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UNIVERSIDADE DE SÃO PAULO INSTITUTO DE QUÍMICA

Programa de Pós-Graduação em Ciências Biológicas (Bioquímica)

ALINE PATERNOSTRO MARTINS

Avaliação do Potencial Biotecnológico

de Macroalgas Marinhas

Versão corrigida

São Paulo

Data do Depósito na SPG: 18/02/2013

ALINE PATERNOSTRO MARTINS

Avaliação do Potencial Biotecnológico de

Macroalgas Marinhas

Tese apresentada ao Instituto de Química da

Universidade de São Paulo para obtenção do

Título de Doutor em Ciências (Bioquímica)

Orientador: Prof. Dr. Pio Colepicolo

Co-orientadora: Profa. Dra. Nair Sumie Yokoya

São Paulo

2013

Aos meus pais, Rosa e Eliezer,

minha irmã, Graziela, e meus avós,

José e Zelinda (in memorian),

com muito amor.

AGRADECIMENTOS

A todas as pessoas que possibilitaram a realização deste trabalho, direta ou

indiretamente.

Aos meus pais, Rosa e Eliezer, pelo amor e incentivo que recebi durante toda vida e

que, mesmo com todas as dificuldades, sempre se esforçaram para me educar. Obrigada por

compreenderem os meus períodos de ausência;

À minha irmã, Graziela Paternostro Martins, pelo torcida de sempre e pelo grande

amor que tem por mim;

Ao meu tio Francisco, pelo apoio que sempre dá a minha carreira e a minha tia Marli e

minha prima Talita, pelo imenso carinho;

Ao meu querido orientador, Dr. Pio Colepicolo, pela orientação e pela assistência que

me deu durante todo o doutorado. Obrigada por ter me recebido tão bem, por ter acreditado

em mim e por todos os ensinamentos, oportunidades, atenção, carinho e conselhos;

À minha querida co-orientadora, Dra. Nair Sumie Yokoya, por tudo o que me ensinou

ao longo desses 11 anos de convivência, com enorme dedicação e paciência. Obrigada pelas

oportunidades e bons conselhos;

À CAPES pelo auxílio financeiro sob a forma de concessão de bolsa de doutorado;

À Profa. Mariana Cabral de Oliveira e a Amanda, pela análise da sequência de DNA

das amostras de Dictyota;

À Profa. Dra. Eliane Marinho-Soriano, pela alegria com que sempre nos recebeu em

Natal e pelo apoio com as coletas realizadas em Rio do Fogo, RN.

À Profa. Dra. Estela Maria Plastino e à Marcella Araújo do Amaral Carneiro, pela

companhia e pela ajuda na coleta realizada em Rio do Fogo, RN;

Ao Prof. Dr. Andres Mansilla, pela alegria e carinho com que sempre nos recebeu em

Punta Arenas, Chile. Muito obrigada por todas as oportunidades;

A todos os professores e funcionários do Instituto de Química, pelo auxílio para a

execução desse trabalho;

Aos funcionários da pós-graduação do Departamento de Bioquímica do Instituto de

Química, pela atenção, ótimo atendimento e paciência;

Aos meus colegas de laboratório pela amizade e maravilhosa convivência ao longo

desses anos: Angela, Cícero, Cíntia, Diego, Diogo, Dina, Ed, Eliezer, Erechim, Erika, Fabi,

Helena, João, Leo, Lú, Luiz, Renato, Sandrinha e Tati. Gostaria de agradecer em especial ao

Ed, Leo e Sandrinha por terem sempre apoiado o meu trabalho e me ajudado quando precisei;

A todos os colegas da pós-graduação, em especial aos amigos Valquíria, Juliana, Valdir,

Guilherme, Pererê, Gabi, Carlos Henrique, Carol, Thiago, Thiberio, Vinícius, Thaísa, Augusto

e Alê. Obrigada pelo convívio, conversas, festas e tudo mais;

A todos os “amigos antárticos” que nos ajudaram nas coletas na Antártica, sempre

com muita alegria. Não vou citar nomes, pois foram muitas as amizades realizadas. Obrigada

pelo maravilhoso convívio durante a nossa estadia na EACF;

A todos os professores, funcionários e alunos do Núcleo de Pesquisa em Ficologia do

Instituto de Botânica de São Paulo, por sempre me receberem tão bem, em especial ao Zé

Domingos e à Val, por me auxiliarem na execução dos experimentos e ao Jonatas e ao Levi,

por toda a ajuda ao longo do meu doutorado;

Às Profas. Mutuê T. Fujji, Diclá Pupo e Silvia Pita pela grandiosa ajuda na

identificação das algas;

Ao meu grande e querido amigo Lagosta. Muito obrigada pelas sugestões e discussões

sobre o experimento de captação de CO2 e pela enorme ajuda com as análises e cálculos das

formas de DIC. Obrigada também pela valiosa amizade, conversas, risadas, e tudo mais;

Ao Prof. Ernani Pinto e a todos os integrantes do seu laboratório, em especial a Fabi,

Felipe e Vanessa, pelas discussões e apoio nos momentos de dúvida em relação às análises

cromatográficas;

Aos meus queridos amigos Carol, Flávio, Paulet, Mari, Luís, Daniella, Deborah,

Marina, Suzana, Simone e Verônica pela valiosíssima amizade e apoio constante;

À Érika, Karla, Lú e Helena pelo convívio, amizade e companhia.

MUITO OBRIGADA!!!

(...) a natureza não é cruel, apenas implacavelmente indiferente. Esta é uma das lições mais

duras que os humanos têm de aprender.

Richard Dawkins

RESUMO

Martins, A.P. Avaliação do Potencial Biotecnológico de Macroalgas Marinhas. 2013.

188p. Tese de Doutorado - Programa de Pós-Graduação em Bioquímica. Instituto de Química,

Universidade de São Paulo, São Paulo.

Neste trabalho, foi estudado o potencial biotecnológico, com ênfase na produção de biodiesel,

de 25 espécies de macroalgas marinhas pertencentes às divisões Rhodophyta, Chlorophyta e

Heterokontophyta coletadas no litoral brasileiro, avaliando-se a sua composição bioquímica e

a sua taxa de fotossíntese. Também foram realizados estudos com 6 espécies de macroalgas

coletadas na Baía do Almirantado, na Península Antártica, para comparar os resultados

apresentados por esses organismos, que habitam um ambiente de condições extremas e

adversas. Para a análise bioquímica, foram quantificados os pigmentos (clorofila a, para todos

os grupos de macroalgas, e ficobiliproteínas -aloficocianina, ficocianina e ficoeritrina-, para

as algas vermelhas), as proteínas e carboidratos solúveis totais e os lipídeos totais e ácidos

graxos. As espécies Dictyota menstrualis e Ulva lactuca apresentaram os maiores valores de

fotossíntese máxima. Foram observadas diferenças no conteúdo de clorofila a entre as

espécies de macroalgas estudadas, sendo que os valores variaram de 0,20 ± 0,01 mg/g massa

seca (Gigartina skottsbergii) a 6,82 ± 0,46 mg/g massa seca (Spatoglossum schroederi).

Também houve grande variação no conteúdo de lipídeos, carboidratos e proteínas, sendo que

os maiores valores foram encontrados em D. menstrualis (98,8 ± 4,9 mg/g massa seca de

lipídeos), Gracilaria mammillaris, Laurencia dendroidea e Plocamium cartilagineum (742,0 ±

31,9, 675,3 ± 11,0 e 660,2 ± 27,2 mg/g massa seca de carboidratos, respectivamente) e

Palmaria decipiens e Aglaothamnion uruguayense (21,7 ± 1,7 e 18,0 ± 0,4 mg/g massa seca

de proteínas, respectivamente). Houve grande variação na concentração e no perfil de ácidos

graxos das espécies estudadas, sendo que D. menstrualis e S. schroederi foram as espécies

que apresentaram os maiores valores. Além disso, D. menstrualis exibiu a maior proporção de

ácidos graxos monoinsaturados. A partir dos resultados obtidos com as algas coletadas em

campo, concluímos que D. menstrualis foi a espécie que apresentou as melhores

características para ser utilizada como fonte para produção de biodiesel, devido a sua alta taxa

fotossintetizante, alto teor de lipídeos e ácidos graxos e alto teor de ácidos graxos

monoinsaturados. Dessa forma, D. menstrualis foi utilizada na segunda etapa do trabalho,

sendo estabelecido o seu cultivo em laboratório, com uma taxa de crescimento (TC) de 11,1

% d-1

. Foram realizados experimentos para avaliar os efeitos do aumento da concentração de

dióxido de carbono (CO2), em condições de limitação e saturação de nitrogênio (na forma de

nitrato, NO3-), sobre a TC, a fotossíntese, a atividade das enzimas nitrato redutase (NR),

Anidrase Carbonica (AC) e Rubisco e sobre a composição bioquímica de D. menstrualis

cultivada em biorreatores e sobre a captação do CO2 por D. menstrualis cultivada em

laboratório. A TC, o conteúdo de proteínas e de N total no tecido de D. menstrualis foram

maiores nos tratamentos contendo NO3-, independente da adição de CO2. Entretanto, houve

um aumento nos valores de fotossíntese máxima, na atividade da Rubisco e NR, e no teor de

carboidratos e lipídeos totais quando D. menstrualis foi cultivada em meio com adição de

CO2, com saturação de NO3-. Houve pouca variação na atividade da AC entre os diferentes

tratamentos testados. O perfil de ácidos graxos de D. menstrualis cultivada nos biorreatores

foi caracterizado por um alto conteúdo de ácidos graxos poliinsaturados, com destaque para

os omegas-3. Não houve diferença significativa na taxa de remoção de CO2 entre os

tratamentos com e sem adição NO3-. A remoção de CO2 nos meios com e sem adição de CO2

foi alta, variando de 71,5% a 34,8%, respectivamente. Os resultados evidenciam que quando

essa espécie foi cultivada em biorreatores, houve um aumento no seu teor de ácidos graxos

poliinsaturados e ω-3, o que a torna mais interessante para ser utilizada como nutracêutico do

que como matéria-prima para a produção de biodiesel. Apesar disso, a sua aplicação como

fonte de biodiesel não deve ser desconsiderada, uma vez que alterações nas condições de

cultivo acarretam em modificações no perfil de ácidos graxos. Com base nos resultados

obtidos, as perspectivas para a produção de biodiesel a partir de macroalgas marinhas deverão

contemplar estudos para encontrar as melhores condições de cultivo para que ocorra o

aumento na biossíntese de ácidos graxos monoinsaturados.

Palavras-chave: Biodiesel, algas marinhas, cultivo, biorreator, CO2 e nitrogênio

ABSTRACT

Martins, A.P. Evaluation on Biotehcnological Potential of Marine Macroalgae

Biotechnological Potential. 2013. 188p. PhD Thesis - Graduate Program in Biochemistry.

Instituto de Química, Universidade de São Paulo, São Paulo.

The biotehcnological potential, with biodiesel producing emphasis, on 25 species of marine

benthic algae from the phylum Rhodophyta, Chlorophyta and Heterokontophyta collected

along the Brazilian coast, were evaluated assessing their biochemical composition and their

photosynthetic rate. Studies have also been performed with 6 seaweed species collected in

Admiralty Bay, Antarctic Peninsula, to compare the results presented by these organisms

inhabiting an environment of extreme and adverse conditions. For biochemical analysis,

pigments (chlorophyll a, for all groups of macroalgae, and phycobiliproteins,

allophycocyanin, phycocyanin and phycoerythrin, for the red algae), total soluble protein,

total soluble carbohydrates and total lipids and fatty acids were quantified. The species

Dictyota menstrualis and Ulva lactuca showed the highest values of maximum

photosynthesis. There were differences in chlorophyll a content between the seaweeds

studied, and the values ranged from 0.20 ± 0.01 mg / g dry mass (Gigartina skottsbergii) to

6.82 ± 0.46 mg / g dry weight (Spatoglossum schroederi). There was also wide variation in

the content of lipids, carbohydrates and proteins, and the highest values were found in the

species Dictyota menstrualis (98.8 ± 4.9 mg / g dry weight of lipids), Gracilaria

mammillaris, Laurencia dendroidea and Plocamium cartilagineum (742, 0 ± 31.9, 675.3 ± 11.0

and 660.2 ± 27.2 mg / g dry weight of carbohydrates, respectively) and Palmaria decipiens

and Aglaothamnion uruguayense (21.7 ± 1.7 and 18.0 ± 0, 4 mg / g dry weight of proteins,

respectively). There was a wide variation on fatty acids contents and profile of the species

studied; D. menstrualis and Spatoglossum schroederi showed the highest lipids values. In

addition, D. menstrualis exhibited the highest proportion of monounsaturated fatty acids.

From the results obtained with algae collected in the field, D. menstrualis is the species with

the best characteristics to be used as a source for biodiesel production due to their high

photosynthetic rate, high content of lipids and fatty acids and a high content of

monounsaturated fatty acids. Thus, D. menstrualis was used in the second stage of this study,

being established it´s cultivation in the laboratory, with a growth rate (GR) of 11.1% d-1

.

Experiments to evaluate the effect of increasing carbon dioxide (CO2) concentration, under

nitrogen (NO3-) limiting and saturation conditions, on the GR, photosynthesis, the activity of

nitrate reductase (NR), carbonic anhydrase (CA) and Rubisco and on the biochemical

composition of D. menstrualis grown in bioreactors and on the CO2 capture by D.

menstrualis grown in the laboratory were performed. The GR, protein content and N content

in the tissue of D. menstrualis were higher in treatments containing NO3-, regardless of the

addition of CO2. However, there was an increase in the values of maximum photosynthesis, of

Rubisco and NR activity, and of total soluble carbohydrates and total lipids when D.

menstrualis was grown in medium with addition of CO2, with NO3- saturation. There was

little variation in the AC activity among different treatments. The fatty acid profile of D.

menstrualis cultivated in bioreactors was characterized by a high content of polyunsaturated

fatty acids, especially the omegas-3. There was no significant difference in the rate of CO2

removal between treatments with and without NO3-. CO2 removal in medium with and

without addition of CO2 was high, ranging from 71.5% to 34.8%, respectively. The results

show that when this species was cultivated in bioreactors, there was an increase in its content

of polyunsaturated fatty acids and ω-3, which makes it interesting for use as a nutraceutical

than as raw material for biodiesel production. Nevertheless, its application as a source of

biodiesel can not be disregarded, since changes in culture conditions lead to changes in fatty

acid profile. Based on these results, the prospects for the production of biodiesel from marine

macroalgae should include studies to find the best growing conditions to occur the increase in

the monounsaturated fatty acids biosynthesis.

Keywords: Biodiesel, seaweed, cultivation, bioreactor, CO2 and nitrogen

LISTA DE ABREVIATURAS

AA Ácido Araquidônico

AC Anidrase Carbônica

AFC Aloficocianina

Alfa Eficiência Fotossintetizante

ANP Agência Nacional do Petróleo, Gás Natural e Biocombustíveis

At Alcalinidade Total

Beta Fotoinibição

BSA Bovine Serum Albumin

BHT Butil-Hidróxi-Tolueno

Ci Carbono Inorgânico

Curvas FI Curvas de Fotossíntese X Irradiância

CG-EM Cromatografia Gasosa Acoplada a Espectrometria de Massas

DIC Carbono Inorgânico Dissolvido

DHA Ácido Docosahexaenóico

DTT Ditiotreitol

EDTA Ácido Etilenodiamino Tetra-Acético

EPA Ácido Eicosapentaenóico

ETR Taxa de Transporte de Elétrons

ETRmax Fotossíntese máxima

FAME Fatty Acids Methyl Esters

FC Ficocianina

FE Ficoeritrina

Fm Fluorescência Máxima de uma Planta Aclimatada ao Escuro

Fm’ Fluorescência Máxima de uma Planta Aclimatada à Luz

F0 Fluorescência Basal de uma Planta Aclimatada ao Escuro

Ft Fluorescência Basal de uma Planta Aclimatada à Luz

GEE Gases do Efeito Estufa

iK Irradiância de Saturação

IPCC Intergovernmental Panel on Climate Change

NADH Nicotinamida Adenina Dinucleótido Hidreto

NED N-(1-Naftil) Etilendiamina Diidrocloreto

NPQ Dissipação Não-Fotoquímica

NR Nitrato redutase

PAM Pulso de Amplitude Modulada

PF Peso Fresco

PS Pulso de Luz Saturante

PSI Fotossistema I

PSII Fotossistema II

REA Atividade Enzimática Relativa

RQE Rendimento Quântico Efetivo

RQP Rendimento Quântico Potencial

TC Taxa de Crescimento

USP Unidade Prática de Salinidade

VSES Solução de enriquecimento de von Stosch

VSES/2 Solução de enriquecimento de von Stosch, na concentração de 50%

LISTA DE TABELAS

Tabela 1. Espécies de rodófitas, clorófitas e heterocontófitas coletadas na costa brasileira. ....... 47

Tabela 2. Espécies de rodófitas, clorófitas e heterocontófitas coletadas na Baía do

Almirantado, localizada na Ilha Rei George, Península Antártica....................................... 53

Tabela 3. Composição química da solução de von Stosch preparada segundo Edwards (1970),

com modificações segundo Yokoya (1996). ........................................................................ 66

Tabela 4. Concentração de nutrientes e parâmetros abióticos acompanhados durante o

experimento realizado com Dictyota menstrualis cultivada em biorreatores, com e sem

adição de nitrato e com e sem adição de CO2. Os valores correspondem a média ± o

desvio padrão (n=3). ............................................................................................................ 70

Tabela 5. Concentração inicial de CO2, após aeração com ou sem CO2, na água do mar com e

sem adição de nitrato. Os valores correspondem a média ± desvio padrão (n=6). .............. 77

Tabela 6. Parâmetros fotossintetizantes (rendimento quântico efetivo – RQE, fotossíntese

máxima – ETRmax, eficiência fotossintetizante – alfa e parâmetro de saturação – Ik) de

representantes de rodófitas, clorófitas e heterocontófitas coletados no litoral brasileiro e

antártico. Os valores correspondem a média ± o desvio padrão (n=3). ............................... 81

Tabela 7. Conteúdo de ácidos graxos totais, saturados, monoinsaturados e poliinsaturados

(mg / g massa seca) de representantes de rodófitas, clorófitas e heterocontófitas

coletados no litoral brasileiro e antártico. Os valores correspondem a média ± o desvio

padrão (n=3). Para cada ácido graxo, espécies com letras distintas são

significativamente diferentes entre si, segundo o teste de comparação múltipla de

Student-Newman-Keuls. ...................................................................................................... 96

Tabela 8. Conteúdo de ácidos graxos saturados (mg / g massa seca) de representantes de

rodófitas, clorófitas e heterocontófitas coletados no litoral brasileiro e antártico. Os

valores correspondem a média ± o desvio padrão (n=3). Para cada ácido graxo, espécies

com letras distintas são significativamente diferentes entre si, segundo o teste de

comparação múltipla de Student-Newman-Keuls. ............................................................... 99

Tabela 9. Conteúdo de ácidos graxos monoinsaturados (mg / g massa seca) de representantes

de rodófitas, clorófitas e heterocontófitas coletados no litoral brasileiro e antártico. Os

valores correspondem a média ± o desvio padrão (n=3). Para cada ácido graxo, espécies


comparação múltipla de Student-Newman-Keuls. ............................................................. 102

Tabela 10. Conteúdo dos ácidos graxos poliinsaturados (de C16:2 Δ7,10 até C20:3 Δ5,8,11)

(mg / g massa seca) de representantes de rodófitas, clorófitas e heterocontófitas




Student-Newman-Keuls. .................................................................................................... 106

Tabela 11. Conteúdo dos ácidos graxos poliinsaturados (de C10:3 Δ8,11,14 até a razão ω-6/

ω-3) (mg / g massa seca) de representantes de rodófitas, clorófitas e heterocontófitas





Tabela 12. Taxa de crescimento (% d-1

) e parâmetros fotossintetizantes (fotossíntese máxima

– ETRmax, eficiência fotossintetizante – alfa e parâmetro de saturação – Ik) de Dictyota

menstrualis cultivada em laboratório em água do mar com e sem a adição da solução de

enriquecimento de von Stosch, a 50% (VSES/2). Os valores correspondem a média ± o

desvio padrão (n=3). Tratamentos com letras distintas são significativamente diferentes

entre si, segundo o teste de comparação múltipla de Student-Newman-Keuls.................. 111



Dictyota menstrualis cultivada em biorreatores com e sem adição de NO3- e CO2 à água

do mar. Valores correspondem a média ± o desvio padrão (n=3). Tratamentos com

letras distintas são significativamente diferentes entre si, segundo o teste de comparação

múltipla de Student-Newman-Keuls. ................................................................................. 113

Tabela 14. Rendimento quântico potencial (RQP) inicial e final e % de recuperação do RQP

obtidos com a curva de indução escuro/luz e recuperação de Dictyota menstrualis

cultivada em biorreatores com e sem adição de NO3- e CO2 à água do mar. Valores

correspondem a média ± o desvio padrão (n=3). Tratamentos com letras distintas são



Tabela 15. Conteúdo de ácidos graxos totais, saturados, monoinsaturados e poliinsaturados de

D. menstrualis cultivada em biorreatores com e sem adição de NO3- e CO2 à água do

mar. Valores correspondem a média ± o desvio padrão (n=3). Para cada ácido graxo,

espécies com letras distintas são significativamente diferentes entre si, segundo o teste

de comparação múltipla de Student-Newman-Keuls. ........................................................ 123

Tabela 16. Conteúdo de ácidos graxos totais, saturados, monoinsaturados e poliinsaturados

(mg / g massa seca) de Dictyota menstrualis cultivada em biorreatores com e sem

adição de NO3- e CO2 à água do mar. Valores correspondem a média ± o desvio padrão

(n=3). Para cada ácido graxo, tratamentos com letras distintas são significativamente

diferentes entre si, segundo o teste de comparação múltipla de Student-Newman-Keuls. 128

LISTA DE FIGURAS

Figura 1. Esquema do sistema carbonato em ambiente marinho (Amancio, 2007, adaptado de

Kleypas & Langdon, 2002). ................................................................................................. 37

Figura 2. Variação da concentração das diferentes formas do carbono inorgânico dissolvido

na água do mar em função do pH (Amancio, 2007, adaptado de Raven, 2005). ................. 37

Figura 3. O processo da fotossíntese converte a luz em energia química e é a chave para a

produção de biocombustíveis (Schenk et al. 2008). ............................................................ 38

Figura 4. A. Praia de Fortaleza, uma das áreas de coleta em Ubatuba, SP. A. Aspecto geral

dos substratos rochosos; B. Aspecto de uma população de Caulerpa racemosa

(Forsskål) J.Agardh (Ulvophyceae, Chlorophyta). .............................................................. 45

Figura 5. Aspecto geral da área de coleta de algas marinhas em Rio do Fogo, RN. .................... 46

Figura 6. Aspecto geral de uma das áreas de coleta na Baía do Almirantado, Ilha Rei George,

Antártica. .............................................................................................................................. 46

Figura 7. Aspecto geral das espécies da ordem Ceramiales estudadas no presente trabalho. A.

Acanthopfora spicifera; B. Aglaothamnion uruguayense; C. Bryocladia thyrsigera; D.

Bryothamnion seaforthii; E. Laurencia dendroidea; F. Palisada flagellifera. .................... 49

Figura 8. Aspecto geral de algumas espécies das ordens Bonnemaisoniales, Halymeniales,

Nemaliales, Gracilariales e Gigartinales estudadas no presente trabalho. A.

Asparagopsis taxiformis; B. Cryptonemia crenulata; C. Dichotomaria marginata; D.

Gracilaria cervicornis; E. Hypnea musciformis; F. Solieria filiformis. .............................. 50

Figura 9. Aspecto geral das espécies das ordens Bryopsidales, Siphonocladales,

Cladophorales e Ulvales estudadas no presente trabalho. A. Caulerpa racemosa; B.

Cladophoropsis membranacea; C. Rhizoclonium africanum; D. Ulva lactuca. .................. 51

Figura 10. Aspecto geral de algumas espécies das ordens Dictyotales e Fucales estudadas no

presente trabalho. A. Dictyopteris deliculata; B. Dictyota menstrualis; C. Lobophora

variegata; D. Padina gymnospora; E. Spatoglossum schroederi; F. Sargassum

cymosum. .............................................................................................................................. 52

Figura 11. Aspecto geral das espécies coletadas na Antártica estudadas no presente trabalho.

A. Gigartina skottsbergii; B. Palmaria decipiens; C. Plocamium cartilagineum; D.

Ascoseira mirabilis; E. Desmarestia anceps; F. Himantothallus grandifolius. ................... 54

Figura 12. Dinâmica da medição da fluorescência da clorofila a do fotossistema II,

modificado de Heinz Walz GmbH (1998). .......................................................................... 56

Figura 13. Medição da fotossíntese de macroalgas marinhas com o equipamento Diving-

PAM. A. Visão geral. B. Detalhe do adaptador utilizado para colocar os talos das

macroalgas sobre a fibra óptica. ........................................................................................... 59

Figura 14. Aspecto geral de um tetrasporófito de Dictyota menstrualis (Phaeophyceae,

Heterokontophyta) cultivada em laboratório. ...................................................................... 64

Figura 15. Aspecto geral do experimento com Dictyota menstrualis cultivada em

biorreatores. .......................................................................................................................... 68

Figura 16. Aspecto geral do experimento com Dictyota menstrualis cultivada em

biorreatores. .......................................................................................................................... 69

Figura 17. Curvas de fotossíntese-irradiância baseadas na fluorescência da clorofila a de

representantes de rodófitas (A), clorófitas (B) e heterocontófitas (C) coletados no litoral

brasileiro. Os valores correspondem a média ± o desvio padrão (n=3). .............................. 79


representantes de rodófitas (A) e heterocontófitas (B) coletados na Antártica. Os valores

correspondem a média ± o desvio padrão (n=3). ................................................................. 80

Figura 19. Variação do rendimento quântico efetivo (RQE) e dos parâmetros derivados das

curvas FI (fotossíntese máxima - ETRmax, eficiência fotossintetizante - alfa e

irradiância de saturação - Ik) entre os três filos de macroalgas estudados (rodófitas,

clorófitas e heterocontófitas) e entre os locais de coleta (Brasil e Antártica). Os valores

representam a média ± o desvio padrão incluindo todas as espécies de cada filo. Filos


comparação múltipla de Student-Newman-Keuls. Letras minúsculas indicam diferenças

significativas entre os filos coletados no Brasil; letras maiúsculas indicam diferenças

significativas entre os filos coletados na Antártica; * indica diferenças significativas

entre os locais de coleta, para as rodófitas; • indica diferenças significativas entre os

locais de coleta, para as heterocontófitas. ............................................................................ 83

Figura 20. Conteúdo de clorofila a (Cla) de representantes de rodófitas, clorófitas e

heterocontófitas coletados em Ubatuba-SP, Rio do Fogo - RN e Antártica. Os valores

correspondem a média ± o desvio padrão (n=3). Espécies com letras distintas são



Figura 21. Variação do conteúdo de clorofila a (Cla) entre os três filos de macroalgas

estudados (rodófitas, clorófitas e heterocontófitas) e entre os locais de coleta (Ubatuba-

SP, Rio do Fogo - RN e Antártica). Os valores representam a média ± o desvio padrão

incluindo todas as espécies de cada filo. Filos com letras distintas são significativamente

diferentes entre si, segundo o teste de comparação múltipla de Student-Newman-Keuls.

Letras minúsculas indicam diferenças significativas entre os filos coletados em Ubatuba

– SP; letras maiúsculas indicam diferenças significativas entre os filos coletados em Rio

do Fogo – RN; letras minúsculas em itálico indicam diferenças significativas entre os

filos coletados na Antártica; * indica diferenças significativas entre os locais de coleta,

para as heterocontófitas. ....................................................................................................... 85

Figura 22. Conteúdo de aloficocianina (AFC), ficocianina (FC) e ficoeritrina (FE) de

representantes de rodófitas coletados em Ubatuba-SP, Rio do Fogo - RN e Antártica. Os

valores correspondem a média ± o desvio padrão (n=3). Espécies com letras distintas

são significativamente diferentes entre si, segundo o teste de comparação múltipla de


Figura 23. Variação do conteúdo de ficobiliproteínas (aloficocianina – AFC, ficocianina – FC

e ficoeritrina – FE) nas rodófitas provenientes de diferentes locais (Ubatuba-SP, Rio do

Fogo - RN e Antártica). Os valores representam a média ± o desvio padrão incluindo

todas as espécies de rodófitas. Letras minúsculas indicam diferenças significativas no

conteúdo de AFC entre as rodófitas coletadas em diferentes locais; letras maiúsculas

indicam diferenças significativas no conteúdo de FC entre as rodófitas coletadas em

diferentes locais; letras minúsculas em itálico indicam diferenças significativas no

conteúdo de FE entre as rodófitas coletadas em diferentes locais. ...................................... 87

Figura 24. Conteúdo de lipídeos totais (A), carboidratos solúveis totais (B) e proteínas

solúveis totais (C) de representantes de rodófitas, heterocontófitas e clorófitas coletados

em Ubatuba-SP, Rio do Fogo - RN e Antártica. Os valores correspondem a média ± o

desvio padrão (n=3). Espécies com letras distintas são significativamente diferentes

entre si, segundo o teste de comparação múltipla de Student-Newman-Keuls.................... 89

Figura 25. Diagrama de dispersão com valores de lipídeos totais e carboidratos solúveis totais

(A), lipídeos totais e proteínas solúveis totais (B) e proteínas solúveis totais e

carboidratos solúveis totais (C) de representantes de rodófitas, heterocontófitas e

clorófitas coletados em Ubatuba-SP, Rio do Fogo - RN e Antártica. .................................. 90

Figura 26. Variação do conteúdo de lipídeos totais (A), carboidratos solúveis totais (B) e

proteínas solúveis totais (C) entre os três filos de macroalgas estudados (rodófitas,

clorófitas e heterocontófitas) e entre os locais de coleta (Ubatuba-SP, Rio do Fogo - RN

e Antártica). Os valores representam a média ± o desvio padrão incluindo todas as

espécies de cada filo. Filos com letras distintas são significativamente diferentes entre

si, segundo o teste de comparação múltipla de Student-Newman-Keuls. Letras

minúsculas indicam diferenças significativas entre os filos coletados em Ubatuba – SP;

letras maiúsculas indicam diferenças significativas entre os filos coletados em Rio do

Fogo – RN; * indica diferenças significativas entre os locais de coleta, para as rodófitas;

• indica diferenças significativas entre os locais de coleta, para as heterocontófitas. .......... 92

Figura 27. Percentual de lipídeos, proteínas e carboidratos nas rodófitas (1), clorófitas (2) e

heterocontófitas (3) coletadas no litoral brasileiro e na Antártica. ...................................... 93

Figura 28. Conteúdo de ácidos graxos totais, saturados, monoinsaturados e poliinsaturados de

representantes de rodófitas, heterocontófitas e clorófitas coletadas em Ubatuba-SP, Rio

do Fogo - RN e Antártica. Os valores correspondem a média ± o desvio padrão (n=3). .... 94

Figura 29. Diagrama de dispersão com valores de ácidos graxos saturados e monoinsaturados

(A), poliinsaturados e saturados (B) e poliinsaturados e monoinsaturados (C) de

representantes de rodófitas, heterocontófitas e clorófitas coletados em Ubatuba-SP, Rio

do Fogo - RN e Antártica. .................................................................................................... 95

Figura 30. Variação do conteúdo de ácidos graxos totais (A), saturados (B), monoinsaturados

(C) e poli-insaturados (D) entre os três filos de macroalgas estudados (rodófitas,

clorófitas e heterocontófitas) e entre os locais de coleta (Ubatuba-SP, Rio do Fogo - RN

e Antártica). Os valores representam a média ± o desvio padrão incluindo todas as

espécies de cada filo. Filos com letras distintas são significativamente diferentes entre

si, segundo o teste de comparação múltipla de Student-Newman-Keuls. Letras

minúsculas indicam diferenças significativas entre os filos coletados em Ubatuba – SP;

letras maiúsculas indicam diferenças significativas entre os filos coletados em Rio do

Fogo – RN; letras minúsculas em itálico indicam diferenças significativas entre os filos

coletados na Antártica; * indica diferenças significativas entre os locais de coleta, para

as rodófitas; • indica diferenças significativas entre os locais de coleta, para as

heterocontófitas. ................................................................................................................... 97

Figura 31. Conteúdo dos ácidos graxos saturados tetradecanóico (C14:0), hexadecanóico

(C16:0) e octadecanóico (C18:0) de representantes de rodófitas, heterocontófitas e

clorófitas coletados em Ubatuba-SP, Rio do Fogo - RN e Antártica. Os valores

correspondem a média ± o desvio padrão (n=3). ................................................................. 98

Figura 32. Conteúdo dos ácidos graxos monoinsaturados hexadecenóico (C16:1Δ9) e

octadecenóico (C18:1Δ9 e C18:1Δ11) de representantes de rodófitas, heterocontófitas e

clorófitas coletados em Ubatuba-SP, Rio do Fogo - RN e Antártica. Os valores

correspondem a média ± o desvio padrão (n=3). ............................................................... 101

Figura 33. Conteúdo dos ácidos graxos poliinsaturados octadecadienóico (C18:2Δ9,12),

octadecatrienóico (C18:3Δ9,12,15), eicosatetraenóico (C20:4 Δ5,8,11,14) e

eicosapentaenóico (C20:5 Δ5,8,11,14, 17) (A) e ω-3 e ω-6 (B) de representantes de

rodófitas, heterocontófitas e clorófitas coletados em Ubatuba-SP, Rio do Fogo - RN e

Antártica. Os valores correspondem a média ± o desvio padrão (n=3). ............................ 105

Figura 34. Taxas de crescimento (A) e curvas de fotossíntese-irradiância baseadas na

fluorescência da clorofila a (B) de Dictyota menstrualis cultivada em laboratório em

água do mar com e sem a adição da solução de enriquecimento de von Stosch, a 50%

(VSES/2). Os valores correspondem a média ± o desvio padrão (n=3). Tratamentos com

letras distintas são significativamente diferentes entre si, segundo o teste de comparação

múltipla de Student-Newman-Keuls. ................................................................................. 111

Figura 35. Taxa de crescimento de Dictyota menstrualis cultivada em biorreatores com e sem

adição de nitrato e CO2 à água do mar. Valores correspondem a média ± o desvio

padrão (n=3). Tratamentos com letras distintas são significativamente diferentes entre

si, segundo o teste de comparação múltipla de Student-Newman-Keuls........................... 112


Dictyota menstrualis cultivada em biorreatores com e sem adição de nitrato e CO2 à

água do mar. Valores correspondem a média ± o desvio padrão (n=3). ........................... 113

Figura 37. Curvas de indução escuro/luz e período de recuperação do rendimento quântico

das algas aclimatadas ao escuro de Dictyota menstrualis cultivada em biorreatores com

e sem adição de nitrato e CO2 à água do mar. Valores correspondem a média ± o desvio

padrão (n=3). ...................................................................................................................... 114

Figura 38. Taxa de transporte de elétrons (ETR) apresentada por Dictyota menstrualis

cultivada em biorreatores com e sem adição de NO3- e CO2 à água do mar durante as

curvas de indução escuro/luz e período de recuperação do rendimento quântico das

algas previamente aclimatadas ao escuro. Valores correspondem a média ± o desvio

padrão (n=3). ...................................................................................................................... 116

Figura 39. Dissipação não-fotoquímica (NPQ) apresentada por Dictyota menstrualis

cultivada em biorreatores com e sem adição de NO3- e CO2 à água do mar durante as

curvas de indução escuro/luz e período de recuperação do rendimento quântico das

algas previamente aclimatadas ao escuro. Valores correspondem a média ± o desvio

padrão (n=3). ...................................................................................................................... 117

Figura 40. Atividade das enzimas NR (A), Rubisco (B) e AC (C) de D. menstrualis cultivada

em biorreatores com e sem adição de NO3- e CO2 à água do mar. Valores correspondem

a média ± o desvio padrão (n=3). ....................................................................................... 118

Figura 41. Conteúdo de clorofila a (A), lipídeos totais (B), carboidratos solúveis totais (C) e

proteínas solúveis totais (D) de Dictyota menstrualis cultivada em biorreatores com e

sem adição de NO3- e CO2 à água do mar. Valores correspondem a média ± o desvio

padrão (n=3). ...................................................................................................................... 119


(A), lipídeos totais e proteínas solúveis totais (B) e proteínas solúveis totais e

carboidratos solúveis totais (C) de Dictyota menstrualis cultivada em biorreatores com e

sem adição de nitrato e CO2 à água do mar. Valores correspondem a média (n=3).

Tratamentos: 1. +N; 2. -N; 3. Ar+N; 4. Ar-N; 5. CO2+N; 6. CO2-N. ................................ 120

Figura 43. Conteúdo de N (A) e C (B) e razão C:N (C) no talo de Dictyota menstrualis

cultivada em biorreatores com e sem adição de NO3- e CO2 à água do mar. Valores

correspondem a média ± o desvio padrão (n=3). ............................................................... 122


D. menstrualis cultivada em biorreatores com e sem adição de NO3- e CO2 à água do

mar. Valores correspondem a média ± o desvio padrão (n=3). ........................................ 123


(A), poliinsaturados e saturados (B) e poliinsaturados e monoinsaturados (C) de

Dictyota menstrualis cultivada em biorreatores com e sem adição de NO3- e CO2 à água

do mar. Valores correspondem a média (n=3). Tratamentos: 1. +N; 2. -N; 3. Ar+N; 4.

Ar-N; 5. CO2+N; 6. CO2-N. ............................................................................................... 124


(C16:0) e octadecanóico (C18:0) de Dictyota menstrualis cultivada em biorreatores com

e sem adição de NO3- e CO2 à água do mar. Valores correspondem a média ± o desvio

padrão (n=3). ...................................................................................................................... 125


octadecenóico (C18:1Δ9) de Dictyota menstrualis cultivada em biorreatores com e sem

adição de NO3- e CO2 à água do mar. Valores correspondem a média ± o desvio padrão

(n=3). .................................................................................................................................. 126

Figura 48. Conteúdo dos ácidos graxos poliinsaturados octadecatetraenóico (C18:4 Δ 6, 9,

12, 15), eicosatetraenóico (C20:4 Δ 5, 8, 11, 14) e eicosapentaenoico (C20:5 Δ 5, 8, 11,

14, 17) (A) e conteúdo total de ω-3 e ω-6 (B) de Dictyota menstrualis cultivada em

biorreatores com e sem adição de NO3- e CO2 à água do mar. Valores correspondem a

média ± o desvio padrão (n=3)........................................................................................... 127

Figura 49. Concentrações iniciais e finais de CO2 presentes na água do mar (mM) e

concentração de CO2 removida e porcentagens de remoção do CO2 apresentadas por

Dictyota menstrualis cultivada em água do mar com e sem adição de nitrato e CO2.

