UNIVERSIDADE CASTELO BRANCO

PRÓ-REITORIA DE PESQUISA E PÓS-GRADUAÇÃO

COORDENAÇÃO DE PÓS-GRADUAÇAO

CURSO DE PÓS-GRADUAÇÃO "LATO SENSU" EM CLÍNICA MÉDICA E CIRÚRGICA EM

ANIMAIS SELVAGENS E EXÓTICOS

AVALIAÇÃO DO CICLO REPRODUTIVO EM TRÊS FÊMEAS ADULTAS DE

TAMANDUÁ-MIRIM (Tamandua tetradactyla) POR MEIO DE

CITOLOGIA VAGINAL

DEBORAH SCHEIDEGGER SOBOLL

Brasília

Abril, 2008

DEBORAH SCHEIDEGGER SOBOLL

Aluna do Curso de Especialização “Lato sensu” em

Clínica Médica e Cirúrgica em Animais Selvagens e Exóticos

AVALIAÇÃO DO CICLO REPRODUTIVO EM TRÊS FÊMEAS ADULTAS DE

TAMANDUÁ-MIRIM (Tamandua tetradactyla) POR MEIO DE

CITOLOGIA VAGINAL

Trabalho monográfico do curso de pós-graduação

"Lato Sensu" em Clínica Médica e Cirúrgica em

Animais Selvagens e Exóticos apresentado à UCB

como requisito parcial para a obtenção de

título de Especialista em Clínica Médica e Cirúrgica

de Animais Selvagens e Exóticos, sob a orientação

do Prof. José Ricardo Pachaly.

Brasília

Abril 2008

DEDICATÓRIA

Aos tamanduás de toda a face da terra, que

permaneçam sempre em nosso meio para

que possamos amá-los, respeitá-los e admirá-los...

iii

AGRADECIMENTOS

A Deus, pai querido, que me deu a vida, me permitiu crescer e por em prática Seu

mandamento de cuidar dos animais, porém ainda há muito que aprender...

Ao meu esposo Javier Fernando (“Djodjy”) pelo amor e incentivo deste trabalho,

que sempre esteve junto em todo o esforço que foi necessário para chegar até aqui. Só a gente

sabe... TE AMO!

A minha querida mishpahá: pipos, mamãe, Dany, Lis, Dadão e Jess que mesmo de

tão longe sempre me apoiaram com palavras e orações. Amo muito vocês!

Ao mestre e amigo Dr. Pachaly, que sempre me inspirou e incentivou a querer

aprender cada vez mais sobre a fauna silvestre, hoje uma dedicação de vida.

Ao Zoológico de Brasília e a todos que participaram direta ou indiretamente deste

trabalho, para que juntos pudéssemos aprender um pouquinho mais sobre os tamanduás.

A Quallitas, por proporcionar um aprendizado de qualidade, prezando seu

compromisso em encontrar os melhores professores para nossa formação profissional.

A todos meus sinceros agradecimentos.

iv

ÍNDICE 1. INTRODUÇÃO ........................................................................................................................................... 1 2. REVISÃO BIBLIOGRÁFICA ................................................................................................................... 3 2.1 DESCRIÇÃO GERAL DA ORDEM XENARTHRA.................................................................................. 3 2.2 TAMANDUÁ MIRIM................................................................................................................................. 5 2.2.1 – TAXONOMIA ........................................................................................................................................ 5 2.2.2 – SINONÍMIA........................................................................................................................................... 5 2.2.3 – DISTRIBUIÇÃO .................................................................................................................................... 5 2.2.4 – TAMANHO ............................................................................................................................................ 6 2.2.5 – HETEROTERMIA.................................................................................................................................. 7 2.2.6 – MORFOLOGIA DO CORPO ................................................................................................................ 7 2.2.7 – MORFOLOGIA DA CABEÇA............................................................................................................... 8 2.2.8 – MORFOLOGIA DOS MEMBROS......................................................................................................... 8 2.2.9 – ALIMENTAÇÃO.................................................................................................................................. 10 2.2.10 – CRIAÇÃO EM CATIVEIRO .............................................................................................................. 10 2.2.11 – PARTICULARIDADES...................................................................................................................... 11 2.2.12 – TEMPO DE VIDA ............................................................................................................................. 11 2.2.13 – CONTENÇÃO FARMACOLÓGICA.................................................................................................. 11 2.2.14 – GENERALIDADES EM MEDICINA................................................................................................. 12 2.2.14.1 – Distúrbios Nutricionais ..................................................................................................................................... 13 2.2.14.2 – Distúrbios Digestivos ........................................................................................................................................ 13 2.2.14.3 – Problemas Respiratórios.................................................................................................................................... 14 2.2.14.4 – Parasitos ............................................................................................................................................................ 14 2.2.14.5 – Lesões ............................................................................................................................................................... 14 2.2.14.6 – Outros problemas .............................................................................................................................................. 15 2.3 ASPECTOS REPRODUTIVOS ................................................................................................................ 17 3. MATERIAL E MÉTODO ........................................................................................................................ 19 4. RESULTADOS E DISCUSSÃO............................................................................................................... 21 5. CONCLUSÃO ........................................................................................................................................... 27 6. REFERÊNCIAS BIBLIOGRÁFICAS..................................................................................................... 28

v

LISTA DE FIGURA

Figura 1 – Distribuição dos Xenarthra na América.................................................................... 4

Figura 2 – Aspecto ósseo do crânio de Tamandua tetradactyla................................................ 8

Figura 3 – Posição que o tamanduá mirim adota quando se sente ameaçado............................ 9

Figura 4 – (a) Trilha de T. tetradactyla a passo lento. Comprimento da passada = 38 cm,

largura da passada = 19 cm. (b) Pegadas de tamanduá mirim em argila úmida consistente

(BECKER, 1991)........................................................................................................................

9

Figura 5 – Tamanduá mirim adulto atropelado na DF 001 – Brasília/DF.................................. 15

Figura 6 – Tamanduá mirim adulto com tíbia fraturada após atropelamento............................ 15

Figura 7 – Tamanduá mirim adulto com canulação esofágica após perder a língua em

atropelamento.............................................................................................................................

15

Figura 8 – Ocorrência de prolapso retal em tamandua mirim.................................................... 16

Figura 9 – Recorrência de prolapso retal e intestinal em tamanduá mirim quatro

meses após tratamento por redução. O animal veio a óbito...........................................

16

Figura 10 – Tamanduá mirim contido fisicamente para avaliação de queimaduras nos

membros torácicos e pélvicos.....................................................................................................

17

Figura 11 – Fêmeas de tamanduá mirim utilizadas na pesquisa................................................ 19

Figura 12 – Variação das células vaginais da fêmea adulta de Tamandua tetradactyla nº 1,

num período de 80 dias, evidenciando claramente o período de estro quando ocorre uma

variação brusca na apresentação das células. O período entre cada estro foi de 141 dias.

Células basais (azul), células intermediárias (verde) e células cornificadas (vermelho)...........

23

Figura 13 – Variação das células vaginais da fêmea adulta de Tamandua tetradactyla nº 2,

num período de 80 dias, em que não houve variação significativa das células. Células basais

(azul), células intermediárias (verde) e células cornificadas

(vermelho)..................................................................................................................................

23

Figura 14 – Variação das células vaginais da fêmea adulta de Tamandua tetradactyla nº 3,

com dois anos de idade, num período de 80 dias, evidenciando claramente o período de estro

quando ocorre uma variação brusca na apresentação das células. O período entre o estro foi

de 43 dias. Células basais (azul), células intermediárias (verde) e células cornificadas

(vermelho)..................................................................................................................................

24

Figura 15 – A autora com o filhote “Debolinho” nascido da fêmea nº 2, 143 dias após a

manipulação para a realização deste estudo...............................................................................

26

vi

LISTA DE TABELA

Tabela 1 – Tipos de distúrbios clínicas envolvendo 200 casos de doenças em tamanduás (bandeira e mirim) em cativeiro, São Paulo, Brasil. (n = número de casos diagnosticados; a confirmação pos-mortem)..................................................................

12Tabela 2 – Contagem de células vaginais em três fêmeas de tamanduá mirim (Tamandua tetradactyla), demonstrando a quantidade de células encontradas no esfregaço como células cornificadas ou superficiais (C), células intermediárias (I), células basais (B), destacando-se em negrito o provável período de estro....................

