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Universidade Camilo Castelo Branco
Pós-Graduação em Produção Animal, Campus Descalvado
EUKIRA ENILDE MONZANI
PADRONIZAÇÃO DE MÉTODO ANALÍTICO DE FIBRA EM
ALIMENTOS VOLUMOSOS
PADRONIZATION OF ANALYTICAL METHOD OF ROUGHAGES
DESCALVADO, SP
2013
ii
Eukira Enilde Monzani
PADRONIZAÇÃO DE MÉTODO ANALÍTICO DE FIBRA EM ALIMENTOS
VOLUMOSOS
Orientadora: Profa. Dra. Liandra Maria Abaker Bertipaglia
Co- Orientador: Prof. Dr. Gabriel Mauricio Peruca de Melo
Dissertação de Mestrado apresentada ao Programa de Pós-graduação em Produção Animal da
Universidade Camilo Castelo Branco, como complementação dos créditos necessários para obtenção
do título de Mestre em Produção Animal.
Descalvado, SP
2013
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iv
v
DedicoDedicoDedicoDedico
Dedico o presente trabalho aos meus pais, Izoldino Laurindo Monzani
(no coração) e Maria Aparecida Guellero Monzani que foram a
principal razão de todo meu esforço.
Às minhas irmãs, sobrinhas e ao meu namorado pela compreensão, apoio
e paciência.
E a minha pequena Andora por sempre estar presente em minha vida.
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AGRADECIMENTOS
A Deus por tornar tudo possível, e me auxiliar a sempre ter força e garra para seguir
em frente.
A meus pais, Izoldino e Maria por serem meu alicerce acreditando sempre em minha
capacidade, me apoiando e incentivando a alcançar meus objetivos. Por tudo que
me proporcionaram; tudo que sou devo a eles.
A Profª Drª Liandra Maria Abaker Bertipaglia, pela orientação na elaboração e
condução deste experimento e, principalmente, pela confiança e todo o auxílio
dedicado.
Ao Profº Dr Gabriel Mauricio Peruca de Melo, meu co-orientador, pela fundamental
colaboração neste trabalho, pelo apoio, confiança e dedicação profissional.
Ao Profº Dr Vando Edésio Soares, pela imensa colaboração e apoio para a
conclusão deste trabalho.
As minhas irmãs Eloelene, Evanilda, Edilene e Emilene; e minhas sobrinhas Laís e
Letícia por toda a paciência e compreensão em todos os momentos.
Ao meu namorado Marco Antonio Mota Junior pelo apoio nos momentos difíceis,
pelo carinho, respeito e paciência e por tornar minha vida cada dia mais feliz.
A minha pequena Andora pelas ausências, falta de tempo, e compreensão.
A todos aqueles que direta ou indiretamente estiveram presentes me auxiliando em
mais uma conquista em minha vida.
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PADRONIZAÇÃO DE MÉTODO ANALÍTICO DE FIBRA EM ALIMENTOS
VOLUMOSOS
RESUMO
O experimento foi realizado no laboratório de Biogeoquímica e Nutrição Animal, da
UNICASTELO, campus Descalvado a fim de avaliar a eficiência do micro método de
análise de fibra em detergente neutro (FDN), fibra em detergente ácido (FDA) e
lignina, utilizando saquinhos de tecido TNT, em duas espessuras de trama e,
comparando-o com o método de determinação de fibra de Van Soest (1963b).
Utilizou-se 4 amostras de volumosos (silagem de milho, alfafa, bagaço de cana, feno
tifton). O experimento foi conduzido em delineamento inteiramente casualizado, com
quatro tratamentos, a saber: método convencional de refluxo (Van Soest), método
sequencial com autoclave utilizando cadinhos filtrantes, método sequencial com
autoclave utilizando saquinhos de TNT de trama fina, método sequencial com
autoclave utilizando saquinhos de TNT de trama grossa; três repetições por
tratamento. Os dados foram analisados em esquema de análise de parcelas
subdivididas (três vezes no tempo). Diante dos resultados obtidos, observou-se que
em cada alimento usado na avaliação dos métodos, houve resultados distintos para
cada um dos parâmetros (FDN, FDA, lignina, hemicelulose, celulose). Na silagem de
milho, para a FDN, o método de refluxo mostrou resultados significativamente
inferiores aos demais métodos; da mesma forma para FDA, hemicelulose e celulose.
Para alfafa, os resultados nos três períodos experimentais dificulta o julgamento dos
métodos, com exceção da FDA e celulose que apresentou menores valores (P<0,05)
no método refluxo. Para o bagaço de cana, os resultados médios de lignina e
celulose foram inferiores no método refluxo. Os demais parâmetros apresentaram
valores diferentes em cada período experimental. De acordo com os dados obtidos,
conclui-se que os resultados dos parâmetros obtidos por meio do método TNT-
grosso, que é alternativo ao Refluxo e Autoclave-cadinho estão “numericamente”
muito próximos e, considerando ser um método mais economicamente viável e
sustentável na rotina laboratorial de análises de alimentos, recomenda-se a adoção.
Palavras-chave: Autoclave, FDA, FDN, lignina, TNT
viii
PADRONIZATION OF ANALYTICAL METHOD OF FIBER IN
ROUGHAGES.
ABSTRACT
The experiment was conducted in the Laboratory of Biogeochemical and Animal
Nutrition, of Unicastelo, campus Descalvado to evaluate the efficiency of the
microanalysis method neutral detergent fiber (NDF), acid detergent fiber (ADF) and
lignin, using bags nonwovens in two thicknesses of weft and comparing it with the
methods of Van Soest detergent. It was used 4 samples of bulky (corn silage, alfalfa,
cane bagasse, tifton hay). The experiment was conducted in a randomized design
with four treatments, namely: conventional reflux method (Van Soest), sequential
method with autoclave using crucibles filtering, sequential method with autoclave
using bags TNT thin weft, sequential method with autoclave using bags TNT thin
weft, three repetitions for treatment. The data were analyzed by analysis scheme
split plots (three times in time). Based on the results, it was observed that in each
sample used in the evaluation of the methods, there were different results for each of
the parameters (NDF, ADF, lignin, hemicellulose, cellulose). In Corn Silage for the
NDF, the result of the reflux method showed significantly lower than the other
methods; similarly to FDA, hemicellulose and cellulose. For alfalfa, the results in the
three experimental periods hampers the trial of the methods, except the FDA and
cellulose had lower (P <0.05) in reflux method. For Cane Bagasse, the average
results of Lignin and cellulose were lower in the reflux method. The parameters
showed different values in each experimental period. According to the obtained data,
it is concluded that the results of the parameters obtained through TNT-coarse
method that is alternative to the reflux and autoclave-crucible are "numerically" very
close and, considering it more economically viable and sustainable methods in
routine laboratory of food analysis, we recommend the adoption.
Key-words: Autoclave, ADF, NDF, Lignin, TNT
ix
LISTA DE FIGURAS
Figura 1: Seção transversal de lâmina foliar de Brachiaria decumbens .................... 18
Figura 2: (A) saquinho de TNT confeccionado manualmente; (B) máquina seladora usada para vedar os saquinhos de tecido TNT ......................................................... 38
Figura 3: Saquinhos de TNT selados. trama fina (A) e trama grossa (B) .................. 38
Figura 4: Béquer de vidro de 500 mL com saquinhos já imersos no detergente neutro, e fechados com papel filme ........................................................................... 39
Figura 5: Saquinhos de TNT pós digestão com detergente neutro e colocados em prato de vidro para serem secos à estufa ................................................................. 40
Figura 6: Saquinhos de TNT acondicionados individualmente em frascos de plástico com adição de ácido sulfúrico 72% ........................................................................... 40
Figura 7: (A) Cadinhos filtrantes acondicionados em frascos plásticos, com adição da solução de detergente e tampados para serem levados à autoclave (B) autoclave.. 41
Figura 8: Cadinhos filtrantes imersos em ácido sulfúrico 72% acondicionados em frascos de plástico ..................................................................................................... 42
Figura 9: Resíduo da digestão em detergente, contido no cadinho filtrante, submetido à filtração sob vácuo ................................................................................ 42
Figura 10: Béqueres com amostra e solução de detergente em ebulição, sob refluxo, no aparelho de digestão ............................................................................................ 43
x
LISTA DE TABELAS
Tabela 1: Resumo dos tecidos das plantas e suas digestibilidades relativas ........... 22
Tabela 2: Principais métodos, usos e limitações, de análises de fibra utilizadas em forrageiras ................................................................................................................. 24
Tabela 3: Classificação das frações das forragens utilizando o método de Van
Soest ................................................................................................................. 29
Tabela 4: Desvios padrões e os coeficientes de variação em diferentes análises, estabelecidos como medida de precisão .................................................................. 34
Tabela 5: Teores médios de fibra em detergente neutro (FDN), fibra em detergente ácido (FDA), lignina, hemicelulose e celulose, e desvio padrão da silagem de milho obtidos pelas diferentes metodologias de determinação da fibra .............................. 46
Tabela 6: Teores médios de fibra em detergente neutro (FDN), fibra em detergente ácido (FDA), lignina, hemicelulose e celulose, e desvio padrão da alfafa obtidos pelas diferentes metodologias de determinação da fibra .......................................... 50
Tabela 7: Teores médios de fibra em detergente neutro (FDN), fibra em detergente ácido (FDA), lignina, hemicelulose e celulose, e desvio padrão do bagaço de cana obtidos pelas diferentes metodologias de determinação da fibra .............................. 54
Tabela 8: Teores médios de fibra em detergente neutro (FDN), fibra em detergente ácido (FDA), lignina, hemicelulose e celulose, e desvio padrão do feno tifton obtidos pelas diferentes metodologias de determinação da fibra .......................................... 58
xi
LISTA DE ABREVIATURAS E SIGLAS % .... ................................. porcentagem
µm .. ................................. micrograma
AOAC ............................... Association of Official Analytical Chemists
atm . ................................. atmosfera
cm .. ................................. centímetro
cm2 . ................................. centímetro quadrado
CTAB ............................... Brometo de cetil trimetilamônio
ENN ................................. Extrativo não nitrogenado
FB .. ................................. Fibra Bruta
FBT ................................. Filter bag technique
FDA ................................. Fibra em detergente ácido
FDN ................................. Fibra em detergente neutro
FDNi ................................. Fibra em detergente neutro indigestível
g ..... ................................. gramas
m2 ... ................................. metro quadrado
mL .. ................................. mililitro
mm . ................................. milímetro
MM . ................................. Matéria mineral
MS .. ................................. Matéria seca
N ..... ................................. Nitrogênio
NNP ................................. Nitrogênio Não Protéico
NRC ................................. National Research Council
ºC ... ................................. Grau Célsio
PB .. ................................. Proteína Bruta
pH .. ................................. Potencial hidrogeniônico
PVC ................................. Policloreto de vinil
SAS ................................. Statistical analysis system
TNT ................................. Tecido não tecido
xii
SUMÁRIO
RESUMO........................................................................................................................ vii ABSTRACT ................................................................................................................... viii LISTA DE FIGURAS ....................................................................................................... ix LISTA DE TABELAS ........................................................................................................ x LISTA DE ABREVIATURAS E SIGLAS .......................................................................... xi 1. INTRODUÇÃO ........................................................................................................... 13 2. OBJETIVO GERAL .................................................................................................... 15
2.1 Objetivos especificos ............................................................................................ 15 3. REVISÃO DA LITERATURA ...................................................................................... 16
3.1. Caracteristicas da parede celular ........................................................................ 16 3.2. Métodos de análise da fração fibrosa .................................................................. 23
3.2.1. Fibra Bruta .................................................................................................... 25 3.2.2. Fibra em detergente neutro ........................................................................... 25 3.2.3. Fibra em detergente ácido ............................................................................ 27 3.2.4. Lignina ........................................................................................................... 29
3.3. Causas de variação nas análises da fibra em detergente ................................... 31 3.4. Estudos realizados com outras metodologias para determinação da fração fibrosa ......................................................................................................................... 34
4. MATERIAL E MÉTODOS ........................................................................................... 36 4.1. Local do experimento........................................................................................... 36 4.2. Amostras utilizadas .............................................................................................. 36 4.3. Preparo das amostras.......................................................................................... 36 4.4. Tratamentos ......................................................................................................... 37 4.5. Delinemento experimental e análise estatística ................................................... 37 4.6. Métodos de análise .............................................................................................. 37
4.6.1. Micro método sequencial em autoclave com saquinhos de TNT (trama fina e grossa) ................................................................................................................. 37 4.6.2. Micro método sequencial em autoclave com cadinhos filtrantes ................... 41 4.6.3. Método de análise padrão (convencional) segundo Van Soest (1967) ......... 43
4.6.3.1. Análise de Fibra em detergente neutro ................................................... 43 4.6.3.2. Análise de Fibra em detergente ácido .................................................... 43
5. RESULTADOS E DISCUSSÃO .................................................................................. 45 5.1. Considerações Finais .......................................................................................... 61
6. CONCLUSÕES .......................................................................................................... 63 REFERÊNCIAS BIBLIOGRÁFICAS ............................................................................... 64
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1. INTRODUÇÃO
O ponto de partida para entender os processos fisiológicos nos animais é o estudo
de composição química de alimentos. Esses processos fisiológicos são
responsáveis por transformar compostos complexos até a formação de produtos de
origem animal, especialmente em função de disponibilidade de energia (Berchielli et
al.,2001).
