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PATRÍCIA PEREIRA DE LIMA
INFLUÊNCIA DA SALINIDADE E TEMPERATURA DA ÁGUA NAS RESPOSTAS
COMPORTAMENTAL E FISIOLÓGICA DE CAMARÕES MARINHOS Litopenaeus
vannamei (BOONE 1931)
Tese apresentada à Universidade Federal do Rio
Grande do Norte, para obtenção do título de
Doutor do Programa de Pós-Graduação em
Psicobiologia.
NATAL
2011
PATRÍCIA PEREIRA DE LIMA
INFLUÊNCIA DA SALINIDADE E TEMPERATURA DA ÁGUA NAS RESPOSTAS
COMPORTAMENTAL E FISIOLÓGICA DE CAMARÕES MARINHOS Litopenaeus
vannamei (BOONE 1931)
Tese apresentada à Universidade Federal do Rio
Grande do Norte, para obtenção do título de
Doutor do Programa de Pós-Graduação em
Psicobiologia.
Orientadora: Maria de Fátima Arruda
NATAL
2011
Catalogação da Publicação na Fonte. UFRN / Biblioteca Setorial do Centro de
Biociências
Lima, Patrícia Pereira de.
Influência da salinidade e temperatura da água nas respostas
comportamental e fisiologia de camarões marinhos Litopenaeus vannamei
(BOONE 1931) / Patrícia Pereira de Lima. – Natal, RN, 2011.
96 f. : Il.
Orientadora: Profa. Maria de Fátima de Arruda
Tese (Doutorado) – Universidade Federal do Rio Grande do Norte.
Centro de Biociências. Programa de Pós-Graduação em Psicobiologia.
1. Camarões – Tese 2. Comportamento – Tese. 3. THC – Tese. I.
Arruda, Maria de Fátima de. II. Universidade Federal do Rio Grande do
Norte. III. Título.
RN/UF/BSE-CB CDU 639.512
TÍTULO: Influência da salinidade e temperatura da água nas respostas comportamental e
fisiológica de camarões marinhos Litopenaeus vannamei (Boone 1931)
AUTORA: Patrícia Pereira de Lima
DATA/LOCAL DA DEFESA: 25/02/2011 – 09:00 h
Anfiteatro das Aves – Centro de Biociências/ UFRN
BANCA EXAMINADORA:
___________________________________________________
Prof. ALBERTO JORGE PINTO NUNES
Universidade Federal do Ceará, UFC
___________________________________________________
Prof. SÍLVIO RICARDO MAURANO PEIXOTO
Universidade Federal Rural de Pernambuco, UFRPE
___________________________________________________
Profª. CIBELE SOARES PONTES
Universidade Federal do Rio Grande do Norte, UFRN
___________________________________________________
Profª. ANA CAROLINA LUCHIARI
Universidade Federal do Rio Grande do Norte, UFRN
___________________________________________________
Profª. MARIA DE FÁTIMA ARRUDA
Universidade Federal do Rio Grande do Norte, UFRN
AGRADECIMENTOS
Muitas conquistas e aprendizados ao longo do meu doutorado, que não se restringiram
ao comportamento dos camarões, foram muito mais além e permitiram que eu compreendesse
um pouco mais do comportamento humano. Muitas pessoas se fizeram presentes, sendo
alguns encontros breves e outros duradouros. O mais importante foi o enriquecimento que
cada um desses encontros me proporcionou. A vocês, só tenho a agradecer. Obrigada!!!
A Deus pela iluminação e pela força, não permitindo que eu tropeçasse no meio do
caminho, fossem quaisquer os obstáculos encontrados.
À minha família, cujo incentivo foi essencial para alcançar essa conquista, sempre me
apoiando e compreendendo minhas ausências, especialmente meus pais, irmãs, cunhado, tios
(as), primos (as)... Em especial, à minha mãe que participou ativamente na concretização
desse meu projeto de vida, me ajudando na alimentação dos camarões durante os finais de
semana e até mesmo na extração da hemolinfa. Não foram poucos os finais de semana e
feriados passados no laboratório. Seu companheirismo foi fundamental! À Safira e Binka,
minhas companheiras em todos os plantões noturnos.
À Profª. Maria de Fátima Arruda, minha orientadora, que me acompanhou em mais
uma jornada. Obrigada pelos ensinamentos e amizade, valeu pelos momentos partilhados, que
nos fizeram crescer como seres humanos.
Ao pessoal do Laboratório de Estudos do Comportamento de Camarão que
participaram de alguma (s) etapa do meu projeto: Siomara, Fábio, Priscila e Fernanda. Em
especial, gostaria de agradecer a Melquieges pela amizade conquistada nesse período e pela
disponibilidade em sempre me ajudar.
À Ana Karinne e Victor Shiramizu pela amizade desinteressada, que muitas vezes
foram mão estendida, coração pulsante e ombro amigo.
À Milena Clementino, pela amizade sempre presente, pelo companheirismo e pela
ajuda nos momentos de maior necessidade. Valeu, amiga!!!
Ao meu amigo Ronaldo Costa, pela amizade, dedicação e pela torcida pelo meu
sucesso.
À Profª. Fabiana e ao profº Hugo que me acolheram de braços abertos em seus
laboratórios, sempre disponíveis a tirar minhas dúvidas.
Ao Profº Arrilton, pela descontração proporcionada nos intervalos das observações,
que tornaram o trabalho de pesquisa um pouco mais leve.
Ao Prof° Alexandre Lara, exemplo de profissional, pela competência e dedicação
disponibilizadas.
À Profª. Hélderes Peregrino, pela colaboração em minha formação.
À Profª. Cibele Pontes, que me acolheu desde a graduação, por compartilhar bons
momentos e por me incentivar em vários momentos.
À Profª Margherita Barracco (UFSC) por ter contribuído com o desenvolvimento da
minha pesquisa, pela atenção e disponibilidade. Obrigada!
Ao pessoal do BIOPOL, especialmente Jailma, Nednaldo, Mariana e Leandro, pela
ajuda durante a pesquisa.
Aos colegas Wall, Felipe e Altay pela atenção e ajuda na estatística.
Aos motoristas Gilvan e Seu Everaldo, que me acompanharam nas coletas dos
animais, me ajudando no que fosse preciso.
À CAMANOR por disponibizar os animais necessários para o desenvolvimento da
pesquisa.
Ao CNPq, pela bolsa de estudos concedida a mim durante o doutorado.
À Coordenação do Programa de Pós-Graduação em Psicobiologia da UFRN, demais
professores, alunos e funcionários, em especial Ana Cláudia e Graça pela atenção.
A todas as demais pessoas que participaram dessa importante etapa da minha vida.
“O que vale na vida não é o ponto de
partida e sim a caminhada. Caminhando e
semeando, no fim terás o que colher.”
Cora Coralina
SUMÁRIO
1 – RESUMO.............................................................................................................................9
2 – ABSTRACT...................................................................................................................... 10
3 - LISTA DE ILUSTRAÇÕES ......................................................................................... 11
4 - APRESENTAÇÃO ....................................................................................................... 12
5 - INTRODUÇÃO GERAL .............................................................................................. 13
6 - OBJETIVOS ................................................................................................................. 22
6.1 – Objetivo geral............................................................................................................22
6.2 – Objetivos específicos................................................................................................22
7 – HIPÓTESES E PREDIÇÕES..........................................................................................23
8 – METODOLOGIA GERAL..............................................................................................24
8.1 – Local de observação..................................................................................................24
8.2 – Material biológico.....................................................................................................24
8.3 – Unidades experimentais............................................................................................24
8.4 – Resposta imune.........................................................................................................25
9 - MANUSCRITO 1: Resposta comportamental e fisiológica de camarões Litopenaeus
vannamei (Boone 1931) mantidos em laboratório sob diferentes temperaturas.......................26
10 – MANUSCRITO 2 – Comportamento de camarões marinhos Litopenaeus vannamei em
diferentes salinidades da água e sua relação a contagem dos hemócitos..................................60
11 –DISCUSSÃO GERAL......................................................................................................84
12 – REFERÊNCIAS..............................................................................................................92
1 - RESUMO
Camarões Litopenaeus vannamei tem sido cultivados em ambientes bastante variáveis,
especialmente no que se refere à salinidade e à temperatura da água. O ajuste dos animais a
tais condições implica em modificações principalmente no comportamento, na fisiologia e em
particular na resposta imune, podendo trazer prejuízos ao bem estar desses animais. Apesar da
ampla utilização dessa espécie, pouco se conhece sobre suas respostas comportamentais e
fisiológicas em condições estressantes. Dessa forma, o objetivo da pesquisa foi verificar a
influência de diferentes salinidades e temperaturas no comportamento do camarão marinho L.
vannamei, buscando sua relação com a contagem total dos hemócitos. Em laboratório,
camarões juvenis foram mantidos em aquários com sistema fechado de recirculação de água,
aeração e filtração contínua, substrato formado por areia fina e ciclo claro/escuro 12:12 h. As
observações ocorreram 1, 4 , 7 e 10 h após o início de cada fase (de claro ou de escuro) do
período de 24 h. Para avaliar a influência da salinidade, os camarões foram aclimatados a 2,
30 ou 50 ppm, enquanto as temperaturas testadas foram 18, 28 e 33 °C. No final de cada
bateria de observações (30 dias), foi realizada a coleta da hemolinfa dos camarões para
posterior contagem total dos hemócitos (THC), parâmetro usado para avaliar o estresse. De
um modo geral, o comportamento alimentar foi modificado na salinidade e temperatura mais
baixa, encontrando-se valores reduzidos na alimentação, na exploração e no índice de
enchimento do trato digestivo. A inatividade e o enterramento foram preponderantes nas
condições extremas: 2 e 50 ppm e 18 e 33 °C, encontrando-se também menor frequência de
rastejamento nessas condições. Com relação ao ciclo claro/escuro, os camarões apresentaram
maior atividade na fase de escuro (rastejamento e natação), enquanto o enterramento foi maior
na fase de claro, independente da salinidade ou temperatura da água em que foram mantidos.
Apenas a inatividade não variou em função do ciclo claro/escuro. Além disso, a contagem
total dos hemócitos (THC) foi menor em 2 e 50 ppm e em 18 °C. Dessa forma, o cultivo de
L. vannamei em salinidades muito baixas ou elevadas e temperaturas inferiores aparentemente
é crítico, sugerindo-se cultivar essa espécie em salinidades mais próximas àquelas do mar,
bem como em temperaturas elevadas, o que parece ser ideal para um manejo voltado para o
bem estar dos camarões, resultando, portanto, na obtenção de animais mais saudáveis.
2 – ABSTRACT
The shrimp Litopenaeus vannamei has been grown in highly variable environments,
especially in relation to salinity and water temperature. The adjustment to such conditions
mainly involves changes in behavior, physiology, particularly in the immune response. This
may consequently reduce the welfare of these animals. Despite the widespread farming of the
species, little is known about their behavioral and physiological responses under stressful
conditions. Thus, the objective of this study was to assess the influence of different salinities
and temperatures in the behavior of the marine shrimp L. vannamei, and its relation to the
total hemocytes count. In the laboratory, juvenile shrimp were kept in glass aquaria with a
closed water recirculation system, continuous aeration and filtration, and under a 12:12 h
light/dark cycle. Behavioral observations occurred 1, 4, 7 and 10 h after the start of each
phase (light or dark). To assess the influence of salinity, shrimp were first acclimated and then
observed at 2, 30 or 50 ppm salinity water, while temperatures tested were 18, 28 and 33 ° C.
At the end of each experiment (30 days), shrimp hemolymph was collected for subsequent
total hemocytes count (THC), a parameter used to assess stress. In general, feeding behavior
was modified under lower salinity and temperature, with reduced values in feeding,
exploration and digestive tract filling. Inactivity and burrowing were prevalent under extreme
conditions water salinity and temperature, respectively: 2 and 50 ppm and 18 and 33 ° C;
crawling was also less frequent under these conditions. In regards to light/dark cycle, shrimp
were more active during the dark phase (crawling and swimming), while burrowing was
higher during the light phase, regardless of salinity or temperature of the water. Inactivity
behavior did not vary according to the light/dark cycle. Moreover, the total hemocytes count
(THC) was reduced under 2 and 50 ppm salinity and 18 ° C temperature. Farming of L.
vannamei under extremely low or high salinities and low temperatures is harmful. This
suggests the species must be cultivated in salinities closer to those of the sea as well as at high
temperatures, which seems to be ideal for a management focused on animal welfare,
therefore, producing healthier shrimp.
3 - LISTA DE ILUSTRAÇÕES
INTRODUÇÃO GERAL
Figura 1 – Evolução da produção mundial de camarão cultivado, mostrando a participação
das principais espécies..............................................................................................................13
Figura 2 - Ciclo de vida dos camarões peneídeos silvestres (Hendricks, 2001).....................15
METODOLOGIA GERAL
Figura 3 – Camarão marcado com anel de silicone no pedúnculo ocular para identificação
individual.............................................................................................................................. ....24
Figura 4 – Aquários na fase de claro (A) e de escuro (B) do período de 24
h.................................................................................................................................................25
Figura 5 – Extração da hemolinfa dos camarões.....................................................................25
MANUSCRITO 1
Figura 1 – Padronização visual da situação do trato digestivo de L. vannamei a partir da
quantidade de alimento presente no proventrículo dos animais................................................33
Tabela I – Parâmetros de qualidade da água durante os experimentos (média ± desvio
padrão)......................................................................................................................................37
Tabela 2 – Desempenho zootécnico de camarões L. vannamei juvenis em diferentes
temperaturas (média ± desvio padrão)......................................................................................38
Figura 2 – Comportamento alimentar do camarão Litopenaeus vannamei em diferentes
temperaturas (18, 28 e 33 ºC) e fases do ciclo claro/escuro......................................................42
Figura 3 – Comportamentos do camarão Litopenaeus vannamei em diferentes temperaturas
(18, 28 e 33 ºC) e fases do ciclo claro/escuro...........................................................................45
Figura 4 – Contagem total dos hemócitos (THC) nas diferentes temperaturas (18, 28 e 33
ºC).............................................................................................................................................46
MANUSCRITO 2
Figura 1 – Comportamentos do camarão Litopenaeus vannamei em diferentes salinidades (2,
30 e 50 ppm) e fases do ciclo claro/escuro...............................................................................71
Figura 2 – Contagem total dos hemócitos (THC) nas diferentes salinidades (2, 30 e 50
ppm)...........................................................................................................................................72
DISCUSSÃO GERAL
Tabela I – Hipóteses, predições e resultados obtidos..............................................................84
12
4 - APRESENTAÇÃO
Essa tese está organizada no formato de manuscritos científicos. Inicialmente tem-se
uma introdução geral, seguida pelos objetivos, hipóteses, predições e metodologia geral, os
quais abrangem os temas que são comuns aos manuscritos apresentados. A seguir, têm-se os
manuscritos a serem publicados, finalizando com a discussão geral.
São apresentados dois manuscritos científicos:
- No primeiro manuscrito, mostra-se a influência da temperatura da água sobre o
comportamento do camarão marinho Litopenaeus vannamei, que é posteriormente
relacionado com a contagem total dos hemócitos (THC), parâmetro usado para avaliar o
estresse. São apresentados também os resultados referentes à qualidade de água e desempenho
zootécnico dos camarões nas temperaturas testadas.
- No segundo manuscrito, os camarões são submetidos a diferentes salinidades da
água, com o comportamento e a contagem total dos hemócitos (THC) avaliados em função
dessa variável.
13
5 - INTRODUÇÃO GERAL
A aquicultura é definida como o cultivo de organismos aquáticos (peixes, moluscos,
crustáceos e plantas aquáticas) em áreas interiores, costeiras e mar aberto, envolvendo a
intervenção do homem no processo de criação para aumentar a produção desses organismos
(FAO 2003). Apesar de uma queda na taxa de crescimento nos anos recentes, a aquicultura
permanece como o setor de produção de alimento de origem animal que mais cresce no
mundo, com a produção de menos do que 1 milhão de toneladas no início de 1950
aumentando para 55,1 milhões de toneladas em 2009 (FAO 2010).
No Brasil, a produção aquícola e pesqueira alcançou um volume de 1.156.423
toneladas em 2008, sendo a participação da aquicultura de 35,94% desse total (415.649
toneladas). A produção aquícola marinha no Brasil em 2009 foi basicamente formada por
camarões (83,3%), enquanto em menor escala foram produzidos mexilhões (14,1%), ostras
(2,6%) e vieiras (0,02%) (MPA 2010). Dentre os camarões há uma predominância do
camarão marinho Litopenaeus vannamei (Crustacea, Decapoda, Penaeidae). Essa espécie é
endêmica do Oceano Pacífico, sendo encontrada desde Sonora (México) até Tumbes (norte do
Peru) (Brock & Main 1994).
A evolução no cultivo de L. vannamei demonstra o seu potencial em nível mundial. L.
vannamei representava apenas 19% de todo camarão cultivado em 1997, tendo sua produção
elevada para 67% em 2009 (Figura 1) (FISHSTAT 2011).
Figura 1 – Evolução da produção mundial de camarão cultivado, mostrando a participação das principais espécies.
19%
5%
52%
17%7% 1997
67%
4%
22%
4% 3%2009
L. vannamei F. merguiensis
P. monodon F. chinensis
14
L. vannamei também se destaca em termos de produção significativa para a
aquicultura das Américas, sendo atualmente responsável por mais de 95% da produção total,
onde a importância de Litopenaeus stylirostris também é enfatizada, uma vez que esta espécie
já respondeu por quase 20% da produção desse hemisfério (Lightner 2011).