22

vii

RESUMO

O objetivo deste trabalho foi investigar um parâmetro reprodutivo em tamanduás mirins

(Tamandua tetradactyla) por meio da avaliação de citologia vaginal. Utilizaram-se três fêmeas

adultas, oriundas de vida livre e mantidas em cativeiro no Zoológico de Brasília. Foram

colhidas 53 amostras, num período de 80 dias, por meio de swabs vaginais, preparando-se

esfregaços em lâminas de vidro. Os esfregaços foram fixados com fixador Citofix®, corados

pelo método de Shorr, e observados em microscopia ótica (aumento de 400 vezes). Foram

contadas 100 células, por lâmina diferenciando-as pela morfologia e coloração. Foram

encontradas células basais, células intermediárias e células cornificadas. Identificaram-se dois

períodos de estro em duas fêmeas, havendo predominância de células basais durante o anestro,

e aumento significativo das células intermediárias e cornificadas durante proestro, estro e

diestro. A terceira fêmea não apresentou variações significativas das células, por estar

gestando durante a coleta dos dados. Observou-se que o ciclo estral ocorre a cada 42 dias, e o

período do cio dura cerca de seis dias, havendo um aumento da vulva e discreto sangramento

vaginal. Conclui-se que através da citologia vaginal, é possível diferenciar as fases do ciclo

estral em tamanduás mirins (Tamandua tetradactyla).

Palavras-chave: Ciclo estral, citologia vaginal, tamanduá mirim, Tamandua tetradactyla.

viii

ABSTRACT

The objective of this study was to evaluate a reproductive parameter in three captive collared-

anteaters (Tamandua tetradactyla) from Brasilia City Zoo (Brasilia, DF, Brazil), by means of

vaginal cytology. There were collected 53 samples in an 80-day period, by vaginal swabbing.

Scrapings were fixed with Citofix®, and prepared with Shorr staining, being analyzed under

optic microscopy (400X). There were counted 100 cells in each glass slide, being

differentiation made by morphology and staining characteristics. There were found basal,

intermediate, and cornified cells. Two estrous periods were observed in two individuals, with

predominance of basal cells during anestrus, and significant increasing of intermediate and

cornified cells during proestrus, estrus, and diestrus. The third female did not presented

significant cell changes, because of being pregnant during the data collection period. There

was observed that estrous cycle occurs each 42 days, and the heat period takes six days, with

vulvar swelling, and slight vaginal bleeding. There was concluded that vaginal cytology

permits to identify the estrous cycle phases in collared-anteaters (Tamandua tetradactyla)

females.

Key words: estrous cycle, vaginal cytology, collared-anteater, Tamandua tetradactyla.

ix

1. INTRODUÇÃO

Os tamanduás pertencem à ordem Xenarthra, que inclui 4 famílias, 13 gêneros e

29 espécies (WETZEL, 1985). São animais característicos do continente americano,

ocorrendo desde o México até o sul da América do Sul. A família Myrmecophagidae é

representada por quatro espécies de tamanduás: o tamanduá bandeira (Myrmecophaga

tridactyla), o tamanduá mirim (Tamandua tetradactyla e T. mexicana) e o tamanduaí

(Cyclopes didactylus). São animais que apresentam adaptações à mirmecofagia, como a

total ausência de dentes, presença de língua extremamente alongada e protrátil, glândulas

salivares mucosas que auxiliam na captura de cupins e formigas, e a presença de garras

bastante desenvolvidas (NOWAK & PARADISO, 1983).

Os tamanduás, apesar de serem espécies relativamente comuns nos zoológicos

do Brasil (principalmente o tamanduá bandeira e o tamanduá mirim), não se reproduzem

com freqüência em cativeiro, e a grande maioria dos exemplares mantidos nos zoológicos

são animais oriundos da natureza.

Ao longo de mais de um século, muitas espécies foram mantidas em zoológicos

de todo o mundo por meio da reposição periódica de animais vindos da natureza.

Atualmente esta prática se torna cada vez mais difícil, principalmente em relação às

espécies ameaçadas, já que suas populações vêm se reduzindo drasticamente nas últimas

décadas. Isto significa que os zoológicos necessitam de manejo adequado para a

manutenção de populações de forma auto-sustentável, sendo extremamente importante

para o sucesso reprodutivo destas espécies o conhecimento de padrões de comportamento

social e reprodutivo (MORAN & SORENSEN, 1984).

Com o crescimento e expansão da população humana e conseqüente ocupação

de áreas naturais, muitos animais acabam sendo capturados e, na falta de área para serem

soltos, acabam nos zoológicos. Em tal situação, os zoológicos brasileiros não tem

contribuído muito, quando comparados aos zoológicos da América do Norte e

Europaexistindo aqui poucas pesquisas que visem reprodução e manutenção de populações

auto-sustentáveis. A habilidade em determinar e, quando necessário, interferir no status

reprodutivo de fêmeas em cativeiro, é de fundamental importância para aumentar a

reprodução em cativeiro de espécies raras ou ameaçadas (HODJES, 1996).

1

A biologia reprodutiva dos xenartros ainda apresenta muitas incógnitas,

principalmente no que se refere ao comportamento reprodutivo e a fisiologia endócrina do

ciclo estral até a gestação (MIRANDA, 2006).

Com o intuito de auxiliar o manejo reprodutivo em tamanduás nos jardins

zoológicos, o objetivo deste trabalho foi investigar um parâmetro reprodutivo em

tamanduás mirim, que possa indicar o período de fertilidade em fêmeas desta espécie,

utilizando-se o estudo de citologia vaginal (colpocitologia). O método foi escolhido por ser

menos invasivo, e conseqüentemente causar menor grau de estresse nos animais avaliados.

2

2. REVISÃO BIBLIOGRÁFICA

2.1 DESCRIÇÃO GERAL DA ORDEM XENARTHRA

A ordem Xenarthra (anteriormente denominada Edentata) possui quatro

famílias, representadas pelos tamanduás (Myrmecophagidae), preguiças (Bradypodidae e

Megalonychidae) e tatus (Dasypodidae) (WETZEL, 1985).

Estes animais, apesar de um parentesco estreito, apresentam morfologia e

hábitos de vida muito diversificados. O próprio nome da ordem não designa uma

característica geral, apenas referindo-se a animais que possuem uma arcada dentária

reduzida ou muito simplificada. O nome da ordem, Xenarthra, significa animais de

“articulações estranhas”, sendo mais próprio do que antes, quando eram denominados

Edentata, que significa “animais sem dentes”.

São criaturas muito interessantes, sobretudo por serem os últimos descendentes

de um grupo muito primitivo de mamíferos. Sua época de evolução ocorreu durante a Era

Terciária, no continente americano, com espécies que atingiram dimensões gigantescas

(CPZSP, 1982), estando presentes desde a época Eocena (STORER, 1984). O tamanho

entre as diferentes espécies pode variar de 200 g a 50 kg (MIRANDA, 2006).

Os Xenarthra atuais – todos vivendo nas Américas tropical e meridional –

apresentam em comum, além da arcada dentária, todo um conjunto de características

morfo-estruturais distintas e únicas. Os membros pélvicos desses animais apresentam em

geral cinco dedos, com unhas pontiagudas proporcionais e membros torácicos bem

desenvolvido, providos de unhas grandes e sólidas. Na maioria dos casos, são animais

especializados para cavar ou subir em árvores. Parte dos Xenarthra que hoje vivem

adquiriram hábitos alimentares muito específicos, outros desenvolveram em seu corpo

estruturas especiais de proteção. Esses fatos foram provavelmente determinantes para a

sobrevivência dos Xenarthra frente à competição de mamíferos mais derivados (CPZSP,

1982).

O nome tamanduá vem de “ta”, contração “tacê” (“formiga”) e munduar

(“caça”) (SILVA, 1976). Apenas os tamanduás (nome genérico que abrange as várias

espécies da família dos mimercofagídeos) representam os desdentados, que efetivamente

não têm dentes (IHERING, 1965).

3

São animais das florestas tropicais, espalhados desde o México meridional até o

Uruguai (Figura 1), famosos por se alimentarem quase exclusivamente de cupins e

formigas. São classificados em três gêneros (Myrmecophaga, Tamandua e Cyclopes), cujas

dimensões variam desde o tamanho de um esquilo até o de um cachorro grande (CPZSP,

1982). Do gênero Myrmecophaga, são três as subespécies conhecidas: Myrmecophaga

tridactyla centralis, da América Central, Myrmecophaga tridactyla artata, do noroeste da

América do Sul e Myrmecophaga tridactyla tridactyla, no restante da área de distribuição

(WETZEL, 1982). Do gênero Tamandua, as duas espécies conhecidas são Tamandua

mexicana, encontrado na América do Norte e central, e Tamandua tetradactyla, encontrado

na América do Sul. Do gênero Cyclopes, apenas uma espécie é encontrada: Cyclopes

didactylus, considerado o pequeno tamanduá (FLINT, 1997).

Fonte: WAZA, 2008.

Figura 1 – Distribuição dos Xenarthra na América.

