2. ed. rev. e ampl.irritans e verminoses. controle de carrapatos nas pastagens, nova odessa, 2015 1...

Controle de carrapatos nas pastagens

2. ed. rev. e ampl.

Organização:

VERÍSSIMO, C. J.

Controle de carrapatos nas pastagens

2. ed. rev. e ampl.

Organização:

VERÍSSIMO, C. J.

Nova Odessa, SPInstituto de Zootecnia

2015

Governador do Estado de São PauloGeraldo Alckmin

Secretário de Agricultura e AbastecimentoArnaldo Calil Pereira Jardim

Secretário Adjunto de Agricultura e Abasteci-mentoRubens Naman Rizek Junior

Coordenador da Agência Paulista de Tecnolo-gia dos AgronegóciosOrlando Melo de Castro

Diretor Técnico de Departamento do Instituto de ZootecniaRenata Helena Branco Arnandes

Centro de Comunicação e Transferência do Co-nhecimentoIvani Pozar Otsuk

C755 Controle de carrapatos nas pastagens / Organização: Cecília José Veríssimo. - 2. ed. rev. e ampl. Nova Odessa: Instituto de Zootecnia, 2015. 106p.;il. ISBN: 978-85-61852-12-2

Inclui referências 1. Boophilus microplus. 2. Carrapato - controle. 3. Carrapato – Resistência aos inseticidas. I. Veríssimo, C. J. [org.]. II. Título.

CDD - 595.429

Ficha catolográfica elaborada por: Tatiane Salles – CRB 8/8946 Núcleo de Informação e Documentação

COORDENAÇÃO

Cecília José VeríssimoFone: (19) 34669431/[email protected]

EDITORAÇÃO

Maria Isabel Rodrigues AlvesNúcleo de Editoração Técnico-Cientifica

NORMALIZAÇÃO BIBLIOGRÁFICA

Tatiane Helena de Borges Salles

Instituto de Zootecnia (IZ/APTA/SAA)Rua Heitor Penteado, 56, Centro, CEP 13460-000, Nova Odessa, SP.

Fone: (19) 3466-9400/www.iz.sp.gov.br

“Esclarecemos que todas as informações contidas neste Anais são de inteira responsabilidade de cada palestrante”.

Todos os direitos autorais reservados ao Instituto de Zootecnia. A reprodução de partes ou de todo deste trabalho só poderá ser feita mediante a citação da fonte.

O Livro Controle de carrapatos nas pastagens está licenciado com uma Licença Creative Commons.

PREFÁCIO

Este livro é o resultado das palestras apresentadas durante o III Workshop Con-trole de Carrapatos, realizado no dia 15 de agosto de 2013, no Instituto de Zootecnia, em Nova Odessa, SP. Neste ano, as palestras foram relacionadas ao controle de carra-patos na pastagem. Nos anos anteriores, as palestras versaram exclusivamente sobre o controle do carrapato-do-boi. Mas, como no pasto encontram-se outras espécies de carrapato, este ano foi abordado também o controle de carrapatos pertencentes ao gê-nero Amblyomma, que tem grande importância na transmissão de uma doença letal a se-res humanos, a febre maculosa, sendo, portanto, de grande importância epidemiológica. Além do controle do Amblyomma, abordou-se também o controle biológico com fungos e nematoides entomopatogênicos, que, em futuro próximo, poderão ajudar no controle desses carrapatos. Estudo recente sobre o uso de ureia, utilizada na adubação da pasta-gem, e seu efeito no controle de carrapatos também foi abordado, assim como os fatores que afetam a fase de vida livre desses ácaros. Este evento faz parte da disciplina IZ-16, “Controle Sustentável de Parasitos de Ruminantes”, do curso de Pós-graduação em Pro-dução Animal Sustentável do Instituto de Zootecnia, e tem por finalidade atualizar os es-tudantes desta disciplina, bem como produtores e técnicos, sobre pesquisas recentes no assunto controle de carrapatos de importância na agropecuária. Nesta segunda edição, além de pequenas atualizações realizadas em alguns textos, apresentamos na íntegra a palestra sobre o uso de adubação de cobertura com ureia e o controle do carrapato.

Cecília José Veríssimo

Agradecimentos

à FAPESP, à FUNDAG e REALH

Palestrantes

Caio Marcio de Oliveira Monteiro

Possui graduação em Ciências Biológicas pelo Centro de Ensino Superior de Juiz de Fora (2006), mestrado pelo programa de Ciências Biológicas, área de concentração em Comportamento e Biologia Animal, na Universidade Federal de Juiz de Fora, MG (2009) e Doutorado pelo programa de pós-graduação em Ciências Veterinárias, área de concentração em Parasitologia Veterinária, na Universidade Federal Rural do Rio de Janeiro (2014). Atualmente é bolsista de Pós-doutorado na Universidade Federal de Juiz de Fora (2015). Tem experiência na área de Parasitologia, trabalhando principalmente na busca e desenvolvimento de novas tecnologias e alternativas de controle de carrapatos e outros artrópodes parasitos com utilização de agentes biológicos (nematoides e fungos entomopatogênicos) e substâncias de origem vegetal (óleos essenciais, extratos vegetais e substâncias isoladas), além de associação entre esses agentes de controle.

Carlos Alberto Perez

Engenheiro agrônomo formado na ESALQ/USP, com Mestrado em entomolgia ESALQ/USP e Doutorado em Conservação de Ecossitemas Florestais (área de entomologia) ESALQ/USP. É responsável pelo manejo do carrapato estrela (Amblyomma) nos campus da USP, em Piracicaba e Ribeirão Preto.

Cecília José Veríssimo

Graduada em Medicina Veterinária pela Universidade Federal Rural do Rio de Janeiro (1982), e com Mestrado em Zootecnia pela Universidade Estadual Paulista Júlio de Mesquita Filho (1991) e Doutorado em Zootecnia - Qualidade e Produtividade Animal pela Universidade de São Paulo (2008), trabalha no Instituto de Zootecnia desde 1984, onde é pesquisador cientifico nivel VI. Tem experiência nas áreas de Zootecnia e Medicina Veterinária Preventiva, com ênfase em Produção Animal e controle de doenças, atuando principalmente nas seguintes espécies e temas: bovinos: controle do carrapato Rhipicephalus (Boophilus) microplus, e mastite bovina; ovinos: controle da verminose e mastite ovina.

Dinalva Alves Mochi

Possui graduação em Ciências Biológicas pela Faculdade de Filosofia Ciências e Letras de Catanduva (2001), Mestrado (2005) e Doutorado (2009) em Microbiologia Agropecuária pela Faculdade de Ciências Agrárias e Veterinárias - Universidade Estadual Paulista Júlio de Mesquita Filho. Atualmente é Pós-doutoranda da Unesp de Jaboticabal. Tem experiência na área de Microbiologia Geral, Ambiental, Agrícola e Veterinária, com ênfase em Controle Biológico e Ecologia de Microrganismos, atuando principalmente nos seguintes temas: patologia de insetos, controle biológico, controle microbiano e fungos entomopatogenicos.

Isabele da Costa Angelo

Possui graduação em Medicina Veterinária pela Universidade Federal Rural do Rio de Janeiro (2004). Concluiu o Mestrado (2007) e o Doutorado (2011) em Ciências Veterinárias, na área de concentração em Parasitologia Veterinária (UFRRJ) e em seguida fez pós-doutorado na mesma instituição.Tem experiência na área de Parasitologia Veterinária, com ênfase em Controle Microbiano de Artrópodes, atuando principalmente nos seguintes temas: controle biológico, fungos entomopatogênicos e carrapatos de importância médico-veterinária. Foi professora Adjunto no Departamento de Parasitologia da UFMG e atualmente é professora no Departamento de Epidemiologia e Saúde Pública (UFRRJ) atuando na área de Saúde Pública.

José Brites Neto

Possui Graduação em Medicina Veterinária pela Universidade Federal Rural do Rio de Janeiro (1984) e Mestrado em Produção Animal Sustentável pelo Instituto de Zootecnia de Nova Odessa/SP (2011). Atualmente é Médico Veterinário da Secretaria de Saúde, Prefeitura Municipal de Americana/SP e Doutorando em Microbiologia Agrícola pela Escola Superior de Agricultura Luiz de Queiroz - ESALQ. Tem experiência na área de Saúde Pública, com ênfase em Saúde Pública Veterinária, atuando principalmente nos seguintes temas: Controle de Zoonoses, Vigilância Sanitária de Alimentos, Vigilância Epidemiológica (Raiva, Leptospirose e Febre Maculosa Brasileira), Entomologia Médica, Parasitologia Veterinária, Controle e Manejo de Escorpiões, Manejo de Animais Silvestres e Enfermidades de Peixes Neotropicais.

Romário Cerqueira Leite

Possui doutorado em Ciências Veterinárias pela Universidade Federal Rural do Rio de Janeiro (1988). Atualmente é Professor Titular da Escola de Veterinária da Universidade Federal de Minas Gerais. Tem experiência na área de Doenças Parasitárias, com ênfase em controle estratégico integrado de parasitos, atuando principalmente nos seguintes temas: Boophilus microplus, Amblyomma cajennense, Dermatobia hominis, Haematobia irritans e verminoses.

http://pt.engormix.com/mbr-1029167/romario-cerqueira-leite

Controle de carrapatos nas pastagens, Nova Odessa, 2015

1

SUMÁRIO

Palestras

Fatores que afetam a fase de vida livre de carrapatos .............................................. 02

Importância do monitoramento epidemiológico de carrapatos em região endêmica para Febre Maculosa Brasileira................................................................................ 18

História de sucesso no controle de Amblyomma sp. em área com ampla circulação de pessoas..................................................................................................................... 33

Controle biológico do carrapato dos bovinos Rhipicephalus microplus com a utiliza-ção de nematoides entomopatogênicos: conquistas e desafios............................... 46

Utilização de fungos entomopatogênicos para o controle de carrapatos................... 69

Controle biológico do carrapato na pastagem: situação atual e perspectivas............ 96

Adubação com ureia em pastejo rotacionado e seu efeito no controle do Rhipicephalus (Boophilus) microplus....................................................................... 100


2

FATORES QUE AFETAM A FASE DE VIDA LIVRE DE CARRAPATOS

Cecília José VeríssimoInstituto de Zootecnia (APTA/SAA)

[email protected]

RESUMO

A fase de vida livre tem início com o desprendimento e a queda da fêmea ingurgitada no solo. Fatores tais como a temperatura ambiente, umidade relativa, forrageira que compõe a pastagem, o manejo do pasto, a presença de inimigos naturais, a lotação e a raça do bovino que está sobre a pastagem afetam de maneira significativa essa fase do ciclo de vida livre, e serão descritos e detalhados neste texto, com ênfase no carrapato-do-boi.

INTRODUÇÃO

Carrapatos são ectoparasitos que se caracterizam por se alimentarem de sangue, seja qual for a família, gênero ou espécie (BARROS-BATTESTI et al., 2006).

O carrapato mais comum encontrado parasitando bovinos no Brasil pertence à espécie Rhipicephalus (Boophilus) microplus, e daqui por diante no texto será denominado de carrapato-do-boi.

Os bovinos também podem se infestar com o carrapato-do-cavalo (Amblyomma cajennense), porém com menor frequencia. Este carrapato é muito pouco específico, e pode ser encontrado parasitando várias espécies de sangue quente, entre mamíferos e aves, e inclusive o homem. Geralmente, o carrapato-do-boi não infesta as pessoas.

O carrapato-do-boi tem um ciclo de vida no boi (hospedeiro), que se diz ciclo de vida parasitário, e um ciclo de vida no pasto, conhecido como “ciclo de vida livre”. O ciclo parasitário completo, de larva à fêmea completamente ingurgitada pronta para se destacar do hospedeiro (fase chamada de teleógina), dura, em média, 21 dias. Somente as fêmeas do carrapato se enchem de sangue, ficando semelhantes a jabuticabas ou sementes de mamona. Quando a fêmea está repleta de sangue, desprende-se do hospedeiro e cai no solo, onde procura um lugar escuro e úmido para por seus ovos. A fase de vida livre se inicia no momento em que a teleógina se desprende do animal e cai no solo.


3

Vamos abordar fatores que afetam a fase de vida de livre de carrapatos, com ênfase no carrapato-do-boi.

1. Temperatura ambiente

Dentre os fatores que afetam a fase de vida livre do carrapato-do-boi a temperatura ambiente é o principal fator. O calor acelera toda a fase de vida livre do parasita. Sob baixas temperaturas ambientes, todas as etapas da fase de vida livre levam mais dias para se completar, podendo até ser interrompidas, até que a temperatura ambiente volte a subir. No inverno é maior o deslocamento da fêmea, que procura um local apropriado para por os ovos, do que no verão. A média de deslocamento diário da fêmea ingurgitada em pastagem de capim-napier, conhecido também como capim-elefante (Penisetum purpureum), manejado a 80 cm de altura, até o inicío da postura, no verão em Juiz de Fora, MG, foi de 7,2 cm, e no inverno, 12,2 cm (BROVINI et al., 2003). Já Souza (1999) na mesma região, porém em outro capim (Brachiaria decumbens), verificou que as fêmeas ingurgitadas podem percorrer distâncias maiores por dia até o início da postura: 21,3 cm no verão e 59,22 cm no inverno). Se multiplicarmos esse deslocamento pelo número de dias em que a fêmea começa a ovipor (em torno de 4 dias no verão e 10 dias no inverno, temos uma dispersão total da teleógina em torno de 28 a 84 cm no verão e 120 a 590 cm no inverno, ou seja, o deslocamento fica restrito ao local onde o animal se encontra.

A fase de vida livre é subdividida em:

Período de pré-postura, protoquia ou pré-oviposição:

Período compreendido entre a queda da teleógina no solo até a liberação do primeiro ovo, com duração de 2 a 5 dias, em condições de temperatura favoráveis. Em condição de baixa temperatura ambiente (abaixo de 20º C) esse tempo varia inversamente à temperatura, podendo, a fêmea não por ovos, porém, permanecer viva, e iniciar a postura quando o tempo voltar a esquentar (SNOWBALL, 1957; GONZALES, 1975; BROVINI et al., 2003).

Período de postura, ootoquia ou oviposição

Compreende a liberação do primeiro ao último ovo. Em boas condições ambientes tem duração entre 15 e 17 dias. À medida em que a temperatura aumenta, a velocidade de postura dos ovos também aumenta (GONZALES et al., 1975; HITCHCOCK, 1955; SNOWBALL, 1957; BENNETT, 1974).


4

A quantidade de ovos que uma teleógina põe depende do peso alcançado por ela, consequencia direta da quantidade de sangue ingerido (DIEHL et al, 1982; ROCHA et al., 1984a; SANTOS; FURLONG, 2002). BENNETT (1974) verificou que o peso mínimo para uma fêmea do carrapato-do-boi realizar postura de ovos foi de 17 mg. Rocha et al. (1984a), em minucioso trabalho realizado em Jaboticabal, SP, observaram que cada miligrama de peso da teleógina correspondia a 10 ovos. Segundo a revisão de literatura apresentada neste trabalho, o número máximo de ovos postos por uma só teleógina variou de 2.631 a 7.759, e os autores encontraram o máximo de 6.892 ovos postos por uma única fêmea.

O gado europeu (ex: Holandês, Pardo-Suíço, Hereford, Angus, Charolês) produz quantidade maior de teleóginas que possuem maior tamanho e consequentemente põe mais ovos que aquelas provenientes de gado zebuíno (ex: Nelore, Brahman, Gir, Guzerá). Isso é fator fundamental na dinâmica populacional do carrapato, como comentaremos mais adiante.

Período de incubação ou embriogênese

Período correspondente ao desenvolvimento embrionário, desde o primeiro dia de postura até a eclosão da primeira larva. A faixa de temperatura para essa fase é extensa, e situa-se entre 21 oC a 36 oC (IVANCOVICH, 1975). Bennett (1974) determinou as temperaturas de 15,6 oC e 40,6 oC como limites mínimo e máximo compatíveis com a oviposição e o desenvolvimento embrionário. No Brasil, os estudos feitos sobre a fase de vida livre do carrapato, independente da região, sempre verificam período de embriogêne mais curto no verão (ao redor de 30 dias) que no inverno (em torno de 60-90 dias, ou mais) (OLIVEIRA et al., 1974; GONZALES et al., 1975; SCHENK et al., 1983; SOUZA et al., 1988; MAGALHÃES; LIMA; FARIAS et al., 1995; BROVINI et al., 2003).

A teleógina, ao realizar a postura, passa cada ovo por uma glândula (órgão de Gené), cuja secreção cerácea tem a propriedade de impermeabilizá-los e aglutiná-los em uma massa de ovos compacta. Quando os ovos são submetidos a altas temperaturas, a cera sofre reorganização molecular, permitindo evaporação mais rápida da água (LEES; BEAMENT, 1948). Rocha et al. (1984a) demonstraram o efeito positivo dessa massa no desenvolvimento embrionário dos ovos. O mesmo foi observado por Veríssimo (1987): quanto menor o peso da massa de ovos, maior a porcentagem de ovos encarquilhados (ovos que por terem perdido umidade se retraem, tomando a forma elíptica com sulcos, lembrando uma bola de futebol americano); esses ovos tornam-se inviáveis, e resultam em menor número de larvas. Quando a massa de ovos é grande, existe cessão de umidade dos ovos que estão na borda para os que ficam no interior da massa, diminuindo


5

a proporção de ovos encarquilhados. Esse efeito de massa tem grande importância na dinâmica populacional do carrapato-do-boi (ROCHA, 1984), e é por isso que a infestação de uma pastagem depende principalmente do tipo de gado que está sobre ela.

Uma pastagem com animais leiteiros (geralmente gado europeu ou mestiço) é mais infestada de larvas do que um pasto utilizado por gado de corte, em geral raças zebuínas, principalmente a Nelore, uma das raças mais resistentes ao carrapato do mundo, segundo Veríssimo (1993).

Eclosão e comportamento da larva no campo

A eclosão dos ovos depende da temperatura ambiente. Hitchcock (1955) demonstrou que ovos mantidos à temperatura de 15 oC, embora haja desenvolvimento embrionário, e as larvas permaneçam viáveis, estas são incapazes de eclodir.

As larvas, ao subirem na vegetação, procuram permanecer juntas, aglomeradas, formando uma “bola” de larvas; quanto maior o bolo de larvas, maior a proteção em relação à dessecação e, consequentemente, maior a porcentagem de sobrevivência, semelhante ao que ocorre com a “massa” de ovos, descrito anteriormente (VERÍSSIMO, 1991). Segundo Garris e Popham (1990), quando as larvas sobem no capim, elas não sobem todas na mesma folha, se distribuindo em pequenas aglomerações em vários estratos da planta. Segundo Rocha e colaboradores (1984b) as larvas não sobem todas de uma única vez. Elas sobem em ondas, que se sucedem ao longo de muitos dias, o que aumentaria a chance de sobrevivência nas pastagens.

As larvas estão mais ativas, e sobem no capim na busca pelo hospedeiro nas primeiras horas da manhã e ao final da tarde, quando a temperatura ambiente é mais amena (WALADDE; RICE, 1982). Segundo Furlong et al. (2002), no verão elas levam mais tempo (cerca de 3 dias) para alcançar a extremidade do capim (Brachiaria) do que no inverno (2 dias em média).

Pereira e colaboradores (2008) relatam que as larvas em condições de campo são capazes de absorver umidade do orvalho durante a noite a fim de compensar as perdas diurnas de água. Além do orvalho, outras fontes de água para a larva são a chuva e até mesmo o ar saturado de umidade. Por este motivo, a larva pode permanecer viável por muitos dias, especialmente no período de outono-inverno-primavera, quando as temperaturas são mais amenas. Na literatura, há citação de período de sobrevivência larval de até 286 dias (cerca de 9,5 meses) em Lajes, SC (SOUZA et al. 1988). A maioria de trabalhos que estudaram a sobrevivência das larvas no campo constataram menos


6

tempo de sobrevivência no verão (entre 2 a 4 semanas) do que no inverno (VERÍSSIMO; MACHADO, 1995; MAGALHÃES; LIMA, 1992; PEREIRA et al., 2008).

2. Umidade relativa

A umidade ambiente também é muito importante, e a fase de vida livre é muito prejudicada pela baixa umidade do ar, especialmente o período de embriogênese. Segundo Hitchcock (1955), o mínimo compatível para embriogênese seria de 70% de umidade relativa, sendo 80% o ideal. Segundo Knulle e Rudolph (1982), o fato de os ovos serem sensíveis à desidratação tem sua importância diminuída, uma vez que a teleógina sempre procura um lugar apropriado (protegido da baixa umidade e alta temperatura) para por seus ovos.

A quantidade de ovos que forma a massa da postura é muito importante para manter a umidade no centro e proteger os ovos que estão localizados no centro da massa, pois os ovos não são capazes de absorver água, mesmo quando submetidos a umidades relativas superiores a 90%. Já, as larvas e os adultos são capazes de absorver água do ar saturado de umidade (PEREIRA et al., 2008). Ovos quando expostos à luz solar direta ou ao mormaço de dias nublados apresentam baixa taxa de fertilidade (LEGG, 1930). Segundo este autor, o aumento do número de carrapatos na estação das águas está relacionado a: 1º.) elevação do teor de umidade do ar; 2º.) crescimento rápido da pastagem, o que proporciona abrigo adequado às diferentes fases da vida livre; 3º.) elevação da temperatura, fazendo com que o período de embriogênese seja mais rápido.

Furlong e colaboradores (2002), ao observarem o comportamento e ecologia do carrapato-do-boi em pastagem de Brachiaria decumbens, na região de Juiz de Fora, MG, verificaram que chuvas fortes provocavam a remoção de muitas larvas das folhas.

3. Forrageiras que compõem a pastagem

A larva, ao eclodir, não tem condições de parasitar o animal imediatamente. Elas nascem com uma coloração translúcida, que, após uma curta exposição ao ar, escurece, ficando com uma coloração marrom (PEREIRA et al., 2008). Então, depois de 4 a 6 dias, segundo Gonzales (1975), guiadas por estímulo luminoso (WILKINSON, 1953), sobem na vegetação à procura do hospedeiro.


7

Embora estimuladas pela luz para seguir a direção vertical, estas fogem da luz solar direta, procurando se situar na folha do capim sempre no lado oposto ao batido pelo sol, pois, senão, desidratam com facilidade, morrendo em poucos minutos (VERÍSSIMO, 1991). Nesta fase, assim como nas outras fases da vida livre, a arquitetura da planta forrageira tem uma importância muito grande.

Plantas de crescimento ereto ou cespitoso, como as do gênero Panicum (ex: colonião), desfavorecem a fase de vida livre, porque permitem maior entrada de luz solar na base da planta e no solo. Ao contrário, plantas de crescimento estolonífero, como as pertencentes aos gêneros Braquiaria e Cynodon, promovem um micro ambiente favorável à fase de vida livre de carrapatos, com umidade e sombra, por recobrirem bem o solo. Por causa disso, a arquitetura da planta forrageira e o manejo da pastagem têm grande importância em toda a fase de vida livre dos carrapatos.

Veríssimo et al. (1997a) verificaram que animais situados em pastos de capim colonião (Panicum maximum), de arquitetura cespitosa, tiveram menos (P<0,05) carrapatos.

Thompson et al. (1978), Farias et al. (1986), Aycardi et al. (1984), Veríssimo et al. (1997b) e até mesmo 42% dos produtores de leite de Divinópolis, MG, entrevistados por ROCHA e colaboradores (2011), constatam que capins do gênero Brachiaria favorecem a presença de carrapatos.

As larvas de carrapatos possuem no primeiro par de patas uma região sensorial específica (órgão de Haller, WALADDE, 1976; 1977), que lhes permite reconhecer a aproximação do hospedeiro preferencial por vários sentidos, principalmente o olfato (WILKINSON, 1953), sendo atraídos pelas secreções da pele e gases da expiração do gado bovino (PEREIRA et al., 2008), e, provavelmente, pelo odor de suas fezes. Bunnell e colaboradores (2011) verificaram que carrapatos da espécie Ixodes hexagonus são mais atraídos por Erinaceus europaeus (uma espécie de porco-espinho) doentes, pelo odor exalado por suas fezes. Segundo esses autores, os carrapatos se beneficiariam desta preferência, evitando possíveis mecanismos de defesa dos hospedeiros saudáveis.

Ao perceberem a aproximação do hospedeiro, as larvas abrem o primeiro par de patas, agitando-os frenéticamente. Quando o hospedeiro passa por elas, imediatamente se agarram nele, se escondendo embaixo dos pelos, e, junto à pele, procuram um local para se fixar, e dar início à fase parasitária.


8

Algumas plantas exalam odores que atraem larvas de carrapatos, como por exemplo o arbusto Acalypha fruticosa Forsk. var.villosa Hutch (Euphorbiaceae), na África (HASSAN et al., 1994). Outras repelem ou até mesmo têm a capacidade de matar larvas do carrapato-do-boi, como, por exemplo, o capim gordura, Melinis minutiflora (THOMPSON et al., 1978; FARIAS et al., 1986; FERNANDEZ-RUVALCABA et al., 2004a), Andropogon gayanus (THOMPSON et al., 1978; FERNÁNDEZ-RUVALCABA et al., 2004a) e leguminosas do gênero Stylosanthes (SUTHERST, 1982; ZIMMERMAN et al., 1984; FARIAS et al., 1986; SUTHERST et al., 1988; CASTREJÓN et al., 2003; FERNÁNDEZ-RUVALCABA et al., 2004b). Trabalho conduzido no México por Fernandez-Ruvalcaba e colaboradores (2004b) mostrou que outras leguminosas, como a Leucaena leucocephala e Macroptilium artropurpureum também parecem ter a capacidade de interferir com as larvas do carrapato-do-boi, diminuindo a sua recuperação em canteiros formados com estas leguminosas.

4. Presença de inimigos naturais

Quando a teleógina se destaca do hospedeiro e cai no solo, imediatamente ela procura um local escuro e úmido para por os seus ovos, pelas razões explicadas anteriormente (efeitos adversos da luz solar direta). Mas, provavelmente, a procura por locais escuros, além de proteger da radiação solar direta, também ajuda a se livrar da visão de prováveis inimigos naturais que estão por toda parte, desde aves, que já predam as teleóginas nos animais, antes mesmo de caírem no solo, até as formigas, principalmente a “formiga lava-pé” (Solenopsis saevissima), que são grandes predadoras de teleóginas na pastagem. Os ovos também servem de alimento para alguns insetos, como os da família Forficulidae, vulgo “tesourinha” ou “lacrainha” (VERÍSSIMO, 2013). Brovini et al. (2003) observou o predatismo de um besouro da família Lampyridae sobre teleóginas em pastagem de capim-elefante.

5. Manejo da pastagem

5.1. Tipo de pastejo (rotacionado x contínuo; rotação pasto x cultura)

Um trabalho realizado no município de Colina, SP, avaliou vários efeitos sobre a infestação de carrapatos de um rebanho mestiço leiteiro, entre eles o manejo do pasto em que os animais se encontravam. Para a análise estatística, os autores dividiram os


9

36 pastos da propriedade em três categorias: pastos recém-formados, cuja reforma havia sido precedida da utilização da área para produção de milho por dois anos consecutivos (rotação pasto x cultura); pastos ocupados eventualmente, com um período de descanso de, no mínimo, 3 meses; e pastos ocupados permanentemente. Os animais que vinham de pastos ocupados permanentemente, como esperado, tinham mais (P<0,05) carrapatos do que aqueles situados em pastos recém-formados ou em descanso (VERÍSSIMO et al., 1997a), e os que vinham de pastos recém-formados tinham menos larvas (P<0,05) do que aqueles que vinham de pastos ocupados permanentemente ou que estavam em descanso (VERÍSSIMO et al., 1997b), indicando que introduzir bovinos livres de carrapatos em pastos recém-formados é uma excelente forma de controle deste parasita. Echevarria et al. (1993) também constataram que essa prática de rotação pasto x cultura diminuiu a infestação do pasto por nematoides gastrintestinais de ruminantes, bovinos e ovinos.

Geralmente, pastejos rotacionados recebem adubação ao final de cada ciclo de pastejo. Dependendo do tipo de adubo, este pode ter efeito negativo sobre a teleógina, como é o caso da ureia, que, em contato com a teleógina no solo, mata-a, sem que ela tenha a oportunidade de fazer a postura (CUNHA et al., 2008, 2010).

Trabalhos australianos (HARLEY; WILKINSON, 1964; WHARTON et al., 1969) mostraram que é possível reduzir significativamente a quantidade de banhos carrapaticidas quando se introduz animais livres de carrapatos em pastos que tenham ficado em descanso por um período mínimo de cerca de 3 meses.

Furlong (1998) constatou que seria necessário deixar uma pastagem sem animais por um período de 60 dias, a fim de diminuir significativamente o número de larvas na pastagem, na região de Juiz de Fora, MG.

Em função do tempo de sobrevivência larval menor durante o período de maior temperatura ambiente, podemos extrapolar para o Brasil este prazo de 60 dias de descanso do pasto como viável para a realização do pastejo rotacionado no período primavera-verão, visando, também, o controle do carrapato.

5.2. Lotação e raça do bovino

Quanto maior a lotação de um pasto mais favorável é o encontro parasita-hospedeiro, e portanto, aumenta a chance de infestação dos animais.

Entretanto, outros fatores, como a capacidade de ocupação da pastagem em


10

função de seu teor nutricional, são muito mais importantes, já que a nutrição é um fator fundamental na resistência de bovinos ao carrapato. Animais mal nutridos, ficam mais susceptíveis, aumentando o potencial de infestação da pastagem (O´KELLY; SEIFERT, 1969; O’KELLY; SEIFERT, 1970; SUTHERST et al., 1983).

Quando a pastagem está muito infestada com larvas do carrapato, o bovino é capaz de perceber, possivelmente através da visão, os bolos de larvas na vegetação; então, recuam abruptamente, evitando a sua infestação (SUTHERST et al., 1986). Estes autores incluíram esse mecanismo como um dos controladores da população de carrapatos, ao lado da resistência do hospedeiro e a morte dos bovinos mais susceptíveis.

Se sobre a pastagem estiverem animais de origem europeia, o potencial de infestação será bastante elevado, devido aos fatores já comentados anteriormente (maior número de fêmeas repletas de sangue que vão cair na pastagem e ovipor muitos ovos, e, consequentemente, haverá grande número de larvas nas pastagens).

Por causa do efeito negativo que animais resistentes, principalmente os da raça Nelore, exercem sobre a fase de vida livre do carrapato (menor número de teleóginas que se desprendem de animais resistentes, e as poucas que conseguirem chegar até a fase de teleógina alcançarão menor tamanho, pondo menos ovos, que originarão menos larvas), é que Rocha (1984) lançou a ideia, ainda não comprovada cientificamente, da rotação de pastos entre animais resistentes e suscetíveis, com uso de carrapaticida nos suscetíveis antes da entrada destes em pasto antes ocupado por bovinos resistentes por um período de pelo menos 40 dias. Segundo Rocha (1984), os bovinos resistentes funcionariam como “aspiradores” de larvas na pastagem, o que reduziria significativamente o número de larvas, assim, diminuindo o potencial de infestação do pasto para o pastejo seguinte dos bovinos suscetíveis. Pesquisadores autralianos (WHARTON et al., 1969) verificaram que a simples convivência no mesmo pasto entre bovinos suscetíveis e resistentes, fez com que diminuísse a quantidade de banhos carrapaticidas necessários nos bovinos suscetíveis, quando comparado a bovinos suscetíveis sozinhos no mesmo pasto.

6. Infecção por hemoparasitas

A infecção da teleógina pelo hemoparasita Babesia bovis diminuiu a oviposição e a duração da postura (DAVEY, 1981), porém, Guglielmone e colaboradores (1989) não observaram esse ou qualquer efeito deletério em fêmeas de carrapato infectadas com Babesia sp.


11

7. Presença de cavalos e animais silvestres

A vizinhança de um pasto de bovinos com matas ciliares ou pastos ocupados por cavalos, favorece a presença e o parasitismo de bovinos com o carrapato estrela (gênero Amblyomma), que parasita animais silvestres e equídeos (VERÍSSIMO, 1995). Para evitá-lo deve-se cercar as matas ciliares com cerca telada que impeça a entrada de animais silvestres como as capivaras, que são ávidas por sal e procuram os saleiros da propriedade. Também deve-se cuidar para que os cavalos da propriedade estejam sempre livres de carrapatos.

CONCLUSÕES

A duração do ciclo de vida livre do carrapato-do-boi é mais curta no verão que no inverno, lembrando que quanto mais frio e seco, piores são as condições para este carrapato efetuar essas etapas de seu ciclo, embora a sobrevivência da larva na pastagem seja maior no inverno que no verão.

Nas pastagens, existem muitos inimigos naturais da teleógina que colaboram no controle da população de carrapatos, como, por exemplo, algumas espécies de formigas, fungos e aves.

