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UNIVERSIDADE TUIUTI DO PARANÁ Sandra Vogel Seixas TRABALHO DE CONCLUSÃO DE CURSO (T.C.C) Curitiba 2012

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UNIVERSIDADE TUIUTI DO PARANÁ

Sandra Vogel Seixas

TRABALHO DE CONCLUSÃO DE CURSO

(T.C.C)

Curitiba

2012

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Sandra Vogel Seixas

TRABALHO DE CONCLUSÃO DE CURSO

Relatório de estágio curricular obrigatório apresentado ao curso de Medicina Veterinária da Faculdade de Ciências Biológicas e da Saúde da Universidade Tuiuti do Paraná, como requisito parcial para obtenção do título de Médica Veterinária.

Professora Orientadora: Profa. Drª Maria Aparecida de Alcântara

Orientadora Profissional: Médica Veterinária Profa. Drª Rosangela Locatelli Dittrich

Curitiba

2012

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ReitorProf. Luiz Guilherme Rangel Santos

Pró-Reitor AdministrativoSr. Carlos Eduardo Rangel Santos

Pró-Reitora acadêmicaProfa. Carmen Luiza da Silva

Pró-Reitor de planejamentoSr. Afonso Celso Rangel Santos

Pró-Reitora de Pós-graduação, Pesquisa e ExtensãoProfa. Elizabeth Tereza Brunini Sbardelini

Secretário GeralSr. Bruno da Carneiro da Cunha Diniz

Diretor da Faculdade de Ciências Biológicas e de SaúdeProf. João Henrique Faryniuk

Coordenadora do Curso de Medicina VeterináriaProfa. Ana Laura Angeli

CAMPUS SYDNEI LIMA SANTOSRua Sydnei Antonio Rangel Santos, 238 – Santo InácioCEP: 82010-330TELEFONE: (41) 3331-7700

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TERMO DE APROVAÇÃO

Sandra Vogel Seixas

TRABALHO DE CONCLUSÃO DE CURSO

Este trabalho de conclusão de curso foi julgado e aprovado para a obtenção do titulo de Médico Veterinário por uma banca examinadora do curso de Medicina Veterinária da Universidade Tuiuti do Paraná.

Curitiba, 21 de Novembro de 2012.

Medicina VeterináriaUniversidade Tuiuti do Paraná

Maria Aparecida de AlcântaraProfessora orientadora

Giselle L. TesseroliMembro da Banca

Marúcia de Andrade CruzMembro da Banca

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Dedico este trabalho a toda minha família e amigos que contribuíram para que esse sonho se tornasse realidade.

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AGRADECIMENTOS

Agradeço primeiramente a Deus, pela vida e pelas oportunidades que me foram concedidas. Pela minha família, que sempre esteve ao meu lado e pelos amigos que fiz nesta minha longa caminhada.

Aos meus amores de quatro patas, Laika, Banzé, Meg, Mel, Caramelo, Teló e especialmente a Laila que hoje não está entre nós, obrigada por seu amor incondicional.

Agradeço infinitamente minha família, pelo amor dedicado, pela paciência e compreensão. À minha mãe Elisa pelo seu amor, e pela força que sempre me incentivou a continuar mesmo em momentos difíceis, à minha linda filha Gabrielle por sua compreensão, quando precisei estudar e por seu amor que me motiva cada dia, à minha irmã Beth e ao meu sobrinho Matheus obrigada por sempre estarem presentes me incentivando.

Também agradeço ao meu amigo e irmão Thierry e á sua família por tudo que vivemos juntos, as dificuldades e as alegrias, obrigada por estarem sempre ao meu lado.

À minha orientadora Prof.ª Dra. Maria Aparecida de Alcântara, por todo o conhecimento e amor transmitido em aula, por sua ética e postura, pelos seus conselhos e por todo auxilio nestes cinco anos de faculdade.

À Prof.ª Gisele Tesserolli por seus ensinamentos e ética que me fizeram direcionar a área da medicina veterinária que pretendo atuar. À Profa. Dra. Rosângela Locatelli Dittrich pela oportunidade de estágio, por sua postura e ética ao ensinar e à toda a equipe do laboratório clínico pelo acolhimento e ensinamento.

À família Derosso, pela oportunidade de estágio e aprendizado durante o período da faculdade, onde pude colocar em prática o que foi aprendido em aula.

À família Mania de Gato, Madrinha, Marúcia e Jô pela oportunidade de estágio, os ensinamento e dedicação aos animais, especialmente com um gatinho chamado Caramelo.

E finalmente, agradeço à minha turma, pelos cinco anos que passamos juntos, sei que sentirei muitas saudades de todos. Como também a todos os mestres professores que contribuíram com seu conhecimento ao longo desse curso e por fim á secretária Ariane pelo carinho e atenção.

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APRESENTAÇÃO

Este Trabalho de Conclusão de Curso apresentado ao curso de Medicina

Veterinária da Universidade Tuiuti do Paraná como requisito parcial para a obtenção

de Título de Médica Veterinária é composto de um relatório de estágio, no qual são

descritas as atividades realizadas no Laboratório de Patologia Clínica da

Universidade Federal do Paraná sobre a orientação profissional da Profa. Dra.

Rosângela Locatelli Dittrich, no período de 06 de agosto a 11 de outubro de 2012,

totalizando 360 horas, cumprindo estágio obrigatório, e da elaboração de um artigo

científico intitulado “Correlação entre efusões cavitárias e hemogramas analisados

no Laboratório de Patologia Clínica Veterinária da Universidade Federal do Paraná,

no período de 1 de Dezembro de 2011 a 11 de Outubro de 2012”.

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RESUMO

Este trabalho de conclusão de curso foi realizado no Laboratório de Patologia Clinica Veterinária da Universidade Federal do Paraná, (UFPR), que se encontra no Hospital de Medicina Veterinária da Universidade Federal do Paraná, Rua dos Funcionários, 1540 - Juvevê – Curitiba/PR, Campus de Ciências Agrárias, totalizando 360 horas, no período de 6 de Agosto a 11 de Outubro de 2012, com a supervisão da Médica Veterinária Profa. Doutora Rosangela Locatelli Dittrich. Neste período foi possível acompanhar a rotina do Laboratório de Patologia Clínica Veterinária, realizando os exames de rotina como hemograma, análise de efusões cavitárias, urina e acompanhamento e interpretação dos resultados bioquímicos. Ao concluir o estágio, pode-se ter a certeza de que a análise clínica é muito importante para avaliação do paciente e serve como ferramenta de orientação para o profissional da clínica médica e cirúrgica efetuar diagnósticos mais precisos no tratamento do seu paciente.

Palavras-chave: Laboratório de Patologia Clínica Veterinária, exames hematológicos e bioquímicos, efusões cavitárias, urinálise.

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LISTAS DE FIGURAS

FIGURA 1 - FACHADA DO HOSPITAL DE MEDICINA VETERINÁRIA DA UFPR.......................................................................................... 16

FIGURA 2 - LABORATÓRIO DE PATOLOGIA CLÍNICA VETERINÁRIA DA UFPR: LOCAL DE AVALIAÇÃO DE LÂMINAS.................... 17

FIGURA 3 - LABORATÓRIO DE PATOLOGIA CLÍNICA VETERINÁRIA DA UFPR: LOCAL DE PREPARO DE ESFREGAÇO SANGUÍNEO E HEMATÓCRITO............................................... 17

FIGURA 4 - LABORATÓRIO DE PATOLOGIA CLÍNICA VETERINÁRIA DA UFPR: LOCAL DE REALIZAÇÃO DE EXAMES DE URINA, EFUSÕES CAVITÁRIAS E LÍQUOR...................................................................................... 18

FIGURA 5 - BC-2800VET HEMATOLOGY ANALYZER................................ 18

FIGURA 6 - CENTRÍFUGA PARA MICROHEMATÓCRITO.......................... 19

FIGURA 7 - Q222 TM - CENTRÍFUGA MICROPROCESSADORA DE TUBOS PARA SEPARAÇÃO DE FASES COM DIFERENTES DENSIDADES EM SUBSTÂNCIAS LÍQUIDAS......................... 19

FIGURA 8 - HOMOGEINIZADOR DE AMOSTRAS DE SANGUE................ 20

FIGURA 9 - APARELHO PARA TESTE DE COAGULOGRAMA.................. 20

FIGURA 10 - APARELHO PARA BANHO-MARIA.......................................... 21

FIGURA 11 - REFRATÔMETRO..................................................................... 21

FIGURA 12 - SALA DE HIGIENIZAÇÃO E ESTERILIZAÇÃO DE MATERIAIS LABORATORIAIS.................................................. 22

FIGURA 13 - LABORATÓRIO DE PATOLOGIA CLÍNICA VETERINÁRIA DA UFPR: LOCAL PARA ANÁLISES BIOQUÍMICAS............... 22

FIGURA 14 - APARELHO BS200 CHEMISTRY ANALYSER PARA ANÁLISES BIOQUÍMICAS......................................................... 23

FIGURA 15 - APARELHO DE HEMOGASOMETRIA...................................... 23

FIGURA 16 - LABORATÓRIO DE PATOLOGIA CLÍNICA VETERINÁRIA DA UFPR: LOCAL DE CULTIVO CELULAR.............................. 24

FIGURA 17 - MICROSCÓPIO DE IMUNOFLUORÊSCENCIA........................ 24

FIGURA 18 - (1) PREENCHIMENTO DE CAPILAR PARA REALIZAÇÃO DE HEMATÓCRITO, (2) SANGUE DO PACIENTE NORMAL E

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COM ANEMIA, (3) PLASMA NORMAL E PLASMA ICTÉRICO...............................................................

35

FIGURA 19 - ILUSTRAÇÃO A LEITURA DE HEMATÓCRITO EM CARTÃO DE LEITURA.............................................................................. 36

FIGURA 20 - PREPARAÇÃO DO ESFREGAÇO SANGUÍNEO...................... 39

FIGURA 21 - MORFOLOGIA DAS CÉLULAS SANGUÍNEAS, HEMOPARASITAS E CORPÚSCULOS VIRAIS ENCONTRADOS EM ESFREGAÇO SANGUÍNEOS................... 40

FIGURA 22 - CITOLOGIA TRANSUDATO E TRANSUDATO MODIFICADO.......... 61

FIGURA 23 - CITOLOGIA EXSUDATOS ASSÉPTICO E SÉPTICO....................... 63

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LISTAS DE TABELAS

TABELA 1 - EXAMES REALIZADOS NO LABORATÓRIO DE PATOLOGIA CLÍNICA VETERINÁRIA DA UFPR DE 6 DE AGOSTO A 11 DE OUTUBRO DE 2012............................................................. 27

TABELA 2 - EXAMES BIOQUÍMICOS REALIZADOS NO LABORATÓRIO DE PATOLOGIA CLÍNICA VETERINÁRIA DA UFPR DE 6 DE AGOSTO A 11 DE OUTUBRO DE 2012.................................... 31

TABELA 3 - VALORES DE REFERÊNCIA HEMATOLÓGICA NAS DIFERENTES ESPÉCIES........................................................... 36

TABELA 4 - VALORES DE PROTEÍNAS PLASMÁTICAS E FIBRINOGÊNIO 37

TABELA 5 - EXAMES DE URINÁLISE RELACIONADO COM AS DIFERENTES ESPÉCIES. AVALIAÇÃO DO PH E DENSIDADE ESPECÍFICA.......................................................... 44

TABELA 6 - CORRELAÇÃO ENTRE DIFERENTES ESPÉCIES E CLASSIFICAÇÃO DOS LÍQUIDOS CAVITÁRIOS ANALISADOS NO LABORATÓRIO DE PATOLOGIA CLÍNICA VETERINÁRIA DA UFPR, NO PERÍODO DE 1 DE DEZEMBRO DE 2011 A 11 DE OUTUBRO DE 2012............................................................

71

TABELA 7 - CORRELAÇÃO ENTRE AS EFUSÕES E O ERITROGRAMA ANALISADOS NO LABORATÓRIO DE PATOLOGIA CLÍNICA VETERINÁRIA DA UFPR, NO PERÍODO DE 1 DE DEZEMBRO DE 2011 A 11 DE OUTUBRO DE 2012.................................................................. 73

TABELA 8 -

CORRELAÇÃO ENTRE EFUSÕES E O LEUCOGRAMA ANALISADOS NO LABORATÓRIO DE PATOLOGIA CLÍNICA VETERINÁRIA DA UFPR, NO PERÍODO DE 1 DE DEZEMBRO DE 2011 A 11 DE OUTUBRO DE 2012...............

