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Tlamati Sabiduría, Volumen 7 Número Especial 2 (2016)
4° Encuentro de Jóvenes Investigadores – CONACYT 11° Coloquio de Jóvenes Talentos en la Investigación
Acapulco, Guerrero 21, 21 y 23 de septiembre 2016
Memorias
Efecto de un biofertilizante encapsulado a base de FischerellaSp. sobre
un cultivo de Ocimumbasilicum.
Jorge Octaviano Gómez Castrejón.
Universidad Autónoma de Guerrero.
Unidad Académica de Ciencias ambientales.
Programa de Verano DELFIN.
Área en la que participa: VI Biotecnología y Ciencias Agropecuarias.
Dra. Ma. Nieves Trujillo Tapia.
Profesor-Investigador de la Universidad del Mar, Campus Puerto Ángel
Co-Asesor: Dr. Eustacio Ramírez Fuentes.
Profesor-Investigador de la Universidad del Mar, Campus Puerto Ángel.
Resumen
Como se sabemos losfertilizantes químicos son nocivos para la salud y el ambiente, es cierto
queaumentan la productividad agrícola en los primeros años que se usan, sin embargo, esta no se
sostiene por mucho tiempo. Hace unos cuantos años se comenzó por implementarproductos
tecnológicos elaborados con microorganismos benéficos que promueven el crecimiento de las
plantas y les pueden proporcionar nutrientes sin afectar ni alterar los ecosistemas, a estos
productos se les denomino biofertilizantes. Hoy en día se busca que estos biofertilizantes
perduren más tiempo en el suelo y se pueda aprovechar mayormente sus beneficios, ya que estos
microorganismos estando en el suelo mueren rápido debido a que son el primer eslabón en la
cadena trófica. En la presente investigación se bioencapsulo a Fischerellasp y se aplicóen tres
diferentes dosis (T1= 8 g, T2= 15 g, T3= 20 g) a un cultivo de Ocimumbasilicum (albahaca) para
analizar el efecto que producía; previo a la aplicación del biofertilizante se realizó una
caracterización al suelo utilizado. El cultivo se monitorio por 5 semanas (muestreos) en los
cuales se determinó: amonio, nitratos, nitritos y actividad enzimática en el suelo, además de
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tomar la atura y numero de hojas de la planta. En el último muestreo se incluyó la determinación
de clorofila, proteínas, peso fresco y peso seco. Se obtuvo como resultado que el tratamiento con
mayor beneficio fue el tratamiento 1 (8 g de bioencapsulados), aunque las diferencias no fueron
significativas entre los tratamientos y el control. En base a los resultados se concluye que el suelo
utilizado es muy fértil con gran proporción de materia orgánica y el que efecto del biofertilizante
en el cultivo al ser mínimo no es conveniente aplicarlo en este tipo de suelos, ya que no hay
necesidad de adicionarle nutrientes.
Palabras Clave: Encapsulados, Fischerellasp, biofertilizante, determinación, tratamientos.
Introducción
La FAO menciona que dos de los principales retos a vencer en un futuro son la
eliminación del hambre y la pobreza del mundo. Sin embargo, la demanda de alimentos en el
mundo aumenta, mientras que los dos recursos primordiales en agricultura, el suelo y el agua se
pierden rápidamente. Es fundamental que la agricultura sea una actividad que pueda realizarse
por muchos años, es por ello que debe incorporarse al desarrollo sustentable, es decir, que no
agote los recursos naturales de los que depende, que genere buenos rendimientos e ingresos a los
productores para que tenga beneficios sociales y económicos, que produzca alimentos de calidad
y que no tenga efectos negativos en el ambiente.
En 1940, surge en Estados Unidos un modelo de producción, llamado Revolución Verde. Es un
modelo de agricultura intensiva que tiene la finalidad de aumentar los rendimientos de los
cultivos, en el que se siembran monocultivos y se usan insumos agrícolas como los fertilizantes
químicos, plaguicidas y herbicidas. Es verdad que los fertilizantes químicos y en general, los
insumos agrícolas, aumentan la productividad agrícola en los primeros años que se usan, sin
embargo, se sabe que la productividad no se sostiene por mucho tiempo, además de ser nocivos
para la salud y el ambiente (Sagarpa, Cofupro, Unam, 2013).
