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UNIVERSIDADE FEDERAL DE LAVRAS
DEPARTAMENTO DE MEDICINA VETERINÁRIA
CONSTITUINTES QUÍMICOS DO PESCADO
Luisa Maria Ferreira de
Sousa Oliveira
Seminário apresentado
como parte das exigências
da disciplina PMV 501 –
Tópicos Especiais III –
Nutrição x Qualidade do
pescado.
Lavras, 2010
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1 – INTRODUÇÃO
Pescado é a denominação dada aos animais que se originam da água, seja
doce ou salgada, e que são utilizados na alimentação humana. Dentre estes
podemos incluir várias espécies de peixes, crustáceos, moluscos, anfíbios,
quelônios e mamíferos.
O pescado e seus produtos são reconhecidamente importantes
alternativas alimentares para a população humana, pois representam uma fonte
de nutrientes muito diversificada e rica. Possui proteínas de alta qualidade e
boa digestibilidade, lipídios de qualidade e baixo teor de colesterol,
constituindo-se como boas fontes de ácidos graxos poliinsaturados,
especificamente os da série ômega, que são importantes para a promoção e
manutenção da saúde, além de ser excelente fonte de minerais e vitaminas
lipossolúveis. As fibras musculares, no pescado, são mais curtas e apresentam
menor quantidade de tecido conectivo, características que lhes conferem uma
maior digestibilidade.Todos estes fatores têm estimulado o consumo de peixes
tanto de água doce como salgada e consequentemente um maior número de
pesquisas a respeito (BRUSCHI, 2001; VILA NOVA, GODOY &
ALDRIGUE, 2005 ; GUINAZI, et al., 2006).
A composição química da carne do pescado é semelhante àquela dos
animais terrestres, apresentando níveis constitucionais variáveis, sendo os de
umidade variando entre 60 e 85%, proteínas entre 15 a 24%, lipídeos entre 0,1
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a 36%, cinzas ou minerais de 0,8 a 2% e carboidratos de 0,3 a 1%. Esses níveis
apresentam variações conforme a espécie em questão, além de outros fatores
como sexo, idade, época do ano, habitat, alimentação. Também ocorrem
variações em um mesmo indivíduo, quando analisamos a musculatura
proveniente de partes diferentes do corpo. A carne da região abdominal, por
exemplo, apresenta normalmente um teor maior de lipídeos em relação à carne
da região dorsal. Além desses fatores, ocorrem variações devido a uma
característica do pescado de possuir em seu corpo uma chamada carne escura,
ou sanguínea que possui menor conteúdo de umidade e proteína do que a
chamada carne branca ou ordinária. Por outro lado, nesta carne escura o teor de
lipídeos mostra-se mais elevado, sendo que este tipo de carne também é rico
em pigmentos e tecido conectivo. (OGAWA & MAIA, 1999; PRATA &
FUKUDA, 2001; MENEZES, 2006).
2 – CONSTITUINTES QUÍMICOS DO PESCADO
O conhecimento da composição química do pescado é de fundamental
importância para a padronização dos produtos alimentares na base de critérios
nutricionais, pois fornece subsídios para decisões de caráter nutricional,
acompanhamento de processos industriais e seleção de equipamentos para
otimização econômico-tecnológica. O valor nutritivo e os preços dos peixes
dependem da textura da carne, da composição química, do rendimento e de
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fatores relacionados aos métodos de captura e beneficiamento (SIMÕES, et.
al., 2007).
A variação na composição química determina alterações que
influenciam nos índices de rendimento dos tecidos utilizados para consumo,
tanto in natura quanto como matéria prima na indústria, altera também as
características sensoriais do pescado, interfere nos processos industriais de
transformação, uma vez que as formulações são determinadas a partir da
composição da matéria prima. Assim, estas variações devem ser conhecidas, a
fim de evitar problemas no processamento (BRUSCHI, 2001).
A carne do pescado é constituída basicamente de umidade, proteínas e
lipídeos, ocorrendo variações entre espécies e individuais, principalmente pelo
estado biológico do peixe. Seus principais componentes (proteína e gordura)
apresentam um alto valor biológico. (BRUSCHI, 2001).
A composição química dos alimentos é muito importante para o
esclarecimento dos seus valores nutritivos, bem como para subsidiar a
determinação de dietas adequadas a certos grupos populacionais. As estruturas
químicas dos compostos que integram os alimentos são, em geral, as
responsáveis pelo seu desempenho metabólico, respondendo pelos aspectos
nutricionais verificados após o seu uso. Em inúmeros casos, as características
físicas e físico-químicas têm significado sobre as respostas metabólicas obtidas
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pelos organismos que os consomem, daí sua importância no estudo de
alimentos (BRUSCHI, 2001).
Além dos fatores já citados, a importância do conhecimento a respeito da
constituição do alimento em geral, gera subsídios para as indústrias de
alimentos, no intuito de buscar o melhoramento de seus produtos, visando
assim uma mudança no que se refere ao consumo de pescado no Brasil,
assumindo que é possível se fornecer os nutrientes essenciais ao organismo
humano através de diferentes fontes alimentares (BRUSCHI, 2001).
A tabela 1 demonstra a composição química de algumas espécies de
peixes, ressaltando-se para a diferença na quantidade de cada constituinte entre
as espécies.
Tabela 1 – Valores médios de composição química em diferentes
espécies de pescado.
Espécies Composição química (em %)
Nome
Vulgar
Nome científico Proteínas Lipídeos Umidade Cinzas
Pescada
branca
Cynoscion
jamaiscensis
14,1 O, 9 79,7 1,2
Tambaqui Colossoma 19,0 6,9 72,7 1,4
8
macropomun
Atum Katsuwonus
pelamis
24,2 6,8 70,0 1,2
Sardinha Sardinella
brasiliensis
17,9 7,7 72,5 1,6
Matrinchã Brycon spp. 20,4 11,8 66,8 1,0
Tilápia* Oreochromis
niloticus
12,3-
19,5
2,1-3,6 75,8-
80,1
1,1-
3,5
Truta Cristivomer
namaycush
18,0 9,4 73,0 1,0
Tucunaré Cichle ocellaris
spp.
20,4 2,3 76,0 1,3
Carpa* Cyprinus carpio 16,7-
22,4
1,8-7,1 72,4-
79,0
0,9-
1,2
Pacu Piaracatus
mesopotamicus
13,0 16,8 71,5 1,3
* Valores médios apresentando variações ao longo do ano
Fonte: Adaptado de: BRESSAN & PEREZ, 2000
2.1. Proteínas
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Carnes são boas fontes de proteínas de alta qualidade. Os pescados, de
um modo geral, apresentam proporcionalmente o mesmo teor de proteínas que
a carne bovina, suína e de frango. Em média, o pescado apresenta teores que
variam entre 15 e 20% de proteínas em sua composição. Algumas espécies de
peixes e os moluscos em geral apresentam proporções mais baixas de proteínas,
atingindo uma média de 10% (PRATA & FUKUDA, 2001).
Em quase todos os fenômenos que ocorrem nas células há a participação
de uma ou mais proteínas. São elas que atuam como elementos estruturais,
catalisadoras de reações químicas, expressam informações genéticas, dentre
outras funções orgânicas de importância. Estas moléculas são constituídas por
unidades fundamentais denominadas aminoácidos. Existem aproximadamente
300 aminoácidos conhecidos na natureza, dos quais apenas vinte são
comumente encontrados nos sistemas biológicos como constituintes de
proteínas de mamíferos. Aqueles não sintetizados pelo organismo, são
denominados de essenciais e somente são obtidos através da ingestão em
alimentos. Estes aminoácidos essenciais podem ser encontrados no pescado de
uma maneira geral, fazendo com que este tipo de alimento sirva como uma
fonte importante destes nutrientes (BRUSCHI, 2001).