Valores correspondem a média ± o desvio padrão (n=3). ................................................. 129

Figura 50. Cromatograma do padrão de ácidos graxos metilados (Supelco 37) injetados e

analisados por CG-EM. A. Visão geral de todos os picos. B. Detalhe dos picos 16 e 17. 150

Figura 51. Cromatograma do perfil de ácidos graxos metilados de Acantophora spicifera

injetados e analisados por CG-EM. A. Visão geral de todos os picos. B e C. Detalhe dos

picos. .................................................................................................................................. 151

Figura 52. Cromatograma do perfil de ácidos graxos metilados de Aglaothamnion

uruguayense injetados e analisados por CG-EM. A. Visão geral de todos os picos. B e

C. Detalhe dos picos. .......................................................................................................... 152

Figura 53. Cromatograma do perfil de ácidos graxos metilados de Asparagopsis taxiformis


picos. .................................................................................................................................. 153

Figura 54. Cromatograma do perfil de ácidos graxos metilados de Bryocladia thyrsigera


picos. .................................................................................................................................. 154

Figura 55. Cromatograma do perfil de ácidos graxos metilados de Bryothamnion seaforthii


picos. .................................................................................................................................. 155

Figura 56. Cromatograma do perfil de ácidos graxos metilados de Cryptonemia crenulata


picos. .................................................................................................................................. 156

Figura 57. Cromatograma do perfil de ácidos graxos metilados de Dichotomaria marginata


picos. .................................................................................................................................. 157

Figura 58. Cromatograma do perfil de ácidos graxos metilados de Gigartina skottsbergii


picos. .................................................................................................................................. 158

Figura 59. Cromatograma do perfil de ácidos graxos metilados de Gracilaria birdiae


picos. .................................................................................................................................. 159

Figura 60. Cromatograma do perfil de ácidos graxos metilados de Gracilaria cervicornis


picos. .................................................................................................................................. 160

Figura 61. Cromatograma do perfil de ácidos graxos metilados de Gracilaria mammillaris


picos. .................................................................................................................................. 161

Figura 62. Cromatograma do perfil de ácidos graxos metilados de Hypnea musciformis


picos. .................................................................................................................................. 162

Figura 63. Cromatograma do perfil de ácidos graxos metilados de Laurencia dendroidea


picos. .................................................................................................................................. 163

Figura 64. Cromatograma do perfil de ácidos graxos metilados de Palisada flagellifera


picos. .................................................................................................................................. 164

Figura 65. Cromatograma do perfil de ácidos graxos metilados de Palmaria decipiens


picos. .................................................................................................................................. 165

Figura 66. Cromatograma do perfil de ácidos graxos metilados de Plocamium cartilagineum


picos. .................................................................................................................................. 166

Figura 67. Cromatograma do perfil de ácidos graxos metilados de Solieria filiformis injetados

e analisados por CG-EM. A. Visão geral de todos os picos. B e C. Detalhe dos picos. .... 167

Figura 68. Cromatograma do perfil de ácidos graxos metilados de Caulerpa racemosa


picos. .................................................................................................................................. 168

Figura 69. Cromatograma do perfil de ácidos graxos metilados de Cladophoropsis

membranacea injetados e analisados por CG-EM. A. Visão geral de todos os picos. B e

C. Detalhe dos picos. .......................................................................................................... 169

Figura 70. Cromatograma do perfil de ácidos graxos metilados de Rhizoclonium africanum


picos. .................................................................................................................................. 170

Figura 71. Cromatograma do perfil de ácidos graxos metilados de Ulva lactuca injetados e

analisados por CG-EM. A. Visão geral de todos os picos. B e C. Detalhe dos picos. ....... 171

Figura 72. Cromatograma do perfil de ácidos graxos metilados de Ascoseira mirabilis


picos. .................................................................................................................................. 172

Figura 73. Cromatograma do perfil de ácidos graxos metilados de Desmarestia anceps


picos. .................................................................................................................................. 173

Figura 74. Cromatograma do perfil de ácidos graxos metilados de Dictyopteris deliculata


picos. .................................................................................................................................. 174

Figura 75. Cromatograma do perfil de ácidos graxos metilados de Dictyota menstrualis


picos. .................................................................................................................................. 175

Figura 76. Cromatograma do perfil de ácidos graxos metilados de Himantothallus

grandifolius injetados e analisados por CG-EM. A. Visão geral de todos os picos. B e C.

Detalhe dos picos. .............................................................................................................. 176

Figura 77. Cromatograma do perfil de ácidos graxos metilados de Lobophora variegata


picos. .................................................................................................................................. 177

Figura 78. Cromatograma do perfil de ácidos graxos metilados de Padina gymnospora


picos. .................................................................................................................................. 178

Figura 79. Cromatograma do perfil de ácidos graxos metilados de Sargassum cymosum


picos. .................................................................................................................................. 179

Figura 80. Cromatograma do perfil de ácidos graxos metilados de Sargassum stenophyllum


picos. .................................................................................................................................. 180

Figura 81. Cromatograma do perfil de ácidos graxos metilados de Spatoglossum schroederi


picos. .................................................................................................................................. 181


(cultivada em biorreatores – tratamento “C”) injetados e analisados por CG-EM. A.

Visão geral de todos os picos. B e C. Detalhe dos picos. .................................................. 182


(cultivada em biorreatores – tratamento “C – N”) injetados e analisados por CG-EM. A.



(cultivada em biorreatores – tratamento “Ar”) injetados e analisados por CG-EM. A.



(cultivada em biorreatores – tratamento “Ar – N”) injetados e analisados por CG-EM.

A. Visão geral de todos os picos. B e C. Detalhe dos picos. ............................................. 185


(cultivada em biorreatores – tratamento “CO2”) injetados e analisados por CG-EM. A.



(cultivada em biorreatores – tratamento “CO2 – N”) injetados e analisados por CG-EM.

A. Visão geral de todos os picos. B e C. Detalhe dos picos. ............................................. 187

SUMÁRIO 1. INTRODUÇÃO ....................................................................................................................... 30

1.1. Bioenergia ........................................................................................................................... 30

1.2. Importância e utilização das macroalgas marinhas ............................................................ 32

1.3. Utilização das macroalgas para a produção de biocombustível, nutracêuticos e co-

produtos ..................................................................................................................................... 33

1.4. Influência dos fatores ambientais sobre o metabolismo e a fisiologia das algas ............... 36

1.5. Costa brasileira e antártica .................................................................................................. 39

1.6. Exploração e cultivo de algas marinhas da costa brasileira................................................ 41

1.7. Justificativa ......................................................................................................................... 42

2. OBJETIVOS ............................................................................................................................ 43

3. MATERIAIS E MÉTODOS ................................................................................................... 45

3.1. Desempenho fotossintetizante e composição bioquímica de macroalgas marinhas

brasileiras e antárticas ................................................................................................................ 45

Coleta

...................................................................................................................................45

Variáveis analisadas ......................................................................................................... ....55

Fotossíntese ........................................................................................................................ ..55

Pigmentos ............................................................................................................................. 60

Proteínas solúveis totais ...................................................................................................... 60

Carboidratos solúveis totais ................................................................................................ 61

Lipídeos totais ...................................................................................................................... 61

Ácidos graxos ....................................................................................................................... 62

3.2. Taxa de crescimento e desempenho fotossintetizante de Dictyota menstrualis (Hoyt)

Schnetter, Hörning & Weber-Peukert (Phaeophyceae) cultivada em laboratório ..................... 63

Espécie selecionada e utilizada no estudo ........................................................................... 63

Isolamento e manutenção das culturas unialgáceas em laboratório .................................. 64

3.3. Efeitos do aumento do CO2, em condições de saturação e limitação de nitrogênio,

sobre o metabolismo e a composição bioquímica de D. menstrualis cultivada em

biorreatores ................................................................................................................................ 66

Variáveis analisadas ............................................................................................................. 70

Crescimento ......................................................................................................................... 70

Fotossíntese .......................................................................................................................... 71

Nitrato redutase (NR) ........................................................................................................... 71

Anidrase Carbônica (AC) .................................................................................................... 72

Rubisco ................................................................................................................................. 73

Pigmentos, proteínas solúveis totais, carboidratos solúveis totais, lipídeos totais e

ácidos graxos ....................................................................................................................... 74

Conteúdo de C e N ............................................................................................................... 74

Conteúdo de manitol ............................................................................................................ 74


sobre a captação de CO2 por D. menstrualis cultivada em laboratório ..................................... 76

3.5. Análises estatísticas ............................................................................................................ 77

4. RESULTADOS ........................................................................................................................ 78


procedentes do Brasil e Antártica .............................................................................................. 78

4.2 Taxa de crescimento e desempenho fotossintetizante de Dictyota menstrualis (Hoyt)

Schnetter, Hörning & Weber-Peukert cultivada em laboratório ............................................. 110

4.3. Efeitos do aumento do CO2 em condições de saturação e limitação de nitrogênio sobre

o metabolismo e a composição bioquímica de Dictyota menstrualis cultivada em

biorreatores e sobre a captação do CO2 por D. menstrualis cultivada em laboratório ............ 112

5. DISCUSSÃO .......................................................................................................................... 130


brasileiras e antárticas .............................................................................................................. 130


Schnetter, Hörning & Weber-Peukert cultivada em laboratório ............................................. 136


sobre o metabolismo e a composição bioquímica de D. menstrualis cultivada em

biorreatores e sobre a captação do CO2 por D. menstrualis cultivada em laboratório ............ 137

6. CONCLUSÕES ...................................................................................................................... 142

7. REFERÊNCIAS BIBLIOGRÁFICAS ................................................................................ 144

APÊNDICE I .............................................................................................................................. 150

APÊNDICE II ............................................................................................................................ 182

ANEXOS .................................................................................................................................... 188

30

1. INTRODUÇÃO

1.1. Bioenergia

As demandas de energia e de serviços associados crescem a cada ano, uma vez que são

imprescindíveis para o desenvolvimento social e econômico da Humanidade. O uso global de

combustíveis fósseis (carvão, petróleo e gás) aumentou desde meados do século 20 até ser a

principal fonte de energia, o que ocasionou uma rápida progressão nas emissões de dióxido de

carbono (CO2) e nas concentrações atmosféricas dos gases do efeito estufa (GEE), os quais, por

sua vez, são responsáveis pela maior parte da elevação nas temperaturas médias globais. As

emissões destes gases continuam a crescer e, até o final de 2010, as concentrações de CO2

aumentaram para mais de 390 ppm, 39% acima do níveis existentes no período pré-industrial

(Edenhofer et al., 2012). As mudanças climáticas globais, por sua vez, têm um impacto

significativo sobre as populações de animais e plantas (Root et al., 2003).

A realização de medidas que reduzam as emissões de GEE a partir do sistema de geração

de energia é de extrema importância. Algumas opções são a substituição dos combustíveis fósseis

pela utilização de energia renovável bem como o captura e armazenamento do carbono

(Edenhofer et al., 2012). As possíveis fontes de energia renovável que o IPCC destaca são: a

bioenergia, a energia solar, geotérmica e hidrelétrica. A bioenergia pode ser produzida a partir de

uma variedade de fontes de biomassa, incluindo florestas, resíduos agrícolas e da pecuária, entre

outros, e, atualmente, é a maior fonte de energia renovável. Através de uma variedade de

processos, estas matérias-primas podem ser utilizadas para a produção de eletricidade ou de calor

ou podem ser usadas para gerar os biocombustíveis gasosos ou líquidos (Edenhofer et al., 2012).

O uso de biocombustíveis é visto como uma alternativa para a crise ambiental e o futuro

energético do planeta, tendo enorme importância no mercado mundial. Entretanto, é importante

ressaltar questões como: i. a possível relação entre o aumento dos preços dos gêneros

31

alimentícios e a produção de biocombustíveis, que nos últimos anos, estariam por trás do

surgimento de uma crise alimentar; ii. grande parte dos plantios destinados à produção de

biocombustíveis usa sistemas monocultores, bem como insumos agrícolas artificiais (agrotóxicos

e produtos químicos); iii. a disponibilidade de água e terras cultiváveis no planeta (Miranda &

Carmo, 2009).

No Brasil, cerca de 45% da energia e 18% dos combustíveis consumidos já são

renováveis. Os dois principais biocombustíveis líquidos usados são o etanol, proveniente da cana-

de-açúcar, e o biodiesel, produzido a partir do óleo de soja (80%), seguido da gordura bovina

(10%) (ANP, 2012). A área cultivada com cana-de-açúcar colhida na safra 2011/2012 e destinada

à atividade sucroalcooleira foi estimada em 8.368,4 mil hectares (Conab, 2011). Para a obtenção

de biodiesel, a estimativa de quantidade de área plantada que seria necessária para suprir o B5

(5% de Biodiesel e 95% de Óleo Diesel Convencional) é de 2916 mil hectares, sendo que será

obrigatório o uso dessa mistura em território nacional a partir de 2013, pela lei 11.097/2005

(Foschiera, 2008).

Assim, fica evidenciado o interesse pela busca de recursos alternativos para a produção de

biocombustível, em que não seja necessária a utilização de terras agrícolas bem como de água

doce para a obtenção da matéria-prima desejada, destacando-se a implementação de tecnologias

que utilizem a biomassa aquática. O uso de biomassa algácea como fonte de energia é

interessante devido a sua alta taxa fotossintetizante em comparação com as plantas terrestres e a

possibilidade de cultivo em diferentes condições e em águas marinhas (Aresta et al., 2005),

evitando a utilização de terras aráveis.

32

1.2. Importância e utilização das macroalgas marinhas

As macroalgas marinhas constituem um grupo muito diversificado de organismos

multicelulares, pertencentes aos filos Rhodophyta (algas vermelhas), Chlorophyta (algas verdes)

e Heterokontophyta (algas pardas). Os representantes desses filos, além de possuírem elevada

diversidade morfológica, apresentam diferenças em relação ao conteúdo pigmentar, aos produtos

de reserva e aos componentes da parede celular, entre outros (van den Hoek et al., 1995).

As algas são importantes componentes autotróficos em muitos ecossistemas costeiros e

estuarinos, desempenhando um papel relevante nas transformações energéticas e na reciclagem de

nutrientes dos ambientes em que habitam (Hanisak, 1983), uma vez que participam da

assimilação do carbono e do nitrogênio e da liberação de O2. Por possuírem essas características,

muitos estudos têm sido realizados para avaliar a capacidade desses organismos em remover

determinados nutrientes e poluentes dissolvidos na água do mar e os resultados mostram que existe

um potencial significativo para a utilização das algas para a remediação de CO2, nitrato, nitrito,

amônio, fosfato, entre outros (Chung et al., 2011; Hayashi et al., 2008).

As algas também produzem inúmeros compostos de interesse econômico e são utilizadas pelo

homem há séculos, para as mais diferentes finalidades, sendo que a sua utilização global na indústria

move bilhões de dólares.

A aplicabilidade dos compostos químicos isolados das diferentes classes de algas é muito

ampla, e a pesquisa na área de bioprodutos tem emergido desde a década de 1970. Diversos

metabólitos de algas foram identificados com diferentes atividades farmacológicas, como os

carotenóides e os aminoácidos do tipo micosporinas, que atuam como compostos fotoprotetores,

e os compostos halogenados (terpenos, fenóis, ácidos graxos e hidrocarbonetos halogenados

voláteis), que podem apresentar atividades bactericidas e antitumorais e, ainda, serem utilizados

33

na prevenção de doenças cardiovasculares, como ocorre com o ácido graxo poliinsaturado

eicosapentenóico (Cardozo et al., 2006).

Atualmente, outro setor que tem demonstrado interesse na utilização de compostos

oriundos de algas é o de produção de biocombustível.

1.3. Utilização das macroalgas para a produção de biocombustível, nutracêuticos e co-

produtos

O biodiesel é uma alternativa renovável ao petrodiesel e é produzido principalmente a

partir de óleos extraídos de vegetais oleaginosos. Durante a síntese do biodiesel, são necessários

dois passos, a extração dos triacilgliceróis a partir da matéria-prima e a transesterificação para

gerar os ésteres metílicos de ácidos graxos (Chisti, 2007).

A maioria dos estudos sobre a produção de biodiesel de algas tem como objeto de

trabalho as microalgas, por serem organismos ricos em óleos, cujo conteúdo varia entre 20% e

50% do peso seco (Chisti, 2007). Entretanto, o seu cultivo tem um custo e uma complexidade

maior do que o das macroalgas marinhas, que já são cultivadas no mar em alguns países, como a

China, que apresenta um rendimento anual de 5 milhões de toneladas (massa fresca), sendo que a

maior parte do cultivo destina-se à produção de Kombu, a partir da macroalga Saccharina

japonica (Areschoug) C.E.Lane, C.Mayes, Druehl & G.W.Saunders (Phaeophyceae) (McHugh,

2003). Embora a maioria das macroalgas marinhas apresente quantidades menores de óleos,

existem espécies com alta produtividade, como Dictyota acutiloba J.Agardh e Dictyota

sandvicensis Sonder in Kützing (Phaeophyceae), que apresentam 16% e 20% do peso seco de

lipídeos, respectivamente (McDermid & Stuercke, 2003), o que evidencia a possibilidade de sua

utilização para a produção de compostos a base de óleo.

34

Além disso, as macroalgas marinhas possuem outras características que as tornam

promissoras para a produção de biocombustível: i. crescimento rápido, com produção de grandes

quantidades de biomassa. Esse rendimento elevado se dá pelo fato de que esses organismos

requerem menos energia para a produção de tecido de suporte do que as plantas terrestres e

devido a capacidade de assimilar os nutrientes por toda a superfície do talo (Adams et al., 2009);

ii. possibilidade de cultivo no mar e do cultivo integrado com outros organismos (Hayashi et al.,

2008); iii. o resíduo de algas oleaginosas gerado após a extração do óleo, rico em carboidratos e

proteínas, pode ser usado para a obtenção de açúcares fermentáveis para a produção de bioetanol

ou ser transformado em muitos produtos, tais como alimentos, rações, fertilizantes, pigmentos,

entre outros (van Iersel & Flammini, 2010).

O conhecimento do perfil dos ácidos graxos das macroalgas marinhas é de extrema

importância para determinar se o óleo obtido é adequado para ser usado como fonte de biodiesel,

uma vez que irá influenciar nas suas propriedades como número de cetano, índice de iodo,

estabilidade oxidativa e ponto de obstrução de filtro a frio, sendo que o óleo rico em ácidos

graxos monoinsaturados possui as melhores características (Ramos et al., 2009).

O número de espécies de macroalgas marinhas com o perfil de ácidos graxos elucidado é

baixo, sendo que a maioria dos estudos se detém na composição química bruta (% de lipídeos,

carboidratos, proteínas, etc.), tendo como objetivo conhecer o perfil nutricional para o uso em

aquicultura ou para o consumo humano (Gosch et al., 2012).

No Brasil, poucos trabalhos foram publicados dentro desse contexto até a presente data,

gerando o conhecimento do perfil de ácidos graxos de aproximadamente 20 espécies de

macroalgas marinhas (Gressler et al., 2010; Gressler et al., 2011; Ferreira et al., 2012). Esse

número é muito baixo, quando comparado ao número de táxons encontrados na costa brasileira

(643 táxons de macroalgas marinhas, sendo 388 pertencentes à Rhodophyta, 88 à Pheaophyceae e

35

167 à Ulvophyceae) (Oliveira et al., 1999), e essa informação é extremamente importante para a

seleção de espécies de macroalgas marinhas com potencial para a produção de biodiesel, o que

irá contribuir para o desenvolvimento científico e tecnológico do nosso país.

A quantidade e a qualidade dos ácidos graxos variam entre os diferentes grupos e espécies

de macroalgas (Gosch et al., 2012). Essa diversidade proporciona um potencial para identificar

novas espécies com o conteúdo de óleo elevado e com um perfil adequado para a sua utilização

como fonte de biodiesel. Além disso, espécies que não possuírem um perfil bom para o biodiesel,

podem ser aproveitadas para outras finalidades como, por exemplo, para a alimentação rica em

nutracêuticos, que são alimentos, ou parte de alimentos, que proporcionam benefícios à saúde,

como a prevenção e tratamento de doenças (Moraes & Colla, 2006).

Em relação à nutracêutica, destacam-se os ácidos graxos linoléico (ω-6) e linolênico (ω-

3), que são nutrientes essenciais por não serem sintetizados pelos mamíferos (Patarra, 2008).

Esses ácidos graxos são precursores dos ácidos araquidônico (AA), eicosapentaenóico (EPA) e

docosahexaenóico (DHA), importantes para manter as membranas íntegras e fluidas, e para a

síntese de eicosanóides (Moreira et al., 2002).

Uma vez que os eicosanóides oriundos do AA têm efeitos opostos dos oriundos do EPA, a

alimentação humana deve conter uma relação ω-6 / ω-3 ao redor de 5:1, pois um aumento na

ingestão de ω-6 ocasiona um estado fisiológico protrombótico, proconstritivo e proinflamatório.

Apesar disso, a relação ω-6 /ω-3 proveniente da ingestão de ácidos graxos pela população de

diversos países está entre 10:1 a 20:1 (Pararra, 2008). Isso acontece porque o ω-6 está presente

em óleos vegetais, leite, ovos e carnes, enquanto as principais fontes de ω-3 são as algas e os

peixes.

36

Além do que já foi exposto, os ácidos graxos ω-3 também atuam na prevenção e na

modulação de doenças coronárias, de doenças inflamatórias e da hipertensão, entre outras

(Pararra, 2008).

Ao estudar uma macroalga para avaliar seu potencial como fonte de biodiesel e/ou

nutracêutico, além da quantidade e qualidade dos ácidos graxos, devem ser observadas outras

características como: fotossíntese e crescimento, pois além de ter alto teor de lipídeos e um perfil

adequado de ácidos graxos, o organismo deve apresentar um bom desenvolvimento e

crescimento; e avaliação do seu conteúdo de proteínas, pigmentos e carboidratos, uma vez que a

biomassa restante pode ser utilizada para a síntese de co-produtos, como alimentos, rações,

fertilizantes, pigmentos, entre outros, agregando valor econômico à espécie (van Iersel &

Flammini, 2010).

1.4. Influência dos fatores ambientais sobre o metabolismo e a fisiologia das algas

As macroalgas dependem do carbono inorgânico (Ci) para realizar a fotossíntese e para o

seu crescimento. O Ci está disponível na água do mar em três formas: CO2 dissolvido,

bicarbonato e íons carbonatos, sendo que essas espécies fazem parte do sistema carbonato e as

suas concentrações variam em função, principalmente, da alcalinidade e do pH do meio (figuras 1

e 2). O CO2 dissolvido reage com a água, formando o ácido carbônico, que rapidamente se

dissocia dando origem aos íons bicarbonato e hidrogênio. O íon bicarbonato, por sua vez,

dissocia-se formando os íons carbonato e hidrogênio. Devido à alta alcalinidade da água do mar,

a forma dominante de Ci é o bicarbonato, que ocorre na concentração de aproximadamente 2

mM, enquanto o CO2 dissolvido está presente na concentração de aproximadamente 12 M (Zou

& Gao, 2010; Stumm & Morgan, 1996; Kleypas & Langdon, 2002).

37

Figura 1. Esquema do sistema carbonato em ambiente marinho (Amancio, 2007, adaptado de

Kleypas & Langdon, 2002).

Figura 2. Variação da concentração das diferentes formas do carbono inorgânico dissolvido na

água do mar em função do pH (Amancio, 2007, adaptado de Raven, 2005).

A fotossíntese corresponde à primeira etapa da conversão da luz a energia química, sendo

o processo central na produção dos compostos requeridos para a síntese de biocombustível:

prótons e elétrons (para bio-hidrogênio), açúcares e amido (para bioetanol), óleos (para biodiesel)

e biomassa (para biometano) (Schenk et al., 2008) (figura 3).

O NADPH e ATP, sintetizados na fase fotoquímica da fotossíntese, são utilizados no ciclo

de Calvin e outras rotas metabólicas para produzir as biomoléculas precursoras dos

biocombustíveis (Schenk et al., 2008). O ciclo de Calvin faz parte da fase química da

fotossíntese, onde o Ci será assimilado pela Ribulose-1,5-bifosfato carboxilase oxigenase

38

(Rubisco), principal enzima responsável pela conversão do carbono inorgânico a orgânico, e que

requer o CO2 como substrato (Taiz & Zeiger, 2004).

Figura 3. O processo da fotossíntese converte a luz em energia química e é a chave para a

produção de biocombustíveis (Schenk et al. 2008).

Como o HCO3- é a forma mais abundante na água do mar, as algas marinhas devem

utilizá-lo ativamente, o que pode ser feito de duas maneiras: i. captação ativa do HCO3- para

dentro da célula por um transportador específico, onde o converte a CO2 pela ação da enzima

anidrase carbônica; e ii. conversão do HCO3- a CO2 na superfície do talo pela ação da anidrase

carbônica extracelular (Lobban & Harrison, 1994). O carbono fixado fornecerá os esqueletos de

carbono necessários para a síntese de proteínas, lipídeos e carboidratos.

A luz, a temperatura, a salinidade e a disponibilidade de nutrientes e de CO2 na água do

mar têm efeitos sobre a fotossíntese e sobre outras rotas metabólicas, influenciando diretamente a

biossíntese dos metabólitos das algas. Assim, a alteração de alguns fatores ambientais permite

manipular as vias metabólicas, redirecionando a função celular para a síntese dos produtos de

interesse (Rosenberg et al., 2008).

39

Com o aumento da concentração de CO2, algumas algas apresentaram um aumento no

conteúdo de carboidratos, uma diminuição no conteúdo de proteínas (Mercado et al.,1999) e um

aumento na quantidade total de ácidos graxos e no conteúdo do ácido oléico (Tsuzuki et al.

1990). O aumento da salinidade, temperatura ou irradiância também ocasionou um incremento no

teor de carboidratos (Hellebust, 1976; Perfeto et al., 2004).

Outro mecanismo natural pelo qual as algas podem alterar o metabolismo de lipídeos é a

resposta ao estresse por falta de nitrogênio. No ambiente marinho, o nitrogênio é considerado o

principal nutriente limitante para o crescimento das algas marinhas bentônicas (Lobban &

Harrison, 1994) e é encontrado nas formas de nitrato, nitrito, amônio, dinitrogênio e nitrogênio

orgânico dissolvido (Tyrrel, 1999). Dentre essas formas, o nitrato é a mais abundante e, ao ser

captado pela célula, é reduzido à nitrito, pela ação da enzima nitrato redutase, e este à amônia,

que é incorporada às moléculas orgânicas. (DeBoer, 1981; Lea, 1993; Lobban & Harrison, 1994).

Embora a deficiência desse nutriente iniba o ciclo celular e a produção de quase todos os

componentes celulares, a taxa de síntese de lipídeos permanece alta, o que leva a um acúmulo de

óleos em células desnutridas (Rosenberg et al. 2008).

Dentro desse contexto, o estudo do metabolismo das algas é uma ferramenta de trabalho

interessante, pois permite identificar parte dos metabólitos produzidos por esses organismos e

acompanhar a alteração das suas vias metabólicas frente a modificação de um determinado fator

ambiental. A manipulação de fatores abióticos é uma importante técnica para o melhoramento

quantitativo e qualitativo na produção do composto de interesse.

1.5. Costa brasileira e antártica

A costa brasileira engloba quatro zonas climáticas, denominadas zona equatorial, zona

nordeste-oriental, zona sudeste e zona sul (Oliveira et al., 1999). Dentre essas regiões, a nordeste-

40

oriental, com limites entre a costa oeste do Ceará e norte do Rio de Janeiro, contém a flora

marinha mais diversificada do país, seguida da zona Sudeste. Essas zonas são caracterizadas por

águas oligotróficas e abundância de substratos duros propícios ao crescimento de algas

bentônicas (Oliveira et al., 1999).

Já o ambiente natural das algas antárticas é caracterizado por condições abióticas

extremas, com uma forte sazonalidade de luz e temperaturas baixas constantes. Por exemplo, em

latitudes mais baixas, como na Ilha Rei George (62ºS), o período de dia varia entre 20 h no verão

e 5h no inverno (Wiencke & Bishof, 2012). Podem também ocorrer variações da temperatura nas

regiões do meso e supralitoral, onde já foram observadas temperaturas de 14º C em poças de

maré durante o verão, sendo que no inverno a temperatura pode chegar a - 27º C (Wiencke &

Bishof, 2012). Em relação aos nutrientes, os níveis de nitrato e fosfato são altos, ao longo de todo

o ano, no Oceano Antártico (Wiencke & Bishof, 2012).

O continente Antártico está sofrendo alterações ambientais ocasionadas pelas mudanças

climáticas globais e pelas atividades antrópicas (Wiencke, 2011). O conhecimento da sua

biodiversidade e da ecofisiologia e composição bioquímica das macroalgas presentes nessa região

é muito relevante para o seu manejo, uma vez que esses organismos têm importante papel nas

teias alimentares bentônicas tanto das águas rasas como profundas, fornecendo alimento e

proteção para um grande número de invertebrados e peixes (Wiencke & Bishof, 2012).

Além disso, por habitarem um ambiente extremo e muito diferente da costa brasileira, o

estudo da fotossíntese e da composição bioquímica dessas algas, bem como a comparação com as

algas que ocorrem no Brasil, é muito interessante.

41

1.6. Exploração e cultivo de algas marinhas da costa brasileira

No Brasil, o principal uso das algas marinhas se refere à extração dos ficocolóides de

algas vermelhas, sendo que espécies de Gracilaria e Hypnea (para a extração de ágar e

carragenana, respectivamente) têm sido exploradas na costa nordeste do país há décadas, o que

tem prejudicado e esgotado os bancos naturais dessas espécies (Furtado, 2004).

A crescente demanda pela matéria algácea para utilização em diversos setores produtivos,

como as indústrias alimentícias, farmacêuticas e de cosméticos tem causado um empobrecimento

dos bancos naturais, sendo necessário o desenvolvimento de sistemas de cultivo para a obtenção

da matéria-prima desejada, sem a explotação direta dos bancos naturais das algas (van Iersel &

Flaminni, 2010).

As algas requerem para o seu crescimento luz, CO2 e nutrientes dissolvidos (N, P, metais

traços e vitaminas) (Rorrer & Cheney, 2004). Os sistemas de cultivo devem simular as condições

ambientais de modo a permitir o crescimento e o desenvolvimento das algas marinhas.

As macroalgas marinhas podem ser cultivadas em tanques e no mar, ou em sistemas

fechados (em laboratório e em biorreatores). O cultivo em áreas abertas é mais apropriado para a

obtenção de grande biomassa, sendo que a escolha do local de cultivo é fundamental e depende

da espécie que será cultivada. O cultivo em laboratório e em biorreatores são os sistemas mais

adequados para a obtenção do crescimento em condições de iluminação, trocas gasosas,

nutrientes e temperaturas controladas (Rorrer & Cheney, 2004), sendo interessantes para a escala

experimental, uma vez que possibilitam total controle dos parâmetros ambientais.

42

1.7. Justificativa

O conhecimento das características ecofisiológicas e bioquímicas das macroalgas

marinhas gera um maior entendimento da sua importância ecológica e econômica. Além disso, o

estudo do potencial de uma macroalga marinha que ocorre na costa brasileira para a produção de

biodiesel, bem como a avaliação dos efeitos de alguns fatores ambientais sobre a fisiologia, o

metabolismo e a síntese dos compostos de interesse dessa espécie são de extrema importância

tanto para o desenvolvimento econômico do Brasil, propiciando a utilização sustentável dos

recursos marinhos do país, como para a contribuição científica.

43

2. OBJETIVOS

Os objetivos gerais do presente estudo foram: i. contribuir para o conhecimento sobre o

desempenho fotossintetizante e a composição bioquímica de macroalgas marinhas que ocorrem

no litoral brasileiro e antártico, dando ênfase ao conteúdo de ácidos graxos; ii. selecionar uma

espécie de macroalga marinha da costa brasileira com potencial para a produção de biodiesel; iii.

estabelecer o cultivo em laboratório da espécie selecionada ; iv. avaliar os efeitos de alguns

fatores ambientais sobre o metabolismo e a composição bioquímica da macroalga marinha

selecionada.

Para alcançar esses objetivos, foram desenvolvidas as seguintes etapas:

1. Coleta de macroalgas marinhas na costa brasileira e na região antártica;

2. Avaliação da fotossíntese de alguns representantes de algas vermelhas, verdes e pardas,

no local de coleta;

3. Avaliação do conteúdo de pigmentos, proteínas solúveis totais, carboidratos solúveis

totais, lipídeos totais e da composição e do teor de ácidos graxos das macroalgas marinhas

coletadas;

4. Escolha da espécie com melhor perfil para a produção de biodiesel e cultivo em

laboratório avaliando-se o seu crescimento e desempenho fotossintetizante;

5. Análise dos efeitos do aumento do CO2, em condições de saturação e limitação de

nitrogênio, sobre a espécie selecionada cultivada em biorreatores, avaliando-se os seguintes

processos:

Taxa de crescimento e fotossíntese;

Assimilação de CO2 e nitrogênio: foi avaliada pela atividade das enzimas pertencentes

ao metabolismo do carbono (anidrase carbônica e rubisco) e do nitrogênio (nitrato redutase);

44

Armazenamento interno de compostos: avaliado pela quantificação de pigmentos,

proteínas solúveis totais, carboidratos solúveis totais, composição monossacarídica, conteúdo de

lipídeos totais, composição de ácidos graxos e conteúdo de C e N;

6. Avaliação da captação de CO2 pela espécie selecionada cultivada em laboratório.

45

3. MATERIAIS E MÉTODOS


brasileiras e antárticas

Coleta

As espécies de macroalgas brasileiras utilizadas no presente estudo foram coletadas na

Praia da Fortaleza, Praia Dura e Praia Brava no município de Ubatuba (SP) e em Rio do Fogo

(RN), Brasil (figuras 4 e 5). As espécies antárticas foram coletadas na Baía do Almirantado,

localizada na Ilha Rei George, Península Antártica (figura 6).

As coletas foram realizadas durante o período de maré-baixa, selecionando-se os

representantes de rodófitas, clorófitas e feófitas (tabelas 1 e 2 e figuras 7 a 11). Os espécimes

foram limpos com a retirada dos organismos epifíticos e lavagens com água do mar. Eles foram

identificados de acordo com a sua morfologia e foi utilizado o sistema de classificação proposto

por Wynne (2005). Alguns exemplares de cada espécie foram fixados em formol (4% em água do

mar) para a confecção das exsicatas, e foram depositados no Herbário do Instituto de Botânica,

São Paulo. O restante do material foi congelado à -20ºC para a quantificação do conteúdo

pigmentos, proteínas solúveis totais, carboidratos solúveis totais, lipídeos totais e ácidos graxos.

Figura 4. A. Praia de Fortaleza, uma das áreas de coleta em Ubatuba, SP. A. Aspecto geral dos

substratos rochosos; B. Aspecto de uma população de Caulerpa racemosa (Forsskål) J.Agardh

(Ulvophyceae, Chlorophyta).

A B

46

Figura 5. Aspecto geral da área de coleta de algas marinhas em Rio do Fogo, RN.

Figura 6. Aspecto geral de uma das áreas de coleta na Baía do Almirantado, Ilha Rei George,

Antártica.

47

Tabela 1. Espécies de rodófitas, clorófitas e heterocontófitas coletadas na costa brasileira.

ESPÉCIE Local de coleta Nº de depósito

em Herbário

RHODOPHYTA

Ceramiales

Acanthophora spicifera (M.Vahl) Børgesen Praia da Fortaleza, SP

23º53’15.6”S e 45º16’35.6”W

SP 427971

Aglaothamnion uruguayense (W.R. Taylor)

Aponte, D.L. Ballantine & J.N.Norris

Praia Brava da Fortaleza, SP

23º52’15.6”S e 45º16’63.5”W

SP 427972

Bryocladia thyrsigera (J.Agardh) F.Schmitz Praia Brava da Fortaleza, SP

23º52’15.6”S e 45º16’63.5”W

SP 427973

Bryothamnion seaforthii (Turner) Kützing Praia Dura, SP

23º50’15.6”S e 45º17’40.5’’W

SP 427974

Laurencia dendroidea J.Agardh Rio do Fogo, RN

5o 27’79.9”S e 35

o 37’56’W

SP 427961

Palisada flagellifera (J. Agardh) K.W.Nam Praia Dura, SP

23º50’15.6”S e 45º17’40.5’’W

SP 427970

Bonnemaisoniales

Asparagopsis taxiformis (Delile) Trevisan de

Saint-Léon

Praia Dura, SP

23º50’15.6”S e 45º17’40.5’’W

SP 427975

Halymeniales

Cryptonemia crenulata (J.Agardh) J.Agardh Rio do Fogo, RN

5o 27’79.9”S e 35

o 37’56’W

SP 427962

Nemaliales

Dichotomaria marginata (J.Ellis & Solander)

Lamarck

Praia da Fortaleza, SP

23º53’15.6”S e 45º16’35.6”W

SP 427976

Gracilariales

Gracilaria birdiae Plastino & E.C.Oliveira Rio do Fogo, RN

5o 27’79.9”S e 35

o 37’56’W

---

Gracilaria cervicornis (Turner) J.Agardh Rio do Fogo, RN

5o 27’79.9”S e 35

o 37’56’W

SP 427963

Gracilaria mammillaris (Montagne) M.A.Howe Rio do Fogo, RN

5o 27’79.9”S e 35

o 37’56’W

SP 427964

Gigartinales

Hypnea musciformis (Wulfen) J.V.Lamouroux Praia Brava da Fortaleza, SP

23º52’15.6”S e 45º16’63.5”W

SP 427377

Solieria filiformis (Kützing) P.W.Gabrielson Rio do Fogo, RN

5o 27’79.9”S e 35

o 37’56’W

SP 427965

48

Talela 1. Continuação


em Herbário

CHLOROPHYTA

Bryopsidales

Caulerpa racemosa (Forsskål) J.Agardh Praia da Fortaleza, SP

23º53’15.6”S e 45º16’35.6”W

SP 427977

Siphonocladales

Cladophoropsis membranacea (Hofman Bang ex

C.Agardh) Børgesen

Praia da Fortaleza, SP

23º53’15.6”S e 45º16’35.6”W

SP 427978

Cladophorales

Rhizoclonium africanum Kützing Mangue da Praia Dura, SP

23º50’15.6”S e 45º17’40.5’’W

SP 427966

Ulvales

Ulva lactuca Linnaeus Praia Dura, SP

23º50’15.6”S e 45º17’40.5’’W

SP 427379

HETEROKONTOPHYTA

Dictyotales

Dictyopteris delicatula J.V.Lamouroux Praia da Fortaleza, SP

23º53’15.6”S e 45º16’35.6”W

SP 427979

Dictyota menstrualis (Hoyt) Schnetter,

Hörning & Weber-Peukert

Rio do Fogo, RN

5o 27’79.9”S e 35

o 37’56’W

SP 427967

Lobophora variegata (J.V.Lamouroux)

Womersley ex E.C.Oliveira

Rio do Fogo, RN

5o 27’79.9”S e 35

o 37’56’W

---

Padina gymnospora (Kützing) Sonder Rio do Fogo, RN

5o 27’79.9”S e 35

o 37’56’W

SP 427968

Spatoglossum schroederi (C.Agardh) Kützing Rio do Fogo, RN

5o 27’79.9”S e 35

o 37’56’W

SP 427969

Fucales

Sargassum cymosum C.Agardh Praia da Fortaleza, SP

23º53’15.6”S e 45º16’35.6”W

SP 427378

Sargassum stenophyllum Martius Praia Brava da Fortaleza, SP

23º52’15.6”S e 45º16’63.5”W

SP 427980

49

Figura 7. Aspecto geral das espécies da ordem Ceramiales estudadas no presente trabalho. A.

