Projeto de MonitoraMento da avifauna eM unidades de Conservação federais
do BioMa Caatinga
Projeto de MonitoraMento da avifauna eM unidades de Conservação federais
do BioMa Caatinga
ProtoCoLo CeMave
PROTOCOLO CEMAVE Projeto de Monitoramento da Avifauna em
Unidades de Conservação Federais do Bioma Caatinga
REPÚBLICA FEDERATIVA DO BRASIL
PresidenteDILMA VANA ROUSSEFF
Vice-PresidenteMICHEL MIGUEL ELIAS TEMER LULIA
MINISTÉRIO DO MEIO AMBIENTE
MinistraIZABELLA MÔNICA VIEIRA TEIXEIRA
INSTITUTO CHICO MENDES DE CONSERVAÇÃO DA BIODIVERSIDADE
PresidenteROBERTO RICARDO VIZENTIN
Diretor de Pesquisa, Avaliação e Monitoramento da BiodiversidadeMARCELO MARCELINO DE OLIVEIRA
CENTRO NACIONAL DE PESQUISA E CONSERVAÇÃO DE AVES SILVESTRES
CoordenadorJOÃO LUIZ XAVIER DO NASCIMENTO
Coordenadora Projeto de Monitoramento CaatingaCAMILE LUGARINI
Centro Nacional de Pesquisa e Conservação de Aves Silvestres - CEMAVECaixa Postal nº 110 / Agência Intermares - CEP: 58.310-971 – Cabedelo/PB.
Telefone (83) 3245-5001 - Email: [email protected]
MINISTÉRIO DO MEIO AMBIENTEINSTITUTO CHICO MENDES DE CONSERVAÇÃO DA BIODIVERSIDADE
DIRETORIA DE PESQUISA, AVALIAÇÃO E MONITORAMENTO DA BIODIVERSIDADECENTRO NACIONAL DE PESQUISA E CONSERVAÇÃO DE AVES SILVESTRES
PROTOCOLO CEMAVE Projeto de Monitoramento da Avifauna em
Unidades de Conservação Federais do Bioma Caatinga
Janeiro2014
AUTORES DO PROTOCOLOCamile LugariniCristine Prates
Antonio Emanuel Barreto Alves de SousaRenata Rossato
Fabiane Fileto DiasRosemary de Jesus de Oliveira
Adriana Assis ArantesJoão Luiz Xavier do Nascimento
Caio Graco MachadoHelder Farias Pereira de Araújo
Luis Fabio Silveira
COLABORAÇÃOGloria Denise Augusto Castiglioni
Luciano Moreira LimaRoberta Costa RodriguesJuan Manuel Ruiz-Esparza
Flor Maria Guedes Las CasasAndreza Clarinda do AmaralJoão Marcelo Hoderbaum
PROJETO GRÁFICO E EDITORAÇÃOWagner da Costa Gomes
Foto da capa (Serra Branca): Arquivo Cemave Foto da vinheta: Fábio Nunes
SUMÁRIO
1. INTRODUÇÃO
2. O QUE É EFETIVIDADE DE UC?
2.1. POR QUE REALIZAR O MONITORAMENTO DA AVIFAUNA?
3. OBJETIVOS
4. PROTOCOLO
4.1. DETERMINAÇÃO DA COMPOSIÇÃO E RIQUEZA
4.2. LISTA DE MACKINNON
4.3. REDE DE NEBLINA E ANILHAMENTO
4.3.1. DADOS OBTIDOS
4.4. PONTOS DE CONTAGEM POR RAIO FIXO
4.5. AMOSTRAGEM DE AVES AQUáTICAS
4.6. AMOSTRAGEM DE AVES NOTURNAS
5. BANCO E ANáLISE DE DADOS
5.1. ANáLISE DE DADOS
6. BIOSSEGURANÇA
7. USO DE IMAGENS E AUTORIA
8. PROTOCOLO COORDENADOR DO PROJETO
REFERÊNCIAS
PROTOCOLOS ADICIONAIS
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Projeto de Monitoramento da Avifauna em Unidades de Conservação Federais do Bioma Caatinga
Os programas de monitoramento da biodiversidade são desenvolvidos em vários países do mundo. No Brasil são conhecidos programas como TEAM (Tropical Ecology Assessment & Monitoring Network) e PPBIO (Programa de Pesquisa em Biodiversidade), que monitoram a biodiversidade a fim de avaliar a riqueza, a diversidade local e compreender processos que influenciam a distribuição geográfica de uma determinada espécie. Há também o programa PELD (Pesquisas Ecológicas de Longa Duração), que tem como objetivo promover e organizar o conhecimento da estrutura e funcionamento dos principais ecossistemas brasileiros, gerando informações e subsídios para avaliar a diversidade biológica e para planos de manejo de Unidades de Conservação (UC).
O Instituto Chico Mendes de Conservação da Biodiversidade (ICMBio), em parceria com o Ministério do Meio Ambiente (MMA), com apoio do Projeto de Integração de Ações Público-Privadas para Biodiversidade (PROBIO II), é responsável pela elaboração de um Programa de monitoramento da biodiversidade brasileira. Este Programa tem o objetivo de avaliar a integridade das populações e comunidades de espécies animais e vegetais nas áreas protegidas e está de acordo com os compromissos pactuados pelo Brasil na Convenção da Diversidade Biológica (CDB), o qual estabelece em seu artigo 7° que cada Parte deverá “monitorar, por meio de levantamento de amostras e outras técnicas, os componentes da diversidade biológica (...) prestando especial atenção aos que requeiram urgentemente medidas de conservação e aos que ofereçam o maior potencial de utilização sustentável”.
Para cumprir com tal compromisso, a Coordenação de Monitoramento da Conservação da Biodiversidade (COMOB) do ICMBio
está trabalhando na definição de diretrizes de Programas de Monitoramento in situ da Biodiversidade, adotando um recorte por biomas dado os desafios inerentes a cada um deles. O Programa de Monitoramento nas Unidades de Conservação Federais do Bioma Caatinga foi consolidado durante uma oficina realizada em 2011, que contou com a participação da comunidade acadêmica, do terceiro setor, do MMA, do Instituto Brasileiro de Meio Ambiente e Recursos Naturais Renováveis (IBAMA) e do ICMBio.
O monitoramento prove informações essenciais para diversas ciências e é vital para identificar fatores chave para políticas e manejo, sendo essencial para visualizar como a biodiversidade muda e se esta mudança é natural ou antropogênica. O monitoramento da biodiversidade é usualmente orientado em objetivos e o seu sucesso depende de vários fatores como determinação de espécies em escala espacial e temporal, uso de táxons e métodos apropriados e eficientes, com resultados comparáveis localmente, regionalmente ou globalmente, coleta de dados padronizada, análises estatísticas e manutenção de coleções (Stork et al., 1996).
As premissas adotadas pelo Programa de Monitoramento são: (1) utilizar poucos indicadores; (2) adotar protocolos simplificados que permitam resultados não enviesados, estatisticamente robustos, minimizando custos e problemas logísticos; (3) iniciar a implementação em UC (ou áreas) com infraestrutura e acesso facilitado; (4) contar com a participação de agentes locais; (5) ter custo reduzido e (6) ser contínuo, independente de mudanças de pessoal, tecnologias, e objetivos do programa. Dessa forma, para garantir que todas essas premissas sejam atendidas e alcancemos o sucesso do Programa, propomos um arranjo em que as Instituições
1. INTRODUÇÃO
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de Pesquisa, o Centro Nacional de Pesquisa e Conservação de Aves Silvestres (CEMAVE), as UC e as comunidades locais trabalhem juntando esforços, com suas contribuições em diferentes papéis.
Estas premissas e as propostas definidas durante a referida oficina serviram como subsídios para elaboração do Protocolo do Projeto “MONITORAMENTO DA AVIFAUNA EM UNIDADES DE CONSERVAÇÃO FEDERAIS DO BIOMA CAATINGA”, coordenado pelo CEMAVE e executado com apoio de pesquisadores e das UC. Para a definição dos métodos, arranjo de operacionalização e equipes participantes do programa, foi organizada uma oficina na sede do CEMAVE, nos dias 2 a 4 de maio de 2012. A oficina contou com a participação representantes de três universidades e do ICMBio. Além disso, contribuições posteriores de especialistas foram incorporadas ao documento.
Para a elaboração deste protocolo adotou-se os seguintes passos, de acordo com Ralph et
al. (1996):
(1) Estabelecimento dos objetivos
(2) Formulação de maneira clara e objetiva
das questões específicas a serem respondidas
(3) Determinação dos métodos de
monitoramento que respondem a estas
perguntas mais diretamente
(4) Análise dos tipos de dados gerados a
partir destes métodos
(5) Considerações sobre os detalhamentos
dos métodos analíticos a serem utilizados
(6) Cálculo do custo do projeto, requisitos
logísticos, número de pessoas e sua
disponibilidade durante o curso do projeto
(7) Desenvolvimento de um plano de trabalho
A efetividade de áreas protegidas ou Unidades de Conservação não é um conceito simples de ser definido, nem algo fácil de ser medido. Para Primack e Rodrigues (2001), a efetividade de uma área protegida corresponde a sua habilidade de manter populações de espécies viáveis a longo prazo. Para Tang et al. (2011), a efetividade diz respeito à quão bem essas áreas mantêm as características da biodiversidade e dos processos ecológicos/evolutivos que ocorrem dentro de seus limites. Outros autores relacionam a efetividade à capacidade de uma área em manter populações viáveis de espécies ameaçadas (Watson et al., 2010). Também pode-se afirmar que uma UC é efetiva quando o máximo possível de sua área está cumprindo as funções para a qual
foi criada (Vicente, 2006). Alguns fatores estão fortemente relacionados com a efetividade de uma Unidade de Conservação, como, por exemplo, o seu tamanho, sua diversidade de hábitats, sua representatividade ecológica e a forma como a UC é manejada (Primack e Rodrigues, 2001; Dudley et al., 2005). No Brasil, os estudos que abordam este tema estão mais voltados para a avaliação da efetividade da gestão das Unidades de Conservação (e.g. IBAMA 2007, ICMBio 2011), baseada no método Rappam - Rapid Assessment and Prioritization of Protected Area Management (Ervin, 2003).
2. O QUE É EFETIVIDADE DE UC?
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As aves são excelentes bioindicadores da diversidade do ecossistema, pois estão em todos os biomas, ocupam uma grande variedade de nichos ecológicos, têm taxonomia bem estabelecida e comportamento relativamente conspícuo. Por isso, são utilizadas nos métodos de levantamentos qualitativos e quantitativos que objetivam os estudos ambientais (Vielliard et al., 2010). As aves também são utilizadas para avaliação e conservação de áreas úmidas (e.g. sítios para a Convenção Ramsar) e na identificação de grandes
centros de endemismo terrestre (e.g. Projeto de
Áreas de Aves Endêmicas da Birdlife, EBA,
Endemic Bird Áreas) (Wege e Goerck, 2006). Na
caatinga compõem o grupo de vertebrados ideais
para estudos biológicos, pois formam um grupo
diversificado, com espécies endêmicas e de
ampla distribuição, que respondem a estímulos
amibentais (Araujo, 2009).
2.1. POR QUE REALIZAR O MONITORAMENTO DA AVIFAUNA?
Nosso objetivo geral é CARACTERI-ZAR A AVIFAUNA E AVALIAR A TENDÊN-CIA DE POPULAÇÕES NAS UC DO BIOMA CAATINGA e os nossos objetivos específicos são:
(1) Determinar periodicamente a riqueza e composição da avifauna nos diferentes tipos de hábitat nas UC da Caatinga(2) Acompanhar as tendências na abundância relativa das espécies de aves
O projeto tem como objetivo estudar a riqueza, composição e abundância das aves em sua totalidade e, portanto, deve acompanhar o maior número de espécies na área (Ralph et al.,
1996). Estes objetivos específicos serão a base do presente protocolo, o qual será adotado como o mínimo a ser monitorado nas UC selecionadas: Estação Ecológica (Esec) Raso da Catarina e a Floresta Nacional (Flona) Contendas do Sinco-rá, ambas no Estado da Bahia. Outros objetivos específicos serão considerados em protocolos adicionais (parâmetros biológicos e ecológicos como densidade de espécies foco, saúde, alimen-tação, reprodução e genética, avaliação do en-torno da UC), podendo realizados paralelamente e serão incorporados ao protocolo nas revisões.
3. OBJETIVOS
4. PROTOCOLO
Os métodos padronizados, aqui apresentados, devem ser aplicados tal como são descritos para manter a compatibilidade entre os dados das diferentes UC monitoradas (Ralph et al., 1996) e devem ser conduzidos por um longo período para observar tendências temporais. As análises de tendência serão verificadas a cada três anos.
Métodos adotados:
Para atingir os objetivos do protocolo mínimo foi definido que os métodos a serem executados em campo serão:
1- Amostragem com redes de neblina e anilhamento (optativo);2- Lista de MacKinnon (obrigatório);3- Pontos de contagem por raio fixo (obrigatório).
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Periodicidade das coletas:Serão realizadas, minimamente, duas
expedições de campo anuais em cada UC, para determinar a variação anual, sazonal e multi-anual na composição, riqueza e abundância, abrangendo o pico das estações seca e chuvosa, com especialistas (CEMAVE e pesquisadores) e os pontos focais das UC. A estação chuvosa concentra 50 a 70% da precipitação anual em aproximadamente três meses, sendo que no mínimo oito meses do ano recebem menos de 100 mm.
Outras duas expedições, também na seca e cheia, estão previstas para serem executadas pela equipe da UC, após o treinamento específico com as redes de neblina.
Será amostrado o máximo possível de fitofisionomias existentes na UC e os pontos de coleta serão fixos, georreferenciados e marcados com estacas permanentes. As fitofisionomias existentes nas UC serão determinadas de acordo com o Plano de Manejo da UC.
Licenças e autorizações para atividades em UC Federais:
Cada projeto deve ter autorização de atividades com finalidade científica cedida pelo Sistema de Autorização e Informação Científica em Biodiversidade (SISBIO), de acordo com a Instrução Normativa 154/2007, obtida no site: www.icmbio.gov.br/sisbio. Além disso, os pesquisadores e anilhadores devem estar devidamente registrados no Sistema Nacional de Anilhamento de Aves Silvestres (SNA) e o projeto aprovado no SNA.net (http://www4.icmbio.gov.br/cemave/index.php?id_menu=176), de acordo com a Instrução Normativa 27/2002.
Nomenclatura adotada e identificação das espécies:
Será utilizada a nomenclatura e a sequência taxonômica mais recente do Comitê Brasileiro de Registros Ornitológicos (www.cbro.org.br). Para a identificação das espécies serão utilizados bibliografia especializada e bancos de dados
digitais disponíveis como xeno-canto (http://www.xeno-canto.org), wikiaves (www.wikiaves.com.br), dentre outras. Os espécimes testemunhas (um casal por espécie por UC amostrada) serão coletados e depositados em coleções acessíveis, assim como amostras de sangue (quando disponíveis) e fotografias (e-vouchers).
Procedimentos preparatórios para o monitoramento em campo:
O monitoramento será realizado a partir do momento em que a equipe esteja treinada para a identificação das vocalizações, visualizações e amostragem com rede de neblina. Por isso expedições de reconhecimento da área, marcação e abertura de trilhas serão realizadas previamente. Antes de iniciar o monitoramento deverá ser realizada a análise histórica de precipitação e de temperatura para determinar os meses de amostragem por parte dos pesquisadores (pico de cheia e seca) e pelos pontos focais da UC (cheia e seca). Além disso, sugere-se a utilização de imagens de satélite, mapas ou mesmo o Google Earth para auxiliar na determinação dos pontos de amostragem.