As proteínas podem ser classificadas de acordo com sua solubilidade,
sendo que existem basicamente três tipos de proteínas no músculo do pescado:
proteínas sarcoplasmáticas, que são encontradas no plasma de células
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musculares; proteínas miofibrilares, contidas nas células musculares
formadoras do tecido esquelético e responsáveis pela contração muscular e
ainda as proteínas estromáticas, que constituem as membranas interna e externa
da fibra muscular, sendo que o colágeno e a elastina são os principais
constituintes deste tipo de proteína. Dentre as proteínas sarcoplasmáticas
podemos citar: enzimas da glicólise, creatina quinase, parvalbumina e
mioglobina. Dentre as miofibrilares estão a actina, miosina e actomiosina
(OGAWA & MAIA, 1999).
Essas frações protéicas são encontradas em diferentes proporções,
variando em função da espécie, tamanho, sexo, época do ano, dentre outros
fatores já citados. A carne branca dos peixes apresenta um percentual maior de
proteínas miofibrilares em relação às demais, já a carne escura, apresenta
proporcionalmente mais proteínas do tipo sarcoplasmáticas do que a carne
branca. Os peixes cartilaginosos apresentam uma proporção maior de proteínas
estromáticas do que outras espécies (OGAWA & MAIA, 1999).
Em relação a mamíferos, o pescado apresenta menor quantidade de
proteínas estromáticas. Em média, pescados possuem 3% de tecido conectivo
no seu músculo, mas os peixes cartilaginosos chegam a apresentar 10%. O
menor teor de tecido conectivo na carne de pescados também contribui para a
sua característica de apresentar uma carne mais tenra do que a carne de outras
espécies e possibilita uma melhor digestibilidade. Este tecido é constituído de
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proteínas de qualidade inferior, sendo assim, o pescado por contê-lo em menor
proporção, apresenta uma carne com um maior valor nutritivo, no que se refere
às proteínas. Além de apresentarem as mesmas proporções de proteínas que
outras carnes, é conhecido que as proteínas do pescado são de qualidade
superior (PRATA & FUKUDA, 2001).
2.2. Lipídeos
A taxa de lipídeos presentes no músculo dos peixes em geral apresenta
uma grande variação, dependendo do tipo de musculatura avaliada, sexo, idade,
época do ano, habitat e dieta, além de variações entre as espécies (PRATA &
FUKUDA, 2001).
De acordo com OGAWA & MAIA (1999), O pescado é dividido em
duas classes no que se refere ao teor de gordura na carne: os gordos e os
magros.
Gordos: geralmente apresentam teores de gordura bastante variáveis
com a estação do ano e o período do ciclo reprodutivo. Dependendo da espécie,
os pescados gordurosos podem apresentar de 5 a 20% ou mais de gordura na
carne. Um exemplo típico de pescado gorduroso é a sardinha.
Magros: apresentam teores de gordura na carne geralmente abaixo de
2%. Este baixo teor de gordura se mantém aproximadamente constante nas
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diferentes épocas do ano, ao contrário do que se verifica com os pescados
gordurosos. Exemplos típicos de pescados magros: merluza e várias espécies
de cação.
De acordo com suas funções no organismo os lipídeos podem ser
divididos em lipídeos de depósito e lipídeos tissulares. Os de depósito são
constituídos pelos triacilglicerídeos, presentes em maior quantidade nos peixes
de carne vermelha, como sardinha e cavalinha, que precisam migrar para
realizar a desova e esses lipídeos tornam-se uma importante reserva energética.
Já os lipídeos tissulares, são compostos de fosfolipídios, gliceróis e
glicolipídios. Seus teores são maiores em peixes de carne branca, como o
bacalhau e merluza, sendo que seu teor quase não apresenta variações durante o
ano (OGAWA & MAIA, 1999).
Com relação à gordura dos alimentos, o consumidor de hoje tem
buscado alimentos com menores teores de ácidos graxos, pela preocupação
com a saúde. A associação entre uma dieta com altos níveis de gordura
saturada e a ocorrência de doenças cardíacas, circulatórias e outros problemas
relacionados vem levando a essa busca pelos alimentos magros. Considerando
este aspecto, a gordura da carne de pescados em geral é superior em qualidade
à gordura de outros alimentos, inclusive óleos vegetais, uma vez que o perfil de
ácidos graxos do pescado em geral é rico nos chamados ácidos-graxos
poliinsaturados, com destaque para os dá série ômega, como o ácido
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araquidônico e o ácido eicosapentaenóico. Mas os lipídeos de pescado mais
especificamente são ácidos graxos insaturados de cadeia longa da família
ômega 3, sendo que o pescado de origem marinha normalmente contem teores
mais elevados. Esses ácidos graxos interferem na relação do organismo entre o
“bom colesterol” (HDL – Lipoproteínas de alta densidade) e o “mau colesterol”
(VLDL ou LDL – Lipoproteínas de densidade baixa ou muito baixa), fazendo
com que os níveis de HDL sejam maiores em relação ao LDL, apresentando o
potencial de prevenir arteriosclerose e trombose (BRESSAN & PEREZ,
2000).
Os tipos de lipídeos encontrados em pescado são: Ácidos graxos,
podendo ser saturados ou insaturados, como citado anteriormente;
Acilgliceróis, lipídeos neutros formados em sua maioria por
triacilgliceróis, distribuídos como substancias de deposito no tecido
adiposo e fígado principalmente; Hidrocarbonetos, em baixas
concentrações, em geral abaixo de 3%, exceto em cações de águas
profundas; Ceras, que são ésteres de ácidos graxos de cadeia longa com
um álcool superior ao invés de glicerol; Gliceriléter, com radical OH na
posição 1 do glicerol ligado na forma de álcool lipídico; Esterol, livres
ou como ésteres de ácidos graxos e Lipídeos polares, que são os
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fosfolipídios, existindo como lipídeos tissulares nas membranas
(OGAWA & MAIA, 1999).
2.3. Água
O componente que aparece em maior proporção na carne de pescados é a
água. Esta proporção fica, geralmente, em torno de 75%-80% da carne. As
variações que ocorrem se devem principalmente aos hábitos da espécie, em
função do acúmulo de gordura como reserva energética para as épocas de
escassez e reprodução. Peixes gordurosos apresentam grande variação no teor
de água com a época do ano. A variação no teor de água é inversamente
proporcional ao teor de gordura do pescado. O teor de água na carne de
pescados gordurosos situa-se, de um modo geral, na faixa de 60 a 75%,
dependendo da espécie de pescado. Já em peixes magros, o teor de água
praticamente não varia, mantendo-se em torno de 80% o ano todo. (PRATA &
FUKUDA, 2001).
A água no pescado apresenta-se de duas formas: água de constituição e
água livre. A água livre encontra-se imobilizada entre os tecidos, na estrutura
do músculo e do tecido conectivo, atuando como meio de dissolução,
transportadora de componentes nutritivos e compostos metabolizados, participa
15
no equilíbrio eletrolítico e controle da pressão osmótica. A água livre congela
de -1ºC a -2ºC. Já a água de constituição não tem caráter solvente, por isso
dificilmente congela. A avaliação de seu conteúdo é dificultada pelas diferentes
forças de ligação existentes entre esta água e os radicais protéicos e
carboidratos. Em geral, apresenta teores variando de 15% a 25% do teor total
de água do músculo (OGAWA & MAIA, 1999).
A água da carne do pescado serve como meio onde atuam os agentes
deterioradores. É por esta razão que em muitos dos métodos de preservação do
pescado o objetivo é reduzir a participação da água (PRATA & FUKUDA,
2001).