73

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LISTA DE GRÁFICOS

GRÁFICO 1 - QUANTIDADE DE REQUISIÇÕES RECEBIDAS NO LABORATÓRIO DE PATOLOGIA CLÍNICA VETERINÁRIA DA UFPR, DE ACORDO COM O SETOR CLÍNICO NO PERÍODO DE 6 DE AGOSTO A 11 DE OUTUBRO DE 2012.......................................................................................... 29

GRÁFICO 2 - QUANTIDADE DE REQUISIÇÕES RECEBIDAS NO LABORATÓRIO DE PATOLOGIA CLÍNICA VETERINÁRIA DA UFPR, CLASSIFICADAS POR CATEGORIA ANIMAL DE 6 DE AGOSTO A 11 DE OUTUBRO DE 2012.......................................................................................... 30

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LISTAS DE ABREVIATURAS E SIGLAS

μL - microlitro

ALT - Alanina aminotransferase

AST - Aspartato Aminotransferase

CHGM - Concentração de hemoglobina Globular Média

DEU - Densidade específica urinária

EDTA - Etilenodiamino tetra-acético

FA - Fosfatase Alcalina

GGT- Gama Glutamil-transferase

g/dL- gramas por decilitro

Ht - Hematócrito

MGG - May Gunwald-Giemsa

mL - mililitros

mm3 - milímetros cúbicos

PIF - Peritonite Infecciosa Felina

rpm- rotação por minuto

SNC - Sistema nervoso central

UFPR - Universidade Federal do Paraná

VGM - Volume Globular Médio

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SUMÁRIO

1 INTRODUÇÃO.................................................................................................. 15

2 LOCAL DO ESTÁGIO...................................................................................... 16

3 ATIVIDADES DESENVOLVIDAS.................................................................... 25

4 CASUÍSTICA.................................................................................................... 29

5 PRINCIPAIS TÉCNICAS REALIZADAS NO LABORATÓRIO DE

ANÁLISES CLÍNICAS DA UFPR..................................................................... 33

5.1 HEMOGRAMA.................................................................................................. 33

5.1.1 Contagem manual de eritrócitos...................................................................... 33

5.1.2 Contagem manual de leucócitos..................................................................... 34

5.2 HEMATÓCRITO OU VOLUME GLOBULAR (%)............................................ 34

5.3 TESTE PARA DETERMINAÇÃO DE FIBRINOGÊNIO................................... 37

5.4 PREPARAÇÃO E COLORAÇÃO DO ESFREGAÇO SANGUÍNEO................ 38

6 URINÁLISE.................................................................................................... 41

6.1 INDICAÇÕES PARA EXAME DE URINA........................................................ 41

6.2 TIPOS DE COLETA.......................................................................................... 41

6.3 ARMAZENAMENTO DA URINA....................................................................... 42

6.4 EXAME FÍSICO DA URINA............................................................................. 42

6.4.1 Volume............................................................................................................ 42

6.4.2 Cor.................................................................................................................... 42

6.4.3 Aspecto............................................................................................................. 43

6.5 ALTERAÇÕES DO ASPECTO DA URINA....................................................... 43

6.6 DENSIDADE..................................................................................................... 43

6.7 EXAMES QUÍMICOS DE URINA..................................................................... 44

6.7.1 Método da tira da fita....................................................................................... 44

6.7.2 pH..................................................................................................................... 45

6.7.3 Presença de proteína na urina........................................................................ 45

6.7.4 Presença de glicose na urina........................................................................... 45

6.7.5 Presença de acetona na urina......................................................................... 45

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6.7.6 Presença de sangue na urina.......................................................................... 46

6.8 PRESENÇA DE BILIRRUBINA NA URINA..................................................... 46

6.9 PRESENÇA DE UROBILINOGÊNIO NA URINA............................................ 47

6.10 PRESENÇA DE NITRITOS NA URINA............................................................ 47

6.11 EXAME DO SEDIMENTO URINÁRIO............................................................ 47

6.11.1 Elementos encontrados nos sedimentos...................................................... 47

7 TESTE DE COMPATIBILIDADE..................................................................... 52

8 CONCLUSÃO................................................................................................ 54

9 REFERÊNCIAS................................................................................................ 55

10 CORRELAÇÃO ENTRE EFUSÕES CAVITÁRIAS E HEMOGRAMAS ANALISADOS NO LABORATÓRIO DE PATOLOGIA CLÍNICA VETERINÁRIA DA UNIVERSIDADE FEDERAL DO PARANÁ, NO PERÍODO DE 1 DEZEMBRO DE 2011 A 11 DE OUTUBRO DE 2012......... 56

CORRELATION BETWEEN CAVITARY EFFUSIONS AND HEMOGRAMS ANALYZED AT THE PATHOLOGY LABORATORY AT UNIVERSIDADE FEDERAL DO PARANÁ, IN THE PERIOD 1DECEMBER 2011 TO 11 OCTOBER 2012.................................................. 57

10.1 INTRODUÇÃO................................................................................................. 58

10.2 REVISÃO DE LITERATURA........................................................................... 59

10.3 MATERIAIS E MÉTODOS.............................................................................. 69

10.4 RESULTADO................................................................................................... 71

10.5 DISCUSSÃO................................................................................................... 74

10.6 CONCLUSÃO................................................................................................... 77

10.7 REFERÊNCIAS................................................................................................ 78

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15

1 INTRODUÇÃO

Este trabalho tem como objetivo descrever as atividades realizadas durante o

estágio curricular, que teve início no dia 6 de agosto e término no dia 11 de Outubro

de 2012. As atividades foram desenvolvidas no Laboratório de Patologia Clínica

Veterinária da Universidade Federal do Paraná (UFPR), que se encontra no Hospital

de Medicina Veterinária da Universidade Federal do Paraná, Rua dos Funcionários,

1540 - Juvevê – Curitiba/PR, Campus de Ciências Agrárias.

Durante este período foram realizados exames hematológicos, bioquímicos e

urinálise em ovinos, equinos, caninos, felinos e animais silvestres e selvagens.

O Laboratório possui um quadro de funcionários composto: pela

Coordenadora do laboratório, Médica Veterinária Profº Doutora Rosângela Locatelli

Dittrich (CRMV-PR 2.241), dois alunos de doutorado, quatro alunos de mestrado,

dois Médicos Veterinários residentes, um bioquímico e três monitores.

A escolha do local de estágio ocorreu pelo interesse de desenvolver

habilidades práticas na interpretação de exames hematológicos, bioquímicos,

urinários. Uma equipe qualificada associada à estrutura e casuística tornou o

aprendizado mais eficaz e completo. A análise clínica é muito importante para

avaliação do paciente e serve como ferramenta de orientação para o profissional da

clínica médica e cirúrgica efetuar diagnósticos mais precisos no tratamento do seu

paciente.

Neste relatório estão descritos as atividades realizadas no estágio e a

casuística no período referido.

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16

2 LOCAL DE ESTÁGIO

O estágio curricular foi realizado no Laboratório de Patologia Clínica

Veterinária da Universidade Federal do Paraná, que se encontra no Hospital de

Medicina Veterinária da UFPR localizada na Rua dos Funcionários, 1540 - Juvevê,

na cidade de Curitiba, estado do Paraná.

Na figura 1 visualiza-se o Hospital Veterinário da UFPR.

FIGURA 1- Fachada do Hospital de Medicina Veterinária da UFPR.

FONTE: SEIXAS, 2012.

No Hospital de Medicina Veterinária da UFPR, fundado há 46 anos, encontra-

se o Laboratório de Anatomia Patológica e o de Patologia Clínica Veterinária,

ilustrado nas figuras 2, 3 e 4.

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17

FIGURA 2- Laboratório de Patologia Clínica Veterinária da UFPR: Local de

avaliação de lâminas.

FONTE: SEIXAS, 2012.

FIGURA 3- Laboratório de Patologia Clínica Veterinária da UFPR: Local de preparo

de esfregaços sanguíneos e hematócrito.

FONTE: SEIXAS, 2012

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18

FIGURA 4 - Laboratório de Patologia Clínica Veterinária da UFPR: Local de

realização de exames de urina, efusões cavitárias e líquor.

FONTE: SEIXAS, 2012.

FIGURA 5 - BC-2800VET Hematology Analyzer.

FONTE: SEIXAS, 2012.

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19

FIGURAS 6 - Centrífuga para micro-hematócrito.

FO

N TE

: SEIXAS, 2012.

FIGURAS 7- Q222 TM - Centrífuga microprocessadora de tubos para separação de

fases com diferentes densidades em substâncias líquidas.

FONTE: SEIXAS, 2012.

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20

FIGURA 8 – Homogeinizador de amostras de sangue.

FONTE:

SEIXAS, 2012.

FIGURA 9- Aparelho

para teste de coagulograma.

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21

FONTE: SEIXAS, 2012.

FIGURAS 10- Aparelho para banho-maria.

FONTE: SEIXAS, 2012.

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22

FIGURA 11- Refratômetro.

FONTE: SEIXAS, 2012.

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23

FIGURA 12- Sala de higienização e esterilização de materiais laboratoriais.

FONTE: SEIXAS, 2012.

FIGURA 13- Laboratório de Patologia Clínica Veterinária da UFPR: Local para

análises bioquímicas.

FONTE: SEIXAS, 2012.

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24

FIGURA 14- Aparelho BS200 Chemistry analyser para análises bioquímicas.

FONTE: SEIXAS, 2012.

FIGURA 15- Aparelho de hemogasometria.

FONTE: SEIXAS, 2012.

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25

FIGURA 16- Laboratório de Patologia Clínica Veterinária da UFPR: Local de cultivo

celular.

FONTE: SEIXAS, 2012.

FIGURA 17- Microscópio de imunofluorêscencia.

FONTE: SEIXAS, 2012.

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26

3 ATIVIDADES DESENVOLVIDAS

Durante o período de estágio pôde-se desenvolver habilidades para

realização e interpretação de exames da rotina em laboratório de Patologia Clínica

Veterinária.

O Laboratório de Patologia Clínica Veterinária possui equipamentos

modernos como (BC-2800VET Hematology Analyzer, contador eletrônico de células

sanguíneas de animais mamíferos, BS200 Chemistry analyser para análises

bioquímicas, aparelho de hemogasometria) com intuito de realizar o maior número

de exames em menor tempo possível.

Foram realizadas 668 solicitações de exames sendo 596 (89%) da clínica de

pequenos animais; 54 (8%) de grandes animais, 18 (3%) de animais silvestres e

selvagens.

Para atender as solicitações foram feitos 575 hemogramas, 5 testes de

compatibilidade sanguínea, 5 coagulogramas, 14 análises de efusões cavitárias,1

análise de líquor, 1 exame de bacterioscopia (lavado traqueal em equino), 1 exame

coprológico funcional, 2 testes ELISA – Cinomose (antígeno), 123

hemogasometrias, 2 exames de plasma rico em plaquetas, 15 exames de relação

proteína creatinina urinária, 46 urinálises e 3558 exames bioquímicos.

Um estudo correlacionando as fichas clínicas e os exames (hematológicos,

bioquímicos, urinálise e análise de líquidos cavitários) foi realizado. Dos 66 casos,

44 (66,7%) eram de caninos; 11 (16,7%) de felinos; 8 (12,1%) de equinos, 3 (4,5%)

de ovinos. Após correlacionar os resultados dos exames com as suspeitas clínicas

foi possível confirmar alguns diagnósticos, descartar algumas suspeitas clínicas e

indicar exames mais específicos para fechar o diagnóstico.

Como treinamento durante o estágio foram analisadas lâminas de esfregaço

sanguíneo de diferentes espécies de mamíferos e aves visando a contagem

diferencial das células (neutrófilos, bastonetes, eosinófilos, monócitos, basófilos e

linfócitos); as diferenças das células entre as espécies e as alterações morfológicas

de eritrócitos, plaquetas e leucócitos decorrentes de processos patológicos. Foi

ainda realizada nas lâminas a pesquisa de hemoparasitas, sendo encontrado

microfilariose em 1 cão.

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27

Foram realizados exames de sangue da rotina do laboratório que seguiam a

seguinte ordem:

- cadastro no próprio laboratório;

- identificação do tubo de ensaio contendo anticoagulante (EDTA) e sangue

de acordo com o cadastro do laboratório;

- passagem do tubo pela máquina (BC-2800 VET Hematology Analyzer) para

a contagem de células (plaquetas, eritrócitos, leucócitos), determinação da

hemoglobina e do hematócrito) de acordo com a espécie;

- realização do hematócrito utilizando o capilar com o mesmo sangue;

- leitura do hematócrito e da concentração das proteínas totais;

- preparação de esfregaço sanguíneo;

- coloração da lâmina, contagem diferencial de células e avaliação

morfológica.

As amostras de aves e répteis foram analisadas com contagem manual em

Câmara de Neubauer.

Foram realizados 46 exames de urinálise através de avaliações físicas e

químicas da urina, utilizando uma fita reagente para parâmetro de análise e depois a

centrifugação e análise do sedimento.

Os exames de efusões cavitárias seguiram o mesmo parâmetro de avaliação

da urina, porém a amostra foi passada na máquina BC-2800VET Hematology

Analyzer para a contagem total de células nucleadas e em alguns casos, quando a

suspeita era hemorragia, realizava-se o hematócrito da efusão e do sangue

periférico. A avaliação microscópica de células era minuciosa, sendo usada a

coloração de May Gunwald-Giemsa (MGG) ou de Gram quando havia suspeita da

presença de bactérias.

Foi possível acompanhar exame coprológico funcional em um cão para

detectar a presença de enzimas pancreáticas nas fezes do paciente; a realização de

5 testes de compatibilidade sanguínea, com o objetivo de diminuir os riscos de

reações adversas durante a transfusão sanguínea, 5 testes de coagulograma para

verificação de possíveis alterações de coagulação, 1 análise de líquor, 1

bacterioscopia (lavado traqueal em equino), 2 testes ELISA- Cinomose (antígeno), 2

plasmas ricos em plaquetas, 15 exames de relação proteína creatinina urinária, 123

hemogasometrias e 3558 exames bioquímicos.

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28

Na tabela 1 é possível visualizar os exames solicitados nas 668 requisições,

durante o período de estágio curricular, com o objetivo de complementar a avaliação

clínica do paciente.

TABELA 1- Exames realizados no Laboratório de Patologia Clínica Veterinária da

UFPR de 6 de Agosto a 11 de Outubro de 2012

EXAMES TOTAL

Análise de efusões cavitárias14

Análise de líquor1

Bacterioscopia (lavado traqueal em equino)1

Coagulograma5

Coprológico funcional1

ELISA – Cinomose (antígeno)2

Hemogasometria123

Hemograma575

Plasma rico em plaquetas2

Relação proteína creatinina urinária15

Teste de Compatibilidade5

Urinálise46

Exames bioquímicos 3558

TOTAL 4348

Participamos como ouvinte das seguintes palestras:

- Hematologia de Aves; Leucemia e Leucograma - Prof° Doutora Rosangela

Locatelli Dittrich;

- Citologia ministrada pela residente R1 da Anatomia Patológica Kamila Alcalá

Gonçalves.