Acanthopfora spicifera; B. Aglaothamnion uruguayense; C. Bryocladia thyrsigera; D.

Bryothamnion seaforthii; E. Laurencia dendroidea; F. Palisada flagellifera.

A B

C D

E F

Fonte: algaebase Fonte: algaebase

Fonte: Cristina Nassar Fonte: Cristina Nassar

Fonte: Valéria Cassano Fonte: Valéria Cassano

50

Figura 8. Aspecto geral de algumas espécies das ordens Bonnemaisoniales, Halymeniales,

Nemaliales, Gracilariales e Gigartinales estudadas no presente trabalho. A. Asparagopsis

taxiformis; B. Cryptonemia crenulata; C. Dichotomaria marginata; D. Gracilaria cervicornis; E.

Hypnea musciformis; F. Solieria filiformis.

A B

C D

E F

Fonte: algaebase Fonte: Eliane Marinho-Soriano

Fonte: algaebase

Fonte: algaebase

Fonte: Cristina Nassar


51

Figura 9. Aspecto geral das espécies das ordens Bryopsidales, Siphonocladales, Cladophorales e

Ulvales estudadas no presente trabalho. A. Caulerpa racemosa; B. Cladophoropsis

membranacea; C. Rhizoclonium africanum; D. Ulva lactuca.

A B

C D

Fonte: algaebase Fonte: Cristina Nassar

Fonte: Cristina Nassar Fonte: Aline P. Martins

52

Figura 10. Aspecto geral de algumas espécies das ordens Dictyotales e Fucales estudadas no

presente trabalho. A. Dictyopteris deliculata; B. Dictyota menstrualis; C. Lobophora variegata;

D. Padina gymnospora; E. Spatoglossum schroederi; F. Sargassum cymosum.

A B

C D

E F

Fonte: algaebase Fonte: Eliane Marinho Soriano

Fonte: algaebase Fonte: algaebase



53

Tabela 2. Espécies de rodófitas, clorófitas e heterocontófitas coletadas na Baía do Almirantado,

localizada na Ilha Rei George, Península Antártica.


em Herbário

RHODOPHYTA

Gigartinales

Gigartina skottsbergii Setchell & N.L.Gardner

Palmariales

Arctowski

62o09’54.9’’S e 58

o 8’23.7’’W

SP 401727

Palmaria decipiens (Reinsch) R.W.Ricker

Plocamiales

Escurra

62º09’07.8’’S e 58º32’29.0’’W

SP 401731

Plocamium cartilagineum (Linnaeus) P.S.Dixon Punta Plaza

62º05’26.0S e 58º24’26.5’’W

SP 401726

HETEROKONTOPHYTA

Ascoseirales

Ascoseira mirabilis Skottsberg

Arctowski

62o09’54.9’’S e 58

o 8’23.7’’W

SP 427970

Desmarestiales

Desmarestia anceps Montagne

Punta Plaza

62º05’26.0S e 58º24’26.5’’W

Himantothallus grandifolius (A.Gepp &

E.S.Gepp) Zinov

Arctowski

62o09’54.9’’S e 58

o 8’23.7’’W

SP 427962

54

Figura 11. Aspecto geral das espécies coletadas na Antártica estudadas no presente trabalho. A.

Gigartina skottsbergii; B. Palmaria decipiens; C. Plocamium cartilagineum; D. Ascoseira

mirabilis; E. Desmarestia anceps; F. Himantothallus grandifolius.

A B

C D

E F

Fonte: algaebase

Fonte: Dinaelza Castelo Pereira

Fonte: algaebase

Fonte: Aline P. Martins

Fonte: Dinaelza Castelo Pereira

Fonte: guiamarina.com

55

Variáveis analisadas

Fotossíntese

A taxa fotossintetizante de alguns representantes de algas vermelhas, verdes e pardas foi

avaliada pela análise da fluorescência da clorofila a do fotossistema II, segundo a metodologia

descrita por Necchi (2004) e Necchi & Alves (2005). A fluorescência da clorofila foi medida

usando um fluorômetro subaquático com pulso de amplitude modulada (PAM) (Diving-PAM ,

Walz, Effeltrich, Germany).

A energia luminosa que é absorvida pela clorofila a pode seguir por três caminhos

diferentes: i. ser utilizada para o a processo fotossintetizante através da transferência de elétrons

entre o fotossistema II e fotossistema I (dissipação fotoquímica); ii. ser dissipada na forma de

calor (dissipação não-fotoquímica); iii. ser re-emitida como luz, processo chamado de

fluorescência. Esses três processos ocorrem em competição de modo que o aumento na eficiência

de um deles causará um decréscimo no rendimento dos outros dois (Maxwell & Johnson, 2000).

O rendimento da fluorescência pode ser quantificado expondo a alga a uma luz de

comprimento de onda conhecido e definido (luz de excitação) e medindo a quantidade de luz re-

emitida em comprimentos de ondas maiores. Com os sistemas que usam pulsos de amplitudes

moduladas (PAM), a fonte de luz usada para excitar e medir a fluorescência é modulada (ligada e

desligada em alta frequência) e o detector detecta apenas a fluorescência que foi excitada por esta

luz de medição (com a mesma frequência da luz de excitação) (Maxwell & Johnson, 2000; Heinz

Walz GmbH, 1998).

A aplicação de um pulso de luz saturante (PS) de alta intensidade e curta duração ocasiona

o fechamento de todos os centros de reação do fotossistema II e suprime a zero a dissipação da

energia luminosa pela via fotoquímica. Assim, durante o PS o rendimento da fluorescência atinge

56

o valor que seria alcançado na ausência de dissipação fotoquímica, a fluorescência máxima

(Fm’). Diferente da fotoquímica, não é possível inibir totalmente a dissipação não-fotoquímica

por calor. Entretanto, quando se faz a aclimatação da planta ao escuro, não há perda por calor e

pode-se obter a fluorescência máxima (Fm) de uma planta aclimatada ao escuro. Assim, em uma

planta sob iluminação, a Fm’ é menor, devido a dissipação não-fotoquímica por calor. Além

disso, quando a planta está sob iluminação, há um aumento no valor da fluorescência basal (Ft),

pois no momento da medida parte dos centros de reação está aberta (oxidada) e parte está

fechada. Quando se faz aclimatação ao escuro, obtém-se o menor valor da fluorescência basal, o

F0, uma vez que todos os centros de reação estão abertos (figura 12) (Maxwell & Johnson, 2000;

Heinz Walz GmbH, 1998).

Assim, a medida é iniciada quando a luz de medição é ligada, dando o valor da

fluorescência mínima, F0 ou Ft, se a planta estiver aclimatada ao escuro ou claro,

respectivamente. Em seguida é aplicado o PS e obtém-se a fluorescência máxima, Fm ou Fm´, se

a planta estiver aclimatada ao escuro ou claro, respectivamente (figura 12).

Figura 12. Dinâmica da medição da fluorescência da clorofila a do fotossistema II, modificado

de Heinz Walz GmbH (1998).

F0

Fv

Fm

Luz de medição

PS

Alga aclimatada

no escuro Alga na luz

Dissipação não-

fotoquímica

Dissipação fotoquímica

PS

Luz de medição

Fm’

Ft

57

Com os resultados obtidos na análise da fluorescência da clorofila a, podem-se obter os

seguintes parâmetros fotoquímicos (a e b) e não-fotoquímicos (c):

a. Rendimento quântico efetivo (RQE):

O RQE é um dos parâmetros mais estudados e mede a proporção de luz absorvida pela

clorofila a associada ao PSII que é usada na fotoquímica. Uma vez que não há adaptação da

planta ao escuro, é possível obter a performance fotossintetizante real que a planta apresenta no

momento da medida. Este parâmetro é dado pela relação F/Fm’, onde ΔF = Fm′ − Ft. O RQE

pode ser utilizado para calcular a taxa de transporte de elétrons (ETR), através da equação

ΔF/Fm’ x PAR x coeficiente de absorção x 0,5, onde: PAR é a radiação fotossinteticamente ativa

(μmol fótons m-2

s-1

); Coeficiente de absorção é a % de quanta absorvida pela planta; 0,5 = fator

que explica a divisão de energia entre PSII e PSI (Maxwell & Johnson, 2000; Heinz Walz GmbH,

1998).

b. Rendimento quântico potencial (RQP):

A eficiência quântica máxima do PSII pode ser observada após a adaptação da planta ao

escuro, quando todos os centros de reação estão abertos (todos os aceptores primários estão

oxidados) e a dissipação por calor é mínima. Mudanças em seus valores (diminuição) são

resultados da dissipação da energia por calor e por efeitos da fotoinibição. Seus valores são

obtidos pela equação Fv/Fm (Maxwell & Johnson, 2000; Heinz Walz GmbH, 1998).

c. NPQ (dissipação não-fotoquímica)

O NPQ está linearmente relacionado à dissipação por calor e é calculado através da

equação ΔF (Fm – Fm’) / Fm’. Os valores de NPQ medem mudanças na eficiência da dissipação

do excesso de energia por calor, relativo ao estado de uma planta adaptada ao escuro. Esse

58

parâmetro pode ser associado aos processos de fotoproteção e fotoinibição (Maxwell & Johnson,

2000; Heinz Walz GmbH, 1998).

No equipamento Diving-PAM existe uma função que permite a realização de medidas de

curvas de luz (curvas de fotossíntese x irradiância ou curvas FI), em que as amostras são

submetidas a 8 irradiâncias crescentes, por períodos que variam de 15 s a 3 min, e o RQE e a

ETR são coletados em cada ponto de luz. Os dados obtidos dessa análise fornecem informações

de como a planta consegue aclimatar o aparato fotossintetizante às rápidas mudanças na

intensidade luminosa. (Heinz Walz GmbH, 1998).

Além disso, a análise da curva de luz fornece informações sobre os seguintes parâmetros:

eficiência fotossintetizante (alfa), irradiância de saturação (ik), fotossíntese máxima (ETRmax) e

fotoinibição (beta).

O desempenho fotossintetizante foi avaliado “in vivo” para alguns representantes de cada

filo, incluindo as ordens que foram mais representativas (A. spicifera, D. marginata, G.

skottsbergii, G. cervicornis, H. musciformis, P. decipiens, P. cartilagineum, C. racemosa, C.

membranacea, U. lactuca, A. mirabilis, D. anceps, D. menstrualis, H. grandifolius, P.

gymnospora, S. cymosum). Segmentos do talo de cada espécie estudada (n=3) foram colocados

diretamente sobre a extremidade da fibra óptica utilizando um adaptador (figura 13 A e B). As

análises foram realizadas em campo, no mesmo local da coleta.

59

Figura 13. Medição da fotossíntese de macroalgas marinhas com o equipamento Diving-PAM.

A. Visão geral. B. Detalhe do adaptador utilizado para colocar os talos das macroalgas sobre a

fibra óptica.

Para cada amostra, os dois parâmetros principais foram determinados: o RQE e a taxa de

transporte de elétrons relativa (rETR), onde rETR é ΔF/Fm’ x PAR x 0,5.

Foram realizadas curvas de fotossíntese versus irradiância (Curvas FI) com base nos

valores de rETR obtidos em 8 níveis crescentes de irradiância, pelo período de 15s . Os

parâmetros derivados da curva FI (alfa, ik e ETRmax) foram calculados pela equação de Platt et

al. (1980):

ETRmax = ETRs .{[ /( + )].[ /( + )]} /

Preparação das amostras para as análises bioquímicas

Para as análises bioquímicas, as amostras congeladas das macroalgas coletadas em campo

foram maceradas em nitrogênio líquido, liofilizadas e mantidas no escuro, a -80 ºC, até o

momento das análises. Todas as análises foram realizadas com três repetições.

A B

60

Pigmentos

- Clorofila a:

O macerado liofilizado (50 mg) foi suspendo em 1,6 mL de acetona 90% até a obtenção

de um homogeneizado. A solução foi centrifugada a 12000 g (4 °C, durante 15 min) e o

sobrenadante, contendo a clorofila, foi transferido para tubos de ensaio, vedados e mantidos no

escuro até a leitura em espectrofotômetro.

A determinação da concentração da clorofila a foi realizada utilizando-se as fórmulas

descritas por Jeffrey & Humphrey (1975).

- Ficobiliproteínas:

O macerado liofilizado (27 mg) foi suspenso em 1,5 mL de tampão de extração (0,1 M de

tampão fosfato, pH 6,5 e temperatura de 4 °C). A solução foi centrifugada a 12000 g (4 °C,

durante 20 min) e o sobrenadante, contendo as ficobiliproteínas, retirado e mantido no escuro em

tubos de ensaios vedados, até a leitura em espectrofotômetro.

A determinação da concentração de aloficocianina (AFC), ficocianina (FC) e ficoeritrina

(FE) foi realizada utilizando-se as fórmulas descritas por Kursar et al. (1983).

Proteínas solúveis totais

O macerado liofilizado (100 mg) foi suspenso em 1,5 mL de tampão de extração (0,2 M

de tampão fosfato, pH 8,0, 5 mM EDTA e 1 mM DTT) e o extrato bruto foi centrifugado a 12000

g (4 °C, durante 20 min). A concentração das proteínas solúveis totais foi determinada por

espectrofotometria a 595 nm, após a adição de solução para ensaio protéico da Bio-Rad, segundo

o método de Bradford (1976).

61

A quantificação das proteínas solúveis totais foi feita a partir da equação da reta gerada a

partir da curva de calibração realizada com albumina sérica bovina (BSA).

Carboidratos solúveis totais

O macerado liofilizado (15 mg) foi suspenso em 1 mL de etanol 70%, até a obtenção de

um homogeneizado. A solução foi incubada em banho-maria por 3h a 70 ºC e, em seguida,

centrifugada a 5000 g durante 5 minutos (Karsten et al. 1999). A concentração de carboidratos

solúveis totais foi determinada por espectrofotometria a 490 nm, após a adição de ácido sulfúrico

e fenol (5%), segundo o método colorimétrico do ácido fenol sulfúrico (Dubois et al. 1956).

A quantificação dos carboidratos solúveis totais foi feita a partir da equação da reta gerada

a partir da curva de calibração realizada com glicose.

Lipídeos totais

Foram testados três métodos para a extração dos lipídeos totais em três espécies de

macroalgas marinhas (anexo I). Com base nos resultados obtidos, o método descrito abaixo foi o

escolhido para ser utilizado no presente trabalho.

Os lipídeos foram extraídos usando o método descrito por Bligh & Dyer (1959). O

macerado liofilizado (330 mg) foi suspenso em tampão PBS e, em seguida, adicionou-se 125 L

da solução contendo o padrão interno, composto por 5 mg/mL de tritridecanoína em hexano

(C13:0, T3882 Sigma), e 12,5 mL de clorofórmio, metanol e água, na proporção de 2:2:1. A

mistura foi centrifugada e a fase clorofórmica foi transferida para outro frasco e seca sob

atmosfera de N2 (g). O conteúdo total de lipídeos foi determinado gravimetricamente e o resíduo

de gordura foi transmetilado para a avaliação do conteúdo de ácidos graxos.

62

Ácidos graxos

- Metilação:

Foram testados dois métodos para a transesterificação dos ácidos graxos em três espécies

de macroalgas marinhas (anexo I). Com base nos resultados obtidos, o método descrito abaixo foi

o escolhido para ser utilizado no presente trabalho.

A reação de metilação dos ácidos graxos a ésteres metílicos de ácidos graxos (FAME;

fatty acid methyl ester) foi feita dissolvendo-se o extrato seco de lipídeos em 500 L de 5% de

HCl em metanol e a mistura foi incubada por 2h a 100 ºC. Após o término da reação, deixou-se

esfriar a temperatura ambiente, adicionou-se 1,25 mL de água e extraiu-se os FAME com 1,25

mL de hexano.

- Análise cromatográfica:

Os FAME foram analisados por cromatografia gasosa acoplada a espectrômetro de

massas (CG-EM), em coluna capilar de sílica fundida (VF-Wax, com dimensões de 30 m, 0,25

mm, 0,25 m de espessura do filme, Agilent). A temperatura de injeção foi de 220 ºC, volume de

1 L, no modo Split. Utilizou-se hélio como gás de arraste, com um fluxo de 1 mL.min-1

, e a

seguinte rampa de temperatura: temperatura inicial de 60 ºC, com aumento de 5 ºC por min, até

260 ºC, mantidos por 10 min.

- Identificação de picos e cálculos:

O padrão utilizado para a identificação dos picos foi o Supelco 37 (47885-U, figura 50 do

apêndice I). Os ácidos graxos foram identificados por comparação com os tempos de retenção

dos padrões e/ou por comparação de seus espectros de massa com espectros da biblioteca (NIST).

FAME que não constavam no padrão e que apresentaram índice de similaridade abaixo de 90%

não foram considerados.

63

A quantificação da maioria dos FAME foi feita com a equação da reta da curva padrão do

respectivo FAME do padrão Supelco 37. Para os FAME que não constavam no padrão supelco, a

quantificação foi feita considerando a concentração do padrão interno (C13:0), uma vez que área

do pico é proporcional a concentração de FAME.

3.2. Taxa de crescimento e desempenho fotossintetizante de Dictyota menstrualis (Hoyt)

Schnetter, Hörning & Weber-Peukert (Phaeophyceae) cultivada em laboratório

Espécie selecionada e utilizada no estudo

A continuação do estudo foi realizada com D. menstrualis. Esta espécie geralmente

habita a região do mesolitoral e tem ampla distribuição ao longo do litoral brasileiro, sendo

encontrada desde o litoral do RS até o MA (Nunes, 2001). D. menstrualis tem sua importância

atribuída à produção de diterpenóides, moléculas com potencial bioativo, com atividade anti-HIV

(Pereira et al., 2004) e contra o vírus da Herpes Simplex tipo-1 (Abrantes et al., 2010).

A espécie foi coletada em Rio do Fogo, RN, e transportada ao Laboratório de Bioquímica

e Biologia Molecular de Algas, IQ/USP, onde foi isolada e propagada em laboratório. O cultivo

dessa espécie está sendo mantido no Laboratório de Culturas de Algas e Cianobactérias “Marilza

Cordeiro Marino” do Núcleo de Pesquisa em Ficologia do Instituto de Botânica, São Paulo, SP

(figura 14).

64

Figura 14. Aspecto geral de um tetrasporófito de Dictyota menstrualis (Phaeophyceae,

Heterokontophyta) cultivada em laboratório.

Isolamento e manutenção das culturas unialgáceas em laboratório

Logo que chegaram do campo, as plantas foram lavadas com água do mar esterilizada

para retirada das impurezas e epibiontes. Com o auxílio do microscópio estereoscópico, foram

selecionados os ápices mais saudáveis e menos epifitados. Esses ápices foram mantidos em meio

de cultura composto por água do mar esterilizada enriquecida com a solução de von Stosch

(tabela 3), com a concentração reduzida a 25%. Foi também adicionado GeO2 (1 mg.L-1

) para

evitar a contaminação por diatomáceas. A troca de meio foi feita semanalmente e, a cada troca de

meio, os ápices foram lavados por 30 s com água do mar acrescida de detergente (4 mL.L-1

de

água do mar) e apenas os ápices mais saudáveis e menos epifitados continuaram a ser cultivados.

A água do mar utilizada no cultivo das algas foi coletada no CEBIMAR, em São

Sebastião, SP. Essa água foi esterilizada por filtragem em membrana Millipore AP 20 e

autoclavada a 121 ºC, por 30 min.

Após o isolamento, as culturas unialgáceas foram mantidas em meio de cultura composto

por água do mar esterilizada enriquecida com a solução de von Stosch (Tabela 1), na

1cm

65

concentração de 50% (referido com a abreviatura VSES/2). A troca do meio de cultura foi feita

semanalmente e foram utilizados Erlenmeyers (500 mL), contendo 350 mL de meio.

As culturas unialgáceas foram mantidas em sala de cultivo, nas seguintes condições:

temperatura média de 24 ± 2 ºC, fotoperíodo de 14 h, salinidade 30-32 ups, pH 8, densidade de

fluxo fotônico de 60 a 90 µmol de fótons.m-2

.s-1

, fornecidas por duas lâmpadas fluorescentes de

40 W, do tipo “luz do dia”, dispostas horizontalmente acima dos frascos de cultura.

Foram avaliadas a taxa de crescimento e a taxa de fotossíntese de D. menstrualis cultivada

por 30 dias em água do mar com e sem a adição de VSES/2. Para cada tratamento, foram

utilizados 6 segmentos apicais de 2 cm de comprimento. Cada tratamento foi testado com 3

repetições simultâneas e a troca do meio foi realizada semanalmente.

A taxa de crescimento (TC) foi avaliada semanalmente por meio de medidas da massa

fresca e calculada utilizando-se a fórmula: TC = (ln Massa final – ln Massa inicial)/(Tempo final

– Tempo inicial).

Os parâmetros fotossintetizantes foram determinados como descrito no item 3.1.

66

Tabela 3. Composição química da solução de von Stosch preparada segundo Edwards (1970),

com modificações segundo Yokoya (1996).

Componentes Concentração para 1 L de meio

NaNO3 0,50 mM

Na2HPO4.12H2O 30 M

FeSO4.7H2O 1 M

MnCl2.4H2O 0,1 M

Tiamina.HCl 0,59 M*

Biotina 4,10 nM*

Cianocobalamina 1 nM*

* Concentração equivalente a 50% em relação à composição original proposta por Edwards

(1970).

3.3. Efeitos do aumento do CO2, em condições de saturação e limitação de nitrogênio, sobre

o metabolismo e a composição bioquímica de D. menstrualis cultivada em biorreatores

Esta etapa do presente trabalho foi realizada no Laboratório de Culturas de Algas e

Cianobactérias “Marilza Cordeiro Marino” do Núcleo de Pesquisa em Ficologia do Instituto de

Botânica, São Paulo, SP.

Os experimentos foram realizados em um sistema de biorreatores (modelo TE-BIT-E3,

Tecnal, Brasil) composto por seis vasos de reação (volume de 2,5 L) com tampa de inox com

entradas para sensores de temperatura (Tecnal), pH (Metter Toledo), oxigênio (Metter Toledo),

CO2 (Metter Toledo) e com borbulhador de ar em aço inox sintetizado. Os vasos de reação

estavam conectados a um sistema de controle e de aquisição de dados (Tecbio-soft, Tecnal) de

67

temperatura, pH, oxigênio e CO2 dissolvidos do meio de cultura. Os biorreatores e os sensores

foram esterilizados por autoclavagem a 121 oC por 60 min antes do início dos experimentos.

O experimento foi realizado utilizando água do mar esterilizada enriquecida com a

solução de VSES/2, com e sem adição de nitrato (NO3-), na proporção de 400 mg de biomassa

para 1,6 L de meio. Os dois tratamentos (com e sem NO3-) foram aerados com e sem adição de

CO2. Também foram realizados dois tratamentos (com e sem NO3-) sem aeração e adição de CO2.

Cada tratamento foi testado com 3 repetições simultâneas. O meio foi trocado semanalmente e o

experimento teve duração de 2 semanas.

A aeração e a injeção de CO2 foram constantes durante todo o período experimental,

sendo que o ar e o CO2 foram injetados por entradas diferentes. Tanto o ar, proveniente do

sistema de aeração módulo Tec-Bio-A (Tecnal), como o CO2, proveniente de um cilindro, foram

filtrados e depois umedecidos. A saída do ar e de CO2 para os vasos dos biorreatores foi feita por

um manifold com 6 saídas e a regulagem do fluxo de ar de cada saída foi feita com um rotâmetro.

Um sensor de pH, temperatura, O2 e CO2 dissolvido foi acoplado a um dos vasos e esses

parâmetros foram acompanhados durante todo o período experimental (figuras 15 e 16). A

medida desses parâmetros foi realizada em todas as amostras (tabela 4).

A concentração das formas do carbono inorgânico dissolvido (DIC) (tabela 4) foi

estimada a partir do pH e da alcalinidade total (At) do meio utilizando a equação descrita por

Dickson et al. (2007). Os cálculos para foram feitos com auxílio do pacote seacarb (Lavigne et

al. 2008), com a

colaboração do MSc. Carlos Eduardo Amâncio

68

Figura 15. Aspecto geral do experimento com Dictyota menstrualis cultivada em biorreatores.

Bomba

de ar

Manifold

para injeção

de CO2

Tratamentos

sem aeração

e sem

injeção de

CO2

Controlador

de CO2

Controlador

de O2, pH e

temperatura

Monitoramento

dos fatores

abióticos

Umidificador e Manifold

para injeção de ar

69

Figura 16. Aspecto geral do experimento com Dictyota menstrualis cultivada em biorreatores.

Manifold

para injeção

de CO2

Umidificador do

CO2 proveniente

do cilindro

Válvula para

controle da

pressão de

CO2

Injeção de ar

Injeção de

CO2

70

Tabela 4. Concentração de nutrientes e parâmetros abióticos acompanhados durante o

experimento realizado com Dictyota menstrualis cultivada em biorreatores, com e sem adição de

nitrato e com e sem adição de CO2. Os valores correspondem a média ± o desvio padrão (n=3).

Tratamentos testados

Sem Aeração

+ N

(+N)

Sem Aeração

– N

(-N)

Aeração

+ N

(Ar+N)

Aeração

– N

(Ar-N)

Aeração+CO2

+ N

(CO2+N)

Aeração +CO2

– N

(CO2-N)

[NO3-];

M 250 --- 250 --- 250 ---

[CO2];

mM 0,008±0,0 0,005±0,0 0,007±0,0 0,005±0,0 0,44±0,0 0,44±0,0

HCO3;

mM 1,7±0,07 1,5±0,01 1,5±0,03 1,6±0,02 2,2±0,00 2,3±0,01

[O2];

mg/L 9,4±0,4 10,8±0,6 7,7±0,2 7,7±0,1 7,5±0,2 7,6±0,1

pH 8,2±0,1 8,3±0,0 8,3±0,1 8,2±0,1 6,6±0,1 6,5±0,2

Temperatura;

ºC 25,8±0,7 25,8±0,7 25,8±0,7 25,8±0,7 25,8±0,7 25,8±0,7

Ao final do período de cultivo, as macroalgas foram congeladas em nitrogênio líquido e

armazenadas a -80°C até o momento das análises.

Variáveis analisadas

Crescimento

A TC foi avaliada como descrito no item 3.2.

71

Fotossíntese

A fotossíntese foi analisada como descrito no item 3.1. Entretanto, além das curvas FI,

foram analisadas curvas de indução escuro/luz (Curva de Kautsky), seguida de uma curva de

recuperação. Nessa análise, as amostras aclimatadas ao escuro por 30 min são submetidas a um

pulso de saturação, para obter o valor de RQP e, em seguida, a luz actínica é ligada e são

aplicados 13 pulsos adicionais, a intervalos de 15 s, para determinar o RQE (Curva de Kautsky).

Após o desligamento da luz actínica, são dados 6 pulsos saturantes adicionais, em intervalos de

10 s, 30 s, 1 min, 2 min, 5 min e 10 min (Curva de Recuperação). A curva de Kautsky fornece

informações sobre as enzimas do ciclo de Calvin, que são ativadas durante os primeiros minutos

de iluminação, enquanto durante a curva de recuperação são obtidas informações de reações de

pós-iluminação, como a extinção da fotoinibição.

Nitrato redutase (NR)

A biomassa fresca (200 mg) foi macerada em nitrogênio líquido e suspensa em 1,15 mL

de tampão de extração (0,2 M tampão fosfato, pH 8,0, 5 mM EDTA; 1mM DTT e BSA 0,3%

w/v). A solução foi centrifugada a 12000 g (4 ºC, durante 15 min). O sobrenadante foi

dessalinizado por colunas comerciais de 5 mL com matriz de sephadex G-25 superfina que

fornece uma massa de corte de 5000 Da, garantindo a separação da proteína do nitrato.

Para a determinação da atividade da NR, o extrato bruto (150 l) foi pré-incubado em

uma mistura de reação (0,2 M de tampão fosfato, pH 8,0, 6 mM KNO3 e 0,5 mM MgSO4), por 10

min. A mistura foi incubada por um tempo adicional de 30 min após a adição de 40 M NADH

para iniciar a reação. Os controles foram feitos sem a adição de NADH ou sem a adição de NO3.

A reação foi interrompida adicionando 1,4 mM de ZnSO4 e etanol 43% v/v. A solução foi

72

centrifugada a 12000 g (20 ºC, durante 10 min). A concentração de NO2 foi determinada por

espectrofotometria a 543 nm após a adição de 9,6 mM sulfanilamida e 0,7 mM n-(1-naftil)

etilendiamina diidrocloreto (NED).

O conteúdo de NO2 produzido foi transformado em atividade da NR por massa fresca

considerando que 1 unidade da NR (U) corresponde a 1 mol de NO2 produzido por minuto

(Chapman & Harrison, 1988).

A quantificação do NO2 foi feita utilizando a equação da reta gerada a partir da curva de

calibração realizada com NO2. Para obtenção da atividade especifica da NR, fez-se a razão da

concentração de NO2 pelo tempo e pela concentração de proteínas totais obtida por uma curva

padrão de proteínas totais feita pela detecção de BSA através do método de coomasie blue

(Bradford, 1976).

Anidrase Carbônica (AC)

A atividade da AC foi analisada utilizando o método de Haglund et al. (1992). A extração

foi realizada através da maceração das amostras em nitrogênio líquido. O macerado foi suspenso

em um tampão de extração (50 mM Tris(hidroximetil)aminometano, 5 mM EDTA, 25 mM ácido

ascórbico e pH 8,5) na proporção de 100 mg de biomassa fresca por 2 mL de tampão e as

amostras foram mantidas no gelo até o momento das análises.

O ensaio da atividade enzimática foi realizado adicionando-se 1 mL de água Milli-Q

saturada em CO2 e mediu-se o tempo de caída do pH de 7,9 a 7,3. As amostras, mesmo durante o

ensaio, sempre foram mantidas no gelo. O tempo de decaimento do pH, após a adição de 1 mL de

água Milli-Q saturada em CO2, foi também avaliado no controle, composto por 2 mL de tampão,

sem extrato de alga.

73

A atividade relativa da AC, denominada como REA (relative enzymatic activity), foi

calculada através da fórmula:

[(t0/tc) -1]/PF, onde t0 é o tempo de redução do pH dentro do limite estabelecido no

controle; tc é o tempo de redução do pH na amostra com a alga; PF é o peso fresco (g).

Rubisco

A determinação da atividade inicial da Rubisco foi feita utilizando o método de Gerard &

Driscoll (1996) modificado por Wang et al. (2011). A extração foi realizada através da

maceração das amostras em nitrogênio líquido. O macerado foi suspenso em um tampão de

extração (40 mM Tris-HCl, 10 mM MgCl2, 0,25 mM EDTA, 5mM de glutationa reduzida e pH

7,6) na proporção de 0,2 g de biomassa fresca por 500 L de tampão. A solução foi centrifugada

a 2000 g (4 ºC, durante 2 min) e o sobrenadante retirado e mantido no gelo por 30 min, para a

ativação da enzima.

A mistura de reação foi composta por tampão de reação (0,1 M Tris-HCl, 12 mM MgCl2,

0,4 mM EDTA e pH 7,8) e 0,01 mM NaHCO3, 0,34 mM NADH, 3,44 mM ATP, 3,44 mM de

creatina fosfato, 5 unidades de creatina fosfoquinase, 5 unidades de gliceraldeído-3-fosfato-

desidrogenase / fosfoglicerato quinase e 100 L de extrato bruto. A reação foi iniciada pela

adição de 2 mM de ribulose-1,5-bisfosfato. A oxidação do NADH foi acompanhada pela

diminuição da absorbância a 340 nm. A oxidação espontânea do NADH foi estimada por alguns

minutos antes do início da reação e subtraída da atividade da Rubisco medida. A atividade da

Rubisco foi relacionada à concentração de proteínas e calculada como descrito por Wang et al.

(2011).

74

Pigmentos, proteínas solúveis totais, carboidratos solúveis totais, lipídeos totais e ácidos graxos

Para a medida desses compostos, seguiu-se a metodologia descrita no item 3.1, com

exceção da reação de metilação dos ácidos graxos, que foi realizada como descrito abaixo.

A reação de metilação dos ácidos graxos a FAME foi feita dissolvendo-se o extrato seco

de lipídeos em 1 mL de BF3 (7% em metanol) e 0,5 mL de tolueno e aquecendo-se a 100 °C por

45 min. Após o término da reação, deixou-se esfriar a temperatura ambiente, adicionou-se 2,5 mL

de água e extraiu-se os FAME com 1 mL de hexano.

Conteúdo de C e N

A análise elementar para quantificar o teor de C e N no tecido algáceo foi realizada

utilizando o equipamento CHN 2400 Perkin-Elmer, pela Central Analítica do Instituto de

Química da USP.

Conteúdo de manitol

- Extração e hidrólise:

Os polissacarídeos foram extraídos e hidrolisados usando o método descrito por Kim et al.

(2011). O macerado liofilizado (250 mg) foi suspenso em 2,5 mL de 0,1N HCl e mantido a 121

ºC por 15 min. Para a hidrólise enzimática, o pH do hidrolisado filtrado foi ajustado para 5,5 e,

em seguida, adicionou-se a enzima Celluclast® 1.5 (C2730 Sigma), na proporção de 0,01 g por g

de massa seca. Para a reação de sacarificação, o hidrolisado foi mantido a 50 ºC, em um shaker

rotatório, a 150 rpm, por 24 h.

As amostras foram secas sob atmosfera de N2 (g) para a derivatização dos açúcares a

acetatos de alditóis, após a adição do padrão interno (20 g mio-inositol).

75

- Redução dos monossacarídeos a alditóis:

Para a redução dos monossacarídeos a alditóis, o resíduo seco contendo os

monossacarídeos foi dissolvido em 100 μl de água Milli-Q e, em seguida, adicionou-se 20 μl de

15 M amônia e 1 mL de 0,5 M boroidreto de sódio dissolvido em DMSO. As amostras foram

vortexadas e incubadas por 90 min a 40 ºC. O excesso de boroidreto de sódio foi destruído

adicionando-se 100 μl de ácido acético glacial. Antes da reação de acetilação, as amostras foram

secas sob atmosfera de N2 (g) e lavadas, por três vezes, com 250 μl de 5% de ácido acético em

metanol (Melton & Smith, 2001; Oxley et al., 2004).

- Acetilação dos alditóis:

Para a acetilação dos alditóis, foi adicionado 250 μl de anidrido acético às amostras secas.

Em seguida, as amostras foram sonicadas por 5 min e incubadas por 2,5 h a 100 ºC. O excesso de

anidrido acético foi destruído adicionando 2 mL de água à amostra. Os acetatos de alditóis foram

extraídos com 500 μl de diclorometano (Oxley et al., 2004).

- Análise cromatográfica:

Os acetatos de alditóis foram analisados por cromatografia gasosa acoplada a

espectrômetro de massas (CG-EM), em coluna capilar DB-23 (com dimensões de 30 m, 0,25

mm, 0,25 m de espessura do filme, Agilent). A temperatura de injeção foi de 240 ºC, volume de

1 L, no modo Split. Utilizou-se hélio como gás de arraste, com um fluxo de 1 mL.min-1

, e a

seguinte rampa de temperatura: temperatura inicial de 170 ºC mantida por 2 min, com aumento

de 3 ºC por min, até 240 ºC, mantidos por 10 min.

- Identificação de picos e cálculos:

Os acetatos de alditóis foram identificados por comparação de seus espectros de massa

com espectros da biblioteca (NIST). A quantificação foi feita considerando a concentração do

76

padrão interno (mio-inositol), uma vez que área do pico é proporcional a concentração do acetato

de alditol.


a captação de CO2 por D. menstrualis cultivada em laboratório

O experimento foi realizado utilizando água do mar esterilizada enriquecida com VSES/2,

com e sem adição de NO3-. Os dois tratamentos foram aerados com e sem CO2 (tabela 5). Foram

utilizados Erlenmeyes de 250 mL, mantendo-se a proporção de 150 mg de biomassa por 150 mL

de meio de cultura. O experimento teve a duração de uma semana e os dados de pH, alcalinidade,

concentração de O2 e temperatura, necessários para o cálculo das formas de DIC foram coletados

nos tempo inicial (logo após a injeção de ar e/ou CO2), 1 h, 24 h e após uma semana do início.

Para cada tratamento, testado com 3 repetições simultâneas, foram feitos controles sem

alga, onde a medição dos dados necessários para o cálculo das formas de DIC foi realizada no

mesmo momento das amostras contendo a alga, para acompanhar se haveria variação na

concentração de CO2, ao longo do tempo.

A aeração e injeção de CO2 de cada frasco foram realizadas com a bomba de ar e o cilindro

de CO2 utilizados nos experimentos com os biorreatores. O fluxo de ar e de CO2 foi regulado pelo

manifold e a injeção no meio foi feita com uma pipeta pasteur, adicionada a outra extremidade da

mangueira acoplada a saída do manifold. Todos os frascos foram aerados com o mesmo fluxo de

ar e pelo mesmo tempo. O fluxo de entrada de CO2 foi ajustado para 20 mL/ min e todos os

frascos foram aerados por 1 min. Após a aeração os frascos foram completamente vedados até o

momento das análises.

77

Tabela 5. Concentração inicial de CO2, após aeração com ou sem CO2, na água do mar com e

sem adição de nitrato. Os valores correspondem a média ± desvio padrão (n=6).

Tratamentos

Ar+N Ar-N CO2+N CO2-N

[CO2]

(mM) 0,01±0,00 0,01±0,00 0,48±0,01 0,48±0,01

A porcentagem de remoção de CO2 (%) foi calculada baseando-se na seguinte fórmula:

100 x {([inicial]-[final])[inicial]-1

}, onde [inicial] = [CO2] no tempo zero e [final] = [CO2] após X

dias de incubação.

3.5. Análises estatísticas

Todas as análises foram realizadas com três repetições. Os dados foram submetidos a

análise de variância (ANOVA) de um fator, seguido do teste de comparação múltipla de Student-

Newman-Keuls, considerando-se um limite de confiança de 95%, utilizando o programa

SigmaStat (versão 1.0).