2.4. Carboidratos
Os pescados, em geral, apresentam um teor muito baixo de
carboidratos em sua carne. Este teor é geralmente inferior a 1% sendo que
deste, grande parte é constituída de glicogênio. Apresenta-se também na forma
de mucopolissacarídeos, açúcares livres e fosfossacarídeos, em menores
proporções. Os mucopolissacarídeos apresentam-se na forma de mucoproteínas
no tecido conectivo, como a quitina, ácido hialurônico, condroitina e sulfato de
condroitina, dentre outros (OGAWA & MAIA, 1999; MENEZES, 2006)
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A carne de pescados em geral possui menos glicogênio que a carne
bovina, suína e de aves. Exceção é feita aos moluscos em geral, como
mexilhões, vieiras e ostras, que estocam parte de sua reserva energética na
forma de glicogênio, chegando a apresentar até 5% de glicogênio na carne
(OGAWA & MAIA, 1999; PRATA & FUKUDA, 2001; MENEZES, 2006)
2.5. Vitaminas
A carne de pescado é uma boa fonte de várias vitaminas, sendo excelente
fonte de vitaminas A e D, e também contêm as vitaminas B1 e B2, Tiamina e
Riboflavina respectivamente. O tipo e o teor de vitaminas contidas na carne de
pescados é muito variável de espécie para espécie. O pescado é deficiente em
vitamina C (OGAWA & MAIA, 1999).
Na prática, os processos de conservação causam perdas nos teores
destes compostos, pela ação do calor, luz, oxigênio, enzimas, dentre outras
causas de redução destes compostos em alimentos (PRATA & FUKUDA,
2001).
2.6. Mineirais
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A carne de pescado é considerada uma boa fonte de vários sais minerais
necessários a uma boa alimentação. O teor varia geralmente entre 1 a 2% da
sua composição química total. O pescado fornece apresenta em sua
constituição diversos elementos minerais, como Na, K, Ca, Mg, P, Cl, S e Fe,
em quantidades maiores proporcionalmente, e em menores quantidades I, Cu,
Mn, Zn, Co, Mo, Se, Cr, Sn, V, F, Si, Ni e As, sendo os últimos denominados
elementos-traço (Higiene, (OGAWA & MAIA, 1999).
Alguns elementos se apresentam na forma inorgânica livre, como Na,
K, Ca e Cl, os demais se apresentam no estado orgânico, ligados a proteínas,
açúcares, ou outros compostos, como exemplo cita-se os elementos P, S, I, Fé,
Cu, Co, dentre outros. Dependendo da água ambiental os peixes podem
acumular metais específicos, como Cd, Ni, As e Hg. Por esta característica,
convém levar em consideração os riscos de intoxicação que a ingestão de
pescado com esses metais pode acarretar (OGAWA & MAIA, 1999).
Os pescados que apresentam maior teor de carne escura, ou sanguínea,
apresentam um teor elevado de Fe em sua constituição, por ser mais rico em
hemoproteínas, uma vez que o Fe é componente de pigmentos protéicos como
a hemoglobina, mioglobina e hemocianina (OGAWA & MAIA, 1999).
Em comparação à carne de gado, o pescado apresenta maiores teores de
Ca e Na em sua composição. A absorção de minerais provenientes da carne de
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pescado é completa, pela sua forma iônica e por outras substâncias que podem
interferir. O Fe, por exemplo, está na forma reduzida no pescado e oxidada em
vegetais, por este fator, é mais facilmente absorvido a partir do pescado
(OGAWA & MAIA, 1999).
2.7. Compostos extrativos
Retiradas as proteínas, lipídeos, pigmentos e polissacarídeos, o que
resta de fração orgânica é chamado de extrativos. Os extrativos podem incluir
compostos inorgânicos de baixo peso molecular, mas usualmente é constituída
somente dos compostos orgânicos. Estas substâncias estão presentes em um
teor geralmente muito pequeno na carne do pescado e não são importantes do
ponto de vista nutritivo. Este teor fica, geralmente, ao redor de 0,5% nos
pescados frescos. Seus componentes podem ser nitrogenados ou não
nitrogenados, e desempenham um papel de importância no desenvolvimento de
sabor, odor e na alteração da qualidade dos alimentos. São substancias que
também são facilmente degradadas durante a deterioração, levando ao rápido
aparecimento de odores desagradáveis característicos do pescado deteriorado
(OGAWA & MAIA, 1999; PRATA & FUKUDA, 2001).
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2.7.1. Compostos extrativos nitrogenados:
Músculos de elasmobrânquios, teleósteos e invertebrados, de uma
forma geral, são ricos em extrativos nitrogenados.
a. Aminoácidos livres
A composição de aminoácidos essenciais, como histidina, leucina,
isoleucina, fenilalanina, treonina, metronima, triptofano e valina, nos peixes é
completa e se mantém semelhante entre as espécies de água doce e salgada
(MENEZES, 2006). A maioria dos aminoácidos está presente de forma
praticamente constante na musculatura de cada espécie de pescado, mas na
forma livre ocorrem variações significativas conforme o clima e entre espécies.
Dos aminoácidos que não compõe as proteínas, destaca-se a taurina,
amplamente distribuídas especialmente em moluscos e crustáceos; glicina, que
apresenta níveis elevados em camarões, krill e vieira; níveis elevados de
arginina também são observados em invertebrados; já a β-alanina e sarcosina
encontram-se presentes em peixes cartilaginosos (OGAWA & MAIA, 1999).
b. Peptídeos
A constituição de alguns peptideos já é conhecida, como a carnosina,
anserina balenina e ofidina, que são todos dipeptideos compostos de alanina e
histidina ou de seus derivados metilicos. Alguns tripeptideos como a glutationa
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também são conhecidos (OGAWA & MAIA, 1999; PRATA & FUKUDA,
2001).
Em músculo de pescado em geral, ocorrem com maior freqüência a
carnosina, anserina e balenina. Sendo que a carnosina e a balenina aparecem
em maior quantidade nas baleias, também a carnosina em enguias e a anserina
de forma variável em diversas espécies, sendo que nos cações ocorre uma
relação inversa entre os níveis deste dipeptideo e os teores de uréia e OTMA.
Esses três peptídeos ocorrem em maior quantidade na carne branca em relação
à sanguínea. Podem aparecer em pequenas quantidades em moluscos e
crustáceos (OGAWA & MAIA, 1999).
c. Nucleotídeos e seus derivados
No músculo de peixes, os principais nucleotídeos encontrados são a
adeninanucleotideo, constituída de ATP, sendo que após a morte do animal,
esse ATP rapidamente é degradado em AMP (ácido adenílico), que por sua vez
é convertido em IMP (ácido inosínico) e HxR (OGAWA & MAIA, 1999).
Em peixes, ocorre maior formação de IMP, que ocorre rapidamente no
músculo, sendo que a carne fresca acumula mais IMP. A perda da qualidade
leva à aceleração da desfosforilação do IMP, que é convertido em inosina e
hipoxantina. Já nos invertebrados aquáticos, não ocorre o acúmulo de IMP, mas
sim do AdR (adenosina), com a degradação do ATP em ADP, AMP e
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posteriormente AdR e HxR. Alguns caranguejos e camarões podem apresentar
IMP na sua composição (OGAWA & MAIA, 1999).
d. Compostos amoniacais básicos quaternários
Incluem OTMA e betaínas, como a glicilbetaína, beta-alanilbetaína,
gama-butilbetaína, carnitina, homarina, atrinina, halocinina, etc. O OTMA está
presente em animais marinhos principalmente, com teores maiores em
elasmobrânquios. Ele se associa a uréia para o controle da pressão osmótica.
Quando em peixes de água doce, esse composto está presente em pequenas
quantidades. O OTMA reduz-se a TMA após a morte, o TMA é resposável
pelo odor característico de peixes marinhos in natura. Além disso, dá origem á
dimetilamina e formaldeido quando o peixe é aquecido a altas temperatura,
através de uma reação de redução. As betaínas em geral, também estão
presentes significativamente em animais marinhos, como moluscos, crustáceos,
camarões, além de elasmobrânquios. A carnitina distribui-se largamente entre o
pescado, sendo importante para o metabolismo de ácidos graxos (OGAWA &
MAIA, 1999).
e. Compostos guanidínicos
Compreendem a creatina, arginina, creatinina, octopina, dentre outros.
No músculo, esses compostos estão na forma fosfatada, com a função de
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armazenamento de energia. A creatina está presente em maior quantidade na
carne branca do que na do tipo sanguínea. A arginina encontra-se em maior
quantidade em invertebrados. A octopina foi isolada de músculo e outras partes
de polvos, participando da formação de compostos de armazenamento de
energia. Compostos conhecidos como opinas encontram-se nos mariscos, de
forma semelhante à octopina (OGAWA & MAIA, 1999).
f. Uréia
A uréia está presente em quantidades significativas em peixes
elasmobrânquios e é um composto nitrogenado de importância. Essa substância
atua no controle da pressão osmótica juntamente com outros compostos.