O carrapato é capaz de detectar a presença do hospedeiro através de órgãos sensoriais. Por isso, produtos que sejam repelentes para carrapato devem ser estudados para aplicação nos animais.

O manejo do pasto e a planta forrageira são importantes fatores que interferem na fase de vida livre de carrapatos, e devem ser levados em consideração em um sistema de criação, visando colaborar com o controle dos carrapatos presentes na pastagem.

A rotação pasto x cultura (integração lavoura x pecuária) é um excelente meio de controlar parasitos que têm uma fase de vida livre no solo, incluindo o carrapato-do-boi.

Florestas, pastagens sujas e presença de equinos são fatores favoráveis para a presença do carrapato do gênero Amblyomma, e o produtor, sabendo disso, poderá adotar algumas atitudes que desfavoreçam o encontro parasita x hospedeiro, dentro de suas possibilidades, tais como: cercar as matas que fazem fronteira com suas pastagens com tela que não permita a entrada de animais silvestres, roçar pastos altos, ou reformar as pastagens, e manter equinos da propriedade livres de carrapato.


12

A raça do bovino criado na propriedade é fator muito importante na dinâmica populacional do carrapato-do-boi. Por isso, a seleção de animais resistentes e o descarte de animais suscetíveis é o caminho mais eficiente e duradouro para diminuir a infestação das pastagens.

REFERÊNCIAS

AYCARDI, E.; BENAVIDES, E.; GARCIA, O.; MATEUS, G.; HENAO, F.; ZUKLAGA, F.N. Boophilus microplus tick burdens on grazing cattle in Colombia. Trop. An. Health Prod., v.16, n.2, p.78-84, 1984.

BARROS-BATTESTI, D.M.; ARZUA, M.; BECHARA, G.H. Carrapatos de importância médico-veterinária da região neotropical: um guia ilustrado para identificação de espécies. São Paulo: Vox/ICTTD-3/Butantan, 2006. 223p.

BENNETT, G.F. Oviposition of Boophilus microplus (Canestrini) (Acarida: Ixodidae). I. Influence of tick size on egg production. Acarologia, v.16, n.1, p.52-61, 1974.

BROVINI, C.N.; FURLONG, J.; CHAGAS, A.C. Influência dos fatores climáticos na biologia e no comportamento de fêmeas ingurgitadas de Boophilus microplus a campo. Biosc. J., v.19, n.1, p.71-76, 2003.

BUNNELL, T.; HANISCH, K.; HARDEGE, J.D.; BREITHAUPT, T. The fecal odor of sick Hedgehogs (Erinaceus europaeus) mediates olfactory attraction of the tick Ixodes hexagonus. J. Chem. Ecol., v.37, p.340-347, 2011.

CASTREJÓN, F.M.; VÁZQUEZ, C.C.; FERNÁNDEZ-RUVALCABA, M.; MOLINA-TORRES, J.; CRUZ, J.S.; PARRA, M.R. Repellence of Boophilus microplus larvae in Stylosanthes humilis and Stylosanthes hamata plants. Parasitol. Latinoam., v. 58, p.18-121, 2003.

CUNHA, A.P.; BELLO, A.C.P.; LEITE, R.C.; OLIVEIRA, P.R.; MARTINS, J.R.; RIBEIRO, A.C.L.; DOMINGUES, L.N.; FREITAS, C.M.V.; BASTIANETTO, E.; WANDERLEY, R.P.B.; ROSA, R.C.D. Efeito da adubação com ureia em pastagem, sobre Rhipicephalus (Boophilus) microplus (Acari: Ixodidae). Rev. Bras. Parasitol. Vet., v.17, p.64-68, 2008. Suplemento, 1.

CUNHA, A.P.; BELLO, A.C.P.; DOMINGUES, L.N.; MARTINS, J.R.; OLIVEIRA, P.R.; FREITAS, C.M.V.; BASTIANETTO, E.; SILVA, M.X..; LEITE, R.C. Effects of urea on the cattle tick Rhipicephalus (Boophilus) microplus (Acari: Ixodidae). Veterinary Parasitology, v.174, p.300-304, 2010.


13

DAVEY, R.B. Effects of Babesia bovis on the ovipositional success of the southern cattle tick, Boophilus microplus. Annals of the Entomological Society of America, v.74, n.3, p. 331-333, 1981.

DIEHL, P.A; AESCHLIMANN, A.; OBENCHAIN, F.D. Tick Reproduction: Oogenesis and oviposition. In: OBECHAIN, F.D.; GALUN, R. (Ed.). Physiology of ticks. Oxford: Pergamon Press Ltd., 1982, .p. 277-349.

ECHEVARRIA, F.A.M.; DUNCAN, J.L.; PINHEIRO, A.C. Use of reseeded pastures as an aid in the control of gastrointestinal nematodes. Veterinary Parasitology, v.50, n.12, p.151-155, 1993.

FARIAS, N.A.R.; GONZALES, J.C.; SAIBRO, J.C. Antibiose e antixenose entre forrageiras e larvas de carrapato-de-boi. Pesquisa Agrop. Bras., v. 21, n.12, p.1313-1320, 1986.

FARIAS, N.A.R.; STOBBE, N.S.; CHRISTOVÃO, M.L.; PERRI, S.H.V.; COSTA, A.J. Influência das condições climáticas da região noroeste do Estado de São Paulo, Brasil, sobre os estágios não-parasitários do carrapato Boophilus microplus (Canestrini, 1887) (Acari: Ixodidae). Rev. Bras. Parasitol. Vet., v.4, n.2, p. 67-77, 1995.

FERNÁNDEZ-RUVALCABA, M.; TORRE, F.P.de la; CRUZ-VASQUEZ, C..; GARCIA-VAZQUEZ, Z. Anti-tick effects of Melinis minutiflora and Andropogon gayanus grasses on plots experimentally infested with Boophilus microplus larvae. Experimental & Applied Acarology, v. 32, n.4, p. 293-299, 2004a.

FERNÁNDEZ-RUVALCABA, M.; TORRE, J.F.P.de la; GARCIA-VÁSQUEZ, Z.; VAZQUEZ, C.C.; OAXACA, J.S. Evaluación estacional de la recuperación de larvas de Boophilus microplus em cuatro leguminosas forrajeras em parcelas experimentalmente infestadas. Téc. Pecu. Méx., v.42, n.1, p.97-104, 2004b.

FURLONG, J. Poder infestante de larvas de Boophilus microplus (Acari: Ixodidae) em pastagem de Melinis minutiflora, Brachiaria decumbens e Brachiaria mutica. Ciência Rural, v.28, n.4, p.635-640, 1998.

FURLONG, J.; CHAGAS, A.C.S.; NASCIMENTO, C.B. Comportamento e ecologia de larvas do carrapato Boophilus microplus em pastagem de Brachiaria decumbens. Braz. J. vet. Res. Anim. Sci., v.39, n.4, p.213-217, 2002.

GARRIS, G.I.; POPHAM, T.W. Vertical distribution and longevity of Boophilus microplus (Acari: Ixodidae) larvae in a moist tropical grass environment in Puerto Rico. Environmental Entomology, v.19, n.5, p.1403-1409, 1990.

GONZALES, J.C. O controle do carrapato dos bovinos. Porto Alegre: Sulina, 1975. 103p.


14

GONZALES, J.C.; SILVA, N.R.; FRANCON, N.E. A vida livre do Boophilus microplus (CAN., 1887). Arquivos da Faculdade de Veterinária da UFRGS, v.3, n.1, p.21-28, 1975.

GUGLIELMONE, A.A.; MANGOLD, A.J.; AGUIRRE, D.H.; GAIDO, A.B.; OLSEN, A.A. The effect of infection by Babesia sp. on some biological parameters of engorged females of Boophilus microplus. Folia Parasitologica, v.36, p.1-36, 1989.

HARLEY, K.L.S.; WILKINSON, P.R. A comparison of cattle tick control by “conventional” acaricidal treatment, planned dipping and pasture spelling. Aust. J. Agric. Res., v.20, p.783-797, 1969.

HASSAN, S.M.; DIPEOLU, O.O.; MALONZA, M.M. Natural attraction of livestock ticks by the leaves of a shrub. Tropical Animal Health and Production, v.26, n.2, p.87-91, 1994.

HITCHCOCK, L.F. Studies of the non-parasitic stages on the cattle tick Boophilus microplus (Canestrini) (Acarina: Ixodidae). Aust. J. Zool., v.3, p.295-311, 1955.

IVANCOVICH, J.C. Biologia de la garrapata del ganado Boophilus microplus (Canestrini, 1888). Rev. Invest. Agropec. Ser. 4 Patol. Anim., v.12, n.1, p.1-54, 1975.

KNULLE, W.; RUDOLPH, D. Humidity relationships and water balance of ticks. . In: OBECHAIN, F.D.; GALUN, R. (Ed.). Physiology of ticks. Oxford: Pergamon Press Ltd., 1982, .p.43-70.

LEES, A.D.; BEAMENT, J.W.L. An egg-waxing organ in ticks. Quart. J. micr. Sci., v.89, p.291-332, 1948.

LEGG, J. Some observations on the life history of the cattle tick (Boophilus australis). Proc. R. Soc. Od., v.41, p.121-132, 1930.

MAGALHÃES, F.E.P.; LIMA, J.D. Desenvolvimento e sobrevivência do carrapato em pastagem de Brachiaria decumbens no município de Pedro Leopoldo, MG. Pesq. Agropec. Bras., v.27, n.1, p.15-25, 1992.

O’KELLY, J.C.; SEIFERT, G.W. Relationships between resistance to Boophilus microplus, nutritional status, and blood composition in Shorthorn x Hereford cattle. Australian Journal of Biological Science, v. 22, p.1497-1506, 1969.

O’KELLY, J.C.; SEIFERT, G.W. The effects of tick (Boophilus microplus) infestations on the blood composition of Shorthorn x Hereford cattle on high and low planes of nutrition. Australian Journal of Biological Science, v.23, p.681-690, 1970.

OLIVEIRA, G.P.; COSTA, R.P.; MELLO, R.P.; MENEGUELLI, C.A. Estudo ecológico da

http://link.springer.com/journal/11250


15

fase não parasítica do Boophilus microplus (Canestrini, 1887) (Acarina, Ixodidae) no Estado do Rio de Janeiro. Arq. Univ. Fed. Rur. Rio de Janeiro, v.4, n.1, p.1-10, 1974.

PEREIRA, M.C., LABRUNA, M.B., SZABÓ, M.P.J., KLAFKE, G.M. Rhipicephalus (Boophilus) microplus: biologia, controle e resistência. São Paulo: MedVet, 2008. 169p.

ROCHA, C.M.B.M.; LEITE, R.C.; BRUHN, F.R.P.; GUIMARÃES, A.M.; FURLONG, J. Perceptions about the biology of Rhipicephalus (Boophilus) microplus among milk producers in Divinópolis, Minas Gerais. Rev. Bras. Parasitol. Vet., v.20, n.4, p.289-294, 2011.

ROCHA, U.F. Biologia e controle biológico do carrapato Boophilus microplus (Canestrini). Jaboticabal: UNESP, 1984. 32p. (Boletim Técnico, 3).

ROCHA, U. F.; BANZATTO, D. A.; WOELZ, C. R.; BECHARA, G. H.; GALUZZI, F. D.; GARCIA, M. C. C. Ecologia de carrapatos VII – A escassa influência da luz do dia sobre oviposição e embriogênese de Boophilus microplus (Canestrini); equivalência de contagem de larvas e cascas d’ovos. Semina, v. 5, n. 16, p. 5-14, 1984a. Disponível: <http://www.uel.br/revistas/uel/index.php/semagrarias/article/viewArticle/5510>. Acesso em: 02 jun. 2012.

ROCHA, U.F.; BÉLO, M.; MORAES, J.R.E.; SOGORB, A.; BARUCH, A. Ecologia de carrapatos VI. Influência da umidade ambiente sobre a invasão de fêmeas de Boophilus microplus (Canestrini) (Acari, Ixodidae) por larvas de Megaselia scalaris Loew (Diptera, Phoridae) e sobre a prolificidade desses artrópodes. Naturalia, v.9, p.93-100, 1984b.

SANTOS, A. P.; FURLONG, J. Competição intraespecífica em Boophilus microplus. Ciência Rural, v.32, n.6, p.1033-1038, 2002.

SCHENK, M.A.M.; GOMES, A.; EVANS, D.; BERNE, M.E.A. Epidemiologia do Boophilus microplus nas condições de cerrado.Campo Grande: Embrapa CNPGC, no. 23, nov/83, 5p. (Pesquisa em andamento)

SNOWBALL, G.J. Ecological observations on the cattle tick Boophilus microplus (Canestrini). Aust. J. Agric. Res., v.8, n.4, p.394-413, 1957.

SOUZA, A.C. Comportamento e ecologia de larvas e fêmeas ingurgitadas do carrapato Boophilus microplus (Canestrini, 1887) (Acari: Ixodidae) em pastagem de Brachiaria decumbens. 1999. 42 f. Dissertação (Mestrado em Biologia) – Curso de Pós-graduação em Comportamento e Ecologia Animal, Universidade Federal de Juiz de Fora, Juiz de Fora, 1999.

SOUZA, A. P.; GONZALES, J.C.; RAMOS, C.I.; PALOSCHI, C.G.; MORAES, A.N. Fase

http://www.uel.br/revistas/uel/index.php/semagrarias/article/viewArticle/5510

http://www.uel.br/revistas/uel/index.php/semagrarias/article/viewArticle/5510


16

de vida livre do Boophilus microplus no planalto catarinense. Pesq. Agrop. Bras., v.23, n.4, p.427-434, 1988.

SUTHERST, R.W. Tropical legumes of genus Stylosanthes immobilize and kill cattle ticks. Nature, v.295, p.295-296, 1982.

SUTHERST, R.W.; KERR, J.D.; MAYWALD, G.F.; STEGEMAN, D.A. The effect of season and nutrition on the resistance of cattle to the tick Boophilus microplus. Australian Journal Agriculture Reserch, v.34, n.3, p.329-339, 1983.

SUTHERST, R.W.; FLOYD, R.B.; BOURNE, A.S.; DALLWITZ, M.J. Cattle grazing behavior regulates tick populations. Experientia, v.42, p.194-196, 1986.

SUTHERST, R.W.; WILSON, L.J.; REID, R.; KERR, J.D. A survey of the ability of tropical legumes in the genus Stylosanthes to trap larvae of the cattle tick, Boophilus microplus (Ixodidae). Aust. J. Exp. Agric., v. 28, n.4, p. 473-479, 1988. THOMPSON, K.C.; ROA, E.J.; ROMERO, N.R. Anti-tick grasses as the basis for developing practical tropical tick control packages. Trop. Anim. Health Prod., v.10, p.179-182, 1978.

VERÍSSIMO, C.J. Relatório de estágio sobre o carrapato Boophilus microplus na UNESP-Jaboticabal. Zootecnia, v. 25, n.4, p.295-332, 1987.

VERÍSSIMO, C.J. Resistência e suscetibilidade de bovinos leiteiros mestiços ao carrapato Boophilus microplus. 1991. 169p. Dissertação de Mestrado FCAVJ/UNESP, Jaboticabal, 1991.

VERÍSSIMO, C. J. Prejuízos causados pelo carrapato Boophilus microplus. Zootecnia, Nova Odessa, v.31, p.97-106, 1993.

VERÍSSIMO, C.J. Observações quanto à infestação de bovinos por Ixodídeos do gênero Amblyomma, em rebanho mestiço. Zootecnia, Nova Odessa, v. 33, n.2, p.77-81, 1995.

VERÍSSIMO, C.J. Controle biológico do carrapato do boi, Rhipicephalus (Boophilus) microplus, no Brasil. Revista de Educação Continuada em Medicina Veterinária e Zootecnia, v. 11, n. 1, p.14-23, 2013.

VERÍSSIMO, C.J.; MACHADO, S.G. Fase de vida livre do ciclo evolutivo do carrapato Boophilus microplus. Zootecnia, v.33, n.2, p.41-53, 1995.

VERÍSSIMO, C.J.; SILVA, R. G.; OLIVEIRA, A.A.D.; RIBEIRO, W.R.; ROCHA, U.F. Resistência e suscetibilidade de bovinos leiteiros mestiços ao carrapato Boophilus microplus. B. Industr. Anim., v.54, n.2, p.1-11, 1997a.


17

VERÍSSIMO, C.J.; SILVA, R. G.; OLIVEIRA, A.A.D.; RIBEIRO, W.R.; ROCHA, U.F. Contagens de ínstares do carrapato Boophilus microplus em bovinos mestiços. B. Industr. Anim., v. 54, n.2, p.21-26, 1997b.

WALADDE, S.M. The sensory nervous system of the adult cattle tick Boophilus microplus (Canestrini) ixodidae. Part I. Light microscopy. J. Aust. Ent. Soc., v.15, p.379-387, 1976.

WALADDE, S.M. The sensory nervous system of the adult cattle tick Boophilus microplus (Canestrini) Ixodidae. Part II. Scanning electron microscopy. J. Aust. Ent. Soc., v.16, p.73-79, 1977.

WALADDE, S.M.; RICE, M.J. The sensory basis of tick feeding behaviour. In: Obbechain, F.D. & Galun, R. (Ed.) Physiology of Ticks. Oxford: Pegamon Press, 1982 p.71-117.

WHARTON, R.H.; HARLEY, K.L.S.; WILKINSON, P.R.; UTECH, K.B.; KELLEY, B.M. A comparison of cattle tick control by pasture spelling, planned dipping, and tick resistant cattle. Aust. J. agric. Res., v.20, p.783-797, 1969.

WILKINSON, P.R. Observations on the sensory physiology and behavior of larvae of the cattle tick Boophilus microplus (Can.) (Ixodidae). Aust. J. Zool., v.1, p.345-356, 1953.

ZIMMERMAN, R.H.; GARRIS, G.I.; BEAVER, J.S. Potential of Stylosanthes plants as a component in an integrated pest management approach to tick control. Prev. Vet. Med., v. 2, n. 1-4, p. 579-588, 1984.


18

IMPORTÂNCIA DO MONITORAMENTO EPIDEMIOLÓGICO DE CARRAPATOS EM REGIÃO ENDÊMICA PARA FEBRE MACULOSA BRASILEIRA

Importance of epidemiological monitoring of ticks in an endemic area for Brazilian Spotted Fever

José Brites-Neto Secretaria de Saúde de Americana,SP.

[email protected]

RESUMO

No Brasil, a Febre Maculosa Brasileira (FMB) é uma enfermidade infecciosa de notificação compulsória, transmitida pelo carrapato Amblyomma cajennense. Sendo causada pela bactéria Rickettsia rickettsii, sua grande importância epidemiológica na Saúde Pública está relacionada às suas características de elevada endemicidade e alta letalidade. É uma antropozoonose endêmica no município de Americana/SP, onde o Programa de Vigilância e Controle de Carrapatos (PVCC) realiza um monitoramento ativo da doença, em áreas de infestação por potenciais vetores, definindo uma situação diagnóstica da FMB mais segura do ponto de vista eco-epidemiológico. No período de julho/2009 a junho/2010, a fauna de carrapatos e a infecção por rickéttsias foram avaliados em carrapatos de vida livre, capturados mensalmente com armadilhas de CO2, em matas ciliares de Americana. A infecção por Rickettsia foi avaliada pela PCR em carrapatos A. cajennense e A. dubitatum, e apenas A. dubitatum foi encontrado sendo infectado por Rickettsia bellii. Este monitoramento epidemiológico demonstrou que as áreas de risco para FMB são caracterizadas por elevadas infestações ambientais de A. cajennense e A. dubitatum e que a vigilância da infecção por rickéttsias em carrapatos coletados nas pesquisas acarológicas e pela soroepidemiologia realizada em hospedeiros sentinelas permitirá uma melhor avaliação de áreas de risco existentes no município de Americana, São Paulo.

Palavras-chave: Amblyomma cajennense; Amblyomma dubitatum; sazonalidade; Febre Maculosa Brasileira; PCR; Rickettsia spp.


19

ABSTRACT

In Brazil, the Brazilian Spotted Fever (BSF) is an infectious disease from compulsory notification, transmitted by the tick Amblyomma cajennense. Being caused by the bacterium Rickettsia rickettsii, a great epidemiological importance in public health is related to its characteristics of high endemicity and high lethality. It’s a anthropozoonosis endemic in the city of Americana / SP, where the Monitoring and Control of Ticks Programme performs active monitoring of the disease in areas of infestation potential vectors defining a diagnostic situation of FMB safer from the standpoint eco-epidemiological study. In the period 2009 to 2010, the fauna of ticks and rickettsiae infection were evaluated in free-living ticks, collected monthly trapping CO2 in riparian forests of Americana. Rickettsial infection was evaluated by means of PCR in A. cajennense and A. dubitatum ticks and only A. dubitatum were found to be infected by Rickettsia bellii. This epidemiological monitoring showed that risk areas for BSF are characterized by high environmental infestations of A. cajennense and A. dubitatum and that the surveillance of the rickettsiae infection in ticks harvested from acarological researches and the seroepidemiology performed on hosts sentinels will allow a better assessment of risk areas in the municipality of Americana, São Paulo.

Keywords: Amblyomma cajennense, Amblyomma dubitatum; seasonality; Brazilian Spotted Fever; PCR; Rickettsia spp.

INTRODUÇÃO

A Febre Maculosa Brasileira (FMB) é uma antropozoonose associada ao risco de parasitismo humano por carrapatos, causada por um agente etiológico (Rickettsia rickettsii) que apresenta grande patogenicidade e variabilidade genética, através de genótipos circulantes muito virulentos, estabelecendo ampla variação nas taxas de letalidade da doença (PAROLA et al., 2009).

O período de incubação da FMB varia de 3 a 14 dias, com início súbito de sinais clínicos de febre, dor de cabeça, prostração, mialgias e confusão mental. A presença de exantema maculopapular pode ser observada a partir do terceiro dia, iniciando nas extremidades e irradiando-se para tronco, pescoço e face. A doença evolui para gravidade em 2 a 3 semanas, com aparecimento de necrose nas áreas de sufusões hemorrágicas, em decorrência da vasculite generalizada. A ocorrência de lesões cutâneas deve-se


20

à colonização do endotélio dos pequenos vasos pela R. rickettsii, formando trombos, hemorragias, infiltração perivascular e necrose focal. A literatura médica registra lesões no miocárdio, pele e tecido cerebral, com quadro de vasculite necrosante disseminada. Os casos fatais causados pela Febre Maculosa diminuíram drasticamente, com o uso da doxiciclina e do cloranfenicol (ANGERAMI, 2011).

No período de 2003 a 2008, houve uma significativa expansão das áreas de transmissão, com a ocorrência de 240 casos e 71 óbitos em áreas urbanas e periurbanas, com uma letalidade de 21,9 a 40% no estado de São Paulo, demonstrando profunda modificação nas características ecoepidemiológicas dessa doença (KATZ et al., 2009).

No período de 2004 a 2012 foram confirmados dez casos de FMB no município de Americana, com taxa de letalidade de 60 %, o que evidencia uma forte endemicidade para FMB (BRITES-NETO et al., 2013).

As alterações de habitat naturais geram desequilíbrios ecológicos que determinam alterações significativas na diversidade de interações entre reservatórios, hospedeiros e vetores, aumentando a oportunidade de transmissão desta doença (CUTLER et al., 2010) pela distribuição potencial da capivara, hospedeiro amplificador de Rickettsia rickettsii (SOUZA et al., 2009), resultante da intensificação da agricultura e de novas áreas de ocupação humana (FERRAZ et al., 2009).

Outro agravante na epidemiologia da FMB consiste na característica biológica do A. cajennense como verdadeiro reservatório de rickéttsias em natureza, com todas as suas fases evolutivas capazes de permanecer infectadas, garantindo um foco de transmissão prolongado da doença (FONSECA; MARTINS, 2007).

Existe atualmente muita controvérsia taxonômica sobre taxa superiores de Arachnida. Os carrapatos estariam classificados na Subclasse Acari da Classe Arachnida, Ordem Parasitiformes, Subordem Ixodida, Superfamília Ixodoidea. Esta classificação está aceita pela maioria dos tratados tradicionais de filogenia, no entanto, estudos filogenéticos de análise morfológica e do sequenciamento de DNA ribossômico mitocondrial, demonstraram que os carrapatos constituíam subordens de Arachnida (ARZUA, 2007). Até que novos estudos, baseados em morfologia, sejam realizados para os taxa superiores, os taxonomistas têm considerado Acari como uma ordem de Arachnida. Das 35.000 espécies de ácaros descritas, cerca de 870 são de carrapatos (BARROS-BATTESTI et al., 2006).

Segundo GUIMARÃES et al. (2001), os componentes dos gêneros (Ixodes, Amblyomma, Rhipicephalus, Anocentor, Haemaphysalis, Cosmiomma, Aponomma,


21

Margaropus, Rhipicentor e Hyalomma) são classificados como carrapatos duros e os dos gêneros (Argas, Ornithodoros, Otobius, Antricola, Nothoaspis e Carios) como carrapatos moles.

Os carrapatos não possuem segmentação somática primária, apresentando divisão de regiões corporais em tagmas. Apresentam um gnatossoma contendo as peças bucais, em substituição à cabeça de outros artrópodes. Estágio de desenvolvimento larvar com apenas três pares de patas. Presença ou ausência de aberturas para o meio exterior (estigmas ou espiráculos respiratórios) e sua posição relativa no tagma, são características para diferenciação taxonômica de grupos. São dióicos com acentuado dimorfismo sexual, fertilização interna com variações no modo de transferência dos espermatóforos. Podem ser ovíparos e ovovivíparos, com algumas espécies exclusivamente partenogenéticas (SERRA-FREIRE; MELLO, 2006).

Evoluíram provavelmente de parasitos de répteis do Paleozóico e do Mesozóico (há 225 milhões de anos). Distinguem-se dos outros ácaros pela presença do hipostômio denticulado; de um órgão sensorial (órgão de Haller), na face dorsal do tarso do primeiro par de pernas (Figura 1) e pela ausência de garras nos palpos. O gnatossoma apresenta um par de palpos, com quatro segmentos (sendo o terceiro e quarto fusionados, formando uma fusão tíbio-tarsal); os quais protegem a superfície superior do hipostômio e das quelíceras. Possuem um par de quelíceras (apêndices altamente esclerotizados) que ajudam a cortar e perfurar a pele do animal durante o repasto sanguineo e um hipostômio (estrutura da parede inferior da base do capítulo) que apresenta fileiras de dentes direcionados para trás (dentes recurvos) (WALL; SHEARER, 2001).

HIPOSTÔMIO ÓRGÃO DE HALLER

Figura 1. Presença de hipostômio denticulado e de um órgão sensorial (órgão de Haller) na face dorsal do tarso do primeiro par de pernas de Ixodida. Fonte: BARROS-BATTESTI et al., 2006.


22

A Família Ixodidae constitui os chamados “carrapatos duros” por possuírem um escudo dorsal. A margem posterior do opistossoma pode ser dividida em escleritos chamados festões. Possuem um marcado dimorfismo sexual e ampla distribuição, com diversos hospedeiros (ciclos com 1 a 3 hospedeiros) e fases de vida no ambiente. São relativamente grandes (2 – 20 mm). A família Ixodidae é a maior, com 13 gêneros e 692 espécies, sendo 120 descritas na Região Neotropical (Caribe, Sul do México, América Central e América do Sul), distribuídas e reunidas em dois grandes grupos e cinco subfamílias (ONOFRIO et al. 2006): Grupo Prostriata, Subfamília Ixodinae (1 gênero, Ixodes, 242 espécies); e Grupo Metastriata com as Subfamílias Amblyomminae (2 gêneros, Amblyomma e Aponomma, 126 espécies), Haemaphysalinae (1 gênero, Haemaphysalis, 160 espécies), Hyalomminae (1 gênero, Hytalomma, 30 espécies) e Riphicephalinae (8 gêneros, Dermacentor, Cosmiomma, Anocentor, Margaropus, Nosomma, Anomalohimilaya, Rhipicentor e Rhipicephalus Boophilus, 125 espécies). Os marcadores moleculares têm sido desenvolvidos e utilizados, para estudos de carrapatos, juntamente com as técnicas convencionais, e as evidências mostram que parte de Amblyomminae (espécies consideradas anteriormente como do gênero Aponomma) são agora membros do Metastriata basal da subfamília Bothriocrotinae e Hyalomminae faz parte de Rhipicephalinae (NAVA et al., 2009).

O Gênero Amblyomma Kock, 1844 possui distribuição geográfica extensa, abrangendo todos os continentes, exceto a Antártida, com alcance variando aproximadamente entre os paralelos 40° norte e sul de latitude. Existem 106 espécies descritas em todo o mundo, sendo que metade destas espécies se encontra no continente americano. São conhecidas 57 espécies para a região neotropical. Grande variedade de hospedeiros, compreendendo a maioria das ordens de mamíferos. As aves raramente são parasitadas por adultos, mas são hospedeiros para as formas imaturas de algumas espécies. Anfíbios e répteis também são hospedeiros. Na região neotropical possuem grande importância em Saúde Pública, por sua elevada prevalência quanto ao parasitismo humano, constituindo-se como excelentes vetores de agentes patogênicos. As espécies deste gênero são trioxenas, com raras exceções (A. rotundatum). Pertencem ao grupo Metastriata, nos quais o sulco anal é posterior ao ânus. Possuem escudo ornamentado com manchas e/ou listras. Apresentam olhos, palpos e hipostômio longos, placa espiracular em forma de vírgula. A identificação das espécies é realizada através da utilização de cinco chaves dicotômicas atualmente existentes para este gênero.

Durante o processo de alimentação, os carrapatos podem transmitir microrganismos patogênicos juntamente com a saliva, constituindo-se no segundo grupo de vetores


23

que maior número de patógenos transmitem para o homem, sendo superados apenas pelos culicídeos. A saliva é considerada a rota primária pela qual microrganismos são inoculados na corrente sanguínea dos hospedeiros (BALASHOV, 1972). No processo de alimentação, os carrapatos causam ação traumática, pela dilaceração de células e tecidos; ação mecânica, pela compressão de células; espoliação direta, pelo hematofagismo; ação tóxica, pela inoculação de substâncias de alto peso molecular pela saliva; além da depreciação do couro e predisposição a miíases e abscessos (MASSARD; FONSECA, 2004).

Do ponto de vista médico e veterinário, mais de 100 arboviroses podem estar associadas com 116 espécies de carrapatos (32 espécies de argasídeos e 84 de ixodídeos). Os carrapatos podem atuar como vetores de rickéttsias (Febre Botonosa ou Febre Mediterrânea, Anaplasmose, Cowdriose, Ehrlichioses e Febre Maculosa), vetores de bactérias (Tularemia, Borrelioses e Doença de Lyme), vetores de protozoários (Theileriose e Babesiose) e vetores de fungos (Dermatofilose) (SONENSHINE et al., 2002). Através da sua picada, também podem causar uma doença caracterizada por uma paralisia motora, aguda, flácida e ascendente, de evolução rápida e fatal, caso não ocorra o tratamento imediato nos homens e nos animais. Está associada principalmente aos carrapatos ixodídeos, sendo causada por neurotoxinas existentes na saliva das fêmeas. Algumas espécies de carrapatos (Demacentor andersoni, Demacentor variabilis, Ixodes holocyclus e Amblyomma spp.) produzem toxinas paralisantes que interrompem as sinapses nervosas na medula e bloqueiam as junções neuro-musculares; agindo à nível dos nervos motores, diminuindo a liberação de acetilcolina e determinando danos nos receptores locais. Entre 5 e 7 dias após a fixação do carrapato, o paciente sofre fadiga, dormência nas pernas e dores musculares, com desenvolvimento de paralisia flácida ascendente. O quadro pode se complicar com dificuldades na deglutição, paralisia facial, convulsão e morte por parada respiratória (RAMB et al., 2012).

MONITORAMENTO EPIDEMIOLÓGICO DE CARRAPATOS

Segundo critérios epidemiológicos, em áreas de risco para FMB no Município de Americana (22°44’21”S e 47°19’53”W), localizado em uma exuberante bacia hidrográfica composta pela Represa do Salto Grande e pelos Rios Piracicaba, Jaguari, Atibaia e Ribeirão Quilombo (Figura 2), foram colocadas armadilhas de CO2 em pontos distintos de mata ciliar, com periodicidade semanal.


24

Carioba

Bosque das Nascentes Museu Histórico

Sobrado Velho

Ribeirão Quilombo

Fazenda Palmeiras

Figura 2. Carta Planimétrica do município de Americana, com demarcação das áreas de risco.

Os carrapatos adultos coletados foram identificados segundo as chaves dicotômicas modificadas por Onofrio et al. (2006); as larvas identificadas através de critérios morfológicos, sendo diferenciadas quanto ao maior tamanho corporal e seu contorno mais ovalado em Amblyomma dubitatum, em comparação com Amblyomma cajennense e as ninfas caracterizadas pela chave taxonômica para espécies de Amblyomma, segundo Martins et al. (2010).