- Conflitos no Trabalho - Drª Tilde Rodrigues Froes Paiva;

- Persistência do ducto arterioso - Drª Simone Tostes de Oliveira Stedile;

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- Nutrição de Felinos - Representantes da Purina;

- Relato de caso da paciente Nana sobre Pancreatite e urolitíase - estagiária

Priscila Pereira;

- Fosfatase alcalina aumentada e agora? - residente da Clínica de Pequenos

Animais, Juliana Kravetz;

- Insuficiência Pancreática, Hipertireoidismo em felinos, Neoplasias do SNC,

Caso Clínico de Oncologia – estagiários curriculares;

- Animais Venenosos e Peçonhentos - Dr. Rogério Ribas Lange;

- Mastocitoma em cão – estagiária curricular Pamela Alves do Nascimento;

- Cirurgia Oncológica em Face: Ênfase de casos clínicos - residente da

especialidade de oncologia, Daniella de Matos da Silva.

Para a realização da monografia realizamos um levantamento sobre efusões

cavitárias mais frequentemente atendidas no Hospital Veterinário da Universidade e

as relações destas com as alterações hematológicas.

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30

4 CASUÍSTICA

Durante o estágio realizado no Laboratório de Patologia Clínica Veterinária

da UFPR foi possível acompanhar a realização da análise de 668 requisições de

exames enviados ao laboratório. Essas amostram eram de sangue, urina, efusões

cavitárias, líquor, fezes, secreções de conjuntiva e traqueobrônquicas.

No gráfico 1 pode-se observar a quantidade de requisições recebidas de

acordo com setor clínico. A clínica de pequenos animais encaminhou 596 (89%)

amostras, seguida pela clínica de grandes animais com 54 (8%) amostras e da

clínica de animais silvestres e selvagens com 18 (3%) amostras.

GRÁFICO 1- Quantidade de requisições recebidas no Laboratório de Patologia

Clínica Veterinária da UFPR, de acordo com o setor clínico no período de 6 de

Agosto a 11 de Outubro de 2012.

596

54 18

668

89% 8% 3% 100%

Clínica dePequenos Animais

Clinica de GrandesAnimais

Clinica deSelvagens eSilvestres

Total

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1 1 7 5

520

176 46

8 3

668

0,15% 0,15% 1,06% 0,75%11,40%

77,80%

6,90%1,20% 0,44% 0,15%

100%

Suínos

Tigre d

'água

Ovinos

Coelhos Gato

sCães

Equino

s

Lhamas

Elefante

Iguana

Tota

l

31

As 668 requisições foram classificadas de acordo com a espécie: sendo 520

(77,8%) de caninos, 76 (11,4%) de felinos, 46 (6,9%) de equinos, 8 (1,2%) de

Lhamas, 7 (1,06%) de ovinos, 5 (0,75%) de coelhos, 3 (0,44%) de elefantes, 1

(0,15%) de suíno, 1 (0,15%) de tigre d´água e 1(0,15% ) de iguana.

No gráfico 2 visualizamos estas requisições.

GRÁFICO 2- Quantidade de requisições recebidas no Laboratório de Patologia

Clínica Veterinária da UFPR, classificadas por categoria animal de 6 de Agosto a 11

de Outubro de 2012.

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32

Na tabela 2 é possível visualizar os exames bioquímicos requeridos, no

período de estágio curricular, levando em conta que maioria das provas bioquímicas

foi solicitada em conjunto para melhor avaliação do paciente.

TABELA 2- Exames bioquímicos realizados no Laboratório de Patologia Clínica

Veterinária da UFPR de 6 de Agosto a 11 de Outubro de 2012.

EXAMES TOTAL

Ácido úrico 2

Alanina aminotransferase 347

Albumina 112

Aspartato aminotransferase 125

Bicarbonato 1

Bilirrubina total e frações 22

Cálcio ionizado 114

Cálcio total 17

Cloretos 78

Colesterol 107

Creatina quinase 13

Creatinina 614

Ferro 52

Fibrinogênio 51

Fosfatase alcalina 414

Fósforo 60

Frutosamina 8

Gama glutamil-transferase 137

Glicose 225

Globulinas 106

Lactato 58

Lactato desidrogenase 13

Potássio 92

Proteínas totais 109

Sódio 79

Triglicerídeos 106

Uréia 496

TOTAL 3558

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Cada enzima é importante para detecção da avaliação do funcionamento do

organismo, sendo importante a realização das provas bioquímicas. Essas provas

foram realizadas no aparelho BS200 Chemistry analyser. Esse aparelho funciona

colocando a amostra (soro), em contato com os reagentes específicos para cada

enzima. Cada prova bioquímica foi solicitada com intuito de descartar ou confirmar

suspeitas clínicas, ou para controle dos pacientes diagnosticados.

Das provas bioquímicas realizadas observou-se que as enzimas mais

solicitadas foram a creatinina e uréia para a avaliação renal. A Alanina

aminotransferase (ALT) e Aspartato aminotransferase (AST) para a avaliação da

função hepática.

Os hepatócitos de equinos e bovinos possuem quantidades pequenas de

ALT, não sendo um indicador útil de lesão de hepatócitos nestas espécies. Em

equinos e bovinos se utiliza a AST como indicador comum de lesão de hepatócitos,

porém está enzima pode aumentar a atividade sérica em casos de lesão muscular,

hemólise (STOCKAM e SCOOT, 2008).

A Fosfatase alcalina (FA) e Gama glutamil-transferase (GGT) para a

avaliação da vesícula biliar e hepática, pois são enzimas de indução. A FA possui

isoenzimas originadas em diferentes órgãos como ossos, placenta, intestino,

podendo estar alterada pela utilização de corticosteróides. A GGT também se

localiza em glândulas mamárias e túbulos renais.

Segundo Stockam e Scoot, 2008 a LDH (lactato desidrogenase) é uma

enzima citoplasmática que converte piruvato em lactato no final da glicólise

anaeróbica, sendo um indicador de lesão de hepatócitos em todas as espécies, a

atividade sérica da LDH também aumenta por lesão muscular e hemólise (mesmo

discreta). A LDH pode ser utilizada como triagem para detectar lesão em hepatócitos

ou muscular.

O Sorbitol desidrogenase (SDH) é considerado hepatoespecífico para todas

as espécies (STOCKAM e SCOOT, 2008).

A Glicose é dosada para avaliação do nível sanguíneo de glicose indicando o

metabolismo de carboidratos no corpo, podendo também ser usado para a avaliação

da função endócrina do Pâncreas.

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5 PRINCIPAIS TÉCNICAS REALIZADAS NO LABORATÓRIO DE ANÁLISES CLÍNICAS DA UFPR.

5.1 HEMOGRAMA

O hemograma completo fornece uma visão geral do estado de saúde do

paciente naquele momento da colheita. O sangue periférico serve como um meio de

transporte entre a medula óssea e os tecidos. Os hemogramas completos são

indicados na avaliação de pacientes doentes, na avaliação pré-anestésica, em

“check-up” e para o controle de pacientes diagnosticados com alterações no exame

hematológico (REBAR et al.; 2004)

É composto de eritrograma (exame de células vermelhas ou hemácias),

leucograma (exame de células brancas ou leucócitos) e contagem de plaquetas que

é realizada ao mesmo tempo (GARCIA-NAVARRO, 2005). A contagem dessas

células pode ser realizada por contagem eletrônica colocando o tubo com EDTA

(Etilenodiamino tetra-acético) na máquina BC-2800VET Hematology Analyzer que

faz a contagem de acordo com a espécie. Ela aspira o sangue e realiza a leitura das

células. O outro modo é a realização da contagem manual na Câmara de Neubauer,

utilizada para amostras de aves e répteis.

5.1.1 Contagem manual de eritrócitos

Em um tubo de ensaio faz-se a seguinte diluição: aspira-se com pipeta 4 mL

de cloreto de sódio 0,9%, 20µL de amostra de sangue do tubo com EDTA.

Homogeniza e coloca na Câmara de Neubauer. Utilizando iluminação reduzida do

microscópio, segundo Garcia-Navarro (2005), examina-se com a objetiva de 10x se

os eritrócitos estão bem distribuídos na câmara. Em seguida realiza com a objetiva

de 40x, a leitura. Esta é realizada imediatamente em 5 grupos de 16 quadrinhos. A

contagem deve proceder da seguinte forma: conta-se as 4 extremidades laterais e o

centro ou na diagonal começando extremidade superior. O resultado é multiplicado

por 10.000 = número de eritrócitos/µL.

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35

Hemácias de iguana em Câmara de Neubauer

FONTE: SEIXAS, 2012.

5.1.2 Contagem manual de leucócitos

Com um tubo de ensaio faz-se a seguinte diluição: Coloca-se com o auxílio de

pipeta 0,4 mL de ácido acético mais 20µL de amostra do sangue do tubo com EDTA

e homogeniza. Preenche a Câmara de Neubauer e realiza a leitura. Utiliza-se

iluminação reduzida do microscópio, segundo Garcia-Navarro (2005), e examina-se

inicialmente com a objetiva de 10x para verificar se os leucócitos estão bem

distribuídos na câmara. Em seguida transfere para a objetiva de 40x para a

contagem que é feita em todos os quadrados das laterais. O resultado é multiplicado

por 50 = número de leucócitos/µL.

5.2 HEMATÓCRITO OU VOLUME GLOBULAR (%)

O termo hematócrito, vem do grego hemato = sangue + krites= julgar, ou

seja, significa julgar ou avaliar o sangue. É a porcentagem de eritrócitos no sangue,

normalmente é expresso em porcentagem por volume (GARCIA-NAVARRO, 2005).

É um dos exames mais úteis na avaliação das células vermelhas, solicitado

como parte do hemograma para avaliação do paciente. Se os valores estiverem

acima do normal indica uma policitemia (aumento do número de eritrócitos no

sangue), valores abaixo do normal indicam anemia (diminuição do número de

eritrócitos no sangue) (GARCIA-NAVARRO, 2005). Pode ser observada também à

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coloração do plasma, a capa leucocitária e a presença de hemoparasitas como, por

exemplo: microfilárias (LOPES et al, 2007).

1º - Homogeneizar a amostra com EDTA delicadamente;

2º - Preencher 2/3 do tubo capilar com sangue;

3º - Limpar a parte externa do tubo capilar (tirar o excesso de sangue).

4º - Fechar uma das extremidades do capilar com a massa acrílica;

5º - Colocar o capilar na máquina de micro centrífuga para hematócritos com

a parte que possui a massa virada para a borracha;

6º - Centrifugar por 5 minutos para carnívoros, felinos, equinos e durante 10

minutos para ruminantes e pequenos ruminantes.

7º - Após a centrifugação é realizada leitura com cartão de microhematócrito,

sendo o resultado expresso em porcentagem (%).

8º - Depois de lido o hematócrito quebra-se o capilar na região do plasma.

Este conteúdo é colocado no refratômetro para a leitura da proteína plasmática total.

Nas figuras 18 e 19, pode-se observar o preenchimento de sangue no capilar

e a leitura do hematócrito em cartão de leitura. Esse sangue era de dois cães, um

deles apresentava anemia.

FIGURA 18- (1) preenchimento de capilar para realização de hematócrito, (2) sangue do paciente normal e com anemia, (3) plasma normal e plasma ictérico.

FONTE: SEIXAS, 2012.

1 2 3 3

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37

FIGURA 19- Leitura de hematócrito em cartão de leitura.

FONTE: SEIXAS, 2012.

Na tabela 3 estão os valores de referência hematológica nas diferentes

espécies de animais domésticos.

TABELA 3- Valores de referência hematológica nas diferentes espécies

ESPÉCIES Nº DE ERITRÓCITOS (x106 mm3)

Ht (%) HEMOGLOBINA (g/dL)

VGM (µm³) CHGM (%)

Cão 5,5 a 8,5 37 - 55 12 a 18 60 a 77 32 a 36

Gato 5,0 a 10,0 24 - 45 8 a 15 39 a 55 30 a 36

Bovino 5,0 a 10,0 24 - 46 8 a 15 40 a 60 30 a 36

Ovino 9,0 a 15,0 27 - 45 9 a 15 28 a 40 31 a 34

Caprino 8,0 a 18,0 22 - 38 8 a 12 16 a 25 30 a 36

Equino 6,8 a 12,9 32 - 53 11 a 19 37 a 59 31 a 37

Suíno 5,0 a 8,0 32 - 50 10 a 16 50 a 56 30 a 34

FONTE: ESSENTIALS OF VETERINARY HEMATOLOGY, NEMI C. JAIN – 1993

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5.3 TESTE PARA DETERMINAÇÃO DE FIBRINOGÊNIO

Segundo Silveira (1988), uma das funções do fibrinogênio é atuar na formação

da coagulação sanguínea, ocorrendo à formação de fibrina na lesão, e contribuindo

também na reação inflamatória. A técnica é realizada em amostra de sangue de

equinos, ruminantes e pequenos ruminantes. Segundo Harvey (2001), este método é

útil para a identificação do fibrinogênio em alta concentração, mas não é precisa na

identificação do fibrinogênio em baixa concentração.

1° - Primeiro prepara-se dois microhematócritos com amostra de sangue com

EDTA;

2º - Centrifugar os dois microhematócritos, fazer a leitura do hematócrito e da

proteína total com um auxilio do refratômetro e o outro microhematócrito é colocado no

banho-maria (56º a 58°C) para precipitação do fibrinogênio, por 3 minutos.

3º - Retirar o microhematócrito do banho-maria e voltar a centrifugar por mais 1

minuto. Retirar da centrífuga e fazer a leitura da proteína plasmática total com

refratômetro. Do resultado da proteína total plasmática do primeiro microhematócrito

subtrai-se o resultado da proteína total plasmática do segundo microhematócrito, tendo

assim o resultado do fibrinogênio.

Na tabela 4 observa-se os valores de Proteínas Plasmáticas e Fibrinogênio.