Alguns peixes, como os cações, apresentam um forte odor de amônia quando
degradados devido à hidrólise da uréia pela urease bacteriana (OGAWA &
MAIA, 1999).
2.7.2. Compostos extrativos não nitrogenados
a. Ácidos orgânicos
Foram encontrados no pescado alguns ácidos orgânicos, como o acético,
pirúvico, lático, oxálico, propiônico, fumárico, dentre outros, sendo que os
ácidos de maior importância no pescado são o lático e o succínico. O ácido
lático é um derivado do glicogênio, e está presente em maior quantidade nos
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peixes migratórios. O ácido succínico é presente em maior quantidade nos
mariscos, sendo que o seu teor se eleva com o tempo de estocagem (OGAWA
& MAIA, 1999).
b. Açúcares
Na forma de açúcares livres, em pescado podemos destacar a glicose,
ribose, arabinose, galactose, frutose, inositol, dentre outros. Destes, o que mais
se destaca é a glicose, apresentando níveis variáveis conforme a espécie
estudada, os demais encontram-se em quantidades muito reduzidas. Outros
tipos de açúcares presentes no pescado são os açúcares fosfóricos, como a
glicose-1-fosfato, glicose-6-fosfato, frutose-1,6-difosfato, dentre outros que
participam da glicólise. (OGAWA & MAIA, 1999).
3 – METODOLOGIAS DE ANÁLISES QUÍMICAS NO PESCADO
Para se avaliar os teores de cada constituinte existem diversos métodos
descritos, conforme o tipo de constituinte avaliado, o estado de conservação do
pescado, se o mesmo encontra-se fresco ou congelado.
A primeira parte de qualquer análise é a colheita de amostra, que deve
ser efetuada corretamente para possibilitar uma análise adequada.
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A colheita de amostras constitui a primeira fase da análise do produto,
devendo ser feita da maneira adequada a cada tipo de produto, análise, com
observação das condições técnicas prescritas por cada procedimento. A colheita
adequada da amostra, cercada de todas as precauções, viabilizará as condições
corretas para o processo de análise. A amostra deve ser colhida em quantidade
suficiente para a realização da análise, acondicionada de forma a resguardá-la
de qualquer alteração e ser adequadamente identificada, com o
acompanhamento de um relatório com informações necessárias para a
realização da análise. As amostras deterioráveis deverão ser conservadas em
refrigerador ou congelador quando for o caso. O seu processamento deve ser o
mais rápido possível. A amostra deverá ser representativa do lote, estoque ou
partida, em proporção adequada à quantidade do produto existente no local da
colheita (IAL, 1996). Normalmente, as análises são feitas seguindo o
cronograma abaixo:
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Fonte: BRUSCHI, 2001
3.1. Proteínas
A determinação de compostos protéicos é baseada na determinação de
nitrogênio, normalmente feita pelo processo de digestão Kjeldahl. Este método
foi criado 1883, e vem sofrido modificações e adaptações ao longo de tempo.
Neste método, ocorre a decomposição da matéria orgânica e a transformação
do nitrogênio presente em amônia. Generalizando o conteúdo de nitrogênio das
26
diferentes proteínas para aproximadamente 16%, introduz-se o fator empírico
de correção 6,25 para transformar o número de g de nitrogênio encontrado em
número de g de compostos protéicos. Amostras contendo nitratos podem perdê-
los durante a digestão (AOAC, 2000; IAL, 1996).
As fases deste método são:
Digestão – A matéria orgânica existente na amostra é decomposta com
ácido sulfúrico e um catalisador, onde o nitrogênio é transformado em sal
amoniacal.
Destilação – A amônia é liberada do sal amoniacal pela reação com
hidróxido e recebida numa solução ácida de volume e concentração
conhecidos.
Titulação – Determina-se a quantidade de nitrogênio presente na amostra
titulando-se o excesso do ácido utilizado na destilação com hidróxido.
3.1.1. Método de Kjeldahl clássico (IAL, 1996)
Material
Balança analítica, frascos de Kjeldahl de 500 a 800 mL, chapa elétrica ou
manta aquecedora, balão de destilação, frasco Erlenmeyer de 500 mL, bureta
de 25 mL, espátula, papel de seda, dedal e pipeta graduada de 25 mL ou
pipetador automático.
Reagentes
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Ácido sulfúrico
Ácido sulfúrico 0,05 M
Sulfato de cobre
Sulfato de potássio
Dióxido de titânio
Solução fenolftaleína
Vermelho de metila a 1% m/v
Zinco em pó
Hidróxido de sódio a 30% m/v
Hidróxido de sódio 0,1 M
Mistura catalítica – Dióxido de titânio anidro, sulfato de cobre anidro e
sulfato de potássio anidro, na proporção 0,3:0,3:6.
Procedimento – Pese 1 g da amostra em papel de seda. Transfira para o
balão de Kjeldahl (papel+amostra). Adicione 25 mL de ácido sulfúrico e cerca
de 6 g da mistura catalítica. Leve ao aquecimento em chapa elétrica, na capela,
até a solução se tornar azul-esverdeada e livre de material não digerido (pontos
pretos). Aqueça por mais uma hora. Deixe esfriar. Caso o laboratório não
disponha de sistema automático de destilação, transfira quantitativamente o
material do balão para o frasco de destilação. Adicione 10 gotas do indicador
fenolftaleína e 1 g de zinco em pó (para ajudar a clivagem das moléculas
grandes de protídios). Ligue imediatamente o balão ao conjunto de destilação.
28
Mergulhe a extremidade afilada do refrigerante em 25 mL de ácido sulfúrico
0,05 M, contido em frasco Erlenmeyer de 500 mL com 3 gotas do indicador
vermelho de metila. Adicione ao frasco que contém a amostra digerida, por
meio de um funil com torneira, solução de hidróxido de sódio a 30% até
garantir um ligeiro excesso de base. Aqueça à ebulição e destile até obter cerca
de (250-300) mL do destilado. Titule o excesso de ácido sulfúrico 0,05 M com
solução de hidróxido de sódio 0,1 M, usando vermelho de metila.
Cálculo
V = diferença entre o nº de mL de ácido sulfúrico 0,05 M e o nº de mL de
hidróxido de sódio 0,1 M gastos na titulação
P = nº de g da amostra
f = fator de conversão (6,25 para pescado e outros alimentos)
3.1.2. Método de Kjeldahl modificado (AOAC, 1995)
Material
Balança analítica, frasco de Kjeldahl de 500 a 800 mL, chapa elétrica ou
manta aquecedora, balão de destilação, frasco Erlenmeyer de 500 mL, buretas
de 25 mL, espátula, papel de seda, pipeta graduada de 25 mL ou pipetador
automático.
29
Reagentes
Ácido sulfúrico
Ácido sulfúrico 0,05 M
Ácido bórico 0,033 M
Sulfato de cobre
Sulfato de potássio
Dióxido de titânio
Solução de fenolftaleína
Vermelho de metila a 1% m/v
Hidróxido de sódio a 30% m/v
Procedimento – Para a digestão da amostra, proceda conforme descrito
no método de Kjhedal clássico. Na destilação, proceda também como no
método clássico substituindo o ácido sulfúrico 0,05 M no frasco Erlenmeyer
onde será recolhida a amônia formada, por ácido bórico 0,033 M, que não
reage diretamente, servindo apenas como suporte para adsorção da amônia.
Titule diretamente a solução de hidróxido de amônio com a solução de ácido
sulfúrico 0,05 M, utilizando o mesmo indicador do método clássico.
Observação: alternativamente, poderá ser utilizada uma solução de ácido
clorídrico 0,1 M em substituição ao ácido sulfúrico 0,05 M.