Os exemplares adultos das espécies Amblyomma cajennense e Amblyomma dubitatum foram acondicionados em microtubos de 1,5 mL, e conservados a –80 ºC para extração de DNA e análise pela PCR. Cada carrapato adulto foi descongelado e submetido ao processo de dissecação e remoção das glândulas salivares, conservadas em tubos de 2 mL tipo “eppendorf” com 30 a 50 mL de TE (Tris HCl 10mM, EDTA 1mM, pH 7,4). As amostras de glândulas salivares foram submetidas à extração de DNA, através do protocolo GT (clorofórmio e isotiocianato de guanidina) e testadas pela PCR usando


25

primers CS-62/CS-462, para um fragmento de 401pb do gene citrato sintase de Rickettsia spp. (gltA) (LABRUNA et al., 2004), sendo as amostras positivas para gltA-PCR também testadas por uma segunda PCR, usando primers Rr190.70/Rr190.602 para um fragmento de 532pb do gene da membrana externa da proteína A de Rickettsia (ompA), específico para o Grupo da Febre Maculosa (REGNERY et al., 1991).

A visualização dos resultados da PCR foi realizada através de eletroforese em gel de agarose a 1,5%, com coloração em brometo de etídio e leitura em transiluminador ultravioleta. Após confirmação de positividade da amostra pela PCR, o material amplificado foi purificado utilizando-se o produto ExoSAP-IT® (USB® Corporation) e submetido ao sequenciamento utilizando o “Kit Big Dye 3.1” em sequenciador de DNA modelo ABI “Prism 3100 Genetic Analyser” (Applied Biosystems/Perkin Elemer ®). As sequências obtidas foram submetidas ao programa “BLAST analysis” para determinar similaridades com outras espécies de riquétsias (ALTSCHUL et al. 1990).

RESULTADOS E DISCUSSÃO

Foram coletados 3.548 carrapatos adultos de vida livre (1.649 machos e 1.899 fêmeas) e 21.565 estágios imaturos (7.629 ninfas e 13.936 larvas), em 83 pesquisas acarológicas realizadas em matas ciliares de seis áreas de risco avaliadas.

Foram identificados 2.355 adultos (1.094 machos e 1.261 fêmeas), 4.265 ninfas e 6.122 larvas de Amblyomma cajennense e 1.193 adultos (555 machos e 638 fêmeas), 3.364 ninfas e 7.814 larvas de Amblyomma dubitatum, no período de julho/2009 a junho/2010.

A distribuição dos padrões sazonais de Amblyomma cajennense e Amblyomma dubitatum foi caracterizada pela presença de adultos e estágios imaturos durante todos os meses do período, nas áreas de mata ciliar pesquisadas no município de Americana.

Segundo Labruna et al. (2002), Amblyomma cajennense apresenta padrão de uma geração anual, na região Sudeste do Brasil, com os três estágios marcadamente distribuídos ao longo do ano. As larvas, ocorrem basicamente entre os meses de março a julho. As ninfas, ocorrem entre os meses de julho a novembro e os adultos, predominam entre os meses de novembro a março, controlados por diapausa comportamental durante uma fase do ciclo de vida (OLIVEIRA et al., 2000), havendo também grande interferência do fotoperíodo e de variáveis climáticas sobre o nível de infestações ambientais estudadas.


26

Apesar de haver controvérsias sobre o parasitismo humano por A. dubitatum, sua importância médica se caracteriza pela possível manutenção do ciclo enzoótico da doença, através da transmissão transovariana da bactéria a sua progênie e infecção de capivaras que são consideradas potenciais amplificadores de rickéttsias (LABRUNA, 2006).

Labruna et al. (2007) observaram uma infestação parasitária por todos os estágios de Amblyomma dubitatum em humanos, sugerindo que este comportamento também possa ser mais frequente do que o esperado, especialmente no caso de formas imaturas (larvas e ninfas).

Guglielmone et al. (2006), em análise baseada em levantamento da literatura científica e registros inéditos de parasitismo, relataram parasitismo humano por Amblyomma cajennense em 23 municípios e por Amblyomma dubitatum em 3 municípios do estado de São Paulo e durante os últimos 10 anos neste estado, o número de casos confirmados de FMB por localidade foi semelhante entre as áreas endêmicas, onde Amblyomma aureolatum ou Amblyomma cajennense foram os vetores (LABRUNA et al., 2008).

Em nossa avaliação (Tabela 1), adultos de Amblyomma cajennense predominaram no período de setembro a janeiro, com picos de frequência nos meses de outubro e dezembro, ninfas apresentando maior atividade entre os meses de abril e dezembro, com picos nos meses de junho e setembro e as larvas maior abundância nos meses de abril a outubro, com picos em abril e maio e adultos de Amblyomma dubitatum predominaram no período de abril a setembro, com picos de frequência nos meses de maio e agosto, ninfas apresentando maior atividade entre os meses de março e outubro, com picos nos meses de junho e outubro e as larvas maior abundância nos meses de abril a outubro, com picos em abril e junho.

Tabela 1. Total de carrapatos coletados (adultos, ninfas e larvas) de Amblyomma cajennense e Amblyomma dubitatum, no período de julho/2009 a junho/2010

MêsAmblyomma cajennense Amblyomma dubitatum

Adultos Ninfas Larvas Adultos Ninfas LarvasJulho/2009 229 432 861 104 295 1043Agosto/2009 34 409 357 159 284 400Setembro/2009 174 869 75 102 487 94Outubro/2009 553 473 396 99 880 644Novembro/2009 154 167 4 76 70 43Dezembro/2009 534 390 0 43 46 242Janeiro/2010 103 8 2 41 34 111Fevereiro/2010 132 3 2 19 27 217Março/2010 105 43 4 72 123 75Abril/2010 150 254 1605 133 166 2375Maio/2010 136 183 1649 229 226 779Junho/2010 51 1034 1167 116 726 1791Total 2355 4265 6122 1193 3364 7814


27

O parasitismo humano foi observado ativamente por adultos, ninfas e larvas de Amblyomma cajennense e Amblyomma dubitatum, na equipe de capturadores, em todas as pesquisas acarológicas realizadas, nas áreas de risco para FMB sob nossa avaliação.

Analisando as seis áreas avaliadas, do ponto de vista epidemiológico (relação entre vetores, hospedeiros e ocorrência de parasitismo humano), verificamos que em duas áreas (Sobrado Velho, mata ciliar do Rio Jaguari e mata ciliar do Ribeirão Quilombo) houve uma maior prevalência da espécie Amblyomma dubitatum (52,8 % e 58,4 %, respectivamente) em relação a Amblyomma cajennense (47,2 % e 41,6 %, respectivamente) (Tabela 2), associada à respectiva presença dos seguintes hospedeiros: capivaras, gambás, equinos e cães na primeira área e capivaras e cães na segunda área.

Em relação às demais áreas (Carioba, mata ciliar do Rio Piracicaba, Bosque das Nascentes, Fazenda Palmeiras e Museu Histórico, mata ciliar do Rio Jaguari), houve maior prevalência da espécie Amblyomma cajennense (56,7 %; 52,3 %; 62,4 % e 54,4 %, respectivamente) em relação a Amblyomma dubitatum (43,3 %; 47,7 %; 37,6 % e 45,6 %, respectivamente) (Tabela 2), associada à respectiva presença dos seguintes hospedeiros: capivaras, equinos e cães, na primeira e terceira áreas; capivaras e gambás, na segunda área; e somente capivaras, na quarta área.

Tabela 2. Prevalência de Amblyomma cajennense e Amblyomma dubitatum, em áreas de risco para FMB. Período (julho/2009 a junho/2010)

Sobrado Velho (Rio Jaguari) Carioba (Rio Piracicaba) Bosque das Nascentes

A.cajennenseAdultos Imaturos



96 293 1324 1896 46 400Total 389 (825) Total 3220 (5683) Total 446 (853)

Prevalência 47,2 % Prevalência 56,7 % Prevalência 52,3 %

A. dubitatumAdultos Imaturos



107 329 496 1967 56 3W51Total 436 (825) Total 2463 (5683) Total 407 (853)

Prevalência 52,8 % Prevalência 43,3 % Prevalência 47,7 %Fazenda Palmeiras Ribeirão Quilombo Museu Histórico (Rio Jaguari)











A PCR tem sido utilizada para detecção de Rickettsia spp. em triturados brutos de carrapatos pela amplificação de fragmento do gene gltA, sendo as amostras positivas para esse gene submetidas à amplificação de gene rOmpA, para identificação de rickéttsias


28

Spotted Fever Group (SFG) (SANTOS, 2007). Quando seguida pelo sequenciamento gênico, permite identificação e análise filogenética de diferentes espécies de rickéttsias. Através da PCR, podem ser avaliados vários genes específicos das rickéttsias, como o 16S rRNA, o gltA (citrato sintase), encontrado em todas as espécies de rickéttsias (LABRUNA et al., 2004) e os genes que codificam as proteínas OmpA e OmpB, importantes na patogenicidade das rickéttsias SFG.

Nascimento e Schumaker (2004) destacaram a existência de competição entre diferentes rickéttsias dentro de um mesmo vetor, onde a presença de rickéttsias não patogênicas poderia minimizar a transmissão das rickéttsias patogênicas (LABRUNA et al., 2004).

Foram dissecados 2197 amostras de carrapatos adultos para remoção de glândulas salivares para extração de DNA e avaliação por gltA-PCR, com resultados por espécie de 3,94 % (41/1040) de amostras positivas de Amblyomma dubitatum e nenhuma amostra positiva de Amblyomma cajennense (0/1157).

Pacheco et al. (2009) pesquisaram a presença de riquétsias em 3.545 carrapatos Amblyomma cajennense e 2.666 Amblyomma dubitatum, através do teste de hemolinfa, reação em cadeia pela polimerase e isolamento de rickettsia em cultivo celular, onde todos os Amblyomma cajennense foram negativos e 634 (23,8%) Amblyomma dubitatum mostraram-se infectados com Rickettsia bellii.

As 41 amostras positivas de Amblyomma dubitatum para gltA-PCR foram analisadas pela ompA2-PCR, na qual todas as amostras foram negativas e submetidas ao sequenciamento de DNA, em que todas as sequências obtidas mostraram 100% de similaridade com Rickettsia bellii no GenBank.

CONCLUSÕES

Os resultados encontrados na avaliação de sazonalidade para Amblyomma cajennense apresentaram concordância com as análises de Labruna et al. (2002), Souza et al. (2006), Guedes e Leite (2008), Toledo et al. (2008), Guedes (2009) e Veronez et al. (2010) e os resultados encontrados para Amblyomma dubitatum concordaram com os estudos anteriores de Souza et al. (2006), Szabó et al. (2007), Guedes e Leite (2008), Toledo et al. (2008) e Guedes (2009).

Sendo assim, a distribuição sazonal de populações de Amblyomma cajennense


29

nas áreas estudadas correspondeu ao padrão estabelecido previamente por outros pesquisadores, havendo para Amblyomma dubitatum uma evidenciação de padrão correspondente a uma geração anual para esta espécie.

O mapeamento da distribuição das espécies de carrapatos Amblyomma cajennense e Amblyomma dubitatum foi configurado e analisado quanto aos potenciais bióticos das áreas de mata ciliar pesquisadas, mensurando riscos associados para Febre Maculosa Brasileira em áreas periurbanas de Americana.

Apesar da caracterização epidemiológica de acentuado risco (dez casos positivos e seis óbitos) e prevalência para Rickettsia bellii em Amblyomma dubitatum nas áreas avaliadas, os resultados das análises moleculares não evidenciaram rickéttsias do grupo da Febre Maculosa, em espécies de Amblyomma cajennense e Amblyomma dubitatum, provavelmente devido aos efeitos deletérios causados por R. rickettsii nestes carrapatos (LABRUNA et al. 2011).

REFERÊNCIAS

ALTSCHUL, S. F.; GISH, W.; MILLER, W.; MYERS, E. W.; LIPMAN, D. J. Basic local alignment search tool. Journal of Molecular Biology. v.215, p.403–410, 1990.

ANGERAMI, R. N. Febre maculosa brasileira no estado de São Paulo: aspectos clínicos e epidemiológicos. 2011. 202p. Tese (Doutorado). Universidade Estadual de Campinas, Campinas, 2011.

ARZUA, M. Diversidade de Carrapatos (Acari: Ixodidae) de Remanescentes de Floresta Estacional Semidecidual e de Floresta Ombrófila Densa, no Estado do Paraná. 2007. 141p. Tese (Doutorado). Universidade Federal do Paraná, Curitiba, 2007.

BALASHOV, Y. S. A translation of bloodsucking ticks (Ixodoidea)-vectors of diseases of man and animals. Misc. Publicat. Entomol. Soc. Am., v.8, p.159-376, 1972.

BARROS-BATTESTI, D. M.; ARZUA, M.; BECHARA, G. H. Carrapatos de importância médico-veterinária da região neotropical: um guia ilustrado para identificação de espécies. São Paulo: Vox/ICTTD-3/Butantan, 2006.

BRITES-NETO, J.; NIERI-BASTOS, F. A.; BRASIL, J.; DUARTE, K. M.R.; MARTINS, T. F.; VERISSIMO, C. J.; BARBIERI, A. R. M.; LABRUNA, M. B. Environmental infestation and rickettsial infection in ticks in a Brazilian spotted fever-endemic area. Rev. Bras. Parasitol. Vet., v.22, p.367–372, 2013.

CUTLER, S. J.; FOOKS, A. R.; POEL WHM VAN DER. Public Health Threat of New,


30

Reemerging, and Neglected Zoonoses in the Industrialized World. Emerging Infectious Diseases, v.16, n.1, p.1-7, 2010.

FERRAZ, K. M. P. M. B.; PETERSON, A.T.; SCACHETTI-PEREIRA, R.; VETTORAZZI, C. A.; VERDADE, L. M. Distribution of capybaras in an agroecosystem, Southeastern Brazil, based on ecological niche modeling. Journal of Mammalogy, v.90, n.1, p.189–194, 2009.

FONSECA, L. M. G.; MARTINS, A. V. Febre Maculosa: Revisão de Literatura – Artigo de Revisão. Saúde & Ambiente em Revista, v.2, n.1, p.1-20, 2009.

GUEDES, E.; LEITE, R. C. Dinâmica sazonal de estádios de vida livre de Amblyomma cajennense e Amblyomma dubitatum (Acari: Ixodidae) numa área endêmica para febre maculosa, na região de Coronel Pacheco, Minas Gerais. Rev. Bras. Parasitol. Vet., v.17, p.78-82, 2008. Suplemento, 1.

GUEDES, E. Estudo de populações de Amblyomma cajennense e Amblyomma dubitatum (Acari: Ixodidae) e pesquisa de Rickettsia spp. nestas espécies em Coronel Pacheco, Minas Gerais. 2009. 69p. Tese (Doutorado). Universidade Federal de Minas Gerais, Belo Horizonte, 2009.

GUGLIELMONE, A. A.; BEATI L; BARROS-BATTESTI, D. M.; LABRUNA, M.B.; NAVA. S.; VENZAL, J.M.; MANGOLD, A.J.; SZABÓ, M. P. J.; MARTINS, J. R.; GONZÁLEZ-ACUÑA, D.; ESTRADA-PEÑA, A. Ticks (Ixodidae) on humans in South America. Exp. Appl. Acarol., v.40, n.2, p.83–100, 2006.

GUIMARÃES, J. H.; TUCCI, E. C.; BARROS-BATTESTI, D. M. Ectoparasitas de Importância Veterinária. São Paulo: Editora Plêiade; 2001.

KATZ, G.; NEVES, V. L. F.C.; ANGERAMI, R. N.; NASCIMENTO, E. M. M.; COLOMBO, S. Situação epidemiológica e importância da Febre Maculosa no estado de São Paulo. BEPA,v.6, n.69, p.4-13, 2009.

LABRUNA, M. B.; KASAI, N.; FERREIRA, F.; FACCINI, J. L. H.; GENNARI, S. M.; Seasonal dynamics of ticks (Acari: Ixodidae) on horses in the state of São Paulo, Brazil. Vet. Parasitol., v.105, n.1, p.65-77, 2002.

LABRUNA, M. B.; WHITWORTH, T.; HORTA, M. C.; BOUYER, D. H.; MCBRIDE, J. W.; PINTER, A.; POPOV. V.; GENNARI, S. M.; WALKER, D. H. Rickettsia species infecting Amblyomma cooperi ticks from an area in the State of São Paulo, Brazil, where Brazilian Spotted Fever is endemic. J. Clin. Microbiol., v.42, n.1, p.90-98, 2004.

LABRUNA, M .B. Epidemiologia da febre maculosa no Brasil e nas Américas. In: SIMPÓSIO BRASILEIRO DE ACAROLOGIA, 1., 2006, Viçosa. Resumos... Viçosa: Universidade Federal de Viçosa, 2006. p. 63-72.


31

LABRUNA, M. B.; PACHECO, R. C.; ATALIBA, A. C.; SZABÓ, M. P. J. Human Parasitism by The Capybara Tick Amblyomma dubitatum (Acari: Ixodidae). Entomological News, v.118, n.1, p.77-80, 2007.

LABRUNA, M. B.; OGRZEWALSKA, M.; MARTINS, T. F.; PINTER, A.; HORTA, M. C. Comparative susceptibility of larval stages of Amblyomma aureolatum, Amblyomma cajennense, and Rhipicephalus sanguineus to infection by Rickettsia rickettsii. J. Med. Entomol, v.45, n.6, p.1156-1159, 2008.

LABRUNA, M. B.; OGRZEWALSKA, M.; SOARES, J. F.; MARTINS, T. F.; SOARES, H. S.; MORAES-FILHO, J.; NIERI-BASTOS, F. A.; ALMEIDA, A. P.; PINTER, A. Experimental infection of Amblyomma aureolatum ticks with Rickettsia rickettsii. Emerging Infectious Diseases, 2011; 17:829–834. doi:10.3201/eid1705.101524.

MARTINS, T. F.; ONOFRIO, V. C.; BARROS-BATTESTI, D. M.; LABRUNA, M. B. Nymphs of the genus Amblyomma (Acari: Ixodidae) of Brazil: descriptions, redescriptions, and identification key. Ticks and Tick-borne Diseases, v.1, n.2, p.75-99, 2010.

MASSARD, C. L.; FONSECA, A. H. Carrapatos e doenças transmitidas comuns ao homem e aos animais. A Hora Veterinária, v.135, n. 1, p.15-23, 2004.

NASCIMENTO, E. M. M.; SCHUMAKER, T. T. S. Isolamento e identificação de riquetsias no Brasil. Rev. Bras. Parasitol. Vet., v.13, p.193-196, 2004. Suplemento, 1.

NAVA, S.; GUGLIELMONE, A. A.; MANGOLD, A. J. An overview of systematics and evolution of ticks. Front Bioscience, v.14, p.2857-2877, 2009.

ONOFRIO, V. C.; LABRUNA, M. B.; PINTER, A.; GIACOMIN, F.G.; BARROS-BATTESTI, D. M. Comentários e chaves para as espécies do gênero Amblyomma. In: BARROS-BATTESTI, D. M.; ARZUA, M.; BECHARA, G. H. Carrapatos de importância médico-veterinária da região neotropical: um guia ilustrado para identificação de espécies. São Paulo: Vox/ICTTD-3/Butantan, 2006. p. 53-113

OLIVEIRA, P. R.; BORGES, L. M. F.; LOPES, C. M. L.; LEITE, R. C. Population dynamics of the free-living stages of Amblyomma cajennense (Fabricius, 1787) (Acari: Ixodidae) on pastures of Pedro Leopoldo, Minas Gerais State, Brazil. Veterinary Parasitology, v. 92, n.4, p.295-301, 2000.

PACHECO, R. C.; HORTA, M. C.; PINTER, A.; MORAES-FILHO, J.; MARTINS, T. F.; NARDI, M. S.; SOUZA, S. S. A. L.; SOUZA, C. E.; SZABÓ, M. P. J.; RICHTZENHAIN, L. J.; LABRUNA, M.B. Pesquisa de Rickettsia spp em carrapatos Amblyomma cajennense e Amblyomma dubitatum no Estado de São Paulo. Revista da Sociedade Brasileira de Medicina Tropical, v.42, n.3, p. 351-353, 2009

PAROLA, P.; LABRUNA, M. B.; RAOULT, D. Tick-borne rickettsioses in America:


32

Unanswered questions and emerging diseases. Current Infectious Disease Reports, v.11, n.1, p.40-50, 2009.

RAMB, A.; FERREIRA, M. A.; BARRAVIERA, B.; HADDAD, J. R. V. The first reported case of human tick paralysis in Brazil: a new induction pattern by immature stages. The Journal of Venomous Animals and Toxins including Tropical Diseases, v.18, n.4, p.459-461, 2012.

REGNERY, R. L.; SPRUILL, C. L.; PLIKAYTIS, B. D. Genotypic identification of rickettsiae and estimation of intraspecies sequence divergence for portions of two rickettsial genes. Journal Bacteriology, v.173, n.5, p.1576–1589, 1991.

SERRA-FREIRE, N. M.; MELLO, R. P. Entomologia e Acarologia na Medicina Veterinária. Rio de Janeiro: Editora L. F. Livros; 2006.

SONENSHINE, D. E.; LANE, R. S.; NICHOLSON, W. L. TICKS (Ixodida). In: DURDEN, L. A.; MULLEN, G. R. Medical and Veterinary Entomology. California, USA: Academic Press, Elsevier Science; 2002. p. 517-558.

SOUZA, S. S. A. L.; SOUZA, C. E.; RODRIGUES-NETO, E. J.; PRADO, A. P. Dinâmica sazonal de carrapatos (Acari: Ixodidae) na mata ciliar de uma área endêmica para febre maculosa na região de Campinas, São Paulo, Brasil. Ciência Rural, v.36, n.3, p.887-891, 2006.

SOUZA, C. E.; MORAES-FILHO, J.; OGRZEWALSKA, M.; UCHOA, F. C.; HORTA, M. C.; SOUZA, S. S. L.; BORBA, R. C. M.; LABRUNA, M. B. Experimental infection of capybaras Hydrochoerus hydrochaeris by Rickettsia rickettsii and evaluation of the transmission of the infection to ticks Amblyomma cajennense. Veterinary Parasitology, v.161, n.1-2,p.116-121, 2009.

SZABÓ, M. P. J.; CASTRO, M. B.; RAMOS, H. G. C.; GARCIA, M. V.; CASTAGNOLLI, K. C.; PINTER, A.; VERONEZ, V. A.; MAGALHÃES, G. M.; DUARTE, J. M. B.; LABRUNA, M. B. Species diversity and seasonality of free-living ticks (Acari: Ixodidae) in the natural habitat of wild Marsh deer (Blastocerus dichotomus) in Southeastern Brazil. Veterinary Parasitology, v.143, n.2, p.147-154, 2007.

TOLEDO, R. S. TAMEKUNI, K.; HAYDU, V. B.; VIDOTTO, O. Dinâmica sazonal de carrapatos do gênero Amblyomma (Acari: Ixodidae) em um parque urbano da cidade de Londrina, PR. Rev. Bras. Parasitol. Vet., v.17, p.50-54, 2008. Suplemento, 1.

VERONEZ, V. A.; FREITAS, B. Z.; OLEGÁRIO, M. M. M.; CARVALHO, W. M.; PASCOLI, G. V. T.; THORGA, K.; GARCIA, M.V.; SZABÓ, M. P. J. Ticks (Acari: Ixodidae) within various phytophysiognomies of a Cerrado reserve in Uberlândia, Minas Gerais, Brazil. Exp. Appl. Acarol, v.50, n.2, p.169-179, 2010. doi: 10.1007/s10493-009-9294-7.

WALL, R.; SHEARER, D. Veterinary ectoparasites: biology, pathology and control. 2thed. Oxford, UK: Blackwell Publishing Limited; 2001.


33

HISTÓRIA DE SUCESSO NO CONTROLE DE Amblyomma sp. EM ÁREA COM AMPLA CIRCULAÇÃO DE PESSOAS

Carlos Alberto PerezEscola Superior de Agricultura Luiz de Queiroz/USP, Piracicaba, SP.

[email protected]

INTRODUÇÃO

A febre maculosa brasileira é uma doença de caráter infeccioso e agudo, causada por bactérias do gênero Rickettsia e transmitida ao homem pela saliva de carrapatos infectados. No Brasil, entre os anos de 2007 a 2011, foram notificados 7.585 casos suspeitos desta doença, confirmando 564 (7%) casos, sendo que, dentre estes, 159 evoluíram para o óbito. Em 2011, observou-se aumento do registro de casos fatais, elevando a letalidade para 38%. A Região Sudeste concentrou cerca de 90% das notificações, e o estado de São Paulo, 70% dos casos do país, onde a letalidade foi de 37% em 2010 e 53% em 2011. Dos casos confirmados, 67% eram do sexo masculino. Dentre as exposições relatadas pelos casos destacam-se o contato com carrapatos (75%) seguidos pelo contato com cães e gatos (45%), equinos (19%) e capivaras (14%). A zona rural representou 45% dos locais prováveis de infecção dos casos.

Diversos estudos e estratégias vêm sendo realizados nos últimos sete anos no campus da Escola Superior de Agricultura “Luiz de Queiroz” (ESALQ)/USP em Piracicaba, onde circulam, aproximadamente, cinco mil pessoas por dia, visando mitigar os componentes ambientais envolvidos na proliferação e disseminação de carrapatos-estrela, como problema ambiental com impacto direto à saúde pública na transmissão da febre maculosa.

Alguns aspectos da bioecologia do carrapato-estrela

No interior do estado de São Paulo ocorrem duas espécies de carrapatos-estrela: Amblyomma cajennense, e Amblyomma dubitatum sendo a primeira a mais importante. Estes carrapatos utilizam três hospedeiros para completar seu ciclo biológico. Seu desenvolvimento compreende uma fase de vida livre e outra de vida parasitária. Nesta fase, larvas, ninfas e adultos se alimentam nos hospedeiros por tempos variáveis. No estágio de vida livre, os ácaros permanecem no solo ou na vegetação, onde ocorrem as posturas, trocas de pele e esperas pela passagem de hospedeiros.


34

Quatro dias após fixar-se ao hospedeiro, os machos do carrapato-estrela liberam um feromônio sexual para atração das fêmeas. Após o acasalamento, o repasto sanguíneo da fêmea dura aproximadamente 10 dias, desprende-se do hospedeiro e cai no solo onde inicia a postura. Em média, cada fêmea coloca 7.390 ovos durante 25-26 dias, que corresponde à sua longevidade. Os ovos recém postos são de coloração pardo-amarelada, escurecendo depois de alguns dias. O período de incubação é de 30 dias à temperatura de 25ºC.

Dos ovos nascem as larvas que possuem três pares de pernas e tornam-se ativas apenas durante o outono, quando se alimentam de linfa em mamíferos e aves de porte pequeno a médio. Após esse repasto, as larvas caem no solo, onde trocam de pele após um período de repouso de 18 a 26 dias. Desta transformação surgem as ninfas, dotadas de 4 pares de pernas e repetem o sobe e desce do chão ao ápice da vegetação rasteira praticado pelas larvas, preferencialmente em brotos de capim e galhos secos caídos. Tal atividade, pode estar ligada à conservação interna de água, problema fisiológico crucial para a sobrevivência de seres de pequeno tamanho.

Distribuição geográfica

No Brasil, a maioria dos registros do carrapato-estrela provém de zonas com temperaturas médias anuais variando entre 18 e 26ºC. As baixas temperaturas e diferentes padrões sazonais de precipitação do sul do país e das Américas restringem o estabelecimento de populações de A. cajennense. O mapa de distribuição geográfica dessa espécie pode ser observado na Figura 1.


35

Figura 1. Distribuição (pontos escuros) de Amblyomma cajennense nas regiões Neártica e Neotropical das Américas. Os registros com pontos mais claros no mapa são apontados como identificações errôneas. Adaptado de ESTRADA-PEÑA et al. (2004).

Dinâmica sazonal e populacional de A. cajennense no sudeste brasileiro

O conhecimento da dinâmica populacional do carrapato-estrela é de grande importância na implementação de estratégias para o seu controle. No sudeste brasileiro, este carrapato completa uma geração por ano e apresenta três estágios parasitários marcadamente distribuídos ao longo desse período, com ocorrência de larvas entre os meses de abril a julho; ninfas de julho a outubro e adultos de outubro a março (Figura 2).


36

Figura 2. Dinâmica sazonal de A. cajennense no sudeste brasileiro. (Fonte: LABRUNA, 2000).

O aparecimento das formas jovens do carrapato-estrela no período seco do ano na região sudeste brasileira favorece ao seu controle; nesta época, o combate de carrapatos de vida livre por meio de pulverização de entomopatógenos ou de produtos químicos é favorecida por escapar da ação de lavagem que as chuvas causam durante o verão.

A importância de hospedeiros silvestres e domésticos

Embora os carrapatos sejam desprovidos de capacidade própria de locomoção em grandes distâncias, hospedeiros silvestres como capivaras, gambás e urubus, além de animais domesticados, como equídeos e cães, contribuem de maneira expressiva na colonização e recolonização por carrapatos em matas ciliares e áreas peridomiciliares. Tais hospedeiros também são identificados como prováveis reservatórios ou potenciais amplificadores da febre maculosa.

Por outro lado, o desequilíbrio populacional da capivara no estado de São Paulo encontra explicação nas características intrínsecas da espécie, como alta capacidade reprodutiva, pouca exigência quanto ao hábitat e alimentação generalista. Tais


37

características são favorecidas pela degradação ambiental, ao substituir as matas por culturas extensivas e pastagens. Além disso, a drástica diminuição das populações de seus principais predadores naturais, como os grandes felinos e répteis, favorecem o aumento de populações destes roedores.

Ambientes endêmicos com presença de espécies domésticas de pequeno e grande porte para pesquisa ou criação transformam o cenário num lugar de elevado risco, pois formas jovens e adultas de carrapatos encontram grande variedade de hospedeiros primários e secundários para seu desenvolvimento, além de facilitar a manutenção do agente etiológico da doença durante o ano inteiro.

Os hospedeiros deste grupo de carrapatos podem ser classificados quanto à preferência parasitária como habituais e acidentais, sendo o hospedeiro habitual aquele que frequentemente é parasitado por uma determinada espécie de carrapato, enquanto o acidental é parasitado quando o carrapato não encontra seu hospedeiro habitual, devido às limitações ambientais. Assim, a preferência dos hospedeiros se manifesta pelo sucesso de fixação e intensidade de parasitismo. Estudos mostram que para o sucesso do estabelecimento de uma população de A. cajennense, este necessita de dois tipos de hospedeiros, os primários - capivara, equinos e anta - e os secundários, dezenas de espécies da mastofauna e avifauna. Os hospedeiros primários são aqueles que possuem a capacidade de suprir as condições essenciais para a multiplicação bem sucedida de artrópodes adultos.

Vertebrados que apresentam comportamentos gregários e associados a locais de descanso e reprodução são geralmente parasitados por carrapatos com maior grau de especificidade, enquanto vertebrados errantes, com extensas áreas de ocupação e baixas densidades populacionais são em geral parasitados por carrapatos com médio a baixo grau de especificidade. A baixa especificidade de parasitismo das formas imaturas pode ser interpretada como uma vantagem evolutiva, que confere às formas infestantes a capacidade de completarem seu desenvolvimento em mais de um hospedeiro. A. cajennense é considerado generalista, principalmente nos estádios imaturos.

Por outro lado, infestações experimentais de A. dubitatum em várias espécies de aves e mamíferos, mostraram que a capivara foi o melhor hospedeiro para formas imaturas. Fêmeas adultas desse carrapato, ao parasitarem capivaras, mostraram elevada capacidade de ingurgitamento e de peso das massas de ovos, indicando que esse roedor é um hospedeiro primário para A. dubitatum.


38

Cães de áreas urbanas são atacados principalmente por Rhipicephalus sanguineus. Porém, em áreas rurais, de acordo com seus hábitos, estes podem ser parasitados por Rhipicephalus microplus, Amblyomma ovale e A. aureolatum. Várias espécies de carrapatos podem coabitar no mesmo hospedeiro; em cães já foram observadas infestações mistas de A. cajennense, A. ovale, R. microplus e R. sanguineus, principalmente em cães que compartilham seu ambiente com animais silvestres, incluindo veados, gatos-do-mato, capivaras, gambás e macacos. Na região do Pantanal, ambiente com elevadas populações de animais silvestres, foi observado que cavalos e cães são preferencialmente parasitados por A. cajennense, e o gado zebu, por R. microplus e A. cajennense.

