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1 UNIDADE IV SANGUE SANGUE SANGUE SANGUE O sangue constitui uma mistura polifásica, contida no interior dos vasos sangüíneos, que se caracteriza por uma fase líquida (plasma), onde se encontram células (elementos figurados) em suspensão e substâncias dissolvidas. Estes elementos figurados são constituídos pelas hemácias, leucócitos e plaquetas (trombócitos). As hemácias ocupam um volume no sangue cuja porcentagem está entre 40 a 55% no homem e 38 a 48% na mulher. Quanto ao número, as hemácias são encontradas por mm 3 de sangue, de 4,5 a 6,0 milhões no homem e de 4,0 a 5,5, milhões na mulher. Usando o líquido de Hayem, o bicloreto de mercúrio de sua composição provoca a lise dos leucócitos e juntamente com os outros solutos mantém a solução isotônica. O número de leucócitos, em relação às hemácias, é consideravelmente menor: 5.000 a 10.000/mm 3 de sangue. Usando o líquido de Turck, o ácido acético existente em sua composição, provoca a lise das hemácias enquanto que a violeta genciana confere uma ligeira coloração aos leucócitos. O conhecimento dos diversos tipos de leucócitos, número por mm 3 de sangue e sua fórmula leucocitária tem grande importância na clínica. O número dos diversos tipos ou a fórmula leucocitária, normalmente, se apresenta: VALORES NORMAIS PARA MAIORES DE 13 ANOS (SEGUNDO P.JANINI) LEUCÓCITOS % N.º/mm 3 (5.000-10.000) Neutrófilos 60 - 70 3.500 – 6.300 a) metamielócitos 0 – 1 0-50 b) bastonetes 2 – 4 180 – 300 c) segmentados 58 – 66 3.250 – 6.000 Eosinófilos 2 – 4 100 – 240 Basófilos 0 – 1 25 – 80 Linfócitos 20 – 30 1.200 – 2.000 Monócitos 4 – 8 150 – 600

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UNIDADE IV

SANGUE SANGUE SANGUE SANGUE

O sangue constitui uma mistura polifásica, contida no interior dos vasos sangüíneos, que se caracteriza por uma fase líquida (plasma), onde se encontram células (elementos figurados) em suspensão e substâncias dissolvidas. Estes elementos figurados são constituídos pelas hemácias, leucócitos e plaquetas (trombócitos). As hemácias ocupam um volume no sangue cuja porcentagem está entre 40 a 55% no homem e 38 a 48% na mulher. Quanto ao número, as hemácias são encontradas por mm3 de sangue, de 4,5 a 6,0 milhões no homem e de 4,0 a 5,5, milhões na mulher. Usando o líquido de Hayem, o bicloreto de mercúrio de sua composição provoca a lise dos leucócitos e juntamente com os outros solutos mantém a solução isotônica. O número de leucócitos, em relação às hemácias, é consideravelmente menor: 5.000 a 10.000/mm3 de sangue. Usando o líquido de Turck, o ácido acético existente em sua composição, provoca a lise das hemácias enquanto que a violeta genciana confere uma ligeira coloração aos leucócitos. O conhecimento dos diversos tipos de leucócitos, número por mm3 de sangue e sua fórmula leucocitária tem grande importância na clínica. O número dos diversos tipos ou a fórmula leucocitária, normalmente, se apresenta:

VALORES NORMAIS PARA MAIORES DE 13 ANOS (SEGUNDO P.JANINI)

LEUCÓCITOS % N.º/mm 3 (5.000-10.000)

Neutrófilos 60 - 70 3.500 – 6.300 a) metamielócitos 0 – 1 0-50 b) bastonetes 2 – 4 180 – 300 c) segmentados 58 – 66 3.250 – 6.000 Eosinófilos 2 – 4 100 – 240 Basófilos 0 – 1 25 – 80 Linfócitos 20 – 30 1.200 – 2.000 Monócitos 4 – 8 150 – 600

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O volume das hemácias (volume globular médio), normalmente, está compreendido entre 80 a 94 µm3, sendo chamadas normocíticas. Valores acima são denominadas macrocíticas e abaixo microcíticas. Dado importante a conhecer sobre as hemácias é o seu conteúdo de hemoglobina. Esta proteína é indispensável para o transporte de 02 e aproximadamente de 1/3 de CO2. O teor de hemoglobina é expresso em g/100 ml de sangue ou em porcentagem de um valor pré-fixado. O valor porcentual tem importância para calcular o valor globular (VG), também conhecido por índice de cor ou índice colorimétrico. O valor globular é um índice entre a porcentagem de hemoglobina do sangue e a porcentagem do número de hemácias. Este dado é importante porque em quase todas as anemias se encontra alterado para mais ou para menos. Índice na faixa normal (0,9 a 1,1), as hemácias são ditas normocrômicas, acima desta hipercrômicas e abaixo hipocrômicas. Ao deixar um sangue incoagulável em repouso, as hemácias começam a se depositar por serem mais densas (d = 1,088), seguindo-se os leucócitos e plaquetas, estas muito lentamente. A velocidade de sedimentação das hemácias (VSH ou eritrossedimentação) depende de fatores plasmáticos e muito pouco dos globulares. A eritrossedimentação de hemácias foi idealizada para auxiliar no diagnóstico da gravidez, sendo posteriormente empregado como indicador de doenças inflamatórias ou infecciosas e até mesmo da condição geral de saúde ou doença. O VHS pode ser útil na documentação de processos infecciosos, inflamatórios ou neoplásicos, na avaliação do grau de atividade ou da extensão da doença de base e, em alguns casos, da resposta à terapêutica instituída. Atualmente, mesmo com a disponibilidade de exames complementares mais sofisticados, o VHS continua sendo solicitado com muita freqüência pelos reumatologistas, que o utilizam no diagnóstico e no acompanhamento clínico de doenças como a artrite reumatóide, o lúpus eritematoso sistêmico e a doença reumática. É um teste inespecífico na documentação de processo inflamatório, infeccioso ou neoplásico, servindo também para inferência de sua intensidade e, considerando-se as limitações, da resposta à terapêutica. A velocidade com que as hemácias sedimentam no tubo depende do volume e da forma dos eritrócitos e das proteínas do plasma. Entre as explicações possíveis, destacam-se a hemodiluição (anemias agudas ou crônicas), o aumento de proteínas de fase aguda (erisipela, doença reumática), a presença de proteínas plasmáticas anormais (mieloma múltiplo), o aumento de

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imunoglobulinas (processos infecciosos ou inflamatórios) e uma associação desses mecanismos (neoplasias malignas). Valores de VSH muito elevados (>80 mm/h) raramente são o único indicador de neoplasias, inflamações ou infecções graves.