Cálculo
30
V = volume de ácido sulfúrico 0,05 M gasto na titulação
P = nº de g da amostra
f = fator de conversão (valores tabelados)
3.2. Lipídeos
Segundo metodologia descrita no Instituto Adolfo Lutz, a fração
gordurosa do pescado é composta por mistura complexa de lipídios neutros
(triglicerídios), lipídios polares (fosfolipídios) e componentes menores
(esteróis, ácidos graxos livres, etc.), sendo assim, os métodos normalmente
empregados para extração de gordura em alimentos não são adequados para o
pescado. Conforme esta característica, outros métodos foram testados e vem
sido utilizados para pescado, como os de Bligh-Dyer e de Folch, que empregam
reagentes recomendados para a determinação de lipídios totais em alimentos
com alto teor de água, como os peixes.
3.2.1. Determinação de lipídios totais pelo método de Bligh-Dyer
modificado (IAL, 1996)
Material
31
Capela química, balança analítica, béquer de 500 mL, agitador mecânico,
estufa, rotavapor, dessecador, funil de vidro, funil de separação de 500 mL,
balão de fundo chato com boca esmerilhada de 300 mL e papel de filtro.
Reagentes
Clorofórmio
Metanol
Sulfato de sódio anidro
Procedimento – Pese 50 g da amostra homogeneizada e transfira para
um béquer de 500 mL. Adicione 50 mL de clorofórmio e 100 mL de metanol.
Adicione novamente
50 mL de clorofórmio e 50 mL de água. Agite, com o auxílio de um agitador
mecânico, por 15 minutos, em capela química. Filtre o material
homogeneizado, utilizando funil de vidro com papel de filtro contendo sulfato
de sódio anidro, para um funil de separação de 500 mL. Após completa
separação e clarificação, recolha a camada de clorofórmio (inferior) em balão
de fundo chato com boca esmerilhada de 300 mL, previamente tarado. Evapore
num rotavapor até a completa remoção do solvente. Transfira o balão para uma
estufa a 105°C por 1 hora. Esfrie em dessecador e pese. Repita as operações de
aquecimento e resfriamento até peso constante.
Cálculo
32
P = massa da amostra em g
N = (massa do balão + massa óleo) - massa do balão
Observações: Teste o funil de separação com clorofórmio, antes de usar,
para assegurar que não haja vazamento. Para a análise dos ácidos graxos na
gordura extraída, não utilize a estufa para a secagem. Após a remoção do
solvente no rotavapor, complete a secagem com nitrogênio seco.
3.2.2. Determinação de lipídios totais pelo método de Folch (1985)
em (IAL, 1996)
Material
Balança analítica, blender, chapa de aquecimento, estufa, funil de
separação de 500 mL, balão volumétrico de 250 mL, funil de vidro, provetas de
100 e 200 mL, béquer de 50 mL, pipeta volumétrica de 10 mL, dessecador com
sílica seca e papel de filtro comum.
Reagentes
Solução de clorofórmio-metanol 2:1 v/v
Solução de cloreto de potássio a 0,74% m/v
Sulfato de sódio anidro
Clorofórmio
33
Procedimento – Pese (10,0 ± 0,5) g de amostra homogeneizada no copo
do blender. Adicione 200 mL de clorofórmio-metanol (2:1) e bata por 3
minutos no blender. Filtre, cuidadosamente, para o funil de separação, usando
papel de filtro comum. Re-extraia com 100 mL de clorofórmio-metanol (2:1).
Filtre novamente. Lave o copo e a tampa com clorofórmio (± 30 mL) e transfira
diretamente para o funil. Adicione, ao funil de separação, 66 mL de KCl a
0,74%. Agite por 1 minuto e deixe separar as fases. Filtre a fase de clorofórmio
(fase inferior) para um balão volumétrico de 250 mL, usando sulfato de sódio
anidro no papel de filtro. Lave o funil de separação e o papel de filtro com
clorofórmio. Complete o volume com clorofórmio e transfira uma alíquota de
10 mL para um béquer de 50 mL tarado. Seque em chapa de aquecimento a
60oC. Seque em estufa a 100oC por 30 minutos, esfrie em dessecador e pese.
Repita as operações de aquecimento e resfriamento até peso constante.
Observação: teste o funil de separação com clorofórmio, antes de usar,
para assegurar que não haja vazamento.
Cálculo
P = nº de g da amostra na alíquota
p1 = massa do béquer
p2 = massa do béquer mais óleo
34
3.2.3. Determinação da composição de ácidos graxos saturados e
insaturados por cromatografia em fase gasosa (IAL, 1996)
Este método permite uma separação quantitativa de misturas de ésteres
metílicos de ácidos graxos saturados e insaturados, inclusive os ácidos graxos
trans, dependendo das condições e padrões empregados. A quantificação é feita
baseada nas relações de área de cada ácido graxo com a área do padrão interno,
utilizando os fatores de correção de resposta do detector de ionização de chama
(DIC) e de conversão de ésteres metílicos de ácidos graxos para ácido graxo. O
cálculo da concentração dos ácidos graxos saturados e insaturados, pode ser
feito por normalização de área, calculando os fatores de correção de resposta
para cada ácido graxo no detector de ionização de chama. As porcentagens
obtidas para cada tipo de éster metílico de ácido graxo são multiplicadas pelo
teor de lipídios da amostra e por fatores de conversão de gordura para ácidos
graxos, que variam conforme o tipo de alimento. O procedimento de cálculo se
aplica a alimentos que possuem um perfil lipídico semelhante a outro alimento
cujos fatores de conversão já foram estabelecidos.
Material
Cromatógrafo a gás com detector de ionização de chama, integrador ou
computador, coluna cromatográfica capilar de sílica fundida com fases
estacionárias de ciano propil siloxano, exemplo:
35
SP2340 de 60 m, SP2560 de 100 m, CP-Sil 88, 50 ou 100 m de
comprimento, diâmetro interno de 0,25 mm e espessura do filme 0,25 μm,
sistema de injeção com divisão de amostra; balança analítica; agitador do tipo
vortex; seringa de capacidade máxima 10 μL, graduada em 0,1 μL; balão
volumétrico de 25 e 100 mL; flaconete (vial) de 1,5 mL; pipeta volumétrica de
5 mL e pipeta graduada de 1 mL.
Reagentes
Mistura de padrões de ésteres metílicos de ácidos graxos variando de C4
a C24.
Padrão interno C13 (metiltridecanoato)
n- Hexano grau CLAE
Gás de arraste para DIC: hidrogênio
Gases auxiliares para DIC: nitrogênio/ar super seco (livre de
hidrocarbonetos).
Solução-padrão de mistura de ésteres metílicos de ácidos graxos – Dilua
com n-hexano o conteúdo da ampola (contendo 100 mg da mistura de padrões
de FAMEs) em balão volumétrico de 25 mL. Distribua em vials de 1,5 mL e
armazene em freezer. Esta solução será utilizada para identificar os ésteres
metílicos de ácidos graxos e determinar os fatores de correção de cada
componente.
36
Solução-padrão interno (C13:0) – Pese, com precisão, cerca de 250 mg
de metiltridecanoato em balão volumétrico de 100 mL, dissolva e complete o
volume com n-hexano. Transfira para um frasco âmbar e armazene em
geladeira (validade 1 semana) ou em freezer (validade 1 ano).
Procedimento – Extração de lipídios da amostra pelo método mais
apropriado. Prepare os ésteres metílicos de ácidos graxos. Condições de
operação do cromatógrafo gasoso com detector de ionização de chama e
condições otimizadas para colunas com fases estacionárias de ciano propil
siloxano (exemplo: SP2560, 100 m); programação da temperatura da coluna:
45°C por 4 min, primeira rampa de 13°C/min até 175°C (27 min), segunda
rampa de 4°C/min até 215°C (35 min), temperatura do injetor 220°C,
temperatura do detector 220°C, razão de divisão da amostra 1:50.