Na ESALQ, no período de março de 2006 a junho de 2007 foi avaliado um total de 210 indivíduos, sendo 52 pertencentes a 7 espécies da mastofauna e 158 indivíduos de 36 espécies pertencentes a 16 famílias da avifauna. Nesses hospedeiros foi contabilizado um total de 12.418 carrapatos das espécies A. cajennense, A. dubitatum e Amblyomma nodosum, sendo 7.343 adultos, e 5.075 de formas imaturas. Os adultos coletados foram encontrados parasitando apenas capivaras, e as formas imaturas, grandes e pequenos mamíferos e aves. Capivaras e gambás concentraram 99,5% do total de Amblyomma spp. da mastofauna avaliada. Desse total, 70,6% correspondeu ao parasitismo em capivaras, composto em sua maioria por formas adultas. Dentre as aves destacou-se o urubu (Coragyps atratus), que apresentou maior prevalência e intensidade de infestação por carrapatos-estrela dentre as aves.

Para o controle efetivo do carrapato-estrela, obviamente uma das medidas mais importantes a serem consideradas corresponderia à remoção ou tratamento carrapaticida da população de capivaras. No entanto, neste campus isto não é viável, tendo em vista sua elevada população e as restrições legais quanto à captura de animais da fauna silvestre, principais hospedeiros e disseminadores deste vetor.

Carrapatos-estrela de vida livre, estimativas populacionais e mapeamento de focos de infestação

Para o planejamento e implementação de medidas de controle do carrapato-estrela num local torna-se indispensável a elaboração de um diagnóstico que permita identificar a localização dos pontos vulneráveis para infestação por esses ácaros. Para tal são utilizadas armadilhas de atração com CO2. Essas armadilhas constam cada uma de um pedaço de pano de “voile” branco de aproximadamente 40 x 50 cm, sobre o qual são colocados 300 g de gelo seco por armadilha. Trinta minutos após a instalação, as


39

armadilhas, são dobradas, colocadas individualmente em sacos plásticos e armazenadas em congelador a –20ºC por um período de, pelo menos, 24 horas para garantir a morte dos carrapatos. Em seguida, é realizada contagem dos carrapatos em laboratório.

Nos locais para avaliação de carrapatos também devem ser realizadas observações diretas de capivaras e indiretas de seus vestígios, tais como pegadas e fezes em transectos a aproximadamente cada 20 m. Todas essas informações são de utilidade para a confecção de um mapa dos pontos vulneráveis da propriedade.

De uma forma geral, o resultado dessa análise reflete a intensidade de uso das áreas por hospedeiros, a proximidade com corpos de água e a fitofisionomia.

Estudos de densidade populacional e mapeamento de focos de infestação de carrapatos-estrela de vida livre realizados no campus da ESALQ mostraram que as maiores infestações foram observadas em espaços sombreados, e com alimento abundante para capivaras, próximos de corpos d’água. A. cajennense de vida livre foi a espécie dominante de carrapatos, com índice de ocorrência de 99,8%. Outra espécie encontrada foi A. dubitatum. Em locais com alta infestação por ninfas estimou-se uma população absoluta média de 1.669 ninfas de Amblyomma spp/0,2 m², população oito vezes superior à observada em áreas de elevada infestação, em uma única coleta no mesmo local. Estes dados permitem mostrar que o uso de uma armadilha de gelo seco promove a retirada de apenas em torno de 12% da população de carrapatos-estrela naquele mesmo espaço num período inferior a uma hora, tempo de sublimação do gelo seco, pelo que este método ou o simples arrasto de um pano não podem ser considerados métodos de controle. Entre 2005 e 2006, as densidades de infestação por carrapatos-estrela foram classificadas em três faixas: Muito Alta, Alta e Média (>201; 41-200; e 2-40 ninfas/0,2 m2 respectivamente). Uma quarta faixa, – Baixa Infestação – foi criada usando critérios empíricos para casos onde foram encontradas infestações inferiores a duas ninfas/0,2 m2. Na época do início deste trabalho em 2005, nas áreas mais infestadas do campus da ESALQ era possível observar aproximadamente 10.000 carrapatos subindo pelas vestes e botas de membros da equipe numa caminhada de uma hora.

Programa de inspeção, monitoramento e medidas preventivas e de controle do carrapato-estrela na ESALQ

Por meio de um programa ininterrupto de atividades de inspeção, monitoramento, e aplicação de medidas preventivas e de controle durante sete anos (2006 a 2012) foi


40

constatado que o controle do carrapato-estrela no campus da ESALQ alcançou em torno de 98% mediante o uso de produtos apropriados em áreas de intenso uso humano.

À necessária e habitual exposição de formas imaturas ou adultos no ápice da vegetação rasteira durante as fases de vida livre. Seu hábito constante de subir ao ápice da vegetação ou da serapilheira, à espera da passagem de um hospedeiro, aumenta as possibilidades de intoxicação ao entrar em contato com os produtos pulverizados para seu controle.

Em espaços reservados para o refúgio de carrapatos por solicitação de órgãos reguladores não são realizadas ações de controle. Estas áreas se encontram em algumas “Áreas de Preservação Permanente- APP” e representam uma fonte constante de infestação de hospedeiros primários e secundários, principalmente de capivaras e gambás que contribuem para a recolonização contínua de novos carrapatos infestantes por onde transitam. Em ambientes de grandes dimensões como o campus da ESALQ que possui em torno de 900 ha, nem sempre é possível detectar com rapidez a invasão de capivaras através de alambrados danificados por queda de árvores ou por ação humana. Desta maneira para manter níveis baixos de infestação por carrapatos, é necessário realizar atividades frequentes de monitoramento, e aplicações suplementares dirigidas aos focos ao se notarem tendências de novas infestações.

Do ponto de vista comportamental, o frequente fluxo de capivaras para fora e dentro do campus permite poder chamá-las de espécie de “porteira aberta”. Provavelmente, a introdução frequente de novas linhagens de carrapatos-estrela de fora do campus diminua o risco de problemas de resistência a qualquer molécula que possa ser utilizada no controle de carrapatos de vida livre nesse ambiente, contrariamente ao que acontece no manejo de animais domésticos de “porteira fechada”.

Visando monitorar qualquer possível impacto ambiental causado pelos produtos utilizados no controle dos carrapatos-estrela foram realizadas análises de resíduos em áreas submetidas a até cinco aplicações de carrapaticidas de diferentes grupos químicos como bifenthrin, lambdacyalothrin e fipronil. Embora os resultados não tenham mostrado níveis significativos de resíduos no solo e em corpos d’água, o uso deste último foi descontinuado devido a limitações relacionadas ao seu efeito tóxico sobre abelhas.

Produtos à base do fungo Metarhizium anisopliae embora de ação mais lenta e inferior aos produtos químicos proporciona controle de até 70% em ninfas de Amblyomma spp. após 7 dias. Ficou demonstrado que a patogenicidade deste fungo é sinergizada quando este é associado a subdoses de produtos pertencentes ao grupo dos piretróides.


41

Os resultados do programa de controle de carrapatos-estrela na ESALQ mostram a viabilidade da proposta do tratamento de carrapatos-estrela de vida livre durante sete anos e desmitificam a premissa de tratar-se de um artrópode que apenas pode ser controlado quando em parasitismo.

Proteção individual contra picadas

Os artrópodes são vetores da maior parte das enfermidades ao redor do mundo, sendo que os pernilongos transmitem doenças a mais de 700 milhões de pessoas por ano. Embora a maior parte das pesquisas com repelentes seja realizada para a proteção contra pernilongos, estudos mostram que esses produtos também são efetivos contra ampla variedade de outros artrópodes. A transmissão de doenças por artrópodes pode ocorrer de duas maneiras: i) biologicamente através da inoculação de patógenos adquiridos de diversas maneiras contidos no organismo do vetor transmitidos no ato da picada e ii) mecanicamente pela simples introdução de suas peças bucais. O maior atrativo a distância é o CO2. Secundariamente, os artrópodes recebem estímulos para picarem atribuídos ao calor, e umidade da pele, e a substâncias contidas no suor. É nesses fatores secundários que se revela a ação de substâncias repelentes.

O uso de repelentes e de equipamentos de proteção individual (EPI) tratados pode reduzir o risco da atividade de artrópodes hematófagos, prevenindo a transmissão de doenças. A eficácia dos repelentes é atribuída à natureza e ao modo de ação dessas substâncias nas células sensoriais olfativas dos artrópodes. Esse comportamento varia de acordo com a espécie. Os carrapatos detectam os repelentes por meio dos tarsos do primeiro par de pernas.

Testes com repelentes aplicados na pele realizados na ESALQ demonstraram que produtos a base de Deet são efetivos na repelência do carrapato-estrela por até duas horas, tal eficiência porém é interrompida quando a pele é umedecida, ocorrendo perda imediata do efeito repelente. Por outro lado roupas tratadas com formulação a base do ingrediente ativo Permethrin proporcionaram proteção contra picadas do carrapato-estrela por período de até 15 dias. Estes resultados permitiram observar que o uso concomitante de Permethrin na roupa e Deet na pele exposta pode proporcionar proteção integral dos usuários.


42

Conjunto de indicadores na tomada de decisão para aplicação de medidas de prevenção e controle de carrapatos-estrela

O diagnóstico ambiental realizado no campus da ESALQ, seu histórico epide-miológico e o registro de hospedeiros permitiram identificar um conjunto de indicadores que podem ser aplicados na maioria dos ambientes endêmicos para febre maculosa:

A área se localiza em região endêmica para febre maculosa?; Existe histórico de reclamações de picadas por carrapatos na população que

frequenta o local?; Há proximidade dos locais de trabalho, pesquisa ou lazer com matas ciliares,

corpos de água e alimento em abundância para capivaras?;São observados capivaras e gambás, importantes hospedeiros primário e

secundário do carrapato-estrela dentro da propriedade?;Há presença de equídeos e pastos sujos?;O local possui grandes extensões de ambientes sombreados que garantem

condições microclimáticas favoráveis para o desenvolvimento de Amblyomma spp. vetores da febre maculosa?

Diante da constatação da maioria de respostas afirmativas, pode-se considerar que a área em análise é de risco, e que é necessário adotar medidas preventivas e de controle para diminuir as probabilidades do contato do homem com o carrapato-estrela, vetor da febre maculosa no sudeste brasileiro.

Adequação de ambientes e instalação de alambrados

Além da implementação de ações de controle do carrapato-estrela de vida livre, outras medidas preventivas são adotadas no campus da ESALQ. A manutenção de gramados roçados e a instalação de alambrados ao longo dos cursos de água visando limitar o acesso de capivaras a espaços de intenso uso humano, vem mostrando redução significativa da infestação por carrapatos-estrela em comparação com aquela que prevalecia de forma generalizada até 2005. Esta solução no entanto depende de atividades permanentes de verificação periódica do estado dessas barreiras e da realização de consertos quando ocorre queda de árvores ou danos de outra ordem que as prejudicam.

Desta maneira pode-se concluir que no complexo ambiente do campus da ESALQ


43

não há possibilidade de almejar o controle de A. cajennense pelo uso de um método isolado de controle e sim pela integração de medidas que permitam a consolidação de uma estratégia ao longo do tempo.

REFERÊNCIAS

ADRIANO, L.R.; PEREZ, C.A.; CARVALHO, V.H.B.; BALESTRIN, D.C.; ALMEIDA, A.F., 2007. Parasitismo de Didelphis albiventris (lund, 1840), pelo carrapato-estrela Amblyomma spp (Acari:Ixodidae) no Campus “Luiz de Queiroz” /USP - Piracicaba/SP. In: CONGRESSO DE ECOLOGIA DO BRASIL, 8., 2007, Caxambu. Anais... Caxambu, 2007.

ARAGÃO, H. Ixodidas brasileiros e de alguns paizes limitrophes. Memórias do Instituto Oswaldo Cruz, Rio de Janeiro, n. 31, p. 759-846, 1936.

CAMPOS PEREIRA, M. de; SZABÓ, M.P.J.; BECHARA, G.H.; MATUSHIMA, E.R.; DUARTE, J.M.B.; RECHAV, Y.; FIELDEN, L.; KEIRANS, J.E. Ticks (Acari: Ixodidae) Associated with Wild Animals in the Pantanal Region of Brazil. Journal of Medical Entomology, Lanham. v. 37, n. 6, p. 979–983, 2000.

CLOUDSLEY-THOMPSON, J.L. Microecologia. São Paulo: Editora Pedagógica Universitária. Editora da Universidade de São Paulo, 1980. 58 p.

CROLL, N.A. Ecology of parasites. 2.ed. Harvard University Press: Cambrige, Masssachusetts. 1968.

ESTRADA-PEÑA, A.; GUGLIELMONE, A.A.; MANGOLD, A.J. The distribution and ecological ‘preferences’ of the tick Amblyomma cajennense (Acari: Ixodidae), an ectoparasite of humans and other mammals in the Americas. Annals of Tropical Medicine and Parasitology, London, v. 98, n. 3, p. 283-292, 2004.

FRADIN, M.S. Mosquitoes and mosquito repellents: A clinician’s guide. Annals of the Internal Medicine, Philadelphia, n.128, p. 931-940, 1998.

GAAFAR, S.M; HOWARD, W.E.; MARSH, R.E. (Ed.), Parasites, Pests and Predators. Netherlands: Elsevier Sci. Publ. Co. In: SORENSEN-NEIMANN, A.; TRIBE, D.E. World Animal Science. subseries B: disciplinary approach. Elsevier Science Publishers B.V., Amsterdam. Amsterdam, 1985, 575p.

GROTHAUS, R.H.; HASKINS, J.R.; REED, J.T. A simplified carbom dioxide collection technique for the rocovery of live ticks (Acarina). Journal of Medical Entomology, Lanham, v.12, n. 6, p. 702, 1976.


44

GUPTA, R.K.; RUTLEDGE, L.C. Role of repellents in vector control and disease prevention. Am. American Journal of Tropical Medicine and Hygiene, Northbrook. n.50, p.82–86, Suppl 1994

HOOGSRAAL, H.; AESCHLIMANN, A. Tick–host specificity. Bulletin de la Société Entomologique Suisse, 55, 5–32, 1982.

HORTA, M.C.; PINTER, A; SOUZA, C.E.; JOPPERT, A.M.; YAI, L.E.O.; LABRUNA, M.B.; SCHUMAKER, T.T.S. Rickettsia infection in opossums (Didelphis spp) in São Paulo State, Brazil. In: INTERNATIONAL CONFERENCE ON RICKETTSIAE AND RICKETTSIAL DISEASES, 4. 2005. Logroño, Espanha. Anais.... Logroño, 2005. p.166.

LABRUNA, M.B. Aspectos da biologia e epidemiologia dos carrapatos de equinos no Estado de São Paulo. 2000. 76p. Tese (Doutorado em Epidemiologia Experimental Aplicada e Zoonoses) – Universidade de São Paulo, São Paulo, 2000.

LABRUNA, M.B.; SOUZA, S.L.P.; GUIMARAES JR., J.S.; PACHECO, R.C.; PINTER, A.; GENNARI, S.M. Prevalência de carrapatos em cães de áreas rurais da região norte do Estado do Paraná. Arquivo Brasileiro de Medicina Veterinária e Zootecnia, Belo Horizonte, v. 53, n. 5, p. 553-556, 2001.

LABRUNA, M.B.; AMAKU, M.; METZNER, J.A.; PINTER, A.; FERREIRA, F. Larval Behavioral Diapause Regulates Life Cycle of Amblyomma cajennense in Southeast Brazil. Journal of Medical Entomology, v. 40, n. 2, p. 170-178, 2003.

LABRUNA, M.B.; LEITE, R.C.; GOBESSO, A. A.O.; GENARI, S.M.; KASAI, N. Strategic control of the tick Amblyomma cajennense on horses. Ciência Rural, Santa Maria, v. 34, n.1, p.195-200, 2004.

MOREIRA, J.A.; MAGALHÃES, O. 1935. Typho Exanthematico em Minas Gerais. Brasil Médico, n.21, p.465-470, 1935.

ORTIZ, F.T. Diagnóstico ambiental visando a vigilância acarológica e manejo do carrapato-estrela (Amblyomma sp.) (Acari: Ixodidae), vetor da febre maculosa no campus da USP- Ribeirão Preto. 2012. 59p. Monografia (Trabalho de Conclusão de Curso) - Faculdade de Filosofia Ciências e Letras de Ribeirão Preto da Universidade de São Paulo. Ribeirão Preto, 2012.

PEREZ, C.A.; OMOTO, C.; CARVALHO, V.H.B.; SILVA, M.S.T. Atividade de repelentes aplicados na pele e na roupa para proteção contra o carrapato-estrela Amblyomma cajennense (Acari: Ixodidae) In: CONGRESSO BRASILEIRO DE PARASITOLOGIA VETERINÁRIA 14., 2006.; SIMPÓSIO LATINO-AMERICANO DE RIQUETTSIOSES, 2, 2006. Ribeirão Preto. Anais... Ribeirão Preto: Colégio Brasileiro de Parasitologia Veterinária, 2006. p.198.


45

PEREZ, C.A. Bioecologia e manejo do carrapato-estrela Amblyomma cajennense (Fabricius) (Acari:Ixodidae), vetor da febre maculosa brasileira. 2007. 177p. Tese de Doutorado (Conservação de Ecossitemas Florestais) – Escola Superior de Agricultura “Luiz de Queiroz”, Universidade de São Paulo, Piracicaba. 2007.

PEREZ, C.A.; ALMEIDA, A.F. DE; ALMEIDA, A.; CARVALHO, V.H.B. DE; BALESTRIN, D. DO C.; GUIMARÃES, M.S.; COSTA, J.C.; RAMOS, L.A.; ARRUDA-SANTOS, A.D.; MÁXIMO-ESPÍNDOLA, C.P.; BARROS-BATTESTI, D.M. Carrapatos do Gênero Amblyomma (Acari: Ixodidae) e suas relações com os hospedeiros em área endêmica para febre maculosa no Estado de São Paulo. Revista Brasileira de Parasitologia Veterinária, 17, n. 4, p. 210-217, 2008.

PINTO, G.R.M. Contagem de fezes como índice de abundância de capivaras (Hydrochaeris hydrochaeris). 2003. 43p. Dissertação (Mestrado) - Escola Superior de Agricultura “Luiz de Queiroz”. Piracicaba, 2003.

RECHAV, Y.; GOLDBERG, M.; FIELDEN, L.J. Evidence for Attachment Pheromones in the Cayenne Tick. Journal of Medical Entomology, v. 34, n. 2, p. 234-237, 1997.

RHOR, C.J. Estudos sobre Ixódidas do Brasil. Rio de Janeiro: Instituto Oswaldo Cruz; Gomes & Irmão, 1909. 220 p.

RUTLEDGE, L.C.; GUPTA, R.K.; MEHR, Z.A. Evolution of repellent tolerances in representative arthropods. Journal of the American Mosquito Control Association, 13(4), 329-334. 1997.

TRAVASSOS, J.; VALLEJO-FREIRE, A. Comportamento de alguns cavídeos (Cavia aperea e Hydrocoerus capybara) às inoculações experimentais do vírus da febre maculosa. Possibilidade desses cavídeos representarem o papel de depositários transitórios do vírus na natureza. Memórias do Instituto Butantã, v. 15, p. 73-86, 1942.

ROBERTO, V.A. A importância da cutia Dasyprocta azarae como hospedeiro intermediário do carrapato-estrela Amblyomma spp. no campus da USP – Ribeirão Preto, SP. 2013. 79p. Monografia (Trabalho de Conclusão de Curso) - Faculdade de Filosofia Ciências e Letras de Ribeirão Preto da Universidade de São Paulo, Ribeirão Preto, 2013.

SOUZA, C.E.; CALIC, S.B.; CAMARGO, M.C.G.O. O papel das capivaras Hydrochaeris hydrochaeris na cadeia epidemiológica da Febre Maculosa Brasileira. Revista Brasileira de Parasitologia Veterinária, Rio de Janeiro,v.13, p. 203-205, 2004, Suplemento, 1.

SZABO, M.P.J.; CUNHA, T.M.; PINTER, A.; VICENTINI, F. Ticks (Acari: Ixodidade) associated with domestic dogs in Franca region, São Paulo, Brazil. Experimental and Applied Acarology, Amsterdan, n. 25, p. 909-916, 2001.


46

CONTROLE BIOLÓGICO DO CARRAPATO DOS BOVINOS Rhipicephalus microplus COM A UTILIZAÇÃO DE NEMATOIDES ENTOMOPATOGÊNICOS: CONQUISTAS E

DESAFIOS

Caio Márcio de Oliveira Monteiro1*, Márcia Cristina de Azevedo Prata2

1Universidade Federal Rural do Rio de Janeiro, Seropédica, SP, Brasil. *[email protected]

2Embrapa Gado de Leite, Juiz de Fora, MG, Brazil.

Rhipicephalus microplus – importância e desafios para o controle

O agronegócio possui fundamental importância para economia do Brasil, representando um terço do PIB do país e, neste contexto, a pecuária bovina representa um dos principais segmentos, uma vez que o Brasil é um dos maiores produtores de carne, leite e derivados, sendo também um dos principais exportadores de carne e produtos lácteos. Atualmente, o país possui o maior rebanho comercial de bovinos do mundo, com cerca de aproximadamente 210 milhões de cabeças, sendo 20% com finalidade de produção leiteira e 80% para corte. A produção atende às demandas internas e externas; entretanto, acredita-se que os níveis de produtividade no país estão abaixo da sua real potencialidade. Para melhorar esse quadro, é necessário o aprimoramento dos métodos de criação já existentes, desenvolvimento de novas tecnologias e capacitação da mão de obra, permitindo o aumento na produtividade e qualidade dos produtos. Tais fatores são fundamentais para consolidação do Brasil como grande exportador, além de permitir a ampliação e conquista de novos mercados.

Um dos principais entraves para pecuária brasileira são as perdas econômicas ocasionadas pelo carrapato Rhipicephalus microplus (CANESTRINI, 1888), comumente conhecido como carrapato dos bovinos. Esse ectoparasito apresenta ampla distribuição geográfica, sendo um dos principais problemas sanitários na bovinocultura em países de clima tropical e subtropical. O parasitismo deste carrapato pode causar prejuízos diretos devido a espoliação sanguínea e suas consequências e indiretos como transmissão de agentes patogênicos, gastos com medicamentos e mão de obra especializada. No Brasil, as perdas ocasionadas por este ixodídeo foram quantificadas em aproximadamente 3,24 bilhões de dólares anualmente.

O uso de carrapaticidas ainda é o método predominantemente utilizado para controle do carrapato dos bovinos. O ideal é que esses produtos fossem utilizados dentro

mailto:[email protected]


47

de um programa estratégico, que se baseia no conhecimento da biologia e interações deste carrapato com o meio ambiente e hospedeiro, para que os banhos carrapaticidas fossem realizados em períodos desfavoráveis para a sobrevivência deste ixodideo na pastagem. Entretanto, tratamentos curativos são os mais usados no país, cujo fator chave para determinar a aplicação do carrapaticida é o número elevado de fêmeas ingurgitadas no rebanho. Neste caso, a maioria dos produtores não conhece aspectos importantes sobre a biologia deste carrapato, suas interações ecológicas (com hospedeiro e meio ambiente) e métodos seguros e adequados para o manuseio de equipamentos utilizados no banho carrapaticida.

Muitos produtores também cometem erro na hora de escolher o carrapaticida para aplicação em sua propriedade, pois geralmente essa escolha é feita por indicações de outros produtores ou através de recomendações por vendedores de casa agropecuária. Tal indicação geralmente é baseada na experiência sobre a eficiência do produto obtida em outra propriedade. Entretanto, cada propriedade possui uma população de carrapatos que pode apresentar perfil de resistência completamente diferente de populações de outras propriedades, isso em função dos tratamentos a que essas populações foram submetidas ao longo do tempo. Assim, o ideal seria que a escolha do carrapaticida fosse sempre feita com base em um resultado de teste de sensibilidade de carrapatos aos carrapaticidas, feitos por algum laboratório de referência.

Todos esses fatos anteriormente listados, aliados à administração inadequada do carrapaticida, contribuem para a ineficiência dos tratamentos, o que vem se agravando com o passar dos anos. Desta forma, o produtor insatisfeito com os resultados obtidos passa a aplicar maior número de banhos, seguido de troca constante dos carrapaticidas utilizados. Esses fatores levam ao aumento na pressão de seleção, acelerando o desenvolvimento de populações de carrapatos resistentes. A utilização indiscriminada desses produtos também pode levar a contaminação do ambiente e alimentos, morte de organismos não alvo e intoxicação de animais e do homem.

Em virtude do atual quadro de resistência do carrapato dos bovinos aos carrapaticidas, somado aos prejuízos que este ixodideo gera à economia de diferentes países, novas alternativas de controle vêm sendo estudadas. Entre estas podemos citar o controle através de vacinas, rotação de pastagens, homeopatia, animais resistentes e carrapaticidas de origem vegetal. Além destes métodos acima citados, podemos destacar também o controle biológico com a utilização de bacterias, fungos e nematoides entomopatogenicos, e nesse sentido, desde o início da década passada, a Embrapa


48

Gado de Leite vem desenvolvendo uma linha de pesquisa que tem como intuito, avaliar o potencial de diferentes espécies de nematoides entomopatogênicos (NEPs) para o controle de R. microplus.

Nematoides entomopatogênicos

Nematoides entomopatogênicos pertencem à ordem Rhabditida (NEMATODA; SECERNENTEA), na qual estão classificadas as famílias em Steinernematidae (CHITWOOD; CHITWOOD, 1937) e Heterorhabditidae (POINAR, 1976). A primeira é composta pelos gêneros Steinernema (TRAVASSOS, 1927) (aproximadamente 41 espécies) e Neosteinernema (NGUYEN; SMART, 1994) (uma espécie), e a segunda pelo gênero Heterorhabditis (POINAR, 1976) (aproximadamente 13 espécies).

NEPs do gênero Steinernema e Heterorhabditis apresentam associação com bactérias dos gêneros Xenorhabdus e Photorhabdus, respectivamente. Tais nematoides atuam como veículos para essas bactérias, que são patogênicas, quando liberadas na hemocele dos hospedeiros, onde provocam rápida septicemia, levando-os à morte.

No ciclo de vida desses nematoides são observadas três fases: ovo, juvenil (J1, J2, J3 e J4) e adultos (fêmeas, machos e, em determinados casos, hermafroditas). O ciclo no hospedeiro se inicia pelos juvenis infectantes (JIs = J3), que são encontrados livres no solo e localizam o hospedeiro através da percepção de produtos de excreção, níveis de CO2 e gradientes de temperatura. Ao localizarem, penetram através das aberturas naturais (boca, ânus e espiráculos) e migram para hemocele. Além da penetração pelos orifícios naturais, os juvenis infectantes de Heterorhabditis sp. possuem uma projeção da cutícula denominada como “dente” que permite que os nematoides desse gênero penetrem ativamente pelo tegumento do hospedeiro.

Uma vez dentro da hemocele, os juvenis liberam bactérias que se propagam, multiplicam e por meio de suas toxinas matam o artrópode. Além disso, essas bactérias também produzem enzimas que vão digerir os tecidos internos do hospedeiro e antibióticos que vão preservar o cadáver, impedindo que esse seja colonizado por outros micro-organismos, evitando assim a competição. Na sequência, os juvenis se alimentam dos tecidos decompostos no interior do cadáver e das próprias bactérias, ocorrendo assim o desenvolvimento até a fase adulta. Os adultos irão reproduzir e dar origem a próxima geração. Estes nematoides podem completar de duas a três gerações dentro do inseto, na dependência do tamanho do hospedeiro e da disponibilidade de alimento no interior


49

do cadáver. Quando os nutrientes são exauridos, os juvenis infectantes (J3) retêm as bacterias e deixam o cadáver, para buscarem um novo hospedeiro no ambiente (Figura 1).

Figura 1. Ciclo de vida de nematoides entomopatogênicos dos gêneros Heterorhabditis e Steinernema.Fonte: DOLINSKI e MOINO JUNIOR (2006).

Estes nematoides são importantes agentes no controle biológico, sendo capazes de infectar e matar insetos de diferentes ordens. Algumas características que os fazem controladores potenciais de pragas são: podem ser produzidos com baixo custo em insetos hospedeiros ou em meios artificiais; podem ser armazenados; são facilmente aplicados no campo na água em sistema de irrigação ou por pulverizados; possuem habilidade de buscar o hospedeiro; são compatíveis com diversos pesticidas; são seguros a maioria dos invertebrados; são seguros para todos os vertebrados nos quais foram testados; e em muitas vezes são bem específicos, nao causando mortalidade indiscriminada.

A respeito da busca do hospedeiro, os nematoides entomopatogênicos podem ser divididos em três categorias: (1) cruzador, que busca ativamente seu hospedeiro movimentando-se no ambiente, apresentando curtas pausas para escaneamento; (2) emboscador, que se locomove pouco no ambiente e apresenta maior tempo de


50

escaneamento, exibindo ainda o comportamento de nictação, onde o nematoide ergue o corpo ficando apoiado com a extremidade posterior sobre o substrato, movendo apenas a região anterior (escaneamento) e na presença do hospedeiro “salta” em sua direção; (3) a terceira categoria seria de nematoides que apresentam um comportamento misto, ora agindo como cruzador e ora agindo como emboscador.

A produção de nematoides em escala industrial já é feita por empresas no EUA, Canadá, Cuba, Suíça, República Tcheca, Itália, Reino Unido, Suécia, Alemanha, Holanda, Israel, Austrália e Japão. Existem inúmeros relatos na literatura que demonstram o potencial destes nematoides no controle de diferentes pragas. Atualmente a utilização de NEPs já faz parte do programa de manejo integrado de pragas na cultura de citros, nozes, cogumelos, flores ornamentais e grama em campos de golfe em diferentes localidades do mundo. No Brasil, recentemente a empresa Biocontrole começou a produzir e comercializar um produto a base de NEPs formulados em esponjas de poliuretano para o controle de Sphenophorus levis (Bicudo da cana-de-açúcar) (Figura 2). Ainda no Brasil, em parceria com uma cooperativa de produtores de Goiaba, pesquisadores da Universidade Federal do Norte Fluminense Darcy Ribeiro têm desenvolvido um importante trabalho, fundamentado na aplicação dos NEPs associados a tortas de Neem, que tem reduzido significativamente a população de Conotrachelus psidii Marshall, 1922 (gorgulho-da-goiaba), fazendo o controle eficiente da praga, além de reduzir os custos de produção em 40%.

Nessa localidade, os NEPs são aplicados em formulação inseto cadáver, em que lagartas de Galleria mellonella (LINNAEUS, 1758) são infectadas com nematoides e liberadas no campo. Após alguns dias da aplicação, os juvenis infectantes (JIs) começam a abandonar o cadáver e buscar novos hospedeiros no solo, fazendo assim, o controle da praga alvo. O cadáver confere proteção contra fatores deletérios bióticos e abióticos e os JIs liberados dessa forma apresentam maior capacidade de dispersar e infectar o hospedeiro e maior longevidade no solo. Para obtenção de bons resultados nessa área, foi necessário passar as lagartas em uma solução de talco com água, para que se formasse uma camada protetora ao redor do cadáver, evitando que formigas removessem as lagartas das áreas aplicadas (Figura 3).


51

Figura 2. Produto comercializado pela empresa Bio Controle à base de nematoide entomopatogênico para o controle bicudo da cana-de-açúcar (Sphenophorus levis). Informações disponíveis: http://www.biocontrole.com.br/?area=produtos&id=32

http://www.biocontrole.com.br/?area=produtos&id=32


52

Figura 3. Aplicação de nematoides entomopatogênicos em formulação inseto cadáver em plantações de goiaba em Cachoeira de Macacu, Rio de Janeiro, Brasil. A: Lagartas de Galleria mellonella infectadas com Heterorhabditis baujardi LPP7; B: Lagartas de G. mellonella infectadas com H. baujardi LPP7 cobertas com solução de água e talco; C: Pomares de goiaba no município de Cachoeira de Macacu; D: Aplicação de cadáveres infectados por NEPs no solo. Fonte: Claudia Dolisnki. Acervo pessoal da autora.

Rhipicephalus microplus x nematoides entomopatogênicos

Nematoides entomopatogênicos são importantes agentes no controle de diferentes pragas. Recentemente a utilização destes nematoides também vem despertando o interesse de acarologistas que buscam formas alternativas de controle de carrapatos. O primeiro trabalho nesta linha foi publicado em 1991, tendo sido verificado que fêmeas ingurgitadas de Rhipicephalus annulatus (SAY, 1821) foram susceptíveis a infecções por NEPs. Em publicação no ano seguinte, o mesmo grupo de pesquisa observou que diferentes concentrações de S. carpocapsae causaram pequenas reduções na massa de ovos desse ixodídeo.


53

Até o momento sabe-se que aproximadamente quinze espécies de ixodideos e três de argasideos são susceptíveis a infecções por NEPs, sendo que as fêmeas ingurgitadas são mais vulneráveis a infecção, seguido pelos adultos não ingurgitados. As ninfas são pouco susceptíveis, enquanto os demais estágios são altamente resistentes.