Fatores que reduzem a sedimentação das hemácias incluem a rigidez e alterações morfológicas celulares. Fatores que aumentam o VHS incluem estados de hemodiluição e a eventual presença de proteínas plasmáticas assimétricas e de alto peso molecular que se ligam à membrana celular, e facilita a formação do rouleaux, constituído por hemácias empilhadas e aderidas. Dessa forma, a simples observação de rouleaux num esfregaço de sangue já é indicativo de VHS anormal. O VHS pode aumentar em condições fisiológicas, incluindo a menstruação e o envelhecimento. Sabe-se que o VHS é influenciado por níveis de hematócrito, hemoglobina, saturação de transferrina e ferro sérico.

HEMOSTASIA - É a capacidade que tem o organismo de impedir a perda sangüínea frente à lesão vascular e de manter a fluidez do sangue no interior dos vasos. Assim que um vaso sangüíneo é lesado, imediatamente, ocorre uma vasoconstrição, adesão e agregação plaquetária no local da lesão, seguindo-se a formação do coágulo. Informações globais a respeito da participação das paredes vasculares e da atividade plaquetária, principalmente desta, em realizar a ação hemostática, são obtidas com o tempo de sangria (TS). Fragilidade capilar aumentada surge nas plaquetopenias, alterações funcionais das plaquetas e alterações vasculares, no escorbuto, diabete melito, em certos processos infecciosos e alérgicos, na hipofibrinogenemia e em tratamentos prolongados com anticoagulantes. A manifestação inicial de fragilidade vascular é o aparecimento de petéquias (pontos hemorrágicos) na pele e mucosa. Detecções de aumento dessa fragilidade pode ser obtida pela prova da fragilidade vascular também chamada prova do laço (PL). A suspeita de uma plaquetopenia pode ser confirmada ou rejeitada mediante a contagem de plaquetas por mm3 de sangue, cujo valor normal se situa entre 140.000 a 440.000 por mm3 de sangue. Quanto à diminuição da atividade plaquetária, seja por plaquetopenia, seja por alteração funcional, pode ser detectada pela prova de retração do coágulo. Para uma avaliação global do mecanismo da coagulação há vários métodos. O método de Sabrazés ou do tubo capilar para

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determinação do tempo de coagulação (TC) é de fácil execução, embora seja pouco sensível. Maior sensibilidade nos oferece o TC pelo método de Lee e White. É bom saber que existem outros testes para pesquisa mais específica de alterações na hemostasia.

1.1.1.1. CONTAGEM DAS HEMÁCIASCONTAGEM DAS HEMÁCIASCONTAGEM DAS HEMÁCIASCONTAGEM DAS HEMÁCIAS � Objetivos: 1. Conhecer uma das técnicas usadas para a contagem das hemácias. 2. Familiarizar o aluno com o número normal de hemácias. � Materiais e Soluções: Materiais: câmara de Neubauer, microlanceta descartável, lamínula, microscópio, pipeta diluidora de Thoma para hemácia, algodão. Soluções: álcool 70% e líquido de Hayem

COMPOSIÇÃO DO LÍQUIDO DE HAYEM

Substância Quantidade Biocloreto de mercúrio 0,25 g

Cloreto de sódio 0,50 g Sulfato de sódio 2,5 g

Água destilada 100 ml Observe a Câmara (no microscópio): a plataforma central é 0,1 mm mais baixa do que as laterais. Esta plataforma central, por sua vez, é dividida em 2 segmentos, tendo cada um, uma área reticulada de 9 mm2, apresentando 9 quadrados grandes e iguais. Observando o quadrado grande central, o qual tem uma área de 1 mm2, nota-se que está dividido em 25 quadrados médios separados por linha dupla e que cada um destes quadrados está, por sua vez, dividido em 16 quadradinhos, o que resulta haver no mm2 central 400 quadrinhos (16 x 25 = 400).

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Câmara de Neubauer

� Técnica: 1. Coloque a lamínula sobre a câmara de Neubauer, apoiando-se sobre

as 2 plataformas laterais. 2. Faça a assepsia da polpa digital com álcool e deixe secar. Puncione-a

com a microlanceta descartável. 3. Aspire, imediatamente com a pipeta do Thoma, parte da gota de

sangue formada na extremidade do dedo até a marca de 0,5 mm3. A seguir, limpe a extremidade da pipeta com algodão e aspire o líquido de Hayem até a marca 101, evitando a perda, por menor que seja, do sangue colhido.

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Pipeta de Thoma para contagem de hemácias e leucócitos

4. Feche a extremidade livre da pipeta com o dedo indicador e agite a

pipeta com movimentos delicados durante 1 a 2 minutos para homogeneizar a mistura.

5. Sopre a pipeta, desprezando as duas primeiras gotas. Deixe então formar na extremidade da pipeta aproximadamente meia gota e coloque-a no segmento da plataforma central, entre este e a lamínula. Proceda da mesma forma para o segmento oposto da plataforma central.

6. Leve a lâmina ao microscópio, mantendo a platina do mesmo na

horizontal. Focalize o retículo, inicialmente com a objetiva de menor aumento e verifique se ocorre distribuição homogênea das hemácias. Caso positivo passe para o aumento médio. No caso de não ter distribuição homogênea, focalize o retículo do outro lado. Também não ocorrendo distribuição homogênea lave a câmara com água

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corrente. Passe álcool e deixe secar, repetindo a seguir o procedimento para encher a câmara (item 5).

7. Conte as hemácias existentes em 5 dos 25 quadrados médios,ou seja, as hemácias existentes em 80 quadrinhos, lembrando que cada quadrado médio é separado do vizinho por dupla linha que contém 16 quadrinhos. É normal contar um de cada canto e o mais central de todos. Nesta contagem de hemácias, para cada um dos quadrados médios, proceda como indicado na Figura VI.1, sendo que as hemácias situadas sobre as linhas duplas esquerda e superior são contadas, enquanto que as situadas sobre as linhas duplas direita e inferior são excluídas. Anote a contagem no esquema do retículo de Neubauer

Retículo de Neubauer

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Figura V1 – Área para contagem de hemácias

Cálculo do número de hemácias por mm 3 de sangue 1- Você contou as hemácias contidas em 5 quadrados médios, e como

existem 25, portanto contou apenas 1/5 do mm2. Para o valor total deverá multiplicar por 5.

2- A altura da câmara na qual se encontram as hemácias é de 0,1 de mm, portanto para 1 mm de altura devemos multiplicar por 10.

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3- A diluição feita foi de 200 vezes, portanto no sangue a concentração de hemácias é 200 vezes maior.

Conclui-se que o número de hemácias, por mm3 de sangue, é obtido,

multiplicando a soma das hemácias dos 5 quadrados médios por 10.000 (5 x 10 x 200 = 10.000), ou seja, simplesmente acrescentando 4 zeros à soma de hemácias contadas por 5 quadrados médios. � Estudo Orientado: ♦ Mostrar o resultado e descrever procedimento para contagem das

hemácias. Qual a faixa normal para o homem e mulher acima de 12 anos?