Um dos objetivos do presente trabalho foi avaliar as diferenças entre as espécies que

ocorrem no litoral do Brasil para escolher uma espécie com potencial para a produção de

biodiesel, além de fazer a comparação dessas espécies com as procedentes da Antártica.

Entretanto, como foram realizadas coletas em duas localidades diferentes no Brasil, Ubatuba – SP

e Rio do Fogo – RN, realizamos, para cada variável analisada, a média dos resultados das

rodófitas, clorófitas e heterocontófitas provenientes de cada localidade, para avaliar as diferenças

entre cada grupo de macroalga e entre as diferentes localidades.

78

4. RESULTADOS


procedentes do Brasil e Antártica

Foram determinados o conteúdo de pigmentos, proteínas solúveis totais, carboidratos

solúveis totais, lipídeos totais e a composição de ácidos graxos de 25 espécies de macroalgas

coletadas no litoral brasileiro (Ubatuba, SP e Rio do Fogo, RN) e de 6 espécies coletadas na Baía

do Almirantado, localizada na Ilha Rei George, Península Antártica. Dentre as espécies coletadas

na Antártica, não constam representantes de clorófitas, uma vez que a biomassa coletada de

Monostroma hariotii Gain, macroalga verde encontrada em maior quantidade, não foi suficiente

para a realização das extrações dos compostos citados acima. O desempenho fotossintetizante foi

avaliado para alguns representantes de cada filo, incluindo as ordens mais representativas.

A taxa fotossintetizante dos espécimes coletados na costa brasileira foi avaliada, uma vez

que é um importante parâmetro a ser analisado durante a seleção da espécie que foi objeto do

presente estudo, pois ela deve conter, além de um alto teor de ácidos graxos, uma alta taxa de

crescimento e de produtividade primária, características importantes para a produção do

metabólito de interesse. Esse parâmetro foi também estudado para as macroalgas marinhas

provenientes da Antártica, tanto para comparar com os resultados apresentados pelos espécimes

da costa brasileira, como para avaliar as condições fisiológicas desses organismos que habitam

esse ambiente de condições tão extremas e adversas.

As curvas FI das macroalgas estudadas mostram que as espécies procedentes do Brasil

que apresentaram maior desempenho fotossintetizante, dentro de cada grupo, foram Acantophora

spicifera, Ulva lactuca e Dictyota menstrualis. Para as algas provenientes da Antártica, foram

Gigartina skottsbergii, Plocamium cartilagineum e Ascoseira mirabilis (figuras 17 e 18).

79


representantes de rodófitas (A), clorófitas (B) e heterocontófitas (C) coletados no litoral

brasileiro. Os valores correspondem a média ± o desvio padrão (n=3).

A

B

C

80


representantes de rodófitas (A) e heterocontófitas (B) coletados na Antártica. Os valores

correspondem a média ± o desvio padrão (n=3).

A

B

81

Houve diferença significativa nos resultados apresentados pelas diferentes espécies, sendo

que Ulva lactuca e Dictyota menstrualis apresentaram os maiores valores de ETRmax

(303,6±39,1 e 269,5±318, respectivamente) e Ik (930,5±48,7 e 685,1±117,1, respectivamente).

Os menores valores desses dois parâmetros ocorreram em Palmaria decipiens (3,0 ± 0,5 para

ETRmax e 18,6 ± 2,9 para Ik) (tabela 6). Os maiores valores de RQE e alfa ocorreram nas

heterocontófitas Padina gymnospora e Ascoseira mirabilis, respectivamente (tabela 6).



representantes de rodófitas, clorófitas e heterocontófitas coletados no litoral brasileiro e antártico.

Os valores correspondem a média ± o desvio padrão (n=3).

Espécie RQE ETRmax Alfa Ik

A. spicifera 0,688 ± 0,0 ab

32,2 ± 6,9bc

0,3 ± 0,0 b 114,7 ± 29,0

de

D. marginata 0,606 ± 0,0 bc

21,5 ± 1,8c 0,2 ± 0,0

bc 116,6 ± 23,9

de

Rodófitas G. skottsbergii 0,615 ± 0,0 bc

6,5 ± 1,0e 0,3 ± 0,0

bc 25,1 ± 1,4

g

G. cervicornis 0,533 ± 0,0 c 8,4 ± 1,6

de 0,2 ± 0,0

bcd 47,1 ± 2,4

ef

H. musciformis

P. decipiens

P. cartilagineum

0,566 ± 0,0 c

0,505 ± 0,0 c

0,607 ± 0,0 bc

21,2 ± 4,9c

3,0 ± 0,5f

7,8 ± 0,3de

0,2 ± 0,0 bc

0,2 ± 0,0 cd

0,2 ± 0,0 d

102,9 ± 2,9de

18,6 ± 2,9 g

52,0 ± 2,2e

C. racemosa 0,626 ± 0,1 bc

40,0 ± 5,1 bc

0,4 ± 0,0 a 112,5 ± 16,9

de

Clorófitas C. membranacea 0,705 ± 0,0 ab

73,7 ± 3,7ab

0,2 ± 0,0 bcd

349,5 ± 80,3 c

U. lactuca 0,718 ± 0,1 ab

303,6 ± 39,1a 0,25 ± 0,1

b 930,5 ± 48,7

a

Heterocontófitas

A. mirabilis

D. anceps

D. menstrualis

H. grandifolius

0,695 ± 0,1 ab

0,726 ± 0,0 ab

0,761 ± 0,0 a

0,664 ± 0,0 bc

15,7 ± 1,1c

10,1 ± 1,1d

269,5 ± 31,8a

5,4 ± 1,0e

0,5 ± 0,1 a

0,3 ± 0,0 bc

0,4 ± 0,0 a

0,4 ± 0,0 a

34,0 ± 3,4 f

41,5 ± 8,3e

685,1 ± 117,1 b

14,7 ± 3,1 h

P. gymnospora 0,777 ± 0,0a 76,7 ± 10,3

ab 0,4 ± 0,0

a 183,9 ± 22,1

cd

S. cymosum 0,710 ± 0,1 ab

69,6 ± 5,0ab

0,4 ± 0,0 a 195,0 ± 24,9

cd

82

Ao comparar o rendimento quântico efetivo (RQE) e os parâmetros derivados das curvas

FI (fotossíntese máxima - ETRmax, eficiência fotossintetizante - alfa e irradiância de saturação -

Ik) entre os diferentes filos de macroalgas, observou-se que as heterocontófitas apresentaram

maior RQE e alfa do que as clorófitas e rodófitas, tanto para as algas coletadas no Brasil quanto

para as coletadas na Antártica (figura 19). As heterocontófitas e clorófitas procedentes do Brasil

também apresentaram maior ETRmax e Ik do que as rodófitas provenientes do mesmo local,

sendo que não houve diferença significativa desse último parâmetro entre os dois grupos de

macroalgas coletados na Antártica (figura 19).

Ao observar os resultados apresentados por cada filo de macroalga, comparando-se o local

de coleta, verificou-se que as rodófitas e heterocontófitas coletadas no Brasil exibiram maior

ETR max e Ik do que as algas do mesmo grupo provenientes da Antártica. O RQE das

heterocontófitas brasileiras também foi significativamente maior do que o das antárticas (figura

19).

83

Figura 19. Variação do rendimento quântico efetivo (RQE) e dos parâmetros derivados das

curvas FI (fotossíntese máxima - ETRmax, eficiência fotossintetizante - alfa e irradiância de

saturação - Ik) entre os três filos de macroalgas estudados (rodófitas, clorófitas e

heterocontófitas) e entre os locais de coleta (Brasil e Antártica). Os valores representam a média

± o desvio padrão incluindo todas as espécies de cada filo. Filos com letras distintas são

significativamente diferentes entre si, segundo o teste de comparação múltipla de Student-

Newman-Keuls. Letras minúsculas indicam diferenças significativas entre os filos coletados no

Brasil; letras maiúsculas indicam diferenças significativas entre os filos coletados na Antártica; *

indica diferenças significativas entre os locais de coleta, para as rodófitas; • indica diferenças

significativas entre os locais de coleta, para as heterocontófitas.

a

b

c

A

B

a •

b*

a

A• B*

a•

b*

a

* •

a •

b

c A •

B

84

Houve diferença significativa no conteúdo de clorofila a entre as espécies de macroalgas

estudadas, sendo que os valores variaram de 0,20 ± 0,01 mg/g massa seca (Gigartina

skottsbergii) a 6,82 ± 0,46 mg/g massa seca (Spatoglossum schroederi). O conteúdo de clorofila a

foi também maior nas espécies Dictyota mentrualis e Padina gymnospora, e menor nas espécies

Asparagopsis taxiformis e Cryptonemia crenulata (figura 20).

Figura 20. Conteúdo de clorofila a (Cla) de representantes de rodófitas, clorófitas e

heterocontófitas coletados em Ubatuba-SP, Rio do Fogo - RN e Antártica. Os valores

correspondem a média ± o desvio padrão (n=3). Espécies com letras distintas são


Newman-Keuls.

1. Acantophora spicifera; 2. Aglaothamnion uruguayense; 3. Asparagopsis taxiformis; 4. Bryocladia

thyrsigera; 5. Bryothamnion seaforthii; 6. Cryptonemia crenulata; 7. Dichotomaria marginata; 8.

Gigartina skottsbergii 9. Gracilaria birdiae; 10. Gracilaria cervicornis; 11. Gracilaria mammillaris; 12.

Hypnea musciformis; 13. Laurencia dendroidea; 14. Palisada flagellifera; 15. Palmaria decipiens; 16.

Plocamium cartilagineum; 17. Solieria filiformis; 18. Caulerpa racemosa; 19. Cladophoropsis

membranacea; 20. Rhizoclonium africanum; 21. Ulva lactuca; 22. Ascoseira mirabilis; 23. Desmarestia

anceps; 24. Dictyopteris deliculata; 25. Dictyota menstrualis; 26. Himantothallus grandifolius; 27.

Lobophora variegata; 28. Padina gymnospora; 29. Sargassum cymosum; 30. Sargassum stenophyllum;

31. Spatoglossum schroederi.

k k k j ij

h h h h h hij

h ij

hi h h

a

b

c

d e

e ef fg g

ij hi h h h h

8

6

4

2

0

Con

ce

ntr

açã

o d

e C

l a

(mg

/ g

massa

se

ca

)

1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12 13 14 15 16 17 18 19 20 21 22 23 24 25 26 27 28 29 30 31

Espécies

85

As heterocontófitas coletadas em Ubatuba-SP, Rio do Fogo-RN e na Antártica

apresentaram maior conteúdo de Cla do que as rodófitas provenientes do mesmo local (figura

21). O mesmo foi observado para as clorófitas, coletadas apenas em Ubatuba-SP. Em relação ao

local de coleta, houve diferença significativa no conteúdo de Cla das heterocontófitas, que foi

maior nos representantes desse grupo coletados em Rio do Fogo – RN, sendo que não houve

diferença nos resultados obtidos com as heterocontófitas coletadas em Ubatuba – SP e na

Antártica (figura 21).

Figura 21. Variação do conteúdo de clorofila a (Cla) entre os três filos de macroalgas estudados

(rodófitas, clorófitas e heterocontófitas) e entre os locais de coleta (Ubatuba-SP, Rio do Fogo -

RN e Antártica). Os valores representam a média ± o desvio padrão incluindo todas as espécies

de cada filo. Filos com letras distintas são significativamente diferentes entre si, segundo o teste

de comparação múltipla de Student-Newman-Keuls. Letras minúsculas indicam diferenças

significativas entre os filos coletados em Ubatuba – SP; letras maiúsculas indicam diferenças

significativas entre os filos coletados em Rio do Fogo – RN; letras minúsculas em itálico indicam

diferenças significativas entre os filos coletados na Antártica; * indica diferenças significativas

entre os locais de coleta, para as heterocontófitas.

a* a

b

A *

B a * b

86

O conteúdo de AFC foi maior nas espécies Acantophora spicifera, Aglaothamnion

uruguayense, Bryothamnion seaforthii, Gigartina skottsbergii, Laurencia dendroidea, Palmaria

decipiens e Plocamium cartilagineum. A concentração desse pigmento foi menor nas espécies

Asparagopsis taxiformis, Bryocladia thyrsigera, Dichotomaria marginata, Gracilaria birdiae e

Gracilaria cervicornis, não sendo detectado em Cryptonemia crenulata (figura 22). Aglaothamnion

uruguayense, Gigartina skottsbergii, Palmaria decipiens e Plocamium cartilagineum também

apresentaram maior concentração de FC e FE. Asparagopsis taxiformis foi a espécie que

apresentou menor conteúdo de FE (figura 22).

Figura 22. Conteúdo de aloficocianina (AFC), ficocianina (FC) e ficoeritrina (FE) de representantes de

rodófitas coletados em Ubatuba-SP, Rio do Fogo - RN e Antártica. Os valores correspondem a média ± o

desvio padrão (n=3). Espécies com letras distintas são significativamente diferentes entre si, segundo o

teste de comparação múltipla de Student-Newman-Keuls. 1. Acantophora spicifera; 2. Aglaothamnion uruguayense; 3. Asparagopsis taxiformis; 4. Bryocladia thyrsigera; 5.

Bryothamnion seaforthii; 6. Cryptonemia crenulata; 7. Dichotomaria marginata; 8. Gigartina skottsbergii 9.

Gracilaria birdiae; 10. Gracilaria cervicornis; 11. Gracilaria mammillaris; 12. Hypnea musciformis; 13. Laurencia

dendroidea; 14. Palisada flagellifera; 15. Palmaria decipiens; 16. Plocamium cartilagineum; 17. Solieria filiformis.

a

a

a

a

a a

a

AFC

b b b

c c c c c d

a

FC

a

ab

abc abc

bc b

c

e d d

c

d f

d

f

d f

d

b

d

a

b

bc b

d e

FE a

a a

bc bc b b

cd c cd cd

87

O conteúdo das ficobiliproteínas (AFC, FC e FE) foi maior nas rodófitas provenientes da

Antártica. Não houve diferença significativa na concentração desses pigmentos nas rodófitas

coletadas em Ubatuba – SP e Rio do Fogo – RN (figura 23).

Figura 23. Variação do conteúdo de ficobiliproteínas (aloficocianina – AFC, ficocianina – FC e

ficoeritrina – FE) nas rodófitas provenientes de diferentes locais (Ubatuba-SP, Rio do Fogo - RN

e Antártica). Os valores representam a média ± o desvio padrão incluindo todas as espécies de

rodófitas. Letras minúsculas indicam diferenças significativas no conteúdo de AFC entre as

rodófitas coletadas em diferentes locais; letras maiúsculas indicam diferenças significativas no

conteúdo de FC entre as rodófitas coletadas em diferentes locais; letras minúsculas em itálico

indicam diferenças significativas no conteúdo de FE entre as rodófitas coletadas em diferentes

locais.

a b b

A B B

a

b

b

88

As análises bioquímicas de 31 espécies de macroalgas revelaram uma distribuição distinta

na sua composição. Houve grande variação no conteúdo de lipídeos totais, carboidratos solúveis

totais e proteínas solúveis totais entre as diferentes espécies estudadas (figuras 24 e 25). Dictyota

menstrualis apresentou o maior conteúdo de lipídeos totais (98,8 ± 4,9 mg/ g massa seca),

enquanto Gracilaria cervicornis apresentou o menor valor (10,0 ± 1,0 mg/ g massa seca). Em

relação aos carboidratos solúveis totais, os maiores valores foram encontrados nas rodófitas

Gracilaria mammillaris, Laurencia dendroidea e Plocamium cartilagineum (742,0 ± 31,9, 675,3 ±

11,0 e 660,2 ± 27,2 mg/ g massa seca, respectivamente) e o menor valor na heterocontófita

Sargassum stenophyllum (129,3 ± 5,7 mg/ g massa seca). A maior concentração de proteínas

solúveis totais ocorreu em Palmaria decipiens e Aglaothamnion uruguayense (21,7 ± 1,7 e 18,0 ±

0,4 mg/ g massa seca, respectivamente) e a menor nas espécies Asparagopsis taxiformis,

Caulerpa racemosa, Ascoseira mirabilis, Dictyopteris delicatula, Dictyota menstrualis,

Lobophora variegata, Sargassum cymosum e Sargassum stenophyllum (figura 24 A, B e C).

De um modo geral, as espécies que apresentaram maior concentração de lipídeos, como

Dictyota menstrualis e Spatoglossum schroederi, exibiram menores valores de proteínas e

carboidratos. O mesmo foi observado para Palmaria decipiens, que possui alta concentração de

proteínas e baixa concentração de lipídeos e carboidratos. Entretanto, as espécies Aglaothamnion

uruguayense e Plocamium cartilagineum apresentaram altos valores de proteínas e carboidratos

e de lipídeos e carboidratos, respectivamente (figura 25 A, B e C).

89

Figura 24. Conteúdo de lipídeos totais (A), carboidratos solúveis totais (B) e proteínas solúveis totais (C)

de representantes de rodófitas, heterocontófitas e clorófitas coletados em Ubatuba-SP, Rio do Fogo - RN e

Antártica. Os valores correspondem a média ± o desvio padrão (n=3). Espécies com letras distintas são

significativamente diferentes entre si, segundo o teste de comparação múltipla de Student-Newman-Keuls. 1. Acantophora spicifera; 2. Aglaothamnion uruguayense; 3. Asparagopsis taxiformis; 4. Bryocladia thyrsigera; 5.



dendroidea; 14. Palisada flagellifera; 15. Palmaria decipiens; 16. Plocamium cartilagineum; 17. Solieria filiformis;

18. Caulerpa racemosa; 19. Cladophoropsis membranacea; 20. Rhizoclonium africanum; 21. Ulva lactuca; 22.

Ascoseira mirabilis; 23. Desmarestia anceps; 24. Dictyopteris deliculata; 25. Dictyota menstrualis; 26.

Himantothallus grandifolius; 27. Lobophora variegata; 28. Padina gymnospora; 29. Sargassum cymosum; 30.

Sargassum stenophyllum; 31. Spatoglossum schroederi.

120

100

80

60

40

20

0

Con

ce

ntr

açã

o

(mg

/ g

massa

se

ca

)

1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12 13 14 15 16 17 18 19 20 21 22 23 24 25 26 27 28 29 30 31

Espécies

800

700

600

500

400

300

200

100

0

Con

ce

ntr

açã

o

(mg

/ g

massa

se

ca

)

1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12 13 14 15 16 17 18 19 20 21 22 23 24 25 26 27 28 29 30 31

25

20

15

10

5

0

Con

ce

ntr

açã

o

(mg

/ g

massa

se

ca

)

1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12 13 14 15 16 17 18 19 20 21 22 23 24 25 26 27 28 29 30 31

a

ab ab

c

d d

ef ef ef

ef

fgh fgh fgh fgh fgh fgh fgh fg gh

j i h h gh

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a

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ef ef fgh

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ghi g

gh hi ij ij

jk k k k k k k k k

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B

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c

cd cd

cd cd cd

cd

e

d d

d d d

d d

d

d d

d d

d

d

d d

cd

d d

90


(A), lipídeos totais e proteínas solúveis totais (B) e proteínas solúveis totais e carboidratos

solúveis totais (C) de representantes de rodófitas, heterocontófitas e clorófitas coletados em

Ubatuba-SP, Rio do Fogo - RN e Antártica.










C

B A

91

Houve diferença significativa entre os filos estudados apenas para as macroalgas coletadas

em Rio do Fogo – RN, sendo que as heterocontófitas apresentaram valores mais elevados de

lipídeos do que as rodófitas (figura 26 A). Ao comparar o local de coleta, pode-se observar que as

rodófitas procedentes da Antártica possuem maior teor de lipídeos do que as rodófitas

encontradas em Rio do Fogo – RN, sendo que não houve diferença significativa entre as rodófitas

coletadas em Rio do Fogo – RN e Ubatuba – SP (figura 26 A).

As rodófitas provenientes de Ubatuba – SP e Rio do Fogo – RN apresentaram maior

conteúdo de carboidratos solúveis totais e proteínas solúveis totais do que as heterocontófitas

procedentes do mesmo local (figura 26 B e C), sendo que não houve diferença significativa entre

os filos coletados na Antártica. Em relação ao local de coleta, as heterocontófitas coletadas na

Antártica apresentaram maior concentração desses compostos do que as algas procedentes do

Brasil e não houve diferença significativa entre as algas de Ubatuba – SP e Rio do Fogo – RN

(figura 26 B e C).

92

Figura 26. Variação do conteúdo de lipídeos totais (A), carboidratos solúveis totais (B) e

proteínas solúveis totais (C) entre os três filos de macroalgas estudados (rodófitas, clorófitas e

heterocontófitas) e entre os locais de coleta (Ubatuba-SP, Rio do Fogo - RN e Antártica). Os

valores representam a média ± o desvio padrão incluindo todas as espécies de cada filo. Filos

com letras distintas são significativamente diferentes entre si, segundo o teste de comparação

múltipla de Student-Newman-Keuls. Letras minúsculas indicam diferenças significativas entre os

filos coletados em Ubatuba – SP; letras maiúsculas indicam diferenças significativas entre os

filos coletados em Rio do Fogo – RN; * indica diferenças significativas entre os locais de coleta,

para as rodófitas; • indica diferenças significativas entre os locais de coleta, para as

heterocontófitas.

A

B

*

*

a

b

c

A

B

•

*

a

a

b

A

B

A B

C

• •

•

•

•

93

Ao comparar o teor de carboidratos, lipídeos e proteínas de cada filo, observa-se que

todos os grupos de macroalgas estudados apresentam maior porcentagem de carboidratos (figura

27). Entretanto, as algas pardas destacam-se também pelo elevado teor de lipídeos, que pode

chegar a aproximadamente 20% do peso seco. Os níveis protéicos são baixos nas algas estudadas,

quando comparados aos teores de carboidratos e lipídeos. Entretanto, as rodófitas procedentes da

Antártica têm um teor de proteínas maior do que o dos os outros grupos.

Figura 27. Percentual de lipídeos, proteínas e carboidratos nas rodófitas (1), clorófitas (2) e

heterocontófitas (3) coletadas no litoral brasileiro e na Antártica.

1. Litoral

brasileiro

1. Antártica

2. Litoral

brasileiro

3. Litoral

brasileiro

3. Antártica

94

O conteúdo de ácidos graxos totais, saturados, monoinsaturados e poliinsaturados variou

entre as espécies estudadas, sendo maior em Spatoglossum schroederi e Dictyota menstrualis. As

espécies que apresentaram menor concentração desses compostos foram Gracilaria cervicornis e

Hypnea musciformis, entre outras (figura 28 e tabela 7). Spatoglossum schroederi se destaca das

demais espécies por apresentar altos valores de todos os tipos de ácidos graxos (figura 29 A, B e

C). Já Dictyota menstrualis destaca-se pelo seu alto conteúdo de ácidos graxos monoinsaturados,

mas apresenta uma concentração de ácidos graxos saturados e poliinsaturados semelhante à das

outras espécies, embora seja significativamente maior (figura 29 A, B e C).


representantes de rodófitas, heterocontófitas e clorófitas coletadas em Ubatuba-SP, Rio do Fogo - RN e

Antártica. Os valores correspondem a média ± o desvio padrão (n=3).

1. Acantophora spicifera; 2. Aglaothamnion uruguayense; 3. Asparagopsis taxiformis; 4. Bryocladia thyrsigera; 5.








a

25

20

15

10

5

0

Con

ce

ntr

açã

o

(mg

/ g

massa

se

ca

)

1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12 13 14 15 16 17 18 19 20 21 22 23 24 25 26 27 28 29 30 31

Espécies

Saturados

Monoinsaturados

Poliinsaturados

95


(A), poliinsaturados e saturados (B) e poliinsaturados e monoinsaturados (C) de representantes de

rodófitas, heterocontófitas e clorófitas coletados em Ubatuba-SP, Rio do Fogo - RN e Antártica.










31

25

20

24

18

3

28

22

10

12

8

5

4

96

11

14

13

71

27

21

26

16

1517

29

23

19

30

2

31

25

18

28

23

26

8

10

12

6

7

3

24

1

22

20

13

17

16

15

14

5 4

9

21

11

2

27

29 30

31

25

23

26 18

28

20 22

24

8 16 13 1 17

15 14

54

10 12

6 7

C

B A

96

Tabela 7. Conteúdo de ácidos graxos totais, saturados, monoinsaturados e poliinsaturados (mg /

g massa seca) de representantes de rodófitas, clorófitas e heterocontófitas coletados no litoral

brasileiro e antártico. Os valores correspondem a média ± o desvio padrão (n=3). Para cada ácido

graxo, espécies com letras distintas são significativamente diferentes entre si, segundo o teste de

comparação múltipla de Student-Newman-Keuls.

Espécies Ácidos

graxos totais

Ácidos graxos

saturados

Ácidos graxos

monoinsaturados

Ácidos graxos

poliinsaturados

Acantophora spicifera 6,60±0,74defgh

3,82±0,47de

1,03±0,09 fghijk

1,75±0,31def

Aglaothamnion uruguayense 5,24±0,74 ghi

3,11±0,26efghi

1,52±0,67cdefg

0,61±0,05hij

Asparagopsis taxiformis 7,01±0,62defg

4,97±0,34bc

1,26±0,13defghij

0,77±0,14ghij

Bryocladia thyrsigera 3,96±0,40 ijk

2,36±0,26ghijk

0,63±0,06hijk

0,98±0,09efghij

Bryothamnion seaforthii 3,55±0,20 ijk

2,05±0,22 hijk

0,49±0,10 jk

1,01±0,05efghij

Cryptonemia crenulata 3,54±0,12ijk

2,73±0,08efghijk

0,53±0,03ijk

0,28±0,02 j

Dichotomaria marginata 4,97±1,09ghij

3,70±0,56def

1,04±0,52fghijk

0,30±0,03 j

Gigartina skottsbergii 3,90±0,95 ijk

1,91±0,42 ijk

0,28±0,00 k 1,71±0,53

def

Gracilaria birdiae 3,73±0,30 ijk

2,57±0,21fghijk

0,46±0,04 jk

0,71±0,06 hij

Gracilaria cervicornis 2,07±0,26 k 1,61±0,19

k 0,27±0,02

k 0,19±0,05

j

Gracilaria mammillaris 4,25±0,50 hijk

3,05±0,35efghi

0,49±0,06 jk

0,71±0,08hij

Hypnea musciformis 2,64±0,10 jk

1,80±0,16 jk

0,43±0,10 jk

0,41±0,03ij

Laurencia dendroidea 6,09±1,00efghi

3,32±0,47defg

0,83±0,20ghijk

1,94±0,38 d

Palisada flagellifera 4,59±0,50ghij

2,53±0,18fghijk

0,72±0,25jk 1,53±0,14

defghi

Palmaria decipiens 5,54±0,08 fghi

2,78±0,38efghij

1,12±0,19efghijk

1,63±0,19defg

Plocamium cartilagineum 5,09±0,20ghi

2,95±0,07efghij

0,43±0,01 jk

1,71±0,15 def

Solieria filiformis 5,09±0,50 fghi

2,90±0,22efghij

1,10±0,09efghijk

1,81±0,25 de

Caulerpa racemosa 10,08±0,10c 5,38±0,53

b 1,87±0,27

cdef 2,84±0,41

c

Cladophoropsis membranacea 5,46±0,03 fghi

3,04±0,13efghi

1,44±0,07defgh

0,98±0,05efghij

Rhizoclonium africanum 8,18±0,50 de

4,19±0,27cd

2,25±0,15c 1,73±0,09

def

Ulva lactuca 5,07±0,30ghi

2,67±0,11efghijk

1,58±0,25cdefg

0,65±0,07 hij

Ascoseira mirabilis 7,12±1,20defg

3,90±0,29de

1,77±0,45cdef

1,46±0,42defgh

Desmarestia anceps 7,09±0,50defg

2,95±0,13efghij

1,17±0,04efghij

3,37±0,33c

Dictyopteris deliculata 7,79±0,40 def

4,88±0,24 bc

2,01±0,11cd

0,90±0,04efghij

Dictyota menstrualis 13,83±1,20b 5,13±0,45

b 4,67±0,41

b 4,03±0,36

b

Himantothallus grandifolius 6,63±0,60defgh

2,73±0,11efghijk

1,19±0,06defghij

2,71±0,38 c

Lobophora variegata 5,20±0,30ghi

3,25±0,15defgh

1,12±0,08efghijk

0,82±0,08 fghij

Padina gymnospora 8,80±1,30cd

4,17±0,59cd

1,91±0,33cde

2,72±0,40 c

Sargassum cymosum 5,12±1,20ghi

2,87±0,80efghij

1,26±0,26defghij

0,99±0,20efghij

Sargassum stenophyllum 5,44±0,40fghi

3,06±0,25efghi

1,35±0,21defghi

1,04±0,10efghij

Spatoglossum schroederi 22,79±1,60a

9,41±0,46 a 5,70±0,41

a 7,68±0,71

a

Em relação aos diferentes grupos de macroalgas, observou-se que as clorófitas coletadas

em Ubatuba – SP apresentaram maior teor de ácidos graxos totais e monoinsaturados do que as

97

rodófitas procedentes do mesmo local (figura 30 A e C). As heterocontófitas, coletadas em Fogo

– RN e na Antártica, também apresentaram maior conteúdo de ácidos graxos totais, saturados,

monoinsaturados e poliinsaturados do que as rodófitas provenientes dos mesmos locais (figura 30

A, B, C e D). Ao comparar os diferentes locais de coleta, observou-se um maior teor de ácidos

graxos totais, saturados e poliinsaturados nas macroalgas provenientes de Rio do Fogo – SP. As

rodófitas antárticas também apresentaram mais ácidos graxos poliinsaturados do que as

brasileiras (figura 30 A, B, C e D).

Figura 30. Variação do conteúdo de ácidos graxos totais (A), saturados (B), monoinsaturados (C) e poli-insaturados

(D) entre os três filos de macroalgas estudados (rodófitas, clorófitas e heterocontófitas) e entre os locais de coleta

(Ubatuba-SP, Rio do Fogo - RN e Antártica). Os valores representam a média ± o desvio padrão incluindo todas as

espécies de cada filo. Filos com letras distintas são significativamente diferentes entre si, segundo o teste de

comparação múltipla de Student-Newman-Keuls. Letras minúsculas indicam diferenças significativas entre os filos

coletados em Ubatuba – SP; letras maiúsculas indicam diferenças significativas entre os filos coletados em Rio do

Fogo – RN; letras minúsculas em itálico indicam diferenças significativas entre os filos coletados na Antártica; *

indica diferenças significativas entre os locais de coleta, para as rodófitas; • indica diferenças significativas entre os

locais de coleta, para as heterocontófitas.

a

b b

A

B b

a

A

B b a

•

•

•

•

•

•

a

b

a

B

A

a

b B

A

a

b *

*

*

•

•

•

A B

C D

98

Para todas as espécies estudadas, o acido hexadecanóico (C16:0) foi o ácido graxo

saturado majoritário, seguido do ácido tetradecanóico (C14:0). As espécies que apresentaram

maior concentração dos ácidos hexadecanóico e tetradecanóico foram, respectivamente,

Spatoglossum schroederi e Caulerpa racemosa e Spatoglossum schroederi e Dictyopteris

deliculata. O ácidos pentadecanóico (C15:0), heptadecanóico (C17:0) e octadecanóico (C18:0)

ocorreram em baixas concentrações, sendo que apenas o C18:0 foi quantificado em todas as

espécies (figura 31 e tabela 8). Os ácidos dodecanóico (C12:0), eicosanóico (C20:0), docosanóico

(C22:0) e tetracosanóico (C24:0) tiveram baixa representatividade entre os organismos estudados

(tabela 8).

Figura 31. Conteúdo dos ácidos graxos saturados tetradecanóico (C14:0), hexadecanóico (C16:0) e

octadecanóico (C18:0) de representantes de rodófitas, heterocontófitas e clorófitas coletados em Ubatuba-

SP, Rio do Fogo - RN e Antártica. Os valores correspondem a média ± o desvio padrão (n=3).










10

9

8

7

6

5

4

3

2

1

0

Con

ce

ntr

açã

o

(mg

/ g

massa

se

ca

)

1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12 13 14 15 16 17 18 19 20 21 22 23 24 25 26 27 28 29 30 31

Espécies

C14:0

C16:0

C18:0

99

Tabela 8. Conteúdo de ácidos graxos saturados (mg / g massa seca) de representantes de rodófitas, clorófitas e heterocontófitas

coletados no litoral brasileiro e antártico. Os valores correspondem a média ± o desvio padrão (n=3). Para cada ácido graxo, espécies

com letras distintas são significativamente diferentes entre si, segundo o teste de comparação múltipla de Student-Newman-Keuls.

Espécies C12:0 C14:0 C15:0 C16:0 C17:0 C18:0 C20:0 C22:0 C24:0

Acantophora spicifera --- 0,50±0,08 fghi

0,07±0,01cde

3,00±0,38cde

0,05bc

0,20±0,03def

--- --- ---

Aglaothamnion uruguayense --- 0,29±0,03jklm

0,06def

2,54±0,20efgh

0,05bc

0,17±0,03def

--- --- ---

Asparagopsis taxiformis 0,07±0,00a 1,01±0,11

d 0,06

ef 3,55±0,38

c 0,05

bc 0,23±0,05

def --- --- ---

Bryocladia thyrsigera --- 0,40±0,05ghijk

0,05f 1,65±0,17

ijklm 0,05

bc 0,20±0,04

def --- --- ---

Bryothamnion seaforthii --- 0,13±0,01m

0,05f 1,67±0,14

ijklm 0,05

bc 0,17±0,05

def --- --- ---

Cryptonemia crenulata --- 0,17±0,02lm

0,08c 2,36±0,11

efghi --- 0,13

f --- --- ---

Dichotomaria marginata --- 0,12±0,01m

0,05f 2,94±0,45

def --- 0,14±0,03

ef --- 0,15±0,02

a 0,31±0,05

a

Gigartina skottsbergii --- 0,19±0,10 klm

0,05f 1,27±0,41

m 0,05

c 0,35±0,01

bcd --- --- ---

Gracilaria birdiae --- 0,23±0,02klm

--- 2,21±0,23ghij

--- 0,13±0,01f --- --- ---

Gracilaria cervicornis --- 0,19±0,02 klm

--- 1,31±0,17lm

--- 0,11f --- --- ---

Gracilaria mammillaris --- 0,38±0,04hijkl

0,05f 2,39±0,28

efghi 0,05

bc 0,18±0,04

def --- --- ---

Hypnea musciformis --- 0,35±0,04ijklm

0,05f 1,27±0,12

m --- 0,14±0,03

ef --- --- ---

Laurencia dendroidea --- 0,73±0,13e 0,08±0,01

c 2,36±0,33

efghi --- 0,14±0,01

ef --- --- ---

Palisada flagellifera --- 0,45±0,05ghij

0,05f 1,82±0,16

hijklm 0,05

bc 0,16±0,03

ef --- --- ---

Palmaria decipiens --- 0,89d --- 1,47±0,21

klm 0,05

bc 0,41±0,03

b --- --- ---

Plocamium cartilagineum 0,13±0,04a 0,54±0,01

efghi 0,06

ef 1,69±0,03

ijklm --- 0,45±0,05

b --- 0,08±0,01

b ---

Solieria filiformis --- 0,20±0,01 klm

0,05f 2,51±0,24

efgh --- 0,15±0,01

ef --- --- ---

Caulerpa racemosa

Cladophoropsis membranacea

--- 0,17±0,03 lm

--- 4,15±0,20b --- 0,16±0,04

ef --- --- 0,33±0,06

a

--- 0,68±0,05ef

0,05f 2,14±0,10

ghijk 0,05

bc 0,16±0,03

ef --- --- ---

Rhizoclonium africanum --- 0,98±0,07d 0,05

f 2,77±0,19

defg 0,05

bc 0,15

ef --- --- 0,20±0,01

b

Ulva lactuca --- 0,16±0,04 lm

--- 2,22±0,07ghij

--- 0,17±0,04ef

--- 0,12b ---

100

Tabela 8 – Continuação

Espécies C12:0 C14:0 C15:0 C16:0 C17:0 C18:0 C20:0 C22:0 C24:0

Ascoseira mirabilis --- 1,08±0,10d 0,07

cde 2,02±0,04

ghijkl 0,07±0,01

a 0,66±0,29

a --- --- ---

Desmarestia anceps --- 1,01±0,06d 0,05

f 1,58±0,18

jklm 0,05

bc 0,38±0,03

bc --- --- ---

Dictyopteris deliculata --- 1,81±0,09b 0,11±0,01

b 2,56±0,15

efgh 0,05

bc 0,21±0,03

def 0,13

b --- ---

Dictyota menstrualis --- 1,36±0,16c 0,11±0,01

b 3,26±0,34

cd --- 0,25±0,03

cdef --- --- 0,15

b

Himantothallus grandifolius --- 0,71ef 0,06

def 1,47±0,10

klm 0,05

bc 0,43±0,04

b --- --- ---

Lobophora variegata --- 0,91±0,05d 0,06

def 2,02±0,09

ghijkl 0,05

c 0,14±0,03

ef 0,10

c --- ---

Padina gymnospora --- 0,67±0,04ef

0,07cd

3,23±0,14cd

0,05c 0,23±0,04

def --- --- ---

Sargassum cymosum --- 0,61±0,10efg

0,06±0,01def

2,49±0,35efgh

0,05bc

0,13±0,03ef

--- --- ---

Sargassum stenophyllum --- 0,56±0,06efgh

0,06def

2,26±0,18fghij

0,05bc

0,15±0,03ef

--- --- ---

Spatoglossum schroederi --- 2,70±0,12a 0,13±0,01

a 5,73±0,34

a 0,06

b 0,33±0,03

bcde 0,22±0,01

a 0,10b 0,17

b

Observação: Os cromatogramas do perfil de ácidos graxos metilados de cada espécie estão no apêndice I.

101

Em relação aos ácidos graxos monoinsaturados, para a maioria das espécies estudadas, o

ácido graxo octadecenóico (C18:1Δ9) foi o ácido majoritário, seguido do ácido hexadecenóico

(C16:1Δ9). Entretanto, para as espécies Solieria filiformis e Dictyota menstrualis, o ácido

C16:1Δ9 foi o ácido graxo monoinsaturado mais abundante, e para a espécie Ulva lactuca foi o

ácido ocatadecenóico (C18:1Δ11) (figura 32, tabela 9). Os ácidos C16:1Δ7 e C18:1Δ11 não

ocorreram em todos os organismos estudados, embora tenham tido uma boa representatividade,

sendo que o mesmo não ocorreu com os ácidos C20:1Δ11, C22:1Δ13 e C14:1Δ15 (tabela 9).

As espécies que apresentaram maior concentração do ácido C18:1Δ9 foram Spatoglossum

schroederi e Dictyota menstrualis, sendo que esta última também apresentou o maior conteúdo

de C16:1Δ9. As clorófitas foram as algas que apresentaram os maiores valores do ácido

C18:1Δ11 (tabela 9).

