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Tardivo M. – Dissertação de Mestrado

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1.1. PESTICIDAS

A capacidade atual dos países desenvolvidos em produzir e colher grandes

quantidades de alimentos em áreas relativamente pequenas, com participação reduzida de

trabalho humano tem sido possível graças ao uso de pesticidas.

Os pesticidas são substâncias que podem matar diretamente um organismo

indesejável ou controlá-lo de alguma maneira. Todos os pesticidas químicos apresentam em

comum propriedade de bloquear processos metabólicos vitais nos organismos para os quais

são tóxicos [1,2].

Atualmente, o maior emprego dos pesticidas dá-se nas plantações de algodão, milho

e soja; e em grande parte das residências, encontra-se pelo menos um pesticida sintético [1].

As categorias de pesticidas são apresentadas na Tabela 1.

Tabela 1. Tipos de pesticidas mais usados e respectivos organismos-alvo [1]. Tipo de pesticida Organismo-alvo

Acaricida Ácaros Algicida Algas Avicida Pássaros

Bactericida Bactérias Desinfetante Microorganismos

Fungicida Fungos Herbicida Plantas Inseticida Insetos Larvicida Larvas de insetos

Molusquicida Caracóis, lesmas Nematicida Nematóide Piscicida Peixes Raticida Roedores

As três categorias mais produzidas (fungicidas, herbicidas e inseticidas),

representam em conjunto uma quantidade que se estima em torno de bilhões de

quilogramas usados na América do Norte. Nos Estados Unidos, metade do consumo

envolve a agricultura [1,2].

Laboratório de Química Ambiental IQSC-USP

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1.1.1. História dos pesticidas

As primeiras substâncias a serem usadas como pesticidas na agricultura já eram

conhecidas há muito tempo, como cianetos, arseniacais, enxofre e compostos de cobre. No

Brasil, estes produtos também eram usados e após 1929 (quando se iniciou o predomínio de

algodão na região centro-sul, além do milho e da cana), os produtos mais usados eram os

sais de cobre e arsênio, enxofre e cal. Após a 2a Guerra Mundial, substâncias como o DDT

e o “BHC” passaram a ser importantes nas lavouras. No Brasil, as razões da introdução dos

inseticidas sintéticos foram o cultivo do café e algodão nos anos 40 e 50. Nas décadas

seguintes, a competição industrial e o aumento da resistência foram responsáveis pelo

progresso na síntese e produção de novos compostos [2]. A Tabela 2 mostra a participação

do Brasil na produção e consumo de pesticidas na segunda metade da década de 90.

Tabela 2. Produção nacional, importação, exportação e consumo aparente de pesticidas pelo Brasil entre os anos de 1986 e 1990 [2].

Ano Produção nacional (t) Importação (t) Exportação (t) Consumo aparente (t) 1986 63101 19528 15638 66991 1987 66230 15657 10117 62770 1988 65303 13427 18751 59979 1989 60878 15437 13338 62977 1990 63713 13264 15374 61603

Dentre as classes de compostos químicos, os organoclorados foram inicialmente

usados em maior escala, sendo substituídos pelo organofosforados, carbamatos e

piretróides, além de derivados da triazina, da uréia e do ácido fenoxiacético [2].

1.1.2. Problemas no uso dos pesticidas

Mesmo que empregados de modo correto, os pesticidas podem causar problemas de

saúde pública ou ambiental. Uma possibilidade é a de causar desequilíbrio nos sistemas

ecológicos, favorecendo o ataque de pragas desconhecidas, além do efeito indesejado em

insetos polinizadores. Podem causar grande mortalidade de peixes e aves, que não são os

alvos originalmente visados. Isto ocorre, pois os rios, lagos e mares são contaminados pelos

pesticidas, que são levados pela lixiviação e pelo vento, a locais distantes do ponto de

aplicação.


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A resistência a pragas é outro problema que exige aplicações de pesticidas em maior

quantidade, ou a troca de um pesticida por outro. Este fenômeno ocorre por seleção natural,

de maneira que um genótipo resistente de uma determinada espécie tenha maior freqüência

na população.

Um problema sério é a ocorrência de resíduos tóxicos nos alimentos, além da

persistência no ambiente, principalmente nos recursos naturais, que podem ser transferidos

destes para a biota [2].

1.1.3. Pesticidas clorados

Os pesticidas clorados são contaminantes onipresentes no ambiente, e devido a

lipofilicidade e persistência, acumulam-se na cadeia alimentar. A toxicidade dessa classe de

compostos vem do fato de serem estruturalmente diferentes das substâncias normalmente

encontradas na natureza e, portanto, alguns organismos contaminados não têm capacidade

de metabolizá-las, causando a acumulação [1].

Na exposição acidental de organoclorados em humanos, os sintomas observados

foram: irritabilidade, dor de cabeça e mal-estar, seguidos por tonturas, náuseas, vômitos,

colapsos, convulsões e coma [3,4].

Neste trabalho, os pesticidas clorados estudados foram o hexaclorobenzeno (HCB) e

os isômeros � e � do hexaclorocicloexano (HCH).

1.1.3.1. Hexaclorobenzeno (HCB)

O hexaclorobenzeno (HCB), C6Cl6, é um composto estável, relativamente fácil de

preparar a partir de cloro e benzeno. Foi utilizado durante várias décadas após a Segunda

Guerra Mundial como fungicida seletivo de uso agrícola nas colheitas de cereais. Sendo

extremamente persistente, emitido como subproduto pela indústria química e por processos

de combustão, permanece como um agente causador de contaminação ambiental

amplamente difundido. É um agente problemático, pois pode causar câncer de fígado em

roedores de laboratório e, provavelmente, em seres humanos [5-7].


5

Apesar de o HCB ser muito solúvel em solventes orgânicos, como hidrocarbonetos

líquidos, ele é quase insolúvel em água, dissolvendo-se apenas 0,006 mg em 1,0 L de água [5,6]. As demais propriedades físico-químicas desse composto são apresentadas no Anexo.

A agência de proteção ambiental norte-americana (U.S. EPA) inclui o HCB na lista

de compostos pelos quais são estabelecidos os padrões de potabilidade da água; o nível

máximo permitido de contaminação é de 0,001 mg L-1, mesmo índice permitido no Brasil [5,6].

A exposição humana habitual ao HCB não é tão grande para representar um risco

significativo à saúde, muito embora tenha sido estimado que 99% dos cidadãos norte-

americanos apresentem níveis detectáveis do composto em sua gordura corporal [1,5-7]. A

Figura 1 apresenta a estrutura química do HCB.

Cl

Cl

Cl

Cl

Cl

Cl

Figura 1. Estrutura química do hexaclorobenzeno (HCB).

1.1.3.2. Hexaclorocicloexanos (HCHs)

O HCH comercializado é uma mistura dos isômeros do 1,2,3,4,5,6-

hexaclorocicloexano (nome IUPAC), com os nomes Lindano, Hexaklor (Suécia),

Hexachloran (ex-URSS), além de outros (apresentados no Anexo). Por se tratar de uma

mistura, não possui propriedades físicas precisas. Alguns isômeros podem ser isolados por

processo de cristalização seletiva [5,6,8]. Os HCHs são inseticidas com ação sobre a derme

(contato), estômago e respiração, tendo um amplo espectro de uso sobre fitófagos, pestes de

epidemias e ectoparasitos. Pode ser também empregado em lavouras para o controle de

pestes como afídeos, larvas de coleópteros, dípteros e lepidópteros, além do tratamento de

sementes (em combinação com fungicidas). Compatível com muitos outros inseticidas e

fungicidas, não apresenta fitotoxicidade quando usado de maneira correta. Apresenta

hepato-, neuro-, e nefrotoxicidade em mamíferos, além de ter revelado potencial

carcinogênico e mutagênico em estudos in vivo e in vitro [8,9].


6

Os isômeros são produzidos pela cloração de benzeno na presença de luz

ultravioleta e apresentam grande estabilidade frente à luz, ar, altas temperaturas e ao meio

ácido. Em meio alcalino os HCHs sofrem desidrocloração [5,6]. Outras propriedades físico-

químicas do HCH são apresentadas no Anexo. A Figura 2 apresenta as estruturas químicas

dos isômeros de hexaclorocicloexano estudados neste trabalho.

Cl

Cl Cl

Cl

Cl

Cl

Cl

Cl

Cl

Cl

ClCl

(A) (B)

Figura 2. Estrutura química dos isômeros de hexaclorocicloexano (HCH) estudados. A: isômero �. B: isômero �.


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1.2. BIFENILAS POLICLORADAS (PCBs)

1.2.1. Histórico

Bifenila policlorada é o termo dado à classe de compostos organoclorados resultante

da reação do grupo bifenila com cloro anidro [1,10]. Foram sintetizados por volta de 1800, e

sua produção em escala industrial iniciada em 1922 [1,10]. As moléculas destes compostos

podem apresentar diversas substituições em relação à posição dos átomos de cloro e de sua

quantidade. A quantidade varia de 1-10 átomos, podendo ser obtidos até 209 congêneres

diferentes (Tabela 3). A nomenclatura para os congêneres considera a posição relativa dos

átomos de cloro na bifenila (Figura 3).

Tabela 3. Congêneres possíveis de PCBs, número de isômeros, massa molar e porcentagem de cloro para os isômeros de PCBs [10].

Bifenila Número de isômeros Massa molar (g mol-1) Cloro (%) Monocloro 3 188,7 18,8 Dicloro 12 223,1 21,8 Tricloro 24 257,5 41,3 Tetracloro 42 292,0 48,6 Pentacloro 46 326,4 54,3 Hexacloro 42 360,9 58,9 Heptacloro 24 395,3 62,8 Octacloro 12 429,8 66,0 Nonacloro 3 464,2 68,7 Decacloro 1 498,7 71,2 � 209

Dos congêneres possíveis, somente 130 podem estar presentes nas misturas

comercializadas, de acordo com a literatura [10]. No maior produtor mundial, EUA, os PCBs

eram fabricados pela Monsanto com o nome comercial de Aroclor. No Brasil, foram

comercializados com o nome de Ascarel [10].


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Figura 3. Estrutura química básica da bifenila.

Em 1966 foram reconhecidos como contaminantes do ambiente, devido à sua

detecção quando se realizou determinação de resíduos de pesticidas organoclorados [10]. A

maior produção ocorreu no ano de 1970 (50 mil toneladas), sendo consumida em maior

parte pela indústria eletrônica [10]. Em 1978, surgiram as primeiras leis restringindo o uso

para trocadores de calor. Em 1983, foi publicada uma lei proibindo o uso no território

americano a partir de 1988. Devido ao grande número de congêneres, as formulações que

foram comercializadas constituem-se na mistura de compostos com número variado de

átomos de cloro. Nos Aroclor, a identificação é feita por quatro algarismos. Os primeiros

representam a estrutura central (bifenila, 12 átomos de carbono) e o restante representa a

porcentagem aproximada de cloro em massa [10].

A grande utilização dos PCBs deve-se às suas propriedades físico-químicas como

alta constante dielétrica e alta estabilidade química e térmica [10,11], que são características

ideais para o emprego em diversos setores industriais. Estima-se que 40% de toda a

produção mundial acumulada desde 1920 tenham entrado para o ambiente [10]. No Brasil

não há registros de produção de PCBs, tendo-se apenas registros referentes à importação

via Alemanha e EUA. Em 1981, as restrições para o seu uso foram implementadas por

Portaria Interministerial que proíbe a fabricação, comércio, uso e descarte em cursos


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d’água. Além disso, há instruções normativas da SEMA e ABNT, que disciplinam o

manuseio, armazenagem e transporte [10].

1.2.2. Produção dos PCBs

O aquecimento do benzeno a altas temperaturas pode romper as ligações carbono

hidrogênio. À temperatura de 750ºC, na presença de chumbo como catalisador, duas

moléculas de benzeno ligam-se para formar uma bifenila.

Se a bifenila reagir com cloro na presença de cloreto férrico, alguns de seus átomos

de hidrogênio são substituídos por átomos de cloro. Quanto maior a quantidade de cloro

presente e quanto mais tempo for dado à reação, maior será a extensão da reação de

cloração, em média. A reação produz uma mistura sólida ou líquida de muitos dos 209

congêneres da classe dos PCBs. Os congêneres puros não são isolados com finalidade

comercial, mas sim vendidas como misturas parcialmente separadas, sendo que o teor

médio de cloro varia de 21 a 68% [1].

1.2.3. Propriedades e usos dos PCBs

Os PCBs são solúveis em meios hidrofóbicos, tais como substâncias gordurosas e

são praticamente insolúveis em água. Tornaram-se atrativos comercialmente devido à

inércia química do líquido e à dificuldade de queimá-los, além da baixa pressão de vapor,

baixa constante dielétrica e produção relativamente barata. Tais propriedades fizeram com

que fossem empregados como fluidos refrigeradores em transformadores e condensadores

elétricos. Posteriormente foram usados como plastificantes, como solvente para reciclagem

de papel e como fluidos de transferência de calor em máquinas [1]. A Tabela 4 apresenta os

usos dos PCBs nas indústrias, por tipo de Aroclor®.

1.2.4. Ocorrência dos PCBs no ambiente

Devido ao seu amplo uso e à estabilidade, além da má disposição, os PCBs

tornaram-se contaminantes ambientais persistentes. Embora a produção na América do

Norte tenha sido finalizada em 1977, estas substâncias ainda permanecem em


10

transformadores elétricos em serviço. Antigamente, os transformadores que continham

PCBs eram esvaziados em aterros e seu conteúdo era escoado no solo. Pode-se dizer que os

PCBs foram emitidos para o ambiente durante a produção, uso, armazenagem e descarte [1].

As rotas de contaminação do ambiente por PCBs são [10]:

♦ vaporização de componentes contendo PCBs.

♦ acidente ou perda no manuseio.

♦ vazamentos.

♦ efluentes industriais.

♦ fumaça resultante da incineração de produtos contendo PCBs.

O destino final destes compostos é influenciado pelas propriedades físico-químicas:

lipofilicidade, pressão de vapor e solubilidade em água. Os congêneres menos clorados

apresentam maior solubilidade em água e pressão de vapor, em relação aos congêneres com

maior número de cloro, que possuem maior lipofilicidade. Estas diferenças nas

propriedades têm grande efeito no comportamento individual dos congêneres nos diferentes

compartimentos ambientais [10].

Tabela 4. Usos dos PCBs em relação ao tipo de Aroclor® [10]. Uso Aroclor®

Adesivos 1221,1232,1242,1248,1254 Aditivo antichama 1254,1260 Bombas de vácuo 1248,1254 Capacitores 1221,1254 Fluidos hidráulicos 1232,1242,1248,1254,1260 Óleos de corte e lubrificantes 1254 Papel carbono 1242 Pesticidas (utilizado como conservante) 1254 Plastificante para borracha 1221,1232,1242,1248,1254,l268 Resinas plastificantes 1248,1254,1262,1268 Sistema de transferência de calor 1242 Transformadores 1242,1254,1260 Turbinas de transmissão a gás 1221,1242


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1.2.4.1. PCBs nos seres vivos

A entrada de PCBs na cadeia trófica ocorre devido às suas propriedades físico-

químicas. Os PCBs podem passar por um processo de acumulação, que depende da

estrutura do contaminante, da lipofilicidade e da dinâmica da teia alimentar. O homem

sofre maior risco de exposição, por se situar no topo da cadeia trófica.

Quando presentes nos alimentos, os PCBs encontram-se em concentrações maiores

que 100 vezes em relação à água. Este acúmulo ocorre através de ingestão e contato direto

com a água, alimento ou sedimento contaminado. A razão de assimilação varia conforme o

número de átomos de cloro e sua distribuição na molécula. Os congêneres com menor

número de átomos de cloro são excretados mais rapidamente [10,11].

1.2.5. Efeitos tóxicos dos PCBs

Quando os PCBs foram considerados como poluentes, os efeitos tóxicos das

misturas foram analisados em peixes e no homem. Tais estudos demonstraram que a

contaminação pode alterar as funções reprodutivas, causar distúrbios na maturação sexual e

efeitos teratogênicos. Nos seres humanos as conseqüências de contaminação foram

estudadas em casos de acidentes e exposição. Foram observados os seguintes sintomas da

exposição: hiperpigmentação, cloracne, problemas oculares, incidência de mortes por

câncer de fígado e vesícula biliar [10].

1.2.6. Congêneres de PCBs estudados

Neste trabalho estudaram-se quatro congêneres de PCBs:

♦ 2,4,5-triclorobifenila (congênere PCB-29).

♦ 2,2’,4,6-tetraclorobifenila (congênere PCB-50).

♦ 2,2’,3,3’,4,5’,6’-heptaclorobifenila (congênere PCB-188).

♦ 2,2’,3,3’,4,5’,6,6’-octaclorobifenila (congênere PCB-200).

A Figura 4 apresenta as estruturas químicas dos congêneres de PCB 29, 50, 188 e

200.


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Cl

Cl

Cl

Cl Cl

Cl

Cl PCB-29 PCB-50

ClCl

Cl Cl

Cl Cl

Cl

Cl ClCl Cl

Cl

ClCl Cl PCB-188 PCB-200

Figura 4. Congêneres de PCBs estudados neste trabalho.


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1.3. DETERMINAÇÃO DE PESTICIDAS E PCBS NO AMBIENTE

A estabilidade química de vários compostos sintéticos usados como pesticidas

tornou-se, em longo prazo, uma desvantagem. A concentração destes micropoluentes no

ambiente aumentou em uma razão maior que a taxa de degradação. Vários foram os estudos [12-37] que detectaram a presença em diversas matrizes (Tabela 5), não só dos compostos

sintéticos usados como pesticidas, mas também dos metabólitos, resultado da acumulação

em seres vivos e que são igualmente ou mais tóxicos.

Tabela 5. Matrizes ambientais estudadas e referência bibliográfica [12-37]. Matriz Referência bibliográfica

Água 14,18 Alimentos (diversos) 34 Alimentos (frutos do mar) 36 Batata 26 Leite materno 21 Lixo orgânico 33 Lobos 35 Macroinvertebrados 23 Organismos bivalves 20 Peixes 13,17-19,24,25,28,37 Peles e couros comerciais 22 Plantas medicinais 27 Solo / sedimento 20,29-31 Soro humano 32 Tecido humano adiposo 12 Tomate 15 Vinho 16

Dentre as classes químicas de poluentes, os organoclorados propagaram-se pelo

globo [38-64], por meio do ar e das correntes dos corpos de água, atingindo até as regiões

polares [1], o que pode ser observado na Figura 5.


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Figura 5. Mapa do globo terrestre indicando os locais em que se relatou a presença de compostos organoclorados e de outras classes em matrizes ambientais diversas [1,38-64].

O transporte dos organoclorados ocorre porque alguns compostos desta classe

volatilizam-se e agregam-se ao material particulado atmosférico, sendo assim carreados

pelo vento. Nas regiões onde altas temperaturas e chuvas fortes são comuns, a distribuição

destes compostos é relativamente facilitada. A Figura 6 apresenta as rotas de fluxo de

compostos organoclorados do material atmosférico para os ambientes aquáticos e seres

vivos que habitam estes locais [36].

As principais fontes de emissão dos compostos organoclorados em águas e solos são

por meio da lixiviação, de efluentes industriais e esgotos. Fatores como estrutura química,

solubilidade, pH e temperatura do meio determinam a permanência de cada poluente no

compartimento ambientala.

a OTTAWAY H.J. Bioquímica da poluição, São Paulo, EDUSP, 1982. V.29 apud SANTOS S. Determinação de PCBs em ambiente lacustre. São Carlos, 2000. Dissertação (Mestrado), Instituto de Química de São Carlos, Universidade de São Paulo. 90p.