Especificamente no Brasil, L. vannamei é a única espécie cultivada comercialmente,
com vantagens competitivas em relação às espécies nativas (Ostrensky et al. 2007). Embora
essa espécie tenha sido introduzida no Brasil em meados da década de 80, somente a partir de
1994/95 começou a ser produzida comercialmente. Nesse contexto, a região Nordeste e, em
particular, o Estado do Rio Grande do Norte, oferecem condições excepcionais para o
crescimento no cultivo de camarões, destacando-se como pontos positivos a disponibilidade
de área adequada, temperatura ambiente, água de boa qualidade, mão-de-obra e localização
geográfica estratégica em relação aos mercados externos.
O sucesso no cultivo de L. vannamei vem sendo atribuído também a alguns fatores
como o crescimento rápido apresentado pela espécie, um requerimento proteico na dieta
relativamente baixo, além da tolerância a altas densidades de estocagem (Main & Van Wyk
1999). Outro fator que contribui para o sucesso no cultivo dessa espécie é sua capacidade de
adaptação às mais variadas condições locais de cultivo, dentre elas a salinidade e a
temperatura da água.
No ambiente natural, a maioria dos peneídeos passa por três fases durante seus ciclos
de vida, se ajustando na fase larval às salinidades oceânicas e às temperaturas da superfície;
na fase juvenil, às salinidades do estuário e aos padrões da temperatura litorânea e na fase
adulta, às salinidades oceânicas e temperaturas inferiores (Lester & Pante 1991) (Figura 2).
Em tais condições, ocorrem flutuações diárias e sazonais da salinidade e temperatura da água.
15
Figura 2 - Ciclo de vida da maioriados camarões peneídeos silvestres (Hendricks, 2001)
Dessa forma, a salinidade e temperatura são apontadas como os principais fatores
abióticos que influenciam a vida dos organismos aquáticos, com as respostas variando em
função do estágio do ciclo de vida e espécie utilizada (Chen et al. 1995; Ye et al. 2009).
A tolerância dos camarões peneídeos às rápidas e amplas flutuações nos níveis de
salinidade da água é o resultado da capacidade de osmorregulação adquirida ao longo do
processo evolutivo desses animais. Como hiper-hipo-osmorreguladores, ou seja, eurihalinos,
os peneídeos mantêm a concentração interna menor do que a concentração do meio em altas
salinidades ou maior do que a do meio em baixas salinidades (Charmantier 1987). Sendo
assim, durante o processo de osmorregulação em água salgada, os camarões marinhos retêm
água do meio e excretam sais. Isto visa evitar o acúmulo excessivo de íons em seus fluidos
corporais e consequentemente a desidratação celular. Em ambiente completamente doce, o
animal tenderia a perder quantidades excessivas de água, retendo muitos íons durante a
osmorregulação (Nunes 2001).
Além da salinidade, a importância da temperatura da água para os camarões ocorre
devido a esses animais serem pecilotérmicos, o que significa que a temperatura do corpo varia
Pós-larvas
ESTÁGIOS
LARVAIS
Juvenis
Adultos
Ovos
Náuplio Protozoea
Mysis
16
em função da temperatura ambiente. Assim, quando a temperatura do corpo cai, o processo
metabólico diminui e há redução na quantidade de energia que o animal deveria usar para
realização de suas atividades e reprodução. Enquanto isso, em temperaturas elevadas há um
aumento no metabolismo, que leva a uma maior demanda por energia (Hickman et al. 2001;
Hewitt & Duncan 2001).
Dessa forma, alterações na salinidade e/ou temperatura podem resultar em impactos
significativos na eficiência metabólica dos animais cultivados, no consumo de alimento e
oxigênio, na excreção de amônia, na concentração de nitrito na água, na muda, provocando
também alterações no crescimento, na sobrevivência e na resistência desses animais (Staples
& Heales 1991; Chen et al. 1995; Vijayan & Diwan 1995; Rosas et al. 1999; Van Wyk &
Scarpa 1999; Le Moullac & Haffner 2000; Lemos et al. 2001; Coman et al. 2002; Lin & Chen
2003; Villarreal et al. 2003; Wasielesky et al. 2003; Cuzon et al. 2004; Li et al. 2007; Zhang
et al. 2009). Apesar da grande quantidade de pesquisas avaliando o efeito da salinidade,
temperatura ou a interação de ambos os fatores, a maior parte dos resultados apresentados é
baseada principalmente na sobrevivência e crescimento dos camarões.
No caso de camarões L. vannamei juvenis, Hernández et al. (2006) indicam uma
preferência salina de 14,7-31,1 ppm associada à temperaturas maiores do que 26 °C, com a
faixa de preferência termal de 27-30 ºC.
Entretanto, na prática, o cultivo de L. vannamei no Brasil (de pós-larvas a juvenis) vai
desde ambientes com águas praticamente doces (próximas a 0 ‰) até águas hipersalinas
(chegando a 60 ‰). As temperaturas em que os camarões são cultivados também podem
variar bastante nesses ambientes. Embora, L. vannamei seja uma espécie tolerante às
mudanças na salinidade e temperatura da água, o ajuste necessário para que os animais se
mantenham nesses ambientes implica em custos energéticos, que poderão influenciar
diretamente o comportamento, a fisiologia e a imunidade dos camarões cultivados.
17
No que se refere ao comportamento animal, a etologia aplicada aparece como uma
ferramenta importante, podendo responder questões sobre as necessidades de bem estar
animal (Gonyou 1994). De acordo com Millman et al. (2004), a etologia aplicada tem
contribuído para o entendimento dos mecanismos do comportamento em relação ao estresse
animal, bem como investigado as práticas de manejo que melhor atendem às necessidades dos
animais. Assim, o conhecimento das atividades realizadas pelos camarões em resposta ao seu
ambiente pode trazer informações importantes para aplicação no cultivo dos camarões em
viveiros, o que acarretaria em melhoras no manejo praticado nas fazendas. Além disso,
Hartsock (1982) acredita que o conhecimento prévio do comportamento de um animal poderia
reduzir consideravelmente os problemas encontrados pelos produtores de animais.
No entanto, são poucas as pesquisas desenvolvidas com ênfase no comportamento de
camarões, embora haja uma necessidade iminente de mais conhecimento na área da etologia
aplicada. A grande maioria dos trabalhos realizados com diferentes espécies de camarão
indica apenas se os animais encontram-se ativos ou inativos, não havendo diferenciação entre
as atividades (Fuss & Ogren 1966; Aldrich et al. 1968; Hindley 1975; Vance 1992;
Wassenberg & Hill 1994; Park & Loneragan 1999). Especificamente com relação à
alimentação, alguns dos trabalhos desenvolvidos avaliam principalmente as respostas dos
camarões aos atrativos da ração (Costero & Meyers 1993; Pittet et al. 1996).
Com relação à L. vannamei, apesar da ampla utilização da espécie, ainda pouco se
conhece sobre seu comportamento (Moctezuma & Blake 1981; Pontes & Arruda 2005a;
Pontes et al. 2006; Lima et al. 2009). Embora o comportamento alimentar dessa espécie já
tenha sido observado em função das fases de claro e de escuro do período de 24 h (Pontes &
Arruda 2005b) e em relação a diferentes frequências de alimentação (Pontes et al. 2008), não
há registros sobre sua resposta comportamental em condições de estresse térmico.
18
Nesse sentido, a etologia aplicada juntamente com a anatomia, a fisiologia e a
imunologia dá uma visão abrangente e completa sobre a biologia desses indivíduos (Sambraus
1998). O comportamento é utilizado como um indicador do bem estar dos animais pela
etologia aplicada (Gonyou 1994), de modo que alterações no comportamento podem sinalizar
estresse nas condições de manejo envolvidas.
O estresse é definido como a soma de todos os efeitos inespecíficos que podem agir
sobre o corpo e aumentar significativamente o consumo de energia acima do nível basal,
promovendo alterações na homeostase (Nelson 2000).
Sornom et al. (2010) afirmam que sob condições de estresse, a alocação de energia
deve favorecer funções essenciais como a osmorregulação em contraposição às não vitais,
como a locomoção. Alterações no comportamento tais como letargia, desorientação,
diminuição no consumo de alimento, bem como mudanças na aparência e na cor de órgãos
como brânquias, apêndices, cutícula e músculo abdominal dos camarões podem ainda ser
indicativas de estresse (Main & Laramore 1999).
Com o crescimento exponencial da carcinicultura e exploração dos recursos naturais,
grandes problemas com relação às doenças começaram a surgir, prejudicando o bem estar das
espécies cultivadas. Main & Laramore (1999) apontam o ambiente como responsável por
impactos significativos no crescimento, produção e saúde dos camarões, uma vez que esses
animais não se alimentam bem, crescem mais lentamente e com isso, tornam-se mais
suscetíveis às doenças em condições adversas. De acordo com Sánchez et al. (2001),
condições ambientais e estresse são fatores importantes que podem provocar o aparecimento
de doenças virais, causando mortalidades elevadas e sério impacto econômico. Le Moullac et
al. (1998) também acreditam haver uma ligação clara entre as condições ambientais e as
doenças, com as flutuações nas condições ambientais normais (oxigênio, temperatura,
salinidade) tendo um efeito significativo.
19
Segundo Blecha (2000), a hipótese que o estresse influencia a imunidade do
hospedeiro origina-se de observações em que a ocorrência de doenças aumentou em animais
expostos a ambientes estressantes. Condições ambientais extremas e práticas de manejo
estressantes influenciam a saúde e bem estar de animais cultivados.
Atualmente, a profilaxia e o controle de doenças nos cultivos restringem-se
basicamente às práticas adequadas de manejo e à redução das condições de estresse (Barracco
et al. 2008). A contagem total dos hemócitos (THC) é um dos parâmetros utilizados para
avaliar o nível de estresse e a partir daí inferir o estado de saúde em crustáceos.
Os crustáceos são dotados apenas de um sistema imune inato, que está intimamente
relacionado com a hemolinfa. A hemolinfa dos crustáceos é composta por uma fração celular,
representada pelas células circulantes ou hemócitos e por uma fração líquida, constituída pelo
plasma que contém diferentes fatores humorais. As respostas imune celulares e humorais
atuam de forma integrada nos crustáceos, protegendo-os contra a invasão de microorganismos
e parasitas, além de garantir a integridade corpórea e homeostática (Barracco et al. 2008).
Existem três tipos morfologicamente distintos de hemócitos em crustáceos: as células
hialinas (HC), semigranulares (SGC) e granulares (GC) (Johansson et al. 2000). O critério de
classificação desses tipos celulares é baseado na sua morfologia, ou seja, na presença de
grânulos citoplásmaticos e no tamanho relativo desses grânulos (Zhang et al. 2006).
As respostas imune celulares estão relacionadas com os hemócitos e incluem a
fagocitose de microorganismos, a formação de nódulos e cápsulas em torno de partículas
estranhas e os mecanismos citotóxicos e/ou degradativos intracelulares utilizados para
degradar e eliminar os agentes invasores (Barracco 2004). Muitas dessas moléculas
microbicidas encontram-se armazenadas dentro de vesículas ou grânulos de certas populações
de hemócitos, enquanto outras são constitutivamente secretadas para a hemolinfa, atuando em
diferentes cascatas imunológicas. Além de atuarem nas respostas de defesa, os hemócitos
20
ainda participam no reparo de ferimentos, esclerotização da cutícula e acredita-se ainda que
estejam envolvidos no metabolismo e transporte de carboidratos (Jiravanichpaisal et al. 2006).
O número dos hemócitos circulantes é um indicador de estresse (Le Moullac &
Haffner 2000). Embora os hemócitos sejam produzidos constantemente, a taxa em que esse
processo ocorre é alterada rapidamente pela influência de diferentes fatores ambientais
(Jiravanichpaisal et al. 2006). Em condições de estresse geralmente há uma redução na
resistência imunológica, com conseqüente diminuição no número de hemócitos (Perazzolo et
al. 2002). No caso de hipoxia severa (1 mg/l) durante 24 h, camarões da espécie L. stylirostris
apresentaram uma diminuição significante na contagem de células totais (THC) devido a uma
redução nas células semigranulares e hialinas (Le Moullac et al. 1998).
Nas injúrias e processos infecciosos, a THC usualmente diminui durante as primeiras
horas, devido provavelmente à migração e infiltração de hemócitos nas regiões invadidas,
havendo em seguida um aumento de seus valores, possivelmente devido à liberação de novas
células a partir dos órgãos hematopoiéticos (Van de Braak et al. 2002). Andrezza et al. 2009
verificaram uma redução significativa na contagem total dos hemócitos (THC) de camarões L.
vannamei infectados por IMNV (Vírus da Mionecrose Infecciosa) no estágio avançado da
doença. Os autores observaram ainda que houve uma redução nos hemócitos granulares
concomitantemente com um aumento dos hemócitos hialinos. Tais pesquisadores apontam
como causas da redução no número de hemócitos, além da infiltração nos tecidos infectados,
baixa reposição de células pelos órgãos hematopoiéticos ou morte dos hemócitos por
apoptose.
Nesse sentido, pesquisas avaliando o comportamento e a resposta imune de camarões
submetidos a condições estressantes são importantes e devem ser ampliadas, especialmente
com relação à espécie L. vannamei. Apesar da ampla utilização dessa espécie, pouco ainda se
sabe sobre seu comportamento, especialmente em condições de estresse. Acredita-se que a
21
etologia aplicada possa contribuir de forma significativa para melhoria das condições de
manejo em ambientes desfavoráveis, haja vista a ênfase dada ao bem-estar no cultivo de
espécies animais.
Com isso, espera-se que os resultados encontrados com essa pesquisa possam servir de
subsídios para que os produtores otimizem as principais condições ambientais (salinidade e
temperatura) durante o cultivo de L. vannamei. Assim, o estresse sofrido pelos animais
poderia ser diminuído, reduzindo consequentemente a probabilidade de doenças, que hoje é o
maior problema encontrado nas fazendas de cultivo de camarão.
22
6- OBJETIVOS
6.1 - Geral
- Verificar a influência de diferentes salinidades e temperaturas no comportamento e
fisiologia do camarão marinho Litopenaeus vannamei (Boone 1931) em condições
laboratoriais de cultivo.
6.2 - Específicos
- Avaliar o comportamento dos camarões em diferentes salinidades e temperaturas da
água;
- Verificar a influência do ciclo claro/escuro do período de 24 h no comportamento
dos camarões;
- Determinar a influência da salinidade e temperatura da água na contagem total dos
hemócitos (THC);
- Relacionar o comportamento com a THC dos camarões mantidos nas diferentes
salinidades e temperaturas.
23
7 – HIPÓTESES E PREDIÇÕES
Para se atingir os objetivos, as seguintes hipóteses e predições serão avaliadas:
HIPÓTESE 1: O comportamento de camarões L. vannamei é um indicador do estresse
causado pela salinidade e temperatura da água.
Predição 1.1: A alimentação dos camarões é mais frequente nas salinidades extremas (2 e 50
ppm) devido a um maior gasto energético (Manuscrito 2).
Predição 1.2: Para conservar energia, os camarões enterram-se mais em 2 e 50 ppm
(Manuscrito 2).
Predição 1.3: A frequência alimentar é menor em 18 °C devido ao metabolismo reduzido
nessa temperatura (Manuscrito 1).
Predição 1.4: A atividade locomotora é reduzida em 18 e 33 °C (Manuscrito 1).
HIPÓTESE 2: O ciclo claro/escuro influencia o comportamento de L. vannamei, sendo
independente da temperatura e da salinidade da água.
Predição 2.1: A natação e o rastejamento são maiores na fase de escuro (Manuscritos 1 e 2).
Predição 2.2: Há predomínio do enterramento na fase de claro (Manuscritos 1 e 2).
HIPÓTESE 3: A contagem total dos hemócitos (THC), parâmetro indicador de estresse, é
influenciada pela salinidade e temperatura da água.
Predição 3.1: Há uma redução no nº de hemócitos em 2 e 50 ppm (Manuscrito 2).
Predição 3.2: O número de hemócitos é menor em 18 e 33 °C (Manuscrito 1).
HIPÓTESE 4: A sobrevivência e o ganho de peso de camarões L. vannamei sofre
modificações devido à temperatura da água.
Predição 4.1: Há uma menor sobrevivência de L.vannamei em 18 °C (Manuscrito 1).
Predição 4.2: O ganho de peso dos camarões é menor em 18 °C (Manuscrito 1).
24
8 - METODOLOGIA GERAL
8.1 - Local de observação
As observações ocorreram no Laboratório de Comportamento de Camarões do
Departamento de Fisiologia, Centro de Biociências da Universidade Federal do Rio Grande
do Norte.
8.2 - Material biológico
Durante as observações, foram utilizados camarões juvenis da espécie Litopenaeus
vannamei, que foram adquiridos em fazendas de cultivo do Rio Grande do Norte. Após
chegarem ao laboratório, esses animais foram marcados com anéis de silicone colorido
colocado no pedúnculo ocular para identificação individual durante as observações (Figura 3).
Figura 3 – Camarão marcado com anel de silicone no pedúnculo ocular para identificação individual.
