ESCOLA SUPERIOR DE AGRICULTURA DE MOSSORÓ CURSO DE MEDICINA VETERINÁRIA

ANDRÉ LUIZ BARBOSA DE LIMA

AVALIAÇÃO DO PROPOFOL NA ANESTESIA DE CATETOS (Tayassu tajacu, Link 1795)

Mossoró Rio Grande do Norte – Brasil

maio – 2004

ANDRÉ LUIZ BARBOSA DE LIMA

AVALIAÇÃO DO PROPOFOL NA ANESTESIA DE CATETOS (Tayassu tajacu, Link 1795)

Orientadora: Profa. M. Sc. VALÉRIA VERAS DE PAULA

Monografia apresentada à Escola Superior de Agricultura de Mossoró para obtenção do título de Médico Veterinário.

Mossoró Rio Grande do Norte – Brasil

maio – 2004

ANDRÉ LUIZ BARBOSA DE LIMA

AVALIAÇÃO DO PROPOFOL NA ANESTESIA DE CATETOS (Tayassu tajacu, Link 1795)

Monografia apresentada à Escola Superior de Agricultura de Mossoró para obtenção do título de Médico Veterinário.

Aprovado em ______ de ____________ de 2004. COMISSÃO JUGADORA: _______________________________________ Moacir Franco de Oliveira (membro interno) Biólogo, Dr. Sc., Profo. Assistente, D. M. V., ESAM. _______________________________________ Carlos Eduardo Bezerra de Moura (membro externo) Profo., Méd. Vet., M. Sc., UFRN. _______________________________________ Valéria Veras de Paula (orientadora) Méd. Vet., M. Sc., Profa. Assistente, D. M. V., ESAM.

Aos animais que possibilitaram a minha realização como médico veterinário e que hoje têm um sentido completamente especial em minha vida. Seriam estes o verdadeiro vento que sopra a minha carreira profissional.

Ofereço

A Deus por iluminar os meus caminhos e abençoar os meus passos. Aos meus pais, Ademir Barros e Raimunda Barbosa, por todos os dias de amor e atenção que me deram. E a Elizânjala Paiva, por ser essa pessoa maravilhosa.

Dedico

AGRADECIMENTOS

[...] Em todo tempo ama o amigo; e na angústia se faz o irmão (Provérbios 17:17). E

para mim, amigo tem um conceito muito complexo aquém do seu significado dicionarizado.

Amigo é antes de tudo um conjunto de amor ao próximo e dedicação, e que partilham suas

emoções boas e ruins. Aos meus grandes amigos, “os facões”, Hudson Paulinelly, Francisco

Silvino, Danilo Fernandes e Geórgio Abrantes, sinceros agradecimentos e espero tê-los como

irmãos. As minhas amigas Aracelly Ricarti, Dulciana Maria, Priscilla Fernandes, Marciana

Maria, Graziela Paiva e Andréia Freitas, sentir-me-ei sempre feliz por todos os momentos em

que vivemos juntos na graduação e levarei comigo a certeza de tê-las eternas.

Aos meus mestres Valéria Veras de Paula, que certamente deslumbra com seu

conhecimento, caráter e formosura, e que se determinou em trabalhar juntamente comigo;

Gláucia Maria Barbosa, que me fez crescer muito em conhecimento; Nilza Dutra Alves, que

realmente soube ser determinada em passar seus conhecimentos e fazer-me sentir que “a

clínica é soberana”; Benito Soto Blanco, que certamente ajudou-me em minha formação;

Moacir Franco de Oliveira, que soube ser, antes de qualquer outra coisa, uma ótima pessoa;

Marcelo Bezerra Barbosa, que foi um dentre poucos que sabem ser diferencial naquilo que

fazem; e a José Fernando Gomes de Albuquerque, que para mim será uma referência de

carisma, personalidade e genialidade. A Carlos Eduardo Bezerra de Moura pela assistência e

dedicação que se prestou para a minha profissionalização. Meus eternos agradecimentos por

terem se esforçado para somar-me a vocês. Muito obrigado a todos os mestres de minha

graduação não mencionados.

Obrigado a todos os funcionários do Hospital Veterinário Jerônimo Dix-Huit Rosado

Maia, em especial a Zé Rosado, Marluce, Airton, Alcides, Augusto e Toscano, e do Centro de

Multiplicação de Animais Silvestres: Aos senhores Almeida, Antônio e Cauby, por terem se

esforçado na realização daquilo que eu necessitava.

As minhas avós Olindina Barbosa [in memorian] e Marinete Lima, muito obrigado

pelo carinho e confiança que puseram em mim. As minhas tias e tios, especialmente à tia

Deja, Maria, Gracinha, Tetê e Milde e aos tios: Miguel, Marquinhos, Mário, Koka, Sérgio e

João, muito obrigado por acreditarem em mim. À tia Fefita e tio Nondas, e minha “irmã”

Sônia [in memorian], agradeço pela confiança e pelo amor que vocês têm me dado.

Elizânjala Sarmento de Paiva, espero poder viver muitos outros bons momentos de

minha vida com você, porque eu amo você. Agradeço-lhe por haver se somado a minha vida e

transformá-la numa verdadeira fortaleza.

Agradeço primordialmente aos meus pais, Ademir Barros e Raimunda Barbosa, por

serem responsáveis pelas minhas conquistas e por realmente serem as pessoas que mais amo

na vida. Aos meus irmãos queridos, Emanuella Karla e Ademir Júnior, muito obrigado por

serem parte de mim. Ao meu sobrinho, João Victor, muito obrigado por saber entender-me

como amigo e fazer-me voltar aos tempos bons de minha infância. A Narciso Neto meu

sincero agradecimento pela força que tem me dado.

Agradeço a Deus por todos os momentos e especialmente ao dia de hoje, onde

ultrapasso mais um obstáculo importante de minha vida e por poder exercer essa profissão tão

deslumbrante que é a medicina veterinária.

“Tavez não tenhamos conseguido fazer o melhor. Mas lutamos para que o melhor fosse feito. Não somos o que deveríamos ser, não somos o que iremos ser, mas graças a Deus não somos o que éramos”.

Martir Luther King

RESUMO

Objetivou-se avaliar o uso do propofol como agente indutor anestésico em catetos (Tayassu tajacu, Link 1795). Foram utilizados sete animais, machos, jovens, com peso médio de 10,36 ± 1,10 Kg, criados em cativeiro no Centro de Multiplicação de Animais Silvestres da Escola Superior de Agricultura de Mossoró (CEMAS/ESAM). Os animais foram submetidos a um jejum hídrico de oito horas e sólido de 12 horas, para que pudessem receber propofol por via intravenosa para a indução anestésica. Avaliou-se a freqüência respiratória, freqüência cardíaca, pressão arterial sistólica e temperatura retal, antes e após a indução anestésica com propofol. A avaliação anestésica foi realizada através da mensuração do tempo hábil da anestesia e do tempo de recuperação. As medianas basais da freqüência respiratória, freqüência cardíaca, pressão arterial sistólica e temperatura retal foram de 40 mrm, 156 bpm, 150 mmHg e 38,2ºC, respectivamente. Após a indução anestésica, foram obtidas as medianas a seguir: 32 mrm, 146 bpm, 120 mmHg e 39,2ºC. As médias do tempo hábil e de recuperação foram respectivamente 20,30 ± 7,54 minutos e 6,51 ± 3,13 minutos. A posologia do propofol para catetos foi 7,48 ± 0,66 mg/Kg e o volume de anestésico administrado foi de 7,75 ± 1,08 mL. O propofol mostrou-se ser uma droga segura e eficaz para indução da anestesia em catetos. Palavras-chave: propofol, catetos, anestesia, Tayassu tajacu.

ABSTRACT

Aimed to evaluates the employ of propofol as an anesthetic inductor agent in collared peccary (Tayassu tajacu, Link 1795). Utilized seven young animals, males, with mean weight of 10,36 ± 1,10 Kg, created in captivity of Centro de Multiplicação de Animais Silvestres of Escola Superior de Agricultura de Mossoró (CEMAS/ESAM). The animals were submitted for eight hours of hydrous fast and 12 hours of solid fast to permits the administration of propofol via intravenous to anesthetic induction. Evaluated respiratory rate, heart rate, systolic arterial pressure and rectal temperature, before and after anesthetic induction with propofol. The anesthetic evaluation was realized by measuring of the able and recovery time of anesthesia. The basal medians of respiratory rate, heart rate, systolic arterial pressure and rectal temperature were 40 breaths/minute, 156 beats/minute, 150 mmHg and 38,2ºC, respectively. After anesthetic induction the medians obtained then were 32 breaths/minute, 146 beats/minute, 120 mmHg and 39,2ºC. The means of the able and recovery time of anesthesia respectively were 20,30 ± 7,54 minutes and 6,51 ± 3,13 minutes. The posology of propofol for collared peccary was 7,48 ± 0,66 mg/Kg and volume of administered anesthetic was 7,75 ± 1,08 mL. Propofol showed to be a safety and effective drug for anesthetic induction in collared peccary. Keywords: propofol, collared peccary, anesthesia, Tayassu tajacu.

EXTRATO

LIMA, André Luiz Barbosa de, Avaliação do propofol na anestesia de catetos (Tayassu tajacu, Link 1795). 2004, 50f. Dissertação (Graduação em Medicina Veterinária). Escola Superior de Agricultura de Mossoró, 2004. (Profa. orientadora: Valéria Veras de Paula).