Procedimentos gerais em campo:Antes de iniciar cada sessão de amostragem
serão anotadas em planilhas de campo as condições ambientais: vento, nebulosidade, chuva e temperatura. Serão também anotados: o número de pontos amostrados diariamente, o número de Listas, o número e a localização das redes de neblina, a data e o horário do início e do final da sessão (Vielliard et al., 2010), de acordo com a FICHA DE CAMPO. Para caracterizar as interações entre as aves e os hábitats em uma determinada área a tomada dos dados deve ser estratificada por tipo de hábitat e os dados utilizados em cada análise não devem incluir mais do que um tipo de hábitat. Estes dados irão fornecer padrões populacionais em larga escala, tal como a tendência de diminuição de algumas populações ao longo de uma UC e em um determinado tipo hábitat (Ralph et al., 1996).
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Informações Sobre as UC Selecionadas:Como estratégia de operacionalização do
Programa de Monitoramento da Biodiversidade nas UC Federais do Bioma Caatinga ficou definido que a fase inicial de implementação do programa se daria em poucas UC, sendo os critérios adotados para a escolha: disponibilidade de pessoal, existência de infraestrutura mínima (como alojamento e transporte), existência de áreas significativas de remanescentes da caatinga e a categoria da UC. Para as próximas etapas, o programa prevê a ampliação da rede de áreas monitoradas até que todas as UC do bioma sejam incluídas. Entretanto, para a avifauna, o monitoramento será iniciado em apenas duas UC e a inclusão de novas UC no programa dependente da disponibilidade dos pesquisadores. Dessa forma, considerando tais características, as duas UC selecionadas para a implementação do monitoramento da avifauna foram:
Esec Raso da Catarina - A Esec foi criada em 1989, conta com quase 100 mil hectares e 123 km de perímetro. Tem estrutura para receber até 16 pesquisadores, em quatro apartamentos, além de refeitório, lavanderia, e espaço para auditório. Existem também quatro casas distribuídas ao norte e leste da UC, e outra casa a 30 km. A UC conta com energia elétrica. A principal formação é a caatinga arbustiva, e uma área de caatinga arbórea no sudoeste. As principais ameaças são: a caça, o gado criado solto, e problemas diretos e indiretos relacionados ao baixo índice de
desenvolvimento humano da região.Os dados pluviométricos e de temperatura
dos anos de 1986 a 1988 e de 1993 a 2012, coletados na estação nº 82986, no município de Paulo Afonso foram retirados do site do Instituto Nacional de Meteorologia (INMET), disponível em: http://www.inmet.gov.br/portal. Na Tabela 1 e Gráfico 1 encontram-se os dados referentes a médias anuais de cada mês. Portanto as expedições do pico de chuva serão realizadas no mês de MARÇO ou ABRIL, e as do pico de seca em SETEMBRO ou OUTUBRO.
Os estudos avifaunísticos realizados na Esec foram iniciados por Sick et al. (1987), com a primeira lista de aves da região do Raso da Catarina, que inclui a Esec e os municípios de Canudos e Paulo Afonso, abrangendo 132 espécies. Posteriormente, Lima et al. (2003) acrescentaram 59 espécies em seis campanhas de campo entre 2002 e 2003 em duas áreas: na Serra Branca, no sul da Esec, e em uma propriedade privada situada a cerca de 15 km da cidade de Jeremoabo.
Posteriormente Lima (2004) publicou uma lista de 230 espécies atualmente válidas. Entretanto estes trabalhos não descrevem quais as espécies foram encontradas dentro da UC. Nunes e Machado (2012) avaliaram a avifauna de duas áreas do Raso da Catarina, sendo uma dentro da UC, na qual foram registradas 116 espécies e outra no entorno, com registro de 133 espécies, totalizando 156 espécies, oito delas não citadas nas publicações anteriores.
Tabela 1. Médias de precipitação anual de 1986 a 2012 no município de Paulo Afonso, BA.
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Gráfico 1 - Climadiagrama de Walter (1984) com dados de precipitação e temperatura obtidos no site do INMET, de 1986 a 2012, para o município de Paulo Afonso, BA.
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As áreas a serem amostradas por rede de neblina serão:
• Área 1: Serra Branca, no município de Jeremoabo (9º52‟21,04”S, 38º38‟8,7”W), situada ao sul da Esec, é caracterizada pela ocorrência de uma cadeia de formações rochosas de arenito (paredões), em cujo sopé predomina uma caatinga arboreo-arbustiva em diferentes estágios de regeneração. Esta vegetação de maior porte é favorecida pela maior umidade existente próximo aos paredões, ambientes localmente denominados de
“sacos”. Entre as espécies arbóreas predominantes, destacam-se: angico Anadenanthera macrocarpa (Benth.) Brenan, umbu (Spondias tuberosa), aroeira (Schinus therebinthifolius), pau-branco (Auxemma oncocalyx), caraibeira Tabebuia caraiba (Mart.) Bureau, juazeiro Zizyphus joazeiro Mart., umburana-de-espinho Bursera leptophloes (Mart.) J.B Gillet, licuri Syagrus coronata (Martius) Beccari, baraúna Schinopsis brasiliensis Engl. e barriguda Chorisia glaziovii (O. Kuntze) E. Santos, além de bromélias e cactáceas típicas da caatinga.
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Área 1 - Serra Branca.
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• Área 2: Casa caída, no município de Jeremoabo (9º43‟56”S; 38º40‟56”W) . Área de relevo plano a suavemente ondulado, situada nos arredores de uma antiga casa de apoio às atividades de pesquisa e fiscalização da UC, atualmente parcialmente destruída, onde predomina vegetação de caatinga arbustiva densa, com altura média variando entre 1-4 m. Entre as espécies mais
freqüentes, destacam-se: alecrim-do-campo Hyptis fruticosa Salzm. ex Benth., catingueira-rasteira Caesalpinea microphylla Mart, pau-ferro Caesalpinea ferrea, faveleira Cnidosculus obtusifolius Pohl, icó-preto Capparis jacobinae Moric. ex Eichler, pinhão Jatropha molissima (Pohl) Baill, licuri S. coronata, além de bromélias e cactáceas típicas da caatinga.
• Área 3: Limite Norte, Rodelas (9º33’06,59”S e 38º30’51,55”W). Área de relevo e vegetação bastante semelhante aos da área anterior,
porém tendo uma vegetação com porte um pouco mais elevado, variando de 2 – 6 m.
Área 2 - Casa Caída, demonstrando a montagem do acampamento em área de caatinga arbustiva.
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• Área 4: Mata da Pororoca, Jeremoabo (9°48‟39,1”S e 38°29‟30,8”W). Formação florestal do tipo mata ciliar, constituído de árvores que alcançam 15 m de altura, com sub-bosque fechado com arbustos secos, é bem característico e definido como ecótono entre a Caatinga\Cerrado\Floresta
Estacional. Área de zona intangível, abriga a espécie
endêmica Clusia nemorosa, conhecida na região
como “pororoca”, verifica-se ainda a ocorrência
de representantes das famílias Bromeliaceae e
Orchidaceae.
Área 4 - evidenciando a trilha (aceiro) que corta a formação da Pororoca, a qual possue menos de 1 km de extensão.
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Flona Contendas do Sincorá - A Flona foi criada em 1999 e tem área ao redor de 11 mil hectares. A Flona conta com dois servidores, e mais dois contratados por Termos de Ajuste de Conduta, além de um estagiário. O maior problema é a caça, influenciada inclusive por políticos locais. No entorno existem comunidades quilombolas. Com vegetação abundante, a caatinga arbórea está se recompondo. A UC trabalha em estreita parceria com o Parque Nacional da Chapada Diamantina, buscando estabelecer um corredor ecológico. Por enquanto, não tem sede, nem eletricidade, mas possui um alojamento com capacidade para 15 pessoas, com camas, banheiros e fogão (sem geladeira). Embora não tenham atividades de extrativismo atualmente, no passado houve extração de madeira para produção de carvão;
este pode ser um tema interessante para pesquisas.Os dados pluviométricos e de temperatura
associados aos eventos chuvosos que ocorreram no Município de Ituaçu, BA, localizado a 45 km da Flona Contendas do Sincorá, local mais próximo com dados de precipitação, constam os anos de 1980, 1986 à 1989 e de 1999 a 2012, coletados na estação nº 83292, coletados no site do INMET. Na Tabela 2 e Gráfico 2 encontram-se os dados referentes a médias anuais de cada mês, sendo o pico de chuva o mês de dezembro e o pico de seca o mês de agosto. Portanto, as expedições no pico de cheia devem ser realizadas em DEZEMBRO a MARÇO.
A amostragem inclui:
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Gráfico 2 - Médias de precipitação anual do município de Ituaçu – BA.
Tabela 2. Médias de precipitação anual do município de Ituaçu, BA.
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1. Trilha do Pastor (13°56’04”S, 41°02’55”W), situada na porção Leste da Flona, com vegetação arbóreo-arbustiva, sendo a única área com esse tipo de fitofisionomia, com porte um pouco mais elevado e uma área com vegetação de Mata Ciliar.
2. Trilha da Carvoaria (13°58’51”S 41°06’32”W), situada na porção Sudoeste da Flona, com vegetação predominante de caatinga arbustiva-arbórea e um trecho com formação florestal do tipo Mata Ciliar, abrigando uma área utilizada para queima de carvão e trilhas de campo com gramíneas.
3. Trilha da Sussuarana (13°55’20”S e 41°07’05”W), de vegetação arbustiva-arbórea com um rio temporário, que nas épocas de cheia, torna-se um local de grande atividade das aves. A Trilha das Bromélias (13º55'19”S e 41º06'51,56”W) foi amostrada somente na primeira expedição de 2013, excluída na segunda expedição pela similaridade com outras fisionomias. Situa-se próxima à sede da Flona, com vegetação arbustiva-arbórea, abrigando espécies de bromélias e cactáceas típicas da caatinga.
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A composição da avifauna reflete quais espécies ocorrem em determinado local e a riqueza é uma estimativa de quantas espécies ocorrem no local. São parâmetros essenciais para estudos de ecologia de comunidades, denominados normalmente por levantamentos ou inventários (Ribon, 2010), os quais proveem a base da informação para o monitoramento (Stork et al., 1996).
Para as UC que ainda não dispõem de inventários de avifauna, ou que possuam inventários incompletos ou desatualizados (mais de 10 anos), recomenda-se a atualização do
conhecimento da avifauna que ocorre na UC. Esta atualização deverá conter: coleta
de base de dados ou dados secundários – uma exaustiva revisão de literatura e de espécimes depositados em Museus sobre levantamentos avifaunísticos realizados na UC e adjacências, contemplando desde registros antigos até dados publicados recentemente; e dados de anilhamento de aves na UC buscados junto ao SNA.
Estes dados contribuirão para determinar o conhecimento existente sobre a avifauna da UC, observar inclusões e exclusões recente.
4.1. DETERMINAÇÃO DA COMPOSIÇÃO E RIQUEZA
Para a determinar a riqueza e composição será utilizada as Listas de Mackinnon de 10 espécies (Herzog et al., 2002), percorrendo-se trilhas e estradas pré-existentes nas áreas de amostragem. Deve-se amostrar o máximo possível de fitofisionomias existentes, sendo realizadas pelo menos 100 listas por distribuídas uniformemente entre as fitofisionomias por expedição, ou idealmente realizar 60 listas por fitofisionomia por expedição.
A partir dos dados secundários obtidos elaborar uma lista base de aves relacionadas à UC. Preencher a FICHA DA LISTA com a data, horário, espécie e tipo de registro (acústico = A, visual = V, pisto ou vestígio = P).
Recomenda-se, seguindo Herzog et al. (2002), que: 1) a coleta de dados seja realizada por pessoa experiente e familiarizada com as aves daquela região, 2) uso de gravação, indispensável para identificação posterior de indivíduos com vocalização não familiar e bandos mistos, 3) utilizar horários distintos de amostragem para contemplar o período de atividade de todas as (inclusive noturnas), 4) não amostrar a mesma trilha na mesma expedição, 5) não considerar espécies de passagem que não são comuns àquele
ambiente, 6) caso encontre alguma espécie não anotada nesta trilha, pode anotar na Lista.
A vantagem da Lista de Mackinnon é a melhoria na qualidade dos dados, quando comparada à lista simples, além do controle no tamanho das amostras, o que permite a comparação mais confiável entre locais diferentes.
Outra vantagem é a liberdade de interromper a amostragem a qualquer momento sem prejuízo à qualidade dos dados.
Segundo Herzog et al. (2002) o método de lista de Mackinnon combinado com a estimativa estatística de riqueza é sem dúvida muito mais padronizado e válido para comparações simples de lista de espécies e representa uma ferramenta compatível para a avaliação de conservação e estudos de padrões de aves no neotrópico.
Para padronizar o esforço sugere-se utilizar em campo o estimador Chao e Jackniffe, para comparar o número estimado e observado de espécies.
Os produtos obtidos neste método serão a lista de aves da UC, com indicação da localidade e tipo de registro, além do valor observado e estimado de espécies.
4.2. LISTA DE MACKINNON
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A captura com redes de neblina também será utilizada para complementar a riqueza e composição, no intuito de amostrar as espécies pouco conspícuas (Roos, 2010).
As redes de neblina constituem o método mais utilizado de captura de aves em vida livre por ser prático, versátil, eficiente e seguro. São capazes de capturar grande variedade de espécies, mesmo as conspícuas e difíceis de observação. As redes de neblina são utilizadas para amostragem de aves de sub-bosque, especialmente passeriformes, subamostrando espécies de dossel (Roos, 2010).
As redes minimizam o erro do pesquisador em detectar as aves e padronizam as amostragens em diferentes áreas por diferentes pesquisadores, possibilitando estudar os padrões espaciais e temporais das taxas de captura e riqueza de espécies. Apesar disso, não há amostragem completa da avifauna, devido à variação de captura para espécies de diferentes tamanhos e com padrões de distribuição espaciais e temporais diferentes (Roos, 2010).
Os períodos de maior atividade das aves incluem as primeiras horas da manhã e final do dia em menor intensidade, o que influencia a detecção e captura das aves. Temperatura, nebulosidade, umidade e pressão também influenciam nas taxas de captura, pelo aumento da visibilidade das redes e alteração no padrão de atividade das aves. No Nordeste a atividade das aves cessa mais cedo, visto que as temperaturas são mais altas, e atenção deve ser dada ao uso das redes nos horários de maior temperatura (Roos, 2010).
Os dados sobre a distribuição etária, proporção de machos e fêmeas, sucesso reprodutivo, sobrevivência, massa corpórea (aqui citado com peso) e movimentos migratórios podem fornecer informações sobre fatores ou eventos que regulam populações. O conhecimento dos parâmetros principais das populações (fertilidade, mortalidade e recrutamento) pode permitir a detecção de problemas antes que ocorra
uma redução populacional. Neste protocolo, as capturas com rede de neblina serão focadas na determinação do tamanho das populações e para obtenção de aspectos biológicos e ecológicos como índices reprodutivos, sobrevivência, distribuição etária, razão sexual, movimentos migratórios e relações com o hábitat (Ralph et al., 1996).
Captura e anilhamento são métodos que estimam as taxas de sobrevivência e recrutamento utilizando a marcação e recaptura, sendo considerados excelentes, e geralmente hábitat específico, especialmente no início da estação reprodutiva. O anilhamento fornece informação sobre o grau de dispersão entre hábitats e sobrevivência individual entre anos (recuperação de aves capturadas proporciona a estimativa da sobrevivência e recrutamento). O peso pode fornecer uma medida de adequabilidade do indivíduo quando comparado com outras medidas como comprimento da asa (Ralph et al. 1996).