Quando se trata de nutrição de ruminantes, um dos principais conceitos
utilizados é o da fibra devido ao fato da forragem conter quantidade expressiva deste
nutriente e representar a base da sua alimentação. Na alimentação de ruminantes,
fibra refere-se à parede celular de plantas forrageiras (VAN SOEST, 1994). A fibra,
como alimento, fornece energia; além de representar até 60% da MS consumida
pelos animais.
Pelo fato de apresentarem boa estimação de componentes totais da parede
celular e de suas frações indigestíveis, a AOAC (1980) aceitou oficialmente as
técnicas desenvolvidas por Van Soest (1963b, 1967) e por Van Soest e Wine (1967,
1968), também conhecidas como sistema detergente, o qual se obtém a fibra em
detergente neutro (FDN) e fibra em detergente ácido (FDA) (Ferreira, 1994).
Essas metodologias foram amplamente aceitas. Porém ao passar dos anos,
comprovou-se que essas técnicas originais não eram tão eficazes para alguns
alimentos como cereais ricos em amido e subprodutos agroindustriais ricos em
tanino, pectina, complexos tanino-proteína e produtos de Maillard; surgindo então,
necessidade de fazer modificações em alguma etapa do método analítico de acordo
com a amostra a ser analisada (Van Soest et al., 1991). Segundo Mertens (1992), o
surgimento do sistema detergente tornou possível um avanço significativo na
caracterização nutricional dos alimentos.
Ultimamente, a técnica de sistema detergente é o método mais utilizado para
determinar fibra e constituintes da parede celular. Para realização deste método,
utiliza-se 1 g de amostra para 100 mL de solução detergente; e equipamento
específico.
Há outros métodos para avaliar FDN e FDA, entre eles há o método
convencional (Van Soest, 1967) e o método Filter Bag Technique da Ankom (FBT),
segundo Ankom (2012).
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Pelo fato da necessidade de manutenção de equipamentos utilizados, alto
custo de reagentes, além de ser necessário muito tempo para realizar as análises;
busca-se métodos alternativos com baixo custo, porém que forneçam resultados
fidedignos ao método original.
Holechek; Vavra (1982), Shultz et al. (2003), Shultz e Shultz (2003) citam um
micro método para determinar os constituintes da parede celular, tendo a fonte de
aquecimento como o único fator que diferencia; utilizando-se bloco de digestão ou
banho Maria.
Segundo Lima (2003), os nutricionistas não analisam mais a fibra pelo método
de fibra bruta, e sim pelo método de fibra em detergente neutro (FDN) e fibra em
detergente ácido (FDA). Isso se deu pelo fato do resultado analítico do método de
fibra bruta, consistirem de celulose, com poucas quantidades de lignina e
hemicelulose. Sendo assim, iniciou-se a utilização do método FDN e FDA para
expressar a concentração de fibras dos alimentos e, no balanceamento de dietas
para ruminantes.
Diante deste contexto e, pelo fato de não encontrar informações na literatura
consultada a cerca de dados sobre análises com micro métodos, procurou-se, com o
presente trabalho, gerar informações a respeito da análise da fibra do sistema
detergente, por meio de micro método, analisando-se o tecido não tecido na análise.
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2. OBJETIVO GERAL
O presente estudo teve o objetivo de avaliar a eficiência de um micro método de
análise de fibra em detergente neutro (FDN), fibra em detergente ácido (FDA) e
lignina, que utiliza saquinhos de TNT, em duas espessuras de trama do tecido,
comparando-os com métodos já avaliados e tradicionais.
2.1 Objetivos específicos
De modo específico, pretendeu-se:
Verificar se o micro método é viável e eficiente, comparado aos métodos já
avaliados e tradicionaisl (Sistema de detergente, Van Soest), uma vez que o custo
será menor.
16
3. REVISÃO DA LITERATURA
Os ruminantes utilizam os mecanismos simbióticos para aproveitar os nutrientes
presentes na parede celular, pois, mamíferos em geral, não produzem enzimas que
hidrolisam predominantemente os polissacarídeos presentes na parede celular, os
quais necessitam de microrganismos do trato gastrintestinal para serem fermentados
(VAN SOEST, 1994). O mesmo autor ressalta que a quantidade de fibra e suas
frações compreendem os fatores que afetam a ingestão e o desempenho dos
ruminantes, principalmente pela baixa digestibilidade, de tal forma que o volume
físico ocupado no rúmen comprometerá a ingestão e o desempenho do animal.
3.1. Características da parede celular
É importante saber como é organizada a parede celular, assim como a relação entre
seus componentes para compreender e saber usar os diversos métodos analíticos
existentes para a quantificação da fibra (BOLWELL, 2000).
A parede celular é um complexo de estruturas laminares que se divide em
três zonas distintas: lamela média, parede celular primária e parede celular
secundária. A parede celular primária é constituída de vários polissacarídios,
incluindo a celulose, com interligação polissacarídica e ramificações de cadeias ricas
em xilose, denominadas xiloglicanas; as quais são responsáveis pela manutenção
da organização espacial das microfibrilas de celulose. São encontradas em maior
quantidade na parede celular das gramíneas do que das leguminosas (BOLWELL,
2000).
A parede celular da planta é um compartimento dinâmico que sofre
modificações no decorrer do período de vida da célula. Durante a divisão celular da
célula, surge a parede celular primária, e durante a expansão celular, sua área
superficial rapidamente aumenta. Pode-se caracterizar a parede celular como uma
composição altamente organizada de muitos e diferentes polissacarídios, proteínas,
substâncias aromáticas, água e minerais (CARPITA; MCCANN, 2000).
Segundo Iiyama et al. (1993), o início do desenvolvimento da célula vegetal
se dá pelo crescimento do tamanho celular, e a parede celular é mencionada como
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parede primária sendo capaz de se alongar devido aos polímeros da parede que não
estão interligados.
Os polissacarídios, polímeros de açúcar, são os principais componentes da
parede celular e constituem a sua principal base estrutural. Todos os açúcares da
parede celular são aldoses. A celulose apresenta-se na forma de microfibrilas
arranjadas paralelamente uma a outra. É o polissacarídio mais abundante nas
plantas, contabilizando cerca de 15 a 30% da matéria seca de todas as paredes
celulares primárias e também de grande percentagem das paredes secundárias
(GIBEAUT; CARPITA, 1994).
A hemicelulose são glicanas ligadas às microfibrilas que compõe a celulose
através de pontes de hidrogênio. A hemicelulose representa amplamente todo
material extraído da parede celular através de solução ácida (JARVIS, 1984). Entre
as células adjacentes, existe região denominada de lamela média, que é formada na
interface das paredes primárias das células em formação e é composta por
substâncias péctidas. Durante a divisão celular, forma-se a lamela média que cresce
coordenadamente durante a expansão celular (CROTEAU et al., 2000).
O crescimento celular, que é caracterizado por um aumento irreversível do
seu volume, pode ocorrer devido à expansão (aumento do tamanho celular em duas
ou três dimensões) ou pela elongação (expansão restrita a uma dimensão). De
modo geral, a expansão celular envolve significativas alterações na massa e na
composição da parede celular (COSGROVE, 1997).
A deposição de novos materiais e o crescimento da maioria das células de
uma planta ocorrem uniformemente ao longo da expansão da parede celular (TAIZ,
1984). Quando a planta pára de crescer começa o processo de maturação ou
diferenciação e, com isso, a deposição da parede secundária e a lignificação (Figura
1). A transição da síntese da parede primária para a secundária é marcada pela
interrupção de deposição de pectina e intenso aumento na síntese e deposição de
celulose/hemicelulose e lignina (CARPITA; MACCANN, 2000).
Segundo Bauer et al. (2008), os resultados da análise químico-bromatológica
e da reação positiva com a safranina (cor avermelhada) (Figura 1) demonstram as
correlações negativas, entre esses tecidos e a digestibilidade, evidenciando o
caráter de barreira desses tecidos no processo de digestão. Além disso, as
proporções de xilema e esclerênquima guardaram correlações positivas com os
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componentes da parede celular (fibra em detergente neutro, fibra em detergente
ácido, celulose e lignina)
Figura 01: Seção transversal de lamina foliar de Brachiaria decumbens.
Abreviações: FV-feixe vascular; CB-célula buliforme; EP- epiderme; XIL-xilema; CBF-célula da bainha do feixe; F-floema; ESC-esclerênquima; MÊS-mesófilo. Coloração avermelhada indica
sítios de lignina. Escala em micrometros (µm). Fonte: Bauer et al., 2008
A cutinização e a lignificação da epiderme, apesar de oferecerem resistência
física à planta, comprometem a colonização das partículas pelos microrganismos
que ficam dependentes de lesões na epiderme e das passagens representadas
pelos estômatos (BAUER et al., 2008).
Segundo Showalter (1993), toda arquitetura da parede celular da planta é
definida após a lignificação. A parede primária é definida como a estrutura que
participa na expansão da célula. A célula toma sua forma definitiva quando pára de
crescer e, nesse ponto, começa a ocorrer depósitos de paredes secundárias iniciais,
e, na maturidade, apresentam cerca de 98% de celulose na sua constituição.
A parede celular secundária pode conter outros polissacarídios não
celulósicos (hemicelulose), pectina, proteínas estruturais e substâncias aromáticas
como a lignina. Esta seção consiste de três camadas distintas, que são distinguidas
em função das diferenças na orientação de suas microfibrilas de celulose. A celulose
e os polissacarídios não celulósicos da parede secundária são qualitativamente
distintos da parede primária. As principais diferenças são os componentes da
hemicelulose da parede secundária, que são compostos primariamente por xilanas e
mananas (BIDLACK et al., 1992).
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De acordo com os mesmos autores, a distinção da parede celular
secundária é a incorporação de lignina, que é um sistema de compostos aromáticos
denominados fenilpropanóides. A síntese de lignina se inicia quando começa a
deposição da parede secundária. Os fenilpropanóides, álcoois hidroxicinamoil, p-
coumaril, coniferil e o álcool sinaptil representam todo sistema lignina. O álcool
coniferil, que predomina nas espécies arbóreas; álcool sinapil e álcool coumaril são
os três álcoois aromáticos que compreendem a lignina.
Na biossíntese da lignina o p-coumaril é transportado do citosol para a
parede da célula. Observou-se, por meio de microscopia eletrônica a biossíntese da
lignina iniciando-se na lamela média. Assim, nestes locais da parede celular formam-
se domínios específicos que se estendem às outras camadas da parede celular, em
direção à membrana plasmática (CROTEAU et al., 2000).
De acordo com Jung; Allen (1995) o processo de lignificação inicia-se da
região da parede primária para a parede secundária, mas a deposição de lignina
acontece sempre após a deposição dos polissacarídios da parede secundária. O
resultado desse padrão de desenvolvimento ou padrão de deposição da lignina é
que os polissacarídeos depositados mais recentemente na parede secundária não
são lignificados e a região da lamela média e parede primária é intensamente
lignificada. Isso pode explicar porque os microrganismos degradam a parede celular
do lúmen da célula para fora e, porque a lamela média e parede celular nunca são
completamente digeridas.
CROTEAU et al. (2000) ressaltam que a lignina atua como um cimento
intercelular, conferindo impermeabilidade à água, promovendo uma barreira ao
ingresso de patógenos. A composição da lignina depositada varia de acordo com a
espécie, tipo de célula e estágio de desenvolvimento do tecido. Esta diferenciação
se dá em função da partição diferencial de carbono entre os polissacarídios da
parede celular e da lignina.
Segundo Van Soest (1994), para se diferenciar o tipo de lignina em
forrageiras usa-se o termo lignina “core”, referindo-se ao polímero fenilpropanóide
depositado na parede celular, pela polimerização dos álcoois precursores coniferil,
sinapil e p-coumaril e lignina “não core” envolvendo os ácidos fenólicos (p-cumárico
e ferúlico), depositados na parede celular durante a sua formação.
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A interação entre a lignina e os carboidratos, o tipo de lignina presente e a
sua quantidade são fatores críticos e exercem grande influência na digestibilidade da
forragem pelos animais (JUNG; DEETZ, 1993).
Segundo Ralph et al. (1994), pode-se dizer que as gramíneas apresentam
deposição de grandes quantidades de p-coumárico, como de lignina durante
estágios mais avançados da lignificação. Segundo Hartley (1972), há correlações
negativas entre as concentrações desse ácido e a digestibilidade de forrageiras.
A limitação da digestão em razão da lignificação da parede celular pode
ocorrer devido três possíveis mecanismos, sendo eles, o efeito tóxico da lignina
sobre os microrganismos do rúmen; o impedimento físico devido à ligação lignina-
polissacarídio, limitando o acesso de enzimas fibrolíticas; e, devido à hidrofobicidade
causada pela lignina ocorre limitação da ação de enzimas hidrofílicas (JUNG;
DEETZ, 1993).
Em função da concentração da parede celular, da composição e a
digestibilidade dos diferentes tecidos da planta diferirem radicalmente, a análise da
fração fibrosa pode gerar informações a respeito da composição média da parede
celular do alimento considerado (JUNG, 1997).