Este experimento teve o objetivo de avaliar o uso do propofol como agente indutor

anestésico em catetos (Tayassu tajacu, Link 1795), observando-se as alterações cárdio-

respiratórias, o tempo de hábil de anestesia e o tempo de recuperação anestésica, assim como

servir como estudo preliminar para determinação da posologia para a espécie. Os dados foram

obtidos de sete animais machos adultos, hígidos e com peso médio de 10,36 ± 1,10 Kg,

criados em regime de cativeiro no Centro de Multiplicação de Animais Silvestres –

CEMAS/ESAM. Para este fim, os animais foram anestesiados com propofol por via

intravenosa.

DADOS BIOGRÁFICOS DO AUTOR

André Luiz Barbosa de Lima, filho de Ademir Barros de Lima e Raimunda Barbosa de

Lima, nasceu em 21 de abril de 1980, em Natal/RN. Terminou o ensino fundamental no

Instituto Maria Auxiliadora, encerrando o ensino básico na Cooperativa Educacional do Rio

Grande do Norte em 1995 e o colegial no Complexo Educacional Henrique Castriciano em

1998, na referida cidade.

Ingressou no curso de Medicina Veterinária da Escola Superior de Agricultura de

Mossoró no segundo semestre de 1999, vindo a concluí-lo no primeiro semestre de 2004.

Durante a graduação foi monitor da disciplina de Imunologia Veterinária sob

orientação da Profa. Gláucia Maria de Oliveira Barbosa e, posteriormente, pelo Profo. Carlos

Iberê, permanecendo nesta função desde 18/08/2001 até 25/06/2002. Foi bolsista do CNPq no

período de agosto de 2003 ao mesmo mês de 2004, desenvolvendo o trabalho “Placentação

em ratos (Rattus norvergicus LINNAEUS, 1758)”, sendo orientado pelo Profo. Moacir

Franco de Oliveira. Foi estagiário do Laboratório Clínico e da Clínica Médica e Cirúrgica no

Hospital Veterinário Jerônimo Dix-Huit Rosado (ESAM).

SUMÁRIO

Página

1 INTRODUÇÃO .......................................................................................................... 15

2 REVISÃO DE LITERATURA ................................................................................. 18

3 MATERIAL E MÉTODOS ...................................................................................... 35

3.1 Local do Experimento ...................................................................................... 35

3.2 Animais .............................................................................................................. 36

3.3 Tratamentos ....................................................................................................... 36

3.4 Variáveis Avaliadas ........................................................................................... 38

3.4.1 Freqüência respiratória ............................................................................ 38

3.4.2 Freqüência cardíaca ................................................................................. 38

3.4.3 Temperatura retal .................................................................................... 39

3.4.4 Pressão arterial sistólica ......................................................................... 39

3.4.5 Período de anestesia ................................................................................ 40

3.4.6 Período de recuperação da anestesia ....................................................... 41

3.4.7 Posologia ................................................................................................. 41

3.5 Tratamento estatístico ....................................................................................... 42

4 RESULTADO E DISCUSSÃO ................................................................................ 43

5 CONCLUSÃO ............................................................................................................ 52

REFERÊNCIAS BIBLIOGRÁFICAS ..................................................................... 53

LISTA DE ILUSTRAÇÕES

Página

Figura 01 Centro de multiplicação de animais silvestres .......................................... 35 Figura 02

Animal em seu recinto moradia sendo submetido à pesagem ................... 36

Figura 03

Cartucho EG8+ (A) do aparelho analisador portátil i-STAT® (B) e seu layout de tela (C) ....................................................................................... 37

Figura 04

Avaliação da freqüência cardíaca através da estetoscopia ........................ 38

Figura 05

Aferição da temperatura retal com termômetro clínico veterinário digital, registrando a temperatura em graus Celsius (ºC) .......................... 39

Figura 06

Avaliação da pressão arterial sistólica através Doppler Ultrassonic modelo 811-B (Parks Medical Eletronics, EUA) com o sensor (A) fixado a região da artéria tibial .................................................................. 40

Figura 07

Animal durante o período anestésico ........................................................ 40

Figura 08 Animal durante o período de recuperação ao levantar a cabeça ............... 41

Figura 09

Valores medianos da freqüência respiratória obtidos para os dois tratamentos em catetos (Tayassu tajacu, Link 1795) sob efeito anestésico .................................................................................................. 49

Figura 10

Valores medianos da freqüência cardíaca obtidos para os dois tratamentos em catetos (Tayassu tajacu, Link 1795) sob efeito anestésico .................................................................................................. 50

Figura 11

Valores medianos da pressão arterial sistólica obtidos para os dois tratamentos em catetos (Tayassu tajacu, Link 1795) sob efeito anestésico .................................................................................................. 50

Figura 12

Valores medianos da temperatura retal obtidos para os dois tratamentos em catetos (Tayassu tajacu, Link 1795) sob efeito anestésico ..... 51

LISTA DE TABELAS

Página

Tabela 01

Medianas das variáveis fisiológicas obtidas nas aferições em catetos (Tayassu tajacu, Link 1795), para os dois tratamentos estudados ........ 45

Tabela 02

Média e desvio padrão das variáveis de gasometria em catetos (Tayassu tajacu, Link 1795) anestesiados com propofol ...................... 46

Tabela 03

Média e desvio padrão do período de anestesia e do tempo de recuperação anestésica do propofol administrado em catetos (Tayassu tajacu, Link 1795) ................................................................................. 49

LISTA DE ABREVIATURAS E SIGLAS

AMPA – alfa-amino-3-hidróxi-5-metil-4-isoxazole-propiônico.

BEef – Excesso de base.

FC – Freqüência cardíaca.

FR – Freqüência respiratória.

GABA – Ácido gama-aminobutírico.

GABAA – Ácido gama-aminobutírico do tipo A.

GABAB – Ácido gama-aminobutírico do tipo B.

Hb – Hemoglobina

HCO3 – Concentração de íon bicarbonato.

Ht – Hematócrito.

ICa,L – Corrente de cálcio do tipo L.

iNOS – Sintase induzível de oxido nítrico.

K – Concentração sérica de potássio.

Na – Concentração sérica de sódio.

NMDA – N-metil-D-aspartato.

PaS – Pressão arterial sistólica.

pCO2 – Pressão parcial de dióxido de carbono.

PaCO2 – Pressão arterial parcial de dióxido de carbono.

PvCO2 – Pressão venosa parcial de dióxido de carbono.

pO2 – Pressão parcial de oxigênio.

PaO2 – Pressão arterial parcial de oxigênio.

PvO2 – Pressão venosa parcial de oxigênio.

pH – Potencial de hidrogênio.

SO2 – Saturação de oxigênio ligado à hemoglobina.

SaO2 – Saturação arterial de oxigênio.

SvO2 – Saturação venosa de oxigênio.

TCO2 – Concentração sérica total de dióxido de carbono.

T.A. – Tempo de anestesia.

TR – Temperatura retal.

T.R.A. – Tempo de recuperação anestésica.

UTI – Unidade de terapia intensiva.

[Ca2+]i – Cálcio intracelular.

15

1 INTRODUÇÃO

Os "porcos-do-mato" pertencem à ordem Artiodactila, à sub-ordem Suiforme e à

família Tayassuidae. Compõem essa família dois gêneros e três espécies: o Tayassu tajacu,

Linnaeus 1758, o Tayassu pecari, Link 1795, e o Catagonus wagneri, Rusconi 1930. Um

terceiro gênero, Platygonus, esteve presente na região que hoje compreende os Estados

Unidos da América, há cerca de 12.000 anos (SANTOS, 1999). Mais comum e mais

amplamente difundido, o cateto (T. tajacu) é encontrado no sudoeste dos Estados Unidos,

na América Central e América do Sul, ocorrendo desde o Texas, Novo México e Arizona

(ao norte) até a Patagônia. Habitam as regiões desérticas, as estepes áridas e as florestas

menos altas com até 1.000 metros de altitude (FILHO, 1996).

O interesse econômico por carnes de animais silvestres, dentre estas, a do cateto e

do queixada (T. pecari), vem estimulando produtores a investirem em criações comerciais.

Além disso, em diversas regiões brasileiras, onde muitas vezes a atividade pecuária não

atende de forma satisfatória às necessidades humanas, ou não é acessível a todos os

membros da comunidade, a carne de animais silvestres assume importante papel como

fonte protéica, em particular para as populações carentes (SANTOS, 2002). Embora a

contenção seja o fator limitante mais importante na prática de animais silvestres, uma

16

revisão completa das técnicas anestésicas para estes animais não existe ou são escassas.

Baseado nestas considerações, o propofol pode ser usado como um agente potencialmente

seguro e eficaz para a prática anestésica em animais silvestres, inclusive em catetos.

O propofol (2,6-di-isopropilfenol), desenvolvido em 1975 (ALVES et al., 2003), é

um anestésico intravenoso amplamente usado na medicina humana e veterinária (EPSTEIN

et al., 2002), sendo usado em diversas espécies animais, incluindo cães e gatos, ovelhas,

eqüinos, suínos e animais de laboratório (ANDALUZ et al., 2003). É aprovado pela Food

and Drug Administration (FDA) e é comercializado nos Estados Unidos desde novembro

de 1989, sendo usado na indução (por administração de bolus) e manutenção (pela infusão

gota a gota) da anestesia (BENNETT et al., 1995). É um anestésico hipnótico de curta

ação, muito lipossolúvel, de rápida eliminação e curta vida média (THIBAUT et al., 2002),

pertencente ao grupo dos alquil-fenóis, onde cerca de 97 a 98% liga-se às proteínas

plasmáticas (ANDRADE, 2002).

