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UNIVERSIDADE DE SANTO AMARO

MESTRADO EM IMPLANTODONTIA

LEANDRO DE LUCCA

ESTUDO HISTOLÓGICO DA REGENERAÇÃO ÓSSEA GUIADA COM MEMBRANA DE POLIPROPILENO EM CALVÁRIA DE COELHOS

SÃO PAULO 2010

LEANDRO DE LUCCA


Dissertação apresentada ao Curso de Pós-Graduação da Faculdade de Odontologia da Universidade de Santo Amaro, como parte dos requisitos para obtenção do título de Mestre em Odontologia, área de concentração em Implantodontia, sob a orientação do Prof. Dr. Ilan Weinfeld.

SÃO PAULO 2010

Ficha catalográfica elaborada pela

Biblioteca Milton Soldani Afonso – Campus I

De Lucca, Leandro D439e Estudo histológico da regeneração óssea guiada com

membrana de polipropileno em calvária de coelhos / Leandro

De Lucca. Orientação do Prof. Dr. Ilan Weinfeld -- São Paulo:

2010.

76 p.

Dissertação (Mestrado). Área de Concentração em Implantodontia. Curso de Odontologia. Universidade de Santo Amaro.

1. Coelhos 2. Membranas 3. Polipropilenos 4.Regeneração Óssea I. Título II. Orientador


LEANDRO DE LUCCA

Dissertação apresentada ao Curso de Pós-Graduação da Faculdade de Odontologia

da Universidade de Santo Amaro, como parte dos requisitos para obtenção do título

de Mestre em Odontologia, área de concentração em Implantodontia, sob a

orientação do Prof. Dr. Ilan Weinfeld.

Aprovado em: ______/______/______

Banca examinadora

______________________________________

Prof. Dr. Ilan Weinfeld

Universidade de Santo Amaro

______________________________________

Prof. Dr. João Ferreira Santos Jr.

Universidade de Santo Amaro

_____________________________________

Prof. Dr. Cláudio Luiz Sendyk

Universidade de São Paulo

Ao meu pai, Plinio, pelo exemplo de vida, em quem sempre me espelhei, e que me possibilitou ser o que sou hoje, minha eterna gratidão.

A minha mãe, Sonia, por todos os cuidados dispensados em toda minha vida, intra e

extra-uterina. Obrigado pela dedicação, carinho e esforço na minha educação.

A minha esposa Carla, pelo amor, ajuda, compreensão e paciência nos momentos de ausência durantes esses dois anos.

A Manuela, minha linda filha, que chegou bem no meio dessa jornada, sendo mais

um motivo para eu melhorar cada vez mais.

Ao meu tio Antonio, por me mostrar, mesmo agora que sua presença física não é sentida, que tudo que estudamos não é em vão.

Dedico este trabalho.

Agradeço a Deus, por ter me dado sabedoria, uma família maravilhosa e força para

superar este obstáculo.

Aos meus sogros, Manoel e Idalina, por toda a ajuda dispensada durante esse

caminho.

Ao meu amigo e compadre Márcio, por ter colocado mais este desafio na minha

frente.

Ao prof. Dr. Ilan Weinfeld, pela orientação segura no desenvolvimento deste

trabalho, por acreditar na minha capacidade e abrir novos caminhos para minha

formação intelectual e científica.

Ao Prof. Dr. Wilson Roberto Sendyk, pelo conhecimento proporcionado na

especialidade da Implantodontia.

Ao Prof. Me. Guilherme Durante, pela excelente e indispensável colaboração nas

análises histológicas.

Ao prof. Dr. Neil Ferreira, pela colaboração na análise estatística.

Aos colegas de curso e agora amigos, Cristiane, Cristiano e Julio, pela colaboração

nas cirurgias dos coelhos; e a todos os colegas de curso: Alex, Carlos Eduardo,

Luciano, Marcelo, Marcio, Mario, Robson e Ulisses, pelos conhecimentos

compartilhados e ótimo ambiente de trabalho.

Ao prof. Munir Salomão, por me mostrar algo novo, e, principalmente, pelo

conhecimento compartilhado.

Ao prof. Dr. José Tadeu Tesseroli de Siqueira, por sempre responder meus e-mails

com ótimas orientações.

À Empresa INP, São Paulo, Brasil, pelo material cedido nas cirurgias dos coelhos.

O sucesso normalmente contempla aqueles que estão ocupados demais para procurar por ele.

Henry David Thoreau.

RESUMO

Um dos grandes desafios da Implantodontia é o tratamento de reabsorções alveolares e a manutenção do rebordo alveolar pós-exodontia para instalação de implantes e posterior reabilitação funcional e estética dos pacientes. Várias técnicas cirúrgicas e biomateriais têm sido desenvolvidos para auxiliar na reparação do tecido ósseo danificado, bem como a utilização de membranas, que servem como barreiras biológicas. A barreira de polipropileno (PP), conhecida comercialmente como Bone Heal®, é uma membrana não-reabsorvível, que foi introduzida há pouco tempo no mercado, como uma alternativa à membrana de politetrafluoretileno (PTFE). A ausência de um trabalho científico que pudesse elucidar o processo de reparação óssea frente à utilização deste novo produto motivou-nos a essa pesquisa. Estudamos histologicamente o processo de reparação em defeitos confeccionados em calvária de 16 coelhos, recobertos (grupo teste) ou não (grupo controle) com membrana de polipropileno, usada como barreira, sendo a lesão preenchida apenas com coágulo sanguíneo do próprio animal, avaliados aos 21 e 42 dias. Os resultados evidenciaram em ambos os grupos o mesmo padrão de resposta inflamatória, contudo o grupo teste apresentou menor invasão de tecido conjuntivo fibroso e precoce processo de osteogênese comparado ao grupo controle. Assim a membrana de polipropileno apresentou-se como um material biocompatível e capaz de promover regeneração óssea guiada (ROG).

Palavras-chave: Coelhos. Membranas. Polipropilenos (PP). Regeneração Óssea.

ABSTRACT

One of the great challenges of dental implants is the alveolar resorption treatment and the maintenance of the alveolar ridge after tooth extractions for implant placement and subsequent aesthetic and functional patients` rehabilitation. Several surgical techniques and biomaterials have been developed to assist in the regeneration of damaged bone tissue, and the use of membranes that serve as biological barriers. The barrier polypropylene (PP), commercially known as Bone Heal® is a non-resorbable membrane, which was introduced recently in the market as an alternative to the polytetrafluoertilene (PTFE) membrane. The absence of a scientific work that could elucidate the process of bone repair forward to using this new product led us to this research. Therefore, we studied histologically the repair process in calvarial defects prepared in 16 rabbits, covered (test group) or not (control group) with polypropylene membrane, used as a barrier, estimated at 21 and 42 days. The results in both groups showed the same pattern of inflammatory response, yet the test group showed lower invasion of fibrous connective tissue and faster osteogenesis. Thus, the polypropylene membrane appeared as a biocompatible material able to promote guided bone regeneration (GBR).

Key words: Rabbits. Membranes. Polypropylene (PP). Bone Regeneration.

LISTA DE SIGLAS

BMPs - Proteínas morfogenéticas óssea

CAF - Alginato de cálcio

COBEA - Colégio Brasileiro de Experimentação Animal

DFDBA - Enxerto ósseo desmineralizado liofilizado

d-PTFE - Politetrafluoretileno denso

e-PTFE - Politetrafluoretileno expandido

GBR - Guided Bone Regeneration

PEG - Polietileno glicol

PLLA - Poli (L-ácido láctico)

PP - Polipropileno

PTFE - Politetrafluoertileno

ROG - Regeneração Óssea Guiada

RTG - Regeneração Tecidual Guiada

LISTA DE TABELAS

Tabela 1. Grupo Teste (21 dias). Análise semiquantitativa do defeito ósseo recoberto com membrana de polipropileno em calvária de coelhos..........................................49

Tabela 2. Grupo Teste (42 dias). Análise semiquantitativa do defeito ósseo recoberto com membrana de polipropileno em calvária de coelhos..........................................49

Tabela 3. Grupo Controle (21 dias). Análise semiquantitativa do defeito ósseo sem recobrimento com membrana em calvária de coelhos. .............................................50

Tabela 4. Grupo Controle (42 dias). Análise semiquantitativa do defeito ósseo sem recobrimento com membrana em calvária de coelhos. .............................................50

Tabela 5. Grupo Controle subdividido em dois grupos: grupo Controle de 21 dias de reparação (C21) e grupo Controle de 42 dias de reparação (C42). ..........................69

Tabela 6. Grupo Teste subdividido em dois grupos: grupo Teste de 21 dias de reparação (T21) e grupo Teste de 42 dias de reparação (T42).................................69

Tabela 7. Análise da reação inflamatória nos grupos controle e teste com 21 e 42 dias............................................................................................................................70

Tabela 8. Análise da intensidade da reação inflamatória nos grupos controle e teste com 21 dias. ..............................................................................................................70

Tabela 9. Análise da intensidade da reação inflamatória nos grupos controle e teste com 42 dias. ..............................................................................................................70

Tabela 10. Análise da linha cimentante nos grupos controle e teste com 21 e 42 dias...................................................................................................................................71

Tabela 11. Análise da intensidade da linha cimentante nos grupos controle e teste com 21 dias. ..............................................................................................................71

Tabela 12. Análise da intensidade da linha cimentante nos grupos controle e teste com 42 dias. ..............................................................................................................71

Tabela 13. Análise do tecido fibroso nos grupos controle e teste com 21 e 42 dias. 72

Tabela 14. Análise da intensidade do tecido fibroso nos grupos controle e teste com 21 dias.......................................................................................................................72

Tabela 15. Análise da intensidade do tecido fibroso nos grupos controle e teste com 42 dias.......................................................................................................................72

Tabela 16. Análise do tecido osteóide nos grupos controle e teste com 21 e 42 dias...................................................................................................................................73

Tabela 17. Análise da intensidade do tecido osteóide nos grupos controle e teste com 21 dias. ..............................................................................................................73

Tabela 18. Análise da intensidade do tecido osteóide nos grupos controle e teste com 42 dias. ..............................................................................................................73

Tabela 19. Análise do tecido hematopoiético nos grupos controle e teste com 21 e 42 dias.......................................................................................................................74

Tabela 20. Análise da intensidade do tecido hematopoiético nos grupos controle e teste com 21 dias. .....................................................................................................74

Tabela 21. Análise da intensidade do tecido hematopoiético nos grupos controle e teste com 42 dias. .....................................................................................................74

Tabela 22. Análise do tecido ósseo trabecular nos grupos controle e teste com 21 e 42 dias.......................................................................................................................75

Tabela 23. Análise da intensidade do tecido ósseo trabecular nos grupos controle e teste com 21 dias. .....................................................................................................75

Tabela 24. Análise da intensidade do tecido trabecular nos grupos controle e teste com 42 dias. ..............................................................................................................75

Tabela 25. Análise do tecido osso cortical nos grupos controle e teste com 21 e 42 dias............................................................................................................................76

Tabela 26. Análise da intensidade do tecido osso cortical nos grupos controle e teste com 21 dias. ..............................................................................................................76

Tabela 27. Análise da intensidade do tecido osso cortical nos grupos controle e teste com 42 dias. ..............................................................................................................76

LISTA DE ILUSTRAÇÕES

Ilustração 1. Especificações da membrana regenerativa Bone Heal®......................27

Ilustração 2. Forma de apresentação da membrana de polipropileno acondicionada num tubo estéril.........................................................................................................27

Ilustração 3. Membrana Bone Heal®. .......................................................................27

Ilustração 4. Tricotomia na região da calvária, onde será feita a intervenção. ..........29

Ilustração 5. Incisão do plano cutâneo para acesso à calvária. ................................29

Ilustração 6. Divulsão dos tecidos da pele, muscular e subcutâneo e descolamento periosteal até exposição dos ossos parietais direito e esquerdo...............................30

Ilustração 7. Osteotomia com trefina para demarcação da região da confecção do defeito ósseo. ............................................................................................................30

Ilustração 8. Cavidades defeito e teste devidamente demarcadas em largura. ........31

Ilustração 9. Ostectomia com broca diamantada esférica n°8 em profundidade, dentro da largura demarcada com trefina, sem expor a dura-mater. ........................31

Ilustração 10. Cavidades confeccionadas e utilizadas como defeito teste e controle preparadas através de osteotomia parietal bilateral..................................................32

Ilustração 11. Defeito teste recoberto com membrana de polipropileno afixada com tachinhas e defeito controle descoberto. ...................................................................32

Ilustração 12. Sutura contínua do plano cutâneo com fio de nylon 3-0. ....................33

Ilustração 13. Momento da reabertura após 42 dias e início da remoção da membrana. ................................................................................................................34

Ilustração 14. Aspecto do defeito teste no momento de remoção da membrana.....34

Ilustração 15. Osteotomia com trefina de 13mm para remoção da área do defeito. .35

Ilustração 16. Remoção cuidadosa da região da amostra. .......................................36

