ 100 x (⸹15

Nref − ⸹15

Nfix) / ⸹15

N ref - B]

Onde, %Ndda é a estimativa da porcentagem de N proveniente da FBN na cana-de-açúcar; ⸹15

Nref

é a estimativa da abundância natural de 15

N na planta de referência (não fixadora); ⸹15

Nfix é a

estimativa da abundância natural de 15

N na cana-de-açúcar (fixadora). B é o valor de δ15N para

plantas fixadoras cultivadas na ausência de N. Foi considerado B = 0‰ (CARVALHO et al., 2017).

3.4.4. Atividade da enzima Redutase do Nitrato

A metodologia utilizada para determinar a atividade da enzima redutase do nitrato na cana-

de-açúcar foi a sugerida por Jaworski (1971) com adaptações propostas por Santos et al. (2019a).

Em campo foram coletadas oito folhas +1 dentro da área útil, as quais foram embaladas em papel

alumínio e acondicionadas em caixa de isopor com gelo. Esse processo será realizado no período

das 11:30 as 13:30 horas.

O material coletado foi conduzido para laboratório e incubados em recipientes de plástico

preto. Em cada recipiente conterá 0,50 g de tecido foliar, provenientes do terço médio da folha,

excluindo as extremidades e nervura central e adicionados 10 mL de solução de incubação,

deixando as amostras descansando num período de 90 minutos a 32 °C (Figura 10).

16

Figura 10: Incubação de tecidos foliares provenientes do terço médio de folhas +1 e extração de

nitrito dos tecidos foliares.

Após esse tempo foram retirados de cada amostra (extrato) 0,5 mL e colocadas em

recipientes de plástico de 50 mL, adicionando 0,5 mL de dicloridrato de N–(1–naftil)–

etilenodiamina (0,02%) e 0,5 mL de solução de sulfanilamida (1%) diluída em HCl 3 mols L‑1

,

homogeneizando o extrato e incubando durante 20 minutos. Em seguida serão adicionados aos

recipientes água deionizada até atingir volume de 4 mL, estando o extrato pronto para determinação

da atividade da redutase de nitrato. Em espectrofotômetro ajustado para 540 nm com curva padrão

será estimado a ARN através da determinação do nitrito no extrato, e determinada ao correlacionar

com a curva padrão previamente preparada, expressa a RN em μmol g-1

h-1

NO2– (JAWORSKI,

1971).

3.4.5. Coleta de material e extração de proteínas na cana-de-açúcar

Com o intuito de investigar a resposta proteica da cana-de-açúcar à inoculação e à aplicação

molíbdica foram coletados os terços médios das folhas +1 no horário após às 11:30h. As amostras

coletadas foram envolvidas com papel alumínio identificado e imediatamente imersas em nitrogênio

líquido. Após o término da coleta, os materiais coletados foram levados para o laboratório para

serem armazenados a -80 ºC. Para a extração total das proteínas da cana-de-açúcar foi utilizado o

método fenólico de Hurkman & Tanaka (1986) modificado e adaptado para a cultura por Boaretto

(2012).

17

3.4.6. Biomassa radicular

A biomassa radicular foi avaliada aos 120 DAP seguindo o procedimento amostral descrito

por Otto et al. (2009) com adaptações para o espaçamento duplo. Na área útil para amostragem

destrutiva, uma touceira foi escolhida, nos pontos de amostragem dos parâmetros morfofisiológicos.

As amostras foram coletadas em quatro pontos em torno da touceira, sendo dois pontos na linha de

plantio (A1 e A2) e dois pontos na entrelinha (B e C) (Figura 11), com auxílio de sonda

amostradora de raiz (0,055 m de diâmetro interno). Os pontos na linha de plantio estavam distantes

0,3 m na frente e atrás do centro da touceira. Os pontos da entrelinha estavam a 0,3 m (B) e a 0,6 m

(C) do centro da touceira. As amostras foram retiradas em duas profundidades (0 a 0,2 m, e 0,2 a

0,4 m), totalizando oito amostras por parcela.

Figura 11: Ilustração dos pontos de coleta de amostras de raiz em torno de uma touceira de cana-

de-açúcar. Adaptado de Otto et al. (2009).

As amostras de cada ponto serão lavadas com água corrente, sobre peneiras empilhadas,

com abertura de malha de 2 mm e 1 mm. Depois de lavadas, as raízes serão separadas da terra com

pinça sobre papel branco, colocadas em sacos de papel, e conduzidas para estufa de circulação

forçada de ar, a 65ºC, até peso constante. Depois de secas, as amostras serão pesadas e os dados

expressos em gramas de massa seca por volume de solo (g dm-3

).

3.5. Análise estatística

Os dados serão analisados quanto à normalidade e quando necessário transformados para

ajuste à distribuição normal. Posteriormente serão submetidos à análise de variância (ANOVA) em

18

fatorial, separado para cada variedade. Os tratamentos (Molibdênio, Nitrogênio e Inoculação) serão

analisados quanto aos efeitos isolados e da interação. Em caso de haver significância, serão

submetidos ao teste de Tukey (p ≤ 0,05). Posteriormente, os tratamentos serão analisados por

contraste com o tratamento controle nitrogenado.

4. RESULTADOS PARCIAIS

Na variedade RB92579 é identificado a eficiência da aplicação do inoculante em conjunto

com a adubação molíbdica e nitrogenada, o que proporcionou acúmulo de biomassa do ponteiro,

folhas e colmos superior a aplicação de 150 kg ha-1

de nitrogênio (CN) (Figura 12). Resultado

semelhante foi observado na aplicação conjunta de molibdênio e nitrogênio que também apresentou

resultados semelhantes e superiores ao controle nitroganedo (CN).