O propofol biotransforma-se no fígado com eficiência através da glicuronização e

sulfoxidação, sendo convertido em metabólitos inativos que são excretados através da urina

(SPINOSA et al., 2002). O clearance metabólico excede o fluxo sangüíneo hepático,

sugerindo que há sítios extra-hepáticos de metabolismo e eliminação (GRAMS, 2000;

THIBAUT et al., 2002). O propofol contém um grupo fenólico hidroxílico (OH), que

confere atividade antioxidante pela limpeza de radicais livres (GELB et al., 2002).

A grande vantagem do emprego do propofol é que a recuperação dos animais é

tranqüila, mesmo com aplicação de doses subseqüentes, pois é destituído de efeito

cumulativo, permitindo assim, em algumas pequenas intervenções, usar o método

fracionado de Lundy por via intravenosa (FANTONI e CORTOPASSI, 2002).

17

O presente trabalho, dessa maneira, objetiva avaliar a anestesia promovida pelo

propofol, observar as alterações cárdio-respiratórias, determinar o período de anestesia e de

recuperação, bem como servir como estudo preliminar para a determinação da posologia

para a espécie em estudo.

18

2 REVISÃO DE LITERATURA

O propofol (2,6-diisopropilfenol) é um agente anestésico intravenoso de curta ação

amplamente usado para a indução bem como manutenção da anestesia (SCHWIELER et al.,

2003; THIBAUT et al.; WEI et al.; ANDRADE, 2002), sendo particularmente usado em

cirurgias de curto prazo e de rotina (LILJEROTH et al., 2001). A administração oral não tem

efeito devido ao rápido metabolismo, e a injeção intramuscular pode produzir uma suave

sedação e ataxia, também não é efetivo se for aplicado por via retal (THIBAUT et al., 2002).

Seu rápido metabolismo e propriedades de recuperação suave, em comparação com outros

anestésicos injetáveis, têm levado o propofol a ser usado em muitos protocolos anestésicos

comumente empregados em ambas clínica humana e veterinária (ANDALUZ et al., 2003;

EPSTEIN et al., 2002; AGUIAR et al., 2001).

Dado que o propofol é escassamente solúvel em água, adiciona-se uma emulsão de

água em óleo que contém 10% de óleo de soja, 2,25% de glicerol e 1,2% de lecitina de ovo; é

isotônico, não irritante e pH neutro (podendo variar entre 6 e 8,5). Pode-se diluir para alcançar

um volume maior de aplicação, unicamente com glicose a 5%, facilitando seu manejo para

infusão contínua (TAN e ONSIONG, 1998; GRAMS, 2000; ANDRADE; THIBAUT et al.,

2002; ALTOMARE et al., 2003). Apresenta fórmula estrutural C6H15O e peso molecular de

178 Da; à temperatura ambiente é um líquido que varia de incolor à cor ligeiramente

amarelada, sendo pouco solúvel em água com coeficiente de partição octanol/água de 3,7,

19

com elevado grau de ligação com proteínas plasmáticas em 97 a 98% (FANTONI e

CORTOPASSI, 2002). Embora o propofol seja extensivamente ligado às proteínas

plasmáticas e elementos sanguíneos formados, ele também se liga com grande afinidade às

proteínas teciduais, resultando em um amplo volume de distribuição (FIJALKOWSKA et al.,

2001). O composto absorve luz na variação ultravioleta do espectro eletromagnético

(λmáx=275 nm) e fluoresce em 310 nm com um comprimento de onda de excitação de 276 nm

(TAN e ONSIONG, 1998).

As desvantagens primárias do propofol são seu custo e a validade reduzida uma vez

que a ampola seja aberta (EPSTEIN et al., 2002), já que é apresentado em uma emulsão de

lipídeos que é um meio de cultura bom para microrganismos (LEVINSON, 1997) e, ao

contrário da maioria dos outros anestésicos intravenosos, o propofol não contém agente

preservativo ou antimicrobiano para retardar o crescimento bacteriano (BENNETT et al.,

1995). Dessa maneira, devido ao seu preparo, deve ser mantido em refrigeração constante a

4ºC e após seu uso deve-se descartar o remanescente, uma vez que este é um material sujeito a

contaminações quando manipulado inadequadamente (FANTONI e CORTOPASSI, 2002). A

refrigeração não é recomendada pelo fabricante e as recomendações do fabricante para o uso

do propofol devem ser cuidadosamente seguidas, incluindo desinfecção apropriada da

superfície externa da ampola ou tampa de borracha do frasco antes do uso, preparação do

propofol apenas antes da utilização, uso de procedimentos de manipulação asséptica e

restrição do uso de uma ampola ou frasco para apenas um paciente (BENNETT et al., 1995).

Outras desvantagens do propofol, incluindo significante bradicardia, hipertensão, dor na

injeção, hipertrigliceridemia na administração prolongada, e o potencial para embolismo

pulmonar, são acreditadas ser devido em grande parte a sua formulação de emulsão de óleo-

em-água (BANASZCZYK et al., 2002).

20

Os mecanismos moleculares de ação do propofol não estão completamente entendidos,

porém muitas pesquisas têm se focalizado na inibição sináptica aumentada mediada pelo

ácido gama-aminobutírico (GABA) (LEVINSON, 1997; REHBERG e DUCH, 1999;

HIGUCHI et al., 2003). O propofol pode exercer seus efeitos farmacológicos pelo aumento da

função dos canais de cloreto ativado pelo GABA, ligando-se ao receptor GABA (AILIN e

SAGIYAMA, 2000; HAMMAS, 2001; NAKAGAWA et al., 2001). O GABA é o

neurotransmissor inibitório mais amplamente distribuído e abundante no sistema nervoso

central. Ele ativa os receptores GABAA ligados ao cloreto ou receptores GABAB acoplados ao

segundo mensageiro (NADESON e GOODCHILD, 1997). Os receptores GABAA são os

receptores de neurotransmissores inibitórios mais abundantes no cérebro. Cada receptor é um

complexo heteromérico de proteína de transmembrana que abre um poro permeável ao cloreto

em resposta à ligação do GABA (CAMPAGNA et al., 2003). O receptor GABAA consiste de

cinco subunidades com muitas dissimilaridades ao complexo de receptor nicotínico de

acetilcolina. Cinco tipos de subunidades têm sido descritos: alpha, beta, gamma, delta e rho, e

múltiplos variantes para cada destas classes têm sido identificadas (alpha, 3beta, 2gamma,

1delta e 2rho) (NADESON e GOODCHILD, 1997; AILIN e SAGIYAMA, 2000). Estudos

têm mostrado que a maioria dos subtipos de receptor GABAA é sensível a potencialização

pelos anestésicos intravenosos (THOMPSON e WAFFORD, 2001). Em concentrações

clinicamente efetivas, os anestésicos gerais aumentam a sensibilidade aparente dos receptores

ao GABA e prolongam a corrente inibitória mediada por receptor após um pulso de liberação

do GABA. Isto aumenta a inibição mediada pelo receptor GABAA da excitabilidade do

neurônio pós-sináptico (KRASOWSKI et al., 2001; CAMPAGNA et al., 2003). Os

barbitúricos, benzodiazepínicos e o propofol são drogas clinicamente importantes que

exercem seus efeitos neurodepressivos, em parte, pelo aumento da transmissão sináptica

inibitória. Embora o receptor GABAA seja provavelmente o alvo primário para estas drogas,

21

diferenças em suas propriedades clínicas sugerem mecanismos dissimilares de ação. Por

exemplo, o propofol e os barbitúricos induzem um estado anestésico caracterizado por uma

inabilidade para responder ao estímulo nocivo. Em contraste, é quase impossível induzir tal

anestesia cirúrgica com benzodiazepínicos. Dessa forma, os benzodiazepínicos não são

considerados anestésicos gerais. Igualmente, a tolerância se desenvolve aos efeitos

terapêuticos dos benzodiazepínicos e barbitúricos. O propofol, de outra forma, pode ser usado

por períodos prolongados sem causar taquifilaxia. Finalmente, os benzodiazepínicos têm uma

margem relativamente ampla de segurança, enquanto o barbitúrico e o propofol podem ser

letais quando administrados em doses além da margem terapêutica curta (ORSER et al.,

1998). Mesmo que o propofol e o tiopental sejam usados como um anestésico intravenoso

baseado em sua ação comum nos impulsos inibitórios mediados pelo receptor GABAA, o

propofol difere do tiopental em termo do efeito na corrente interna ativada por

hiperpolarização (FUNAHASHI et al., 2001). O propofol pode também abrir o canal de íons

do receptor GABAA na ausência de GABA (chamada “ativação direta”), embora isto

normalmente ocorra em concentrações mais elevadas de propofol que a necessária para

potencializar as respostas submáximas do receptor ao GABA (KRASOWSKI et al., 2001).

Os receptores ionotrópicos de glutamato podem ser de um modo geral divididos em

receptores de N-metil-D-aspartato (NMDA) e não NMDA e ambos tipos estão envolvidos na

modulação nociceptiva na medula espinhal. Estudos in vitro sugerem que a anestesia induzida

pelo propofol foi relacionada ao receptor inibitório de NMDA (XU et al., 2004). O propofol

inibe os receptores de NMDA através de uma maneira não dependente de voltagem ou de uso

(WEI et al., 2002) e interfere com a transmissão colinérgica (BYAS-SMITH et al., 2002). O

propofol causou antinocicepção através do envolvimento com os receptores de NMDA e de

ácido alfa-amino-3-hidróxi-5-metil-4-isoxazole-propiônico (AMPA) espinhais. Mas não está

claro se estes receptores mediam o sistema nociceptivo na medula espinhal no mesmo local

22

ou há interações entre eles, e se o propofol se liga diretamente com os receptores de NMDA e

não NMDA espinhais ou exerce uma ação indireta (XU et al., 2004).