♦ Quais as finalidades do líquido Hayem? ♦ Para diluirmos 200 vezes, devemos aspirar 0,5 mm3 de sangue e

completar com líquido de Hayem até a marca 101 mm3 da pipeta. ♦ Quais são as causas de erro que podem ocorrer neste método de

contagem? Obs . Deixe o material limpo e em ordem. No retículo da câmara de Neubauer não deve passar pano ou algodão.

2222---- CONTAGEM GLOBAL DOS LEUCÓCITOS CONTAGEM GLOBAL DOS LEUCÓCITOS CONTAGEM GLOBAL DOS LEUCÓCITOS CONTAGEM GLOBAL DOS LEUCÓCITOS

� Objetivos: 1. Conhecer uma técnica para determinar o número de leucócitos no

sangue. 2. Familiarizar o aluno com o número normal de leucócitos no sangue. � Materiais e Soluções: Materiais: Câmara de Neubauer (Hemocitômetro), microlanceta descartável, lamínula, microscópio, pipeta diluidora para leucócitos, algodão. � Soluções: álcool 70% e líquido de Turck.

Composição do líquido de Turck

Substância Quantidade

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Ácido acético glacial 1 ml Violeta de genciana a 1% 1 ml

Água destilada 100 ml � Técnica:

1- Após a limpeza e realizada a assepsia da polpa digital com álcool, deixe o álcool secar e puncione-a com a microlanceta.

2- Colete 0,5 mm3 de sangue na micropipeta para leucócitos, limpe imediamente a sua extremidade com algodão e aspire o líquido de Turck até a marca 11 da pipeta.

3- Fechando a extremidade livre da pipeta com o dedo indicador, homogeneize a mistura mediante sucessivas inversões da pipeta.

4- A técnica para a preparação da câmara é idêntica àquela usada para a contagem de hemácias (ver na página anterior, ítens 5 e 6).

5- Como o número de leucócitos é muito reduzido, recomenda-se contar os leucócitos contidos nos 4 quadrados grandes, dos nove que formam o retículo, tendo cada 1 mm2. Os escolhidos são um de cada canto do retículo, tendo 16 quadrados médios por mm2.

Cálculo do número de leucócitos por mm 3 de sangue

1- Você contou os leucócitos contidos em 4 mm2, como lhe interessa

apenas o valor médio por mm2, deverá dividir o número total de leucócitos por 4.

2- A altura da câmara é de 0,1 de mm, portanto para a obtenção da altura de 1 mm deverá multiplicar por 10.

3- A diluição processada foi de 20 vezes, portanto o número de leucócitos no sangue é 20 vezes maior.

Disto tudo você conclui que deverá multiplicar o número de leucócitos contados nos 4 quadrados grandes por 50, isto é, nº x 10 x 20 = nº x 50 4 � Estudo Orientado: ♦ Qual é o número de leucócitos encontrado? Está dentro da faixa

normal?

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♦ Por que a diluição nesta técnica é de apenas 20 vezes? ♦ Quais as finalidades do líquido de Turck nesta técnica? ♦ Quais são as funções dos leucócitos?

3333---- ERITROSSEDIMENTAÇÃO ERITROSSEDIMENTAÇÃO ERITROSSEDIMENTAÇÃO ERITROSSEDIMENTAÇÃO � Objetivos: 1. Conhecer uma das técnicas usadas para determinar a

eritrossedimentação. 2. Familiarizar o aluno com os valores normais da eritrossedimentação e

discutir a importância dos seus valores no diagnóstico. � Materiais e Soluções : Materiais: 1 seringa de 10 ml, agulha esterilizada, pedaço de tubo de látex (garrote), tubo de ensaio, porta-tubos, algodão, seringa com tubo fino de polietileno ou pipeta de Pasteur, tubo para eritrossedimentação (tubo de hematócrito de Wintrobe) e suporte para o tubo de hematócrito. Soluções: álcool 70% e mistura anticoagulante de Wintrobe.

Solução anticoagulante

Substância Quantidade Oxalato de potássio 0,8 g

Oxalato de amônia 1,2 g Água destilada 100 ml

O método escolhido por nós para determinar a eritrossedimentação (hemossedimentação) é o de Wintrobe.

No dia anterior ao experimento, devemos pipetar 0,5 ml da solução de Wintrobe num tubo de ensaio e colocá-lo na estufa com uma temperatura de 60ºC a fim de evaporar a água e assim obter uma mistura seca de oxalato de amônia (6 mg) e oxalato de potássio (4 mg).

Colher 5 ml de sangue, puncionando a veia do paciente usando agulha esterilizada. Retire a agulha da seringa e imediatamente transfira o sangue para o tubo que contém a mistura seca de anticoagulante.

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Inverta suavemente o tubo várias vezes até dissolver a mistura anticoagulante. � Técnica: 1. Retire o sangue, após agitá-lo, do tubo de ensaio com a seringa que

contenha a cânula de polietileno ou use uma pipeta de Pasteur. 2. Introduza a extremidade desta cânula até o fundo do tubo para

eritrossedimentação e despeje o sangue em seu interior, à medida que irá retirando-a, e sem deixar ar, até a marca O (zero). Caso passe a marca O, faça uma ponta de algodão e absorva o excesso de sangue.

3. Disponha verticalmente o tubo no suporte e anote o tempo. 4. Decorrida uma hora, faça a leitura (na escala descendente). Valores

da eritrossedimentação até 6,5 mm para o homem e até 15 mm para a mulher, na primeira hora, são considerados normais, estando o hematócrito normal.

� Estudo Orientado: ♦ Qual o valor encontrado para a eritrossedimentação? Encontra-se

dentro da faixa normal? ♦ Quais são os principais fatores que provocam aumento na velocidade

de sedimentação das hemácias? ♦ O que poderá estar indicando valores aumentados na

eritrossedimentação (tipos de patogenia, estado fisiológico)? ♦ Qual a importância da eritrossedimentação no prognóstico de uma

patogenia? ♦ Por que o oxalato de amônia e o oxalato de potássio impedem a

coagulação do sangue.

4444---- DETERMINAÇÃO DO HEMATÓCRITO DETERMINAÇÃO DO HEMATÓCRITO DETERMINAÇÃO DO HEMATÓCRITO DETERMINAÇÃO DO HEMATÓCRITO � Objetivos: 1. Conhecer uma técnica que possibilite determinar o volume ocupado

pelas hemácias numa amostra de sangue. 2. Possibilitar ao aluno calcular o volume médio das hemácias. � Materiais:

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Seringa com tubo fino de polietileno ou pipeta de Pasteur, tubo de hematócrito de Wintrobe e algodão. � Técnica: 1. Use o mesmo sangue colhido no experimento anterior. O frasco que

contém o sangue, deve ser invertido, várias vezes, a fim de que as hemácias fiquem uniformemente distribuídas no plasma.