Tras varios años de investigación se descubrió que existen microorganismos que viven en el
suelo que tienen la habilidad de promover el crecimiento de las plantas porque proporcionan
nutrientes como nitrógeno, fósforo y hierro. El proceso por el que los microbios pueden asimilar
el nitrógeno gaseoso de la atmósfera se llama Fijación biológica de nitrógeno y es una versión
natural de la producción industrial de fertilizantes. De esta manera es como surgen los
biofertilizantes que pueden definirse como: Productos tecnológicos elaborados con
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microorganismos benéficos que promueven el crecimiento de las plantas y les pueden
proporcionar nutrientes (Sagarpa, Cofupro, Unam, 2013).
Un grupo de científicos de la Universidad del Mar campus Puerto Ángel, desarrolla
investigaciones desde hace ocho años sobre un consorcio de cianobacterias que tienen
propiedades de incorporar nutrientes y acondicionar el suelo para que sea fértil, además de que
son capaces de remover contaminantes (Martínez Rosales, 2015). Entre las cianobacterias
estudiadas por estos científicos se encuentra Fischerellasp, capaz de fijar nitrógeno atmosférico y
convertirlo en nitrógeno asimilable para la planta; sin embargo, el ciclo de vida de esta
cianobacteria es muy corto, lo que dificulta aprovechar al 100% su capacidad de biofertilizar el
suelo. Es por ello que se estudió una manera de prolongar la vida de estas cianobacterias; después
de varios experimentos se logró encapsularlas en Alginato de sodio, un polímero empleado en la
industria alimenticia para encapsular lactobacilos y otros organismos.
En la presente investigación se busca bioencapsular en Alginato de sodio a Fischerellasp para
conocer cuál es el efecto que tiene sobre un cultivo y en el suelo, asi mismo, identificar qué dosis
de estas cianobacterias contribuyen más al desarrollo de la planta.
Materiales y Métodos.
Elaboración de los Bioencapsulados.
Lo primero que se llevó a cabo fue la bioencapsulacion de Fischerellasp en Alginato de
Sodio: Se comenzó por diluir 20 g de Alginato de sodio en 1L de agua destilada sobre un agitador
eléctrico, después se le agrego un inoculo de Fischerellasp al 1% que fue tomada de las colonias
que se tiene en la Umar. Para encapsular se colocó la solución de Alginato con el inoculo en un
embudo de separación y este fue puesto en un soporte universal, la mezcla se dejó caer gota por
gota sobre una solución de cloruro de Calcio al 10% y ahí se formaron las perlas. Una vez
formadas las perlas se lavaron tres veces en agua destilada y se colocaron en matraces Elenmeyer
para después agregarle medio de cultivo BG11° y transportarlas al cepario de la universidad para
dejarlas en aireación durante 10 días.
Preparación del ensayo de invernadero y Caracterización del Suelo.
Se acondiciono una parte del invernadero que permitiera condiciones favorables para el
desarrollo del cultivo, en total se acondicionaron 12 macetas con 3 plántulas de
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Ocimumbasilicum c/u de aproximadamente 20 días de germinación. Se optó por tener 4
tratamientos (donde uno seria el blanco del experimento) con 3 repeticiones cada uno.
Para poder realizar la caracterización de suelo fue necesario poner a secar una cierta cantidad de
suelo al ambiente, después se tamizo a 2 mm y se llevó a laboratorio para realizar la
caracterización, la cual consistió en los análisis siguientes: potencial de Hidrogeno(Cepeda D., J.