O propofol tem sido reportado ligar-se a receptores de dopamina D2 (embora

relativamente fraca), uma ação compatível se o bloqueio do receptor D2 ocorrer somente pré-

sinapticamente. Encontrou-se que o propofol inibe a liberação de dopamina nos nucleos

accumbens do rato de uma maneira não dependente de receptores D2, GABAA e NMDA.

Sugeriu-se então que o propofol possa estar agindo não através de mecanismos de receptores,

mas pelo bloqueio de canais de íons (SCHULTE et al., 2000), modulando as conduções

iônicas intrínsecas nos canais de sódio, potássio e cálcio (REHBERG e DUCH, 1999;

HIGUCHI et al., 2003; LEVINSON, 1997; MOZRZYMAS et al., 1994). Tem-se previamente

mostrado que um aumento imediato nos níveis de cálcio intracelular é visto nos neurônios e

células da glia cultivadas após administração do propofol (OSCARSSON et al., 2001) e este

foi relatado inibir a liberação de glutamato principalmente pelo bloqueio da corrente através

dos canais de sódio (REHBERG e DUCH, 1999).

O propofol submete-se a uma rápida distribuição e se converte em metabólitos

inativos, como consequência tem uma rápida recuperação com escasso efeito acumulativo

(clearance metabólico) (LEVINSON, 1997; EPSTEIN et al.; KNIBBE et al., 2002; SANO et

al., 2003). Após a injeção de um simples bolus, a concentração plasmática declina por uma

redistribuição desde o cérebro e outros tecidos altamente perfundidos a outros menos

irrigados (EPSTEIN et al., 2002). A queda de concentração do propofol seguida de uma

injeção de bolus pode ser descrita pela soma de três funções exponenciais representando a

distribuição, clearance metabólico, e uma fase terminal em que o clearance é limitado pelo

retorno lento da droga para um compartimento pobremente perfundido, provavelmente

gordura. Estimativas de meias-vidas das duas primeiras fases exponenciais são de

aproximadamente 3 minutos e 30 a 50 minutos, respectivamente, se calculado usando dados

23

após o bolus ou infusão (LEVINSON, 1997). O metabolismo do propofol é

predominantemente hepático através da conjugação em metabólicos glicuronídios e sulfatos,

seguido pela excreção renal e fezes (correspondente em cães a 70% e 23%, respectivamente)

(ANDRADE, 2002). O propofol é rapidamente excretado do corpo, aproximadamente 10-20

vezes mais rápido que o tiopental, e esta característica do propofol pode fazê-lo um agente

ideal para indução anestésica (SANO et al., 2003). A clearance metabólica de propofol

excede o fluxo sangüíneo hepático, sugerindo que há locais extra-hepáticos de metabolismo e

eliminação. A insuficiência renal ou hepática tem pouco ou nenhum efeito sobre a resposta

clínica do animal ao propofol (EPSTEIN et al., 2002).

Muitos anestésicos têm efeitos não somente no cérebro e consciência mas também

sobre o coração e vasculatura. A indução da anestesia geral é muitas vezes acompanhada por

uma diminuição na pressão sangüínea, que é geralmente acreditada ocorrer através da

depressão da contratilidade miocardial ou vasodilatação ou ambos e através dos efeitos

neurais direto e indireto (SHIN et al., 1998; RIRIE et al., 2001). Por causa das alterações na

força contrátil repercutir uma interação entre o influxo de cálcio e efluxo de potássio através

do sarcolema, liberação e seqüestro de cálcio pelo retículo sarcoplasmático, atividade das

bombas de cálcio e potássio de membrana, e sensibilidade das proteínas contráteis ao cálcio, é

possível que os anestésicos intravenosos possam interferir com alguns destes passos, dessa

forma diminuindo a contratilidade (BULJUBASIC et al., 1996). O propofol causa variações

cardiovasculares in vivo, e tem sido relatado ter efeitos diretos em ambos miocárdio e

vasculatura periférica. Além disso, tem efeitos indiretos no sistema cardiovascular através de

seus efeitos na atividade simpática, atividade de baroreflexo, e atividade do sistema nervoso

central (TANABE et al., 1999). A administração de propofol induz a mudanças menores na

função cardiovascular que os barbitúricos em humanos, cães e gatos (SANO et al., 2003).

24

O propofol induz a um decréscimo dependente de concentração na pressão arterial

sangüínea que tem sido relacionado, em parte, aos efeitos de modulação na resposta arterial

aos agonistas e tem sido relacionado inibir as contrações produzidas pela noradrenalina em

uma maneira independente do endotélio (SAMAIN et al., 2002). O propofol pode induzir

hipotensão via depressão da contratilidade miocárdica (ação inotrópica negativa),

vasodilatação arterial e venosa (com pré-carga e pós-carga reduzida) e depressão do sistema

nervoso simpático com a corrente simpática reduzida e integridade de baroreflexo atenuada

(AONO et al., 2001). No entanto, quando tem sido utilizado em cães hipovolêmicos, a

hipotensão induzida é mínima. A administração de 6 mg . Kg-1 de propofol aos cães

hipovolêmicos foi relatado causar diminuição da pressão arterial média, saturação de oxigênio

no sangue venoso misto (SvO2) e pH, e incremento de pressão média na artéria pulmonar,

resistência vascular sistêmica e utilização de O2 (ERRANDO et al., 1998). Os mecanismos

pelos quais poderia induzir uma redução da resistência vascular periférica incluem uma ação

direta sobre o músculo liso dos vasos e/ou uma inibição da atividade simpática vascular. A

ação vascular periférica do propofol parece dever-se primariamente a uma inibição da

atividade de nervos vasoconstritores simpáticos em humanos (THIBAUT et al., 2002b). Em

humanos, o propofol induz hipotensão imediatamente depois de sua administração; uma dose

para indução anestésica de 2 mg/Kg de propofol seguida de uma infusão contínua de 6

mg/Kg/h durante 60 minutos para a manutenção anestésica produz uma diminuição

significativa das pressões arteriais sistólica e diastólica devido a uma queda da resistência

vascular sistêmica (TENDILLO et al., 1996). Quando comparado ao tiopental, o propofol

pode determinar maior diminuição da pressão arterial sistêmica com pequeno aumento da

freqüência cardíaca sem o desenvolvimento de arritmias cardíacas (SOUZA et al., 2002). O

propofol pode causar um decréscimo dose-dependente no fluxo sanguíneo cerebral e assim, o

volume sanguíneo cerebral. Ele pode também significativamente diminuir a pressão

25

intracranial quando a aquiescência cerebral é especialmente reduzida. Ele pode manter a auto-

regulação da circulação cerebral (SHIN et al., 1993). O propofol não afeta a reatividade

cérebro-vascular ao CO2, e preserva a resposta auto-reguladora às variações na pressão

sanguínea arterial (BONHOMME et al., 2001).

Os efeitos do propofol na freqüência cardíaca são mais variáveis, com muitos estudos

mostrando um retardamento em adultos e crianças. Os efeitos na freqüência cardíaca têm sido

atribuídos a uma redução no débito simpático central, resultando em predominância vagal do

controle da freqüência cardíaca. Os efeitos do propofol na contratilidade miocardial

permanecem não esclarecidos. Muitos estudos em adultos sugerem que o propofol tem efeitos

inotrópicos negativos (GRAHAM et al., 1998). Apesar do propofol produzir bradicardia, este

agente de indução pode não agravar a bradicardia mediada vagalmente (HASHIBA et al.,

2003). Em ovelhas prenhes, a infusão contínua de propofol não tem efeitos adversos sobre a

freqüência cardíaca e pressão sanguínea materna ou fetal. Outro relato sugeriu que a

hemodinâmica materna foi menos deprimida com uma infusão contínua de propofol que com

a inalação de isoflurano (SETOYAMA et al., 2003). A ausência de taquicardia reflexa pode

ser considerada benéfica porque não está associada com um aumento no consumo de oxigênio

miocardial. Contudo, relatos de observação sobre a bradicardia e assístole profunda com o uso

do propofol em pacientes adultos saudáveis, apesar dos anticolinérgicos profiláticos, têm sido

publicados repetidamente. Bradicardias severas, refratoriais e fatais em crianças na UTI têm

sido observadas com sedação de propofol em longo prazo (TRAMÈR et al., 1997). Tem sido

sugerido que o propofol produz “dominância parassimpática” e subseqüentemente

bradicardia. No entanto, também se demonstrou que os efeitos cronotrópicos da atropina são

significativamente reduzidos durante a anestésica com propofol sugerindo que a bradicardia

induzida pelo propofol não é simplesmente devido a um efeito vagotônico (HASHIBA et al.,

2003). Estudos sugerem que o propofol age diretamente nas proteínas do canal de cálcio para

26

diminuir a corrente de cálcio tipo L (ICa,L) dependente de voltagem e a contratilidade

cardíaca. Em vista de estudos anteriores mostrando que o propofol antagoniza a ligação de

beta-adrenorreceptores, é concebível que os efeitos cardíacos do propofol in vivo podem ser

mediados através de múltiplos mecanismos, especialmente durante a injeção de bolus (ZHOU

et al., 1997). Os efeitos depressivos cardiovasculares do propofol são bem tolerados em

animais saudáveis, mas estes efeitos devem ser considerados com cautela em pacientes com

doença cardíaca intrínseca (BERGAMASCO et al., 2003). Muitos estudos in vitro em várias

espécies de mamíferos, incluindo os humanos, concluíram que o propofol é desprovido de

efeitos significativos nas propriedades miocardiais intrínsecas, ao menos dentro das

concentrações terapêuticas (OUATTARA et al., 2001). O propofol sozinho ou combinado

com a quetamina tem sido relatado preservar a função cardiovascular em cavalos anestesiados

(EDNER et al., 2002). O uso da associação propofol-fentanil como modelo de anestesia

intravenosa tem mostrado estabilidade hemodinâmica e bioquímica grande, podendo ser

considerado como uma alternativa válida para o transplante de fígado em porcos (CRUZ et

al., 1999). É conhecido que o propofol reduz o débito cardíaco e a pressão sanguínea arterial

em combinação com alfa-2-agonistas em cavalos (OKU et al., 2003).