O método consiste em capturar as aves, anilhar e tomar os dados de idade, sexo, estado reprodutivo e muda. Serão utilizados conjuntos de cinco redes de neblina de tamanho padrão (12 x 2,5 m; malha 36 mm) operadas por dois ou três dias, perfazendo 150 horas/local de amostragem em cada expedição. O esforço de captura será calculado como horas-rede (HR). HR = n x t, onde n=número de redes operadas e t = tempo de operação de cada rede. Este cálculo leva em consideração que todas as redes têm a mesma malha e tamanho (Roos, 2010).
As estacas para montagem das redes de neblina permanecerão fixas e as amostragens se darão duas vezes na estação seca e duas na estação chuvosa. A primeira amostragem será realizada por especialistas e pontos focais da UC e a segunda por apenas pontos focais da UC.
As aves capturadas serão retiradas das redes por anilhadores experientes, colocadas em sacos de pano para o transporte ao acampamento, onde serão processadas. As aves serão anilhadas e serão coletados os dados de idade, sexo, estado
4.3. REDE DE NEBLINA E ANILhAMENTO
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reprodutivo, muda e biometria. Dois modelos de FICHA DE ANILHAMENTO serão utilizados: FICHA DE ANILHAMENTO CEMAVE (mais detalhada) e FICHA DE ANILHAMENTO UC. A primeira ficha será preenchida quando a amostragem for realizada pela equipe do
CEMAVE e a ficha da equipe da UC, será preenchida durante as amostragens realizadas pela equipe de pontos focais das UC.
Para a utilização de redes de neblina e anilhamento, recomenda-se, baseando-se em Ralph et al. (1996) e nos procedimentos adotados
Ave capturada na rede de neblina.
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Método correto de segurar saquinhos contendo aves.
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pelo CEMAVE (IBAMA, 1994):
a. Utilizar no mínimo dois conjuntos de 5 redes, totalizando 150 horas-rede, por local amostrado por expedição;b. Cada conjunto de redes deve estar no mínimo 200 m de distância um do outro;c. As redes serão operadas dois ou três dias por localidade por expedição para evitar a diminuição na taxa de captura, já que as aves aprendem a identificar os locais da rede e evitam tais locais (Roos, 2010);
d. Os locais de anilhamento serão fixos, portanto devem ser georreferenciados e marcados com estacas permanentes (podem ser utilizadas estacas de madeira com pregos);e. Utilizar a rede padrão de 12 m de comprimento e 2,5 m de altura, com malha de 36 mm, para evitar que aves menores fiquem muito enredadas;f. As redes devem ser abertas preferencialmente em até 15 minutos depois do nascer do sol local e operadas por um período mínimo de cinco horas diárias;
g. As redes devem ser revisadas a cada 20 a 30 minutos no máximo (Ruiz-Esparza et al. 2012);h. A equipe mínima é de duas pessoas: um anilhador cadastrado no SNA.net e um auxiliar. O ideal é trabalhar com equipes com cinco pessoas;i. Processar na seguinte ordem de
prioridade: Trochilidae, Pipridae, outros Passeriformes de pequeno porte (abaixo de 15 g) e não passeriformes. Dar preferência também às aves recapturadasj. As redes não devem ser operadas em situações de chuva, vento e frio ou calor intenso. Se as redes forem abertas quando estas condições ocorrerem, devem ser
Linha com cinco redes de neblina de 12 m de comprimento x 2,5 m de altura e 36 mm de malha.
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fechadas imediatamente. A chuva reduz a capacidade de isolamento térmico da plumagem. Os ventos fortes podem causar enredamento sério, traumatismos e acelerar a perda de calor;k. Sob condições de intenso calor e luz solar direta uma ave pode morrer rapidamente. Por isso, serão evitados os momentos mais quentes do dia, pois é o período de menor atividade das aves e de menor taxa de captura,
além de evitar hipertermia e morte das aves capturadas em redes de neblina;l. Não anilhar se não tiver a certeza da espécie. Tirar fotos (de frente, lado e cauda) de todas as aves (exceto aquelas que estiverem com sinais de estresse);m. A segurança das aves deve vir em primeiro lugar. Se a capacidade da equipe em revisar as redes e processar não é suficiente, deve-se
Foto de Frente Lanio pileatus.
Foto Cauda e dorso Phaeomyias murina.
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Foto de lado Megaxenops parnaguae.
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fechá-las. Assim como, locais com alta taxa de predação ou com visualização ou escuta de predadores devem ser excluídos;n. Observar sinais de estresse nas aves: ofegante, arrepiadas, olhos fechados, respirando de bico aberto. Neste caso a ave pode ser solta sem passar pelo processamento ou pode-se aplicar glicose e água (ou Glicopam pet®) via oral com uma seringa de
1 ml e deixá-la descansar em um local calmo. Caso haja algum ferimento ou estresse, anotar na ficha;o. A taxa de mortalidade deve ser próxima à zero, sendo aceitáveis taxas inferiores a 1%. Se a taxa for maior que 1% é provável que esteja havendo demora na revisão das redes, falhas na retirada dos indivíduos das redes e processamento e/ou falta de treinamento da
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equipe;p. Caso haja óbitos encaminhar os espécimes para Coleções Ornitológicas de acordo com a autorização SISBIO;q. As aves capturadas devem ser identificadas quanto ao conjunto de redes (linhas);r. Os sacos de transporte devem ser confeccionados, de preferência, em tamanhos de 30 x 25 cm ou 45 x 35 cm, com coloração parda (e.g. cáqui) com tecido leve e que permita a transpiração (e.g. algodão cru). Não devem ser utilizadas cores que mesclem com o ambiente;s. Utilizar os sacos de transporte do lado avesso para evitar que a anilha ou membros das aves enrosquem nos fios do saco;t. Os sacos não devem ser reutilizados antes de serem lavados (cloreto de amônio1);u. Durante o processamento, manter o restante dos sacos pendurados em ordem temporal, e nunca em contato direto com o solo ou outra superfície. Pode vir identificados com fitas ou outro tipo de marcação em casos especiais, como Trochilidae ou aves estressadas;v. Depois de processada, tirar fotos da ave (e-voucher) e liberá-la próxima ao local de captura ou mesmo no local de processamento; w. Soltar as aves próximo ao solo e sob hipótese nenhuma arremessá-la. Deixar que ela voe sozinha;x. Prezar pelo zelo com equipamentos e material;y. Não utilizar anéis, brincos, roupas com botões ou zíperes, pois enredam, podendo cortar as redes;
Um dos passos mais importantes no programa de monitoramento é obter os dados com precisão (Ralph et al. 1996). Para o preenchimento dos dados das aves amostradas e anilhadas utilizar a FICHA DE ANILHAMENTO CEMAVE e FICHA DE ANILHAMENTO UC.
1 CB-30 TA, Ourofino Saúde Animal Ltda.
Na FICHA DE ANILHAMENTO CEMAVE deve-se anotar sequencialmente:
(1) Data(2) Local (3) Hora da captura (4) Linha ou conjunto de redes(5) Peso do saco com e sem o indivíduo (6) Espécie(7) Anilha(8) Idade(9) Sexo(10) Placa de incubação (11) Muda(12) Medida de asa e cauda(13) Ferimentos(14) Fotos
Para aves que forem soltas antes do processamento completo, recomendamos a ordem de prioridade na tomada de dados:
(1) Espécie(2) Número da anilha(3) Sexo e idade se prontamente
identificáveisPara a FICHA DE ANILHAMENTO
UC recomendamos anotar na seguinte ordem:
(1) Data(2) Local (3) Linha ou conjunto de redes(4) Peso de saco com e sem o indivíduo (5) Espécie(6) Anilha(7) Sexo e idade se prontamente
identificáveis(8) Medida de asa e cauda
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Ave predada na rede de neblina.
Nota-se que a espécie e a idade são os dois dados considerados de extrema importância. Se não forem tomados com extrema precisão e rigor, todo o esforço investido no programa de monitoramento será em vão (Ralph et al., 1996). A classificação da idade, sexagem, medidas e muda descritos a seguir estão baseados em Ralph et al. (1996).
A inspeção do crânio para determinação da idade é prioritária, uma vez que praticamente todas as análises requerem a estimativa precisa da idade. A determinação da idade e sexo pode ser dificultada pela grande variabilidade de padrões de tamanho, plumagem e muda dentro das espécies. Informação sobre a forma de detecção pode ser útil para descobrir erros. Recomenda-se também observar o estado reprodutivo em aves adultas, o grau de desenvolvimento da plumagem, a muda e
comprimento da asa (Ralph et al., 1996).
Para a classificação dos vários atributos descritos abaixo se recomenda a utilização de um alfa numérico constante (Ralph et al., 1996).
CLASSIFICAÇÃO DA IDADE
A – Adulto: adulto pelo menos de um ano.
J – Jovem: penas individuais juvenis ou de primeira plumagem básica durante seu primeiro ano.
N – Ninhego: imaturo incapaz de voo sustentado.
I – Indeterminada: idade não pode determinada com precisão.
Atributos da plumagem: a plumagem do imaturo é substituída durante a primeira muda
4.3.1. Dados obtidos
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pré-básica, o que geralmente ocorre durante os primeiros três meses após deixar o ninho. A plumagem imatura tem franjas alares que não aparece nos adultos e tem margem menos definida, especialmente na nuca, dorso e infracoberteiras caudais. A comissura bucal dos filhotes é mais inchada e colorida, a coloração da cavidade oral é mais intensa ou tem uma sombra mais pálida.
Os adultos em plumagem nupcial têm as penas de voo mais desgastadas. Usando estes critérios de plumagem com a inspeção do crânio e outras características como cor dos olhos (geralmente cinza e mais pálida nos juvenis e vermelhas ou mais escuras em adulto), pode-se distinguir a idade.
Tangara cayana, plumagem de macho adulto.
Ossificação do crânio: melhor método conhecido para Passeriformes durante o período reprodutivo e depois dele. Quando um passeriforme jovem deixa o ninho, os ossos do crânio frontal e parietal são compostos de uma única camada óssea. Até os 4-12 meses, dependendo da espécie, uma segunda camada de osso cresce abaixo
da primeira. Uma fina camada de ar separa as duas camadas de óssea, ligadas por finas colunas ósseas (Figura 1). Espécies de pequeno porte tendem a seguir o processo de ossificação periférico, enquanto as espécies maiores mostram o padrão de linha média. As áreas do crânio não ossificadas são róseas, enquanto
Indivíduo jovem trocando de plumagem para adulto
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Individuo jovem de Tachypho-nus rufus com penas de jovem e adulto
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0 - Sem manchas brancas. Crânio constituído de uma única camada de osso cor de rosa.1 – Indícios de ossificação aparecem na porção posterior, em forma de lua crescente cinzenta e opaca ou uma pequena área triangular. Entre 1 e 5% do crânio está ossificado.2 - Menos de 1/3 do crânio está ossificado.Geralmente a porção posterior do crânio apresenta um triângulo ou círculo com pontos brancos, contrastando com a zonaclara não ossificada.3 - Entre 1/3 e 2/3 do crânio está ossificado. Geralmente a posterior está totalmente ossificada e a porção anterior se estende até a altura dos olhos (difícil observar pela plumagem curta e densa). 4 - Mais de 2/3 ossificado, mas pelo menos uma pequena área sem ossificação. Menos de 95% ossificado.5 - Ossificação quase completa - 95 a 99% ossificado. Estas aves apresentam pequenas janelas rosadas.6 - Ossificação completa, crânio 100% ossificado.D – Desconhecido.
Figura 1 - Padrões mais comuns de ossificação do crânio de aves muito jovens (a) à ossificação completa (e). Fonte: Pyle et al. (1987).
Figura 2 – Classificação da ossificação do crânio.
Ossificação incompleta reconhecida durante taxidermia.
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as áreas completamente ossificadas são cinza, branca ou esbranquiçada com pequenos pontos brancos correspondentes às colunas ósseas que ligam as duas camadas. Esta coloração pode ser detectada através da pele fina que cobre o crânio, especialmente depois de molhá-lo com uma gota de água. Qualquer Passeriforme com o crânio parcialmente ossificado pode ser considerado de primeiro ano, exceto para aqueles indivíduos que ocasionalmente com pequenas janelas até a próxima temporada reprodutiva (não válido para Coereba e Trochilidae). Normalmente, é aconselhável realizar a inspeção sob a luz direta do sol e uma lente de aumento.
Como a ossificação usualmente começa do centro para a região anterior, examinar a área entre os olhos para verificar a total ossificação. A Figura 2 mostra os padrões de ossificação para diferentes grupos de aves. Ressalta-se, ainda, que 5% das aves tem coloração da pele escura ou grossa, o que impossibilita a verificação da ossificação. Também é difícil reconhecer a ossificação em aves com canhões de pena na cabeça e com excesso de gordura.
SEXAGEM
O melhor método para a sexagem de Passeriformes durante o período reprodutivo é a presença ou ausência da protuberância cloacal nos machos e placa de incubação, geralmente na fêmea. A placa de incubação se desenvolve normalmente uma ou duas semanas antes do início da reprodução e alcança o máximo em três a cinco semanas. As placas de incubação se desenvolvem em adultos que estão em incubação, a fim de transferir calor aos ovos ou filhotes. Na maioria das espécies de aves terrestres, as fêmeas são as que chocam e desenvolvem placa de incubação, entretanto em Mimus, Myiachus e Vireonidade os machos também contribuem na incubação e desenvolvem placa. O desenvolvimento da placa de incubação começa com a perda das penas do peito, três a cinco dias antes da postura. Pouco tempo depois aumenta a vascularização da área e a pele torna-se mais espessa e inchada, com um líquido esbranquiçado. Entre o término da incubação e início da muda, a pele do peito se torna enrugada e acinzentada.
Figura 3 - Desenvolvimento da placa de incubação.
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Figura 4 – Classificação da placa de incubação.FONTE: Pyle et al. (1987) E IBAMA (1994)
0 – Placa ausente. Peitoral mais ou menos emplumado. Áreas aptéricas no peito e no abdome liso e sem vascularização aparente. Em algumas espécies de beija-flores e passeriformes mais jovens o peito pode não ter penas.1 – Placa de incubação parcialmente desenvolvida. Há perda de penas no peito e abdome, mas a área ainda está lisa e vermelha escura.2 – Vascularização evidente. Pouco fluido e pele rósea opaca3 – Vascularização extrema. A pele do peito e área abdominal estão edemaciadas com fluido e vascularização extrema. Corresponde ao pico do período de incubação.4 – Placa enrugada. A vascularização desapareceu e está sem fluido e ressecada5 – Muda. Pele do peito e do abdome delgada, enrugada e escamosa. Os canhões de penas aparecem no abdome. Período de incubação chegou ao fim.
Placa 1. Placa 2 em Formicivora melanogaster macho.
Placa 3. Placa 3 em Ammodramus humeralis.
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Placa 4 em Trogon curucui. Placa 5 em Tachyphonus rufus.
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MEDIDAS
Comprimento da asa: recomendamos medir desde o vértice flexor da asa até a ponta da maior pena primária, mantendo a curvatura natural
da asa com regra milimetrada com o extremo
encurvado. Não se deve medir quando as
primeiras primárias encontrarem-se em muda ou
quando estiverem muito desgastadas ou faltantes.
Medida da asa.
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Massa corporal: varia significativamente de acordo com a população geográfica, a condição do indivíduo e ciclo de vida de cada espécie. É um
indicador importante da saúde ave, especialmente quando combinado com comprimento da asa e acúmulo de gordura
Peso da ave.