Com relação ao carrapato dos bovinos, o primeiro trabalho foi realizado em 1993, quando pesquisadores avaliaram a patogenicidade de 17 isolados de NEPs para R. microplus, R. annulatus e Amblyomma variegatum (FABRICIUS, 1974) e verificaram que apenas a segunda espécie foi susceptível a infecção por NEPs, enquanto as outras foram classificadas como resistentes. Essa verdade científica permaneceu por uma década, até que em 2004 foi publicado o primeiro estudo que demonstrou que fêmeas ingurgitadas de R. microplus são suscetíveis a infecção por NEPs.

A partir desse, novos estudos foram conduzidos com intuito de selecionar os isolados de NEPs mais virulentos para o carrapato dos bovinos e até o momento, 13 isolados foram testados, sendo seis do gênero Steinernema e sete do gênero Heterorhabditis (Tabela 1). Os resultados obtidos revelam que os nematoides do gênero Heterorhabditis são mais virulentos para esse carrapato, fato também verificado por outros autores em relação a susceptibilidade de R. annulatus. No entanto, mesmo entre os nematoides desse gênero, existe ainda grande variação entre a virulência de acordo com o isolado utilizado (Figura 4). Dentre as espécies de Heterorhabditis testadas em laboratório, H. bacteriophora HP88, H. indica LPP1 e H. bacteriophora LPP30 foram as mais virulentas, uma vez que a concentração de 75 JIs/fêmea ingurgitada resultou em percentual de controle superior a 90%, em contraste com necessidades de milhares de JIs de outros isolados para efeito semelhante. Embora NEPs do gênero Heterorhabditis tenham sido apontados como os mais virulentos para carrapatos, ainda não foram bem esclarecidos os aspectos relacionados com esse melhor desempenho. Entretanto, pode-se inferir que as bactérias do gênero Photorhabdus sejam mais virulentas para esses artrópodes, uma vez que os JIs geralmente morrem logo após a penetração, estando à morte das fêmeas relacionada com a ação das bactérias liberadas na hemocele.


54

Tabela 1. Isolados de nematoides patogênicos testados contra fêmeas ingurgitadas e parcialmente ingurgitadas de Rhipicephalus microplus

Isolados testadosFêmeas

ingurgitadasFêmeas

parcialmente ingurgitadas

Publicações

Steinernema glaseri Santa Rosa X Vasconcelos et al. (2004)

Steinernema glaseri CCA X Carvalho et al. (2010)

Steinernema carpocapsae ALL X X Freitas-Ribeiro et al. (2005)

Steinernema carpocapsae Santa Rosa X X Freitas-Ribeiro et al. (2005)

Steinernema feltiae All X Monteiro et al. Dados não publicados

Steinernema diaprepesi X Molina-Ochoa et al. (2009)

Heterorhabditis bacteriophora CCA X Vasconcelos et al. (2004)

Heterorhabditis bacteriophora HP88 X X Monteiro et al. (2010a)

Heterorhabditis bacteriophora LPP30 X Monteiro et al. Dados não publicados

Heterorhabditis amazonensis RSC-5 X Monteiro et al. (2010b)

Heterorhabditis indica LPP1 X Silva et al. (2012)

Heterorhabditis indica LPP4 X Machado (2008)

Heterorhabditis baujardi LPP7 x Machado (2008)


55

Figura 4. Percentual de controle de fêmeas ingurgitadas de Rhipicephalus microplus tratadas com diferentes isolados de nematoides entomopatogênicos do gênero Heterorhabditis na concentração de 75 NEPs/fêmea. Resultados extraídos de Vasconcelos et al. (2004), Monteiro et al.(2010a), Monteiro et al. (2010b) e Silva et al. (2012).

A possibilidade de penetração ativa devido à presença de uma projeção da cutícula denominada como “dente” na extremidade anterior dos JIs infectantes do gênero Heterorhabditis também pode estar relacionada com a maior virulência, uma vez que esse processo de penetração causa lesões, fato que poderia acelerar a morte da fêmea. Em trabalhos utilizando os nematoides H. bacteriophora, isolados HP88 e CCA e H. indica LPP1, foi relatado que as fêmeas infectadas apresentavam lesões e extravazamento de sangue e hemolinfa em diferentes regiões do tegumento (Figura 5).


56

Figura 5. Extravazamento de sangue e e hemolinfa de fêmeas ingurgitadas de Rhipicephalus microplus infectadas com nematoides do gênero Heterorhabditis. A: extravazamento de sangue e hemolinfa na região anterior da fêmea ingurgitada infectada com H. bacteriophora HP88. B: Placa de Petri forrada com papel de filtro repleto de sangue extravazado de fêmea ingurgitada infectada com H. bacteriophora CCA.Fonte (Figura A): Monteiro (2009). Fonte (Figura B): Vasconcelos (2003).

Além de causar mortalidade, a infecção por NEPs também causa alterações nos parâmetros biológicos das fêmeas ingurgitadas, causando redução no período de sobrevivência e como consequência, diminuição do período de postura e quantidade de ovos produzidos. Outro aspecto observado é que as fêmeas infectadas produzem ovos inférteis (Tabela 2) (Figura 6), fato que pode ser ocasionado pela ação deletéria dos nematoides nos processos de ovoposicao e/ou embrionamento, interferindo nas etapas de oócitos, fertilização e impermeabilização dos ovos pelo órgão de Gené (Figura 6).

Tabela 2. Período de sobrevivência, postura, peso da massa de ovos de fêmeas ingurgitadas de Rhipicephalus microplus tratadas com diferentes concentrações de Heterorhabditis bacteriophora HP88 em condições de laboratório (27±1°C e UR 80±10%) e percentual de eclosão larval

Concentração de JIs/fêmea

Período de sobrevivência (dias)

Período de postura (dias)

Peso da massa de ovos (mg)

Percentual de eclosão de larvas (%)

0 16.8a±1.8 13.8a±2.3 111.4a±22.4 92.6a±6.975 5.1b±1.6 2.6b±1.7 15.4b±24.5 66.7b±31.6

150 3.8bc±1.2 1.9b±1.1 9.4b±14.9 63.4b±32.6300 3.7bc±1.2 1.5b±0.8 6.5b±7.6 61.8b±37.6600 3.6cd±1.4 2.0b±1.6 8.7b±20.7 58.5b±32.1

1200 2.5d±0.62 1.0b±0.0 0.2c±0.3 55.0*±49.5

Fonte: MONTEIRO et al. (2010).


57

Figura 6. A: ovos inférteis provenientes da postura de fêmeas ingurgitadas de Rhipicephalus microplus infectadas com nematoides entomopatogênicos; B: ovos embrionados, provenientes de fêmeas ingurgitadas do grupo controle.Fonte: Machado (2008).

Para aumentar a eficiência de patógenos, interações entre diferentes agentes de controle biológicos e convencionais têm sido investigadas. Na área agrícola, muitas pesquisas foram conduzidas com intuito de avaliar interação de nematoides com diferentes produtos fitossanitários e em menor escala, com fungos entomopatogênicos e produtos de origem vegetal. Entretanto, apenas quatro estudos nesse sentido foram conduzidos, investigando o efeito da associação de NEPs com outros agentes de controle sobre o carrapato dos bovinos. A compatibilidade de carrapaticidas com os JIs infectantes de Heterorhabditis amazonensis e Steinernema feltiae já foi investigada e os resultados obtidos revelaram que os NEPs podem permanecer por até 72 horas em contato com os produtos compostos pelos princípios ativos deltametrina, amitraz, amitraz + clorfenvinfós e cipermetrina + clorpirifós + citronelal + butóxido de piperolina e por 24 horas com o princípio ativo clorfenvinfós. Tais produtos nesse intervalo de tempo não reduziram a infectividade dos JIs. Apenas o carrapaticida composto pela associação dos princípios ativos clorfenvinfós + diclorvós não foi compatível após exposição dos juvenis por 24 horas. Entretanto, em curtos períodos de exposição, foi verificado que o nematoide Steinernema glaseri foi compatível com a associação dos princípios ativos clorfenvinfós + diclorvós. Outro aspecto importante que merece ser mencionado é que ocorreu emergência de adultos, a partir das fêmeas tratadas com os juvenis infectantes de Steinernema glaseri associados a esse carrapaticida (Figura 6), fato incomum, uma vez que os juvenis infectantes na grande maioria das vezes morrem pouco tempo após penetrarem nos carrapatos, não dando continuidade ao ciclo.


58

Assim como mencionado para os carrapaticidas, alguns estudos também demonstraram que os NEPs são compatíveis com determinados isolados de fungos entomopatogênicos (Figura 6) e com óleos essenciais de certas plantas. Investigações nesse sentido podem contribuir para seleção de diferentes agentes que sejam compatíveis, fornecendo informações que no futuro podem servir de base para utilização associada desses métodos no manejo integrado de carrapatos.

Figura 7. Adultos de Steinernema glaseri emergindo de fêmeas ingurgitadas de Rhipicephalus microplus expostas a juvenis infectantes associados ao carrapaticida composto pela associação dos princípios ativos clorfenvinfós e diclorvós. Fonte: Reis-Menine et al. (2008).

Figura 8. A: fêmea ingurgitada de Rhipicephalus microplus morta após a infecção por Heterorhabditis indica LPP1; B: fêmea ingurgitada morta após a infecção por H. indica LPP1 associado com Beauveria bassiana ESALQ 986; C: fêmea ingurgitada morta após a infecção por H. indica LPP1 associado com Metharizium anisopliae IBCB 116.


59

Assim como existe variação de virulência entre os diferentes isolados de NEPs, também é possível observar diferenças entre o período necessário para que os juvenis infectantes penetrem nas fêmeas ingurgitadas. A exposição de fêmeas ingurgitadas de R. microplus ao nematoide Steinernema glaseri CCA por 2h resultou em percentual de controle de 65%, chegando a 78 e 99% após 6h e 24h, respectivamente. Para H. bacteriophora HP88, a exposição das fêmeas por 3h, 6h e 24h resultaram em percentuais de controle de 2%, 12% e 82%, alcançando a taxa de 100% apenas no período de 48h, demonstrando que S. glaseri CCA possui maior habilidade em localizar e penetrar nas fêmeas ingurgitadas, fazendo isso em um menor intervalo de tempo. Essa penetração pode ocorrer por diferentes vias. Pesquisas apontaram que a principal via de penetração de NEPs em R. annulatus é o poro anal e poro genital. Para R. microplus, foi observada penetração através do espiráculo (Figura 9).

Figura 10. Nematoides do gênero Heterorhabditis penetrando em uma fêmea ingurgitada de Rhipicephalus microplus através do espiráculo; B: JIs de Heterorhabditis bacteriophora HP88 próximos ao espiráculo de uma fêmea ingurgitada de R. microplus.Fonte (figura a): Machado (2008). Fonte (figura b): Monteiro (2009).

Pesquisas sobre o controle de carrapatos com fungos entomopatogênicos demonstraram que virulência de um mesmo isolado de fungo pode variar de acordo com a população de carrapato exposta ao entomopatógeno. Entretanto, para NEPs, o mesmo não foi verificado até o momento, uma vez que testes simultâneos com oito populações de R. microplus evidenciaram que essas apresentaram susceptibilidade similar para H. bacteriophora HP88. Ainda a respeito da patogenicidade de NEPs para o carrapato dos bovinos, verificou-se que fêmeas com diferentes níveis de ingurgitamento também foram igualmente suscetíveis à infecção por NEPs.


60

Em laboratório, os NEPs foram altamente virulentos para R. microplus, entretanto, o primeiro estudo in vivo com aplicação de suspensão aquosa de S. glaseri CCA e H. baujardi LPP7 sobre bovinos infestados em teste de estábulo não surtiu nenhum efeito. Fatores abióticos como incidência de luz solar e temperatura ambiente, além de características químicas e térmicas dos bovinos podem ter interferido na eficácia dos NEPs. Uma possível solução para os problemas mencionados seria o desenvolvimento de formulações mais elaboradas que forneçam proteção aos JIs contra os fatores mencionados anteriormente

Outra possibilidade de utilizar esses organismos no controle do carrapato dos bovinos seria direcionar a aplicação no solo, uma vez que fêmeas ingurgitadas no momento da oviposição buscam no solo ambientes com alta umidade e protegido da radiação solar, característica que também são favoráveis à sobrevivência dos NEPs. Assim, o método de controle biológico nesse ambiente poderia ser beneficiado através de técnicas de inundação. Resultados obtidos em diferentes estudos que simulam condições semi-naturais têm demonstrado que diferentes espécies de NEPs foram eficazes contra R. annulatus.

A forma de aplicação dos nematoides também é um fator determinante na eficácia desses organismos, existindo no mercado produtos à base de nematoides em diferentes formulações. Uma técnica de aplicação que vem despertando interesse é a formulação de nematoides em cadáveres de insetos, método utilizado para aplicação de NEPs nas plantações de goiaba em Cachoeiras de Macacu, RJ. Estudo em condições de laboratório com aplicação de diferentes isolados de NEPs em formulação inseto cadáver demostraram que os NEPs do gênero Heterorhabditis foram mais eficazes, assim como observado em estudos com NEPs sendo aplicados em suspensão aquosa. Nesse estudo, também foi feita uma comparação entre a eficácia de H. bacteriophora HP88 e H. indica LPP1 formulados em cadáveres de G. mellonella e de Tenebrio molitor Linnaeus, 1758 (Figura 11) e os resultados evidenciaram melhor desempenho dos NEPs formulados em G. mellonella. Esse fato, provavelmente está relacionado com a maior quantidade de JIs produzidos por esse inseto quando multiplicados em G. mellonella, liberando maior quantidade de JIs nesses tratamentos.

Entretanto, mesmo apresentando desempenho inferior, a formulação dos NEPs em larvas de T. molitor, especialmente do gênero Heterorhabditis, não deve ser descartada, uma vez que o custo de produção de larvas desse coleoptero é de quatro a cinco vezes mais baixo do que o custo de produção de G. mellonella. Nos Estados Unidos o custo de produção desses insetos é de aproximadamente 0,0120 e 0,0025 dólares para G. mellonella


61

e T. molitor, respectivamente. Assim, o desempenho inferior pode ser compensado pela possibilidade de utilizar um maior número de cadáveres de T. molitor por área e ainda assim, ter um menor custo de produção. Outro aspecto que pode favorecer a utilização de larvas de T. molitor, especialmente no Brasil, é a existência de várias empresas que criam esse coleóptero para comercialização para diversos fins, como alimentação de aves e peixes. Assim, a aquisição de matéria prima para confecção dos cadáveres infectados por NEPs para aplicação em grande escala seria facilitada. Outro ponto positivo que pode compensar o desempenho inferior da formulação em T. molitor, é que as larvas desse coleóptero apresentam textura mais rígida após a infecção por NEPs, sendo mais fácil de preservar a integridade do cadáver durante a estocagem, manipulação e aplicação. Assim, todos esses fatores devem ser colocados na balança na hora da escolha do melhor inseto para formular os NEPs.

Figura 11. A: larva de Tenebrio molitor infectada por Heterorhabditis bacteriophora HP88; B: lagarta de Galleria mellonella infectada por H. bacteriophora HP88.Fonte: Acervo pessoal do autor.

A aplicação de NEPs em formulação inseto cadáver também apresentou bons resultados em condições semi-naturais, em estudo desenvolvido na sede da Embrapa Gado de Leite em Juiz de Fora, MG. Nesse estudo, mudas de Brachiaria decumbens foram plantadas em vasos preenchidos com solo proveniente de áreas de pastagem do Campo Experimental José Henrique Bruschi (CEJHB), da Embrapa Gado de Leite, localizado no município de Coronel Pacheco, Minas Gerais. Os vasos foram mantidos em condições


62

ambientes em área gramada com incidência direta de sol e chuva. Uma semana antes do início do experimento (dia -7) foram colocados nesses vasos quatro cadáveres de G. mellonella infectados com H. bacteriophora HP88 e H. baujardi LPP7, H. indica LPP1 e H. bacteriophora LPP30, sendo cada nematoide um tratamento. No dia zero, foram colocadas cinco fêmeas ingurgitadas em cada vaso. Os grupos experimentais foram acompanhados diariamente até o dia + 22 para avaliação de mortalidade, e no último dia as massas de ovos foram coletadas. Os resultados demonstraram que H. bacteriophora HP88 e H. baujardi LPP7 foram altamente eficazes, uma vez que a utilização desses nematoides resultou em índices de inibição de postura e mortalidade acima de 90% (Figuras 12 e 13).

Figura 12. Aplicação de nematoides entomopatogênicos (NEPs) em formulação inseto cadáver em condições semi-naturais para o controle de Rhipicephalus microplus. A: Vasos plantados com Brachiaria decumbens, sendo que cada grupo de 10 vasos equivale a um tratamento; B: coleta da massa de ovos; C: Acondicionamento dos ovos em seringa plástica; D: fêmeas do grupo controle fazendo postura; E: fêmeas do grupo tratado com Heterorhabditis bacteriophora HP88 mortas pela ação do NEP.Fonte: Acervo pessoal do autor.


63

Figura 13. Índice de inibição de postura de fêmeas ingurgitadas de Rhipicephalus microplus expostas a Heterorhabditis bacteriophora HP88, Heterorhabditis baujardi LPP7, Heterorhabditis indica LPP1 e H. bacteriophora LPP30 em condições semi-naturais.Fonte: Dados não publicados.

A aplicação de NEPs na pastagem para o controle de R. microplus poderia ter sua eficácia comprometida devido à presença de outros insetos susceptíveis em determinado ambiente, uma vez que possa existir certa predileção dos NEPs para infectar insetos, fato que até há pouco tempo ainda não tinha sido elucidado. Entretanto, em pesquisa recente foi demonstrado que os JIs de H. baujardi LPP7 não apresentaram predileção para infectar ninfas de Mahanarva spectabilis (DISTANT, 1909), quando esses insetos foram expostos aos NEPs juntamente com R. microplus.

Os resultados obtidos até o momento em laboratório e em condições semi-naturais colocam os NEPs como uma alternativa promissora para o controle do carrapato dos bovinos. Isso porque fêmeas com diferentes graus de ingurgitamento são altamente suscetíveis a infecção por NEPs, somado ao fato que no momento da oviposição fêmeas se encontram em ambiente favoráveis para presença de JIs. Entretanto, a viabilização desse método ainda depende de realização de estudos em condições de campo que comprovem a efetividade desses nematoides contra R. microplus. Outro aspecto importante é que o carrapato dos bovinos apresenta ampla distribuição geográfica, estando presente em várias regiões no mundo. Essas diferentes localidades apresentam condições abióticas diferenciadas em níveis de temperatura, umidade, tipo de solo, precipitação, entre


64

outras. Assim, determinados isolados podem se mostrar mais eficazes de acordo com as peculiaridades do local onde será feita a aplicação, sendo necessário selecionar espécies e isolados de NEPs adequados para cada região na qual se pretende fazer o controle de R. microplus.

A presença de fezes nas pastagens também é um fator que pode limitar a utilização de NEPs, diminuindo a eficácia desses microorganismos, fato observado para diferentes isolados testados contra R. annulatus. Entretanto, a plasticidade genética de diferentes isolados, também pode permitir que sejam selecionados nematoides mais resistentes a essas condições e resistentes também a outros fatores bióticos e abióticos prejudiciais a aplicação de NEPs. O efeito sobre organismos não alvo é outro aspecto que precisa ser mais estudado, evitando que a aplicação de NEPs cause desequilíbrios, como redução da abundância de organismos benéficos. Portanto, a despeito da necessidade de intensificação de estudos no tema, nematoides entomopatogênicos têm se mostrado como uma alternativa promissora para controle biológico do carrapato dos bovinos.

REFERÊNCIAS

ANSARI, A.M., HUSSAIN, M.A., MOENS, M. Formulation and application of entomopatogenic nematode-infected cadavers for control of Hoplia philanthus in turfgrass. Pest. Manag. Sci. v.65, p.367-374, 2009.

ALEKSEEV, E., GLAZER, I., SAMISH, M. Effect of soil texture and moisture on the activity of entomopathogenic nematodes against female Boophilus nnulatus ticks. BioControl, v.51, p.507-518, 2006.

CARVALHO, L.B., FURLONG, J., PRATA, M.C.A, REIS, E.S., BATISTA, E.S.P., FAZA, A.P., LEITE, R.C. Evaluation in vitro of the infection times of engorged females of Rhipicephalus (Boophilus) microplus by the entomopathogenic nematode Steinernema glaseri CCA strain. Ciênc. Rural., v.40, p.939-943, 2010.

COSTA, J.C.R.; DIAS, R.J.P.; MORENZ, M.J F. Determining the adaptation potential of entomopathogenic nematode multiplication of Heterorhabditis baujardi and Steinernema carpocapsae (Rhabditida: Heterorhabditidae, Steinernematidae) in larvae of Alphitobius diaperinus (Coleoptera: Tenebrionidae) and Galleria mellonella (Lepidoptera: Pyralidae). Parasitol Res. v.102, p.139-144, 2007.

http://lattes.cnpq.br/0931700082694753



65

DEL VALLE, E.E., DOLINSKI, C., BARRETO, E.L.S., SOUZA, R.M., SAMUEL, R.I. Efficacy of Heterorhabditis baujardi LPP7 (Nematoda: Rhabditida) aplied in Galleria Mellonella (Lepdoptera: Pyralydae) insect cadavers to Conotrachelus psidii (Coleoptera, Curculionidae) Larvae. Biol. Control Sci. Technol., v.18, p.33-41, 2008.

DOLINSKI, C., MOINO-JR, A. (2006). Utilização de nematóides entomopatogênicos nativos. O perigo das introduções. Nematologia Brasileira, v.30, p.139-149, 2006.

DOLINSKI, C. Uso de entomopathogenic nematodes para o controle de pragas. In: VENZON, M., PAULA JR, T.J., PALLINI, A. (Org.) Tecnologias alternativas para o controle alternativo de pragas e doenças. Viçosa: EPAMIG/CTZM. UFV, 2006. p.261-289.

DOLINKI, C., MOINO-JR, A. Utilização de nematóides entomopatogênicos Nativos ou Exóticos: O Perigo das Introduções. Nematol. Bras., v.30, p.139–149, 2006.

FREITAS-RIBEIRO, G.M., FURLONG, J., VASCONCELOS, V.O., DOLINSKI, C., RIBEIRO, A.L. Analysis of biological parameters of Boophilus microplus Canestrini, 1887 exposed to entomopathogenic nematodes Steinernema carpocapsae SANTA ROSA and ALL STRAINS (Steinernema: Rhabditidae). Braz. Arch. Biol. Technol., v.48, p.911–919, 2005.

FURLONG, J., MARTINS, J.R.S., PRATA, M.C.A. O carrapato dos bovinos e a resistência: temos o que comemorar? Controle estratégico do carrapato dos bovinos. A Hora Vet., v.27, p.53–56, 2007.

GLAZER, I.; SAMISH, M.; PINO, F.G. Applications for the control of pests of humans and animals. In: GREWAL, P.S.; EHLERS, R.U., SHAPIRO, D.I. (Ed.) Nematodes as Biocontrol agents. Cambridge: CABI Publishing, 2005. p.295-316.

GREWAL, O.S.; NARDO, E.A.B; AGUILLERA, M.M. Entomopathogenic nematodes: potential for exploration and use in South America. Neotropical Entomology, v.30, p.191-205, 2001.

GRISI, L.; MASSARD, C.L.; MOYA-BORJA, G.E.; PEREIRA, J.B. Impacto econômico das principais ectoparasitoses em bovinos no Brasil. A Hora Vet., v.21, p.8–10, 2002.

GUIMARÃES, J.H., TUCCI, E.C., BARROS-BATESTI, D.M. Ectoparasitos de importância médico veterinária. São Paulo: Plêiade/FAPESP, 2001. 213p.

GUGLIELMONE, A.A.; SZABÓ, M.P.J.; MARTINS, J.R.S; ESTRADA-PENA, A. Diversidade e importância de carrapatos na sanidade animal. In: BARROS-BATTESTI, D.M.B., ARZUA, M., BECHARA, G.H (ed.). Carrapatos de importância médico-veterinária da Região Neotropical. Um guia ilustrado para a identificação de espécies. Instituto Butantã: São Paulo, 2006. p.115–13.


66

HAZIR, S.; KAYA, H.K.; STOCK, P.; KESKIN, N. Entomopathogenic nematodes (Steinernematidae and Heterorhabditidae) for biological control of soil pests. Turkish J. Biol., v.27, p.181-202, 2003.

HILL, D.E. Entomopathogenic nematodes as control agents of developmental stages of the black legged tick, Ixodes scapularis. J. Parasitol., v.84, p.1124–1127, 1998.

KAAYA, G.P.; SAMISH, M.; GLAZER, I. Laboratory evaluation of pathogenicity of entomogenous nematodes to African ticks species. Ann. N. Y. Acad. Sci., v.916, p.306–308, 2000.

KAYA, H.K.; GAUGLER, R. Entomopathogenic nematodes. Annu. Rev. Entomol., v.38, p.181–206, 1993.

LABRUMA, M.B., Combate contra Rhipicephalus (Boophilus) microplus.. In: PEREIRA, M.C., LABRUNA, M.B., SZABO, M.P.J., KLAFKE, G.M. (ed.), Rhipicephalus (Boophilus) microplus: biologia, controle e resistência. MEDVET, 2008. p.15–56.

MACHADO, I.R. Potencial dos nematoides entomopatogênicos Heterorhabditis baujardi LPP7 e Heterorhabditis indica LPP4 (RHABDITIDA: HETERORHABDITIDAE) no controle biológico de fêmeas ingurgitadas de Rhipicephalus (Boophilus) microplus (ACARI: IXODIDAE). 2007. 45p. Dissertação (Mestrado) – Universidade Estadual do Norte Fluminense, Rio de Janeiro, 2007.

MARTINS, J.R.S., FURLONG, J., LEITE, R.C. Controle de carrapatos. In: BARROS-BATTESTI, D.M.B., ARZUA, M., BRECHARA, G.H. (ed.), Carrapatos de importância médico-veterinária da Região Neotropical. um guia ilustrado para a identificação de espécies. Instituto Butantã: São Paulo, 2006. p.145–153.

MAULEON, H., BARRE, N., PANOMA, S. Pathogenicity of 17 isolates of entomophagous nematodes (Steinernematidae and Heterorhabditidae) for the ticks Amblyomma variegatum (Fabricius), Boophilus microplus (Canestrini) and Boophilus annulatus (Say). Exp. Appl. Acarol., v.17, p.831–838, 1993.

MOLINA-OCHOA, J., NGUYEN, K.B., GONZALEZ RAMIREZ, M., QUINTANA-MORENO, M.G., LEZAMA-GUTIÉRREZ, R., FOSTER, J.E. Steinernema diaprepesi (Nematoda: Steinernematidae): Its occurrence in western México and susceptibility of engorged cattle ticks Boophilus microplus (Acari: Ixodidae). Florida Entomologist., v.92, p.661-663, 2009.

MONTEIRO, C.M.O., PRATA, M.C.A., FURLONG, J., BATISTA, E.S.P., FAZZA, A.P., DOLINSKI, C. The use of Heterorhabditis bacteriophora (Rhabditida: Heterorhabditidae) isolate HP88 for biological control of Rhipicephalus microplus (Acari: Ixodidae): The effect of different exposure times of engorged females to the nematodes. Vet. Parasitol., v.185, p.364-367, 2012.


67

MONTEIRO, C.M.O., FURLONG, J., PRATA, M.C.A., SOARES, A.E., BATISTA, E.S.P., DOLINSKI, C. Evaluation of the action of Heterorhabditis bacteriophora (Rhabditida: Heterorhabditidae) isolate HP88 on the biology of engorged females of Rhipicephalus (Boophilus) microplus (Acari: Ixodidae). Vet. Parasitol., v.24, p.355–358, 2010.

MONTEIRO, C.M.O., PRATA, M.C.A., FURLONG, J., FAZA, A.P., MENDES, A.S., ANDALO, V., MOINO-JR, A. Heterorhabditis amazonensis (Rhabditidae: Heterorhabditidae), strain RSC-5, for biological control of the cattle tick Rhipicephalus (Boophilus) microplus (Acari: Ixodidae). Parasitol. Res., v.106, p.821–826, 2010.

REIS-MENINI, C.M.R., PRATA, M.C.A., FURLONG, J., SILVA, E.R. Compatibility between the entomopathogenic nematode Steinernema glaseri (Rhabditida: Steinernematidae) and an acaricide in the control of Rhipicephalus (Boophilus) microplus (Acari: Ixodidae). Parasitol. Res., v.2, p.1391–1396, 2008.

SAMISH, M., GLAZER, I. Killing ticks with parasitic nematodes of insects. J. Invertebr. Pathol., v.58, p.281-282, 1991.

SAMISH, M., GLAZER, I. Infectivity of entomopathogenic nematodes (Steinernematidae and Heterorhabditidae) to female ticks of Boophilus annulatus (Acari: Ixodidae). J. Med. Entomol., v.29, p.614-618, 1992.

SAMISH, M., GLAZER, I. Infectivity of entomopathogenic nematodes (Steinernematidae and Heterorhabditidae) to female ticks of Boophilus annulatus (Acari: Ixodidae). J. Med. Entomol., v.29, p.614–618, 1992.

SAMISH, M., Biocontrol of ticks. Ann. NY. Acad. Sci., v.916, p.172–178, 2000.

SAMISH, M., GLAZER, I. Enthomopatogenic nematodos for the bioncontrol of ticks. Trends Parasitol., v.17, p.368–371, 2001.

SAMISH, M. Biocontrol of ticks. Ann. NY. Acad. Sci., v.916, p.172–178, 2000.

SAMISH, M., GLAZER, I. Enthomopatogenic nematodes for the bioncontrol of ticks. Trends Parasitology, v.17, p.368–371, 2001.

SAMISH, M., GINSBERG, H., GLAZER, I. Anti-tick biological control agents: assessment and future perspectives. In: BOWMAN, A.S., NUTTALL, P.A. (ed.). Ticks: biology, disease and control. Cambridge University Press: Cambridge, 2008. p.447-469.

SILVA, E.R., MONTEIRO, C.M.O., REIS-MENINE, C., PRATA, M.C.A., DOLINSKI, C., FURLONG, J. Action of Heterorhabditis indica (Rhabditida: Heterorhabditidae) strain LPP1 on the reproductive biology of engorged females of Rhipicephalus microplus (Acari: Ixodidae). Biol. Control., v.62, p.140-143, 2012.



68

VASCONCELOS, V.O.; FURLONG, J.; FREITAS, G.M.; DOLINSKI, C.; AGUILLERA, M.M.; RODRIGUES, R.C.D.; PRATA, M.C.A. Steinernema glaseri Santa Rosa strain (Rhabditida: Steinernematidae) and Heterorhabditis bacteriophora CCA strain (Rhabditida: Heterorhabditidae) as biological control agents of Boophilus microplus (Acari: Ixodidae). Parasitol. Res., v.94, p.201–206, 2004.


69

UTILIZAÇÃO DE FUNGOS ENTOMOPATOGÊNICOS PARA O CONTROLE DE CARRAPATOS

Isabele da Costa Angelo1*,Vânia Rita Elias Pinheiro Bittencourt2

1Universidade Federal Rural do Rio de Janeiro, Departamento de Epidemiologia e Saúde Pública, Instituto de Veterinária, Seropédica, RJ, Brasil.

*[email protected] Federal Rural do Rio de Janeiro, Departamento de Parasitologia Animal,

Instituto de Veterinária, Seropédica, RJ, Brasil.