Ilustração 17. Aspecto macroscópico da amostra removida para estudo histológico...................................................................................................................................36

Ilustração 18. Observação da pequena espessura da calvária na amostra removida...................................................................................................................................37

Ilustração 19. Aspecto macroscópico da calvária após a eutanásia: a membrana estava bem colocada em todas as amostras sem interposição de tecido entre a barreira e a área do defeito. ......................................................................................39

Ilustração 20. Diferença macroscópica da reparação óssea nas regiões dos defeitos teste (T) e controle (C), evidenciada principalmente com 42 dias de reparação.......40

Ilustração 21. Grupo Controle 21 dias: HE – 50x. .....................................................41

Ilustração 22. Grupo Controle 21 dias: Tricômico de Mallory– 200x. Osso cortical...41

Ilustração 23. Grupo Controle 42 dias: Tricômico de Mallory - 200x. Osso Esponjoso...................................................................................................................................43

Ilustração 24. Grupo Controle 42 dias: Tricômico de Mallory– 200x. Osso Cortical..43

Ilustração 25. Grupo Controle 42 dias: HE– 100x. Osso Cortical e Esponjoso. ........44

Ilustração 26. Grupo Controle 42 dias: Tricômico de Mallory– 100x. ........................44

Ilustração 27. Grupo Teste 21 dias: HE – 100x.........................................................45

Ilustração 28. Grupo Teste 21 dias: Tricômico de Mallory– 200x. Osso cortical. ......46

Ilustração 29. Grupo Teste 42 dias: Tricômico de Mallory– 200x. Osso Esponjoso..47

Ilustração 30. Grupo Teste 42 dias: Tricômico de Mallory– 400x. Osso Cortical. .....47

Ilustração 31. Grupo Teste 42 dias: HE– 100x. Osso Cortical e Esponjoso..............48

Ilustração 32. Grupo Tese 42 dias: Tricômico de Mallory– 100x...............................48

SUMÁRIO

1 INTRODUÇÃO .......................................................................................................13

2 REVISÃO DA LITERATURA ..................................................................................15

3 PROPOSIÇÃO .......................................................................................................25

4 MATERIAIS E MÉTODOS .....................................................................................26

4.1 Membrana de polipropileno (BONE HEAL®, Sistema INP, São Paulo, Brasil) 26

4.2 Procedimento Cirúrgico....................................................................................28

4.3 Eutanásia .........................................................................................................33

4.4 Remoção das Amostras...................................................................................34

4.5 Análise histológica ...........................................................................................37

4.6 Análise Estatística............................................................................................38

5.1 Avaliação histológica........................................................................................40

5.2 Análise Estatística............................................................................................50

5.3 Resultados .......................................................................................................50

6 DISCUSSÃO ..........................................................................................................53

7 CONCLUSÕES ......................................................................................................59

REFERÊNCIAS.........................................................................................................60

ANEXOS ...................................................................................................................66

13

1 INTRODUÇÃO

A regeneração é uma das áreas de grande importância na Medicina e na

Odontologia e com grandes perspectivas para a humanidade. Toda a estrutura da

vida está baseada na capacidade do organismo de se regenerar, e o processo de

senilidade nada mais é do que a redução lenta e gradual dessa capacidade. Apesar

dos avanços tecnológicos alcançados, ainda há muito para conhecer nessa área.

A ortopedia na Medicina bem como a periodontia, a cirurgia buco-maxilo-

facial e a implantodontia na Odontologia são ciências que, além de suas

particularidades, preocupam-se com o tratamento de diversos tipos de defeitos

ósseos que acometem os indivíduos.

Nesse contexto, a reabilitação de pacientes com reabsorção óssea alveolar

severa é um dos principais desafios da moderna implantodontia. Esta, empregando

implantes osseointegrados, vem utilizando com sucesso os princípios da

regeneração óssea guiada (ROG), que, baseada na técnica de regeneração tecidual

guiada (RTG), implica na exclusão dos tecidos não desejáveis localizados na região

onde se quer formar um tecido específico. Para tanto, faz-se uso de uma barreira

física que impede a proliferação de fibroblastos nos defeitos ósseos, os quais

poderiam dificultar a osteogênese.

Entende-se por regeneração, a substituição do tecido perdido por um tecido

igual morfológica e funcionalmente. Na Odontologia, quando se esgota a

possibilidade de manutenção do elemento dental e esse deve ser extraído, surge

uma preocupação quanto à manutenção do rebordo alveolar, tanto em altura como

em espessura, pois esse é um fator crucial na excelência do tratamento com

implante.

No esteio dessas possibilidades e novidades tecnológicas, o

politetrafluoretileno (PTFE), conhecido comercialmente como Teflon®, tem sido

tradicionalmente utilizado como barreira na RTG, em especial devido às suas

características de excelência, como a neutralidade química e a biocompatibilidade.

Entretanto, não se trata da única possibilidade, uma vez que outros materiais têm

mostrado êxito para a ROG, como o polipropileno (PP), com o qual se produz uma

14

membrana não-reabsorvível, há pouco tempo lançada no mercado e que poderia

permanecer exposta ao meio bucal. Assim, tem sido proposta a utilização com uma

técnica específica nas exodontias para a manutenção do rebordo alveolar em sítios

que irão receber implantes, sem, necessariamente, a combinação de enxertia óssea.

A ausência de um trabalho científico que pudesse elucidar o processo de

reparação óssea frente à utilização deste novo produto motivou essa pesquisa.

15

2 REVISÃO DA LITERATURA

No início da história da osseointegração, a prioridade era instalar os implantes

onde houvesse osso disponível. A técnica visava, em primeiro lugar, a estabilidade

primária do implante para uma reabilitação primordialmente funcional. Estudos

subsequentes preocuparam-se com uma reabilitação oral mais ampla, a fim de

reconstituir não apenas os dentes ausentes, mas também a estrutura óssea perdida,

necessária tanto como suporte na colocação dos implantes como para a sustentação

de tecidos moles, restaurando a dimensão vertical perdida e permitindo um

posicionamento ideal dos implantes, com reabilitação tanto estética como funcional

(ANDRADE-ACEVEDO et al, 2004).

O bom desempenho dos implantes osseointegrados propiciou o

desenvolvimento de técnicas que possibilitassem a colocação destes nas áreas

consideradas inapropriadas, ou seja, técnicas para aumentar a largura e a altura

óssea. Entre essas técnicas, pode-se mencionar a utilização de biomateriais

(enxertos e membranas para Regeneração Tecidual Guiada e Regeneração Óssea

Guiada), elevação do seio maxilar, enxertos tipo onlay e inlay, uso de fatores de

crescimento e proteínas morfogenéticas do osso (BMPs) e distração osteogênica.

(ANDRADE-ACEVEDO et al, 2004).

Os trabalhos pioneiros de RTG que utilizaram o princípio do isolamento

anatômico de um determinado tecido para favorecer o crescimento de outro tiveram

início nos anos 50. Em 1956, Cambbell e Bassett, descreveram a aplicação clínica

de barreiras físicas, utilizando filtros laboratoriais no tratamento cirúrgico de lesões

em nervos periféricos, isolando as extremidades lesadas e formando um túnel para

se evitar a formação de neuromas.

Murray et al (1957) criaram defeitos ósseos em osso ilíaco de cães e

protegeram o coágulo com uma membrana plástica perfurada; constataram que

houve o preenchimento ósseo no fêmur, ílio e coluna espinhal, sem a utilização de

enxerto, concluindo que há a necessidade da presença de coágulo sanguíneo, de

osteoblastos hígidos e de contato com o tecido vital para promover o crescimento

ósseo dentro de cavidades isoladas no organismo.

16

Em 1959, Hurley et al realizaram cirurgias de fusão espinhal utilizando

barreiras de celulose tomadas de um filtro (Millipore) para excluir o epitélio da

participação na reparação dos sítios ósseos e concluíram que tal membrana

funcionou não apenas como uma membrana semipermeável, mas também impediu

a invasão dos tecidos moles na área de formação de novo osso.

Melcher e Dreyer, em 1962, destacaram a importância da preservação do

coágulo para a regeneração tecidual. Os autores utilizaram uma membrana de

acetato de celulose em defeitos no fêmur de ratos e estabeleceram nessa

oportunidade algumas vantagens no uso das mesmas, que seriam: proteção,

conformação e estabilização do coágulo e proteção contra invasão de células

indesejáveis.

Boyne, em 1964, também utilizou filtros de acetato de celulose para corrigir

defeitos alveolares em cães, e obteve melhores índices de regeneração óssea frente

à não utilização.

Um dos primeiros relatos de utilização de membrana de teflon

(politetrafluoretileno), conhecida como PTFE, ocorre no estudo de Kahnberg (1979),

usada em coelhos para corrigir defeitos na mandíbula. Como resultado, constatou-se

que a mesma impedia a invasão do tecido conjuntivo fibroso, facilitando a

regeneração óssea.

Para Melcher e Dreyer (1962), a cicatrização do periodonto era motivada pelo

tipo celular que repopulava a superfície da ferida. Este conceito de seleção de

população celular influenciou Nyman et al (1982) a usarem barreiras oclusivas em

estudos de regeneração periodontal, que formaram as bases para uma técnica

depois conhecida como Regeneração Tecidual Guiada (RTG). Foi então que estes

autores utilizaram uma barreira do biomaterial acetato de celulose (Millipore)

microporoso em humanos para isolar o tecido periodontal do tecido epitelial,

posicionando-a sobre a raiz desnuda do dente, impedindo a migração de fibroblastos

da gengiva e células epiteliais sobre a raiz desnuda, permitindo o repovoamento

seletivo pelas células do ligamento periodontal restante. Os pesquisadores

basearam-se no princípio de que as células provenientes do ligamento periodontal

são as únicas com potencial de se diferenciarem em cementoblastos e instalaram as

membranas entre o retalho mucogengival e a superfície radicular dos dentes,

17

permitindo assim, a migração sobre a superfície radicular, no sentido coronário, de

células do ligamento periodontal, inibindo simultaneamente o crescimento de células

do epitélio gengival, do tecido conjuntivo e do tecido ósseo para a região. Os autores

salientaram as vantagens da técnica de regeneração tecidual guiada, através das

membranas, para tratamento de defeitos periodontais.

Gottlow et al, em 1984, em estudo realizado em macacos, obtiveram nova

inserção periodontal, com formação de cemento e ligamento periodontal, sobre

raízes previamente expostas, desnudadas e sujeitas ao biofilme dental. A reparação

foi controlada através do isolamento com membranas de acetato de celulose

(Millipore filter).

Estudos posteriores valeram-se de membranas para a regeneração apenas

de tecido ósseo, procedimento denominado regeneração óssea guiada (ROG). O

primeiro estudo em animais, com o objetivo de avaliar a possibilidade da aplicação

do princípio da regeneração tecidual guiada na regeneração óssea foi conduzido por

Dahlin e Linde al (1988). Defeitos ósseos do tipo "lado a lado" com 5 mm de

diâmetro, no ângulo da mandíbula de ratos, recobertos na cortical interna e cortical

externa, com uma membrana de politetrafluoretileno expandido (PTFE-e) tiveram

completo preenchimento ósseo no lado teste após seis semanas. Nenhum

preenchimento ósseo foi observado durante o experimento, no lado controle.

Segundo Buser (2010), a ROG é o método mais amplamente usado para

aumento ósseo na prática odontológica. Já que o osso é um tecido de crescimento

relativamente lento, tanto fibroblastos como células epiteliais têm a oportunidade de

ocupar o espaço disponível com mais eficiência e construir um tecido conjuntivo

mole muito mais rápido do que o osso é capaz de crescer. Assim, o mecanismo

biológico da ROG é a exclusão das células indesejáveis no espaço preenchido pelo

coágulo sob a membrana. Nesse contexto existem condições para as células-tronco

e células osteoprogenitoras se diferenciarem em osteoblastos, que depositam matriz

óssea. Resumindo, a membrana cria um espaço solitário que permite ao osso usar

sua grande capacidade natural de modo seguro e protegido.

A ROG é a técnica que usa a osteopromoção como princípio biológico. Está

indicada para a regeneração óssea em alvéolos frescos; defeitos ósseos que

tenham paredes ósseas remanescentes; para promover a neoformação óssea ao

18

redor de implantes instalados imediatamente após a exodontia ou para corrigir perda

óssea (periimplantar) que ocorre após a osseointegração. Nesse contexto, são

classificadas como osteopromotores, quanto à característica física, ou seja, são

meios físicos que promovem o isolamento anatômico de um local, permitindo a

seleção e proliferação de um grupo de células, predominantemente osteoblastos, a

partir do leito receptor e simultaneamente impedem a ação de fatores concorrentes

inibitórios ao processo de regeneração. Nesta técnica é imperioso que haja um

espaço biológico entre a barreira ou membrana e o defeito ósseo (CARVALHO et al,

2004).

Buser (2010), divide os objetivos da ROG em primários e secundários. Os

objetivos primários representam a obtenção de uma regeneração óssea bem-

sucedida na área do defeito com alta previsibilidade e baixo risco de complicações.