TABELA 4- Valores de Proteínas Plasmáticas e Fibrinogênio

Proteína Plasmática (g/dL) Fibrinogênio (g/dL)

Equino 6,2 - 7,9 0,2 - 0,4

Ovino

Bovino

6,0 - 7,5

7,0 - 8,5

0,1 - 0,5

0,2 - 0,5

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5.4 PREPARAÇÃO E COLORAÇÃO DO ESFREGAÇO SANGUÍNEO

1°- Homogeneizar o sangue do tubo com EDTA, preencher o capilar do micro-

hematócrito, antes de fechá-lo, colocar uma gota de sangue na lâmina;

2º- Colocar a outra lâmina (extensora) na frente da gota de sangue, num

ângulo de 45º;

3º- Realizar um ligeiro movimento para trás até o sangue se espalhar sob a

lâmina. Com um movimento uniforme para frente, fazer esta lâmina deslizar sobre a

outra, esse movimento deve ser suave, único, reto e firme. O sangue se estenderá

por sobre a lâmina, formando o esfregaço;

4º- Esperar que a lâmina fique seca para poder ser corada;

5º- Para corar, normalmente é usado o Panótico, coloração comercial pronta

para uso com três corantes em série: álcool (metanol), eosina (corante ácido).

6º- A leitura da lâmina deve ser realizada na área da “praia” ou “cauda” do

esfregaço, essa parte é a porção final da lâmina, área mais fina facilitando a

contagem de leucócitos e verificação de agregação plaquetária. A verificação de

alterações morfológicas das hemácias deve ser vista também na normocamada da

lâmina.

Ilustração do esfregaço sanguíneo

FONTE: Lopes et al, 2007.

Na figura 20 é observada a preparação do esfregaço sanguíneo para

posteriormente se realizar a contagem diferencial de células do sangue e avaliação

morfológica das células. A morfologia das células é verificada na figura 21.

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Figura 20- Preparação do esfregaço sanguíneo.

FONTE: SEIXAS, 2012.

Dos 575 hemogramas realizados, 441 (76,7%) eram de caninos, 70 (12,2%)

de felinos, 38 (6,6%) de eqüinos, 8 (1,4%) de Lhama Glama, 7 (1,2%) de ovinos, 5

(0,87%) de coelhos, 3 (0,52%) de elefantes, 1 (0,17%) de suíno, 1 (0,17%) de tigre

d´água e 1 (0,17%) de iguana. Na avaliação de cada espécie pode ser visto a

peculiaridade morfológica de cada célula. Foram também observadas alterações

como anisocitose, policromatofilia, hemácias microcíticas e macrocíticas, neutrófilos

tóxicos, linfócitos reativos, metarrubrócitos, Corpúsculo de Howell-Jolly e Dohle,

macroplaquetas entre outros.

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41

FIGURA 21- Morfologia das células sanguíneas, hemoparasitas e corpúsculos virais

encontrados em esfregaço sanguíneos.

I II III

IV V VI

VII VIII IX

X XI

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I. Microfilária em esfregaço sanguíneo de cão; II. Corpúsculos de Howell Jolly em hemácia de

cão; III. Esfregaço sanguíneo de elefante; IV. Hemácias de iguana; V. Eosinófilo de equino; VI. Bastonete de cão; VII. Hemácia com policromatofilia em cão; VIII. Agregado plaquetário em gato;

IX e X. Corpúsculos de Lentz em cão; XI. Metarubrócitos em esfregaço de sangue canino.

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6 URINÁLISE

É a avaliação das propriedades físicas, químicas da urina e microscopia do

sedimento urinário.

A urinálise fornece várias informações importantes na determinação do

diagnóstico, prognóstico no acompanhamento terapêutico (SILVEIRA, 1988).

6.1 INDICAÇÕES PARA EXAME DE URINA

O exame de urina deve sempre ser sugerido em suspeita de doença renal, ou

dos órgãos urinários, em suspeitas de doenças sistêmicas, onde há o

comprometimento de outros órgãos ou sistemas (GARCIA-NAVARRO, 2005).

Como exame de rotina ou “check-up” para que possa ser diagnosticado

precocemente e realizado acompanhamento do paciente;

Como exame de triagem nos animais internados, principalmente nos

pacientes pós – cirúrgicos.

6.2 TIPOS DE COLETA

- Micção natural: Frasco estéril, desprezar o 1º jato, coletar jato médio, esse

método é o que tem mais contaminação.

- Cateterismo: Sondas estéreis, higienização do orifício uretral, sondas

adequadas para cada espécie, sexo, tamanho do animal. Evitar substâncias

antissépticas, pode irritar a mucosa. Esse tipo de coleta diminui a contaminação

externa. Segundo Garcia-Navarro (2005), a cateterização é o método indicado

especialmente nos casos em que ocorre a retenção urinária.

- Cistocentese: Segundo Sink e Feldman (2006) é realizado pela colheita da

urina, utilizando a inserção de uma agulha na vesícula urinária, aspirando à urina

com uma seringa, esse método evita a contaminação.

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Pequenos animais (obtenção de urina)

- Compressão manual da bexiga;

- Cateterização – em machos deve-se ter precaução com o osso peniano;

- Cistocentese

Grandes animais (obtenção de urina)

- Massagem na região do períneo;

- Pressão na região anterior ao úbere.

6.3 ARMAZENAMENTO DA URINA

- O ideal é que a análise da urina seja realizada logo após sua coleta;

- A amostra de urina pode ser refrigerada em 2 a 8° C por até 4 horas (SINK e

FELDMAN, 2006).

- Evitar conservantes, pois alteram o exame bioquímico;

- A amostra deve estar com a temperatura ambiente na hora da análise (SINK

e FELDMAN, 2006).

6.4 EXAME FÍSICO DA URINA

6.4.1 Volume

O volume da urina pode sofrer influência devido a vários fatores: espécie do

paciente, tamanho, peso, estado hígido, alimentação, atividade física e fatores

ambientais: temperatura e umidade (SILVEIRA, 1988).

6.4.2 Cor

Normalmente a coloração da urina é amarela, tendo uma variação do

amarelo claro ao escuro;

Segundo Garcia-Navarro (2005), a cor da urina pode sofrer alterações em sua

coloração pelas seguintes causas:

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a) Amarelo vermelhado ou amarelo castanho escuro: hematúria,

hemoglobinúria

b) Amarelo castanho claro ou esverdeado: pigmentos biliares, bilirrubina ou

urobilinogênio

c) Marrom escuro: mioglobinúria

d) Branco leitoso: Micção de equinos com idade e retenção de urina

6.4.3 Aspecto

Segundo Garcia-Navarro (2005), a urina tem um aspecto limpído e translúcido

com exceção dos equinos, que possuem urina turva devido à presença de cristais de

carbonato de cálcio e muco.

6.5 ALTERAÇÕES DO ASPECTO DA URINA

A urina normal límpida pode ficar turva quando refrigerada (precipitação dos

sais). A urina turva ocorre devido à contaminação de exsudato do trato genital,

muco, sêmen (GARCIA-NAVARRO, 2005).

6.6 DENSIDADE

A densidade específica da urina (DEU) mensura o grau de solutos presentes

na amostra e consequentemente a função renal (GARCIA-NAVARRO, 2005).

A diminuição da densidade urinária geralmente ocorre em casos de poliúria.

As principais causas são nefrite intersticial crônica, uremia, diabete insípida,

piometra, terapias com medicamentos corticóides, líquidos parenterais, diuréticos

(GARCIA-NAVARRO, 2005).

O aumento da densidade urinária geralmente ocorre em casos de oligúria. As

principais causas são nefrite intersticial aguda, nefrite generalizada aguda, na

diabete melito e glicosúria renal primária, desidratações, febres e em casos de

edema e choque (GARCIA-NAVARRO, 2005).

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Na tabela 5 estão relacionados às espécies de animais domésticos com pH e

a densidade específica da urina.

TABELA 5 - Exame de Urinálise relacionada com a espécie animal. Avaliação do pH

e densidade específica.

ESPÉCIE pH DENSIDADE ESPECÍFICA URINÁRIA (DEU)

Canino 5,5 – 7,5 1015 – 1045 (1030)

Felino 6,0 – 7,0 1020 – 1040 (1035)

Equino 7,0 – 8,0 1020 – 1050

6.7 EXAME QUÍMICO DE URINA

O exame químico da urina consiste na avaliação do pH e na pesquisa de

algumas substâncias, acetona, glicose, proteínas, pigmentos biliares, sangue,

nitritos, essa avaliação é considerada qualitativa e semi quatitativa.

Para a realização desse exame é utilizado fitas de plástico, que contém

quadrados de varias cores, nestes locais contém reagentes químicos que mudam de

cor ao entrar em contato com determinadas substâncias eventualmente presentes

na urina (GARCIA-NAVARRO, 2005).

6.7.1 Método da tira ou fita reagente

Coloca-se a tira na amostra de urina, tomando cuidando para que toda a área

da fita fique imersa na urina. Deixe por alguns segundos e retire o excesso de urina,

geralmente 30 segundos a 1 minuto para realizara a leitura. A leitura é realizada com

o auxílio do próprio rótulo, comparando as cores formadas nos quadrados com os

existentes no rótulo do frasco de tiras (GARCIA-NAVARRO, 2005).

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6.7.2 pH

O pH da urina normalmente é determinado pela alimentação e pelo

metabolismo do corpo do paciente. Nos carnívoros o pH da urina é ácido, porém a

alimentação com rações industrializadas faz tornar-se levemente alcalino. Os

herbívoros devido sua alimentação possuem o pH urinário mais alcalino (GARCIA-

NAVARRO, 2005).

6.7.3 Presença de proteína na urina

A proteína albumina não atravessa a membrana glomerular. Se uma pequena

quantidade atravessar será reabsorvida pelos túbulos, porém se escapar e estiver

presente na urina, sua quantidade é tão pequena, que no método da fita se

apresenta na forma de traços (GARCIA-NAVARRO, 2005).

6.7.4 Presença de glicose na urina

Segundo Garcia-Navarro (2005), toda a glicose que chega aos rins é

reabsorvida nos túbulos contorcidos proximais. O aparecimento de glicosúria ocorre

quando a quantidade de glicose no filtrado glomerular é superior a capacidade de

reabsorção ou quando a reabsorção dos túbulos é ineficaz, devido a uma lesão

neste local.

6.7.5 Presença de acetona na urina

A cetonúria ocorre como resultado do aumento da concentração sanguínea

de ácido acetoacético, ácido betahidroxibutírico e a acetona, que são corpos

cetônicos excretados pela urina. Pode ocorrer devido a jejum prolongado, anorexia,

vômito ou diarréias persistentes, inanição onde a reserva de carboidratos se

encontra baixa, levando a degradação de lipídios (ácidos graxos) pela β – oxidação,

transformando-se em corpos cetônicos (GARCIA-NAVARRO, 2005).

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6.7.6 Presença de sangue na urina

A presença de eritrócitos deixa a amostra de urina com coloração castanho-

avermelhado, podendo se manifestar de duas formas: hematúria, hemoglobinúria. A

diferenciação normalmente é realizada pela avaliação do aspecto da urina, pela

centrifugação da amostra, sendo visualizados eritrócitos no sedimento (GARCIA-

NAVARRO, 2005).

a) Hematúria

É a presença de eritrócitos inteiros na urina, visualizados na sedimentoscopia.

A amostra de urina ao ser centrifugada perde a coloração vermelha e forma no

fundo do tubo um depósito de eritrócitos. Suas principais causas são:

glomerulonefrites, vasculite, enfarte renal, cistite (GARCIA-NAVARRO, 2005).

b) Hemoglobinúria

É a presença de hemoglobina (em solução) na urina. A urina possui aspecto

translúcido com coloração vermelho vivo ou castanho, essa cor permanece mesmo

após a centrifugação (GARCIA-NAVARRO, 2005). Suas principais causas são:

leptospirose, doença hemolítica, agentes químicos, transfusões incompatíveis,

babesiose, veneno de cobra, anemia hemolítica autoimune.

6.8 PRESENÇA DE BILIRRUBINA NA URINA

Segundo Garcia-Navarro (2005), ao término de vida útil das hemácias quando

fagocitadas, no interior dessas células encontram-se pigmento de bilirrubina

produzido a partir da degradação da hemoglobina. A bilirrubina pode ser não

conjugada ou conjugada. A bilirrubina conjugada é eliminada na urina em pequenas

quantidades, não em todos os animais (20% cães, 5% gatos, 25% bovinos). As

principais causas de bilirrubinúria são: obstrução dos ductos biliares, quando a

obstrução é total há um refluxo da bile (com bilirrubina conjugada), para circulação o

que determina o aumento de bilirrubinúria (doenças hepáticas, leptospirose, cirrose,

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neoplasias, toxinas, icterícia hemolítica, que acompanham as anemias hemolíticas)

com o aumento de hemólise gerando como consequência o aumento da bilirrubina.

6.9 PRESENÇA DE UROBILINOGÊNIO NA URINA

Segundo Garcia-Navarro (2005), o urobilinogênio é a forma reduzida da

bilirrubina conjugada, o pigmento do urobilinogênio é encontrado normalmente na

urina, em pequenas quantidades, sendo responsável pela coloração amarela da

urina.

6.10 PRESENÇA DE NITRITOS NA URINA

Os nitritos são produzidos pelas bactérias Gram negativas que transformam

nitrato em nitrito, principalmente quando estas estão aumentadas, a presença de

nitrinúria é indicativo de infecção urinária (GARCIA-NAVARRO, 2005).

6.11 EXAME DO SEDIMENTO URINÁRIO

O sedimento urinário é composto por elementos sólidos presentes na urina.

Esses sedimentos depositam-se no fundo do tubo logo após a centrifugação. A

realização do exame é feita centrifugando em rotação de 1000 a 1500 rpm por 5

minutos. O sobrenadante separa do sedimento, normalmente se despreza um pouco

do sobrenadante e ressuspende o soluto, com o auxílio de uma pipeta coloca-se 1

gota de urina na lâmina cobrindo-a com uma lamínula. A análise no microscópio é

realizada com objetiva de 40x, esse exame deve ser lido logo após o seu preparo

(GARCIA-NAVARRO, 2005).