4

2.2 TAMANDUÁ MIRIM

2.2.1 – TAXONOMIA

Reino: Animal

Filo: Chordata

Classe: Mammalia

Ordem: Xenarthra

Subordem: Vermilíngua

Família: Myrmecophagidae

Gênero: Tamandua

Espécie: Tamandua tetradactyla

2.2.2 – SINONÍMIA

O Tamandua tetradactyla também é conhecido popularmente como, tamanduá

mirim, jaleco, melete, mixila, tamanduá-de-colete ou tamanduá-colete (IHERING, 1965).

2.2.3 – DISTRIBUIÇÃO

O tamanduá mirim um gênero pertencente à família Myrmecophagidae

encontrado na América do Sul cisandina, ocorrendo em todo o Brasil, também visto ao sul

da Venezuela, leste dos Andes até o norte da Argentina e Uruguai, com exceção do Chile

(WETZEL, 1985).

O gênero Tamandua é dividido em duas espécies, T. mexicana e T. tetradactyla.

O representante brasileiro, T. tetradactyla, apresenta uma grande distribuição, ocorrendo

praticamente em todo o Brasil, onde recebe diferentes nomes. Poucos estudos existem a

respeito de análises genéticas e, apesar desta espécie apresentar-se amplamente distribuída

em nosso país, não existem estudos de análises populacionais ou filogenéticas que

corroborem as propostas tradicionais de taxonomia deste gênero (BATISTA et al., 2005).

O T. mexicana ocorre no sudeste do México, por toda a América Central e oeste

andino da América do Sul, desde a Venezuela até o norte do Peru (MIRANDA, 2006).

5

O tamanduá mirim é encontrado em florestas, matas campos com capões,

restingas e cerrado (SILVA, 1984) e também pode ser visto em plantações (BOITANI,

1983). O período de atividade é noturno, mas pode ser observado também durante as horas

crepusculares, quando fica à procura de formigueiros e cupinzeiros.

Esta espécie é solitária, arborícola e, às vezes, terrestre. Sobe em árvores para

se refugiar de inimigos e para procurar alimento (IHERING, 1985) utilizando a cauda

como auxílio. Pode ser encontrado durante o dia dentro de ocos de árvores, quando não

está em atividade.

Os tamanduás são muito perseguidos pelo homem, o que está ocasionando o

desaparecimento total em determinadas regiões. No Rio Grande do Sul, limite sul extremo

da distribuição geográfica de ambas as espécies, estes animais devem ser protegidos com

especial atenção pois o número de indivíduos vem decrescendo drasticamente (SILVA,

1984).

Eles são mortos e comidos por homens, só que não possuem um sabor muito

agradável devido ao seu forte odor, porém são descritos também como presas de onças e

felideos. Quanto ás queimadas, pela sua habilidade para escapar, os tamanduás mirins são

menos susceptíveis ao fogo que os tamanduás-bandeira (FONSECA, 1994).

O avanço da agropecuária, a destruição do seu habitat natural pelo crescimento

da população aliados à caça e aos atropelamentos nas rodovias têm contribuído

significativamente para a diminuição do número de espécies de vida livre, embora não

façam, ainda, parte da lista dos mamíferos ameaçados de extinção (SANCHES, 2006).

2.2.4 – TAMANHO

O Tamanduá mirim é quase uma miniatura da espécie grande, porém

desprovida de “bandeira”. Sua pequena estatura não lhe impede de ser valente (IHERING,

1965). O comprimento do corpo é de 44 a 77 cm e da cauda, de 40 a 67 cm (NOWAK,

1991). Os espécimes em cativeiro pesam cerca de a 5,0 a 8,5 kg enquanto que o T.

mexicana pesa entre 3,0 a 7,0 kg (EISENBERG, 1999).

6

2.2.5 – HETEROTERMIA

Os tamanduás apresentam a temperatura corporal normal mais baixa que os

demais mamíferos, em média 34,1ºC, com uma variação de 32,7ºC a 35,5ºC (McNAB,

1985). A temperatura corporal varia com a temperatura ambiental, especialmente durante o

repouso (economia orgânica). Devido a essa baixa temperatura e a baixa atividade

tireoideana, possuem taxa metabólica mais baixa que outros mamíferos (PACHALY,

1992).

Toleram temperaturas baixas, como 0ºC, durante curtos períodos de tempo se

obtiverem camas bem profundas; para filhotes deve-se suplementar calor. As temperaturas

entre 27 e 28ºC são mais adequadas (BARTMANN, 1983).

O tamanduá mirim apresenta uma temperatura corporal de 2 a 3ºC menor que o

tamanduá bandeira por possuir massa corporal menor (McNAB, 1985).

2.2.6 – MORFOLOGIA DO CORPO

O tamanduá mirim é facilmente diferenciado do tamanduá-bandeira pelo

tamanho, coloração e formato da cauda, porém ambos possuem andar lento (FONSECA,

1994). Seu colete preto identifica-o muito bem, vestindo o pescoço e a parte superior do

dorso, onde termina a ponta, pelo colorido amarelo pálido. Destaca-se nitidamente o pêlo

escuro do resto do corpo, com duas listras pretas que avançam na região pré-escapular,

lembrando as alças de um colete, sendo a cauda também clara. O corpo é coberto por pêlos

espessos, duros e como cerdas (SILVA, 1984). Em alguns indivíduos, o colete pode ser

bem reduzido ou quase ausente (FONSECA, 1994).

A cauda é uma simples corda, porém útil, por ser preênsil como a dos gambás

(IHERING, 1965). Não possui pêlos longos na superfície dorsal, na parte ventral e na

ponta. Sobe facilmente em galhos e cipós finos, onde utiliza a cauda como órgão auxiliar

(SILVA, 1984). Abaixo da cauda encontram-se marcas pretas irregulares (NOWAK, 1991)

e cobertas por uma crosta (BOITANI, 1993).

7

2.2.7 – MORFOLOGIA DA CABEÇA

A cabeça é alongada devido ao exagerado comprimento do focinho (Figura 2),

os olhos são pequenos, não enxergando muito bem, porém seu olfato e audição são muito

aguçados (SILVA, 1984). A abertura da boca tem o diâmetro de um lápis, por onde é

projetada a língua, não havendo dentes.

Fonte: Skulls, 1995.

Figura 2 – Aspecto ósseo do crânio de Tamandua tetradactyla.

Para compensar a ausência dos dentes, o estômago possui musculatura

semelhante à moela dos galináceos (NOWAK, 1991). Comparados com a maioria dos

mamíferos placentários, os músculos faciais são reduzidos em número e complexidade

refletindo a relativa imobilidade da área facial. Os músculos são peculiarmente

diferenciados e especializados permitindo um controle veloz sobre a boca e o nariz

(NAPLES, 1985).

2.2.8 – MORFOLOGIA DOS MEMBROS

O tamanduá mirim está mais adaptado para a defesa que o tamanduá bandeira

(ANE, 1972). Os membros torácicos são muito desenvolvidos e o dedo médio possui uma

unha forte, grande, afiada, grossa e em forma de foice. Quando anda, utiliza os lados e nós

dos dedos, evitando assim o desgaste das unhas, que são usadas na obtenção de alimento.

O primeiro dedo é bem curto. É dócil e de movimentos muito lentos, mas quando

ameaçado, fica sentado dobre os membros traseiros (Figura 3) usando os braços e unhas

para defender-se (SILVA, 1984).

8

Figura 3 – Posição que o tamanduá mirim adota quando se sente ameaçado.

O tamanduá tem as garras centrais do membro torácico aumentadas, que

possuem capacidade poderosa para pegar suas presas: cupins, formigas ou larvas de

madeiras infestadas. As garras podem ser dobradas com força considerável, mesmo quando

o restante do membro está totalmente estendido, permitindo iniciar um ataque ao

formigueiro ou cupinzeiro, enquanto mantém seu corpo o mais afastado possível da

represália dos insetos (TAYLOR, 1978). Os pés dos membros pélvicos são semelhantes

aos de tamanduá bandeira, possuindo também cinco dedos (BOITANI, 1983).

As dimensões dos rastros de Tamandua são intermediárias entre

Myrmecophaga e Cyclopes. A pegada anterior é representada por uma forte garra, do

terceiro dígito, dirigida para o centro da trilha, sendo a palma composta por duas almofadas

principais (Figura 4). Podem aparecer marcas de pêlos. O rastro posterior, bem maior,

possui 5 dedos aproximadamente iguais, providos de unhas, também dirigidos para o

centro. Freqüentemente faltam impressões dos dedos nos rastros da pegada posterior,

observando-se então apenas a sola acompanhada das unhas (BECKER, 1991).

Figura 4 – (a) Trilha de T. tetradactyla a passo lento. Comprimento da passada = 38 cm, largura da passada

= 19 cm. (b) Pegadas de tamanduá mirim em argila úmida consistente (BECKER, 1991).