8.3 - Unidades experimentais
As unidades experimentais consistiram de 10 aquários de vidro transparente medindo
0,5 x 0,4 x 0,3 m, com sistema fechado de recirculação de água, aeração e filtração contínua,
tendo como substrato areia fina. Cada aquário possuía um filtro biológico externo formado
por camadas de diferentes granulometrias de areia, conchas de ostras quebradas e lã de vidro.
Esses aquários foram submetidos a um ciclo claro/escuro 12:12 h, sendo que em cinco
deles a fase de claro ocorreu de 6:00 às 18:00 h, enquanto a fase de escuro ocorreu das 18:00
h às 6:00 h (fotoperíodo natural). Paralelamente, outros cinco aquários foram submetidos a
ciclo invertido (fase de claro das 18:00 às 6:00 h e fase de escuro das 6:00 às 18:00 h). Isso foi
25
feito mediante o controle de um interruptor horário (Timer), o que possibilitou a observação
dos comportamentos dos camarões nas fases de claro e de escuro do período de 24 h. A
iluminação dos aquários foi realizada por duas lâmpadas fluorescentes brancas de 20 W para a
fase de claro e uma lâmpada incandescente vermelha de 15 W para a fase de escuro. A
iluminação vermelha simulou a fase de escuro, permitindo a visualização dos camarões pelo
observador e também foi escolhida por não interferir no comportamento dos animais (Pontes,
2003) (Figura 4).
(A) (B)
Figura 4 – Aquários na fase de claro (A) e de escuro (B) do período de 24 h.
8.4 - Resposta imune
Após o período de observações (30 dias), foi realizada a extração da hemolinfa dos
camarões que foi usada posteriormente para contagem dos hemócitos totais (THC) (Figura 5).
Figura 5 – Extração da hemolinfa dos camarões.
26
9 - MANUSCRITO 1: Resposta comportamental e fisiológica de camarões Litopenaeus
vannamei (Boone 1931) mantidos em laboratório sob diferentes temperaturas
Patrícia Pereira de Lima1,2
, Maria de Fátima Arruda1 & Fabiana Lima Bezerra
1
1Universidade Federal do Rio Grande do Norte, UFRN
2 Correspondência: Caixa Postal 1511, Campus Universitário, Natal, RN, Brasil, 59078-970
E-mail: [email protected]
RESUMO
A temperatura da água é um dos mais importantes fatores abióticos para a aquicultura,
com implicações diretas principalmente no comportamento, na fisiologia e na resposta imune
dos camarões. Nesse contexto, a etologia aplicada é uma ferramenta importante na avaliação
dos requerimentos de bem estar animal nas diferentes condições de manejo. Camarões L.
vannamei juvenis foram colocados em aquários com sistema fechado de recirculação de água,
aeração constante, filtração contínua e ciclo claro/escuro 12:12 h, onde foram submetidos às
temperaturas de 18, 28 ou 33 ºC. O registro dos comportamentos ocorreu durante 30 dias.
Após esse período, a hemolinfa dos animais foi coletada para realização da contagem total dos
hemócitos (THC). Observou-se que, em geral, a alimentação, o índice de enchimento do trato
digestivo (escuro) e a exploração (claro e escuro) foram reduzidos em 18 °C. O enterramento
foi mais frequente em 18 °C (claro) e 33 °C (escuro), sendo a inatividade também mais
elevada em 18 °C (escuro). A THC também foi menor em 18 °C. Em 33 °C, a taxa de
crescimento específico e o ganho de peso foram mais elevados. O rastejamento foi mais
frequente em 28 °C (escuro). Dessa forma, o cultivo de camarões L. vannamei juvenis
aparentemente é crítico nas temperaturas mais baixas, sugerindo-se que esses animais sejam
mantidos em temperaturas mais elevadas, visando seu bem estar.
PALAVRAS-CHAVE: Temperatura, comportamento, camarão, L. vannamei, THC
(Manuscrito a ser submetido ao periódico internacional: Aquaculture)
27
1 - INTRODUÇÃO
O camarão marinho Litopenaeus vannamei é uma espécie de distribuição tropical,
exótica ao litoral brasileiro, sendo a única espécie cultivada comercialmente e que apresenta
vantagens competitivas em relação às espécies nativas (Ostrensky et al. 2007). Parte do
sucesso no cultivo deve-se à sua capacidade de se ajustar às mais variadas condições
ambientais, principalmente no que se refere à salinidade, ao oxigênio dissolvido e à
temperatura da água.
A temperatura da água é um dos fatores abióticos mais importantes para a aquicultura
porque afeta diretamente a vida dos organismos aquáticos. Nos camarões, em particular, pode
influenciar o metabolismo através de modificações na atividade enzimática, no consumo de
alimento e oxigênio, na excreção de amônia e na muda, provocando também alterações no
crescimento, na sobrevivência e na resistência desses animais (Staples & Heales 1991; Chen
et al. 1995; Van Wyk & Scarpa 1999; Le Moullac & Haffner 2000; Hewitt & Duncan 2001;
Coman et al. 2002; Cuzon et al. 2004).
Sob temperaturas baixas, o processo metabólico dos camarões diminui e há redução na
quantidade de energia que o animal deveria usar para realização de suas atividades e
reprodução. Enquanto isso, em temperaturas elevadas há um aumento no metabolismo, o que
leva a uma maior demanda por energia (principalmente na forma de alimento) e oxigênio
(Hickman et al. 2001; Hewitt & Duncan 2001).
Em ambiente natural, a maioria dos camarões peneídeos passa por três fases durante
seu ciclo de vida, se ajustando na fase larval às temperaturas da superfície; na fase juvenil, aos
padrões da temperatura litorânea e na fase adulta, às temperaturas inferiores (Lester & Pante
1991). No ambiente de cultivo (viveiros), as temperaturas em que os camarões são mantidos
também podem variar bastante, alterando-se sazonalmente ou podendo mudar em função da
localização das fazendas de cultivo em regiões geográficas diferentes.
28
Apesar da capacidade de algumas espécies de camarão se ajustar às variações
ambientais, como é o caso de L. vannamei, é importante observar como os animais respondem
a tais mudanças, especialmente quando mantidos em condições extremas (temperaturas muito
baixas ou elevadas), a fim de evitar prejuízos ao bem estar desses animais.
Hernández et al. (2006) sugerem que juvenis de Litopenaeus vannamei sejam
cultivados em temperaturas acima de 25 ºC, com a faixa de preferência termal de 27-30 ºC. O
conforto ambiental é crítico para otimização da resposta comportamental dos camarões ao seu
ambiente, trazendo consequências para o manejo.
Domecini et al. (2007) afirmam que as limitações físicas do ambiente aquático podem
afetar o comportamento. Nesse contexto, a etologia aplicada surge como uma ferramenta
importante, podendo responder questões sobre as necessidades de bem estar animal (Gonyou
1994). De acordo com Millman et al. (2004), a etologia aplicada tem contribuído para o
entendimento dos mecanismos comportamentais em relação ao estresse animal, bem como
investigado as práticas de manejo que melhor atendem às necessidades dos animais. Assim, o
conhecimento das atividades realizadas pelos camarões em resposta ao seu ambiente pode
trazer informações importantes para aplicação no cultivo dos camarões em viveiros, o que
acarretaria em melhoras no manejo praticado nas fazendas.
Embora haja uma necessidade iminente de mais conhecimento na área da etologia
aplicada, ainda são poucas as pesquisas desenvolvidas com ênfase no comportamento de
camarões, mesmo para espécies de ampla utilização como é o caso de L. vannamei
(Moctezuma & Blake 1981; Pontes & Arruda 2005a; Pontes & Arruda 2005b; Pontes et al.
2006; Pontes et al. 2008; Lima et al. 2009). Não há ainda registros sobre a resposta
comportamental de L. vannamei em condições de estresse térmico.
Sornom et al. (2010) afirmam que o estresse ambiental pode prejudicar a
sobrevivência e a fisiologia dos animais mantidos em tais condições, bem como outras
29
funções relacionadas ao comportamento, embora os prejuízos variem de acordo com o gênero
e/ou idade desses animais. Dantzer & Mormède (1983) asseguram ainda que em condições de
manejo, o estresse usualmente se expressa através de uma reação reflexa que ocorre quando
os animais são expostos a condições ambientais adversas. Isso tem implicações diretas no
bem estar desses animais, com consequências desfavoráveis que variam do desconforto à
morte.
Nesse sentido, a temperatura da água pode gerar estresse, o que influencia o sistema
imune dos camarões, assim favorecendo o estabelecimento de doenças.
O sistema imune dos crustáceos está intimamente relacionado com a hemolinfa, que é
composta por uma fração celular (hemócitos) e por uma fração líquida, onde estão dissolvidos
os diferentes fatores humorais. As respostas imune celulares e humorais atuam de forma
integrada na proteção dos crustáceos contra a invasão de microorganismos e parasitas, além
de garantir a integridade corpórea e homeostática (Söderhäll & Cerenius 1992; Roch 1999;
Barracco et al. 2008).
A contagem total dos hemócitos (THC) é um dos parâmetros mais usados para inferir
o estado de saúde de crustáceos, sendo o número de hemócitos circulantes um indicador de
estresse (Le Moullac & Haffner 2000; Barracco 2004). De acordo com Jiravanichpaisal et al.
(2006), os hemócitos são produzidos constantemente, embora a taxa em que esse processo
ocorre possa ser alterada rapidamente pela influência de diferentes fatores ambientais, entre os
quais tem-se a temperatura da água. Uma diminuição na THC é frequentemente relatada em
crustáceos marinhos expostos a condições estressantes (Perazzolo et al. 2002).
Nesse contexto, um maior conhecimento acerca do comportamento aliado à análise da
THC de L. vannamei submetidos a condições de temperatura que estejam fora do seu ótimo
ambiental são ferramentas importantes que podem beneficiar o manejo praticado nas fazendas
de cultivo. Uma observação mais detalhada do comportamento desses animais pode levar à
30
identificação de camarões estressados, que podem estar com o número de hemócitos
alterados, o que compromete a defesa contra patógenos e favorece o estabelecimento de
doenças.
Nesse sentido, o objetivo desse trabalho foi avaliar as respostas comportamentais e
fisiológicas (THC), bem como o desempenho zootécnico de camarões L. vannamei juvenis
mantidos em diferentes temperaturas sob condições laboratoriais. Espera-se que a
alimentação e a atividade locomotora sejam reduzidas, bem como haja uma diminuição na
THC desses animais nas temperaturas extremas (18 e 33 °C).
2 - MATERIAL E MÉTODOS
2.1 - COMPORTAMENTOS DE CAMARÕES L. vannamei EM DIFERENTES
TEMPERATURAS
O experimento foi realizado em laboratório utilizando-se camarões juvenis da espécie
Litopenaeus vannamei (N = 150), obtidos em fazendas de cultivo do Rio Grande do Norte
(NE do Brasil).
Os animais foram mantidos em 10 aquários de vidro (0,5 x 0,3 x 0,4 m), cada aquário
contendo aproximadamente 30L de água do mar, sistema fechado de recirculação de água,
aeração e filtração contínua e substrato formado por uma camada de areia fina de
aproximadamente 7 cm. Além disso, cada aquário possuía um filtro biológico externo
formado por camadas sobrepostas de areia de diferentes granulometrias, conchas de ostras
quebradas e lã de vidro.
Esses aquários foram submetidos a um ciclo claro/escuro 12:12 h, sendo que em cinco
deles a fase de claro ocorreu de 6:00 às 18:00 h, enquanto a fase de escuro ocorreu das 18:00
h às 6:00 h (fotoperíodo natural). Paralelamente, outros cinco aquários foram submetidos a
ciclo invertido (fase de claro das 18:00 às 6:00 h e fase de escuro das 6:00 às 18:00 h). Isso foi
31
feito mediante o controle de um interruptor horário (Timer), o que possibilitou a observação
dos comportamentos dos camarões nas fases de claro e de escuro do período de 24 h. A
iluminação dos aquários foi realizada por duas lâmpadas fluorescentes brancas de 20 W para a
fase de claro e uma lâmpada incandescente vermelha de 15 W para a fase de escuro. A
iluminação vermelha simulou a fase de escuro, permitindo a visualização dos camarões pelo
observador e também foi escolhida por não interferir no comportamento dos animais (Pontes,
2003).
Foram estocados cinco camarões por aquário, os quais foram marcados no pedúnculo
ocular com anéis de silicone de cores diferentes para identificação individual durante as
observações. Tal marcação ficava com folga no pedúnculo ocular dos camarões para não
afetar o comportamento e ao mesmo tempo permitia que a marcação permanecesse no animal
após a muda.
O experimento foi realizado em três etapas, tendo como base cada uma das
temperaturas estabelecidas, respectivamente 18, 28 ou 33 °C. Após chegarem ao laboratório,
cada lote de animais (N = 50) foi gradualmente aclimatado durante 7 dias à temperatura
prevista para aquela etapa experimental. A temperatura mais baixa (18 ºC) foi alcançada e
mantida através de ajustes no ar condicionado local, enquanto as temperaturas mais elevadas
(28 e 33 ºC) foram mantidas com o auxílio de um aquecedor com termostato, que permitiu a
manutenção da temperatura da água ao longo do experimento. Os aquários em 28 ºC foram
utilizados como controle. No decorrer do experimento, a temperatura da água foi monitorada
diariamente e quando necessário, ajustada, mantendo a variação dentro de ± 1 ºC.
A alimentação dos animais era restrita à fase de observação (de claro ou de escuro),
com a oferta do alimento ocorrendo a cada 3 h, ao longo das 12 h daquela fase, imediatamente
antes das observações. A quantidade ofertada era equivalente a 10% da biomassa de camarões
estocada/dia, utilizando ração peletizada própria para camarão (Camaronina 35 – Avialis do
32
Brasil Nutrição Animal Ltda). A ração foi ofertada em bandejas de acrílico transparente (11,5
x 6,0 x 3,5 cm) e retirada após uma hora para evitar problemas com a qualidade da água dos
aquários.
Durante o final de semana, os animais eram alimentados normalmente, mas não eram
realizadas observações comportamentais.
Foram realizadas quatro janelas de observação com registros ocorrendo 1, 4, 7 e 10 h
após o início de cada fase (de claro ou de escuro) do período de 24 h. As janelas de
observação tinham duração de 15 minutos para cada aquário, começando imediatamente após
a introdução do alimento artificial com registros simultâneos na fase de claro e de escuro.
Para que os registros dos comportamentos ocorressem de forma simultânea nas fases de claro
e de escuro, enquanto um observador realizava a observação de um aquário na fase de claro,
outro fazia o registro dos comportamentos em um aquário na fase de escuro e assim
sucessivamente, até que os 10 aquários fossem observados (cinco na fase de claro e cinco na
fase de escuro). Os seguintes comportamentos foram registrados usando o método focal
instantâneo com registros a cada 60 segundos (método em que a observação é dividida em
intervalos amostrais curtos, sendo que em cada ponto amostral o observador registra se o
comportamento está ou não ocorrendo) (Martin & Bateson 2007a):
a) Alimentação: introdução de peletes de ração ou partes da muda na cavidade bucal
do camarão com posterior ingestão.
b) Exploração: inserção e retirada contínua dos pereiópodos quelados do substrato
com o cefalotórax levemente inclinado.
c) Natação: o animal mantém-se suspenso na coluna d’água, ou ainda, deslocando-se
vertical ou horizontalmente através da movimentação dos pleópodos.
d) Rastejamento: o animal desloca-se sobre o substrato, utilizando seus pereiópodos.
33
e) Inatividade: o animal fica estático, podendo ocorrer movimentação dos
pereiópodos, pleópodos ou ambos.
f) Enterramento: o camarão enterra-se parcial ou totalmente no substrato, através de
movimentos dos pereiópodos e/ou pleópodos.
Além disso, foram feitos registros pelo método focal contínuo da latência de chegada
do animal à bandeja e da latência de consumo do alimento ou de partes da muda, seja na
bandeja ou fora dela. Através do método focal contínuo, cada comportamento é registrado
junto com a informação sobre seu tempo de ocorrência; as latências são determinadas
considerando o tempo gasto desde a apresentação do estímulo (ração) até a chegada do animal
à bandeja (latência de chegada) ou início da ingestão do alimento ou muda (latência de
consumo) (Martin & Bateson 2007a e 2007b).
A situação do trato digestivo dos animais no início e final das observações também foi
verificada, a partir da padronização visual da quantidade de alimento presente na parte inicial
do trato digestivo (proventrículo) do animal, sendo atribuídos valores às diferentes situações
verificadas: 0 = vazio, 1 = pouco alimento, 2 = quantidade média de alimento e 3 = cheio
(Pontes & Arruda 2005b; Pontes et al. 2008) (Figura 1). A partir destes valores, o índice de
enchimento do trato digestivo (IETD) foi calculado através da diferença entre a situação do
trato digestivo do camarão no final e início das observações, respectivamente.
Figura 1 – Padronização visual da situação do trato digestivo de L. vannamei a partir da quantidade de alimento
presente no proventrículo dos animais (A = vazio, B = pouco, C = médio, D = cheio). Fonte: Pontes & Arruda
2005b; Pontes et al. 2008.
A B C D
34
Foi realizado também o cálculo da taxa de crescimento específico, que foi baseado na
fórmula: TCE (%/dia) = (Log peso final – Log peso inicial)/Tempo x 100.
Ao final do experimento, foi feito o cálculo do ganho de peso através da fórmula:
Ganho de peso (%) = (peso final + peso inicial)/peso inicial x 100.