6.11.1 Elementos encontrados no sedimento

Segundo Garcia-Navarro (2005), os elementos encontrados no sedimento

urinário podem ser agrupados em organizados (eritrócitos, leucócitos, células

epiteliais, bactérias, protozoários, ovos de parasitas, fungos, leveduras,

espermatozóides e cilindros) e não organizados (cristais, muco e material amorfo).

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a) Células epiteliais

É normal uma pequena quantidade de células epiteliais nos sedimentos,

sendo maior essa quantidade em fêmeas, cuja amostra é obtida por micção

espontânea (GARCIA-NAVARRO, 2005).

b) Células epiteliais transicionais

Essas células revestem a mucosa desde a pelve renal até a uretra, são

células de vários tamanhos. O tamanho das células vai aumentando à medida que

se aproxima o meio externo, sendo menores na pelve e maiores na uretra.

Normalmente o número de células transicionais é muito pequeno na urina, estando

aumentada em casos relacionados à inflamação, irritação ou neoplasias (GARCIA-

NAVARRO, 2005).

c) Células epiteliais renais

Podem aparecer eventualmente no sedimento. São células dos túbulos

renais, estando ausentes na urina e sua presença é indício de um processo

descamativo tubular (GARCIA-NAVARRO, 2005).

d) Células epiteliais descamativas

São as maiores células presentes no sedimento, são células da camada

superficial da uretra, estando aumentada em número durante o cio (GARCIA-

NAVARRO, 2005).

e) Eritrócitos

Segundo Garcia-Navarro (2005), alguns eritrócitos aparecem normalmente no

sedimento urinário, sendo aceito como normal até sete eritrócitos por campo na

amostra colhida na micção espontânea, para sua visualização no microscópio utiliza-

se a objetiva de 40x.

f) Leucócitos

São células pequenas com formato redondo e possuem citoplasma

granuloso. Animais sadios possuem leucócitos nos sedimentos urinários, sendo

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normais quantidades parecidas com as dos eritrócitos. O seu aumento na urina

normalmente está relacionado a um processo de infecção como nos casos de

cistites, uretrite, pielonefrite, apresentado como característica a urina turva, com

piúria (GARCIA-NAVARRO, 2005).

g) Bactérias

Segundo Feldman e Sink (2004), a urina é normalmente estéril, quando a

um aumento no número de bactérias na amostra colhida de urina por cateterização

ou cistocentese é indicativo de infecção do trato urinário. Normalmente as bactérias

são acompanhadas por um aumento no número de leucócitos.

h) Cilindros

Segundo Garcia-Navarro (2005), os cilindros são estruturas formadas por

proteínas nos túbulos onde são moldadas.

- Hialinos

Formados exclusivamente de proteínas, geralmente albumina, sendo

incolores e homogêneos. Normalmente representam a forma inicial, leve de irritação

renal, podem estar presentes sem que haja lesão renal como em casos de febre,

anemia (GARCIA-NAVARRO, 2005).

- Epiteliais

Possuem no seu interior células epiteliais tubulares inteiras, é um cilindro

hialino, devendo sempre identificar a origem da célula no seu interior. Podem

aparecer em casos de nefrites, degeneração do epitélio tubular (GARCIA-

NAVARRO, 2005).

- Granulares

Possuem no seu interior grânulos com diferentes tamanhos e quantidades.

Esses grânulos são originados da desintegração do epitélio tubular, formados por

albumina, gordura, detritos celulares, células epiteliais, eritrócitos, leucócitos inteiros

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ou fragmentados. Esses cilindros são indicadores de doença renal avançada

(GARCIA-NAVARRO, 2005).

- Céreos

Cilindros granulares velhos e degenerados, não são vistos em doença aguda,

sendo indicador de cronicidade, presentes em casos avançados de nefrites

(GARCIA-NAVARRO, 2005).

- Largos

São cilindros das insuficiências renais, são mais largos, originando dos

ductos coletores indicando uma perda severa de néfrons, aparecendo nos estágios

mais avançados ou terminais das doenças renais (GARCIA-NAVARRO, 2005).

i) Gotículas de gordura

Aparecem em forma de gotículas redondas, comum em gatos em ocorrência

do desdobramento das células tubulares que contém gordura, podendo também

ocorrer em casos de obesidade, ou após refeições ricas em lipídios, principalmente

em carnívoros, no hipotireoidismo, diabete melito, devido a uma alteração no

metabolismo das gorduras (GARCIA-NAVARRO, 2005). Segundo Feldman e Sink

(2004), as gotículas de gordura são facilmente confundidas com os glóbulos

vermelhos, porém as gotículas de gordura possuem uma variação de tamanho.

j) Cristais

Os cristais são formados por substâncias minerais na urina, podendo

apresentar a forma amorfa ou cristalina (GARCIA-NAVARRO, 2005). Os tipos de

cristais formados na urina, são derivados da dieta alimentar, do pH da urina e da

solubilidade e concentração dos cristalóides (SILVEIRA, 1988).

Segundo Silveira (1988), nos animais pequenos, normalmente o pH da urina

é ácido, os cristais mais encontrados são de estruvita, oxalato de cálcio, uratos

amorfos e de ácido úrico. O pH da urina de equinos normalmente é alcalino, devido

a alimentação, possuindo oxalatos e carbonato de cálcio, a urina de ruminantes é

normalmente pobre desses elementos. Os cristais mais encontrados nestas

espécies são: de oxalato, estruvita e fosfatos amorfos.

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Foram realizados 46 exames de urina, sendo 37 (80,4%) em caninos, 6

(13,1%) felinos, 3 ( 6,5%) em equinos. Com relação ao sexo, foram 18 (39,1%) de

fêmeas e 28 (60,9%) de machos. As amostras de urina foram obtidas através das

seguintes coletas, 19 (41,30%) por cistocentese, 10 (21,7%) por cateterismo, 4

(8,7%) por micção espontânea e em 13 (28,3%) exames não foi informado como se

realizou a coleta.

Todos os exames de urinálise foram analisados através da avaliação física,

química e exame do sedimento urinário (sedimentoscopia)

Na microscopia do sedimento urinário, observou-se em algumas amostras de

urina a presença de cristais de estruvita, oxalato de cálcio, carbonato de cálcio e

bilirrubina, leucócitos, hemácias, bactérias (cocos e bacilos), gotícula de gordura,

células de transição do trato urinário (uretrais e vesicais), células epiteliais, células

caudadas da pelve renal, cilindros granulares e hialinos.

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7 TESTE DE COMPATIBILIDADE SANGUÍNEA

Esse teste seguiu o protocolo de Procedimento Operacional Padrão (POP),

do Laboratório de Patologia Clínica Veterinária da UFPR. Foi realizado em 4 caninos

e 1 felino para permitir que ocorresse a transfusão sanguínea nestes pacientes.

Este teste é realizado com o sangue de dois animais sendo determinado

através da prova da reação cruzada. Mesmo a reação cruzada sendo negativa,

ainda podem ocorrer reações transfusionais, pois ela testa somente a presença de

anticorpos contra hemácias, não detectando anticorpos contra leucócitos e

plaquetas, que são a origem de muitas reações transfusionais imunomediadas,

causando sinais clínicos como pirexia, hipersensibilidade pulmonar aguda.

Os testes adotados foram a Reação Cruzada Maior e Reação Cruzada

Menor.

Para realização da Reação Cruzada Maior foi necessário 50μL de hemácias

do doador + 100μL do plasma do receptor. Verificou-se a presença de anticorpos no

receptor contra as hemácias do doador e se as células do doador se encontravam

revestidas com anticorpos IgE, para descartar uma resposta hemolítica auto-imune.

Para a Reação Cruzada Menor utilizou-se 50μL de hemácias do receptor +

100μL do plasma do doador. Verificou-se a presença de anticorpos no plasma do

doador contra as hemácias do receptor.

Procedimentos efetuados.

1º - Coletado sangue com EDTA do receptor e dos doadores;

2° - Separação do plasma da papa de hemácias através da centrifugação em

baixa rotação durante cinco minutos;

3° - Remoção do plasma de cada amostra e identificação;

4° - Lavagem da papa de hemácias três vezes com solução salina (1mL) á

temperatura ambiente. Centrifugação em baixa rotação por cinco minutos. Retirada

do sobrenadante (solução salina);

5° - Ressuspender as hemácias – cinco gotas (125μL) de papa de hemácias +

1 mL de solução salina;

6º - Preparação para cada doador de dois tubos identificados - (A) Reação

Cruzada Maior, (B) Reação Cruzada Menor, adicionados em cada tubo quatro gotas

(100μL) de plasma e duas gotas (50μL) da suspensão de hemácias;

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7º - Homogeneização delicada e incubação em banho-maria a 37°C durante

15 minutos;

8º - Centrifugação em baixa rotação por cinco minutos e exame do

sobrenadante para verificação de presença de hemólise;

9° - Ressuspender para observar aglutinação macroscópica. Quando o

resultado for negativo para aglutinação macroscópica, coloca-se uma pequena

quantidade (10μL) do sangue em uma lâmina para observar a presença de

aglutinação microscópica.

Os resultados destes 5 pacientes testados permitiram o procedimento da

transfusão sanguínea.

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8 CONCLUSÃO

O estágio curricular obrigatório realizado no Laboratório de Patologia Clínica

Veterinária da UFPR proporcionou a oportunidade de aprendizado e

aperfeiçoamento do que foi estudado durante o período de graduação. Foi possível

comparar os exames com as suspeitas clínicas, treinar e observar as técnicas de

hemogramas, exames bioquímicos, urinálise, análise de líquidos cavitários e líquor,

testes de fibrinogênio, teste de compatibilidade, capa leucocitária.

A patologia clínica é uma área que exige constante aprendizado e raciocínio

clínico, fornece uma ferramenta essencial para a clínica médica, auxiliando no

diagnóstico e prognóstico do paciente.

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9 REFÊRENCIAS

FELDMAN, B. F.; SINK, C. A. Laboratory Urinalysis and Hematology-For The Small Animal Practitioner. Teton NewMedia, 2004. p. 4-47.

GARCIA-NAVARRO, C.E.K. Manual de Hematologia Veterinária. 2 ed. São Paulo:

Livraria Varela, 2005.

GARCIA-NAVARRO, C.E.K. Manual de Urinálise Veterinária. 2 ed. São Paulo:

Livraria Varela, 2005.

HARVEY, J. W. Atlas of Veterinary Hematology. Blood and bone marrow of domestic animals. Saunders, 2001.

JAIN, N.C. Essentials of Veterinary Hematology. Llppincott Williams & Wilkins,

1993.

LOPES, S. T.; BIONDO, A. W.; SANTOS, A. P. Manual de Patologia Clínica Veterinária, Santa Maria, 2007.

REBAR, A.H., MACWILLIAMS, P.S., FELDMAN, B.F., METZGER, F.L., POLLOCK,

R.V.H.; Roche, J. A Guide to Hematology in Dogs and Cats. Publisher: Teton

NewMedia, Jackson WY (www.veterinarywire.com). Internet Publisher: International

Veterinary Information Service, Ithaca NY (www.ivis.org), 2004.

SILVEIRA, J. M. Patologia Clínica Veterinária. Teoria e interpretação. Rio de

Janeiro: Guanabara, 1988.

SINK, C. A.; FELDMAN, B. F. Urinálise e hematologia - Laboratório para o Clínico de Pequenos Animais. São Paulo: Roca, 2006.

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Correlação entre efusões cavitárias e hemogramas analisados no Laboratório de Patologia Clínica Veterinária da Universidade Federal do Paraná, no período de 1 de dezembro de 2011 a 11 de outubro de 2012.

Seixas, Sandra Vogel; Dittrich, Rosangela Locatelli; Alcântara, Maria Aparecida;

RESUMO

Foram analisadas 51 efusões cavitárias de caninos, felinos, equinos e ovino de idades variadas de 25 dias a 16 anos, sendo 32 (62,7%) fêmeas e 19 machos (37,3%). Das 34 efusões encontradas em cães, 25 (73,5%) eram peritoneais e 9 (26,5%) pleurais, sendo 11 (32,4%) de exsudatos sépticos; 9 (26,5%) transudatos; 7 (20,5%) transudatos modificados; 5 (14,7%) exsudatos assépticos e 2 (5,9%) efusões neoplásicas. Nas efusões dos felinos 5 (62,5%) eram de líquido pleural e 3 (37,5%) de líquido peritoneal, sendo 3 (37,5%) de transudatos modificados e 3 (37,5%) de exsudatos sépticos e 2 (25%) de efusões neoplásicas. Nos equinos foram observadas 6 efusões; 5 (83,3%) de líquidos peritoneais e 1 (16,7%) de líquido pericárdico, sendo 3 (50%) exsudatos sépticos, 2 exsudatos assépticos (33,3%) e 1 (16,7%) transudato modificado. No ovino foram encontradas 3 efusões (peritoneal, pleural e pericárdica), sendo 2 transudatos e 1 transudato modificado. Relacionando as efusões aos hemogramas, observou-se em 42 eritrogramas que, 23 exames não apresentaram alterações, 19 apresentaram anemia, sendo a anemia normocítica normocrômica a mais frequente. Dos 42 leucogramas, 15 apresentaram leucocitose com neutrofilia, 15 leucocitose com neutrofilia e desvio nuclear de neutrófilos à esquerda, 1 apresentou leucopenia, neutropenia e linfopenia; outro, neutrofilia com linfopenia e outro ainda somente neutropenia. Dos 42 leucogramas, 9 não apresentaram alterações.

Palavras Chave: efusões cavitárias, eritrograma, leucograma

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Correlation between cavitary effusions and hemograms analyzed at the pathology laboratory at Universidade Federal do Paraná, in the period 1 December 2011 to 11 October 2012.