A depressão e apnéia respiratória têm sido relatadas como o efeito adverso mais

comum associado com a administração de propofol em humanos, cães e gatos. O propofol

reduz o volume e a freqüência respiratória pela depressão do centro respiratório e da resposta

à tensão do dióxido de carbono arterial. A duração e severidade da depressão respiratória

dependem da dose e velocidade de administração (SANO et al., 2003). Embora seja

conhecido que o propofol tenha um efeito depressivo no controle ventilatório metabólico,

reduzindo a resposta ventilatória à hipoxia e causando hipercapnia e algumas vezes até

apnéia, o local de ação do propofol no sistema de controle ventilatório permanece

desconhecido. O propofol pode afetar a respiração em locais periféricos (p.ex.,

27

quimioreceptores periféricos, pulmão, diafragma), em locais centrais (p.ex., quimioreceptores,

centros respiratórios), ou em ambos locais. (NIEUWENHUIJS et al., 2001). Estes efeitos

colaterais podem ser modificados por uma injeção mais lenta (LEVINSON, 1997). O propofol

tem se mostrado produzir relaxamento in vitro do músculo liso traqueal com tônus espontâneo

ou contração induzida por acetilcolina, carbacol, histamina, prostaglandina F2α, e potássio. É

bem conhecido que o Ca2+ demonstra uma importante função na contração do músculo liso. A

regulação do Ca2+ intracelular ([Ca2+]i) está integrada pelos mecanismos diversos localizados

na membrana plasmática e organelas intracelulares. Estes incluem a liberação de Ca2+ da

reserva interna e influxo de Ca2+ extracelular. Nas células de músculo liso vascular, o

propofol produz um efeito relaxante através da inibição da mobilização de Ca2+. Além disso,

o propofol tem se mostrado inibir canais de Ca2+ dependentes de voltagem nas células de

músculo liso traqueal de suínos (LIN et al., 1999). O efeito relaxante do propofol pode ser

devido a vagólise. Relata-se que o propofol apresenta efeitos broncoprotetores in vivo já que a

infusão local via artéria bronquial atenuou a broncoconstrição induzida por estimulação do

nervo vago. As catecolaminas plasmáticas foram significativamente reduzidas pelo propofol.

Isto é consistente com um artigo anterior que mostrou que o propofol produz simpatólise mais

potencial que a vagólise. Visto que o suprimento neural direto do sistema simpático é limitado

no pulmão, a influência simpática no tônus das vias aéreas é dependente da concentração

plasmática de catecolaminas. Dessa maneira, as catecolaminas plasmáticas, especialmente a

epinefrina, podem modular o tônus da musculatura lisa das vias aéreas. Então, a diminuição

nas catecolaminas plasmáticas pode parcialmente antagonizar os efeitos relaxantes do

propofol (KABARA et al., 2001). Investigações clínicas prévias têm sugerido que o propofol

possui propriedades broncoprotetoras. Dados sugerem que a broncoproteção mediada pelo

propofol pode ser devido a vagólise. O propofol atenua a broncoconstrição mediada

neuralmente em ovelhas com um efeito direto mínimo sobre a contração da musculatura lisa

28

das vias aéreas, podendo ter propriedades broncoprotetoras contra a constrição induzida pelo

reflexo vagal (HASHIBA et al., 2003).

A obstrução das vias aéreas superiores durante a anestesia com propofol tem sido

demonstrada ser um resultado da oclusão ao nível do palato mole usando imagem por

ressonância magnética (IWAMA et al., 2003). O propofol bloqueia a catecolamina e as

respostas hemodinâmicas aos procedimentos endolaringeais mais efetivamente que o

tiopental. É resultado do bloqueio central no músculo motor dos nervos glossofaríngeo e vago

e cancelamento dos reflexos palatal, faríngeo e laríngeo e diminuição da atividade da

noradrenalina (MISIOŁEK et al., 2000).

O sistema enzimático do citocromo P450 é essencial para a biotransformação de

xenobióticos hidrofóbicos e drogas, que são conhecidas afetar as isoformas de citocromo

P450 em muitas vias. Estudos confirmam o efeito inibitório in vitro dose-dependente do

propofol sobre as atividades do citocromo P450. A administração crônica de propofol não

parece ter algum efeito indutivo significante sobre os citocromos P450. Em vista dessas

observações, o propofol pode alterar a biotransformação de drogas co-administradas. Esta

noção deve ser levada em conta, especialmente se for usar drogas para monitorar a função

hepática durante os protocolos anestésicos incluindo o propofol (GEMAYEL et al., 2001).

Demonstrou-se também uma inibição da atividade do citocromo P2E1 no fígado humano e do

suíno, pelas concentrações de propofol no intervalo terapêutico, sugerindo um interesse

clínico potencial deste anestésico na prevenção da toxicidade de farmacêuticos submetidos à

ativação hepática através da via metabólica do citocromo P2E1 (LEJUS et al., 2002).

O propofol apresenta uma incidência baixa de náusea (SCHULTE et al., 2000). Logo

após a introdução do propofol, foi relatado que a incidência de náusea e vômito pós-

operatório (NVPO) era baixa após anestesia e foi também proposto que o propofol possuía

efeitos antieméticos. A NVPO tem sido um problema desde a introdução da anestesia geral. A

29

seqüela da anestesia e cirurgia envolvendo náusea e vômito foi primeiro descrita pelo Dr.

John Snow (1846 apud HAMMAS, 2001, p.10), quem relatou que: “[...] O narcotismo pelo

clorofórmio ou éter ocasionalmente deixa alguns efeitos após a influência imediata do vapor ter abaixado.

Estas seqüelas foram enjôo, dor de cabeça, náusea e vômito”.

Tem havido alguns relatos mostrando que a anestésica com propofol tem incidência

menor de náusea e vômito pós-operatório que outros agentes anestésicos em pacientes

humanos. Outro estudo relatou que o propofol preveniu significativamente a náusea e o

vômito causado em pacientes humanos recebendo quimioterapia (SANO et al., 2003).

Os barbitúricos e o propofol reduzem a pressão intracranial, e ambos têm atividade de

limpeza de radicais livres potencial (PITTMAN et al., 1997). O propofol é conhecido ser um

limpador de peroxinitrito (ONOO¯) e radicais livres. Estudos in vitro têm relatado que o

propofol protege células endoteliais contra a toxicidade do peroxinitrito e reduz a nitrotirosina

nas células bronquiais expostas ao próprio óxido nítrico. Coletivamente, o propofol pode

inibir a produção de citocinas pró-inflamatórias, e parece ser um inibidor da sintase induzível

de óxido nítrico (iNOS). Através destes mecanismos o propofol pode atenuar o dano agudo

pulmonar induzido por endotoxina (GAO et al., 2004). Ele também previne a peroxidação

lipídica no músculo liso vascular e termina a reação de cadeia da peroxidação lipídica pela

reação com os radicais lipídicos formando um radical fenoxil relativamente estável (PO-). O

efeito antioxidante do propofol deveria ser explicado por sua semelhança estrutural com o

núcleo ativo do α-tocoferol e butil-hidróxi-tolueno, ambos são conhecidos ter propriedades

antioxidadantes (STRATFORD e MUPHY; OGAWA et al., 2001). Estas moléculas aderem-

se às membranas celulares ou aos fosfolipídios para formar radicais livres, e inibem a

peroxidação lipídica por reagirem com os radicais lipídicos peroxil para formar o radical não

reativo fenoxil. O propofol pode agir por meio de mecanismo semelhante. Seus efeitos

antioxidantes resultariam da inibição da peroxidação lipídica pela formação de radicais livres

relativamente pouco reativos que quebrariam a cadeia de formação de outros radicais

30

potencialmente danosos às membranas celulares (SANTOS et al., 2003). No órgão e a nível

celular, o propofol tem sido mostrado atenuar o dano oxidante no tecido miocardial,

mitocôndria, sinaptossomas cerebrais, membranas eritrocitárias e suspensões de hepatócitos

(ZHIYONG et al., 2003). Sugeriram que diversos mecanismos como a ativação dos

receptores GABAA, redução da concentração de Ca2+ intracelular, ou um limpador de espécies

de radicais livres podem participar neste efeito (XUE et al., 2004). Tem sido mostrado que o

propofol age como uma antioxidante por inibir as correntes completas de Ca2+ de células de

tipo L (KAWANO et al., 2002). O propofol contém um grupo fenólico hidroxílico (OH), que

confere atividade antioxidante pela limpeza de radicais livres. Os experimentos prévios

usando modelos animais de apoplexia encontram evidências sugerindo que o propofol é

neuroprotetor (GELB et al., 2002). As análises químicas em ambas fases aquosa e não aquosa

homogênea revelaram que o propofol limpou eficientemente os radicais peroxil hidrofílicos,

enquanto o midazolam limpou eficientemente os radicais lipofílicos, em concentrações

próximas da terapêutica (TSUCHIYA et al., 2001). O propofol é normalmente usado para

pacientes submetidos à cirurgia ou com doenças críticas que normalmente aumentam o

estresse oxidativo. Sob tais condições patológicas, os eritrócitos tornam-se um dos alvos

principais para radicais livres gerados nas células e tecidos. Além disso, estes estresses

oxidativos são algumas vezes acompanhados por estresses de corte mecânico deletérios

devido à instabilidade da pressão osmótica, desbalanço de fluido corpóreo, e distúrbio

circulatório (TSUCHIYA et al., 2002). Alguns autores têm utilizado o propofol na síndrome

de isquemia e reperfusão devido a sua ação de inibir a peroxidação lipídica. Tais autores

obtiveram sucesso na utilização do propofol como agente antioxidante em cirurgias

neurológicas na prevenção dos efeitos deletérios do processo de isquemia e reperfusão

cerebral. Na dose de 20 mg/Kg/hora minimiza a lesão tecidual em ratos submetidos à

isquemia e reperfusão mesentérica (SANTOS et al., 2003). O propofol previne a oxidação da

31

hemoglobina talvez pelos hidroperóxidos lipídicos ou reduz a metemoglobina formada

durante o processo oxidativo de volta ao estado ferroso (STRATFORD e MUPHY, 2001).