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MUDA
O conhecimento detalhado sobre as características das mudas pode ser muito útil para determinar a idade e sexo em passeriformes e em outras aves terrestres. Segundo NABC (2001) as aves terrestres normalmente possuem a muda pré-basica (pós nupcial) e a pré-alterna (pré nupcial). Aves que não estão em reprodução podem realizar a muda no período reprodutivo. Adultos normalmente fazem muda completa enquanto filhotes tem muda parcial que inclui coberteiras. Aves jovens podem ter sua idade identificada a partir do contraste entre as penas velhas retidas e as novas (limite de muda). A muda das rêmiges ocorre simultaneamente nas duas asas e ocorre do meio para as extremidades da asa. As penas primárias perfazem geralmente 10 pares, mas Podicipedidade, Ciconiidae e Phoenicopteridae apresentam 11 pares de primárias, enquanto Hirundinidae, Motacilidae, Vireonidae, Parulidae, Coerebidae, Thraupidae, Emberezidae, Cardinalidae, Icteridae e Fringillidae apresentam nove pares.
Anota-se a muda (bilateral) ou reposição (unilateral) das rêmiges, retrizes e coberteiras (cabeça, dorso, ventre). As retrizes são numeradas em pares, começando pelas centrais até o quinto ou sexto par. Os jovens de algumas espécies mudam as retrizes centrais ao mesmo tempo que as penas do corpo. O resto das retrizes tem sua muda em ordem ascendente da segunda a sexta. As penas secundárias partem da ulna e são numeradas a partir do vértice flexor da asa até o corpo, além das três últimas (terciárias), seguindo a ordem de muda. As primárias se numeram da articulação da ulna para fora.
Para padronizar a anotação deve-se anotar:
P - rêmiges primárias
S - rêmiges secundárias
Rep - reposição
Assim, se uma ave está com canhões no 7o. par de primárias e reposição na 1a. secundária esquerda e 6a. retriz direita, deve-se anotar:
COLUNA RÊMIGE - P7, Rep S1e
COLUNA RETRIZ - Rep 6d.
Algumas características das penas podem ser utilizadas para determinar a idade, em junção com outras características. As penas novas normalmente parecem mais suaves, com mais cor e brilho. As penas primárias e retrizes tendem a ser mais afinadas, frágeis e menos duráveis. As retrizes 2 e 3 e as primárias longas são as que mostram diferenças mais pronunciadas no formato. Em juvenis elas se mostram mais delgadas e cônicas, formando um ângulo pronunciado. As penas adultas são mais truncadas. Muitos indivíduos, porém pode mostrar um padrão intermediário e não podem ter sua idade determinada desta maneira. O uso das penas para indicar a idade é mais efetivo imediatamente após a primeira muda pré-básica, quando as penas juvenis tem 2-3 meses de idade e dá para observar o contraste. O contraste de coberteiras da asa é usado para alguns grupos como vireonideos e pardais, pois as primárias juvenis são retidas e as secundárias são trocadas. Então a nova linha de coberteira se torna mais brilhante e com cor mais escura. Os adultos terão coberteiras mais pálidas e frescas. Os padrões de barras nas penas de voo, chamados de barras de crescimento também podem ser utilizados. Cada barra de crescimento representa o período de 24 h de crescimento da pena. Como todas as penas juvenis crescem ao mesmo tempo, as barras de crescimento serão paralelas na cauda. Nos adultos elas serão simétricas apenas em cada lado. Entretanto adultos podem perder a cauda e juvenis podem mudar.
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Figura 5 - Esquema de muda em adulto. Fonte: Pyle et al. (1987).
Observação das rêmiges afim de detectar muda.
Contenção e inspeção de muda de rêmiges.
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4.4. PONTOS DE CONTAgEM POR RAIO FIxO
ANILHAMENTO
Por meio da marcação, soltura e recuperação serão determinados parâmetros
populacionais. As aves serão anilhadas somente após a identificação com anilhas cedidas pelo CEMAVE, após aprovação do Projeto via SNA.net.
Anilhamento Tapera naevia.
Os dados quantitativos serão representados pela abundância relativa (número de indivíduos em relação à unidade amostral) (Ribon, 2010). A estimativa da abundância deve ser parte integrante de qualquer programa de monitoramento, pois pode ser utilizada como um indicador da condição do hábitat (Ralph et al., 1996).
A amostragem por pontos de escuta é um dos métodos mais utilizados para o estudo da avifauna e pode ser usado para definir padrões de abundância de cada espécie e para realizar comparações entre diferentes localidades ou tipos de hábitat, e na mesma localidade ao longo do tempo (Ralph et al., 1996; Anjos et al., 2010; Vielliard et al., 2010), sendo adotado como preferencial para projetos de monitoramento da avifauna (Ralph et al., 1996), pois permite uma avaliação objetiva das comunidades de aves em longo prazo (Vielliard et al., 2010). Aqui será utilizado para monitorar a tendência das populações e predizer respostas das aves à manipulação de hábitat.
É aconselhável usar um método que permita um censo de maior número possível de pontos em tempo disponível para atingir o maior número de dados independentes. Quanto maior for a distância entre os pontos, maior a probabilidade de extrapolar as informações para áreas maiores. As amostragens por pontos, por serem estacionárias, permitem maior tempo para detectar e identificar as aves do que as transecções, o que a torna importante para estudos de comunidades ricas em espécies ou para registrar espécies pouco conspícuas visualmente. Além disso, interfere menos na atividade normal das aves do que as transecções. A maior parte das espécies é observada nos primeiros cinco minutos e em dez minutos de observação, 90% das espécies registradas para a Mata Atlântica (Anjos et al., 2010) e 78% na Caatinga (Araujo, 2009). Portanto, dez minutos é tempo suficiente para o observador avaliar diferenças entre os números de espécies em diferentes locais, permitindo amostrar um número maior de pontos por dia em uma determinada área, diminuindo a
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possibilidade de registrar indivíduos em duplicata (Anjos et al., 2010, Araujo, 2009).
Para a amostragem por pontos de escuta serão utilizadas trilhas pré-existentes (aquelas que sejam mais retas possível) e os pontos serão marcados a cada 200 m, para minimizar o risco de que cantores de uma espécie com vocalizações de longo alcance sejam computados em mais de um ponto. Os pontos serão distribuídos uniforme e sistematicamente para abranger grande parte da área a ser estudada (Araujo, 2009; Vielliard et al., 2010) e para assumir uma independência estatística entre pontos (Gutzwiller, 1991). A amostragem por pontos será realizada nos diversos tipos de hábitat da UC e a escolha de tipos de hábitat deve considerar a representatividade na UC em questão. A análise dos dados deverá considerar a amostragem estratificada por tipo de hábitat e por UC.
As amostragens serão realizadas logo no início da manhã, período de maior atividade das aves (Vielliard et al., 2010), começando no amanhecer (aproximadamente 5 h), se estendendo por 3 a 4 horas, não ultrapassando as 9 h (Ralph et al. 1995). É necessário, portanto, chegar 20 minutos antes do amanhecer no primeiro ponto. Serão percorridos no mínimo seis pontos por dia, sendo 12 pontos por fitofisionomia. Deste modo serão amostrados no mínimo 36 pontos por unidade de conservação (seguindo Araujo, 2009). A identificação das aves em cada ponto se dará em 10 minutos. Os censos não podem ser feitos quando houver chuva ou vento forte, pois infere na audibilidade das vocalizações. A chuva também diminui a visibilidade (Raulph et al. 1995; 1996).
As observações serão realizadas por um observador experiente e, preferencialmente, as anotações serão realizadas por um assistente (Vielliard et al., 2010). O observador registrará todas as espécies de aves ouvidas e vistas durante 10 minutos por ponto de escuta, com limitação de raio em 50 m, o que diminuirá a diferença de detectabilidade entre espécies, ambientes e períodos (Araujo, 2009). Assumindo-se que todas as aves dentro do raio de 50 m são detectadas pelo observador, que não haverá nenhum método
de atração da ave e que as aves não saem e entram no raio (Ralph et al. 1995), a delimitação do raio proporcionará que os dados de abundância sejam comparados e que a tendência seja avaliada. A detectabilidade da maioria das aves florestais diminuem consideravelmente em distâncias maiores que 50 m (Schieck, 1997). Araujo (2009) observou na Caatinga que o número totoal de espécies observadas no raio de 50 m e ilimitado não difere significatiivamente, entretanto o número de acumulado de indivíduos é significativamente diferente.
Deve-se anotar o local do ponto, coordenadas, data e hora de início, fitofisionomia e outras observações (nebulosidade, vento, temperatura, etc.) de acordo com a FICHA DO AMBIENTE e FICHA PONTOS. As espécies devem ser anotadas na ordem em que são detectadas. Para cada espécie, se anota separadamente o que foi detectado dentro do raio de 50 m e fora. Deve-se somente anotar a distância que a ave foi detectada na primeira vez. Aves que voam em cima da área, sem se deter devem ser registradas separadamente na ficha de dados. Não se deve atrair as aves para o local com playback, por exemplo (Ralph et al., 1996).
Pode-se aplicar os índices apontados por Hutto et al. (1986), número médio de indivíduos por ponto no raio determinado (x100) e frequência de ocorrência dentro e fora do raio. Ressalta-se que para espécies que vivem em bandos ou que tem comportamento de leque este não é o método mais apropriado, sendo eficaz para espécies que vivem em casais.
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4.5. AMOSTRAgEM DE AVES AQUáTICAS
As contagens serão feitas ao longo do dia, de acordo com as condições de luz. Serão contadas as aves associadas a lagoas e barreiros. O esforço amostral em cada área será relativo, pois será utilizado o tempo para contar e registrar as aves encontradas no momento, sendo o tempo de permanência no local associado à abundância de aves e o tamanho da área (Guadagnin et al., 2005). As aves serão contadas segundo o método descrito por Bibby et al. (1992), em que o observador fica em um ponto fixo e conta os indivíduos de cada espécie com binóculos, registrados fotograficamente, se necessário.
Dependendo do tamanho da lagoa ou barreiro podem ser estabelecidos vários pontos, procurando-se, deste modo, estimar o número de aves aquáticas por contagem direta. O deslocamento entre os pontos de observação será realizado a pé. A escolha desses pontos será efetuada de forma a obter uma visualização total da área de cada lagoa, tentando sempre provocar o mínimo de agitação em relação às aves presentes.
Serão utilizados os guias de campo Narosky et al. (2003), Erize et al (2006) e Sigrist (2007).
4.6. AMOSTRAgEM DE AVES NOTURNAS
Em cada expedição serão realizadas amostragens noturnas variando o horário das observações entre o ocaso e o nascer do sol. As trilhas serão percorridas a pé, podendo-se utilizar play back para as espécies mais comuns na região. Além dos dados anotados para outras espécies, a fase da lua e horário da atividade devem ser relacionados (Barros e Cintra, 2009). Será
utilizado playback das vozes (gritos e cantos) das espécies noturnas possíveis de serem registradas no local, sendo que a sequência de vocalizações será categorizada de acordo com o tamanho das espécies, começando do menor para maior, evitando assim a inibição das pequenas espécies (Fink et al., 2012).
Censo noturno Megascops choliba.
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A COMOB está desenvolvendo uma plataforma de banco de dados (BD) que concentrará os sistemas Sabia (Gerenciamento de Projetos de Pesquisa), Espécies e SISBIO, entretanto sem prazo de finalização. A política de uso de dados, que contempla, acesso, utilização e níveis de integração, ainda estão em definição.
Até o momento recomenda-se passar os dados das planilhas de campo para um arquivo em Excel (.cvs), com modelo pré-definido e repassado pelo CEMAVE aos parceiros, até que o mesmo seja importado para uma base de dados específica. Cada UC terá uma cópia do BD, que será alimentado por seus pontos focais, imediatamente após a realização da amostragem com redes de neblina pela UC e repassada para o CEMAVE. Todos os BD das UC ficarão concentrados no CEMAVE.
Os dados são públicos, independentemente de quem os coletou em campo. As análises poderão ser realizadas em várias escalas, sendo os responsáveis, o CEMAVE, servidores da UC e pesquisadores.
As análises mínimas necessárias para cada objetivo serão:
(1) Determinar periodicamente (a cada três anos) a riqueza e composição da avifauna nos diferentes tipos de hábitat nas UC da Caatinga , por meio de:
a. Curva de acúmulo de espécies
b. Lista por fitofisionomia por expedição
c. Tendência avaliada a cada 3 anos
(2) Acompanhar as tendências na abundância relativa das espécies de aves (periodicidade a
cada três anos), por meio de:
a. Variação temporal nas taxas de captura
b. Variação temporal na média de indivíduos
por ponto de contagem (dentro do raio de 50
m)
c. Frequência de ocorrência sem raio
limitado ou IPA
Outras análises serão realizadas de acordo
com a planilha de anilhamento, com periodicidade
de três anos, como: período de reprodução e muda,
proporção de jovens nas populações, avaliação
da variação temporal da relação biométrica de
asa, cauda e peso. A avaliação e determinação
de eventuais ou possíveis espécies foco de
monitoramento serão realizadas a cada três anos.
A partir disso, protocolos específicos, como a
determinação da densidade, mapeamento, dentre
outros, poderão ser requeridos. Ressalta-se que
demandas externas poderão predizer as espécies
foco de monitoramento.
A avaliação destes dados terá periodicidade
trienal, assim como a atualização do BD de
acordo com o CBRO.
5. BANCO E ANáLISE DE DADOS
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Ao final do trabalho será desenhada a curva de acúmulo de espécies registradas, onde o eixo “x” representará o número de listas de MacKinnon e o eixo “y” o número de novas espécies registradas na área e para cada fitofisionomia. Esta curva irá evidenciar se o número de listas utilizado para o levantamento foi suficiente para o registro da maioria das espécies de aves existentes em cada fitofisionomia e na área a ser estudada, através da estabilização da curva (Vielliard et al., 2010). A tendência será avaliada a cada três anos.
Quanto às redes de neblina serão calculadas a taxa de captura (número de indivíduos capturados por hora-rede), para permitir comparações quantitativas entre áreas e períodos amostrados, com a fórmula: TC = n x 100 / HR, onde n = número de espécimes capturadas, HR = número de horas-rede da amostra; e TC é a taxa de captura (Roos et al., 2006).
Para avaliar o nível de semelhança na composição da avifauna entre as fitofisionomias e compará-las será utilizado o Índice de Similaridade de Sorensen (Valentin, 1995), por meio da fórmula Is = 2a / 2a + b + c, onde: a = número de espécies comuns às duas amostras, b = número de espécies que ocorrem apenas nas amostras 1 e c = número de espécies que ocorrem apenas na amostra 2.
Serão utilizados os estimadores de riqueza Chao 2 e Jack 1, calculados pelo software EstimateS 7.5, de acordo com Araujo (2009).
Chao 2 e Jack 1 demostraram melhores
tendência e acurácia, com melhores resultados de estimativas semelhantes à riqueza total ou com amplitude de seus desvios padrão contendo o valor de riqueza total.
Os dados obtidos no levantamento quantitativo serão transportados para uma planilha de software estatístico para o cálculo do número de indivíduos por ponto de contagem com raio limitado (IPA 50) e IPA (sem raio limitado) (Vielliard et al., 2010).
O número de indivíduos por ponto de contagem com raio limitado e o IPA são usados para estimar a proporção de uma mesma espécie na comunidade, relacionando o número médio de contatos por amostras, permitindo comparações entre comunidades similares.
Será realizada a ordenação decrescente destes índices para mostrar a repartição da abundância relativa da comunidade em questão. Os índices globais serão obtidos por meio da somatória dos IPAs e por número de indivíduos por ponto de contagem com raio limitado para cada expedição, para mostrar as variações sazonais.