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Figura 6. Fluxo de compostos organoclorados do ar para ambientes aquáticos e seres vivos [36].

Os trabalhos publicados atualmente acerca de micropoluentes como pesticidas e

PCBs estão divididos em três linhas de estudo como:

♦ trabalhos cujo objetivo é determinar e quantificar o impacto em áreas de interesse, a

partir de um método de análise pré-estabelecido (exemplos: referências 14, 20, 21, 35).

♦ trabalhos com objetivo de testar e validar novos métodos de análise dos

micropoluentes a partir de diversas matrizes ambientais, tais como água, solo, sedimento e

peixes (exemplos: referências 15, 16, 22, 26 e 27).

♦ trabalhos a respeito do comportamento de pesticidas ou compostos derivados (tais

como metabólitos) em relação à luz ou em ambientes como diferentes tipos de solo ou

ainda em tecidos vivos, além de verificar as conseqüências de ordem endócrina ou

oncológica nos mesmos tecidos (exemplos: referências 22, 25, 30 e 37).

Os trabalhos da primeira linha de estudo mencionada utilizam, para análises

ambientais, metodologias analíticas que envolvem geralmente cinco etapas:

♦ amostragem: coleta e estocagem das matrizes.

♦ extração.

♦ “clean-up”.

♦ separação cromatográfica.

♦ quantificação dos analitos.


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1.4. AMOSTRAGEM – MATRIZES AMBIENTAIS

A coleta de amostras é a primeira etapa no procedimento analítico. O objetivo é

coletar uma quantidade de amostra que seja representativa de uma população, contendo

todas as características aplicáveis a todo restante da mesma espécie ou do mesmo habitat. É

de suma importância manter a integridade da amostra desde a coleta até o local onde serão

efetuadas as análises.

Para o caso específico de insetos aquáticos e peixes, uma amostragem completa

deve conter os dados ambientais do local de coleta que são aplicáveis às matrizes em

questão [65], tais como:

♦ data, hora e local exato da coleta.

♦ eventos meteorológicos, como a ocorrência de chuvas, tempestades nas últimas 24

horas.

♦ condutividade.

♦ oxigênio dissolvido (OD).

♦ potencial hidrogeniônico (pH).

♦ temperatura.

♦ turbidez.

1.4.1. Parâmetros ambientais da água

1.4.1.1. Condutividade

A condutividade é a capacidade que a água tem de conduzir corrente elétrica. Este

parâmetro informa sobre a quantidade de íons dissolvidos presentes na água. Não determina

especificamente qual íon está presente, porém pode contribuir para o reconhecimento de

impactos ambientais decorrentes de despejos industriais, mineração ou esgoto, além da

capacidade de corrosão da água. A condutividade da água não só depende de suas

concentrações iônicas, mas também da temperatura [66].


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1.4.1.2. Oxigênio dissolvido (OD)

O oxigênio é o mais importante dos parâmetros ambientais aquáticos, além da

própria água, pois é essencial ao metabolismo de todos os organismos que possuem

respiração aeróbia. Desta maneira, tanto as propriedades de solubilidade como dinâmica da

distribuição de OD nos ambientes aquáticos são essenciais para o entendimento da

freqüência, sobrevivência, comportamento, reprodução e crescimento da biota.

Nos ambientes aquáticos, a principal causa de redução de OD, além da respiração

contínua de plantas e animais, é a introdução de matéria orgânica em decomposição. A

oxidação deste material pelos microrganismos depende do OD. Um decréscimo na

concentração de OD pode prejudicar a reprodução, crescimento e sobrevivência das

populações de insetos aquáticos, peixes e outras espécies.

A temperatura pode contribuir para a redução de OD disponível. Um aumento na

temperatura, ao mesmo tempo em que reduz a solubilidade em oxigênio em água, causa

também aumento na taxa metabólica aumentando, assim, a demanda de oxigênio.

Os ambientes de água doce tropicais apresentam uma notável variação na

concentração de OD, havendo desde águas bem oxigenadas de rios com corredeiras até

águas anóxicas de lagos estagnados, que apesar disso, são habitat de um número

considerável de espécies de peixes com adaptações morfológicas e fisiológicas [66, 67].

1.4.1.3. pH

O pH é um importante parâmetro a ser considerado já que os organismos aquáticos

como os peixes estão adaptados a viver em condições neutras e variações bruscas neste

parâmetro podem resultar em mortalidade dos organismos. Valores extremos podem alterar

o sabor das águas e causar corrosão nos sistemas de distribuição [66].

1.4.1.4. Temperatura

As variações de temperatura fazem parte de um regime climático e as águas naturais

apresentam variações sazonais e diárias, além do fator profundidade. Uma elevação

anormal na temperatura da água pode ser decorrência de despejos industriais.


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A temperatura desempenha um papel importante no meio aquático, influenciando

vários parâmetros como viscosidade, tensão superficial, compressibilidade, calor

específico, constante de ionização, condutividade térmica e pressão de vapor.

Os organismos aquáticos possuem limites inferiores e superiores de temperatura,

valores ótimos para o crescimento, imigração e desova [66].

1.4.1.5. Turbidez

Turbidez é a redução da transparência da água devido à presença de matéria em

suspensão.

As partículas em suspensão nas águas têm origem na degradação mecânica ou na

transformação química ou biológica dos materiais (argila, iodo, limo e plâncton) e possuem

conformação e tamanhos diferentes entre si, com tamanho oscilando entre 0,01-100

mícrons. Em equilíbrio com esses materiais particulados encontram-se substâncias

dissolvidas, causadoras da cor. Em geral, o aumento de sólidos em suspensão diminui a

transparência das águas. As partículas em suspensão na água encontram-se em constante

mobilidade devido a: turbulência, correntes de convecção no líquido e repulsão de cargas

elétricas presentes na superfície das partículas. Esta mobilidade mantém as partículas em

equilíbrio dinâmico, com as partículas menores tendendo a permanecer em suspensão e as

maiores a sedimentar lentamente.

A turbidez é avaliada a partir da medida da quantidade de luz refletida, dando a

ordem de grandeza dos sólidos em suspensão na amostra, mas não pode ser associada de

imediato a quantidade de sólidos.

A turbidez das águas foi por muito tempo considerada apenas como parâmetro

estético causador de rejeição do consumidor. Contudo, estatísticas foram realizadas em

diversas cidades e os dados quantificados entre concentração de cloro residual livre,

número de coliformes fecais, casos de hepatite e poliomielite, em função da turbidez da

água, mostraram correlação entre o parâmetro e a eficácia da desinfecção da água [66].


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1.4.2. Matriz estudada I – insetos aquáticos

Os insetos constituem a maior classe dos artrópodes (animais com apêndices

articulados). O número de espécies de insetos é maior do que o número de todas as outras

espécies de animais juntas. São conhecidas por volta de 800 mil espécies [68]. As razões do

sucesso dos insetos são: (I) natureza da quitina, presente nos tecidos, que impermeabiliza,

protege e torna possível a evolução de apêndices articulados. (II) Alta especificidade da

dieta e de outras necessidades conforme as espécies. Como conseqüência, muitas espécies

podem viver na mesma área sem competir. Da mesma maneira, as formas larvais e adultas

tampouco competem. (III) Sistema nervoso, que possui um fino controle sobre os diferentes

apêndices e os muitos órgãos extremamente sensíveis. Morfologicamente, os insetos são

divididos em três partes (Figura 7): cabeça, tórax e abdome. Possuem três pares de patas,

um par de antenas (díceros) e um conjunto de peças bucais semelhantes ao da lagosta. Em

insetos mais primitivos, as peças bucais são usadas para prender e mastigar o alimento. Em

animais mais especializados, as peças bucais são usadas como órgãos de sucção, corte,

limpeza e perfuração.

Figura 7. Partes morfológicas principais do corpo de um inseto.

A maioria dos insetos adultos possui dois pares de asas, constituídas de folhas finas

e resistentes de quitina. Nas pulgas, por exemplo, as asas foram parcialmente ou totalmente

perdidas.


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O sistema respiratório consiste numa rede de túbulos dos quais circula ar para os

vários tecidos do corpo, que recebem fornecimento direto de O2. Os movimentos

musculares no corpo melhoram ainda mais a circulação de ar.

Os insetos possuem tubo digestório revestido de quitina (um polissacarídeo), e o

estômago, situado geralmente no abdome, é o principal órgão de absorção. Os órgãos

digestórios possuem enzimas tão especializadas quanto as peças bucais e dependem da

natureza do alimento, que pode ser sangue, cereais, sementes, outros insetos, ovos, madeira,

lã e papel. A excreção é feita por túbulos presentes no abdome. Em muitos insetos, os

resíduos nitrogenados são eliminados na forma de cristais quase secos, o que promove

economia de água.

A maioria dos insetos tem etapas definidas de desenvolvimento. Durante o

crescimento, passam por uma série de mudas, até alcançarem o tamanho adulto. Quase 90%

dos insetos sofrem metamorfose tão completa que o animal adulto é totalmente diferente da

forma imatura. Essas formas são chamadas de larvas, embora sejam conhecidas como

lagartas ou taturanas, conforme as espécies. Depois do período de larva, o inseto sofre a

metamorfose completa do período chamado pupa. O inseto adulto surge dessa etapa [68,69].

1.4.2.1. Importância dos insetos aquáticos em análises ambientais

Os insetos aquáticos compõem um grupo ecologicamente importante. Fazem, na

cadeia trófica, ligação entre os produtores primários com os níveis superiores da cadeia, tais

como os peixesa. Muitas agências de fiscalização ambiental dos EUA utilizam os insetos

aquáticos em estudos de maneira rotineira, pois apresentam várias vantagens como

bioindicadores (organismos ou comunidades que reagem a alterações ambientais

a BARBOUR M.T. et al. Rapid bioassesment protocols for use in streams and wade able rivers: periphyton, benthic macro invertebrates and fish. (2.ed) EPA 841-BB-99-002. Office of Water, Washington, D.C. USA apud DOMINGOS M.D. Limnologia do rio Betari (Iporanga-SP) e a relação com o estado de conservação de sua bacia hidrográfica – subsídios para o desenvolvimento sustentável. São Carlos, 2002. Tese (Doutorado). Escola de Engenharia de São Carlos, Universidade de São Paulo. 272p.


21

modificando suas funções vitais e / ou sua composição química e com isso fornecem

informações sobre a situação ambientala) tais como:

♦ pequena capacidade de migração podendo assim sofrer os impactos ambientais.

♦ grande diversidade de espécies e são abundantes, tornando a amostragem

relativamente mais fácil e barata.

♦ o fato de que muitas famílias desse grupo são intolerantes a mudanças ambientais.

♦ o grupo é formado por várias espécies que ocupam níveis tróficos diferentes, o que

pode fornecer informações acerca de efeitos acumulativos.

♦ muitas espécies de macroinvertebrados possuem um complexo ciclo de vida com

estágios que respondem imediatamente aos impactos ambientais.

1.4.3. Matriz estudada II – peixes

Os peixes são animais vertebrados de sangue frio extremamente adaptados ao

ambiente aquático (Figura 8). A maioria possui respiração branquial e corpo coberto de

escamas. Esta classe de animais representa o grupo mais antigo e diversificado dentre os

vertebrados (Figura 9). As espécies de peixes variam em formas e tamanhos, dependendo

do modo de vida de cada uma, de acordo com fatores como profundidade do habitat e tipo

de alimento [68].

Figura 8. Partes morfológicas principais de um peixe.

a CUMMINGS K.W. Invertebrates. In: River Biota: Diversity and Dynamics. PETTS G., CALOW P. Blackwell Science Oxford, p.75-91 apud DOMINGOS M.D. Limnologia do rio Betari (Iporanga-SP) e a relação com o estado de conservação de sua bacia hidrográfica – subsídios para o desenvolvimento sustentável. São Carlos, 2002. Tese (Doutorado) - Escola de Engenharia de São Carlos, Universidade de São Paulo. 272p.


22

A maioria das espécies vive em cardumes com dezenas ou até milhares de

indivíduos, sendo que outros desenvolveram hábitos solitários, defendendo um território.

Os peixes mais primitivos possuem pulmões. Nas espécies mais evoluídas estes

órgãos deram lugar à bexiga natatória, um importante órgão que regula a flutuação do

peixe. Neste longo tempo de evolução desde que surgiram na Terra, os peixes tornaram-se

aptos a viver em muitos ecossistemas aquáticos, desde riachos até em profundos oceanos.

São também encontrados em cavernas, fontes termais e ambientes de pH elevado, tais como

lagos alcalinos (pH > 8).

Os peixes de água doce surgiram a partir dos peixes marinhos, têm como habitat as

águas doces e a maioria vive nas regiões tropicais, representando cerca de 40% das espécies

recentes.

2100

0

9500

8500

4500

0

5000

10000

15000

20000

25000

nº d

e es

péci

es

peixes aves répteis eanfíbios

mamíferos

vertebrados

Figura 9. Número de espécies de peixes comparado ao de outros vertebrados [68].

1.4.3.1. Importância dos peixes como bioindicadores: entrada e acumulação de

contaminantes

A ausência de peixes em qualquer ambiente aquático é, por muitas vezes, um

indicativo de que a água da localidade não está em condições satisfatórias, dependendo do

uso. A aplicação de pesticidas clorados na agricultura, que chegam aos ambientes aquáticos

através da lixiviação e acumulam-se nos animais, tem como conseqüência vários efeitos


23

sub-letais. A contaminação pode ocorrer diretamente, através da pele, das guelras e da

ingestão de água, ou indiretamente, pela cadeia alimentar. Os efeitos resultantes nos peixes

a esta exposição podem ser vários [70], tais como:

♦ degenerescência das células reprodutivas.

♦ disrupção endócrina.

♦ interferência na migração normal.

♦ interrupção no ciclo da vida devido à susceptibilidade das formas larvais.

O contaminante, uma vez absorvido pelo peixe, é transportado pelo sangue até um

tecido de acumulação, como os ossos, ou para o fígado, onde também ocorre acumulação

ou transformação (Figura 10). Se ocorrer transformação pelo fígado, pode ser excretado

pela bile, ou pode passar de volta para o sangue para possível excreção nos rins ou

brânquias ou, por fim, armazenado em tecidos extraepáticos como o adiposoa.

A concentração de contaminante em diferentes órgãos do peixe após a exposição ao

ambiente por um tempo depende, simultaneamente, de vários processos dinâmicos. A

concentração pode variar em ordens de magnitude de órgão para órgão.

a Instituto de pesca / TECA / FUNDEPAG / SMA / BIRD, Relatório Final Projeto: Incentivo a atividades econômicas não impactantes: Pesca e aqüicultura, 1998 apud PENTEADO J.C.P., VAZ J.M., O legado das bifenilas policloradas, Química Nova, v. 24 n.3, 390-398, 2001.


24

Figura 10. Diagrama das possíveis rotas de contaminação pela corrente sangüínea de um peixe [10].

A quantidade total de algum contaminante acumulada no órgão de um peixe é

determinada pelo balanço entre a taxa de entrada e a taxa de excreção. Quando a taxa de

entrada é maior que a taxa de excreção ocorre a bioacumulação (quando a procedência é a

água ou o meio) ou biomagnificação (quando há acúmulo do contaminante a partir da

ingestão de um ser vivo de nível trófico inferior). A bioacumulação ou a biomagnificação

de um composto em um organismo vivo é quantificada a partir do fator biológico de

concentração (BCF), que é dado pela Equação 1.

água

organismo

C

CBCF = (1)

Na qual Corganismo é a concentração do composto no organismo vivo e Cágua é a

concentração do composto na água.


25

Para o exemplo específico dos PCBs, o fator biológico de concentração aumenta em

relação ao grau de cloração do congênere, o que pode ser observado na Tabela 6.

Tabela 6. BCF para alguns PCBs em peixes (dados a partir de diversas espécies) [70]. PCB BCF

Triclorobifenila 54 Tetraclorobifenila 460 Pentaclorobifenila 1510

Casos de bioconcentração e biomagnificação de pesticidas clorados e PCBs foram

verificados em cadeias alimentares em vários locais de estudo pelo mundo. A Figura 11

apresenta um exemplo de bioconcentração e biomagnificação de PCBs em espécies da

cadeia alimentar dos Grandes Lagos (América do Norte) [1].

1.4.3.2. Biotransformação dos contaminantes nos órgãos do peixe

A maioria da biotransformação de contaminantes orgânicos pelo peixe ocorre no

fígado. Trabalhos comparativos indicam que há uma grande variedade no modo de

metabolizar contaminantes em relação a cada espéciea.

Dados sugeriram que, dentro de cada espécie, idade e tamanho têm pouco efeito no

fator de bioacumulação. Porém, um aumento na temperatura aumenta o BCF em duas

vezes. Para um acréscimo de 10ºC e em ambientes com temperatura oscilante, a taxa de

entrada de xenobióticos é consideravelmente maior que em ambiente com temperatura

constante [70].

a VEITH G.D., DEFOE D.L., BERGSTEDT B.V. Measuring and estimating the bioconcentration factor of chemicals in fish, J. Fish Res. Bd. Can., 36, 1040, 1979 apud HEATH A.G. Water Pollution and Fish Physiology, Boca Raton, CRC Press, 1987, 100p.


26

0,00

25

0,12

3

1,04

4,83

00,5

11,5

22,5

33,5

44,5

5

conc

entr

ação

(ppm

)

fitop

lâncto

n

zoop

lâncto

n

esperl

ano a

rco-ir

ís

truta

do la

go

organismos

Figura 11. Bioacumulação e biomagnificação de PCBs na cadeia alimentar aquática dos Grandes Lagos [1].

Os órgãos do peixe são constituídos de diferentes tipos de tecidos, que podem

acumular diferentes níveis de contaminantes orgânicos. Por meio de estudosa,b verificou-se

que pentacloroenol e pentacloroanisol acumulam-se em maior quantidade no fígado e no

tecido adiposo, respectivamente, apesar de serem da mesma classe química dos

organoclorados.

A maioria das reações metabólicas tende a formar, a partir de um composto

lipofílico, compostos hidrofílicos ou mais polares [70]. Isto acentua a tendência de a

substância ser excretada e, ao mesmo tempo, reduz a afinidade dos contaminantes ao

plasma e a tecidos adiposo e protéico. Compostos hidrofílicos são, também, menos

permeáveis às membranas celulares.

a GLICKMAN A.H., STOTHAM C.N., LEACH J.J. Studies and uptake metabolism and disposition of PCP and PCA in rainbow trout, Toxicol. Appl. Pharmacol., 41, 649, 1977 apud HEATH A.G. Water Pollution and Fish Physiology, Boca Raton, CRC Press, 1987. 100p. b DELFINO J.J. Toxic substances in Great Lakes, Environ. Sci. Tech., 513, 1462, 1979 apud HEATH A.G. Water Pollution and Fish Physiology, Boca Raton, CRC Press, 1987. 100p.


27

1.5. EXTRAÇÃO DOS ANALITOS DAS MATRIZES

A objetivo da extração é “retirar” os analitos da matriz ambiental, utilizando

adequadamente solventes, gases ou fluido supercrítico, removendo os compostos de

interesse e co-extraindo o mínimo de possíveis interferentes.

Para a análise de micropoluentes como pesticidas e PCBs, a técnica de extração

ideal apresentam as seguintes características [71] tais como:

♦ alta seletividade.

♦ altos índices de recuperação.

♦ aplicabilidade na extração de várias classes de compostos e em diversos tipos de

matrizes.

♦ mínimo emprego de solventes caros.

♦ compatibilidade com qualquer instrumento de análise.

Não há, atualmente, técnicas de extração com todas essas características reunidas.

