biomonitoramento passivo de hidrocarbonetos … · fim de quantificar as concentrações de...
Post on 05-Nov-2020
4 Views
Preview:
TRANSCRIPT
Pontifícia Universidade Católica – PUC RIO
Departamento de Química
LABMAM – Laboratório de Estudos Marinhos e Ambientais
BIOMONITORAMENTO PASSIVO DE HIDROCARBONETOS
UTILIZANDO MEXILHÕES PERNA PERNA
Aluno: Larissa de Souza Pinto Nogueira
Orientador: Angela de Luca Rebello Wagener
Co-Orientadores: Adriana Haddad Nudi e Thaís Pedrete Massone
Introdução:
Biomonitoramento tornou-se uma importante ferramenta em programas de monitoramento
ambiental, uma vez que a biodisponibilidade dos contaminantes é medida diretamente nos
organismos bioindicadores.
Contaminante é todo elemento ou composto que ocorre em concentrações mais elevadas que
as naturais. Já a definição de poluente é a de qualquer matéria ou energia que interfira na saúde e
segurança da população, além de prejudicar suas atividades sociais e econômicas. Porém, a
presença de contaminantes pode qualitativa ou quantitativamente alterar as características naturais
do ambiente, e também sua utilização, gerando assim efeitos negativos e constituindo poluição. O
contaminante torna-se então, um poluente. (von RÜCKERT, 2010)
Devido à grande densidade demográfica das regiões costeiras, os ecossistemas litorâneos
estão sujeitos a vários impactos de origem antropogênica. De especial relevância são aqueles
derivados do despejo de compostos xenobióticos, que contaminam águas e sedimentos, e são fonte
de efeitos deletérios à biota aquática. (LIMA, 2005)
A contaminação ambiental por agentes químicos tem ocorrido de forma intencional ou
acidental em decorrência da ação antrópica. Os ecossistemas marinhos acabam, de uma forma ou de
outra, constituindo-se como receptáculos temporários ou finais de uma grande variedade e
quantidade de contaminantes. (MORAES et al., 2011)
A despeito da importância do ambiente marinho, o conhecimento para a proteção dos
ecossistemas marinhos brasileiros contra a poluição é relativamente recente. Medidas legislativas
para prevenir ou reduzir sua deterioração são escassas ou fracamente implementadas a nível
nacional. (MORAES et al., 2011)
O biomonitoramento é uma prática que avalia a saúde ambiental de ecossistemas aquáticos e,
consequentemente, a qualidade de suas águas. No biomonitoramento passivo, forma feita neste
estudo, utiliza-se animais coletados diretamente de seus habitats, onde a população natural existe.
(KOCK & KRAMER, 1994)
O objetivo do presente estudo foi realizar o biomonitoramento passivo na Baía de
Guanabara, utilizando mexilhões Perna perna como bioindicadores e monitorando os níveis de
Hidrocarbonetos Policíclicos Aromáticos (HPAs) e de n-alcanos presentes em amostras de água e
nos tecidos moles de mexilhão, a fim de estimar as suas concentrações e possíveis fontes e origens;
e ainda aplicando os ensaios de vermelho neutro e micronúcleo como biomarcadores para testar a
viabilidade celular. Os resultados foram correlacionados com dados anteriores realizados na mesma
área, para verificar se houve ou não um aumento desses contaminantes, e avaliar a bioacumulação
de HPAs nos tecidos, além disso objetivou-se comparar a concentração dos compostos pesquisados
em circunstâncias sazonais diferentes, marcadas por uma estação seca de junho a agosto, (KJERFV,
1997) e uma estação úmida, coleta realizada em janeiro. O intuito foi averiguar se os organismos
respondem de forma diferente in situ, quanto às particularidades de cada estação, uma vez que, em
períodos de maior quantidade de chuva (estação úmida) a quantidade de material particulado é
maior.
. Sendo assim, também será avaliada a água do local em que serão coletados os mexilhões, a
fim de quantificar as concentrações de hidrocarbonetos e calcular o fator de acumulação.