2. Colha e encha o tubo de hematócrito até à marca zero como foi feito na técnica de eritrossedimentação (ítens 1 e 2).

3. Centrifugue a 3000 rotações por minuto durante 30 minutos. 4. Transcorrido este tempo, leia na escala ascendente, expressa no

tubo, o volume ocupado pelas hemácias. � Estudo Orientado: ♦ Qual o valor do hematócrito? Os valores encontrados para o

hematócrito estão dentro da faixa normal? Qual a importância em se conhecer o hematócrito?

♦ No sangue centrifugado (como este do hematócrito) qual a ordem de deposição dos elementos figurados? Como se apresenta a cor do plasma?

♦ Sabendo-se que volume globular médio (VGM) é o volume médio de cada hemácia, calcule-o para este sangue.

Fórmula: VGM =

milhões de hemácias por mm 3

♦ Quanto ao volume encontrado, as hemácias são: microcíticas, macrocíticas ou normocíticas?

5555----DOSAGEM DE HEMOGLOBINADOSAGEM DE HEMOGLOBINADOSAGEM DE HEMOGLOBINADOSAGEM DE HEMOGLOBINA

Há vários métodos para se fazer a dosagem de hemoglobina. Usaremos a técnica de Sahli, que se fundamenta no método colorimétrico.

hematócrito x 10

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Hemoglobinômetro de Sahli

OBS.: Para a dosagem da hemoglobina use amostra do mesmo

sangue colhido para a eritrossedimentação � Objetivos: 1. Conhecer uma técnica que possibilite dosar a hemoglobina do

sangue. 2. Possibilitar ao aluno calcular a quantidade de hemoglobina por

hemácia. � Materiais e Soluções: Materiais: Pipeta de Sahli e acessórios, algodão. Soluções: HCl 0,1N; água destilada.

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Pipeta de Sahli

� Técnica: 1. Coloque ácido clorídrico (HCl 0.1N) até a marca 2 do tubo do

Hemoglobinômetro. 2. Agite o sangue do frasco e aspire-o com a micropipeta até preencher

20 µl. Limpe com algodão todo sangue que fica fora do tubo capilar. 3. Transfira o sangue da micropipeta para o tubo com HCl. Mediante

várias sucções e sopros, lave o capilar da micropipeta com o próprio ácido clorídrico do tubo.

4. Deixe a mistura repousar por 5 minutos para que a hemoglobina reaja com o ácido, formando o cloridrato de hematina.

5. Decorrido este tempo, adicione gota a gota água destilada, enquanto agita a mistura com um bastão de vidro. O procedimento deve continuar até que a solução fique com idêntica coloração dos tubos vizinhos, contidos no Hemoglobinômetro.

6. Faça a leitura na escala impressa no próprio tubo, expressando a concentração de hemoglobina em g/100 ml de sangue e em porcentagem (%). São considerados valores normais nesta técnica: entre 13,8 a 17,3 g/100 ml de sangue.

� Estudo Orientado: ♦ Quais os valores encontrados (em g/100 ml e em %) e a implicação

grave para o organismo, estando anormalmente reduzida a taxa de hemoglobina?

♦ Discuta os erros que podem ocorrer na aplicação deste técnica.

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♦ Determine a hemoglobina globular média (HGM), isto é, a massa média de hemoglobina contida em cada hemácia. Use a fórmula simplificada.

HGM = milhões de hemá cias por mm 3

Os valores normais estão compreendidos entre 27 a 32 µg. ♦ Determine o valor globular (VG) o qual é obtido dividindo a

porcentagem de hemoglobina pela porcentagem do número de hemácias (5 milhões = 100%). A fórmula simplifica é:

VG = milhões de hemácias por mm 3 x 20 ♦ Quanto ao VG encontrado as hemácias são hipocrômicas,

normocrômicas ou hipercrômicas?

6666---- TESTES HEMOSTÁTICOS PRELIMINARES TESTES HEMOSTÁTICOS PRELIMINARES TESTES HEMOSTÁTICOS PRELIMINARES TESTES HEMOSTÁTICOS PRELIMINARES

� Objetivos: 1. Conhecer as técnicas de testes preliminares que nos dão informações

sobre as condições hemostáticas do paciente. 2. Familiarizar o aluno com os valores normais do tempo de sangria,

prova da fragilidade vascular e tempo de coagulação. � Materiais e Soluções: Materiais: microlanceta descartável, algodão, tubos capilares com 1 mm de diâmetro e 8 cm de comprimento, papel de filtro, cronômetro, esfigmomanômetro, estetoscópio, seringa (5 ml) com agulha 25x6 esterilizada, garrote, 2 tubos de ensaio (11x100 mm) e banho-maria a 37ºC com porta-tubos de ensaio. Soluções: álcool 70%.

hemoglobina (g) x 10

% de hemoglobina

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6a 6a 6a 6a ---- TEMPO DE SANGRIA (TS) TEMPO DE SANGRIA (TS) TEMPO DE SANGRIA (TS) TEMPO DE SANGRIA (TS)

� Técnica: O método em que se baseia é o de N.W. Duke. 1. Faça a assepsia da polpa digital com algodão embebido em álcool

70% e deixe o álcool evaporar. 2. Puncione a polpa digital com a microlanceta descartável. 3. Assim que puncionar, marque o tempo. A cada 30 segundos, absorva

o sangue exteriorizado com papel de filtro, sem contudo tocar na lesão com o papel. Caso não saia sangue, deve repetir a punção com mais profundidade.

4. Anote o tempo decorrido para cessar o sangramento. Valores: normais até 4 minutos. A negatividade do resultado não é uma certeza absoluta da ausência de distúrbios vasculares ou plaquetários.

Causas de erros: � Lesão pouco profunda; � Uso de lanceta que provoca trituração dos tecidos; � Resfriamento intenso da região que fora lancetada; � Ter esfregado demasiadamente a região que fora lancetada; � Lesão de pequenos vasos arteriais.

Alterações na coagulação não afetam o TS, mesmo no caso de hipofibrinogenemia, hemofilia ou tratamento com heparina. Por outro lado, o mecanismo da coagulação, mesmo estando normal, se mostra incapaz de estancar rapidamente uma hemorragia por lesões feitas com objetos pontiagudos. Por que a coagulação se mostra incapaz? Possivelmente porque há necessidade de diminuir o fluxo sangüíneo, seja pela adesão e agregação plaquetária, seja pela constrição dos vasos lesados.

6b 6b 6b 6b ---- PROVA DA FRAGILIDADE VASCULAR OU PROVA DO PROVA DA FRAGILIDADE VASCULAR OU PROVA DO PROVA DA FRAGILIDADE VASCULAR OU PROVA DO PROVA DA FRAGILIDADE VASCULAR OU PROVA DO

LAÇO (PL)LAÇO (PL)LAÇO (PL)LAÇO (PL) Informa-nos a respeito da capacidade dos pequenos vasos se conservarem intactos frente a uma ação traumática. A prova consiste em provocar a hipóxia e aumento de pressão sanguínea nas veias e capilares num dos membros superiores.