Seixas, Sandra Vogel; Dittrich, Rosangela Locatelli; Alcântara, Maria Aparecida;

SUMMARY

Fifty one cavitary effusions of male (n=19, 37.3%) and female (n=32, 62.7%) dogs, cats, horses, and sheep of ages varying between 25 days and 16 years were analyzed. Out of the 34 effusions from dogs, 73.5% (n=25) were from the peritoneal cavity, and 26.5% (n=9) were pleural effusions. Septic exudate comprised 32.4% (n=11), transudate 26.5% (n=9), modified transudate 20.5% (n=7), aseptic exudate 14.7% (n=5), and neoplastic effusions were 5.9% (n=2). Feline effusions were 6.5% (n=5) pleural fluid, and 37.5% (n=3) peritoneal fluid. Modified transudate comprised 37.5% (n=3), septic exudate 37.5% (n=3), and 25% (n=2) were neoplastic effusions. Out of the equine effusions, we observed a total of 6 effusions, 83.3% (n=5) from the peritoneal cavity, comprising septic exudate 50% (n=3), aseptic exudate 33.3% (n=2), and modified transudate 16.7% (n=1). Effusions from sheep (n=3), 2 were transudate, and 1 was modified transudate. In relation to the hemograms (n=42), 19 showed anemia, normocytic normochromic being the most common. Out of all leukograms (n=42); 15 showed leukocytosis and neutrophylia with left shift, 1 showed leukopenia, neutropenia and lymphopenia, 1 showed neutrophilia with lymphopenia, and another 1 with only neutropenia.

Key Words: cavitary effusions, erythrocyte sedimentation rate, leukogram.

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10.1 INTRODUÇÃO

A efusão cavitária é o acúmulo anormal de líquido em um “terceiro” ou

“potencial” espaço corporal, fora de vasos sanguíneos ou linfáticos e das vísceras.

Na Medicina Veterinária principalmente na clínica médica de pequenos

animais é comum a ocorrência de efusões cavitárias devido a vários processos

fisiológicos e patológicos (STOCKHAM e SCOOT, 2008), como o aumento da

pressão hidrostática local, diminuição da pressão coloidosmótica, aumento da

permeabilidade vascular, decorrente a processos inflamatórios, comprometimento da

drenagem realizada pelos vasos linfáticos tendo como uma das causas a obstrução

por neoplasias e ruptura de estruturas (LOPES et al.; 2007).

Segundo Lopes et al. (2007), as efusões são determinadas de acordo com o

local de sua formação e classificadas conforme o tipo de líquido presente. Esse

líquido é avaliado com relação a suas características físicas, químicas e citológicas,

considerando principalmente, a contagem total de células nucleadas e determinação

proteínas totais. As principais efusões cavitárias encontradas são: transudato,

transudato modificado, exsudato asséptico, exsudato séptico, efusão neoplásica,

efusão hemorrágica e efusão quilosa.

O objetivo desse trabalho é avaliar os tipos de efusões mais encontradas nos

pacientes atendidos pelo corpo clínico do Hospital Veterinário da UFPR no período

de 1 de dezembro de 2011 a 11 e outubro de 2012 e correlacioná-las com as

alterações dos exames hematológicos. Para isso foram selecionadas 51 efusões

cavitárias de caninos, felinos, equinos e ovino.

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10.2 REVISÃO DE LITERATURA

A presença de fluido límpido e estéril em pequenas quantidades localizado

em cavidades corpóreas (peritônio, pleura, e pericárdio) é comum, tendo a função de

lubrificar e permitir que ocorra o deslizamento das vísceras entre si sem que ocorra

a aderência das mesmas (BACIC, 2011). Essas cavidades corporais são revestidas

por um epitélio especializado denominado de mesotélio (SHELLY, 2003).

Na Medicina Veterinária principalmente na clínica médica de pequenos

animais é comum a ocorrência de efusões cavitárias (BACIC, 2011), já na clínica de

grande animas sua ocorrência é pouco relatada, havendo alguns casos em equinos.

Segundo Shelly (2003), o exame do fluido deve ser sempre realizado a não

ser que represente risco anestésico aos pacientes convalescentes ou possibilidade

de lesão adicional.

Para estabelecer um diagnóstico preciso é importante a realização da

anamnese junto ao exame físico, a colheita adequada da amostra para a realização

da análise laboratorial bem detalhada do líquido (BACIC, 2011).

Segundo Lopes et al. (2007) as principais efusões são transudato, transudato

modificado, exsudato asséptico, exsudato séptico, efusão neoplásica, efusão

hemorrágica, efusão quilosa. A classificação do tipo de efusão baseia-se na

contagem total de células nucleadas (CTCN) e na concentração de proteína total.

As efusões cavitárias acontecem quando há um ou mais processos

patológicos associados, normalmente a quantidade de fluido aumenta, devido a

entrada de mais fluido na cavidade do que é removida dela (STOCKHAM e SCOOT,

2008).

Segundo Bacic (2011), quatro são os principais fatores que desencadeiam as

efusões: aumento da pressão hidrostática, diminuição da pressão oncótica, ruptura

de uma estrutura e a permeabilidade de vasos. Quando a pressão hidrostática

excede a pressão coloidosmótica capilar, os líquidos são retidos no tecido

conjuntivo. Em vasos sanguíneos, está normalmente relacionado a problemas

cardíacos como na insuficiência cardíaca congestiva direita (ICCD). Em vasos

linfáticos ocorre por obstrução do fluxo linfático e do aumento da pressão

hidrostática dentro do vaso linfático ocorrendo normalmente quando há neoplasias

compressivas e insuficiência cardíaca.

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A pressão oncótica é a pressão exercida pelas proteínas plasmáticas,

principalmente pela albumina. Segundo Bacic (2011), a hipoalbuminemia pode ser

decorrente a uma diarréia crônica (perda intestinal), por perda renal devido uma

lesão glomerular, tendo como consequência proteinúria, ou devido a uma

diminuição da síntese hepática, sugestiva de perda da função hepática, sendo

comum em cães com doença hepática crônica.

A ruptura de uma estrutura pode ocorrer em lesões de vasos sanguíneos,

vasos linfáticos, vesícula urinária, vesícula biliar e alça intestinal. Segundo Stockam

e Scoot (2008), a lesão de vísceras permite que esse conteúdo extravase para a

cavidade corpórea, iniciando um processo inflamatório.

O aumento da permeabilidade vascular é decorrente de infecções sistêmicas,

processos inflamatórios locais, devido à presença de substâncias vasoativas e

quimiotáticas (LOPES et al.; 2007).

Segundo Cowell et al. (2009), a classificação da efusão auxilia na

determinação do mecanismo geral de acúmulo do fluido. Essa avaliação às vezes

pode ser diagnóstica, como nos casos de neoplasias ou infecções, normalmente as

efusões simplesmente indicam um processo. O exame clínico, físico, abordagem por

imagem podem auxiliar no diagnóstico definitivo.

De acordo com Silveira (1988), o transudato é o líquido orgânico que transuda

em uma superfície não inflamada obedecendo somente as leis mecânicas. Segundo

Shelly (2003), os fluidos são classificados como transudatos, quando apresentam

baixo conteúdo protéico e baixa contagem celular (proteína < 2,5g/dL e células <

1.000/µL). Não há presença de bactérias e lipídeos. Possui coloração límpida e

incolor e com baixa viscosidade (cães e gatos), em herbívoros sua coloração possui

aspecto amarelado. Esse fluido possui pH alcalino e densidade baixa <1,017.

As células encontradas nos transudatos são similares às encontrados no

fluido normal (Figura 22A), que são na sua maioria células mononucleares

consistindo em macrófagos (raros), linfócitos pequenos e células mesoteliais. Os

neutrófilos compõem uma pequena proporção da população (REBAR e

THOMPSON, 2012).

Segundo Lopes et al. (2007), as principais causas do transudato são

diminuição das proteínas plasmáticas, nos casos de nefropatia, hepatopatia crônica,

enteropatia, e deficiência nutricional, havendo um extravasamento do líquido para

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fora dos vasos. Segundo Shelly (2003), o estágio inicial da insuficiência miocárdica

pode levar a uma efusão transudativa.

O fluido é classificado como transudato modificado quando um transudato

torna-se alterado pela adição de células nucleadas ou proteínas (SHELLY, 2003).

O acúmulo desse fluido pode iniciar uma resposta inflamatória no local

(SILVEIRA, 1988). É causado por vários fatores como: aumento da pressão

hidrostática capilar, estase venosa portal, insuficiência cardíaca, hemorragias

intracavitárias, neoplasias, bloqueio do sistema linfático (neoplasias) (LOPES et al,

2007).

Possuem moderada celularidade (1.000 a 7.000 células/µL) e concentração

protéica (2,5 a 7,5g/dL) (COWELL et al.; 2009). Coloração de límpida a turva,

variando em cor do âmbar ao branco ao vermelho e densidade entre 1,018 - 1,025.

Segundo Lopes et al (2007), a citologia do transudato modificado

normalmente depende de sua origem. As principais células presentes neste fluido

são células mesoteliais reativas, neutrófilos não degenerados, linfócitos pequenos,

macrófagos, poucos eritrócitos, células neoplásicas podem predominar, dependendo

da causa da efusão (Figura 22, B).

FIGURA 22 – Citologia de Transudato e Transudato Modificado

A. Transudato com célula mesotelial não reativa, e presença de hemácias ao fundo da lâmina; B.

Transudato Modificado com célula mesotelial normal. Presença de hemácias ao fundo da lâmina.

Líquido Peritoneal de cão. (MGG, 1000x)

FONTE: KROETZ, C.C, 2012.

Segundo Silveira (1988), o exsudato é o líquido orgânico (seroso, fibrinoso, ou

mucoso) que exsuda em uma superfície inflamada. O exsudato possui origem

inflamatória e sua formação é ativa, com presença de substâncias vasoativas

A B

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(causando o aumento da permeabilidade vascular - aumenta proteína) e

quimiotáticas (aumento de células) (LOPES et al.; 2007).

O exsudato apresenta o aspecto turvo a opaco, com coloração que varia de

âmbar a branco ou vermelho, possui pH ácido, densidade elevada >1,025. Segundo

Cowell et al. (2009), os exsudatos possuem altas concentrações de proteínas (>3,0

g/dL) e alta contagem total de células nucleadas (>7.000 células/µL). O exsudato

pode ser classificado como asséptico ou séptico.

a) Asséptico

Segundo Cowell et al. (2009), um exsudato é considerado asséptico, quando

no exame citológico da lâmina corada não são encontradas bactérias e a cultura

realizada da amostra do fluido é negativa (Figura 23, A). Essa efusão normalmente

apresenta neutrófilos não degenerados, macrófagos, células mesoteliais, eritrócitos

variáveis, sem a presença de bactérias e sem lipídios. Segundo Shelly (2003), as

causas não infecciosas estão relacionadas com a inflamação dos órgãos como nos

casos de pancreatite, neoplasia inflamatória, substâncias irritantes (bile e urina) e

virais como no caso da peritonite infecciosa felina (PIF).

b) Séptico

O exsudato é considerado séptico, quando há presença de agentes

infecciosos: bactérias, fungos, protozoários, vírus (Figura 23B). Se a inflamação é

decorrente de uma infecção bacteriana, neutrófilos degenerados normalmente

predominam. Sendo observado na citologia: neutrófilos degenerados, com bactérias

fagocitadas, macrófagos (bactérias fagocitadas), células mesoteliais (variável),

eritrócitos (variável), sem lipídios (COWELL et al.; 2009).

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FIGURA 23 – Citologia de Exsudatos Asséptico e Séptico.

A. Exsudato Asséptico apresentando alta celularidade; B. Exsudato Séptico em cão com ruptura

gástrica. Presença acentuada de bactérias coco e bacilos extracelulares e fagocitadas por neutrófilos.

(MGG; x 1000).

Fonte: Kroetz, C.C, 2012.

A classificação específica das efusões é obtida pelas efusões que

apresentam coloração distinta e aspecto citológico ou através do teste auxiliar

positivo. De acordo com Shelly (2003), Cowell et al. (2009) e Stockam e Scoot,

(2008), as efusões são classificadas em:

a) Efusão Quilosa

Efusões quilosas contêm quilo (mistura de linfa e quilomícrons). Os

quilomícrons oriundos de lipídeos da dieta são processados no intestino e

transportados para vasos linfáticos. São constituídos principalmente de

triglicerídeos. Os triglicerídeos é que proporcionam ao fluido o aspecto turvo

esbranquiçado “leitoso” a branco-róseo (SHELLY, 2003).

Segundo Cowell et al. (2009), essas efusões são inodoras, formadas quando

há obstrução (física ou funcional) do fluxo linfático.

Com relação à celularidade esta apresenta linfócitos que predominam no

início, neutrófilos que aumentam na cronicidade do processo, células mesoteliais

variáveis, bactérias raras, lipídeos (triglicerídeos no fluido > soro), densidade >1,018,

e proteínas totais >2,5g/dL.

A B

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b) Efusão hemorrágica

Segundo Stockam e Scoot, (2008), se considera uma efusão hemorrágica,

quando a razão primária de uma efusão é hemorragia.

Esse efusão apresenta coloração vermelha, hemorrágica, proteína >3,0g/dL,

densidade >1,025, celularidade >1.000/µL. Apresenta células similares ao sangue:

neutrófilos (variável não degenerado), linfócitos (poucos), macrófagos

(eritrofagocitose), sem bactérias e sem lipídeos.

As efusões hemorrágicas ocorrem por diferentes distúrbios: defeitos de

hemostasia, traumas, neoplasias, microfilariose (COWELL et al.; 2009).