Algumas técnicas desenvolvidas nas décadas de 80 e 90 que utilizam como meio de

extração fases sólidas, gases, fluidos supercríticos e energia de microondas aplicáveis à

água e ao solo apresentam algumas das características citadas [71].

Na determinação de compostos organoclorados em matrizes biológicas como

insetos aquáticos e peixes utiliza-se geralmente a extração por Soxhlet, que é um sistema de

sifonamento que remove o extrato para o solvente que volta a ser refluxado. É um processo

contínuo, que pode levar algumas horas e que deve ser aplicado a analitos estáveis à

temperatura do solvente em uso. Esta técnica é clássica, possui altos índices de recuperação [72] e a instrumentação não é cara, havendo, no entanto, o problema de gasto de solvente. A

Figura 12 apresenta o esquema de um extrator Soxhlet mostrando o refluxo de solvente.


28

Figura 12. Esquema de um extrator Soxhlet mostrando o refluxo de solvente.


29

1.6. “CLEAN-UP”

O objetivo da etapa de “clean-up” é eliminar os possíveis interferentes co-extraídos

que possam dificultar a separação cromatográfica, além de prejudicar a coluna do

instrumento.

Na extração de material biológico, como insetos aquáticos e peixes, vários

compostos além de pesticidas clorados e PCBs são geralmente co-extraídos, tais como

lipídeos e compostos organossulfurados. A remoção de lipídeos pode ser realizada com a

adição de ácido sulfúrico concentrado ao extrato, que decanta a fração lipídica.

Para a remoção de outros compostos, o tratamento do extrato pode ser feito com

adsorção em coluna, com a utilização de material adsorvente como sílica, alumina e

Florisil® (mistura de dióxido de silício com óxido de magnésio [73,74]). A Figura 13

apresenta um esquema de “clean-up” de extrato realizado com adsorção em coluna de

vidro.

Figura 13. Esquema de “clean-up” de extrato realizado com adsorção em coluna.

Estudos [75] mostraram que o uso do produto comercial Florisil® na determinação de

pesticidas clorados e PCBs em material biológico teve melhor desempenho na remoção de

interferentes co-extraídos em relação a outros materiais adsorventes.


30

1.7. DETERMINAÇÃO CROMATOGRÁFICA

1.7.1. Conceito

A separação do analito de potenciais interferências é uma etapa importante do

procedimento analítico. Até a metade do século XX, as separações eram feitas por métodos

clássicos, tais como a destilação. A cromatografia é um poderoso método de separação com

aplicação em todos os ramos da ciência, compreendendo um grupo diversificado de

métodos que permitem separar componentes semelhantes de uma amostra [76].

1.7.2.Processo de separação

Em todas as separações cromatográficas, a amostra é transportada por uma fase

móvel (que pode ser um gás, um líquido ou fluido supercrítico). A fase móvel é forçada

através de uma fase estacionária colocada em uma coluna ou em uma superfície sólida. Os

componentes da amostra distribuem-se entre as fases móvel e estacionária. Os componentes

mais fortemente retidos na fase estacionária eluem de modo mais lento no fluxo da fase

móvel. O contrário ocorre com os componentes que se ligam de modo mais fraco na fase

estacionária. Como conseqüência das diferenças de mobilidade, os componentes da amostra

separam-se em bandas que podem ser analisadas qualitativa e quantitativamente [76,77]. A

Figura 14 apresenta um esquema geral de separação cromatográfica.


31

Figura 14. Mecanismo de separação cromatográfica de uma amostra com três componentes [1].

1.7.3. Cromatografia em fase gasosa

Para a determinação de resíduos de compostos organoclorados em matrizes

ambientais, o modo cromatográfico mais utilizado é a cromatografia em fase gasosa (GC).

Na cromatografia em fase gasosa, o extrato da amostra é injetado e vaporizado no

topo da coluna. A eluição é feita por fluxo de um gás inerte que atua como fase móvel. Sua

única função é carregar os componentes do extrato da amostra através da coluna, pois o

processo de separação está baseado na diferença de volatilidade dos componentes da

amostra [76,77]. A Figura 15 apresenta as partes principais de um cromatógrafo a gás.


32

Figura 15. Partes Principais do cromatógrafo em fase gasosa.

1.7.4. Detecção por captura de elétrons

Em todo processo cromatográfico, no final da coluna onde ocorre a separação há um

detector específico para a determinação de um grupo de compostos. Para a determinação de

compostos organoclorados o detector de captura de elétrons é o mais utilizado pois possui

maior sensibilidade.

O princípio de funcionamento do detector de captura de elétrons (ECD) envolve

uma interrupção no fluxo de corrente no detector pela chegada de um composto que contém

átomos eletrofílicos na estrutura, como por exemplo, o cloro; a interrupção é a base do

sinal. A maioria dos detectores desse tipo possui uma peça radioativa de 63Ni colocada na

parede da câmara de detecção. O 63Ni é um isótopo instável que emite continuamente

partículas � a uma taxa constante. Essas partículas colidem com algumas moléculas do gás

de arraste e formam uma nuvem de elétrons de movimento relativamente lento na câmara

de detecção. A corrente resultante é amplificada e gera um sinal uniforme que é enviado do

detector ao computador. O fluxo de corrente altera-se quando chega ao detector um analito

eletrofílico; o fluxo de corrente diminui, pois alguns dos elétrons são capturados pelos

átomos eletrofílicos do analito. Quanto maior a quantidade de analito que chega ao

detector, maior é a diminuição de corrente. O computador quantifica a diminuição e

relaciona o sinal do detector com a concentração de analito. A quantidade de cada analito


33

pode ser determinada com sensibilidade, repetibilidade e reprodutibilidade pelo ECD. A

Figura 16 exemplifica o funcionamento do ECD [1,78].

Figura 16. Esquema de funcionamento de um detector de captura de elétrons (ECD).


34

1.8. ÁREA DE ESTUDO – BACIA DO RIO BETARI, VALE DO RIBEIRA-SP

1.8.1. Alto Vale do Ribeira

O Alto Vale do Ribeira (Figura 17) é uma das últimas áreas do estado de São Paulo

não atingidas pelo grande desenvolvimento econômico verificado em outras regiões. Por

este motivo, esta área mantém atualmente parte de suas características originais,

apresentando uma grande concentração de cavernas, além de sítios arqueológicos e

paleontológicos de considerável interesse científico e turístico [79].

Figura 17. Localização do Alto Vale do Ribeira no sudoeste do estado de São Paulo e malha rodoviária da região.


35

Uma parte remanescente da Mata Atlântica do estado de São Paulo situa-se nessa

área, abrigando espécies em risco de extinção, além de espécies frágeis, tais como as da

fauna cavernícola, extremamente adaptadas para esse meio [79].

O tipo de terreno predominante é o cárstico, adequado à mineração, abastecimento

de água e fornecimento de energia. Porém, é um terreno sensível podendo haver

desmoronamentos quando da utilização desses recursos disponíveis [79,80].

1.8.2.Rio Betari: características físicas

O Rio Betari é tributário do rio Ribeira de Iguape e localiza-se em sua parte alta, na

margem esquerda. É formado na união dos rios Betarizinho e Passa Vinte e sua nascente

encontra-se na serra de Paranapiacaba, próximo ao município de Apiaí. Com fortes

corredeiras e encachoeirado, percorre um longo “cânion” de aproximadamente 12 km

(Figuras 18, 19 e 20). Em seu baixo curso, formam-se um vale aberto e áreas de

sedimentação, próprios à agricultura e à ocupação humanaa. Em seus 25 km de

comprimento, atravessa o Parque Estadual Turístico do Alto Ribeira – PETAR, passa pelo

Bairro da Serra (município de Iporanga), atravessa grandes áreas com culturas e, por fim,

deságua no rio Ribeira de Iguape próximo ao centro do município de Iporanga, após

receber vários efluentes provenientes de distantes localidades.

A bacia do rio Betari localiza-se na província Costeira, na serra do Ribeira,

apresentando um relevo de serras alongadas e de topos íngremes (alta declividade) [79]. Há

mais de 200 cavernas catalogadas que apresentam enorme riqueza de formações, além do

grande porte. Há, ainda, abismos e cavernas verticais. O relevo local exibe vales encaixados

e paredões verticais de até 300 m de altura [79].

a GT-PETAR – Centro Interdisciplinar de pesquisas, 1980. Alto vale do Ribeira. A necessidade de

preservação. Sociedade Brasileira de Espeleologia. 8p. apud DOMINGOS M.D. Limnologia do rio Betari (Iporanga-SP) e a relação com o estado de conservação de sua bacia hidrográfica – subsídios para o desenvolvimento sustentável. São Carlos, 2002. Tese (Doutorado) - Escola de Engenharia de São Carlos, Universidade de São Paulo. 272p.


36

1.8.3. Aspectos climáticos e fitogeográficos da região

No verão o clima é quente e úmido, sem ventos e abafado devido à grande

amplitude de altitude entre o fundo do vale e as serras. O inverno é rigoroso no alto da

serraa.

Pela classificação de Koeppen, o clima é úmido temperado sem estação seca

definida, com temperaturas médias anuais por volta de 18-19ºC. O mês mais quente é

janeiro (>22ºC). Nas regiões mais elevadas (> 700 m), o clima é considerado mesotérmico

úmido sem seca, com fevereiro sendo o mês mais quente [79].

Figura 18. Foto do Vale do Betari no sentido noroeste - sudeste.

a SETZER J. 1966. Atlas climático e ecológico do estado de São Paulo. Comissão interestadual da

bacia do Paraná-Uruguai. São Paulo. 61p. apud DOMINGOS M.D. Limnologia do rio Betari (Iporanga -SP) e a relação com o estado de conservação de sua bacia hidrográfica – subsídios para o desenvolvimento sustentável. São Carlos, 2002. Tese (Doutorado) - Escola de Engenharia de São Carlos, Universidade de São Paulo. 272p.


37

O período entre outubro a março é considerado como chuvoso e de abril a setembro

como seco. A distribuição das chuvas e a variação da temperatura sofrem a influência das

massas de ar Tropical Atlântica e Polar Atlânticaa.

A região está situada entre os domínios de vegetação Tropical Atlântico e Planalto

das Araucárias. A mata é do tipo subtropical úmida perenifólia. Na parte superior da bacia a

mata é do tipo floresta ombrófita higrófita densa, apresentando considerável diversidade

além de madeiras de leib.

Toda a diversidade apresentada na parte média do vale é abrangida pelas diversas

unidades de conservação: APA Serra do Mar, Estação Ecológica Xitué, Parque Estadual

Carlos Botelho, Parque Estadual Intervales, Parque Estadual Jacupiranga, Parque Estadual

Turístico do Alto Ribeira [79].

A fauna é rica, com algumas espécies em risco de extinção e outras endêmicas.

Destaca-se, nessa região, a fauna proveniente do meio cavernícola, com espécies altamente

adaptadas morfológica e fisiologicamente para ocupar esse tipo de ambientec.

a SALOUTTI ALLEGRINI C.Q. 1999. Gestão de programa de uso público do PETAR: um

estudo de caso de implantação sistema de cobrança de ingressos e serviços. Dissertação (mestrado) USP. 179p. apud DOMINGOS M.D. Limnologia do rio Betari (Iporanga-SP) e a relação com o estado de conservação de sua bacia hidrográfica – subsídios para o desenvolvimento sustentável. São Carlos, 2002. Tese (Doutorado) - Escola de Engenharia de São Carlos, Universidade de São Paulo. 272p.

b GT-PETAR – Centro Interdisciplinar de pesquisas, 1980. Alto vale do Ribeira. A necessidade de preservação. Sociedade Brasileira de Espeleologia. 8p. apud DOMINGOS M.D. Limnologia do rio Betari (Iporanga-SP) e a relação com o estado de conservação de sua bacia hidrográfica – subsídios para o desenvolvimento sustentável. São Carlos, 2002. Tese (Doutorado) - Escola de Engenharia de São Carlos, Universidade de São Paulo. 272p.

c Secretaria do Meio Ambiente. Estado de São Paulo, 1998. Atlas das unidades de conservação do estado de São Paulo. CPLA / SMA. apud DOMINGOS M.D. Limnologia do rio Betari (Iporanga-SP) e a relação com o estado de conservação de sua bacia hidrográfica – subsídios para o desenvolvimento sustentável. São Carlos, 2002. Tese (Doutorado) - Escola de Engenharia de São Carlos, Universidade de São Paulo. 272p.


38

Figura 19. Foto do satélite LANDSAT do relevo da bacia do rio Betari apresentada no trabalho de DOMINGOS [79].


39

Figura 20. Esquema da Bacia do rio Betari com os principais rios, córregos e pontos de coleta de material biológico.

1.8.4.Histórico da ocupação humana no Alto Vale do Ribeira

No século XVII os europeus chegaram à baixada do Ribeira iniciando a ocupação

do vale. A primeira atividade econômica foi a mineração de ouro e o fluxo desta economia

realizava-se na cidade de Registro. No século seguinte, o fluxo de garimpeiros formou os


40

núcleos Apiaí, Iguape e Iporanga. Com a decadência da mineração, iniciou-se a atividade

da agricultura de subsistênciaa.

A mineração foi retomada a partir de 1939, com a extração de chumbo, ouro, zinco

e prata. Na mesma época, iniciou-se o turismo em cavernas. Em 1958, foi criado o Parque

Estadual Turístico do Alto Ribeira – PETAR, interrompendo a mineração e causando a

expropriação de trabalhadores rurais. Na década de 80, proibiram-se os desmatamentos

criando-se conflitos sociais devido à falta de alternativas de trabalho. Por fim, intensificou-

se a especulação imobiliária.

Devido à tradição mineraria, o vale sofreu impacto com a contaminação das águasb,

pois os resíduos das mineradoras atingiram os rios pela drenagem das águas da bacia.

Há áreas de cultivo em torno das margens (Figura 21) e a atividade pecuária não é

significativa.

Atualmente o crescimento do turismo sem planejamento é o que está trazendo riscos

para a região, sendo freqüente o despejo de esgoto a céu aberto ou nos córregos.

A maior concentração humana na região situa-se no Bairro da Serra e é neste local

que os turistas hospedam-se. A atividade de turismo auxilia na renda familiar da população

e alguns habitantes tornaram-se donos do próprio negócio, alugando quartos para os

turistas.

Em 1998, mais de 24 mil turistas visitaram o núcleo Santana. Porém, o crescimento

desta atividade está causando problemas como erosão, desmatamento e contaminação da

água [79].

a MARINHO M.C. 1992. Contribuição à geomorfológica cárstica do vale do Betari, Iporanga, Apiaí -

São Paulo. Trabalho de graduação, USP, 73p. apud DOMINGOS M.D. Limnologia do rio Betari (Iporanga-SP) e a relação com o estado de conservação de sua bacia hidrográfica – subsídios para o desenvolvimento sustentável. São Carlos, 2002. Tese (Doutorado) - Escola de Engenharia de São Carlos, Universidade de São Paulo. 272p.

b GT-PETAR – Centro Interdisciplinar de pesquisas, 1980. Alto vale do Ribeira. A necessidade de preservação. Sociedade Brasileira de Espeleologia. 8p. apud DOMINGOS M.D. Limnologia do rio Betari (Iporanga-SP) e a relação com o estado de conservação de sua bacia hidrográfica – subsídios para o desenvolvimento sustentável. São Carlos, 2002. Tese (Doutorado) - Escola de Engenharia de São Carlos, Universidade de São Paulo. 272p.


41

Figura 21. Mapa da Bacia do rio Betari (2000) contendo a vegetação natural, zonas agrícolas e concentração populacional, extraído do trabalho de DOMINGOS [79].


42

1.8.5. Parque Estadual Turístico do Alto Ribeira (PETAR)

Em 1958 o PETAR foi criado com o intuito de proteger a biodiversidade e o

patrimônio espeleológico. Abrange uma área de 35712 ha em um perímetro de 180 km.

Tendo 30 cavernas abertas à visitação pública. Em 1983, o parque foi devidamente

implantado, com a mobilização de ambientalistas, imprensa e pesquisadores. A Figura 22

mostra os limites do PETAR dentro do estado de São Paulo.

No período de 1985 a 1988 foram instalados os núcleos de visitação e fiscalização.

Em 1989 o núcleo Santana foi inaugurado e a cobrança de ingressos iniciou-se em 1992 [81].

Atualmente, o parque possui três núcleos de visitação com infra-estrutura,

recebendo por volta de 35 mil turistas por ano. Dentre os problemas enfrentados pelo

parque estão a extração de palmito, caça, desmatamentos e grilagem – problemas

constatados pela fiscalização do parque, além de pressão de mineradoras [79,81].

Figura 22. Mapa dos limites do PETAR contendo os principais rios em relação ao estado de São Paulo.

1.8.6. Situação sócio-econômica atual da população (Bairro da Serra) [79]

Há hoje uma população residente no Bairro da Serra (concentração populacional na

Bacia do rio Betari) estimada em 400 pessoas, 65% homens e 35% mulheres e a maioria


43

(80%) nasceu no Bairro. Apresenta uma população jovem (Figura 23) sendo que

aproximadamente 30% não apresentam nenhum grau de escolaridade.

29

25

24

18

4

0-12

13-21

22-40

41-65

acima de 66% (população)

Figura 23. Gráfico da faixa etária da população do Bairro da Serra, município de Iporanga.

O abastecimento de água é feito na maioria das casas (80%) pela SABESP e o

restante usa água captada de cavernas ou de nascentes. Aproximadamente 80% das casas

lançam o esgoto em fossas. Por volta de 79% de todo o lixo das residências e

estabelecimentos vão para as coletas públicas.

Na questão de empregos, 50% da população trabalha sendo que 45% daquela fração

trabalha diretamente com turismo de várias formas (Figura 24).

Figura 24. Ocupação da população economicamente ativa do Bairro da Serra, município de Iporanga.

Para os moradores, a maioria considera que emprego, saneamento e saúde, nesta

ordem, são os fatores mais necessários para a melhoria da qualidade de vida no Bairro.

44

17,3

15,3

12,4

5,9

5,5

outros

pousada

roça

guia/monitor

prefeitura

diarista% (população)

Atividades diretamente ligadas ao turismo.


44

Na pesquisa em relação ao turismo, a maioria da população local considera o

turismo uma atividade que traz benefícios, e o mesmo ocorre com a criação do PETAR. A

maior parte da população acredita que a atividade do turismo não modificou o ambiente

embora parte considerável (20%) acredite que o turismo mudou o ambiente de modo

negativo.

Nas estalagens e pousadas não há controle no número de hóspedes, sendo que a

maioria destes estabelecimentos recebe grupos de estudantes em excursão.

Os principais locais de lazer da população são aqueles em que ocorre o encontro

com os turistas, tais como o PETAR, as cavernas e os rios (informações obtidas por meio

de comunicação direta com os habitantes).


45

♦ Verificar a presença de contaminantes organoclorados em espécies de insetos

aquáticos e peixes dos rios da bacia do rio Betari, município de Iporanga – SP.

♦ Relacionar os dados biométricos das espécies estudadas com o grau de

contaminação.

♦ Verificar os graus de contaminação entre diferentes pontos de coleta de amostras.

♦ Discutir as prováveis fontes de contaminação na área de estudo.


46

3.1. AMOSTRAGEM

3.1.1 Pontos de coleta

As amostras de insetos aquáticos e peixes foram coletadas em janeiro de 2003, com

auxílio de técnico especializado do Departamento de Ecologia e Biologia Evolutiva

(DEBE), da Universidade Federal de São Carlos (UFSCar), Sr. Airton Santo Soares. Todas

as amostras de peixes foram congeladas na hospedagem após as coletas e depois colocadas

em refrigerador no Laboratório de Química Ambiental (LQA) do Instituto de Química de

São Carlos (IQSC-USP), para posterior análise. As amostras de insetos aquáticos foram

colocadas em recipientes de plástico conservadas em solução aquosa de formol 10%. A

coleta e a seleção de todo material biológico obedeceram ao critério de disponibilidade nos

pontos citados. A Tabela 7 apresenta a descrição dos pontos de coleta.