Figura 32. Conteúdo dos ácidos graxos monoinsaturados hexadecenóico (C16:1Δ9) e octadecenóico (C18:1Δ9 e

C18:1Δ11) de representantes de rodófitas, heterocontófitas e clorófitas coletados em Ubatuba-SP, Rio do Fogo - RN

e Antártica. Os valores correspondem a média ± o desvio padrão (n=3).

1. Acantophora spicifera; 2. Aglaothamnion uruguayense; 3. Asparagopsis taxiformis; 4. Bryocladia thyrsigera; 5.








6

5

4

3

2

1

0

Con

ce

ntr

açã

o

(mg

/ g

massa

se

ca

)

1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12 13 14 15 16 17 18 19 20 21 22 23 24 25 26 27 28 29 30 31

Espécies

C16:1Δ9

C18:1Δ9 C18:1Δ11

102

Tabela 9. Conteúdo de ácidos graxos monoinsaturados (mg / g massa seca) de representantes de rodófitas, clorófitas e heterocontófitas

coletados no litoral brasileiro e antártico. Os valores correspondem a média ± o desvio padrão (n=3). Para cada ácido graxo, espécies

com letras distintas são significativamente diferentes entre si, segundo o teste de comparação múltipla de Student-Newman-Keuls.

Espécies C16:1Δ7 C16:1Δ9 C18:1Δ9* C18:1Δ9+ C18:1Δ11 C20:1 Δ11 C22:1Δ13 C24:1Δ15

Acantophora spicifera 0,04±0,02fgh

0,10±0,01e 0,61±0,10

fghi --- 0,17±0,01

def --- --- ---

Aglaothamnion uruguayense 0,07±0,01defg

0,20±0,02e 0,41±0,04

fghij --- 0,36±0,03

c --- --- ---

Asparagopsis taxiformis 0,13±0,02c 0,28±0,03

e 0,56±0,06

fghij --- 0,29±0,03

cd --- --- ---

Bryocladia thyrsigera --- 0,24±0,03e 0,32±0,04

hij --- 0,03

ef --- --- ---

Bryothamnion seaforthii 0,01h 0,14±0,01

e 0,18±0,01

j --- 0,08±0,01

ef --- --- ---

Cryptonemia crenulata 0,02h 0,13±0,01

e 0,28±0,02

hij --- 0,10±0,01

ef --- --- ---

Dichotomaria marginata 0,04±0,01fgh

0,10±0,01e 0,37±0,07

hij --- 0,10±0,01

ef --- --- 0,10±0,01

b

Gigartina skottsbergii --- 0,06e 0,22

ij --- 0,23±0,01

cde --- --- ---

Gracilaria birdiae --- 0,06e 0,27±0,03

ij --- 0,13±0,02

def --- --- ---

Gracilaria cervicornis --- 0,06e 0,19±0,02

j --- 0,02

ef --- --- ---

Gracilaria mammillaris 0,01h 0,06

e 0,37±0,04

hij --- 0,06±0,02

ef --- --- ---

Hypnea musciformis 0,02±0,01h 0,08±0,01

e 0,21±0,02

ij --- 0,05±0,01

ef --- --- ---

Laurencia dendroidea 0,03±0,02gh

0,16±0,03e 0,50±0,08

ghij --- 0,06±0,02

ef --- --- ---

Palisada flagellifera 0,01h 0,09±0,01

e 0,34±0,03

hij --- 0,08±0,01

ef 0,08

b --- ---

Palmaria decipiens --- 0,31±0,08e 0,41±0,07

ghij --- 0,10±0,02

ef 0,11±0,02

ab --- 0,20±0,04

a

Plocamium cartilagineum --- 0,19e 0,16±0,01

j --- 0,08

ef --- --- ---

Solieria filiformis 0,03gh

0,85±0,08c 0,15

j --- 0,07

ef --- --- ---

Caulerpa racemosa 0,11cd

0,29±0,08e 0,41±0,07

ghij --- 0,94±0,37

a --- --- ---

Cladophoropsis membranácea 0,05±0,01efgh

0,11e 0,48±0,03

ghij --- 0,81±0,05

ab --- --- ---

Rhizoclonium africanum 0,10±0,01cde

0,22±0,01e 0,78±0,04

efg --- 0,91±0,07

ab 0,13±0,01

a --- 0,12

b

Ulva lactuca --- 0,67±0,37d 0,15

j --- 0,76±0,06

b --- --- ---

Ascoseira mirabilis --- 0,07±0,01e 1,70±0,54

c --- --- --- --- ---

Desmarestia anceps --- 0,14±0,02e 1,02±0,04

de --- 0,01

f --- --- ---

Dictyopteris deliculata 0,14±0,01c 0,16±0,01

e 1,59±0,09

c --- 0,12±0,03

def --- --- ---

Dictyota menstrualis 0,19±0,03b 2,17±0,23

a 1,96±0,20

b 0,11 0,25±0,03

cde --- --- ---

Himantothallus grandifolius 0,06efgh

0,24±0,03e 0,89±0,04

def --- --- --- --- ---

Lobophora variegata --- 0,08e 1,04±0,07

de --- --- --- --- ---

103


Espécies C16:1Δ7 C16:1Δ9 C18:1Δ9* C18:1Δ9+ C18:1Δ11 C20:1 Δ11 C22:1Δ13 C24:1Δ15

Padina gymnospora 0,11±0,02cd

0,55±0,08d 1,19±0,22

d --- 0,07±0,01

ef --- --- ---

Sargassum cymosum 0,20±0,05b 0,25±0,07

e 0,76±0,13

efg --- 0,05

ef 0,10±0,01

b 0,07±0,01 ---

Sargassum stenophyllum 0,08±0,02def

0,26±0,02e 0,68±0,06

fgh --- 0,06±0,01

ef 0,13±0,01

a --- ---

Spatoglossum schroederi 0,36±0,02a 1,34±0,11

b 3,93±0,28

a --- 0,08±0,01

ef --- --- ---


104

Houve grande variação na qualidade e quantidade dos ácidos graxos poliinsaturados entre

as diferentes espécies estudadas. O único ácido graxo poliinsaturado presente em todas as

espécies foi o ácido octadecadienóico (C18:2 Δ 9,12), sendo que a sua concentração foi maior em

Rhizoclonium africanum. A maioria das espécies apresentou como ácido graxo poliinsaturado

majoritário ou o ácido eicosatetraenóico (C20:4 Δ5,8,11,14) ou o ácido eicosapentaenóico

(C20:5 Δ5,8,11,14,17). Os ácidos C18:2 Δ 9,12 e C18:3 Δ 9,12,15 foram majoritários para as

espécies Rhizoclonium africanum e Caulerpa racemosa, respectivamente. A concentração do ácido

C20:4 Δ5,8,11,14 foi maior em Spatoglossum schroederi enquanto a do ácido C20:5 Δ5,8,11,14,

17 foi maior nas espécies Laurencia dendroidea, Palmaria decipiens, Solieria filiformis e

Desmarestia anceps (figura 33 A, tabelas 10 e 11).

Os ácidos C16:2 Δ7,10, C20:2 Δ8,11, C22:5 Δ7,10,13,16,19 e C22:6 Δ4,7,10,13,16,19

foram encontrados apenas nas espécies Caulerpa racemosa, Dictyota menstrualis,

Himantothallus grandifolius e Bryocladia thyrsigera, respectivamente. Os ácidos C16:2 Δ9,12,

C18:2 Δ6,9, C20:2 Δ11,14, C20:3 Δ5,8,11, C20:3 Δ8,11,14 e C22:4 Δ7,10,13,16 também foram

pouco representativos (tabelas 10 e 11).

Spatoglossum schroederi, Desmarestia anceps e Palmaria decipiens foram as espécies

que apresentaram maior concentração de ω-3, enquanto as espécies Spatoglossum schroederi,

Rhizoclonium africanum, Desmarestia anceps, Dictyota menstrualis, Himantothallus grandifolius

e Padina gymnospora apresentaram maior concentração de ω-6. A maior razão de ω-6/ ω-3

ocorreu em Dictyopteris deliculata, Lobophora variegata e Sargassum cymosum, sendo que os

menores valores ocorreram em Aglaothamnion sp., Dichotomaria marginata, Palmaria

decipiens, Plocamium cartilagineum e Ulva lactuca (figura 33 B, tabela 11).

105

Figura 33. Conteúdo dos ácidos graxos poliinsaturados octadecadienóico (C18:2Δ9,12),

octadecatrienóico (C18:3Δ9,12,15), eicosatetraenóico (C20:4 Δ5,8,11,14) e eicosapentaenóico

(C20:5 Δ5,8,11,14, 17) (A) e ω-3 e ω-6 (B) de representantes de rodófitas, heterocontófitas e

clorófitas coletados em Ubatuba-SP, Rio do Fogo - RN e Antártica. Os valores correspondem a

média ± o desvio padrão (n=3). 1. Acantophora spicifera; 2. Aglaothamnion uruguayense; 3. Asparagopsis taxiformis; 4. Bryocladia thyrsigera; 5.








Con

ce

ntr

açã

o

(mg

/ g

massa

se

ca

)

1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12 13 14 15 16 17 18 19 20 21 22 23 24 25 26 27 28 29 30 31

Espécies

C20:4 Δ5,8,11,14

C20:5 Δ5,8,11,14,17

C18:2Δ9,12

C18:3Δ9,12 ,15

Con

ce

ntr

açã

o

(mg

/ g

massa

se

ca

)

1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12 13 14 15 16 17 18 19 20 21 22 23 24 25 26 27 28 29 30 31

ω-6

ω-3

8

6

4

2

0

7

6

5

4

3

2

1

0

A

B

106

Tabela 10. Conteúdo dos ácidos graxos poliinsaturados (de C16:2 Δ7,10 até C20:3 Δ5,8,11) (mg / g massa seca) de representantes de

rodófitas, clorófitas e heterocontófitas coletados no litoral brasileiro e antártico. Os valores correspondem a média ± o desvio padrão

(n=3). Para cada ácido graxo, espécies com letras distintas são significativamente diferentes entre si, segundo o teste de comparação

múltipla de Student-Newman-Keuls.

Espécies C16:2

Δ7,10

C16:2

Δ9,12

C18:2

Δ6,9

C18:2

Δ 9,12

C18:3

Δ6,9,12

C18:3

Δ9,12,15

C20:2

Δ8,11

C20:2

Δ11,14

C20:3

Δ5,8,11

Acantophora spicifera --- --- --- 0,11±0,02h --- 0,09±0,01

d --- --- ---

Aglaothamnion uruguayense --- --- --- 0,08±0,01h --- 0,07

d --- --- ---

Asparagopsis taxiformis --- 0,05±0,01a --- 0,08±0,01

h 0,06

e --- --- --- ---

Bryocladia thyrsigera --- --- --- 0,10±0,01h --- 0,10±0,01

d --- --- ---

Bryothamnion seaforthii --- --- --- 0,17±0,01fgh

0,07e --- --- --- ---

Cryptonemia crenulata --- --- --- 0,07h --- --- --- --- ---

Dichotomaria marginata --- --- --- 0,07±0,01h --- --- --- --- ---

Gigartina skottsbergii --- --- --- 0,09±0,03h 0,08

e --- --- 0,08

b ---

Gracilaria birdiae --- --- --- 0,07h --- --- --- --- ---

Gracilaria cervicornis --- --- --- 0,06h --- --- --- --- ---

Gracilaria mammillaris --- --- --- 0,07h --- --- --- --- ---

Hypnea musciformis --- --- --- 0,07h --- --- --- --- ---

Laurencia dendroidea --- --- --- 0,12±0,02gh

--- --- --- --- ---

Palisada flagellifera --- --- --- 0,09±0,01h --- --- --- --- ---

Palmaria decipiens --- --- --- 0,11±0,02h --- 0,06

d --- --- ---

Plocamium cartilagineum --- --- --- 0,10h --- 0,08

d --- --- ---

Solieria filiformis --- 0,02b --- 0,08

h 0,07

e --- --- --- ---

Caulerpa racemosa 0,22±0,01 --- --- 0,81±0,15c --- 1,21±0,36

a --- --- ---

Cladophoropsis membranácea --- --- --- 0,47±0,03d 0,16±0,01

d --- --- --- ---

Rhizoclonium africanum --- --- --- 1,35±0,07a --- --- --- 0,08

b ---

Ulva lactuca --- --- --- 0,22±0,03efgh

--- 0,35±0,05bcd

--- --- ---

Ascoseira mirabilis --- --- --- 0,25±0,09efg

0,06e 0,20±0,09

d --- --- ---

Desmarestia anceps --- --- --- 0,44d 0,09±0,02

e 0,58±0,08

b --- --- ---

107


Espécies C16:2

Δ7,10

C16:2

Δ9,12

C18:2

Δ6,9

C18:2

Δ 9,12

C18:3

Δ6,9,12

C18:3

Δ9,12,15

C20:2

Δ8,11

C20:2

Δ11,14

C20:3

Δ5,8,11

Dictyopteris deliculata --- --- --- 0,19±0,01efgh

--- 0,10d --- --- ---

Dictyota menstrualis --- --- --- 0,30±0,03ef 0,33±0,03

b 0,38±0,04

bc 0,15±0,03 --- 1,00±0,12

a

Himantothallus grandifolius --- --- --- 0,31±0,04e --- --- --- --- ---

Lobophora variegata --- --- 0,03b 0,15±0,02

gh 0,11±0,02

e --- --- --- ---

Padina gymnospora --- 0,02b --- 0,79±0,12

c 0,28±0,04

c 0,58±0,08

b --- --- ---

Sargassum cymosum --- --- --- 0,19±0,06efgh

--- 0,15±0,04d --- --- ---

Sargassum stenophyllum --- --- --- 0,20±0,02efgh

--- 0,16±0,02cd

--- --- ---

Spatoglossum schroederi --- --- 0,13±0,01a 1,23±0,10

b 0,45±0,04

a 1,19±0,12

a --- 0,11±0,01

a 0,06±0,01

b


108

Tabela 11. Conteúdo dos ácidos graxos poliinsaturados (de C10:3 Δ8,11,14 até a razão ω-6/ ω-3) (mg / g massa seca) de

representantes de rodófitas, clorófitas e heterocontófitas coletados no litoral brasileiro e antártico. Os valores correspondem a média ±

o desvio padrão (n=3). Para cada ácido graxo, espécies com letras distintas são significativamente diferentes entre si, segundo o teste

de comparação múltipla de Student-Newman-Keuls.

Espécies C20:3

Δ8,11,14

C20:4

Δ5,8,11,14

C20:5

Δ5,8,11,14,17

C22:4

Δ7,10,13,16

C22:5

Δ7,10,13,16,19

C22:6

Δ4,7,10,13,16,19 ω-3 ω-6 ω-6/ ω-3

A. spicifera 0,07±0,01c 0,53±0,09

efg 0,99±0,16

bc --- --- 1,05±0,20

cdef 0,71±0,12

cd 0,68±0,02

efgh

A. uruguayense --- 0,14±0,01hi

0,33±0,03efg

--- --- --- 0,40±0,03hij

0,22±0,02cd

0,54±0,02ghi

A. taxiformis 0,07c 0,16±0,02

hi 0,39±0,05

efg --- --- --- 0,39±0,05

hij 0,33±0,08

cd 0,83±0,12

efh

B. thyrsigera --- 0,54±0,07efg

0,13±0,01g --- --- 0,09±0,01 0,32±0,02

ij 0,64±0,08

cd 1,97±0,18

c

B. seaforthii --- 0,30±0,01efghi

0,47±0,02efg

--- --- --- 0,54±0,03fghij

0,47±0,03cd

0,87 efgh

C. crenulata --- 0,22±0,02fghi

--- --- --- --- --- 0,28±0,02cd

---

D. marginata --- --- 0,16±0,03g --- --- --- 0,16±0,03

j 0,07±0,01

d 0,41±0,04

hi

G. skottsbergii --- 0,57±0,25def

0,90±0,38bcd

--- --- --- 0,90±0,31cdefgh

0,81±0,22cd

0,94±0,08efg

G. birdiae 0,07c 0,57±0,06

def --- --- --- --- --- 0,71±0,06

cd ---

G. cervicornis --- 0,15±0,02hi

--- --- --- --- --- 0,19±0,05cd

---

G. mammillaris 0,07±0,01c 0,57±0,07

def --- --- --- --- --- 0,71±0,08

cd ---

H. musciformis --- 0,08i 0,20±0,02

fg --- --- --- 0,20±0,02

ij 0,14±0,01

cd 0,70±0,05

efgh

L. dendroidea --- 0,60±0,11de

1,22±0,25 ab

--- --- --- 1,22±0,25cd

0,72±0,13cd

0,59±0,02fgh

P. flagellifera --- 0,61±0,07de

0,63±0,06de

--- --- --- 0,83±0,03efghij

0,70±0,08cd

0,94±0,02 e

P. decipiens --- 0,07±0,01i 1,39±0,20

a --- --- --- 1,46±0,17

bc 0,18±0,02

cd 0,12

i

P. cartilagineum --- 0,50±0,07efg

1,03±0,12bc

--- --- --- 1,11±0,10cde

0,60±0,06cd

0,53ghi

S. filiformis 0,07±0,01c 0,48±0,07

efgh 1,09±0,17

ab --- --- --- 1,09±0,17

cdef 0,70±0,08

cd 0,64±0,03

efgh

C. racemosa --- 0,16±0,03hi

0,34±0,07efg

--- --- --- 1,30±0,51cd

1,06±0,28 c 0,86±0,12

efgh

C. membranácea --- 0,37±0,02efghi

--- --- --- --- --- 0,99±0,05cd

---

R. africanum --- 0,21±0,01ghi

--- 0,09±0,01b --- --- --- 1,73±0,09

b ---

U. lactuca --- --- 0,08±0,01g --- --- --- 0,43±0,05

ghij 0,22±0,03

cd 0,51

ghi

A. mirabilis --- 0,54±0,20efg

0,40±0,14efg

--- --- --- 0,60±0,19eghijf

0,86±0,23cd

1,46±0,07d

D. anceps --- 1,22±0,17 b 1,18±0,27

ab --- --- --- 1,76±0,32

b 1,89±0,38

b 1,07±0,04

ef

D. deliculata 0,11b 0,37±0,02

efghi 0,14

g --- --- --- 0,23±0,01

ij 0,67±0,03

cd 2,91±0,06

a

D. menstrualis --- 1,06±0,10 bc

0,57±0,06ef

0,25±0,04a --- --- 0,95±0,08

cdefg 1,93±0,17

b 2,04±0,01

c

109


Espécies C20:3

Δ8,11,14

C20:4

Δ5,8,11,14

C20:5 Δ5,8,11,14,17

C22:4 Δ7,10,13,16

C22:5

Δ7,10,13,16,19

C22:6

Δ4,7,10,13,16,19 ω-3 ω-6 ω-6/ ω-3

H. grandifolius --- 1,16±0,20 b 0,70±0,10

cde 0,23±0,05

a 0,31±0,08 --- 1,01±0,14

cdef 1,71±0,24

b 1,70±0,01

cd

L. variegata --- 0,28±0,03efghi

0,21±0,04fg

--- --- --- 0,21±0,04ij 0,54±0,07

cd 2,57±0,13

ab

P. gymnospora --- 0,86±0,15cd

0,19±0,02fg

--- --- --- 0,77±0,10defghi

1,93±0,30 b 2,51±0,10

b

S. cymosum 0,07c 0,47±0,08

efgh 0,14±0,02

g --- --- --- 0,28±0,07

ij 0,71±0,13

cd 2,62±0,34

ab

S. stenophyllum 0,07±0,01c 0,43±0,04

efgh 0,17±0,02

fg --- --- --- 0,33±0,03

ij 0,68±0,05

cd 2,05±0,07

c

S. schroederi 0,50±0,04a 3,03±0,29

a 0,98±0,10

bc --- --- --- 2,17±0,22

a 3,53±1,22

a 1,66±0,59

cd


110


Schnetter, Hörning & Weber-Peukert cultivada em laboratório

Com os resultados obtidos no item 4.1, foi possível selecionar a espécie com as melhores

características para a produção de biodiesel. A espécie escolhida foi D. menstrualis, pois ela

apresentou alto desempenho fotossintetizante e elevado conteúdo de lipídeos, ácidos graxos totais

e monoinsaturados.

Após a escolha da espécie, foi feito o estabelecimento do seu cultivo em laboratório,

avaliando-se a TC e a taxa de fotossíntese. Além disso, foi também avaliada a presença e

ausência de VSES/2 na água do mar.

A espécie apresentou alta TC e alta taxa de fotossíntese quando cultivada em laboratório.

A presença de VSES/2 na água do mar teve efeitos positivos tanto sobre a TC como sobre a

ETRmax e Ik. Não houve diferença significativa na eficiência fotossintetizante (figura 34 A e B e

tabela 12).

111

Figura 34. Taxas de crescimento (A) e curvas de fotossíntese-irradiância baseadas na

fluorescência da clorofila a (B) de Dictyota menstrualis cultivada em laboratório em água do mar

com e sem a adição da solução de enriquecimento de von Stosch, a 50% (VSES/2). Os valores

correspondem a média ± o desvio padrão (n=3). Tratamentos com letras distintas são


Newman-Keuls.

Tabela 12. Taxa de crescimento (% d-1

) e parâmetros fotossintetizantes (fotossíntese máxima –

ETRmax, eficiência fotossintetizante – alfa e parâmetro de saturação – Ik) de Dictyota

menstrualis cultivada em laboratório em água do mar com e sem a adição da solução de

enriquecimento de von Stosch, a 50% (VSES/2). Os valores correspondem a média ± o desvio

padrão (n=3). Tratamentos com letras distintas são significativamente diferentes entre si, segundo

o teste de comparação múltipla de Student-Newman-Keuls.

Tratamento TC ETRmax Alfa Ik

VSES/2 11,1± 0,6 17,6 ± 1,2a 0,5 ± 0,0

35,7 ± 2,4

a

Sem VSES 6,9± 0,6 10,2 ± 0,8b 0,5 ± 0,1 21,8 ± 0,9

b

ET

R

VSES/2 Sem VSES/2

VSES/2

20

15

10

0

A

0 200 400 600 800 1000 1200

VSES Sem VSES

Taxa

de

Cre

scim

en

to

(% d

-1)

12

10

8

6

4

2

0

B

a

b

Tratamentos PAR ( mol fótons m-2 s-1)

112

4.3. Efeitos do aumento do CO2 em condições de saturação e limitação de nitrogênio sobre o

metabolismo e a composição bioquímica de Dictyota menstrualis cultivada em biorreatores e

sobre a captação do CO2 por D. menstrualis cultivada em laboratório

Foram realizados experimentos para verificar os efeitos do aumento da concentração de

CO2 em condições de saturação e limitação de nitrogênio no desenvolvimento de D. menstrualis,

avaliando-se a influência desses fatores sobre a TC, fotossíntese, NR (enzima responsável pela

assimilação do NO3-), AC (enzima responsável pela conversão do HCO3

- a CO2), Rubisco

(enzima responsável pela assimilação do CO2) e composição bioquímica de D. menstrualis

cultivada em biorreatores.

A TC de D. menstrualis variou entre os diferentes tratamentos, sendo maior nos

tratamentos com adição de NO3-. Entre os tratamentos com adição de NO3

-, a maior TC ocorreu

quando houve aeração, independente da adição de CO2 (figura 35).

Figura 35. Taxa de crescimento de Dictyota menstrualis cultivada em biorreatores com e sem

adição de nitrato e CO2 à água do mar. Valores correspondem a média ± o desvio padrão (n=3).

Tratamentos com letras distintas são significativamente diferentes entre si, segundo o teste de


+N -N Ar+N Ar-N CO2+N CO2 -N

Tratamentos

a ab

b

c c c

113

Em relação aos parâmetros fotossintetizantes, houve grande variação nos resultados de

ETRmax e Ik entre os diferentes tratamentos testados, sendo que os maiores valores ocorreram

quando D. mestrualis foi cultivada em água do mar contendo adição de CO2 e de NO3- (figura 36

e tabela 13). Já o RQE foi maior nos espécimes cultivados em todos os tratamentos contendo

NO3- e o alfa foi maior nos tratamentos com adição de NO3

-, mas sem adição de CO2 (tabela 13).


Dictyota menstrualis cultivada em biorreatores com e sem adição de nitrato e CO2 à água do mar.

Valores correspondem a média ± o desvio padrão (n=3).

Tabela 13. Parâmetros fotossintetizantes (rendimento quântico efetivo – RQE, fotossíntese máxima –

ETRmax, eficiência fotossintetizante – alfa e parâmetro de saturação – Ik) de Dictyota menstrualis

cultivada em biorreatores com e sem adição de NO3- e CO2 à água do mar. Valores correspondem a média

± o desvio padrão (n=3). Tratamentos com letras distintas são significativamente diferentes entre si,

segundo o teste de comparação múltipla de Student-Newman-Keuls.

Tratamentos RQE ETRmax Alfa Ik

+N 0,759 ± 0,0 a

33,1 ± 1,8b 0,5 ± 0,0

a 70,8 ± 0,9

b

-N 0,621 ± 0,0b 28,0 ± 3,3

c 0,4 ± 0,0

b 74,8 ± 6,4

b

Ar+N 0,781 ± 0,0a 20,8 ± 0,7

d 0,5 ± 0,0

a 43,3 ± 1,5

c

Ar-N 0,603 ± 0,0c 11,1 ± 1,6

e 0,4 ± 0,0

b 31,7 ± 5,1

c

CO2+N 0,747 ± 0,0a 58,9 ± 3,1

a 0,4 ± 0,0

b 160,8 ± 21,7

a

CO2-N 0,668 ± 0,0b 18,4 ± 3,3

d 0,3 ± 0,0

b 55,9 ± 9,2

bc

+N - N Ar+N Ar -N CO2+N

CO2 -N

114

As curvas de indução luz/escuro (Kautsky) e recuperação para o RQP revelaram

características semelhantes entre os organismos cultivados nos diferentes tratamentos, sendo que

os maiores valores de RQP ocorreram nas algas cultivadas com adição de NO3- (figura 37). Os

valores iniciais e finais do RQP evidenciam uma alta capacidade de recuperação, exceto para os

espécimes cultivados em meio aerado sem adição de CO2 e NO3-, que apresentaram uma

recuperação de aproximadamente 71% (figura 37 e tabela 14).

Figura 37. Curvas de indução escuro/luz e período de recuperação do rendimento quântico das

algas aclimatadas ao escuro de Dictyota menstrualis cultivada em biorreatores com e sem adição

de nitrato e CO2 à água do mar. Valores correspondem a média ± o desvio padrão (n=3).

Momento em que a luz actínica foi ligada – 696 µmol de fótons.m-2

.s-1

.

Momento em que a luz actínica foi desligada.

+N

-N

Ar+N

Ar-N

CO2+N

CO2-N

115

Tabela 14. Rendimento quântico potencial (RQP) inicial e final e % de recuperação do RQP

obtidos com a curva de indução escuro/luz e recuperação de Dictyota menstrualis cultivada em

biorreatores com e sem adição de NO3- e CO2 à água do mar. Valores correspondem a média ± o

desvio padrão (n=3). Tratamentos com letras distintas são significativamente diferentes entre si,

segundo o teste de comparação múltipla de Student-Newman-Keuls.

Tratamentos RQP inicial RQP final % de

recuperação

+N 0,727 ± 0,0 a

0,664 ± 0,0 b 91,3 ± 1,2

a

-N 0,477 ± 0,0c 0,412 ± 0,0

d 83,5 ± 1,5

a

Ar+N 0,768 ± 0,0a 0,724 ± 0,0

a 94,4 ± 3,2

a

Ar-N 0,596 ± 0,0b 0,420 ± 0,0

d 71,1 ± 8,5

b

CO2+N 0,734 ± 0,0a 0,674 ± 0,0

b 91,9 ± 3,0

a

CO2-N 0,623 ± 0,0b 0,582 ± 0,0

c 93,4 ± 2,8

a

116

D. menstrualis cultivada no tratamento com adição de CO2 e NO3- teve a maior ETR,

sendo que esta teve um aumento gradativo e, a partir de aproximadamente 1 minuto de

iluminação, seus valores se tornaram constantes. Este aumento gradativo nos valores de ETR

também foi observado para a alga cultivada sem aeração e com NO3-. O mesmo não foi

observado para os demais tratamentos, uma vez que não houve diferença significativa nos valores

de ETR de D. menstrualis entre os primeiros e últimos períodos de iluminação (figura 38).

Figura 38. Taxa de transporte de elétrons (ETR) apresentada por Dictyota menstrualis cultivada

em biorreatores com e sem adição de NO3- e CO2 à água do mar durante as curvas de indução

escuro/luz e período de recuperação do rendimento quântico das algas previamente aclimatadas

ao escuro. Valores correspondem a média ± o desvio padrão (n=3).


.s-1

.


a

e

a

d

a

c

a

bc

a

b

a a

a

a a

g

a a

g

a

e f

a

b c

d

b b

ab

a

a a

a a ab

ab ab a a

ab

ab ab ab

ab ab a a

a a a

a

a

+N

-N

Ar+N

Ar-N

CO2+N

CO2-N

117

Em todos os tratamentos testados, houve um aumento no NPQ com o aumento do tempo

de exposição à luz. Os espécimes cultivados em meio aerado, sem adição de CO2 e NO3-,

apresentaram os maiores valores de NPQ. Com o término do período de exposição à luz, houve

uma tendência ao decréscimo dos valores de NPQ, exceto para os organismos cultivados nos

tratamentos sem adição de CO2 e NO3- (figura 39).

Figura 39. Dissipação não-fotoquímica (NPQ) apresentada por Dictyota menstrualis cultivada

em biorreatores com e sem adição de NO3- e CO2 à água do mar durante as curvas de indução

escuro/luz e período de recuperação do rendimento quântico das algas previamente aclimatadas

ao escuro. Valores correspondem a média ± o desvio padrão (n=3).


.s-1

.


+N

-N

Ar+N

Ar-N

CO2+N

CO2-N

118

Em relação as atividades enzimáticas, tanto para a NR quanto para a Rubisco, os maiores

valores de atividade ocorreram no tratamento com adição de NO3- e CO2. Não foi possível

detectar a atividade enzimática da NR e Rubisco das amostras de D. menstrualis cultivadas em

meio sem adição de NO3- pelos métodos utilizados (figura 40 A e B).

A atividade da AC foi mensurada apenas para as amostras dos tratamentos +N, -N, Ar+N

e CO2+N. Como os tratamentos Ar-N e CO2-N correspondem aos meios sem adição NO3-, havia

menos biomassa congelada do que os outros tratamentos para as análises bioquímicas e, dessa

forma, não houve biomassa disponível para esse ensaio. Houve pouca variação na atividade da

AC entre os tratamentos estudados, sendo que a atividade enzimática foi maior nos espécimes

cultivados em meio com adição de NO3- (figura 40 C).

Figura 40. Atividade das enzimas NR (A), Rubisco (B) e AC (C) de D. menstrualis cultivada em

biorreatores com e sem adição de NO3- e CO2 à água do mar. Valores correspondem a média ± o

desvio padrão (n=3).

35

30

25

20

15

10

5

0

a

b b

a

c

b

a a b a

A B

C

Ativid

ad

e d

a A

C

(RE

A/m

g M

F)

+N -N Ar+N CO2+N

Tratamentos

Ativid

ad

e d

a N

R

(U m

g p

tot. 1

)

14

12

10

8

6

4

2

0

Ativid

ad

e d

a R

ubis

co

(mm

ol C

O2/ m

g p

rot . m

in)

7

6

5

4

3

2

1

0 +N Ar+N CO2+N

+N Ar+N CO2+N

119

Houve variação no conteúdo de clorofila a entre os diferentes tratamentos testados, sendo

que a concentração foi maior nos meios contendo NO3- e no meio contendo adição de CO2 sem

NO3- (figura 41 A). O conteúdo de lipídeos totais foi maior nos tratamentos contendo adição de

CO2, com e sem adição de NO3-, e no tratamento sem aeração, mais NO3

- (figura 41 B). Já o

conteúdo de carboidratos solúveis totais foi maior no tratamento com adição de CO2 e nitrato,

enquanto o conteúdo de proteínas solúveis totais foi maior em todos os tratamentos com adição

de NO3- (figura 41 C e D).

Figura 41. Conteúdo de clorofila a (A), lipídeos totais (B), carboidratos solúveis totais (C) e

proteínas solúveis totais (D) de Dictyota menstrualis cultivada em biorreatores com e sem adição

de NO3- e CO2 à água do mar. Valores correspondem a média ± o desvio padrão (n=3).

a a a a

b b

Tratamentos

a

ab ab bc bc

c

a

b

b c

d

c

a

a a

b b c

Tratamentos

A B

D C

+N -N Ar+N Ar-N CO2+N CO2-N


120

De modo geral, quando D. menstrualis foi cultivada com adição de NO3- e CO2, obteve-se

os maiores valores de lipídeos, proteínas e carboidratos. Entretanto, quando foi cultivada no

tratamento com adição CO2, mas sem NO3-, os valores de lipídeos continuaram altos, mas o

conteúdo de proteínas e carboidratos foi menor (figura 42).


(A), lipídeos totais e proteínas solúveis totais (B) e proteínas solúveis totais e carboidratos

solúveis totais (C) de Dictyota menstrualis cultivada em biorreatores com e sem adição de nitrato

e CO2 à água do mar. Valores correspondem a média (n=3). Tratamentos: 1. +N; 2. -N; 3. Ar+N;

4. Ar-N; 5. CO2+N; 6. CO2-N.

A B

C

121

O conteúdo de manitol também foi quantificado, apenas nos tratamentos com NO3- e com

aeração (com e sem CO2), pois já não havia muita biomassa disponível e havia o interesse em

saber se o aumento do CO2 influenciaria na concentração desse composto, uma vez que

influenciou no conteúdo de carboidratos solúveis totais. Houve diferença significativa na

concentração de manitol no tratamento com (30,0 ± 1,8 mg/ g massa seca) e sem adição de CO2

(18,4 ± 3,0 mg/ g massa seca).

O conteúdo de N total do tecido algáceo variou entre os diferentes tratamentos, sendo maior

no meio sem aeração com adição de NO3- e menor nos meios sem NO3

- e com aeração (figura 43

A). O conteúdo de C total também variou, embora essa variação tenha sido menor. Os maiores

valores de C no tecido algáceo ocorreram quando os espécimes foram cultivados em meio sem

NO3-, com ou sem adição de CO2 (figura 43 B). Houve grande variação na relação entre C e N,

também sendo maior nos tratamentos sem adição de NO3-, com ou sem adição de CO2 (figura 43

C).

122

Figura 43. Conteúdo de N (A) e C (B) e razão C:N (C) no talo de Dictyota menstrualis cultivada

em biorreatores com e sem adição de NO3- e CO2 à água do mar. Valores correspondem a média

± o desvio padrão (n=3).

O conteúdo de ácidos graxos totais variou entre os diferentes tratamentos testados, sendo

maior em todos os tratamentos contendo NO3- (cerca de 40%). A presença de NO3

- também

a A

b

c

d

e e

B

d

a a

b

c c

C

a a

c c d

b

Tratamentos

+N -N Ar+N Ar-N CO2+N CO2 -N

Con

ce

ntr

açã

o

(mg

/g m

assa

se

ca

) R

azã

o C

:N

Con

ce

ntr

açã

o

(mg

/g m

assa

se

ca

)

123

estimulou a síntese de ácidos graxos poliinsaturados em aproximadamente duas vezes. Por outro

lado, não houve diferença significativa na concentração de ácidos graxos saturados entre os

diferentes tratamentos. Em relação aos ácidos graxos monoinsaturados, a menor concentração

ocorreu quando D. menstrualis foi cultivada sem aeração e sem NO3-, sendo que não houve diferença

significativa entre os demais tratamentos (figura 44 e tabela 15).

Figura 44. Conteúdo de ácidos graxos totais, saturados, monoinsaturados e poliinsaturados de D.

menstrualis cultivada em biorreatores com e sem adição de NO3- e CO2 à água do mar. Valores

correspondem a média ± o desvio padrão (n=3).

Tabela 15. Conteúdo de ácidos graxos totais, saturados, monoinsaturados e poliinsaturados de D.


correspondem a média ± o desvio padrão (n=3). Para cada ácido graxo, espécies com letras

distintas são significativamente diferentes entre si, segundo o teste de comparação múltipla de

Student-Newman-Keuls.

Tratamentos Ácidos graxos

totais

Ácidos graxos

saturados

Ácidos graxos

monoinsaturados

Ácidos graxos

poliinsaturados

+N 17,43±1,17a 6,07±0,53 3,22±0,25

a 8,14±0,40

a

-N 11,09±0,93b 5,09±0,34 2,29±0,20

b 3,71±0,39

b

Ar+N 18,86±1,60a 6,56±0,55 3,52±0,35

a 8,78±0,70

a

Ar-N 12,95±0,89b 5,92±0,30 2,95±0,19

ab 4,08±0,40

b

CO2+N 16,18±1,44a 6,00±0,62

2,75±0,23

ab 7,43±0,65

a

CO2-N 13,70±1,03b 5,84±0,44 2,89±0,25

ab 4,97±0,51

b

Observação: Os cromatogramas do perfil de ácidos graxos metilados de D. menstrualis cultivada

em biorreatores com e sem adição de NO3- e CO2 à água do mar estão no apêndice II.

Con

ce

ntr

açã

o

(mg

/ g

massa

se

ca

)

Tratamentos

+ N -N Ar+N Ar-N CO2+N CO2-N

124

De modo geral, quando D. menstrualis foi cultivada com aeração e com NO3-, obteve-se os

maiores valores de ácidos graxos saturados, monoinsaturados e poliinsaturados, como mostra a figura 45.


(A), poliinsaturados e saturados (B) e poliinsaturados e monoinsaturados (C) de Dictyota


correspondem a média (n=3). Tratamentos: 1. +N; 2. -N; 3. Ar+N; 4. Ar-N; 5. CO2+N; 6. CO2-

N.

A B

C

Po

liinsa

tura

do

s

(mg

/g m

assa

se

ca

)

Monoinsaturados (mg/g massa seca)

Mo

no

insatu

rado

s

(mg

/g m

assa

se

ca

) Saturados

(mg/g massa seca)

Po

liinsa

tura

do

s

(mg

/g m

assa

se

ca

)

Saturados (mg/g massa seca)

C

125

Em relação aos ácidos graxos saturados, o acido hexadecanóico (C16:0) foi o ácido graxo

majoritário em todos os tratamentos estudados. Entretanto, houve uma variação em relação ao

ácido tetradecanóico (C14:0) e octadecanóico (C18:0). Enquanto o conteúdo de C14:0 foi maior

do que o de C18:0 nos tratamentos com adição de NO3- e sem adição de CO2, ocorreu o contrário

nos tratamentos sem NO3- e CO2. Essa diferença ocorreu devido ao C14:0, pois enquanto o

conteúdo desse ácido graxo variou entre os diferentes tratamentos, a concentração do C18:0 e dos

demais ácidos graxos saturados manteve-se constante (figura 46 e tabela 16).