Achados demonstram que o propofol protege os eritrócitos contra o estresse oxidativo pela

ajuda da reciclagem dirigida pelo ascorbato, bem como o estresse físico pelo aumento da

fluidez de membrana (TSUCHIYA et al., 2002). Tem-se relatado que os radicais livres

(implicados no dano da cartilagem associado com algumas doenças inflamatórias) causam

uma depolimerização do ácido hialurônico, um componente fundamental da matriz

cartilaginosa, e que o propofol exerce um efeito limpador contra radicais livres no fluido

sinovial artificial (MOZRZYMAS et al., 1994).

Numerosos estudos têm mostrado que o propofol interfere na memória. Tem sido

sugerido várias vezes que a sedação induzida pelo propofol foi responsável por este efeito

amnésico. A sedação pode interferir com a aquisição de informação por causa da percepção

reduzida. Contudo, o propofol pode também ter efeitos específicos na memória, que são

independentes de suas propriedades sedativas. Os estudos em voluntários humanos têm

sugerido amplamente que a amnésia induzida pelo propofol não está relacionada com a

sedação (PAIN et al., 2002).

O efeito colateral mais freqüentes do propofol em humanos é a dor no local de injeção

e diversas técnicas têm sido relatadas reduzir ou evitar este problema. Por outro lado, a

percepção da dor durante as injeções intravenosas do propofol é rara em pequenos animais

(SANO et al., 2003). A dor na injeção com propofol é um problema comum e pode ser muito

agonizante para o paciente. A incidência de dor varia entre 28% e 90% nos adultos durante a

indução da anestesia e pode ser severa. Em crianças, a incidência de dor varia entre 28% e

85%. Quanto mais jovem a criança, mais alta é a incidência e severidade da dor pela injeção

de propofol. Isto pode ser devido às veias menores das crianças. Não há diferença de gênero

na incidência da dor pela injeção com propofol. O propofol tem uma alta incidência de dor na

32

injeção quando comparado a outros anestésicos intravenosos. Muitos fatores parecem afetar a

incidência de dor na injeção com propofol. Estes incluem o local da injeção, o tamanho da

veia, a velocidade de injeção, a concentração do propofol na fase aquosa e o efeito de

tamponamento do sangue. Outros fatores importantes incluem a velocidade do fluido

carreador intravenosamente, a temperatura do propofol, material da seringa e o uso

concomitante de drogas como anestésicos e opiáceos (TAN e ONSIONG, 1998).

Na medicina veterinária, o propofol tem sido usado satisfatoriamente para controlar

ataques epilépticos ocorrendo após tratamento cirúrgico de desvios porto-sistêmicos em cães e

gatos e ataques epilépticos refratários de origem intracranial. Os movimentos distônicos em

cães após anestesia com propofol têm sido descritos (BERGAMASCO et al., 2003). Diversos

casos em humanos relatam ter mostrado excitação e movimentos espontâneos (mioclonias),

incluindo opistótono, flexão muscular, agitação, atos de sacudir, movimentos de extensão e

convulsões generalizadas, ocorrendo durante e após a administração de propofol. Em

humanos, o propofol parece ser anti- e pró-convulsivante ao mesmo tempo e por rotas

diferentes (SANO et al., 2003). Há um número de relatos de anestesia usando propofol

também em cavalos e, em muitos destes relatos, as características de indução da anestesia

indesejável foram observadas, p.ex. excitação, atividades musculares aumentadas e

pedalagem na fase de decúbito inicial. As causas de excitação, atividade mioclônica e

movimentos de membros que aparecem após a administração do propofol continuam

desconhecidas, embora atividades mioclônicas em cães e cabras foram relatadas ser

manifestações de excitação relacionada à fase leve de anestesia. Em homens e cães, é

conhecido que a dor localizada algumas vezes vem após a administração do propofol em

vasos pequenos. Sua incidência foi menor quando administrado através dos grandes vasos

(OKU et al., 2003).

33

As concentrações clínicas relevantes de propofol inibem efetivamente a invasão das

células de câncer humanas e a modulação da Rho A possivelmente contribui para esta ação

anti-invasiva do propofol. Isto sugere que o propofol pode ser um anestésico ideal para a

cirurgia de câncer (MAMMOTO et al., 2002).

Um número de estudos recentes tem levantado o interesse que o propofol pode ter

efeitos adversos na coagulação sanguínea e fibrinólise e, particularmente, impedir a agregação

plaquetária. O solvente da emulsão lipídica do propofol pode também afetar a função

plaquetária. É possível, então, que os benefícios do propofol infundido dissolvido em emulsão

lipídica para manutenção da anestesia durante procedimentos neurocirúrgicos delicados ou

oftalmológicos possam ser contrabalançados pelo potencial risco de sangramento aumentado.

Contudo, os estudos que têm demonstrado os efeitos adversos do propofol sobre a coagulação

foram em sua maioria estudos in vitro, ou foram dirigidos às concentrações de propofol mais

altas que aquela usualmente mantida no plasma do paciente (LAW et al., 2001).

O propofol não é conhecido ter efeito teratogênico em humanos. Durante a anestesia

geral materna curta, as cavidades de fluido circundando o embrião em desenvolvimento não

agiu como um reservatório para esta droga (JAUNIAUX et al., 1998).

O músculo de duas pessoas e um porco susceptível à hiperpirexia maligna foi exposto

in vitro ao propofol, halotano 3%, e 2 mmol/L de cafeína. O halotano e a cafeína causaram

contratura, mas o propofol (na dose de 0,8 mg por 150 mg de músculo) não. Concluiu-se que

o propofol não desencadeia hiperpirexia maligna, e que ele pode ser usado regularmente em

pacientes susceptíveis a esta complicação anestésica (DENBOROUGH e HOPKINSON,

1988).

A rabdomiólise é uma entidade clínica que se desenvolve após o dano do músculo

esquelético. Os sintomas e sinais são secundários ao dano muscular e aos efeitos da liberação

de conteúdos intracelulares tóxicos, apresentando fraqueza muscular, mioglobinúria, e

34

insuficiência renal. As causas do dano inicial podem variar de trauma ao veneno. O propofol

tem sido implicado no desenvolvimento da rabdomiólise em crianças (STELOW et al., 2000).

35

3 MATERIAL E MÉTODOS

3.1 Local do Experimento

O experimento foi realizado no Centro de Multiplicação de Animais Silvestres

(CEMAS) (Figura 01), na Escola Superior de Agricultura de Mossoró (ESAM), localizada no

quilômetro 47 da BR 110, bairro Costa e Silva, Mossoró, Rio Grande do Norte. O CEMAS

ocupa uma área de 20 hectares e localiza-se entre as coordenadas geográficas 5º11’S i

37º27’W, com altitude em torno de 16 metros. Está registrado junto ao IBAMA como

criadouro científico sob o número 12.492-0004 e foi criado em 12 de setembro de 1989

através da Portaria ESAM 154-89. Divide-se em diferentes setores onde se desenvolvem

projetos de pesquisa em diversas áreas com diversas espécies de animais silvestres, inclusive

catetos.

Figura 01 – Centro de multiplicação de animais silvestres.

36

3.2 Animais

Foram utilizados sete catetos (Tayassu tajacu, Link 1795), machos, hígidos, jovens e

com peso médio de 10,36 ± 1,10 Kg.

Figura 02 – Animal em seu recinto moradia sendo submetido à pesagem.

3.3 Tratamentos

Foi estabelecido um período de jejum alimentar de 12 horas e hídrico de oito horas,

precedendo ao procedimento anestésico. Os animais foram escolhidos de forma randômica,

37

retirados dos piquetes e submetidos à indução anestésica apenas com propofol, por via

intravenosa.

O procedimento anestésico foi possível através da venóclise da veia femoral, com

auxílio de um cateter intravenoso de número 21 (vinte e um), que foi acoplado a uma seringa

de 10 mL preenchida com o agente anestésico propofol.

A contenção física foi procedida para possibilitar a aferição dos parâmetros vitais

(variáveis fisiológicas), que foi realizada antes (T1) e depois (T2) da indução anestésica, e

coleta de sangue da veia femoral durante o período de anestesia (T2), para análise do

potencial de hidrogênio (pH), pressão parcial de dióxido de carbono (pCO2), pressão parcial

de oxigênio (pO2), excesso de base (BEef), concentração do íon bicarbonato (HCO3),

concentração sérica total de dióxido de carbono (TCO2), saturação de oxigênio ligado à

hemoglobina (SO2), concentração sérica de sódio (Na), concentração sérica de potássio (K),

concentração de cálcio intracelular (iCa), hematócrito (Ht), e hemoglobina (Hb), as quais

foram realizadas através do uso aparelho analisador clínico portátil i-STAT®1 (Figura 03).