9

2.2.9 – ALIMENTAÇÃO

O tamanduá mirim alimenta-se exclusivamente de insetos, principalmente de

formigas, cupins (térmitas) e abelhas. Quando junto a um formigueiro ou termiteiro, utiliza

as fortes garras para fazer um buraco, deixando à vista os insetos que, após serem

capturados com a língua, são deglutidos em forma de bolo alimentar vivo. Dificilmente

destroem totalmente as colônias (MIRANDA, 2006).

O peso total de formigas encontrado no estômago de tamanduás mirins,

mencionados em trabalhos científicos, pode chegar a até 1,5 kg (SILVA, 1984).

Consomem cerca de 9.000 insetos por dia (MONTGOMERY, 1985). Além de cupins e

formigas, gosta muito de mel silvestre (SILVA, 1976). Quando sobe em árvores também

procura ninhos de aves para roubar-lhes os ovos (FONSECA, 1994).

A dieta dos tamanduás inclui 10 espécies e seis gêneros de insetos:

Nasutiermes, Microcerotermes, Armitermes, Leucotermes, Coctotermes e Calcaritermes. O

exemplar mais comido é o Nasutitermes spp. (OYARZUN, 1996), enquanto que as

formigas mais apreciadas são as dos gêneros Solenpsis, Formicine e Camponotus

(MIRANDA, 2006). O pequeno tamanduá aprende com a mãe quais são os insetos mais

preferidos (FONSECA, 1994). Para tamanduás de vida livre a composição da dieta varia

entre 30 a 65% de proteína e de 10 a 50% de gordura (REDFORD, 1984).

2.2.10 – CRIAÇÃO EM CATIVEIRO

O recinto ideal para um só animal deve medir 6,0 m2, com um mínimo de altura

de 1,8 m. Para cada animal a mais no recinto deve-se adicionar 50% do espaço. Cada

indivíduo deverá ter um comedouro independente, bem como um ninho com cama limpa.

As barreiras deverão ser de tela, de paredes lisas ou vidro grosso, o que impede que eles

escalem (MERRIT, 1975).

Para tamanduás, as condições de reprodução requerem uma temperatura de 24 a

29ºC e umidade de 40% (BARTMANN, 1983).

10

2.2.11 – PARTICULARIDADES

A urina e as fezes possuem odor acre, o que serve como indício de presença da

espécie, nos lugares onde vive. No macho, quando está excitado, este cheiro é quase

insuportável (SILVA, 1984). MIRANDA (2001), cita que a glândula adrenal de tamanduá

mirim, responsável pela liberação dos hormônios de cortisol e aldosterona, utilizados

também para a marcação de território, é semelhante às glândulas de cães e gatos.

2.2.12 – TEMPO DE VIDA

O tamanduá mirim vive cerca de 8 anos, segundo PACHALY (1992), mas pode

viver 14 anos em boas condições (SILVA, 1984).

2.2.13 – CONTENÇÃO FARMACOLÓGICA

GILLEPSIE (1993), sugere para xenartros o uso de cetamina, na dose de 10 a

30 mg/kg, com adição de diazepam (0,1 mg/kg) ou acepromazina (0,1 mg/kg), evitando o

estado catatônico e movimentos voluntários. O protocolo é intramuscular. A utilização

apenas de cetamina produz boa sedação e analgesia, mas induz pouco relaxamento

muscular (WRIGHT, 1982). A xilazina é um sedativo e relaxante muscular,

complementando a ação da cetamina e equilibrando seus efeitos negativos. O uso conjunto,

de xilazina e cetamina minimiza a excitação e promove um processo anestésico mais suave

do que o da cetamina usada isoladamente (WATERMAN, 1983). Este efeito dura de 18 a

35 minutos. A temperatura e a freqüência cardíaca decrescem consideravelmente.

Em geral não são observados efeitos adversos durante ou após a anestesia, e

geralmente não há necessidade de nova administração (FOURNIER, 1997).

GILLEPSIE (1993), recomenda o uso de xilazina em xenartros devido à

possível ocorrência de regurgitação, e pela dificuldade de intubação. Devem estar em

jejum pelo menos seis horas antes da administração, para que não ocorra regurgitação.

Atropina também pode ser usada para o controle salivar, mas em geral, não se observa

sialorréia. A completa imobilização é alcançada após três minutos após o início da

indução, utilizando-se a via intramuscular.

11

DIVERS (1986), menciona que a ação destas drogas pode se prolongar nesta

espécie, devido ao seu baixo nível metabólico, porém FOURNIER (1997), verificou que o

tempo da imobilização em tamanduá mirim não foi muito maior do que o que se tem

observado em outros mamíferos, utilizando-se a mesma dose.

2.2.14 – GENERALIDADES EM MEDICINA

Em geral, sabe-se que os tamanduás podem ser acometidos por doenças

infecciosas severas, mas não está estabelecido nenhum programa de vacinação

(RUEMPLER, 1982; WALLACH & BOEVER, 1983), por não haver estudos com

dosagens ou testes imunogenéticos específicos para xenartros.

A adaptação durante a quarentena é extremamente importante com os animais

que são mais suscetíveis ao estresse do cativeiro que favorece o aparecimento de doenças.

Problemas como enterites, pneumonias e deficiências nutricionais, em 90% dos casos,

ocorrem em animais durante o período de quarentena (DINIZ, 1995).

As mesmas doenças de tamanduá-bandeira também são observadas em

tamanduás mirins (Tabela 1).

Tabela 1 – Tipos de distúrbios clínicas envolvendo 200 casos de doenças em tamanduás (bandeira e mirim) em cativeiro, São Paulo, Brasil. (n = número de casos diagnosticados; a confirmação pos-mortem).

Condição n (%) Condição n (%) Doenças digestivas Enteropatias Enterite Diarréias não específicas Problemas de fígado Corpo estranho Doenças nutricionais Má absorção Deficiências Injúrias Doenças Respiratórias Pneumonias Doenças de Pele Ectoparasitas Alopecia ou prurido Dermatites Abcessos

52 (26) 27 (13,5) 18 (9,0) 4 (2,0) 2 (1,0) 1 (0,5) 40 (20) 23 (11,5) 17 (8,5) 31 (15,5) 20 (10) 20 (10) 14 (7,0) 5 (2,5) 5 (2,5) 3 (1,3) 1 (0,5)

Doenças circulatórias aInsuficiência Miocardite Hemorragia interna Doenças reprodutivas Aborto Mastite Desordens septicêmicas Doenças urinárias Doenças puerperais Doenças oftalmológicas Inconclusivas

9 (4,5) 3 (1,5) 3 (1,5) 3 (1,5) 2 (1,0) 1 (0,5) 1 (0,5) 2 (1,0) 2 (1,0) 1 (0,5) 1 (0,5) 26 (13)

Fonte: DINIZ, 1995.

12

2.2.14.1 – Distúrbios Nutricionais

As necessidades nutricionais de tamanduás não foram estabelecidas e há pouca

informação acerca de deficiência nutricional destes animais. Contudo sabe-se que eles são

suscetíveis a hipovitaminose K (SMIELOWSKI, 1981). A vitamina K é um fator limitante

na dieta e, por não conseguirem sintetizá-la, acabam apresentando problemas de

coagulação e hemorragia interna. É bastante comum essa ocorrência em zoológicos,

podendo até chegar a evacuar melena (PACHALY, 1992). Essa vitamina deve ser

fornecida na dieta sob a forma de vegetais verdes (como folhas de espinafre trituradas) ou

com polivitamínicos (FARIA, 1998).

Os animais com problemas nutricionais ficam magros e têm desenvolvimento

muito fraco. Nestes casos ocorre letargia, descamação da pele, fragilidade, pêlos secos e

escassos e mucosas pálidas. Os problemas nutricionais ocorrem mais em animais recém

chegados da natureza (DINIZ, 1995).

A utilização de recursos alimentares de baixo teor calórico (SHAW, 1987) e o

método indiscriminado de alimentação, que não distingue presa de detritos, podem

contribuir para a baixa taxa metabólica nestes indivíduos (McNAB, 1985).

2.2.14.2 – Distúrbios Digestivos

O problema de diarréia permanente, causada por alimentação com baixos teores

de elementos minerais rígidos, pode ser resolvido com a adição de mais ou menos ¼ de

areia ou terra, o que é bom para o mecanismo da digestão, produzindo fezes bem formadas,

consistentes e semelhantes às de tamanduás de vida livre. Dificilmente a diarréia leva os

animais à morte (BARTMANN, 1983).

Outro fator muito comum para o desencadeamento da diarréia é a salmonelose,

que se apresenta como diarréia profusa, de catarral a hemorrágica. O animal apresenta

ainda anorexia e desidratação. Para tratamento, recomenda-se fluidoterapia de suporte e

uso de sulfametazina ou cloranfenicol. É comum ocorrer recuperação clínica e o paciente

tornar-se um portador saudável (PACHALY, 1992).