Para a análise dos dados relativos às aves aquáticas, os registros individuais obtidos para cada espécie em cada localidade serão convertidos em um índice (nº de indivíduos/100 horas de observação) (Willis, 1979; Willis e Oniki, 1981; Olmos et al., 2005), permitindo comparações diretas da abundância relativa das espécies, e da mesma espécie em diferentes localidades.
5.1. ANáLISE DE DADOS
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Recomenda-se como protocolo de biossegurança mínimo a ser utilizado em campo:
1. Lavar as mãos com água e sabão ou similar, antes e depois das atividades diárias
2. Fazer higiene complementar das mãos com álcool gel ou líquido 70°
3. Desinfetar com álcool líquido 70° diariamente instrumentos não descartáveis utilizados nas atividades, como tesouras, pinças, alicates, etc.
4. Durante a retirada das aves das redes de neblina ou de outros tipos de armadilha, pode ser necessário utilizar equipamentos de proteção individual (EPI) como máscara N95, óculos de proteção e roupas (macacões, aventais)
5. Utilizar máscara e luvas durante a manipulação das aves
6. Utilizar obrigatoriamente luvas de procedimento para colheita de material biológico
7. Durante a retirada e colocação do EPI, adotar práticas que minimizem o contato com a área externa do mesmo
8. Utilizar álcool gel ou 70° para limpeza das mãos antes de depois do processamento de cada ave
9. Não tocar boca, nariz, olhos, rosto, cabelo ou manipular alimentos ou bebidas durante as atividades de rede de neblina
10. Utilizar calçados fechados e se possível perneiras nas atividades de campo
11. Não manter ou guardar bolsas, roupas ou quaisquer outros objetos pessoais não relacionados com o trabalho próximos ao local de manipulação dos animais
12. Evitar a circulação com as roupas de trabalho nas áreas destinadas à alimentação e repouso
13. Manter uma distância de segurança entre a área de trabalho e área de alimentação e descanso
14. Em caso de aves mortas, realizar necropsia e encaminhar a carcaça para coleções ornitológicas ensacadas, identificadas e congeladas
15. Monitorar, durante o trabalho de campo e até uma semana após, sinais clínicos que possam indicar algum tipo de doença transmissíveis por aves, como: febre, fraqueza, tosse, dores de cabeça ou em outras partes do corpo
16. Procurar ajuda médica na presença destes sinais e relatar a sintomatologia ao coordenador da expedição
17. Separar os resíduos orgânicos, inorgânicos e infectantes, destinando-o de maneira adequada, conforme segue:
a. Orgânico – cavar vala profunda e enterrar
b. Inorgânico – separar em sacos de lixo apropriados e dar correta destinação em cidades com aterros sanitários ou encaminhar para reciclagem
c. Contaminante - deve ser trazido de volta de todas as expedições de campo e encaminhado adequadamente para o descarte
6. BIOSSEgURANÇA
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O CEMAVE arquivará um Banco de Imagens e sons, sendo os autores das imagens e gravações convidados a depositarem seus arquivos e assinarem a DECLARAÇÃO DE CESSÃO DE USO NÃO COMERCIAL DE IMAGENS E GRAVAÇÕES, a qual respeitará as autorias, dando seus créditos na utilização de tais arquivos. Estas imagens e sons poderão ser utilizadas na divulgação do CEMAVE e seus projetos.
O presente projeto seguirá as Diretrizes retiradas do Relatório da Comissão de Integridade de Pesquisa do CNPq instituída pela portaria PO-085/2011 de 5 de maio de 2011:
1. A inclusão de autores no manuscrito deve ser discutida antes de começar a colaboração e deve se fundamentar em orientações já estabelecidas, tais como as do International Committee of Medical Journal Editors.
2. Somente as pessoas que emprestaram contribuição significativa ao trabalho merecem autoria em um manuscrito. Por contribuição significativa entende-se realização de expedições de campo, participação na elaboração do planejamento experimental, análise de resultados e elaboração do corpo do manuscrito. Empréstimo de equipamentos, obtenção de financiamento ou supervisão geral não justificam, por si só, a inclusão de novos autores, que devem ser objeto de agradecimento.
3. A simples participação em atividades de campo por si só não justifica a inclusão
como autor e sim nos agradecimentos. Entretanto as pessoas que participaram das expedições devem ser convidadas a serem co-autores. Estas pessoas serão incluídas desde que contribuam efetivamente na redação e análises realizadas.
4. A colaboração entre pesquisadores e estudantes deve seguir os mesmos critérios. Os supervisores devem cuidar para que não se incluam na autoria estudantes com pequena ou nenhuma contribuição nem excluir aqueles que efetivamente participaram do trabalho.
5. Autoria fantasma em Ciência é eticamente inaceitável.
6. Todos os autores de um trabalho são responsáveis pela veracidade e idoneidade do trabalho, cabendo ao primeiro autor e ao autor correspondente responsabilidade integral, e aos demais autores responsabilidade pelas suas contribuições individuais.
7. Os autores devem ser capazes de descrever, quando solicitados, a sua contribuição pessoal ao trabalho.
8. Todo trabalho de pesquisa deve ser conduzido dentro de padrões éticos na sua execução, seja com animais ou com seres humanos.
7. USO DE IMAgENS E AUTORIA
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Durante etapa de convite e organização da equipe:
1. Enviar Carta Convite (Ofício ou Memo), formulário de diárias e passagens e este Protocolo
2. Enviar DECLARAÇÃO DE CESSÃO DE USO NÃO COMERCIAL DE IMAGENS E GRAVAÇÕES e FICHA MÉDICA
3. Solicitar aceite por email ou carta, currículo resumido e formulário devidamente preenchido
No início da expedição ou atividades de campo, repassar aos participantes da expedição em reunião presencial:
1. Os objetivos do projeto, o método a ser empregado e o cronograma da expedição
2. O protocolo de coleta de dados adotados pela expedição
3. A importância da padronização na coleta de dados, a necessidade de atenção na coleta e no registro dos dados
4. O protocolo de biossegurança
5. Esclarecimentos sobre as autorizações SISBIO e SNA.net: o que pode ser coletado, o que está autorizado, pesquisadores autorizados, etc
6. A autoria dos dados, discutir e acordar a autoria das produções decorrentes da expedição
7. Manutenção de materiais e equipamentos de uso coletivo: cuidados, manutenção, limpeza, evitar a mistura de materiais/equipamentos pessoais com os do CEMAVE, relatos de perdas/quebras, etc
8. Cuidados com bibliografia de campo (livros, guias): limpeza, preservação das obras, etc
9. Relações interpessoais em campo, espírito de equipe, segurança em campo, postura profissional e institucional, etc
10. Separação e destinação do resíduo produzido pela expedição/equipe
11. Monitoramento da saúde individual pós expedição
12. Relatórios de viagem: importância, necessidade de comprovantes. Se possível levar os relatórios já preenchidos para assinatura ao fim da expedição. Cobrar os comprovantes de passagens aéreas/terrestres quando for o caso.
Ainda é importante:
1. Controlar a lista de equipamento/materiais de campo do CEMAVE quando da saída à expedição e no retorno. Relatar toda e qualquer quebra ou perda de material imediatamente. Separar material inservível e dar destinação ao mesmo (conserto ou descarte)
2. Solicitar aos participantes a comprovação de vacinação para: tétano, febre amarela, tríplice viral, hepatite. Orientar quanto à importância de manter o cartão de vacinação atualizado
3. Controlar as fichas de campo diariamente e ao fim da expedição. Manter as fichas e dados de campo em local seguro, arquivar durante e após a expedição e alimentar o banco de dados diariamente, se possível
4. Elaborar texto release para divulgação e repasse a ASCOM/ICMBio
5. Organizar o banco de imagens e gravações da expedição com nome do local, data, espécie(s) e outras informações necessárias.
8. PROTOCOLO COORDENADOR DO PROJETO
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Um ambiente saudável é definido como aquele estável e sustentável, capaz de manter sua organização, autonomia e resistência ao estresse ao longo do tempo. O principal indicador de um ecossistema doente é a alta prevalência de doenças nos grupos bióticos que o compõe e de forma recíproca, um ecossistema doente aumenta o risco de ocorrência de doenças nos componentes bióticos. A conservação da biodiversidade é crítica para prevenir a emergência de doenças em novos reservatórios ou amplificadores. A vigilância e monitoramento de doenças em animais silvestres também são imprescindíveis no contexto ambiental e de saúde pública, pois estes animais agem como sentinelas, refletindo alterações ambientais precocemente, o que proporciona maior eficiência no monitoramento ambiental e permite o acesso rápido a informações sobre as condições da área (MANGINI, 2010).
Para avaliação da saúde as aves capturadas podem passar por: avaliação clínico-física e colheita de material biológico de acordo com a FICHA CLÍNICA.
O exame clínico contará com inspeção da cabeça, cavidade oral, corpo, membros e cloaca. A quantidade de gordura em uma ave pode indicar os períodos de estresse, disponibilidade de alimento e outras condições como a adequação de um indivíduo. As partes do corpo onde é melhor de se visualizar o acúmulo de gordura são a fúrcula e o abdome (RALPH et al 1996).
A colheita de amostras biológicas será realizada por conveniência não probabilística, procurando-se amostrar o maior número de aves capturadas. Aves que morrerem durante a captura passarão por necropsia e o material colhido será acondicionado em formol 10%, encaminhado para exame histopatológico e as carcaças para
AVALIAÇÃO DA SAÚDE DAS AVES
PROTOCOLOS ADICIONAIS
O estudo da dieta das aves fornece dados importantes sobre estrutura trófica de comunidades e condições físicas do ambiente. Estes tipos de estudos devem ser incentivados por ser a única forma de suplantar diferenças no conhecimento atual da dieta de aves neotropicais (Sabino e Duca, 2011).
Para as aves que defecarem nos sacos de contenção ou contenção, sugerimos colocar as amostras de excreta criotubos com tampa de rosca com álcool 70%, para posteriormente
analisar as amostras com lupa e classificar os itens alimentares encontrados de acordo com Piratelli (1999).
Piratelli, A. J. 1999. Comunidades de Aves de sub-bosque na região leste de Mato Grosso do Sul. Tese de doutorado. Universidade Estadual Paulista. 206 p.
Sabino, U. e Duca, C. 2011. Utilização do tártaro emético no estudo de dieta de aves. Natureza on line 9 (3): 144-145.
AVALIAÇÃO DE gUILDAS TRÓFICAS
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coleções ornitológicas. Todos os procedimentos serão realizados mediante o uso de equipamentos de proteção individual, atenderão a regras de biossegurança.
Amostras de sangue devem ser obtidas a partir das veias ulnar, metatársica medial, jugular ou corte de unha, dependendo do tamanho da
ave, com volume de no máximo 1% do peso vivo (OWEN, 2011). Os esfregaços sanguíneos serão realizados no momento da colheita em duplicata, fixados com metanol e as lâminas coradas em laboratório com a as técnicas de Wright, Giemsa ou de May-Graunwald-Giemsa modificada por Rosenfeld e examinadas ao microscópio óptico.
Depósito gordura fúrcula.
Arq
uivo
Cem
ave
Depósito gordura abdome.
Arq
uivo
Cem
ave
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Para a colheita de sangue utiliza-se agulhas 13 x 4,5 e microtubos capilares. Colheita de sangue em Formicivora melanogaster.
Colheita de sangue utilizando-se microcapilares.
Arq
uivo
Cem
ave
Colheita de sangue com agulha 13 x 4,5 e tubos capilares.
Arq
uivo
Cem
ave
Arq
uivo
Cem
ave
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Para a PCR para a detecção de hemoparasitos, aproximadamente 50 µL de sangue total deve ser fixado em álcool PA ou cartões FTA (OWEN, 2011). As primeiras devem ser mantidas em temperatura ambiente para o transporte até o laboratório, onde são mantidas à -20º. C, já as amostras em cartões FTA serão mantidas em temperatura ambiente.
As amostras fecais deverão ser colhidas a partir dos sacos de transporte ou imediatamente após a defecação durante o manejo das aves e acondicionadas em microtubos e refrigeradas (4°C), até o momento do processamento, o qual não ultrapassará sete dias, para a pesquisa de ovos e oócitos de parasitos gastrintestinais.
Para avaliação da carga parasitária devem ser coletados dados de prevalência (número de hospedeiros parasitados/número de hospedeiros
examinados) e intensidade (número total de parasitos coletados/número de hospedeiros infestados).
Para a amostragem deve ser considerada não somente o encontro do parasito, como os micro-hábitats propícios para todos os ínstares de cada espécie dos diferentes artrópodes. Seguir Arzua e Valim (2010) para amostragem quantitativa de ectoparasitos.
Para proceder ao estudo da microbiota serão colhidos swabs cloacais, acondicionados em meio Stuart ou Amies, até o processamento, não devendo ultrapassar 48 h.
Para a detecção de Chlamydophila psittaci, Mycoplasma spp., Salmonella spp., paramixovírus, Influenza aviária e vírus da Doença do Oeste do Nilo serão colhidos swabs
Carrapatos encontrados ao redor do olho de Neopelma pallescens.
Carrapatos são encontrados normalmente na cabeça, ao redor do olho e bico.
Ácaros de rêmige observados contra a luz.Lesão de pele causada por larvas Trombiculi-dae em Turdus leucomelas.
Projeto de Monitoramento da Avifauna em Unidades de Conservação Federais do Bioma Caatinga
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ARZUA, M.; VALIM, M. P. Bases para o estudo qualitativo e quantitativo de ectoparasitos em aves. In: VON MATTER, S.; STRAUBE, F. C.; ACCORDI, I. A.; PIACENTINI, V. Q.; CÂNDIDO-JR, J. F. (org.). Ornitologia e conservação: ciência aplicada, técnica de pesquisa e levantamento. Rio de Janeiro: Technical Books, 2010. p. 347-365.
LIMA, P. C.; SANTOS, S. S.; LIMA, R. C. F. R. Levantamento e anilhamento da ornitofauna na pátria da arara-azul-de-lear (Anodorhynchus leari, Bonaparte, 1856): um complemento ao levantamento realizado por SICK, H.; GONZAGA, E. D. & TEIXEIRA, M. 1987. Atualidades Ornitológicas, v. 112, p. 11-21, 2003.
LIMA, P. C. Aves da pátria da Leari. Atualidades Ornitológicas, v. 128, p.29, 2005.
LIMA, D.M.; NEVES, E.L.; ALVES, E.M. Avifauna da Estação Ecológica de Canudos. Atualidades Ornitológicas, v. 159, p. 43-50, 2011.
MANGINI, P. R. A saúde e suas relações com a biodiversidade, a pesca e a paisagem em duas comunidades de pescadores artesanais no litoral
do Paraná. 2010. 268 f. Tese (Doutorado) - Curso de Pós-graduação em Meio Ambiente e Desenvolvimento da Universidade Federal do Paraná, Curitiba, 2010.
NUNES, C. E. C.; MACHADO, C. G.Avifauna de duas áreas de caatinga em diferentes estados de conservação no Raso da Catarina, Bahia, Brasil. Revista Brasileira de Ornitologia, v. 20, n. 3, p. 215-229, 2012.
OWEN, J. C. Collecting, processing, and storing avian blood: a review. Journal of Field Ornithology, v. 82, n. 4, p. 339-354, 2011.
RALPH, C.J.; GEUPEL, G.R.; PYLE, P.; MARTIN, T.E.; DESANTE, D.F.; MILÁ, B. Manual de métodos de campo para el monitoreo de aves terrestres. Gen. Tech. Rep. PSW-GTR-159. Albany,CA: Pacific Southwest Research Station, Forest Service, U.S. Department of Agriculture, 1996. 46 p.
SICK, H.; GONZAGA, L. P.; TEIXEIRA, D. M. A arara-azul-de-lear, Anodorhynchus leari Bonaparte, 1856. Revista Brasileira de Zoologia, v. 3, n. 7, p. 441:463, 1987.