M, 1991) Humedad relativa (Kramer J., P., 1989), conductividad eléctrica(Honorato P., R.,
1993), densidad real, aparente y espacio poroso (Ortiz y Ortiz, 1984), textura (mediante las tablas
mussell) materia organica (Metodo AS-07, de Walkley y Black), capacidad de intercambio
catonico (Metodo AS-12, con acetato de Amonio; NOM-021-RECNAT-2000), amonio, nitratos,
nitritos y fosforo ( Harta et al., 1994). La caracterización del suelo sirvió como un muestreo cero
y a partir de estos resultados poder determinar el efecto del biofertilizante sobre el cultivo.
Aplicación del biofertilizante encapsulado en el cultivo de Ocimumbasilicum.
Pasados 10 días de la encapsulación de Fischerellasp, se le retiro la aireación y se llevó al
laboratorio para determinar las dosis a utilizar en cada tratamiento (tabla 1). Se comenzó con una
dosis de 8 g debido a que en experimentos anteriores esta cantidad de Fischerellaspmostro
cambios interesantes sobre un cultivo de chile.
Tabla 1. Cantidad de bioencapsulados a utilizar para los diferentes tratamientos.
Tratamiento T0 T1 T2 T3
Dosis (g) Control 8 15 20
Fuente: Elaboracion propia
El día 01 de julio se le colocaron los bioencapsulados al cultivo, se le mido la altura y se le
contabilizo el número de hojas. A partir de la aplicación del biofertilizante se calendarizaron 5
muestreos (tabla 2).
Tabla 2.Calendarizacion de los muestreos a realizar.
Muestreo. Aplicación del
biofertilizante
Semana 1 Semana 2 Semana 3 Semana 4 Semana 5
Fecha. 01 de Julio 11 de Julio 18 de Julio 25 de Julio 01 de Agosto 08 de Agosto
Fuente: Elaboración Propia.
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Para determinar los efectos del biofertilizante encapsulado, en cada muestreo se tomaban en total
25 g de suelo por muestra, los cuales eran transportados al laboratorio. Para obtener los extractos
de muestras y así poder realizar los análisis correspondientes, fue necesario pesar 20 g de suelo
por muestra y agregarles 80 ml de sulfato de Potasio, se mantuvieron en agitación por 30 minutos
(en un agitador eléctrico) y al final se colocaron a filtrar, quedando solamente el extracto de
suelo. Los análisis que se les hizo después fueron: determinación de amonio, nitratos y nitritos
(Hart et al., 1994). Aunado lo anterior, se determinó la actividad enzimática mediante la técnica
de hidrolisis de diacetato de Fluoresceína (DAF), la cual consistió en pesar 2 g de suelo por
muestra y depositarlos en tubos falcón de 50 ml, luego fueron agregados 40 ml de un buffer de
fosfatos para después agitarlos en un vortex por 1min aproximadamente, una vez agitados se les
agrego 100 µm de DAF y se colocaron en baño maría a una temperatura de 30°C por 1 hora. Una
vez fuera del baño maria se le agregaron 2 ml de acetona y se colocaron acentrifugar a 8000 rpm
durante 10 min, por último se tomó una alícuota de 5 ml y se leyó en el espectrofotómetro a una
absorbancia de 490nm.
En el muestreo 5 además de analizar al suelo, se aplicaron dos técnicas más para ver el efecto del
biofertilizante en el cultivo: clorofila y proteínas. Para poder realizar estas técnicas fue necesario
sacrificar una muestra por tratamiento, se determinó peso fresco de cada planta, después se tomó
0.3 g de hojas para clorofila (Mackinney, 1941) y 1 g de hoja para proteínas (Lowry, 1951).
Resultados
Caracterización de Suelo.
El suelo trabajado mantiene un pH neutro lo cual es un buen indicador para el desarrollo de la
planta y la adaptación de Fischerellasp. La Capacidad de Intercambio Catonico (CIC) nos dice
que este suelo pertenece al grupo de las micas hidratadas o al grupo de las clorofitas; con lo que
respecta a la reserva nutrimental se considera que esta es abundante cuando la CIC es mayor de
25 Cmol (+)Kg-1 de suelo y en cuanto a fertilidad nos indica que está en la clase de muy alta
(NOM-021-RECNAT-2000). La materia orgánica juega un papel muy importante en la
aportación de nutrientes, en este caso al no ser un suelo volcánico el porcentaje de materia
orgánica es muy alto (NOM-021-RECNAT-2000) y cuenta con una capacidad de retención de
agua de un 91.3%; a partir del triángulo de textura se determinó que la clase textual es franco-
arenoso (tabla 3).