A biota tornou-se uma importante ferramenta em programas de monitoramento ambiental,
uma vez que a biodisponibilidade dos contaminantes é medida diretamente. Moluscos bivalves têm
sido extensivamente empregados na avaliação da contaminação de ambientes aquáticos. Esses
organismos são adequados como monitores biológicos de áreas contaminadas, pois eles são: sésseis,
filtradores, de fácil coleta, estão presente ao longo de todo o ano e respondem rapidamente às
variações das concentrações de contaminantes no meio.
Fundamentos Teóricos:
Hidrocarbonetos policíclicos aromáticos (HPAs)
Os hidrocarbonetos policíclicos aromáticos (HPAs) são compostos químicos constituídos
unicamente de átomos de carbono e hidrogênio, arranjados na forma de dois ou mais anéis
aromáticos. Devido à possibilidade da fusão de um número variável de anéis e das várias posições
em que estes podem se ligar entre si, há atualmente mais de 100 HPAs reconhecidos pela IUPAC
(International Union of Pure and Applied Chemistry). Apesar disso, somente 16 HPAs são
considerados prioritários para USEPA (U.S. Environmental Protection Agency), em função de sua
importância industrial, ambiental e toxicológica. Desta classe de compostos são eles: Naftaleno;
Acenaftileno; Acenafteno; Fluoreno; Fenantreno; Antraceno; Fluoranteno; Pireno;
Benzo(a)antraceno; Criseno; Benzo(b)fluoranteno; Benzo(k)fluoranteno; Benzo(a)pireno;
Indeno(1,2,3-cd)pireno; Dibenzo(a,h)antraceno e Benzo(g,h,i)perileno (USEPA, Método 610; EC
166/2006).(POTIN et al., 2004)
São amplamente distribuídos no ambiente, devido às atividades relacionadas à extração, ao
transporte, à transformação e à utilização do petróleo e de seus derivados.
Estes compostos apresentam alta lipofilicidade, são absorvidos pelos seres vivos, e sua
análise pode revelar se provém de introdução direta de petróleo no ambiente (poluição,
derramamentos) ou de processos de combustão (uso do petróleo como combustível). Os HPAs são
metabolizados pelos órgãos internos dos seres vivos, transformados em compostos detectáveis que,
encontramos nos organismos, podem ser utilizados como biomarcadores da exposição ao petróleo e
seus derivados (NUDI, 2005).
Os HPAs podem ser produzidos, basicamente, por: pirólise de matéria orgânica em altas
temperaturas; diagênese de material orgânico sedimentar em temperaturas baixas ou moderadas;
biosíntese direta por microorganismos ou plantas (NEFF, 1979). Consideráveis quantidades de
HPAs lançados ao meio marinho são originarias de fontes antropogênicas. Dentre as quais, se
destacam como principais fontes os efluentes industriais, lançamento de esgotos (pluviais e
domésticos), incineração. de lixo, derrames de óleo, produção de asfalto, creosoto deposição
atmosférica, através da queima de combustíveis fosseis (CLARK, 1997). Porem, certas fontes
naturais como a síntese biológica, erupções vulcânicas, queima de florestas, formação de
combustíveis. fosseis e a extrusão natural do solo, também são responsáveis por quantidades
significativas destes compostos (McELROY et al., 1989).
A maioria destes HPAs que entram nos ambientes aquáticos permanece relativamente
próxima as suas fontes, decrescendo quase que logaritmicamente com a distância da origem. Desta
forma, a maior parte dos HPAs encontrados nos ambientes aquáticos esta localizada em rios,
estuários e águas costeiras (NEEF, 1979).
Mexilhão Perna perna (Linné, 1758)
Os organismos escolhidos para o estudo são os moluscos bivalves Perna perna (Linné,
1758), que pertencem à família Mytilidae. Trata-se de uma espécie que ocorre na costa oeste do
Atlântico, desde a Ilha Margarita e Cumaná (Venezuela) até a Ilha de Lobos e Punta del Este
(Uruguai), sendo abundante no mesolitoral até o infralitoral entre os estados do Espírito Santo e
Santa Catarina nos costões rochosos e abrigam uma grande quantidade de fauna e flora associada
(EPAGRI, 1994; TORRES, 1983).