REFERÊNCIAS
orotraqueais e cloacais, armazenados em microtubos contendo 1 ml de solução salina tamponada (PBS) 160 mM pH 7,2 a 7,4 com antibióticos, congelados em nitrogênio líquido e encaminhados em gelo seco para o processamento pela PCR, RT-PCR, nested-PCR,ou reação em cadeia pela polimerase em tempo real (rPCR).
Para detecção de anticorpos anti-Toxoplasma gondii será coletado soro, mantido a -20ºC até o processamento, pelo teste de MAT, de acordo com o método descrito por Dubey e Desmonts (1987), e as amostras positivas serão diluídas e tituladas.
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EXPEDIÇÃO N° LOCAL UC LAT LONG
ELEVAÇÃO m
FITOFISIONOMIA ALTURAESTÁGIO PRESENÇA DE ÁGUAMEDIDA DE COBERTURA DE DOSSEL - COM DENSIÔMETRO ESFÉRICO
ANTRÓPICA CAÇAentorno criação animais Outrosborda desmatamentozona UC corte seletivoresidências queimadatrilhas espécies exoticas
DATA EQUIPEVENTO (Beaufort)* CHUVA* NEBULOSIDADE*calmo ausente 0%
neblina <25%chuva fina 25-75%moderada >75%
chuva forte 100%
TEMPERATURA UR
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REDES Linha___Lat Long Linha____ Lat Long Linha ___ Lat Long
N° REDES Linha___ Linha_____ Linha____
N LISTAS N PONTOS
Vento fresco: movem-se os ramos das árvores; dificuldade em manter um guarda chuva aberto; assobio em fios de postes
FICHA DE CAMPO GERAL
brisa moderada: poeira e pequenos papéis levantados; movem-se os galhos das árvoresbrisa leve: as folhas das árvores movem
brisa forte: movimentação de grandes galhos e árvores pequenas
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UC Local UC LocalObservador ObservadorAnotador AnotadorData Início Final Data Início Final
Registro OBS Registro OBS1 12 23 34 45 56 67 78 89 9
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UC Local UC LocalObservador ObservadorAnotador AnotadorData Início Final Data Início Final
Registro OBS Registro OBS1 12 23 34 45 56 67 78 89 9
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UC Local UC LocalObservador ObservadorAnotador AnotadorData Início Final Data Início Final
Registro OBS Registro OBS1 12 23 34 45 56 67 78 89 9
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0-50 m >50 m Registro OBS 0-50 m >50 m Registro OBS
Ponto Local Ponto Local
Observador ObservadorAnotador AnotadorData Hora Data Hora
0-50 m >50 m Registro OBS 0-50 m >50 m Registro OBS
Ponto Local Ponto LocalObservador ObservadorAnotador AnotadorData Hora Data Hora
0-50 m >50 m Registro OBS 0-50 m >50 m Registro OBSEspécie Espécie
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MATERIAL DE ANILHAMENTOQtde. Material/Equipamento Ok
2 Paquímetro2 Régua metal (30 cm) 2 Alicates fechar anilha1 Alicate fechar anilha ponta fina 1 Alicate abrir anilha ponta fina1 Alicate redondo1 Lima30 Redes-de-neblina 36 mm (12 x 2,5 m)1 Mochila para redes50 Cordinhas100 Sacos de pano grandes100 Sacos de pano pequenos2 Saco estanque plástico 1 Caixa de Anilhamento30 Varas de aluminio (Pares – fina e grossa)
2 pesola 100g1 pesola 600g
MATERIAL DE CAMPINGQtde. Material/Equipamento Ok
5 Barracas2 Tendas2 Mesa plástica com 4 bancos2 Bancos Camping desmontável 1 Fogão 2 Garrafa térmica para água 5 litros3 Cantil1 Botijão Gás 13 Kg2 Lanterna de cabeça2 Lanterna de mão2 Depósitos para água 50 litros2 Deposito para água 20 litros2 Lona 3x3
MATERIAL DE COZINHAQtde. Material/Equipamento Ok
2 Caixa plástica com tampa1 Caixa térmica1 Caixa tipo engradado1 Tábua de carne1 Peneira plástico1 Coador café tecido1 Ralador10 Pratos plásticos 10 Canecas plástico2 Garrafa térmica para café1 Pegador de massa10 Colher sopa10 Garfos
10 Faca de mesaPanelas em geral
1 Panela de pressão1 Escorredor de massa2 Facas de corte2 Colheres metal grande1 Escumadeira1 Concha1 Garfo grande com cabo de madeira1 Saca-rolhas1 Abridor de latas/garrafas inox2 bacias pequenas
MATERIAL DE LIMPEZAQtde. Material/Equipamento Ok
Papel higiênicoDetergenteSabão em póSabão em pedraBuchaPano de chão e cozinhaFósforo
FERRAMENTASQtde. Material/Equipamento Ok
04 Facão01 Marreta metal
OUTROS EQUIPAMENTOSQtde. Material/Equipamento Ok
1 Binóculos1 Trena a laser1 Lupa de cabeça1 Kit acústico (microfone + gravador
+ caixa de som)1 Máquina fotográfica
1 GPS34 pilhas1 carregador de pilhas1 mini-conversor de energia1 radio
Kit primeiros socorrosPlanilhas de campo
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MATERIAL VETERINÁRIA E EPI'S ‐ CHECK LISTQuant. Unid. Material ok
1 unidade Accu check1 frasco água destilada10 unidade Agulha 13 x 4,51 frasco Álcool 70%1 frasco álcool gel1 frasco álcool PA1 pacote Algodão hidrofilo 2 unidade alicate de corte1 unidade atadura1 rolo barbante5 unidade bata1 unidade botijão de nitrogênio2 caixa caixa para microtubos1 unidade caixa para transporte material1 unidade caixa térmica2 unidade caneta permanente2 pacote capilar1 unidade centrífuga para tubos1 unidade centrífuga para tubos capilares1 frasco clorofórmio2 unidade contador de aves2 pacote cotonete1 pacote criotubos500 unidade criotubos com PBS1 unidade descartex2 unidade durex/fita1 unidade estante para microtubos1 unidade estojo material necropsia1 unidade estojo material sutura10 folha etiquetas1 frasco formol 10%2 unidade FTA cards1 pacote Gaze1 unidade gelo reciclável
gelo seco1 unidade Glicopam1 frasco Heparina1 unidade isopor2 unidade lâmina extensora1 unidade laminário1 caixa Lâminas de vidro1 caixa lamínula2 unidade lápis 1 unidade lupa1 caixa luva de procedimento M1 caixa luva de procedimento P1 caixa máscara
massa de modelar1 frasco Metanol1 rolo micropore30 unidade microtubos (Eppendorf)
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MATERIAL VETERINÁRIA E EPI'S ‐ CHECK LISTQuant. Unid. Material ok
nitrogênio2 unidade óculos de proteção
papel toalha1 rolo parafilme1 frasco permanagato de potássio2 unidade pinça/tesoura cirúrgica1 unidade pincel1 unidade pipetador
pipetas de Pasteurplanilhas VETERINÁRIA
1 pacote ponteiras30 unidade Potes ou sacos coletores1 unidade prancheta1 unidade protetor solar1 frasco PVPI1 unidade repelente10 unidade saco lixo hospitalar10 unidade sacos de lixo10 unidade Seringa 3 ml30 unidade Seringas insulina agulhadas2 frasco solução fisiológica50 unidade Stuart1 caixa swab
1000 unidade swab uretral1 unidade termohigrômetro digital1 frasco Terracortril30 unidade Tubo sem EDTA/fator coag.
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Projeto de Monitoramento da Avifauna em Unidades de Conservação Federais do Bioma Caatinga
MINISTÉRIO DO MEIO AMBIENTEINSTITUTO CHICO MENDES DE CONSERVAÇÃO DA BIODIVERSIDADE
CENTRO NACIONAL DE CONSERVAÇÃO DE AVES SILVESTRES
DECLARAÇÃO DE CESSÃO DE USO NÃO COMERCIAL DE IMAGENS EGRAVAÇÕES
Eu, _________________________, inscrito no CPF sob o nº ____________________ e RGnº _________________, órgão expedidor _________, residente e domiciliado à_________________________________, no município de __________________, no Estado ______________, CEP ____________ e telefone_______________________, cedo, a título gratuito, os direitos de uso não comercial da(s) imagem(s) e gravação(ões) apresentada(s) em relação anexa ao Instituto Chico Mendes de Conservação da Biodiversidade – ICMBio, autarquia federal de regime especial criada pela Lei n.º 11.516, de 28 de agosto de 2007, com sede na EQSW 103/104 Complexo Administrativo, Bloco C, Sudoeste, Brasília-DF, 70.670-350, inscrita no CNPJ/MF sob o nº 08.829.974/0001-94, para usar exclusivamente emmateriais institucionais, em mídia impressa e eletrônica, desde que sejamacompanhadas dos créditos ao autor.
Declaro ainda ser o titular único do direito autoral sobre a(s) imagem(s) e gravação(ões) emquestão, podendo dela(s) dispor, a qualquer título, inclusive ceder seu direito autoralpatrimonial.
Brasília, _____de___________de_______.
______________________________________
Projeto de Monitoramento da Avifauna em Unidades de Conservação Federais do Bioma Caatinga
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MINISTÉRIO DO MEIO AMBIENTEINSTITUTO CHICO MENDES DE CONSERVAÇÃO DA BIODIVERSIDADE
CENTRO NACIONAL DE CONSERVAÇÃO DE AVES SILVESTRES
FICHA MÉDICA
NOME____________________________________________________________________Email:_________________________________TELEFONE:_________________________
1. MedicamentosToma algum medicamento de uso controlado ou contínuo?( ) Não Sim ( ) Qual?Possui alergia a algum medicamento ou componente químico?( ) Não Sim ( ) Qual?
2. Reações alérgicasQual tipo de alergia que possui?( ) Não possui( ) A alimentos. Quais?( ) A picadas de insetos. Algum especifico?( ) A componentes químicos de protetor solar, repelentes etc?( ) A medicamentos: Quais?( ) Outros. Quais?
3. Assinale abaixo( ) Possui Diabete? Tipo:( ) Sofre de Epilepsia?( ) Sofre de desmaios frequentes( ) Possui algum problema cardíaco ou congênito. Especifique.Tipo Sanguíneo: Fator RH:
4. Vacinas e outras informações – ver cartão de vacinaçãoResponda se possui a vacina e a data de validade da mesma:( ) Febre amarela: Validade:( ) Antitetânica: Validade:( ) Tríplice Viral (Sarampo, Rubéola e Caxumba): Validade:( ) Hepatite: Validade:
5. Restrições (indicar restrições físicas e ou doenças crônicas porventura existentes).
6. Em caso de acidente, devemos avisar?Nome:Grau de parentesco:Telefone:
7. Outras informações que julgue importante.
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l. 19
87 (E
sec
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jacê
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s) =
A; L
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l. 20
03 (E
sec
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; Lim
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al.
2005
(Ese
c, Je
rem
oabo
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C; L
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et a
l. 20
11 (C
anud
os) =
D; N
unes
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do 2
012
(Ese
c) =
E; N
unes
e M
acha
do 2
012
(Pau
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o) =
F; N
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s (Es
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APA
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ranc
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G.
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END
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te; E
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ndêm
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do B
rasil
; A =
am
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da.
Projeto de Monitoramento da Avifauna em Unidades de Conservação Federais do Bioma Caatinga
71
Nom
e do
Táxon
Nom
e em
Portugu
ês
English Nam
eStatus
Freitas e
t al.
2011
Nossos
registros
Tinamifo
rmes Huxley, 187
2Tinamidae
Gray, 184
0 Crypturellus n
octivag
us (Wied, 182
0)jaó‐do
‐sul
Yellow‐le
gged
Tinam
ouR, E
xx
Crypturellus p
arvirostris (Wagler, 18
27)
inhambu
‐cho
roró
Small‐b
illed
Tinam
ouR
xCrypturellus tatau
pa (Temminck, 181
5)inhambu
‐chintã
Tataup
a Tinamou
Rx
xRh
ynchotus ru
fescens (Tem
minck, 181
5)pe
rdiz
Red‐winged Tinamou
Rx
Nothu
ra boraq
uira (Spix, 182
5)codo
rna‐do
‐norde
ste
White‐bellied Nothu
raR
xx
Anseriformes Linnaeu
s, 175
8An
atidae
Leach, 182
0 De
ndrocygninae
Reichen
bach, 185
0De
ndrocygn
a vidu
ata (Linnaeu
s, 176
6)ire
rêWhite‐fa
ced Whistling‐Du
ckR
xAn
atinae
Leach, 182
0Ca
irina
moschata (Linnaeu
s, 175
8)pato‐do‐mato
Muscovy Duck
Rx
Amazon
etta brasiliensis
(Gmelin, 178
9)pé
‐vermelho
Brazilian
Teal
Rx
xNom
onyx dom
inica (Linnaeu
s, 176
6)marreca‐de‐bico‐roxo
Masked Du
ckR
xGa
lliform
es Linnaeu
s, 175
8Cracidae
Rafinesqu
e, 181
5Penelope
superciliaris Tem
minck, 181
5jacupe
mba
Rusty‐margine
d Gu
anR
xx
Penelope
jacucaca
Spix, 182
5jacucaca
White‐browed
Guan
R, E
xx
Podicipe
diform
es Fürbringer, 18
88Po
dicipe
didae Bo
naparte, 183
1Tachybap
tus d
ominicus (Linn
aeus, 176
6)mergulhão
‐peq
ueno
Least G
rebe
Rx
xPo
dilymbu
s pod
iceps (Linnaeu
s, 175
8)mergulhão
‐caçador
Pied
‐billed
Grebe
Rx
Pelecaniform
es Sharpe, 189
1Arde
idae
Leach, 182
0Tigriso
ma lineatum
(Bod
daert, 17
83)
socó‐boi
Rufescen
t Tiger‐Heron
Rx
xNycticorax nycticorax
(Linnaeu
s, 175
8)savacu
Black‐crow
ned Night‐Heron
Rx
Butorid
es stria
ta (Linnaeu
s, 175
8)socozin
hoStria
ted He
ron
Rx
xBu
bulcus ibis (Linnaeu
s, 175
8)garça‐vaqu
eira
Cattle Egret
Rx
Ardea alba
Linnaeu
s, 175
8garça‐branca‐grand
eGreat E
gret
Rx
xPilherod
ius p
ileatus
(Bod
daert, 17
83)
garça‐real
Capp
ed Heron
Rx
Cathartiformes Seebo
hm, 189
0Cathartid
ae Lafresnaye, 183
9Ca
thartes a
ura (Linnaeu
s, 175
8)urub
u‐de
‐cabeça‐verm
elha
Turkey Vulture
Rx
xCa
thartes b
urrovian
us Cassin
, 184
5urub
u‐de
‐cabeça‐am
arela
Lesser Yellow‐heade
d Vu
lture
Rx
x
List
a de
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s da
Flor
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nal o
riund
o do
hem
isfér
io n
orte
; E =
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écie
end
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a do
Br
asil.
72
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Nom
e do
Táxon
Nom
e em
Portugu
ês
English Nam
eStatus
Freitas e
t al.