Segundo DINIZ (1995), as bactérias encontradas em exames fecais de

tamanduás são: Salmonella enteritidid, S. chlerasuis, Escherichia coli e Enterobacter

aerogenes. Nas épocas mais quentes estes casos são bem maiores que no inverno.

13

2.2.14.3 – Problemas Respiratórios

Apatia, falta de fôlego, anorexia e perda de peso são associados à pneumonia.

Às vezes apresentam secreção nasal e ocular. As doenças respiratórias ocorrem mais no

outono e são mais freqüentes em animais oriundos da natureza do que em animais nascidos

em zoológicos (DINIZ, 1995).

2.2.14.4 – Parasitos

Há alta prevalência de helmintos em tamanduás, como Trichuris spp.

Strongyloides spp., e também protozoários como Eimeria spp. (KALYKAR &

PALLADWAR, 1989, LAISON & SHAW, 1990, 1991). A literatura menciona ainda a

ocorrência do gênero Matadavainea e Raillietidina como parasitos intestinais de

tamanduás (RUEMPLER, 1992).

Quanto às sarnas, os tamanduás costumam ser afetados por Sarcoptes e

Psoroptes, apresentando eritema, alopecia, prurido severo e dermatite pustular. Para o

tratamento indica-se a administração de avermectinas como a ivermectina (PACHALY,

2007, comunicação pessoal).

2.2.14.5 – Lesões

As lesões acontecem durante brigas, passagem por cercas de arame farpado,

durante a contenção para exame médico ou nos casos de transporte. Os locais mais

acometidos são boca, narina, dedos, garras e membranas interdigitais (DINIZ, 1995). A

perda das unhas, que são a única forma de defesa destes animais, seja por estresse ou

tentativas de fuga, pode ser corrigidas mediante cirurgia (PACHALY, 1992).

Os acidentes nas estradas, ocasionados pelo atropelamento, levam muitos

tamanduás a óbito. Muitas vezes ocasionam fraturas graves e comprometimento dos órgãos

internos (Figuras 5, 6 e 7).

14

Figura 5 – Tamanduá mirim adulto atropelado na DF 001 – Brasília/DF.

Figura 6 – Tamanduá mirim adulto com tíbia fraturada após atropelamento.

Figura 7 – Tamanduá mirim adulto com canulação esofágica após perder a língua em atropelamento.

2.2.14.6 – Outros problemas

A ocorrência de prolapso retal (Figuras 8 e 9) é comumente observada em

tamanduás mirins. O tratamento e prognóstico dependem da identificação da etiologia,

grau de prolapso, tempo transcorrido, viabilidade dos tecidos e freqüência da recidiva. O

tratamento pode ser feito através de redução ou remoção cirúrgica (PACHALY, 1992).

15

Figura 8 – Ocorrência de prolapso retal em tamandua mirim.

Figura 9 – Recorrência de prolapso retal e intestinal em tamanduá mirim quatro meses após tratamento por

redução. O animal veio a óbito.

Em dermatites de tamanduá mirim DINIZ (1995), isolou uma associação de

Streptococcus spp. e Staphylococcus spp., e apesar de adotar tratamentos sistêmicos e

atópicos, o caso foi progressivamente letal. No estudo realizado por BENTUBO (2006),

verificou-se a presença de Malassezia spp. em três tamanduás mirins, porém nenhum

animal apresentou sinal clínico de infecção, que essa levedura possa ser parte integrante da

microbiota normal da pele de tamanduás.

Grandes afecções da pele são decorrentes de queimaduras, acometendo

geralmente os membros e o focinho (Figura 10). Em geral há considerável perda de tecido,

e muitas vezes a perdas das garras compromete a alimentação do tamanduá, que necessita

delas para buscar o alimento.

16

Figura 10 – Tamanduá mirim contido fisicamente para avaliação de queimaduras nos membros torácicos e

pélvicos.

As glândulas salivares são muito sensíveis a inflamações, que pode levá-los à

morte, e vários casos já foram relatados na literatura (PACHALY, 1992).

A literatura também menciona que tamanduás são suscetíveis a leptospirose,

doença de Chagas, leishmaniose, tripanossomíase e arbovirose (MONTGOMERY, 1985,

MINORI, 1989).

2.3 ASPECTOS REPRODUTIVOS

Pouco se conhece sobre a reprodução em Tamandua. A sexagem é difícil, uma

vez que seus testículos encontram-se dentro da cavidade pélvica e ambos os sexos

apresentam uma fenda genital (MIRANDA, 2006).

NOWAK (1991), sugere que as fêmeas de tamanduá sejam poliéstricas, com

período de gestação de 130 a 150 dias. Na maioria dos casos, a fêmea gera um só filhote de

cada vez, o qual fica agarrado às suas costas durante a fase de amamentação,

acompanhando-a até cerca de um ano. Há registros de nascimento de gêmeos que foram

vistos sendo carregados nas costas da mãe, e que dela se separaram após um ano

(SWENSON, 1996).

Os mamíferos apresentam dois tipos de ciclos reprodutivos conhecidos: o estral

e o menstrual. Os tamanduás apresentam o ciclo estral. O ciclo estral refere-se ao

fenômeno rítmico observado em todos os mamíferos (exceto alguns primatas), nos quais há

períodos regulares, porém limitados, de receptividade sexual (denominados estro), que

ocorrem em intervalos característicos para cada espécie (DUKES, 1993). HAY et al.

(1994), em seu estudo pioneiro na determinação do padrão endócrino do ciclo estral dos

17

tamanduás mirins, sugerem que o ciclo estral regular seja de cerca de 42 dias, sem variação

sazonal.

Os processos reprodutivos em fêmeas de mamíferos são caracterizados por

alterações cíclicas no trato genital e receptividade sexual (ZOGNO, 2006). A ausência de

sinais visíveis do cio, comportamentais ou morfológicos em tamanduás dificulta o sucesso

reprodutivo, pois quando são mantidos em cativeiro, geralmente colocam-se os casais

juntos por longos períodos, no intuito de aumentar as chances de acasalamento

(MIRANDA, 2006).

Com isso fica difícil estimar o período em que houve o acasalamento, e saber se

a fêmea está gestando. Muitas vezes o nascimento de filhotes de tamanduá em recintos

coletivos acaba em morte, pois o nascimento não é esperado e os demais tamanduás

acabam matando o filhote recém-nascido.

A época da ovulação pode ser prevista nos mamíferos através de exame das

alterações citológicas observadas nas secreções vaginais, e todas as alterações são baseadas

nas concentrações crescentes de estrogênio crescentes, que caracterizam o proestro. As

células do epitélio vaginal são estimuladas pelo estrogênio a entrar em mitose. A divisão

celular ocorre na lâmina basal, com as células afastando-se progressivamente da lâmina

basal em direção ao lúmen da vagina. As células começam a se degenerar à medida que se

afastam do seu suprimento nutritivo. Em geral quatro células epiteliais são reconhecidas:

(1) basal (parabasal), (2) intermediária, (3) superficial e (4) anucleada. Os dois primeiros

tipos são classificados como não cornificados e os dois últimos como cornificados

(SWENSON, 1996).

A colpocitologia ou citologia vaginal é um exame que tem como principal

finalidade a detecção da fase do ciclo estral em que a fêmea se encontra. Este exame pode

auxiliar no diagnóstico de ciclos reprodutivos anormais, infetilidade, piometra, vaginite ou

neoplasia (MELLO, 2008).

18

3. MATERIAL E MÉTODO

Avaliou-se diariamente a citologia vaginal de três fêmeas adultas de tamanduá

mirim (Tamandua tetradactyla) todas provenientes da natureza e mantidas em cativeiro no

Zoológico de Brasília, de setembro a dezembro de 2000 (Figura 11).

No início da pesquisa, as fêmeas foram separadas do recinto coletivo dos

tamanduás mirins, em que havia dois machos e três fêmeas, para um recinto exclusivo de

2,5 m de altura por 22 m de diâmetro, para facilitar a captura. Os animais possuíam

marcação individual através de tatuagem localizada na face interna esquerda da coxa. A

fêmea nº 1 era adulta e recém chegada da natureza, a fêmea nº 2 era adulta e chegou um

ano antes e a fêmea nº 3 tinha dois anos tendo chegado da natureza ainda muito jovem.

Figura 11 – Fêmeas de tamanduá mirim utilizadas na pesquisa.

As fêmeas foram diariamente contidas por meio físico, durante 14 semanas, no

período da tarde (por volta das 16:00) e posicionadas em decúbito dorsal.