Tabela 7. Pontos de coleta, respectiva localização e profundidade aproximada do corpo d’água. Ponto de

coleta Descrição Profundidade aproximada do

corpo d’água (m) A Rio Betari, abaixo dos limites do Bairro da

Serra. 1,0

B Rio Alambari, próximo ao vale das Orquídeas e ao encontro do rio Betari.

0,4

C Córrego do Fria, próximo ao encontro do rio Betari.

0,5

As Figuras 25 a 28 apresentam fotos tiradas dos pontos de coleta.


47

Figura 25. Foto do ponto A, em cima da ponte.

Figura 26. Foto do ponto A, na margem direita.


48

Figura 27. Foto do ponto B, sobre a ponte.

Figura 28. Foto do ponto C, córrego do Fria, sob a estrada, antes da ponte.


49

3.1.2.Determinação dos parâmetros ambientais da água (in situ)

As determinações dos parâmetros ambientais: condutividade, OD, pH, temperatura

e turbidez da água superficial foram realizadas nos locais da coleta com a utilização de um

aparelho Horiba Water Checker U-10, (Figura 29).

Figura 29. Aparelho Horiba Water Checker U-10 (foto ilustrativa).


50

3.2.MATERIAL BIOLÓGICO ANALISADO

Durante a coleta em janeiro de 2003 foram capturados vários exemplares de

diferentes espécies de insetos aquáticos e de peixes. Dentre tais espécies, três de insetos

aquáticos e quatro de peixes foram selecionadas para a análise. O critério de escolha foi a

quantidade disponível de cada espécie coletada. Uma breve descrição de cada grupo é feita

a seguir.

3.2.1.Hypostomus (cascudo) [67]

Hypostomus (Figura 30) é encontrado durante todo o ano. É um gênero que se

adapta muito bem às condições de cativeiro, sendo bastante resistente nesse ambiente em

relação à infecção de fungos e bactérias. Os representantes desse gênero são encontrados na

região tropical e subtropical da América do Sul, habitando freqüentemente riachos, rios,

alagados e até poços pobres em oxigênio dissolvido. Vivem em águas lóticas próximas de

cachoeiras e corredeiras, em locais com fundo pedregoso, adaptando-se a ambientes de

água represada. No Brasil há por volta de 54 espécies.

Figura 30. Perfis dorsal e lateral do Hypostomus plecostomus (cascudo).


51

Popularmente conhecido como “cascudo”, o Hypostomus plecostomus (Linnaeus,

1758), é um peixe de couro, amplamente distribuído na América do Sul, pertencente à

ordem Siluriforme e à família Loricariidae. Caracteriza-se por ter o corpo coberto por

placas ósseas e a boca ventral provida de um disco de sucção.

Esses peixes possuem respiração aérea acessória e utilizam o estômago e o intestino

como órgãos respiratórios auxiliares em meio pobre em oxigênio dissolvido.

Quando expostos ao ar, observa-se hematopoiese ativa, com a presença de muitas

células imaturas e ausência de alteração de compartimentos hídricos sugerindo adaptação

para sobreviver fora d’água caso ocorra desidratação.

Hypostomus possuem grande importância no sistema ecológico de seu habitat, pois

atuam no início da mineralização da matéria orgânica presente no lodo, tornando a

decomposição mais fácil pelos microrganismos e tornando mais rápida a reutilização dos

nutrientes. Desta maneira, contribuem para a depuração de compartimentos impactados

com poluição orgânica.

Em relação à pesca, são peixes de grande valor econômico e muito explorado nos

rios do estado de São Paulo.

Hypostomus são iliófagos e detritívoros. O gênero apresenta estômago relativamente

grande que sempre contém ar que pode ser usado na respiração. Somente uma pequena área

de sua cavidade digestiva possui glândulas para essa função. O alimento, composto por

partículas muito finas, é transportado em pequenas quantidades do estômago ao intestino,

que é relativamente longo.

3.2.2.Astyanax (lambari) [82-84]

O gênero Astyanax (Figura 31) corresponde a maior unidade taxonômica de seu

grupo (Tetragonopterinae). Possui um número muito grande de espécies, formando um

grupo complexo com formas relativamente próximas, de acordo com suas características

morfológicas. Somente em águas do Brasil foram consideradas cerca de 60 espécies e

subespécies. Possui forma elíptica com perfil superior arqueado e perfil ventral curvilíneo

do focinho até o ânus. Apresenta cor prateada e escamas ciclóides por todo o corpo. Na

cabeça, dorso e lábios apresenta cor verde-acizentada. As nadadeiras pares e a anal são

hialinas; a dorsal e caudal são amareladas.


52

Peixes deste gênero podem ser encontrados desde a fronteira México – Estados

Unidos até a Argentina. São conhecidos popularmente como lambaris no sul do Brasil,

piabas no sudeste e nordeste e matupiris na Amazônia. Tem pequeno valor comercial,

constitui um peixe fácil de ser limpo servindo bem para a culinária, preparado geralmente

frito.

Figura 31. Perfil lateral do Astyanax (lambari).

Muitos peixes deste gênero realizam anualmente a migração crescente (piracema),

fazendo a desova na dinâmica fluvial, em observações no rio Mogi-Guaçu – SP. Observou-

se em outros trabalhos desova total em um único ponto do rio. Pode também se reproduzir

em ambientes lênticos e devido a este fator (além de atingir tamanho adulto em pouco

tempo) apresenta “possibilidade de industrialização”, tal como as sardinhas. Tem como

hábito alimentar comer algas cianofíceas e insetos aquáticos, tais como coleópteros e

dípteros. Na cadeia trófica, é alimento importante para as espécies ictiófagas.

3.2.3.Pimelodus (mandi) [85]

Pimelodus (Figura 32) são peixes conhecidos pelo nome popular mandi. Têm como

habitat rios de água doce como os da bacia do Prata e do Amazonas, além de Peru, Bolívia,

Colômbia, Guianas e Venezuela. No Brasil, também ocorrem em São Paulo, Maranhão,

Ceará e Rio Grande do Sul.

Apresenta um corpo nu, pares de barbilhões, aberturas branquiais bem

desenvolvidas e com nadadeiras dorsal e peitoral precedidas de um acúleo. Algumas

espécies de Pimelodus podem atingir 50 cm de comprimento e 2,0 kg. As maiores possuem

a carne apreciada, na maioria das vezes preparada como um ensopado. Comercialmente,


53

Pimelodus é um dos principais peixes de pesca profissional e esportiva da bacia do rio São

Francisco.

Pimelodus apresenta amplo espectro alimentar. O registro do conteúdo

gastrintestinal revelou um gênero freqüentador de fundo, onívora e iliófaga ocasionalmente.

Sugeriu-se, ainda, que é um peixe transportador / preparador, considerando-o como um pré-

mineralizador no ciclo da matéria no ambiente aquático.

Figura 32. Perfil lateral do Pimelodus (mandi).

Pimelodus é um gênero com pouca capacidade de ocupação de corpos d’água

diferentes daqueles usados para alimentação e reprodução. Mantém-se pouco ativa durante

quase todo ano, deslocando lentamente rio abaixo, sendo capaz de empreender marchas

súbitas rio acima e percorrer mais de 500 km. Observou-se em alguns trabalhos que o

período reprodutivo de Pimelodus é entre dezembro a fevereiro, no período de maiores

chuvas e com os rios acima do nível normal. Observou-se, também, que a desova ocorre

parcelada, isto é, desovas sucessivas em um mesmo período reprodutivo.

3.2.4. Corydoras (sarro ou sarrinho)a

Corydoras (Figura 33) é um gênero pouco estudado em relação aos gêneros já

mencionados. Atingem comprimento máximo de 9,8 cm e pode ser encontrado na América

do Sul, especificamente na costa do Rio de Janeiro até Santa Catarina. A espécie coletada

na bacia do Betari foi identificada como Corydoras barbatus (Quoy & Gainard, 1824). Não

se encontrou na literatura informações sobre os hábitos alimentares e reprodução, porém,

sua característica física indica que é um peixe mais ativo, em relação ao Hypostomus e

Pimelodus.

a GARAVELLO J.C. – Comunicação pessoal. (2003)


54

Figura 33. Perfil lateral do Corydoras.

3.2.5.Insetos aquáticos

Coletaram-se três espécies de insetos aquáticos que costumam fazer parte do

espectro alimentar das espécies de peixes, principalmente de Astyanax [82]. As três espécies

foram identificadas (no nível taxonômico de família) pela Profa. Dra. Alaíde Aparecida

Fonseca Gessner, do Departamento de Hidrobiologia da Universidade Federal de São

Carlos (UFSCar). Os insetos coletados pertencem às seguintes ordens e famílias,

respectivamente: Hemíptera Gerridae (duas espécies) e Coleóptera Gerinidae (uma

espécie). A Figura 34 mostra as três espécies de insetos aquáticos coletadas.


55

Figura 34. Foto das três espécies de insetos aquáticos coletadas. (A) e (C) Hemiptera Gerinidae, (B) Coleoptera Gerridae.


56

3.3.MATERIAL E REAGENTES

3.3.1.Reagentes

Todos os reagentes e padrões utilizados neste trabalho foram testados para verificar

a existência de contaminantes. A Tabela 8 apresenta os reagentes e padrões usados e

respectiva procedência.

Tabela 8. Reagentes e padrões utilizados neste trabalho e respectiva procedência. Material ou

reagente Especificações Procedência

Sulfato de sódio Anidro, reagente analítico granular.

Mallinckrodt Paris, Kentucky, USA.

Florisil® 60-100 mesh. Mallinckrodt Ácido sulfúrico 98,1% Mallinckrodt Hexano (85% n-hexano) Mallinckrodt Padrão HCB 99,0% de pureza. Chem Service

West Chester, Pennsylvania, USA.

Padrão PCBs 99,0% de pureza. Chem Service Padrão �-HCH 99,0% de pureza. Aldrich Chem CO.

Milwaukee, Wisconsin, USA. Padrão �-HCH 97,0% de pureza. Aldrich Chem CO. Extran® MA 01 alcalino Merck

Rio de Janeiro, RJ, Brasil.

3.3.2. Limpeza do material

A vidraria usada foi previamente limpa com imersão em solução de detergente

Extran® por 24 horas e enxaguada três vezes em água corrente, três vezes com água

destilada e 1 vez com acetona. A secagem foi realizada em estufa (100ºC) por três horas

(com exceção do material volumétrico). Antes da utilização, realizou-se uma lavagem com

hexano.


57

3.3.3. Soluções padrão

As soluções padrão dos compostos organoclorados foram feitas a partir da pesagem

de 0,01 g de padrão sólido (levando-se em conta o teor de pureza especificado do padrão) e

dissolvida em hexano. A partir de uma solução de 10 mg L-1, obtiveram-se soluções de

menor concentração por diluição.


58

3.4. MÉTODO DE EXTRAÇÃO E QUANTIFICAÇÃO

3.4.1. Linearidade dos compostos

A linearidade refere-se ao intervalo de concentração em que o composto mantém a

relação concentração / área do pico de detecção no cromatograma constante.

A partir de soluções padrão de diferentes concentrações, construíram-se as curvas

analíticas de cada composto organoclorado.

3.4.2. Sensibilidade: limite de detecção (LOD) e limite de quantificação (LOQ)

O limite de detecção (LOD) é a menor concentração de resíduo de pesticida em uma

matriz definida na qual a confirmação da detecção do analito pode ser alcançada utilizando-

se uma metodologia específica [86].

Limite de quantificação (LOQ) é a menor concentração de resíduo de pesticida em

uma matriz definida na qual a confirmação da detecção do analito e a medida quantitativa

podem ser alcançadas utilizando-se uma metodologia específica [86].

A partir das curvas analíticas de cada composto, LOD e LOQ foram calculados a

partir das equações 2 e 3.

Ss

LOD d3,3= (2)

Ss

LOQ d10= (3)

Termos das equações:

♦ sd = desvio padrão da menor concentração obtida.

♦ S = coeficiente angular da reta.


59

3.4.3. Avaliação do método

3.4.3.1. Coeficiente de recuperação do método para a extração dos analitos em insetos

aquáticos

Para a avaliação (recuperação) do método de extração dos analitos em insetos

aquáticos utilizaram-se 10,0 g de sulfato de sódio anidro como matriz e adicionou-se 1,0

mL de solução padrão de organoclorados (mistura dos compostos estudados) nas

concentrações 25, 50 e 100 �g L-1. A matriz foi submetida ao procedimento analítico de

extração e quantificação em triplicata, e desta maneira determinou-se a porcentagem de

recuperação do método, desvio padrão e desvio padrão relativo.

3.4.3.2. Coeficiente de recuperação do método para a extração dos analitos em peixes

Para a avaliação (recuperação) do método de extração dos analitos em peixes

utilizaram-se 10,0 g de peixes fornecidos pelo Centro de Aqüicultura da Universidade

Estadual Paulista (UNESP), do campus de Jaboticabal – SP. Os peixes cedidos são do

grupo Astyanax (lambari), como pode ser observado na Figura 35. Esses peixes são

submetidos à alimentação controlada e são criados em cativeiro, com água livre de

contaminantes (a presença de contaminantes foi testada realizando-se uma análise dos

peixes cedidos).

Figura 35. Peixes do gênero Astyanax (lambari) fornecidos pelo de Centro de Aqüicultura de Jaboticabal - UNESP.


60

À matriz biológica adicionou-se 1,0 mL de solução padrão de organoclorados

(mistura) nas concentrações 25, 50 e 100 �g L-1. A matriz foi submetida ao procedimento

analítico de extração como descrito no item anterior.

3.4.4. Extração dos analitos das matrizes

Para a extração dos compostos organoclorados em insetos aquáticos e peixes (filé e

vísceras), utilizou-se o método descrito por SANTOS [72] e DEL GRANDE [87], para

extração de organoclorados em sedimentos.

Os exemplares de peixes congelados permaneceram em temperatura ambiente até

completo degelo. Para a análise das matrizes utilizou-se a musculatura (filé) e as vísceras,

sendo desprezadas cabeça, cauda e nadadeiras ventrais e dorsais.

Separou-se entre 10,0 g de massa bruta da amostra e macerou-se até a

homogeneização. A massa homogênea foi colocada em cartucho (recipiente de amostra) em

sistema Soxhlet. À matriz foram adicionados 150 mL de solvente hexano (solvente

extrator). O procedimento de extração durou oito horas. Em seguida o extrato foi evaporado

a 15,0 mL em evaporador rotatório e guardado em frascos de vidro para a posterior

determinação de teor de lipídeos e tratamento ácido.

3.4.5. Determinação do teor de lipídeos nas amostras de peixes

Para a determinação do teor de lipídeos nas amostras de peixes utilizou-se uma

alíquota de 1,0 mL do extrato em recipiente que foi previamente pesado. O extrato foi

evaporado a 80ºC. Em seguida pesou-se o recipiente e determinou-se por diferença o teor

de lipídeos a partir do valor inicial da amostra [87].

3.4.6. Tratamento ácido e “Clean-up”

O extrato das amostras foi submetido a um tratamento ácido com a adição de 1,0

mL de ácido sulfúrico concentrado sob agitação para remoção dos lipídeos. Os lipídeos

decantam (Figura 36) e o sobrenadante é retirado com pipeta Pasteur.


61

Figura 36. Resíduo de tratamento ácido proveniente das amostras de peixes extraídas.

O procedimento de “clean-up” foi realizado com a aplicação de 1,0 mL de extrato

em uma coluna de vidro (1,0 cm de diâmetro) contendo 2,0 g de Florisil® e 1,0 g de sulfato

de sódio anidro. O extrato foi posteriormente eluído com 15 mL de hexano.

3.4.7. Determinações cromatográficas

Alíquotas de 1,0 mL dos extratos das amostras foram injetadas no cromatógrafo a

gás Hewlett-Packard 5890, série II, equipado com detector de captura de elétrons e injetor

split (Figura 37).

Figura 37. Cromatógrafo a gás Hewlett-Packard 5890, série II.


62

As condições de análise cromatográfica foram:

♦ temperatura do detector: 320ºC.

♦ temperatura do injetor: 270ºC.

♦ fluxo de gás de arraste (H2): 1,0 mL min-1.

♦ fluxo de gás auxiliar (N2): 1,0 mL min-1.

♦ injetor split 1:13.

♦ temperatura da coluna: início com 170ºC; 2ºC min-1 até 5 minutos; 10ºC min-1 até

15 minutos para PCBs. Início com 170ºC e 5ºC min-1 até 5 minutos para HCB. Início com

120ºC e 5ºC min-1 até 10 minutos para HCHs. Com esse procedimento, não houve co-

eluição dos compostos estudados.

♦ coluna cromatográfica: coluna capilar HP-5 (5% fenilmetilsiloxano); comprimento

30 m, diâmetro 0,32 mm, espessura do filme 0,25 �m.

No início de cada análise cromatográfica esperaram-se quatro horas até completa

estabilização do sinal do instrumento. Após a injeção de uma amostra (em triplicata)

elevou-se a temperatura do forno a 280ºC para a limpeza da coluna cromatográfica, antes

da injeção de amostra subseqüente.

A identificação e atribuição dos picos dos cromatogramas foram feitas a partir da

comparação dos tempos de retenção dos padrões e, também, por adição de padrão (0,5 �L)

à alíquota de 0,5 �L do extrato da amostra.

3.4.8.Análise estatística dos dados obtidos

Para cada amostra realizou-se entre uma a três extrações, dependendo da quantidade

disponível de material biológico obtido nas coletas. A média amostral, o desvio padrão

amostral, desvio padrão relativo foram calculados por meio das Equações 4 e 5.

Nx

Ni

i�=

== 1 (4)


63

1

)(1

2

−

−=�=

=

N

xxs

Ni

ii

(5)

Para a apresentação dos resultados finais das determinações nas amostras aplicou-se

o teste t (Student) para verificar a faixa de valores em que a média populacional � situava-

se (Equação 6).

Nst

x×±=µ (6)

3.4.9.Descarte dos resíduos

Os resíduos tóxicos gerados em todos os experimentos foram acondicionados em

frascos de vidro, fechados e colocados em local apropriado, para posterior tratamento no

Laboratório de Resíduos Químicos (LRQ)† no campus da USP em São Carlos.

† ALBERGUINI L.B.A.; REZENDE M.O.O.; SILVA L.C. Laboratório de resíduos químicos do

campus USP – São Carlos – resultados da experiência pioneira em gestão e gerencimento de resíduos químicos em um campus universitário. Química Nova. v.26, n.2, p.291-295, 2003. Para maiores informações ver em www.residuos.kit.net (novembro de 2003).


64

4.1.AVALIAÇÃO DO MÉTODO DE EXTRAÇÃO E QUANTIFICAÇÃO

4.1.1.Curvas analíticas dos compostos organoclorados estudados

Para verificar a resposta do detector de captura de elétrons, fez-se as curvas

analíticas para todos os compostos organoclorados analisados, na faixa entre 5 e até 100 �g

L-1, observando linearidade para todos. As Figuras 38 a 44 apresentam as curvas analíticas

para os compostos organoclorados estudados.

0 10 20 30 40 50-2000

0

2000

4000

6000

8000

10000

12000

14000

16000

18000

equação da retaárea = 578,75 + 328,24[HCB]R = 0,994

área

(uni

dade

s)

concentração (µg L-1)

Figura 38. Curva analítica para o HCB.