Segundo Cowell et al. (2009), a avaliação citológica busca a visualização de

eritrofagocitose, presença ou ausência de plaquetas, ou produtos da quebra de

hemácias (hemossiderina, hematoidina). Quando o sangue entra em uma cavidade

corpórea as plaquetas rapidamente se agregam e degranulam e as hemácias são

fagocitadas por macrofágos. Neste caso a presença de plaquetas e ausência de

eritrofagocitose é sugestiva de uma hemorragia hiperaguda ou contaminação

iatrogênica. A presença de eritrofagocitose e plaquetas sugerem uma hemorragia

crônica persistente. A presença de eritrofagocitose e a ausência de plaquetas

sugerem hemorragia crônica.

c) Efusão neoplásica

Uma efusão neoplásica pode ser efusão pleural, peritoneal ou pericárdica que

contém células neoplásicas (STOCKHAM e SCOOT, 2008).

Segundo Cowell et al. (2009), nessas efusões o diagnóstico definitivo fica

restrito a visualização de células neoplásicas durante a avaliação citológica da

efusão. Em neoplasias não esfoliativas, o líquido formado classifica-se, na maioria

das circunstâncias, como transudato modificado e, se houver inflamação, em

exsudato. Como diagnóstico definitivo é indicado aspirar o líquido com agulha fina

(SHELLY, 2003).

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Segundo Connally (2003) as efusões neoplásicas podem ser secundárias a

esfoliação de células tumorais. As principais células neoplásias presentes são de

células epiteliais e células redondas. As células neoplásicas possuem graus

variados de inflamação, variando conforme sua localização, o grau de invasão

tecidual, esfoliação ou necrose.

As efusões neoplásicas apresentam coloração vermelha ao xantocrômica,

proteínas, densidade e celularidade variáveis. Na citologia apresenta macrófagos,

células mesoteliais, observam-se células neoplásicas (grandes, disformes,

binucleadas, nucléolos evidentes, citoplasma azulado).

A avaliação física dos líquidos cavitários pode ser realizada pelo próprio

clínico que observa a cor, turvação, densidade (GARCIA-NAVARRO, 2005).

A cor é muito importante para pensar nas primeiras hipóteses. Observa-se a

amostra a olho nu, geralmente contra a luz, avaliando a transparência, a cor e a

viscosidade do líquido (GARCIA-NAVARRO, 2005).

A cor do sobrenadante normalmente mostra os pigmentos solúveis no fluido,

como nos casos onde o fluido possui bilirrubina (amarela a laranjada), hemoglobina

(rósea a avermelhada a castanha), sobrenadante branco, cremoso ou turvo

normalmente indica a presença de lipoproteínas no fluido (STOCKHAM e SCOOT,

2008).

O líquido cavitário normalmente possui aspecto límpido e transparente, o

aspecto turvo ocorre devido ao aumento de células, presença de bactérias e detritos

alimentares (BACIC, 2011).

A densidade pode ser mensurada por refratometria e está diretamente

correlacionada ao aspecto do fluido cavitário, líquidos com aspecto turvo, possuem

alta densidade se comparados aos líquidos límpidos como nos casos

hipoalbuminemia (BACIC, 2011).

Na avaliação quantitativa a contagem de células nucleadas pode ser realizada

manualmente com a utilização da Câmara de Neubauer ou por contagem eletrônica.

Essa avaliação mostra a quantidade total de células nucleadas, sem a contagem

diferencial de células.

Normalmente não se pode afirmar que a maioria das células contadas seja

leucócitos, pois pode haver presença de células neoplásicas, sendo confirmada pela

análise da lâmina corada na realização da contagem diferencial de células (BACIC,

2011).

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A avaliação qualitativa (contagem diferencial) é realizada a partir da

preparação das lâminas coradas.

Essa avaliação é realizada para determinar a porcentagem de cada célula

nucleada. Durante o exame se observa as características das células, sendo

identificadas com relação ao tamanho, forma, características nucleares e

citoplasmáticas, englobando inclusões ou microorganismos (STOCKAM e SCOOT,

2008).

Segundo Cowell et al. (2009) a avaliação bioquímica é realizada com a

colheita da amostra do fluido em tubos sem anticoagulante para realização da

mensuração de determinadas substâncias como:

a) Proteína Total

A dosagem precisa da proteína é realizada pelo método de bioquímica úmida,

uma estimativa rápida pode ser obtida através da refratometria (BACIC, 2011).

b) Uréia e Creatinina

Quando há suspeita de uroperitônio, a mensuração da concentração de uréia

e creatinina devem ser realizadas no fluido peritoneal e uma amostra de soro

pareada de soro deve ser analisada para confirmar ou descartar diagnóstico.

Quando há adição recente de urina ao fluido peritoneal, o fluido apresentará a

concentração de uréia e creatinina maiores do que as concentrações do plasma

(ALLEMAN, 2003).

c) Colesterol e Triglicerídeos

Se houver uma suspeita de efusão quilosa, a mensuração da concentração

do colesterol e dos triglicerídeos da efusão e do soro do paciente deve ser analisada

(STOCKHAM e SCOOT, 2008).

A realização da mensuração de triglicerídeos no fluido é realizada em

suspeitas de ruptura de vasos linfáticos ou de obstrução, realizando uma amostra

pareada do soro do mesmo paciente. (BACIC, 2011).

O colesterol vai ser dosado em casos de suspeita de efusão pseudoquilosa,

geralmente a elevada concentração de colesterol resulta da degradação de

membranas celulares ou do aprisionamento de lipoproteínas ricas em colesterol, não

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contém quilomícrons e não tem concentração de triglicerídeos elevada (STOCKHAM

e SCOOT, 2008).

d) Bilirrubina

A dosagem de bilirrubina no fluido é realizada nos casos com suspeita de

ruptura de vesícula biliar. A mesma dosagem deve ser feita em uma amostra

pareada do soro do mesmo paciente, sendo confirmada quando os valores da

concentração de bilirrubina na efusão ultrapassam os valores séricos (BACIC, 2011).

Segundo Connally (2003) a ruptura biliar vai ocasionar um transudato

modificado que progride para um exsudato, devido ao aumento das proteínas e

celularidade durante o curso da doença. O conteúdo da bile dentro da cavidade

abdominal, pode resultar em peritonite química.

Na avaliação citológica, cristais de bilirrubina podem ser vistos livres no fundo

da lâmina ou envolvidos por macrófagos. Se houver suspeita de peritonite biliar

baseada na avaliação microscópica do fluido, a bilirrubina total deverá ser

mensurada no fluido abdominal e comparada com as do soro. Normalmente, não há

qualquer resquício de bilirrubina no fluido abdominal (ALLEMAN, 2003.)

e) Amilase ou lipase

A dosagem da atividade da amilase ou lipase no fluido é realizada sempre

que houver suspeita de pancreatite aguda (GUIJA DE ARESPACOCHAGA et al,

2006), que pode levar a formação de efusão abdominal de aspecto turvo. A mesma

dosagem deve ser realizada em uma amostra concomitante de sangue do mesmo

paciente. A confirmação de uma efusão secundária a pancreatite ocorre quando os

valores das atividades enzimáticas de amilase e lipase na efusão cavitária

ultrapassam os valores séricos (BACIC, 2011).

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f) Lactato

Na obtenção de energia de forma anaeróbica, haverá uma elevação da

concentração do lactato, o qual será formado ao final dessa reação. Em efusões

peritoneais sépticas a concentração de lactato pode tornar-se elevada pelo processo

inflamatório de origem bacteriana, como também nos casos de efusões neoplásicas,

pela utilização da glicólise anaeróbica para obtenção de energia pelas células

neoplásicas (LEVIN et al.; 2004).

g) Outros testes realizados nas efusões

Os testes específicos como o microhematócrito são realizados sempre que

houver suspeita de uma efusão hemorrágica (BACIC, 2011). Quando a hemorragia

contribui para a formação da efusão a concentração de eritrócitos ou o valor do

hematócrito pode se aproximar dos valores referentes ao sangue periférico do

paciente (STOCKHAM e SCOOT, 2008).

A relação albumina/globulina é realizada nos casos em que se suspeite de

uma efusão devido a peritonite infecciosa felina (PIF). A PIF é a única entre as

causas de efusão inflamatória onde o fluido que se acumula é rico em proteínas,

mas apresenta baixa quantidade de células. A classificação do fluido como efusão

inflamatória se baseia principalmente na presença de proteína total elevada,

normalmente > 4,5 g/dL (REBAR e THOMPSON, 2012). Uma relação

albumina:globulina inferior que 0,8 no fluido e a gamaglobulina maior do que 32% da

proteína no fluido da efusão é sugestivo de uma efusão por PIF (SHELLY, 2003).

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10.3 MATERIAIS E MÉTODOS

Para a realização deste trabalho foram levantadas 51 efusões cavitárias, das

seguintes espécies (canino, felino, equino, ovino) com idades variadas entre 25 dias

até 16 anos, sendo 32 (62,7%) fêmeas e 19 (37,3%) machos, de várias raças com

diferentes suspeitas clínicas entre elas: hepatopatia, neoplasia, hérnia diafragmática,

ruptura gástrica, mordedura, insuficiência cardíaca congestiva direita, peritonite

infecciosa felina (PIF), peritonite, ruptura de vesícula urinária, septicemia.

Todos os pacientes passaram por atendimento clínico no Hospital Veterinário

da UFPR, onde foi coletado o fluido. Em 42 pacientes sendo 30 (71,43%) caninos, 6

(14,29%) felinos, 5 (11,90%) eqüinos e 1 (2,38%) ovino, foi realizado o hemograma

completo. Os exames foram encaminhados ao Laboratório de Patologia Clínica

Veterinária da UFPR para análise. Os dados foram levantados a partir dos laudos

oficiais referentes às efusões cavitárias e resultados do hemograma completo.

A colheita foi feita de forma asséptica para evitar a contaminação e o fluido

colocado em dois tubos de ensaio, um contendo anticoagulante (EDTA) e o outro

sem anticoagulante, destinado a realização das provas bioquímicas. Em 42

pacientes além do hemograma estava associado o exame bioquímico sérico para

avaliação do paciente e a avaliação pareada dos resultados (soro e fluido).

A primeira etapa da avaliação do fluido foi realizada com o exame físico da

amostra (volume, cor, aspecto, densidade).

Para a verificação da densidade e proteína total foi utilizado o refratômetro,

onde colocou-se uma pequena amostra do fluido para realização do exame. Em

seguida realizou-se o exame químico com as fitas reagentes de urina (glicose,

bilirrubina, sangue, proteína, pH).

O tubo com EDTA foi destinado para contagem total de células nucleadas do

fluido. A análise foi realizada com o auxílio do contador eletrônico de células (BC-

2800VET Hematology Analyzer).

A amostra do fluido com anticoagulante (EDTA) foi centrifugada a 1500

rotações por minuto (rpm) durante 5 minutos, após a centrifugação o fluido foi

separado em duas partes: superior denominada sobrenadante e a outra inferior, o

sedimento, o qual foi coletado com uma pipeta (0,5µL) para realização de lâminas

para análise citológica.

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O material para análise citológica foi preparado através da técnica de

compressão por “squash”. As lâminas foram secas ao ar, sendo coradas em

seguidas com diferentes corantes entre eles: panótico, May Gunwald-Giemsa,

Wright, coloração para Gram (suspeita de presença de bactérias). A avaliação

microscópica foi realizada com contagem diferencial de células, e avaliação das

células.

A amostra coletada no tubo sem anticoagulante foi centrifugada a 1500 rpm

durante 5 minutos e separado o sobrenadante para análise bioquímica, de acordo

com a suspeita clínica.

Para o hemograma o sangue foi coletado em um tudo com anticoagulante

(EDTA). A análise foi realizada da seguinte forma, o sangue foi analisado

eletronicamente (BC-2800VET Hematology Analyzer) para a contagem de eritrócitos

e leucócitos, o hematócrito foi realizado pela técnica do microhematócrito, para a

contagem de diferencial de células foi preparado o esfregaço sanguíneo e corado

com a coloração (tipo Romanowsky) Panótico.

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10.4 RESULTADOS

Foram analisadas 51 efusões sendo 34 (66,7%) eram caninos, 8 (15,7%)

felinos, 6 (11,7%) equinos, 3 (5,9%) ovinos. Em 42 efusões cavitárias (82,35%) foi

realizado o exame hematológico.

Das 34 efusões de caninos, 25 (73,5%) eram líquidos peritoneais e 9 (26,5%)

líquidos pleurais. Na classificação destas efusões verificamos que 11 (32,4%) eram

exsudatos sépticos, 9 (26,5%) transudatos , 7 (20,5%) transudatos modificados, 5

(14,7%) exsudatos assépticos, 2 (5,9%) efusões neoplásicas.

Nos felinos foram analisadas 8 efusões das quais 3 (37,5%) eram de líquidos

peritoneais e 5 (62,5%) de líquidos pleurais. Quanto à sua classificação observamos

que 3 (37,5%) eram transudatos modificados, 3 (37,5%) exsudatos sépticos, 2

(25%) efusões neoplásicas.

Nos equinos foram observadas 6 efusões, sendo 5 (83,3%) de líquido

peritoneal, 1 (16,7%) líquido pericárdico. Quanto à sua classificação verificamos que

3 (50%) eram exsudatos sépticos, 2 (33,3%) exsudatos assépticos, 1 (16,7%)

transudato modificado.

Na espécie ovina foram analisadas 3 efusões, sendo 1(33,3%) de líquido

pleural, 1 (33,3%) líquido peritoneal e 1 (33,3%) líquido pericárdico. Com relação à

sua classificação 2 (66,7%) eram transudatos, 1 (33,3%) transudato modificado.

Na tabela 6 podemos relacionar a espécie dos pacientes com a classificação

das efusões.

TABELA 6 - Correlação entre espécie animal e classificação dos líquidos cavitários

analisados no Laboratório de Patologia Clínica Veterinária da UFPR, no período de 1

de dezembro de 2011 a 11 de outubro de 2012.