Os objetivos secundários visam obter um resultado bem-sucedido com menos

intervenções cirúrgicas, baixa morbidade para o paciente e período de cicatrização

diminuído. Estes objetivos secundários têm sido muito importantes nos últimos 10 a

15 anos, porque os clínicos de todo o mundo têm tentado melhorar esse aspectos

na tentativa de tornar os procedimentos de ROG menos estressantes e/ou mais

atrativos aos pacientes na prática diária; contudo não devem comprometer os

objetivos primários, que representam a prioridade.

Para a neoformação óssea ser completa pela ROG, devem existir as

seguintes condições: a) fontes de células osteogênicas – osso viável adjacente ao

defeito; b) fonte adequada de vascularização; c) o local da ferida deve permanecer

mecanicamente estável durante a reparação; d) deve existir um espaço apropriado

entre a membrana e a superfície óssea (ANDRADE-ACEVEDO et al, 2004).

Membranas são colocadas sobre defeitos ósseos estreitamente adaptadas à

superfície do osso circundante, criando assim uma proteção no defeito. A membrana

atua como uma barreira, que inibe as células não osteogênicas dos tecidos moles

de participarem na regeneração dos defeitos e permite que as células osteogênicas

e angiogênicas originárias da medula óssea adjacente participem da regeneração

dos defeitos ósseos (BUSER et al, 1998) .

As membranas devem ser biocompatíveis, ou seja, capazes de serem

utilizadas em um sistema biológico, sem provocar reações adversas e nem impedir a

19

diferenciação tecidual característica do local da implantação (CARVALHO et al,

2004).

O emprego de membranas biológicas evita que as células do epitélio bucal e

do tecido conjuntivo participem da reparação do defeito ósseo, deixando que as

células osteoblásticas tenham a prioridade de se conduzirem para a área. Estas

membranas criam um meio propício para melhorar a regeneração funcional através

do potencial biológico natural, proporcionando a estabilidade mecânica do coágulo e

a manutenção do espaço preenchido pelo mesmo através do isolamento de tecidos

indesejáveis no local da regeneração (CONSOLARO et al, 1997).

Schropp et al (2003), avaliaram as alterações teciduais após a remoção de

pré-molar ou molar em 46 pacientes e concluíram haver uma redução de até 50% da

largura da crista óssea alveolar no primeiro ano após a exodontia, sendo que dois

terços desta perda óssea acontecem nos primeiros três meses. A preservação do

volume do osso alveolar após a exodontia facilita a posterior colocação de implantes

dentários e leva a uma melhoria estética e funcional no resultado protético.

Durante a exodontia, a própria condição anatômica do elemento dental

removido pode levar o rebordo a grandes reabsorções, ainda que se tenha tomado

cuidado para o menor dano possível ao tecido ósseo, resultando em defeitos ósseos

que necessitam enxertos ósseos com diferentes técnicas e abordagens cirúrgicas

complexas (BARTEE, 2001).

Muitos desses problemas poderiam ser eliminados caso o alvéolo dental

fosse preservado após a exodontia, empregando materiais de enxerto junto com as

membranas utilizadas como barreiras (ZUBILLAGA et al, 2003).

Tais membranas biológicas dividem-se em dois grandes grupos: não-

absorvíveis e absorvíveis. Estas últimas subdividem-se em bioabsorvíveis

degradadas por hidrólise, e biodegradáveis, em que há uma ação enzimática

(CRUZ, 2006; BUSER, 2010).

Dentre as membranas não-absorvíveis estão as de e-PTFE; nestas, a

molécula de flúor carbono, politetrafluoretileno expandido, não pode ser quebrada

quimicamente em condições fisiológicas – o que, do ponto de vista de segurança e

compatibilidade, é muito favorável. Já outros materiais, como membranas

20

biodegradáveis (ácido poliláctico e poliglicólico), degradam-se pela hidrólise, sendo o

produto final, caracterizado por substâncias químicas comuns para os processos

metabólicos normais. Durante a degradação hidrolítica, estes materiais quebram-se

em fragmentos que podem ter um efeito significativo na resposta tecidual local,

podendo produzir reabsorção óssea (ANDRADE-ACEVEDO, 2004).

O reparo dos defeitos ósseos é um bom modelo para o estudo da

regeneração óssea. Contrário às fraturas, os defeitos estão menos sujeitos aos

fatores mecânicos e às obstruções no suprimento sanguíneo. Assim, a reparação do

defeito tem sido usada em muitos experimentos clássicos com a influência das

medidas cirúrgicas e farmacológicas na regeneração óssea (BUSER, 2010).

Vários estudos em coelhos foram desenvolvidos com o intuito de eleger a

membrana ideal para os enxertos (LUNDGREN et al, 1997; AABOE et al, 1998; ITO,

NANBA e MURAI, 1998; MAROUF e El- GUINDI, 2000; LEE et al, 2001; STAL et al,

2001; ASLAN, SIMSEK e GAYI, 2004; MACEDO et al, 2004; MIYAMOTO et al, 2004;

NISCHIMURA, SHIMIZU e OOYA, 2004; KIM et al, 2005; OKASAKI et al, 2005;

JUNG et al, 2006; QUEIROZ et al, 2006; LAUREANO FILHO et al, 2007; MOURA,

2007; MONTEIRO et al, 2008). O coelho tem sido utilizado como modelo biológico

de reparo ósseo devido às semelhanças fisiológicas e metabólicas entre o tecido

ósseo desse animal e o de humanos. Possui um sistema harversiano ósseo parecido

com o humano, sendo a reparação óssea pós-trauma semelhante nessas espécies

A calvária, região cirúrgica escolhida, oferece baixa morbidade, acessibilidade e

reduzida interferência de forças musculares (HARKNESS; WAGNER, 1993).

Segundo Roberts e Garetto (2000), a remodelagem do osso cortical é definida

como uma modificação ou reestruturação interna do osso previamente existente, que

compreende as fase de ativação das células precursoras, reabsorção ativa,

quiescência ou reversão e formação. Os autores estudaram o ciclo de remodelagem

(também denominado de “sigma”) e observaram que sua duração é de seis semanas

para os coelhos, 12 semanas para cães e 17 semanas para humanos. Usando o

coelho (x) como base, os fatores dos eventos fisiológicos similares nos cães e nos

humanos são de 2x e 3x respectivamente. A remodelagem resulta na formação de

ósteons secundários, que são estruturas lamelares concêntricas com uma margem

periférica festonada, as margens festonadas dos ósteons secundários por sua vez

21

são as linhas de cimento, pois uma fina camada de uma substância rica em

polissacarídeo, que serve como cimento, é evidente entre o osso velho e o novo. Os

autores também observaram que o osso trabecular remodela-se de maneira

essencialmente idêntica ao osso cortical.

Schmid et al (1994), investigaram a hipótese da necessidade de

permeabilização da membrana na formação do osso usando o princípio da RTG em

calvária de coelhos. Em um grupo foram implantados cilindros de titânio cobertos por

uma membrana de e-PTFE formando um local para a formação do osso e outro

grupo recebeu uma camada de titânio. Após oito meses, ambos os grupos

apresentaram nova formação óssea, independente do selamento da região.

Baseado nesses resultados, concluiu-se que a permeabilidade da membrana não é

necessária na RTG de novo osso.

Lundgren et al (1997), compararam o uso de enxerto ósseo particulado com e

sem cobertura por membrana biorreabsorvível para aumento ósseo na calvária de

coelhos. Para esse propósito, prepararam defeitos bilaterais, circulares, com 8 mm

de largura e 1 mm de profundidade e preencheram com enxerto ósseo particulado e

recobriram o grupo teste com uma membrana biorreabsorvível (Guidor Matrix

Barrier). Os enxertos colocados nos defeitos controles foram cobertos somente pela

reposição do retalho cutâneo. Após 12 semanas foram encontradas diferenças

estatísticas significantes a favor da cobertura de enxerto ósseo com membrana,

tanto no que diz respeito à altura como em volume do osso aumentado.

Aaboe et al (1998), estudaram ROG em calvária de coelhos através do uso

de membranas degradáveis e não degradáveis. Confeccionaram defeitos bicorticais

de 15mm de diâmetro e utilizaram placas de titânio para prevenir o colapso da

membrana. Dividiu-se o estudo em cinco grupos: dois grupos usaram membrana

externa de e-PTFE e membrana de Polyglactin 910; dois outros grupos receberam

membrana bicortical de e-PTFE e Polyglactin 910; o quinto grupo foi o controle, onde

não se promoveu o recobrimento dos defeitos. Após oito semanas o grupo da

membrana de Polyglactin 910 apresentou colapso da mesma e hérnia de tecido

encefálico. O grupo da membrana e-PTFE bicortical apresentou a maior quantidade

de osso formado. O grupo controle apresentou hérnia do tecido encefálico, presença

de tecido conjuntivo fibroso e dura-máter fundida com o tecido conjuntivo fibroso no

22

defeito, concluindo-se, então, que quanto maior a proteção da região do defeito com

membranas, melhor e mais rápido será o processo de reparação óssea.

Marouf e El-Guindi (2000), estudaram ROG em calvária de coelhos idosos,

onde confeccionaram dois defeitos com 7 mm de diâmetro. Recobriu-se um defeito

com membrana de e-PTFE (Gore-Tex) e o outro com membrana de d-PTFE

(TefGen). Uma fina camada de tecido ósseo recoberta por tecido fibroso foi

encontrada na superfície abaixo da membrana e-PTFE; em compensação,

observou-se nesse grupo, uma relativa maior velocidade e quantidade de

regeneração óssea quando comparado com o grupo da membrana de d-PTFE.

Stal et al (2001), estudaram ROG em calvária de coelhos, realizando defeitos

bicorticais de 8mm de diâmetro. Utilizaram membrana absorvível (LACTSORB),

composta de 82% de ácido poliláctico e 18% de ácido poliglicólico. Dividiram-se os

animais em três grupos: 1) no Grupo A não houve recobrimento por membrana

(controle); 2) no Grupo B foi realizado recobrimento do defeito com membrana

Lactosorb unilaminar, ou seja, apenas uma membrana entre o periósteo e o defeito

e 3) no Grupo C foi realizado recobrimento do defeito com membrana Lactosorb

bilaminar, ou seja, duas membranas foram colocadas, uma entre o periósteo e o

defeito e outro entre a dura-máter e o defeito. Após 16 semanas, observou-se que

no Grupo A houve incompleta ossificação e presença de tecido fibroso, no Grupo B

presença de remanescentes da membrana no periósteo do osso que recobria o

defeito e no Grupo C, presença de remanescente de membrana acima e abaixo da

díploe, guiando a regeneração óssea. Concluiu-se que o uso desta membrana

beneficia o processo da osteogênese isolando a região do defeito ósseo.

Queiroz et al (2006), analisaram histologicamente ROG em defeitos ósseos

criados no crânio de coelhos que foram divididos em quatro grupos: o Grupo 1 não

recebeu qualquer tratamento (controle); o Grupo 2 recebeu osso liofilizado bovino

(Biograft); no Grupo 3 o defeito foi preenchido por osso bovino e coberto com uma

manta de osso (Bioplate); o Grupo 4 teve o defeito recoberto por uma membrana de

osso. Após 60 dias, observou-se que a formação de novo osso no grupo 2 não era

satisfatória quando comparada ao grupo 3. Este, mostrou uma quantidade grande de

formação de novo osso em maturação. Concluiu-se que o uso de uma membrana

cobrindo todo o defeito age como uma barreira contra a migração das células do

23

tecido conjuntivo adjacente, criando um microespaço favorável para a angiogênese

e neoformação óssea.

Moura (2007), avaliou, através de estudo in vivo, a resposta inflamatória e a

manutenção de um espaço vital para a regeneração óssea sob membranas de

PLLA/tri-etil-citrato, em três diferentes proporções polímero/plastificante, implantadas

na calota craniana de coelhos, analisando, assim, a capacidade destas membranas

em se adaptarem aos critérios da RTG periodontal. Classificou a regeneração óssea

de acordo com o fechamento do defeito e observou que no grupo controle, onde não

recobriu o defeito com nenhum tipo de membrana, não houve fechamento total do

defeito em nenhum dos tempos estudados.

He et al (2008), estudaram o uso de uma membrana de material

bioabsorvível, o filtro de alginato de cálcio (CAF), usada no processo de RTG e

ROG. Defeitos circulares foram criados na calvária de coelhos e cobertos com o

CAF no grupo teste. Os animais do grupo controle receberam uma membrana de

colágeno. O grupo teste mostrou mais rapidamente os fatores osteoindutores

levando à melhor regeneração óssea. O grupo controle apresentou maior número de

macrófagos e menos fatores osteoindutores na fase inicial.