(C16:0) e octadecanóico (C18:0) de Dictyota menstrualis cultivada em biorreatores com e sem

adição de NO3- e CO2 à água do mar. Valores correspondem a média ± o desvio padrão (n=3).

Con

ce

ntr

açã

o

(mg

/ g

massa

se

ca

)

C14:0

C16:0

C18:0

Tratamentos


126

Em relação aos ácidos graxos monoinsaturados, enquanto a concentração do ácido

C16:1Δ9 foi maior nos tratamentos com adição de NO3- e sem CO2, a concentração do C18:1Δ9 foi maior

nos tratamentos com aeração, sem CO2, com e sem adição de NO3-e no tratamento com adição de CO2 e

sem NO3- (figura 47 e tabela 16).


octadecenóico (C18:1Δ9) de Dictyota menstrualis cultivada em biorreatores com e sem adição de

NO3- e CO2 à água do mar. Valores correspondem a média ± o desvio padrão (n=3).

O ácido graxo poliinsaturado majoritário foi o octadecatetraenóico (C18:4 Δ 6, 9,12,15),

seguido do ácido eicosatetraenóico (C20:4 Δ 8, 11, 14 17). O único ácido graxo poliinsaturado cuja

concentração não variou entre os tratamentos testados foi o C20:5 Δ 5, 8, 11, 14 17. Houve grande

variação no conteúdo dos demais ácidos graxos poliinsaturados, sendo que, de modo geral, a concentração

foi maior nos tratamentos contendo adição de NO3- (figura 48 A e tabela 16).

O conteúdo de ω-3 foi maior do que o de ω-6 em todos os tratamentos testados. Houve uma

variação na concentração desses ácidos graxos, que foi maior nos tratamentos com NO3- (figura

48 B e tabela 16).

Con

ce

ntr

açã

o

(mg

/ g

massa

se

ca

)

C16:1Δ9

C18:1Δ9

Tratamentos


127

Figura 48. Conteúdo dos ácidos graxos poliinsaturados octadecatetraenóico (C18:4 Δ 6, 9, 12,

15), eicosatetraenóico (C20:4 Δ 5, 8, 11, 14) e eicosapentaenoico (C20:5 Δ 5, 8, 11, 14, 17) (A) e

conteúdo total de ω-3 e ω-6 (B) de Dictyota menstrualis cultivada em biorreatores com e sem

adição de NO3- e CO2 à água do mar. Valores correspondem a média ± o desvio padrão (n=3).

Con

ce

ntr

açã

o

(mg

/ g

massa

se

ca

)

Con

ce

ntr

açã

o

(mg

/ g

massa

se

ca

)

C18:4 Δ 6, 9,12,15

C20:4 Δ 5, 8, 11, 14

C20:5 Δ 5, 8, 11, 14, 17

ω-3

ω-6

A

Tratamentos

B


128

Tabela 16. Conteúdo de ácidos graxos totais, saturados, monoinsaturados e poliinsaturados (mg / g massa seca) de Dictyota

menstrualis cultivada em biorreatores com e sem adição de NO3- e CO2 à água do mar. Valores correspondem a média ± o desvio

padrão (n=3). Para cada ácido graxo, tratamentos com letras distintas são significativamente diferentes entre si, segundo o teste de



Saturados C14 1,37±0,09b 0,76±0,08

c 1,62±0,18

a 0,98±0,08

bc 1,25±0,15

b 0,97±0,09

bc

C15 0,15±0,02 0,17±0,00 0,18±0,01 0,19±0,01 0,15±0,01 0,20±0,05

C16 3,50±0,33 3,20±0,21 3,68±0,40 3,69±0,16 3,35±0,37 3,57±0,22

C18 1,05±0,11 0,96±0,06 1,08±0,08 1,05±0,06 1,24±0,19 1,10±0,09

Monoinsaturados C16:1 Δ 9 1,51±0,11ab

0,83±0,07d 1,69±0,14

a 0,99±0,08

c 1,37±0,13

b 1,13±0,12

cd

C18:1 Δ 9 1,05±0,11c 1,46±0,12

b 1,83±0,30

ab 1,96±0,11

a 1,39±0,11

b 1,77±0,13

ab

Poliinsaturados C18:2 Δ9,12 0,33±0,02ab

0,22±0,01c 0,38±0,04

a 0,24±0,01

c 0,30±0,01

b 0,23±0,01

c

C18:3 Δ 6,9,12

C18:3 Δ 9,12,15

C18:4 Δ 6, 9,12,15

C20:3 Δ 5, 8, 11

C20:4 Δ 5, 8, 11, 14

C20:4 Δ 8, 11, 14, 17

C20:5 Δ 5, 8, 11, 14, 17

ω-3

ω-6

Razão ω-6/ ω-3

0,37±0,01a

0,51±0,02a

3,81±0,19ab

0,80±0,03a

1,19±0,10a

0,39±0,01ab

0,73±0,05

5,44±0,34a

1,89±0,15a

0,35±0,02

---

0,27±0,01b

1,14±0,16c

0,46±0,06b

0,71±0,07b

0,29±0,15b

0,62±0,04

2,32±0,32b

0,92±0,09b

0,40±0,01

0,37±0,02 a

0,60±0,05a

4,14±0,42a

0,70±0,07a

1,25±0,09a

0,51±0,07a

0,83±0,07

6.08±0,88a

2,01±0,23a

0,33±0,01

---

0,29±0,03b

1,13±0,18c

0,43±0,04b

0,79±0,05b

0,54±0,06a

0,65±0,04

2,61±0,36b

1,03±0,08b

0,40±0,03

0,30±0,01b

0,50±0,04a

3,42±0,34b

0,56±0,06b

1,12±0,11a

0,41±0,03ab

0,81±0,10

5,15±0,61a

1,72±0,16a

0,33±0,03

0,24±0,02c

0,36±0,07b

1,79±0,26c

0,49±0,07b

0,89±0,11b

0,40±0,07ab

0,73±0,06

3,28±0,46b

1,20±0,20b

0,37±0,07

129

Para avaliar a captação de CO2 por D. menstrualis, estes espécimes foram cultivados em

laboratório com água do mar esterilizada com adição de NO3- e CO2, e a concentração de CO2 na

água do mar foi avaliada no início e após 1 h, 24 h e 1 semana do início do experimento. Não

houve diferença entre a concentração inicial de CO2 e a concentração após 1 h, tanto dos frascos

contendo as algas quanto dos controles sem alga. Após 24 h, houve uma diminuição na

concentração de CO2 no meio contendo as algas, sendo que a concentração de CO2 no controle

sem alga permaneceu igual à concentração inicial. Entretanto, após 1 semana, houve grande

diminuição na concentração de CO2 tanto dos frascos com alga como dos controles sem alga.

Dessa forma, serão apresentados os resultados obtidos após 24 h de cultivo.

Não houve diferença significativa na taxa de remoção de CO2 entre os tratamentos com e

sem adição NO3- (figura 49). A remoção de CO2 nos meios com e sem adição de CO2 foi alta,

variando de 71,5% (no tratamento sem adição de CO2 e com NO3-) a 34,8% (tratamentos com

adição de CO2) (figura 49).

Figura 49. Concentrações iniciais e finais de CO2 presentes na água do mar (mM) e concentração

de CO2 removida e porcentagens de remoção do CO2 apresentadas por Dictyota menstrualis

cultivada em água do mar com e sem adição de nitrato e CO2. Valores correspondem a média ± o

desvio padrão (n=3).

34,8%±5,9 34,8%±18,9

58,5%±8,8 71,5%±11,8

[Inicial]

[Final]

[Removida]

0,5

0,4

0,3

0,2

0,1

0,0

Con

ce

ntr

açã

o

(mM

)

Tratamentos

CO2-N CO2+N Ar-N Ar+N

130

5. DISCUSSÃO


brasileiras e antárticas

Ao comparar o desempenho fotossintetizante apresentado pelos representantes de

rodófitas, heterocontófitas e clorófitas do litoral brasileiro, observou-se que as rodófitas exibiram

os menores valores de ETRmax e Ik. Este resultado pode estar relacionado ao fato de que as

rodófitas possuem a melhor adaptação cromática para fotossintetizar em baixas irradiâncias

(Dring, 1981). Resultados semelhantes foram observados por Necchi (2004) que, ao estudar as

características fotossintéticas de 33 espécies de macroalgas de ambientes lóticos, chegou a

conclusão de que as rodófitas são mais adaptadas a baixas irradiâncias e possuem características

de plantas de sombra. Entretanto, o mesmo não foi observado para as algas antárticas, uma vez

que os valores de ETRmax e Ik apresentados pelas rodófitas e heterocontófitas foram muito

parecidos. Além disso, esses valores foram mais baixos do que os apresentados pelos respectivos

grupos brasileiros. Weykam et al. (1996), ao estudarem as características fotossintéticas de 36

espécies de macroalgas antárticas, observaram altos valores de alfa e baixos valores de Ik. Os

autores sugerem que esses resultados indicam que esses organismos possuem baixo requerimento

para a luz, um requisito importante para sobreviver nesse ambiente caracterizado por longos

períodos de luz fraca.

As espécies Dictyota menstrualis e Ulva lactuca apresentaram os maiores valores de

ETRmax e Ik. Esses resultados evidenciam a adaptação de U. lactuca às regiões com altas

irradiâncias e sugerem que tal espécie possui mecanismos que permitem evitar os danos causados

pela luz sobre o aparato fotossintetizante, o que explica a sua ocorrência na zona do supralitoral.

Embora D. menstrualis seja uma espécie encontrada na zona do mesolitoral e infralitoral (Pereira

131

& Soares-Gomes, 2002), os resultados provenientes da curva FI mostram que a saturação da taxa

de fotossíntese dessa alga é atingida em valores de irradiância maiores do que as outras espécies

analisadas no presente estudo (exceto Ulva) e que esta espécie não apresentou fotoinibição.

Resultados semelhantes foram observados para as espécies Dictyota bartayresii J.V.Lamouroux,

D. dichotoma (Hudson) J.V.Lamouroux, D. divaricata (J.Agardh) J.Agardh da Ilha Bermuda

ocorrentes em profundidades entre 27–49 m, que apresentaram alta capacidade fotossintetizante e

a saturação pela luz não foi evidenciada em valores de irradiância maiores de 300 μmol fótons

m−2

s−1

(Peckol & Ramus, 1992).

Ao comparar o conteúdo de Cla entre as diferentes divisões estudadas observou-se que as

rodófitas apresentaram o menor conteúdo de cla. Dentre as heterocontófitas provenientes de

diferentes locais, as de Rio do Fogo – RN foram as que apresentaram maior conteúdo desse

pigmento, devido à elevada concentração encontrada nas espécies Spatoglossum schroederi,

Dictyota mentrualis e Padina gymnospora. Weykam & Wiencke (1996) observaram que o

aumento da taxa de fotossíntese de Palmaria decipiens resultou da maior concentração do

conteúdo de Cla e ficobilinas. Resultado semelhante foi encontrado no nosso trabalho, uma vez

que as rodófitas apresentaram menor desempenho fotossintetizante do que os outros grupos e D.

menstrualis foi uma das espécies que apresentou os maiores valores de ETRmax e IK. Entretanto,

essa relação não foi observada para Ulva lactuca, uma vez que ela apresentou os maiores valores

de ETRmax e IK, mas apresentou valores baixos de Cla. Esta diferença no conteúdo de Cla entre

D. menstrualis e U. lactuca pode estar relacionada ao habitat, uma vez que enquanto D.

menstrualis é encontrada no infra e mesolitoral, U. lactuca é uma alga comumente encontrada na

região do supralitoral e é conhecido que com o aumento da profundidade há um aumento na

concentração de Cla e outros pigmentos acessórios (Ramus et al., 1976).

132

O conteúdo de ficobiliproteínas foi maior nas espécies antárticas, o que pode estar

relacionado ao fato de que esses organismos vivem em um ambiente caracterizado por longos

períodos de luz fraca, como já foi discutido anteriormente. Dentre as rodófitas brasileiras,

destaca-se Aglaothamnion uruguayense, que apresentou os maiores valores de AFC, FC e FE, o

que torna essa espécie interessante, uma vez que estudos demonstram que a FC é uma

importante substância bioativa que inibe o crescimento de células cancerígenas (Zhang et al.

2001). Além disso, a FE pode ser utilizada como marcador fluorescente em análises por

citometria de fluxo e em ensaios para avaliar o stress oxidativo (MuhL et al., 2011; Cao & Prior,

1998). Entretanto, são necessários mais estudos para avaliar o potencial de A. uruguayense para

tal finalidade.

As rodófitas brasileiras apresentaram maior conteúdo de carboidratos solúveis totais e

proteínas solúveis totais do que as heterocontófitas procedentes do mesmo local. O mesmo foi

observado por McDermid & Stuercke (2003), que, ao estudar a composição nutricional de 22

espécies de macroalgas, constataram que Halymenia formosa Harvey ex Kützing e Porphyra

vietnamensis T.Tanaka & Pham-Hoàng Ho foram as espécies com maior conteúdo protéico.

Entretanto, esses autores verificaram que além das rodófitas, as clorófitas também apresentaram

alto conteúdo de carboidratos solúveis totais, diferente dos nossos resultados. A espécie brasileira

com maior conteúdo de proteínas foi Aglaothamnion uruguayense, o que agrega mais valor a essa

espécie. As espécies que apresentaram o maior conteúdo de carboidratos foram Bryothamnion

seaforthii, Gracilaria mammillaris e Laurencia dendroidea. Dentre essas três espécies, destaca-se

B. seaforthii, uma vez que estudos tem demonstrado que frações de carboidratos extraídos dessa

espécie apresentam atividade antinociceptiva (Vieira et al., 2004).

O maior conteúdo de proteínas solúveis totais apresentado pelas heterocontófitas antárticas

está de acordo com dados da literatura, uma vez que as macroalgas antárticas possuem alto teor

133

de N nos tecidos, consequência da alta disponibilidade desse nutriente no oceano antártico

(Wiencke & Amsler, 2012), o que não ocorre no Brasil, uma vez que a costa brasileira é

caracterizada por águas oligotróficas.

Houve grande variação no conteúdo de lipídeos totais, sendo que as heterocontófitas foram

as macroalgas que apresentaram os maiores valores, destacando-se as espécies Dictyota

menstrualis e Spatoglossum schroederi. McDermid & Stuercke (2003) e Gosch et al. (2012)

também encontraram os maiores valores de lipídeos totais em espécies do gênero Dictyota e

Spatoglossum.

As clorófitas coletadas em Ubatuba – SP apresentaram maior teor de ácidos graxos totais

e monoinsaturados do que as rodófitas procedentes do mesmo local. Patarra (2008) também

observou os maiores teores de ácidos graxos monoinsaturados nas espécies Chaetomorpha

pachynema (Montagne) Kützing e Codium elisabethae O.C.Schmidt. As heterocontófitas,

coletadas em Rio do Fogo – RN e na Antártica, também apresentaram maior conteúdo de ácidos

graxos totais, saturados, monoinsaturados e poliinsaturados do que as rodófitas provenientes dos

mesmos locais. Resultados semelhantes foram encontrados por Gosch et al. (2012), uma vez que

os maiores valores de ácidos graxos foram encontrados em representantes das algas pardas e

verdes.

Ao comparar os diferentes locais de coleta, observou-se um maior teor de ácidos graxos

totais, saturados e poliinsaturados nas macroalgas provenientes de Rio do Fogo – SP. Esses

resultados são consequência do elevado conteúdo desses ácidos graxos nos representantes da

ordem Dictyotales que foram coletados nesse local, uma vez que as espécies Spatoglossum

schroederi e Dictyota menstrualis foram as que apresentaram maior conteúdo de ácidos graxos.

A espécie Spatoglossum schroederi destacou-se por apresentar altos valores de ácidos

graxos saturados, monoinsaturados e poliinsaturados, sendo que os ácidos majoritários foram os

134

saturados, seguido dos poliinsaturados. Dictyota menstrualis apresentou valores parecidos de

ácidos graxos saturados, monoinsaturados e poliinsaturados, sendo que esta espécie foi que a

exibiu a maior proporção de ácidos graxos monoinsaturados. No trabalho realizado por Gosch et

al. (2012), S. schroederi também foi a espécie com maior teor de ácidos graxos, sendo que os

ácidos graxos saturados e poliinsaturados foram majoritários, com seus valores sendo muito

próximos. O mesmo foi observado para Dictyota bartayresii e D. dichotoma, o que difere dos

resultados encontrados no presente trabalho, uma vez que D. menstrualis apresentou maior

proporção de ácidos graxos monoinsaturados do que as outras espécies.

Os ácidos graxos saturados foram majoritários para todas as espécies estudadas, exceto

para Desmarestia anceps e Himantothallus grandifolius, que apresentaram maiores valores de

ácidos graxos poliinsaturados. Além disso, as rodófitas antárticas apresentaram mais ácidos

graxos poliinsaturados do que as brasileiras. Esses resultados estão de acordo com os dados da

literatura, uma vez que as algas polares são ricas em ácidos graxos poliinsaturados, uma

característica importante para a manutenção da fluidez e funcionalidade das membranas em

baixas temperaturas (Becker et al., 2010).

Para todas as espécies estudadas, o acido hexadecanóico (C16:0) foi o ácido graxo

saturado majoritário. O mesmo foi observado por Gosch et al. (2012), Gressler et al. (2010),

Gressler et al. (2011) e Guaratini (2008). Entretanto, Patarra (2008) observou que para a espécie

Chaetomorpha pachynema o ácido saturado majoritário foi o tetradecanóico (C14:0).

Para a maioria das espécies estudadas, o ácido graxo octadecenóico (C18:1Δ9) foi o ácido

graxo monoinsaturado majoritário. Gressler et al. (2010; 2011) observaram que o C18:1Δ9 foi o

ácido monoinsaturado que ocorreu em maior concentração para todas as rodófitas estudadas.

Entretanto, Guaratini (2008) e Patarra (2008) encontraram variações, uma vez que as espécies

Hypnea spinella e Chaetomorpha pachynema apresentaram maior concentração dos ácidos

135

hexadecenóico (C16:1Δ9) e pentadecenóico (C15:1Δ10), respectivamente. Dictyota menstrualis e

Solieria filiformis, estudadas no presente trabalho, também apresentaram maior concentração do

ácido C16:1Δ9, diferentemente do que foi observado por Gosch et al. (2012), uma vez que as

espécies do gênero Dictyota estudadas por eles apresentaram maior teor de C18:1Δ9.

Em relação aos ácidos graxos poliinsaturados, ou o ácido eicosatetraenóico (C20:4

Δ5,8,11,14) ou o ácido eicosapentaenóico (C20:5 Δ5,8,11,14,17) foram os ácidos graxos

majoritários. Essa variação também foi encontrada por Gressler (2010), Gosch et al. (2012) e

Guaratini (2008).

Apesar de muitas macroalgas possuírem baixo teor de lipídeos, o seu conteúdo de ácidos

graxos poliinsaturados é alto quando comparado ao das plantas terrestres (Darcy-Vrillon, 1993).

Além disso, esses organismos sintetizam ω-3 e ω-6, nutrientes essenciais para os mamíferos, e

estudos sugerem que o aumento da quantidade de ω-3 na dieta é benéfico a saúde, sendo que

alimentação humana deve conter uma relação ω-6/ω-3 de, no máximo, 5:1 (Patarra, 2008).

Dentre as espécies estudadas, o ω-3 não foi identificado apenas em Cryptonemia crenulata,

Gracilaria birdiae, G. cervicornis, G. mammillaris, Cladophoropsis membranacea e

Rhizoclonium africanum. Nas demais espécies, a relação ω-6/ω-3 foi abaixo de 3:1, sendo que o

valor mais alto ocorreu para Dictyopteris deliculata (2,91±0,06

mg/ g peso seco). Esse resultado

evidencia o potencial desses organismos para serem explorados como nutracêuticos, uma vez que

podem ser empregados para enriquecer o conteúdo de ω-3 na dieta humana.

A partir dos resultados obtidos, foi possível selecionar a espécie com as melhores

características para a produção de biodiesel. Os principais parâmetros observados para essa

escolha foram a taxa de fotossíntese e o conteúdo de lipídeos e ácidos graxos, uma vez que o

organismo utilizado para tal finalidade deve conter uma alta taxa de crescimento e de

produtividade primária, ser rico em óleo e produzir um perfil adequado de ácidos graxos.

136

Dessa forma, a espécie escolhida foi D. menstrualis, pois além de altos valores de alfa e

de ETR max, ela apresentou alto conteúdo de lipídeos e ácidos graxos, além de ter se destacado

das demais espécies por exibir alto teor de ácidos graxos monoinsaturados, característica

importante para a obtenção de um biodiesel com maior estabilidade oxidativa e que não que

precipite quando submetido a temperaturas menores (Serdari et al., 1999).

Além da seleção de uma espécie de macroalga com potencial para a produção de

biodiesel, esta etapa do projeto evidencia outras possíveis aplicações biotecnológicas desse grupo

de organismos tão diversificado, mostrando a importância da existência de trabalhos na área para

contribuir com o desenvolvimento biotecnológico do Brasil, a partir da utilização sustentável dos

recursos marinhos.


Schnetter, Hörning & Weber-Peukert cultivada em laboratório

Após a escolha da espécie com potencial para a produção de biodiesel baseada nas suas

características fotossintéticas e bioquímicas, foi realizado o estabelecimento do seu cultivo em

laboratório avaliando-se o crescimento e a taxa de fotossíntese. Essa etapa é fundamental, uma

vez que é muito importante que o produto de interesse seja obtido a partir da biomassa

proveniente de sistemas de cultivo e não de populações naturais da espécie produtora.

Mendes et al. (2012), após otimizar as condições de temperatura, luz e nutrientes para o

cultivo em água do mar sintética de Gracilaria domingensis, observou que a maior TC desse

espécime foi de 6,4 % d-1

, valor próximo do obtido quando o cultivo foi realizado em água do

mar enriquecida com a solução de von Stosch, que variou de 6,5 a 7 % d-1

. Para as linhagens

marrom (selvagem) e verde-clara da rodófita Hypnea musciformis, a maior TC observada foi de

aproximadamente 16% (Yokoya et al., 2007). Comparando-se esses resultados com a TC de D.

137

menstrualis cultivada com VSES/2, que foi de 11,1 % d-1

, pode-se constatar que esse espécime

apresentou uma alta TC quando cultivado em laboratório, uma vez que esse valor está próximo

ou até maior de alguns valores apresentados na literatura para outras espécies de macroalgas

(Cunha et al., 1999).

D. menstrualis também teve um bom desempenho fotossintetizante quando cultivada em

laboratório. Embora os valores de ETRmax e Ik tenham sido menores do que os valores obtidos

com a espécie em campo, esses valores são similares ou maiores do que os encontrados para

outras espécies de macroalgas cultivadas em laboratório (Yokoya et al., 2007; Barufi, 2010).


o metabolismo e a composição bioquímica de D. menstrualis cultivada em biorreatores e

sobre a captação do CO2 por D. menstrualis cultivada em laboratório

Apesar da concentração de CO2 testada ter sido muito alta (44x maior do que a

concentração dos tratamentos sem injeção de CO2) e do pH ter baixado de aproximadamente 8,3

(nos tratamentos sem injeção de CO2) para 6,5, não houve inibição da TC de D. menstrualis

cultivada sob essas condições. Entretanto, a TC foi limitada pela ausência de NO3- no meio,

sendo que nos tratamentos com NO3- ela variou de 14 a 16% d

-1. O mesmo não foi observado

para Ulva rigida C. Agardh (Chlorophyta), Lomentaria articulata (Hudson) Lyngbye

(Rhodophyta) e Hizikia fusiforme (Harv.) Okamura (Phaeophyceae), uma vez que o aumento da

concentração de CO2 ocasionou um aumento na TC (Gordillo et al., 2001; Kubler et al., 1999;

Zou, 2005). Já para Porphyra leucosticta Thuret et Le Jolis (Rhodophyta), o aumento da

concentração de CO2 no ar de apenas 1% ocasionou o decréscimo da TC de 5,8 ± 1,39

(tratamento sem CO2) para 0,91 ± 0,11 (tratamento com CO2) (Mercado et al., 1999).

138

O conteúdo de Cla foi maior nos tratamentos com adição de NO3-. Entretanto, quando foi

adicionado CO2 no meio, a concentração de Cla de D. menstrualis cultivada com limitação de

NO3- foi igual a todos os tratamentos com saturação de NO3

-, o que evidencia que a resposta

dessa macroalga, para este parâmetro, ao stress causado pela limitação de NO3- foi alterada em

função do aumento da concentração de CO2.

Apesar do aumento de CO2 não ter causado efeitos sobre a TC, houve um grande aumento

nos valores de ETRmax e Ik quando D. menstrualis foi cultivada em meio com adição de CO2,

saturado em NO3-. O mesmo não foi observado por Zou (2005), uma vez que não houve diferença

significativa nos valores de ETRmax de H. fusiforme cultivada em tratamentos com e sem

enriquecimento com CO2. Entretanto, o Ik foi menor quando essa espécie foi cultivada com CO2.

Já para P. leucosticta, o aumento na concentração de CO2 ocasionou um aumento no ETRmax

(Mercado et al., 1999).

Diferenças nos valores de ETRmax podem estar relacionadas com a concentração das

unidades fotossintéticas e com seu tempo de turnover mínimo. O tempo de turnover do aparato

fotossintetizante, por sua vez, muda como resultado de alterações na taxa de transporte de

elétrons entre o fotossistema II e I (Mercado et al., 1999). Dessa forma, os maiores valores de

ETRmax e Ik indicam uma maior concentração e melhor funcionamento do aparato

fotossintetizante de D. menstrualis cultivada com adição de CO2 e NO3-, o que é evidenciado pela

maior ETR apresentada tanto na curva FI como na de Kautsky. Além disso, tanto a ETR como o

RQE dos espécimes cultivados nesse tratamento aumentaram rapidamente durante os primeiros

minutos de iluminação da curva de Kautsky, o que indica a ativação das enzimas do Ciclo de

Calvin e um aumento na fixação de CO2 (Heinz Walz GmbH, 1998), processo que também foi

evidenciado pela maior atividade da enzima Rubisco.

139

Entretanto, no tratamento com aeração, sem adição de CO2 e NO3-, os valores de ETR da

curva de Kautsky foram os mais baixos e os valores de NPQ foram os mais altos. Durante a

adaptação ao escuro, as enzimas do Ciclo de Calvin são parcialmente inativadas. Essas enzimas

são ativadas pela luz, durante os primeiros minutos de iluminação. Durante esse período, o O2 e

não CO2 é o aceptor final de elétrons. O fluxo de elétrons dependente de O2 e o fluxo cíclico de

elétrons do fotossistema I criam um gradiente de prótons, o qual será utilizado para a síntese de

ATP, que, por sua vez, será consumido quando o Ciclo de Calvin estiver ativo. Durante esse

período, haverá um aumento no NPQ que irá declinar conforme o aumento da fixação de CO2 e

do consumo de ATP aumentar (Heinz Walz GmbH, 1998). Assim, os baixos valores de ETR e

altos valores de NPQ evidenciam que durante os minutos de iluminação da curva de Kautsky, o

ciclo de Calvin de D. menstrualis, cultivada com aeração, sem adição de CO2 e NO3-, não estava

totalmente ativo, o que pode ser consequência de um menor número de enzimas. Entretanto, não

foi possível mensurar a atividade da Rubisco desse tratamento pelo método testado.

Assim como a Rubisco, a atividade da NR também foi maior no tratamento com adição de

CO2 e NO3-. Entretanto, houve pouca variação na atividade da AC entre os diferentes tratamentos

avaliados. Resultados semelhantes foram observados por Zou (2005), uma vez que o aumento da

concentração de CO2 no meio ocasionou um aumento na captação de NO3- e na atividade da NR

de H. fusiforme, indicando um aumento na assimilação de N. Apesar disso, o conteúdo de

proteínas solúveis totais e de N total no tecido de D. menstrualis variou em função da

presença/ausência de nitrato no meio e não da presença de CO2. O mesmo não foi observado por

Mercado et al. (1999), uma vez que o aumento de CO2 no meio ocasionou um decréscimo no

conteúdo de proteínas solúveis totais de P. leucosticta. Também houve uma relação inversamente

proporcional entre o conteúdo de N do tecido de L. articulata e a concentração de CO2 no meio

(Kubler et al., 1999). Já para Gracilaria lemaneiformis (Bory) Weber-van Bosse (Rhodophyta),

140

não houve alteração no conteúdo de proteínas com a alteração da concentração de CO2 no cultivo

(Zou & Gao, 2009).

O conteúdo de carboidratos solúveis totais de D. menstrualis foi maior no tratamento com

adição de CO2 e NO3-. Mercado et al. (1999) também observou um aumento no conteúdo de

carboidratos solúveis totais de P. leucosticta com o aumento de CO2 no meio. Tem sido proposto

que a limitação por N estimula a síntese de lipídeos pelas algas (Rosenberg et al. 2008).

Entretanto, D. menstrualis apresentou o maior conteúdo de lipídeos totais no meio com saturação

por NO3-, sendo que também houve estímulo do CO2. Para G. lemaneiformis, a resposta à

deficiência ao N dependeu da concentração de CO2, sendo que em baixo CO2 houve um aumento

na síntese de lipídeos (Zou & Gao, 2009).

O conteúdo de ácidos graxos totais e poliinsaturados foi maior nos tratamentos com

adição de NO3-, independente da concentração de CO2. Resultados similares foram encontrados

por Hu & Gao (2006), uma vez que para Nannochloropsis sp. (Eustigmatophyte) também houve

aumento no conteúdo de ácidos graxos poliinsaturados em função da concentração de NO3- no

meio. Diferente dos resultados do presente trabalho, Tsuzuki et al. (1990) observaram que a

concentração de CO2 afetou a composição dos ácidos graxos da microalga Chlorella vulgaris

Beyerinck (Chlorophyta), sendo que o grau de insaturação desses ácidos foi maior nas células

cultivadas com baixa concentração de CO2.

O perfil de ácidos graxos de D. menstrualis cultivada nos biorreatores foi caracterizado

por um alto conteúdo de ácidos graxos poliinsaturados, com destaque para os omegas-3. Esse

resultado difere do obtido com o espécime coletado em campo, que se sobressaiu pelo seu alto

teor em ácidos graxos monoinsaturados. Dessa forma, a biomassa de D. menstrualis proveniente

do cultivo em laboratório se mostrou mais indicada para a utilização como nutracêutico do que

para a aplicação como biodiesel. Entretanto, quando esse espécime foi cultivado sem adição de

141

nitrato, houve uma diminuição no teor de ácidos graxos poliinsaturados, sem alteração no

conteúdo total de ácidos graxos monoinsaturados. Além disso, a alteração de determinados

fatores abióticos pode aumentar o teor de ácidos graxos monoinsaturados. Por exemplo,

Nagashima et al. (1995) observou que o aumento da temperatura de cultivo de 10 para 20 ºC

ocasionou uma diminuição no conteúdo de ácidos graxos poliinsaturados e um aumento no teor

de ácidos graxos monoinsaturados de Chlorella sorokiniana Shihira & R.W.Krauss. Dessa forma,

a aplicação de D. menstrualis para a produção de biodiesel não está desconsiderada. Entretanto

ainda são necessários estudos para encontrar a melhor condição para aumentar o teor de ácidos

graxos monoinsaturados na espécie. Além disso, o conteúdo de manitol dessa espécie aumentou

com o aumento da concentração de CO2 no meio, o que indica que o resíduo gerado após a

extração do óleo, pode ser usado para a obtenção de açúcares fermentáveis para a produção de

bioetanol. Contudo, estudos adicionais são necessários para maximizar a utilização de D.

menstrualis para tal finalidade.

Não houve diferença significativa na taxa de remoção de CO2 entre os tratamentos com e

sem adição NO3-. Como esse parâmetro foi medido após 24h de cultivo, provavelmente durante

esse período não houve degradação de grandes quantidades de proteínas no tratamento sem

adição de NO3-, e a Rubisco estava ativa nos espécimes cultivados com e sem adição de NO3

-. A

remoção de CO2 nos meios sem e com adição de CO2 foi alta, variando de 71,5% a 34,8%,

respectivamente. Chlorella sp. removeu 58% e 16% de CO2 quando cultivada em meio com 2% e

15% desse elemento, respectivamente (Chiu et al., 2007). Kaladharan et al. (2009) também

observaram um decréscimo na % de remoção de CO2 do meio para Gracilaria corticata

(J.Agardh) J.Agardh (Rhodophyta), Sargassum polycystum C.Agardh (Phaeophyceae) e Ulva

lactuca com o aumento da concentração do mesmo no meio. Quando essas espécies foram

cultivadas com a maior concentração de CO2 testada (25 mg/L), as taxas de remoção foram,

142

respectivamente, 20, 40 e 60%. Esses resultados indicam a eficiência das algas marinhas em

remover o excesso de CO2 dissolvido na água do mar e que os valores apresentados por D.

menstrualis estão próximos dos valores encontrados por outras espécies de algas.

6. CONCLUSÕES

As macroalgas constituem um grupo muito diversificado de organismos, apresentando

diferenças no ciclo de vida, na forma do talo, no tamanho e na composição bioquímica, entre

outras características. Ao avaliar a composição bioquímica de 25 espécies de macroalgas

coletadas no litoral brasileiro e de 6 espécies coletadas na Antártica, pudemos constatar essa

variedade bioquímica bem como observar algumas diferenças que esses organismos apresentam

ocasionadas pela influência dos fatores abióticos, como a luz e a temperatura.

A diversidade bioquímica existente nesse grupo de organismos abre uma gama de

possibilidades para a sua utilização para diferentes finalidades. A partir dos resultados desse

trabalho, as seguintes espécies destacam-se para aplicação na indústria biotecnológica:

- Aglaothamnion uruguayense, devido aos altos valores de FC e FE, pigmentos com

características bioativas e que podem ser utilizados como marcador fluorescente em análises por

citometria de fluxo. Além disso, essa espécie apresentou alto teor de proteínas, o que evidencia

sua possível utilização como suplemento alimentar;

- Bryothamnion seaforthii, Gracilaria mammillaris e Laurencia dendroidea apresentaram

ao alto conteúdo de carboidratos e estudos demonstram que frações de carboidratos extraídos de

diferentes espécies de macroalgas podem apresentar diferentes atividades biológicas. Dessa

forma, essas espécies podem ser interessantes para serem estudadas para tal finalidade;

143

- Spatoglossum schroederi e Dictyota menstrualis apresentaram os maiores valores de

ácidos graxos totais, saturados, monoinsaturados e poliinsaturados, destacando-se pelo alto

conteúdo de ácidos graxos poliinsaturados e ω-3 e pelo alto conteúdo de ácidos graxos

monoinsaturados, respectivamente. Esse resultado evidencia uma possível utilização de S.

schroederi como nutracêutico e de D. menstrualis como fonte de biodiesel.

É importante ressaltar que os resultados apresentados nessa etapa do trabalho direcionam

uma possível aplicação biotecnológica para as espécies que se destacaram, entretanto estudos

adicionais devem ser realizados para tal finalidade. Além disso, uma atenção maior foi dada às

espécies que apresentaram os maiores valores dos compostos avaliados, o que não descarta a

importância e possível utilização para as mais variadas finalidades das demais espécies estudadas

no presente trabalho.

Como já mencionado acima, a partir dos resultados obtidos com as algas coletadas em

campo, concluímos que D. menstrualis foi a espécie que apresentou as melhores características

para ser utilizada como fonte para produção de biodiesel, devido a sua alta taxa de fotossíntese,

alto teor de lipídeos e ácidos graxos e alto teor de ácidos graxos monoinsaturados. Entretanto,

quando esse espécime foi cultivado em biorreatores, houve um aumento no seu teor de ácidos

graxos poliinsaturados e ω-3, o que a torna mais interessante para ser aproveitada como

nutracêutico do que como matéria-prima para a produção de biodiesel. Apesar disso, a sua

aplicação como fonte de biodiesel não deve ser desconsiderada, uma vez que alterações nas

condições de cultivo acarretam em modificações no perfil de ácidos graxos. Com base nos

resultados obtidos, as perspectivas para a produção de biodiesel a partir de macroalgas marinhas

deverão contemplar estudos para encontrar as melhores condições de cultivo para que ocorra o

aumento na biossíntese de ácidos graxos monoinsaturados.

144

7. REFERÊNCIAS BIBLIOGRÁFICAS

Amancio, C.E. 2007. Precipitação de CaCO3 em algas marinhas calcáreas e balanço de CO2

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150

APÊNDICE I

Figura 50. Cromatograma do padrão de ácidos graxos metilados (Supelco 37) injetados e

analisados por CG-EM. A. Visão geral de todos os picos. B. Detalhe dos picos 16 e 17.

Picos: 1. C6:0; 2. C8:0; 3. C10:0; 4. C11:0; 5. C12:0; 6. C13:0; 7. C14:0; 8. C14:1; 9. C15:0; 10.

C15:1; 11. C16:0; 12. C16:1Δ9; 13. C17:0; 14. C17:1; 15. C18:0; 16. C18:1Δ9c; 17. C18:1Δ9t;

18. C18:2Δ9,12c; 19. C18:2Δ9,12t; 20. C18:3Δ6,9,12; 21. C18:3Δ9,12,15; 22. C20:0; 23.

C20:1Δ11; 24. C20:2Δ11,14; 25. C20:3Δ8,11,14; 26. C21:0; 27. C20:4Δ5,8,11,14; 28.

C20:3Δ11,14,17; 29. C20:5Δ5,8,11,14,17; 30. C22:0; 31. C22:1Δ13; 32. C22:2Δ13,16; 33.

C23:0; 34. C24:0; 35. C22:6Δ4,7,10,13,16,19; 36. C24:1Δ15.

5 10 15 20 25 30 35 40 45 50 55 60 65 70 75 80 85

1 2

Intensidade

x 1000000

3

4

5

6

7

8 9

10

11

12 13

14

15 16 e 17

18 19 20 21

22

23

24 25 26 27 28

29

30

31 32 33

34 35

36

36,75 37,00 37,25 37,50 37,75 38,00 38,25 38,50 38,75

Intensidade

x 1000000

A

B

Tempo (min)

2,50

2,00

1,5

1,0

0,5

0,0

1,0

0,8

0,6

0,4

0,2

0,0

16

17

151

Figura 51. Cromatograma do perfil de ácidos graxos metilados de Acantophora spicifera

injetados e analisados por CG-EM. A. Visão geral de todos os picos. B e C. Detalhe dos picos.

Picos: 6. C13:0; 7. C14:0; 9. C15:0; 11. C16:0; 12. C16:1Δ9; 13. C17:0; 15. C18:0; 16.

C18:1Δ9c; 18. C18:2Δ9,12c; 21. C18:3Δ9,12,15; 25. C20:3Δ8,11,14; 27. C20:4Δ5,8,11,14; 29.