65

0 10 20 30 40 50-1000

0

1000

2000

3000

4000

5000

6000

7000

8000

equação da retaárea = -145,24 + 147,85[α-HCH]R = 0,999

área

(uni

dade

s)


Figura 39. Curva analítica para o �-HCH.

0 20 40 60 80 100-500

0

500

1000

1500

2000

2500

3000

3500

4000

equação da retaárea = 142,04 + 36,672[γ-HCH]R = 0,996

área

(uni

dade

s)


Figura 40. Curva analítica para o �-HCH.


66

0 10 20 30 40 50

0

2000

4000

6000

8000

equação da retaárea = -27,977 + 155,37[PCB-29]R = 0,999

área

(uni

dade

s)


Figura 41. Curva analítica para o PCB-29.

0 20 40 60 80 100-5000

0

5000

10000

15000

20000

25000

30000

35000

equação da retaárea = 1163,4 + 337,24[PCB-50]R = 0,991

área

(uni

dade

s)




67

0 20 40 60 80 100

0

1000

2000

3000

4000

5000

6000

7000


área

(uni

dade

s)



0 20 40 60 80 100

0

500

1000

1500

2000

2500

3000


área

(uni

dade

s)




68

4.1.2.Sensibilidade

A sensibilidade do detector cromatográfico é a relação entre a concentração do

composto analisado e o sinal gerado por ele. A avaliação da sensibilidade foi feita a partir

do cálculo de LOD e LOQ (equações 2 e 3). Os valores de LOD e LOQ para os compostos

organoclorados estudados são dados na Tabela 9.

Tabela 9. Valores de LOD e LOQ obtidos para os compostos estudados. OC LOD (ng g-1) LOQ (ng g-1)

HCB 0,39 1,17 �-HCH 4,56 13,82 �-HCH 1,06 3,20 PCB-29 4,67 14,17 PCB-50 1,49 4,51 PCB-188 2,14 6,47 PCB-200 1,98 6,02

Os valores de LOD e LOQ obtidos para os compostos estudados foram

considerados bons em relação aos encontrados na literatura [65], especialmente para os

pesticidas clorados. Os valores citados seriam considerados altos [87] caso a análise fosse

realizada com água como matriz, devido à baixa solubilidade dos compostos em meio

aquoso (Anexo). Para a quantificação em matrizes biológicas, tais como peixes, os limites

alcançados foram considerados satisfatórios.

4.1.3.Eficiência do método (recuperação)

Na literatura não se encontrou nenhum trabalho que sugerisse algum material que

pudesse servir como matriz para um método de extração de pesticidas em insetos aquáticos.

SANTOS [72] utilizou sulfato de sódio anidro para avaliação do método de extração de

PCBs em sedimentos e moluscos.

O desvio padrão e o desvio padrão relativo foram calculados a partir das

concentrações obtidas. Realizaram-se três medidas para cada concentração (25, 50 e 100 �g

L-1) totalizando, portanto, nove extrações. A Tabela 10 apresenta os valores de recuperação

obtidos para o método de extração de compostos organoclorados em insetos aquáticos.


69

Tabela 10. Porcentagem de recuperação dos analitos em diferentes concentrações e respectivos desvios padrão, desvio padrão relativo e média, para o método de extração em insetos aquáticos.

OC (%) 25 ng g-1

s srel 50 ng g-1

s srel 100 ng g-1

s srel Média

HCB 85,07 3,23 3,79 92,46 2,74 2,96 81,55 5,87 7,20 86,36

�-HCH 81,38 2,70 3,32 81,68 2,56 3,13 94,84 8,68 9,15 85,97

�-HCH 70,96 3,09 4,35 70,39 0,35 0,50 93,56 9,56 10,22 78,30

PCB-29 75,08 2,60 3,46 108,54 4,60 4,24 118,85 18,55 15,61 100,82

PCB-50 79,93 22,89 28,64 101,88 2,31 2,27 80,94 5,36 6,62 87,58

PCB-188 78,48 21,90 27,91 119,39 15,22 12,45 101,77 12,44 12,22 99,88

PCB-200 117,47 22,50 19,15 118,12 14,26 12,07 87,81 9,12 10,38 107,80

Os valores de recuperação do método foram considerados satisfatórios já que estão

na faixa de valores recomendada [75] pela Agência de Proteção Ambiental dos Estados

Unidos (US-EPA), que aceita recuperações na faixa de 70-120%, com desvio padrão

relativo máximo de 30%. No entanto, em alguns valores da literatura [87] os valores de srel

são considerados altos. Valores de recuperação acima de 100% são esperados devido ao

efeito matriz, que ocorre em colunas de GC e de fase líquida, quando repetidas as injeções

da amostra, que formam uma camada dos componentes da amostra no início da coluna e

introduzem uma nova “fase” na coluna, o que afeta o caráter de eluição e retenção dos

analitos em contato com esta fase, gerando alargamento dos picosa.

A avaliação do método de extração de compostos organoclorados em peixes foi

realizada com amostras de peixes fornecidas pelo Centro de Aqüicultura de Jaboticabal –

UNESP. O procedimento para a recuperação foi exatamente o mesmo empregado para o

método de extração em insetos aquáticos, fazendo-se o teste em três concentrações (25, 50

e 100 �g L-1) e em triplicata. A Tabela 11 apresenta os valores de recuperação obtidos para

o método de extração de compostos organoclorados em peixes. Verificou-se se havia nas

amostras fornecidas a presença de contaminantes, realizando-se uma análise das mesmas

não sendo encontrado nenhum composto que pudesse interferir nos testes de recuperação

(cromatograma em Anexo).

a BARKER S.A. Sorbent Technologies. In: Residues Analysis in food: principles and applications apud DÓREA H.S., LANÇAS F.M. MSPD – técnica moderna para extração de resíduos de pesticidas. Caderno UFS – Química e meio ambiente. 7-19. 2000 (?).


70

Tabela 11. Porcentagem de recuperação dos analitos em diferentes concentrações e respectivos desvios padrão, desvio padrão relativo e média, para o método de extração em peixes.

OC (%) 25 ng g-1

s srel (%)

50 ng g-1

s srel (%)

100 ng g-1

s srel (%)

Média

HCB 73,86 7,17 9,71 74,36 6,13 8,24 77,29 4,61 5,96 75,17

�-HCH 71,24 3,60 5,05 88,14 15,61 17,71 70,09 5,15 7,35 76,49

�-HCH 72,46 13,67 18,87 70,31 1,38 1,96 73,13 5,94 8,12 71,97

PCB-29 106,55 14,83 13,92 70,97 2,06 2,90 70,04 4,96 7,08 82,52

PCB-50 100,49 9,09 9,05 91,14 6,22 6,82 71,59 6,28 8,77 87,74

PCB-188 118,4 9,41 7,95 118,25 14,71 12,44 105,33 3,57 3,39 113,99

PCB-200 119,83 9,21 7,69 117,47 22,96 19,55 114,34 2,89 2,53 117,21

Na recuperação dos analitos para o método de extração em peixes os valores em

porcentagem foram considerados satisfatórios (dentro da faixa de 70-120%, como

mencionado anteriormente). Porém, o valor médio de recuperação para este método

(89,30%) foi menor que o valor médio apresentado na Tabela 10 (92,39%). Este resultado

era esperado devido à etapa adicional de remoção de lipídeos, na qual pode haver perdas

dos analitos. Os valores de desvio padrão relativo também estão dentro da faixa de valores

recomendada (<30%), porém são considerados altos se comparados com dados observados

na literatura [87]. Os altos valores de desvio padrão nas medidas estão associados a

problemas de sensibilidade do detector de captura de elétrons do instrumento

cromatográfico, que passou por várias sessões de manutenção durante o período de

pesquisa.

Dentre os analitos, o que apresentou menor valor de recuperação foi o �-HCH

(78,30 e 71,97%, respectivamente), devido a uma maior instabilidade química em relação

aos outros compostos organoclorados estudados (fato observado no manuseio das soluções

padrão do composto). Observaram-se nestes testes alguns valores acima de 100%, que são

ocasionados pelo efeito matriz já mencionado.

Apesar dos testes de recuperação dos analitos em amostras de material biológico

terem apresentado menores valores em relação aos testes realizados com sulfato de sódio

anidro, a metodologia de extração e quantificação foi considerada viável devido à faixa de

resultados situar-se entre 70 e 120%.


71

4.2.COLETA DAS AMOSTRAS E BIOMETRIA

4.2.1.Descrição geral

Os dias que antecederam a esta amostragem foram tomados por chuva intensa,

causando problemas na locomoção na estrada que liga Apiaí a Iporanga. Os desmatamentos

na região e a chuva forte provocaram deslizamentos na encosta impedindo a passagem de

veículos e pedestres.

A primeira coleta ocorreu dia 27 de janeiro de 2003 às 23:30h, no rio Betari, interior

do Bairro da Serra (ponto A). O local é limite do PETAR, e o rio apresentava forte

correnteza devido às fortes chuvas da frente fria. Os peixes foram coletados com tarrafa na

margem direita do rio. Esta coleta foi realizada no período noturno para facilitar a coleta de

exemplares de hábito noturno, como o Pimelodus.

A segunda coleta realizou-se no dia 28 de janeiro de 2003 às 14:00h na

desembocadura do córrego do Fria, no rio Betari, próximo ao encontro com o rio Ribeira de

Iguape (ponto C). Naquele ponto o rio Betari apresentou forte correnteza devido às chuvas.

Havia grande quantidade de insetos aquáticos e outros representantes da fauna local. A

coleta de peixes foi realizada com tarrafa e a coleta dos insetos aquáticos com pequena rede

com cabo (buçá).

A terceira coleta realizou-se em riacho tributário do rio Betari, próximo à saída da

caverna Alambari de Baixo (ponto B). A coleta dos peixes foi realizada com tarrafa e rede

de arraste.

Em relação às coletas foram feitas as seguintes observações:

♦ em todos os pontos a água dos rios estava visualmente suja devido à intensa

lixiviação ocorrida nos dias anteriores.

♦ os três pontos de coleta foram os únicos disponíveis para a realização das coletas de

peixes devido à forte correnteza e ao alto nível das águas, impossibilitando o uso de redes

de espera para a coleta de espécies de peixes de porte maior.

O principal rio da região, Ribeira de Iguape, estava com 5,0 m acima do seu nível

normal, apresentando água com aspecto barrento devido à lixiviação e forte correnteza.


72

Este alto nível das águas foi verificado, também, no rio Betari, impossibilitando a coleta de

exemplares de peixes em pontos tradicionais de pesca do local.

4.2.2.Medida dos parâmetros ambientais da água (condutividade. OD, pH, temperatura e

turbidez) nos pontos de coleta

Em todos os pontos de coleta a água não apresentou sinais visuais de poluição, tais

como materiais flutuantes (como por exemplo, espumas não naturais), óleos ou graxas, ou

ainda, substâncias que caracterizem cor ou odor ou substâncias que formem depósitos

objetáveis.

As águas dos pontos de coleta analisados são regularmente utilizadas para diversos

fins, dos quais a recreação e esportes praticados por turistas. De acordo com a Resolução

CONAMA nº 20 as águas dos pontos de coleta analisados podem ser classificadas, em

relação ao seu uso, como água doce de Classes I e II, que são águas destinadas [88]:

♦ Ao abastecimento doméstico, após tratamento convencional;

♦ À proteção de comunidades aquáticas;

♦ À recreação de contato primário (natação e mergulho);

♦ À irrigação de hortaliças e plantas frutíferas;

♦ À criação natural ou intensiva (aqüicultura) de espécies destinadas à alimentação

humana.

As águas do rio Betari e afluentes são utilizadas para tais fins (com exceção do

último) e, portanto, devem apresentar resultados para se enquadrar nesta classificação. Para

as classes mencionadas os valores aceitáveis apresentados pela Resolução são dados na

Tabela 12 (na Resolução não são comentados dados a respeito de faixa de valores de

temperatura e condutividade).

Tabela 12. Valores aceitáveis na resolução nº 20 do CONAMA para OD, pH e turbidez [88].

Classificação OD (mg L-1) pH Turbidez (UNT) Classe I >6,000 6,00-9,00 <40 Classe II >5,000 6,00-9,00 <100


73

As medidas dos parâmetros ambientais (condutividade, OD, pH, temperatura e

turbidez) dos pontos de coleta são apresentadas na Tabela 13.

Tabela 13. Valores dos parâmetros ambientais da água medidos nos pontos de coleta. Ponto de coleta Condutividade

(mS cm-1) OD

(mg L-1) pH Temperatura

(ºC) Turbidez (UNT)

Rio Betari, limite final do parque (ponto A).

0,106 8,930 9,06 22,7 5-10

Rio Alambari (ponto B). 0,154 8,032 8,18 19,8 5-10 Córrego do Fria (ponto C). 0,028 9,003 7,18 22,7 5-10

Média 0,096 8,655 8,14 21,7 5-10

Em relação aos dados obtidos, verifica-se, em acordo com a Resolução CONAMA

nº 20, que as águas dos pontos de coleta estão em condições de pertencer às categorias de

águas doces de Classe I ou II, porém observados apenas os fatores medidos: características

visuais e de odor, OD, pH e turbidez. Apenas o valor de pH do rio Betari (9,06) foi

considerado acima do exigido para a classificação citada. O fato era esperado, devido à alta

concentração de carbonatos provenientes do material calcário das rochas que compõem a

estrutura geomorfológica da região [79], e como a extensão do rio Betari é maior em relação

aos outros rios, este recebe a maior carga proveniente da lixiviação. Dentre os valores de

temperatura apenas o obtido no ponto C (19,8ºC) foi considerado baixo (diferença de

2,9ºC) em relação aos outros pontos. Os valores obtidos de condutividade indicam que há

pouca concentração de íons dissolvidos em relação às áreas mais desenvolvidas [87]. A

concentração de OD foi considerada alta, sendo que em locais onde há despejo industrial

contendo matéria orgânica a concentração de OD é da ordem de 1,0 mg L-1 [87].

Os valores médios obtidos para os parâmetros (condutividade, OD, pH, temperatura

e turbidez), são considerados propícios para a manutenção da vida aquática; de insetos

aquáticos, peixes e outras espécies constituintes da rica fauna da região. Porém, é

necessário um monitoramento mais aprofundado, com medidas nas diferentes estações do

ano para um estudo mais conclusivo a respeito desses parâmetros.


74

4.2.3.Biometria do material biológico coletado

Várias espécies de insetos aquáticos foram encontradas no ponto C (córrego do

Fria), porém apenas três espécies foram encontradas em número conveniente para estudo. A

Tabela 14 apresenta os nomes sistemáticos (ordem e família), número de exemplares e

comprimento médio dos insetos aquáticos coletados.

Tabela 14. Nomes sistemáticos dos insetos aquáticos coletados no ponto C, número de exemplares coletados e comprimento médio.

Ordem Família Nº de indivíduos coletados Comprimento (cm)

Coleóptera Gerridae 10 1,0 Hemíptera Gerinidae (espécie maior) 7 2,2 Hemíptera Gerinidae (espécie menor) 28 0,8

Todas as espécies de insetos aquáticos coletados estavam concentradas na margem

do córrego do Fria, nadando sobre a superfície da água. A espécie que se conseguiu maior

número de exemplares foi a menor da ordem Hemíptera, com 28 indivíduos coletados.

Além de insetos aquáticos, o ponto C apresentou maior diversidade animal dentre todos os

pontos estudados, sendo coletadas várias espécies de peixes de pequeno porte e crustáceos.

Nos três pontos de coleta conseguiram-se ao todo quatro espécies de peixes

selecionados para estudo. O número de exemplares conseguidos em cada ponto de coleta e

a biometria de cada espécie (comprimento médio e massa média) são dados na Tabela 15.

Tabela 15. Número de exemplares de peixes coletados e dados biométricos. Peixe Número de

exemplares Comprimento médio

(cm) Massa média

(g) Ponto A

Hypostomus 18 10,1 6,99 Astyanax 28 8,6 9,00 Pimelodus 8 10,0 8,10

Ponto B Hypostomus 4 8,7 6,05 Astyanax 3 8,7 10,00 Pimelodus 5 8,5 4,43 Corydoras 12 5,5 2,54

Ponto C Hypostomus 2 10,8 11,00 Astyanax 5 7,7 6,08


75

Os dados biométricos dos exemplares de peixes coletados nos três pontos não

apresentaram significativas diferenças biométricas. São considerados peixes de pequeno

porte que dificilmente são usados para pesca ou alimentação (com exceção do gênero

Astyanax). O ponto que apresentou maior abundância em quantidade de peixes foi o ponto

A, devido à maior extensão do rio Betari em relação aos outros pontos, sendo coletados ao

todo 54 exemplares de peixes. O ponto C, apesar de apresentar animais de outras classes e

filos, tais como os insetos aquáticos e crustáceos, apresentou a menor quantidade de peixes,

com apenas dois gêneros coletados em quantidades convenientes para estudo (Hypostomus

e Astyanax). O ponto B apresentou maior diversidade de espécies de peixes estudados

(quatro espécies). Somente dois gêneros (Hypostomus e Astyanax) foram coletados em

todos os pontos de estudo. Astyanax foi o mais coletado (36 exemplares). Hypostomus foi o

gênero que apresentou maior tamanho médio (9,87 cm), enquanto Astyanax apresentou

maior massa média (8,36 g).

Um importante dado biométrico a ser considerado quando se estuda a presença de

contaminantes organoclorados é o teor de lipídeos nos tecidos do material biológico.

Compostos organoclorados têm características lipofílicas e, devido a este fato, ocorre a

bioacumulação daqueles compostos nos tecidos que contêm lipídeos. O teor de lipídeos foi

medido nos gêneros coletados, em suas diferentes partes: musculatura (filé) e vísceras. A

Figura 45 apresenta o teor de lipídeos encontrados nas amostras de peixes do ponto A.

2,97

7,73

1,76

3,55

2,94 3,47

0,00

4,00

8,00

teor

de

lipíd

eos

(%)

Hyposto

mus

Astyan

ax

Pimelo

dus

filé

vísceras

Figura 45. Teor de lipídeos nas amostras de peixes do ponto A.


76

Nas amostras de peixes coletados no ponto A, verificou-se que Hypostomus

apresentou maior teor de lipídeos tanto na musculatura quanto em sua parte visceral. Isto

ocorre pelo fato de que este gênero, dentre os três coletados, é o de menor mobilidade no

corpo d’água e, portanto, de metabolismo mais baixo com a tendência de acumular reservas

lipídicas [67]. Um resultado esperado é que em todos os gêneros o teor de lipídeos na parte

visceral é maior em relação à musculatura. Astyanax [82] apresentou o menor teor em sua

parte muscular por ser o gênero de maior mobilidade no corpo d’água; não é um peixe de

fundo, assim como o Hypostomus e Pimelodus. As amostras de peixes coletados no ponto

B apresentaram resultados semelhantes aos exemplares coletados no ponto A (Figura 46).

3,37

4,22

2,01

3,56 4,

13 4,86

2,70

3,58

0,00

2,50

5,00

teor

de

lipíd

eos

(%)

Hyposto

mus

Astyan

ax

Pimelo

dus

Corydora

s

filévísceras

Figura 46. Teor de lipídeos nas amostras de peixes do ponto B.

Para as amostras de peixes coletados no ponto B Pimelodus apresentou maior média

de teor de lipídeos (4,49%), superando Hypostomus (3,79%), demonstrando que aquele

gênero de peixes possa ter maior mobilidade na bacia do Betari. Novamente, Astyanax

apresentou a menor média de teor de lipídeos (2,78%), mostrando novamente que é um

peixe mais ativo (de metabolismo mais rápido) em relação aos outros gêneros estudados.