Estes organismos são filtradores que, para a obtenção do alimento, dependem do batimento
dos cílios branquiais, os quais criam correntes de água no interior da concha, e de um sistema de
seleção das partículas que serão encaminhadas ao tubo digestivo (COSSA, 1989), conforme
esquematizado na figura 1. Esses moluscos filtradores selecionam o alimento através do tamanho da
partícula do material em suspensão, que varia desde bactérias de 1 µm até poliquetas e planárias
(invertebrados bentônicos) de 4 mm de comprimento (FERNANDES e MARTINS, 1978), A
respiração desses indivíduos é branquial e fatores como tamanho, etapa do ciclo reprodutivo,
presença de poluentes determinarão a taxa de oxigênio necessário. (LIMA, 2001).
Quanto a diferenciação sexual, esta pode ser observada através da coloração das gônadas. Os
machos apresentam cor creme ou esbranquiçada e as fêmeas possuem cor vermelho-tijolo ou
alanranjada (EPAGRI, 1994).
Embora tenha grande potencial econômico, sendo utilizado como alimento em todo o litoral
brasileiro, pouco se conhece sobre a distribuição e o significado patológico das doenças que mais
freqüentemente o acometem. O incremento das atividades em mitilicultura no Brasil coloca o País
como o principal produtor de mexilhões cultivados da América Latina, principalmente com a
criação de fazendas marinhas no Estado do Rio de Janeiro.
Área de estudo
A área escolhida para estudo e onde foram realizadas as coletas é um ambiente estuarino, no
qual situa-se o aporte da Baía de Guanabara localizada no Rio de Janeiro e engloba toda a região
Metropolitana da cidade. A área de coleta é próxima à região conhecida como “Quadrado da Urca”
(Fig.2), que possui embarcações em excesso e recebe muitos despejos de esgoto. Além de
derramamentos de óleo, aterramentos oficiais e clandestinos. (NAKASHIMA & PRANTERA, 2006)
Esta região apresenta estações chuvosas e secas bem definidas. O inverno corresponde aos
meses mais secos, que vão de junho a agosto, com médias mensais de 50mm. A estação chuvosa
corresponde ao verão e apresenta uma média mensal acima de 100mm (Kjerfve, 1997)
A primeira coleta foi realizada em Julho de 2013 e a segunda em Janeiro de 2014,
aproximadamente nos mesmos horários, entre 08:30 min e 09 horas, em uma área de costões
rochosos e que havia uma grande população de mexilhões Perna perna (Linné, 1758). Foram
coletados 10 indivíduos, além da coleta de água, que foi em triplicata em garrafas de 4 L. O ponto
escolhido foi aleatório, assim como os indivíduos coletados.
Figura 1: Representação de um mexilhão
Figura 2: Área de estudo, Quadrado da Urca, Baía de Guanabara.
Figura 3:(Quadrdado da Urca- Baía de Guanabara); Mexilhões no costão rochoso; Retirada de
mexilhões do costão.
Metodologia:
Os mexilhões foram coletados manualmente, de modo aleatório, no costão rochoso do
Quadrado da Urca, situado dentro da Baía de Guanabara (in situ). Foram selecionados 8 espécimes
adultos. Amostras de água também foram coletadas em triplicata, em garrafões de 4L, previamente
descontaminados. As amostras foram devidamente acondicionadas em caixas térmicas contendo
gelo. Ainda no local, foi mensurada a temperatura da água com um termômetro e esta era de 26°C.
Em laboratório, os animais foram limpos e livres de organismos incrustantes.
Posteriormente foi realizada a biometria dos animais, com auxílio de uma balança e paquímetro
(Fig.4), os organismos coletados para a estação úmido tinham o comprimento entre 7,3 e 5,5 cm e
peso total entre 53,4 e 25,4 g.
Figura 4: Procedimento de biometria, mensuração de tamanho e peso dos mexilhões, com auxílio de
paquímetro e balança.