Sendo assim, a concentração maior de fibra está no caule, em relação à
lâmina foliar, na maioria das espécies de plantas. Por exemplo, a quantidade de
FDN das folhas da alfafa no estádio de florescimento é cerca de 25% e do caule é
de 40-55%. No mesmo estádio de maturidade, gramíneas C3 (Festuca arundinacea
Schreb) apresentam 50% de FDN nas folhas e 70% nos caules e as gramíneas C4
(bermudagrass (Cynodon dactylon (L.) Pers), são caracterizadas por conterem
aproximadamente 70% de FDN nas folhas e 85% nos caules (BUXTON et al., 1995).
Segundo Jung; Allen (1995), embora todas as paredes celulares das plantas
apresentem uma arquitetura básica similar, existem diferenças importantes entre os
grupos taxonômicos de forrageiras. As folhas das leguminosas contêm muito menos
parede celular que as gramíneas e, as leguminosas não apresentam o aumento na
concentração da parede celular com a maturidade, como acontece nas folhas das
gramíneas.
De acordo com Buxton; Russel (1988) a parede celular das leguminosas é
rica em pectina e tem quantidades relativamente maiores de celulose, como de
xilana. O conteúdo de lignina nas leguminosas é maior que nas gramíneas, embora
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a magnitude dessa diferença se dá quando se utiliza o método da lignina em
detergente ácido.
As leguminosas, de modo geral, são mais digestíveis que as gramíneas, não
porque suas fibras são mais digestíveis, e sim porque contêm menos fibra e,
portanto maior proporção de conteúdo celular. A diferença entre a digestibilidade das
folhas e dos caules é menor em gramíneas do que nas leguminosas, sendo que, nos
caules a digestibilidade declina mais rapidamente do que nas lâminas foliares, de
acordo com a maturidade da planta (ALBRECHT et al., 1987).
Nas folhas das gramíneas a lignificação ocorre na parte estrutural das folhas
(nervuras centrais e laterais), promovendo desta maneira, um mecanismo de
suporte, o que leva a uma alta concentração de fibra nas folhas, sendo duas vezes
maior que nas leguminosas e menos digestível por esta razão (BUXTON;
REDFEARN, 1997). De acordo com esses autores, nota-se diferentes tipos celulares
das plantas em função da disponibilidade dos nutrientes (Tabela 1).
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Tabela 1: Resumo dos tecidos das plantas e suas digestibilidades relativas
Tecidos Funções Digestibilidade Características Mesófilo Contém
cloroplasto Alta Parede delgada, sem
lignina. Parênquima Metabólica Moderada a alta Nos veios das folhas
de gramíneas e leguminosas.
Colênquima Estrutural Moderada a alta Nos veios das folhas de gramíneas e leguminosas. Parede grossa, sem lignina.
Parênquima da bainha
Contém cloroplasto
Moderada a alta Ao redor do tecido vascular nas folhas de C4. Parede grossa e lignificada.
Fibra do floema Estrutural Moderada Caule e pecíolos de leguminosas, geralmente não são lignificados.
Epiderme Derme Baixa a alta Parede espessa, lignificada, com cutícula e cera.
Tecido vascular Vascular Nenhuma a moderada
Compreende xilema e floema. Principal contribuição da fração indigestível.
Esclerênquima Estrutural Nenhuma a baixa Parede espessa e lignificada
Adaptado de BUXTON e REDFEARN (1997).
O esclerênquima, o tecido vascular, o parênquima do caule e a epiderme do
caule contêm componentes estruturais substancialmente indigestíveis devido à
lignificação, por isso, são digeridos muito vagarosamente no rúmen. As folhas de
gramíneas C3 são mais digestíveis que as gramíneas C4, pois têm mais células do
mesófilo. Nas espécies C3, as células do mesófilo, floema, epiderme e parênquima
são totalmente degradáveis, ao contrário das células da epiderme e parênquima das
gramíneas C4, que podem ser degradadas lentamente ou parcialmente degradadas.
A diferença na concentração de fibra nas C4, comparada com a C3, é maior devido
a maior quantidade de tecido vascular e células do parênquima (BUXTON;
REDFEARN, 1997).
Dados apresentados por Wilson; Mertens (1995) identificaram cinco
características de limitações estruturais na digestão da fibra de gramíneas e,
demonstram que as características das células são importantes quando se refere à
23
digestão da fibra. Primeiramente, observou-se que a degradação microbiana pode
proceder apenas no interior (sentido parede secundária a lamela média) da parede
celular espessa e lignificada, pois a lamela média lignificada e a parede primária são
indigestíveis. Na sequência, as partículas passam rapidamente pelo rúmen;
Posteriormente, o acesso à célula não é imediato, pois partículas de fibra não são
totalmente expostas à mastigação; Sendo assim, a digestão da parede espessa do
parênquima e células do esclerênquima é limitada pela baixa relação entre a área
superficial e volume celular. Os compostos carboidratos-ácidos fenólicos podem ser
tóxicos (em nível celular) às bactérias que degradam a fibra.
Sendo assim, de acordo com Jung (1997), medidas mais sofisticadas da
composição da parede celular são cada vez mais prevalentes nos estudos de
pesquisa e, o principal objetivo destas pesquisas é o desenvolvimento da informação
acerca da composição química, histológica e estrutural das plantas forrageiras, além
do uso de métodos analíticos adequados para estes fins. Deste modo, o outro
objetivo que vem se destacando nos estudos de pesquisa vem a ser a relação de
todas estas informações analíticas e mecanismos de degradação ruminal aplicados
à nutrição dos animais domésticos.
3.2. Métodos de análise da fração fibrosa
Segundo Mertens (1997) a definição de fibra é meramente nutricional e está
vinculada ao método analítico empregado na sua determinação. Na química, a fibra
é um composto e não uma entidade química distinta, e, assim, a composição
química da fibra é dependente da sua fonte e da metodologia usada na sua
determinação laboratorial.
Na determinação laboratorial da fibra, o método deve estar adequado ao uso
do seu resultado, ou seja, adequando aos princípios biológicos e bioquímicos a que
se destina, seja aplicados aos monogástricos ou ruminantes. Além disso, deve ser
fiel à acurácia analítica, repetibilidade, praticidade e economia (MACEDO JÚNIOR et
al., 2007).
De acordo com os mesmos autores, embora o método ideal deva ter uma
correlação nutricional, não, necessariamente, tem composição química uniforme,
mas deve fornecer informações úteis aos nutricionistas de ruminantes quanto ao
24
comportamento da fibra no trato digestivo dos animais, velocidades e extensão da
degradação e produtos finais de sua degradação.
Berchielli et al. (2006) ressaltam que o objetivo prático da avaliação de
alimentos é aperfeiçoar a sua eficiência de utilização, oferecendo assim uma
resposta mais confiável em relação à produção animal e proporcionando retorno
financeiro mais adequado ao produtor.
Diante deste contexto, segundo Bertipaglia (2005), o princípio básico da
análise de fibra é a determinação da concentração de fibra em uma dada amostra de
um alimento e, a escolha do método analítico irá depender do objetivo do
pesquisador ou do laboratório com quem se trabalha.
De acordo com Jung (1997) apud Bertipaglia (2005), os principais métodos
utilizados para a análise de fibra em forrageiras estão listados na Tabela 2.
Tabela 2: Principais métodos, usos e limitações, de análises de fibra utilizadas em forrageiras
Método de análise Fração avaliada Limitação do método Fibra bruta (FB) Porção da parede celular,
com recuperação completa da celulose.
Remoção de polissacarídeos não celulósicos e lignina.
Fibra em detergente neutro (FDN)
Fração incompletamente digestível, com recuperação completa da parede celular.
Remoção quase completa da pectina. A remoção da proteína e do amido pode ser um problema.
Fibra em detergente ácido (FDA)
Porção da parede celular, com recuperação completa da celulose.
Uma porção significativa da lignina é solubilizada.
Fibra dietética Recuperação completa de polímeros da parede celular.
Pode ser difícil a remoção da proteína e do amido.
Crampton-Maynard Celulose Contaminação com pequena quantidade de xilana.
FDA (menos lignina ácida detergente LAD)
Celulose Limitações do método FDA e LAD.
FDN (menos FDA) Hemicelulose Limitações do método FDA e FDN.
Lignina ácida detergente (LAD)
Lignina Com o método FDA solubiliza-se lignina, especialmente em gramíneas.
Lignina Klason Lignina Possível contaminação por proteína e carboidrato.
Adaptado de Jung (1997), apud Bertipaglia (2005).
25
3.2.1 Fibra Bruta
O método da Fibra Bruta (FB) é o mais antigo e ainda utilizado, pois representa um
método oficial de análise de alimentos (AOAC), além da facilidade de condução. A
concentração da FB é determinado pelo sistema de análise proximal ou Weende. Foi
padronizado por Henneberg; Stohmann (1864) e nomeado com o lugar onde eles
trabalharam: “The Agronomy Research Station of Weende”.
De acordo com Bertipaglia (2005), a FB é um método gravimétrico, sendo que
dentro de um esquema analítico, uma amostra de aproximadamente 3 g é submetida
ao refluxo sequencial, durante 30 minutos, com 200 mL de uma solução ácida (ácido
sulfúrico 1,25%) e básica (hidróxido de sódio 1,25%), respectivamente. A princípio, o
álcali era usado para remover carboidratos puros, a extração ácida para separar a
fibra dos componentes que não fossem carboidratos, sendo a celulose parcialmente
hidrolisada e toda hemicelulose é dissolvida. O resíduo orgânico resultante
representa uma porção indigestível do alimento (fibra bruta), composto
principalmente de celulose, polissacarídios não celulósicos e lignina.
Segundo Van Soest (1994), a marcha analítica da FB subestima muito o
conteúdo total da parede celular da amostra de alimento e, apenas recupera uma
porção de polissacarídios da parede celular e a lignina.
Giger-Reverdin (1995) pontuou uma série de limitações do método, como por
exemplo, 1) substâncias da parede celular são arbitrariamente divididas em duas
partes: fibra bruta e extrato livre de nitrogênio (extrativo não nitrogenado – ENN),
que contém amido, entre outros polissacarídios, e açúcar solúvel; 2) a fibra bruta
compreende a celulose, cutina e suberina; 3) alguma porção da lignina é dissolvida
durante a hidrólise e é contabilizada no ENN; 4) a porção indigestível do ENN deve
ser de fato, parte da lignina.
3.2.2 Fibra em detergente neutro
A técnica do sistema de detergentes foi descrita originalmente por Van Soest e Wine
(1967) cuja técnica era alternativa ao Método de Weende que não diferenciava os
componentes da parede celular o suficiente para gerar informações a respeito de
diferentes forrageiras com maturidades diferentes. A partir de então, outras
sucessivas publicações (GOERING; VAN SOEST, 1970; ROBERTSON; VAN
26
SOEST, 1981; VAN SOEST et al., 1991; MERTENS, 2002; MERTENS, 2003)
trataram de adequação da técnica original.
O método da quantificação da FDN, desenvolvido por Van Soest usa a
extração química, com a amostra em refluxo em solução de detergente neutro,
seguida pela determinação gravimétrica do resíduo da fibra (VAN SOEST; WINE,
1967).
Segundo Van Soest (1994), a FDN é considerada a entidade que representa
a fibra em um alimento para ruminantes, porém não é um método oficial da AOAC,
com a problemática de subestimar a concentração da parede celular, pois há
solubilização da pectina.
Na nutrição de ruminantes, a FDN pode ser correlacionada negativamente
com a ingestão de matéria seca. Em outras palavras, quanto maior o conteúdo de
FDN na forragem, menor será o consumo voluntário do animal (VAN SOEST, 1994).
A FDN aumenta com a idade (maturidade) da planta. De acordo com Van Soest
(1965) e Mertens (1994), a fração da FDN de forrageiras de baixo a moderado valor
de digestibilidade foi correlacionada com a ingestão da forragem.
Casler; Hatfield (2006) ressaltam que a FDN é considerada entidade
laboratorial mais simples e melhor para predizer o consumo voluntário de ruminantes
e, a tendência é de usá-la como critério na seleção de plantas em programas de
melhoramento genético. Neste sentido, a redução da concentração de FDN leva ao
aumento da digestibilidade da matéria seca, mas não altera a digestibilidade da
fração FDN. Observam que plantas com baixa concentração de FDN não
apresentam alteração na composição da parede celular, no entanto, apresentam
maior susceptibilidade à solubilização em solução de detergente, sugerindo, então,
que a parede celular destas plantas são menos estruturadas como àquelas com alta
FDN.
De acordo com Jaurena et al. (2012), a fração insolúvel em detergente neutro
(FDN) reflete, principalmente, a concentração de celulose, hemicelulose e lignina da
amostra. No entanto, apresenta quantidades distintas de proteína e fração mineral.
Para Jarrige (1981) e Carré; Brillouet (1986) a concentração de proteína é altamente
variável, entre 3 a 15% em volumosos e 1 a 20% em concentrados.
A remoção total do nitrogênio da parede celular é muito difícil devido às
ligações covalentes, sendo proposto o tratamento da amostra com enzimas
27
proteolíticas. Se houver o envolvimento da proteína com tanino, ou compostos de
Maillard, as enzimas também podem ser utilizadas (PRESTON, 1979).