C20:5Δ5,8,11,14,17; 37. C16:1Δ7; 38. C18:1Δ11. Os ácidos graxos C16:1Δ7 e C18:1Δ11 não

constam no padrão e foram identificados pela biblioteca NIST08, com uma similaridade de 90 e

94%, respectivamente.

Intensidade

x 10.000.000

1,0

0,8

0,6

0,4

0,2

0,0

5 10 15 20 25 30 35 40 45 50 55 60 65 70 75 80 85

6

BHT

7

9

11

12

37 13

15

16

38 18

21 25

27

29

1,0

0,8

0,6

0,4

0,2

0,0

Intensidade

x 10.000.000

Intensidade

x 1.000.000

22,5 23,5 24,5 25,5 26,5 27,5 28,5 29,5 30,5

32,5 35,0 37,5 40,0 42,5 45,0 47,5 50,0 52,5 55,0 57,5 60,0

A

B

C 2,5

2,0

1,5

1,0

0,5

0,0 37

Tempo (min)

152

Figura 52. Cromatograma do perfil de ácidos graxos metilados de Aglaothamnion uruguayense


Picos: 6. C13:0; 7. C14:0; 9. C15:0; 11. C16:0; 12. C16:1Δ9; 13. C17:0; 15. C18:0; 16.

C18:1Δ9c; 18. C18:2Δ9,12c; 21. C18:3Δ9,12,15; 27. C20:4Δ5,8,11,14; 29. C20:5Δ5,8,11,14,17;

37. C16:1Δ7; 38. C18:1Δ11. Os ácidos graxos C16:1Δ7 e C18:1Δ11 não constam no padrão e

foram identificados pela biblioteca NIST08, com uma similaridade de 90 e 94%,

respectivamente.

5 10 15 20 25 30 35 40 45 50 55 60 65 70 75 80 85

Intensidade

x 1.000.000 10

8

6

4

2

0

Intensidade

x 1.000.000

10

8

6

4

2

0

20 21 22 23 24 25 26 27 28 29 30 31

32,5 35 37,5 40 42,5 45,0 47,5 50 52,5 55,0 57,5 60,0 62,5 65,0

1,5

1,0

0,5

0,0

6

BHT

7

9

11

12

Intensidade

x 1.000.000

13

15

16

38

18 21

27

29

A

B

C

37

Tempo (min)

153

Figura 53. Cromatograma do perfil de ácidos graxos metilados de Asparagopsis taxiformis


Picos: 5. C12:0; 6. C13:0; 7. C14:0; 9. C15:0; 11. C16:0; 12. C16:1Δ9; 13. C17:0; 15. C18:0; 16.

C18:1Δ9c; 18. C18:2Δ9,12c; 20. C18:3Δ6,9,12; 25. C20:3Δ8,11,14; 27. C20:4Δ5,8,11,14; 29.

C20:5Δ5,8,11,14,17; 37. C16:1Δ7; 38. C18:1Δ11; 39. C16:2Δ9,12. Os ácidos graxos C16:1Δ7,

C18:1Δ11 e C16:2Δ9,12 não constam no padrão e foram identificados pela biblioteca NIST08,

com uma similaridade de 90, 94 e 94%, respectivamente.

Intensidade

x 10.000.000

5 10 15 20 25 30 35 40 45 50 55 60 65 70 75 80 85

1,00

0,75

0,50

0,25

0,00

Intensidade

x 10.000.000

1,00

0,75

0,50

0,25

0,00

21 22 23 24 25 26 27 28 29 30 31

Intensidade

x 1.000.000

2,0

1,5

1,0

0,5

0,0

32,5 33,0 37,5 40,0 42,5 45,0 47,5 50,0 52,5 55,0 57,5

6

BHT 7

9

11

12

5

37

39

13

15

16

38

18 20 25

27

29

A

B

C

Tempo (min)

154

Figura 54. Cromatograma do perfil de ácidos graxos metilados de Bryocladia thyrsigera


Picos: 6. C13:0; 7. C14:0; 9. C15:0; 11. C16:0; 12. C16:1Δ9; 13. C17:0; 15. C18:0; 16.

C18:1Δ9c; 18. C18:2Δ9,12c; 21. C18:3Δ9,12,15; 27. C20:4Δ5,8,11,14; 29. C20:5Δ5,8,11,14,17;

35. C22:6Δ4,7,10,13,16,19; 38. C18:1Δ11. O ácido graxo C18:1Δ11 não consta no padrão e foi

identificados pela biblioteca NIST08, com uma similaridade de 94%.

Intensidade

x 1.000.000

5 10 15 20 25 30 35 40 45 50 55 60 65 70 75 80 85

8

6

4

2

0

A

Intensidade

x 1.000.000

22 23 24 25 26 27 28 29 30 31

8

6

4

2

0

B

Intensidade

x 1.000.000

32,5 35,0 37,5 40,0 42,5 45,0 47,5 50,0 52,5 55,0 57,5

2,0

1,5

1,0

0,5

0,0

C

Tempo (min)

6

BHT

7

9

11

12

13

15

16

18

27

29

38

21

35

155

Figura 55. Cromatograma do perfil de ácidos graxos metilados de Bryothamnion seaforthii


Picos: 6. C13:0; 7. C14:0; 9. C15:0; 11. C16:0; 12. C16:1Δ9; 13. C17:0; 15. C18:0; 16.

C18:1Δ9c; 18. C18:2Δ9,12c; 21. C18:3Δ9,12,15; 27. C20:4Δ5,8,11,14; 29. C20:5Δ5,8,11,14,17;

38. C18:1Δ11. O ácido graxo C18:1Δ11 foi identificado pela biblioteca NIST08, com uma

similaridade de 94%.

5 10 15 20 25 30 35 40 45 50 55 60 65 70 75 80 85

8

6

4

2

0

6

BHT

7

11

12

13

15

16

38

18 21

27 29

A

B

C

6

4

2

0

22 23 24 25 26 27 28 29 30 31 32

2,00

1,50

1,00

0,50

0,00

32,5 35,0 37,5 40,0 42,5 45,0 47,5 50,0 52,5 55,0 57,5

Intensidade

x 1.000.000

Intensidade

x 1.000.000

Intensidade

x1.000.000

9

Tempo (min)

156

Figura 56. Cromatograma do perfil de ácidos graxos metilados de Cryptonemia crenulata


Picos: 6. C13:0; 7. C14:0; 9. C15:0; 11. C16:0; 12. C16:1Δ9; 15. C18:0; 16. C18:1Δ9c; 18.

C18:2Δ9,12c; 27. C20:4Δ5,8,11,14; 37. C16:1Δ7; 38. C18:1Δ11. Os ácidos graxos C16:1Δ7 e

C18:1Δ11 não constam no padrão e foram identificados pela biblioteca NIST08, com uma

similaridade de 90 e 94%, respectivamente.

A

Intensidade

x 1.000.000

5 10 15 20 25 30 35 40 45 50 55 60 65 70 75 80 85

8

6

4

2

0

Intensidade

x 1.000.000

8

6

4

2

0

B

22 23 24 25 26 27 28 29 30 31 32

Intensidade

x 100.000

8

6

4

2

0

C

37,5 40,0 42,5 45,0 47,5 50,0 52,5 55,0

6

BHT

7 9

11

12 37

15

16

38

18

27

Tempo (min)

157

Figura 57. Cromatograma do perfil de ácidos graxos metilados de Dichotomaria marginata



C18:2Δ9,12c; 29. C20:5Δ5,8,11,14,17; 30. C22:0; 34. C24:0; 36. C24:1Δ15; 37. C16:1Δ7; 38.

C18:1Δ11. Os ácidos graxos C16:1Δ7 e C18:1Δ11 não constam no padrão e foram identifico pela

biblioteca NIST08, com uma similaridade de 90 e 94%, respectivamente.

A

Intensidade

x 10.000.000

5 10 15 20 25 30 35 40 45 50 55 60 65 70 75 80 85

1,0

0,8

0,6

0,4

0,2

0,0

Intensidade

x 1.000.000

8

6

4

2

0

B

21 22 23 24 25 26 27 28 29 30 31

6

BHT

7 9

11

12

Intensidade

x 1.000.000

32,5 37,5 42,5 47,5 52,5 57,5 62,5 67,5 72,5

2,00

1,50

1,00

0,50

0,00

C

37 15

16

38

18

29 30

34

36

Tempo (min)

158

Figura 58. Cromatograma do perfil de ácidos graxos metilados de Gigartina skottsbergii


Picos: 6. C13:0; 7. C14:0; 9. C15:0; 11. C16:0; 12. C16:1Δ9; 13. C17:0; 15. C18:0; 16.

C18:1Δ9c; 18. C18:2Δ9,12c; 20. C18:3Δ6,9,12; 24. C20:2Δ11,14; 27. C20:4Δ5,8,11,14; 29.

C20:5Δ5,8,11,14,17; 38. C18:1Δ11. O ácidos graxo C18:1Δ11 não consta no padrão e foi

identifico pela biblioteca NIST08, com uma similaridade de 94%.

A

Intensidade

x 1.000.000

5 10 15 20 25 30 35 40 45 50 55 60 65 70 75 80 85

6

4

2

0

B

Intensidade

x 1.000.000

23 24 25 26 27 28 29 30 31 32 33

6

4

2

0

C

Intensidade

x 1.000.000

35 40 45 50 55 60 65 70

4

3

2

1

0

Tempo (min)

6

BHT

7

9

11

12

13

15

16 38 18

20 24

27

29

159

Figura 59. Cromatograma do perfil de ácidos graxos metilados de Gracilaria birdiae injetados e

analisados por CG-EM. A. Visão geral de todos os picos. B e C. Detalhe dos picos.

Picos: 6. C13:0; 7. C14:0; 11. C16:0; 12. C16:1Δ9; 15. C18:0; 16. C18:1Δ9c; 18. C18:2Δ9,12c;

25. C20:3Δ8,11,14; 27. C20:4Δ5,8,11,14; 38. C18:1Δ11. O ácidos graxo C18:1Δ11 não consta

no padrão e foi identifico pela biblioteca NIST08, com uma similaridade de 94%.

A

Intensidade

x 1.000.000

5 10 15 20 25 30 35 40 45 50 55 60 65 70 75 80 85

8

6

4

2

0

B

Intensidade

x 1.000.000

21 22 23 24 25 26 27 28 29 30 31 32

8

6

4

2

0

C

Intensidade

x 1.000.000

37,5 40,0 42,5 45,0 47,5 50,0 52,5 55,0

2,0

1,5

1,0

0,5

0,0

Tempo (min)

6

BHT

7

11

12

15

16

38

18 25

27

160

Figura 60. Cromatograma do perfil de ácidos graxos metilados de Gracilaria cervicornis


Picos: 6. C13:0; 7. C14:0; C16:0; 12. C16:1Δ9; 15. C18:0; 16. C18:1Δ9c; 18. C18:2Δ9,12c; 27.

C20:4Δ5,8,11,14; 38. C18:1Δ11. O ácido graxo C18:1Δ11 não consta no padrão e foi identifico

pela biblioteca NIST08, com uma similaridade de 94%.

A

Intensidade

x 1.000.000

5 10 15 20 25 30 35 40 45 50 55 60 65 70 75 80 85

6

4

2

0

B

Intensidade

x 1.000.000

22 23 24 25 26 27 28 29 30 31

6

4

2

0

C

Intensidade

x 100.000

37,5 40,0 42,5 45,0 47,5 50,0 52,5 55,0

8

6

4

2

0

6

BHT

7

11

12

15

16

38 18

27

Tempo (min)

161

Figura 61. Cromatograma do perfil de ácidos graxos metilados de Gracilaria mammillaris


Picos: 6. C13:0; 7. C14:0; 9. C15:0; 11. C16:0; 12. C16:1Δ9; 13. C17:0; 15. C18:0; 16.

C18:1Δ9c; 18. C18:2Δ9,12c; 25. C20:3Δ8,11,14; 27. C20:4Δ5,8,11,14; 37. C16:1Δ7; 38.

C18:1Δ11. Os ácidos graxos C16:1Δ7 e C18:1Δ11 não constam no padrão e foram identifico pela

biblioteca NIST08, com uma similaridade de 90 e 94%, respectivamente.

A

Intensidade

x 1.000.000

5 10 15 20 25 30 35 40 45 50 55 60 65 70 75 80 85

10

8

6

4

2

0

B

Intensidade

x 1.000.000

21 22 23 24 25 26 27 28 29 30 31 32

10

8

6

4

2

0

C

Intensidade

x 1.000.000

35,0 37,5 40,0 42,5 45,0 47,5 50,0 52,5 55,0

57,5

2,0

1,5

1,0

0,5

0,0

6

BHT

7

11

12

15

16

38 18

27

Tempo (min)

9 37

13 25

162

Figura 62. Cromatograma do perfil de ácidos graxos metilados de Hypnea musciformis injetados

e analisados por CG-EM. A. Visão geral de todos os picos. B e C. Detalhe dos picos.


C18:2Δ9,12c; 27. C20:4Δ5,8,11,14; 29. C20:5Δ5,8,11,14,17; 37. C16:1Δ7; 38. C18:1Δ11. Os

ácidos graxos C16:1Δ7 e C18:1Δ11 não constam no padrão e foram identifico pela biblioteca

NIST08, com uma similaridade de 90 e 94%, respectivamente.

A

Intensidade

x 1.000.000

5 10 15 20 25 30 35 40 45 50 55 60 65 70 75 80 85

6

4

2

0

B

Intensidade

x 1.000.000

6

4

2

0

22 23 24 25 26 27 28 29 30 31 32

6

BHT

7

11

12 9 37

C

Intensidade

x 100.000

10

8

6

4

2

0

32,5 35,0 37,5 40,0 42,5 45,0 47,5 50,0 52,5 55,0 57,5 60,0

15

16

38 18 27

Tempo (min)

29

163

Figura 63. Cromatograma do perfil de ácidos graxos metilados de Laurencia dendroidea



C18:2Δ9,12c; 27. C20:4Δ5,8,11,14; 29. C20:5Δ5,8,11,14,17; 37. C16:1Δ7; 38. C18:1Δ11. Os

ácidos graxos C16:1Δ7 e C18:1Δ11 não constam no padrão e foram identifico pela biblioteca


A

Intensidade

x 10.000.000

5 10 15 20 25 30 35 40 45 50 55 60 65 70 75 80 85

1,0

0,8

0,6

0,4

0,2

0,0

B

Intensidade

x 1.000.000

10

8

6

4

2

0

21 22 23 24 25 26 27 28 29 30 31

6

BHT

7

11

12 9 37

C

Intensidade

x 1.000.000

5

4

3

2

1

0 37,5 40,0 42,5 45,0 47,5 50,0 52,5 55,0 57,5 60,0

Tempo (min)

15

16

38 18

27

29

164

Figura 64. Cromatograma do perfil de ácidos graxos metilados de Palisada flagellifera injetados


Picos: 6. C13:0; 7. C14:0; 9. C15:0; 11. C16:0; 12. C16:1Δ9; 13. C17:0; 15. C18:0; 16.

C18:1Δ9c; 18. C18:2Δ9,12c; 23. C20:1Δ11; 27. C20:4Δ5,8,11,14; 29. C20:5Δ5,8,11,14,17; 37.

C16:1Δ7; 38. C18:1Δ11. Os ácidos graxos C16:1Δ7 e C18:1Δ11 não constam no padrão e foram

identifico pela biblioteca NIST08, com uma similaridade de 90 e 94%, respectivamente.

A

Intensidade

x 1.000.000

5 10 15 20 25 30 35 40 45 50 55 60 65 70 75 80 85

8

6

4

2

0

B

Intensidade

x 1.000.000

8

6

4

2

0

21 22 23 24 25 26 27 28 29 30 31 32

6

BHT 7

11

12 9 37

C

Intensidade

x 1.000.000

1,5

1,0

0,5

0,0

32,5 35,0 37,5 40,0 42,5 45,0 47,5 50,0 52,5 55,0 57,5 60,0

15

16

38 18

27 29

13 23

Tempo (min)

165

Figura 65. Cromatograma do perfil de ácidos graxos metilados de Palmaria decipiens injetados e



21. C18:3Δ9,12,15; 23. C20:1Δ11; 27. C20:4Δ5,8,11,14; 29. C20:5Δ5,8,11,14,17; 36. C24:1Δ15;

38. C18:1Δ11. O ácido graxo C18:1Δ11 não consta no padrão e foi identifico pela biblioteca

NIST08, com uma similaridade de 94%.

A

Intensidade

x 1.000.000

5 10 15 20 25 30 35 40 45 50 55 60 65 70 75 80 85

6

4

2

0

Intensidade

x 1.000.000

6

4

2

0

B

23 24 25 26 27 28 29 30 31 32 33 34

6

BHT

7 11

12

C

Intensidade

x 1.000.000

4,0

3,0

2,0

1,0

0,0

40 45 50 55 60 65 70 75 80

15 16

38 18 27

36

Tempo (min)

21 23

29

166

Figura 66. Cromatograma do perfil de ácidos graxos metilados de Plocamium cartilagineum


Picos: 5. C12:0; 6. C13:0; 7. C14:0; 9. C15:0; 11. C16:0; 12. C16:1Δ9; 15. C18:0; 16. C18:1Δ9c;

18. C18:2Δ9,12c; 21. C18:3Δ9,12,15; 27. C20:4Δ5,8,11,14; 29. C20:5Δ5,8,11,14,17; 30. C22:0;

38. C18:1Δ11. O ácido graxo C18:1Δ11 não consta no padrão e foi identifico pela biblioteca

NIST08, com uma similaridade de 94%.

A

Intensidade

x 1.000.000

5 10 15 20 25 30 35 40 45 50 55 60 65 70 75 80 85

6

4

2

0

Intensidade

x 1.000.000

6

4

2

0

B

22 23 24 25 26 27 28 29 30 31 32 33

6

BHT

7

11

12

Intensidade

x 1.000.000

3,0

2,0

1,0

0,0

35,0 37,5 40,0 42,5 45,0 47,5 50,0 52,5 55,0 57,5 60,0 62,5 65,0 67,5

15

16 38 18

27

Tempo (min)

21

29

5 9

C

30

167

Figura 67. Cromatograma do perfil de ácidos graxos metilados de Solieria filiformis injetados e



C18:2Δ9,12c; 20. C18:3Δ6,9,12; 25. C20:3Δ8,11,14; 27. C20:4Δ5,8,11,14; 29.




A

Intensidade

x 1.000.000

5 10 15 20 25 30 35 40 45 50 55 60 65 70 75 80 85

10

8

6

4

2

0

Intensidade

x 1.000.000

10

8

6

4

2

0

B

20 21 22 23 24 25 26 27 28 29 30 31 32

6

BHT

7

11

9

Intensidade

x 1.000.000 4,0

3,0

2,0

1,0

0,0

15 16 38 18

27

Tempo (min)

20

29 C

37,5 40,0 42,5 45,0 47,5 50,0 52,5 55,0 57,5 60, 0

12

37 39

25

168

Figura 68. Cromatograma do perfil de ácidos graxos metilados de Caulerpa racemosa injetados



21. C18:3Δ9,12,15; 27. C20:4Δ5,8,11,14; 29. C20:5Δ5,8,11,14,17; 34. C24:0; 37. C16:1Δ7; 38.

C18:1Δ11; 40. C16:2Δ7,10. Os ácidos graxos C16:1Δ7, C18:1Δ11 e C16:2Δ7,10 não constam

no padrão e foram identificados pela biblioteca NIST08, com uma similaridade de 90, 94 e 91%,

respectivamente.

A

Intensidade

x 10.000.000

5 10 15 20 25 30 35 40 45 50 55 60 65 70 75 80 85

1,25

1,00

0,75

0,50

0,25

0,00

B

21 22 23 24 25 26 27 28 29 30 31

6

BHT

7

11

12

Intensidade

x 10.000.000

1,25

1,00

0,75

0,50

0,25

0,00

Intensidade

x 1.000.000 5

4

3

2

1

0

Tempo (min)

C

32,5 37,5 42,5 47,5 52,5 57,5 62,5 67,5 72,5

37

40

15

16

38

18

21

27 29 34

169

Figura 69. Cromatograma do perfil de ácidos graxos metilados de Cladophoropsis membranacea


Picos: 6. C13:0; 7. C14:0; 9. C15:0; 11. C16:0; 12. C16:1Δ9; 13. C17:0; 15. C18:0; 16.

C18:1Δ9c; 18. C18:2Δ9,12c; 20. C18:3Δ6,9,12; 27. C20:4Δ5,8,11,14; 37. C16:1Δ7; 38.

C18:1Δ11. Os ácidos graxos C16:1Δ7 e C18:1Δ11 não constam no padrão e foram identificados

pela biblioteca NIST08, com uma similaridade de 90 e 94%, respectivamente.

A

Intensidade

x 1.000.000

5 10 15 20 25 30 35 40 45 50 55 60 65 70 75 80 85

8

6

4

2

0

Intensidade

x 1.000.000

8

6

4

2

0

23 24 25 26 27 28 29 30 31 32

B

Intensidade

x 1.000.000 2,0

1,5

1,0

0,5

0,0

32,5 35,0 37,5 40,0 42,5 45,0 47,5 50,0 52,5 55,0 57,5

Tempo (min)

C

6

BHT

7

11

12 9 37

13

15

16

38

18

20

27

170

1

Figura 70. Cromatograma do perfil de ácidos graxos metilados de Rhizoclonium africanum


Picos: 6. C13:0; 7. C14:0; 9. C15:0; 11. C16:0; 12. C16:1Δ9; 13. C17:0; 15. C18:0; 16.

C18:1Δ9c; 18. C18:2Δ9,12c; 23. C20:1Δ11; 24. C20:2Δ11,14; 27. C20:4Δ5,8,11,14; 34. C24:0;

36. C24:1Δ15; 37. C16:1Δ7; 38. C18:1Δ11; 41. C22:4Δ7,10,13,16. Os ácidos graxos C16:1Δ7,

C18:1Δ11 e C22:4Δ7,10,13,16 não constam no padrão e foram identificados pela biblioteca

NIST08, com uma similaridade de 90, 94 e 94%, respectivamente.

A

5 10 15 20 25 30 35 40 45 50 55 60 65 70 75 80 85

1,0

0,8

0,6

0,4

0,2

0,0

Intensidade

x 10.000.000

1,0

0,8

0,6

0,4

0,2

0,0

Intensidade

x 10.000.000

B

22 23 24 25 26 27 28 29 30 31

Intensidade

x 1.000.000 5,0

4,0

3,0

2,0

1,0

0,0

32,5 37,5 42,5 47,5 52,5 57,5 62,5 67,5 72,5

Tempo (min)

C

6

BHT 7

11

12 9

37 13 15

16 38

18

23 24 27

41 34 36

171

Figura 71. Cromatograma do perfil de ácidos graxos metilados de Ulva lactuca injetados e



21. C18:3Δ9,12,15; 29. C20:5Δ5,8,11,14,17; 30. C22:0; 38. C18:1Δ11. O ácido graxo C18:1Δ11

não consta no padrão e foi identifico pela biblioteca NIST08, com uma similaridade de 94%.

A

Intensidade

x 1.000.000

5 10 15 20 25 30 35 40 45 50 55 60 65 70 75 80 85

10

8

6

4

2

0

Intensidade

x 1.000.000

8

6

4

2

0

B

20 21 22 23 24 25 26 27 28 29 30 31 32

6

BHT

7

11

12

Intensidade

x 1.000.000

2,0

1,5

1,0

0,5

0,0

32,5 35,0 37,5 40,0 42,5 45,0 47,5 50,0 52,5 55,0 57,5 60,0 62,5

Tempo (min)

C

15 16

38

18

21

29 30

172

Figura 72. Cromatograma do perfil de ácidos graxos metilados de Ascoseira mirabilis injetados


Picos: 6. C13:0; 7. C14:0; 9. C15:0; 11. C16:0; 12. C16:1Δ9; 13. C17:0; 15. C18:0; 16.

C18:1Δ9c; 18. C18:2Δ9,12c; 21. C18:3Δ9,12,15; 27. C20:4Δ5,8,11,14; 29. C20:5Δ5,8,11,14,17.

A

Intensidade

x 1.000.000

5 10 15 20 25 30 35 40 45 50 55 60 65 70 75 80 85

6

4

2

0

Intensidade

x 1.000.000

6

4

2

0

B

23 24 25 26 27 28 29 30 31 32 33

6

BHT 7

11

12

Intensidade

x 1.000.000

3,0

2,0

1,0

0,0

35 40 45 50 55 60 65 70

Tempo (min)

C

15

16

18 21

29

9

13

27

173

Figura 73. Cromatograma do perfil de ácidos graxos metilados de Desmarestia anceps injetados


Picos: 6. C13:0; 7. C14:0; 9. C15:0; 11. C16:0; 12. C16:1Δ9; 13. C17:0; 15. C18:0; 16.

C18:1Δ9c; 18. C18:2Δ9,12c; 20. C18:3Δ6,9,12; 21. C18:3Δ9,12,15; 27. C20:4Δ5,8,11,14; 29.

C20:5Δ5,8,11,14,17. 38. C18:1Δ11. O ácido graxo C18:1Δ11 não consta no padrão e foi

identifico pela biblioteca NIST08, com uma similaridade de 94%.

A

5 10 15 20 25 30 35 40 45 50 55 60 65 70 75 80 85

6

4

2

0

Intensidade

x 1.000.000

6

4

2

0

Intensidade

x 1.000.000

B

23 24 25 26 27 28 29 30 31 32 33 34

6

BHT

7 11

12 9

Intensidade

x 1.000.000 4

3

2

1

0

Tempo (min)

C

15

16

18

21

29

13

27

35,0 37,5 40,0 42,5 45,0 47,5 50,0 52,5 55,0 57,5 60,0 62,5 65,0 67,5 70,0

38 20

174

Figura 74. Cromatograma do perfil de ácidos graxos metilados de Dictyopteris deliculata


Picos: 6. C13:0; 7. C14:0; 9. C15:0; 11. C16:0; 12. C16:1Δ9; 13. C17:0; 15. C18:0; 16.

C18:1Δ9c; 18. C18:2Δ9,12c; 21. C18:3Δ9,12,15; 22. C20:0; 25. C20:3Δ8,11,14; 27.

C20:4Δ5,8,11,14; 29. C20:5Δ5,8,11,14,17. 38. C18:1Δ11. O ácido graxo C18:1Δ11 não consta

no padrão e foi identifico pela biblioteca NIST08, com uma similaridade de 94%.

A

Intensidade

x 1.000.000

5 10 15 20 25 30 35 40 45 50 55 60 65 70 75 80 85

10

8

6

4

2

0

Intensidade

x 1.000.000

8

6

4

2

0

B

20 21 22 23 24 25 26 27 28 29 30 31 32

6

BHT

7

11

12 9

Intensidade

x 1.000.000

32,5 35,0 37,5 40,0 42,5 45,0 47,5 50,0 52,5 55,0 57,5 60,0 62,5 65,0 67,5

Tempo (min)

C

15

16

38 18 21 29

27

13

6

4

2

0 22 25

175

Figura 75. Cromatograma do perfil de ácidos graxos metilados de Dictyota menstrualis injetados



C18:1Δ9t; 18. C18:2Δ9,12c; 20. C18:3Δ6,9,12; 21. C18:3Δ9,12,15; 27. C20:4Δ5,8,11,14; 29.

C20:5Δ5,8,11,14,17; 34. C24:0; 37. C16:1Δ7; 38. C18:1Δ11; 41. C22:4Δ7,10,13,16; 42.

C20:2Δ8,11; 43. C20:3Δ5,8,11. Os ácidos graxos C16:1Δ7, C18:1Δ11, C22:4Δ7,10,13,16,

C20:2Δ8,11 e C20:3Δ5,8,11 não constam no padrão e foram identificados pela biblioteca

NIST08, com uma similaridade de 90, 94, 94, 91 e 95%, respectivamente.

A

Intensidade

x 10.000.000

5 10 15 20 25 30 35 40 45 50 55 60 65 70 75 80 85

1,00

0,75

0,50

0,25

0,00

1,00

0,75

0,50

0,25

0,00

Intensidade

x 10.000.000

B

21 22 23 24 25 26 27 28 29 30 31 32

6

BHT

7

11

12

9 37

Intensidade

x 1.000.000

35,0 37,5 40,0 42,5 45,0 47,5 50,0 52,5 55,0 57,5 60,0 62,5 65,0 67,5 70,0 72,5

C

15

16

38

18 21 29

27

6

4

2

0 42

17

20

43

41 34

176

Figura 76. Cromatograma do perfil de ácidos graxos metilados de Himantothallus grandifolius


Picos: 6. C13:0; 7. C14:0; 9. C15:0; 11. C16:0; 12. C16:1Δ9; 13. C17:0; 15. C18:0; 16.

C18:1Δ9c; 18. C18:2Δ9,12c; 21. C18:3Δ9,12,15; 27. C20:4Δ5,8,11,14; 29. C20:5Δ5,8,11,14,17;

37. C16:1Δ7; 41. C22:4Δ7,10,13,16; 44. C22:5Δ7,10,13,16,19. Os ácidos graxos C16:1Δ7,

C22:4Δ7,10,13,16 e C22:5Δ7,10,13,16,19 não constam no padrão e foram identificados pela

biblioteca NIST08, com uma similaridade de 90, 94 e 94%, respectivamente.

Intensidade

x 1.000.000

6

4

2

0

A

5 10 15 20 25 30 35 40 45 50 55 60 65 70 75 80 85

Intensidade

x 1.000.000

6

4

2

0

B

22 23 24 25 26 27 28 29 30 31 32 33 34 35 36

6

BHT 7

11

12 9 37

Intensidade

x 1.000.000

40 45 50 55 60 65 70 75 80

C

15

16

18

29

27

4

3

2

1

0

21

13

41 44

177

Figura 77. Cromatograma do perfil de ácidos graxos metilados de Lobophora variegata injetados


Picos: 6. C13:0; 7. C14:0; 9. C15:0; 11. C16:0; 12. C16:1Δ9; 13. C17:0; 15. C18:0; 16.

C18:1Δ9c; 18. C18:2Δ9,12c; 20. C18:3Δ6,9,12; 22. C20:0; 27. C20:4Δ5,8,11,14; 29.

C20:5Δ5,8,11,14,17; 45. C18:2Δ6,9. O ácido graxos C18:2Δ6,9 não consta no padrão e foi

identificado pela biblioteca NIST08, com uma similaridade de 93%.

A

Intensidade

x 1.000.000

5 10 15 20 25 30 35 40 45 50 55 60 65 70 75 80 85

8

6

4

2

0

Intensidade

x 1.000.000

8

6

4

2

0

B

20 21 22 23 24 25 26 27 28 29 30 31 32 33 34 35

6

BHT 7

11

12 9 13

Intensidade

x 1.000.000

37,5 40,0 42,5 45,0 47,5 50,0 52,5 55,0 57,5 60,0 62,5

Tempo (min)

C

15

16

45

18 20

29 27

3

2

1

0 22

178

Figura 78. Cromatograma do perfil de ácidos graxos metilados de Padina gymnospora injetados


Picos: 6. C13:0; 7. C14:0; 9. C15:0; 11. C16:0; 12. C16:1Δ9; 13. C17:0; 15. C18:0; 16.

C18:1Δ9c; 18. C18:2Δ9,12c; 20. C18:3Δ6,9,12; 21. C18:3Δ9,12,15; 27. C20:4Δ5,8,11,14; 29.




A

Intensidade

x 10.000.000

5 10 15 20 25 30 35 40 45 50 55 60 65 70 75 80 85

1,00

0,75

0,50

0,25

0,00

B

19 20 21 22 23 24 25 26 27 28 29 30 31 32 33 34 35

6

BHT

7

11

12

9 37

Intensidade

x 10.000.000

1,00

0,75

0,50

0,25

0,00

Intensidade

x 1.000.000

35,0 37,5 40,0 42,5 45,0 47,5 50,0 52,5 55,0 57,5 60,0

C

15

16

18

20 29

27

5

4

3

2

1

0

39 13

38

21

Tempo (min)

179

Figura 79. Cromatograma do perfil de ácidos graxos metilados de Sargassum cymosum


Picos: 6. C13:0; 7. C14:0; 9. C15:0; 11. C16:0; 12. C16:1Δ9; 13. C17:0; 15. C18:0; 16.

C18:1Δ9c; 18. C18:2Δ9,12c; 21. C18:3Δ9,12,15; 23. C20:1Δ11; 25. C20:3Δ8,11,14; 27.

C20:4Δ5,8,11,14; 29. C20:5Δ5,8,11,14,17; 31. C22:1Δ13; 37. C16:1Δ7; 38. C18:1Δ11. Os

ácidos graxos C16:1Δ7 e C18:1Δ11 não constam no padrão e foram identificados pela biblioteca


A

Intensidade

x 10.000.000

5 10 15 20 25 30 35 40 45 50 55 60 65 70 75 80 85

1,0

0,8

0,6

0,4

0,2

0,0

Intensidade

x 10.000.000

1,0

0,8

0,6

0,4

0,2

0,0

B

19 20 21 22 23 24 25 26 27 28 29 30 31 32 33 34 35

6

BHT

7

11

12

9 13

Intensidade

x 1.000.000

35,0 37,5 40,0 42,5 45,0 47,5 50,0 52,5 55,0 57,5 60,0

C

15

16

18

29

27

3

2

1

0 38

21

37

23 25 31

Tempo (min)

180

Figura 80. Cromatograma do perfil de ácidos graxos metilados de Sargassum stenophyllum


Picos: 6. C13:0; 7. C14:0; 9. C15:0; 11. C16:0; 12. C16:1Δ9; 13. C17:0; 15. C18:0; 16.

C18:1Δ9c; 18. C18:2Δ9,12c; 21. C18:3Δ9,12,15; 23. C20:1Δ11; 25. C20:3Δ8,11,14; 27.

C20:4Δ5,8,11,14; 29. C20:5Δ5,8,11,14,17; 31. C22:1Δ13; 37. C16:1Δ7; 38. C18:1Δ11. Os

ácidos graxos C16:1Δ7 e C18:1Δ11 não constam no padrão e foram identificados pela biblioteca


A

Intensidade

x 1.000.000

5 10 15 20 25 30 35 40 45 50 55 60 65 70 75 80 85

8

6

4

2

0

Intensidade

x 1.000.000

8

6

4

2

0

B

20 21 22 23 24 25 26 27 28 29 30 31 32 33 34 35

6

BHT

7

11

12

9 13 37

Intensidade

x 1.000.000

35,0 37,5 40,0 42,5 45,0 47,5 50,0 52,5 55,0 57,5 60,0

C

15

16

18

29

27

2,5

2,0

1,5

1,0

0,5

0,0

38

21 23 25 31

Tempo (min)

181

Figura 81. Cromatograma do perfil de ácidos graxos metilados de Spatoglossum schroederi


Picos: 6. C13:0; 7. C14:0; 9. C15:0; 11. C16:0; 12. C16:1Δ9; 13. C17:0; 15. C18:0; 16.

C18:1Δ9c; 18. C18:2Δ9,12c; 20. C18:3Δ6,9,12; 21. C18:3Δ9,12,15; 22. C20:0; 24.

C20:2Δ11,14; 25. C20:3Δ8,11,14; 27. C20:4Δ5,8,11,14; 29. C20:5Δ5,8,11,14,17; 30. C22:0; 34.

C24:0; 37. C16:1Δ7; 38. C18:1Δ11; 43. C20:3Δ5,8,11; 45. C18:2Δ6,9. Os ácidos graxos

C16:1Δ7, C18:1Δ11, C20:3Δ5,8,11 e C18:2Δ6,9 não constam no padrão e foram identificados

pela biblioteca NIST08, com uma similaridade de 90, 94, 95 e 93%, respectivamente.

A

Intensidade

x 10.000.000

5 10 15 20 25 30 35 40 45 50 55 60 65 70 75 80 85

1,25

1,00

0,75

0,50

0,25

0,00

Intensidade

x 10.000.000

1,25

1,00

0,75

0,50

0,25

0,00

B

20 21 22 23 24 25 26 27 28 29 30 31 32 33 34 35

6

BHT

7

11

12

9 13 37

Intensidade

x 1.000.000

8

6

4

2

0

35 40 45 50 55 60 65 70 75

C

15

16

18

29

27

38

21

24 43

25

30 45

20 22 34

Tempo (min)

182

APÊNDICE II


(cultivada em biorreatores – tratamento “+N”) injetados e analisados por CG-EM. A. Visão geral

de todos os picos. B e C. Detalhe dos picos.


C18:2Δ9,12c; 20. C18:3Δ6,9,12; 21. C18:3Δ9,12,15; 27. C20:4Δ5,8,11,14; 29.

C20:5Δ5,8,11,14,17; 43. C20:3Δ5,8,11; 46. C18:4Δ6,9,12,15; 47. C20:4Δ8,11,14,17. Os ácidos

graxos C20:3Δ5,8,11, C18:4Δ6,9,12,15 e C20:4Δ8,11,14,17 não constam no padrão e foram

identificados pela biblioteca NIST08, com uma similaridade de 95, 90 e 95%, respectivamente.

A

5 10 15 20 25 30 35 40 45 50 55 60 65 70 75 80 85

Intensidade

x 1.000.000

4

3

2

1

0

Intensidade

x 1.000.000

B

21 22 23 24 25 26 27 28 29 30 31 32 33 34 35

6

BHT

7

11

12

9

2,0

1,5

1,0

0,5

0,0

Intensidade

x 1.000.000

37,5 40,0 42,5 45,0 47,5 50,0 52,5 55,0 57,5 60,0 62,5 65,0

C

15

16

18

29

27

20 43

47 21

46

Tempo (min)

4

3

2

1

0

183


(cultivada em biorreatores – tratamento “-N”) injetados e analisados por CG-EM. A. Visão geral

de todos os picos. B e C. Detalhe dos picos.


C18:2Δ9,12c; 20. C18:3Δ6,9,12; 21. C18:3Δ9,12,15; 27. C20:4Δ5,8,11,14; 29.




3

2

1

0

A

5 10 15 20 25 30 35 40 45 50 55 60 65 70 75 80 85

Intensidade

x 1.000.000

3

2

1

0

Intensidade

x 1.000.000

B

21 22 23 24 25 26 27 28 29 30 31 32 33 34 35

6

BHT

7

11

12

9

1,5

1,0

0,5

0,0

Intensidade

x 1.000.000

37,5 40,0 42,5 45,0 47,5 50,0 52,5 55,0 57,5 60,0 62,5 65,0

C

15

16

18

29 27

20

43 47 21

46

Tempo (min)

184


(cultivada em biorreatores – tratamento “Ar+N”) injetados e analisados por CG-EM. A. Visão

geral de todos os picos. B e C. Detalhe dos picos.


C18:2Δ9,12c; 20. C18:3Δ6,9,12; 21. C18:3Δ9,12,15; 27. C20:4Δ5,8,11,14; 29.