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� Técnica: 1. Observe a porção anterior do braço, procurando pigmentações que

possam ser confundidas com petéquias (pontos hemorrágicos). 2. Coloque o manguito (do esfigmomanômetro) no terço médio do braço

do paciente e insufla-o, usando a pera pressorizadora, até a pressão atingir um valor que esteja compreendido entre as pressões sistólica e diastólica (em geral entre 80 e 90 mm de Hg), porém nunca acima de 100 mm de Hg, mesmo no hipertenso.

3. Mantenha a pressão durante 5 minutos. 4. Decorrido este tempo, abra a pera e tire o manguito, deixando

normalizar a circulação por 2 minutos. 5. Usando uma boa iluminação, conte o número de petéquias surgidas

na porção anterior do membro, abaixo da posição que fora colocado o manguito, inclusive na mão.

Valores: são expressos em negativo e positivo. Em pessoas normais podem ocorrer até 10 petéquias, sendo considerado negativo. Acima deste valor, quanto mais petéquias surgirem, maior indicação da fragilidade vascular (Figura VI.2).

Figura V2 - Esquema dos possíveis resultados da prova de fragilidade vascular.

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6c 6c 6c 6c ---- TEMPO DE COAGULAÇÃO EM HUMANOS (TC) TEMPO DE COAGULAÇÃO EM HUMANOS (TC) TEMPO DE COAGULAÇÃO EM HUMANOS (TC) TEMPO DE COAGULAÇÃO EM HUMANOS (TC) (método de Sabrazés) � Técnica: 1. Faça a assepsia da polpa digital com álcool e deixe o álcool evaporar. 2. Puncione a polpa com a microlanceta descartável. 3. Anote no cronômetro o momento em que o sangue surge no dedo. 4. Toque a gota de sangue exteriorizada com uma das extremidades do

tubo capilar, mantendo-o na posição horizontal até preencher no mínimo, metade do tubo com sangue.

5. Decorridos 2 minutos, começe a quebrar, em uma das extremidades, o tubo de 1 em 1 minuto até observar o aparecimento de filamentos de fibrina quando separadas as porções quebradas.

Valores: normais até 8 minutos. � Estudo Orientado: ♦ Quais os valores de TS, PL e TC obtidos? ♦ Quais os possíveis defeitos na hemostasia para resultar um valor

aumentado no TC, porém não nos valores do TS e da PL? ♦ Quando o valor do TC está normal, mas os valores do TS e da PL

estão aumentados, que alterações possíveis podem originar tais resultados?

♦ Obtidos TS e TC, com valores normais porém com valores de PL positivos, em que defeitos hemostáticos pode-se pensar?

♦ Apresentando o teste positivo para TC e PL, mas negativo (normal) para TS que possíveis alterações poderão estar ocorrendo?

OBS.: É conveniente ressaltar que uma análise, contando apenas

com estes 3 testes, não fica além da afirmação de um possível defeito.

UNIDADE VUNIDADE VUNIDADE VUNIDADE V

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SISTEMA CARDIOVASCULAR SISTEMA CARDIOVASCULAR SISTEMA CARDIOVASCULAR SISTEMA CARDIOVASCULAR

1111----CARACTERÍSTICARACTERÍSTICARACTERÍSTICARACTERÍSTICAS ANÁTOMOCAS ANÁTOMOCAS ANÁTOMOCAS ANÁTOMO----FISIOLÓGICAS DO FISIOLÓGICAS DO FISIOLÓGICAS DO FISIOLÓGICAS DO CORAÇÃOCORAÇÃOCORAÇÃOCORAÇÃO

O coração da rã consta de um ventrículo, dois átrios e um seio venoso, onde desembocam as veias cavas. Do ventrículo sai um bulbo arterial que se bifurca em dois vasos calibrosos: 1) um esquerdo, que origina a carótida primitiva esquerda, a artéria pulmocutânea (que se distribui à pele e ao pulmão por seus ramos: artéria cutânea e artéria pulmonar) e a artéria intestinal primitiva; 2) o direito tem distribuição semelhante, mas o ramo grande toma o nome de aorta primitiva e irriga os órgãos urogenitais, membros inferiores, etc.

O sangue venoso desemboca, pelas veias cavas, no seio venoso e deste passa ao átrio direito, de onde vai ao ventrículo. O arterial vem dos pulmões e da pele para o átrio esquerdo (a pele tem função respiratória nos anfíbios), passando depois ao ventrículo.

O sangue arterial e o venoso são lançados no ventrículo único da rã (como dos anfíbios em geral) onde se misturam em proporções mínimas. Quando o ventrículo se contrai, o sangue passa para o bulbo arterial, também em mistura mínima, vai para os vasos periféricos e completa o circuito (há um controle de resistência nos

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vasos que permite a passagem do sangue venoso e o arterial em tempos diferentes, de tal modo a não se misturarem).

O coração da rã servirá para demonstrar alguns aspectos das quatro propriedades fundamentais do miocárdio: excitabilidade, contratilidade, automatismo e condutibilidade.

� Materiais e Soluções: Materiais: pinça cardiográfica, pena registradora e acessórios, quimógrafo, tambor esfumaçado, prancha de cortiça ou de compensado, alfinetes, linha preta no 24, estimulador e acessórios, tesoura média reta, pinça hemostática pequena, vidro de relógio, estilete, 3 conta-gotas. Soluções: solução de Ringer, adrenalina e acetilcolina. � Técnica: 1- A rã deve ser imobilizada pela destruição do sistema nervoso central. 2- Colocar em decúbito dorsal na prancha de cortiça. Uma incisão em

cruz deve ser realizada à frente do osso esterno, retirando este por meio de cortes com tesoura. Abra o pericárdio, expondo o coração.

� Seqüência Experimental: 1. Identifique as estruturas cardíacas e adjacentes (ventrículo, átrios,

bulbo aórtico e seio venoso). ♦ Qual a cor e consistência do miocárdio na sístole e na diástole? Por

que? 2. Coloque a pinça cardiográfica no ventrículo e inicie o registro.

Determine a freqüência cardíaca (bpm) e observe a amplitude do movimento.

♦ Conceitue: freqüência cardíaca, volume-minuto cardíaco (débito cardíaco) e volume de ejeção (ou volume sistólico).

♦ Quais os parâmetros que podem interferir no volume-minuto? 3. Aplique estímulos elétricos isolados (10 volts) no coração durante a

sístole e durante a diástole. ♦ Em que fase do ciclo cardíaco houve resposta? ♦ Conceitue período refratário absoluto e período refratário relativo.

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• O que é e quando obteve extra-sístole? Que ocorreu com os batimentos normais, especialmente com a distância entre a extra-sístole e o primeiro batimento normal depois dela?