Figura 12. Biomassa total da parte aérea da cana soca para variedade RB92579, avaliados aos 110

dias após a colheita.

0,0020,0040,0060,0080,00

100,00120,00140,00

Ponteiro g /planta

0,0020,0040,0060,0080,00

100,00120,00140,00160,00

Colmo g /planta

0,005,00

10,0015,0020,0025,0030,00

Folha verde g /planta

0,00

1,00

2,00

3,00

4,00

5,00

Folha seca g /planta

19

No entanto, quando é aplicado 80 kg ha-1

de N e o inoculante individualmente, identifica-se

que a produção de biomassa não apresenta a mesma eficiência. Isso indica que a aplicação de Mo é

importante na socaria, proporcionando maior assimilação do N fornecido pela adubação e maior

atividade da enzima nitrogenase (SANTOS et al., 2019a; 2019b). O mesmo pode ser observado para

variedade RB867515, em que a aplicação de Mo em conjunto com N proporcionaram acúmulo de

biomassa total semelhante à adubação máxima com N (150 kg ha-1

) (Figura 13).

Figura 13. Biomassa total da parte aérea da cana soca para variedade RB867515, avaliados aos 110

dias após a colheita.

A aplicação de Mo e N (80 kg ha-1

) isolados tem efeitos semelhantes para ambas às

variedades, isso ocorre devido o Mo possibilitar o aproveitamento do N residual do solo,

assemelhando-se a dose de N fornecida via adubação (GLASS et al., 2012). No entanto, quando

ambos são aplicados em conjunto (N*Mo) o efeito ocasionado na cana soca se sobressaí,

proporcionando aumento na produção de biomassa total (Figura 14).

0,00

50,00

100,00

150,00

200,00

Ponteiro g /planta

0,0050,00

100,00150,00200,00250,00

Colmo g /planta

0,0010,0020,0030,0040,0050,00

Folha verde g /planta

0,002,004,006,008,00

10,0012,0014,00

Folha seca g /planta

20

Figura 14: Cana soca aos 110 dias após a colheita. Na parcela a esquerda foi aplicado apenas

molibdênio (Mo) como tratamento, e na parcela a direita foi aplicado adubação molíbdica e

nitrogenada (N).

Em ambas as variedades a aplicação isolada do inoculante Stenotrophomonas sp. não foi

suficiente para apresentar o mesmo desenvolvimento de plantas adubadas com N, que promoveu

menor acúmulo de biomassa em todos os compartimentos da planta (Figura 15). Isso pode ser um

indicativo que à associação entre bactérias promotoras de crescimento e plantas não leguminosas

não fornecerem a quantidade de N exigido pela cana-de-açúcar (AYUNI et al., 2015; GÍRIO et al.,

2015).

Figura 15: Compartimentos da cana soca para os tratamentos controle nitrogenado (150 kg ha-1

),

interação tripla (80 kg ha-1

de N * 200 g ha-1

de Mo e inoculante Stenotrophomonas sp.), nitrogênio

mais molibdênio, nitrogênio isolado e molibdênio isolado.

Resultados mais concisos sobre a pesquisa serão fornecidos através das análises fisiológicas

da cultura para ambas as variedades, que possibilitaram entender as rotas do nitrogênio e

Mo

CN N*Mo*Bac N*Mo N Bac

N x Mo

21

molibdênio na planta, como também a atuação das bactérias na fixação biológica de nitrogênio e na

promoção de crescimento das plantas, enfatizando assim a eficiência da interação tripla

(N*Mo*Bactéria) para cana soca quando comparado com o controle nitrogenado do ponto d vista

visual (Figura 15) e fisiológica da planta.

Figura 16: Parcela a esquerda com aplicação de 150 kg há-1

de nitrogênio e parcela a direita com a

aplicação conjunta de bactéria, molibdênio e nitrogênio.

5. CONCLUSÕES

De acordo com os resultados preliminares a RB92579 obteve maior resposta a inoculação,

bactéria Stenotrophomonas sp., porém apenas quando associado ao N e Mo. Ambas variedades

apresentaram maiores medias de produção de biomassa dos compartimentos quando houve a

aplicação do Mo juntamente com adubação nitrogenada. Resultados mais consistentes sobre o efeito

desses fatores na cultura serão adquirido a partir de análises fisiológicas da planta.

6. DESCRIÇÃO DAS DIFICULDADES E MEDIDAS CORRETIVAS

As dificuldades enfrentadas até o momento com o projeto foi à logística do experimento,

locomoção para área experimental, quebra de equipamento, condições climáticas e manuseio e

condução de micro-organismo (Bactéria). No entanto, todos os obstáculos foram enfrentados e

superados, não comprometendo a condução do experimento.

CN N*Mo*Bac

22

7. DETALHAMENTO DO USO DOS RECURSOS

DESPESAS (01/11/2019 – 01/04/2020) R$

Valor disponibilizado 25.000,00

Rubrica - Material de Consumo 13.500,00

Material de campo - 75,49

Nitrogênio líquido para armazenamento de amostra vegetal - 375,00

Rubrica - Serviços de Terceiros (Pessoa Jurídica) 10.000,00

Análises de N-total e abundância N15

em amostra vegetal – CENA/USP -5.520,00

Rúbrica - Despesas com Hospedagem, Alimentação e Transporte 1.500,00

Implantação e coleta de solo e amostra vegetal - 916,13

DESPESAS / TOTAL - 6.886,62

SALDO + 18.113,38

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