Cálculo dos fatores de correção de reposta no DIC:
Cálculo experimental: Injete, em triplicata, 1 μL da solução-padrão de
ésteres metílicos de ácidos graxos. Identifique cada pico e determine os fatores
de correção (K’) individuais com relação ao éster metílico do ácido
tridecanóico (C13:0), utilizando a equação abaixo:
MAGi = porcentagem do ácido graxo na mistura de padrões de ésteres
metílicos de ácidos graxos
37
AC13:0 = média das áreas do pico do éster metílico do C13:0
MC13:0 = porcentagem do éster metílico do C13:0 na mistura de padrões
AAGi = média das áreas do ácido graxo na mistura de padrões
Cálculo teórico:
KAgi = fator de resposta para o ácido graxo “i”
MAgi = massa molecular do éster metílico de ácido graxo “i”
n Agi = número de átomos de carbono do éster metílico do ácido graxo
“i”
Ac = massa atômica do carbono (12,01)
Pesos atômicos utilizados no cálculo:
Carbono =12,01; Hidrogênio = 1,0079; Oxigênio =15,994.
Fator relativo de resposta do DIC para cada componente com relação ao
C13:0:
K’AGi = fator relativo de correção, para o ácido graxo “i”
K C13 = fator de resposta do DIC para o C13:0
K AGi = fator de resposta do DIC para o ácido graxo “i”
38
Observação: recomenda-se, nos cálculos, a utilização dos fatores teóricos
de resposta do DIC.
Determinação da concentração de ácidos graxos na amostra – Injete 1 μL
da amostra no cromatógrafo a gás,
utilizando microsseringa de 10 μL. Identifique os picos por comparação com os
tempos de retenção dos padrões de ésteres metílicos com os componentes
separados da amostra. Determine a concentração de cada ácido graxo,
utilizando a equação abaixo.
Cálculo com padrão interno
MPI = massa do padrão interno (C13:0) adicionada na amostra
AAGi = área do ácido graxo no cromatograma da amostra
K’AGi = fator de correção de cada ácido graxo com relação ao C13:0
(teórico ou experimental)
FCAG = fator de conversão de éster metílico de ácido graxo (segundo
tabela encontrada em IAL, 1996)
L = teor de lipídios em gramas por 100 g de amostra
M = massa da amostra
API = área do padrão interno (C13:0) no cromatograma da amostra
39
Cálculo com fatores de conversão:
ConcAGi= concentração do ácido graxo em gramas por 100 g da amostra
%AAGi = porcentagem de área do ácido graxo no cromatograma da
amostra
K’ AGi = fator de correção de resposta de cada ácido graxo com relação
ao C13:0 (teórico ou experimental)
FCv = fator de conversão de gordura para os ácidos graxos
L = teor de lipídios na amostra em gramas por 100 g da amostra
FCv = 0,900 – carne gorda de peixe
FCv = 0,700 – carne magra de peixe
Cálculo
Expresse a concentração dos ácidos graxos saturados, monoinsaturados e
polinsaturados, em gramas por 100 g de amostra, utilizando o cálculo abaixo:
Observação: Caso os ácidos graxos trans estejam presentes, expressar
como:
40
3.3. Água
A umidade é considerada a perda em peso sofrida pela amostra quando
aquecida em condições nas quais a água é removida. Outras substâncias
também se volatilizam nessas condições. O resíduo obtido no processo é
chamado de resíduo seco. O aquecimento direto da amostra a 105°C é o
processo mais usual. Amostras de alimentos que se decompõem ou
transformam a esta temperatura, devem ser aquecidas em estufas a vácuo, onde
se reduz a pressão e se mantém a temperatura de 70°C. Nos casos em que
outras substâncias voláteis estão presentes, a determinação de umidade real
deve ser feita por processo de destilação com líquidos imiscíveis. Outros
processos usados se baseiam em reações que ocorrem em presença de água.
Dentre estes, o método de Karl Fischer é baseado na redução de iodo pelo
dióxido de enxofre, na presença de água. Em alimentos de composição
padronizada, certas medidas físicas, como índice de refração ou densidade,
fornecem uma avaliação da umidade de modo rápido, mediante o uso de
tabelas ou gráficos já estabelecidos (IAL, 1996).
3.3.1. Perda por dessecação (umidade) – Secagem direta em estufa a
105ºC (IAL, 1996)
Material
41
Estufa, balança analítica, dessecador com sílica gel, cápsula de porcelana
ou de metal de 8,5 cm de diâmetro, pinça e espátula de metal.
Procedimento – Pese de 2 a 10 g da amostra em cápsula de porcelana ou
de metal, previamente tarada. Aqueça durante 3 horas. Resfrie em dessecador
até a temperatura ambiente. Pese. Repita a operação de aquecimento e
resfriamento até peso constante.
Cálculo
N = n° de gramas de umidade (perda de massa em g)
P = n° de gramas da amostra
3.3.2. Perda por dessecação (umidade) – Secagem em estufa a vácuo
(AOAC, 2000)
Material
Estufa a vácuo, bomba de vácuo, balança analítica, espátula de metal,
pinça de metal, dessecador com sílica gel e cápsula de porcelana ou de platina
de 8,5 cm de diâmetro.
Procedimento – Pese de 2 a 10 g da amostra em cápsula, previamente
tarada, e aqueça durante 6 horas em estufa a vácuo a 70°C, sob pressão
reduzida ≤ 100 mm de mercúrio (13,3 kPa) . Resfrie em dessecador até a
42
temperatura ambiente. Pese. Repita a operação de aquecimento e resfriamento
até peso constante.
Observação: podem ser utilizadas cápsulas de outros metais resistentes
ao calor desde que as cinzas obtidas não sejam empregadas para posterior
análise de metais.
Cálculo
N = nº de gramas de umidade (perda de massa em g)
P = nº de gramas da amostra
3.3.2. Perda por dessecação (umidade) – Determinação pelo método
de Karl Fischer (IAL, 1985; CODEX, 1996)
A determinação de umidade por Karl Fischer é baseada na reação
quantitativa da água com uma solução anidra de dióxido de enxofre e iodo, na
presença de uma base orgânica (imidazol) em metanol, que adiciona os íons
hidrogênio formados. Com este reagente podem ser determinadas pequenas
quantidades de água. Embora o método não seja universalmente aplicável, as
limitações de dosagens diretas podem ser contornadas pelo tratamento
preliminar adequado da amostra. Na presença de água, o dióxido de enxofre é
oxidado pelo iodo e o ponto final da reação é determinado por bi-amperometria
43
(dead stop). Quando não houver mais água na amostra, um excesso de iodo
livre agirá como despolarizador, causando aumento na corrente.
O método limita-se aos casos em que a amostra a ser analisada não reaja
com os componentes do reagente de Karl Fischer ou com o iodeto de
hidrogênio formado durante a reação com a água. Os seguintes compostos
interferem na titulação: oxidantes
como cromatos/dicromatos, sais de cobre e de ferro, óxidos superiores e
peróxidos; redutores como: tiossulfatos, sais de estanho e sulfitos; compostos
capazes de formar água com os componentes do reagente de Karl Fischer,
como por exemplo, óxidos básicos e sais de oxiácidos fracos; aldeídos, porque
formam bissulfito; cetonas, porque reagem com o metanol para produzir cetal.
Material
Titulador de Karl Fischer, agitador magnético, eletrodo duplo de platina e
microsseringa de 25 μL.
Reagentes
Reagente de Karl Fischer, isento de piridina
Metanol com no máximo 0,005% de água
Tartarato de sódio dihidratado (padrão volumétrico para padronização do
reagente de Karl Fischer, contendo 15,66 ± 0,05% H2O)
44
Procedimento – O reagente de Karl Fischer deve ser padronizado no
início de uma série de ensaios, de duas formas, utilizando água ou tartarato de
sódio dihidratado como padrões, conforme descrito abaixo.
Padronização do reagente de Karl Fischer com água – Coloque uma
quantidade de metanol na cela de titulação suficiente para cobrir os eletrodos.
Para eliminar a água contida no solvente, pré-titule o metanol com o reagente
de Karl Fischer, sob agitação, até o ponto final, seguindo as instruções do
manual do aparelho. Em seguida, com o auxílio de uma microsseringa, pese
exatamente, por diferença, cerca de 20 mg (20 μL) de água; introduza a água na
cela e realize a titulação.