Além disso, a sobrevivência dos animais nas diferentes temperaturas foi avaliada
mediante a seguinte fórmula: Sobrevivência (%) = número final de camarões/ número inicial
de camarões X 100
Além da temperatura, a qualidade da água dos aquários foi monitorada durante todo o
experimento com medições diárias da salinidade, oxigênio dissolvido e pH e medições
semanais da amônia total e nitrito em todos os aquários, sempre realizadas pela manhã (9:00
h).
Um total de cinco repetições para cada temperatura testada em cada fase de
observação (de claro ou de escuro) foi realizada. Cada repetição teve duração de quatro
semanas, com as observações realizadas cinco vezes por semana, totalizando 20 dias de
registro dos comportamentos para cada unidade experimental (aquário), o que resultou em
200 h de observação por temperatura.
2.2 - CONTAGEM TOTAL DOS HEMÓCITOS (THC) DOS CAMARÕES EM
DIFERENTES TEMPERATURAS
Extração da hemolinfa e contagem dos hemócitos
A extração e coleta da hemolinfa foram realizadas após os animais (n = 50 para cada
temperatura) serem mantidos por 30 dias nas diferentes temperaturas (18, 28 ou 33 ºC) para
realização das observações comportamentais.
A hemolinfa dos camarões (10 pools de 5 animais para cada temperatura) foi coletada
a partir da inserção de uma agulha de 30 x 8 mm (21G) acoplada a uma seringa de 1 ml na
35
região ventral do primeiro segmento abdominal de cada camarão, com posterior punção do
líquido.
A hemolinfa coletada foi colocada diretamente em uma solução fixadora constituída
de 4% de formaldeído em solução anticoagulante (27 mM citrato de sódio, 336 mM cloreto de
sódio, 115 mM glicose, 9 mM EDTA, pH 7,2) a uma diluição conhecida (1:1), sendo mantida
a 4 ºC até ser usada. Posteriormente, a contagem total dos hemócitos (THC) foi realizada em
câmara de Neubauer, usando um microscópio óptico (Andrezza et al., 2009).
3 - ANÁLISE ESTATÍSTICA
Através dos testes de Shapiro-Wilks e Levene pode-se constatar respectivamente a não
aderência dos dados à distribuição normal e a inexistência de homogeneidade das variâncias
para os parâmetros de qualidade de água, desempenho zootécnico e os seguintes
comportamentos: alimentação, exploração, natação, rastejamento, inatividade, enterramento e
para o índice de enchimento do trato digestivo. Dessa forma, a análise desses dados foi feita a
partir de testes não paramétricos, utilizando-se o teste de Kruskal-Wallis e, quando diferenças
significativas foram observadas, aplicou-se o T2 de Tamhane. Para as latências de chegada e
consumo do alimento, bem como para análise da THC, as premissas para análise paramétrica
dos dados foram cumpridas, adotando-se a ANOVA e post hoc Bonferroni. O nível de
significância adotado foi p < 0,05.
4 - RESULTADOS
4.1 - PARÂMETROS DE QUALIDADE DA ÁGUA
4.1.1 – OXIGÊNIO DISSOLVIDO
Foram encontradas diferenças significativas para o oxigênio dissolvido na água dos
aquários mantidos nas diferentes temperaturas testadas (H = 463,61; gl = 2; p < 0,001),
encontrando-se uma maior concentração de oxigênio em 18 °C em relação a 28 °C (p <0,001)
36
e 33 °C (p < 0,001). Na comparação entre 28 e 33 °C verificou-se a existência de uma maior
concentração de oxigênio em 33 °C em comparação aos aquários mantidos em 28 °C (p <
0,001) (Tabela 1).
4.1.2 – SALINIDADE
A salinidade da água não variou significativamente nos aquários mantidos sob
diferentes temperaturas (H = 5,32; g = 2; p = 0,070) (Tabela 1).
4.1.3 – pH
O pH variou em função da temperatura da água dos aquários (H = 178,27, gl = 2, p <
0,001), com os aquários mantidos em 33 °C apresentando pH menor do que em 18 °C (p
<0,001) e 28 °C (p < 0,001). Entre 18 e 28 °C, as diferenças não foram significativas (p =
0,210) (Tabela 1).
4.1.4 – AMÔNIA TOTAL
Não foram verificadas diferenças significativas na concentração de amônia total nas
diferentes temperaturas (H = 3,83; gl = 2; p = 0,148) (Tabela 1).
4.1.5 – NITRITO
Foram encontradas diferenças significativas quanto à concentração de nitrito nas
diferentes temperaturas (H = 75,74; g = 2; p < 0,001), encontrando-se maior concentração de
nitrito em 28 °C do que entre 18 °C (p < 0,001) e 33 °C (p < 0,001). As diferenças não foram
significativas entre 18 e 33 °C (p = 0,986) (Tabela 1).
37
Tabela I – Parâmetros de qualidade da água durante os experimentos (média ± desvio padrão).
Temperatura (°C)
Oxigênio dissolvido (mg/L)
Salinidade (ppm) pH
Amônia total (mg/L)
Nitrito (mg/L)
18 9,16 ± 0,40a 30,77 ± 1,10a 7,79 ± 0,16a 0,19 ± 0,19 0,07 ± 0,02a
28 5,76 ± 0,47b 30,70 ± 1,14a 7,83 ± 0,12a 0,01 ± 0,004 0,73 ± 0,36b
33 6,48 ± 0,71c 30,73 ± 0,87a 7,31 ± 0,08b 0,16 ± 0,12 0,07 ± 0,02a
4.2 – DESEMPENHO ZOOTÉCNICO
4.2.1 - TAXA DE CRESCIMENTO ESPECÍFICO (TCE)
As diferenças foram significativas para a taxa de crescimento específico dos camarões
nas diferentes temperaturas (H = 37,04; gl = 2; p < 0,001), verificando-se uma maior taxa de
crescimento específico em 33 °C do que em 18 °C ( p < 0,01) e 28 °C (p < 0,01). Não foram
registradas diferenças significativas entre 18 e 28 °C (p = 0,300) (Tabela 2).
4.2.2 - GANHO DE PESO
O ganho de peso dos camarões apresentou diferenças significativas nas temperaturas
testadas (H = 37,04; gl = 2; p < 0,01), com os animais mantidos em 33 °C apresentando ganho
de peso maior do que aqueles em 18 °C (p < 0,01) e 28 °C (p <0,01). Não foram encontradas
diferenças significativas entre 18 e 28 °C (p = 0,271) (Tabela 2).
4.2.3 - SOBREVIVÊNCIA
Foram encontradas diferenças significativas para a sobrevivência dos camarões nas
diferentes temperaturas (H = 12,25; gl = 2; p = 0,002), com os camarões mantidos em 18 ºC
apresentando maior sobrevivência do que aqueles em 28 (p < 0,001) e 33 °C (p < 0,001).
Entre 28 e 33 °C, as diferenças não foram significativas (p = 0,969) (Tabela 2).
38
Tabela 2 – Desempenho zootécnico de camarões L. vannamei juvenis em diferentes temperaturas (média ± desvio padrão)
Temperatura (°C)
Peso médio inicial (g)
Peso médio final (g)
Ganho de peso (%)
TCE* (%/dia)
Sobrevivência (%)
18 6,75 ± 0,29a 7,16 ± 0,69a 205,97 ± 8,49a 0,08 ± 0,12a 98 ± 0,52a
28 6,86 ± 0,24a 7,52 ± 0,76b 209,63 ± 10,53a 0,13 ± 0,14a 91,33 ± 7,49b
33 6,84 ± 0,26a 8,67 ± 1,23c 226,79 ± 17,70b 0,33 ± 0,21b 90,6 ± 6,52b
*TCE = taxa de crescimento específico
4.3 - COMPORTAMENTOS DE CAMARÕES L. vannamei EM DIFERENTES
TEMPERATURAS
Os resultados são apresentados inicialmente a partir das comparações feitas entre as
três temperaturas em ambas as fases (de claro/ de escuro) do período de 24 h. A seguir, as
análises foram realizadas comparando as fases de iluminação em cada temperatura.
4.3.1 – COMPORTAMENTO ALIMENTAR
4.3.1.1 - ALIMENTAÇÃO
Nas três temperaturas testadas, não foram encontradas diferenças significativas para a
alimentação dos camarões na fase de claro (H = 3,61; gl = 2; p = 0,165). Entretanto, na fase
de escuro, houve variação da alimentação nas diferentes temperaturas (H = 20,44; gl = 2; p <
0,001), verificando-se uma menor frequência de alimentação em 18 ºC em relação a 28 ºC (p
= 0,003). As diferenças não foram significativas entre 18 e 33 ºC (p = 0,530), nem entre 28 e
33 ºC (p = 0,067).
Considerando as fases de iluminação do período de 24 h em cada temperatura, apenas
em 28 ºC foram encontradas diferenças significativas, com a alimentação mais frequente na
fase de escuro (U = 147,50; z = -3,36; p = 0,001). As diferenças não foram significativas em
18 ºC (U = 301,50; z = -0,24; p = 0,807) e 33 ºC (U = 289,50; z = -0,49; p = 0,624) (Figura
2a).
39
4.3.1.2 - EXPLORAÇÃO
Na avaliação das três temperaturas utilizadas, a atividade exploratória apresentou
diferenças significativas nas fases de claro (H = 15,69; gl = 2; p < 0,001) e de escuro (H =
18,24; gl = 2; p < 0,001). Na fase de claro, houve menor exploração do substrato em 18 ºC do
que em 28 ºC (p = 0,002) e 33 ºC (p < 0,001). As diferenças não foram significativas para a
exploração entre 28 e 33 ºC (p = 0,983). Também na fase de escuro, a exploração foi menos
frequente em 18 ºC do que em 28 ºC (p < 0,001) e 33 ºC (p < 0,001). Entre 28 e 33 ºC, não
houve diferença significativa quanto à exploração (p = 0,999).
Além disso, em nenhuma das temperaturas testadas foram encontradas diferenças
significativas para a exploração quando consideradas as fases de iluminação do período de 24
h (18 ºC (U = 287,00; z = -0,50; p = 0,614); 28 ºC (U = 311,50; z = -0,02; p = 0,984) e 33 ºC
(U = 302,00; z = -0,21; p = 0,835)) (Figura 2b).
4.3.1.3 - LATÊNCIA DE CHEGADA À BANDEJA
Considerando as três temperaturas, as diferenças foram significativas para a latência
de chegada dos camarões à bandeja nas fases de claro (F (2,72) = 12,10; p < 0,001) e de
escuro (F (2,72) = 23,05; p < 0,001). Na fase de claro, os camarões demoraram mais para
chegar à bandeja em 33 ºC do que em 18 ºC (p < 0,001) e 28 ºC (p < 0,001). Entre 18 e 28 ºC,
as diferenças não foram significativas para a latência de chegada (p > 0,999). Os mesmos
resultados foram obtidos na fase de escuro, encontrando-se que a latência de chegada foi
maior em 33 ºC do que em 18 ºC (p < 0,001) e 28 ºC (p < 0,001). Também não foram
encontradas diferenças significativas entre 18 e 28 ºC (p > 0,999).
Apenas em 33 ºC houve variação da latência de chegada em relação às fases de
iluminação no período de 24 h, verificando-se uma latência mais elevada na fase de escuro (F
40
(1,48) = 7,96; p = 0,007). As diferenças não foram significativas em 18 ºC (F (1, 48) = 0,92; p
= 0,341) e 28 ºC (F (1, 48) = 0,85; p = 0,360) (Figura 2c).
4.3.1.4 - LATÊNCIA DE CONSUMO
Nas três temperaturas testadas, observamos que a latência de consumo do alimento ou
da muda apresentou diferenças significativas nas fases de claro (F (2,72) = 10,48; p < 0,001) e
de escuro (F (2,72) = 13,57; p < 0,001). Na fase de claro, a latência de consumo foi menor em
18 ºC do que em 28 ºC (p = 0,024) e 33 ºC (p < 0,001). Entre 28 e 33 ºC não foram
constatadas diferenças significativas para a latência de consumo (p = 0,222). Resultados
similares foram encontrados na fase de escuro, com os camarões iniciando o consumo do
alimento ou da muda mais rapidamente em 18 ºC do que em 28 ºC (p < 0,001) e 33 ºC (p <
0,001). Na comparação entre 28 e 33 ºC não houve diferenças significativas (p > 0,999).
Por outro lado, quando consideradas as fases no período de 24 h em cada temperatura,
verificou-se que a latência de consumo variou em 28 ºC (F (1, 48) = 14,21; p = 0,001) e 33 ºC
(F (1, 48) = 6,21; p = 0,016), sendo maior na fase de escuro. Em 18 ºC, as diferenças não
foram significativas (F (1, 48) = 2,00; p = 0,164) (Figura 2d).
4.3.1.5 - ÍNDICE DE ENCHIMENTO DO TRATO DIGESTIVO
Verificou-se que o índice de enchimento do trato digestivo não variou
significativamente dentre as três temperaturas testadas na fase de claro (H = 2,06; gl = 2; p =
0,358). Entretanto, na fase de escuro, as diferenças foram significativas para o índice de
enchimento do trato digestivo (H = 16,22; gl = 2; p < 0,001), encontrando-se um índice menor
em 18 ºC do que em 28 ºC (p = 0,002) e 33 ºC (p < 0,001). As diferenças não foram
significativas na comparação entre 28 e 33 ºC (p = 0,821).
41
Considerando as fases no período de 24 h em cada temperatura, o teste de Mann-
Whitney mostrou que o índice de enchimento do trato digestivo variou em 28 ºC (U = 175,00;
z = -3,36; p = 0,001) e 33 ºC (U = 137,00; z = -4,19; p < 0,001), sendo mais elevado na fase
de escuro. Em 18 ºC, as diferenças não foram significativas (U = 287,50; z = -1,43; p = 0,153)
(Figura 2e).
42
Figura 2 – Comportamento alimentar do camarão Litopenaeus vannamei em diferentes temperaturas (18, 28 e 33 ºC) e fases do ciclo claro/escuro. As letras A-C indicam a comparação das temperaturas na fase de claro, enquanto a-c a comparação na fase de escuro. Letras diferentes representam diferenças significativas. ← indica diferença significativa entre as fases de iluminação em cada temperatura (p < 0,05), com a direção da seta partindo do valor maior para o menor.
a
b
ab
A
B
B
a
b
b
A A
B
a a
b
A
B
B
a
b
b
a
b
b
(a) (b)
(c) (d)
(e)
43
4.3.2 - DEMAIS COMPORTAMENTOS
4.3.2.1 - NATAÇÃO
A natação não apresentou diferenças significativas em relação às temperaturas testadas
na fase de claro (H = 0,56; gl = 2; p = 0,756). Entretanto, houve variação quanto à natação nas
diferentes temperaturas na fase de escuro (H = 19,63; gl = 2; p < 0,001), observando-se uma
maior atividade natatória em 18 ºC do que em 28 ºC (p < 0,001) ou 33 ºC (p < 0,001). Por
outro lado, não foram verificadas diferenças significativas na natação entre 28 e 33 ºC (p =
0,994).
Na comparação entre as fases no período de 24 h, a natação foi mais frequente na fase
de escuro em todas as temperaturas: 18 ºC (U = 19,00; Z = -5,87; p < 0,001); 28 ºC (U =
89,00; Z = -4,60; p < 0,001) e 33 ºC (U = 57,00; Z = -5,24; p < 0,001) (Figura 3a).
4.3.2.2 - RASTEJAMENTO
Embora o teste de Kruskal-Wallis mostre que as diferenças foram significativas para o
rastejamento dos camarões na fase de claro (H = 7,00; gl = 2; p = 0,030), o post hoc T2 de
Tamhane não identificou diferença significativa em nenhuma das comparações feitas nas
diferentes temperaturas (18 e 28 °C (p = 0,132); 18 e 33 °C (p > 0,999) e 28 e 33 °C (p =
0,132)). Esse resultado é coerente com a igualdade das medianas nas três temperaturas
testadas (mediana = 0), indicando que na verdade não se pode considerar a existência de
diferenças significativas para o rastejamento na fase de claro. Na fase de escuro, o
rastejamento apresentou diferenças significativas entre as temperaturas testadas (H = 11,29; gl
= 2; p = 0,004), encontrando-se que o rastejamento foi mais frequente em 28 ºC do que 33 ºC
(p = 0,014). As diferenças não foram significativas entre 18 e 28 ºC (p = 0,072), nem entre 18
e 33 °C (p = 0,811).
44
Independente da temperatura testada, o rastejamento foi mais freqüente na fase de
escuro: 18 ºC (U = 36,00; Z = -6,05; p < 0,001); 28 ºC (U = 68,50; Z = -5,06; p < 0,001) e 33
ºC (U = 25,00; Z = -6,44; p < 0,001) (Figura 3b).
4.3.2.3 - INATIVIDADE
Dentre as temperaturas testadas, verificou-se que a inatividade não apresentou
diferenças significativas na fase de claro (H = 2,01; gl = 2; p = 0,367). Na fase de escuro, as
diferenças foram significativas (H = 16,15; gl = 2; p < 0,001), com os camarões mantidos em
18 ºC permanecendo mais inativos do que aqueles em 28 ºC (p < 0,001) e 33 º C (p = 0,002).
Entre 28 e 33 ºC não foram encontradas diferenças significativas (p = 0,983).