4. Coloque 2 gotas da solução de acetilcolina no coração e registre a

resposta. ♦ Qual o efeito da acetilcolina no coração? ♦ Acetilcolina é mediador químico de que ramo do sistema nervoso

autônomo? 5. Após normalizado o registro, adicione 2 gotas de noradrenalina no

coração e registre a resposta. ♦ Como se comportam a freqüência cardíaca e a amplitude de

contração em presença de adrenalina? ♦ Que ramo do sistema nervoso autônomo, quando ativado, daria

resposta cardíaca similar? Por que? 6. Retire a pinça cardiográfica e realize a 1ª ligadura de Stannius. Essa ligadura consiste em uma amarria (com a linha) entre o seio venoso e os átrios, sem amarrar o bulbo aórtico. ♦ Como se apresentam as freqüências do seio venoso, átrios e

ventrículo? ♦ O que mostra este teste em termos de origem do batimento

cardíaco? 7. Coloque novamente a pinça cardiográfica (sem remover a ligadura) e estimule o coração com estímulos crescentes (a partir de 0,5 volt), a intervalos de 10 segundos. ♦ Como se comporta a força contrátil do coração? ♦ Conceitue a "lei do tudo ou nada" do coração. ♦ Quais os fatores que podem levar o coração a aumentar sua força

contrátil? 8. Retire o coração e coloque-o em contato com a solução de Ringer à temperatura ambiente. Estimule o coração com a ponta de um alfinete. ♦ Descreva o seu comportamento e explique o ocorrido. Obs - Terminando o experimento, desligue o estimulador, retire o animal da prancha de cortiça e coloque-o na pia. Deixe a mesa de trabalho em condições de uso imediato (limpa).

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2222----UNIDADES MICROCIRCULATÓRIASUNIDADES MICROCIRCULATÓRIASUNIDADES MICROCIRCULATÓRIASUNIDADES MICROCIRCULATÓRIAS

� Objetivos: 1. Ser capaz de identificar os tipos de vasos sanguíneos no organismo

vivo, que constituem uma unidade microcirculatória. 2. Identificar as características do fluxo sangüíneo nos vasos das

unidades microcirculatórias. � Materiais e Soluções: Materiais: microscópio, prancha de pequena espessura com 1 orifício circular, alfinetes, 1 conta-gotas, instrumentos para cirurgia, estilete para espinhalar a rã, placa de Petri. Solução: NaCl 0,9% Animal: rã � Seqüência Experimental: Obs: Deixar a rã em jejum pelo menos 12 horas.

1. Inicialmente destrua, mediante técnica descrita anteriormente em "manuseio de animais", todo o sistema nervoso central da rã. 2. Coloque o animal em decúbito dorsal e fazendo uma incisão lateral do abdome, exteriorize, sem forçar, uma alça do intestino delgado. 3. Coloque o animal sobre a prancha de madeira e cubra o orifício existente nesta prancha com a porção do mesentério, fixando o intestino mediante alfinetes. Mantenha o mesentério sempre molhado com solução salina isotônica (NaCl 0,9%). 4. Coloque a prancha, com o animal, na platina do microscópio e focalize o mesentério, usando a objetiva de menor aumento e depois em aumento médio, procurando observar os pequenos vasos que formam uma unidade microcirculatoria e os movimentos exibidos pelas hemácias. Estas células são ovais, com 22 µm de comprimento, 15 µm de largura e 4 µm de espessura (1µm = 10-3mm).

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Figura VI.1 – Estrutura do leito capilar mesentérico da rã. � Estudo Orientado: ♦ Identifique e faça um esquema da unidade microcirculatória

observada, colocando os nomes das partes. ♦ Como se caracteriza o movimento de hemácias nos capilares,

arteríolas e vênulas (uniforme, intermitente, pulsátil ou irregular)? ♦ As hemácias apresentam-se com velocidade maior: nos capilares,

nas arteríolas ou nas vênulas? E menor? Qual a explicação para estas diferenças?

♦ Qual a estrutura da parede de um capilar? ♦ Tendo em mente o tamanho das hemácias, qual é o diâmetro interno

aproximado dos capilares neste animal? Obs: Terminadas as observações, desligue a lâmpada do microscópio e limpe a mesa de trabalho. O animal deve ser deixado à disposição do técnico de laborátorio.

3333----CARACTERÍSTICAS DO PULSO ARTERIACARACTERÍSTICAS DO PULSO ARTERIACARACTERÍSTICAS DO PULSO ARTERIACARACTERÍSTICAS DO PULSO ARTERIALLLL � Objetivos: 1. Analisar pela palpação, as características do pulso. 2. Relacionar a onda de pulso com a atividade cardíaca. 3. Verificar a velocidade de propagação da onda de pulso.

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� Técnica 1- Coloque os dedos indicador, médio e anular sobre a artéria radial,

entre o rádio e o tendão. Esta artéria se encontra lateralmente no pulso (mesmo lado do dedo polegar). O dedo indicador deve ficar na parte proximal (mais perto do coração).

2- Localize na região, a melhor posição para observação da onda pulsátil.

� Seqüência Experimental: 1. Determine a freqüência cardíaca (nº de pulsações por minuto - bpm) ♦ Qual o valor da freqüência de pulso e descreva como se apresentam

as demais propriedades? ♦ Qual a causa da onda de pulso? ♦ Qual a propriedade do pulso e como se altera frente a variações da

pressão diferencial? 2. Observe a propagação (velocidade) da onda de pulso. Essa manobra

é feita pelo operador, colocando os dedos indicador, médio e anular de sua mão direita sobre a artéria carótida (na borda interna do músculo esternocleidomastóido, lateralmente e num plano mais profundo da traquéia). Com os dedos correspondentes da mão esquerda, observe o pulso radial direito.

♦ Qual a velocidade do sangue e da onda pulsátil num indivíduo jovem e em repouso?

♦ Qual a diferença de aparecimento da onda de pulso entre a carótida e a radial? Por que?

3. Solicite ao paciente para se exercitar (pular em apenas um pé, 25

vezes). ♦ Como se comportam as propriedades do pulso logo após o exercício

em relação a situação de repouso? 4. Determine a freqüência cardíaca nas posições em pé, sentado e

deitado. 5. Explique as diferenças encontradas.

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6. Diminua o retorno venoso pelo aumento da pressão intratorácica (manobra de Valsalva) e anote as diferenças nas propriedades do pulso, durante a manobra.

♦ Explique as causas das alterações.