Em cada fêmea foi colhido material para a realização de esfregaços vaginais,

visando a observação e a identificação de diferentes células nos diferentes períodos do

ciclo reprodutivo. Fez-se também a aferição da temperatura retal e do pH vaginal no

momento da colheita.

Antes da colheita, era realizada limpeza externa da genitália externa com

algodão embebido em solução fisiológica, para remoção das sujidades, no intuito de evitar

contaminação. Em seguida era aferida a temperatura retal, por meio de termômetro digital.

19

Após a aferição da temperatura avaliava-se o pH vaginal por meio de fitas

específicas para pH1, com variação de 0 a 14, colocando-se a ponta da fita dentro da vagina

por um 1 minuto antes da leitura. A avaliação do pH foi feita comparando-se a coloração

da fita com a graduação própria indicada na embalagem do produto.

Para a colheita das células da mucosa vaginal era feito o afastamento dos lábios

vulvares se introduzindo um “swab” previamente esterilizado e previamente umedecido

com algumas gotas de solução fisiológica. O “swab’ era rolado duas voltas completas, no

sentido horário.

Após a colheita era realizado o esfregaço, rolando-se o “swab” uma única vez,

também em sentido horário, em uma lâmina de microscopia limpa, desengordurada e

previamente identificada. A fixação das lâminas era feita logo após a colheita utilizando-se

um fixador citológico2 próprio para este fim.

A coloração das lâminas foi feita pelo método de Shorr, colocando-se a lâmina

previamente fixada com fixador, no corante de Shorr, por quatro a seis minutos. A lâmina

era mergulhada, com agitação, por 10 vezes em cada uma das soluções: a) álcool 96º GL;

b) álcool absoluto; c) álcool absoluto; d) xilol. Em seguida era feita a montagem da lâmina

com lamínula, e secagem em temperatura ambiente.

Após a preparação e coloração das lâminas, era feita contagem e classificação

citológica de acordo com a morfologia, coloração e tamanho do núcleo, utilizando-se

microscópio óptico com aumento de 400 vezes. Esta classificação consistiu em classificar

células superficiais (cornificadas), intermediárias ou basais, baseando-se na descrição de

DeALLENDE (1945). A leitura das lâminas era feita sempre no mesmo sentido, formando

um S, até a contagem de 100 células para cada exame.

As anotações diárias individuais foram identificação do animal, data, horário,

pH vaginal, temperatura e descrição da vulva (características externas e medição com

paquímetro).

20

4. RESULTADOS E DISCUSSÃO

Os tipos celulares do epitélio vaginal observados nas lâminas das três fêmeas de

tamanduá mirim (Tamandua tetradactyla) foram células basais, células intermediárias e

células cornificadas.

As células basais encontradas apresentavam as seguintes características:

Tipo 1) célula pequena redonda-ovalada, com grande núcleo redondo-ovalado,

citoplasma corado em azul e núcleo rosado, com visualização de cromatina espalhada

(conhecida como célula de Papanicoleau);

Tipo 2) célula redonda poligonal grande e plana, com citoplasma corado em azul e

núcleo oval-globular centralizado.

As células intermediárias encontradas apresentavam as seguintes

características:

Tipo 3) células escamosas com fraca coloração do citoplasma em róseo-alaranjado,

com núcleo freqüentemente circundado por halo perinuclear;

Tipo 4) células poligonais (maiores que as basais) coradas em rosa com pequeno

núcleo, em geral também róseo. Algumas apresentaram dobras na extremidade e

citoplasma corado em rosa, apresentando estrias concêntricas e granulações finas. O núcleo

era excêntrico e em geral apresentava coloração escura.

As células cornificadas (superficiais) encontradas apresentavam as seguintes

características:

Tipo 5) células com o citoplasma e núcleo fracamente corados, sendo o núcleo

também circundado por um halo;

Tipo 6) células desintegradas, pouco definidas, com núcleos vacuolizados não

visíveis.

Os resultados relativos à quantidade de células encontradas nas três fêmeas de

tamanudá mirim nas diferentes fases do ciclo estral são apresentados na Tabela 2.

21

Tabela 2 – Contagem de células vaginais em três fêmeas de tamanduá mirim (Tamandua tetradactyla), demonstrando a quantidade de células encontradas no esfregaço como células cornificadas ou superficiais (C), células intermediárias (I), células basais (B), destacando-se em negrito o provável período de estro.

Marcação das tamanduás 1 2 3

Data da coleta C I B C I B C I B 30/08 01 07 92 02 07 91 04 04 92 31/08 02 06 92 00 00 00 03 03 94 01/09 00 03 97 07 09 84 06 14 80 04/09 09 08 83 10 06 84 05 13 82 05/09 08 08 84 02 07 91 14 19 67 06/09 06 10 84 01 10 89 23 17 60 07/09 07 04 89 01 07 92 34 29 37 08/09 05 05 90 04 11 85 24 29 47 09/09 09 08 83 06 03 91 13 11 76 11/09 03 01 96 05 18 77 11 10 79 12/09 05 07 88 12 06 82 07 04 89 13/09 09 11 80 07 05 88 01 08 91 14/09 07 12 81 01 04 95 10 05 85 15/09 05 14 81 02 09 89 06 09 85 17/09 11 16 73 00 06 94 07 11 82 18/09 26 13 61 01 02 97 06 10 84 19/09 41 26 33 10 07 83 09 11 80 20/09 59 22 19 07 12 81 07 06 87 22/09 12 20 68 05 09 86 02 05 93 23/09 09 08 83 09 04 87 04 15 81 24/09 07 06 87 01 01 98 01 04 95 25/09 05 11 84 02 06 92 04 05 91 26/09 05 02 93 03 02 95 09 06 85 27/09 04 13 83 04 07 89 06 09 85 28/09 03 05 92 03 05 92 05 04 91 29/09 04 08 88 04 01 95 06 13 81 01/10 01 07 92 02 01 97 06 05 89 02/10 07 12 71 00 05 95 05 10 85 03/10 03 07 90 05 05 90 04 11 85 04/10 09 06 85 03 04 93 03 03 94 05/10 05 03 92 06 03 91 07 10 83 06/10 06 06 88 08 08 84 08 05 87 07/10 04 04 92 01 03 96 10 08 82 08/10 04 09 87 02 12 86 02 05 93 09/10 08 08 84 01 08 91 01 06 93 10/10 09 09 82 04 03 93 01 10 89 11/10 05 06 89 01 05 94 09 03 88 16/10 01 13 86 05 12 83 12 22 66 17/10 04 11 85 10 04 86 13 32 55 18/10 02 07 91 00 00 00 26 28 56 19/10 00 09 91 00 05 95 31 30 39 20/10 00 12 88 06 04 90 38 24 38 23/10 01 08 91 05 10 85 13 21 66 24/10 10 19 71 08 04 88 06 07 87 26/10 16 12 72 05 08 87 04 11 85 29/10 28 37 35 07 09 84 02 10 88 30/10 47 28 25 01 04 95 05 13 82 31/10 48 32 20 03 00 97 05 07 83 01/11 24 22 54 01 01 98 06 05 89 07/11 02 17 91 05 03 92 09 06 85 10/11 10 05 85 00 06 94 00 05 95 13/11 06 07 87 02 14 84 08 06 86 14/11 02 12 86 03 03 94 06 14 80 16/11 03 03 94 04 06 90 09 10 81 17/11 07 03 90 04 04 92 04 07 89

22

Observou-se que duas das três fêmeas estudadas apresentaram variações nas

proporções de células basais, intermediárias e cornificadas durante os 80 dias pesquisados

conforme demonstrado nas Figuras 1, 2 e 3.

Figura 12 – Variação das células vaginais da fêmea adulta de Tamandua tetradactyla nº 1, num período de 80 dias, evidenciando claramente o período de estro quando ocorre uma variação brusca na apresentação das células. O período entre cada estro foi de 141 dias. Células basais (azul), células intermediárias (verde) e células cornificadas (vermelho).

Células Vaginais - 12

0

10

20

30

40

50

60

70

80

90

100

data de coleta

célu

las

Figura 13 – Variação das células vaginais da fêmea adulta de Tamandua tetradactyla nº 2, num período de 80 dias, em que não houve variação significativa das células. Células basais (azul), células intermediárias (verde) e células cornificadas (vermelho).

Células Vaginais - 13

0

10

20

30

40

50

60

70

80

90

100

data de coleta

célu

las

23

Figura 14 – Variação das células vaginais da fêmea adulta de Tamandua tetradactyla nº 3, com dois anos de idade, num período de 80 dias, evidenciando claramente o período de estro quando ocorre uma variação brusca na apresentação das células. O período entre o estro foi de 43 dias. Células basais (azul), células intermediárias (verde) e células cornificadas (vermelho).