Extração de hemolinfa
A hemolinfa foi extraída com auxílio de uma seringa hipodérmica (1 a 2,5 ml) com agulha
0,8 X 40 mm, contendo 100 µL de solução fisiológica. A agulha foi inserida cuidadosamente no
músculo adutor posterior do animal e cada amostra obtida foi depositada em um tubo de Eppendorf
de 2mL de volume (Fig. 5). Em alguns dos animais da primeira coleta, a extração foi bem
complicada e trabalhosa, gerando dúvidas quanto ao conteúdo extraído, sendo assim, optou-se por
não utilizar estas amostras, nos animais coletados para estação úmida (a retirada de hemolinfa
ocorreu em todos).
Figura 5:Extração de hemolinfa com auxílio de uma seringa de 1 mL e agulha de 0,8 X 40 mm
Biomarcadores
Primeiramente foi preparada uma solução salina fisiológica, a qual foi utilizada para os
ensaios de vermelho neutro e micronúcleo. Esta solução foi feita a partir de 4,77 g Hepes; 1,47 g
CaCl2; 13,06 g MgSO4; 25,48 g NaCl; 0,75 g KCl pesados em uma balança analítica.
Posteriormente foram diluídos em água destilada e avolumados a 1 ML em balão volumétrico. O
pH foi ajustado para 7,36 com 1 M de NaOH, com auxílio do aparelho Orion 3 Star da
ThermoFisher Scientific.
Uma solução de estoque vermelho neutro foi confeccionada, dissolvendo 20 mg deste em 1
mL de DMSO, esta solução foi acondiocionada na geladeira. E no dia que foi realizado o teste de
vermelho neutro foi preparada a solução de trabalho, adicionando 5 µL da solução estoque em 995
µL de solução salina.
O teste de vermelho neutro foi realizado utilizando 100 µL da hemolinfa coletada,contendo
100 µL de solução fisiológica. Uma alíquota de 30 µL desta mistura foi colocada na lâmina e o
corante vermelho neutro foi adicionado. Para melhor visualização, as lâminas foram colocadas em
uma câmara escura úmida para incubação por 15 minutos. Após este período, foram colocadas as
lamínulas e feitas sucessivas visualizações das lâminas no microscópio (40x), anotando-se o tempo
de retenção do corante determinando o ponto em que há evidência da perda do corante dos
lisossomos para o citosol.
Considera-se que uma amostra saudável normalmente tem um tempo de retenção de 150-
180 minutos (DIERICKX, 1991).
No ensaio do micronúcleo, alíquotas de 50 µL de células em suspensão foram transferidas
para uma lâmina, previamente tratada com solução de Poly-L-lysine para adesão das células, e
posteriormente foram fixadas com solução de Carnoy (metanol/ácido acético 3:1) e coradas com
solução Giemsa 3%. As lâminas foram examinadas em microscópio óptico com aumento de 40x.
Material para análise de HPAs e n-alcano
Para análise de contaminação no tecido do mexilhão foi realizada a coleta da parte mole
encontrada dentro da concha. Após todos os procedimentos abordados acima, foi aberta a concha
com auxílio de espátula para não danificar a amostra e retirado todo o conteúdo do interior desta. As
amostras foram acondicionadas em potes de vidros descontaminados e congeladas a -80ºC e depois
liofilizadas durante 5 dias e posteriormente, submetidas pelos processos de extração, clean-up e
fracionamento, para a então análise dos compostos por cromatografia em fase gasosa (GCMS),
através da quantificação baseada na padronização interna.
As amostras de água foram acondicionadas em geladeira até início do processo de extração
dos hidrocarbonetos, quando esta foi retirada com antecedência para que ficasse em temperatura
ambiente. Antes da extração foi adicionado 100 mL de MeCl2 à amostra, além dos padrões
subrogados de F1 e F2, para análise de hidrocarbonetos alifáticos e aromáticos. A adição destes
padrões tem como objetivo o acompanhamento do desempenho da metodologia empregada, que é
considerada adequada caso a recuperação situe-se na faixa entre 40 e 125%. (SAUER &BOEHM,
1995).