Monteiro et al (2008), estudaram ROG em defeitos cirúrgicos confeccionados

em osso parietal de coelhos divididos em dois grupos: teste, onde se utilizou

barreiras de poliuretana (PUr) e de politetrafluoretileno (PTFE) e grupo controle,

onde não foi utilizado nenhum tipo de barreira para recobrimento do defeito valendo-

se apenas do coágulo sanguíneo. Não houve diferença significante entre os grupos

experimentais; contudo, o recobrimento dos defeitos com barreiras demonstrou

superioridade quantitativa e qualitativa do preenchimento ósseo e reparação mais

rápida em relação ao grupo de controle, confirmando os benefícios do uso das

membranas para ROG.

D’Acampora et al (2006), compararam o uso de tela de e-PTFE e

polipropileno no tratamento de hérnias incisionais produzidas experimentalmente em

ratos distribuídos em três grupos: ressecção de segmento da parede abdominal(C-

A), ressecção e colocação de tela de e-PTFE (E-A) e ressecção e colocação de tela

de polipropileno (E-B). Após 28 dias, verificou-se que houve ocorrência mínima de

24

polimorfonucleares nos grupos E-A e E-B, indicando assim uma baixa reatividade

tecidual de ambos materiais nesses animais.

Salomão e Siqueira (2009), apresentaram três casos clínicos de regeneração

óssea alveolar pós-exodontia, em que se usou o artifício de barreira de polipropileno.

Mostrou-se que o uso desta membrana impermeável contribuiu para a retenção do

coágulo ósseo e formação de osso primário, mantendo a forma e dimensões do

rebordo alveolar, apresentando-se como um material biocompatível e sem efeitos

inflamatórios deletérios ao organismo.

Em trabalho subsequente (Salomão e Siqueira, 2010), relataram um caso

clínico em que houve extenso defeito ósseo pós-exodontia dentária. Tal defeito foi

protegido por uma barreira de polipropileno (Bone Heal®), deixada intencionalmente

exposta ao meio bucal, e que foi removida uma semana após a cirurgia. Nenhum

tipo de biomaterial foi usado para preencher o defeito a ser reparado, apenas

sangue. Acompanhou-se o caso por 90 dias e verificou-se que o uso da barreira

Bone Heal® contribuiu para a manutenção do rebordo alveolar, o que veio a

favorecer a instalação de um implante osteointegrável e reabilitação provisória. Tal

membrana é um material novo no mercado que, segundo o fabricante, age como

uma barreira mecânica impermeável, não reabsorvível, impedindo que a rápida

proliferação do tecido conjuntivo frouxo perturbe ou impeça a osteogênese em um

defeito ou área a ser reparada, garantindo assim, a vascularização da área a ser

reparada e favorecendo a organização do coágulo, de tal modo que após sua

remoção, este permaneça mecanicamente estável durante o período de reparação,

permitindo que sejam mantidas as condições necessárias para que a neoformação

óssea seja completa.

Face à inexistência de um trabalho científico que viesse esclarecer o

processo de reparação frente ao uso desta membrana, interessou-nos seu estudo,

motivo deste trabalho.

25

3 PROPOSIÇÃO

A presente pesquisa tem como finalidade o estudo histológico da regeneração

óssea guiada com a utilização de uma membrana de polipropileno em defeitos

confeccionados em calvária de coelhos.

26

4 MATERIAIS E MÉTODOS

O projeto foi aprovado pelo Comitê de Ética em Pesquisa da Universidade de

Santo Amaro (parecer nº 118/2009, Anexo 1), de acordo com os “Princípios Éticos

de Experimentação Animal”, elaborados pelo Colégio Brasileiro de Experimentação

Animal (COBEA), segundo normas internacionais para a utilizaçãao de animais em

pesquisa embasadas na tríade “sensibilidade, bom senso e boa ciência.”

Os animais selecionados para a pesquisa foram 16 coelhos da raça New

Zealand, fêmeas, pesando entre 3,5 a 4 kg e idade entre 11 e 15 meses. Foram

mantidos em observação por um período de sete dias após a chegada, para que

fossem descartadas quaisquer anomalias no estado geral de saúde. Todos os

coelhos foram provenientes de criadouro particular e mantidos no Biotério da

Universidade de Santo Amaro (UNISA), assistidos e medicados por médicos

veterinários. As cirurgias foram realizadas nas dependências do laboratório de

técnica cirúrgica multidisciplinar da UNISA.

Os coelhos foram mantidos em local apropriado com ventilação e

temperaturas controladas (22 ± 2° C) e alimentados com ração Nutríara (Paulinia,

São Paulo- Brasil) e água administrada ad libitum.

As gaiolas foram marcadas com etiquetas, nas quais constava o grupo ao

qual pertenciam os animais e seu respectivo número, facilitando a identificação.

4.1 Membrana de polipropileno (BONE HEAL®, Sistema INP, São Paulo, Brasil)

Selecionou-se uma membrana de polipropileno para a regeneração óssea

guiada. O material utilizado para a fabricação da mesma está em conformidade à

norma ASTM série D, com peso específico de 0,91 g/cm3, tensão de escoamento a

tração de 35 MPa, elasticidade a flexão de 1300 MPa, ponto de fusão de 165 ºC e

fórmula molecular:-[CH(CH3)-CH2]-n, possuindo como características principais, de

acordo com o fabricante: boa resistência química, atoxidade, boa estabilidade

térmica (ILUSTRAÇÕES 1, 2 e 3).

27

Ilustração 1. Especificações da membrana regenerativa Bone Heal®.

Ilustração 2. Forma de apresentação da membrana de polipropileno acondicionada

num tubo estéril.

Ilustração 3. Membrana Bone Heal®.

28

O produto é de uso único, de acordo com os termos da RDC 156/2006 e seu

descarte deve atender às exigências da RDC 306/2004 e as demais legislações

vigentes em nível estadual e municipal.

4.2 Procedimento Cirúrgico

Os procedimentos cirúrgicos foram realizados nas dependências do

Laboratório de Técnica Cirúrgica Experimental da Universidade de Santo Amaro

(UNISA, São Paulo).

O procedimento anestésico foi realizado pela equipe veterinária do biotério

conforme o seguinte protocolo: Cetamina (30 - 50 mg/kg/ via intramuscular); Xilasina

(5 – 10 mg/kg, via intramuscular); Meperidina (5 – 10 mg/kg, via intramuscular). Os

coelhos receberam oxigenoterapia por máscara durante todo procedimento. A

frequência respiratória e cardíaca foi monitorada por um oxímetro e acompanhada

por veterinário responsável.

Após a anestesia, a tricotomia foi realizada na área a ser operada, a calvária,

com o uso de um aparelho elétrico de barbear (ILUSTRAÇÃO 4). Procedeu-se à

antissepsia de campo com auxílio de uma escova embebida em solução degermante

de clorexidina a 2% (Rioquímica, São José do Rio Preto- Brasil). Em vista à

manutenção da assepsia durante a cirurgia, foram colocados campos estéreis sobre

cada coelho, expondo apenas a área de interesse (calvária).

29

Ilustração 4. Tricotomia na região da calvária, onde será feita a intervenção.

Após indução anestésica, preparo dos animais e infiltração com anestésico

local, a incisão foi realizada com lâmina de bisturi nº 15 na porção medial da

calvária através de um retalho de espessura total, conforme Ilustração 5. Com

auxílio de descoladores promoveu-se o deslocamento de todo periósteo expondo os

ossos parietal esquerdo e direito e o frontal (ILUSTRAÇÃO 6).

Ilustração 5. Incisão do plano cutâneo para acesso à calvária.

30

Ilustração 6. Divulsão dos tecidos da pele, muscular e subcutâneo e descolamento periosteal até exposição dos ossos parietais direito e esquerdo.

Dois defeitos ósseos bilaterais foram preparados em cada animal, com o

auxílio de uma fresa trefina com 6, 25 mm de diâmetro e broca esférica diamantada

esférica n°8 de baixa rotação, montadas em motor odontológico de implantes em

contra-ângulo, sob irrigação constante com solução fisiológica estéril

(ILUSTRAÇÕES 7 e 8).

Ilustração 7. Osteotomia com trefina para demarcação da região da confecção do defeito ósseo.

31

Ilustração 8. Cavidades defeito e teste devidamente demarcadas em largura.

Após a penetração de 1mm com a broca trefina e demarcação da largura do

defeito, foi utilizada a broca esférica em profundidade tomando o cuidado para não

romper a cortical interna da calvária e expor a dura-máter (ILUSTRAÇÃO 9). Desta

forma, conseguiu-se dois defeitos monocorticais bilaterais, conforme apresentado na

Ilustração 10.

Ilustração 9. Ostectomia com broca diamantada esférica n°8 em profundidade, dentro da largura demarcada com trefina, sem expor a dura-mater.

32

Ilustração 10. Cavidades confeccionadas e utilizadas como defeito teste e controle preparadas através de osteotomia parietal bilateral.

Concluída a execução dos defeitos, recobriu-se o grupo com a membrana de

polipropileno, que foi afixada por intermédio de tachinhas, enquanto o defeito

controle não foi recoberto (ILUSTRAÇÃO 11).

Ilustração 11. Defeito teste recoberto com membrana de polipropileno afixada com tachinhas e defeito controle descoberto.

33

A pele foi reposicionada e suturada com fio de sutura nylon 3-0 , seguida de

antissepsia com solução de iodo-polvedine na região do ferimento conforme

ilustração 12.

Ilustração 12. Sutura contínua do plano cutâneo com fio de nylon 3-0.

Após as cirurgias, os animais foram medicados com antibiótico Enrofloxacina

– 5-10mg/kg/IM e antiinflamatório Meloxican – 0,2mg/kg/IM e acompanhados até a

sua total recuperação.

4.3 Eutanásia

Decorridos os períodos experimentais de 21 e 42 dias, os coelhos foram

submetidos à eutanásia, sob responsabilidade dos médicos veterinários do biotério,

utilizando o seguinte protocolo: Cetamina- 30 mg/kg/IM; Xilasina- 5 – 10 mg/kg/IM;

Tiopental- 20 mg/kg/EV e Cloreto de potássio – 19,1% - 1 ampola /animal.

34

4.4 Remoção das Amostras

Após os procedimentos de eutanásia,a região da calvária foi exposta e a

membrana de polipropileno removida (ILUSTRAÇÕES 13 E 14).

Ilustração 13. Momento da reabertura após 42 dias e início da remoção da membrana.

Ilustração 14. Aspecto do defeito teste no momento de remoção da membrana.

35

Após a remoção da membrana e exposição dos defeitos ósseos, a coleta das

amostras foi realizada através de osteotomia com o uso de broca trefina de 13mm

(ILUSTRAÇÃO 15).

Ilustração 15. Osteotomia com trefina de 13mm para remoção da área do defeito.

Depois da osteotomia de espessura total foi realizada a remoção da amostra

com cuidado sempre com o apoio em osso hígido para preservação do osso em

reparação a ser estudado (ILUSTRAÇÃO 16).

36

Ilustração 16. Remoção cuidadosa da região da amostra.

Logo após a remoção, as amostras dissecadas foram analisadas

macroscopicamente e as observações registradas e fotografadas (ILUSTRAÇÕES

17 e 18). Em seguida, foram fixadas em paraformoldeido 10%, para análise

histológica.

Ilustração 17. Aspecto macroscópico da amostra removida para estudo histológico.

37

Ilustração 18. Observação da pequena espessura da calvária na amostra removida.

4.5 Análise histológica

Em vistas à análise microscópica, as amostras foram imediatamente fixadas

em formol 10% por cinco dias e descalcificadas durante quatro dias em solução

aquosa 20% de citrato de sódio e solução aquosa 12,5% de ácido fórmico antes de

incluir em parafina.

Após os protocolos histotécnicos de descalcificação, inclusão, diafanização,

clarificação, coloração (hematoxilina – Eoasina e Tricômico de Mallory) e

montagem, as lâminas agora confeccionadas foram divididas em dois grupos

(ANEXO 3) a saber:

• Grupo Controle – amostras do defeito em calvária sem recobrimento com

membrana de polipropileno, subdivididos em controle com 21 dias de

reparação e controle com 42 dias de reparação após a realização do defeito

em calvária.

• Grupo Teste – amostras do defeito recoberto com membrana de

polipropileno, subdivididos em teste com 21 dias de reparação e teste com

42 dias após a realização do defeito em calvária.

38

Avaliou-se, histologicamente, as seguintes características, baseadas em

Kierszenbaum (2008):

1 - Presença de Processo Inflamatório: infiltrado inflamatório, hemorragia,

edema e formação de tecido de granulação.

2 – Fase de Reparação Óssea: angiogênese, presença de fibroblastos ativos,

reação periosteal e endosteal.

3 – Fase de Remodelação Óssea:

3.1 – Tecido Ósseo Compacto: fases de ativação, reabsorção

osteoclástica, reversão osteoblástica e formação de osso lamelar (ósteons).

3.2 – Tecido Ósseo Trabecular (Esponjoso): fases de ativação,

reabsorção osteoclástica, reversão osteoblástica e formação de trabéculas.

4 – Presença de matriz osteóide e mineralização.