Células Vaginais - 15

0

10

20

30

40

50

60

70

80

90

10030

/ago

4/se

t

7/se

t

11/s

et

14/s

et

18/s

et

22/s

et

25/s

et

28/s

et

2/ou

t

5/ou

t

8/ou

t

11/o

ut

18/o

ut

23/o

ut

29/o

ut

1/no

v

13/n

ov

17/n

ov

data de coleta

célu

las

Nas fêmeas 1 e 3 foram observou-se aumento das células cornificadas e das

células intermediárias, no período do proestro (15,6 % e 17,5%), estro (40,3 % e 28,0 %) e

diestro (22,7 % e 20,0 %). Considerou-se que este período durou cerca de seis dias, pois

houve decréscimo das células cornificadas e intermediárias logo após o cio, predominando

novamente as células basais (89 %) em toda a fase do anestro. HAY et al. (1994) citam que

as concentrações séricas de estrógenos em tamanduás mirins aumentam durante uma fase

folicular (em torno de 10 dias de duração), que é precedida pela presença de hemácias no

esfregaço vaginal (HAY et al.,1994).

Num estudo realizado com jaguatiricas (Leopardus pardalis), observou-se que a

fase estrogênica apresenta alta porcentagem de células cornificadas (superficiais) (>60%) e

diminuição ou ausência de neutrófilos. As fases não estrogênicas (interestro, diestro e

gestação) foram caracterizadas pelo predomínio de células intermediárias, neutrófilos e

sujidades (TEBET, 2000).

Já em estudo realizado com cervos do pantanal (Blastocerus dichotomus),

observou-se que fêmeas gestantes não apresentam diferenças significativas na citologia

vaginal apresentando maior quantidade de células basais (NASCIMENTO, 1999).

24

Em um estudo colpocitológico com mocó (Kerodon rupestris), ZOGNO (2006)

observou que no anestro predominam células basais e poucos leucócitos e no proestro

predominam células intermediárias, basais e superficiais, além de bactérias e poucos

leucócitos. No estro foram encontradas células superficiais anucleadas sem presença de

leucócitos, e no metaestro houve declínio na porcentagem de células superficiais, com o

reaparecimento de células intermediárias, células basais e muitos leucócitos.

Uma observação interessante no presente estudo, foi que alguns dias após a

colheita, uma das fêmeas (nº 3) apresentou por um período de 2 a 3 dias, um tampão preto

bem endurecido, com aparência de sangue coagulado na saída da vulva, logo após a

contenção. Após a remoção deste tampão, não se observou presença de sangue na vagina,

porém as lâminas deste período apresentaram presença de leucócitos e hemácias. Nesta

fase a vulva apresentou-se aumentada e mais avermelhada que nos outros dias. Após a

avaliação dos dados coletados, pode-se correlacionar este fato ao período do estro em que

observou-se o aumento de células cornificadas e intermediárias. A fêmea nº 1 também

apresentou a vulva aumentada na fase do estro porém sem o tampão se sangue preso à

região genital, podendo-se visualizar hemácias nesta fase, durante a leitura das lâminas.

Durante o estro, tamanduás mirins geralmente apresentam discreto sangramento

vaginal, que não devem ser confundidos com o problema de hipovitaminose K, que

também ocorre nesta espécie (observação da autora).

A fêmea nº 2 não apresentou grandes variações nas células encontradas durante

os 80 dias de avaliação, conforme observado na Figura 2, prevalecendo células basais em

todo o período estudado. Na fase da coleta de dados não se imaginava que o animal

estivesse gestante, mas posteriormente, chegou-se à conclusão que esta fêmea foi

fertilizada poucos dias antes do isolamento no recinto de estudo. O filhote do sexo

masculino nasceu saudável 143 dias após a primeira coleta (Figura 15).

Quanto ao pH vaginal, não houve alterações significativas durante todo o ciclo

estral, variando de 6,0 a 7,0 nas três fêmeas avaliadas. Já a temperatura retal foi elevada,

em torno de 1 a 1,6ºC, no período do cio das fêmeas nº 1 e 3, alcançando temperaturas de

até 35,8ºC. A fêmea nº 2 apresentou temperatura oscilando entre 33 e 34ºC.

25

Figura 15 – A autora com o filhote “Debolinho” nascido da fêmea nº 2, 143 dias após a manipulação para a

realização deste estudo.

26

5. CONCLUSÃO

Neste estudo foi possível verificar a ocorrência de alterações na morfologia das

células vaginais nas diferentes fases do ciclo estral em três fêmeas de Tamandua

tetradactyla, que ocorreram em todas as fases do ciclo, porém em diferentes proporções.

Avaliação colpocilógica sugere que o ciclo estral de fêmeas de Tamandua

tetradactyla mantidas em cativeiro ocorra a cada 6 semanas, ou aproximadamente 42 dias.

Demonstra-se que é possível utilizar o exame citológico vaginal como método

auxiliar no diagnóstico de estro em Tamandua tetradactyla, facilitando o manejo

reprodutivo em cativeiro, permitindo compreender um pouco melhor esta espécie.

27

6. REFERÊNCIAS BIBLIOGRÁFICAS

ANE (Autor não especificado). Enciclopédia: Os bichos. Abril Cultural. Vol 5. pp. 1057-1059.

1972.

BARTMANN. W. Hautung und zucht von groben ameisenbaren, Myrmecophaga tridactyla,

Linné, 1978. In: Dortmunder Tiepark Zool. Garten. N. F. Jene. 53(1): 1-31. 1983.

BATISTA, M. K.; SOUZA, M.; SAMPAIO, I.; SANTOS, S.; BARROS, M. C.; SCHNEIDER, H.

Tamanduá tetradactyla (Xenarthra): dados moleculares validam sua ampla distribuição

geográfica no Brasil. Congresso brasileiro de genética: 50º Congresso brasileiro de genética,

CD rom, ISBN: Português, meio magnético. 2005.

BECKER, M. & DELAPONTE, J. C. F. Rastro de mamíferos silvestres brasileiros: um guia de

campo. Editora Universidade de Brasília. Brasília, Distrito Federal. pp. 35-42. 1991.

BENTUBO, H. D. L.; MIRANDA, F.; COUTINHO, S. D. Pesquisa de espécies de Malassezia e

dermatófitos em pelame de tamanduás. Anais do X Congresso e XV Encontro da

associação brasileira de veterinários de animais selvagens. p. 68. 2006.

BOITANI, L. & BATOLI, S. The MacDonald – Encyclopedia of mammals over 400 world

species in colour with information on classification habitat and much more. nº 123-124.

1983.

CPZSP (CONSULTORES DO PARQUE ZOOLÓGICO DE SÃO PAULO). Zoológico, o

fantástico mundo animal. Edoitora Rio Gráfica. Vol I. pp. 98-100. 1982.

De ALLENDE, H. C.; SHORR, E.; HARTMAN, C. G. Vaginal smear cycle of rhesus monkey

and human. Contrib to embryol. 31: 1-26. 1945.

DINIZ, L. S. M.; COSTA, E. O. & OLIVEIRA, P. M. A. Clinical disorders observed in

anteaters (Myrmecophagidae, Edentata) in captivity. Veterinary research

communication. Kluwer Academic Publisher. Netherlands. Vol. 19. pp. 409-415. 1995.

28

DIVERS, B. J. Edentates. In: Zoo and wild animal medicine. In: Fowler. M. E. (ed.). University of

Chicago Press. Chicago. pp. 439-448. 1986.

SWENSON, M. J.; REECE, W. O. Dukes, fisiologia dos animais domésticos. University Press.

Editora Guanabara Koogan S. A. Rio de Janeiro – RJ. pp. 615-644. 1996.

EISENBERG, J. F.; REDFORD, K. H. Mammals of the neotropics – The central neotropics.

Chicago: University of Chicago Press. v. 3. p. 609. 1999.

FARIA, A. R. G. Manejo alimentar na Fundação Rio Zoo. Retirado de Ribeiro, R. P.. Aspectos

da nutrição de animais silvestres. In: Simpósio de Ciências e Meio Ambiente, 1993. Urley,

D. E. Wild Mammals nutrition research. Michigan State University. USA. 1988. pp. 198-

213. 1998.

FLINT, M. P. Estándares de zoológico para el mantenimiento de Xenarthrans (Edentados) en

cautividad. Traduzido por Maria Sitjar. Reid Park ZOO. Publicado por ZCOG com el

permiso de la Asociación americana de zoológicos y acuarios (AZA). Barcelona, España. pp.

01-08. 1997.

FONSECA, G. A. B.; LEITE, Y. L. R.; SANTOS, A. B. Edentata: a newsletter of the IUCN

edentate specialist group. Vol 1. nº 1. January. pp. 04-19. 1994.

FOURNIER, P. & VIE, J. C. Immobilization of wild collared anteaters with ketamine and

xylazine-hidrocloride. Journal of wild life disease. 33(4): 795-800. 1997.