Com relação às fases no período de 24 h, não foram encontradas diferenças
significativas para a inatividade dos animais em nenhuma das três temperaturas testadas: 18
ºC (U = 236,00; Z = -1,51; p = 0,131); 28 ºC (U = 268,00; Z = -0,89; p = 0,376) e 33 ºC (U =
306,00; Z = -0,13; p = 0,896) (Figura 3c).
4.3.2.4 - ENTERRAMENTO
O enterramento dos camarões apresentou diferenças significativas com relação às
temperaturas testadas nas fases de claro (H = 10,77; gl = 2; p = 0,005) e de escuro (H = 11,14;
gl = 2; p = 0,004). Na fase de claro, a frequência de enterramento foi maior em 18 do que em
28 °C (p = 0,019). Não foram encontradas diferenças significativas entre 18 e 33 ºC (p =
0,157), nem entre 28 e 33 °C (p = 0,328). Na fase de escuro, as diferenças foram significativas
apenas entre 28 e 33 °C (p = 0,002), com maior enterramento em 33 °C. Não foram
encontradas diferenças significativas entre 18 e 28 ºC (p = 0,174), nem entre 18 e 33 °C (p =
0,892).
45
Considerando as fases do ciclo claro/escuro, o enterramento foi maior na fase de claro
em todas as temperaturas (18 ºC (U = 48,00; Z = -5,25; p < 0,001); 28 ºC (U = 88,50; Z = -
4,73; p < 0,001) e 33 ºC (U = 52,00; Z = -5,16; p < 0,001) (Figura 3d).
Figura 3 – Comportamentos do camarão Litopenaeus vannamei em diferentes temperaturas (18, 28 e 33 ºC) e fases do ciclo
claro/escuro. As letras A-C indicam a comparação das temperaturas na fase de claro, enquanto a-c a comparação na fase de escuro. Letras diferentes representam diferenças significativas. ← indica diferença significativa entre as fases de iluminação em cada temperatura (p < 0,05), com a direção da seta partindo do valor maior para o menor.
(c) (d)
a
b b
ab
a
b
a
b
b
A
B
AB
ab
a
b
(a) (b)
46
4.4 - CONTAGEM TOTAL DOS HEMÓCITOS (THC) DOS CAMARÕES EM
DIFERENTES TEMPERATURAS
As diferenças foram significativas para a contagem total dos hemócitos nas diferentes
temperaturas (F (2,28) = 7,54; p = 0,003). O número de hemócitos foi significativamente
menor em 18 ºC do que em 28 ºC (p = 0,007) e 33 ºC (p = 0,013). Não foram encontradas
diferenças significativas entre 28 e 33 ºC (p > 0,999) (Figura 4).
Figura 4 – Contagem total dos hemócitos (THC) nas diferentes temperaturas (18, 28 e 33 ºC). Letras diferentes representam
diferenças significativas (p < 0,05).
a
b
b
47
5 - DISCUSSÃO
Os resultados apontam para uma modificação no comportamento de L. vannamei em
função das temperaturas em que os camarões foram mantidos. Com relação ao
comportamento alimentar, encontrou-se que a alimentação (escuro), a exploração (claro e
escuro) e o índice de enchimento do trato digestivo (escuro) foram reduzidos em 18 °C. A
taxa de crescimento específico (TCE) e o ganho de peso foram maiores na temperatura mais
elevada (33 ºC).
Quanto às latências, verificou-se que apesar dos camarões terem apresentado menores
latências de chegada e de consumo em 18 ºC (claro e escuro), não houve uma alimentação
mais frequente nessa temperatura. Costero & Meyers (1993) também observaram a chegada
de camarões L. vannamei à fonte de alimento, bem como o início da ingestão desses animais e
verificaram que, em geral, as respostas foram mais rápidas quando os animais passaram mais
tempo sem se alimentar. Em nossa pesquisa, uma vez que a frequência de alimentação dos
camarões mantidos em 18 ºC foi mais baixa (escuro - Fig. 2a), os animais apresentaram uma
resposta ao alimento registrada pelas latências de chegada e de consumo do alimento ou da
muda mais rápida.
Nossos resultados quanto à alimentação dos camarões foram similares aos de outros
pesquisadores que também expuseram L. vannamei a diferentes temperaturas. Ponce-Palafox
et al. (1997) verificaram que a temperatura teve um efeito considerável no consumo de
alimento e no crescimento de pós-larvas de L. vannamei (PL 18) cultivadas em 20, 25, 30 ou
35 ºC durante 40 dias. As pós-larvas apresentaram maior crescimento nas temperaturas mais
altas (30 e 35 ºC), havendo também um maior consumo de alimento em 35 ºC. Em 20 ºC, o
consumo do alimento foi baixo. Nossos resultados corroboram esses dados, visto que
encontramos um maior crescimento dos camarões em 33 ºC, com menor alimentação em 18
ºC (escuro), apesar da idade dos camarões nas duas pesquisas serem diferentes.
48
Van Wyk & Scarpa (1999) afirmam que o consumo do alimento por L. vannamei é
ótimo quando as temperaturas estão entre 27 °C e 31 ºC, havendo uma diminuição nesse
consumo em temperaturas acima ou abaixo desses valores. Além disso, eles mencionam que
esse consumo pode ser reduzido em até 50 % quando a temperatura da água cai para 24 ºC,
podendo cessar completamente em temperaturas abaixo de 20 ºC. Em nossa pesquisa, na fase
de escuro, o consumo do alimento foi bastante reduzido em 18 ºC, com um maior consumo
ocorrendo em 28 e 33 ºC.
Zhang et al. (2006) acreditam ainda que, em geral, a faixa ótima de temperatura para
cultivo de camarões encontra-se nas temperaturas mais elevadas, quando há um maior
consumo de alimento. Entretanto, temperaturas muito altas ou muito baixas podem causar
uma redução nesse consumo.
Em viveiros, também é comum a ocorrência de crescimento mais lento dos camarões
no inverno, quando as chuvas são mais frequentes e as temperaturas mais baixas. Segundo
Tian et al. (2004), a capacidade dos camarões se adaptarem às temperaturas mais baixas é
ruim. Além disso, Kumlu et al. (2010) afirmam que L. vannamei parece ser mais sensível a
temperaturas mais baixas do que outras espécies de peneídeos, como P. semisulcatus e F.
merguiensis. Fox, Treece & Sanchez (2001) asseguram que L. vannamei se enterrará no fundo
dos viveiros quando a temperatura da água cair abaixo de 25 ºC. Consequentemente, o
consumo de alimento declinará como resultado do metabolismo diminuído, devendo a
alimentação dos camarões nas fazendas de cultivo ser ajustada em tais condições.
Para algumas outras espécies de camarão, a relação entre menor crescimento em
temperaturas mais baixas se mantém. Ocampo et al. (2000) também verificaram uma
modificação no comportamento geral e alimentação quando expuseram Farfantepenaeus
californiensis (pós-larvas até juvenis) a diferentes temperaturas (19, 23 ou 27 ºC) por 50 dias.
Eles encontraram um menor crescimento em 19 ºC, enquanto houve um maior consumo de
49
alimento em 27 ºC. Os pesquisadores afirmam que o crescimento reduzido em 19 ºC parece
ser o resultado da taxa metabólica diminuída, que afeta o consumo de alimento e atividade
geral do animal, visto que nessa temperatura o camarão pareceu mais letárgico; enquanto em
27 ºC, os animais estavam sempre ativos e o consumo de alimento foi mais elevado. Os
pesquisadores afirmam que a temperatura de 19 ºC impede o camarão de manter seu balanço
energético, provavelmente por diminuir tanto o apetite como o movimento do animal. Em
nossa pesquisa, a temperatura de 18 ºC influenciou praticamente todo o repertório
comportamental de L. vannamei havendo uma redução significativa em suas principais
atividades; enquanto em 28 ºC, o rastejamento foi mais frequente (escuro) e o enterramento
foi menor (claro e escuro).
Em camarões Farfantepenaeus paulensis juvenis mantidos em 16, 20, 23, 26, 29 e 32
ºC constatou-se também que o consumo do alimento foi dependente da temperatura. Os
animais em 16 ºC apresentaram um consumo do alimento significativamente menor do que
nas outras temperaturas testadas (Wasielesky et al. 2003).
Por outro lado, camarões Marsupenaeus japonicus (15,6 ± 0,2 g) expostos a 28, 30,
32, 34 e 36 ºC apresentaram um menor consumo do alimento na temperatura mais elevada (36
°C), enquanto o maior consumo ocorreu em 32 ºC dentre as temperaturas testadas (Hewitt &
Duncan 2001). Observamos, em nossa pesquisa, que camarões L. vannamei juvenis
apresentaram uma maior frequência de alimentação em 28 e 33 °C (escuro), além de um
maior ganho de peso e taxa de crescimento específico (TCE) em 33 ºC. Essa diferença na
temperatura ideal para o crescimento dos camarões durante o cultivo pode estar relacionada à
espécie utilizada.
Com relação às fases do ciclo claro/escuro, observamos que a alimentação (28 °C) e o
índice de enchimento do trato digestivo (28 e 33 °C) foram mais elevados na fase de escuro.
Segundo Dall et al. (1990), a maioria dos camarões peneídeos passa o dia enterrado no
50
substrato e emerge e se alimenta à noite. Adicionalmente, Wassenberg & Hill (1987)
afirmaram que os camarões alimentam-se continuamente ou frequentemente durante seus
períodos de atividade. Visto que L. vannamei apresenta maior atividade na fase de escuro, sua
alimentação nessa fase de iluminação pode favorecer um maior aproveitamento do alimento
por esses animais.
Entretanto, Pontes & Arruda (2005a) e Pontes & Arruda (2005b) ao analisarem o
comportamento alimentar de L. vannamei juvenis, verificaram que a alimentação e o índice de
enchimento do trato digestivo foram superiores na fase de claro em relação à de escuro. Essa
divergência quanto aos resultados obtidos pode ter ocorrido devido à diferença na
granulometria do substrato utilizado nos experimentos, visto que na presente pesquisa o
substrato utilizado foi areia fina, enquanto as autoras usaram cascalho e conchas de ostra
quebradas. O cascalho e as conchas de ostra quebradas provavelmente dificultaram o
comportamento de enterramento dos animais. Além disso, em nossa pesquisa, a alimentação
incluía a ingestão da muda, enquanto a alimentação registrada por Pontes & Arruda (2005a) e
Pontes & Arruda (2005b) restringia-se à ingestão da ração.
A exploração, comportamento diretamente relacionado à alimentação também foi
reduzida em 18 ºC. Além disso, a exploração apresentou-se como uma atividade que ocorre ao
longo de todo o período de 24 h, uma vez que não foram encontradas diferenças entre as fases
do ciclo claro/escuro. Pontes et al. (2006) e Pontes & Arruda (2005a) observaram o
comportamento de L. vannamei juvenis em laboratório e também verificaram que a
exploração do substrato ocorreu em ambas as fases do ciclo claro/escuro.
Quanto ao enterramento, verificamos que ele foi menos frequente entre os animais
mantidos em 28 °C (claro e escuro).
Alguns pesquisadores constataram uma maior frequência do enterramento em
temperaturas mais baixas. Fuss & Ogren (1966) verificaram que camarões Farfantepenaeus
51
duorarum apresentaram uma forte tendência a permanecer enterrado em temperaturas abaixo
de 14 ºC, independente dos níveis de luz ou fase da lua. Esses pesquisadores mostraram ainda
que em temperaturas muito elevadas (acima de 33 ºC), F. duorarum emergiu mesmo durante
o dia. Na presente pesquisa, o enterramento foi mais frequente tanto na temperatura mais
baixa (18 °C – claro), como na temperatura mais alta (33 °C – escuro).
Pós-larvas de Farfantepenaeus aztecus também se enterraram com maior frequência
em temperaturas reduzidas, com 94% dos animais se enterrando nas temperaturas entre 12-
16,5 ºC, enquanto 86% dos camarões emergiram quando as temperaturas aumentaram para
18-21,5 ºC (Aldrich et al. 1968) .
Dessa forma, algumas funções importantes do enterramento em camarões podem ser
destacadas: 1) Esse comportamento é usado para aumentar a sobrevivência dos animais
durante os períodos frios até que temperaturas mais favoráveis para a realização das outras
atividades, alimentação e crescimento predominem; 2) O enterramento também pode servir
para atenuar os impactos das mudanças de temperatura para os animais e protegê-los da
predação quando as temperaturas são tão baixas que eles são incapazes de nadar ou escapar de
predadores (Fuss & Ogren 1966; Aldrich et al. 1968). Sendo assim, as duas principais
vantagens do enterramento são a redução na demanda energética e a defesa contra predadores
(Dall et al. 1990).
Quanto à maior frequência de enterramento na fase de claro, nossos resultados
corroboram os encontrados por outros pesquisadores. Em experimentos realizados por
Moctezuma & Blake (1981), L. vannamei normalmente se enterrou durante o dia e emergiu à
noite, embora esses comportamentos tenham sido dependentes do tamanho dos animais
envolvidos, sendo mais comuns nos animais maiores (100 – 150 mm) e médios (80 mm).
Embora em nossa pesquisa, o comprimento dos animais não tenha sido medido
sistematicamente, os camarões se encontravam dentro dessa faixa de tamanho.
52
Esse padrão de enterramento diurno também foi observado em outras espécies de
camarão. Primavera & Lebata (2000) verificaram que Metapenaeus ensis e Melicertus
latisulcatus juvenis se enterraram durante o dia e emergiram do substrato no escuro para se
alimentarem e nadarem ativamente quando mantidos em temperaturas que variaram de 25,5 -
27 ºC, enquanto F. merguiensis permaneceu acima do substrato tanto durante o dia como à
noite nadando, rastejando e se alimentando.
Wassenberg & Hill (1994) verificaram que Penaeus semisulcatus, Melicertus
latisulcatus, Penaeus esculentus, Metapenaeus ensis, Metapenaeus endeavouri e
Metapenaeus bennettae emergiram do substrato à noite (com pouca ou nenhuma emergência
durante o dia) e se enterraram pela manhã. As únicas espécies que apresentaram padrão
diferente foram Melicertus plebejus que não emergiu durante o dia e passou pouco tempo
emerso à noite e Fenneropenaeus merguiensis que permaneceu emerso em qualquer fase do
dia.
Em nossa pesquisa, a inatividade também foi maior em 18 °C (escuro). Tanto quando
estão enterrados como inativos, os camarões têm uma redução no gasto energético. Dall
(1986) lembra que camarões peneídeos enterrados são ainda menos ativos e apresentam uma
taxa metabólica mínima do que quando eles estão emersos, porém parados. Quando os
camarões estão emersos há um maior gasto energético, sendo que a duração da emergência e a
velocidade do movimento são influenciadas pela temperatura da água. Hill (1985) encontrou
que a duração de emergência noturna de camarões P. esculentus esteve diretamente
relacionada à temperatura da água, com o tempo de emergência aumentando linearmente com
a temperatura entre 14 e 26 ºC: na temperatura mais baixa (14 ºC), os camarões emergiram em
apenas 5% das noites e o tempo de emergência foi menor que 10 min/noite; enquanto a
emergência foi menor que 50 min/noite em 16 ºC, aumentando para 350 min/noite entre 24-26
53
ºC. Quando observadas as fases de iluminação, verificamos que a inatividade não sofreu
variações entre as fases do ciclo claro/escuro.
Além disso, encontramos que a atividade natatória foi maior em 18 ºC. No entanto,
Zhang et al. (2007) quando expuseram L. vannamei (4,13 ± 0,017 g) a três temperaturas
diferentes (15, 20 e 25 ºC), encontraram que os camarões expostos a 15 ºC apresentaram uma
menor capacidade natatória, a qual estaria relacionada à velocidade e tempo de natação.
De acordo com Dall (1986), a natação requer até três vezes mais a quantidade de
oxigênio necessária nos níveis de repouso, o que demonstra que a natação demanda um alto
custo metabólico. O pesquisador verificou que durante o dia, quando camarões P. esculentus
encontravam-se inativos havia apenas pequenas flutuações no consumo de oxigênio, enquanto
que à noite os camarões tornavam-se ativos e o consumo de oxigênio aumentava bastante.
Além disso, verificou-se que a natação foi mais frequente na fase de escuro independente das
temperaturas da água. Pontes & Arruda (2005a) e Pontes et al. (2006) observando o
comportamento de L. vannamei juvenis também constataram que a natação foi mais elevada
na fase de escuro, enquanto a inatividade foi mais frequente na fase de claro.
Nossa pesquisa também verificou que o rastejamento foi mais frequente em 28 °C
(escuro), sendo preponderante na fase de escuro em todas as temperaturas testadas.
Quanto aos parâmetros de qualidade de água que foram monitorados ao longo da
nossa pesquisa, seus valores estão dentro daqueles recomendados para o cultivo de camarões
(Boyd 2001; Van Wyk & Scarpa 1999), sendo a análise do oxigênio dissolvido
particularmente importante para compreender a relação entre alguns comportamentos e a
temperatura da água. Encontramos uma maior concentração do oxigênio dissolvido em 18 °C,
seguida pelos aquários mantidos em 33 °C. Em 28 °C, observamos a menor concentração de
oxigênio dissolvido, que deve estar relacionada com o camarão mais ativo em tal temperatura.
54
Isso sugere que em temperaturas mais elevadas há um aumento na taxa metabólica, o que
consequentemente leva a uma maior demanda por oxigênio dissolvido.