3.2.3 Fibra em detergente ácido
Ao contrário do que foi documentado a cerca da FDN, a FDA é obtida por um
método de análise aprovado pela AOAC, que utiliza solução de detergente ácido
(brometo de cetiltrimetilamônio ou CTAB, adicionado ao ácido sulfúrico 1N) na
amostra em refluxo, seguida pela determinação gravimétrica do resíduo. Segundo os
princípios metodológicos, a fibra em detergente ácido refere-se ao resíduo orgânico
da hidrólise do ácido sulfúrico normal (VAN SOEST; ROBERTSON, 1980).
Segundo Segura et al. (2007), o método da FDA foi publicado em 1963 (VAN
SOEST 1963a; VAN SOEST 1963b) sendo as primeiras publicações que realmente
descreviam o sistema detergente de análise. A FDA rapidamente substituiu a fibra
bruta (FB) do sistema Weende, pois foi caracterizada como método mais simples e
resultava em valores analíticos similares.
De acordo com os mesmos autores, o procedimento para a FDA foi aprovado
pela Association of Official Analytical Chemist (AOAC) e tão logo, padronizado nos
laboratórios de análises químicas.
A FDA compreende as frações de celulose, principalmente, e lignina. Por não
conter a hemicelulose, tornou-se um método menos interessante para se avaliar a
fração fibrosa estrutural total e, assim, em 1968, o método da FDN foi publicado, e a
FDA foi pouco a pouco sendo deixada para caracterizar a fibra e, sim,
correlacionada com a digestibilidade dos alimentos. Hoje em dia, o método de
determinação da FDA é mais usado como uma das etapas para se determinar a
lignina da amostra (SEGURA et al., 2007).
A FDA, que se trata de uma porção da fibra, além de incluir a celulose e a
lignina da parede celular, apresenta quantidades variáveis de xilana e outros
componentes (VAN SOEST, 1963b). O detergente ácido tem duas funções
importantes na amostra, sendo uma delas a extração dos lipídios quando não estão
presentes na amostra em altas concentrações (VAN SOEST, 1963a) e o outro,
originar o resíduo (FDA) com menor conteúdo de proteína contaminante quanto
possível, entre outros contaminantes (pentosanas, nitrogênio, partículas de solo,
hemicelulose), como demonstrado por vários pesquisadores (JARRIGE, 1980;
28
AERTS et al., 1978; THEANDER; AMAN, 1980; BITTNER; STREET, 1983; GIGER-
REVERDIN, 1995). Da mesma forma, o conteúdo da FDN pode ser superestimado
pela contaminação de partículas de solo, em 47% e a FDA em 61% (AERTS et al.,
1978), sendo mais solúveis em detergente ácido que em detergente neutro. Do
mesmo modo, a maioria das gramíneas apresenta quantidades significativas de
sílica.
Quanto à contaminação por proteína, deve-se à formação do complexo
proteína-carboidrato, também formado com lignina (artefatos de lignina), que podem
ser formados em forragens mal conservadas ou no preparo da amostra em estufa
(VAN SOEST, 1965) e proteína-tanino (VAN SOEST et al., 1987).
A contaminação de nitrogênio na FDA, em termos nutricionais, não está
disponível para o animal (VAN SOEST; SNIFFEN, 1984). A contaminação por
hemicelulose pode ser resultado das ligações covalentes entre hemicelulose e
lignina, ou também das pontes de hidrogênio entre xilanas e microfibrilas de celulose
GIGER-REVERDIN (1995).
De acordo com Giger (1985), a obtenção do resíduo em detergente ácido em
sequência à obtenção do resíduo em detergente neutro, pode gerar um resultado
subestimado, pois o sulfito de sódio solubiliza parte da lignina, e a solução de
detergente neutro dissolve a maior parte da pectina e sílica endógena. Segundo
Bailey; Ulyatt (1970), a análise sequencial de FDA, deve ser realizada a partir do
resíduo da FDN, sem o uso do sulfito de sódio.
De acordo com Van Soest et al. (1991), a FDA não é uma fração da fibra
válida para ser usada como indicativo da digestibilidade. Esta afirmação pode ser
explicada uma vez que, quanto maior o conteúdo de FDA na forragem, menor será a
digestibilidade no animal, devido à característica física de insolubilidade em
detergente ácido (SCHROEDER, 2004).
Em função da característica física de insolubilidade, o controle físico da
digestão interage negativamente com a ingestão voluntária da forragem pelo
ruminante e, desta forma, torna-se fator crítico do desempenho ponderal do animal.
A concentração da parede celular está negativamente relacionada com o consumo
de dietas ricas em forragem, pois contribui para o enchimento do rúmen (ruminal fill),
que é associado à fração indigestível da parede celular. A concentração da fração
indigestível da parede celular e a sua taxa de passagem são parâmetros críticos na
determinação do enchimento do rúmen (JUNG; ALLEN, 1995).
29
Segundo os mesmos autores, os benefícios econômicos da redução da
concentração da parede celular e o aumento da digestibilidade são significativos.
Devido à alta concentração da parede celular e à sua digestibilidade o
melhoramento de espécies de gramíneas em função da diminuição na concentração
da parede celular ao invés da sua digestibilidade é muito desejável.
Segundo Bertipaglia (2005), de modo geral, o método de Van Soest classifica
as frações da forragem de acordo com a sua disponibilidade (Tabela 3).
Tabela 3: Classificação das frações das forrageiras utilizando o método de Van Soest
Fração Componentes Disponibilidade Nutricional Ruminantes Não-Ruminantes
Conteúdo celular Açúcar,amido, pectina
Completa Completa
Carboidratos solúveis
Completa Completa
Proteína, NNP Alta Alta Lipídios Alta Alta Outros solúveis Alta Alta Parede celular Hemicelulose Parcial Baixa (FDN) Celulose Parcial Baixa Proteína aquecida Indigestível Indigestível Lignina Indigestível Indigestível Sílica Indigestível Indigestível Adaptado de VAN SOEST (1967).
3.2.4 Lignina
A conformação estrutural específica das plantas é consequência da produção dos
ácidos fenólicos e da lignina que são depositados na parede celular de acordo com a
maturidade da planta. A lignina é o elemento chave que limita a digestibilidade da
parede celular, no entanto a lignina, para exercer seu efeito depende da presença
das ligações (pontes) entre os polissacarídeos da parede celular com ela mesma e
com o ácido ferúlico. A composição da lignina e ácido p-cumárico associados à
parede celular afeta menos a sua digestibilidade do que a presença destas pontes
(JUNG; ALLEN, 1995).
De acordo com Buxton et al. (1996), a concentração de lignina está
fortemente relacionada à porção indigestível da matéria seca de forragens. Segundo
Buxton; Redfearn (1997), a lignina tem sido identificada como fator primário
responsável pela limitação da digestibilidade da fibra, mas a utilização da fibra é
30
também limitada pela composição química e seu nível organizacional na parede
celular.
A lignina é a estrutura química que interfere na degradação microbiana dos
polissacarídeos da fração fibrosa devido a sua ação física, pois forma uma barreira
ao acesso dos microrganismos aos polissacarídeos. Por isso conferiu-se uma
importância às pontes ou ligações entre a lignina e os polissacarídeos,
intermediadas pelas ligações com o ácido ferúlico, implicando como fator inibitório
adicional da digestão da fibra, principalmente de gramíneas (JUNG; ALLEN 1995).
Quanto à quantificação da lignina de uma amostra, segundo Jung et al.,
(1999), existem vários métodos para a sua determinação uma vez que a lignina está
associada negativamente à digestibilidade, sendo que a principal dificuldade do
estudo do papel da lignina na digestibilidade da parede celular tem sido o
desconhecimento da estrutura molecular definitiva e a concentração total de lignina,
que ainda são empíricos.
De acordo com Kirk; Obst (1988), o método da lignina de Klason é mais
antigo para a sua determinação e trata-se do resíduo remanescente após hidrólise
ácida. Este é o método de análise padrão para madeira, porém o seu uso para
forrageira é questionado devido a possível contaminação com proteína (VAN
SOEST, 1967).
Segundo Lowry et al. (1994), a lignina obtida do resíduo da amostra em
detergente ácido é o método alternativo para a lignina Klason e é o mais utilizado na
nutrição de ruminantes. Porém, a lignina em detergente ácido é um método que
subestima a concentração de lignina, pois a hidrólise ácida no procedimento da FDA
pode solubilizar uma porção da lignina.
Segundo Hatfield et al. (1994), o método da lignina Klason estima a
concentração de lignina em forrageiras de 2-5 vezes maior que o método da lignina
em detergente ácido, que não está significativamente contaminado por carboidratos
e proteínas e é similar à composição molecular da fibra em detergente ácido.
Jung et al. (1999) determinaram que o método da lignina Klason apresentou
maior acurácia que a lignina detergente ácido, resultado este obtido em função da
análise de comparação da energia bruta da forragem com o valor da energia bruta
calculada da análise da composição da forragem. Na lignina em detergente ácido,
estimada do valor calculado de energia bruta, foi de 68-84% da energia bruta da
forragem e para a lignina Klason o valor foi de 85-97%. Segundo os autores, isso
31
indica que a estimativa da lignina Klason é substancialmente maior que a lignina
ácida e que não superestima a lignina, pois a energia bruta recuperada foi próxima a
100%.
O método da lignina em detergente ácido pode mensurar a cutina como
sendo lignina e essa condição pode superestimar a sua concentração; as amostras
de lignina em detergente ácido podem ser contaminadas com artefatos de Maillard,
sendo que parte da lignina pode ser solubilizada pela solução de ácido sulfúrico
72%, de acordo com Rebole et al. (1989).
Outro método para se estimar a lignina é o do permanganato, porém, também
apresenta inconvenientes como: não trata uniformemente as partículas de diferentes
tamanhos; a celulose pode ser parcialmente solubilizada se for empregada uma
quantidade excessiva de permanganato; a hemicelulose e certos tecidos do mesófilo
podem ser oxidados, segundo Fukushima et al. (1999).
De acordo com Jung et al. (1997), o valor estimado com acurácia para a
concentração de lignina de uma forrageira para se calcular uma dieta para um
animal, é de extrema importância, uma vez que a lignina não apresenta nenhum
valor de energia digestível para os animais e, se a concentração de lignina é
subestimada, é errôneo assumir a perda de matéria orgânica como carboidrato e
outros nutrientes do alimento.
3.3. Causas de variação nas análises da fibra em de tergente
Segundo Jaurena et al. (2012), está se tornando comum o aparecimento de erros e
interpretações inadequadas dos resultados de análise química dos alimentos, em
publicações técnicas e científicas, assim como em teses e dissertações de pós-
graduação, além de publicações apresentadas em reuniões técnicas. Sendo assim,
este fato leva à consideração da necessidade, mais uma vez, da padronização, pelo
menos, das terminologias usadas nos métodos analíticos de alimentos para animais
de produção.
Os resultados da avaliação de alimentos estão sujeitos à variação, como
qualquer outro sistema de medidas. No entanto, a variabilidade na composição e
valor nutritivo dos alimentos (intrínseco) usados nos sistemas de formulação de
dietas da produção animal é tão vasto e, complementa-se com os fatores
extrínsecos (por exemplo, amostragem, procedimento analítico, qualidade dos
32
reagentes, desempenho dos analistas e, comunicação dos resultados), aumentando
a variabilidade dos resultados analíticos (GIZZI; GIVENS, 2004).
De acordo com Hall (2007), cabe destacar que a preponderância, dentro do
campo da avaliação nutricional de alimentos, dos métodos de natureza empírica
(onde o método define o que se mede, por exemplo, a fibra em detergente neutro,
fibra bruta, carboidratos solúveis) contribui para a falta de reprodutibilidade dos
resultados, uma vez que qualquer fonte de alteração gera resultados distintos.
Bertipaglia (2005) ressalta que devido ao fato da fibra ser definida de acordo
com o método usado para isolá-la, deveria estar claro que qualquer modificação do
método original ou semelhante, tem o potencial de originar um conceito novo para
fibra, e que pode não ser comparável ou compatível com o conceito já firmado.
Qualquer modificação de método para se determinar a fibra, para ser
aceitável, deve ser avaliada com amostras de alimentos que representem cada
classe de ingrediente de uma dieta. Além disso, outros fatores podem alterar o valor
da fibra em uma análise (MERTENS, 1992).