RESUMO

Os carrapatos e as doenças transmitidas por carrapatos afetam a saúde animal e humana e são a causa de significantes perdas econômicas. Aproximadamente 10% das 867 espécies de carrapatos conhecidas atualmente atuam como vetores de uma ampla variedade de patógenos de animais domésticos e humanos, sendo também responsáveis por danos diretos relacionados com o seu comportamento alimentar. Rhipicephalus microplus, conhecido como o carrapato dos bovinos, encontra-se amplamente distribuído nas regiões de climas tropical e subtropical e é parasita de um único hospedeiro, preferencialmente os bovinos. Apresenta extrema relevância para a pecuária nacional, uma vez que os prejuízos econômicos giram em torno de U$ 3,24 bilhões por ano. Amblyomma cajennense é um carrapato de três hospedeiros que possui ampla distribuição no continente americano e possui como hospedeiros primários equinos e capivaras, mas devido à sua baixa especificidade parasitária, principalmente dos estágios imaturos, pode infestar outros mamíferos como bovídeos, cervídeos, canídeos domésticos e silvestres, além de aves e o próprio homem. Na região neotropical, A. cajennense é apontada como a principal espécie que parasita humanos, sendo responsável pela transmissão da bactéria Rickettsia rickettsi, agente etiológico da febre maculosa. O controle da fase parasitária de ambas as espécies de carrapatos é feito basicamente por aplicação de produtos químicos no rebanho, contudo os frequentes tratamentos com acaricidas químicos e o manejo inadequado têm conduzido ao desenvolvimento de populações de carrapatos resistentes. Além dos problemas relacionados com a resistência existe uma crescente preocupação com a segurança do meio ambiente, a saúde humana, o aumento dos custos relacionados a produtos químicos e a morte de organismos não-alvo, fatores que tornam o uso do controle biológico uma alternativa promissora. Os fungos entomopatogênicos foram os primeiros patógenos a ser utilizados no controle microbiano e atualmente são


70

os agentes de biocontrole mais estudados e empregados mundialmente no controle de pragas, devido a sua maior eficiência em causar a morte de seu hospedeiro, à grande variabilidade genética que permite selecionar isolados altamente virulentos para o controle de um grande número de pragas, e sua relativa segurança ambiental e para vertebrados. A virulência destes agentes biocontroladores para carrapatos já foi demonstrada em diversos estudos in vitro, sendo as espécies Metarhizium anisopliae e Beauveria bassiana as mais utilizadas no controle de artrópodes em geral. As pesquisas atuais visam a utilização destes entomopatógenos no controle biológico de carrapatos a campo. Desta maneira, estes estudos contribuirão para a caracterização de novos métodos de controle, que consequentemente, resultarão no desenvolvimento e utilização de estratégias mais eficazes de controle de carrapatos.

O carrapato dos bovinos

Rhipicephalus microplus é um carrapato pertencente ao filo Arthropoda, classe Arachnida, ordem Ixodida, subordem Acari, superfamília Ixodoidea e à família Ixodidae. É originário do continente asiático e foi introduzido na maioria dos países tropicais e subtropicais pela importação do gado bovino (WHARTON, 1974). Encontra-se distribuído nos rebanhos bovinos das Américas Central e do Sul, Leste e Sul da África, Austrália, Oriente e sul da Flórida, na faixa compreendida entre os paralelos 32º Norte (sul dos EUA) e 32º Sul (próximo à cidade de Rio Grande, RS) (GONZÁLES, 2002).

É parasita de um único hospedeiro (homoxeno) e apresenta o ciclo evolutivo dividido em duas fases: fase de vida livre e fase de vida parasitária. A fase de vida livre ocorre no solo e se inicia quando a fêmea ingurgitada se desprende do hospedeiro, cai ao solo, começando então, o período de pré-postura, que dura em média de dois a três dias. Posteriormente, há a fase de ovopostura, que pode variar de 17 a mais de 90 dias, seguida pela fase de eclosão das larvas, que varia de cinco a dez dias. Um período de quatro a 20 dias é necessário para que as larvas tornem-se infestantes. Em condições ótimas de temperatura e umidade, o ciclo de vida livre pode durar 28 dias (GONZÁLES, 1974). Segundo Gonzáles (1975), a fase de vida livre sofre variações em decorrência das alterações da temperatura e umidade, porém a fase de vida parasitária é praticamente constante em todas as regiões.

A fase de vida parasitária inicia-se com a fixação da larva infestante no hospedeiro, seguida pela sua alimentação, troca de cutícula, fase adulta, acasalamento, ingurgitamento


71

e queda das fêmeas. Esse período dura, em média, de 18 a 26 dias no Brasil-Central (FURLONG, 1993).

O impacto das principais endo e ectoparasitoses no Brasil foi estimado por GRISI et al. (2014) em 13,96 bilhões de dólares/ano, sendo o carrapato R. microplus responsável por 3,24 bilhões de dólares. Os prejuízos econômicos são decorrentes da ação espoliativa sobre o hospedeiro, da predisposição ao aparecimento de miíases, da desvalorização do couro, do retardo no desenvolvimento dos animais, diminuição da produção, excessivos gastos com mão-de-obra, carrapaticidas e pela transmissão de patógenos causadores de doenças como anaplasmose e babesiose (GUIMARÃES et al., 1998; HEUCHERT et al., 1999).

O controle da fase parasitária de R. microplus é feito basicamente por aplicação de carrapaticidas no rebanho. Contudo, os frequentes tratamentos com produtos químicos e o manejo inadequado têm conduzido ao desenvolvimento de populações de carrapatos resistentes. Segundo Wharton (1967), as cepas resistentes aos acaricidas se desenvolvem por seleção e recombinações de genes resistentes em populações de carrapatos expostas a pressão de seleção por carrapaticidas.

Redução da população de carrapatos no rebanho pode ser alcançada melhorando a eficácia no seu controle através da seleção e aplicação correta do carrapaticida e utilizando o sistema estratégico de controle associado a outras práticas de manejo (FURLONG et al., 2004). De acordo com Penna (1990), outros métodos para controlar a população de carrapatos seriam a rotação de pastagens, o controle biológico, a criação de raças de animais resistentes aos carrapatos, introdução de machos estéreis na população e atividades como a queimada. Todavia, nem todos esses métodos são eficientes ou mesmo indicados.

A utilização exclusiva dos carrapaticidas é cada dia menos viável em termos práticos e econômicos, tornando-se necessária a adição de métodos alternativos a serem empregados em sistemas de controle integrado (BARROS; EVANS, 1989).

O carrapato-estrela: Amblyomma cajennense

Dentre as espécies de carrapatos com maior importância para a Saúde Pública no Brasil, destaca-se Amblyomma cajennense Fabricius, 1787. Conhecido na sua fase adulta como carrapato-estrela, esta espécie necessita de três hospedeiros para completar seu


72

ciclo biológico, sendo os hospedeiros preferenciais na fase adulta os equinos e capivaras. No entanto, grande variedade de animais, incluindo os bovinos, pequenos roedores, canídeos, aves, mamíferos silvestres e o homem, pode ser parasitada, uma vez que este carrapato apresenta baixa especificidade parasitária (LABRUNA, 2000; GUIMARÃES et al., 2001; SOUZA et al., 2004; MARTINS et al., 2004). As larvas são conhecidas popularmente como “micuins” e podem provocar no homem picadas com prurido intenso e uma lesão granulomatosa, especialmente ao redor da cintura e pernas, que pode levar vários meses para cicatrizar.

Amblyomma cajennense apresenta importância tanto para a Medicina Veterinária, por ser incriminado como possível vetor de Theileria equi em condições naturais, responsável por causar a theileriose em equinos, doença que cursa com grandes prejuízos econômicos, podendo levar à morte dos animais (KERBER, et al., 2009) quanto para a Saúde Pública, por ser considerado o principal vetor da Febre Maculosa no homem na América Central, Colômbia e Brasil (LABRUNA, 2009). Esta doença é causada por uma bactéria denominada Rickettsia rickettsii, zoonose que circula entre carrapatos e hospedeiros vertebrados, principalmente a capivara e gambás, considerados hospedeiros amplificadores mais prováveis para R. rickettsii transmitidos por A. cajennense (LABRUNA, 2009). Em áreas de ocorrência da Doença de Lyme-Simile no Brasil, esta espécie de carrapato é encontrada naturalmente infectada com o agente etiológico, uma espiroqueta denominada Borrelia burgdorferi (BARROS-BATTESTTI et al., 2000a).

No Brasil, o controle intensivo com pressão de erradicação para outras espécies de carrapatos tem favorecido o desenvolvimento de cepas de populações de A. cajennense resistentes aos produtos químicos atualmente comercializados.

Fungos Entomopatogênicos

O número de trabalhos publicados por pesquisadores na área de controle microbiano de carrapatos envolvendo fungos, vírus, bactérias, protozoários e nematóides está se tornando crescente (SAMISH; REHACEK, 1999). Esses autores revisaram mais de 100 espécies de patógenos e aproximadamente 150 predadores associados com carrapatos, o que representa um amplo arsenal para seleção de espécies com potencial uso como agentes de biocontrole.

Cerca de 750 espécies de fungos agrupados em 56 gêneros são conhecidos por serem patógenos ou parasitos de artrópodes (HAWKSWORTH et al., 1995) e


73

aproximadamente 170 produtos, oriundos de cerca de 13 espécies de fungos, têm sido formulados e registrados como micoinseticidas ou micoacaricidas em programas de controle biológico contra várias espécies de pragas (FARIA; WRAIGHT, 2007). A maioria dos fungos patogênicos de artrópodes estudados mundialmente pertence a quatro gêneros: Beauveria, Metarhizium, Lecanicillium (= Verticillium) e Isaria (= Paecilomyces), sendo as espécies M. anisopliae, B. bassiana, B. brongniartii, L. lecanii (= V. lecanii), Isaria farinosa (= P. farinosus) e I. fumosorosea (= P. fumosoroseus) patogênicas tanto para insetos quanto para ácaros e carrapatos (CHANDLER et al., 2000; FERNANDES; BITTENCOURT, 2008).

Os fungos entomopatogênicos foram os primeiros patógenos a ser utilizados no controle microbiano e atualmente são os agentes de biocontrole mais estudados e empregados mundialmente no controle de pragas devido a sua maior eficiência em causar a morte de seu hospedeiro, a grande variabilidade genética que permite selecionar isolados altamente virulentos, específicos ou não, para o controle de um grande número de pragas, e sua relativa segurança ambiental (ALVES, 1998; THOMAS; READ, 2007).

O gênero Metarhizium Sorokin (Ascomycota: Hypocreales) é composto por fungos entomopatogênicos anamórficos que parasitam grande variedade de espécies de artrópodes. As espécies de Metarhizium são frequentemente isoladas do solo de regiões tropicais e temperadas por todo o mundo. Muitos isolados deste fungo vêm sendo estudados como agente de controle biológico de uma ampla variedade de espécies de artrópodes em diversos países, incluindo o Brasil (FERRON et al., 1991; ALVES, 1998). As duas espécies mais conhecidas do gênero Metarhizium são: M. anisopliae (METSCHNIKKOFF, 1879; SOROKIN, 1883) e M. flavoviridae (GAMS; ROZSYPAL, 1973). Metarhizium album (ROMBACH et al., 1987) e M. frigidum (BISCHOFF et al., 2006) também são espécies reconhecidas.

Diversos estudos demonstraram grande variabilidade genotípica entre isolados de M. anisopliae, e sugeriram que esta espécie era possivelmente um agregado de espécies (BIDOCHKA et al., 2005; FERNANDES et al., 2010). Recentemente, um amplo estudo filogenético determinou que M. anisopliae é um complexo constituído de sete espécies: M. majus, M. guizhouense, M. brunneum, M. pingshaense, M. robertsii, M. anisopliae e M. lepidiotae (BISCHOFF et al., 2009). Os isolados de M. anisopliae s.l., cujas espécies ainda não foram confirmadas/identificadas de acordo com BISCHOFF et al. (2009), devem ser considerados pertencentes ao complexo M. anisopliae s.l. e por isso devem ser considerados como senso latu (s.l.).


74

Além da variação genotípica observada entre os isolados do complexo M. anisopliae, variações morfológicas e fisiológicas também já foram relatadas (LOMER et al., 2001; FERNANDES et al., 2010). Em função destas variações, diferentes níveis de virulência têm sido detectados entre isolados de M. anisopliae para muitas espécies de artrópodes, inclusive carrapatos (ALVES, 1998; FERNANDES et al., 2004; FERNANDES; BITTENCOURT, 2008; QUINELATO et al., 2012).

A virulência do fungo entomopatogênico está relacionada com seu processo de infecção, que tem sido o tema de intensas pesquisas desenvolvidas com o objetivo de caracterizar os fatores de virulência que facilitam o processo de infecção e a especificidade por hospedeiro, uma das mais importantes vantagens do controle biológico (SCHRANK; VAINSTEIN, 2010). O mecanismo de penetração desses fungos entomopatogênicos ocorre via tegumento através de processos químicos (como digestão enzimática) e processos físicos, por pressão mecânica (SCHRANK; VAINSTEIN, 2010). Essa via de penetração foi comprovada por Bittencourt et al.(1995), uma vez que a infecção do fungo M. anisopliae não foi evidenciada, por técnicas histológicas, nas cavidades naturais do carrapato R. microplus. Todas as etapas envolvidas no processo de penetração dos fungos sobre carrapatos podem ser observadas na figura 1.

Bittencourt et al. (1999) descreveram pela primeira vez o mecanismo de infecção do isolado 959 de M. anisopliae em fêmeas ingurgitadas de R. microplus. A primeira etapa do processo de penetração é a adesão, que ocorre através da participação de enzimas secretadas por conídios. Uma destas enzimas é uma ecto-fosfatase, cuja função principal seria a liberação de energia, pois, neste estágio o fungo ainda não é totalmente ativo metabolicamente (MANNERS, 1966). Quando esta proteína é inibida ocorre uma menor adesão conidial (CONSENTINO-GOMES et al., 2013). A gliceraldeído-3-fosfato desidrogenase (GAPDH) também está relacionada com o processo de adesão dos conídios à superfície do hospedeiro, pois sua inibição também diminui consideravelmente a adesão conidial (BROETTO et al., 2010). As adesinas também são proteínas importantes, como por exemplo, a MAD 1 (Metarhizium adesin-like protein) (BARELLI et al., 2011) e as hidrofobinas (FANG et al., 2007). Outras enzimas como esterases e lipases também participam do processo de adesão devido à composição estrutural da epicutícula dos artrópodes, que é formada basicamente por lipídios (BEYS-DA-SILVA et al., 2009). Estas enzimas hidrolisam componentes do tegumento do hospedeiro que promovem alterações na topologia da cutícula, liberando nutrientes que favorecerão a germinação do fungo.

Após a etapa de adesão na cutícula do hospedeiro, o conídio inicia o processo


75

de germinação, dependente de fatores externos, como umidade, temperatura, pH, O2, nutrientes, podendo ainda ser afetada pela presença de substâncias químicas da superfície do artrópode e pela microbiota saprofítica (ARRUDA, 2005). Em condições ideais ocorre a germinação, que é caracterizada pela formação de uma estrutura denominada tubo germinativo, que posteriormente sofre alterações morfológicas na extremidade posterior, formando uma estrutura dilatada conhecida por apressório (estrutura especializada de penetração). Nessa etapa ocorre migração de conteúdo citoplasmático, como mitocôndrias e ribossomos para o apressório, promovendo alta atividade metabólica (ZACHARUK, 1970). Além disso, há também um acúmulo de açúcares responsáveis pela liberação de energia e pela pressão osmótica no processo de penetração (WANG; ST LEGER, 2007).

Figura 1. Etapas do mecanismo de penetração envolvidas no processo de infecção de Metarhizium

anisopliae no hospedeiro–alvo Rhipicephalus microplus. (BEYS-DA-SILVA, 2009).

Posteriormente forma-se uma saliência na parte inferior do apressório denominada grampo de penetração; esta estrutura é afilada e fica em contato com a cutícula dando início ao processo de penetração (CLARKSON; CHARNLEY, 1996). Essa fase de penetração envolve um processo físico, no qual há pressão mecânica da hifa terminal


76

através do apressório e grampo de penetração, e um processo químico, referente à produção de enzimas hidrolíticas tais como quitinases, proteases e lipases (CLARKSON; CHARNLEY, 1996). A composição complexa da cutícula do hospedeiro requer a ação sinérgica de diferentes enzimas para degradar seus principais constituintes (proteínas, quitina e lipídeos) e permitir a penetração da hifa (Figura 1) (BEYS-DA-SILVA et al., 2013; LUBECK et al., 2008).

Após transpor a cutícula, há um espessamento das hifas e a formação de blastosporos responsáveis pela nutrição do fungo com a degradação das fontes de carbono da hemolinfa dos hospedeiros (BEYS-DA-SILVA, 2009). No interior da hemocele, o fungo se multiplica, provocando a morte do hospedeiro, geralmente dentro de três a dez dias após a infecção. Além de se multiplicarem no interior da hemocele e nos tecidos moles, os fungos produzem metabólitos secundários como ácidos graxos e toxinas ciclodepsipeptídicas, conhecidas como destruxinas, que intensificam o processo patogênico (WANG et al., 2004). Existem cinco tipos de destruxina (A, B, C, D e E) além de outras 38 variantes (HU et al., 2004). As destruxinas de fungos entomopatogênicos têm sido exaustivamente pesquisadas e caracterizadas como importantes fatores de virulência que aceleram a morte dos artrópodes infectados (SCHRANK; VAINSTEIN, 2010), causando danos ao sistema muscular e aos túbulos de Malpighi, afetando a excreção e causando paralisia tetânica em seus hospedeiros (PAL et al., 2007). As destruxinas induzem o influxo de cálcio e fosforilação intracelular de proteínas dentro das células de lepidópteros após sua ligação na membrana das proteínas receptoras (DUMAS et al., 1996). Os isolados de Metarhizium que produzem maior quantidade de destruxina tendem a ser os mais virulentos (SREE et al., 2008).

A morte do hospedeiro infectado com fungos entomopatogênicos ocorre em um período de três a 10 dias em função da perda de água, privação de nutrientes, danos mecânicos e ação de toxinas. Sob condições favoráveis, o fungo esporula extensivamente sobre o cadáver do hospedeiro para facilitar novas infecções na população de hospedeiros e assim continuar seu ciclo (Figura 1) (CHANDLER et al., 2000).

Uma das desvantagens da utilização destes agentes de controle microbiano é a sua susceptibilidade aos fatores ambientais como umidade, calor e radiação ultravioleta que diminuem consideravelmente sua eficácia contra os hospedeiros (RANGEL et al., 2004; HUANG; FENG, 2009; MENT et al., 2010). No entanto, a seleção de isolados mais tolerantes e o desenvolvimento de formulações fúngicas podem aumentar a viabilidade dos conídios, permitindo sua utilização a campo (FARGUES et al., 1996). Quando o óleo


77

mineral ou vegetal é adicionado às suspensões conidiais, a adesão dos conídios à superfície do artrópode é aumentada, protegendo o fungo das condições ambientais desfavoráveis (ALVES, 1998). A utilização in vitro de formulação de fungos entomopatogênicos mostrou ser um importante fator no aumento da eficiência dos isolados fúngicos no controle de carrapatos (KAAYA; HASSAN, 2000; MARANGA et al., 2005; POLAR et al., 2005b; LOPES, et al., 2007; LEEMON; JONSSON, 2008; ÁNGEL-SAHAGÚN et al., 2010; ANGELO et al., 2010; KAAYA et al., 2011; PENG; XIA, 2011; CAMARGO et al., 2012; CAMARGO et al., 2014).

A necessidade de métodos não-químicos para controlar pestes como ácaros e carrapatos tende a aumentar no futuro, devido à preocupação acerca da segurança e sustentabilidade dos pesticidas químicos (CHANDLER et al., 2000). Maiores informações sobre as doenças que afetam os carrapatos, sua susceptibilidade aos entomopatógenos e o funcionamento do seu sistema imune são necessárias para a aplicação eficaz do controle biológico (MONTEIRO et al., 2003).

Fungos entomopatogênicos e sua virulência para carrapatos

A utilização de fungos entomopatogênicos para o controle de insetos na agricultura já é uma realidade. Atualmente existem produtos à base destes agentes disponíveis no mercado nacional para o controle de cigarrinha da cana-de-açúcar (Mahanarva fimbriolata) e das pastagens (Deois flavopicta) tais como Metarril ® WP E9, Boveril® WP PL63, Vertirril (Koppert Biological Systems®) desenvolvidos a partir de conídios de M. anisopliae, B. bassiana e Trichoderma harzianum, respectivamente. Tais produtos estão disponíveis em diversas apresentações, inclusive sob formulação oleosa, que protege o conídio da radiação UV, conferindo estabilidade para sua utilização a campo. No entanto, sua utilização para o controle a campo de carrapatos ainda está sendo estudada.

Muitos estudos descrevem a eficácia dos fungos entomopatogênicos para o controle in vitro de diferentes espécies de carrapatos no mundo (GINDIN et al., 2002; KIRKLAND et al., 2004; PRETTE et al., 2005; HOMBOSTEL, 2005; REIS et al., 2008; FERNANDES; BITTENCOURT, 2008; HEDIMBI et al., 2008; POLAR et al., 2008; KAAYA et al., 2011; FERNANDES et al., 2012; QUINELATO et al., 2012). A tabela 1 resume os estudos realizados com esses biocontroladores para diferentes fases de desenvolvimento do carrapato R. microplus, enquanto a tabela 2 demonstra os trabalhos realizados com a espécie A. cajennense, sendo a maioria destes estudos realizado sob a liderança da


78

professora Dra. Vânia R. E. P. Bittencourt, na Universidade Federal Rural do Rio de Janeiro localizada em Seropédica, RJ, Brasil. O número de estudos realizados com A. cajennense é pequeno quando comparado com R. microplus, provavelmente pela dificuldade de manter, em laboratório, a colônia dessa espécie de carrapato, que exige três hospedeiros para completar seu ciclo de desenvolvimento.

Tabela 1. Estudos utilizando suspensões conidiais aquosas de fungos entomopatogênicos no controle in vitro de diferentes fases de desenvolvimento do carrapato Rhipicephalus microplus

Fungos entomopatogênicos Ovos Larvas Fêmeas ingurgitadas

Autores

Metarhizium anisopliae s.l. X X Bittencourt et al. (1994a)Metarhizium anisopliae s.l. X X Bittencourt et al. (1994b)Beauveria bassiana X X Bittencourt et al. (1996)Beauveria bassiana X Bittencourt et al. (1997a,b)Metarhizium anisopliae Bittencourt et al. (1999a)Metarhizium anisopliae X Frazzon et al. (2000)Beauveria bassiana X X X Paião et al. (2001)Metarhizium anisopliae var.acridume Metarhizium anisopliae var.anisopliae

X X Onofre et al. (2001)

Beauveria bassiana X X Fernandes et al. (2003)Metarhizium anisopliae X X Fernandes et al. (2004)Metarhizium anisopliae, Simplicillium lamellicolae Isaria farinosa

X X X Pollar et al. (2005a,c)

Metarhizium anisopliae

Beauveria bassiana

Beauveria bassiana

Beauveria bassiana

Beauveria bassiana


Metarhizium anisopliae e Beauveria bassiana

Nomuraea rileyi

Isaria farinosa, Isaria fumosorosea, Purpureocillium lilacinum


Beauveria bassiana

X

X

X

X

X

X

X

X

X

X

X

X

X

X

X

X

X

Leemon; Jonsson (2008)

Barci et al. (2009)

Posadas; Lecuona, (2009)

Campos et al. (2010)

Fernandes et al. (2011)

Ojeda-Chi et al. (2010)

Perinotto et al. (2012a)

Perinotto et al.(2012b)

Angelo et al. (2012)

Quinelato et al. (2012)

Sun et al.(2013)


79

Tabela 2. Estudos utilizando suspensões conidiais aquosas de fungos entomopatogênicos no controle in vitro de diferentes fases de desenvolvimento do carrapato Amblyomma cajennense

Fungos entomopatogênicos

Ovos Larvas Ninfas não-alimentadas

Ninfas Alimentadas

Adultos

Autores

Beauveria bassiana X X Souza et al. (1999)

Metarhizium anisopliae X X Souza et al. (1999)

Beauveria bassiana X X X Reis et al. (2001)

Metarhizium anisopliaeMetarhizium anisopliae e Beauveria bassianaMetarhizium anisopliae, Beauveria bassiana e Purpureocillium lilacinum

XX

X X

X

Reis et al. (2001)Lopes et al. (2007)

D’Alessandro et al. (2012)

Devido à interferência negativa de fatores bióticos e abióticos sobre a virulência e patogenicidade de entomopatógenos utilizados no controle microbiano de artrópodes, a formulação dos conídios adquire grande importância. Segundo Alves (1998), formular um entomopatógeno consiste em acrescentar a ele substâncias que irão melhorar seu desempenho no campo, facilitar seu manuseio e aplicação e, principalmente, permitir o armazenamento sob condições nas quais se minimize os custos, com perda mínima da qualidade do produto. Várias substâncias vêm sendo utilizadas como adjuvantes em formulações de biopesticidas, entre estas podem ser enfatizadas os óleos minerais e vegetais, que promovem maior adesão dos conídios à superfície dos artrópodes e propiciam maior proteção à radiação ultravioleta (SOUZA, 2003). Outras vantagens da utilização de formulações de micoinseticidas em base oleosa são: menor dose letal requerida, menor efeito evaporativo sobre o produto aplicado, propriedades quitinofílicas incrementando a adesão e infectividade, e maior período de armazenamento do produto formulado quando comparado às suspensões aquosas (PRIOR et al., 1988).

A tabela 3 demonstra os estudos existentes na literatura que utilizam formulações conidiais oleosas para o controle de R. microplus. O uso de óleos minerais ou vegetais em formulações de entomopatógenos representa uma vertente crescente entre as pesquisas atuais que estão sendo desenvolvidas por nosso grupo de pesquisa (ANGELO et al., 2010; CAMARGO et al., 2012; PERINOTTO et al., 2012c). Os resultados desses trabalhos podem ser observados na figura 2.


80

Tabela 3. Estudos utilizando conídios de fungos entomopatogênicos formulados em óleo para o controle de Rhipicephalus microplus

Fungos entomopatogênicos Descrição do estudo Autores

Metarhizium anisopliae s.l. Utilização de formulação oleosa (óleo de coco) para o controle in vitro de R. microplus.

Pollar et al. (2005b)

Metarhizium anisopliae s.l. Utilização de formulação oleosa (óleo vegetal) para o controle in vitro de R. microplus.

Leemon; Jonsson (2008)

Lecanicillium lecanii Utilização de formulação oleosa (óleo mineral) para o controle in vitro de R. microplus.

Angelo et al. (2010)

Metarhizium anisopliae s.l. Utilização de diferentes concentra-ções de óleo mineral para o controle in vitro de R. microplus.

Camargo et al. (2012)

Boveril® Avaliação da eficácia de uma formu-lação comercializada para controle de insetos, a base de Beauveria bas-siana para o controle in vitro de R. microplus

Perinotto et al. (2012c)

Metarhizium anisopliae s.l. Avaliação da eficácia in vitro de uma for-mulação oleosa (óleo mineral) para o con-trole de R. microplus

Marciano et al (2013)

Angelo et al. (2010) formularam conídios de L. lecanii em óleo mineral e obtiveram um percentual de controle de fêmeas ingurgitadas de R. microplus de quase 98%. Neste bioensaio, após a morte de 97,8% das fêmeas (Figura 2A) e a completa colonização do seu interior, os conídios foram exteriorizados e seu crescimento sobre a cutícula do carrapato pôde ser observado 10 dias após a infecção (Figura 3). A formulação oleosa deste entomopatógeno impediu a eclosão das larvas quando ovos foram tratados (Figura 3B) e a conidiogênese foi observada sobre a superfície dos ovos. Além disso, a formulação causou mortalidade de 100% das larvas não alimentadas (Figura 2C).

A B C

Figura 2. Dados obtidos a partir da utilização de fungos entomopatogênicos formulados em óleo para o controle de fêmeas ingurgitadas (A), ovos (B) e larvas não alimentadas (C) de Rhipicephalus microplus. Resultados extraídos dos trabalhos de Angelo et al., (2010), Camargo et al., (2012) e Perinotto et al., (2012c).


81

Figura 3. Fêmeas ingurgitadas de Rhipicephalus microplus. (A) Realização de postura viável de uma fêmea pertencente ao grupo controle; (B) Exteriorização e crescimento de Lecanicillium

lecanii 10 dias após a infecção com formulação oleosa. Angelo et al., 2010.

No trabalho realizado por Camargo et al., (2012) três diferentes concentrações de óleo mineral foram testadas utilizando o isolado Ma 959 de M. anisopliae. O percentual de controle de fêmeas de R. microplus, com 15% de óleo mineral, foi de 93,69% (Figura 2A). A exteriorização dos conídios sobre a cutícula do cadáver de fêmeas ingurgitadas pode ser observada na figura 4. O percentual de eclosão de ovos tratados com a maior concentração (20% de óleo mineral) foi de 0,94% (Figura 2B). O percentual de mortalidade das larvas foi observado a cada cinco dias, e o máximo de mortalidade (100%) foi alcançado no décimo dia após o tratamento (Figura 2C), com as três concentrações testadas.

Os conídios de fungos entomopatogênicos, quando formulados em óleo mineral, impedem a eclosão das larvas quando os ovos são tratados, o que futuramente pode ser utilizado para o controle a campo da fase não parasitária de carrapatos. O crescimento do isolado CG 148 de M. anisopliae sobre a superfície dos ovos pode ser acompanhado na figura 5 (Fotos cedidas por PERINOTTO, 2012). Na figura 5A pode-se observar ovos de R. microplus antes do tratamento com a formulação conidial, sendo estes de aspecto brilhoso e embrionado, ou seja, ovos viáveis. Na figura 5B já podemos observar o crescimento do fungo sobre a superfície de ovos, os quais já se encontram com aspecto encarquilhado e inviável. Na figura 5C o crescimento micelial do fungo encontra-se sobre toda a superfície dos ovos enquanto na figura 5D a conidiogênese já é observada, ou seja, visualizamos os conídios de coloração verde sobre os ovos.

Perinotto et al., (2012c) testaram uma formulação comercializada para insetos – Boveril WP® sob a apresentação de Pó Molhável sobre as diferentes fases de


82

desenvolvimento de R. microplus (Figura 2). Os conídios do produto foram formulados em óleo mineral e testados em duas concentrações (0,5% e 10% de óleo mineral) nas três fases de desenvolvimento de R. microplus. Foi observado um percentual de controle de fêmeas ingurgitadas de 63,9%. A formulação oleosa de Boveril WP® impediu completamente a eclosão das larvas, quando ovos foram submetidos ao tratamento e o percentual de mortalidade das larvas foi de 97,1%.

Figura 4. Fêmeas ingurgitadas de Rhipicephalus microplus tratadas com Metarhizium anisopliae. A: quarto dia após tratamento com suspensão aquosa; B: terceiro dia após tratamento com formulação contendo 10% de óleo mineral; C: terceiro dia após tratamento com formulação contendo 15% de óleo mineral; D: terceiro dia após tratamento com formulação contendo 20% de óleo mineral. Camargo et al. (2012)

A B

C D


83

Figura 5. Crescimento micelial do isolado CG148 de Metarhizium anisopliae formulado em óleo mineral sobre a superfície de ovos de Rhipicephalus microplus. (A) ovos viáveis antes do tratamento; (B) crescimento sobre a superfície de ovos inviabilizando-os; (C) completo crescimento micelial; (D) início da conidiogênese (Fotos cedidas por Perinotto, 2012).

Todos os trabalhos desenvolvidos por nosso grupo de pesquisa demonstram que a formulação oleosa aumenta a virulência dos fungos entomopatogênicos e pode ser considerada uma alternativa promissora para concretizarmos sua utilização no controle de carrapatos a campo.Recentemente, um trabalho realizado por nosso grupo de pesquisa investigou o efeito de Metarril SP Organic (Koppert Biological Systems), um produto a base de M. anisopliae, acrescido de 10% de óleo mineral sobre o carrapato R. microplus, em teste de estábulo (CAMARGO et al., 2014). Os resultados demonstraram uma eficácia média de 47,74% utilizando um único tratamento dos animais. Para calcular essa eficácia do produto, foi utilizada a fórmula preconizada pelo MAPA (Portaria n° 48 de 12 de maio de 1997 para produção, controle e emprego de antiparasitários químicos de uso veterinário), uma vez que não existe legislação para a elaboração, utilização e comercialização de produtos biológicos a base de fungos para o controle de carrapatos. Desta forma, deve-se levar em consideração que um produto biológico a base de fungo entomopatogênico que

A B

C D


84

foi capaz de reduzir quase metade da população de R. microplus pode ser considerado promissor, podendo ser utilizado em programas de manejo integrado do carrapato. Camargo (2014) investigou a eficácia deste mesmo produto biológico, formulado em óleo mineral, sobre R. microplus em teste a campo. A eficácia média da formulação oleosa de Metarril SP Organic foi de 75,09%, tendo sido realizados 2 tratamentos nos animais, com intervalo de 3 dias entre as aplicações. Desta forma, devemos levar em consideração a importância da formulação de fungos entomopatogênicos como uma ferramenta para garantir sua eficácia em condições ambientais bem como a elaboração de um protocolo ideal para utilização de biocontroladores no controle estratégico a campo do carrapato R. microplus. Poucos estudos vêm sendo desenvolvidos visando a aplicação dos fungos entomopatogênicos para o controle a campo de carrapatos, principalmente para o controle sobre os animais. A tabela 4 resume os estudos já realizados para o controle de R. microplus.

A formulação em que os conídios são aplicados é de fundamental importância para a eficácia do controle obtido com os compostos a base de fungos entomopatogênicos, pois atua na manutenção da viabilidade, virulência e eficácia do microorganismo a nível de campo, promovendo maior adesão dos conídios à superfície dos artrópodes e propiciando maior proteção contra as condições ambientas adversas. Muitas informações sobre formulações de fungos utilizados para o controle de carrapatos podem ser obtidas a partir de trabalhos com controle de pragas da agricultura, porém, muitos estudos são necessários para o desenvolvimento de formulações satisfatórias para o controle de carrapatos (SAMISH et al., 2004), principalmente para o controle a campo deste parasito.