Observou-se ainda que a sobrevivência dos camarões foi mais elevada em 18 °C, com
os animais mantidos em 28 e 33 °C apresentando sobrevivência mais baixa. Em camarões F.
merguiensis mantidos em combinações de cinco temperaturas (15, 20, 25, 30 e 35 °C) e cinco
salinidades (5, 20, 35, 45 e 55 ppm), a sobrevivência foi maior em camarões aclimatados a 20
e 30 °C e a salinidades maiores que 20 ppm (Staples & Heales 1991). Chen et al. (1996)
observaram que quando Penaeus chinensis juvenis foram cultivados em 16 combinações de
salinidade (10, 20, 30 e 40 ppm) e temperatura (12, 18, 24 e 30 °C), a sobrevivência foi mais
elevada em 18 °C e 20 ppm.
Diante do exposto, observa-se que praticamente todo o repertório comportamental de
L. vannamei foi alterado em 18 °C, indicando que a temperatura mais baixa parece ser crítica
para o desenvolvimento dos camarões dessa espécie. Isso pode ser atribuído ao estresse
sofrido por L. vannamei quando mantido em tal temperatura. Morales-Covarrubias (2008)
afirma que o estresse provoca alterações em todos os sistemas, produzindo respostas adversas
no metabolismo, na regulação imunológica e hormonal e na osmorregulação, tornando o
organismo mais susceptível ao ataque de qualquer agente patogênico, o que
consequentemente pode afetar a sobrevivência, a reprodução e o crescimento.
O parâmetro utilizado na presente pesquisa para avaliar o estresse foi a contagem dos
hemócitos, encontrando-se que em 18 °C o número de hemócitos foi menor em relação às
demais temperaturas testadas. Le Moullac & Haffner (2000) também encontraram que a THC
de Litopenaeus stylirostris foi significativamente menor em 18 ºC quando comparada àquela
dos camarões cultivados em 27 ºC. Uma diminuição na THC de L. vannamei adultos
transferidos de 24 ºC para 18, 21, 27 ou 30 ºC foi também observada por Pan et al. (2008).
Cheng et al. (2005) verificaram que quando L. vannamei juvenis (10,36 ± 0,16 g) foram
55
transferidos de 28 ºC para 20 ou 24 ºC houve uma redução significativa na THC após 24 h.
Enquanto isso, camarões de água doce Macrobrachium rosenbergii apresentaram uma THC
significativamente menor em 33-34 ºC do que em 27-28 ºC e 30-31 ºC quando a taxa
alimentar foi de 1,5% (Cheng & Chen 2000). O baixo número de hemócitos circulantes em
crustáceos está fortemente correlacionado com uma maior sensibilidade à patógenos (Persson
et al. 1987; Le Moullac et al. 1998).
Dessa forma, nossos resultados indicam que apesar de camarões L. vannamei serem
capazes de se adaptar a diferentes temperaturas, o custo é elevado em temperaturas mais
baixas. Além da alteração em praticamente todo o repertório comportamental dos camarões
em 18 °C, a THC também reduzida nessa temperatura, a torna crítica para o cultivo de L.
vannamei, trazendo prejuízos ao bem estar dos animais mantidos em tais condições. Nossos
dados apontam que o cultivo de L. vannamei em temperaturas mais elevadas é mais vantajoso
para o animal que se alimentará com maior frequência e terá um maior crescimento como
resultado de um ambiente mais adequado para seu cultivo.
6 - AGRADECIMENTOS
Ao Conselho de Desenvolvimento Científico e Tecnológico (CNPq), ao Departamento de
Fisiologia da Universidade Federal do Rio Grande do Norte e à Fazenda de Cultivo de
Camarão CAMANOR pelo suporte dado para concretização dessa pesquisa.
56
7 – REFERÊNCIAS
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60
10 – MANUSCRITO 2: Comportamento de camarões marinhos Litopenaeus vannamei
em diferentes salinidades da água e sua relação a contagem dos hemócitos
Patrícia Pereira de Lima1,2
, Fabiana Lima Bezerra1 & Maria de Fátima Arruda
1
1Universidade Federal do Rio Grande do Norte, UFRN
2 Correspondência: Caixa Postal 1511, Campus Universitário, Natal, RN, Brasil, 59078-970
E-mail: [email protected]
RESUMO
O cultivo de L. vannamei no Brasil é realizado em ambientes com salinidades bastante
variáveis: desde águas doces a hipersalinas, de modo que o ajuste feito por esses animais a
tais condições pode provocar modificações em aspectos importantes do comportamento, da
fisiologia e da resposta imune, prejudicando consequentemente o bem estar desses animais.
Em laboratório, camarões juvenis (6,95 ± 0,39 g) foram aclimatados a 2, 30 ou 50 ppm, sendo
mantidos em aquários com sistema fechado de recirculação de água, aeração constante,
filtração contínua e ciclo claro/escuro 12:12 h. As observações ocorreram 1, 4, 7 e 10 h após o
início de cada fase (clara ou escura). Além disso, a coleta da hemolinfa dos animais foi feita
após 30 dias de registro dos comportamentos para posterior contagem total dos hemócitos
(THC). Em geral, houve menor frequência de alimentação (escuro) e maior inatividade dos
animais (claro e escuro) em 2 ppm, enquanto o enterramento foi maior em 50 ppm (claro). O
rastejamento foi reduzido em 2 e 50 ppm (escuro), enquanto a natação não tenha variado em
função das salinidades testadas. Em 2 e 50 ppm, a THC também foi reduzida. Recomenda-se
que o cultivo de L. vannamei juvenis seja realizado em salinidades mais próximas àquelas do
mar, as quais parecem ser menos prejudiciais ao bem estar dos camarões.
PALAVRAS-CHAVES: Salinidade, etologia aplicada, camarão, THC, L. vannamei
(Artigo a ser submetido a um periódico nacional ou internacional)
61
1 - INTRODUÇÃO
A capacidade de Litopenaeus vannamei se ajustar às variações no ambiente aquático
foi um fator crucial para o sucesso do cultivo dessa espécie no Brasil, sendo a salinidade da
água um fator importante nesse contexto. A tolerância de L. vannamei a níveis variáveis de
salinidade tem relação direta com sua fisiologia e seu comportamento. Variações na
salinidade podem influenciar desde os aspectos fisiológicos mais relevantes como a
osmorregulação e a eficiência metabólica, o consumo de oxigênio, a excreção de amônia, a
concentração de nitrito na água, as exigências nutricionais e energéticas, além da muda,
podendo consequentemente provocar alterações no crescimento e na sobrevivência desses
animais (Vijayan & Diwan 1995; Rosas et al. 1999; Lemos et al. 2001; Lin & Chen 2003;
Villarreal et al. 2003; Wasielesky et al. 2003; Li et al. 2007; Zhang et al. 2009).
Na natureza, o ciclo de vida de L. vannamei envolve a fase marinha e estuarina. A
reprodução e o desenvolvimento larval ocorrem nas salinidades estáveis das águas marinhas
(30 a 35 ppm); pós-larvas e juvenis são encontrados nas águas dos estuários (Walker et al.
2009), onde são freqüentemente expostos a mudanças repentinas na salinidade da água, como
resultado da influência de marés e rios, da evaporação ou de chuvas. Ambientes de água salobra,
estuarinas e intertidal estão provavelmente entre os biótopos aquáticos mais exigentes e
estressantes, de modo que o estabelecimento de crustáceos em tais ambientes implica em
características fisiológicas altamente adaptadas, estando relacionadas principalmente com a
eficiência de vários tipos de processos envolvidos na manutenção do volume celular (Péqueux
1995). A migração do estuário para o alto mar ocorre quando L. vannamei alcança um
comprimento total de 100-200 mm (Menz & Bowers 1980), que de acordo com Wyban et al.
(1995) corresponde ao peso corpóreo de 8-10 g. Dessa forma, a tolerância de L. vannamei,
bem como de outras espécies de camarão, à salinidade da água varia de acordo com o estágio
do ciclo de vida desses animais, sendo que as mudanças comportamentais e fisiológicas ao
62
longo do crescimento estão relacionadas com as pressões ecológicas encontradas nas
diferentes fases de desenvolvimento.
O’Brien (1994) sugere que o crescimento da maioria de peneídeos juvenis é mais
rápido em salinidades entre 25-35 ppm e temperaturas em torno de 30 ºC. No caso de L.
vannamei, Hernández et al. (2006) indicam que a preferência salina para animais juvenis é de
14,7-31,1 ppm em temperaturas maiores do que 26 ºC.
Entretanto, na prática, o cultivo de L. vannamei no Brasil (de pós-larvas a juvenis)
ocorre desde ambientes com águas praticamente doces (próximas a 0 ppm) até águas
hipersalinas (chegando a 60 ppm). Isso ocorre, na maioria das vezes, por desconhecimento
por parte dos produtores dos custos necessários para que os animais se ajustem a tais
condições de salinidade. Laramore et al. (2001) lembram que embora uma espécie possa ser
encontrada em salinidades extremamente altas ou baixas, isso não significa que ela possa
alcançar crescimento e sobrevivência máxima em tais ambientes.
Embora L. vannamei seja uma espécie eurihalina, ou seja, que tolera amplas flutuações
de salinidade, tal processo implica em custos metabólicos para os animais. As variações na
salinidade levam a um desequilíbrio iônico da água de cultivo fazendo com que os camarões
gastem energia para manutenção da homeostase corporal (Peregrino et al. 2005). Como hiper-
hipo-osmorreguladores, os peneídeos mantêm a concentração interna menor do que a
concentração do meio em altas salinidades ou maior do que a do meio em baixas salinidades
(Charmantier 1987).
Nesse sentido, a salinidade da água de cultivo pode constituir-se como um agente
estressor para os camarões. Em condições de estresse, além de mudanças fisiológicas e
comportamentais, o sistema imune dos animais também pode ser comprometido e
consequentemente favorecer o estabelecimento de doenças. As doenças são o resultado final
63
de uma interação complexa entre o hospedeiro, seu ambiente e os patógenos (Lightner &
Redman 1998; You et al. 2010).
Quanto ao sistema imune dos crustáceos, sabe-se que ele está diretamente relacionado
com a hemolinfa, a qual é composta por uma fração celular (hemócitos) e por uma fração
líquida, onde estão dissolvidos os diferentes fatores humorais. As respostas imune celulares e
humorais atuam de forma integrada na proteção dos crustáceos contra a invasão de
microorganismos e parasitas, além de garantir a integridade corpórea e homeostática. Nesse
contexto, os hemócitos se destacam por realizarem funções importantes como a fagocitose de
microorganismos, a formação de nódulos e cápsulas celulares em torno de partículas estranhas
e por utilizarem moléculas microbicidas ou citotóxicas para lisar e degradar os patógenos
invasores (Söderhäll & Cerenius 1992; Roch 1999; Barracco et al. 2008).
A contagem total dos hemócitos (THC) é um dos parâmetros mais usados para inferir
o estado de saúde de crustáceos, uma vez que o número de hemócitos circulantes é um
indicador de estresse (Le Moullac & Haffner 2000; Barracco 2004). Perazzolo et al. (2002)
apontam que uma diminuição na THC é frequentemente relatada em crustáceos marinhos
expostos a condições estressantes.
Por sua vez, a etologia aplicada também tem sido utilizada como uma ferramenta para
avaliar o estresse, utilizando os mecanismos do comportamento para entender sua relação com
o estresse animal, bem como investigar as práticas de manejo que melhor atendem as
necessidades dos animais (Millman et al. 2004). Acredita-se, portanto, que a etologia aplicada
possa contribuir de forma significativa para melhoria das condições de manejo em ambientes
desfavoráveis através da análise dos comportamentos realizados pelos camarões nesses locais,
uma vez que algumas modificações no comportamento podem ser indicativas de estresse.
Assim, análises da contagem dos hemócitos e do comportamento dos camarões devem ser
consideradas ferramentas importantes para criação de um ambiente de cultivo que favoreça o
64
bem estar dos animais. O objetivo da pesquisa foi analisar o comportamento de camarões L.
vannamei em diferentes salinidades e, posteriormente, relacioná-lo com a contagem total dos
hemócitos (THC) a fim de determinar quais salinidades são mais prejudiciais no cultivo dessa
espécie. Espera-se que em condições de salinidade extrema haja uma redução na atividade
geral de L. vannamei, bem como na THC desses animais.
2 - MATERIAL E MÉTODOS
2.1 - COMPORTAMENTOS DE CAMARÕES L. vannamei EM DIFERENTES
SALINIDADES
O experimento foi realizado em laboratório utilizando-se camarões juvenis da espécie
Litopenaeus vannamei com peso médio inicial de 6,95 ± 0,39 g (N = 150), obtidos em
fazendas de cultivo do Rio Grande do Norte (NE do Brasil).
Os animais foram mantidos em 10 aquários de vidro (0,5 x 0,3 x 0,4 m), cada aquário
contendo aproximadamente 30L de água do mar, sistema fechado de recirculação de água,
aeração e filtração contínua e substrato formado por uma camada de areia fina de
aproximadamente 7 cm. Além disso, cada aquário possuía um filtro biológico externo
formado por camadas sobrepostas de areia de diferentes granulometrias, conchas de ostras
quebradas e lã de vidro.
Esses aquários foram submetidos a um ciclo claro/escuro 12:12 h, sendo que em cinco
deles a fase de claro ocorreu de 6:00 às 18:00 h, enquanto a fase de escuro ocorreu das 18:00
h às 6:00 h (fotoperíodo natural). Paralelamente, outros cinco aquários foram submetidos a
ciclo invertido (fase de claro das 18:00 às 6:00 h e fase de escuro das 6:00 às 18:00 h). Isso foi
feito mediante o controle de um interruptor horário (Timer), o que possibilitou a observação
dos comportamentos dos camarões nas fases de claro e de escuro do período de 24 h. A
iluminação dos aquários foi realizada por duas lâmpadas fluorescentes brancas de 20 W para a
65
fase de claro e uma lâmpada incandescente vermelha de 15 W para a fase de escuro. A
iluminação vermelha simulou a fase de escuro, permitindo a visualização dos camarões pelo
observador e também foi escolhida por não interferir no comportamento dos animais (Pontes,
2003).
Foram estocados cinco camarões por aquário, os quais foram marcados no pedúnculo
ocular com anéis de silicone de cores diferentes para identificação individual durante as
observações. Tal marcação ficava com folga no pedúnculo ocular dos camarões para não
afetar o comportamento e ao mesmo tempo permitia que a marcação permanecesse no animal
após a muda.
O experimento foi realizado em três etapas, tendo como base cada uma das salinidades
estabelecidas, respectivamente 2, 30 ou 50 ppm. Após chegarem ao laboratório, cada lote de
animais (N = 50) foi gradualmente aclimatado durante 7 dias à salinidade prevista para aquela
etapa experimental numa proporção de 1 ppm a cada hora. Entretanto, a aclimatação à
salinidade de 2 ppm precisou ser mais lenta devido ao aumento na mortalidade dos camarões.
Os aquários mantidos em 30 ppm foram utilizados como controle por essa salinidade ser a
mais comum para o cultivo de L. vannamei em condição de viveiro no NE brasileiro,
enquanto a salinidade baixa (2 ppm) foi obtida por diluição da água do mar com água doce e a
salinidade alta (50 ppm) a partir de uma mistura de água do mar com sal marinho. No
decorrer do experimento, as salinidades foram monitoradas diariamente com um refratômetro
e quando necessário, ajustadas, mantendo a variação dentro de ± 1,5 ppm.
A alimentação dos animais era restrita à fase de observação (de claro ou de escuro),
com a oferta do alimento ocorrendo a cada 3 h, ao longo das 12 h daquela fase, imediatamente
antes das observações. A quantidade ofertada era equivalente a 10% da biomassa de camarões
estocada/dia, utilizando ração peletizada própria para camarão (Camaronina 35 – Avialis do
Brasil Nutrição Animal Ltda). A ração foi ofertada em bandejas de acrílico transparente (11,5
66
x 6,0 x 3,5 cm) e retirada após uma hora para evitar problemas com a qualidade da água dos
aquários.
Durante o final de semana, os animais eram alimentados normalmente, mas não eram
realizadas observações comportamentais.
Foram realizadas quatro janelas de observação com registros ocorrendo 1, 4, 7 e 10 h
após o início de cada fase (de claro ou de escuro) do período de 24 h. As janelas de
observação tinham duração de 15 minutos para cada aquário, começando imediatamente após
a introdução do alimento artificial com registros simultâneos na fase de claro e de escuro.
Para que os registros dos comportamentos ocorressem de forma simultânea nas fases de claro
e de escuro, enquanto um observador realizava a observação de um aquário na fase de claro,
outro fazia o registro dos comportamentos em um aquário na fase de escuro e assim
sucessivamente, até que os 10 aquários fossem observados (cinco na fase de claro e cinco na
fase de escuro). Os seguintes comportamentos foram registrados usando o método focal
instantâneo com registros a cada 60 segundos (método em que a observação é dividida em
intervalos amostrais curtos, sendo que em cada ponto amostral o observador registra se o
comportamento está ou não ocorrendo) (Martin & Bateson 2007a):
a) Natação: o animal mantém-se suspenso na coluna d’água, ou ainda, deslocando-se
vertical ou horizontalmente através da movimentação dos pleópodos.
b) Rastejamento: o animal desloca-se sobre o substrato, utilizando seus pereiópodos.
c) Inatividade: o animal fica estático, podendo ocorrer movimentação dos
pereiópodos, pleópodos ou ambos.
d) Enterramento: o camarão enterra-se parcial ou totalmente no substrato, através de
movimentos dos pereiópodos e/ou pleópodos.
e) Alimentação: introdução de peletes de ração ou partes da muda na cavidade bucal
do camarão com posterior ingestão.