Segundo Mertens (1992) deve-se observar os protocolos e as condições na
análise de fibra em detergente que influenciam o resultado da análise, a saber: Sub-
amostragem e segregação, pois todo processo que originar produto com segregação
de partículas deve ser sub-amostrado para que se obtenha amostra verdadeira;
Secagem das amostras: compostos insolúveis de proteínas e carboidratos
produzidos mediante altas temperaturas serão considerados como artefatos da fibra
e lignina no sistema de detergente. Sendo assim, recomenda-se usar 50ºC durante a
secagem, e nunca expor a temperaturas superiores a 60-65ºC;
Moagem das amostras: uma vez que o método da fibra em detergente basea-
se na solubilização dos compostos não fibrosos da amostra, é esperado que uma
eficiente extração deva ser maior, tanto quanto maior a área de superfície para a
penetração do detergente. O contrário também é verdadeiro, ou seja, partículas
muito pequenas podem ser lavadas e serem perdidas na filtragem do resíduo da
amostra. Recomenda-se moagem com moinho tipo Wiley, dotado de peneira com
abertura de malha de 1 mm; Padronização de reagentes: na análise da FDA, que
utiliza ácido sulfúrico 1N, essa normalidade do ácido deve ser precisa, podendo
variar de 0,99 a 1,01 N. Na análise da FDN, a solução de detergente neutro deve ser
padronizada a um pH de 6,9 a 7,1;
33
Quantidade de amostra: a proporção de amostra e solução de detergente
deve ser padronizada. O procedimento padrão para FDA recomenda uso de 1,0 g de
amostra e 100 mL de solução de detergente ácido, enquanto para FDN usa-se 0,5 g
de amostra e 50 mL de solução de detergente neutro, devendo-se então manter a
mesma proporção amostra:solução; Pré-tratamento da amostra antes do refluxo:
não é recomendado. A exposição da amostra por tempo prolongado degrada os
componentes da fibra; Variação no tempo de refluxo e temperatura: sabe-se que a
extração da fibra em detergente é dependente do tempo e da temperatura e que o
aumento desses fatores resultará na diminuição do resíduo recuperado; Tratamento
do resíduo com água quente e acetona: o erro mais comum na análise da fibra é a
incompleta lavagem do resíduo de fibra para remover o detergente e os
componentes solúveis da amostra.
Esse resíduo deve ser enxaguado com 30-40 mL de água quente (95-100ºC)
por no mínimo 2 minutos para que se remova todo resíduo de detergente e os
compostos solúveis presentes nas partículas da amostra. A acetona é usada para
remover lipídios residuais (gorduras e ceras) das amostras. Geralmente, usa-se 30
mL de acetona, durante 5 minutos; Filtragem: usar sistema de vácuo mínimo para
que não ocorra perda de partícula pela placa filtrante do cadinho. O cadinho
adequado também tem fundamental importância na eficiência do processo, sendo
recomendado o uso de cadinho de Gooch de 50 mL, com porosidade grossa;
Secagem e pesagem dos cadinhos com o resíduo: As amostras devem permanecer
na estufa em temperatura de 100-105ºC, até atingirem peso constante, o que
normalmente leva 8 horas.
Para Undersander et al. (1993) e Galyean (1997), existem, respectivamente,
valores de desvios padrões e dos coeficientes de variação, ao realizar
determinações em duplicatas, que devem ser aceitos na validação dos valores
analíticos (Tabela 4). Se não forem atendidos, ou, se os valores obtidos forem
superiores, será necessário estabelecer novas determinações laboratoriais.
34
Tabela 4: Desvios padrões e os coeficientes de variação em diferentes análises, estabelecidos como
medida de precisão
Análise Desvio padrão Coeficiente de Variação (%)
Matéria seca ±0,10 0,5 Matéria mineral ±0,10 2,0 Proteína bruta ±0,10 (PB 10%)
±0,20 (PB 20%) 2,0
Fibra em detergente neutro ±0,35 (FDN 40%) ±0,60 (FDN 70%)
3,0
Fibra em detergente ácido ±0,20 (FDA 20%) ±0,35 (FDA 40%)
3,0
Extrato etéreo ±0,10 4,0 Nitrogênio insolúvel em detergente ácido
±0,20 a ±0,40 ---
Valores entre parênteses indicam teor nos alimentos.
Adaptado de BERTIPAGLIA (2005).
3.4. Estudos realizados com outras metodologias para det erminação da fração fibrosa
Bortolassi et al. (2000) realizaram experimento para comparar o método
convencional e Filter Bag Technique da Ankon® (FBT – filtro F57) na determinação
de fibra em detergente neutro e fibra em detergente ácido. O método FBT mostrou-
se eficaz para determinação de FDN e FDA para a maioria dos alimentos utilizados
no experimento. Na análise de FDN e FDA na FBT, utilizou-se 1800 mL de solução
detergente para cada 24 amostras. Usou-se 0,5g de amostra em cada filtro de F57,
sendo este posteriormente lacrado a quente (BORTOLASSI et al., 2000).
Observou-se que o FBT pode ser reutilizado até seis vezes para alimentos
como silagem de milho e farelo de canola. A análise de FDN do milho, no método de
FBT, não é recomendada pela gelatinização do amido dentro do filtro, o que
provavelmente causa entupimento da malha, superestimando o teor de FDN deste
alimento (BORTOLASSI et al., 2000).
A FBT mostrou maior concordância com resultados de FDA do NRC (1989)
que o método convencional. E os resultados de FDN mesmo com reutilização dos
filtros, mostrou que alguns alimentos possuem boa proximidade com valor de FDN
proposto pelo NRC (1989) (BORTOLASSI et al., 2000).
35
Para os alimentos que não apresentaram diferenças (p>0,05) entre os
tratamentos, a FBT apresenta a vantagem de possibilitar a realização das análises
mais rapidamente, pois suporta 24 amostras por vez, ocupa pouco espaço físico
dentro do laboratório, diminui em até 50% o custo com mão-de-obra, além de estar
passando pelo processo de aprovação desde 1996 pela AOAC (Ankom®, 2012).
O método FBT mostrou-se eficaz para determinação de FDN e FDA para a
maioria dos alimentos (BORTOLASSI et al., 2000).
Embora a aplicação do F57 para avaliação do teor de fibra em alimentos
apresente perspectivas favoráveis (BERCHIELLI et al., 2001), o custo associado a
esse material pode inviabilizar sua aplicação rotineira em análise de alimentos. Têm-
se buscado alternativas a este material na utilização do sistema Ankom® de análise
de fibra, entre essas, o tecido não-tecido (TNT), com gramatura 100 g/m2 (CASALI,
et al., 2009).
Casali et al. (2009) realizaram experimento para estimar teores de
componentes fibrosos em alimentos para ruminantes, em sacos de diferentes
tecidos. Os tecidos utilizados foram náilon (50 µm), F57 (Ankon®) e tecido-não-
tecido (TNT – 100 g/m2). Este experimento teve como objetivo observar a
integridade física pós-incubação ruminal e pós-extração com detergente, avaliar as
perdas de partículas e as estimativas dos teores de FDNi de alguns alimentos para
ruminantes obtidas em procedimentos in situ utilizando-se sacos confeccionados
com os tecidos náilon (50 µm), F57 (Ankon®) e tecido-não-tecido (TNT – 100 g/m2)
(CASALI et al., 2009).
Foram utilizadas seis repetições de cada alimento para cada material. Estes
sacos foram acondicionados com amostra de diferentes alimentos no rúmen e,
posteriormente foram retirados, lavados com água corrente até o total clareamento,
e tratados com detergente neutro. Os sacos de TNT e F57 obtiveram teores de FDN
superior ao obtido com náilon para alguns alimentos (CASALI et al., 2009).
Nunes et al. (2005), compararam teores de FDN e FDA em amostras de
alimentos obtidas por intermédio de sacos e TNT e F57, e não observaram
diferenças entre os tecidos. Isso indica a possibilidade do uso do TNT como material
alternativo para análise de fibra (CASALI et al., 2009).
36
4. MATERIAL E MÉTODOS
4.1. Local do experimento
O experimento foi realizado no Laboratório de Nutrição Animal e Biogeoquímica da
Universidade Camilo Castelo Branco, UNICASTELO, campus de Descalvado-SP.
4.2. Amostras Utilizadas
Na avaliação e padronização do micro método, foram utilizadas amostras dos
alimentos: silagem de milho, bagaço de cana, feno tifton e alfafa emurchecida.
A escolha destes alimentos visou propiciar a avaliação de volumosos por
serem ingredientes de referente uso com maior disponibilidade, na grande parte
utilizados em confinamentos.
4.3. Preparo das Amostras
As amostras foram provenientes de propriedades rurais do município de
Descalvado.
As amostras foram secas em estufa com circulação forçada de ar, à
temperatura de 55º C, por 72 horas, e posteriormente, processadas em moinho tipo
Willey (Modelo Thomas) primeiramente em peneiras com malha de 1,0 mm e
posteriormente em peneiras de malha de 0,5 mm; procedimento recomendado por
NFTA (1992). Parte da amostra que ficava no moinho após o processamento, era
colocado juntamente com a amostra que tinha passado pelas peneiras.
As determinações de matéria seca (MS) e matéria mineral (MM) foram
realizadas de acordo com a AOAC (1990).
Dos constituintes da fração de carboidrato fibroso foram determinados os
teores de fibra em detergente neutro (FDN) e fibra em detergente ácido (FDA)
segundo Van Soest (1967) e, a lignina utilizando-se ácido sulfúrico 72%, conforme
Goering; Van Soest (1970).
37
4.4. Tratamentos
As amostras de alimentos foram testadas em quatro tratamentos, com três
repetições em cada tratamento.
Os tratamentos utilizados foram:
1. Método convencional (refluxo) utilizado na determinação dos
constituintes da parede celular, FDN, FDA e lignina, segundo metodologia de Van
Soest (1967);
2. Método Sequencial com autoclave: usando cadinhos filtrantes;
3. Método Sequencial com autoclave: usando saquinhos de TNT de trama
fina;
4. Método Sequencial com autoclave: usando saquinhos de TNT de trama
grossa.
4.5. Delineamento experimental e análise estatístic a
O experimento foi conduzido em delineamento inteiramente casualizado, com quatro
tratamentos, três repetições por tratamento, em esquema de análise de parcelas
subdivididas (três vezes no tempo).
Os dados foram processados e analisados no programa Statistical Analysis
System (SAS), versão 9.0 (2002). Quando a análise de variância foi significativa, as
médias foram comparadas pelo teste Tukey (5% de significância).
4.6. Métodos de Análise
4.6.1. Micro método sequencial em autoclave com saq uinhos de TNT (trama
fina e grossa)
Os saquinhos foram confeccionados manualmente, selados com máquina seladora
(Figura 2), deixando apenas uma abertura para introduzir a amostra a ser analisada.
Posteriormente, foram numerados com o auxílio de lápis (grafite preto).
38
Figura 2: (A) saquinho de TNT confeccionado manualmente; (B) máquina seladora usada para vedar
os saquinhos de tecido TNT.
Foi realizada a pesagem para anotação do peso vazio (tara) dos saquinhos,
e posteriormente, a pesagem de 0,5 g de amostra e acondicionada no interior do
saquinho. O acondicionamento das amostras seguiu a relação de 0,5 g de MS por
25 cm2 de superfície interna do saquinho de TNT. Foram confeccionados três
saquinhos de tecido de trama fina e três saquinhos de tecido de trama grossa para
cada alimento avaliado, e repetida a análise três vezes no tempo no laboratório,
resultando em seis saquinhos para cada alimento, para cada tempo.
Foram confeccionados três saquinhos de tecido de trama fina e três
saquinhos de tecido de trama grossa, os quais ficaram vazios (sem amostra) para
teste da durabilidade e desgaste do tecido durante o procedimento analítico.
A seguir, os saquinhos foram selados para que a amostra permanecesse
dentro do saquinho durante todo o processo (Figura 3).
Figura 3: Saquinhos de TNT, selados. Trama fina (A) e trama grossa (B).
A B
A B
39
Os saquinhos foram colocados em Béquer de vidro de 500 mL, com 102 mL
de detergente neutro. Em cada Béquer foram colocados os seis saquinhos com as
amostras de cada alimento (três de trama fina e três de trama grossa). Os Béqueres
foram vedados com filme plástico PVC perfurado e preso com um elástico (Figura 4).
Figura 4: Béquer de vidro de 500 mL com saquinhos já imersos no detergente neutro, e fechados
com papel filme.
Todos os béqueres foram levados à autoclave na temperatura de 121ºC e
pressão de 1 atm, por 30 minutos. Após esse período de incubação na autoclave, os
saquinhos foram lavados com água fervida (80ºC – 110ºC) para poder eliminar o
resíduo de detergente presente na amostra. Utilizou-se água fervida (80ºC – 110ºC)
para lavar as amostras, pois assim a eliminação do resíduo é mais facilitada do que
se tivesse utilizado água fria.
Em seguida, os saquinhos foram dispostos em prato de vidro e levados à
estufa a 105ºC por 8 horas (Figura 5). Após esse período, permaneceram em
dessecador para atingirem a temperatura ambiente. Foram pesados, e
sequencialmente, submetidos ao processo anterior, mas, incubados em autoclave
com a solução de detergente ácido.
40
Figura 5: Saquinhos de TNT pós digestão com detergente neutro e colocados em prato de vidro para
serem secos à estufa
Após a determinação sequencial da fração de FDN e FDA os saquinhos
foram acondicionados em frascos de plástico onde foi adicionada solução de ácido
sulfúrico 72% para a determinação do teor da lignina em detergente ácido, onde
permaneceram por 4 horas (Figura 6). Estes saquinhos foram novamente lavados
com água quente (80ºC a 110ºC), levados à estufa na temperatura de 105ºC por
período de tempo de 8 horas; posteriormente, mantidos em dessecador para
atingirem a temperatura ambiente, e pesados.
Figura 6: Saquinhos de TNT acondicionados individualmente em frascos de plástico com adição de
ácido sulfúrico 72%
Estes saquinhos foram colocados individualmente em cadinhos de porcelana
previamente pesados (tara), e submetidos em forno mufla a 551ºC por 4 horas, com
41
a finalidade de se obter o teor de matéria mineral. Posteriormente, mantidos em
dessecador para atingirem a temperatura ambiente e pesados.