Transudato Transudato Modificado

Exsudato Séptico

Exsudato Asséptico

Efusão Neoplásica

Caninos 9 7 11 5 2

Felinos 0 3 3 0 2

Equinos 0 1 3 2 0

Ovino 2 1 0 0 0

Total 11 12 17 7 4

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Ao correlacionarmos as efusões com os exames hematológicos (eritrograma

e leucograma) observou-se que:

1) dos 11 (21,6%) transudatos: 3 (27,3%) apresentava anemia normocitica

normocrômica, 1 (9,1%) anemia macrocítica hipocrômica, 1(9,1%) anemia

microcítica hipocrômica, 2 (18,2%) não tiveram alteração no eritrograma e 4 (36,3%)

não realizaram o exame de sangue. Observando o leucograma destas efusões

verificou-se que 5 (45,4%) tiveram leucocitose com neutrofilia e 2 (18,2%)

apresentaram leucocitose com neutrofilia e desvio nuclear de neutrófilos à esquerda

regenerativo.

2) dos 12 (23,5%) transudatos modificados: 8 (66,7%) não apresentaram

alterações no eritograma, 1 (8,3%) apresentou anemia microcítica hipocrômica, 1

(8,3%) anemia normocítica hipocrômica, 2 (16,7%) não realizaram os exames

hematológicos. Com relação ao leucograma foi observado que 5 (41,6%)

apresentaram leucocitose com neutrofilia, 2 (16,7%) leucocitose com neutrofilia e

desvio nuclear de neutrófilos à esquerda regenerativo, 3 (25%) não apresentaram

alterações no leucograma, 2 (16,7%) não realizaram os exames.

3) dos 7 (13,7%) exsudatos aasépticos: 4 (57,1%) apresentavam anemia

normocítica normocrômica, 2 (28,6%) não apresentaram alterações no eritrograma,

1 (14,3%) não realizou o exame hematológico. Com relação ao leucograma, 1

(14,3%) exame apresentou neutropenia, 1 (14,3%) exame apresentou neutrofilia e

linfopenia, 2 (28,6%) apresentaram leucocitose com neutrofilia, 2 (28,6%)

apresentaram leucocitose com neutrofilia e desvio nuclear de neutrófilos a esquerda,

1 (14,3%) não realizou o leucograma.

4) das 4 (7,9%)efusões neoplásicas: 3 (75%) dos exames não apresentaram

nenhuma alteração no eritrograma e leucograma, 1 (25%) não realizou o exame

hematológico.

5) dos 17 (33,3%) exsudatos sépticos: 4 (23,5%) apresentaram anemia

normocítica normocrômica, 1 (5,9%) anemia macrocítica hipocrômica, 2 (11,7%)

anemia microcítica hipocrômica, 1 (5,9%) anemia microcítica normocrômica, 8

(47,1%) não apresentaram alterações no eritrograma e 1 (5,9%) não realizou exame

hematológico. Com relação ao leucograma, 9 (53%) exames apresentaram

leucocitose com neutrofilia e desvio nuclear de neutrófilos a esquerda regenerativo,

3 (17,6%) leucocitose com neutrofilia, 1 (5,9%) leucopenia, neutropenia e linfopenia,

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3 (17,6%) não apresentaram alterações em leucograma, 1 (5,9%) não realizou o

exame hematológico.

Na tabela 7 podemos visualizar os resultados do eritograma de pacientes com

efusões cavitárias e na tabela 8 os resultados dos leucogramas.

TABELA 7 - Correlação entre as efusões e o Eritograma analisados no Laboratório

de Patologia Clínica Veterinária da UFPR, no período de 1 de dezembro de 2011 a

11 de outubro de 2012.

Transudato Transudato Modificado

Exsudato Séptico

Exsudato Asséptico

Efusão Neoplásica

Anemia microcítica hipocrômica 1 (9%) 1 (8%) 2 (12%) 0 (0%) 0 (0%)

Anemia macrocítica hipocrômica 1 (9%) 0 (0%) 1(6%) 0 (0%) 0 (0%)

Anemia microcítica normocrônica 0 (0%) 0 (0%) 1(6%) 0 (0%) 0 (0%)

Anemia normocítica hipocrômica 0 (0%) 1(8%) 0 (0%) 0 (0%) 0 (0%)

Anemia normocítica normocrômica 3 (27%) 0 (0%) 4 (24%) 4 (57%) 0 (0%)

Eritrograma normal 2 (18%) 8 (67%) 8 (46%) 2 (29%) 3 (75%)

Sem hemograma 4 (37%) 2 (17%) 1(6%) 1(14%) 1(25%)

TABELA 8 - Correlação entre efusões e o Leucograma analisados no Laboratório de

Patologia Clínica Veterinária da UFPR, no período de 1 de dezembro de 2011 a 11

de outubro de 2012.

Transudato Transudato Modificado

Exsudato Séptico

Exsudato Asséptico

Efusão Neoplásica

Leucocitose com Neutrofilia 5 5 3 2 0

Leucocitose com Neutrofilia e (DNNE) 2 2 9 2 0

Leucopenia, Neutropenia e

Linfopenia0 0 1 0 0

Neutrofilia e Linfopenia 0 0 0 1 0

Neutropenia 0 0 0 1 0

Sem alterações no leucograma 0 3 3 0 3

Total 7 10 16 6 3

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10.5 DISCUSSÃO

Estudando as efusões Stockham e Scoot (2008) relatam que elas acontecem

quando há um ou mais processos patológicos associados, o que foi possível verificar

nas fichas dos pacientes. Das 51 efusões presentes nos pacientes atendidos pelo

corpo clínico do Hospital da UFPR, 17 (33,3%) eram exsudatos sépticos, 12

(23,53%) transudatos modificados, 11 (21,56%) transudatos, 7 (13,72%) exsudatos

assépticos e 4 (7,84%) efusões neoplásicas.

As efusões classificadas como exsudato séptico reforçaram as suspeitas

clínicas sugeridas na anamnese e exame físico fechando diagnóstico, com o auxílio

de exames ultrassonográficos e radiográficos. As causas foram septicemia,

peritonite, traumas por mordedura (que ocasionaram hérnia diafragmática) e

atropelamento, ocasionando ruptura de alças intestinais, resultando na presença de

bactérias. Este fato está de acordo com o que é citado por Silveira (1988) e Lopes et

al.; (2007) de que o exsudato possui formação ativa e origem inflamatória, com

presença de substâncias vasoativas (causando o aumento da permeabilidade

vascular, que resulta em aumento da quantidade de proteína) e quimiotáticas

(aumento do número de células), tornando a efusão séptica quando há presença de

microorganismos.

Para confirmar o exsudato séptico avaliou-se o lactato presente na efusão.

Esse processo é descrito por Levin et al.; (2004), o qual cita que em efusões

peritoneais sépticas, a concentração de lactato pode tornar-se elevada pelo

processo inflamatório de origem bacteriana, como também nos casos de efusões

neoplásicas, pela utilização da glicólise anaeróbica para obtenção de energia pelas

células neoplásicas.

As efusões classificadas como transudato modificado reforçaram as suspeitas

clínicas descritas, cujas causas foram insuficiência congestiva cardíaca direita,

hepatopatia, leptospirose. Segundo Shelly (2003), o estágio inicial de insuficiências

cardíacas pode levar a uma efusão transudativa, já para Lopes et al; (2007) as

causas estão relacionadas com a diminuição das proteínas plasmáticas (diminuição

da pressão coloidosmótica), observadas nas nefropatias, na hepatopatia crônica.

Os transudatos tiveram como causas hepatopatias e hidronefrose, fato este

citado por Lopes et al. (2007).

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Nas efusões classificadas como exsudato asséptico as causas foram cólica

eqüina, ruptura de vesícula urinária, peritonite infecciosa felina, processo

inflamatório intestinal, algumas dessas suspeitas são descritas na literatura por

Cowell et al. (2009).

Nas efusões classificadas como neoplásicas pode-se observar na análise

citológica células em figura de mitose, binucleadas, presença de pleomorfismo,

anisocariose, anisocitose. Segundo Cowell et al.; (2009), a avaliação de uma

efusão às vezes pode ser diagnóstica, como em casos de neoplasias ou infecções.

Como diagnóstico definitivo é indicado a realização do aspirado por agulha fina

(SHELLY, 2003). Esses pacientes realizaram citologia aspirativa por agulha fina para

confirmar qual o tipo de neoplasia. Os resultados foram sugestivos de melanoma,

neoplasia epitelial maligna, adenocarcinoma. Esses resultados confirmam o que é

citado por Connally (2003) que as efusões neoplásicas podem ser secundárias a

esfoliação de células tumorais, as principais neoplásias presentes são de células

epiteliais e células redondas. As células neoplásicas possuem graus variados de

inflamação, variando conforme sua localização, o grau de invasão tecidual,

esfoliação ou necrose.

Ao relacionar as efusões com os exames hematológicos verificou-se que nos

exsudatos sépticos foi possível observar que dos 16 exames realizados, 8 não

apresentaram anemia, 2 apresentaram anemia microcítica hipocrômica, 1

apresentou anemia macrocítica hipocrômica, 1 apresentou anemia microcítica

normocrômica e 4 apresentaram anemia normocítica normocrômica, normalmente

esse tipo de anemia não é regenerativa. As principais causas podem estar

associadas à deficiência de ferro, processos inflamatórios crônicos, hemorragias ou

hemólises agudas e hipoplasia ou aplasia de medula óssea. Com relação ao

leucograma, 9 exames apresentaram leucocitose com neutrofilia e desvio nuclear de

neutrófilos a esquerda regenerativo, em decorrência de um processo inflamatório; 3

exames apresentaram leucocitose com neutrofilia, sugerindo processo infeccioso; 1

apresentou (leucopenia, neutropenia, linfopenia), sugerindo severa infecção

bacteriana ou viral e 3 pacientes apresentaram normoleucometria.

Ao relacionar as efusões de transudato modificado e hemogramas, foi

possível observar que dos 10 exames realizados, 8 não apresentaram anemia, 1

apresentou anemia microcítica hipocrômica, 1 apresentou anemia normocítica

hipocrômica. O fato da maioria não apresentar anemia pode estar associado ao grau

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de severidade da doença e o estágio da doença. Com relação ao leucograma foi

observado que 5 exames apresentaram leucocitose com neutrofilia, reforçando a

suspeita de um processo infeccioso, 2 apresentaram leucocitose com neutrofilia e

desvio nuclear de neutrófilos a esquerda regenerativo, decorrente de processo

inflamatório e 3 exames não apresentaram alterações.

Correlacionando as efusões de transudato com os hemogramas observou-se

que dos 7 realizados, 3 apresentaram anemia normocítica norcrômica, 1 apresentou

macrocítica hipocrômica, 1 apresentou microcítica hipocrômica e 2 exames não

apresentaram alteração. No leucograma foi possível observar que 5 apresentaram

leucocitose com neutrofilia, sugestivo de processo infeccioso; 2 exames

apresentaram leucocitose com neutrofilia e desvio nuclear a esquerda regenerativo,

em decorrência de processo inflamatório.

Das efusões de exsudato asséptico com os hemogramas verificou-se que dos

6 exames realizados, 4 apresentaram anemia normocítica normocrômica, 2 não

apresentaram alterações. No leucograma, 1 apresentou neutropenia, que

normalmente é um agravamento clínico, as principais situações de neutropenia é

diminuição da produção de neutrófilos (problema na medula óssea), ou excesso de

consumo dos neutrófilos em processos graves e crônicos, 1 apresentou neutrofilia e

linfopenia, a linfopenia é sugestivo de aguda inflamação ou processos infecciosos

graves, 2 apresentaram leucocitose com neutrofilia, sugestivo ao processo

infeccioso e 2 apresentaram leucocitose com neutrofilia e desvio nuclear de

neutrófilos a esquerda regenerativo, em decorrência de processo inflamatório.

Das efusões neoplásicas com os hemogramas verificou-se que dos 3 exames

realizados, não houve alterações em eritograma e leucograma.

- Pacientes com efusões cavitárias tiveram alterações significativas com

relação ao leucograma, devido ao processo infeccioso ou inflamatório.

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10.6 CONCLUSÃO

Após correlacionar as 51 efusões com os exames hematológicos concluímos

que:

- Das 34 efusões encontradas em caninos, 25 (73,5%) eram peritoneais e 9

(26,5%) pleurais, sendo 11 (32,4%) de exsudatos sépticos; 9 (26,5%) transudatos; 7

(20,5%) transudatos modificados; 5 (14,7%) exsudatos assépticos e 2 (5,9%)

efusões neoplásicas;

- Das 8 efusões dos felinos, 5 (6,5%) eram de líquido pleural e 3 (37,5%) de

líquido peritoneal, sendo 3 (37,5%) de transudatos modificados e 3 (37,5%) de

exsudatos sépticos e 2 (25%) de efusões neoplásicas;

- Das 6 efusões de equinos 5 (83,3%) de líquido peritoneal e 1 (16,7%) de

líquido pericárdico, sendo 3 (50%) exsudatos sépticos (50%), 2 exsudatos

assépticos (33,3%) e 1 (16,7%) transudato modificado;

- No ovino foram encontradas 3 efusões (peritoneal, pleural e pericárdico),

sendo 2 transudatos e 1 transudato modicado;

- Dos 42 eritrogramas, 23 (54,7%) não apresentaram alterações, 19 (45,3%)

mostraram anemia, sendo normocítica normocrômica a mais freqüente. As principais

causas podem estar associadas à deficiência de ferro, processos inflamatórios

crônicos, hemorragias ou hemólises agudas e hipoplasia ou aplasia de medula

óssea.

- Dos 42 leucogramas, 9 (21,4%) não apresentaram alterações, 15 (35,7%)

demonstraram leucocitose com neutrofilia, sugerindo um processo infeccioso, 15

(35,7%) leucocitose com neutrofilia, com desvio nuclear de neutrófilos à esquerda

regenerativo, decorrente de processo inflamatório; 1 (2,4%) neutropenia, leucopenia

e linfopenia; 1 (2,4%) apresentou apenas neutropenia e 1 (2,4%) neutrofilia e

linfopenia.

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10.7 REFERÊNCIAS

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Janeiro: Guanabara, 1988.

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