Os valores de teor de lipídeos das amostras de peixes coletados no ponto C

(Hypostomus e Astyanax), são apresentados na Figura 47.


77

5,59

4,95

2,83

4,34

0,00

3,00

6,00

teor

de

lipíd

eos

(%)

Hyposto

mus

Astyan

ax

filé

vísceras

Figura 47. Teor de lipídeos nas amostras de peixes coletados no ponto C.

As amostras de peixes coletados no ponto C apresentaram a maior média de teor de

lipídeos dentre todos os pontos estudados. A este fato está relacionada a pouca vazão do

curso d’água no ponto exato de coleta (ambiente lêntico) e, também, pode estar relacionado

à maior disponibilidade de alimento (presença de insetos aquáticos), para o caso do

Astyanax, peixe que se alimenta geralmente de coleópteros e hemípteros [82]. Um resultado

singular apresentado na Figura 47 é um valor maior obtido de teor de lipídeos na parte

muscular do Hypostomus, em relação à sua parte visceral, indicando uma tendência própria

deste gênero de acumular reservas lipídicas para períodos de pouca disponibilidade de

alimento [67]. Comparando-se a média de teor de lipídeos obtida em cada ponto de estudo,

verifica-se outro resultado esperado, apresentado na Figura 48.

3,74

3,55

4,43

3

3,75

4,5

% d

e lip

ídeo

s

A B C

ponto de estudo

Figura 48. Valores médios de teor de lipídeos das amostras de peixes coletados nos três pontos de estudo.


78

O maior valor da média de teor de lipídeos obtido foi justamente no ponto C, onde a

correnteza do curso d’água é menor em relação aos outros pontos (rio Betari e rio

Alambari). Os pontos A e B apresentaram valores semelhantes entre si, apesar de o rio

Betari (ponto A) ter uma vazão maior que o rio Alambari (ponto B), ambos os locais

estavam com a mesma velocidade de curso d’água, o que sugere os valores apresentados na

Figura 48. Fazendo-se a média das medidas por gênero usando-se todos os exemplares dos

três pontos, chega-se aos resultados apresentados na Figura 49. 3,

985,

634,

81

2,20

3,82

3,01 3,

54 4,17

3,86

2,70

3,58

3,14

0

3

6

% d

e lip

ídeo

s

Hypos

tomus

Astyan

ax

Pimelo

dus

Corydo

ras

filévíscerasmédia

Figura 49. Média do teor de lipídeos na parte muscular e vísceras das amostras de peixes dos três pontos de estudo.

Verifica-se que Hypostomus e Pimelodus possuem as maiores médias de teor de

lipídeos (4,81 e 3,86%, respectivamente) devido à característica já mencionada de

metabolismo mais baixo dos gêneros citados. DEL GRANDE [87], em seu trabalho na bacia

do rio Piracicaba, obteve valores entre 6-9% de teor total de lipídeos em quatro espécies

estudadas (dentre elas está Hypostomus, com aproximadamente 9% de teor de lipídeos),

porém, os peixes estudados neste trabalho tinham maior porte, o que explica os valores

menores obtidos no presente trabalho. CHAN et al [52] obteve teores de lipídeos de 14

espécies de peixes marinhos na faixa de 0,71-3,70% (região de Hong Kong). THOMPSON

et al [20] estudaram resíduos de organoclorados (PCBs e DDT) em animais bivalves na

França encontrando altos teores de lipídeos, na faixa de 6,0-8,6%. ZHOU & WONG [13]

estudaram a bioacumulação de PCBs (provenientes de sedimentos) em tilápias obtendo-se


79

2,7-5,7% de teor de lipídeos. Nos trabalhos citados não se mencionou diretamente a relação

da concentração de compostos organoclorados detectados com o teor de lipídeos em cada

material biológico analisado, sugerindo que a bioacumulação de compostos organoclorados

seja conseqüência de fatores mais importantes, como o metabolismo da espécie, a natureza

do composto e as fontes contaminantes. O teor de lipídeos no material biológico é, nesses

casos, um fator secundário.


80

4.3.RESÍDUOS DE COMPOSTOS ORGANOCLORADOS NAS AMOSTRAS

Nos estudos recentes acerca da presença de contaminantes organoclorados em

material biológico a classe de animais mais estudada é a dos peixes, pela sua importância

ecológica e devido ao consumo humano. Neste estudo verificou-se a presença dos

contaminantes organoclorados em todos os gêneros de peixes encontrados nos três pontos

de estudo.

Os cromatogramas das amostras de peixes apresentaram pouca quantidade de picos

interferentes, mostrando que as etapas de remoção de lipídeos com tratamento ácido e

“clean-up” com o produto comercial Florisil® e sulfato de sódio anidro foram bem

sucedidas.

Para a detecção dos contaminantes nas amostras estudou-se cada ponto de estudo

em separado. Cada extração contou com a utilização de partes teciduais de até cinco

exemplares (musculatura ou vísceras) de cada gênero.

4.3.1.Resíduos de compostos organoclorados nas amostras do ponto A (rio Betari)

O rio Betari apresentou a maior quantidade de peixes coletados e três gêneros

(Hypostomus, Astyanax e Pimelodus). As concentrações obtidas de contaminantes

organoclorados nas amostras dos peixes do ponto A estão na Tabela 16.

Tabela 16. Concentração de contaminantes organoclorados nas amostras dos peixes do ponto A. t = 95%.

OC (ng g-1) Hypostomus Astyanax Pimelodus Filé Vísceras Filé Vísceras Filé Vísceras

HCB 6,43±1,27 6,82±1,35 <LOQ 2,72±0,54 <LOQ 6,72±1,33

�-HCH 25,41±6,33 <LOQ ND <LOQ ND <LOQ

�-HCH 121,09±27,01 91,57±21,94 13,50±3,23 85,11±20,39 61,90±13,83 66,93±13,03

PCB-29 ND ND ND <LOQ ND ND

PCB-50 ND ND ND ND ND <LOQ

PCB-188 ND ND <LOQ 47,47±8,35 <LOQ ND

PCB-200 <LOQ 25,07±7,56 19,41±5,86 159,50±48,12 78,60±23,71 42,06±12,69

� PCB - 25,07±7,56 19,41±5,86 206,97±56,47 78,60±23,71 42,06±12,69


81

A partir dos dados da Tabela 16 verifica-se que HCB, �-HCH e PCB-200 foram

encontrados em todas as matrizes estudadas no ponto A. Os congêneres de PCB 29 e 50

foram detectados em apenas uma das seis matrizes. A maior concentração detectada foi do

composto PCB-200 (159,50 ng g-1) nas vísceras do Astyanax. Nesta matriz também foi

detectado o congênere 188 em concentração considerável (47,47 ng g-1). Outro dado é que

os peixes deste ponto de estudo acumularam contaminantes organoclorados em maior parte

nas vísceras, parte em foi determinado maior teor de lipídeos (Figura 45, página 76).

STEFANELLI et al [89] estudaram a presença de PCBs em peixes do mar Adriático, sendo

observado que PCBs com maior grau de cloração foram detectados em maior concentração

na maioria das determinações. Tais resultados são esperados devido ao maior fator de

bioconcentração dos congêneres de PCBs com maior grau de cloração (Tabela 6, página

25) e este fato foi confirmado observando-se as concentrações obtidas dos congêneres 188

e 200 nas vísceras do Astyanax. CALHEIROS [90] detectou, para uma espécie de peixe em

Barra Bonita – SP, congêneres do Aroclor® 1260 na ordem de 900 ng g-1. DEL GRANDE [87] detectou, para uma amostra da bacia do rio Piracicaba – SP, 222,33 ng g-1do congênere

154. Os valores de concentração encontrados de PCBs no presente trabalho não eram

esperados, já que a área de estudo não possui fontes poluidoras prováveis de PCBs, como

regiões mais populosas e industrializadas. A detecção de pesticidas clorados era um

resultado esperado devido à prática agrícola presente nas proximidades do rio Betari [79]. No

trabalho de DEL GRANDE [87], detectou-se HCB na ordem de 0,81 a 4,66 ng g-1 em

diferentes espécies de peixes e tais valores estão relativamente próximos dos valores

apresentados na Tabela 16.

4.3.2.Resíduos de compostos organoclorados nas amostras do ponto B (rio Alambari)

O rio Alambari apresentou a maior variedade de espécies de peixes, sendo

selecionados quatro gêneros para estudo (Hypostomus, Astyanax, Pimelodus e Corydoras).

As concentrações obtidas de contaminantes organoclorados nas amostras dos peixes deste

ponto são apresentadas na Tabela 17.


82

Tabela 17. Resíduos de compostos organoclorados quantificados nas amostras de peixes do ponto B. t = 95%.

OC (ng g-1)

Hypostomus Astyanax Pimelodus Corydoras

Filé Vísc. Filé Vísc. Filé Vísc. Filé Vísc. HCB 1,75±0,34 ND <LOQ ND ND ND <LOQ ND

�-HCH <LOQ ND ND ND ND ND ND ND

�-HCH 62,7±15,0 19,3±4,6 16,7±4,0 ND 10,7±2,5 20,3±4,8 21,3±5,1 ND

PCB-29 ND ND ND ND ND ND ND ND

PCB-50 <LOQ <LOQ ND ND ND ND ND ND

PCB-188 ND ND ND ND ND ND ND ND

PCB-200 <LOQ 22,4±6,8 <LOQ 10,0±3,0 17,7±5,4 16,9±5,1 12,8±3,9 12,2±3,7

Verifica-se, a partir dos dados da Tabela 17, que se detectaram compostos

organoclorados em menor quantidade de matrizes e também em menores concentrações em

relação aos dados obtidos no rio Betari (ponto A). Tal fato pode ser explicado pela

localização do rio Alambari, por se situar em ponto mais distante do Bairro da Serra e dos

locais de prática agrícola e, também, pelo fato do rio Alambari ser de menor porte em

relação ao rio Betari (rio principal). A maior concentração de composto organoclorado

detectado foi a do �-HCH na parte muscular do Hypostomus (62,7 ng g-1), seguida de PCB-

200 nas vísceras do mesmo peixe (22,4 ng g-1). Verificou-se nas amostras deste ponto de

estudo a tendência de acumular os contaminantes na parte muscular (com exceção de �-

HCH no Pimelodus), o oposto observado nas amostras do rio Betari. Este fato sugere que a

menor movimentação do corpo d’água neste curso faz com que os peixes acumulem

maiores reservas lipídicas (Figura 46) e, por conseqüência, maior acúmulo de

contaminantes na parte muscular dependendo da espécie.

4.3.3.Resíduos de compostos organoclorados nas amostras do ponto C (córrego do Fria)

O córrego do Fria foi o único local de estudo em que foi possível a coleta de

material biológico de diferentes filos (peixes e insetos aquáticos). As concentrações obtidas

de contaminantes organoclorados nas amostras de insetos aquáticos do ponto C são

apresentadas na Tabela 18.

Não se detectou qualquer contaminante organoclorado na massa biológica dos

insetos aquáticos coletados no córrego do Fria, sugerindo que as principais fontes de

contaminação das amostras de peixes sejam a água e o sedimento dos cursos d’água,


83

provocando o fenômeno de bioacumulação e não biomagnificação. Porém, deve-se

considerar que a massa coletada de insetos aquáticos não foi representativa, sendo

necessária uma coleta mais abrangente, em termos de biodiversidade em variados locais de

estudo.

Tabela 18. Resíduos de compostos organoclorados quantificados nas amostras de insetos aquáticos coletados no ponto C.

Insetos aquáticos � OC (ng g-1) Coleóptera Gerridae ND Hemíptera Gerinidae (espécie maior) ND Hemíptera Gerinidae (espécie menor) ND

Apesar da diversidade de filos e classes, foi possível estudar-se apenas dois gêneros

de peixes (Hypostomus e Astyanax) no córrego do Fria. As concentrações obtidas de

contaminantes organoclorados nessas amostras são apresentadas na Tabela 19.

Tabela 19. Resíduos de compostos organoclorados quantificados nas amostras de peixes coletados no ponto C. t = 95%.

OC (ng g-1) Hypostomus Astyanax Filé Vísc. Filé Vísc.

HCB <LOQ 2,24±0,44 <LOQ 2,34±0,45

�-HCH ND <LOQ ND ND

�-HCH 14,1±3,4 9,09±2,16 <LOQ 25,0±6,0

PCB-29 ND ND ND ND

PCB-50 ND <LOQ ND ND

PCB-188 ND ND ND ND

PCB-200 ND 4,9±1,5 <LOQ 49,9±15,1

Assim como ocorreu no rio Alambari, o córrego do Fria apresentou menos matrizes

nas quais se detectou a presença de contaminantes organoclorados. O motivo para este fato

deve-se, também, à localização do curso d’água, que está ainda mais distante da área

povoada e agrícola. A maior concentração obtida foi a do congênere de PCB-200 (49,9 ng

g-1) nas vísceras do Astyanax (tal acontecimento ocorreu, também, para a matriz

equivalente do ponto A). Verifica-se pelos resultados da Tabela 19 que os peixes desse

ponto têm a tendência a acumular contaminantes na parte visceral (como ocorrido no ponto

A e o oposto do ponto B), com exceção apenas do �-HCH, detectado em maior

concentração na musculatura do Hypostomus, sendo possível fazer uma relação com o


84

maior teor lipídico nesta parte em relação à sua parte visceral. Nota-se que os pesticidas

clorados aparecem mais freqüentemente que os PCBs . A grande concentração encontrada

de PCB-200 quando detectado, é devida ao seu alto BCF que é conseqüência do alto grau

de cloração do congênere.

4.3.4.Comparação dos resultados por ponto de estudo

Comparando-se os três pontos de estudo em separado fica evidente que o local mais

impactado é o rio Betari. Como já foi mencionado, o rio Betari possui a maior vazão de

água em seu curso e, portanto, é o principal rio da área. Além disso, passa pelo Bairro da

Serra e recebe praticamente toda a carga de lixiviação de sua bacia. Com essa carga, recebe,

também, agentes poluidores, tais como os compostos organoclorados. A comparação de seu

impacto com as outras áreas de estudo neste trabalho, é apresentada na Figura 50.

100

50,6

1 7118

,83

7115

,37

0

50

100

A B C

pontos de estudo

% OC analisados

concentração OC (ng/g)

Figura 50. Comparação entre os pontos de estudo, porcentagem de OC analisados que foram detectados e concentração quando quantificados em cada ponto.

A partir da Figura 50 observa-se que, ao se distanciar da área povoada, o grau de

impacto diminui. Nos pontos B e C, a porcentagem de compostos organoclorados

detectados cai para 71% (100% para o rio Betari). No ponto B, a média da concentração de

organoclorados quantificados foi de 18,83 ng g-1 e o mesmo parâmetro medido no ponto C

(local de estudo mais distante da área povoada) teve o valor de 15,37 ng g-1 comprovando a

diminuição do grau de impacto.


85

4.3.5.Comparação dos resultados por gêneros de peixes coletados

A comparação dos resultados entre diferentes espécies estudadas é necessária para a

escolha do organismo bioindicador, isto é, aquela espécie que pode ser usada como

parâmetro para verificar o grau de impacto em uma determinada área de estudo []. A partir

dos dados obtidos dos gêneros de peixes coletados nos três pontos, comparou-se a média

das concentrações obtidas em cada parte do gênero. Os dados obtidos são apresentados na

Figura 51. 38

,58

25,5

9

16,5

4

47,6

4

30,1 34

,71

0

25

50

conc

entra

ção

OC

(ng/

g)

filé

vísc

eras filé

vísc

eras filé

vísc

eras

Hypostomus Astyanax Pimelodus

gêneros estudados

Figura 51. Média das concentrações dos compostos organoclorados em cada parte do peixe.

A partir da Figura 51 observa-se que Astyanax e Pimelodus possuem a tendência de

concentrar compostos organoclorados na parte visceral, acompanhando o valor da

porcentagem de teor de lipídeos. Hypostomus foi exceção, obtendo-se maior concentração

dos contaminantes em sua fração muscular. Tal dado sugere que o metabolismo de

Hypostomus faz com que os contaminantes da classe dos organoclorados sigam o caminho

de armazenamento, passando do sangue para fígado e rins e acumulando-se na musculatura

(ver Figura 10, página 24). Esta tendência de Hypostomus vem da sua capacidade de

acumular reservas lipídicas para períodos quando há pouca disponibilidade de alimento,

como foi mencionado. Para Astyanax e Pimelodus a tendência também é a de acumulação,


86

porém os contaminantes passam do sangue para permanecer no fígado e nos rins, ou ainda,

serem excretados a partir do fígado. Astyanax é um peixe muito mais ativo, que procura

alimento em áreas bem maiores que Hypostomus. Pimelodus é um peixe de comportamento

intermediário, o que explica os valores apresentados na Figura 51.

A comparação dos resultados obtidos na determinação do teor de lipídeos nas

diferentes partes dos gêneros de peixes estudados com a média da concentração de

compostos organoclorados encontrados em cada parte mostra a tendência esperada das

propriedades lipofílicas destes contaminantes. Houve maior bioacumulação de OC nas

vísceras (valor médio final), parte em que houve maior teor médio de lipídeos, o que pode

ser observado na Figura 52.

35,6

1

28,9

6

vísceras filé

OC (ng/g)

4,47

3,14

vísceras filé

teor de lipídeos (%)

Figura 52. Comparação entre a média do teor de lipídeos nas diferentes partes dos peixes estudados com a média da concentração de OC encontrada em cada parte.

Observa-se na Figura 52 que a razão entre os valores de compostos organoclorados

quantificados nas diferentes partes dos peixes estudados (1,23) é um valor relativamente

próximo à razão dos valores de teor de lipídeos entre as mesmas partes (1,42). Não se

encontrou na literatura comparação semelhante de valores. Isso mostrou que a tendência

geral entre os diferentes gêneros estudados é que haja maior acumulação de contaminantes

organoclorados na parte que contiver maior teor lipídico. Esta tendência não é aplicável

para a análise de uma única espécie ou gênero, já que isto depende do metabolismo de cada,

isto é, uma espécie ou gênero pode ter maior tendência de acumular contaminantes

organoclorados na musculatura, como ocorreu com Hypostomus, por exemplo.


87

Os valores verificados de alguns OC em peixes estão acima do que é permitido para

a adequada proteção da vida aquática e para o consumo humano. HCB não pode ser

detectado, enquanto o valor máximo total de PCBs para o organismo inteiro e úmido é 0,1

�g g-1 ou 100 ng g-1[91], valor excedido no estudo das vísceras do Astyanax do ponto A (rio

Betari). Para �-HCH, a Resolução CONAMA nº 20 [88], o limite máximo permitido em

águas é 0,02 �g L-1. Índices semelhantes para �-HCH não foram encontrados na literatura.

As concentrações de contaminantes organoclorados que podem prejudicar o

organismo do peixe, trazendo-lhe entraves para a reprodução ou problemas de ordem

hormonal podem variar de espécie para espécie. Alguns dados da literatura [5] mostram que

a dose letal (LD50) em 96 horas de HCB em peixes varia de 0,05-0,20 mg L-1 dependendo

da espécie. Para �-HCH, a toxicidade (LD50 em 96 horas) pode variar de 1,7-131,0 �g kg-1 [5]. Para PCBs, verificou-se alteração do metabolismo de trutas marrons [92] em

concentrações acima de 10,0 mg kg-1, valor bem acima dos encontrados no presente

trabalho, sugerindo que não possa haver problemas no metabolismo do material biológico

estudado. Porém, pode ocorrer a biomagnificação nos tecidos dos consumidores destes

peixes acarretando problemas de saúde para a população que, por ventura, possa consumi-

los.