A B C

Figura 03 – Cartucho EG8+ (A) do aparelho analisador portátil i-STAT® (B) e seu layout de tela (C).

O fármaco foi avaliado com relação a farmacocinética a partir das seguintes variáveis:

tempo de anestesia (T.A.) e tempo de recuperação da anestesia (T.R.).

1 Heska Corporation. Cartridge EG7+ ⎯ Abbot Laboratórios do Brasil LTDA, Divisão de Diagnósticos.

38

3.4 Variáveis avaliadas

Foram avaliadas as variáveis fisiológicas: Freqüência respiratória (FR), freqüência

cardíaca (FC), pressão arterial sistólica (PaS) e temperatura retal (TR). Estas avaliações foram

feitas antes (T1) e após (T2) a indução anestésica.

A droga foi avaliada a partir das seguintes variáveis: Tempo de anestesia (T.A.) e

tempo de recuperação da anestesia (T.R.A.).

3.4.1 Freqüência respiratória

A freqüência respiratória foi obtida da observação dos movimentos da parede torácica

e foi registrada no decorrer de um minuto.

3.4.2 Freqüência cardíaca

A freqüência cardíaca foi avaliada através de estetoscopia, sendo registrado o número

de batimentos cardíacos em um minuto (Figura 04).

Figura 04 – Avaliação da freqüência cardíaca através da estetoscopia.

39

3.4.3 Temperatura retal

A temperatura retal foi mensurada pelo uso de termômetro clínico veterinário digital

introduzido no reto do animal, até alcançar o valor máximo estável, sendo seu valor registrado

em graus Celsius (ºC) (Figura 05).

Figura 05 – Aferição da temperatura retal com termômetro clínico veterinário digital, registrando a temperatura em graus Celsius (ºC).

3.4.4 Pressão arterial sistólica

Avaliou-se a pressão arterial sistólica mediante o emprego do Doppler Ultrassonic2,

com o sensor fixado a região da artéria tibial (Figura 06).

2 DOPPLER ULTRASSONIC MODELO811 – B: Parks Medical Eletronics, EUA.

40

A B

Figura 06 – Avaliação da pressão arterial sistólica através Doppler Ultrassonic modelo 811-B (Parks Medical Eletronics, EUA) com o sensor (A) fixado a região da artéria tibial e o leitor da pressão em mmHg (B).

3.4.5 Período de anestesia

O período anestésico compreendeu o período entre o início e o término da sedação,

sendo determinado pela inexistência de resposta reflexa ao pinçamento da pele do animal

(Figura 07).

Figura 07 – Animal durante o período anestésico.

41

3.4.6 Período de recuperação da anestesia

O período de recuperação anestésica (Figura 08) compreendeu o tempo decorrido entre

o início da resposta reflexa ao pinçamento da pele até o retorno para a posição quadrupedal.

Figura 08 – Animal durante o período de recuperação ao levantar a cabeça.

3.4.7 Posologia

A posologia foi obtida a partir da média do volume administrado (mL), da média do

peso dos animais e da concentração da droga estudada (mg/mL). Para isso, utilizou-se a

seguinte expressão numérica:

pCVP )( ×

=

Onde “P” é a posologia (mg/Kg), “V” e “C” o volume aplicado (mL) e a concentração

da droga (mg/mL), respectivamente. O peso (Kg) do animal apresenta-se como “p”.

42

3.5 Tratamento estatístico

A amostra compôs-se de sete animais dos quais foram analisadas as variáveis

fisiológicas: Freqüência respiratória, freqüência cardíaca, pressão arterial sistólica e

temperatura retal, antes e logo após a indução anestésica. As medianas para estas variáveis

foram avaliadas de acordo com o método estatístico não paramétrico através do teste de

Wilcoxon pareado (p<0,05).

Os dados obtidos das variáveis foram expressos, através da estatística descritiva do

programa WinSTAT®3, como média ± desvio padrão.

3 WinSTAT® for Microsoft® Excel, Version 2003.1, Copyright © Robert K. Fitch.

43

4 RESULTADOS E DISCUSSÃO

Os animais apresentaram uma redução significativa na média da freqüência

respiratória após a indução anestésica (Tabela 01). Andaluz et al. (2003) comentam que a

depressão respiratória tem sido observada após administração intravenosa de um bolus de

propofol. Sano et al. (2003) complementam que a depressão e apnéia respiratória têm sido

relatadas como o efeito adverso mais comum associado com a administração de propofol em

humanos, cães e gatos. Afirmam também que a duração e severidade da depressão respiratória

dependem da dose e velocidade de administração. Além disso, Tendillo et al. (1996)

confirmam que o propofol produziu uma depressão ventilatória dependente da dose na infusão

contínua no porco como animal de experimentação. Lewis (1994 apud EPSTEIN et al., 2002),

trabalhando com tigres e leões, relatou limitada experiência com propofol (após imobilização

com medetomidina e cetamina) e notou que a injeção rápida pode causar apnéia temporária e

respiração superficial. De outra maneira, Aguiar et al. (2001) observaram que a infusão de

0,2-0,4 mg/Kg/minuto de propofol produziu uma depressão respiratória dose-dependente em

cães pré-medicados com metotrimeprazina.

Oku et al. (2003), fazendo observações clínicas durante a indução e recuperação da

anestesia com xilazina-midazolam-propofol em cavalos, relataram que a freqüência

respiratória diminuiu após indução anestésica e os cavalos mostraram pressão arterial parcial

de dióxido de carbono (PaCO2) em torno de 60 mmHg durante o decúbito lateral. A PaCO2

44

durante o decúbito lateral foi levemente mais alta que os valores normais em vigília. Visto

que a PaCO2 não tem aumentado marcadamente, tal hipoxemia foi presumida ser resultado

das anormalidades de ventilação/perfusão causadas pela postura de decúbito ao invés da

hipoventilação. Em um estudo com o uso de propofol-isoflurano-morfina para anestesia geral

de longa duração em bezerros, Alves et al. (2003) comentam que o aumento da PaCO2

ocorrido até nove horas de anestesia, quando se iniciou sua redução, era previsto, uma vez que

a morfina foi incluída no protocolo anestésico, a qual tem essa propriedade. Esse aumento

resultou, como conseqüência, em elevação do bicarbonato. Neste presente trabalho com

catetos, a média da pressão venosa parcial de CO2 (PvCO2) foi de 43,03 ± 14,63 mmHg e a

concentração de íons bicarbonato (HCO3) foi de 12,43 ± 3,05 mmHg (Tabela 02). Errando et

al. (1998), trabalhando com porcos em um modelo experimental de hipovolemia aguda,

apresenta PaCO2 de 41,7 ± 6,3 mmHg e HCO3 de 26,9 ± 1,6 mmHg, em grupos

normovolêmicos. Tendillo et al. (1996), em seus resultados com a administração de 9

mg/Kg/h de propofol em porcos como animais de experimentação, relata que após 5 minutos

a PaCO2 foi de 43,0 ± 2,2 mmHg. Trabalhando com cães pré-medicados com

metotrimeprazina e anestesiados com propofol, seguindo da infusão de 0,2 mg/Kg/minuto,

Aguiar et al. (2001) descrevem uma PaCO2 após cinco minutos de 41,4 ± 4,3 mmHg e após

10 minutos de 39,3 ± 2,8 mmHg. Kadoi et al. (2003) mostraram uma PaCO2 de 35 ± 8 mmHg

após a indução anestésica com propofol e antes do procedimento cirúrgico de derivação

cardiopulmonar em pacientes humanos. Nieuwenhuijs et al. (2001), comentam que o propofol

pode afetar a respiração em locais periféricos, em locais centrais, ou em ambos locais e, de

acordo com Thibaut et al. (2002), pode afetar a resposta do paciente a pressão de CO2.

45

Tabela 01 – Medianas das variáveis fisiológicas obtidas nas aferições em catetos (Tayassu tajacu, Link 1795), para os dois tratamentos estudados. Mossoró, 2004.

Medianas Tratamentos

FR (mpm) FC (bpm) T(ºC) PaS (mmHg)

T1 40a 156a 38,2a 150a

T2 32b 148a 39,2b 120a

p 0,018* 0,076ns 0,018* 0,116ns

Medianas seguidas pela mesma letra não diferem entre si pelo Teste de Wilcoxon pareado (p<0,05*).

A saturação de oxigênio ligado à hemoglobina esteve no primeiro momento em 64,00

± 25,04% para os catetos anestesiados (Tabela 02). Kadoi et al. (2003), trabalhando com

pacientes humanos, observaram uma saturação venosa jugular de oxigênio ligado à

hemoglobina após a indução anestésica com propofol e antes do procedimento cirúrgico de 59

± 7%. Errando et al. (1998) apresenta saturação arterial de oxigênio (SaO2) em porcos

normovolêmicos de 99,6 ± 0,8%. Haskins (1996 apud SOUZA et al., 2002) observou uma

saturação de oxi-hemoglobina próxima ao esperado de 95%. A pressão venosa parcial de

oxigênio (PvO2) em catetos foi de 53,86 ± 21,04 mmHg. Tendillo et al. (1996) relatam que a

pressão arterial de oxigênio (PaO2) em porcos foi de 79,8 ± 6,7 mmHg (média ± erro padrão)

após 5 minutos da infusão de 9 mg/Kg/hora de propofol, e Oku et al. (2003) apresentam uma

PaO2 de 58,1 ± 10,9 mmHg após um minuto da indução com propofol-xilazina-midazolam em

cavalos. Aguiar et al. (2001) descrevem que a PaO2 de cães pré-medicados com

metotrimeprazina e anestesiados com propofol foi de 254,3 ± 33,1 e 250,3 ± 21,2 mmHg após

cinco e 10 minutos da indução anestésica, respectivamente.