4444----MÉTODOS INDIRETOS PARA A DETERMINAÇÃO DAMÉTODOS INDIRETOS PARA A DETERMINAÇÃO DAMÉTODOS INDIRETOS PARA A DETERMINAÇÃO DAMÉTODOS INDIRETOS PARA A DETERMINAÇÃO DA

PRESSÃO ARTERIAL SISTÊMICA DO HOMEMPRESSÃO ARTERIAL SISTÊMICA DO HOMEMPRESSÃO ARTERIAL SISTÊMICA DO HOMEMPRESSÃO ARTERIAL SISTÊMICA DO HOMEM

Atenção: Na tomada clínica da pressão arterial, deve-se ter em mente que alguns fatores podem afetar a exatidão e a estabilidade das cifras de pressão arterial por ocasião de sua determinação, tais como: 1) Ansiedade: influencia as cifras de pressão arterial elevando tanto a

máxima quanto a mínima e aumentando a flutuação destas cifras em múltiplas leituras. Assim o efeito da ansiedade é reduzido repousando e tranqüilizando o voluntário entre as leituras, que devem ser feitas pelo menos em número de três.

2) Em pessoas cujo reflexo compensador de alterações da pressão

arterial está perfeito, a posição ereta dá leituras mais altas. Deve-se inicialmente tomar a PA com o voluntário deitado ou sentado.

3) O uso de manguito padrão em pessoas obesas (medindo-se a PA no

braço) dá leituras falsamente altas tanto da PA máxima quanto da mínima. Nestas pessoas as leituras no braço serão exatas quando se usa manguito para coxa.

4) Em relação à espessura do membro utilizado, o uso do manguito

muito estreito dá leituras falsamente altas e de manguito muito largos, leituras falsamente baixas. Para que as leituras sejam exatas, a largura do manguito deve ser adequada ao diâmetro do membro utilizado. O manguito deve ser aplicado a um membro de tal forma que fique uniformemente ajustado e completamente desinsulflado. A pressão do manguito deve ser elevada rapidamente até 30 mmHg acima da pressão arterial máxima e a seguir baixada à razão de 2-3 mmHg por segundo.

5) Para se evitar a influência da congestão venosa, em leituras múltiplas

e sucessivas, deve-se entre as leituras, fazer com que a pressão do

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manguito caia e permaneça em 0 durante vários segundos após a leitura da pressão arterial mínima.

� Objetivos: 1. Estudar os diferentes métodos de medida da pressão arterial no

homem. 2. Determinar pelo método auscultatório, os valores da pressão arterial. 3. Analisar algumas variações fisiológicas da pressão arterial. � Materiais:

Esfigmomanômetro aneróide e estetoscópio. � Técnica: 1- O voluntário deve estar deitado ou confortavelmente sentado. O

braço deve estar perfeitamente relaxado. 2- O manguito (parte do esfigmomanômetro que irá contornar o braço)

deve ser colocado bem ajustado ao braço, com a parte inferior mais ou menos 2,5 cm acima do espaço anti-cubital.

3- O receptor do estetoscópio deve ser colocado levemente sobre uma artéria do espaço anti-cubital, evitando-se qualquer contato com o manguito, pois essa ocorrência poderá mascarar o ruído captado. A posição correta do estetoscópio é determinada pela presença de ruído após inflado o manguito até uma pressão aproximadamente de 100 mm Hg (isso para pressões normais). A figura V.2 mostra um esquema da posição do aparelho de pressão, bem como os eventos durante a determinação do parâmetro.

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Figura VI.2: Método auscultatório para a determinação da pressão arterial sistólica e diastólica. � Seqüência Experimental: 1- Determine a pressão pelo método palpatório. Por esse método só

podemos medir a pressão sistólica. Coloque o manguito no braço e detecte o pulso radial. Inicie a insuflação do manguito e observe o desaparecimento da pulsação radial (momento que indica a obliteração da artéria pelo manguito). Insufle mais 30 mmHg de pressão no manguito e comece a desinflá-lo lentamente, sem tirar os dedos do pulso radial.

2- Ao reaparecimento do pulso, observe no manômetro o valor e anote. ♦ Qual o valor da pressão sistólica encontrada?

3- Esvazie completamente o manguito antes de fazer uma nova determinação da pressão.

4- Determine a pressão arterial pelo método auscultatório. Coloque o manguito da mesma forma que o especificado no primeiro item. Localize pelo estetoscópio o melhor ponto de ausculta. Insufle o manguito até 30 mmHg acima do desaparecimento do ruído e solte o ar de seu interior lentamente. Ao aparecer o primeiro ruído marque o valor que aparece no manômetro. Esse é o valor da pressão sistólica ou máxima.

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5- Na seqüência da desinflação lenta, os ruídos aumentam de intensidade à medida que o valor se aproxima da pressão arterial média. A partir desse momento, os ruídos vão se tornando progressivamente longos e abafados até desaparecer. No momento do desaparecimento do ruído, marque o valor que aparece no manômetro. Esse é o valor da pressão diastólica (ou mínima). Anote os valores das pressões sistólica e diastólica encontradas, pois servirão como dados controles para os testes seguintes.

♦ Qual o valor da pressão diferencial (ou de pulso) que foi encontrado? ♦ Calcule a pressão arterial média e defina-a. ♦ Qual a importância em saber o valor da pressão arterial média? ♦ Sabendo-se os valores da pressão sistólica e da pressão diastólica e

os fatores que nelas influem o que indica a pressão diferencial?

6- Se as pressões obtidas no item 2 foram com o voluntário sentado, determine agora com ele deitado (ou vice-versa). Determine também a pressão com o paciente em pé. Anote os resultados das pressões sistólica e diastólica, em cada situação.

♦ Quais os valores em relação à posição do voluntário? Por que há diferenças?

7- Peça ao voluntário para realizar movimentos respiratórios (inspiração e expiração) amplos e com freqüência elevada durante mais ou menos 20 segundos. Quase ao final do exercício inicie a determinação novamente da pressão arterial na mesma posição determinada antes dos movimentos.

♦ Qual o efeito dessa manobra sobre a pressão arterial? Por que?

8- Solicite ao voluntário exercitar-se, subindo e descendo um degrau (ou um banco) até se cansar. Determine a pressão logo após o exercício.

♦ Quais os valores das pressões sistólica e diastólica? ♦ Explique as causas das variações encontradas.

9- Solicite ao voluntário que realize uma apnéia (parada respiratória) por mais ou menos 25 segundos. Quase ao final desse tempo inicie a determinação da pressão arterial.

♦ Que efeito esta manobra tem sobre a pressão arterial? Por que?

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5555----ELETROCARDIOGRAMA (ECG)ELETROCARDIOGRAMA (ECG)ELETROCARDIOGRAMA (ECG)ELETROCARDIOGRAMA (ECG)

Introdução

O Eletrocardiograma (ECG) é o registro gráfico da atividade elétrica

do coração. É do conhecimento de todos que as fibras miocárdicas, como

qualquer célula excitável, apresenta potenciais de repouso e de ação.

Como os tecidos circunvizinhos são bons condutores de eletricidade,

temos que esses potenciais podem ser captados na superfície corporal.