4.3.6.Comparação dos resultados em relação aos compostos organoclorados estudados

Encontraram-se contaminantes organoclorados em 100% dos peixes estudados

(Figura 53), revelando contaminação nos três locais de coleta de amostras.

89,4

7

84,2

1

68,4

2

31,5

8

21,0

5

15,7

9

5,26

0,00

50,00

100,00

% d

as m

atriz

es

PCB

-200

�-H

CH

HC

B

�-H

CH

PCB

-50

PCB

-188

PCB

-29

Figura 53. Porcentagem dos compostos organoclorados encontrados.


88

PCB-200 foi detectado em mais de 89% das amostras, enquanto �-HCH e HCB

foram encontrados em 84 e 68%, respectivamente. Os outros congêneres de PCB foram

detectados em menor quantidade de amostras, sendo que PCB-188 foi quantificado em

apenas uma única amostra (parte visceral do Astyanax do ponto A). A detecção de certos

congêneres de PCBs depende exclusivamente do tipo de Aroclor® usado (e / ou descartado)

nas regiões circundantes e do BCF de cada congênere. A tendência é que congêneres com

alto grau de cloração (como PCB-200) sejam encontrados em maior concentração em

relação aos congêneres de menor grau de cloração. Este fato ocorreu com a amostra de

Astyanax do ponto A, quando se encontrou uma concentração maior de PCB-200 em

relação a PCB-188. GREIZERSTEIN et al [21], avaliou níveis de PCBs e pesticidas clorados

em leite materno; dos congêneres estudados, os que mais contribuíram para o valor final da

contaminação foram: 153, 138, 180 e 118. DEL GRANDE [87] detectou os congêneres 5,

50, 154 e 200 nos peixes da bacia do rio Piracicaba – SP, sendo observado aumento da

concentração obtida do congênere de PCB com o grau de cloração em algumas amostras.

Em outros trabalhos, por exemplo, no de AHMED et al [54], utilizam-se padrões de

Aroclor® (gerando até 15 picos no cromatograma, ou seja, 15 ou mais congêneres em cada

formulação), sendo apresentados resultados finais como a somatória da concentração de

todos os congêneres presentes na amostra. Como cada formulação de Aroclor® pode

apresentar mais que 15 congêneres, não é possível fazer uma correlação exata entre os

resultados obtidos das amostras para se saber à qual formulação de Aroclor® os congêneres

detectados pertencem. Porém, a detecção de octaclorobifenilas (como PCB-200) indica o

uso de Aroclor® 1260, já que naquela formulação predominam bifenilas com 7 e 8 átomos

de cloro na estruturaa.

Neste trabalho, as concentrações quantificadas de todos os compostos

organoclorados estudados nas amostras de peixes foram comparadas, sendo que �-HCH e

PCB-200 tiveram as maiores médias de concentrações. Compararam-se, usou-se os valores

de HCB, �-HCH e PCB-200, já que estes foram detectados na maioria das matrizes

a EISLER R. Polychlorinated biphenyls hazards to fish, wildlife, and invertebrates: a synoptic review. Washington, US Fish and Wildlife Service, 1986. (Biological Report, 85:1.7) apud CALHEIROS D.F. Ecotoxicologia de compostos organoclorados persistentes em um ecossistema eutrófico: represa de Barra Bonita – SP. São Carlos, 1993. Dissertação (Mestrado). Escola de Engenharia de São Carlos. Universidade de São Paulo. 198p.


89

estudadas. Os valores médios das concentrações obtidas dos compostos HCB, �-HCH e

PCB-200 são apresentados na Figura 54.

42,6

36,3

4,15

0

30

60co

ncen

traçã

o (n

g/g)

�-HCH PCB-200 HCB

Figura 54. Valores médios das concentrações dos compostos HCB, �-HCH e PCB-200.

�-HCH foi encontrado na maioria das amostras em altas concentrações devido ao

seu provável uso em zonas agrícolas presentes na bacia do rio Betari. Seu isômero, �-HCH,

foi detectado em algumas amostras, porém em menores concentrações. Tal fato deve-se à

formulação do inseticida [5], já que mais de 90% compreende o isômero �-HCH, tendo

como conseqüência maior facilidade em se detectar esse isômero em relação aos outros.

Esta regra nem sempre é aplicável, pois no trabalho de PANDIT et al [49], os autores

determinaram a presença dos isômeros �, �, � e � nos sedimentos da costa indiana, sendo

encontrados em maior concentração os isômeros � e � em relação à �-HCH. A formulação

do inseticida pode variar consideravelmente de país para país, já que os fabricantes podem

ser outros.

O herbicida HCB foi detectado em mais de 68% das matrizes analisadas, mas em

concentrações bem menores se comparadas às obtidas para �-HCH e PCB-200. Tais dados

podem sugerir menor uso desse pesticida em relação a �-HCH na região, menor BCF deste

composto ou, ainda, a combinação dos dois fatores.


90

♦ A metodologia utilizada para a extração e quantificação dos compostos

organoclorados, HCB, HCHs e PCBs, mostrou-se satisfatória, com índices de recuperação e

desvio padrão relativo dentro da faixa de valores aceita internacionalmente.

♦ O procedimento para a remoção de interferentes que possivelmente poderiam co-

eluir com os analitos (tratamento ácido e “clean-up”) foram bem sucedidos, tendo como

resultado poucos interferentes nos cromatogramas.

♦ A utilização de amostras de peixes Astyanax do Centro de Aqüicultura de

Jaboticabal – UNESP, foi de grande valia para realizar testes de recuperação dos analitos de

matrizes biológicas.

♦ A coleta de insetos aquáticos foi insuficiente para se realizar um estudo mais

completo acerca dos impactos, sendo necessária uma coleta em maior quantidade e em

maior número de pontos de estudo.

♦ A coleta de peixes foi razoável, já que uma determinação satisfatória de compostos

organoclorados em peixes requer amostras de maior porte e também em maior quantidade,

para possibilitar também a análise de todas as espécies coincidentes na totalidade dos

pontos de estudo.

♦ Os resultados obtidos na determinação do teor de lipídeos das amostras de peixes

eram já esperados, tanto em relação ao gênero de peixe estudado, quanto à mobilidade do

curso d’água do qual a amostra era proveniente.

♦ Os resultados da determinação de compostos organoclorados nos diferentes pontos

de estudo (rio Betari, rio Alambari e córrego do Fria) indicam que o local mais impactado

está mais próximo à zona de atividade agrícola e da parte povoada da bacia do Betari e que

o grau de impacto diminui à medida em que se aumenta a distância desses locais. Em

algumas determinações, detectaram-se HCB, �-HCH e PCB-200 acima do que é permitido

na legislação.

♦ A comparação dos resultados por gênero de peixe estudado mostrou uma tendência

geral do organismo do peixe em acumular contaminantes organoclorados na parte visceral,

parte esta que teve maior média de teor de lipídeos. A exceção foi o gênero Hypostomus,

que acumulou maior quantidade dos contaminantes na parte muscular (cuja média de teor

de lipídeos na musculatura foi a maior). A partir dessas comparações pode-se relacionar o


91

teor de lipídeos com a acumulação de compostos organoclorados, dependendo

primeiramente da espécie estudada e do local de onde se realizou a coleta da amostra.

♦ Dentre os gêneros de peixes coletados, o que apresenta maior potencial bioindicador

é o Astyanax, pois foi encontrado em todos os pontos estudados e em quantidade suficiente

para a avaliação.

♦ A avaliação geral do trabalho mostra que é necessário um estudo mais abrangente

da área da bacia do rio Betari, realizando coletas de amostra nos outros rios tributários do

Ribeira de Iguape e maior quantidade de amostras. Um dos pontos importantes deste

trabalho é que compostos organoclorados foram detectados em uma região primariamente

destinada ao ecoturismo. Porém, não se pode avaliar o impacto de toda uma bacia

hidrográfica apenas com os dados obtidos de amostras pouco representativas, à frente de

toda a fauna vivente da região. No entanto, fica um alerta.


92

PERSPECTIVAS DE TRABALHOS FUTUROS

♦ Relacionar os resultados obtidos neste trabalho com projetos paralelos acerca da

contaminação de compostos organoclorados nos recursos hídricos e do solo e sedimento da

região.

♦ Realizar novas coletas de material biológico em mais pontos de estudo e em outras

épocas do ano, para um estudo mais abrangente do impacto.

♦ Fazer determinações acerca da presença de metais pesados na biota, devido à

tradição mineraria da região.


93

ANEXO I: PROPRIEDADES FÍSICO-QUÍMICAS E NOMES COMERCIAIS DOS COMPOSTOS ESTUDADOS

Tabela 20. Propriedades físico-químicas do HCB [5]. HCB

Nome oficial (IUPAC) Hexaclorobenzeno

Estrutura molecular

Fórmula molecular C6Cl6

Massa molar (g mol-1) 284,81

Forma física Cristal sem cor.

Ponto de fusão (°C) 226

Ponto de ebulição (°C) 323-326

Estabilidade Estável em meio ácido ou básico.

Solubilidade Insolúvel em água, solúvel em benzeno, clorofórmio e éter dietílico.

Toxicidade em peixes 0,05-0,20 mg L-1 (LD50 em 96 horas), dependendo da espécie.


94

Tabela 21. Propriedades físico-químicas do �-HCH [5]. �-HCH

Nome oficial (IUPAC) 1,2,3,4,5,6-hexaclorocicloexano

Nome do isômero 1�,2�,3�,4�,5�,6�-gama

Estrutura molecular

Fórmula molecular C6H6Cl6

Massa molar (g mol-1) 290,80

Forma física Cristal sem cor.

Ponto de fusão (°C) 113-114

Ponto de ebulição (°C) -

Estabilidade Extremamente estável à luz, ar, temperaturas acima de 180ºC, ácidos.

Solubilidade Água (7,3 mg L-1 a 25ºC), hexano, acetona (43,5 mg L-1), metanol (7,4 mg L-1), etanol (6,4 mg L-1), benzeno (28,9 mg L-1), tolueno (27,6 mg L-1), xileno (24,7 mg L-1).

Toxicidade em peixes 0,16-0,30 mg L-1 (LD50 em 48h para espécies de pequeno porte).


95

Tabela 22. Propriedades físico-químicas de algumas formulaçõesa de Aroclor®. Propriedades 1242 1254 1260

Massa molar média (g mol-1) 261 327 372 Número de átomos de cloro 2-4 4-6 5-7 Grau de cloração (% em massa) 42 54 60 Solubilidade em H2O (�g L-1) 200-700 12-70 3-25 Pressão de vapor (10-4 mmHg, 20ºC) 9,0 1,8 0,9

Tabela 23. Nomes comerciais dos compostos estudados [93]. HCB �-HCH PCBs

Voronit C Forlin Aroclor Pentachlorophenyl chloride Inexit Chlorextol

Bunt-cure Silvanol Clophen Phenyl perchloryl Kwell Dykanol

Co-op hexa Gammaphex Fenclor Anticarie Lindaterra Inerteen

Julin’s carbon chloride Exagamma Kanechlor Perchlorobenzene Lovigram Monter

No bunt 40 Lindagranox Noflamol Granox nm Gallogamma Pyralene No bunt 80 Santotherm Sanocide Sovol

Snieciotox Therminol Smut-go

a AFORDE S.A.L. Analysing PCBs. Environmental Science and Technology, 20 (12), 1194-1199, 1986 apud SANTOS S. Determinação de PCBs em ambiente lacustre. São Carlos, 2000. 90p. Dissertação (Mestrado), Instituto de Química de São Carlos, Universidade de São Paulo.


96

ANEXO II: CROMATOGRAMAS

Figura 55. Cromatograma da solução padrão contendo os compostos organoclorados estudados.

Figura 56. Cromatograma do extrato da amostra de Astyanax (CAU - Jaboticabal), usado como branco.


97

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i

SUMÁRIO

LISTA DE FIGURAS v

LISTA DE TABELAS viii

LISTA DE ABREVIATURAS x

RESUMO xi

ABSTRACT xii

1. INTRODUÇÃO 1

1.1. PESTICIDAS............................................................................................................................... 2

1.1.1. HISTÓRIA DOS PESTICIDAS...................................................................................................... 3 1.1.2. PROBLEMAS NO USO DOS PESTICIDAS ..................................................................................... 3 1.1.3. PESTICIDAS CLORADOS........................................................................................................... 4

1.1.3.1. Hexaclorobenzeno (HCB) .............................................................................................. 4 1.1.3.2. Hexaclorocicloexanos (HCHs) ...................................................................................... 5

1.2. BIFENILAS POLICLORADAS (PCBS)................................................................................... 7

1.2.1. HISTÓRICO.............................................................................................................................. 7 1.2.2. PRODUÇÃO DOS PCBS ............................................................................................................ 9 1.2.3. PROPRIEDADES E USOS DOS PCBS .......................................................................................... 9 1.2.4. OCORRÊNCIA DOS PCBS NO AMBIENTE .................................................................................. 9

1.2.4.1. PCBs nos seres vivos ................................................................................................... 11 1.2.5. EFEITOS TÓXICOS DOS PCBS ................................................................................................ 11 1.2.6. CONGÊNERES DE PCBS ESTUDADOS..................................................................................... 11


ii

1.3. DETERMINAÇÃO DE PESTICIDAS E PCBS NO AMBIENTE........................................ 13

1.4. AMOSTRAGEM – MATRIZES AMBIENTAIS ................................................................... 16

1.4.1. PARÂMETROS AMBIENTAIS DA ÁGUA.................................................................................... 16 1.4.1.1. Condutividade.............................................................................................................. 16 1.4.1.2. Oxigênio dissolvido (OD) ............................................................................................ 17 1.4.1.3. pH ................................................................................................................................ 17 1.4.1.4. Temperatura................................................................................................................. 17 1.4.1.5. Turbidez ....................................................................................................................... 18

1.4.2. MATRIZ ESTUDADA I – INSETOS AQUÁTICOS ........................................................................ 19 1.4.2.1. Importância dos insetos aquáticos em análises ambientais......................................... 20

1.4.3. MATRIZ ESTUDADA II – PEIXES ............................................................................................ 21 1.4.3.1. Importância dos peixes como bioindicadores: entrada e acumulação de contaminantes

................................................................................................................................................................ 22 1.4.3.2. Biotransformação dos contaminantes no organismo do peixe..................................... 25

1.5. EXTRAÇÃO DOS ANALITOS DAS MATRIZES ................................................................ 27

1.6. “CLEAN-UP” ............................................................................................................................ 29

1.7. DETERMINAÇÃO CROMATOGRÁFICA........................................................................... 30

1.7.1. CONCEITO ............................................................................................................................ 30 1.7.2. PROCESSO DE SEPARAÇÃO .................................................................................................... 30 1.7.3. CROMATOGRAFIA EM FASE GASOSA ..................................................................................... 31 1.7.4. DETECÇÃO POR CAPTURA DE ELÉTRONS ............................................................................... 32

1.8. ÁREA DE ESTUDO – BACIA DO RIO BETARI, VALE DO RIBEIRA-SP ..................... 34

1.8.1. ALTO VALE DO RIBEIRA....................................................................................................... 34 1.8.2. RIO BETARI: CARACTERÍSTICAS FÍSICAS............................................................................... 35 1.8.3. ASPECTOS CLIMÁTICOS E FITOGEOGRÁFICOS DA REGIÃO ..................................................... 36 1.8.4. HISTÓRICO DA OCUPAÇÃO HUMANA NO ALTO VALE DO RIBEIRA ........................................ 39 1.8.5. PARQUE ESTADUAL TURÍSTICO DO ALTO RIBEIRA (PETAR)............................................... 42 1.8.6. SITUAÇÃO SÓCIO-ECONÔMICA ATUAL DA POPULAÇÃO (BAIRRO DA SERRA) ........................ 42

2. OBJETIVOS 45

3. EXPERIMENTAL 46


iii

3.1. AMOSTRAGEM....................................................................................................................... 46

3.1.1 PONTOS DE COLETA ............................................................................................................... 46 3.1.2. DETERMINAÇÃO DOS PARÂMETROS AMBIENTAIS DA ÁGUA (IN SITU) ................................... 49

3.2. MATERIAL BIOLÓGICO ANALISADO.............................................................................. 50

3.2.1. HYPOSTOMUS (CASCUDO) .................................................................................................... 50 3.2.2. ASTYANAX (LAMBARI) ......................................................................................................... 51 3.2.3. PIMELODUS (MANDI) ............................................................................................................ 52 3.2.4. CORYDORAS (SARRO OU SARRINHO)..................................................................................... 53 3.2.5. INSETOS AQUÁTICOS............................................................................................................. 54

3.3. MATERIAL E REAGENTES.................................................................................................. 56

3.3.1. REAGENTES .......................................................................................................................... 56 3.3.2. LIMPEZA DO MATERIAL ........................................................................................................ 56 3.3.3. SOLUÇÕES PADRÃO .............................................................................................................. 57

3.4. MÉTODO DE EXTRAÇÃO E QUANTIFICAÇÃO ............................................................. 58

3.4.1. LINEARIDADE DOS COMPOSTOS ............................................................................................ 58 3.4.2. SENSIBILIDADE: LIMITE DE DETECÇÃO (LOD) E LIMITE DE QUANTIFICAÇÃO (LOQ)............ 58 3.4.3. AVALIAÇÃO DO MÉTODO ...................................................................................................... 59

3.4.3.1. Recuperação do método para a extração dos analitos em insetos aquáticos .............. 59 3.4.3.2. Recuperação do método para a extração dos analitos em peixes................................ 59

3.4.4. EXTRAÇÃO DOS ANALITOS DAS MATRIZES............................................................................ 60 3.4.5. DETERMINAÇÃO DO TEOR DE LIPÍDEOS NAS AMOSTRAS DE PEIXES ....................................... 60 3.4.6. TRATAMENTO ÁCIDO E “CLEAN-UP” .................................................................................... 60 3.4.7. DETERMINAÇÕES CROMATOGRÁFICAS ................................................................................. 61 3.4.8. ANÁLISE ESTATÍSTICA DOS DADOS OBTIDOS......................................................................... 62 3.4.9. DESCARTE DOS RESÍDUOS..................................................................................................... 63

4. RESULTADOS E DISCUSSÃO 63

4.1. AVALIAÇÃO DO MÉTODO DE EXTRAÇÃO E QUANTIFICAÇÃO ............................. 64

4.1.1. CURVAS ANALÍTICAS DOS COMPOSTOS ORGANOCLORADOS ESTUDADOS.............................. 64 4.1.2. SENSIBILIDADE..................................................................................................................... 68 4.1.3. EFICIÊNCIA DO MÉTODO (RECUPERAÇÃO) ............................................................................ 68

4.2. COLETA DAS AMOSTRAS E BIOMETRIA ....................................................................... 71


iv

4.2.1. DESCRIÇÃO GERAL ............................................................................................................... 71 4.2.2. MEDIDA DOS PARÂMETROS AMBIENTAIS DA ÁGUA (CONDUTIVIDADE. OD, PH,

TEMPERATURA E TURBIDEZ) NOS PONTOS DE COLETA .................................................................................. 72 4.2.3. BIOMETRIA DO MATERIAL BIOLÓGICO COLETADO ................................................................ 74

4.3. RESÍDUOS DE COMPOSTOS ORGANOCLORADOS NAS AMOSTRAS..................... 80

4.3.1. RESÍDUOS DE COMPOSTOS ORGANOCLORADOS NAS AMOSTRAS DO PONTO A (RIO BETARI) . 80 4.3.2. RESÍDUOS DE COMPOSTOS ORGANOCLORADOS NAS AMOSTRAS DO PONTO B (RIO ALAMBARI)