Padronização do Reagente de Karl Fischer com tartarato de sódio
dihidratado – Coloque uma quantidade de metanol na cela de titulação
suficiente para cobrir os eletrodos. Para eliminar a água contida no solvente,
pré-titule o metanol com o reagente de Karl Fischer, sob agitação, até o ponto
final, seguindo as instruções do manual do aparelho. Em seguida, pese
exatamente, por diferença, cerca de 200 mg de tartarato de sódio dihidratado;
introduza na cela e realize a titulação.
Determinação de umidade na amostra – Caso a cela de titulação esteja
cheia, esvazie o recipiente. Os procedimentos de descarte dos resíduos deverão
ser efetuados de acordo com os procedimentos de biossegurança. Coloque uma
quantidade de metanol na cela de titulação suficiente para cobrir os eletrodos.
45
Para eliminar a água contida no solvente, pré-titule o metanol com o reagente
de Karl Fischer, sob agitação, até o ponto final. Em seguida, pese com precisão,
por diferença uma quantidade de amostra que contenha aproximadamente 10 a
80 mg de água; introduza a amostra na cela e realize a titulação. No caso de
amostras não solúveis em metanol, escolha um solvente (ou uma mistura de
solventes) adequado, que deverá ser previamente titulado com o reagente de
Karl Fischer para eliminar a água.
Cálculos
m = massa do tartarato de sódio dihidratado
V = volume do reagente de Karl Fischer gasto na titulação
m = massa de água
V = volume do reagente de Karl Fischer gasto na titulação (em mL)
Cálculo do teor de umidade na amostra
F = fator do reagente de Karl Fischer (em mg H2O/mL do reagente de
Karl Fischer)
V = volume do reagente de Karl Fischer gasto na titulação (mL)
46
m = massa da amostra (mg)
3.4. Carboidratos (IAL, 1996)
O conteúdo de carboidratos pode ser determinado por diferença,
calculando-se a média dos outros componentes analisados, como água,
proteínas, lipídeos e cinzas e o restante é considerado como carboidrato.
Neste grupo de compostos, têm-se os mais variados tipos de substâncias,
desde os monossacarídios, representados pela glicose, os dissacarídios, dos
quais os mais freqüentes em alimentos são a sacarose e a lactose, até os
polissacarídios, como amido e celulose. Qualquer que seja o produto a ser
analisado, é inicialmente necessária a obtenção de uma solução dos glicídios
presentes, livres de substâncias que possam interferir no processo escolhido
para a sua determinação. Para isso, usam-se soluções de “clarificadores”
(creme alumina, solução neutra de acetato de chumbo, solução básica de
acetato de chumbo, ácido fosfotúngstico) as quais precipitam as substâncias
interferentes.
Os métodos de determinação de carboidratos estão baseados nas
propriedades físicas das suas soluções ou no poder redutor dos glicídios mais
simples (aos quais se pode chegar por hidrólise, no caso dos mais complexos).
Os métodos de redução resumem-se em pesar ou titular a quantidade de óxido
de Cu I precipitado de uma solução de íons de Cu II por um volume conhecido
47
da solução de glicídios ou medir o volume da solução de glicídios necessário
para reduzir completamente um volume conhecido da solução de cobre II. Os
resultados são calculados mediante fatores e, geralmente, as determinações de
glicídios redutores são calculadas em glicose e as dos não-redutores em
sacarose. A hidrólise dos não-redutores é feita, previamente, por meio de ácido
ou enzimas.
3.5. Minerais
3.5.1. Resíduo por incineração – Cinzas (IAL, 1996)
Resíduo por incineração ou cinzas é o nome dado ao resíduo obtido por
aquecimento de um produto em temperatura próxima a (550-570)°C. Nem
sempre este resíduo representa toda a substância inorgânica presente na
amostra, pois alguns sais podem sofrer redução ou volatilização nesse
aquecimento. Geralmente, as cinzas são obtidas por ignição de quantidade
conhecida da amostra. Algumas amostras contendo sais de metais alcalinos que
retêm proporções variáveis de dióxido de carbono nas condições da incineração
são tratadas, inicialmente, com solução diluída de ácido sulfúrico e, após
secagem do excesso do reagente, aquecidas e pesadas. O resíduo é, então,
denominado “cinzas sulfatizadas”. Muitas vezes, é vantajoso combinar a
determinação direta de umidade e a determinação de cinzas, incinerando o
resíduo obtido na determinação de umidade.
48
A determinação de cinzas insolúveis em ácido, geralmente ácido
clorídrico a 10% v/v, dá uma avaliação da sílica (areia) existente na amostra.
Alcalinidade das cinzas é outra determinação auxiliar no conhecimento da
composição das cinzas. Uma análise global da composição das cinzas nos
diferentes alimentos, além de trabalhosa, não é de interesse igual ao da
determinação de certos componentes, conforme a natureza do produto. Outros
dados interessantes para a avaliação do produto podem ser obtidos no
tratamento das cinzas com água ou ácidos e verificação de relações de solúveis
e insolúveis. Um baixo conteúdo de cinzas solúveis em água é indício que o
material sofreu extração prévia.
Material
Cápsula de porcelana ou platina de 50 mL, mufla, banho-maria,
dessecador com cloreto de cálcio anidro ou sílica gel, chapa elétrica, balança
analítica, espátula e pinça de metal.
Procedimento – Pese 5 a 10 g da amostra em uma cápsula, previamente
aquecida em mufla a 550°C, resfriada em dessecador até a temperatura
ambiente e pesada. Caso a amostra seja líquida, evapore em banho-maria.
Seque em chapa elétrica, carbonize em temperatura baixa e incinere em mufla a
550ºC, até eliminação completa do carvão. Em caso de borbulhamento,
adicione inicialmente algumas gotas de óleo vegetal para auxiliar o processo de
carbonização.
49
As cinzas devem ficar brancas ou ligeiramente acinzentadas. Em caso
contrário, esfrie, adicione 0,5 mL de água, seque e incinere novamente. Resfrie
em dessecador até a temperatura ambiente e pese. Repita as operações de
aquecimento e resfriamento até peso constante.
Observação: podem ser utilizadas cápsulas de outros metais resistentes
ao calor desde que as cinzas obtidas não sejam empregadas para posterior
análise de metais.
Cálculo:
100xN = g de resíduo mineral em m/m (%cinzas)
P
N = nº de g de cinzas
P = nº de g da amostra
3.5.2. Fosfatos por titulação (IAL, 1996)
A determinação de fósforo é, geralmente, feita na forma de íon fosfato,
pela precipitação de fosfomolibdato de amônio que é dissolvido em solução
alcalina de concentração conhecida, cujo excesso é titulado. Os processos
colorimétricos são empregados quando a quantidade de fósforo é pequena. O
que distingue os métodos é o uso de diferentes agentes redutores.
50
Material
Cápsula de porcelana de 100 mL, proveta de 100 mL, bastão de vidro,
mufla, béquer de 400 mL, 2 buretas de 50 mL e bico de Bünsen.
Reagentes
Ácido clorídrico (1+2)
Hidróxido de amônio (1+1)
Nitrato de amônio
Ácido nítrico (1+1)
Solução de hidróxido de sódio 0,2 M
Indicador fenolftaleína
Ácido clorídrico 0,2 M
Solução de acetato de magnésio (A) – Pese 2 g de acetato de magnésio
Mg(C2H3O2).4H2O, adicione 25 mL de água e coloque álcool até completar
500 mL.
Solução de ácido molíbdico (B) – Pese 100 g de ácido molíbdico
H2MoO4.H2O, adicione 144 mL de hidróxido de amônio e complete com 1148
mL de água.
Solução de molibdato de amônio – Misture lentamente as soluções A e B
e deixe em repouso por 48 horas. Filtre antes de usar.