5 – Formação de tecido hematopoiético.

Cada característica acima citada foi analisada semiquantitativamente de

acordo com os graus de intensidade a saber: ausente (-), discreto (+), moderado

(++) e acentuado (+++).

4.6 Análise Estatística

Para a análise estatística dos resultados aplicou-se o teste exato de Fisher

(Siegel, 2006) com a finalidade de comparar os grupos controle e teste em relação

às porcentagens de casos com intensidades de reações diferentes. Em todos os

testes fixou-se o nível de significância em 0,05 ou 5%.

39

5 RESULTADOS

Os procedimentos cirúrgicos não implicaram em nenhuma intercorrência com

boa recuperação e disponibilidade para alimentação. Não ocorreu deiscência da

pele, sinais de infecção local ou sistêmica, nem mesmo extrusão do biomaterial

implantado.

Macroscopicamente, no momento de coleta das amostras, observou-se

ausência de interposição de tecido mole entre a barreira e a área de defeito

(ILUSTRAÇÃO 19).

Ilustração 19. Aspecto macroscópico da calvária após a eutanásia: a membrana estava bem colocada em todas as amostras sem interposição de tecido entre a

barreira e a área do defeito.

Os defeitos do grupo teste apresentavam uma consistência mais rígida, com

um tecido mais organizado, endurecido e menos fibroso, quando comparados com

os defeitos do grupo controle, tanto aos 21, como aos 42 dias de reparação.

Comparado com o tecido ósseo vizinho, o tecido do defeito teste apresentava-se

menos compacto, típico de tecido osteóide (ILUSTRAÇÃO 20).

40

Ilustração 20. Diferença macroscópica da reparação óssea nas regiões dos defeitos teste (T) e controle (C), evidenciada principalmente com 42 dias de reparação.

5.1 Avaliação histológica

Nas amostras do Grupo Controle com 21 dias de reparação, notaram-se

predominantemente as seguintes características histológicas, que são observadas

nas ilustrações 21 e 22:

• Ausência de infiltrado celular inflamatório. Angiogênese, edema e

hemorragia difusos.

• Presença de periósteo altamente fibroso e tecido fibroso infiltrante.

• Presença de fibras colágenas em alta quantidade.

• Presença multifocal de matriz osteóide não mineralizada (calcificada).

• Presença de tecido hematopoiético mal formado com tecido adiposo

predominante.

• Presença de alto depósito de fibras colagenosas fibrosas.

• Tecido ósseo cortical focalmente ausente em algumas regiões.

• Alguns ósteons irregulares. Osso lamelar em formação.

T

C

41

• Tecido ósseo trabecular em formação.

Ilustração 21. Grupo Controle 21 dias: HE – 50x. Nota-se periósteo altamente fibroso em angiogênese (ASTERISCO) com tecido fibroso. Osso cortical estreito (SETA VASADA) e tecido ósseo trabecular em início de formação (SETA PRETA).

Ilustração 22. Grupo Controle 21 dias: Tricômico de Mallory– 200x. Osso cortical. Nota-se infiltração fibrosa (SETAS VASADAS) e extensas áreas pouco mineralizadas

(ASTERISCOS).

42

Nas amostras do Grupo Controle com 42 dias de reparação notaram-se

predominantemente as seguintes características histológicas conforme ilustrações

23 a 26:

• Ausência de infiltrado celular inflamatório.

• Presença de periósteo moderadamente fibroso e endósteo discretamente

reativo este com osteoblastos em monocamadas. Presença de tecido

conjuntivo fibroso.

• Presença de fibras colagenosas.

• Presença de linha cimentante visível com moderada quantidade de matriz

osteóide e focos de mineralização (calcificação), seja em osso trabecular,

seja em osso cortical.

• Presença de tecido hematopoiético em formação com tecido adiposo

predominante.

• Presença discreta de depósito de fibras colagenosas fibrosas.

• Alguns ósteons irregulares. Áreas com osso lamelar em formação.

• Tecido ósseo trabecular com trabéculas incompletas.

43

Ilustração 23. Grupo Controle 42 dias: Tricômico de Mallory - 200x. Osso Esponjoso. Nota-se a presença de depósitos de fibras colagenosas fibrosas em discreta quantidade de coloração avermelhada. Projeção de novo tecido ósseo (osteóide) com linha cimentante visível (SETA VASADA). Tecido hematopoiético organizado (Asterisco). Focos de osso lamelar em formação (SETAS PRETAS).

Ilustração 24. Grupo Controle 42 dias: Tricômico de Mallory– 200x. Osso Cortical. Nota-se a presença de depósitos de fibras colagenosas fibrosas em discreta

quantidade de coloração avermelhada (acima a direita). Osso lamelar em formação com focos entrelaçados de colágeno (Osso não lamelar – SETAS).

44

Ilustração 25. Grupo Controle 42 dias: HE– 100x. Osso Cortical e Esponjoso. Focos de mineralização (calcificação) (SETAS VASADAS) e monocamadas de

osteoblastos (SETA PRETA).

Ilustração 26. Grupo Controle 42 dias: Tricômico de Mallory– 100x. Nota-se invasão de tecido conjuntivo fibroso (SETAS VASADAS).

Nas amostras do Grupo Teste com 21 dias de reparação notaram-se

predominantemente as seguintes características histológicas conforme Ilustrações

27 e 28:

45

• Ausência de infiltrado celular inflamatório. Angiogênese, edema e

hemorragia difusos.

• Presença de periósteo altamente fibroso. Menor infiltração de tecido fibroso.

• Presença de fibras colágenas em alta quantidade.

• Presença de tecido hematopoiético em formação com tecido adiposo

predominante.


• Alguns ósteons e osso lamelar em formação.

• Tecido ósseo trabecular em formação.

Ilustração 27. Grupo Teste 21 dias: HE – 100x. Nota-se maior desenvolvimento de osso trabecular (SETA VASADA) com melhor evidenciação de espaços intertrabeculares (futura tecido hematopoiético – SETA

PRETA).

46

Ilustração 28. Grupo Teste 21 dias: Tricômico de Mallory– 200x. Osso cortical. Nota-se maior mineralização em osso lamelar em formação.

Nas amostras do Grupo Teste com 42 dias de reparação notaram-se

predominantemente as seguintes características histológicas conforme figuras 29 a

32:

• Ausência de infiltrado celular inflamatório.

• Presença de periósteo moderadamente fibroso e endósteo discretamente

reativo com osteoblastos em monocamadas.

• Presença de fibras colagenosas.

• Presença de linha cimentante visível com moderada quantidade de matriz

osteóide e focos de mineralização (calcificação), seja em osso trabecular ou

osso compacto.

• Presença de tecido hematopoiético em formação adiantada.


• Presença de ósteons e osso lamelar bem formado.

• Tecido ósseo trabecular com focos de trabéculas completas.

•

47

Ilustração 29. Grupo Teste 42 dias: Tricômico de Mallory– 200x. Osso Esponjoso. Nota-se a presença de depósitos de fibras colagenosas fibrosas em alta quantidade de coloração avermelhada. Projeção de novo e proeminente tecido ósseo (osteóide) com linha cimentante visível (SETA PRETA). Tecido hematopoiético bem organizado

e envolvido por trabéculas (ASTERISCO). Osso lamelar formado com lamelas concêntricas (SETAS VASADAS).

Ilustração 30. Grupo Teste 42 dias: Tricômico de Mallory– 400x. Osso Cortical. Nota-se alto depósito de fibras colagenas fibrosas de coloração avermelhada (abaixo

a esquerda). Nota-se ainda a formação de um ósteon (SETA VASADA).

48

Ilustração 31. Grupo Teste 42 dias: HE– 100x. Osso Cortical e Esponjoso. Tecido ósseo lamelar em formação com ósteons em formação (SETAS).

Ilustração 32. Grupo Tese 42 dias: Tricômico de Mallory– 100x. Osso lamelar formado com diversos ósteons em formação (SETAS PRETAS).

Os achados histológicos e a avaliação semiquantitativa de cada animal dos

dois grupos estudados são apresentados nas tabelas 1, 2, 3 e 4, nas quais pode-se

observar que as reações teciduais responsáveis pelos processos de neoformação

49

óssea aparecem mais tardiamente no grupo controle, quando comparadas ao grupo

teste.

Tabela 1. Grupo Teste (21 dias). Análise semiquantitativa do defeito ósseo recoberto com membrana de polipropileno em calvária de coelhos.

Identificação do animal

Característica histológica

T11 T56 T57 T59 T60 T61 T63 T64

Intensidade: - = ausente; + = discreto; ++ = moderado; +++ = acentuado

Tabela 2. Grupo Teste (42 dias). Análise semiquantitativa do defeito ósseo recoberto com membrana de polipropileno em calvária de coelhos.



T21 T22 T25 T26 T27 T29 T54 T55


Reação inflamatória + + + + - + + -

Linha cimentante ++ + + ++ + ++ ++ ++

Tecido fibroso ++ ++ ++ ++ + ++ ++ +

Tecido osteóide ++ + ++ ++ + ++ + ++

Tecido hematopoiético + + + + + + + +

Tecido ósseo trabecular + + + + ++ + + +

Tecido ósseo cortical + + + + + + + +

Reação inflamatória - - - - - - - - Linha cimentante ++ + + ++ ++ ++ ++ ++

Tecido fibroso + ++ + + ++ + ++ ++ Tecido osteóide ++ + ++ ++ + ++ ++ ++

Tecido hematopoiético ++ + ++ ++ + ++ ++ ++ Tecido ósseo trabecular ++ + ++ ++ ++ ++ ++ ++

Tecido ósseo cortical +++ ++ ++ +++ ++ +++ +++ +++

50

Tabela 3. Grupo Controle (21 dias). Análise semiquantitativa do defeito ósseo sem recobrimento com membrana em calvária de coelhos.


Tabela 4. Grupo Controle (42 dias). Análise semiquantitativa do defeito ósseo sem recobrimento com membrana em calvária de coelhos.



T21 T22 T25 T26 T27 T29 T54 T55


5.2 Análise Estatística

Baseado nos resultados obtidos, foi feita a análise estatística, cujas tabelas

encontram-se no Anexo 4.

5.3 Resultados

A avaliação estatística permitiu verificar que:

• Não houve diferença nos padrões de reação inflamatória nos grupos teste e

controle (TABELA 7; ANEXO 4);



C11 C56 C57 C59 C60 C61 C63 C64

Reação inflamatória + + + + ++ + + + Linha cimentante + + + + + + + +

Tecido fibroso ++ ++ ++ ++ +++ ++ +++ ++ Tecido osteóide + + + + + + + +

Tecido hematopoiético + + + + - + - - Tecido ósseo trabecular - + + - - + - -

Tecido ósseo cortical + + + + - + + +

Reação inflamatória - - - - - - - -

Linha cimentante ++ + + ++ + ++ + ++

Tecido fibroso ++ ++ ++ ++ + ++ ++ ++

Tecido osteóide ++ + + + ++ ++ ++ +

Tecido hematopoiético ++ + ++ ++ ++ ++ ++ ++

Tecido ósseo trabecular ++ ++ ++ ++ +++ ++ +++ ++

Tecido ósseo cortical ++ ++ ++ ++ +++ ++ +++ ++

51

• Houve diferença significante na presença de linha cimentante no grupo

teste com 21 dias de reparação, comparado ao grupo controle (TABELA 11;

ANEXO 4);

• Houve menor invasão de tecido conjuntivo fibroso no grupo teste, embora

não estatisticamente significante (TABELA 13; ANEXO 4);

• Houve diferença significante na presença de tecido osteóide no grupo teste

com 21 dias de reparação, comparado ao grupo controle (TABELA 17;

ANEXO 4);

• Houve diferença significante no desenvolvimento e mineralização de

estruturas ósseas trabeculares no grupo teste com 21 dias de reparação,

comparado ao grupo controle (TABELA 20; ANEXO 4);

• Houve discreto a moderado aumento na formação tecido cortical no grupo

teste comparado ao grupo controle, embora não estatisticamente

significante (TABELA 25; ANEXO 4);

• Houve discreto a moderado aumento na formação de tecido ósseo lamelar

(maduro) no grupo teste comparado ao grupo controle.

Na Figura 33 é apresentado um esquema dos passos seguidos durante a

pesquisa.