46

Tabela 02 – Média e desvio padrão das variáveis de gasometria em catetos (Tayassu tajacu, Link 1795) anestesiados com propofol. Mossoró, 2004.

Variáveis gasométricas Média ± DP

pH 7,02 ± 0,10

pCO2 43,03 ± 14,63

pO2 53,86 ± 21,04

BEecf -18,43 ± 4,12

HCO3 12,43 ± 3,05

TCO2 13,71 ± 2,98

SO2% 64,00 ± 25,04

Na 148,29 ± 3,59

K 4,10 ± 0,41

iCa mmol/L 1,36 ± 0,04

HCT 44,71 ± 3,04

Hb 15,29 ± 1,11 Valores com média ± desvio padrão. Potencial de hidrogênio (pH), pressão parcial de dióxido de carbono (pCO2), pressão parcial de oxigênio (pO2), Excesso de base (BEef), concentração do íon bicarbonato (HCO3), concentração sérica total de dióxido de carbono (TCO2), saturação de oxigênio ligado à hemoglobina (SO2), concentração sérica de sódio (Na), concentração sérica de potássio (K), concentração de cálcio intracelular (iCa), hematócrito (Ht), e hemoglobina (Hb). Análise realizada através do uso de um aparelho analisador clínico portátil i-STAT®.

As médias da freqüência cardíaca e da pressão arterial sistólica não apresentaram

diferença significativa depois da indução anestésica com propofol em catetos (Figuras 10 e

11). No entanto, houve numericamente uma redução em ambos parâmetros. Igualmente, Zhou

et al. (1997) mostraram que o uso clínico do propofol está associado em alguns relatos com

efeitos cardiovasculares adversos, incluindo decréscimo no débito cardíaco e pressão arterial

sangüínea. Ririe et al. (2001) relatam que a depressão cardiovascular tem sido descrita em

adultos e crianças recebendo propofol. Buljubasic et al. (1996) comentam que os anestésicos

intravenosos causam vários graus de depressão cardiovascular in vivo e in vitro. Essas

47

diferenças na depressão cardiovascular podem resultar de seus efeitos diferenciais na

resistência vascular sistêmica, capacitância venosa, sistema nervoso autônomo, e coração.

Yoo et al. (2003) apresentam em seus resultados que a pressão sanguínea sistólica e

diastólica, além da freqüência cardíaca, foram aumentadas significativamente após intubação

em grupos de pacientes que receberam propofol isoladamente e propofol-cetamina. Pagel et

al. (1998 apud OUATTARA et al., 2001), observaram que os efeitos cardíacos não foram

aumentados in vivo e em cães com cardiomiopatia dilatada. Muitos estudos in vitro em várias

espécies de mamíferos, incluindo em humanos, concluíram que o propofol é desprovido de

efeitos significativos nas propriedades miocardiais intrínsecas, ao menos dentro das

concentrações terapêuticas. Sano et al. (2003) comentam que a administração de propofol

induz a mudanças menores na função cardiovascular que os barbitúricos em humanos, cães e

gatos. Segundo eles, diversos relatos têm mostrado que a depressão cardiovascular como a

hipotensão aparece devido à depressão média miocardial e dilatação periférica vascular.

Houve um aumento significativo na média da temperatura retal após a indução da

anestesia com propofol (Figura 12). Em seu trabalho com emas, Araújo (2002) comenta que

esta alteração pode ser atribuída ao estresse causado durante a contenção física já que o tempo

de anestesia não foi o suficiente para causar uma diminuição na temperatura retal como

encontrada por alguns autores. Ao contrário, Robertson et al. (1992 apud THIBAUT et al.,

2002) reportam que a temperatura retal diminuiu significativamente em cães Galgos tratados

com infusão contínua de propofol e também em cães de outras raças pré-medicados com

acepromazina e atropina.

O período de anestesia foi de 20,3 ± 7,54 minutos (Tabela 03). Thibaut et al. (2002),

trabalhando com cães, apresentou um período de anestesia cirúrgica de 12,3 ± 1,89 minutos

para um grupo de animais que recebeu acepromazina-atropina-propofol e 25,2 ± 1,78 minutos

48

para outro que recebeu xilazina-atropina-propofol (média ± erro padrão). Em seu estudo com

emas, Araújo (2002) obteve em seus resultados um tempo de anestesia médio de 2 minutos e

59 segundos.

No presente estudo com catetos, foi observado movimentos de pedalagem durante o

período de anestesia. Bergamasco et al. (2003) comentam que um aumento no fluxo

sangüíneo cerebral regional no cerebelo pode estar relacionado a um aumento inicial no tônus

muscular e movimentos de solavancos freqüentemente vistos em estágios iniciais da anestesia

geral induzida pelo propofol. Igualmente, Sano et al. (2003) reportam diversos casos em

humanos demonstrando excitação e movimentos espontâneos (mioclonias), incluindo

opistótono, flexão muscular, agitação, atos de sacudir, movimentos de extensão e convulsões

generalizadas, ocorrendo durante e após a administração de propofol. Complementando, Oku

et al. (2003) apresentam que as causas de excitação, atividade mioclônica e movimentos de

membros que aparecem após a administração do propofol continuam desconhecidas, embora

atividades mioclônicas em cães e cabras foram relatadas ser manifestações de excitação

relacionada à fase leve de anestesia.

Os animais levaram 6,51 ± 3,13 minutos para se recuperarem da anestesia, sem sinais

de excitação ou reações de desconforto (Tabela 03). Segundo Araújo (2002), o tempo de

recuperação da anestesia em emas foi de 7 minutos e 51 segundos. Thibaut et al. (2003),

trabalhando com cães, apresentou um período de recuperação anestésica de 4,5 ± 0,63

minutos para um grupo de animais que recebeu acepromazina-atropina-propofol e 10,1 ± 0,98

minutos para outro que recebeu xilazina-atropina-propofol (média ± erro padrão).

49

Tabela 03 – Média e desvio padrão do período de anestesia e do tempo de recuperação anestésica do propofol administrado em catetos (Tayassu tajacu, Link 1795). Mossoró, 2004.

Características Média ± DP

Período de anestesia 20,30 ± 7,54 minutos

Recuperação da anestesia 6,51 ± 3,13 minutos Valores com média ± desvio padrão.

A posologia encontrada para a indução anestésica em catetos foi de 7,48 ± 0,66

mg/Kg. Este dado é compatível com as doses utilizadas por Thibaut et al. (2002) e Batista et

al. (2000) em cães; Aono et al. (2001) e Shin et al. (1993) em coelhos; Ramsey et al. (1993),

Cruz et al. (1999), Graham et al. (1998) e Tendillo et al. (1996) em porcos; Sano et al. (2003)

em cães e gatos; Setoyama et al. (2003) em cabras; e Weaver et al. (2001) em ovelhas.

Freq

üênc

ia re

spira

tória

(M

ovim

ento

s por

min

uto)

40a T1

T2 32b

Tratamento

Figura 09 – Valores medianos da freqüência respiratória obtidos para os dois

tratamentos em catetos (Tayassu tajacu, Link 1795) sob efeito anestésico. Teste de Wilcoxon pareado (p<0,05). Mossoró, 2004.

50

Freq

üênc

ia c

ardí

aca

(Bat

imen

tos p

or m

inut

o)

156a T1

T2

148a

Tratamento

Figura 10 – Valores medianos da freqüência cardíaca obtidos para os dois tratamentos

em catetos (Tayassu tajacu, Link 1795) sob efeito anestésico. Teste de Wilcoxon pareado (p<0,05). Mossoró, 2004.

Pres

são

arte

rial s

istó

lica

(mm

Hg)

150a T1

T2 120a

Tratamento

Figura 11 – Valores medianos da pressão arterial sistólica obtidos para os dois

tratamentos em catetos (Tayassu tajacu, Link 1795) sob efeito anestésico. Teste de Wilcoxon pareado (p<0,05). Mossoró, 2004.

51

Tem

pera

tura

reta

l (G

raus

Cel

sius

)

39,2b T1

T2

38,2a

Tratamento

Figura 12 – Valores medianos da temperatura retal obtidos para os dois

tratamentos em catetos (Tayassu tajacu, Link 1795) sob efeito anestésico. Teste de Wilcoxon pareado (p<0,05). Mossoró, 2004.

52

5 CONCLUSÃO

O propofol mostrou-se ser seguro para os catetos na posologia de 7,48 ± 0,66 mg/Kg,

sendo compatível com as posologias utilizadas para a indução anestésica em outras espécies.

Este fármaco não alterou de forma deletéria os parâmetros fisiológicos avaliados e

pode ser utilizado em dose única para pequenas manipulações.

O propofol pode ser considerado um fármaco de eleição na prática anestésica de

catetos.

53

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Ficha catalográfica preparada pelo setor de classificação e catalogação da Biblioteca “Orlando Teixeira” da ESAM

L732a Lima, André Luiz Barbosa de.

Avaliação do propofol na anestesia de catetos (Tayassu tajacu, Link 1795) / André Luiz Barbosa de Lima – Mossoró: 2004.

61f.: il. Monografia (Graduação em Medicina veterinária), Escola Superior de Agricultura de Mossoró/ESAM. Orientadora: M.Sc. Valéria Veras de Paula

1.Anestesia 2.Tayassu tajacu 3.Propofol. I. Título

CDD 615.781