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Colheita e Preservação e Exame macroscópico
da Amostra Fecal
Rosemary Araújo
2014
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Colheita e Preservação da Amostra Fecal
• A maioria dos parasitos intestinais é diagnosticado pelo exame de fezes.
• Estágios:
– Ovos e larvas de helmintos
– Trofozoítos, cistos, oocistos e esporos de protozoários.
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Colheita e Preservação da Amostra Fecal
• O espécime deve ser colhido sem contaminação e quando necessário, deve ser preservado.
• Material fecal inadequadamente colhido, velho ou mal preservado é de pequeno valor para diagnóstico.
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Colheita e Preservação da Amostra Fecal
• Alguns vermes adultos de Ascaris lumbricoides,
Enterobius vermiculares, proglotes de Taenia spp. e
de Dipylidium caninum podem ser encontrados no
bolo fecal, por isso o exame macroscópico deve
preceder o microscópico.
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Colheita:
• Fatores que devem ser considerados:
– Tipo do recipiente;
– Volume;
– Idade da amostra;
– Medicamentos e compostos químicos.
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Colheita:
• Informações indispensáveis na amostra:
– Nome do paciente;
– Número de identificação;
– Nome do médico;
– Data e horário da coleta.
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Colheita:
• Recipiente:
– Limpo e seco, boca larga, capacidade aproximada de 100 ml e vedação hermética.
– Devem ser colhidas
diretamente no frasco ou
em urinol, ou em papel
limpo e transferidas para
o frasco.
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Colheita:
• Quantidade mínima: 20 a 30 g.
• Fezes pastosas ou mucosas: esfregaços corados.
• Porções formadas: técnicas de concentração.
• A amostra não deve ser incubada (37°C) ou congelada antes do exame.
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Colheita:
• Medicamentos e produtos químicos tornam a amostra insatisfatória:
• Antidiarréicos
• Antibióticos – Tetraciclina
• Antiácidos
• Derivados de bismuto e bário – Exames radiológicos
• Vaselina
• Óleos minerais
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Colheita: Em uma única passagem são revelados 1/3 à ½ das espécies presentes na amostra fecal.
A coleta de amostras múltiplas aumenta a possibilidade de encontrar organismos, em razão:
Da intermitência da passagem de certos parasitos a partir do
hospedeiro
Da distribuição não uniforme dos ovos de helmintos
Dos estágios dos protozoários
Das limitações das técnicas de diagnóstico.
Taenia Trichuris trichiura G. lamblia E. histolytica S. mansoni
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Colheita e Preservação da Amostra Fecal
• Fezes colhidas em caixas de papel, o recipiente deve ser queimado;
• Quando colhidas em metal ou vidro, deixar submerso em solução de formaldeído a 10% antes do descarte;
• Materiais como: lâminas, vidrarias, espátulas, gaze, devem ser submersos em desinfetante por 1 hora antes de serem lavados ou descartados.
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Preservação da Amostra Fecal
• A preservação permanente de trofozoítos, cistos, ovos e larvas é realizada por meio de vários preservadores: – Formalina – Mertiolato-iodo-formaldeído (MIF) – Acetato de sódio-ácido acético-formaldeído (SAF) – Álcool polivilínico (fixador APV) – Líquido de Schaudinn e fenol-álcool-etílico-formaldeído
(PAF)
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Solução de Formaldeído:
• É usada para a preservação dos estágios de diagnóstico de protozoários e helmintos.
• Concentrações:
– 5%: preservação de cistos de protozoários
– 10%: oocistos de coccídeos, esporos de microsporídeos, ovos e larvas de helmintos.
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Solução de Formaldeído:
• Vantagens • Excelente preservador (cistos e oocistos de protozoários e ovos e
larvas de helmintos);
• Mantém a morfologia dos organismos por longo período;
• De fácil preservação e longo período de validade.
• Desvantagens • Esfregaços permanentes corados não podem ser preparados com
espécimes preservados pelo formaldeído;
• Preservação inadequada da morfologia dos trofozoítos dos protozoários;
• Pode interferir com a técnica de PCR.
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Fixador de Schaudinn
• Usado na preservação de fezes frescas ou amostras da superfície da mucosa intestinal.
• Preparação de esfregaços permanentes corados para a demonstração de protozoários intestinais.
• Problema: presença do cloreto de mercúrio-II, substância tóxica, os frascos devem ser etiquetados como VENENO.
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Fixador Álcool Polivinílico (APV)
• É uma resina solúvel em água, que é incorporada ao fixador de Schaudinn.