85

Tabela 4. Estudos utilizando fungos entomopatogênicos no controle in vivo do carrapato Rhipicephalus microplus

Fungos entomopatogênicos

Descrição do estudo Autores

Metarhizium anisopliae Utilização de suspensão conidial para o controle de R. microplus em teste de estábulo.

Utilização de suspensão conidial para o controle R. microplus em teste de estábulo.

Utilização de suspensão conidial para o controle de R. microplus em teste a campo.

Utilização de suspensão conidial para o controle de larvas na pastagem de Brachiaria decumbens.

Suspensão conidial para o controle de larvas em pastagens de Cynodon spp. e Brachiaria brizantha infestadas com fêmeas ingurgitadas.

Os conídios foram embebidos durante 24 horas e semanalmente pulverizados nos animais a campo.

Utilização de suspensão conidial para o controle R. microplus em teste de estábulo.

Utilização de suspensão conidial pulverizadas sobre os animais a campo a cada 15 dias.

Associação da suspensão conidial com deltametrina em teste de estábulo utilizando população de carrapato resistente a deltametrina.

Utilização de formulações oleosas aplicadas sobre os animais em teste de estábulo.

Utilização de formulação para o controle de larvas de R. microplus em pastagens de Cynodon plectostachyus.

Utilização de suspensão conidial no pasto para o controle de carrapatos em animais mantidos neste pasto infestado.

Utilização de uma formulação oleosa de um produto comercial (Metarril SP Organic) para o controle de R. microplus em teste de estábulo.

Castro et al. (1997)

Metarhizium anisopliae Corrêia et al. (1998)

Metarhizium anisopliae Bittencourt et al. (1999b)










Metarril SP Organic®

Bittencourt et al. (2003)

Basso et al. (2005)

Polar et al. (2005c)

Bahiense et al. (2007)

Alonso-Diaz et al. (2007)

Bahiense et al. (2008)

Leemon et al. (2008)

Ángel-Sahagún et al. (2010)

Garcia et al. (2011)

Camargo et al.


86

REFERÊNCIAS

ALONSO-DIAZ, M.A.; GARCIA, L.; GALINDO-VELASCO, E.; LEZAMA-GUTIERREZ, R.; ANGEL- SAHAGUN, C.A.; RODRIGUEZ-VIVAS, R.I.; FRAGOSO-SANCHEZ, H. Evaluation of Metarhizium anisopliae (Hyphomycetes) for the control of Boophilus microplus (Acari: Ixodidae) on naturally infested cattle in the mexican tropics. Veterinary Parasitology, v.147, p.336–340, 2007.

ALVES, S.B. Fungos entomopatogênicos. In: ALVES, S.B. (Ed.), Controle microbiano de insetos. FEALQ: Piracicaba, 1998. p.289–382.

ÁNGEL-SAHAGÚN, C.A.; LEZAMA-GUTIÉRREZB. R.; MOLINA-OCHOAB. J.; PESCADOR-RUBIOC, A.; SKODAH, S.R.; CRUZ-VÁZQUEZD, C.; LORENZONI, A.G.; GALINDO-VELASCOF, E.; FRAGOSO-SÁNCHEZG, H.; FOSTER, J.E., Virulence of Mexican isolates of entomopathogenic fungi (Hypocreales: Clavicipitaceae) upon Rhipicephalus = Boophilus microplus (Acari: Ixodidae) larvae and the efficacy of conidia formulations to reduce larval tick density under field conditions. Veterinary Parasitology, v.170, p.278-286, 2010.

ANGELO, I.C.; FERNANDES, E.K.K.; BAHIENSE, T.C.; PERINOTTO, W.M.S.; GOLO, P.S.; BITTENCOURT, V.R.E.P. Virulence of Isaria sp. and Purpureocillium lilacinum to Rhipicephalus microplus tick under laboratory conditions. Parasitology Research, v.111, p.1473–1480, 2012.

ANGELO, I.C.; FERNANDES, E.K.K.; BAHIENSE, T.C.; PERINOTTO, W.M.S.; MORAES, A.P.R.; TERRA, A.L.M.; BITTENCOURT, V.R.E.P. Efficiency of Lecanicillium lecanii to control the tick Rhipicephalus microplus. Veterinary Parasitology, v.172, p.317-322, 2010.

ARRUDA, W.; LÜBECK, I.; SCHRANK, A.; VAINSTEIN, M.H. Morphological alterationsof Metarhizium anisopliae during penetration of Boophilus microplus ticks. Experimental and Applied Acarology, v.37, p.231–244, 2005.

BAHIENSE, T.C.; FERNANDES, É.K.K.; ANGELO, I.C.; PERINOTTO, W.M.S.; BITTENCOURT, V.R.E.P. Evaluation of the biological control potential of Metarhizium anisopliae toward Boophilus microplus in pen trials. Brazilian Journal of Veterinary Parasitology, v.16, p.243–245, 2007.

BAHIENSE, T.C.; FERNANDES, É.K.K.; ANGELO, I.C.; PERINOTTO, W.M.S.; BITTENCOURT, V.R.E.P. Performance of Metarhizium anisopliae and its combination with deltamethrin against a pyrethroid-resistant strain of Boophilus microplus in astall test. Annals of the New York Academy of Sciences, v.1149, p.242– 245, 2008.

BARCI, L.A.G.; ALMEIDA, J.E.M.; NOGUEIRA, A.H.C.; ZAPPELINI, L.O.; PRADO, A.P. Seleção de isolados do fungo entomopatogênico Beauveria bassiana (Ascomycetes:


87

Clavicipitaceae) para o controle de Rhipicephalus (Boophilus) microplus (Acari: Ixodiade). Brazilian Journal of Veterinary Parasitology, v.18, p.7–13, 2009.

BARELLI, L.; PADILLA-GUERREIRO, I.E.; BIDOCHKA, M.J. Differential expression of insect and plant specific adhesin genes, Mad1 and Mad2, in Metarhizium robertsii. Fungal Biology, v. 115, p. 1174-1185, 2011.

BARROS, T.A.M.; EVANS, D.E. Ação de gramíneas forrageiras em larvas infectantes do carrapato dos bovinos Boophilus microplus. Pesquisa Veterinária Brasileira, v.9, p.17-21, 1989.

BARROS-BATTESTI, D.M.; ARZUA, M.; BECHARA, G.H. Carrapatos de Importância Médico-Veterinária da Região Neotropical: Um guia ilustrado para identificação de espécies. São Paulo: VOX/ICTTD-3/BUTANTAN, 2006. v.14. 223p.

BASSO, L.M.D.; MONTEIRO, A.C.; BELO, M.A.D.; SOARES, V.E.; GARCIA, M.V.; MOCHI, D.A. Control of Boophilus microplus larvae by Metarhizium anisopliae in artificially infested pastures. Pesquisa Agropecuária Brasileira, v.40, p.595–600, 2005.

BEYS-DA-SILVA, W.O. O complexo lipolítico de Metarhizium anisopliae e sua relação com o processo de infecção de hospedeiros artrópodes. 2009. 165p. (Tese de Doutorado). Universidade Federal do Rio Grande do Sul, Porto Alegre, 2009.

BIDOCHKA, M.J.; SMALL, C.L.; SPIRONELLO, M. Recombination within sympatric cryptic species of the insect pathogenic fungus Metarhizium anisopliae. Environmental Microbiology, v.7, p.1361-1368, 2005.

BISCHOFF, J.F.; REHNER, S.A.; HUMBER, R.A. A multilocus phylogeny of the Metarhizium anisopliae lineage. Mycologia, v.101, p.512-530, 2009.

BITTENCOURT, V.R.E.P.; MASSARD, C.L.; LIMA, A.F. Ação do fungo Metarhizium anisopliae sobre a fase não parasitária do ciclo biológico de Boophilus microplus. Revista Universidade Rural. Série Ciências da Vida, v.16, p.49–55, 1994a.

BITTENCOURT, V.R.E.P.; MASSARD, C.L.; LIMA, A.F. Ação do fungo Metarhizium anisopliae em ovos e larvas do carrapato Boophilus microplus. Revista Universidade Rural. Série Ciências da Vida, v.16, p.41–47, 1994b.

BITTENCOURT, V.R.E.P.; MASSARD, C.L.; LIMA, A.F. Dinâmica da infecção do carrapato Boophilus microplus pelo fungo Metarhizium anisopliae. Revista Universidade Rural. Série Ciências da Vida, v.17, p.83–88, 1995.

BITTENCOURT, V.R.E.P.; PERALVA, S.L.F.S.; VIEGAS, E.C.; ALVES, S.B. Avaliação dos efeitos do contato de Beauveria bassiana (Bals.) Vuill. com ovos e larvas de Boophilus microplus. Revista Brasileira de Parasitologia Veterinária, v.5, p.81–84, 1996.

BITTENCOURT, V.R.E.P.; PERALVA, S.L.F.S.; SOUZA, E.J. Ação de dois isolados do


88

fungo entomopatogênico Beauveria bassiana sobre algumas características biológicas de fêmeas ingurgitadas de Boophilus microplus em laboratório. Revista Universidade Rural. Série Ciências da Vida, V.19, p.65–71, 1997a.

BITTENCOURT, V.R.E.P.; SOUZA, E.J.; PERALVA, S.L.F.S.; MASCARENHAS, A.G.; ALVES, S.B. Avaliação da eficácia in vitro de dois isolados do fungo entomopatogênico Beauveria bassiana (Bals.) Vuill. em fêmeas ingurgitadas de Boophilus microplus (Canestrini, 1887) (Acari: Ixodidae). Revista Brasileira de Parasitologia Veterinária, v.6, p.49–52, 1997b.

BITTENCOURT, V.R.E.P.; MASCARENHAS, A.G.; FACCINI, J.L.H. Mecanismo de infecção do fungo Metarhizium anisopliae no carrapato Boophilus microplus em condições experimentais. Ciência Rural, v.29, p.351–354, 1999a.

BITTENCOURT, V.R.E.P.; SOUZA, E.J.; PERALVA, S.L.F.S.; REIS, R.C.S. Eficácia do fungo Metarhizium anisopliae (Metschnikoff, 1879) Sorokin, 1883 em teste de campo com bovinos infestados por carrapato Boophilus microplus (Canestrini,1887) (Acari: Ixodidae). Revista Brasileira de Medicina Veterinária, v.21,p.78–82, 1999b.

BITTENCOURT, V.R.E.P.; BAHIENSE, T.C.; FERNANDES, É.K.K.; SOUZA, E.J. Avaliação da ação in vitro de Metarhizium anisopliae (Metschnikoff, 1879) Sorokin, 1883 aplicado sobre Brachiaria decumbens infestada com larvas de Boophilus microplus (Canestrini, 1887) (Acari: Ixodidae). Brazilian Journal of Veterinary Parasitology, v.12, p.38–42, 2003.

BROETTO, L; DA SILVA, W.O.B.; BAILÃO, A.M.; DE ALMEIDA, S.C; VAINSTEIN, M.H.; SCHRANK, A. Glyceraldehyde-3-phosphate dehydrogenase of the entomopathogenic fungus Metarhizium anisopliae: cell-surface localization and role in host adhesion. FEMS Microbiology Letters, v.312, p.101–110, 2010.

CAMARGO, M.G.; GÔLO, P. S.; ANGELO, I.C.; PERINOTTO, W. M. S.; SA, F. A.; QUINELATO, S.; BITTENCOURT, V. R. E. P. Effect of oil-based formulations of acaripathogenic fungi to control Rhipicephalus microplus ticks under laboratory conditions. Veterinary Parasitology, v.188, p.140-147, 2012.

CAMARGO, M.G.; MARCIANO, A.F.; SÁ, F.A.; PERINOTTO, W.M.S.; QUINELATO, S.; GÔLO, P.S.; ANGELO, I.C.; PRATA, M.C.A.; BITTENCOURT, V.R.E.P. Commercial formulation of Metarhizium anisopliae for the control of Rhipicephalus microplus in a pen study. Veterinary Parasitology, v. 205, p. 271-276, 2014.

CAMPOS, R.A.; BOLDO, J.T.; PIMENTEL, I.C.; DALFOVO, V.; ARAÚJO, W.L.; AZEVEDO, J.L.; VAINSTEIN, M.H.; BARROS, N.M. Endophytic and entomopathogenic strains of Beauveria spp. to control the bovine tick Rhipicephalus (Boophilus) microplus.Genetics and Molecular Research, v.9, p.1421–1430, 2010.

CASTRO, A.B.A.; BITTENCOURT, V.R.E.P.; DAEMON, E.; VIEGAS, E.C. Eficácia do


89

fungo Metarhizium anisopliae sobre o carrapato Boophilus microplus em teste de estábulo. Revista Universidade Rural. Série Ciências da Vida, v.19, p.73–82, 1997.

CHANDLER, D.; DAVIDSON, G.; PELL, J.K.; BALL, B.V.; SHAW, K.; SUNDERLAND, K.D. Fungal biocontrol of Acari. Biocontrol Science and Technology, v.10, p.357–384, 2000.

CLARKSON, J.M.; CHARNLEY, A.K. New insights into mechanisms of fungal pathogenesis in insects. Trends Microbiology, v.4, n.5, p.197-203, 1996.

CORREIA, A.D.B.; FIORIN, A.C.; MONTEIRO, A.C.; VERÍSSIMO, C.J. Effects of Metarhizium anisopliae on the tick Boophilus microplus (Acari : Ixodidae) in stabled cattle. Journal of Invertebrate Pathology, v.71, p.189–191, 1998.

COSENTINO-GOMES, D.; ROCCO-MACHADO, N.; SANTI, L.; BROETTO, L.; VAINSTEIN, M.H.; MEYER-FERNANDES, J.R.; SCHRANK, A.; BEYS DA SILVA, W.O. Inhibition of Ecto-Phosphatase Activity in Conidia Reduces Adhesion and Virulence of Metarhizium anisopliae on the Host Insect Dysdercus peruvianus. Current Microbiology. v. 66, p.1-8, 2013.

DUMAS, C.; MATHA, V.; QUIOT, J.M.; VEY, A. Effects of destruxins, cyclic depsipeptide mycotoxins, on calcium balance and phosphorylation of intracellular proteins in lepidopteran cell lines. Comparative Biochemistry and Physiology – Part C: Toxicology and Pharmacology, v.114, p.213–219, 1996.

FANG, W.; PEI, Y.; BIDOCHKA, M.J. A regulator of a G protein signaling (RGS) gene, cag8, from the insect-pathogenic fungus Metarhizium anisopliae is involved in conidiation, virulence and hydrophobin synthesis. Microbiology, v.153, p.1017-1025, 2007.

FARGUES, J.F.; ROBERT, P.H. Effects of passaging through scarabeid hosts onvirulence and host specificity of two strains of the entomopathogenic hyphomycete Metarhizium anisopliae. Canadian Journal of Microbiology, v.29, p.576–583, 1983.

FARGUES, J.F.; GOETTEL, M.S.; SMITS, N.; OUEDRAOGO, A.; VIDAL, C.; LACEY, L.A.; LOMER, C.J.; ROUGIER, M. Variability in susceptibility to simulated sunlight of conidia among isolates of entomopathogenic Hyphomycetes. Mycopathologia, v.135, p.171–181, 1996.

FARIA, M.R.; WRAIGHT, S.P. Mycoinsecticides and mycoacaricides: Acomprehensive list with worldwide coverage and international classification of formulation types. Biological Control, v.43, p.237–256, 2007.

FERNANDES, É.K.K.; BITTENCOURT, V.R.E.P. Entomopathogenic fungi against south American tick species. Experimental and Applied Acarology, v.46, p.71–93, 2008.

FERNANDES, E.K.K.; BITTENCOURT, V.R.E.P.; ROBERTS, D.W. Perpectives on the potential of entomopathogenic fungi in biological control of ticks. Experimental Parasitology. v.130, p.300-305, 2012.


90

FERNANDES, E.K.K.; COSTA, G.L.; MORAES, A.M.L.; BITTENCOURT, V.R.E.P. Entomopathogenic potential of Metarhizium anisopliae isolated from engorged females and tested in eggs and larvae of Boophilus microplus. Journal of Basic Microbiology, v.44, p.270-274, 2004.

FERNANDES, E.K.K.; KEYSER, C.A.; CHONG, J.P.; RANGEL, D.E.N.; MILLER, M.P.; ROBERTS, D.W. Characterization of Metarhizium species and varieties based on molecular analysis, heat tolerance and cold activity. Journal of Applied Microbiology, v.108, p.115–128, 2010.

FERNANDES, E.K.K.; COSTA, G.L.; SOUZA,E.J.; MORAES, A.M.L.; BITTENCOURT, V.R.E.P. Beauveria bassiana isolated from engorged females and tested against eggs and larvae of Boophilus microplus. Journal of Basic Microbiology, v.43, p.393–398, 2003.

FERNANDES, É.K.K.; ANGELO, I.C.; RANGEL, D.E.N.; BAHIENSE, T.C.; MORAES, Á.M.L.; ROBERTS, D.W.; BITTENCOURT, V.R.E.P. An intensive search for promising fungal biological control agents of ticks, particularly Rhipicephalus microplus.Veterinary Parasitology, v.182, p.307–318, 2011.

FERRON, P.; FARGUES, J.; RIBA, G. Fungi as microbial insecticides against pests. In: Adora D.K., Ajello L. e Mujerjii K.G. Handbook of Applied Mycology. New York: Marcel Dekker, 1991.

FRAZZON, A.P.G.; JUNIOR, I.S.V.; MASUDA, A.; SCHRANK, A.; VAINSTEIN, M.H. In vitro assessment of Metarhizium anisopliae isolates to control the cattle tick Boophilus microplus. Veterinary Parasitology, v.94, p.117–125, 2000.

FURLONG, J. Controle do carrapato dos bovinos na região Sudeste do Brasil. Caderno Técnico da Escola Veterinária UFMG, n.8, p.49-61, 1993.

FURLONG, J.; MARTINS, J.R.S.; PRATA, M.C.A. Controle estratégico do carrapato dos bovinos. A Hora Veterinária, ano 23, n.137, 2004.

GAMS, W.; ROZSYPAL, J. Metarhizium flavoviride n. sp. isolated from insects and from soil. Acta Botanica Neerlandica, v.2, p.518–521, 1973.

GARCIA, M.V.; MONTEIRO, A.C.; SZABÓ, M.P.J.; MOCHI, D.A.; SIMI, L.D.; CARVALHO, W.M.; TSURUTA, S.A.; BARBOSA, A.C. Effect of Metarhizium anisopliae fungus on off-host Rhipicephalus (Boophilus) microplus from tick-infested pasture under cattle grazing in Brazil. Veterinary Parasitology, v.181, p.267-273, 2011.

GONZALES, J. C. O controle do carrapato dos bovinos. Porto Alegre: Sulina, 1975. 103p.

GONZALES, J.C. O carrapato do boi: vida, resistência e controle. São Paulo: Mestre Jou, 1974. 101p.


91

GONZÁLES, J.C. O carrapato dos bovinos Boophilus microplus (Can. 1887) (Revisão histórica e conceitual). A Hora Veterinária, ano 21, n.125, p.23-28, 2002.

GRISI, L.; LEITE, R.C.; MARTINS, J.R.S.; BARROS, A.T.M; ANDREOTTI, R; CANÇADO, P.H.D; LEÓN5; JAIRO BARROS PEREIRA, A.A.P.; VILLELA, H.S. Reassessment of the potential economic impact of cattle parasites in Brazil. Brazilian Journal of Veterinary Parasitology, v. 23, n. 2, p. 150-156, 2014.

GUIMARÃES, A.M.; LIMA, J.D.; RIBEIRO, M.F.B. Sporogony and experimental transmission of Babesia equi by Boophilus microplus. Parasitology Research, v.84, p.323-327, 1998.

HAWKSWORTH, D.L.; KIRK, P.M.; SUTTON, B.C.; PEGLER, D.N. (Ainsworth and Bisby’s) Dictionary of the Fungi, 8thed. Wallingford, UK: CAB International: ,1995.616p.

HEDIMBI, M,; KAAYA, G.P.; SINGH, S.; CHIMWAMUROMBE, P.M.; GINDIN, G.; GLAZER, I.; SAMISH,M. Protection of Metarhizium anisopliae conidia from ultra-violet radiation and their pathogenicity to Rhipicephalus evertsi evertsi ticks. Experimental and Applied Acarology, v.46, p.149–156, 2008.

HEUCHERT, C.M.; DE, G.V.JR.; DE ATHAIDE, D.F.; BOSE, R.; FRIEDHOFF, K.T. Seroepidemiologic studies on Babesia equi and Babesia caballi infections in Brazil. Veterinary Parasitology, v.85, p.1-11, 1999.

HOMBOSTEL, V.L. Effectiveness of Metarhizium anisopliae (Deuteromycetes) against Ixodes scapularis (Acari: Ixodidae) engorging on Peromyscus leucopus. Veterinary Parasitology, v.147, p.336–340, 2005.

HU, Q.; REN, S. Review of destruxins of Metarhizium anisopliae Sorokin. Chinese Journal of Biological Control, v.20, p.234–242, 2004.

HUANG, B.F.; FENG, M.G. Comparative tolerances of various isolates to UV-B irradiation with a description of a modelingmethod to assess lethal dose. Mycopathologia, v.168, p.145–152, 2009.

KAAYA, G.P.; HASSAN, S. Entomogenous fungi as promising biopesticides fortick control. Experimental and Applied Acarology, v.24, p.913–926, 2000.

KAAYA, G.P.; SAMISH, M.; HEDIMBI, M.; GINDIN, G.; GLAZER, I. Control of tick populations by spraying Metarhizium anisopliae conidia on cattle under field conditions. Experimental of Applied Acarology, v.55, p.273–281, 2011.

KERBER, C. E.; LABRUNA, M.B.; FERREIRA, F.; DE WAAL, D.T.; KNOWLES, D.P.; GENNARI, S.M. Prevalence of equine Piroplasmosis and its association with tick infestation in the State of São Paulo, Brazil. Revista Brasileira de Parasitologia Veterinária, v. 18, n. 4, p. 1-8, 2009.

KIRKLAND, B.H.; WESTWOOD, G.S.; KEYHANI, N.O. Pathogenicity of entomopathogenic


92

fungi Beauveria bassiana and Metarhizium anisopliae to Ixodidae tick species Dermacentor variabilis, Rhipicephalus sanguineus, and Ixodes scapularis. Journal of Medical Entomology, v.41, p.705–711, 2004.

LABRUNA, M.B. Aspectos da biologia e epidemiologia dos carrapatos de eqüinos no Estado de São Paulo. São Paulo: Universidade de São Paulo, 2000.

LABRUNA, M.B. Ecology of Rickettsia in South America. Annals of the New York Academy of Sciences, v.1166, p.156-166, 2009.

LEEMON, D.M.; JONSSON, N.N. Laboratory studies on Australian isolates of Metarhizium anisopliae as a biopesticide for the cattle tick Boophilus microplus. Journal of Invertebrate Pathology, v.97, p.40–49, 2008.

LEEMON, D.M.; TURNER, L.B.; JONSSON, N.N. Pen studies on the control of cattle tick (Rhipicephalus(Boophilus) microplus) with Metarhizium anisopliae (Sorokin). Veterinary Parasitology, v.156, p.248–260, 2008.

LOMER, C.J.; BATEMAN, R.P.; JOHNSON, D.L.; LANGEWALD, J.; THOMAS, M. Biological control of locusts and grasshoppers. Annual Review of Entomology, v.46, p.667–702, 2001.

LOPES, R.B.; ALVES, S.B.; PADULLA, L.F.L.; PÉREZ, C.A. Eficiência de formulações de Beauveria bassiana and Metarhizium anisopliae para o controle de ninfas de Amblyomma cajennense (FABRICIUS, 1787). Revista Brasileira de Parasitologia Veterinária, v.16, p.27–31, 2007.

LUBECK, I.; ARRUDA, W.; SOUZA, B.K.; STANISÇUASKI, F.; CARLINI, C.R.; SCHRANK, A.; VAINSTEIN, M.H. Evaluation of Metarhizium anisopliae strains as potential biocontrol agents of the tick Rhipicephalus (Boophilus) microplus and the cotton stainer Dysdercus peruvianus. Fungal Ecology, v.1, p.78-88, 2008.

MANNERS, J.G. Assessment of germination. In: MADELIN, M.F. The fungus spore. London: Butterworth & Co, 1966. p.165–173.

MARANGA, R.O.; KAAYA, G.P.; MUEKE, J.M.; HASSANALI, A. Efects of combining the fungi Beauveria bassiana and Metarhizium anisopliae on the mortality of the tick Amblyomma variegatum (ixodidae) in relation to seasonal changes. Mycopathologia, v.159, p.527-532, 2005.

MARCIANO, A.F.; FIOROTTI, J.P.; SOUZA, L.A.; CAMARGO, M.G.; PERINOTTO, W.M.S.;ANGELO, I.C.; GOLO, P.S.;SÁ, F.; COUTINHO-RODRIGUES, C.J.B.; QUINELATO, S. BITTENCOURT, V.R.E.P. Eficiência in vitro de uma formulação comercial de Metarhizium anisopliae sensu lato no controle de Rhipicephalus microplus. Revista Brasileira de Medicina Veterinária, v.35, p.28-34, 2013. Suplemento, 2.

MENT, D.; GINDIN, G.; GLAZER, I.; PERL, S.; ELAD, D.; SAMISH, M. The effect


93

of temperature and relative humidity on the formation of Metarhizium anisopliae chlamydospores in tick eggs. Fungal Biol, v.114, p.49-56, 2010.

METSCHNIKOFF, E. Maladies des hannetons ble. Zapiski imperatorskogo obshchestua sel’ska. Khozyaistra Yuzhnoi Rossii, p.17–50, 1879.

MONTEIRO, S.G.; BAHIENSE, T.C.; BITTENCOURT, V.R.E.P. Action of the fungus Beauveria bassiana (Balsamo) Vuillemin, 1912 on the parasitic phase of the tick Anocentor nitens (Neumann, 1897) Schulze, 1937 (Acari: Ixodidae). Ciência Rural, v.33, p.559–563, 2003.

OJEDA-CHI, M.M.; RODRIGUEZ-VIVAS, R.I.; GALINDO-VELASCO, E.; LEZAMA-GUTIERREZ, R. Laboratory and field evaluation of Metarhizium anisopliae (Deuteromycotina: Hyphomycetes) for the control of Rhipicephalus microplus(Acari: Ixodidae) in the Mexican tropics. Veterinary Parasitology,v.170, p.348–354, 2010.

ONOFRE, S.B.; MINIUK, C.M.; BARROS,N.M.; AZEVEDO, J.L. Pathogenicity of four strains of entomopathogenic fungi against the bovine tick Boophilus microplus. AJVR, v.62, p.1478–1480, 2001.

PAIÃO, J.C.V.; MONTEIRO, A.C.; KRONKA, S.N. Susceptibility of the cattle tick Boophilus microplus (Acari: Ixodidae) to isolates of the fungus Beauveria bassiana. World J Microbiol Biotechnol, v.17, p.245–251, 2001.

PAL, S.; ST LEGER, R.J.; WU, L.P. Fungal peptide destruxin A plays a specific role in suppressing the innate immune response in Drosophila melanogaster. Journal of Biological Chemistry, v.282, p.8969-8977, 2007.

PENNA, V.M. Boophilus microplus: A resistência genética do hospedeiro como forma de controle. Cadernos Técnicos da Escola de Veterinária da UFMG, v.4, p.3-65, 1990.

PENG, G.; XIA, Y. The mechanism of the mycoinsecticide diluent on the efficacy of the oil formulation of insecticidal fungus. Biocontrol, v.56, p.893–902, 2011.

PERINOTTO, W. M. S.; ANGELO, I. C.; GOLO, P. S.; QUINELATO, S. B.; CAMARGO, M. G.; SA, F. A.; BITTENCOURT, V. R. E. P. Susceptibility of different populations of ticks to entomopathogenic fungi. Experimental Parasitology, v.130, p.257- 260, 2012a.

PERINOTTO, W. M. S.; TERRA, A.L.M.; ANGELO, I.C.; FERNANDES, E.K.K.; GOLO, P.S.; CAMARGO, M.G.; BITTENCOURT, V.R.E.P. Nomuraea rileyi as biological control agents of Rhipicephalus microplus tick. Parasitology Research, v.111, p.1743-1748, 2012b.

PERINOTTO, W.M.S.;ANGELO, I.C.; GÔLO, P.S.; CAMARGO, M.G.; SÁ, F.A.; MONTEIRO, C.M.O.; COUTINHO-RODRIGUES, C.J.B.;QUINELATO, S.; MARCIANO, A.F.;BITTENCOURT, V.R.E.P. Eficiência da formulação comercial de Beauveria bassiana


94

no controle de Rhipicephalus microplus em condições laboratoriais. Revista Brasileira de Medicina Veterinária, v.34, p.95-101, 2012c. Suplemento, 1.

POLAR, P.; KAIRO, M.T.K.; MOORE, D.; PEGRAM, R.; JOHN, S.A. Comparison of water, oils and emulsifiable adjuvant oils as formulating agents for Metarhizium anisopliae for use in control of Boophilus microplus. Mycopathologia, v.160, p.151–157, 2005a.

POLAR, P.; DE MURO, M.A.; KAIRO, M.T.K.; MOORE, D.; PEGRAM, R.; JOHN, S.A.; ROACH-BENN, C. Thermal characteristics of Metarhizium anisopliae isolates important for the development of biological pesticides for the control of cattle ticks. Veterinary Parasitology, v.134, p.159–167, 2005c.

POLAR, P.; KAIRO, M.T.K.; PETERKIN, D.; MOORE, D.; PEGRAM, R.; JOHN, S. Assessment of fungal isolates for development of a myco-acaricide for tickcontrol. Vector-Borne and Zoonotic Diseases, v.5, p.276–284, 2005b.

POLAR, P.; MOORE, D.; KAIRO, M.T.K.; RAMSUBHAG, A. Topically applied mycoacaricides for the control of cattle ticks: overcoming the challenges. Experimental and Applied Acarology, v.46, p.119–148, 2008.

POSADAS, J.B.; LECUONA, R.E. Selection of native isolates of Beauveria bassiana (Ascomycetes: Clavicipitaceae) for the microbial control of Rhipicephalus (Boophilus) microplus (Acari: Ixodidae). Journal of Medical Entomology, v.46, p.284–291, 2009.

PRETTE, N.; MONTEIRO, A.C.; GARCIA, M.V.; SOARES, V.E. Patogenicidade de isolados de Beauveria bassiana para ovos, larvas e ninfas ingurgitadas de Rhipicephalus sanguineus. Ciência Rural, v.35, p.855–861, 2005.

PRIOR, C.; JOLLANDS, P.; LE PATOUREL, G. Infectivity of oil and water formulation of Beauveria bassiana (Deuteromycotina: Hyphomycetes) to the cocoa weevil pest Pantorhytes plutus (Coleoptera: Curculionidae). Journal of Invertebrate Pathology, v.52, p. 66–72, 1988.

QUINELATO, S.; GOLO, P.S.; PERINOTTO, W.M.S.; SÁ, F.A., CAMARGO, M.G.; ANGELO, I.C.; MORAES, A.M.; BITTENCOURT, V.R.E.P. Virulence potencial of Metarhizium anisopliae isolates on Rhipicephalus (Boophilus) microplus larvae. Veterinary Parasitology, v.194, p.556-565, 2012.

RANGEL, D.E.N.; BRAGA, G.U.L.; FLINT, S.D.; ANDERSON, A.J.; ROBERTS, D.W. Variations in UV-B tolerance and germination speed of Metarhizium anisopliae conidia produced on insects and artificial substrates. Journal of Invertebrate Pathology, v.87, p.77–83, 2004.

REIS, R.C.S.; FERNANDES, E.K.K.; BITTENCOURT, V.R.E.P. Effect of fungal formulations on viability of engorged females of Rhipicephalus sanguineus. Annals of the New York Academy of Sciences, v.1149, p.239-241, 2008.

ROMBACH, M.C.; HUMBER, R.A.; EVANS, H.C. Metarhizium album a fungal pathogen


95

of leaf and plant hoppers of rice. Transactions of the British Mycological Society, v.37, p.37–45, 1987.

SAMISH, M.; REHACEK, J. Pathogens and predators of ticks and their potential in biological control. Annual Review of Entomology, v.44, p. 159-182, 1999

SAMISH, M.; GINSBERG, H.; GLAZER, I. Biological control of ticks. Parasitology, v.129, p.389–413, 2004.

SCHRANK, A.; VAINSTEIN, M.H. Metarhizium anisopliae enzymes and toxins. Toxicon, v.56, p.1267-1274, 2010.