Em todo o processo, foram incluídos saquinhos de trama fina e trama grossa
de TNT sem alimento para poder avaliar a integridade do tecido (durabilidade e
desgaste) após as etapas do processo analítico, assim como o vazio para que fosse
usado nos cálculos da estimativa das frações de FDN, FDA e lignina.
4.6.2. Micro método sequencial em autoclave com cad inhos filtrantes
Os cadinhos filtrantes (Gooch) foram mantidos em estufa à 105ºC por 8 horas,
retirados e colocados no dessecador até atingirem a temperatura ambiente, pesados
(tara), e então, adicionado 0,5 g de amostra. Estes cadinhos foram acondicionados
em frascos plásticos, onde foram adicionados 40 mL de solução de detergente
neutro, levados à autoclave onde permaneceram a 121ºC, 1 atm, por 30 minutos
(Figura 7).
Figura 7: (A) Cadinhos filtrantes acondicionados em frascos plásticos, com adição da solução de
detergente e tampados para serem levados à autoclave. (B) Autoclave
Após este procedimento, os cadinhos foram lavados com água destilada a
80ºC-110ºC e filtrados sob vácuo, até que fosse retirado todo o resíduo de
detergente da amostra. Posteriormente, foram levados para a estufa a 105ºC por 8
horas e, pesados. Todo o processo foi repetido nos cadinhos filtrantes que
continham o resíduo da análise da fibra em detergente neutro, porém desta vez com
o uso da solução de detergente ácido.
A
B
42
Após estes procedimentos, os cadinhos foram acondicionados, novamente,
em frascos plásticos para adicionar o ácido sulfúrico 72%, para a análise do teor da
lignina em detergente ácido. A digestão em ácido sulfúrico permaneceu por 4 horas
(Figura 8). Após este período, foram lavados com água quente (80ºC a 110ºC), e
filtrados sob vácuo (Figura 9); e colocados na estufa a 105ºC por 8 horas.
Posteriomente foram colocados no dessecador para atingirem a temperatura
ambiente, para serem pesados e colocados em forno mufla a 551ºC por 4 horas, e
em seguida pesados.
Figura 8: Cadinhos filtrantes imersos em ácido sulfúrico 72%, acondicionados em frascos plásticos
Figura 9: Resíduo da digestão em detergente, contido no cadinho filtrante, submetido à filtração sob
vácuo.
43
4.6.3. Método de análise padrão (convencional) segu ndo Van Soest (1967)
4.6.3.1. Análise da fibra em detergente neutro
Foi pesado 0,5 g da amostra em Béquer de vidro de 500 mL. Nos Béqueres foram
adicionados 50 mL de solução de detergente neutro. Os béqueres com as amostras
foram alocados no aparelho digestor. A temperatura foi ajustada para a amostra
permanecer em ebulição e sob refluxo, durante uma hora no aparelho (Figura 10).
Após, as amostras foram lavadas e filtradas sob vácuo nos cadinhos filtrantes
(previamente secos a 105ºC e pesados). Os cadinhos com o resíduo foram levados
para secar em estufa a 105ºC durante 8 horas. Após, retirados, colocados em
dessecador para atingir a temperatura ambiente e pesados. Posteriormente, os
cadinhos foram submetidos em forno mufla a 551ºC durante 4 horas para se obter
as cinzas (matéria mineral). Após, retirados e pesados.
Figura 10: Béqueres com amostra e solução de detergente em ebulição, sob refluxo, no aparelho de
digestão.
4.6.3.2. Análise da fibra em detergente ácido
Foi pesado 0,5 g da amostra em Béquer de vidro de 500 mL. Nos Béqueres foram
adicionados 50 mL de solução de detergente ácido. Os béqueres com as amostras
foram alocados no aparelho digestor. A temperatura foi ajustada para a amostra
permanecer em ebulição e sob refluxo, durante uma 1 hora no aparelho (Figura 10).
Após, as amostras foram lavadas e filtradas sob vácuo nos cadinhos filtrantes
(previamente secos a 105ºC e pesados). Os cadinhos com o resíduo foram levados
44
para secar em estufa a 105ºC durante 8 horas. Após, retirados, colocados em
dessecador para atingir a temperatura ambiente e pesados.
Em seguida, os cadinhos com o resíduo da amostra digerida em detergente
ácido, foram alocados em frascos de plástico e imersos em ácido sulfúrico 72%
durante 4 horas. Após, foram lavados com água quente (80ºC a 110ºC), e filtrados
sob vácuo; colocados na estufa a 105ºC por 8 horas. Os cadinhos foram mantidos
em dessecador para atingirem a temperatura ambiente, pesados e levados à mufla a
551ºC por 4 horas, e, posteriormente, pesados. Todo o procedimento foi realizado
três vezes no tempo.
No processo analítico de determinação da FDN e FDA, não foi utilizada a
amilase, pois na silagem de milho havia a planta inteira, e a filtragem ocorreu
normalmente. Os resultados de análise foram considerados apenas a correção para
a cinza (matéria mineral) da amostra, não sendo corrigidas para nitrogênio.
45
5. RESULTADOS E DISCUSSÃO
Em função da repetibilidade obtida entre os resultados analíticos e, entre os
períodos, os valores obtidos nas frações avaliadas (parâmetros), possibilitou
encontrar resultados significativos mesmo com pequenas diferenças numéricas. Em
alguns parâmetros a diferença média significativa foi de 1%, o que possibilitou uma
complexidade de resultados. Portanto cada alimento avaliado foi discutido
separadamente.
Os resultados de análise foram considerados apenas a correção para a cinza
(matéria mineral) da amostra.
46
Na Tabela 5 encontram-se apresentados os resultados da composição média, expressos em % da MS da fibra em detergente
neutro, fibra em detergente ácido, lignina, hemicelulose e celulose da silagem de milho e seus respectivos coeficientes de
variação.
Tabela 5 : Teores médios de fibra em detergente neutro (FDN), fibra em detergente ácido (FDA), lignina, hemicelulose e celulose, e desvio padrão da silagem
de milho obtidos pelas diferentes metodologias de determinação da fibra
Parâmetro Tratamento Período Experimental / Média e Desvios Padrões1 CV % 1 2 3
FDN
Autoclave-cadinho 56,93 ± 0,30 Ba 55,29 ± 0,72 Bb 56,22 ± 0,28 Aab 0,78% Autoclave-TNT fino 52,93 ± 0,56 Ca 52,89 ± 0,76 Ca 52,12 ± 1,04 Ba 1,50%
Autoclave-TNTgrosso 58,43 ± 0,27 Aa 53,20 ± 0,18 Cb 53,20 ± 0,41 Bb 0,52% Refluxo 57,71 ± 0,66 ABa 56,65 ± 0,33 Aa 56,87 ± 0,82 Aa 1,06%
FDA
Autoclave-cadinho 27,59 ± 0,27 Ba 26,79 ± 0,38 Bb 26,63 ± 0,50 Bb 1,43% Autoclave-TNT fino 25,12 ± 0,55 Ca 24,71 ± 0,41 Da 24,37 ± 0,72 Ca 2,27%
Autoclave-TNTgrosso 27,72 ± 0,95 Ba 25,89 ± 0,34 Cb 25,34 ± 0,92 BCb 2,80% Refluxo 29,59 ± 0,88 Aa 31,18 ± 0,55 Aa 30,72 ± 1,18 Aa 2,86%
LIGNINA
Autoclave-cadinho 4,07 ± 0,40 Aa 3,57 ± 0,07 ABb 3,74 ± 0,12 ABab 5,05% Autoclave-TNT fino 3,81 ± 0,57 Aa 1,75 ± 0,12 Ac 2,85 ± 0,17 Bb 9,28%
Autoclave-TNTgrosso 4,26 ± 0,32 Aa 2,51 ± 1,34 BCa 3,76 ± 1,19 ABa 30,88% Refluxo 4,35 ± 0,28 Aa 4,45 ± 0,20 Ca 4,80 ± 0,52 Aa 7,25%
HEMICELULOSE
Autoclave-cadinho 29,35 ± 0,57 Bab 28,50 ± 0,35 ABb 29,60 ± 0,38 Aa 1,49% Autoclave-TNT fino 27,82 ± 0,53 Ca 28,18 ± 0,88 Ca 27,75 ± 0,92 Ba 2,78%
Autoclave-TNTgrosso 30,71 ± 1,14 Aa 27,32 ± 0,52 Bb 27,86 ± 0,59 Bb 2,58% Refluxo 28,13 ± 0,22 BCa 25,47 ± 0,52 Ab 26,15 ± 0,51 Cb 1,59%
47
CELULOSE
Autoclave-cadinho 23,37 ± 0,26 Ba 23,22 ± 0,46 Ba 22,89 ± 0,39 Ba 1,60% Autoclave-TNT fino 21,81 ± 0,32 Cb 22,96 ± 0,47 Ba 21,52 ± 0,60 Bb 2,09%
Autoclave-TNTgrosso 22,99 ± 0,66 Ba 23,38 ± 1,50 Ba 21,58 ± 1,92 Ba 6,07% Refluxo 25,25 ± 0,62 Ab 26,74 ± 0,36 Aa 25,92 ± 0,74 Aab 2,23%
1: Valores seguidos pela mesma letra, maiúscula na coluna e minúscula na linha, não diferem entre si pelo teste t (p≥0,05)
48
No método Refluxo, que foi considerado como padrão, observou-se repetibilidade
entre os períodos avaliados e, maior valor em relação aos demais métodos
avaliados (p<0,05).
No método Autoclave-cadinho, muito utilizado em vários Laboratórios
atualmente, pode-se observar que houve oscilação de valores entre os períodos.
O método Autoclave – TNT fino apresentou semelhança nos valores com
repetibilidade entre os períodos nos parâmetros FDN e FDA, porém na lignina houve
oscilação significativa dos valores entre os períodos.
No método Autoclave – TNT grosso houve semelhança, entre os períodos,
nos valores apenas para Lignina; os resultados de FDN e FDA apresentaram
oscilações significativas dos resultados entre os períodos.
Na comparação entre os resultados analíticos obtidos nos métodos avaliados,
em cada período experimental, observou-se variação significativa de resultados.
Cada método se comportou de uma maneira.
No primeiro período experimental observou-se semelhança nos resultados de
FDN entre os métodos Autoclave-cadinho, Autoclave-TNT grosso e Refluxo; porém,
para FDA, apesar do Refluxo apresentar o maior valor, houve semelhança de
resultados apenas entre os métodos Autoclave-cadinho e Autoclave-TNT Grosso. E,
para lignina houve semelhança de resultado entre os quatro métodos avaliados.
No segundo período experimental, embora o método Refluxo apresentou o
maior valor de FDN, houve semelhança apenas entre os Métodos Autoclave-TNT
fino e Autoclave-TNT grosso; na FDA houve oscilação de valores entre os métodos
(p<0,05). E para lignina observou-se semelhança de valores entre Refluxo e
Autoclave-cadinho.
No terceiro período experimental pôde-se observar semelhança de valores
entre os métodos de Refluxo e Autoclave-cadinho, sendo que no primeiro caso,
observou-se o maior valor para FDN; para FDA apesar do Refluxo apresentar maior
valor, houve oscilação entre os resultados dos métodos avaliados. E para lignina,
houve semelhança de valores entre os métodos Refluxo, Autoclave-cadinho e
Autoclave-TNT grosso.
No caso dos parâmetros hemicelulose e celulose obtidos em função de
estimativas a partir dos analitos de FDN, FDA e lignina, os resultados obtidos
refletem o acúmulo de erros das análises anteriores.
49
No caso da hemicelulose, apenas o método Autoclave-TNT fino apresentou
semelhança nos resultados entre os períodos avaliados. Os demais métodos
apresentaram oscilações significativas. Na comparação entre os métodos, no
primeiro período, o Autoclave-TNT grosso apresentou maior valor, em relação ao
método padrão (Refluxo). No segundo e no terceiro período o método padrão
apresentou resultados inferiores aos demais métodos. Considerando que a
hemicelulose foi estimada a partir de resultados de FDN e FDA, esses parâmetros,
apresentaram maiores valores no método padrão, em todos os períodos.
Na celulose, os resultados obtidos foram mais coerentes com a tendência dos
resultados de FDA e lignina entre os métodos e períodos avaliados. Os resultados
de lignina, entre os períodos avaliados sofreram poucas oscilações e, entre os
métodos analíticos, os maiores valores obtidos foram no método padrão, em relação
aos demais avaliados.
De modo geral, observou-se que no método Refluxo obteve-se maior valor
analítico dos parâmetros avaliados, comparado aos demais métodos avaliados;
porém os valores do método Cadinho foram mais próximos ao método Refluxo.
No tempo, os métodos Refluxo e TNT fino foram semelhantes para FDN e
FDA.
Os resultados médios da análise dos parâmetros obtidos estão semelhantes
aqueles apresentados por Valadares Filho et al. (2010) com médias para FDN
(55,26 ±6,79); FDA (31,16 ±5,02); Lignina (4,74 ±1,43); Hemicelulose (24,27 ±4,17) e
Celulose (24,99 ±5,84).
50
Na Tabela 6 encontram-se apresentados os resultados da composição média, expressos em % da MS da fibra em detergente
neutro, fibra em detergente ácido, lignina, hemicelulose e celulose da alfafa e seus respectivos coeficientes de variação.