A metodologia utilizada na determinação de hidrocarbonetos alifáticos e aromáticos descrita
acima é baseada no método EPA 8015C e EPA 8270C, respectivamente.
Resultados e discussão
Os biomarcadores escolhidos no presente estudo são ferramentas muitos importantes para o
biomonitoramento e que juntamente com as análises químicas, que estão sendo processadas no
LABMAM (Laboratório de Estudos Marinhos e Ambientais) compõem um resultado mais sólido e
justificável. Sendo assim, os valores obtidos no momento correspondem apenas ao ensaio de
vermelho neutro, micronúcleo e hidrocarbonetos aromáticos, uma vez que os outros resultados
referentes à presença de HPAs alifáticos nas amostras de água e tecido estão em andamento.
O ensaio de vermelho neutro apresentou um tempo de retenção de 90 minutos na primeira
coleta e 60 minutos na segunda e em comparação com estudos realizados em ambientes
semelhantes, também na Baía de Guanabara, mas em outros pontos de coleta (LIMA, 2001;
FRANCIONI, 2005 e 2007), também utilizando o mexilhão Perna perna, apresentou tempo de
retenção entre 25-82 minutos e que foram considerados ambientes impactados. Em ambientes
semelhantes, em uma célula saudável, o tempo de retenção do vermelho neutro é de 180 minutos
para o mexilhão Perna perna (FRANCIONI et al. (2005). Portanto, o resultado obtido no presente
estudo sugere um comprometimento da integridade lisossômica, não retendo o corante vermelho
neutro por menos tempo, espalhando-se pelo citosol, demonstrando o estresse causado ao
organismo utilizado para estudo devido à contaminação
Na primeira coleta não foi obtido êxito com o ensaio do micronúcleo devido à alta
associação das células, apesar das células terem sido extraídas com sucesso e as lâminas serem
confeccionadas de maneira correta, não sendo foi possível analisar claramente.
HPAs, n-alcanos e Biota:
Testes estatísticos não paramétricos foram realizados utilizando o Programa STATISTICA®,
empregando os testes U de Mann-Whitney nas amostras independentes e o teste de Kruskal-Wallis,
para as amostras de mesmo setor.
Na análise dos HPAs houve diferença significativa apenas para as amostras de água no Kruskal-
Wallis, no teste U de Mann-Whitney, não houveram diferenças, assumindo que não há diferença
significativa entre as amostras quanto à concentração dos compostos analisados entre as estações
seca e úmida.
Analisando os boxplots a seguir observa-se que as concentrações foram maiores na estação
seca para água e na estação úmida, os maiores valores ocorreram nos mexilhões. Esta distribuição
pode ser observada no histograma da Figura 8.
Figura 6: Boxplot de HPAs em água
16HPAs
Outliers
Extremos
38HPAs
Outliers
ExtremosÁgua - S Água - U0
10
20
30
40
50
60
ng
mL
-1
16HPAs
Outliers
Extremos
38HPAs
Outliers
ExtremosMexilhão - S Mexilhão - U0
500
1000
1500
2000
2500
3000
3500
4000
g
kg
-1
Na primeira coleta a faixa de HPAs totais (Ʃ38HPAs) em água foi de 139,26 ± 31,03 ng L-,
enquanto que para os mexilhões foi de 1400,25 ± 308,16 μg kg-1 HPAs acumulados em mexilhões
Figura 7: Boxplot de HPAs em mexilhão
Figura 8: Histograma de HPAs no período seco e úmido
são similares aos níveis encontrados em estudos anteriores na Baía de Guanabara, sendo a soma
média dos HPAs totais de 500 μg kg-1 e de 1409,86, sendo este último realizado na Urca, mesmo
local de amostragem. Na segunda coleta, estação úmida, a faixa de HPAs totais (Ʃ38HPAs) variou
de 72,65 ± 7,16 ng L- em água e em mexilhões variou de 3397,17 ± 613,93μg kg-1.