52

1616

2 defeitos cada 2 defeitos cada coelhocoelho

GRUPO CONTROLE (sem membrana)GRUPO CONTROLE (sem membrana)GRUPO CONTROLE (sem membrana) GRUPO TESTE (com membrana)GRUPO TESTE (com GRUPO TESTE (com membrana)membrana)

8 defeitos (C11, C56, C57, C59, C60, C61, C63, C64)8 defeitos (C11, C56, C57, 8 defeitos (C11, C56, C57, C59, C60, C61, C63, C64)C59, C60, C61, C63, C64)

8 defeitos (C21, C22, C25, C26, C27, C29, C54, C55)8 defeitos (C21, C22, C25, 8 defeitos (C21, C22, C25, C26, C27, C29, C54, C55)C26, C27, C29, C54, C55)

8 defeitos (T11, T56, T57, T59, T60, T61, T63, T64)8 defeitos (T11, T56, T57, 8 defeitos (T11, T56, T57, T59, T60, T61, T63, T64)T59, T60, T61, T63, T64)

8 defeitos (T21, T22, T25, T26, T27, T29, T54, T55)8 defeitos (T21, T22, T25, 8 defeitos (T21, T22, T25, T26, T27, T29, T54, T55)T26, T27, T29, T54, T55)

21 dias reparação21 dias 21 dias reparareparaççãoão




AnAnáálise histollise histolóógicagica1.1. REAREAÇÇÃO INFLAMATÃO INFLAMATÓÓRIARIA2.2. LINHA CIMENTANTELINHA CIMENTANTE3.3. TEC. FIBROSOTEC. FIBROSO4.4. TEC. OSTETEC. OSTEÓÓIDEIDE5.5. TEC. HEMATOPOITEC. HEMATOPOIÉÉTICOTICO6.6. TEC. TEC. ÓÓSSEO TRABECULARSSEO TRABECULAR7.7. TEC. TEC. ÓÓSSEO CORTICALSSEO CORTICAL

‐‐ ausente, + discreto, ++ moderado,+++acentuado‐‐‐‐ ausente, + discreto, ++ moderado,+++acentuadoausente, + discreto, ++ moderado,+++acentuado

AnAnáálise estatlise estatíísticasticaTeste Exato de Fischer (Siegel, 2006)Teste Exato de Fischer (Siegel, 2006)NNíível de significância em 0,05 ou 5%vel de significância em 0,05 ou 5%

53

6 DISCUSSÃO

A literatura sobre Regeneração Óssea Guiada (ROG) é vasta, porém ainda há

muitos pontos a serem pesquisados e discutidos, não existindo atualmente, uma

barreira física ideal. Alguns autores dão preferência a barreiras físicas de PTFE,

porque promovem maior crescimento do tecido ósseo com qualidade mais densa, ao

contrário das barreiras absorvíveis, onde os produtos de sua degradação podem

produzir um processo inflamatório local, levando a uma menor formação óssea. A

necessidade de um segundo tempo cirúrgico para remoção de barreiras não-

absorvíveis representa uma das principais desvantagens da sua utilização. Por outro

lado, algumas membranas absorvíveis podem falhar na manutenção do isolamento

da área a ser regenerada (MONTEIRO et al, 2008).

O presente trabalho optou por estudar uma barreira física de polipropileno,

não- reabsorvível, levando em conta as suas qualidades favoráveis para uso clínico,

disponibilidade, características de biocompatibilidade e biofuncionalidade.

Selecionou-se então um modelo experimental adequado para caracterizar a

biocompatibilidade do material e a possibilidade de promover a ROG.

A despeito de características favoráveis e dos relatos de casos clínicos

apresentados por Salomão e Siqueira (2009; 2010), contrapõe-se uma escassez de

estudos utilizando esse material, visto ser novo no mercado, o que torna o

experimento pioneiro na utilização do mesmo em modelo experimental em coelhos.

Talvez o fator mais importante que justifica o presente estudo reside no fato

deste material apresentar características que confrontam alguns conceitos rígidos

dentro da Implantodontia. Dentre estes, está a capacidade dessa membrana ser

removida em menor tempo, ser deixada intencionalmente exposta ao meio bucal e

de não ser necessário nenhum tipo de biomaterial no preenchimento desses

defeitos. Somando-se essas características, o beneficiado seria o paciente, tornando

válida essa discussão.

Em relação à cirurgia realizada nesse experimento, os defeitos foram

confeccionados preservando-se parcialmente a cortical interna da calvária com o

intuito de facilitar a sua regeneração e não expor as meninges, evitando assim

complicações neurológicas e infecções (MONTEIRO et al, 2007). Contudo, em

54

trabalhos anteriores, que valeram-se da calvária de coelhos na metodologia, quando

da confecção do defeito ósseo, toda a calvária foi removida em espessura com a

broca trefina até expor a dura-mater, tornando o defeito bicortical (LUNDGREN et al,

1997; AABOE et al, 1998; MAROUF e EL-GUINDI, 2000; STAL et al, 2001;

QUEIROZ et al, 2006; MOURA, 2007; MONTEIRO et al, 2008). O motivo da

bicorticalização do defeito, talvez seja a dificuldade de sua confecção, uma vez que

a calvária do coelho tem uma espessura muito reduzida, em torno de 1,5mm.

Utilizou-se, por tal motivo, nesse estudo a broca trefina, apenas para demarcar a

largura e uma broca diamantada esférica que realizou o desgaste em profundidade

com maior parcimônia na tentativa de evitar a exposição da dura-máter.

Através desse tipo de defeito ósseo com preservação da cortical interna foi

favorecido um dos pontos cardeais da ROG, que é o processo de solicitação-

resposta, ou seja, a quantidade de osso que o tecido pode oferecer (CRUZ, 2006).

No presente estudo essa solicitação-resposta foi positiva, uma vez que a quantidade

óssea solicitada a ser regenerada era plausível com um substrato natural. Quando a

quantidade óssea solicitada é bem maior que a quantidade óssea remanescente,

ocorre um processo de solicitação-resposta negativa e, nesse caso, é conveniente a

agregação de material de enxerto ao substrato.

A técnica de ROG utilizada nesse experimento vale-se apenas de sangue

como substrato natural, uma vez que o objetivo é a substituição total do osso

perdido por osso novo e igual ao original. Nesse caso, o padrão de referência é o

coágulo, elemento natural e adequado à migração e proliferação celular, difusão de

líquidos, angiogênese e osteogênese, diferente de outros estudos que quando se

valeram deste modelo experimental para estudar ROG em coelhos, utilizaram

diferentes tipos de biomateriais para preenchimento dos defeitos ósseos

(LUNDGREN et al, 1997; LEE et al, 2001; MIYAMOTO et al, 2004; JUNG et al, 2006;

QUEIROZ, 2006; LAUREANO FILHO et al, 2007; HE et al, 2008). Nesses casos em

que se agrega material de enxerto ao substrato observa-se um processo de

reparação sem regeneração total da área em questão, uma vez que tal material

torna-se diferente do original, pois precisa ser removido e substituído pelo tecido

ósseo vivo.

55

O substrato então está na dependência da necessidade; assim, para uma

solicitação-resposta negativa, o substrato pode conter um material agregado

(enxerto) onde se consegue um processo de cicatrização. Para uma solicitação-

resposta positiva, o substrato é elemento natural (coágulo) onde se obtém a

regeneração.

Quanto aos períodos de avaliação, há uma grande variação nos diversos

estudos de sete, 15, 21, 35 e 60 dias (MONTEIRO et al, 2007); 10, 20 e 30 dias

(ASLAN, SIMSEK e GAIY, 2004); 15, 30 e 60 dias (QUEIROZ et al, 2006); 15, 30, 60

e 90 dias (MOURA, 2007); 15, 30, 60 e 90 dias (MONTEIRO et al, 2008); duas,

quatro, seis e oito semanas (HE et al, 2008); quatro semanas (JUNG et al, 2006);

quatro semanas (LEE et al, 2001); seis semanas (ITO et al, 1998); oito semanas

(AABOE et al, 1998); uma, duas, seis e 12 semanas (NISCHIMURA, SHIMIZU e

OOYA, 2004); duas, quatro, oito e 12 semanas (OKAZAKI et al, 2005); quatro, oito e

12 semanas (KIM et al, 2005); 12 semanas (LUNDGREN et al, 1997); três meses

(MACEDO et al, 2004); quatro, sete e 15 semanas (LAUREANO FILHO et al, 2007);

quatro, 12 e 24 semanas (BUSER, 1998). Portanto, não há um consenso quanto ao

tempo de avaliação nos modelos estudados, sendo estes determinados segundo o

que se deseja estudar.

Deve-se aqui relembrar que o primeiro estudo em animais, com o objetivo de

avaliar a possibilidade da aplicação do princípio da regeneração tecidual guiada na

regeneração óssea foi conduzido por Dahlin et al (1988), onde praticamente

completa reparação óssea dos defeitos teve lugar depois de três semanas no lado

onde as membranas oclusivas foram colocadas, e foi observado um completo

preenchimento ósseo no lado teste após seis semanas.

Neste trabalho a reparação foi estudada em dois tempos distintos de três e

seis semanas, com o intuito de avaliar qualitativamente a reparação óssea. Segundo

Roberts e Garetto (2000), o ciclo de remodelagem óssea em coelhos é de seis

semanas, diferente dos cães que é de 12 semanas e dos humanos que é de 17

semanas. Portanto após o período de seis semanas as alterações em coelhos as já

sofreriam certa estabilização, que não interferiria no resultado da análise em

questão. Considerando que se almeja uma resposta rápida do organismo frente ao

processo de reparação, o tempo de avaliação de três semanas, torna-se o alvo

56

principal desse estudo, devendo-se lembrar da característica da membrana de ser

removida anteriormente ao tempo habitual consagrado na literatura.

Quanto à avaliação macroscópica, não houve interposição de tecido mole

entre a barreira de polipropileno e a região do defeito, o que é considerado muito

importante, pois significa que a barreira estudada conferiu o adequado isolamento

da região, princípio básico da regeneração, evitando a competição com os tecidos

moles. A membrana promoveu o adequado isolamento, separando o tecido em

reparação dos tecidos adjacentes. Devemos lembrar das colocações de Buser et al

(1990), que para criar e manter o espaço com geometria adequada, a membrana

deve suportar seu próprio peso, resistir à pressão do tecido subjacente e suportar as

forças externas. O colapso da membrana elimina o espaço e prejudica a

regeneração óssea. Uma membrana deve ter rigidez suficiente para manter o

espaço, entretanto, deve também adaptar-se ao contorno ósseo sem apresentar

recuperação elástica e retornar à sua forma original. Quanto melhor a adaptação da

membrana, mais completa será a regeneração.

Ainda em relação aos aspectos macroscópicos, constatou-se a ausência de

qualquer infecção, visto que a impermeabilidade da membrana de polipropileno

promoveu o isolamento bacteriano. Os defeitos do grupo teste apresentavam uma

consistência mais rígida, com um tecido mais organizado e endurecido quando

comparados com os defeitos do grupo controle, em ambos os períodos de avaliação.

Quando comparados com o tecido ósseo hígido adjacente ao defeito, o defeito do

grupo teste apresentava-se menos compacto, típico de tecido osteóide,

provavelmente pela precocidade da observação e imaturidade do tecido ósseo

formado.

Histologicamente, observou-se que não ocorreram alterações significativas

entre os grupos controle e teste em relação a reações inflamatórias, sejam estas

avaliadas pelo infiltrado celular, edema, hemorragia ou angiogênese, demonstrando

que o processo não apresenta resposta de corpo estranho. Isto se deve à inércia

química do polipropileno, o que lhe confere biocompatibilidade, ou seja, não induz

reações no organismo, fator importante para a utilização do mesmo.

Verificou-se que aos 21 dias de reparação, tanto no teste como no controle,

que as amostras ainda apresentavam alguma evidência inflamatória, principalmente

57

de origem hidro e/ou hemodinâmica, processo este fisiológico independente do uso

do biomaterial testado. A reação periosteal foi marcante em praticamente todas as

amostras, demonstrando, deste modo, independentemente do grupo, grande

atividade periosteal durante osteogênese.

Observou-se uma presença significativamente maior de linha cimentante no

grupo teste comparado ao controle aos 21 dias de reparação. Estas linhas separam

os ósteons das lamelas intersticiais e indicam uma mais rápida osteogênese nesse

grupo (KIERSZENBAUM, 2008).

Uma quantidade maior de tecido fibroso apresentou-se no grupo controle aos

21 dias e aos 42 dias de reparação, embora não estatisticamente significativa, o que

pode ser explicado pelo não isolamento dos defeitos nesse grupo, conferindo aos

mesmos uma maior competição tecidual, ao contrário do grupo teste.

O tecido osteóide é uma matriz extracelular óssea recém-sintetizada, e foi

gradualmente depositado na forma de faixas ou lamelas em quantidade

significativamente maior no grupo teste aos 21 dias de reparação comparado ao

grupo controle. Tal fato evidencia que os osteoblastos, que são aprisionados no

interior deste tecido, provavelmente irão se tornar osteócitos mais rapidamente

nesse grupo, devido à calcificação prematura dessa matriz . Estes indícios podem

confirmar que no grupo teste há a aceleração da deposição de minerais em matriz

osteóide, principalmente em osteogênese de osso trabecular.

No processo de ossificação intramembranosa, como os ossos chatos do

crânio, numerosos centros de ossificação se desenvolvem e, finalmente, se fundem,

formando uma rede de trabéculas anastomosadas, que se assemelham a uma

esponja; este é tecido ósseo esponjoso ou trabecular, que também se apresentou

significativamente maior no grupo teste aos 21 dias de reparação, confirmando a

aceleração da osteogênese nesse grupo.