Tabela 6 : Teores médios de fibra em detergente neutro (FDN), fibra em detergente ácido (FDA), lignina, hemicelulose e celulose, e desvio padrão da alfafa
obtidos pelas diferentes metodologias de determinação da fibra
Parâmetro Tratamento Período Experimental / Média e Desvios Padrões1 CV% 1 2 3
FDN
Autoclave-cadinho 36,21 ± 0,45 Ba 36,21 ± 0,39 BCa 35,47 ± 0,64 Aa 1,37% Autoclave-TNT fino 36,14 ± 0,82 Ba 34,92 ± 1,35 Ca 34,34 ± 0,60 Ba 2,63%
Autoclave-TNTgrosso 38,37 ± 1,32 Aa 37,70 ± 0,73 ABa 35,86 ± 0,13 Ab 1,91% Refluxo 39,28 ± 0,22 Aa 38,40 ± 0,32 Ab 36,22 ± 0,22 Ac 0,67%
FDA
Autoclave-cadinho 24,29 ± 0,37 Ba 23,93 ± 0,22 Ba 22,77 ± 0,67 Bb 1,79% Autoclave-TNT fino 22,27 ± 0,46 Ca 21,97 ± 0,57 Ca 22,80 ± 0,67 Ba 2,53%
Autoclave-TNTgrosso 24,09 ± 0,76 Ba 24,25 ± 0,08 Ba 23,20 ± 0,81 Bb 2,33% Refluxo 28,52 ± 0,31 Aa 28,94 ± 0,99 Aa 28,26 ± 0,19 Aa 1,73%
LIGNINA
Autoclave-cadinho 6,81 ± 0,28 Aa 6,22 ± 0,32 Ab 5,88 ± 0,16 Ab 3,93% Autoclave-TNT fino 5,06 ± 0,46 Bb 4,35 ± 0,54 Bb 6,10 ± 0,24 Aa 8,45%
Autoclave-TNTgrosso 6,22 ± 0,39 Aa 4,98 ± 0,21 Ba 5,91 ± 0,98 Aa 9,03% Refluxo 6,64 ± 0,04 Aa 6,62 ± 0,38 Aa 6,68 ± 0,41 Aa 4,15%
HEMICELULOSE
Autoclave-cadinho 11,92 ± 0,16 Bb 12,28 ± 0,19 Aab 12,70 ± 0,32 Aa 1,80% Autoclave-TNT fino 13,86 ± 1,16 Aa 12,94 ± 1,51 Aa 11,54 ± 1,14 Aa 9,96%
Autoclave-TNTgrosso 14,28 ± 0,76 Aa 13,45 ± 0,67 Aab 12,66 ± 0,91 Ab 5,84% Refluxo 10,76 ± 0,22 Ba 9,46 ± 0,99 Bb 7,97 ± 0,24 Bc 5,15%
51
CELULOSE
Autoclave-cadinho 17,49 ± 0,60 Aa 17,71 ± 0,20 BCa 16,89 ± 0,54 Ba 2,58% Autoclave-TNT fino 17,21 ± 0,11 Bab 17,62 ± 0,59 Ca 16,70 ± 0,43 Bb 2,18%
Autoclave-TNTgrosso 17,87 ± 0,37 Bab 18,84 ± 0,74 Ba 17,29 ± 0,45 Bb 2,86% Refluxo 21,88 ± 0,34 Ab 22,32 ± 0,77 Aa 21,57 ± 0,25 Aa 2,06%
1: Valores seguidos pela mesma letra, maiúscula na coluna e minúscula na linha, não diferem entre si pelo teste t (p≥0,05)
52
No método Refluxo, que foi considerado como padrão, observou-se repetibilidade
entre os períodos avaliados nos parâmetros FDA e Lignina, porém na FDN houve
oscilação significativa dos valores entre os períodos.
No método Autoclave-cadinho, houve semelhança, entre os períodos, apenas
nos valores da FDN; os resultados da FDA e Lignina apresentaram oscilações
significativas entre os períodos.
O método Autoclave–TNT fino apresentou semelhança nos valores com
repetibilidade entre os períodos nos parâmetros FDN e FDA, porém na lignina houve
oscilação significativa dos valores entre os períodos.
No método Autoclave–TNT grosso houve semelhança, entre os períodos, nos
valores apenas para Lignina; os resultados de FDN e FDA apresentaram oscilações
significativas dos resultados entre os períodos.
Na comparação entre os resultados analíticos obtidos nos métodos avaliados,
em cada período experimental, observou-se variação significativa de resultados.
Cada método se comportou de uma maneira.
No primeiro período experimental observou-se semelhança nos resultados de
FDN entre os métodos Autoclave-TNT grosso e Refluxo; porém, para FDA, apesar
do Refluxo apresentar o maior valor, houve semelhança de resultados apenas entre
os métodos Autoclave-cadinho e Autoclave-TNT grosso. E, para lignina houve
semelhança de resultado entre os métodos Autoclave-cadinho, Autoclave-TNT
grosso e Refluxo, ressaltando que no método Autoclave-cadinho houve o maior valor
neste parâmetro.
No segundo período experimental, observou-se semelhança nos resultados
de FDN entre os métodos Autoclave-TNT grosso e Refluxo, no entanto o resultado
obtido do método Autoclave-TNT grosso se assemelha àquele obtido no método
Autoclave-cadinho; na FDA, embora no método Refluxo resultou no maior valor,
houve comparação de valores entre os métodos Autoclave-cadinho e Autoclave-TNT
grosso. E, na lignina observou-se semelhança de valores entre Refluxo e Autoclave-
cadinho; com maior valor no método Refluxo.
No terceiro período experimental pôde-se observar semelhança de valores na
FDN entre os métodos de Refluxo, Autoclave-cadinho e Autoclave-TNT grosso, com
o método Refluxo apresentando o maior valor; na FDA, apesar do método Refluxo
apresentar maior valor, houve semelhança nos resultados dos métodos Autoclave-
53
cadinho, Autoclave-TNT grosso e Autoclave-TNT fino. E na lignina, houve
semelhança de valores entre os quatro métodos avaliados.
No caso da hemicelulose, apenas o método Autoclave-TNT fino apresentou
semelhança nos resultados entre os períodos avaliados. Os demais métodos
apresentaram oscilações significativas. Na comparação entre os métodos, no
primeiro e segundo períodos, o Autoclave-TNT grosso apresentou maior valor, em
relação ao método padrão (Refluxo). E no terceiro período, o método Autoclave-
cadinho apresentou maior valor em relação ao método padrão (Refluxo).
Considerando que a hemicelulose foi estimada a partir de resultados de FDN e FDA,
esses parâmetros, apresentaram maiores valores no método padrão, em todos os
períodos.
Na celulose, os resultados obtidos foram mais coerentes com a tendência dos
resultados de FDA e lignina entre os métodos e períodos avaliados. Os resultados
de lignina, entre os períodos avaliados sofreram poucas oscilações e, entre os
métodos analíticos, os maiores valores obtidos foram no método padrão, em relação
aos demais avaliados.
De modo geral, observou-se que no método Refluxo obteve-se maior valor
analítico dos parâmetros avaliados, comparado aos demais métodos. O método TNT
grosso foi semelhante ao Cadinho.
Os resultados médios da análise dos parâmetros (FDN, FDA) obtidos estão
semelhantes àqueles apresentados por Valadares Filho et al. (2010) com médias de
FDN (37,49 ±1,85); FDA (25,36 ±3,33); Lignina (7,49 ±0,97); Hemicelulose (9,17
±0,86) e Celulose (27,07 ±1,36). Os resultados médios de Lignina, Hemicelulose e
Celulose não se assemelham aos obtidos por Valadares Filho et. al (2010).
54
Na Tabela 7 encontram-se apresentados os resultados da composição média, expressos em % da MS da fibra em detergente
neutro, fibra em detergente ácido, lignina, hemicelulose e celulose do bagaço de cana e seus respectivos coeficientes de variação.
Tabela 7 : Teores médios de fibra em detergente neutro (FDN), fibra em detergente ácido (FDA), lignina, hemicelulose e celulose, e desvio padrão do bagaço
de cana obtidos pelas diferentes metodologias de determinação da fibra
Parâmetro Tratamento Período Experimental / Média e Desvios Padrões1 CV% 1 2 3
FDN
Autoclave-cadinho 91,59 ± 0,97 Aa 88,92 ± 0,75 Bb 91,24 ± 0,79 Aa 0,92% Autoclave-TNT fino 91,61 ± 0,60 Aa 89,30 ± 0,48 Bb 88,79 ± 1,72 Bb 1,04%
Autoclave-TNTgrosso 91,55 ± 1,01 Aa 90,01 ± 0,74 Bb 89,34 ± 0,42 ABb 0,80% Refluxo 92,59 ± 0,56 Aa 91,48 ± 0,57 Aa 89,79 ± 0,77 ABb 0,69%
FDA
Autoclave-cadinho 54,83 ± 0,25 Ba 52,40 ± 0,36 Bc 53,66 ± 0,57 Bb 0,73% Autoclave-TNT fino 52,88 ± 1,42 Cab 53,87 ± 1,57 Ba 50,83 ± 0,86 Db 2,43%
Autoclave-TNTgrosso 54,11 ± 0,68 BCa 53,96 ± 1,04 Ba 52,26 ± 0,61 Cb 1,45% Refluxo 60,31 ± 1,14 Aa 60,18 ± 1,10 Aa 59,32 ± 0,77 Aa 1,67%
LIGNINA
Autoclave-cadinho 9,95 ± 0,39 Ba 9,47 ± 0,17 ABab 9,28 ± 0,23 Bb 2,73% Autoclave-TNT fino 9,21 ± 0,25 Ba 7,69 ± 1,47 Ca 7,81 ± 0,12 Da 7,80%
Autoclave-TNTgrosso 9,52 ± 0,82 Ba 8,98 ± 0,29 BCab 8,42 ± 0,11 Cb 4,36% Refluxo 10,99 ± 0,22 Aa 10,79 ± 0,88 Aa 11,24 ± 0,23 Aa 4,07%
HEMICELULOSE
Autoclave-cadinho 36,77 ± 0,74 Aa 36,53 ± 0,67 Aa 37,58 ± 0,94 Aa 2,12% Autoclave-TNT fino 38,73 ± 1,93 Aa 34,38 ± 1,81 Ab 37,96 ± 0,87 Aa 4,17%
Autoclave-TNTgrosso 37,44 ± 0,41 Aa 36,04 ± 0,37 Ab 37,08 ± 0,97 Aab 1,59% Refluxo 32,28 ± 1,07 Ba 31,30 ± 1,65 Ba 30,47 ± 1,12 Ba 4,09%
55
CELULOSE
Autoclave-cadinho 44,77 ± 0,06 Ba 42,92 ± 0,22 Cb 44,39 ± 0,49 Ba 0,58% Autoclave-TNT fino 44,60 ± 0,79 Bab 45,96 ± 1,27 Ba 43,02 ± 0,77 Cb 2,11%
Autoclave-TNTgrosso 44,64 ± 0,14 Ba 44,98 ± 1,03 Ba 43,83 ± 0,51 BCa 1,26% Refluxo 49,87 ± 0,39 Aa 49,40 ± 0,87 Aa 48,08 ± 0,54 Aa 1,22%
1: Valores seguidos pela mesma letra, maiúscula na coluna e minúscula na linha, não diferem entre si pelo teste t (p≥0,05)
56
No método Refluxo, que será considerado como padrão, observou-se repetibilidade
entre os períodos avaliados nos parâmetros FDA e Lignina; porém na FDN houve
oscilação de resultados; e apresentou maior valor em relação aos demais métodos
avaliados (p<0,05).
No método Autoclave-cadinho, pode-se observar que houve oscilação de
valores entre os períodos.
O método Autoclave – TNT fino apresentou semelhança nos valores com
repetibilidade entre os períodos no parâmetro Lignina, porém na FDN e FDA houve
oscilação significativa dos valores entre os períodos.
No método Autoclave – TNT grosso pode-se observar que houve oscilação de
valores entre períodos.
Na comparação entre os resultados analíticos obtidos nos métodos avaliados,
em cada período experimental, observou-se variação significativa de resultados.
Cada método se comportou de uma maneira.
No primeiro período experimental observou-se semelhança nos resultados de
FDN entre os quatro métodos avaliados, com o método Refluxo apresentando maior
valor; na FDA, apesar do Refluxo apresentar o maior valor, houve semelhança de
resultados apenas entre os métodos Autoclave-cadinho e Autoclave-TNT grosso. E,
na lignina o método Refluxo apresentou maior valor, porém houve semelhança de
valores entre os demais métodos avaliados (Autoclave-cadinho, Autoclave-TNT fino
e Autoclave-TNT grosso).
No segundo período experimental, embora o método Refluxo apresentou o
maior valor de FDN e FDA, houve semelhança entre os demais métodos avaliados
(Autoclave-cadinho, Autoclave-TNT fino e Autoclave-TNT grosso). E na lignina
observou-se semelhança de valores entre Refluxo e Autoclave-cadinho, porém
Refluxo apresentou maior valor.