67
Um total de cinco repetições para cada salinidade testada em cada fase de observação
(de claro ou de escuro) foi realizado. Cada repetição teve duração de quatro semanas, com as
observações realizadas cinco vezes por semana, totalizando 20 dias de registro dos
comportamentos para cada unidade experimental (aquário), resultando em 200 horas de
observação por salinidade.
2.2 - CONTAGEM TOTAL DOS HEMÓCITOS (THC) DOS CAMARÕES EM
DIFERENTES SALINIDADES
Extração da hemolinfa e contagem dos hemócitos
A extração e coleta da hemolinfa foram realizadas após os animais (n = 50 para cada
salinidade) serem mantidos por 30 dias nas diferentes salinidades (2, 30 ou 50 ppm) para
realização das observações comportamentais.
A hemolinfa dos camarões (10 pools de 5 animais para cada salinidade) foi coletada a
partir da inserção de uma agulha de 30 x 8 mm (21G) acoplada a uma seringa de 1 ml na
região ventral do primeiro segmento abdominal de cada camarão, com posterior punção do
líquido.
A hemolinfa coletada foi colocada diretamente em uma solução fixadora constituída
de 4% de formaldeído em solução anticoagulante (27 mM citrato de sódio, 336 mM cloreto de
sódio, 115 mM glicose, 9 mM EDTA, pH 7,2) a uma diluição conhecida (1:1), sendo mantida
a 4 ºC até ser usada. Posteriormente, a contagem total dos hemócitos (THC) foi realizada em
câmara de Neubauer, usando um microscópio óptico (Andrezza et al., 2009).
68
3 - ANÁLISE ESTATÍSTICA
Através dos testes de Shapiro-Wilks e Levene pode-se constatar respectivamente a não
aderência dos dados à distribuição normal e a inexistência de homogeneidade das variâncias
para os seguintes comportamentos: natação, rastejamento, inatividade, enterramento e
alimentação. Dessa forma, a análise desses dados foi feita a partir de testes não paramétricos,
utilizando-se o teste de Kruskal-Wallis e, quando diferenças significativas foram observadas,
aplicou-se o T2 de Tamhane. Para análise da THC, as premissas para análise paramétrica dos
dados foram cumpridas, adotando-se a ANOVA e post hoc Bonferroni. O nível de
significância adotado foi p < 0,05.
4 – RESULTADOS
4.1 - COMPORTAMENTOS DE CAMARÕES L. vannamei EM DIFERENTES
SALINIDADES
Os resultados são apresentados inicialmente a partir das comparações entre as três
salinidades em cada uma das fases (de claro/de escuro) do período de 24 h; a seguir,
comparando as fases de iluminação em cada salinidade.
4.1.1 - NATAÇÃO
A natação não apresentou diferenças significativas em função das salinidades nas fases
de claro (H (2) = 3,03; gl = 2; p = 0,220) ou de escuro (H (2) = 0,13; gl = 2; p = 0,935).
Na comparação entre as fases no período de 24 h, a natação foi mais frequente na fase
de escuro nas três salinidades testadas (2 ppm (U = 84,00; Z = -4,84; p < 0,001); 30 ppm (U =
89,00; Z = -4,60; p < 0,001) e 50 ppm (U = 44,00; Z = -5,50; p < 0,001)) (Figura 1a).
69
4.1.2 - RASTEJAMENTO
O rastejamento não apresentou diferenças significativas entre as salinidades testadas
na fase de claro (H = 0,81; gl = 2; p = 0,668). Na fase de escuro, as diferenças foram
significativas (H = 13,13; gl = 2; p = 0,001), sendo o rastejamento mais frequente em 30 ppm
do que em 2 ppm (p = 0,013) e 50 ppm (0,030). Não foram encontradas diferenças
significativas entre 2 e 50 ppm ( p = 0,807).
Comparando as fases no período de 24 h, verificamos que o rastejamento foi mais
frequente na fase de escuro nas três salinidades testadas (2 ppm (U = 85,50; Z = -5,04; p <
0,001); 30 ppm (U = 68,50; Z = -5,06; p < 0,001) e 50 ppm (U = 60,50; Z = -5,62; p < 0,001))
(Figura 1b).
4.1.3 - INATIVIDADE
Nas três salinidades testadas, as diferenças foram significativas para a inatividade na
fase de claro (H = 12,00; gl = 2; p = 0,002) e na fase de escuro (H = 16,36; gl = 2; p <
0,001). De acordo com o teste T2 de Tamhane, os camarões ficaram mais inativos em 2 ppm
do que em 50 ppm na fase de claro (p = 0,001). As diferenças não foram significativas entre 2
e 30 ppm (p = 0,082), nem entre 30 e 50 ppm (0,664). Na fase de escuro, a inatividade foi
maior em 2 ppm do que em 30 ppm (p = 0,027) e 50 ppm (p < 0,001). As diferenças não
foram significativas entre 30 ppm e 50 ppm (p = 0,354).
Não foram encontradas diferenças significativas para a inatividade dos animais em
relação às fases de iluminação no período de 24 h em nenhuma das três salinidades (2ppm (U
= 242,00; Z = -1,42; p = 0,156); 30 ppm (U = 268,00; Z = -0,89; p = 0,376) e 50 ppm (U =
228,50; Z = -1,72; p = 0,086)) (Figura 1c).
70
4.1.4 - ENTERRAMENTO
Nas salinidades testadas foram encontradas diferenças significativas para o
enterramento na fase de claro (H = 9,96; gl = 2; p = 0,007), registrando-se uma maior
frequência de enterramento em 50 ppm do que em 2 ppm (p = 0,004). Não foram encontradas
diferenças significativas entre 2 e 30 ppm (p = 0,603), nem entre 50 e 30 ppm (p = 0,215). Na
fase de escuro, as diferenças não foram significativas quanto ao enterramento dos camarões
em função das três salinidades (H = 0,64; gl = 2; p = 0,726).
Comparando as fases no período de 24 h, o enterramento foi mais frequente na fase de
claro em todas as salinidades (2 ppm (U = 100,00; Z = -4,62; p < 0,001); 30 ppm (U = 88,50;
Z = -4,73; p < 0,001) e 50 ppm (U = 10,50; Z = -6,16; p < 0,001)) (Figura 1d).
4.1.5 - ALIMENTAÇÃO
Observamos que a alimentação não apresentou diferenças significativas entre as três
salinidades na fase de claro (H = 1,19; gl = 2; p = 0,552). Entretanto, foram encontradas
diferenças significativas na comparação entre as salinidades na fase de escuro (H = 14,70; gl
= 2; p = 0,001), com os animais se alimentando em menor frequência em 2 ppm do que em 30
ppm (p = 0,005) e em 50 ppm (p = 0,001). Não foi registrada diferença significativa entre 30 e
50 ppm (p = 0,958).
Quando consideradas as fases do período de 24 h em cada salinidade, os animais se
alimentaram mais na fase de escuro em 30 ppm (U = 147,50; Z = -3,36; p = 0,001) e em 50
ppm (U = 140,00; Z = -3,59; p < 0,001). Em 2 ppm, as diferenças não foram significativas
entre as fases (U = 291,00; Z = -0,45; p = 0,654) (Figura 1e).
71
Figura 1 – Comportamentos do camarão Litopenaeus vannamei em diferentes salinidades (2, 30 e 50 ppm) e fases do ciclo claro/escuro. As letras A-C indicam a comparação das salinidades na fase de claro, enquanto a-c a comparação na fase de escuro. Letras diferentes representam diferenças significativas. ← indica diferença significativa entre as fases de iluminação
em cada salinidade (p < 0,05), com a direção da seta partindo do valor maior para o menor.
(a) (b)
(c) (d)
(e)
a
b
a
A
AB
B
a
b
b
A
AB
B
a
b b
72
4.2 - CONTAGEM TOTAL DOS HEMÓCITOS (THC) DOS CAMARÕES EM
DIFERENTES SALINIDADES
Foram encontradas diferenças significativas para a contagem total dos hemócitos
(THC) entre as salinidades testadas (F (2, 28) = 9,817; p = 0,002). A THC foi mais elevada
em 30 ppm do que em 2 ppm (p = 0,003) e 50 ppm (p = 0,027). As diferenças não foram
significativas entre 2 e 50 ppm (p > 0,999) (Figura 2).
Figura 2 – Contagem total dos hemócitos (THC) nas diferentes salinidades (2, 30 e 50 ppm). Letras diferentes representam diferenças significativas (p < 0,05) (média ± desvio padrão).
5 - DISCUSSÃO
Na presente pesquisa, observamos que o comportamento dos camarões L. vannamei
alterou-se principalmente nas salinidades extremas (2 e 50 ‰). A inatividade foi
preponderante em 2 ppm em ambas as fases do ciclo claro/escuro, encontrando-se também
uma alimentação menos frequente em 2 ppm (escuro). Por outro lado, o enterramento foi
maior em 50 ppm na fase de claro. Com relação aos comportamentos envolvidos com a
locomoção dos camarões, observamos que o rastejamento foi menos frequente em 2 e 50 ppm
(escuro), não havendo diferenças significativas para a natação nas salinidades testadas. Dessa
forma, as atividades que demandam um menor gasto energético, como a inatividade e o
enterramento, foram respectivamente mais frequentes em 2 e 50 ppm, o que indica uma
a
a
b
73
economia de energia pelos camarões em tais salinidades. Entretanto, a salinidade mais baixa
parece ainda ser mais prejudicial para L. vannamei, visto que a alimentação também foi
reduzida em tal condição na fase de escuro.
Quanto à realização dos comportamentos em função das fases do ciclo claro/escuro, a
natação e o rastejamento foram mais frequentes na fase de escuro, independente da salinidade
testada. A alimentação também foi maior na fase de escuro em 30 ppm e 50 ppm. Em
contrapartida, o enterramento foi preponderante na fase de claro nas três salinidades testadas.
No que se refere à alimentação dos camarões em diferentes salinidades, observamos
que não há um consenso quanto aos resultados obtidos, uma vez que há variação em relação
ao estágio do ciclo de vida, bem como a espécie utilizada. De acordo com Spanopoulos-
Hernández et al. (2005) isso ocorre porque o ajuste de um organismo envolve respostas
integradas às mudanças dos parâmetros ambientais, dependendo de mecanismos de controle
homeostáticos que são espécie-específicos. Tais respostas integradas podem ser exercidas em
diferentes níveis: bioquímicos, fisiológicos e comportamentais.
Com relação à espécie L. vannamei, nossos dados corroboram aqueles encontrados por
Li et al. (2007), que verificaram que camarões juvenis apresentaram um menor ganho de peso
em 3 ppm do que em 17 e 32 ppm. Por outro lado, Bray et al. (1994) demonstraram que L.
vannamei juvenis cresceram extremamente bem na salinidade de 5 ppm, indicando que seu
cultivo em baixa salinidade é vantajoso. Os animais mantidos em 5 e 15 ppm produziram
maiores pesos finais do que aqueles em 25, 35 e 49 ppm. Em 49 ppm, o crescimento foi
menor do que em todos os outros tratamentos. Nossos dados mostram uma alimentação
menos frequente em 2 ppm, com maior alimentação em 30 e 50 ppm na fase de escuro. Talvez
salinidades abaixo de 5 ppm tenham um impacto maior no crescimento dessa espécie,
podendo 5 ppm ser considerada a salinidade limite para um bom crescimento de L. vannamei.
74
Para outras espécies de camarão, os resultados também são variáveis quanto à
alimentação em função de diferentes salinidades. Silva et al. (2010) observaram camarões
Farfantepenaeus subtilis juvenis aclimatados a diferentes salinidades (5, 15, 25 e 35 ppm) e
verificaram que os animais cultivados em 5 ppm apresentaram um menor consumo de
alimento e peso, enquanto o consumo do alimento foi maior em camarões cultivados em 25 e
35 ppm. Nossos dados também apontam para uma menor frequência alimentar na salinidade
mais baixa (2 ppm).
O impacto das salinidades mais elevadas na alimentação dos camarões também foi
observado. Camarões juvenis da espécie Farfantepenaeus californiensis foram expostos a 25,
35, 45 e 55 ppm, com os animais mantidos em 55 ppm ficando em geral letárgicos e
apresentando um menor consumo do alimento em relação aqueles cultivados nas salinidades
mais baixas (Villarreal et al. 2003). Deve-se salientar que não foram utilizadas salinidades
muito baixas naquela pesquisa. Contrariando esse estudo, nosso trabalho aponta uma
alimentação mais frequente nas salinidades mais elevadas (30 e 50 ppm).
Mair (1980) sugere que camarões juvenis preferem salinidades maiores e que isso
pode ser um estímulo para eles migrarem dos estuários para o mar. Entretanto, salinidades
muito elevadas podem ser prejudiciais para esses animais, uma vez que a salinidade do mar
varia, em média, de 35 – 37 ppm.
Encontramos também uma alimentação mais frequente na fase de escuro em 30 e 50
ppm. Wassenberg & Hill (1987) apontam que os camarões alimentam-se continuamente ou
frequentemente durante seu período de atividade, o que é coerente com a alimentação durante
a fase de escuro encontrada em nossa pesquisa com L. vannamei, visto que essa espécie é
mais ativa à noite.
Lima et al. (2009), no entanto, registraram que a alimentação de L. vannamei foi maior
na fase de claro, com uma menor quantidade de alimento artificial consumida às 18:00 h.
75
Deve-se ressaltar que esse foi o primeiro e único horário da fase de escuro em que os
camarões foram observados. Pontes & Arruda (2005) também observaram juvenis de L.
vannamei ao longo das duas fases do ciclo claro/escuro e encontraram que a alimentação
ocorreu mais intensivamente durante a fase de claro. Porém, em ambos os estudos, o substrato
utilizado era composto principalmente por cascalho e conchas de ostras quebradas, o que pode
ter dificultado o enterramento de L. vannamei durante a fase de claro, fazendo com que os
camarões permanecessem emersos durante ambas as fases do ciclo claro/escuro. Além disso,
em nossa pesquisa, a alimentação incluía a ingestão da muda, enquanto a alimentação
registrada por Pontes & Arruda (2005) e Lima et al. (2009) restringia-se à ingestão da ração.
Entre as atividades realizadas pelos camarões, aquelas que demandam uma menor
quantidade de energia são o enterramento e a inatividade. Dall et al. (1990) apontam que as
duas principais vantagens do enterramento são a redução na demanda energética e a defesa
contra predadores. Encontramos um maior enterramento em 50 ppm (claro), observando-se
maior inatividade em 2 ppm (claro e escuro).
Lakshmi et al. (1976) verificaram que camarões Farfantepenaeus aztecus se
enterraram mais nas salinidades mais baixas (8,5 e 17 ppm) do que em 34 ppm. Além disso, o
crescimento foi maior nessa faixa de salinidades em que os camarões se enterraram mais.
Segundo os pesquisadores, o enterramento reduz a atividade locomotora e conserva energia,
que é utilizada para crescimento. Além disso, os animais confinaram sua alimentação e outras
atividades para a noite, se enterrando nos sedimentos durante o dia. A faixa de salinidades
usadas por esses pesquisadores está dentro daquela encontrada naturalmente pelos camarões
nos estuários enquanto juvenis. Dessa forma, o maior enterramento de L. vannamei em 50
ppm (claro) provavelmente indique que nessa condição, os animais estariam conservando
energia para utilização em processos mais importantes para sua sobrevivência, como a
osmorregulação ao invés de gastar energia na atividade locomotora.
76
Quanto à fase do ciclo claro/escuro em que o enterramento é observado com maior
frequência, nossos resultados corroboram os encontrados por outros pesquisadores, com
predomínio do enterramento na fase de claro. Moctezuma & Blake (1981) observaram que
embora o enterramento de L. vannamei seja dependente do tamanho dos animais, camarões de
80 mm ou 100-150 mm de comprimento se enterram durante o dia e emergem à noite. Em
nossa pesquisa, embora o comprimento dos animais não tenha sido medido sistematicamente,
os animais se encontravam dentro dessa faixa de tamanho.
Wassenberg & Hill (1994) também mostram uma maior frequência de enterramento na
fase de claro para diferentes espécies de camarão: Penaeus semisulcatus, Melicertus
latisulcatus, P. esculentus, Metapenaeus ensis, M. endeavouri e M. bennettae.
Hudges (1968) verificou que camarões Farfantepenaeus duorarum juvenis e
subadultos são ativos acima do substrato à noite, mas são inativos e se enterram durante o dia.
Segundo o pesquisador, a luz é provavelmente o fator mais importante para definir quando os
peneídeos estão emersos ou enterrados. Ele acredita ainda que haja um grau de sincronização
entre todos os animais, uma vez que quando expostos ao ciclo claro/escuro natural quase
todos os camarões emergiram do substrato dentro de um período de 20-30 min após o pôr do
sol. A sincronização na emergência desses animais e posterior manutenção dessas agregações
podem ter valor de sobrevivência em termos de proteção contra predadores, podendo também
ser claramente vantajosa para o acasalamento e desova, quando grupos em estágio de
desenvolvimento semelhantes chegarão aos locais adequados para desova juntos. Após a
emergência, os camarões nadaram, procuraram por alimento e voltaram a se enterrar até
várias horas depois.