2011
Nossos
registros
Coragyps atratus
(Bechstein, 179
3)urub
u‐de
‐cabeça‐preta
Black Vu
lture
Rx
xSarcoram
phus pap
a (Linnaeu
s, 175
8)urub
u‐rei
King
Vulture
Rx
Accipitrifo
rmes Bon
aparte, 183
1Accipitridae Vigors, 182
4Elan
us leucurus
(Vieillot, 181
8)gavião
‐pen
eira
White‐tailed Kite
Rx
Accipiter b
icolor
(Vieillot, 181
7)gavião
‐bom
bachinha
‐grand
eBicolored Ha
wk
Rx
Geran
ospiza caerulescens (Vieillot, 181
7)gavião
‐pernilongo
Crane Ha
wk
Rx
xHe
terospizias m
eridiona
lis (Latham, 179
0)gavião
‐caboclo
Savann
a Ha
wk
Rx
xRu
pornis mag
nirostris
(Gmelin, 178
8)gavião
‐carijó
Roadsid
e Ha
wk
Rx
xGeran
oaetus albicau
datus (Vieillot, 181
6)gavião
‐de‐rabo
‐branco
White‐tailed Ha
wk
Rx
Gruiform
es Bon
aparte, 185
4Ra
llidae Ra
finesqu
e, 181
5Aram
ides cajan
eus (Statiu
s Muller, 17
76)
saracura‐três‐po
tes
Gray‐necked Woo
d‐Ra
ilR
xLaterallus m
elan
opha
ius (Vieillot, 181
9)sanã
‐parda
Rufous‐sided
Crake
Rx
Gallinula ga
leata (Lichten
stein, 181
8)frango
‐d'água‐comum
Common
Gallinule
Rx
Porphyrio
martin
icus
(Linnaeu
s, 176
6)frango
‐d'água‐azul
Purple Gallinule
Rx
Charadriiform
es Huxley, 186
7Ch
aradriidae Leach, 182
0Va
nellus c
ayan
us (Latham, 179
0)batuíra
‐de‐espo
rão
Pied
Lapwing
Rx
Vanellus c
hilensis (M
olina, 178
2)qu
ero‐qu
ero
Southe
rn Lapwing
Rx
xJacanidae Ch
enu & Des M
urs, 185
4Jacana
jacana
(Linnaeu
s, 176
6)jaçanã
Wattle
d Jacana
Rx
xRe
curviro
strid
ae Bon
aparte, 183
1Himan
topu
s mexican
us (Statiu
s Muller, 17
76)
pernilongo‐de
‐costas‐ne
gras
Black‐ne
cked
Stilt
Rx
Scolop
aci Steijneger, 188
5Scolop
acidae
Rafinesqu
e, 181
5Tringa
solitaria W
ilson
, 181
3maçarico‐solitário
Solitary Sand
pipe
rVN
xCo
lumbiform
es Latham, 179
0Co
lumbidae Leach, 182
0Co
lumbina
minuta (Linnaeu
s, 176
6)rolinha
‐de‐asa‐cane
laPlain‐breasted
Groun
d‐Do
veR
xx
Columbina
talpacoti (Tem
minck, 181
1)rolinha
‐roxa
Rudd
y Grou
nd‐Dove
Rx
xCo
lumbina
squa
mmata (Lesson, 183
1)fogo
‐apagou
Scaled
Dove
Rx
xCo
lumbina
picui (T
emminck, 181
3)rolinha
‐picui
Picui G
roun
d‐Do
veR
xx
Claravis pretiosa
(Ferrari‐Pe
rez, 188
6)pararu‐azul
Blue
Groun
d‐Do
veR
xPa
tagioena
s picazuro (T
emminck, 181
3)po
mbão
Picazuro Pigeo
nR
xx
Patagioena
s cayennensis (B
onnaterre, 179
2)po
mba
‐galega
Pale‐ven
ted Pigeon
Rx
x
List
a de
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s da
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esta
Nac
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; E =
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Br
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Nom
e do
Táxon
Nom
e em
Portugu
ês
English Nam
eStatus
Freitas e
t al.
2011
Nossos
registros
Zena
ida au
riculata (D
es M
urs, 184
7)po
mba
‐de‐band
oEared Do
veR
xx
Leptotila verreau
xi Bon
aparte, 185
5juriti‐p
upu
White‐tippe
d Do
veR
xx
Cuculiformes W
agler, 18
30Cu
culidae
Leach, 182
0Cu
culinae
Leach, 182
0Piaya cayana
(Linnaeu
s, 176
6)alma‐de
‐gato
Squirrel Cuckoo
Rx
xCo
ccyzus m
elacoryphu
s Vieillot, 18
17papa
‐lagarta‐acanelado
Dark‐billed
Cuckoo
Rx
Crotop
haginae Sw
ainson
, 183
7Crotop
haga
ani Linnaeu
s, 175
8anu‐preto
Smoo
th‐billed
Ani
Rx
xGuira guira
(Gmelin, 178
8)anu‐branco
Guira
Cuckoo
Rx
Tape
rinae
Verhe
yen, 195
6Tapera naevia (Linnaeu
s, 176
6)saci
Strip
ed Cuckoo
Rx
xDrom
ococcyx ph
asianellus (Spix, 182
4)pe
ixe‐frito
‐verdade
iroPh
easant Cuckoo
Rx
xStrig
iform
es W
agler, 18
30Tytonidae Mathe
ws, 191
2Tyto fu
rcata (Tem
minck, 182
7)coruja‐da‐igreja
American
Barn Owl
Rx
Strig
idae
Leach, 182
0Megascops cho
liba (V
ieillot, 181
7)corujinha
‐do‐mato
Trop
ical Screech‐Owl
Rx
xGlaucidium brasilianu
m (G
melin, 178
8)cabu
réFerruginou
s Pygmy‐Owl
Rx
xAthene
cun
icularia (M
olina, 178
2)coruja‐buraque
iraBu
rrow
ing Owl
Rx
Nyctib
iiformes Yuri, Kimball, Harshman, B
owie, B
raun
, Cho
jnow
ski, Ha
n, Hackett,
Nyctib
iidae
Che
nu & Des M
urs, 185
1Nyctib
ius g
riseus (Gmelin, 178
9)mãe
‐da‐lua
Common
Potoo
Rx
xCaprim
ulgiform
es Ridgw
ay, 188
1Caprim
ulgidae Vigors, 182
5An
trostomus ru
fus (Bod
daert, 17
83)
joão
‐corta‐pau
Rufous Nightjar
Rx
xHy
drop
salis albicollis
(Gmelin, 178
9)bacurau
Pauraque
Rx
xHy
drop
salis parvula (G
ould, 183
7)bacurau‐chintã
Little Nightjar
Rx
xHy
drop
salis to
rqua
ta (G
melin, 178
9)bacurau‐tesoura
Scissor‐tailed Nightjar
Rx
xCh
ordeiles p
usillus
Gou
ld, 186
1bacurauzinho
Least N
ighthawk
Rx
xAp
odifo
rmes Peters, 194
0Ap
odidae
Olphe
‐Galliard, 188
7Streptop
rocne biscutata (Sclater, 186
6)tape
ruçu‐de‐coleira
‐falha
Biscutate Sw
iftR
xx
Chaetura m
eridiona
lis Hellm
ayr, 19
07ando
rinhão‐do
‐tem
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Sick's Sw
iftR
xTrochilidae
Vigors, 182
5Ph
aethornithinae
Jardine, 183
3
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esta
Nac
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Nom
e do
Táxon
Nom
e em
Portugu
ês
English Nam
eStatus
Freitas e
t al.
2011
Nossos
registros
Anop
etia gou
nellei (Bou
card, 189
1)rabo
‐branco‐de
‐cauda
‐larga
Broad‐tip
ped He
rmit
R, E
xx
Phaethornis p
retrei (Lesson & Delattre, 183
9)rabo
‐branco‐acanelado
Planalto Hermit
Rx
Trochilinae
Vigors, 182
5Eupetomena macroura (G
melin, 178
8)be
ija‐flor‐tesou
raSw
allow‐tailed Hu
mmingbird
Rx
xCo
libri serriro
stris
(Vieillot, 181
6)be
ija‐flor‐de‐orelha
‐violeta
White‐ven
ted Violetear
Rx
Anthracothorax nigricollis
(Vieillot, 181
7)be
ija‐flor‐de‐veste‐preta
Black‐throated
Mango
Rx
Chrysolampis m
osqu
itus (Linnaeu
s, 175
8)be
ija‐flor‐vermelho
Ruby
‐top
az Hum
mingbird
Rx
xCh
lorostilbon
lucidu
s (Shaw, 181
2)be
sourinho
‐de‐bico‐vermelho
Glittering‐be
llied
Emerald
Rx
xAm
azilia fim
briata
(Gmelin, 178
8)be
ija‐flor‐de‐garganta‐verde
Glittering‐throated
Emerald
Rx
Amazilia lactea
(Lesson
, 183
2)be
ija‐flor‐de‐pe
ito‐azul
Sapp
hire‐spangled Em
erald
Rx
Heliomaster squ
amosus (Temminck, 182
3) bico‐reto‐de‐band
a‐branca R, E
Strip
e‐breasted
Starthroat
R, E
xx
Coraciifo
rmes Forbe
s, 184
4Alcedinidae Ra
finesqu
e, 181
5Ch
loroceryle amazon
a (Latham, 179
0)martim
‐pescado
r‐verde
Amazon
Kingfish
erR
xGa
lbulifo
rmes Fürbringer, 18
88Ga
lbulidae
Vigors, 182
5Galbu
la ru
ficau
da Cuvier, 18
16arira
mba
‐de‐caud
a‐ruiva
Rufous‐tailed Jacamar
Rx
xBu
ccon
idae
Horsfield, 182
1Nystalus m
aculatus
(Gmelin, 178
8)rapazin
ho‐dos‐velho
sSpot‐backed Pu
ffbird
R, E
xx
Piciform
es M
eyer & W
olf, 18
10Picidae Leach, 182
0Picumnu
s pygmaeus
(Lichten
stein, 182
3)pica‐pau
‐anão‐pintado
Spotted Piculet
R, E
xx
Veniliornis pa
sserinus
(Linnaeu
s, 176
6)picapauzinho
‐anão
Little W
oodp
ecker
Rx
xCo
laptes m
elan
ochloros
(Gmelin, 178
8)pica‐pau
‐verde
‐barrado
Green‐barred
Woo
dpecker
Rx
xCo
laptes cam
pestris
(Vieillot, 181
8)pica‐pau
‐do‐campo
Campo
Flicker
Rx
Celeus ochraceus
(Spix, 182
4)pica‐pau
‐ocráceo
Ochre‐backed Woo
dpecker
R, E
xDryocopu
s lineatus (Linnaeu
s, 176
6)pica‐pau
‐de‐band
a‐branca
Line
ated
Woo
dpecker
Rx
Campeph
ilus m
elan
oleucos (Gmelin, 178
8)pica‐pau
‐de‐tope
te‐vermelho
Crim
son‐crested Woo
dpecker
Rx
Caria
mifo
rmes Furbringer, 18
88Caria
midae Bon
aparte, 185
0Ca
riama cristata (Linnaeu
s, 176
6)serie
ma
Red‐legged
Seriema
Rx
xFalcon
iform
es Bon
aparte, 183
1Falcon
idae
Leach, 182
0Ca
racara plancus
(Miller, 177
7)caracará
Southe
rn Caracara
Rx
xMilvag
o chim
achima (V
ieillot, 181
6)carrapateiro
Yellow‐heade
d Caracara
Rx
xHe
rpetotheres c
achinn
ans (Linnaeu
s, 175
8)acauã
Laughing
Falcon
Rx
x
List
a de
ave
s da
Flor
esta
Nac
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l de
Con
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sazo
nal o
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io n
orte
; E =
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êmic
a do
Br
asil.
Projeto de Monitoramento da Avifauna em Unidades de Conservação Federais do Bioma Caatinga
75
Nom
e do
Táxon
Nom
e em
Portugu
ês
English Nam
eStatus
Freitas e
t al.
2011
Nossos
registros
Falco sparveriu
s Linn
aeus, 175
8qu
iriqu
iriAm
erican
Kestrel
Rx
Falco femoralis Tem
minck, 182
2falcão
‐de‐coleira
Aplomado Falcon
Rx
Psittacifo
rmes W
agler, 18
30Psittacidae
Rafinesqu
e, 181
5Prim
olius m
aracan
a (V
ieillot, 181
6)maracanã‐verdadeira
Blue
‐winged Macaw
Rx
Eupsittula cactorum
(Kuh
l, 18
20)
periq
uito‐da‐caatinga
Cactus Parakeet
R, E
xx
Forpus xan
thop
terygius
(Spix, 182
4)tuim
Blue
‐winged Parrotlet
Rx
xAm
azon
a aestiva (Linnaeu
s, 175
8)papagaio‐verdade
iroBlue
‐fron
ted Parrot
Rx
xPasserifo
rmes Linnaeu
s, 175
8Tyrann
i Wetmore & M
iller, 192
6Tham
noph
ilida
Patterson
, 198
7Tham
noph
ilidae Sw
ainson
, 182
4Tham
noph
ilinae Sw
ainson
, 182
4Myrmorchilus strigilatus (W
ied, 183
1)piu‐piu
Strip
e‐backed
Antbird
Rx
xForm
icivora iheringi Hellm
ayr, 19
09form
igue
iro‐do‐no
rdeste
Narrow‐billed
Antwren
R, E
xForm
icivora melan
ogaster Pe
lzeln, 186
8form
igue
iro‐de‐barriga‐preta
Black‐be
llied
Antwren
Rx
xHe
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llowi Whitney & Pache
co, 200
0chorozinho
‐da‐caatinga
Caatinga Antwren
R, E
xx
Herpsilochm
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Pelzeln, 186
8chorozinho
‐de‐chapéu
‐preto
Black‐capp
ed Antwren
Rx
Sakespho
rus c
ristatus (W
ied, 183
1)choca‐do
‐norde
ste
Silvery‐cheeked An
tshrike
R, E
xx
Tham
noph
ilus c
apistratus Lesson
, 184
0choca‐barrada‐do
‐norde
ste
Caatinga Antshrik
eR, E
xx
Tham
noph
ilus p
elzelni He
llmayr, 19
24choca‐do
‐planalto
Planalto Slaty‐Antshrik
eR, E
xx
Taraba
major (Vieillot, 18
16)
choró‐bo
iGreat A
ntshrik
eR
xx
Furnariida Sibley, A
hlqu
ist & M
onroe, 198
8Furnariida Sibley, A
hlqu
ist & M
onroe, 198
8Grallario
idea
Sclater & Salvin, 187
3Grallariidae Sclater &
Salvin, 187
3Hy
lopezus o
chroleucus
(Wied, 183
1)torom‐do‐no
rdeste
White‐browed
Antpitta
R, E
xDe
ndrocolaptidae
Gray, 184
0Sittasom
inae
Ridgw
ay, 191
1Sittasom
us griseicapillus (Vieillot, 181
8)arapaçu‐verde
Olivaceo
us W
oodcreep
erR
xx
Dend
rocolaptinae
Gray, 184
0Ca
mpylorham
phus fa
lcularius (Vieillot, 182
2)arapaçu‐de
‐bico‐torto
Black‐billed Scythe
bill
Rx
Campylorham
phus trochilirostris (Lichten
stein, 182
0)arapaçu‐be
ija‐flor
Red‐billed Scythe
bill
Rx
xLepido
colaptes ang
ustirostris (V
ieillot, 181
8)arapaçu‐de
‐cerrado
Narrow‐billed
Woo
dcreep
erR
xx
Xeno
pidae Bo
naparte, 185
4Xeno
ps ru
tilan
s Temminck, 182
1bico‐vira
do‐carijó
Streaked
Xen
ops
Rx
List
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esta
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io n
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; E =
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end
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Br
asil.
76
Projeto de Monitoramento da Avifauna em Unidades de Conservação Federais do Bioma Caatinga
Nom
e do
Táxon
Nom
e em
Portugu
ês
English Nam
eStatus
Freitas e
t al.