..................................................................................................................................................................... 81 4.3.3. RESÍDUOS DE COMPOSTOS ORGANOCLORADOS NAS AMOSTRAS DO PONTO C (CÓRREGO DO

FRIA) ............................................................................................................................................................ 82 4.3.4. COMPARAÇÃO DOS RESULTADOS POR PONTO DE ESTUDO..................................................... 84 4.3.5. COMPARAÇÃO DOS RESULTADOS POR GÊNEROS DE PEIXES COLETADOS ............................... 85 4.3.6. COMPARAÇÃO DOS RESULTADOS EM RELAÇÃO AOS COMPOSTOS ORGANOCLORADOS

ESTUDADOS .................................................................................................................................................. 87

5. CONCLUSÕES 89

PERSPECTIVAS DE TRABALHOS FUTUROS 91

ANEXOS 92

ANEXO I: PROPRIEDADES FÍSICO-QUÍMICAS E NOMES COMERCIAIS DOS

COMPOSTOS ESTUDADOS ....................................................................................................................... 93

ANEXO II: CROMATOGRAMAS ................................................................................................ 96

6. REFERÊNCIAS BIBLIOGRÁFICAS 96


v

LISTA DE FIGURAS

FIGURA 1. ESTRUTURA QUÍMICA DO HEXACLOROBENZENO (HCB)..................................................................... 5 FIGURA 2. ESTRUTURA QUÍMICA DOS ISÔMEROS DE HEXACLOROCICLOEXANO (HCH) ESTUDADOS. A: ISÔMERO

�. B: ISÔMERO �. ....................................................................................................................................... 6 FIGURA 3. ESTRUTURA QUÍMICA BÁSICA DA BIFENILA........................................................................................ 8 FIGURA 4. CONGÊNERES DE PCBS ESTUDADOS NESTE TRABALHO.................................................................... 12 FIGURA 5. MAPA DO GLOBO TERRESTRE INDICANDO OS LOCAIS EM QUE SE RELATOU A PRESENÇA DE

COMPOSTOS ORGANOCLORADOS E DE OUTRAS CLASSES EM MATRIZES AMBIENTAIS DIVERSAS. .............. 14 FIGURA 6. FLUXO DE COMPOSTOS ORGANOCLORADOS DO AR PARA AMBIENTES AQUÁTICOS E SERES VIVOS. ... 15 FIGURA 7. PARTES MORFOLÓGICAS PRINCIPAIS DO CORPO DE UM INSETO......................................................... 19 FIGURA 8. PARTES MORFOLÓGICAS PRINCIPAIS DE UM PEIXE. ........................................................................... 21 FIGURA 9. NÚMERO DE ESPÉCIES DE PEIXES COMPARADO AO DE OUTROS VERTEBRADOS. ................................ 22 FIGURA 10. DIAGRAMA DAS POSSÍVEIS ROTAS DE CONTAMINAÇÃO PELA CORRENTE SANGÜÍNEA DE UM PEIXE.24 FIGURA 11. BIOACUMULAÇÃO E BIOMAGNIFICAÇÃO DE PCBS NA CADEIA ALIMENTAR AQUÁTICA DOS GRANDES

LAGOS. .................................................................................................................................................... 26 FIGURA 12. ESQUEMA DE UM EXTRATOR SOXHLET MOSTRANDO O REFLUXO DE SOLVENTE. ............................ 28 FIGURA 13. ESQUEMA DE “CLEAN-UP” DE EXTRATO REALIZADO COM ADSORÇÃO EM COLUNA. ....................... 29 FIGURA 14. MECANISMO DE SEPARAÇÃO CROMATOGRÁFICA DE UMA AMOSTRA COM TRÊS COMPONENTES. .... 31 FIGURA 15. PARTES PRINCIPAIS DO CROMATÓGRAFO EM FASE GASOSA............................................................ 32 FIGURA 16. ESQUEMA DE FUNCIONAMENTO DE UM DETECTOR DE CAPTURA DE ELÉTRONS (ECD). .................. 33 FIGURA 17. LOCALIZAÇÃO DO ALTO VALE DO RIBEIRA NO SUDOESTE DO ESTADO DE SÃO PAULO E MALHA

RODOVIÁRIA DA REGIÃO. ......................................................................................................................... 34 FIGURA 18. FOTO DO VALE DO BETARI NO SENTIDO NOROESTE - SUDESTE....................................................... 36 FIGURA 19. FOTO DO SATÉLITE LANDSAT DO RELEVO DA BACIA DO RIO BETARI APRESENTADA NO TRABALHO

DE DOMINGOS...................................................................................................................................... 38 FIGURA 20. ESQUEMA DA BACIA DO RIO BETARI COM OS PRINCIPAIS RIOS, CÓRREGOS E PONTOS DE COLETA DE

MATERIAL BIOLÓGICO.............................................................................................................................. 39 FIGURA 21. MAPA DA BACIA DO RIO BETARI (2000) CONTENDO A VEGETAÇÃO NATURAL, ZONAS AGRÍCOLAS E

CONCENTRAÇÃO POPULACIONAL, EXTRAÍDO DO TRABALHO DE DOMINGOS. ....................................... 41


vi

FIGURA 22. MAPA DOS LIMITES DO PETAR CONTENDO OS PRINCIPAIS RIOS EM RELAÇÃO AO ESTADO DE SÃO

PAULO. .................................................................................................................................................... 42 FIGURA 23. GRÁFICO DA FAIXA ETÁRIA DA POPULAÇÃO DO BAIRRO DA SERRA, MUNICÍPIO DE IPORANGA. ..... 43 FIGURA 24. OCUPAÇÃO DA POPULAÇÃO ECONOMICAMENTE ATIVA DO BAIRRO DA SERRA, MUNICÍPIO DE

IPORANGA................................................................................................................................................ 43 FIGURA 25. FOTO DO PONTO A, EM CIMA DA PONTE. ........................................................................................ 47 FIGURA 26. FOTO DO PONTO A, NA MARGEM DIREITA. ..................................................................................... 47 FIGURA 27. FOTO DO PONTO B, SOBRE A PONTE. .............................................................................................. 48 FIGURA 28. FOTO DO PONTO C, CÓRREGO DO FRIA, SOB A ESTRADA, ANTES DA PONTE.................................... 48 FIGURA 29. APARELHO HORIBA WATER CHECKER U-10.................................................................................. 49 FIGURA 30. PERFIS DORSAL E LATERAL DO HYPOSTOMUS PLECOSTOMUS (CASCUDO)........................................ 50 FIGURA 31. PERFIL LATERAL DO ASTYANAX (LAMBARI)..................................................................................... 52 FIGURA 32. PERFIL LATERAL DO PIMELODUS (MANDI). ..................................................................................... 53 FIGURA 33. PERFIL LATERAL DO CORYDORAS.................................................................................................... 54 FIGURA 34. FOTO DAS TRÊS ESPÉCIES DE INSETOS AQUÁTICOS COLETADAS. (A) E (C) HEMIPTERA GERINIDAE,

(B) COLEOPTERA GERRIDAE. .................................................................................................................. 55 FIGURA 35. PEIXES DO GÊNERO ASTYANAX (LAMBARI) FORNECIDOS PELO DE CENTRO DE AQÜICULTURA DE

JABOTICABAL - UNESP........................................................................................................................... 59 FIGURA 36. RESÍDUO DE TRATAMENTO ÁCIDO PROVENIENTE DAS AMOSTRAS DE PEIXES EXTRAÍDAS............... 61 FIGURA 37. CROMATÓGRAFO A GÁS HEWLETT-PACKARD 5890, SÉRIE II. ........................................................ 61 FIGURA 38. CURVA ANALÍTICA PARA O HCB.................................................................................................... 64 FIGURA 39. CURVA ANALÍTICA PARA O �-HCH. ............................................................................................... 65 FIGURA 40. CURVA ANALÍTICA PARA O �-HCH. ............................................................................................... 65 FIGURA 41. CURVA ANALÍTICA PARA O PCB-29. .............................................................................................. 66 FIGURA 42. CURVA ANALÍTICA PARA O PCB-50. .............................................................................................. 66 FIGURA 43. CURVA ANALÍTICA PARA O PCB-188. ............................................................................................ 67 FIGURA 44. CURVA ANALÍTICA PARA O PCB-200. ............................................................................................ 67 FIGURA 45. TEOR DE LIPÍDEOS NAS AMOSTRAS DE PEIXES DO PONTO A............................................................ 75 FIGURA 46. TEOR DE LIPÍDEOS NAS AMOSTRAS DE PEIXES DO PONTO B. ........................................................... 76 FIGURA 47. TEOR DE LIPÍDEOS NAS AMOSTRAS DE PEIXES COLETADOS NO PONTO C. ....................................... 77 FIGURA 48. VALORES MÉDIOS DE TEOR DE LIPÍDEOS DAS AMOSTRAS DE PEIXES COLETADOS NOS TRÊS PONTOS

DE ESTUDO............................................................................................................................................... 77 FIGURA 49. MÉDIA DO TEOR DE LIPÍDEOS NA PARTE MUSCULAR E VÍSCERAS DAS AMOSTRAS DE PEIXES DOS

TRÊS PONTOS DE ESTUDO. ........................................................................................................................ 78 FIGURA 50. COMPARAÇÃO ENTRE OS PONTOS DE ESTUDO, PORCENTAGEM DE OC ANALISADOS QUE FORAM

DETECTADOS E CONCENTRAÇÃO QUANDO QUANTIFICADOS EM CADA PONTO. ......................................... 84 FIGURA 51. MÉDIA DAS CONCENTRAÇÕES DOS COMPOSTOS ORGANOCLORADOS EM CADA PARTE DO PEIXE. ... 85


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FIGURA 52. COMPARAÇÃO ENTRE A MÉDIA DO TEOR DE LIPÍDEOS NAS DIFERENTES PARTES DOS PEIXES

ESTUDADOS COM A MÉDIA DA CONCENTRAÇÃO DE OC ENCONTRADA EM CADA PARTE. ......................... 86 FIGURA 53. PORCENTAGEM DOS COMPOSTOS ORGANOCLORADOS ENCONTRADOS........................................... 87 FIGURA 54. VALORES MÉDIOS DAS CONCENTRAÇÕES DOS COMPOSTOS HCB, �-HCH E PCB-200. .................. 89 FIGURA 55. CROMATOGRAMA DA SOLUÇÃO PADRÃO CONTENDO OS COMPOSTOS ORGANOCLORADOS

ESTUDADOS. ............................................................................................................................................ 96 FIGURA 56. CROMATOGRAMA DO EXTRATO DA AMOSTRA DE ASTYANAX (CAU - JABOTICABAL), USADO COMO

BRANCO. .................................................................................................................................................. 96


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LISTA DE TABELAS

TABELA 1. TIPOS DE PESTICIDAS MAIS USADOS E RESPECTIVOS ORGANISMOS-ALVO. ......................................... 2 TABELA 2. PRODUÇÃO NACIONAL, IMPORTAÇÃO, EXPORTAÇÃO E CONSUMO APARENTE DE PESTICIDAS PELO

BRASIL ENTRE OS ANOS DE 1986 E 1990.................................................................................................... 3 TABELA 3. CONGÊNERES POSSÍVEIS DE PCBS, NÚMERO DE ISÔMEROS, MASSA MOLAR E PORCENTAGEM DE

CLORO PARA OS ISÔMEROS DE PCBS. ........................................................................................................ 7 TABELA 4. USOS DOS PCBS EM RELAÇÃO AO TIPO DE AROCLOR®. ................................................................... 10 TABELA 5. MATRIZES AMBIENTAIS ESTUDADAS E REFERÊNCIA BIBLIOGRÁFICA. .............................................. 13 TABELA 6. BCF PARA ALGUNS PCBS EM PEIXES (DADOS A PARTIR DE DIVERSAS ESPÉCIES). ........................... 25 TABELA 7. PONTOS DE COLETA, RESPECTIVA LOCALIZAÇÃO E PROFUNDIDADE APROXIMADA DO CORPO D’ÁGUA.

................................................................................................................................................................ 46 TABELA 8. REAGENTES E PADRÕES UTILIZADOS NESTE TRABALHO E RESPECTIVA PROCEDÊNCIA..................... 56 TABELA 9. VALORES DE LOD E LOQ OBTIDOS PARA OS COMPOSTOS ESTUDADOS........................................... 68 TABELA 10. PORCENTAGEM DE RECUPERAÇÃO DOS ANALITOS EM DIFERENTES CONCENTRAÇÕES E RESPECTIVOS

DESVIOS PADRÃO, DESVIO PADRÃO RELATIVO E MÉDIA, PARA O MÉTODO DE EXTRAÇÃO EM INSETOS

AQUÁTICOS. ............................................................................................................................................. 69 TABELA 11. PORCENTAGEM DE RECUPERAÇÃO DOS ANALITOS EM DIFERENTES CONCENTRAÇÕES E RESPECTIVOS

DESVIOS PADRÃO, DESVIO PADRÃO RELATIVO E MÉDIA, PARA O MÉTODO DE EXTRAÇÃO EM PEIXES....... 70 TABELA 12. VALORES ACEITÁVEIS NA RESOLUÇÃO Nº 20 DO CONAMA PARA OD, PH E TURBIDEZ. .............. 72 TABELA 13. VALORES DOS PARÂMETROS AMBIENTAIS DA MEDIDOS NOS PONTOS DE COLETA. ......................... 73 TABELA 14. NOMES SISTEMÁTICOS DOS INSETOS AQUÁTICOS COLETADOS NO PONTO C, NÚMERO DE

EXEMPLARES COLETADOS E COMPRIMENTO MÉDIO.................................................................................. 74 TABELA 15. NÚMERO DE EXEMPLARES DE PEIXES COLETADOS E DADOS BIOMÉTRICOS. ................................... 74 TABELA 16. CONCENTRAÇÃO DE CONTAMINANTES ORGANOCLORADOS NAS AMOSTRAS DOS PEIXES DO PONTO

A. T = 95%. ............................................................................................................................................. 80 TABELA 17. RESÍDUOS DE COMPOSTOS ORGANOCLORADOS QUANTIFICADOS NAS AMOSTRAS DE PEIXES DO

PONTO B. T = 95%. .................................................................................................................................. 82 TABELA 18. RESÍDUOS DE COMPOSTOS ORGANOCLORADOS QUANTIFICADOS NAS AMOSTRAS DE INSETOS

AQUÁTICOS COLETADOS NO PONTO C. ..................................................................................................... 83


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TABELA 19. RESÍDUOS DE COMPOSTOS ORGANOCLORADOS QUANTIFICADOS NAS AMOSTRAS DE PEIXES

COLETADOS NO PONTO C. T = 95%. ......................................................................................................... 83 TABELA 20. PROPRIEDADES FÍSICO-QUÍMICAS DO HCB.................................................................................... 93 TABELA 21. PROPRIEDADES FÍSICO-QUÍMICAS DO �-HCH. ............................................................................... 94 TABELA 22. PROPRIEDADES FÍSICO-QUÍMICAS DE ALGUMAS FORMULAÇÕES DE AROCLOR®............................. 95 TABELA 23. NOMES COMERCIAIS DOS COMPOSTOS ESTUDADOS. ...................................................................... 95


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LISTA DE ABREVIATURAS

ABNT: Associação Brasileira de Normas Técnicas.

BCF: fator biológico de concentração.

CAU: Centro de Aqüicultura da UNESP.

CONAMA: Conselho Nacional do Meio Ambiente.

DDT: Diclorodifeniltricloroetano.

ECD: detector de captura de elétrons.

GC: cromatografia em fase gasosa.

HCB: hexaclorobenzeno.

HCH: hexaclorocicloexano.

IUPAC: União Internacional de Química Pura e Aplicada.

LOD: limite de detecção.

LOQ: limite de quantificação.

ND: não detectado.

OC: organoclorados.

OD: oxigênio dissolvido.

PCBs: bifenilas policloradas.

PETAR: Parque Estadual Turístico do Alto Ribeira.

pH: potencial hidrogeniônico.

Sd: desvio padrão.

SEMA: Secretaria Estadual do Meio Ambiente.

Srel: desvio padrão relativo.

U.S. EPA: Agência de Proteção Ambiental dos Estados Unidos da América.


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RESUMO Compostos organoclorados são poluentes presentes em todas as regiões do mundo.

Neste trabalho realizou-se a determinação de compostos organoclorados (pesticidas e bifenilas policloradas) em amostras de insetos aquáticos e peixes dos rios da bacia do Betari, município de Iporanga, SP. A região possui áreas da Mata Atlântica remanescente do estado de São Paulo e unidades de conservação destinadas ao ecoturismo. Porém, existe a utilização de algumas destas áreas para o cultivo agrícola e houve, ainda, o incremento populacional devido ao turismo, o que pode gerar possíveis impactos à vida aquática. O método de extração dos compostos analisados (HCB, �-HCH, �-HCH, PCB-29, PCB-50, PCB-188 e PCB-200) das matrizes foi feito por aparelho de Soxhlet por oito horas, utilizando-se 150 mL de hexano como solvente. A seguir, realizou-se tratamento ácido com H2SO4 para remoção de lipídeos em peixes e uma etapa de “clean-up” (Na2SO4 anidro e Florisil®) para a remoção de outros interferentes. Os extratos foram injetados em cromatógrafo a gás Hewlett-Packard 5890 Serie II com detector de captura de elétrons. A metodologia utilizada para a extração e quantificação dos compostos organoclorados, HCB, HCHs e PCBs mostrou-se satisfatória, com índices de recuperação e desvio padrão relativo dentro da faixa de valores aceita internacionalmente. Foram estudados três pontos de coleta (rio Betari, rio Alambari e córrego do Fria). Não se detectou qualquer contaminante nas amostras de insetos aquáticos. HCB, �-HCH e PCB-200 foram detectados nas amostras de peixes dos três pontos em altas concentrações (4, 42, 36 ng g-1 em média, respectivamente). Verificou-se que a distância da área povoada e o teor de lipídeos têm influência na contaminação por compostos organoclorados nas amostras de peixes coletados.


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ABSTRACT Organochlorine compounds are pollutants widely present around the world. In this

work organochlorine compounds (pesticides and polychlorinated biphenyls) have been determined in aquatic insects and fish samples from rivers of Betari basin, city of Iporanga, state of São Paulo, Brazil. The region has areas of remaining Atlantic Forrests of the state of São Paulo and areas of conservation destined for the ecotourism. However, there is the use of some of these areas for the agriculture and a population increase related to the tourism, that can generate possible impacts on the aquatic life. The extraction method of analysed compounds (HCB, �-HCH, �-HCH, PCB-29, PCB-50, PCB-188 e PCB-200) from the matrixes has been performed in a Soxhlet apparatus for eight hours using 150 mL hexane as the extractor solvent. Acid addiction using H2SO4 for lipid removing from fish samples, clean-up step for other interfering material removing (using Florisil® with anhydrous Na2SO4). The sample extracts have been injected in a gas chromatograph Hewlett-Packard 5890 Series II, electron capture detection. The used method for organochlorine compounds HCB, HCHs e PCBs extraction and quantification has shown validated results with recoveries and standard deviation values accepted internationally. Three points of study have been analysed (Betari river, Alambari river, and Fria stream). No pollutant has been detected in aquatic insect samples. HCB, �-HCH, and PCB-200 have been detected in the fish samples from the three points of study in higher levels (averages: 4, 42, 36 ng g-1). It has been verified that the distance of the populated area and the lipid levels have influence on the contamination by organochlorine compounds in collected fish samples.

1.1. pesticidas - iqsc.usp.br · laboratório de química ambiental iqsc-usp 3 1.1.1. história dos...

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