Com relação à atividade locomotora, Dickinson et al. (2000) afirmam que o
desempenho dos animais quanto à atividade locomotora em seu habitat natural reflete inter-
relações entre diferentes aspectos ecologicamente importantes do comportamento, tais como
77
interações presa-predador, captura de alimento, comportamento reprodutivo, migrações para
desova, mudanças de habitat e dispersão (Tuckey & Davison, 2004; Lin et al., 2006), sendo
ainda afetada pelas propriedades físicas do ambiente. Além disso, durante a locomoção dos
animais há uma grande demanda energética. Observamos que a natação não foi afetada pela
salinidade em que os camarões foram mantidos, enquanto o rastejamento foi preponderante
em 30 ppm (escuro).
Zhang et al. (2007) verificaram que a capacidade natatória de L. vannamei de 4 g foi
significativamente maior em 32 ppm do que em 15 e 40 ppm. A salinidade ótima em que se
encontrou um índice de capacidade natatória máximo foi 27, 6 ppm, sendo o índice maior do
que 90% entre 18,5 e 36,7 ppm. Dall (1986) lembra que a natação requer até três vezes mais a
quantidade de oxigênio necessária nos níveis de repouso, o que demonstra que tal atividade
demanda um alto custo metabólico.
Rosas et al. (2001) verificaram que quando camarões L. vannamei juvenis foram
mantidos dentro da faixa natural de salinidade (10 - 30 ppm) e posteriormente expostos a
mudanças de salinidade muito rápidas (5 ppm a cada 0,5 h), a economia de energia foi a
primeira resposta do camarão para realizar os ajustes fisiológicos antes de usar a energia em
outra atividade, como a atividade motora. Uma diminuição do metabolismo e atividade
motora desses animais teria um significado adaptativo importante para colonização de
ambiente de água salobra porque permitiria que o camarão acumulasse glicose que seria usada
nas trocas iônicas, evitando gastos desnecessários em tais atividades. Porém, quando a
salinidade tornou-se menor do que 10 ppm, os camarões exibiram uma maior atividade
motora que foi refletida no aumento do consumo de oxigênio. Essa resposta estaria associada
com o comportamento do camarão de escapar das condições ambientais em que os
mecanismos fisiológicos tornaram-se ineficientes. Dessa forma, L. vannamei juvenis
78
diminuiriam a atividade motora como uma estratégia para tolerar mudanças rápidas de
salinidade até 10 ppm, tentando escapar de salinidades mais baixas.
Além do comportamento, a THC também é modificada em condições de estresse. Em
nossa pesquisa, encontramos um menor número de hemócitos em 2 e 50 ppm. Outros
pesquisadores também observaram uma diminuição da THC em função da salinidade da água
em que os camarões foram mantidos. Lu-Qing et al. (2005) verificaram que camarões L.
vannamei adultos transferidos de 30 ppm para as salinidades de 5, 10, 15, 20 ou 25 ppm,
exibiram uma queda progressiva no número de hemócitos em resposta à diminuição da
salinidade. Após o sexto dia de exposição a tais salinidades, a THC se estabilizou, embora o
menor número de hemócitos na salinidade mais baixa tenha persistido. Esses pesquisadores
sugerem que o declínio na contagem dos hemócitos nas salinidades baixas ocorre devido a um
aumento no volume da hemolinfa em tais condições. Perazzolo et al. (2002) também
observaram que quando camarões Farfantepenaeus paulensis adultos foram mantidos em 13,
22 ou 34 ppm por 28 dias, a THC foi significativamente maior em 34 ppm do que nas
salinidades mais baixas.
Alguns pesquisadores procuraram relacionar a THC com a suscetibilidade dos
camarões às doenças. Wang & Chen (2005) observaram uma redução significativa na THC de
L. vannamei após 12 h da transferência desses animais de 25 ppm para 5 ou 15 ppm, além de
uma maior suscetibilidade à bactéria Vibrio alginolyticus. Os mesmos resultados foram
obtidos quando P. monodon foi mantido em condições idênticas, sendo que essa espécie
tornou-se mais suscetível à bactéria Photobacterium damselae subsp. damselae (Wang &
Chen 2006). Ambos os trabalhos sugerem que mais pesquisas são necessárias para entender se
as mudanças na THC resultam da proliferação de células, do movimento de células dos
tecidos para a circulação ou da osmose entre a hemolinfa e o meio aquático.
79
Assim, a observação do comportamento do animal aliada à análise da hemolinfa pode
ser vantajosa, uma vez que tais observações podem evitar prejuízos para os animais. Diante
do exposto, deve-se ter um cuidado maior ao cultivar camarões L. vannamei juvenis em
condições salinas tão diversas, uma vez que a salinidade pode ser prejudicial e modificar
determinadas atividades comportamentais, promovendo consequentemente diferenças no
crescimento e sobrevivência desses animais. O cultivo de L. vannamei em salinidades muito
baixas parece ser mais crítico para esses animais. Além disso, salinidades muito baixas ou
elevadas podem afetar os mecanismos de defesa dos camarões, facilitando o estabelecimento
de doenças. Nesse sentido, salinidades mais próximas àquelas do mar parecem ser menos
prejudiciais ao bem estar dos camarões que se encontram nessa faixa de idade.
6 - AGRADECIMENTOS
Ao Conselho de Desenvolvimento Científico e Tecnológico (CNPq), ao Departamento de
Fisiologia da Universidade Federal do Rio Grande do Norte e à Fazenda de Cultivo de
Camarão CAMANOR pelo suporte dado para concretização dessa pesquisa.
80
7 - REFERÊNCIAS
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84
12 - DISCUSSÃO GERAL
Em nossa pesquisa, avaliamos o comportamento de camarões L. vannamei juvenis em
diferentes salinidades e temperaturas da água e procuramos relacioná-lo com a contagem total
dos hemócitos (THC), utilizando ambos os parâmetros como indicadores de estresse. Na
tabela I são apresentadas as hipóteses com suas respectivas predições e os resultados que
demonstram se elas foram corroboradas ou não.
85
Tabela I – Hipóteses, predições e resultados obtidos.
HIPÓTESE 1: O comportamento de camarões L. vannamei é um indicador do estresse causado pela salinidade e temperatura da água.
PREDIÇÕES RESULTADOS CONCLUSÃO
Predição 1.1: A alimentação dos camarões é mais frequente
nas salinidades extremas (2 e 50 ppm) devido a um maior
gasto energético.
Em 30 e 50 ppm, a alimentação foi mais
frequente, enquanto que os camarões se
alimentaram menos em 2 ppm (Manuscrito
2).
Parcialmente corroborada
Predição 1.2: Para conservar energia, os camarões enterram-
se mais em 2 e 50 ppm.
O enterramento foi maior em 50 ppm
(Manuscrito 2). Parcialmente corroborada
Predição 1.3: A frequência alimentar é menor em 18 °C
devido ao metabolismo reduzido nessa temperatura.
Houve menor frequência de alimentação em
18°C do que em 28 e 33 °C (Manuscrito 1). Corroborada
Predição 1.4: A atividade locomotora é reduzida em 18 e 33
°C.
A natação foi mais frequente em 18 °C do
que em 28 ou 33 °C. O rastejmento foi
menos freqüente em 33 °C (Manuscrito 1).
Parcialmente corroborada
HIPÓTESE 2: O ciclo claro/escuro influencia o comportamento de L. vannamei, sendo independente da temperatura e da salinidade da água.
PREDIÇÕES RESULTADOS CONCLUSÃO
Predição 2.1: A natação e o rastejamento são maiores na fase
de escuro.
A natação e o rastejamento foram mais
frequentes na fase de escuro, independente
da salinidade ou temperatura da água
(Manuscritos 1 e 2).
Corroborada
Predição 2.2: Há predomínio do enterramento na fase de claro.
O enterramento foi maior na fase de claro
em todas as salinidades e temperaturas
testadas (Manuscritos 1 e 2).
Corroborada
86
Tabela I – Hipóteses, predições e resultados obtidos (continuação)
HIPÓTESE 3: A contagem total dos hemócitos (THC), parâmetro indicador de estresse, é influenciada pela salinidade e temperatura da água.
PREDIÇÕES RESULTADOS CONCLUSÃO
Predição 3.1: Há uma redução no nº de hemócitos
em 2 e 50 ppm.
A THC foi menor em 2 e 50 ppm (Manuscrito 2).
Corroborada
Predição 3.2: O número de hemócitos é menor em
18 e 33 °C.
Em 18 °C, o número de hemócitos foi menor do que em
28 e 33 °C (Manuscrito 1) Parcialmente corroborada
HIPÓTESE 4: A sobrevivência e o ganho de peso de camarões L. vannamei sofre modificações devido à temperatura da água.
PREDIÇÕES RESULTADOS CONCLUSÃO
Predição 4.1: Há uma menor sobrevivência de L.
vannamei em 18 °C.
A sobrevivência dos camarões foi maior em 18 °C
(Manuscrito 1).
Não corroborada.
Predição 4.2: O ganho de peso dos camarões é
menor em 18 °C.
Em 18 e 28 ºC, o ganho de peso foi menor do que em 33
°C (Manuscrito 1). Parcialmente corroborada
87
A influência da salinidade e temperatura foi mais evidente em alguns comportamentos,
aparentemente não sendo tão marcante ou mesmo presente nos demais. Entre os resultados
encontrados, destacamos:
Salinidades e temperaturas da água mais baixas parecem reduzir a alimentação
de camarões L. vannamei juvenis. Encontramos que a alimentação e o índice de enchimento
do trato digestivo foram reduzidos em 18 °C (escuro). Mesmo assim, a resposta à presença do
alimento registrada pela latência de consumo do alimento ou da muda foi menor nessa
temperatura (claro e escuro). Quanto à salinidade, a alimentação dos camarões foi menos
frequente em 2 ppm (escuro). Além disso, encontrou-se um índice de enchimento do trato
digestivo mais baixo e uma menor latência de consumo em 2 ppm (escuro) (Lima & Arruda,
não publicado). Isso indica que o cultivo de L. vannamei em 18 °C e 2 ppm é mais prejudicial
ao animal, com implicações diretas no comportamento alimentar desses animais, o que pode
resultar em menor crescimento. Além disso, a alimentação menos frequente em 18 °C e 2
ppm parece influenciar o início do consumo do alimento ou muda, uma vez que a latência de
consumo foi menor nessas condições.
Deve-se ressaltar ainda, que a aclimatação de L. vannamei à salinidade de 2 ppm foi
difícil, uma vez que a mortalidade foi bastante elevada em tal condição. Para manter os
animais vivos, essa aclimatação precisou acontecer bem lentamente, numa proporção
aproximada de 4-5 ppm a cada 24 h. Dessa forma, acredita-se que há um custo extremamente
grande para que os animais consigam se manter em 2 ppm. Isso deve ocorrer porque no
ambiente natural desses animais, a salinidade da água dificilmente chegará a valores tão
baixos.
Li et al. (2007) também encontraram uma menor sobrevivência e um crescimento
reduzido de L. vannamei em 3 ppm. Além disso, Ponce-Palafox et al. (1997) e Wyban et al.
88
(1995) observaram que o consumo do alimento por camarões L. vannamei foi menor em 20 e
23 °C, respectivamente.
Houve predomínio das atividades que requerem um menor gasto energético nas
salinidades e temperaturas extremas: 2 e 50 ppm e 18 e 33 °C. A inatividade foi
preponderante na salinidade mais baixa (2 ppm – fases de claro e de escuro) e menor
temperatura (18 °C – fase de escuro), enquanto que o enterramento foi maior em 50 ppm e 18
°C (claro) e 33 °C (escuro).
O rastejamento também foi menor nas salinidades e temperaturas extremas: 2 e 50
ppm (escuro) e 33 °C (escuro). Entretanto, a salinidade da água não foi um fator determinante
para a natação dos camarões, visto que não foram encontradas diferenças nessa atividade
entre as salinidades testadas. Por outro lado, a atividade natatória foi influenciada pela
temperatura da água, sendo mais frequente em 18 °C (fase de escuro). Tanto o rastejamento
como a natação são atividades relacionadas com o deslocamento dos camarões e,
consequentemente requerem mais energia para sua realização. Visto que a alimentação foi
menos frequente em 18 °C, a maior atividade natatória nessa temperatura pode ser
considerada um indicativo de estresse.
Villarreal et al. (2003) observaram que os camarões cultivados em 55 ppm ficaram em
geral letárgicos. A diminuição na atividade de camarões nas temperaturas mais baixas
também foi observada por Ocampo et al. (2000), com camarões Farfantepenaeus
californiensis se apresentando letárgicos em 19 °C. Além disso, Fox et al. (2001) verificaram
que em temperaturas abaixo de 25 °C, L. vannamei tende a se enterrar. Em nossa pesquisa, o
enterramento elevado, bem como a redução no rastejamento em 33 °C (escuro) indicam que
embora essa temperatura aparentemente não seja tão prejudicial para os camarões, os animais
buscaram economizar energia para compensar o aumento no metabolismo. Diante disso, o
89
crescimento dos camarões foi favorecido em 33 °C, uma vez que o ganho de peso e a taxa de
crescimento específico foram mais elevados nessa temperatura.
O comportamento de camarões L. vannamei juvenis é influenciado pelo ciclo
claro/escuro do período de 24 h, com os animais exibindo maior atividade na fase de escuro.
A natação e o rastejamento foram mais frequentes na fase de escuro, independente da
salinidade ou temperatura em que os animais foram mantidos. A alimentação também foi
preponderante na fase de escuro, não havendo variações entre as fases apenas em 2 ppm, 18 e
33 °C, condições em que os camarões se alimentaram menos. Por outro lado, o enterramento
foi maior na fase de claro em todas as salinidades e temperaturas testadas. Apenas a
inatividade não variou em relação às fases do período de 24 h, sendo frequente tanto no claro
como no escuro nas salinidades e temperaturas avaliadas.
Esses resultados são coerentes com o padrão apresentado pela maioria dos camarões
peneídeos, os quais são ativos à noite e se enterram durante o dia (Fuss 1964; Hindley 1975;
Moctezuma & Blake 1981; Wassenberg & Hill 1994).
A contagem total dos hemócitos (THC) é modificada em função da salinidade e
da temperatura da água em que os camarões são cultivados. A THC de L. vannamei foi menor
em 2 e 50 ppm, bem como em 18 °C.
Uma vez que a diminuição da THC ocorre em animais mantidos sob condições
estressantes (Perazzolo et al. 2002), pode-se sugerir que os camarões em 2 e 50 ppm e 18 °C
estavam expostos a um nível maior de estresse, que provocou alterações no comportamento
alimentar e na inatividade desses animais, especialmente na salinidade e na temperatura mais
baixa. Camarões L. vannamei mantidos nessas condições estão, consequentemente, mais
susceptíveis às doenças e predação.
Além da contagem total dos hemócitos (THC) ao final dos experimentos para
avaliação do comportamento (30 dias), procuramos desenvolver outro experimento em que a
90
contagem dos hemócitos seria feita durante os primeiros cinco dias de cultivo de L. vannamei,
realizando a extração da hemolinfa a cada 24 h, para posterior comparação do número de
hemócitos a curto e longo prazo. Entretanto, a transferência direta dos animais para as
salinidades ou temperaturas testadas (choque salino ou térmico) provocou a mortalidade dos
animais já nas primeiras 24 h, impossibilitando a continuidade deste experimento.
Procuramos, então, aclimatar os animais às condições desejadas de salinidade (2, 30 e 50
ppm) e temperatura (18, 28 e 33 °C) conforme foi feito para o experimento de 30 dias.
Entretanto, dessa forma, não foram encontradas diferenças significativas no número de
hemócitos ao longo dos primeiros cinco dias de cultivo. Isso provavelmente ocorreu porque
os camarões já foram se adaptando às novas condições de salinidade e de temperatura durante
o processo de aclimatação. Dessa forma, tal comparação não pode ser realizada.
De uma forma geral, com esse trabalho procurou-se mostrar a importância da etologia
aplicada como uma ferramenta que pode contribuir para melhoria do manejo praticado nas
fazendas de cultivo de camarão, particularmente em função dos principais fatores abióticos:
salinidade e temperatura da água. Ferramentas simples e de fácil aplicação nos locais de
cultivo, como a observação da distribuição das atividades ao longo das fases do ciclo de 24 h,
em particular o enterramento e o comportamento alimentar; através da análise do índice de
enchimento do trato digestivo e da THC podem ajudar na identificação de animais saudáveis e
estressados, podendo reduzir a mortalidade e prevenir doenças, sendo isso vantajoso tanto
para o animal como para os produtores de camarão.
Indicativos de estresse foram observados a partir do comportamento exibido por
camarões L. vannamei juvenis em relação à salinidade e temperatura da água, encontrando-se
que salinidades e temperaturas muito baixas ou elevadas foram mais críticas para o cultivo
dessa espécie. Nessas condições foram observadas modificações na sobrevivência,
alimentação, locomoção e crescimento, bem como na resposta imune de L. vannamei. A
91
avaliação do estresse através da THC dos camarões permitiu a obtenção de resultados mais
concretos, de modo que tanto aspectos do comportamento como da imunidade dos camarões
foram relevantes. Assim, sugere-se que o cultivo de L. vannamei juvenis seja realizado em
salinidades mais próximas àquelas do ambiente natural e temperaturas mais elevadas, de
modo que o bem estar desses animais seja favorecido, o que vai consequentemente contribuir
para a obtenção de animais mais saudáveis.
92
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