Para diferenciar HPAs originados em combustão daqueles de origem petrogênica, aplica-se
razões diagnósticas (Fig.9). Há mistura de fontes no Quadrado da Urca, com maior influência de
compostos de origem pirolítica, de dois tipos de combustão (madeira e petróleo). Entretanto,
amostras de água e mexilhão apresentaram séries alquiladas, como a do dibenzotiofeno e fenantreno,
indicando uma típica degradação de óleo caracterizada com a distribuição C0<C1<C2<C3.
Os dados dos compostos alifáticos ainda não foram totalmente processados até o momento.
Figura 9.2: Razões diagnósticas para origem de HPAs
Figura 9.1: Razões diagnósticas para origem de HPAs
Conclusão:
O uso de biomarcadores como o vermelho neutro e micronúcleo para o biomonitoramento, e
de mexilhões Perna perna como bioindicadores é importante como ferramenta para a avaliação da
contaminação por hidrocarbonetos em ambientes estuarinos. A resposta do biomarcador vermelho
neutro reflete o efeito dos HPAs nas células e um possível.impacto no ambiente.
Em termos do impacto sobre a saúde dos organismos e do homem como consumidor do
mexilhão, a acumulação de HPAs de alto peso molecular e de caráter acentuadamente lipofílico é
preocupante, pois estas substâncias são consideradas potecialmente carcinogênicas e mutagênicas
(FRANCIONI et al. (2005)..
Biometria (07/07/2013)
Indivíduo Peso (g) Tamanho (cm) Sexo Hemolinfa
Retirada
Mexilhão Perna perna
1 31,5 6,5 F NÃO
2 35,0 7,0 M SIM
3 23,5 6,5 M NÃO
4 24,5 7,0 F NÃO
Figura 9.3: Razões diagnósticas para origem de HPAs
5 27,0 6,3 F SIM
6 22,0 6,0 M SIM
7 20,5 5,7 M SIM
8 21,5 6,1 F SIM
Biometria da segunda coleta- 30/01/2014
Indivíduo Peso (g) Tamanho (cm) Sexo Hemolinfa
Retirada
Mexilhão Perna perna
1 53,4 7,3 F SIM
2 34,8 6,4 F SIM
3 29,5 6,0 M SIM
4 31,5 6,3 F SIM
5 35,0 5,8 F SIM
6 29,0 6,4 F SIM
7 25,6 5,5 M SIM
8 25,4 5,7 F SIM
9 19,5 5,5 F SIM
10 41,0 7,2 M SIM
Referências:
BAUMARD et al. (1999). Polycyclic aromatic hydrocarbon (PAH) burden of mussels (Mytilus sp.)
in different marine environments in relation with sediment PAH contamination, and bioavailability.
Mar. Environ. Res., v. 47, p.415-439.
DIERICKX, P. J.; VAN DE VYVER, I. E. Correlation of the neutral red uptake inhibition assay of cultured
fathead minnow fish cells with fish lethality tests Bulletin of Environmental Contamination and
Toxicology, v.46, n.5, p.649-653, 1991.
EPA, 8015C: Nonhalogenated Organics by Gas Chromatography. Revision 3.Feb. 2007.
EPA, 8270C: Semivolatile Organic Compounds by Gas Chromatography/Mass Spectrometry (GC/MS).
Revision 4. Feb. 2007.
FERNANDES, M.; MARTINS, Estudo sobre parasitismo por trematodo Bucephalidae em populações
naturais e em balsas de cultivo de mexilhões Perna perna na região de Arraial do Cabo – RJ. In: I SIMP.
BRAS. DE AQUICULTURA, 1978, Resumo 1978, p.18-19.
FRANCIONI, E., Wagener, A. L. R, Calixto, R., Bastos, G. C, 2004. Evaluation of Perna perna (Linné, 1758)
as a Tool to Monitoring Trace Metals Contamination in Estuarine and Coastal Waters of Rio de Janeiro,
Brazil. J. Braz. Chem. Soc., Vol. 15, Nº. 1, 103-110.
FRANCIONI, E., Wagener, A. L. R, Scofield, A. L, Depledge, M. H, Cavalier, B., 2007. Evaluation of the
mussel Perna perna as a biomonitor of polycyclic aromatic hydrocarbon (PAH) exposure and effects. Marine
Pollution Bulletin. Vol. 54, 329-338.