GILLEPSIE, D S. Edentata diseases. In: Zoo and wild animal medicine. Current Therapy. Fowler,

M. E. (ed.). W. B. Philadelphia: Saunders. Pennsylvania. pp. 304-309. 1993.

HAY, M. A.; BELLEM, A. C.; BROW, J. L.; GOODWE, K. L Reproductive patterns in

Tamandua (Tamandua tetradactyla). Journal zoo and wildlife medicine. 25: 248-258. 1994.

HODJES, J. K. Determining and manipulating female reproductive parameters. In: The Zoo.

In: Kleiman, D. G., M. E. Alien, K. V. Thompson & S. Lumpkin (eds.). Wild mammals in

captivity. The University of Chicago Press. USA. 1996.

IHERING, R. Dicionário dos animais do Brasil. Editora Universidade de Brasília pp. 660-663.

1965.

29

KALYAKAR, S. D. & PALLADWAR, V. D. On two new nematode parasites of vertebrates

from India. Indian journal of helminthology. 41: 180-186. 1989.

LAISON, R. & SHAW, J. J. Coccidian brasilian mammals: Eimeria corticulata n. sp.

(Apicomplexa: Eimeridae) from the anteayer Tamandua tetradactyla (Xenarthra:

Myrmecophagidae) and Eimeria zygodontomys n. sp. From the cane mouse

Zygodontomys lasiurus (Rodentia: Cricetidae). Journal of protozoology. 37: 51-54. 1990.

LAISON, R. & SHAW, J. J. Coccidian brasilian mammals: Eimeria marajoensis n. sp.

(Apicomplexa: Eimeridae) from the anteater Tamandua tetradactyla (Xenarthra:

Myrmecophagidae). Journal of protozoology. 38: 28-30. 1991.

McNAB, B. Energetics, population, biology and distribution of xenarthrans. In: The evolution

and ecology of armadillos, sloths and vermilinguas. G. G. Montgomery (ed.). Smithsonian

Institution. Press. Washington D. C. pp. 219-232. 1985.

MELLO, M. L. V. Colpocitologia em cadelas e gatas. 2008. Acesso em: 28/01/08. Disponível

em: http://www.homeopatiaonline.com/leomello_colpo.html

MERRIT, D. A. The lesser anteater in captivity. In: International Zoo yearbook. 15: 41. 1975.

MINORI, T.; GRIMALDI, G. JR.; KREUTZER, R. D.; GOMES, E. A.; McMAHONPRATT, D.;

TESH, R. B.; HASHINGUCHI, Y. Identification, using isoenzyme electrophoresis and

monoclonal antibodies, of Leishmania isolated from humans and wild animals of

Equador. American journal of tropical medicine and hygiene. 40: 154-158. 1989.

MIRANDA, F. R.; TANAKA, N. M.; CIRIO, S. M.; OKANO, W. Histologia da glândula

adrenal de tamanduá-mirim (Tamandua tetradactyla). Anais do V congresso e X encontro

da ABRAVAS. São Paulo, SP. p. 49. 2001.

MIRANDA, F. R.; COSTA, A. M. Xenarthra (tamanduá, tatu, preguiça). In: Cubas, Z. S.;

Silva, J. C. R.; Catão Dias, J. L. Tratado de animais selvagens. Ed. Roca. São Paulo. pp. 402-

414. 2006.

MONTGOMERY, G. G. The evolution and ecology of armadillos, sloths and vermilinguas.

Smithsonian Institution Press. Washigton D. C. 1985.

30

MORAN, G. & SORENSEN, L. The behavior researcher and the Zoological Park. Appl.

Animal behavior science. 13: 143-55. 1984.

NAPLES, V. L. The superficial musculature in sloths and vermilinguas (anteaters). In: The

evolution and ecology of armadillos, sloths and vermilinguas. G. G. Montgomery (ed.).

Smithsonian Institution Press. Washington D. C. pp.173-188. 1985.

NASCIMENTO, C. C.; FERREIRA, J. C. P.; LOPES, M. D.; GARCIA, J M.; DUARTE, J. M. B.

Identificação e caracterização das células do epitélio vaginal de fêmeas do Cervo do

Pantanal (Blastocerus dichotomus). Anais do III congresso e VIII encontro da ABRAVAS.

São Paulo, SP. p. 96. 1999.

NOWAK, R. M. & J. L. PARADISO. Walker´s mammals of the world. The Johns Hopkins

University Press, Baltimore. 4ª edition. 1362 pp. 1983.

NOWAK, R. M. Walker´s mammals of the world. The Johns Hopkins University Press,

Baltimore. 5ª edition. Vol I. pp. 515-525. 1991.

OYARZUN, S. E.; CRAWSHAW, G. J.; VALDES, E. V. Nutrition of the Tamandua: nutrient

composition of termites (Nasititermes spp.) and stomach contents from wild Tamandua

(Tamandua tetradactyla). Article. Wisley – Liss. zoo biology. p. 26. 1996.

PACHALY, J. R. Medicina de Animais Silvestres. Apostila. pp. 156-159. 1992.

REDFORD, K. H.; DOREA, J. K. The nutritional value of invertebrates with emphasis on ants

termites as food for mammals. Journal zool. v. 214, 316-317. 1984.

RUEMPLER, G. Edentata. In: H. G. Klos and E. M. Lang (eds.). Handbook of Zoo Medicine –

Diseases and Treatment of Wild Animals in Zoos. Game Parks. Circuses and Privative

Collections. Van Nostrand Reinhold. New York. pp. 307-310. 1982.

SANCHES, T. C.; ROSSI, S.; MIRANDA, F.; DEJUSTE, C.; OLIVEIRA, A.; MATUSHIMA, E.

R. Dados preliminares sobre o perfil hematológico de tamanduá-bandeira

(Myrmecophaga tridactyla) e tamanduá-mirim (Tamandua tetradactyla) provenientes de

zoológicos de do estado de São Paulo. Anais do X congresso e XV encontro da associação

brasileira de veterinários de animais selvagens. p. 139. 2006.

31

SHAW, J. H.; MACHADO NETO, J. & CARTER, T. S. Behavior of free-living giant anteater

(Myrmecophaga tridactyla). Biotropica. 19(3). pp. 329-346. 1987.

SILVA, L. N. C. Enciclopédia dos animais do Brasil. Dogma Editorial. Vol 3. pp. 504-507. 1976.

SILVA, F. Mamíferos Silvestres – Rio Grande do Sul. Publicação editada pela Fundação

Zoobotânica do Rio Grande do Sul. pp. 30-36. 1984.

SKULLS UNLIMITED INTERNATIONAL - The World's Leading Supplier of Osteological

Specimens. Oklahoma City, Oklahoma. 1995. Acesso em: dezembro/ 2007. Disponível em:

http://www.skullsunlimited.com

SMIELOWSKI, J. Breeding the giant anteater. International Zoo News. 28: 2-6. 1981.

STORER, T. I. Zoologia Geral. 6ª edição. Editora Nacional. São Paulo. p. 718. 1984.

TAYLOR, B. Functional anatomy of rare limb in vermilinguas (anteaters) and its functional

implications. J. Morph. 51: 347-368. 1978.

TEBET, J. M.; LOPES, M. D. Aspectos da citologia vaginal de jaguatiricas (Leopardus

pardalis). Anais do IV congresso e IX encontro da ABRAVAS. São Paulo, SP. 2000.

WALLACH, J. D. & BOEVER, W. J. Edentates. In: Diseases of exotic animals – Medical and

surgical management. Philadelphia: W. B. Saunders. pp. 612-629. 1983.

WATEMAN, A. E. Influence of premedication with xylazine on the distribution and

metabolism of intramuscularly administred ketamine in cats. Research in veterinary

science. 35: 285-290. 1983.

WAZA (World Association of Zoos and Aquariums). United for Conservation. 2008. Acesso: em

março/2008. Disponível em: http://www.waza.org/virtualzoo/factsheet.php?id=107-001-002-

001&view=Xenarthra

WETZEL, R. M. The identification and distribution of recent Xenarthra (= Edentata). In: The

evolution and ecology of armadillos, sloths and vermilinguas. G. G. Mongomery (ed.).

Smithsonian Institution. Press Washington D. C. pp. 5-8. 1985.

32

WRIGHT, M. Pharmacologic effects ketamine and its use in veterinary medicine. Journal of

the american veterinary medical association. 180: 462-471. 1982.

ZOGNO, M. A.; GOES, P. A.; BARNABE, R. C.; BARNABE, V. H. Caracterização

colpocitológica do ciclo estral de fêmea de Mocó (Kerodon rupestris). Anais do X

congresso e XV encontro da associação brasileira de Veterinários de animais selvagens. p.

96. 2006.

33