Houve diferença estrutural aos 21 dias de reparação tanto no grupo teste

como no controle quanto à osteogênese do osso cortical. No controle, apresentou-se

mais delgado e por vezes ausente, enquanto que nas amostras do grupo teste

ocorreu uma formação mais sólida, caracterizando um osso lamelar melhor formado,

mais mineralizado e com aprisionamento de osteócitos. Em relação aos ósteons,

verificaram-se poucas alterações, sendo que os grupos teste de 21 e de 42 dias de

58

reparação apresentaram estes elementos ligeiramente mais maduros (com lamelas

concêntricas em maior quantidade), que poderia ser explicado por uma maior

aceleração da fase reversão ou formação osteoblástica.

Estas diferenças histológicas qualitativas evidenciadas principalmente aos 21

dias de reparação tornam o estudo motivador, uma vez que ilustram o fato da

técnica de ROG com barreira de polipropileno acelerar a osteogênese.

Apesar deste trabalho e dos relatos de casos de Salomão e Siqueira (2009;

2010) apresentarem resultados favoráveis à utilização da membrana de

polipropileno, tanto em coelhos quanto em humanos, ainda são necessários estudos

subsequentes para confirmar a perspectiva inicial das vantagens deste material

sobre os outros disponíveis no mercado.

59

7 CONCLUSÕES

O padrão de resposta inflamatória não apresentou diferença entre os grupos.

Aos 21 dias, o grupo que fez uso de membrana de polipropileno apresentou

superioridade quanto ao processo de reparação, comprovada pela presença de linha

cimentante, tecido osteóide, menor invasão de tecido conjuntivo fibroso e

desenvolvimento e mineralização de estruturas ósseas trabeculares.

Embora com 42 dias o grupo teste tenha apresentado maior presença de

linha cimentante, tecido osteóide, tecido cortical e menor presença de tecido fibroso,

não foram observadas diferenças significativas entre os grupos nesse período.

Assim, no modelo estudado e com os métodos utilizados, a membrana de

polipropileno apresentou-se como um material biocompatível, capaz de promover a

ROG.

60

REFERÊNCIAS

AABOE, M.; PINHOLT, E. M.; SCHOU, S.; HJORTING-HANSEN E. Incomplete bone regeneration of rabbit calvarial detects using different membranes. Clin Oral Implants Res, v. 9, n.5, p. 313-20, 1998. ANDRADE-ACEVEDO, R.; TRENTIN, M. S.; MARCANTONIO JR, E. Bases clínicas e biológicas da regeneração óssea guiada (ROG) associada a barreiras ou membrans. Ver Bras Implantodont Prótese Implant, v. 11, n. 43, p. 2251-7, 2004. ASLAN, M.; SIMSEK, G.; GAYI, E. Guided Bone Regeneration (GBR) on Healing Bone Defects: A Histological Study in Rabbits. J Contemp Dent Pract, v. 5, n. 2, p. 114-23, May, 2004. BARTEE B. K. Extraction site reconstruction for alveolar ridge preservation. Part 1: rationale and materials selection. Journal of Oral Implantology, p. 187-93, 2001. BOSCH, C.; MELSEN, B.; VARGERVIK, K. Guided bone regeneration in calvarial bone defects using polytetrafluoroethylene membranes. Cleft Palate-Craniofacial Journal, v. 32, n. 4, 1995. BOYNE, P. J. Regeneration of alveolar bone beneath cellulose acetate filter implants. J Dent Res, v.43, p. 827-31, 1964. BRÅNEMARK, P. I. Osseointegration and its experimental background. J Prosthet Dent, n. 50, p. 399-410, 1983. BUSER, D. 20 Anos de Regeneração Óssea Guiada na Implantodontia. São Paulo: Quintessence, 2010. BUSER, D.; BRÄGGER, U.; LANG, N. P; NYMAN, S. Regeneration and enlargement of jaw bone using guided tissue regeneration. Clin Oral Impl Res, n.1, p. 22-32, 1990. BUSER, D.; HOFFMANN, B.; BERNARD, J. P.; LUSSI, A.; METTLER, D.; SCHENK, R. K. Evaluation of filling materials in membrane-protected bone defects. A comparative histomorphometric study in the mandible of miniature pigs. Clinical Oral Implants Research, v. 9, p. 137-50, 1998.

61

CAMPBELL, J. B., BASSETT, C. A. L. The Surgical application of monomolecular (Millipore) to bridge gaps in peripheral nerves and to prevent neuroma formation. Surg Forum, v. 7, p. 570-80, 1956. CARDAROPOLI, G.; ARAÚJO, M.; LINDHE, J. Dynamics of bone tissue formation in tooth extraction sites. An experimental study in dogs. J Clin Periodontol, n. 30, p. 809–818, 2003. CARVALHO, H. F.; BUZATO, C. B. C. Células: uma abordagem multidisciplinar. São Paulo: Manole, 2005. CARVALHO, P. S. P.; BASSI, A. P. F.; PEREIRA, L. A. V. D. Revisão e proposta de nomenclatura para os biomateriais. Implant News v. 1, n. 3, p 255-60, 2004. CONSOLARO, A. et al. Avaliação de implantes de osso bovino liofilizado ‘’Osseobond’’_ e membrana reabsorvível de osso bovino liofilizado - Estudo microscópico em tíbia de ratos. Revista Brasileira de Implantodontia, v. 4, n. 1, p. 8-14; Niterói: jan./fev 1997. CORDIOLI, M. A. G.; PUSTIGLIONI, F. E.; GEORGETTI, M. A. P. Reparação óssea alveolar pós-exodontia em cães, com e sem o uso de membrana de PTFE-e – análise Histológica. RPG Rev Pós Grad, v.7, n.4, p. 320-27, 2000. CRUZ, M. Regeneração Guiada Tecidual. São Paulo: Santos, 2006. CRUZ, M.; REIS, C. C.; SILVA, V. C. Utilização da Allumina® (Al2O3) como filtro biológico na regeneração guiada dos tecidos. Odontol Mod. v.18, n. 5, p. 20, 1991. D’ACAMPORA, A. J.; JOLI, F. S.; TRAMONTE, R. Expanded polytetrafluoroethylene and propylene in the repairing of abdominal wall defects in Wistar rats: comparative study. Acta Cirurgica Brasileira, v. 21, n. 6, nov-dez, 2006. DAHLIN C.; LINDE, A. Healing of bone defects by guided tissue regeneration. Plast Reconstr Surg, v. 8, p. 672-76, 1998. GOTTLOW, J.; NYMAN, S.; KARRING, T. New Attachment Formation as the Result of Controlled Tissue Regeneration. J Clin Periodontol, v. 11, n. 8, p. 494-503, sept. 1984.

62

HARKNESS, J. E.; WAGNER, J. E. Biologia e clínica de coelhos e roedores. São Paulo: Roca; 1993. HE, H.; HUANG, J.; PING, F.; SUN, G.; CHEN, G. Calcium Alginate Film used for guided bone regeneration in mandible defects ins a rabbit model. The Journal of Craniomandibular Practice, v. 26, n. 1, jan 2008. HURLEY, A. L.; STINCHFIELD, F. E.; BASSET, C. A. L.; LYON, W. H. The rohe of soft. Tissues in osteogenesis. J. Bone Joint Surg, p. 412, 1959. IRINAKIS, T.; PERIO, D. Rationale for socket preservation after extraction of a single-rooted tooth when planning for future implant placement. J Can Dent Assoc, v. 72, n. 10, p. 917-22, 2006. IRINAKIS, T.; TABESH, M. Preserving the socket dimensions with bone grafting in single sites: An esthetic surgical approach when planning delayed implant placement. Journal of Oral impiantoiogy, v. XXXIII, n. 3, 2007. ITO, K.; NANBA, K.; MURAI, S. Effects os bioabsorbable and non-resobable barrier membranes on bone augmentation in rabbit calvaria. J Periodontol, v. 69, p. 1229-31, 1998. JUNG, R. E.; ZWAHLEEN, R.; WEBER, F. F. E.; MOLENBER, A.; van LENTHE, G. H.; HAMMERLE, C. H. F. Evaluation of an in situ formed synthetic hydrogel as a biodegradable membrane for guided bone regeneration. Clin Oral Implant Res, v. 17, p. 426-33, 2006. KAHNBERG, K. E. Restoration of Mandibular Jaw Defects in the Rabbit by Subperiosteally Implanted Teflon® Mantle Leaf. Int J Oral Surg, v. 8, p. 449-56, 1979. KIERSZENBAUM, A. L. Histologia e Biologia Celular: uma introdução à patologia. 2. ed. Rio de Janeiro: Elsevier, 2008. KIM , K. H.; JEONG, L.; PARK , H. N.; SHIN, S. Y.; PARK, W. H.; LEE, S. C.; KIM , T. I.; PARK, Y. J.; SEOL, Y. J.; LEE, Y. M.; KU, Y.; RHYU, I. C.; HAN, S. B.; CHONG, P. C. Biological efficacy of silk fibroin nanofiber membrane for guided bone regeneration. Journal of Biotechnology , v. 120, p. 327-339, 2005. LAUREANO, J. R. FILHO; CASTELO BRANCO, B. de L.; ANDRADE, E. S. S.; BARBOSA, J. R. de A. Comparação histológica entre o osso desmineralizado e o

63

polímero de mamona sobre a regeneração óssea. Rev Bras Otorrinolaringol, v. 73, n. 2, p. 186-92, 2007. LEE, S. J.; PARK, Y. J.; PARK, S. N.; LEE, Y. M.; SEOL, Y. J.; KU, Y.; CHUNG, C. P. Molded porous poly (L-lactide) membranes for guided bone regeneration with enhanced effects by controlled growth factor release. J Biomed Mater Res, v. 5, n. 55, p. 295-303, Jun 2001. LEKOVIC, V.; KENNEY, E. B.; WEINLAENDER, M.; HAN, T.; KLOKKEVOLD, P.; NEDIC, M.; ORSINI, M. Tooth Extraction. Report of 10 Cases. J Periodontol, v. 68, p. 563-70, 1997. LINDHE, J. Tratado de Periodontia clínica e implantologia. 3. ed. Rio de Janeiro: Guanabara Koogan, 2005. LUNDGREN, A. K.; LUNDGREN, D.; SENNERBY, I.; GOTTLOW, J.; NYMAN, S. Augmentation of skull bone using a bioresorbable burrier supported by autologous bone crafts. Na intral-individual study in rabbit. Clin Oral Impl Res, v. 8, p. 90-5, 1997. MACEDO, N. L. de; MATUDA, F. da S.; MACEDO, L. G. S. C. de; MONTEIRO, A. S. F.; VALERA, M. C.; CARVALHO, Y. R. Evaluation of two membranes in guided bone tissue regeneration: histological study in rabbits. Braz J Oral Sci, v. 3, n. 8, Jan/March 2004. MAROUF, H. A.; EL-GUINDI, H. M. Efficacy of high-density versus semipermeable PTFE membranes in an elderly experimental model. Oral Surg Oral Med Oral Pathol Oral Radiol Endod, v. 89, p. 164-70, 2000. MELCHER, A. H.; DREYER, C. J. Protection of the blood clot In healing circumscribed bone defects. The Journal of Bone and Joint Surgery, v. 44b, n.2, 1962. MIYAMOTO, I.; TSUBOI, Y.; TAKAHAISHI, K.; HYON, S. H.; IIZUKA, T. Enhancemente of bone volume in guided bone augmentation by cell transplants derived from perisoteum: na experimental study in rabbit calvarium bone. Clin Oral Implant Res, v. 15, p. 308-14, 2004. MONTEIRO, A. S. F.; MACEDO, N. L. de; MACEDO, L. G. S. de; VALVA, V. N.; GOMES, M. F. Barreiras de poliuretano e PTFE para Regeneração Óssea Guiada: estudo histomorfométrico no osso parietal de coelhos. Cienc Odontol Brás, v. 11, n. 4, p. 6-12, 2008.