Procedimento – Pese 5 g da amostra em uma cápsula de porcelana de
100 mL. Adicione 10mL da solução de acetato de magnésio. Evapore até a
51
secagem em banho-maria. Carbonize em bico de Bünsen. Incinere em mufla a
550°C. Esfrie. Dissolva as cinzas com ácido clorídrico (1+2). Transfira para um
béquer de 400 mL, com auxílio de 80 mL de água. Alcalinize com hidróxido de
amônio (1+1). Adicione 10 g de nitrato de amônio. Acidule com ácido nítrico
(1+1). Adicione solução de molibdato de amônio até completa precipitação.
Aqueça por uma hora em banho de água a (40-45)°C, agitando freqüentemente
com um bastão de vidro. Esfrie, filtre e lave o béquer, o bastão de vidro e o
filtro com água até que o filtrado não tenha reação ácida. Transfira o papel de
filtro com o precipitado para o mesmo béquer em que foi feita a precipitação.
Dissolva o precipitado em solução de hidróxido de sódio 0,2 M, medido em
uma bureta. Adicione duas gotas do indicador fenolftaleína. Titule o excesso de
hidróxido de sódio com ácido clorídrico 0,2 M.
Cálculo
V = diferença entre o nº de mL de solução de hidróxido 0,2 M adicionado
e o nº
de mL de ácido clorídrico 0,2 M gasto na titulação.
P = nº de g da amostra
3.5.3. Fosfatos por espectrofotometria (IAL, 1996)
Material
52
Balões volumétricos de 100, 250, 500 e 1000 mL, pipetas de 25 e 50 mL,
proveta e espectrofotômetro ou fotocolorímetro.
Reagentes
Solução de vanado-molibdato de amônio – Dissolva 20 g molibdato de
amônio -
(NH4)6Mo7O24.4H2O e 1 g de vanadato de amônio - NH4VO3,
separadamente, em cerca de 300 mL de água quente e filtre, se necessário.
Misture as duas soluções, adicione 140 mL de ácido nítrico e dilua para um
litro. Este reativo é estável por três meses.
Solução-estoque de fosfato – Pese 0,9587 g de fosfato ácido de potássio,
seco a 105°C e complete o volume a 500 mL com água.
Solução-padrão de fosfato – Pipete 50 mL da solução-estoque de fosfato
e complete o volume a 250 mL com água. Um mL desta solução corresponde a
0,2 mg de P2O5.
Procedimento – Dissolva as cinzas obtidas de 5 g da amostra em ácido
clorídrico (1+2), transfira para um balão volumétrico de 100 mL e complete o
volume com água. Pipete uma alíquota (que deve ser proporcional à quantidade
de fosfato presente na amostra) em um balão volumétrico de 100 mL. Adicione
25 mL do reagente vanado-molibdato de amônio e complete o volume com
água até 100 mL. Homogeneíze e espere 10 minutos para fazer a leitura a 420
53
nm. Determine a quantidade de fosfato correspondente, usando a curva padrão
previamente estabelecida ou o valor da absortividade.
Curva-padrão – Em uma série de balões volumétricos de 100 mL, meça
volumes de solução padrão contendo valores de 5 a 6,2 mg de P2O5. Quando
for usado um espectrofotômetro, utilize volumes de solução-padrão de fosfato
contendo de 0,2 a 2,0 mg de P2O5. Adicione 25 mL do reagente vanado-
molibdato de amônio a cada balão. Complete o volume com água. A
temperatura da água mais o reagente deve ser 20°C. Homogeneíze e espere 10
minutos. Faça leitura a 420 nm, usando como branco 25 mL de vanado-
molibdato de amônio, completando com água até 100 mL.
3.6. Outras análises importantes
3.6.1. Determinação de bases voláteis totais (AOAC, 2000)
A deterioração do pescado estocado sob refrigeração é devida à ação
enzimática e bacteriana e resulta na produção de vários compostos, sendo os
mais freqüentes: trimetilamina, dimetilamina, amônia e ácidos voláteis. A
porcentagem de bases voláteis
pode ser uma indicação do grau de conservação do pescado, dependendo da
espécie. Normalmente, para espécies como cações, raias, siris, o valor de BVT
é elevado sem que, necessariamente, estejam deterioradas. Neste método, a
54
amônia e as aminas voláteis são destiladas por arraste de vapor, em meio
levemente alcalino e quantificadas por volumetria de neutralização.
Material
Vidro de relógio, balão de Kjeldahl de 800 mL, proveta de 300 mL,
condensador de Liebig, frasco Erlenmeyer de 500 mL e bureta de 15 mL.
Reagentes
Ácido sulfúrico 0,05 M
Hidróxido de sódio 0,1 M
Óxido de magnésio
Silicone antiespumante
Solução alcoólica de vermelho de metila a 0,2% m/v
Procedimento – Prepare a amostra do peixe, tirando as espinhas e
vísceras. Moa a carne e homogeneíze. Pese de 5 a 10 g da amostra (para
camarões, siris e cação, pese 5g e, para outras espécies de pescados pese 10 g),
transfira para um balão de destilação de Kjeldahl, junte 300 mL de água, 1 a 2
g de óxido de magnésio e umas gotas de silicon antiespumante. Ligue o balão
ao conjunto de destilação. Mergulhe a extremidade afunilado do condensador
em 15 mL de ácido sulfúrico 0,05 M contido no frasco Erlenmeyer de 500 mL.
Adicione três gotas do indicador vermelho de metila, aqueça até ebulição e
destile por 25 minutos. Titule o excesso de ácido sulfúrico 0,05 M com solução
55
de hidróxido de sódio 0,1 M, até viragem do indicador da cor vermelha para
amarela.
Cálculo
V = diferença entre o nº de mL de ácido sulfúrico 0,05 M adicionado e o
nº de mL de solução de hidróxido de sódio 0,1 M gasto na titulação.
P = nº de g da amostra.
Observações: o resultado deverá ser expresso em mg por cento.
3.6.2. Reação de Éber para gás sulfídrico (IAL, 1996)
A decomposição bacteriana dos aminoácidos sulfurados da carne de
pescado libera enxofre, o qual em meio ácido transforma-se em gás sulfídrico
(H2S). A reação de Éber é indicada para avaliar o estado de conservação do
pescado fresco e de produtos relacionados em geral, como o pescado curado.
Fundamenta-se na combinação do gás sulfídrico com solução de acetato de
chumbo, produzindo enegrecimento do papel de filtro previamente tratado com
a referida solução-reagente. Esta prova não se aplica no caso de produtos
condimentados e em conservas de pescado que foram processadas em alta
temperatura e baixa pressão.
56
3.6.3. Determinação do pH (IAL, 1996)
A determinação de acidez pode fornecer um dado valioso na apreciação
do estado de conservação de pescados e derivados. Um processo de
decomposição, seja por hidrólise, oxidação ou fermentação, altera quase
sempre o pH. A medida do pH em pescado e derivados é um dado indicativo do
estado de conservação, entretanto para a avaliação mais segura torna-se
também necessária a realização das análises microbiológica, química e
sensorial.
3.6.4. Determinação de histamina por espectrofluorimetria (IAL,
1996)
Entre as aminas biológicas encontradas nos alimentos, a histamina
destaca-se por poder causar intoxicações alimentares, especialmente veiculadas
em peixes da família Scombridae, como o atum. O principal meio de sua
formação é por atividade bacteriana. A enzima histidina descarboxilase de
determinadas bactérias age sobre o aminoácido histidina encontrado em
espécies de peixes de carne escura, formando a histamina. O nível de histamina
nos alimentos é proporcional à quantidade formada nos tecidos do pescado, a
qual está relacionada a concentração de bactérias descarboxiladoras da
histidina. O método fluorimétrico baseia-se na reação da histamina com o o-
ftalaldeído (OPT), formando um composto fluorescente. A homogeneização e
57
extração da substância no produto são feitas com metanol, à purificação por
resina de troca iônica e o acoplamento com OPT é efetuado em meio alcalino,
adicionando-se ácido fosfórico. A determinação fluorimétrica é feita com
excitação a 350 nm e emissão a 444 nm.
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