SOUZA, E.J.; REIS, R.C.S.; BITTENCOURT, V.R.E.P. Evaluation of in vitro effect of the fungi Beauveria bassiana and Metarhizium anisopliae on eggs and larvae of Amblyomma cajennense. Revista Brasileira de Parasitologia Veterinária, v.8, p.127–131, 1999.

SREE, K.S.; PADMAJA, V.; MURTHY, Y.L. Insecticidal activity of destruxin, a mycotoxin from Metarhizium anisopliae (Hypocreales), against Spodoptera litura (Lepidoptera: Noctuidae) larval stages. Pest Management Science, v.64, p.119-125, 2008.

SUN, M.; REN, Q.; GUAN, G.; LI, Y.; HAN, X.; MA, C.; YIN, H.; LUO, J. Effectiveness of Beauveria bassiana sensu lato strains for biological control against Rhipicephalus (Boophilus) microplus (Acari: Ixodidae) in China. Parasitology International, v.62, p.412–415, 2013.

THOMAS, M.B.; READ, A.F. Fungal bioinsecticide with a sting. Nature Biotechnology, v.25, p.1367-1368, 2007.

WANG, C.; SKROBEK, A.; BUTT, T.M. Investigations on the destruxin production of the entomopathogenic fungus Metarhizium anisopliae. Journal of Invertebrate Pathology, v.85, n.3, p.168-174, 2004.

WANG, C.; ST LEGER, R.J. The MAD1 adhesin of Metarhizium anisopliae links adhesion with blastospore production and virulence to insects, and the MAD2 adhesin enables attachment to plants. Eukaryotic Cell, v. 6, p. 808-816, 2007.

WHARTON, R.H. Acaricide resistance and cattle tick control. Australian Veterinary Journal, v.43, p.394-399, 1967.

WHARTON, R.H. Ticks with special emphasis on Boophilus microplus. In: PAL, R.; WHARTON, R.H. (ed.).Control of arthropods of medical and veterinary importance. London:. Plenum Press, 1974.

ZACHARUK, R.Y. Fine structure of the fungus Metarhizium anisopliae infecting three species of larval Elateridae (Coleoptera): II. Conidial germ tubes and appressoria. Journal of Invertebrate Pathology. v.15, p.81-91, 1970.

http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=%22Wang C%22%5BAuthor%5D

http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=%22Skrobek A%22%5BAuthor%5D

http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=%22Butt TM%22%5BAuthor%5D


96

CONTROLE BIOLÓGICO DO CARRAPATO NA PASTAGEM: SITUAÇÃO ATUAL E PERSPECTIVAS

Dinalva Alves Mochi*,1, Antonio Carlos Monteiro1

1Departamento de Produção Vegetal, Laboratório de Microbiologia. Universidade Estadual Paulista, Faculdade de Ciências Agrárias e Veterinárias, UNESP, Jaboticabal,

SP. *[email protected]

Riphicephalus microplus (Acari: Ixodidae) é um carrapato que tem a espécie bovina como seu hospedeiro preferencial. O controle deste ectoparasita é, indiscutivelmente, necessário, e o tratamento sanitário de rebanhos é realizado durante a fase parasitária com carrapaticidas sintéticos, que podem acarretar inúmeros problemas. Uma das alternativas promissoras e de grande interesse para a pecuária é o controle biológico com a utilização de fungos e nematóides entomopatogênicos.

A atividade patogênica de fungos para R. microplus já foi amplamente investigada em estudos in vitro, onde a ação dos fungos Metarhizium anisopliae e Beauveria bassiana para as diversas fases do ciclo de vida do carrapato ficou plenamente caracterizada (BITTENCOURT et al. 1994; MONTEIRO et al. 1998; PAIÃO et al. 2001; POLLAR et al. 2005a; FERNANDES et al. 2011; SUN et al. 2013).

Alguns estudos realizados in vivo versaram sobre a aplicação de fungo em bovinos (CORRÊIA et al. 1998; ALONSO-DÍAZ et al. 2007) e outros para o controle da fase parasitária do carrapato nas pastagens (BITTENCOURT et al. 2003; BASSO et al. 2005), através de ensaios de curta duração realizados em canteiros. Apesar de alguns resultados promissores obtidos nestes estudos, as condições necessárias para o uso de fungos no controle de R. microplus em condições de campo não tinham até então sido abordadas.

Em 2011 foi publicado um artigo pioneiro em condições de campo (GARCIA et al. 2011), no qual foi avaliado por nove meses a aplicação de M. anisopliae, não formulado, em pastagem de Brachiaria decumbens, naturalmente infestada por R. microplus, submetida ao pastejo por bovinos. Avaliou-se nesse experimento a infestação de fêmeas do carrapato nos bovinos e de larvas na gramínea, além da persistência do fungo no solo da pastagem e na gramínea. Tal investigação é importante se considerarmos que 95% dos carrapatos são usualmente encontrados nas pastagens e apenas 5% se encontram nos bovinos (CAMPOS PEREIRA; LABRUNA 2008). Contudo, os resultados promissores obtidos em condições de laboratório e em escala piloto no campo não se confirmaram,

mailto:[email protected]


97

pois ao final do trabalho não foi obtido o desejado controle. Embora os resultados não tenham sido os esperados, mostraram que vários aspectos relevantes relacionados com a aplicação do fungo em condições de campo, como o uso de produtos formulados, precisam ser investigados.

Neste sentido, com a intenção de obter melhores resultados no controle do carrapato do boi com a utilização de fungos, foram desenvolvidos alguns estudos que fizeram uso de formulações de conídios em óleo (POLLAR et al. 2005b; ANGELO et al. 2010; CAMARGO et al. 2012), mas tais estudos foram também realizados in vitro.

O desenvolvimento de formulações de fungo se faz necessário e vai contribuir muito para o sucesso no controle de vários insetos e ácaros de importância econômica. O estudo das formulações de entomopatógenos tem avançado pouco no mundo, além disso, as descobertas nesta área são guardadas com grande segredo, sendo assim, a quantidade de informações disponíveis na literatura científica é bastante reduzida (BATISTA FILHO et al., 1998).

Uma formulação pode ser definida como um processo que se inicia com a produção do patógeno e segue com a adição de produtos que objetivem a manutenção da viabilidade e maior eficiência em atingir e atuar sobre o organismo alvo (ALMEIDA et al., 2008). Os estudos de formulação devem ainda, considerar os efeitos de vários fatores do ambiente como temperatura, umidade, radiação, etc, do inerte e a estabilidade do patógeno antes e depois que ele alcança o agroecossistema (BATISTA FILHO et al., 1992), uma vez que o desempenho destes entomopatógenos pode ser afetado por uma variedade de fatores ambientais (INGLIS, 2008).

Existem diversos tipos de formulações: concentrado emulsionável, suspensão concentrada, pó molhável, microencapsulado, pó seco, granulado, isca, etc. Vários surfactantes são necessários, também, para o bom desempenho de um produto formulado. No Brasil são poucas as pesquisas conduzidas relacionadas ao uso dos surfactantes. Estes produtos são classificados de acordo com suas principais propriedades em: espalhantes, molhantes ou umectantes, aderentes, emulsificantes e dispersantes.

Vários aspectos necessitam ser estudados para a obtenção de um controle satisfatório. Além do emprego de uma formulação adequada, deve-se também estudar a biologia, ou seja, o ciclo de vida do agente que se pretende controlar. Em relação ao micro-organismo, a concentração de conídios e o volume de suspensão são outros fatores importantes a serem averiguados, além de tecnologias de aplicação do fungo, intervalos entre as aplicações e utilização de linhagens patogênicas para a fase do ciclo de vida


98

do carrapato a ser controlada e com rusticidade suficiente para resistir às intempéries ambientais, etc, são alguns dos assuntos que precisam ser conhecidos.

REFERÊNCIAS

ALONSO-DÍAZ, M. A.; GARCIA, L.; GALINDO-VELASCO, E.; LEZAMA-GUTIERREZ, R.; ANGEL-SAHAGÚN, C. A.; RODRÍGUEZ-VIVAS, R. I.; FRAGOSO-SÁNCHEZ, H. Evaluation of Metarhizium anisopliae (Hyphomycetes) for the control of Boophilus microplus (Acari: Ixodidae) on naturally infested cattle in the Mexican tropics. Veterinary Parasitology, v.147, p.336-340, 2007.

ALMEIDA, J. E. M.; BATISTA FILHO, A.; ALVES, S. B.; LEITE, G. L.; NEVES, P.M. J. O. 2008. Formulação de entomopatógenos na América Latina. In: ALVES, S. B.; LOPES, R. B. (Ed.), Controle Microbiano de Pragas na América Latina. Piracicaba: FEALQ, 2008. p.257-277.

ANGELO, I.C.; FERNANDES, E.K.K.; BAHIENSE, T.C.; PERINOTTO, W.M.S.; MORAES, A.P.R.; TERRA, A.L.M.; BITTENCOURT, V.R.E.P. Efficiency of Lecanicillium lecanii to control the tick Rhipicephalus microplus. Veterinary Parasitology, v.172, p. 317-322, 2010.

BASSO, L.M.D.; MONTEIRO, A.C.; BELO, M.A.D.; Soares, V.E.; GARCIA, M.V.; MOCHI, D.A. Control of Boophilus microplus larvae by Metarhizium anisopliae in artificially infested pastures. Pesquisa Agropecuária Brasileira, v.40, p.595–600, 2005.

BATISTA FILHO, A.; ALVES, S. B.; AUGUSTO N. T.; CRUZ, B. P. B. Persistência de duas formulações de Baculovirus anticarsia sobre folhas de soja, em condições de campo. Pesquisa Agropecuária Brasileira, Brasília, v.27, p.1005-1009, 1992.

BATISTA FILHO, A.; ALVES, S. B.; ALVES, L. F. A.; PEREIRA, R. M.; AUGUSTO, N. T. Formulação de entomopatógenos. In: ALVES, S. B. Controle microbiano de insetos. 2. ed. Piracicaba: FEALQ, 1998. p.917-965.

BITTENCOURT, V.R.E.P.; MASSARD, C.L.; LIMA, A.F. Ação do fungo Metarhizium anisopliae sobre a fase não parasitária do ciclo biológico de Boophilus microplus. Revista Universidade Rural, v.16, p.49–55, 1994.

BITTENCOURT, V.R.E.P.; BAHIENSE, T.C.; FERNANDES, É.K.K.; SOUZA, E.J. Avaliação da ação in vitro de Metarhizium anisopliae (Metschnikoff, 1879) Sorokin, 1883 aplicado sobre Brachiaria decumbens infestada com larvas de Boophilus microplus (Canestrini, 1887) (Acari: Ixodidae). Brazilian Journal of Veterinary Parasitology, v.12, p.38–42, 2003.

CAMARGO, M.G.; GÔLO, P. S.; ANGELO, I.C.; PERINOTTO, W. M. S.; SA, F. A.; QUINELATO, S.; BITTENCOURT, V. R. E. P. Effect of oil-based formulations of


99

acaripathogenic fungi to control Rhipicephalus microplus ticks under laboratory conditions. Veterinary Parasitology, v.188, p.140-147, 2012.

CAMPOS PEREIRA, M.; LABRUNA, M.B. Rhipicephalus (Boophilus) microplus. Chapter 3. In: CAMPOS PEREIRA, M., LABRUNA, M.B., SZABÓ, M.P.J., KLAFKE, G.M. (Eds.), Rhipicephalus (Boophilus) microplus: biologia, controle e resistência. Medicina Veterinária, São Paulo, 2008.169p.

CORREIA, A.D.B.; FIORIN, A.C.; MONTEIRO, A.C.; VERÍSSIMO, C.J. Effects of Metarhizium anisopliae on the tick Boophilus microplus (Acari : Ixodidae) in stabled cattle. Journal of Invertebrate Pathology, v.71 p.189–191, 1998.

FERNANDES, É.K.K.; ANGELO, I.C.; RANGEL, D.E.N.; BAHIENSE, T.C.; MORAES, Á.M.L.; ROBERTS, D.W.; BITTENCOURT, V.R.E.P. An intensive search for promising fungal biological control agents of ticks, particularly Rhipicephalus microplus. Veterinary Parasitology, v.182, p.307–318, 2011.

GARCIA, M.V.; MONTEIRO, A.C.; SZABÓ, M.P.J.; MOCHI, D.A.; SIMI, L.D.; CARVALHO, W.M.; TSURUTA, S.A.; BARBOSA, A.C. Effect of Metarhizium anisopliae fungus on off-host Rhipicephalus (Boophilus) microplus from tick-infested pasture under cattle grazing in Brazil. Veterinary Parasitology, v.181, p.267-273, 2011.

INGLIS, G. D.; DUKE, G. M.; GOETTEL, M. S.; KABALUK, J. T. Genetic diversity of Metarhizium anisopliae var. anisopliae in southwestern British Columbia. Journal of Invertebrate Pathology, v.98, p.101-113, 2008.

MONTEIRO, A. C., FIORIN, A. C., CORREIA, A. do C. B. Pathogenicity of isolates of Metarhizium anisopliae (Metsch.) Sorokin towards the cattle tick Boophilus microplus (Can.) (Acari: Ixodidae) under laboratory conditions. Revista de Microbiologia, v.29, p.109-112, 1998.

PAIÃO, J.C.V.; MONTEIRO, A.C.; KRONKA, S.N. Susceptibility of the cattle tick Boophilus microplus (Acari: Ixodidae) to isolates of the fungus Beauveria bassiana. World J Microbiol Biotechnol, v.17, p.245–251, 2001.

POLAR, P.; DE MURO, M.A.; KAIRO, M.T.K.; MOORE, D.; PEGRAM, R.; JOHN, S.A.; ROACH-BENN, C. Thermal characteristics of Metarhizium anisopliae isolates important for the development of biological pesticides for the control of cattle ticks. Veterinary Parasitology, v.134, p.159–167, 2005a.

POLAR, P.; KAIRO, M.T.K.; PETERKIN, D.; MOORE, D.; PEGRAM, R.; JOHN, S. Assessment of fungal isolates for development of a myco-acaricide for tick control. Vector-Borne and Zoonotic Diseases, v.5, p.284, 2005b.

SUN, M.; REN, Q.; GUAN, G.; LI, Y.; HAN, X.; MA, C.; YIN, H.; LUO, J. Effectiveness of Beauveria bassiana sensu lato strains for biological control against Rhipicephalus (Boophilus) microplus (Acari: Ixodidae) in China. Parasitology International, v.62, p.412–415, 2013.

http://www.sciencedirect.com/science?_ob=ArticleURL&_udi=B6WJV-4R9JV1H-1&_user=10&_coverDate=05%2F31%2F2008&_rdoc=16&_fmt=high&_orig=browse&_srch=doc-info(%23toc%236888%232008%23999019998%23687378%23FLA%23display%23Volume)&_cdi=6888&_sort=d&_docanchor=&_ct=19&_acct=C000050221&_version=1&_urlVersion=0&_userid=10&md5=11c72d49b75722f1b51e56b76dd5b556

http://www.sciencedirect.com/science?_ob=ArticleURL&_udi=B6WJV-4R9JV1H-1&_user=10&_coverDate=05%2F31%2F2008&_rdoc=16&_fmt=high&_orig=browse&_srch=doc-info(%23toc%236888%232008%23999019998%23687378%23FLA%23display%23Volume)&_cdi=6888&_sort=d&_docanchor=&_ct=19&_acct=C000050221&_version=1&_urlVersion=0&_userid=10&md5=11c72d49b75722f1b51e56b76dd5b556


100

ADUBAÇÃO COM UREIA EM PASTEJO ROTACIONADO E SEU EFEITO NO CONTROLE DO RHIPICEPHALUS (BOOPHILUS) MICROPLUS

Rebeca Passos Bispos Wanderley1*; Antônio Cândido de Cerqueira Leite Ribeiro2; Daniel Sobreira Rodrigues3; Romário Cerqueira Leite1.

1DMVP, Escola de Veterinária/UFMG, Belo Horizonte, MG; 2Embrapa Gado de Leite/CEJHB, Coronel Pacheco – MG; 3Fazenda Experimental Santa Rita/EPAMIG.

*E-mail: [email protected]

RESUMO

Reportou-se dados de um ano de observação dos efeitos da adubação nitrogenada com ureia sobre a infestação pelo Rhipicephalus microplus em 20 vacas mestiças em lactação, mantidas sob sistema de pastejo rotacionado, com 1 dia de ocupação. Comparou-se dois sistemas de adubação: adubação nitrogenada com ureia ao final de cada ciclo de pastejo, e adubação de manutenção tradicional com sulfato de amônio (três aplicações distribuídas durante o período das águas). Os animais foram submetidos ao controle estratégico com a utilização de carrapaticidas e as avaliações das cargas parasitárias foram realizadas 14 e 21 dias após o tratamento. Os dados foram agrupados por sazonalidade, o que gerou quatro grupos analisados: G1: animais dos piquetes adubados com ureia no período das águas; G2: animais dos piquetes não adubados com ureia, no período das águas; G3: animais dos piquetes adubados com ureia no período da seca; G4: animais dos piquetes não adubados com ureia no período da seca. Ao analisar estatisticamente as contagens totais de carrapatos por grupo, concluiu-se que a adubação nitrogenada com ureia, ao final de cada ciclo do pastejo rotacionado, reduziu significativamente a carga parasitária nos animais, tanto na estação seca, como na estação das chuvas.

Palavras-chave: adubação nitrogenada; carrapato; controle; Rhipicephalus microplus; ureia.


101

FERTILIZATION WITH UREA IN ROTATIONAL GRAZING AND ITS EFFECTS ON RHIPICEPHALUS (BOOPHILUS) MICROPLUS CONTROL

ABSTRACT

Data from a year of observation of the effects of nitrogen fertilization with urea on the infestation of Rhipicephalus microplus in twenty lactating crossbred cows, kept on a rotational grazing system with one day of occupation. We compared two systems of fertilization: one undergoing nitrogen fertilization with urea after each grazing cycle, and other traditional maintenance fertilization with ammonium sulfate (three applications distributed in the rainy season. The animals were subjected to strategic control with the use of acaricide and parasite loads were acessed 14 and 21 days after the tick-bath. Data were grouped by seasonality, which led to four groups analized: G1: animals in paddocks fertilized with urea in the rainy season; G2: animals in paddocks not fertilized with urea in the rainy season; G3: animals in paddocks fertilized with urea in the dry season; G4: animals in paddocks not fertilized with urea in the dry season. Results of statistical analysis of total counts of ticks per group revealed that urea nitrogen fertilization after each grazing cycle significantly reduces tick load in animals maintained in rotational grazing system.

Keywords: nitrogen fertilization; tick; control; Rhipicephalus microplus; urea.

INTRODUÇÃO

Ao observar as mudanças dos sistemas de produção do setor leiteiro, nota-se que o sistema intensivo de produção de leite demanda pastagens mais produtivas, de maior capacidade de suporte e de animais com características genéticas de alta produtividade. Juntamente com o desenvolvimento tecnológico do setor, resultando em melhoria da produtividade, eleva-se a incidência de problemas sanitários; dentre os quais se insere o carrapato dos bovinos Rhipicephalus microplus. O sistema de produção intensiva pode proporcionar melhores condições de multiplicação, sobrevivência e desenvolvimento do R. microplus nas pastagens (LABRUNA e VERÍSSIMO, 2001; FURLONG, 1998; CORDOVÉS, 1997). Os fatores vegetação, lotação e condições climáticas influenciam a atividade do parasito, facilitando o desenvolvimento de sua fase de vida livre no ambiente.

Infestações por R. microplus são obstáculos na criação bovina brasileira, levando a perdas estimadas de 3,24 bilhões de dólares por ano (GRISI et al., 2014). Em bovinos


102

leiteiros calcula-se uma redução de 2,7% da produção de leite por período de lactação (RODRIGUES e LEITE, 2013). Com as perdas econômicas e a crescente preocupação com o uso incorreto das medidas de controle desses parasitos, novas pesquisas têm sido desenvolvidas com o objetivo de reduzir as perdas por eles causadas. Nesta linha de raciocínio, novas evidências foram observadas no âmbito científico. CUNHA et al. (2010), perceberam efeitos que reduziram a infestação de carrapato nos bovinos de leite manejados em pastagens submetidas à adubação nitrogenada com ureia. No passado já haviam sido registrados efeitos deletérios da ureia sobre alguns endoparasitas de equinos, bovinos, caprinos e caninos (PARNELL, 1935 E 1939; HOERLEIN, 1950; ABDUL QADIR, 1976). Embasado nesses registros, buscou-se introduzir uma nova abordagem de pesquisa que poderá ser utilizada no auxilio do controle de carrapatos quando em fase de vida livre. Enxergou-se ainda a possibilidade da agregação de valor à utilização da ureia, em que a parte considerada como perda de nitrogênio (N) - que pode variar de 30 a 70% sob condições diversas - passa a ser alternativa considerável no controle de uma parasitose causadora de perdas econômicas tão significativas (CANTARELLA, 1992; SANGOI et al., 2003; ROSA et al., 2005; DUARTE et al., 2007).

Isto posto, este estudo avaliou o efeito da adubação de piquetes com ureia após cada ciclo de pastejo, na infestação por R. microplus em bovinos leiteiros.

MATERIAL E MÉTODOS

O trabalho foi desenvolvido no Campo Experimental de Coronel Pacheco (CECP) da Embrapa Gado de Leite, localizado na Zona da Mata do Estado de Minas Gerais, município de Coronel Pacheco (21°35’16”S - 43°15’57”W), estando a área de execução do experimento a 419 m. O clima da região é tropical do tipo CwA (mesotérmico), segundo a classificação de Köppen. A precipitação média anual é de 1500 mm, com período chuvoso, quente e úmido de outubro a março e o período seco e frio nos meses de abril a setembro, quando só ocorre, aproximadamente, 13% da precipitação anual. A temperatura média é de 18°C nos meses mais frios e 22°C nos meses de verão (BOTREL et al., 2001). O experimento foi executado durante o período de um ano, de abril/09 a abril/2010, com 20 vacas mestiças holandês/zebu, divididas em dois grupos e mantidas em duas áreas de pastoreio rotacionado: uma adubada com ureia após cada ciclo de pastejo; e outra que recebeu uma adubação de manutenção tradicional com sulfato de amônio dividida em três aplicações no período das chuvas. Para execução do experimento utilizou-se uma área total de dois hectares (ha) formada com grama estrela (Cynodon plectostachyum) dividida em dois módulos de um hectare destinados ao pastejo rotacionado e 2.799 m2


103

destinados à área de arraçoamento no período da seca. Cada módulo foi dividido em 25 piquetes de 400 m2, por cerca eletrificada e cada piquete pastejado por 24 horas e com 24 dias de descanso. O piquete do grupo tratado com ureia, em seguida à retirada dos animais, recebeu uma adubação de 4,6 kg de ureia a lanço.

O controle de R. microplus baseou-se na metodologia de controle estratégico proposta por Domingues et al. (2008). A aplicação por aspersão do produto carrapaticida foi realizada, no grupo, sempre que a presença de pelo menos uma partenógina (fêmea semi-ingurgitada de tamanho ≥ a 3 mm) era observada. O comportamento epidemiológico do estágio de vida livre do carrapato R. microplus foi observado atentamente, e como descrito por autores como Gonzales (2003) e Furlong (1993), o controle estratégico perdurou por 120 dias, com início em abril de 2009 e estendendo-se até agosto de 2009. A carga parasitária dos grupos foi avaliada a cada 14 e 21 dias após o tratamento. Os dados coletados foram divididos e analisados de acordo com o período sazonal (período das águas e período da seca): G1, animais dos piquetes tratados com ureia no período das águas; G2, animais dos piquetes não adubados com ureia no período das águas; G3, animais dos piquetes com ureia no período da seca; e G4, animais dos piquetes não adubados com ureia no período da seca.

RESULTADOS E DISCUSSÃO

Ao analisar estatisticamente os dados, encontrou-se diferença significativa (p<0,05) entre as contagens médias dos carrapatos dos G1 e G2 (Tabela 1), revelando que a infestação dos piquetes adubados com ureia foi reduzida no período das águas, influenciada pela atuação do efeito tóxico da ureia sobre a população de vida livre de R. microplus. Duarte et al. (2007) descreveram o processo de volatilização da amônia. Por uma reação de hidrólise (N-NH4

+ + OH- (aquoso) → H2O + N-NH3 (gás)) a ureia libera amônia na atmosfera, este gás exerce um efeito deletério sob as teleóginas que encontram-se na pastagem. O efeito da adubação com ureia sobre a infestação de bovinos com R. microplus mostrou-se mais eficiente no período das águas, expressando a importante função da presença de umidade para que haja uma interferência na fase de vida livre do carrapato. O G3 também se revelou estatisticamente diferente de G1 e G2 (Tabela 1), mostrando que a menor umidade, no período seco, pode atuar diretamente na diminuição da ação tóxica da amônia sobre a teleóginas, favorecendo seu desenvolvimento e consequentemente aumentado a infestação da pastagem. A diferença observada entre G3 e G4 indica que mesmo a infestação de carrapatos sendo menor no período seco (inverno), a presença da ureia nos piquetes, provavelmente, interferiu negativamente na fase de vida livre de R.


104

microplus, diminuindo significativamente a carga parasitária dos animais neste tratamento (Tabela 1).

Tabela 1. Comparação dos resultados da contagem total de R. microplus de cada grupo: G1 (T1S1), G2 (T0S1), G3 (T1S0), G4 (T0S0), sendo T1 = adubação com ureia e T0 = adubação com sulfato de amônio e S1 = período das águas e S0 = período da seca. (Coronel Pacheco, 2010)

GruposN° carrapatos GRUPOS

(mediana ± desvio padrão)G1 120,00 ± 384,12 aG2 160,00 ± 989,40 bG3 86,00 ± 673,57 cG4 148,00 ± 721,43 ab

* Letras iguais na mesma coluna indicam que nãohouve diferença estatística (p>0,05) pelo teste Kruskal-Wallis.

A presença de umidade, interferindo na ação da ureia na fase de vida livre do R. microplus mostrada neste estudo, concorda com as observações de Cunha et al. (2008), que ao avaliar o efeito deletério da ureia sobre as fêmeas de R. microplus detectou uma redução de 85,97% de larvas na pastagem que recebeu ureia como fonte de nitrogênio (CUNHA et al; 2008). A necessidade da umidade para que haja o efeito deletério sobre o carrapato, também foi observada por Cunha et al. (2010) que observaram in vitro, este efeito sobre fêmeas ingurgitadas de R. microplus. Esta condição coincide com a descrição de Hoerlein (1950) que relata o efeito letal da ureia sobre o Ancylostoma caninum (Strongylidae: Ancylostomatidae) quando em presença de umidade.

Revelou-se neste estudo que a adubação nitrogenada com ureia é capaz de interferir diretamente na infestação parasitária de bovinos mantidos em um sistema intensivo de pastejo rotacionado, além disso, infere-se ainda que essa interferência estará sempre relacionada com a presença de umidade e com a intensidade da infestação do pasto utilizado. Estas evidências nos levam a considerar a importância da sazonalidade até mesmo no planejamento do auxílio proposto para o controle do R. microplus.

Órgãos de financiamentos: CNPq; MAPA


105

REFERÊNCIAS

ABDUL QADIR, A.N.M. Chemical control of the free-living stages of ruminant nematodes. Indian Veterinary Journal, v.53, p.855-858, 1976.

BOTREL, M.A.; FERREIRA, R.P.; ALVIM, M.J.; XAVIER, D.F. Cultivares de alfafa em área de influência da Mata Atlântica no Estado de Minas Gerais. Pesquisa Agropecuária Brasileira, Brasília, v. 36, n.11, p.1437-1442, 2001.

CORDOVÉS, C.O. Carrapato: controle ou erradicação. 2.ed. Guaíba: Agropecuária, 1997. 176p.

CUNHA, A.P.; BELO, A.C.P.P.; LEITE, R.C.; OLIVEIRA, P.R.; MARTINS, J.R.; RIBEIRO, A.C.L.; DOMINGUES, L.N.; FREITAS, C.M.V.; BASTIANETTO, E.; WANDERLEY, R.P.B.; ROSA, R.C.D. Efeito da adubação com ureia em pastagem, sobre Rhipicephalus (Boophilus) microplus (Acari: Ixodidae). Revista Brasileira de Parasitologia Veterinária, v.17, p.64-68, 2008. Suplemento,1.

CUNHA, A.P.; BELO, A.C.P.P.; DOMINGUES, L.N.; MARTINS, J.R.; OLIVEIRA, P.R.; FREITAS, C.M.V.; BASTIANETTO, E.; SILVA, M.X.; LEITE, R.C. Effect of urea on the cattle tick Rhipicephalus (Boophilus) microplus (ACARI: IXODIDAE). Veterinary Partasitology, v. 174, n. (3-4), p. 300-304, 2010.

ROS, C.O.; AITA, C.; GIACOMINI, S.J. Volatilização de amônia com aplicação de ureia na superfície do solo, no sistema plantio direto. Ciência Rural, v.35, n.4, p.799-805, 2005.

DOMINGUES, L.N.; CUNHA, A.P.; BELLO, A.C.P.P.; BASTIANETTO, E.; LEITE, R.C. Epidemiologia das principais parasitoses de bovinos no Brasil Central. Parte II: controle estratégico de parasitos. Revista Veterinária e Zootecnia em Minas Gerais, Ano XVII, n.97, p.27-37, 2008.

DUARTE, F. M.; POCOJESKI, E.; SILVA, L.S.; GRAUPE, F.A.; BRITZKE, D. Perdas de nitrogênio por volatilização de amônia com aplicação de ureia em solo de várzea com diferentes níveis de umidade. Ciência Rural, v.37, n.3, p.705-711, 2007.

CANTARELLA, H. Perdas de N por volatilização podem comprometer a adubação. Petrofértil Rural, v.13, n.1, p.1, 1992.

DUARTE, F.M.; POCOJESKI, E.; SILVA, L.S.; GRAUPE, D.B. Perdas de nitrogênio por volatilização de amônia com aplicação de ureia em solo de várzea com diferentes níveis de umidade. Ciência Rural, v.37, n.3, p.705-711, 2007.

FURLONG, J. Controle do carrapato dos bovinos na região sudeste do Brasil. Caderno Técnico da Escola de veterinária UFMG, n.8, p.49-61, 1993.


106

FURLONG. J. Carrapato dos bovinos: conheça bem para controlar melhor. Juiz de Fora, MG: EMBRAPA-CNPGL, 1998. 21p. (Circular Técnica, 46).

GRISI, L.; LEITE, R.C.; MARTINS, J.R.; BARROS, A.T.M.; ANDREOTTI, R.; CANÇADO, P.H.D.; LEÓN, A.A.P.; PEREIRA, J.B.; VILLELA, H.S. Reassessment of the potential economic impact of cattle parasites in Brazil. Braz. J. Vet. Parasitology, v.23, n.2, p.150-156, abr.-jun. 2014.

GONZALES, J.C. O controle do carrapato do boi. 3.ed. Passo Fundo: UPF, 2003, 129p.

HOERLEIN, B.F. The evaluation of various chemical agents in the treatment of sou infected with larvae of the dog hookwom (Ancylostoma caninum). The North American Veterinarian, v.31, p.253-262, 1950.

LABRUNA, M.B.; VERÍSSIMO, C.J. Observações sobre a infestação por Boophilus microplus (Acari: Ixodidae) em bovinos mantidos em rotação de pastagem, sob alta densidade animal. Arquivo do Instituto de Biológico, v.68, n.2, p.115-120, 2001.

PARNELL, I.W. Chemical Control of Bursate Nematodes. Canadian Journal of Comparative Medicine, v.3, n.3, p.84–87, 1939.

PARNELL, I.W. On the control of the free-living larvae of bursate nematodes of domestic animals. Tropical Agriculture, v.12, n.5, p.111-113, 1935.

RODRIGUES, D.S.; LEITE, R.C. Impacto econômico de Rhipicephalus (Boophilus) microplus: estimativa de redução de produção de leite. Arquivo Brasileiro Medicina Veterinária e Zootecnia, v.65, n.5, p.1570-1572, 2013.

SANGOI, L.; ERNANI, P.R.; LECH, V.A.; RAMPAZZO, C. Volatilização de N-NH3 em decorrência da forma de aplicação da ureia, manejo de resíduos e tipo de solo, em laboratório. Ciência Rural, v.33, n.4, p.687-692, 2003.

VIANNA, L.F.G.; BITTENCOURT, A.J.; BATISTA, K.M.; BATISTA, L.B. Dinâmica sazonal da fase parasitária de Boophilus microplus (ACARI: IXODIDAE) na Baixada Fluminense, Estado do Rio de Janeiro. Revista Cientifica da Universidade de Barra Mansa, v.3, n.6, p.28-32, 2001.

Patrocínio Apoio

2. ed. rev. e ampl.irritans e verminoses. controle de carrapatos nas pastagens, nova odessa, 2015 1...

Documents