64

MONTEIRO, B. S.; DEL Carlo, R. J.; PINHEIRO, L. C. P.; VILORIA, M. I. V.; SILVA, P. S. A.; SOUZA, L. P. O.; BALBINOT, P. Z. Proteínas morfogenéticas ósseas associadas ao osso esponjoso autógeno na reparação de falhas experimentais na calota craniana de coelhos. Arq Bras Med Vet Zootec, v. 59, n. 6, p. 11451-61, 2007. MOURA, L. Utilização de membranas de poli (L-ácidoláctico) em regeneração tecidual guiada para periodontia. Tese de Mestrado da Faculdade de Engenharia Mecânica, da Universidade Estadual de Campinas, 2007. MURRAY, G.; HOLDEN, R.; ROACHLAU, W. Experimental and clinical study of new growth of bone in a cavity. Am J Surg, v.93, p.385-89, 1957. NISHIMURA, I.; SHIMIZU, Y.; OOYA, K. Effects Fo cortical bone perforation on experimental guided bone regeneration. Clin Oral Implant Res, v. 15, p. 293-300, 2004. NUNAMAKER, D. M. Experimental model of fracture repair. Clin Orthop Relat Res, v. 355 Suppl, p. S56-65, Oct 1998. NYMAN, S.; GOTTLOW, J.; KARRING, T.; LINDHE, J. The regenerative potential of periodontalligament. An experimental study in the monkey. J Clin Periodont, v. 9, p. 257-65, 1982. OKAZAKI, K.; SHIMIZU, Y.; XU, H.; OOYA, K. Blood-filled spaces with and without deproteinized bone grafts in guided bone regeneration. A Histomorphometric study of the rabbit skull using non-absorbable membrane. Clin oral Implant Res, v. 16, p. 236-43, 2005. PIETROKOVSKI, J.; MASSLER, M. Alveolar Ridge Resorption Following Tooth Extraction, J Prosthet Dent, v. 17, p. 21-7, p. 1967. QUEIROZ, T. P.; HOCHULI-VIEIRA, E.; GABRIELLI, M. A. C.; CANCIAN, D. C. J. Use of Bovine Bone Graft and Bone Membrane in Defects Surgically Created in the Cranial Vault of Rabbits. Histologic Comparative Analysis. Int J Oral Maxillofac Implants, v. 21, p. 29-35, 2006. ROBERTS; GARETTO. In Misch, C.E. Implantes Dentários Contemporâneos. São Paulo, Ed. Santos, 2000.

65

SALOMÃO M.; SIQUEIRA J. T. T. Uso de Barreira de Polipropileno Pós-Exodontia. Relato de Três Casos Clínicos. Revista Brasileira de Implantodontia, v.2, p. 12-5, 2009. SALOMÃO, M.; SIQUEIRA, J. T. T. Uso de barreira exposta ao meio bucal para regeneração óssea guiada após a exodontia. Rev Assoc Paul Cir Dent,v. 64, n. 3: p. 184-88, , 2010. SCHMID, J.; HAMMERLE, C. H. F.; OLAH, A. J.; LANG, N. P. Membrane permeability is unnecessary for guided generation of new bone. Clin Oral Impl Res, v. 5, p. 125-30, 1994. SCHROPP, L.; WENZEL, A.; KOSTOPOULOS, L.; KARRING, T. Bone Heal®ing and Soft Tissue Contour Changes Following Single Tooth Extraction: A Clinical and Radiographic 12-Month Prospective Study. International Journal of Periodontics and Restorative Dentistry, v. 23, p. 313-23, 2003. SEVERINO, A. J. Metodologia do Tabalho Científico. 22. ed. São Paulo: Cortez, 2002. SIEGEL, S.; CASTELLAN JR, N. J. Estatística não para métrica para ciências do comportamento. 2.ed. Porto Alegre: Artmed, 2006. STAL, S.; TJELMELAND, K.; HICKS, J.; BHATIA, N.; EPPLEY, B.; HOLLIER, L. Compartmentalized Bone Regeneration of Cranial Defects with Biodegradable Barriers: An Animal Model. Journal of Craniofacial Surgery, v. 12, n. 1, p. 41-47, Jan 2001. UNIVERSIDADE DE SANTO AMARO. Diretrizes para elaboração de trabalhos acadêmicos da Universidade de Santo Amaro. Disponível no site:< http://www.unisa.br/biblioteca/arquivos/diretrizes-elab-trab-2008.pdf.> Acesso em: 18/09/2010. ZUBILLAGA, G. et al. Changes in alveolar bone height and width following postextraction ridge augmentation using a fixed bioabsorbable membrane and demineralized freeze-dried bone osteoinductive graft. Journal of Periodontology, v. 74, n. 7, p. 965-75, July 2003.

66

ANEXO 1

67

ANEXO 2

Para realização dos enxertos ósseos e fixação foi necessária a utilização de:

Material Permanente

1 motor cirúrgico Driller ;

Broca Maxi-Cut para peça reta;

Disco diamantado para osso;

1 kit de tachinhas para fixação da marca INP®;

Peça reta Kavo®, mod. 3555;

Contra ângulo redutor 20:1 W & H®;

Instrumental cirúrgico;

Sugador para secreções e sangue;

Brocas trefinas 6,25 / 13,00 mm.

Broca diamantada esférica n° 08

Material de Consumo

60 pares de luva estéreis para cirurgião e auxiliar;

60 pacotes de compressas de gaze estéreis;

40 Lâminas de bisturi nº 15;

22 Kits descartáveis de paramentação estéril;

22 aspiradores estéreis cirúrgicos descartáveis;

40 frascos de Soro Fisiológico 0,9% estéril de 250 ml;

30 Agulhas gengivais para seringa carpule curta 30G;

20 Membranas de polipropileno Bone Heal® ;

68

40 Fios de sutura 3-0 nylon com agulha de 1,7 cm Johnson & Johnson®;

80 tachinhas para fixação da marca INP® .

Drogas Utilizadas

Anestésico geral à base de Cetamina – Francotar®1;

Xilasina2;

Meperidina;

Antibiótico Flotril 2,5%;

Analgésico e Antiinflamatório – Meloxican®3;

Thiopental4;

Cloreto de Potássio5;

48 tubetes de anestésico local Cloridrato de lidocaína a 2% com Epinefrina 1:100;

000 (DFL®);

Solução de Iodo Povidini 1%6;

Solução degemante de Clorexidina a 2% Rioquímica®.

1 Virbac do Brasil Ind. E Com., Roseira – Brasil 2 Agener União – Saúde Animal

3 Schering-Ploug S/A, Rio de Janeiro – Brasil 4 Cristália - Brasil

5 Samtec Biotecnologia

69

ANEXO 3

Tabela 5. Grupo Controle subdividido em dois grupos: grupo Controle de 21 dias de reparação (C21) e grupo Controle de 42 dias de reparação (C42).

Tabela 6. Grupo Teste subdividido em dois grupos: grupo Teste de 21 dias de reparação (T21) e grupo Teste de 42 dias de reparação (T42).

CONTROLE 21 DIAS CONTROLE 42 DIAS C11 C21 C56 C22 C57 C25 C59 C26 C60 C27 C61 C29 C63 C54 C64 C55

TESTE 21 DIAS TESTE 42 DIAS T11 T21 T56 T22 T57 T25 T59 T26 T60 T27 T61 T29 T63 T54 T64 T55

70

ANEXO 4

Tabela 7. Análise da reação inflamatória nos grupos controle e teste com 21 e 42 dias.

Tabela 8. Análise da intensidade da reação inflamatória nos grupos controle e teste com 21 dias.

INTENSIDADE GRUPO _ + ou ++ TOTAL PROPORÇÃO DE -

p = 0,233333

Tabela 9. Análise da intensidade da reação inflamatória nos grupos controle e teste com 42 dias.

Os resultados dispensam análise.

GRUPO CONTROLE GRUPO TESTE

21dias 42 dias 21 dias 42 dias

+ _ + _

+ _ + _

+ _ + _

+ _ + _

++ _ _ _

+ _ + _

+ _ + _

+ _ _ _

21 DIAS

CONTROLE 0 8 8 0.00%

TESTE 2 6 8 25.00%

2 14 16 12.50%

42 DIAS

INTENSIDADE GRUPO _ + TOTAL PROPORÇÃO DE -

CONTROLE 8 0 8 100%

TESTE 8 0 8 100%

16 0 16 100%

71

Tabela 10. Análise da linha cimentante nos grupos controle e teste com 21 e 42 dias.

Tabela 11. Análise da intensidade da linha cimentante nos grupos controle e teste com 21 dias.

INTENSIDADE GRUPO ++ + TOTAL PROPORÇÃO

DE ++

p = 0, 012821


DE ++

Tabela 12. Análise da intensidade da linha cimentante nos grupos controle e teste com 42 dias.

p = 0, 304196



+ ++ ++ ++

+ + + +

+ + + +

+ ++ ++ ++

+ + + ++

+ ++ ++ ++

+ + ++ ++

+ ++ ++ ++

21 DIAS


TESTE 5 3 8 62.50%

5 11 16 31.25%

42 DIAS

CONTROLE 4 4 8 50.00%

TESTE 6 2 8 75.00%

2 14 16 62.50%

72

Tabela 13. Análise do tecido fibroso nos grupos controle e teste com 21 e 42 dias.

Tabela 14. Análise da intensidade do tecido fibroso nos grupos controle e teste com 21 dias.

INTENSIDADE GRUPO ++ ou +++ + TOTAL PROPORÇÃO DE ++ ou +++

p = 0,233333

Tabela 15. Análise da intensidade do tecido fibroso nos grupos controle e teste com 42 dias.

INTENSIDADE GRUPO ++ + TOTAL PROPORÇÃO DE ++

p=0,141026



++ ++ ++ +

++ ++ ++ ++

++ ++ ++ +

++ ++ ++ +

+++ + + ++

++ ++ ++ +

+++ ++ ++ ++

++ ++ + ++

21 DIAS

CONTROLE 8 0 8 100.00%

TESTE 6 2 8 75.00%

14 2 16 87.50%

42 DIAS

CONTROLE 7 1 8 87.50%

TESTE 4 4 8 50.00%

11 5 16 68.75%

73

Tabela 16. Análise do tecido osteóide nos grupos controle e teste com 21 e 42 dias.

Tabela 17. Análise da intensidade do tecido osteóide nos grupos controle e teste com 21 dias.

p=0,012821

Tabela 18. Análise da intensidade do tecido osteóide nos grupos controle e teste com 42 dias.

p=0,304196



+ ++ ++ ++

+ + + +

+ + ++ ++

+ + ++ ++

+ ++ + +

+ ++ ++ ++

+ ++ + ++

+ + ++ ++

21 DIAS


DE ++


TESTE 5 3 8 62.50%

5 11 16 31.25%

42 DIAS

INTENSIDADE GRUPO ++ + TOTAL PROPORÇÃO DE

++

CONTROLE 4 4 8 50.00%

TESTE 6 2 8 75.00%

10 6 16 62.50%

74

Tabela 19. Análise do tecido hematopoiético nos grupos controle e teste com 21 e 42 dias.

Tabela 20. Análise da intensidade do tecido hematopoiético nos grupos controle e teste com 21 dias.

INTENSIDADE GRUPO + - TOTAL PROPORÇÃO DE +

p = 0,100000

Tabela 21. Análise da intensidade do tecido hematopoiético nos grupos controle e teste com 42 dias.

p = 0,500000



+ ++ + ++

+ + + +

+ ++ + ++

+ ++ + ++

_ ++ + +

+ ++ + ++

_ ++ + ++

_ ++ + ++

21 DIAS

CONTROLE 5 3 8 62.50%

TESTE 8 0 8 100.00%

13 3 16 81.25%

42 DIAS INTENSIDADE

GRUPO ++ + TOTAL PROPORÇÃO DE ++

CONTROLE 7 1 8 87.50%

TESTE 6 2 8 75.00%

13 3 16 81.25%

75

Tabela 22. Análise do tecido ósseo trabecular nos grupos controle e teste com 21 e 42 dias.

Tabela 23. Análise da intensidade do tecido ósseo trabecular nos grupos controle e teste com 21 dias.

INTENSIDADE GRUPO + ou ++ - TOTAL PROPORÇÃO DE + ou ++

p= 0,012821

Tabela 24. Análise da intensidade do tecido trabecular nos grupos controle e teste com 42 dias.

p=0,233333



- ++ + ++

+ ++ + +

+ ++ + ++

- ++ + ++

- +++ ++ ++

+ ++ + ++

- +++ + ++

- ++ + ++

21 DIAS

CONTROLE 3 5 8 37.50%

TESTE 8 0 8 100.00%

11 5 16 68.75%

42 DIAS INTENSIDADE

GRUPO +++ + ou ++ TOTAL PROPORÇÃO DE +++

CONTROLE 2 6 8 25.00%

TESTE 0 8 8 0.00%

2 14 16 12.50%

76

Tabela 25. Análise do tecido osso cortical nos grupos controle e teste com 21 e 42 dias.

Tabela 26. Análise da intensidade do tecido osso cortical nos grupos controle e teste com 21 dias.

INTENSIDADE GRUPO + - TOTAL PROPORÇÃO DE +

p= 0,500000

Tabela 27. Análise da intensidade do tecido osso cortical nos grupos controle e teste com 42 dias.

INTENSIDADE GRUPO +++ ++ TOTAL PROPORÇÃO DE +++

p=0,157343



+ ++ + +++

+ ++ + ++

+ ++ + ++

+ ++ + +++

- +++ + ++

+ ++ + +++

+ +++ + +++

+ ++ + +++

21 DIAS

CONTROLE 7 1 8 87.50%

TESTE 8 0 8 100.00%

15 1 16 93.75%

42 DIAS

CONTROLE 2 6 8 25.00%

TESTE 5 3 8 62.50%

7 9 16 43.75%

universidade de santo amaro mestrado em … · contudo o grupo teste apresentou menor invasão de...

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