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Tabla 3.Caracterización físico-química del suelo.
Fuente: Elaboración Propia.
Efecto del Biofertilizante Encapsulado en el suelo.
La concentración de amonio durante el periodo de muestreo en todos los tratamientos estuvo muy
variado (Figura 1); el tratamiento 1 (8 g) y el tratamiento 3 (20 g) de la semana 1 a la semana 4
se incrementaron las cantidades de amonio, pero en la semana 5 dieron una disminución
significativa; el tratamiento 2 (15 g) se mantuvo estable en la semana 1 y 2, la máxima
concentración que tuvo fue la semana 4. Todos los tratamientos en la mayoría de los muestreos se
mantuvieron por debajo del control, los cual indica que el amonio aportado por Fischerellasp. fue
escaso o mínimo.
AMONIO
1ra 2da 3a 4a 5a
SEMANA
-10
0
10
20
30
40
50
60
70
NH
4+
(mg
/kg
)
Control
8 g
15 g
20 g
Figura 1. Concentración de Amonio en cada tratamiento durante el periodo de monitoreo.
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La concentración de nitratos (Figura 2) en el tratamiento 1 fue variable durante el periodo de
muestreo teniendo una mayor concentración en la semana 5, el tratamiento 2 (15 g) fue inestable
y disminuyendo conforme al tiempo, el tratamiento 3 (20 g) fue el que tuvo mayor concentración
de nitrato durante la semana 3 y para la semana 5 tuvo una disminución significante. Los tres
tratamientos se mantuvieron por arriba del control en algunas semanas, sin embargo las
diferencias no fueron significativas.
NITRATOS
1a 2a 3a 4a 5a
SEMANA
6
8
10
12
14
16
18
20
NO
3 (
mg
/kg
)
Control
8 g
15 g
20 g
Figura 2. Concentración de
Nitratos por tratamiento en cada muestreo. .
La concentración de nitritos (Figura 3) tuvo un comportamiento similar en el control y los
tratamientos con Bioencapsulados. En la semana 2 tanto los tratamientos como el control
tuvieron un aumento considerable de nitritos, siendo el tratamiento 1 el que más destaco. Para la
semana 3 y 4 las concentraciones disminuyeron y por último en la semana 5 el tratamiento 1 (8
g) fue el que alcanzo un mayor número de nitritos, aunque la concentración no presentó
diferencias significativas.
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NITRITOS
1a 2a 3a 4a 5a
SEMANA
-1
0
1
2
3
4
5
6
7
8
9
10
11
NO
2 (m
g/k
g)
Control
8 g
15 g
20 g
Figura 3. Concentración de nitritos en cada tratamiento durante el periodo de monitoreo. .
En cuanto a la actividad enzimática DAF (Figura 4) que hubo durante los muestreo, se puedo
observar que en el control y en el tratamiento 1 (8 g) hubo una mayor actividad (poner valores) y
fue significativamente mayor que el tratamiento 3 y 4 (15 y 20 g respectivamente). En todos los
tratamientos la actividad enzimática disminuyó de la semana 1 a la 3, pero a partir de la semana 3
la actividad enzimática fue incrementando hasta la semana 5.
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Actividad Enzimatica DAF
1a 2a 3a 4a 5a
SEMANA
0.10
0.15
0.20
0.25
0.30
0.35
0.40D
AF
(u
g/m
g)
Control
8 g
15 g
20 g
Figura 4. Actividad Enzimática determinada en cada tratamiento durante las 5 semanas de
muestreo.
Efecto del Biofertilizante encapsulado en el cultivo de Ocimumbasilicum.