• Vantagens • Excelente preservador de trofozoítos e cistos de protozoários para a
coloração de esfregaços permanentes
• Muito boa adesão das amostras fecais à lâmina
• Longo período de validade (meses a anos)
• Os organismos são fixados em uma a duas horas.
• Desvantagens • Contêm cloreto de mercúrio-II
• Difícil preparação no laboratório
• A morfologia de alguns ovos e larvas pode ser distorcida.
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Fixador Mertiolato-Iodo-Formaldeído (MIF)
• Vantagens • No exame direto a fresco os reagentes preservam e coram
simultaneamente os organismos
• De fácil preparação
• Longo período de validade
• Cistos de protozoários e ovos e larvas de helmintos podem ser diagnosticadas a partir de esfregaços temporários a fresco.
• Desvantagens • A morfologia dos organismos é alterada nos esfregaços
permanentes corados
• Técnicas de concentração podem apresentar resultados insatisfatórios.
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Fixador Acetato de Sódio-Ácido Acético-Formaldeído (SAF)
• É uma combinação de formaldeído com o acetato de sódio. • É estável e não é tóxica • Vantagens
• Pode ser usado em técnicas de concentração e na preparação de esfregaços permanentes corados
• De fácil preparação • Longo período de validade • Os organismos são fixados em 1 a 2 horas.
• Desvantagens • Possui fracas propriedades adesivas • Requer o uso de albumina fixadora de Mayer • A morfologia dos protozoários não apresentam resultados regulares de
coloração quando corados pelo tricômico.
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Fixador Fenol-Álcool-Formaldeído (PAF)
• É usado para a preservação de trofozoítos e cistos de protozoários e ovos e larvas de helmintos.
• Os espécimes podem ser examinados diretamente, usando corantes especiais.
• Apresentam bons resultados quando corados pela tionina ou pelo azur A
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Albumina fixadora de Mayer
• Quando o material fecal é fixado pelo SAF, a albumina fixadora de Mayer é indicada como adesivo do material à lâmina de microscopia para a preparação de esfregaços permanentes.
– Reagentes: • Clara de ovos de galinha
• Glicerina
• Salicilato de sódio, timol, tintura de mertiolato, formaldeído 37% a 40%.
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Controle de qualidade (CQ) dos preservadores
• Os preservadores são testados pelo fabricante com protozoários vivos antes de o produto ser vendido.
• As soluções devem ser controladas com frequência e devem seguir uma rotina de controle de qualidade.
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Controle de qualidade (CQ) dos preservadores
• A fixação apropriada depende dos seguintes parâmetros:
• Observar o tempo limite entre a excreção da amostra fecal e a preservação
• Usar correta proporção entre o preservador e a amostra fecal
• Misturar vagarosamente o preservador e a amostra.
• Usar os corantes apropriados para cada preservador.
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Exame macroscópico da amostra fecal
• Deve sempre anteceder o exame microscópico;
• Deve-se determinar: – Consistência
• Fezes formadas
• Semiformadas
• Pastosas
• Líquidas
– Cor • Produtos químicos ou medicamentos
– Odor
– Presença de sangue ou muco • Problemas do trato gastrointestinal
– Presença de proglotes e vermes adultos
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Exame macroscópico da amostra fecal
• O material fecal líquido ou pastoso deve ser examinado primeiro, sendo seguido pelos espécimes semiformados e formados. – Trofozoítos: fezes líquidas, pastosas e mucosanguinolentas
– Cistos: fezes formadas ou semiformadas
– Ovos e larvas de helmintos: todos os tipos
• O exame macroscópico pode ser realizado pela simples observação ou pela tamisação.
• Examinar e revolver com bastão de vidro todo o material fecal evacuado
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Tamisação
• Emulsionar as fezes com água e coar a emulsão com peneira metálica.
• Vermes adultos como Ascaris lumbricoides e Enterobius vermiculares, proglotes de tênias ou outros helmintos podem ser encontrados.
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Identificação de Proglotes de Taenia spp.
• Dois métodos principais:
– Método do Ácido Acético Glacial • Depois de colocada em uma placa de petri com o ácido, a proglote
é comprimida entre duas lâminas.
– Tinta da China • Injeção da tinta nas proglotes grávidas cora as ramificações
uterinas mostrando as diferenças entre as tênias.
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Bibliografia:
• Carli, G.A; Parasitologia Clínica. Ed. Atheneu.
CENAPRO
• http://www.cenapro.com.br/index.asp