4

3

2

1

0

A

5 10 15 20 25 30 35 40 45 50 55 60 65 70 75 80 85

Intensidade

x 1.000.000

4

3

2

1

0

Intensidade

x 1.000.000

B

21 22 23 24 25 26 27 28 29 30 31 32 33 34 35

6

BHT

7

11

12

9

2,0

1,5

1,0

0,5

0,0

Intensidade

x 1.000.000

37,5 40,0 42,5 45,0 47,5 50,0 52,5 55,0 57,5 60,0 62,5 65,0

C

15

16

18

29

27

20 43 47 21

46

Tempo (min)

185


(cultivada em biorreatores – tratamento “Ar-N”) injetados e analisados por CG-EM. A. Visão



C18:2Δ9,12c; 20. C18:3Δ6,9,12; 21. C18:3Δ9,12,15; 27. C20:4Δ5,8,11,14; 29.




4

3

2

1

0

A

5 10 15 20 25 30 35 40 45 50 55 60 65 70 75 80 85

Intensidade

x 1.000.000

4

3

2

1

0

Intensidade

x 1.000.000

B

21 22 23 24 25 26 27 28 29 30 31 32 33 34 35

6

BHT

7

11

12

9

1,5

1,0

0,5

0,0

Intensidade

x 1.000.000

37,5 40,0 42,5 45,0 47,5 50,0 52,5 55,0 57,5 60,0 62,5 65,0

C

15

16

18

29 27

20

43 47 21

46

Tempo (min)

186


(cultivada em biorreatores – tratamento “CO2+N”) injetados e analisados por CG-EM. A. Visão



C18:2Δ9,12c; 20. C18:3Δ6,9,12; 21. C18:3Δ9,12,15; 27. C20:4Δ5,8,11,14; 29.




3

2

1

0

A

5 10 15 20 25 30 35 40 45 50 55 60 65 70 75 80 85

Intensidade

x 1.000.000

Intensidade

x 1.000.000

B

21 22 23 24 25 26 27 28 29 30 31 32 33 34 35

6

BHT

7

11

12

9

2,0

1,5

1,0

0,5

0,0

Intensidade

x 1.000.000

37,5 40,0 42,5 45,0 47,5 50,0 52,5 55,0 57,5 60,0 62,5 65,0

C

15

16

18

29

27

20 43

47 21

46

Tempo (min)

3

2

1

0

187


(cultivada em biorreatores – tratamento “CO2-N”) injetados e analisados por CG-EM. A. Visão



C18:2Δ9,12c; 20. C18:3Δ6,9,12; 21. C18:3Δ9,12,15; 27. C20:4Δ5,8,11,14; 29.




Intensidade

x 1.000.000

4

3

2

1

0

A

5 10 15 20 25 30 35 40 45 50 55 60 65 70 75 80 85

B

20 21 22 23 24 25 26 27 28 29 30 31 32 33 34 35

6 BHT

7

11

12

9

Intensidade

x 1.000.000

4

3

2

1

0

1,5

1,0

0,5

0,0

Intensidade

x 1.000.000

37,5 40,0 42,5 45,0 47,5 50,0 52,5 55,0 57,5 60,0 62,5 65,0

C

15

16

18

29 27

20

43 47 21

46

Tempo (min)

188

ANEXOS

ANEXO I

854

ISSN 0102-695Xhttp://dx.doi.org/10.1590/S0102-695X2012005000088

Received 28 Nov 2011Accepted 12 Jan 2012Available online 21 Jun 2012

Revista Brasileira de FarmacognosiaBrazilian Journal of Pharmacognosy22(4): 854-860, Jul./Aug. 2012 Comparison of extraction and transesterifi cation

methods on the determination of the fatty acid contents of three Brazilian seaweed species

Aline P. Martins,1 Nair S. Yokoya,2 Pio Colepicolo*,1

1Departamento de Bioquímica, Instituto de Química, Universidade de São Paulo, Brazil,2Núcleo de Pesquisa em Ficologia, Instituto de Botânica, Secretaria de Estado do Meio Ambiente, São Paulo, Brazil.

Abstract: Seaweeds are photosynthetic organisms important to their ecosystem and constitute a source of compounds with several different applications in the pharmaceutical, cosmetic and biotechnology industries, such as triacylglycerols, which can be converted to fatty acid methyl esters that make up biodiesel, an alternative source of fuel applied in economic important areas. This study evaluates the fatty acid profiles and concentrations of three Brazilian seaweed species, Hypnea musciformis (Wulfen) J.V. Lamouroux (Rhodophya), Sargassum cymosum C. Agardh (Heterokontophyta), and Ulva lactuca L. (Chlorophyta), comparing three extraction methods (Bligh & Dyer - B&D; AOAC Official Methods - AOM; and extraction with methanol and ultrasound - EMU) and two transesterification methods (7% BF3 in methanol - BF3; and 5% HCl in methanol - HCl). The fatty acid contents of the three species of seaweeds were significantly different when extracted and transesterified by the different methods. Moreover, the best method for one species was not the same for the other species. The best extraction and transesterification methods for H. musciformis, S. cymosum and U. lactuca were, respectively, AOM-HCl, B&D-BF3 and B&D-BF3/B&D-HCl. These results point to a matrix effect and the method used for the analysis of the fatty acid content of different organisms should be selected carefully.

Keywords:seaweedsfatty acidsextraction and transesterification methods

Introduction

Seaweeds are photosynthetic organisms important to their ecosystem since they release O2 into seawater and contribute to carbon fixation and nutrient cycling. In addition, they provide food and shelter for many animals. These organisms constitute a source of compounds with several different applications that can be used in the food, pharmaceutical and biotechnology industries (Gressler et a., 2009; 2011; Cardozo et al., 2007; 2008). Among the compounds synthesized by macroalgae, fatty acids are highlighted because of their importance to human health (Cardozo et al., 2007). Thus, omega-3 (n-3) and omega-6 (n-6) are essential nutrient precursors of a group of eicosanoids that regulate developmental and regulatory physiology. Furthermore, triacylglycerols can be converted to the fatty acid methyl esters present in biodiesel (Chisti, 2007). Biodiesel is an alternative source of fuel produced from plant and animal oils (Marchetti et al.,

2007) and the use of algae for its production is of great interest due to their high photosynthetic rate compared to terrestrial plants and the possibility of cultivation in different conditions and in marine waters (Aresta et al., 2005), avoiding the use of arable land. During the production of biodiesel, two steps are necessary: i. extraction of triacylglycerols from the raw material; and ii. transesterification to produces fatty acid methyl esters (FAME) (Chisti, 2007). Lipids can be extracted using solvent extraction or other techniques such as supercritical fluid extraction and microwave extraction. For the synthesis of FAME, acidic or basic catalysis, as well as other methods, can be used (Carrapiso & Garcia, 2000). Kumari et al. (2011) tested the extraction methods of Bligh & Dyer (1959), Folch (1957) and Cequier-Sánchez (2008) in three species of macroalgae and noted that the macroalgal matrix, the extraction method, and the buffer all influenced the content of fatty acid recovered, which shows that the method used should be selected with caution. In Brazil, a country with a coastline of over 7000 km, the main raw material for biodiesel production

Article

Comparison of extraction and transesterification methods on the determination of the fatty acid contents of three Brazilian seaweed

Aline P. Martins at al.

Rev. Bras. Farmacogn. Braz. J. Pharmacogn. 22(4): Jul./Aug. 2012 855

is soybean oil (80%), followed by bovine fat (10%). There is little information on the fatty acid composition of Brazilian species of marine benthic algae. This knowledge is very relevant, since the profile of fatty acids of raw materials influence biodiesel properties such as the cetane number, iodine value, cold filter plugging point, and oxidation stability (Ramos et al., 2009). Considering the importance of a knowledge of the fatty acid composition of Brazilian seaweeds, as well as the choice of extraction and transesterification methods to be used, this study evaluates the fatty acid profile of three Brazilian seaweed species, comparing three methods of triacylglycerol extraction and two methods of transesterification to produces FAME.

Materials and Methods

Algal material

The study was conducted with Hypnea musciformis (Wulfen) J.V. Lamouroux (Rhodophya), Sargassum cymosum C. Agardh (Heterokontophyta) and Ulva lactuca L. (Chlorophyta), collected from the intertidal zone in Ubatuba, São Paulo State, Brazil. The specimens were cleaned by removing the epiphytic organisms and washing with seawater. Subsequently samples were frozen under liquid N2, lyophilized, ground to a powder with liquid nitrogen and stored at -80 °C in the dark. All analyses were performed with three replicates. Voucher specimens were deposited in the SP herbarium under the numbers SP 427377 (Hypnea musciformis), SP 427378 (Sargassum cymosum), and SP 427379 (Ulva lactuca).

Total lipid extraction

Three different methods for lipid extraction were tested: 1. Bligh & Dyer (1959) (B&D): the macerated lyophilized algae (0.33g dry mass) was suspended in PBS and 125 µL of the C13:0 triacylglyceride standard (C13) solution (5 mg mL-1 in hexane) and 12.5 ml of chloroform:methanol:water (2:2:1) were added. The mixture was centrifuged and the chloroform phase was transferred to another flask and dried under N2 (g). 2. AOAC Official Methods (2001) (AOM): to the macerated lyophilized algae (1 g dry mass) was added 0.5 mL of the C13:0 triacylglyceride standard solution (5 mg mL-1 in hexane), 50 mg pyrogallic acid and 1 mL of ethanol. This material was suspended in 5 mL of 8.3 M HCl, mixed and maintained in a shaker at 80 °C for 40 min. After cooling, the samples were extracted with ethyl ether (12 mL) and petroleum ether (12 mL). The sample was centrifuged and the ether

phase was transferred to another flask and dried under N2 (g). 3. Extraction with methanol and ultrasound (EMU): the macerated lyophilized algae (0.5 g dry mass) was suspended in 5 mL of methanol and then 125 µL of the triacylglyceride C13:0 standard solution (5 mg mL-1 in hexane) was added. The sample was submitted to ultrasound for 15 min and then dried under N2 (g).

Fatty acid transesterification

Two different methods for fatty acid transesterification were tested: 1. BF3 in methanol (BF3): the dry lipid extracts obtained by the B&D and AOM methods were dissolved in 1 mL of BF3 (7% in methanol) and 0.5 mL of toluene and heated to 100 °C for 45 min. After the reaction, 2.5 mL of water was added at room temperature and the FAME extracted with 1 mL of hexane. 2. HCl in methanol (HCl): to the dry lipid extracts obtained by the B&D, AOM and EMU methods were added 500 µL of 5% HCl in methanol and the mixture was incubated for 2 h at 100 °C. After the reaction, 1.25 mL of water was added at room temperature and the FAME extracted with 1.25 mL of hexane.

Chromatographic analysis

The FAME were analyzed by gas chromatography coupled with mass spectrometry (QP2010, Shimadzu, Kyoto, Japan) with a 30 m fused silica capillary column (HP-5MS with 0.25 µm film, Agilent). A sample (1 µL) was injected at temperature of 220 °C and with split of 1:10. Helium was used as the carrier gas at a flow rate of 1 mL min-1 with the following temperature ramp: initial temperature of 60 °C with an increase of 5 °C per min up to 260 °C, which was maintained for 10 min. The reference used for FAMEs was the standard Supelco 37 Component FAME Mix.

Quantification

Quantification of each fatty acid methyl ester (FAME) was based on the standard curve made with Supelco 37 Component FAME Mix. C13 recovery was calculated as [(Cf•100)•Ci-1], where Cf is the final concentration obtained from the standard curve and Ci is the C13 concentration added to the sample.

Data analysis

Data were subjected to analysis of variance (ANOVA) of one factor, followed by the comparison test of Student-Newman-Keuls, considering a confidence level of 95%.

Comparison of extraction and transesterification methods on the determination of the fatty acid contents of three Brazilian seaweed Aline P. Martins at al.

Rev. Bras. Farmacogn. Braz. J. Pharmacogn. 22(4): Jul./Aug. 2012856

Results

Comparison of extraction and transesterification methods

There was significant difference in the C13 recovery between the different methods tested only for Sargassum cymosum, and it was higher in the B&D-BF3 method. There was no significant difference in the recovery of C13 among species (Figure 1).

Figure 1. Recovery of the C13:0 triacylglyceride internal standard in extraction and transesterification by the different methods with Hypnea musciformis, Sargassum cymosum and Ulva lactuca collected from Ubatuba, São Paulo, Brazil. The extraction_transesterification methods are: A. EMU-HCl; B. B&D-HCl; C. B&D-BF3; D. AOM-HCl; E. AOM-BF3. Each data point is the mean of three replicates and the bars are the standard deviation For each species, distinct letters indicate significant differences between the methods tested according to one-way ANOVA and to the comparison test of Student-Newman-Keuls (p<0.05).

H. musciformis showed a higher saturated fatty acid content in the AOM-BF3 and AOM-HCl methods (Table 1 A), which is a consequence of the highest concentrations of palmitic and myristic acid methyl esters when extracted and transesterified by these methods (Figure 2 A and B). The contents of monounsaturated fatty acid and of palmitoleic acid methyl ester also were higher in the AOM-HCl method (Table 1 A and Figure 2 B), while the content of oleic acid methyl ester was higher in the B&D-BF3, AOM-HCl and AOM- BF3 methods (Figure 2 B). The contents of polyunsaturated fatty acid, represented by arachidonic acid methyl ester, and of total fatty acid were higher in the AOM-HCl, and AOM- BF3 methods (Table 1 A and Figure 2 B). S. cymosum showed higher contents of saturated fatty acid and of myristic and palmitic acid methyl esters in the B&D-BF3 method (Table 1 B and Figure 3 A and B). The contents of monounsaturated fatty acid and of oleic acid methyl ester were also higher in the

B&D-BF3 method (Table 1 B and Figure 3 B), while the content of palmitoleic acid methyl ester was higher in the B&D-BF3 and B&D-HCl methods (Figure 3 B). The contents of polyunsaturated and total fatty acid and of aracdonic and linoleic acid methyl esters were higher in the B&D-BF3 method (Table 1 B and Figure 3 B).

Figure 2. Fatty acid methyl ester concentrations (mg g-1 dry weight) of Hypnea musciformis collected from Ubatuba, São Paulo, Brazil. The extraction- transesterification methods are: A. EMU-HCl; B. B&D-HCl; C. B&D-BF3; D. AOM-HCl; E. AOM-BF3. Each data point is the mean of three replicates and the bars are the standard deviation. For each fatty acid, distinct letters indicate significant differences between the methods tested according to one-way ANOVA and to the comparison test of Student-Newman-Keuls (p<0.05).

There was no significant difference in saturated fatty acid and palmitic acid methyl ester contents among the different methods tested for U. lactuca (Table 1 C and Figure 4 A). The same was observed for the monounsaturated fatty acid and oleic acid methyl ester (Table 1 C and Figure 4 B). However, the content of palmitoleic acid methyl ester was higher when extracted with the B&D-BF3 and B&D-HCl methods (Figure 4 B). The content of polyunsaturated acid was higher in the B&D-BF3, B&D-HCl and AOM-HCl methods (Table 1 C). The content of linoleic acid methyl ester was higher when extracted with the B&D-BF3 and B&D-HCl methods and the content of linolenic acid methyl ester was lower when extracted with the AOM- BF3 method (Figure 4 B).

a

b c

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A

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a

b

c

b

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B&D-BF3 method (Table 1 B and Figure 3 B), while the content of palmitoleic acid methyl ester was higher in the B&D-BF3 and B&D-HCl methods (Figure 3 B). The contents of polyunsaturated and total fatty acid and of aracdonic and linoleic acid methyl esters were higher in the B&D-BF3 method (Table 1 B and Figure 3 B).

Figure 2. Fatty acid methyl ester concentrations (mg g-1 dry weight) of Hypnea musciformis collected from Ubatuba, São Paulo, Brazil. The extraction- transesterification methods are: A. EMU-HCl; B. B&D-HCl; C. B&D-BF3; D. AOM-HCl; E. AOM-BF3. Each data point is the mean of three replicates and the bars are the standard deviation. For each fatty acid, distinct letters indicate significant differences between the methods tested according to one-way ANOVA and to the comparison test of Student-Newman-Keuls (p<0.05).

There was no significant difference in saturated fatty acid and palmitic acid methyl ester contents among the different methods tested for U. lactuca (Table 1 C and Figure 4 A). The same was observed for the monounsaturated fatty acid and oleic acid methyl ester (Table 1 C and Figure 4 B). However, the content of palmitoleic acid methyl ester was higher when extracted with the B&D-BF3 and B&D-HCl methods (Figure 4 B). The content of polyunsaturated acid was higher in the B&D-BF3, B&D-HCl and AOM-HCl methods (Table 1 C). The content of linoleic acid methyl ester was higher when extracted with the B&D-BF3 and B&D-HCl methods and the content of linolenic acid methyl ester was lower when extracted with the AOM- BF3 method (Figure 4 B).

Figure 3. Fatty acid methyl ester concentrations (mg g-1 dry weight) of Sargassum cymosum collected from Ubatuba, São Paulo, Brazil. The extraction- transesterification methods are: A. EMU-HCl; B. B&D-HCl; C. B&D-BF3; D. AOM-HCl; E. AOM-BF3. Each data point is the mean of three replicates and the bars are the standard deviation. For each fatty acid, distinct letters indicate significant differences between the methods tested according to one-way ANOVA and to the comparison test of Student-Newman-Keuls (p<0.05).

Figure 4. Fatty acid methyl ester concentrations (mg g-1 dry weight) of Ulva lactuca collected from Ubatuba, São Paulo, Brazil. The extraction- transesterification methods are: A. EMU-HCl; B. B&D-HCl; C. B&D-BF3; D. AOM-HCl; E. AOM-BF3. Each data point is the mean of three replicates and the bars are the standard deviation. For each fatty acid, distinct letters indicate significant differences between the methods tested according to one-way ANOVA and to the comparison test of Student-Newman-Keuls (p<0.05).

Table 1. Fatty acid concentrations (mg g-1 dry weight) obtained by different extraction and transesterification methods for Hypnea musciformis (A), Sargassum cymosum (B) and Ulva lactuca (C) collected from Ubatuba, São Paulo, Brazil.

Fatty acid EMU B&D-HCl B&D-BF3 AOM-HCl AOM-BF3

A Saturated 0.69±0.36b 1.71±0.16b 1.63±0.44b 3.93±0.73a 3.94±0.05a

Monounsaturated 0.06±0.01b 0.12±0.01b 0.15±0.02b 0.80±0.09a 0.28±0.01b

Polyunsaturated n.d.c 0.21±0.01b 0.22±0.04b 0.41±0.08a 0.40±0.01a

Total 0.72±0.38b 2.04±0.37 b 2.08±0.27b 4.95±1.02a 4.62±0.06a

B Saturated 0.82±0.27c 2.32±1.00bc 3.85±0.24a 2.30±0.17b 1.50±0.37bc

Monounsaturated 0.20±0.10c 0.87±0.18b 1.19±0.06a 0.61±0.05b 0.33±0.15c

Polyunsaturated n.d.d 0.61±0.10b 0.83±0.03a 0.42±0.02c 0.11±0.08d

Total 1.01±0.37d 3.80±1.26b 5.87±0.32a 3.33±0.24bc 1.94±0.59cd

C Saturated 1.85±0.42a 2.13±0.45a 2.49±0.19a 2.01±0.31a 2.28±0.51a

Monounsaturated 0.52±0.11a 0.72±0.15a 0.79±0.01a 0.52±0.08a 0.46±0.07a

Polyunsaturated 0.68±0.15b 0.91±0.12ab 1.09±0.01a 0.83±0.09ab 0.27±0.03c

Total 3.05±0.68a 3.76±0.71a 4.37±0.19a 3.36±0.47a 3.02±0.61a

Each value is the mean±SD of three replicates. For each fatty acid (saturated, monounsaturated, polyunsaturated and total) distinct letters indicate significant differences between the different methods tested according to the one-way ANOVA and to the comparison test of Student-Newman-Keuls (p< 0.05).

a b

b

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A

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a

A

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b b a a

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c

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However, when the AOM-HCl method was used, H. musciformis showed higher concentrations of palmitic, myristic and arachidonic acid methyl esters than the other species and significant differences between the species for palmitoleic and oleic acid methyl esters were not observed (Figure 5 B). Moreover, this species did not yield palmitoleic acid methyl ester when B&D-BF3 method was used (Figure 5 A) and linoleic and linolenic acid methyl esters were not detected, independent of the method used. Ulva lactuca was the only species in which linolenic acid methyl ester was detected.

Discussion

The present study showed significant differences in the observed fatty acid contents of three species of seaweeds, Hypnea musciformis, Sargassum cymosum and Ulva lactuca, when extracted and transesterified by different methods. Moreover, the best method for one species was not necessarily the best for the other species. The best extraction and transesterification methods for H. musciformis, S. cymosum and U. lactuca were, respectively, AOM-HCl, B&D-BF3 and B&D-BF3/B&D-HCl. Similar results were observed by Kumari et al. (2011), where the content of total lipids and fatty acids of Ulva fasciata Delile, Gracilaria corticata (J. Agardh) J. Agardh and Sargassum tenerrimum J. Agardh varied with the extraction method tested and the best method differed for each species. These results may be due to the matrix effect, since these species differ in their content of carbohydrates and proteins, which can interact with triacylglycerides. When comparing the fatty acid contents of the three species of seaweed studied using the AOM-HCl method, H. musciformis showed higher concentrations of palmitic, myristic and arachidonic acid methyl esters than the other species. Significant differences between the species for palmitoleic and oleic acid methyl esters were not observed. The same was not the case for the B&D-BF3 method. These results highlight the matrix effect and show that different results are generated as a consequence of the method used, which can produce false results. If only the results generated by the AOM-HCl method were considered, H. musciformis would be the species that produces more palmitic acid methyl ester. However, if only the B&D-BF3 method were considered, S. cymosum would be the species that produces more of this fatty acid. Thus, care must be taken in studies that compare the content of fatty acids from different algal species since differences in the results can be due to the matrix effect rather than to differences in intrinsic concentrations in the sample. The three species studied showed higher concentrations of saturated fatty acids, and palmitic acid was the major fatty acid, which is in agreement

Comparison between the species studied

The comparison between the species studied was made by choosing two extraction methods. For Hypnea musciformis, the best extraction method, which yielded the highest value of saturated, unsaturated and polyunsaturated fatty acids, was the AOM-HCl method. For Sargassum cymosum it was B&D-BF3 and for Ulva lactuca the B&D-BF3 and B&D-HCl methods. Thus, comparison of the fatty acid profile of these species was made considering the AOM-HCl and B&D-BF3 methods. In both methods tested, the three species showed higher concentrations of saturated fatty acids and palmitic acid was the major fatty acid (Figure 5 A and B). However, when comparing species, and when the extraction and transesterification were made using the B&D-BF3 method, S. cymosum and H. musciformis showed the highest and lowest contents of this fatty acid, respectively. S. cymosum also showed higher concentrations of palmitoleic, oleic and arachidonic acid methyl esters when the B&D-BF3 method was used (Figure 5 A).

Figure 5. Fatty acid methyl ester concentrations (mg g-1 dry weight) of Hypnea musciformis, Sargassum cymosum and Ulva lactuca collected from Ubatuba, São Paulo, Brazil. A. B&D-BF3 method; B. AOM-HCl method. Each data point is the mean of three replicates and the bars are the standard deviation. For each fatty acid, distinct letters indicate significant differences between species according to one-way ANOVA and to the comparison test of Student-Newman-Keuls (p<0.05).

a a b

a

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a b c b a c

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A

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B




with the findings for other red algae (Guaratini et al., 2007; Gressler et al., 2010; Gressler et al., 2011), green algae (Ortiz et al., 2006; Yaich et al., 2011) and brown algae (Khotimchenko, 1991; Noviendri et al., 2011). S. cymosum had a higher content of monounsaturated than polyunsaturated fatty acids. Similar results were found for Ochtodes secundiramea (Montagne) M.A. Howe (Gressler et al., 2011) and U. lactuca (Yaich et al., 2011). However, the opposite was observed for U. lactuca (present study) and for species of red algae such as Plocamium brasiliense (Greville) M.A. Howe & W.R. Taylor (Gressler et al., 2011), Gracilaria domingensis (Kützing) Sonder ex Dickie, G. birdiae Plastino & E.C. Oliveira, Laurencia dendroidea J. Agardh (as L. filiformis (C.Agardh) Montagne), and Laurencia sp. (as L. intricata J.V. Lamouroux) (Gressler et al., 2010), brown algae such as Sargassum aquifolium (Turner) C. Agardh (as S. binderi Sonder ex J. Agardh) and S. ilicifolium (Turner) C.Agardh (as S. duplicatum (J. Agardh) J. Agardh) (Noviendri et al., 2011) and green algae such as Ulva pertusa Kjellman (Floreto et al., 1993). It is important to note that the fatty acid profile of many organisms can vary according to environmental changes. For example, Floreto et al. (1993) observed an increase in the composition of saturated fatty acids and a decrease in unsaturated fatty acids of U. pertusa collected from mid-spring to early summer (March-June). The results of the fatty acid profiles suggest that S. cymosum is the most suitable species to be used for biodiesel production, since biodiesel with a higher monounsaturated fatty acid content has a greater oxidative stability and does not precipitate when subjected to lower temperatures (Serdari et al. 1999). However, further studies of the growth of this species, as well as the yield, are needed to evaluate the economic viability of production of the compounds of interest.

Acknowledgements

This work was supported by FAPESP, CAPES, CNPq, Ministério da Saúde, Ministério de Ciência e Tecnologia, NAP-USP de Biodiversidade Marinha and CNPq-INCT-Redoxoma.

References

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Cardozo KHM, Vessecchi R, Carvalho VM, Pinto E, Gates PJ, Colepicolo P, Galembeck SE, Lopes NP 2008. A theoretical and mass spectrometry study of the fragmentation of mycosporine-like amino acids. Int J Mass Spectrom 273: 11-19.

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Chisti Y 2007. Biodiesel from microalgae. Biotechnol Adv 25: 294-306.

Floreto EAT, Hirata H, Ando S, Yamasaki S 1993. Fatty acid composition of Ulva pertusa Kjellman (Chlorophyta) and Gracilaria incurvata Okamura (Rhodophyta) in Japanese coastal waters. Bot Mar 36: 217-222.

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Gressler V, Colepicolo P, Pinto E 2009. Useful strategies for algal volatile analysis. Current Anal Chem 5: 271-292.

Gressler V, Yokoya NS, Fujii MT, Colepicolo P, Mancini-Filho J, Torres RP, Pinto E 2010. Lipid, fatty acid, protein, amino acid and ash contents in four Brazilian red algae species. Food Chem 120: 585-590.

Gressler V, Fujii MT, Martins AP, Colepicolo P, Mancini-Filho J, Pinto E 2011. Biochemical composition of two red seaweed species grown on the Brazilian coast. J Sci Food Agric 91: 1687-1692.

Guaratini T, Lopes NP, Pinto E, Colepicolo P, Gates P 2007. Differential ionisation of natural antioxidant polyenes in ESI and NanoESI mass spectrometry. Rapid Comm Mass Sp 21: 3842-3848.

Khotimchenko SV 1991. Fatty acid composition of seven Sargassum species. Phytochemistry 30: 2639-2641.

Kumari P, Reddy CRK, Jha B 2011. Comparative evaluation and selection of a method for lipid and fatty acid extraction from macroalgae. Anal Biochem 415: 134-144.

Marchetti JM, Miguel VU, Errazu AF 2007. Possible methods for biodiesel production. Renew Sust Energy Rev 11: 1300-1311.



Noviendri D, Jaswir I, Salleh HM, Taher M, Miyashita K, Ramli N 2011. Fucoxanthin extraction and fatty acid analysis of Sargassum binderi and S. duplicatum. J Medic Plant Res 11: 2405-2412.

Ortiz J, Romero N, Robert P, Araya J, Lopez-Hernandez J, Bozzo C, Navarrete E, Osorio A, Rios A 2006. Dietary fiber, amino acid, fatty acid and tocopherol contents of the edible seaweeds Ulva lactuca and Durvillaea antarctica. Food Chem 99: 98-104.

Ramos MJ, Fernández CM, Casas A, Rodríguez L, Pérez Á 2009. Influence of fatty acid composition of raw materials on biodiesel properties. Biores Technol 100: 261-268.

Serdari A, Lois E, Stournas S 1999. Impact of esters of mono-

and dicarboxilic acids on diesel fuel quality. Ind Eng Chem Res 38: 3543-3548.

Yaich H, Garna H, Besbes S, Paquot M, Blecker C, Attia H 2011. Chemical composition and functional properties of Ulva lactuca seaweed collected in Tunisia. Food Chem 128: 895-901.

*Correspondence

Pio ColepicoloDepartamento de Bioquímica, Instituto de Química, Universidade de São Paulo, Brazil,[email protected]. +55 11 3091 9048

ANEXO II

SÚMULA CURRICULAR

Aline Paternostro Martins

1. Formação:

2007 - Mestrado em Biodiversidade Vegetal e Meio Ambiente do Instituto de Botânica

de São Paulo.

2004 - Bacharelado e Licenciatura em Ciências Biológicas pela Universidade Metodista

de São Paulo.

2. Histórico profissional, serviços e distinções acadêmicas e prêmios:

2004 - Prêmio Aylthon Brandão Joly (Primeiro lugar, categoria graduação), Sociedade

Brasileira de Ficologia.

2003 - Prêmio Frederico Carlos Hoehne (Primeiro lugar, categoria graduação), Instituto

de Botânica.

3. Publicações:

1. Martins, A.P.; Yokoya, N.S.; Colepicolo, P. 2012. Comparison of extraction and

transesterification methods on the determination of the fatty acid contents of three

Brazilian seaweed species. Revista Brasileira de Farmacognosia 22: 854-860.

2. Mendes, L.F.; Yokoya, N.S.; Martins, A.P.; Marinho-Soriano, E.; Colepicolo, P.;

Vale, L.A.S. 2012. Influence of temperature, light and nutrients on the growth rates of

the macroalga Gracilaria domingensis in synthetic seawater using experimental design.

Journal of Applied Phycology 24: 1-8.

3. Gressler, V.; Fujii, M.T.; Martins, A.P.; Colepicolo, P.; Mancini-Filho, J.; Pinto, E.

2011. Biochemical composition of two red seaweed species grown on the Brazilian

coast. Journal of the Science of Food and Agriculture 91: 1687-1692.

4. Martins, A.P.; Necchi Junior, O.; Colepicolo, P.; Yokoya, N.S. 2011. Effects of

nitrate and phosphate availabilities on growth, photosynthesis and pigment and protein

contents in colour strains of Hypnea musciformis (Wulfen in Jacqu.) J.V. Lamour.

(Gigartinales, Rhodophyta). Revista Brasileira de Farmacognosia 21: 340-348.

5. Martins, A.P.; Yokoya, N.S. 2010. Intraspecific variation in the colour morphs of

Hypnea musciformis (Rhodophyta) in relation to nitrogen availability. Hoehnea 37: 599-

6163.

6. Martins, A.P.; Chow, F.F.; Yokoya, N.S. 2009. Ensaio in vitro da enzima nitrato

redutase e efeito da disponibilidade de nitrato e fosfato em variantes pigmentares de

Hypnea musciformis (Wulfen in Jacqu.) J.V. Lamour. (Gigartinales, Rhodophyta)..

Revista Brasileira de Botânica 32: 635-645.

7. Martins, A.P.; Yokoya, N.S.; Carvalho, M.A.M.; Plastino, E.M. 2007. Effects of

kinetin and nitrogen on growth rates, pigment and protein contents in wild and

phycoerythrin-deficient strains of Hypnea musciformis (Rhodophyta). Journal of

Applied Phycology 20: 767-773.

8. Yokoya, N.S.; Necchi, O.; Martins, A.P.; Gonzalez, S.F.; Plastino, E.M. 2007.

Growth responses and photosynthetic characteristics of wild and phycoerythrin-

deficient strains of Hypnea musciformis (Rhodophyta). Journal of Applied Phycology

19: 197-205.

4. Artigos submetidos e em fase de redação:

1. Martins, A.P.; Braga, E.S.; Colepicolo, P.; Yokoya, N.S. Seawater inorganic nutrients

removal by colour strains of Hypnea musciformis (Gigartinales, Rodophyta). Artigo

submetido no periódico “Environmental and Experimental Botany”.

2. Photosynthetic characteristics and pigment content of Brazilian seaweeds. Será

submetido no periódico “Photosynthesis Research”.

3. Photosynthetic characteristics and biochemical composition of Antarctic seaweeds.

Será submetido no periódico “Photosynthesis Research”.

4. Biochemical composition of seaweeds for the selection of species for oil-based

biofuel and bioproducts. Será submetido no periódico “Bioresource Technology”.

5. Effects of elevated CO2, under nitrogen limitation and saturation conditions, on

growth, metabolism and biochemical composition of Dictyota menstrualis (Dictyotales,

Heterokontophyta).

5. Financiamentos:

1. Bolsa IC CNPq (05/2002 à 12/2004)

2. Bolsa Mestrado FAPESP (08/2005 à 07/2007)

3. Bolsa Doutorado CAPES (08/2008 à 07/2012)

6. Outras Informações:

1. Foi monitora de duas disciplinas: Biologia Molecular para o curso de Medicina da

USP; e Bioquímica para o curso de Educação Física da USP.

2. Ministrou o curso “Medidas de fotossíntese: teoria e prática na fisiologia de

macroalgas” e o treinamento do medidor de fotossíntese subaquático Diving-Pam nas

seguintes instituições e eventos:

Universidad de Magallanes – Chile – 2011;

Laboratório de Biogeoquímica do Instituto de Biologia da UFRJ – RJ – 2011;

III Workshop da redealgas: Biodiversidade, Aplicações Tecnológicas e

Sustentabilidade - Paty do Alferes – RJ – 2011;

Disciplina “Biologia de algas marinhas bentônicas” do Curso de Pós-Graduação

em Biodiversidade Vegetal e Meio Ambiente do Instituto de Botânica de São Paulo –

SP – 2010;

II Workshop em Novos Bioativos e Macroalgas – Ilhabela – SP – 2009;

Laboratório de Ficologia - Universidade Federal de Santa Catarina – 2008.

3. Participou da organização do “II Workshop em Novos Bioativos e Macroalgas:

Manejo e Cultivo, Conservação, Biotecnologia e Técnicas de Bioatividade”, realizado

em 2009.

4. Resumos publicados em anais de congressos nos últimos três anos:

Martins, A.P.; Yokoya, N.S.; Colepicolo, P. Nutritional composition and

photosynthetic rate of seaweeds from Ubatuba cost, Brazil. In: XL Reunião Anual da

Sociedade Brasileira de Bioquímica e Biologia Molecular, 2011, Foz do Iguaçu - PR.

XL Reunião Anual da Sociedade Brasileira de Bioquímica e Biologia Molecular, 2011.

Martins, A.P.; Braga, E. S.; Colepicolo, P.; Yokoya, N.S. Avaliação do potencial

biofiltrante de variantes pigmentares de Hypnea musciformis (Gigartinales,

Rhodophyta) na remoção de nutrientes inorgânicos. In: Congresso Brasileiro de

Ficologia, 2010, Paraty - RJ. XIII Congresso Brasileiro de Ficologia, 2010.

Martins, A.P ; Braga, E.S ; Necchi Jr., O.; Colepicolo, P.; Yokoya, N.S.

Nitrogen metabolism in colour strains of Hypnea musciformis (Rhodophyta). In:

XXXVIII Reunião Anual da Sociedade Brasileira de Bioquímica e Biologia Molecular,

2009, Águas de Lindóia. Livro de resumos do XXXVIII Reunião Anual da Sociedade

Brasileira de Bioquímica e Biologia Molecular. São Paulo: Sociedade Brasileira de

Bioquímica, 2009.

Faria, A.V.F.; Fujii, M.T.; Martins, A.P.; Colepicolo, P.; Yokoya, N.S. Efeitos

de fatores ambientais no desenvolvimento de Laurencia catarinensis (Ceramiales,

Rhodophyta). In: II Workshop em Novos Bioativos e Macroalgas: Manejo e Cultivo,

Conservação, Biotecnologia e Técnicas de Bioatividade, 2009, Ilhabela. II Workshop

em Novos Bioativos e Macroalgas: Manejo e Cultivo, Conservação, Biotecnologia e

Técnicas de Bioatividade. São Paulo, 2009.

Sanches, P.F.; Farias, J.N.; Martins, A.P.; Almeida, J.V.; Lima, C.A.;

Colepicolo, P.; Horta, P. Ecofisiologia do rodolito Lithothamnion superpositum

(Corallinales, Rhodophyta) - Conhecimento necessário para sua utilização sustentável e

conservação. In: II Workshop em Novos Bioativos e Macroalgas: Manejo e Cultivo,

Conservação, Biotecnologia e Técnicas de Bioatividade, 2009, Ilhabela. II Workshop

em Novos Bioativos e Macroalgas: Manejo e Cultivo, Conservação, Biotecnologia e

Técnicas de Bioatividade. São Paulo, 2009.

Souza, J.M.C.; Martins, A.P.; Colepicolo, P.; Yokoya, N.S. Influência da

interação entre citocininas e irradiância nas respostas fisiológicas e bioquímicas de

Gracilaria birdiae (Rhodophyta, Gracilariales). In: II Workshop em Novos Bioativos e

Macroalgas: Manejo e Cultivo, Conservação, Biotecnologia e Técnicas de Bioatividade,

2009, Ilhabela. II Workshop em Novos Bioativos e Macroalgas: Manejo e Cultivo,

Conservação, Biotecnologia e Técnicas de Bioatividade. São Paulo, 2009.

Tesima, K.E.; Martins, A.P.; Colepicolo, P.; Yokoya, N.S. Efeitos da

disponibilidade de nitrato e das citocininas no crescimento e na fotossíntese de Hypnea

spinella (Gigartinales, Rhodophyta). In: II Workshop em Novos Bioativos e

Macroalgas: Manejo e Cultivo, Conservação, Biotecnologia e Técnicas de Bioatividade,

2009, Ilhabela. II Workshop em Novos Bioativos e Macroalgas: Manejo e Cultivo,

Conservação, Biotecnologia e Técnicas de Bioatividade. São Paulo, 2009.

Tonon, A.P.; Martins, A.P.; Yokoya, N.S.; Oliveira, M.C.; Colepicolo, P.

Análise de efeitos causados pelos metais cobre e cádmio na macroalga marinha

Gracilaria tenuistipitata. In: II Workshop em Novos Bioativos e Macroalgas: Manejo e

Cultivo, Conservação, Biotecnologia e Técnicas de Bioatividade, 2009, Ilhabela. II

Workshop em Novos Bioativos e Macroalgas: Manejo e Cultivo, Conservação,

Biotecnologia e Técnicas de Bioatividade. São Paulo, 2009.

aline paternostro martins - teses.usp.br · desses anos: angela, cícero, cíntia, diego, diogo,...

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