Con relación al crecimiento de las plantas (Figura 5), se pudo observar claramente que el control
y el tratamiento 1(8 g) son los que alcanzaron una mayor altura (6.7 y 6.9 respectivamente)) y un
mayor número de hojas (8 y 9 hojas), y fueron significativamente diferentes al tratamiento 2 y 3.
Los tratamiento 2 y 3 quedaron muy abajo en cuanto altura (4.8 y 5 respectivamente) y en el
número de hojas; entre ellos presentaron un comportamiento muy similar.
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Figura 5. Altura y numero de hojas de la planta en cada tratamiento durante el periodo de
monitoreo.
En cuanto al peso fresco y seco se refiere (Tabla 4), las plantas del tratamiento 1 (8 g)
presentaron un mayor peso fresco (1.2 g) y peso seco (0.09) con respecto al control y a los
tratamientos 2 y 3; las diferencias son significativas. Las plantas del tratamiento 2 (15 g)
presentaron los valores más bajos en ambos parámetros: peso fresco 0.68 g y peso seco 0.04 g,
respectivamente.
Tabla 4. Peso fresco y seco de las muestras del cultivo en gramos.
Tratamiento. Peso Fresco (g) Peso Seco (g)
Control 1.1131 0.0758
8 g 1.2666 0.0938
15 g 0.6825 0.0488
20 g 0.8253 0.0677
Fuente: Elaboración Propia.
La concentración de clorofila “A”, “B” y Total en las hojas de las plantas en el tratamiento 1 y en
el control (Tabla 5), fueron mayores con respecto a los tratamientos 2 y 3. El tratamiento 3 (20 g)
presentó los valores más bajos y fue 1.4 veces menor con respecto al tratamiento 1 (8 g).
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Tabla 5. Determinación de la Clorofila “A”, “B” y Totalconcentrada en las hojas de las muestras
por tratamiento.
Fuente: Elaboración Propia.
En cuanto a proteínas se puede observar (figura 6) que el tratamiento 1 fue el que mayor
concentración obtuvo (845.2816 mg/g), seguido del control (597.5656). Los tratamientos 2 y 3
quedaron significativamente por debajo delos demás (245.2584 y 393.888 respectivamente).
Figura 6. Concentración de proteínas en la planta por tratamiento.
0
100
200
300
400
500
600
700
800
900
mg/
gr
Tratamientos.
Concentración de Proteinas.
T0
T1
T2
T3
Tratamiento Clorofila A (g) Clorofila B (g) Clorofila T (g)
Control 0.0034 0.0036 0.0070
8 g 0.0035 0.0037 0.0072
15 g 0.0023 0.0031 0.0053
20 g 0.0019 0.0029 0.0049
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Discusión y Conclusiones
La manera de desarrollo de las plantas es muy variada y va depender en gran medida del
suelo en cual se encuentre, por lo cual es muy importante que al momento de cultivar se
conozcan las características del suelo para poder plantear una hipótesis de lo que se espera en el
desarrollo del cultivo, y de ser una hipótesis negativa, ver las opciones para acondicionar y/o
mejorar nuestro suelo. En el caso del ensayo de invernadero, se pudo identificar que el suelo
utilizado era muy fértil y rico en materia orgánica(esto se afirmó con las pruebas de
laboratorio)por lo cual no necesito de algún nutriente y presto las condiciones óptimas para que el
cultivo se desarrollara sin problemas. Al depositar los encapsulados de Fischerellasp sobre este
suelo se pensaba que brindaría un mayor número de concentración de nitrógeno para que la
planta lo adsorbiera, ya que se sabe que esta cianobacteria es una gran fijadora de este elemento
químico, sin embargo, por alguna razón Fischerellasp no fue capaz de fijar cantidades suficientes
de nitrógeno que pudiera separar a los tratamientos del control; podemos decir que al estar en un
suelo que no carece de nutrientes esta cianobacteria no se estimuló a fijar nitrógeno y se mantuvo
en un reposo constante o tal vez hubo algún otro factor ajeno que pudo intervenir en el proceso
de fijación.