No terceiro período experimental pôde-se observar semelhança de valores de
FDN entre os métodos Refluxo, Autoclave-cadinho e Autoclave-TNT grosso, sendo
que o método Autoclave-cadinho apresentou maior valor em relação aos outros
métodos comparados; nos parâmetros FDA e Lignina apesar do Refluxo apresentar
maior valor, houve oscilação entre os resultados dos métodos avaliados.
No caso da hemicelulose, os métodos Autoclave-cadinho e Refluxo
apresentaram semelhança nos resultados entre os períodos avaliados. Os demais
métodos apresentaram oscilações significativas. Na comparação entre os métodos,
57
no primeiro e no terceiro períodos, o Autoclave-TNT fino apresentou maior valor, em
relação ao método padrão (Refluxo). E, no segundo período, o método Autoclave-
cadinho apresentou maior valor, em relação ao método padrão (Refluxo).
Considerando que a hemicelulose foi estimada a partir de resultados de FDN e FDA,
esses parâmetros, apresentaram maiores valores no método padrão, em todos os
períodos.
Na celulose, os métodos Autoclave-TNT grosso e Refluxo apresentaram
semelhança nos resultados entre os períodos avaliados; e os demais métodos
avaliados apresentaram oscilações significativas. Na comparação entre os métodos,
no primeiro período o método refluxo apresentou maior valor em relação aos outros
métodos avaliados. No segundo e terceiro períodos, apesar do método Refluxo ter
apresentado maior valor, houve oscilações significativas nos resultados dos demais
métodos avaliados.
De modo geral, observou-se que no método Refluxo obteve-se maior valor
analítico dos parâmetros avaliados, comparado aos demais métodos. O método
Cadinho foi semelhante ao método TNT grosso.
Os resultados médios da análise dos parâmetros (FDN, FDA e celulose)
obtidos estão semelhantes àqueles apresentados por Valadares Filho et al. (2010)
com médias de FDN (86,63 ±4,62); FDA (59,78 ±6,33); Lignina (12,76 ±2,31);
Hemicelulose (30,01 ±4,34) e Celulose (43,25 ±5,92). Porém os parâmetros Lignina
e Hemicelulose obtiveram valores diferentes aos relatados por Valadares Filho et. al
(2010).
58
Na Tabela 8 encontram-se apresentados os resultados da composição média, expressos em % da MS da fibra em detergente
neutro, fibra em detergente ácido, lignina, hemicelulose e celulose do feno tifton e seus respectivos coeficientes de variação.
Tabela 8 : Teores médios de fibra em detergente neutro (FDN), fibra em detergente ácido (FDA), lignina, hemicelulose e celulose, e desvio padrão do feno
tifton obtidos pelas diferentes metodologias de determinação da fibra
Parâmetro Tratamento Período Experimental / Média e Desvios Padrões1 CV% 1 2 3
FDN
Autoclave-cadinho 79,38 ± 0,24 Ba 77,87 ± 0,17 Bb 79,77 ± 0,26 Aa 0,28% Autoclave-TNT fino 76,67 ± 0,58 Ca 75,07 ± 1,25 Ca 75,03 ± 0,96 Ca 1,23%
Autoclave-TNTgrosso 79,10 ± 0,33 Ba 76,63 ± 0,93 BCb 77,09 ± 0,63 Bb 0,82% Refluxo 80,66 ± 0,76 Aab 81,47 ± 0,82 Aa 79,43 ± 0,11 Ab 0,69%
FDA
Autoclave-cadinho 37,34 ± 0,30 BCa 36,36 ± 0,53 Bb 37,60 ± 0,21 Ba 0,94% Autoclave-TNT fino 36,06 ± 0,53 Ca 34,67 ± 0,09 Cb 35,07 ± 0,84 Dab 1,38%
Autoclave-TNTgrosso 38,07 ± 0,71 Ba 36,20 ± 0,54 Bb 36,25 ± 0,39 Cb 1,48% Refluxo 41,70 ± 0,98 Aa 41,94 ± 0,30 Aa 41,66 ± 0,47 Aa 1,40%
LIGNINA
Autoclave-cadinho 6,00 ± 0,01 Aa 5,06 ± 0,18 ABc 5,68 ± 0,09 Ab 1,75% Autoclave-TNT fino 5,35 ± 0,32 Aa 3,57 ± 0,18 Cc 4,61 ± 0,37 Ab 6,29%
Autoclave-TNTgrosso 6,03 ± 0,65 Aa 4,66 ± 0,68 Ba 6,20 ± 1,72 Aa 17,67% Refluxo 5,86 ± 0,41 Aa 5,52 ± 0,23 Aa 5,81 ± 0,11 Aa 4,34%
HEMICELULOSE
Autoclave-cadinho 42,04 ± 0,14 Aab 41,52 ± 0,37 Ab 42,17 ± 0,24 Aa 0,60% Autoclave-TNT fino 40,61 ± 0,42 ABa 40,40 ± 1,17 ABa 39,96 ± 0,15 Ba 1,43%
Autoclave-TNTgrosso 41,03 ± 1,01 Aa 40,43 ± 1,09 ABa 40,85 ± 0,93 Ba 2,48% Refluxo 38,96 ± 1,57 Ba 39,53 ± 0,68 Ba 37,77 ± 0,58 Ca 2,44%
59
CELULOSE
Autoclave-cadinho 31,13 ± 0,24 Ba 31,29 ± 0,69 Ba 31,92 ± 0,15 Ba 1,16% Autoclave-TNT fino 30,53 ± 0,23 Ca 31,10 ± 0,22 Ba 30,45 ± 0,89 Ba 1,45%
Autoclave-TNTgrosso 32,06 ± 0,08 Ba 31,54 ± 0,94 Ba 30,05 ± 1,97 Ba 3,26% Refluxo 35,51 ± 1,15 Aa 36,42 ± 0,47 Aa 35,85 ± 0,36 Aa 1,84%
1: Valores seguidos pela mesma letra, maiúscula na coluna e minúscula na linha, não diferem entre si pelo teste t (p≥0,05)
60
No método Refluxo, que será considerado como padrão, observou-se repetibilidade
entre os períodos avaliados nos parâmetros FDA e Lignina, porém para FDN houve
oscilação de valores.
No método Autoclave-cadinho, pode-se observar que houve oscilação de
valores entre os períodos.
O método Autoclave – TNT fino houve semelhança, entre os períodos, nos
valores apenas para FDN, porém na FDA e lignina houve oscilações significativas
dos resultados entre os períodos.
No método Autoclave – TNT grosso houve semelhança, entre os períodos,
nos valores apenas para Lignina; os resultados de FDN e FDA apresentaram
oscilações significativas dos resultados entre os períodos.
Na comparação entre os resultados analíticos obtidos nos métodos avaliados,
em cada período experimental, observou-se variação significativa de resultados.
Cada método se comportou de uma maneira.
No primeiro período experimental observou-se semelhança nos resultados de
FDN e FDA entre os métodos Autoclave-cadinho, Autoclave-TNT grosso, apesar do
Refluxo ter apresentado o maior valor. E, na lignina houve semelhança de resultado
entre os quatro métodos avaliados.
No segundo período experimental, embora o método Refluxo apresentou o
maior valor de FDN e FDA, houve semelhança apenas entre os métodos Autoclave-
cadinho e Autoclave-TNT grosso. Na lignina observou-se semelhança de valores
entre Refluxo e Autoclave-cadinho.
No terceiro período experimental pôde-se observar semelhança de valores de
FDN entre os métodos de Refluxo e Autoclave-cadinho, sendo que Autoclave-
cadinho apresentou maior valor em relação ao método padrão (Refluxo); na FDA
apesar do Refluxo apresentar maior valor, houve oscilação entre os resultados dos
métodos avaliados. Na lignina, houve semelhança de valores entre os quatro
métodos avaliados.
No caso da hemicelulose, houve semelhança de resultados entre períodos
nos métodos Refluxo, Autoclave-TNT fino e Autoclave-TNT grosso. O método
Autoclave-cadinho apresentou oscilação significativa. Na comparação entre os
métodos, no primeiro e segundo períodos, o Autoclave-cadinho apresentou maior
valor, em relação ao método padrão (Refluxo). Apenas no terceiro período o método
padrão apresentou resultados inferiores aos demais métodos. Considerando que a
61
hemicelulose foi estimada a partir de resultados de FDN e FDA, esses parâmetros,
apresentaram maiores valores no método padrão, em todos os períodos.
Na celulose, houve semelhança dos resultados entre período dos métodos
avaliados. No primeiro período apesar de Refluxo apresentar maior valor, houve
oscilação de resultados. No segundo e terceiro períodos o método Refluxo obteve
maior valor em relação aos outros métodos avaliados, os quais obtiveram valores
semelhantes entre si.
De modo geral, observou-se que no método Refluxo obteve-se maior valor
analítico dos parâmetros avaliados, comparado aos demais métodos. O método
Cadinho foi semelhante ao método TNT grosso.
Os resultados médios da análise dos parâmetros obtidos, exceto para
Hemicelulose, estão semelhantes àqueles apresentados por Valadares Filho et al.
(2010) com médias de FDN (78,44 ±5,16); FDA (40,53 ±5,63); Lignina (5,37 ±1,95);
Hemicelulose (32,92 ±1,47) e Celulose (32,03 ±3,33).
Nas avaliações de feno tifton e silagem de milho, houve semelhança no
comportamento dos resultados, mas não nos valores.
Para as quatro amostras avaliadas (silagem de milho, alfafa, bagaço de cana
e feno tifton), o método TNT fino apresentou menor valor em relação aos outros
métodos avaliados.
5.1. Considerações Finais
Por haver minerais solúveis em detergente neutro, outros em detergente ácido e
outros em ácido sulfúrico; na análise sequencial (FDN – FDA – lignina) como foi para
cadinho, TNT fino e TNT grosso; pode ter ocorrido acúmulo de erros, ou seja, a
mesma cinza para corrigir FDN e lignina. Por outro lado, não sendo sequencial (FDN
– cinzas; FDA – lignina – cinzas), como o caso do refluxo, há grande chances de
ocorrer menos erros.
O TNT Fino apresentou maior dificuldade para confecção dos saquinhos,
principalmente na selagem a quente, maior possibilidade de perda de partículas.
Houve maior facilidade de rasgar durante os procedimentos realizados, por ser mais
fino, principalmente após as retiradas da estufa, por ter ficado muito seco.No
tratamento com ácido sulfúrico, para determinação da lignina, alguns saquinhos
necessitaram de um peso sobre eles para permanecerem imersos no ácido sulfúrico.
62
Tanto saquinhos de TNT fino como TNT grosso foram cuidadosamente manuseados
e colocados no prato de vidro de forma que todos ficassem inteiramente dentro
deste recipiente e sem amassados para que não houvesse possibilidade de queimar
ou rasgar ao colocá-los na estufa.
Após sere confeccionados e selados, os saquinhos já foram pesados (tara);
ao contrário dos cadinhos, que antes foram colocados na estufa e após foram
pesados (tara);
A numeração dos saquinhos foi realizada logo após a selagem, e antes da
pesagem (tara); todos os saquinhos foram numerados com o mesmo grafite.
Os reagentes foram todos padronizados antes de iniciar os procedimentos, e
foi feita a quantidade suficiente para utilizar nos três períodos de todos os
tratamentos.
No procedimento padrão utilizou-se 0,5 g de amostra para 50 mL de solução
detergente. Nos procedimentos utilizando os saquinhos de TNT, foi utilizado 0,5 g de
amostra para 17 mL de solução detergente, pois os saquinhos eram acondicionados
em béquer de vidro, e observou-se que 102 mL era suficiente para “cobrir” os 6
saquinhos em cada béquer.
Foi utilizado água quente (80ºC – 100ºC) para lavagem das amostras em
todos os métodos avaliados pela facilidade de eliminação do detergente.
Durante os três períodos, foram utilizados os mesmos cadinhos, béqueres e
frascos de plásticos. Apenas os saquinhos de TNT que foram confeccionados uma
partida para cada período de tratamento, pois, como passaram pelo procedimento
da mufla para determinar cinzas, não havia possibilidade de reutilizá-los. Porém foi
utilizado a mesma partida de tecido para confeccionar todos os saquinhos.
Todos os procedimentos nos três períodos foram realizados pela mesma
pessoa.
63
6. CONCLUSÃO Conclui-se que os resultados dos parâmetros obtidos por meio do método TNT-
grosso, que é alternativo ao Refluxo e Autoclave-cadinho estão “numericamente”
muito próximos e, considerando ser um método mais economicamente viável e
sustentável na rotina laboratorial de análises de alimentos, recomenda-se a adoção,
ressaltando que novos estudos sejam realizados, principalmente com relação ao
tamanho de partícula da amostra usada nos saquinhos.
O método TNT fino não é indicado pelas dificuldades encontradas no
manuseio do tecido para confecção dos saquinhos, assim como os problemas
ocorridos durante os procedimentos.
Ressalta-se, ainda, que essa diferença significativa, entre os valores dos
parâmetros, observada no presente trabalho (entre os métodos avaliados) também é
possível observar nos parâmetros, resultados interlaboratórios, obtidos de um único
método de análise (Sistema detergente de Van Soest), como pôde-se observar nos
dados de literatura publicados para FDN, FDA e lignina, reforçando, assim, a adoção
dos métodos alternativos e economicamente viáveis.
64
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