FRANCIONI, E., Wagener, A., Scofield, A. L, Cavalier, B., 2005. Biomonitoring of polycyclic aromatic
hydrocarbon in Perna perna from Guanabara Bay, Brazil. Environmetal Forensics. Vol. 6, 361-370.
FRANCIONI, et al. (2005). Biomonitoring of polycyclic aromatic hydrocarbon in Perna perna from
Guanabara Bay, Brazil. Environmental Forensics, v.6, p.361-370.
KLAPPENBACH, M.A. Lista preliminar de los Mytilidae brasileños com claves para su determinación y
notas sobre su distribuición. An. Acad. Bras. Ciênc., v.37 (supl.), p.327-352, 1964.
KJERFVE, B., C. H. A. Ribeiro, G. T. M. Dias, A. M. Filippo & V. S. Quaresma. 1997. Oceanographic
characteristics of an impacted coastal bay: Baía de Guanabara, Rio de Janeiro, Brazil. Continental Shelf
Research 17(13):1609-1643.
KOCK, W.C.; Kramer, K.J.M. (1994). Active Biomonitoring (ABM) by translocation of bivalve molluscs.In:
Kramer, K.J.M.(Ed.) (1994).Biomonitoring of coastal waters and estuaries. p. 51-84.
LIMA, E.F.A. Acumulação de hidrocarbonetos policíclicos aromáticos em invertebrados marinhos e
avaliação do uso de biomarcadores celulares e bioquímicos no biomonitoramento. 184 f. Tese
(Doutorado em Química Analítica) - Departamento de Química, Pontifícia Universidade Católica do Rio de
Janeiro, Rio de Janeiro, 2001.
LOWE, D. M. et al. Contaminant impact on interactions of molecular probes with lysosomes in living
hepatocytes from dab Limanda limanda Marine Ecology Progress Series, v.91, p.135-140, 1992.
MORAES, R. Estudos sobre Poluição Marinha: Importância e Perspectivas. Livro: Efeitos de Poluentes
em Organismos Marinhos, Rio de Janeiro, 2011.
NAKASHIMA, L. S.; PRANTERA, M. T. Estudo da Poluição da Baía de Guanabara Saúde & Ambiente
em Revista, Duque de Caxias, v.1, n.2, , jul-dez 2006
NEFF, J. M; COX, B.A; DIXIT, D. e ANDERSON, J.M. Accumulation and release of petroleum-
derived aromatic hydrocarbons by four species of marine animals. Marine Biology, 38: 279-289,
1976.
NEFF, J.M. Composition and fate of petroleum and spill-treating agents in the marine
environment. 1990
NUDI, A. H, 2005. Avaliação da Contaminação de Manguezais da Baía de Guanabara Utilizando
Caranguejos Ucides Cordatus como Bioindicador de Poluentes de Petróleo e Desenvolvimento de
Metodologias de Analises. Tese de Doutorado em Química PUC/RJ.
NUDI, A. H. et al. Biomarkers of PAH exposure in Ucides cordatus: laboratory assay and field
study. Environmental Research, 110 (2): 137-145, 2010.
POTIN O. et al. (2004). Bioremediation of an aged polycylic aromatic hydrocarbons (PAHs)-
contaminated soil by filamentous fungi isolated from the soil. International Biodeterioration and
Biodegradation, Oxford, v.54, n.1, p.45-52.
VON RÜCKERT, G. Introdução a Biogeoquímica e ciclos: Notas de aula. Mestrado em Engenharia
Industrial. Centro Universitário do Leste de Minas Gerais – Unileste. Ipatinga, 2010.
YOSHIME et al. (2012). Regional assessment of PAHs contamination in SE Brazil using brown
mussels (Perna perna Linnaeus 1758). Mar. Poll. Bull., v. 64, p. 2581-2587.
ZAGATTO; BERTOLETTI. Ecotoxicologia Aquática: Princípios e Aplicações. RIMA, p.66,2006
top related