En base a los resultados obtenidos durante toda la estancia de verano, podemos concluir que se
logró encapsular de manera exitosa a Fischerellasp dando buenas perspectivas para prolongar la
vida de la cianobacteria; el suelo que se caracterizó y se utilizó durante el experimento es muy
fértil y cuenta con una gran proporción de materia orgánica, facilitando los nutrientes necesarios
para el desarrollo del cultivo. En cuanto el efecto que produjo el biofertilizante en el cultivo de
Ocimumbasilicum se obtuvo: en el suelo FischerellaSpfijo cantidades mínimas de nitrógeno
comparadas con el control, siendo el tratamiento 1 (8 g de encapsulado) el que sobresalió en la
mayoría de las pruebas y por arriba del control; en la planta, de la misma manera fue el
tratamiento 1 el que resaltó sobre los demás tratamientos ya que tuvo un mayor peso fresco, peso
seco y una mayor cantidad de clorofila, siendo el único por arriba del control. Sin embrago las
diferencias entre los tratamientos y el control no son significativas, por lo tanto no hay necesidad
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de agregar biofertilizante cuando se cultiva en este tipo de suelo, aunque si se considera utilizar
algún tratamiento este debería de ser el tratamiento 1.
Cabe mencionar que el suelo que se utilizo fue un suelo muy fértil, esto pudo intervenir en la
fijación de nitrógeno por parte de Fischerellasp. Con este experimento terminado, se sugiere
realizar pruebas con lasmismas dosis del biofertilizante encapsulado, solo que ahora se utilice un
suelo carente de nutrientes y en condiciones poco fértiles.
Agradecimientos
Sin duda alguna, las estancias de verano refuerzan los conocimientos adquiridos en clase y te
ayudan a desarrollar tus capacidades como investigador. Este segundo verano DELFIN me deja
un gran número de conocimientos que aplicare y desarrollare en mi entorno académico y en un
futuro en mi entorno laboral. Agradezco al programa DELFIN por hacerme participé de este XXI
Verano de InvestigaciónCientífica y Tecnológica del Pacifico.A la Dra. Ma. Nieves Trujillo
Tapia y al Dr. Eustacio Ramírez fuentes por haberme aceptado en su equipo de trabajo y por todo
el apoyo brindado durante toda la estancia. A mis compañeros de verano por la ayuda y el apoyo
para desarrollar mi proyecto; pero sobre todo agradezco a mis padres y familiares que me
brindaron la confianza y las herramientas necesarias para que yo pudiera desarrollar mi verano
de investigación.
Referencias
Aguirre G., A. (1993) Química de los suelos salinos y sódicos. Universidad Nacional Autónoma
de México.
Cepeda D., J.M. (1993) Química de suelos. México, Trillas.
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Lowry O. H., Rosenbrough N.J., Farr A. L. y Randall R. J. (1951).
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Mackinney (1941).Absorption of light bychlorophyllsolutions. Journal of BiologicalChemistry
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Martínez Rosales, (2015). Bioencapsulados de cianobacterias para mejorar su uso como
biofertilizantes en el suelo. Tesis de doctorado. Universidad de Mar, campus Puerto Angel.
Ortiz V.,B, y Ortiz S., C. A (1984) Edafología. Ed UACH, México.
Porta C., J.; López A., M y Roquero C. (1994) Edafología. Ediciones Mundi-Prensa
Sagarpa, Cofupro, Unam, (2013). Manual teórico-práctico: Los Biofertilizantes y su uso en la
Agricultura, Editorial Prado S. A. de C. V. Tehuantepec no. 34, Col. Roma Sur, México, D.F.; 5,
17-23pp.
S. C. Hart, M. J. Stark, E. A. Davidson, and M. K. Firestone. “Nitrogen Mineralization,
Immobilization and Nitrification,” in Methods of Soil Analysis. Part 2. Microbiological and
Biochemical Properties, S. H. Mickelson Ed. Soil Science Society of America, Inc. USA, 1994,
pp. 985-1018.