2011
Nossos
registros
Furnariidae
Gray, 184
0Furnariinae
Gray, 184
0Furnarius figulus
(Lichten
stein, 182
3)casaca‐de‐couro‐da
‐lama
Wing‐band
ed Horne
roR, E
xx
Furnarius leucopu
s Sw
ainson
, 183
8casaca‐de‐couro‐am
arelo
Pale‐le
gged
Horne
roR
xx
Furnarius rufus
(Gmelin, 178
8)joão
‐de‐barro
Rufous Horne
roR
xx
Philydo
rinae
Sclater & Salvin, 187
3Megaxenop
s parna
guae
Reiser, 19
05bico‐vira
do‐da‐caatinga
Great X
enop
sR, E
xx
Synallaxiinae
De Selys‐Longcham
ps, 183
9 (1836)
Pseudo
seisu
ra cristata
(Spix, 182
4)casaca‐de‐couro
Caatinga Cacho
lote
R, E
xx
Phacellodo
mus ru
fifrons
(Wied, 182
1)joão
‐de‐pau
Rufous‐fron
ted Thornb
irdR
xx
Certhiaxis cinn
amom
eus (Gmelin, 178
8)curutié
Yellow‐chinn
ed Spine
tail
Rx
Syna
llaxis h
ellm
ayri Reiser, 19
05joão
‐chiqu
e‐chique
Red‐shou
ldered
Spine
tail
R, E
xx
Syna
llaxis frontalis Pelzeln, 185
9pe
trim
Sooty‐fron
ted Spinetail
Rx
xSyna
llaxis a
lbescens
Tem
minck, 182
3uí‐pi
Pale‐breasted Spinetail
Rx
xSyna
llaxis scutata
Sclater, 185
9estrelinha
‐preta
Ochre‐che
eked
Spine
tail
Rx
xTyrann
ida Wetmore & M
iller, 192
6Co
tingoidea
Bon
aparte, 184
9Tityrid
ae Gray, 184
0Tityrin
ae Gray, 184
0Pa
chyram
phus viridis (Vieillot, 181
6)cane
leiro
‐verde
Green‐backed
Becard
Rx
Pachyram
phus polycho
pterus
(Vieillot, 181
8)cane
leiro
‐preto
White‐w
inged Be
card
Rx
xPa
chyram
phus validus
(Lichten
stein, 182
3)cane
leiro
‐de‐chapéu
‐preto
Crested Be
card
Rx
xTyrann
oide
a Vigors, 182
5Rh
ynchocyclidae
Berlepsch, 190
7Piprom
orph
inae
Wolters, 197
7Rh
ynchocyclinae
Berlepsch, 190
7Tolm
omyias flaviventris (W
ied, 183
1)bico‐chato‐amarelo
Yellow‐breasted Flycatcher
Rx
xTodirostrin
ae Tello, M
oyle, M
archese & Cracraft, 20
09Todirostrum cinereum
(Linnaeu
s, 176
6)ferreirin
ho‐relógio
Common
Tod
y‐Flycatcher
Rx
xHe
mitriccus striaticollis
(Lafresnaye, 185
3)sebinh
o‐rajado
‐amarelo
Strip
e‐ne
cked
Tod
y‐Tyrant
Rx
Hemitriccus m
arga
ritaceiventer
(d'Orbigny
& Lafresnaye, 183
7)sebinh
o‐de
‐olho‐de
‐ouro
Pearly‐ven
ted To
dy‐tyrant
Rx
xTyrann
idae
Vigors, 182
5Hirund
ineinae Tello, M
oyle, M
archese & Cracraft, 20
09Hirund
inea
ferrug
inea
(Gmelin, 178
8)gibão‐de
‐cou
roCliff Flycatche
rR
xElaeniinae
Cabanis & Heine
, 186
0Stigmatura na
pensis Chapm
an, 192
6papa
‐moscas‐do
‐sertão
Lesser W
agtail‐Tyrant
Rx
List
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io n
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; E =
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a do
Br
asil.
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Nom
e do
Táxon
Nom
e em
Portugu
ês
English Nam
eStatus
Freitas e
t al.
2011
Nossos
registros
Euscarthmus m
eloryphu
s Wied, 183
1barulhen
toTawny
‐crowne
d Pygm
y‐Tyrant
Rx
Camptostoma ob
soletum
(Tem
minck, 182
4)risadinha
Southe
rn Beardless‐Tyrannu
let
Rx
xElaenia fla
voga
ster
(Thu
nberg, 182
2)guaracava‐de
‐barrig
a‐am
arela
Yellow‐bellied Elaenia
Rx
Elaenia spectabilis
Pelzeln, 186
8guaracava‐grande
Large Elaenia
Rx
Suiriri suiriri (V
ieillot, 181
8)suiriri‐cinzen
toSuiriri Flycatcher
Rx
Myiop
agis virid
icata (V
ieillot, 181
7)guaracava‐de
‐crista‐alaranjada
Greenish Elaen
iaR
xPh
aeom
yias m
urina (Spix, 182
5)bagageiro
Mou
se‐colored
Tyrannu
let
Rx
xSerpop
haga
subcristata
(Vieillot, 181
7)alegrin
hoWhite‐crested
Tyrannu
let
Rx
xTyrann
inae
Vigors, 182
5Myiarchus sw
ainson
i Cabanis &
Heine
, 185
9irré
Swainson
's Flycatcher
Rx
Myiarchus ferox (Gmelin, 178
9)maria‐cavaleira
Short‐crested Flycatcher
Rx
Myiarchus tyrann
ulus
(Statiu
s Muller, 17
76)
maria‐cavaleira‐de‐rabo
‐enferrujado
Brow
n‐crested Flycatcher
Rx
Casio
rnis fuscus
Sclater & Salvin, 187
3cane
leiro
‐enxofre
Ash‐throated
Casiornis
R, E
xx
Pitang
us su
lphu
ratus (Linnaeu
s, 176
6)be
m‐te‐vi
Great K
iskadee
Rx
xMachetornis rixosa (V
ieillot, 181
9)suiriri‐cavaleiro
Cattle Tyrant
Rx
Myiod
ynastes m
aculatus
(Statiu
s Muller, 17
76)
bem‐te‐vi‐rajado
Streaked
Flycatche
rR
xx
Megarynchus pita
ngua
(Linnaeu
s, 176
6)ne
inei
Boat‐billed
Flycatche
rR
xx
Myiozetetes similis (Spix, 182
5)be
ntevizinh
o‐de
‐pen
acho
‐vermelho
Social Flycatche
rR
xTyrann
us m
elan
cholicus
Vieillot, 181
9suiriri
Trop
ical Kingbird
Rx
xEm
pido
nomus varius (Vieillot, 181
8)pe
itica
Varie
gated Flycatcher
Rx
xFluvicolinae
Swainson
, 183
2Myiop
hobu
s fasciatus
(Statiu
s Muller, 17
76)
filipe
Bran
‐colored
Flycatche
rR
xFluvicola albiventer
(Spix, 182
5)lavade
ira‐de‐cara‐branca
Black‐backed
Water‐Tyrant
Rx
xFluvicola neng
eta (Linnaeu
s, 176
6)lavade
ira‐m
ascarada
Masked Water‐Tyrant
Rx
xArun
dinicola leucocepha
la (Linnaeu
s, 176
4)freirin
haWhite‐heade
d Marsh Tyrant
Rx
xCn
emotriccus fuscatus (W
ied, 183
1)guaracavuçu
Fuscou
s Flycatche
rR
xx
Xolm
is iru
pero
(Vieillot, 182
3)no
ivinha
White M
onjita
Rx
Passeri Linnaeu
s, 175
8 Co
rvida Wagler 1
830
Vireon
idae
Swainson
, 183
7Cyclarhis g
ujan
ensis
(Gmelin, 178
9)pitig
uari
Rufous‐browed
Pep
pershrike
Rx
xVireo chivi (Vieillot, 181
7)juruviara
Chivi V
ireo
Rx
Hyloph
ilus a
mau
roceph
alus
(Nordm
ann, 183
5)vite‐vite
‐de‐olho
‐cinza
Gray‐eyed Greenlet
R, E
xx
Corvidae
Leach, 182
0Cyan
ocorax cyano
pogo
n (W
ied, 182
1)gralha
‐cancã
White‐naped
Jay
R, E
xx
Passerida Linn
aeus, 175
8
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asil.
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e do
Táxon
Nom
e em
Portugu
ês
English Nam
eStatus
Freitas e
t al.
2011
Nossos
registros
Hirund
inidae
Rafinesqu
e, 181
5Pygo
chelidon
cyano
leuca (V
ieillot, 181
7)ando
rinha
‐peq
uena
‐de‐casa
Blue
‐and
‐white Swallow
Rx
Stelgido
pteryx ru
ficollis
(Vieillot, 181
7)ando
rinha
‐serrado
raSouthe
rn Rou
gh‐w
inged Sw
allow
Rx
xProg
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pera
(Vieillot, 181
7)ando
rinha
‐do‐campo
Brow
n‐chested Martin
Rx
xProg
ne cha
lybea (G
melin, 178
9)ando
rinha
‐dom
éstica‐grande
Gray‐breasted Martin
Rx
xTachycineta albiventer
(Bod
daert, 17
83)
ando
rinha
‐do‐rio
White‐w
inged Sw
allow
Rx
Troglodytid
ae Swainson
, 183
1Trog
lodytes m
usculus Naumann, 182
3corruíra
Southe
rn Hou
se W
ren
Rx
xCa
ntorchilus lon
girostris
(Vieillot, 181
9)garrinchão
‐de‐bico‐grand
eLong
‐billed
Wren
R, E
xx
Polioptilidae Ba
ird, 185
8Po
lioptila plumbea (G
melin, 178
8)balança‐rabo
‐de‐chapéu
‐preto
Trop
ical Gnatcatcher
Rx
xTurdidae
Rafinesqu
e, 181
5Turdus leucom
elas
Vieillot, 181
8sabiá‐barranco
Pale‐breasted Thrush
Rx
xTurdus ru
fiventris Vieillot, 181
8sabiá‐laranjeira
Rufous‐bellied Thrush
Rx
xTurdus amau
rochalinus
Cabanis, 185
0sabiá‐po
caCreamy‐be
llied
Thrush
Rx
xMim
idae
Bon
aparte, 185
3Mim
us sa
turninus
(Lichten
stein, 182
3)sabiá‐do
‐cam
poCh
alk‐brow
ed M
ockingbird
Rx
Motacillidae
Horsfield, 182
1Passerellidae
Cabanis & Heine
, 185
0Zono
trichia capensis (Statiu
s Muller, 17
76)
tico‐tico
Rufous‐collared Sparrow
Rx
xAm
mod
ramus hum
eralis (B
osc, 179
2)tico‐tico‐do
‐cam
poGrassla
nd Sparrow
Rx
xParulidae
Wetmore, Frie
dmann, Lincoln, M
iller, Peters, van
Rossem, V
an
Setoph
aga pitia
yumi (Vieillot, 181
7)mariquita
Trop
ical Parula
Rx
xMyiothlypis fla
veola Baird, 186
5canário
‐do‐mato
Flavescent W
arbler
Rx
xIcterid
ae Vigors, 182
5Icterus p
yrrhop
terus (Vieillot, 181
9)en
contro
Varia
ble Orio
leR
xx
Icterus jam
acaii (Gmelin, 178
8)corrup
ião
Campo
Troup
ial
R, E
xx
Gno
rimop
sar cho
pi (V
ieillot, 181
9)graúna
Chop
i Blackbird
Rx
xAg
elaioides frin
gillariu
s (Spix, 182
4)asa‐de
‐telha
‐pálido
Pale Baywing
R, E
xCh
rysomus ru
ficap
illus
(Vieillot, 181
9)garib
aldi
Chestnut‐cappe
d Blackbird
Rx
xMolothrus bon
ariensis (G
melin, 178
9)vira‐bosta
Shiny Co
wbird
Rx
xSturnella su
perciliaris (B
onaparte, 185
0)po
lícia‐in
glesa‐do
‐sul
White‐browed
Blackbird
Rx
Thraup
idae
Cabanis, 184
7Co
ereba fla
veola (Linnaeu
s, 175
8)cambacica
Bananaqu
itR
xx
Salta
tor m
axim
us (Statiu
s Muller, 17
76)
tempe
ra‐viola
Buff‐throated
Saltator
Rx
Salta
tor sim
ilis d'Orbigny
& Lafresnaye, 183
7trinca‐fe
rro‐verdadeiro
Green‐winged Salta
tor
Rx
List
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Nom
e do
Táxon
Nom
e em
Portugu
ês
English Nam
eStatus
Freitas e
t al.
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Nossos
registros
Compsothrau
pis loricata (Lichten
stein, 181
9)tiê
‐caburé
Scarlet‐throated
Tanager
R, E
xx
Nem
osia pileata (B
oddaert, 17
83)
saíra
‐de‐chapéu
‐preto
Hood
ed Tanager
Rx
xTachypho
nus rufus
(Bod
daert, 17
83)
pipira‐preta
White‐line
d Tanager
Rx
xLanio pileatus
(Wied, 182
1)tico‐tico‐rei‐cinza
Pileated
Finch
Rx
xTang
ara sayaca
(Linnaeu
s, 176
6)sanh
açu‐cinzen
toSayaca Tanager
Rx
xTang
ara pa
lmarum
(Wied, 182
3)sanh
açu‐do
‐coq
ueiro
Palm
Tanager
Rx
Tang
ara cayana
(Linnaeu
s, 176
6)saíra
‐amarela
Burnish
ed‐buff T
anager
Rx
xPa
roaria dom
inican
a (Linnaeu
s, 175
8)cardeal‐d
o‐no
rdeste
Red‐cowled Cardinal
R, E
xx
Hemith
raup
is gu
ira (Linnaeu
s, 176
6)saíra
‐de‐papo
‐preto
Guira
Tanager
Rx
xCo
nirostrum sp
eciosum
(Tem
minck, 182
4)figuinh
a‐de
‐rabo‐castanho
Chestnut‐ven
ted Co
nebill
Rx
xSicalis flaveola (Linnaeu
s, 176
6)canário
‐da‐terra‐verdadeiro
Saffron
Finch
Rx
Volatin
ia jacarin
a (Linnaeu
s, 176
6)tiziu
Blue
‐black Grassqu
itR
xx
Sporop
hila lineola (Linnaeu
s, 175
8)bigodinh
oLine
d Seed
eater
Rx
Sporop
hila nigricollis
(Vieillot, 182
3)baiano
Yellow‐bellied Seed
eater
Rx
xSporop
hila albog
ularis (Spix, 182
5)golinho
White‐throated Seed
eater
R, E
xx
Sporop
hila bou
vreuil (Statiu
s Muller, 17
76)
cabo
clinho
Coop
er Seede
ater
Rx
Sporop
hila leucop
tera
(Vieillot, 181
7)chorão
White‐bellied Seed
eater
Rx
Cardinalidae
Ridgw
ay, 190
1Cyan
oloxia brissonii (Lichten
stein, 182
3)azulão
Ultram
arine Grosbe
akR
xx
Fringillidae Leach, 182
0Euph
onia chlorotica (Linnaeu
s, 176
6)fim
‐fim
Purple‐throated Euph
onia
Rx
xEstrildidae
Bon
aparte, 185
0Estrilda astrild
(Linnaeu
s, 175
8)bico‐de‐lacre
Common
Waxbill
Rx
List
a de
ave
s da
Flor
esta
Nac
iona
l de
Con
tend
as d
o Si
ncor
áLE
GEN
DA
DO
STA
TUS:
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resid
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(evi
dênc
ias d
e re
prod
ução
no
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isita
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sazo
nal o
riund
o do
hem
isfér
io n
orte
; E =
esp
écie
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êmic
a do
Br
asil.
reaLização