Além da padronização do sítio da aplicação dos eletrodos é

necessário, que se execute antes de efetuar o registro do ECG, a

padronização do eletrocardiógrafo, ajustando a sensibilidade para que 1

mv produza uma deflexão vertical de 1 cm e deslocando a chave de

velocidade do papel para a posição de 2,5 cm/s (de modo que 1 cm em

seu eixo horizontal indica 0,4 seg. ). A Fig VI.3, apresenta a padronização

do eletrocardiógrafo e o registro do ECG em DI, DII e DIII.

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Figura VI.3: O eletrocardiograma normal

No eletrocardiograma normal encontramos as seguintes ondas e intervalos (figura VI.4).

Figura VI.4: Ondas e intervalos

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Onda P - despolarização dos átrios. Segmento P–R - espaço do fim da onda P ao início do “Complexo QRS” Significa o retardo que o impulso sofre ao passar pelo nódulo átrio – ventricular; Complexo QRS - formado por três ondas, Q, R e S. Significa a despolarização ventricular; Segmento S–T - espaço entre o fim da onda e o início da onda T. Significa o tempo em que as fibras do miocárdio ventricular permanecem despolarizadas;

Onda T - significa repolarização ventricular; Intervalo T – P - entre o fim da onda T e o início da onda P de outro ciclo cardíaco. Significa o tempo que antecede a próxima sístole.

Eventualmente, podemos obter também no ECG, o registro da repolarização atrial (onda Ta) que, normalmente, fica mascarado pelo complexo QRS em virtude de ser de pouca amplitude. Entre os diversos componentes do ECG, vale salientar que

é no segmento S – T que se evidencia as deficiências cardíacas como insuficiência coronária, isquemia e enfarto do miocárdio. Este segmento (assim como os outros) é normalmente isoelétrico (linha de base ou de potencial zero) e qualquer desnível pode significar patologia.

Determinação da frequência cardíaca a partir do ECGDeterminação da frequência cardíaca a partir do ECGDeterminação da frequência cardíaca a partir do ECGDeterminação da frequência cardíaca a partir do ECG

A frequência cardíaca é expressa em número de batimentos por minuto (bpm). Ela pode ser calculada contando–se os ciclos num intervalo de tempo determinado (por exemplo 10 seg. ) e multiplicando–se esse valor pelo número de partes que esse tempo determinado faz de um minuto. No caso de 10 segundos teremos de multiplicar por 6 (10 x 6 =60 s), de modo a termos a frequência cardíaca (FC) em um minuto. Na velocidade padrão de deslocamento do papel (2,5 cm/s), 3 segundos são representados por 15 quadrados grandes.

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Eletrocardiograma e EsforEletrocardiograma e EsforEletrocardiograma e EsforEletrocardiograma e Esforço Físicoço Físicoço Físicoço Físico Durante o esforço físico existe uma maior demanda energética muscular, sendo requerido um grande suprimento de oxigênio para compensa-la, desse modo, o exercício promove grandes alterações no organismo, principalmente nos sistemas cardiovascular e respiratório, primordialmente envolvidos com o transporte de oxigênio. Estes sistemas desenvolvem um aumento funcional para compensar a demanda energética muscular durante o exercício físico. Existem vários testes, todos com a finalidade de avaliar como o organismo reage ao exercício. Geralmente esses utilizam quatro parâmetros principais: freqüência cardíaca, ECG e pressão arterial e freqüência respiratória. � Objetivos: - Executar a padronização de um ECG. - Conhecer e registrar o ECG normal nas derivações bipolares (DI, DII e DIII). - Reconhecer as ondas, segmentos e intervalos que compõem um ECG normal. - Determinar a frequência cardíaca a partir de um ECG. - Observar as alterações no ECG decorrentes do esforço físico (características da ondas, segmentos, intervalos e freqüência cardíaca). Para tanto, solicita-se ao indivíduo executar exercício físico intenso (exemplo: correr, marinheiro) por um período de no mínimo 3 minutos. Logo em seguida, retorna-se o indivíduo a posição deitada para registro do ECG somente na derivação que forneceu a maior amplitude da onda R � Material utilizado: - Eletrocardiógrafo com módulo para ECG. - Eletrodos de placa para captação do ECG. - Cabo do ECG e cabo para ligação à terra (fio terra). - Pasta para ECG. - Voluntário.

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� Procedimento: O indivíduo deverá permanecer deitado e relaxado. Os eletrodos

serão aplicados na face interna dos membros, tendo-se limpado as superfícies de contato, com a pasta. Utilizam-se eletrodos os quais são conectados ao cabo do eletrocardiógrafo mediante a seguinte convenção :

braço direito - fio vermelho perna direita - fio preto braço esquerdo - fio amarelo perna esquerda - fio verde

- Analisar o traçado, identificando as ondas P, QRS e T (avaliar

amplitude e duração de cada). - Identificar os segmentos e intervalos. - Calcular a FC antes e após o exercício físico intenso (intervalo R-R)

AUSCULTA DOS RUÍDOS CARDÍACOSAUSCULTA DOS RUÍDOS CARDÍACOSAUSCULTA DOS RUÍDOS CARDÍACOSAUSCULTA DOS RUÍDOS CARDÍACOS

� Objetivos: 1. Identificar as características dos ruídos cardíacos audíveis ao

estetoscópio. 2. Analisar o papel das valvas cardíacas na origem dos ruídos. 3. Localizar as principais áreas de ausculta. � Materiais:

Estetoscópio. � Técnica: No tórax desnudo do paciente assinale as áreas de ausculta (locais onde será colocada a membrana do estetoscópio) conforme ilustra a figura 5, obedecendo a seqüência.

Área aórtica : na altura do 2º espaço intercostal direito ao lado do osso esterno; Área pulmonar : 2º espaço intercostal esquerdo ao lado do osso esterno;

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Área tricúspide : no 4º espaço intercostal esquerdo ao lado do osso esterno (base do apêndice xifóide); Área mitral : situado ao nível do "choque da ponta", ou seja, no quinto espaço intercostal esquerdo em sua intersecção com a linha clavicular média.

Figura 5 - Regiões específicas de ausculta dos sons normais e eventuais sopros produzidos pela atividade das valvas cardíacas. � Seqüência Experimental: 1. Usando o estetoscópio, ausculte os ruídos (bulhas) nas áreas

tricúspide e mitral e compare-os. ♦ Observar as características (intensidade e altura) do 1º e 2º ruídos

nessas áreas: Em qual das áreas os ruídos são mais intensos? Por que?

♦ Quais as causas do 1º e 2° ruídos (bulhas) cardíaca s? ♦ Preencha a tabela abaixo, colocando a intensidade (+, ++, +++ ou

++++) de cada ruído em cada área de ausculta.

Áreas Ruídos Mitral Tricúspide Aórtica Pulmonar

1º 2º

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2. Compare os ruídos da área mitral com o voluntário deitado e sentado. ♦ Descreva e explique as diferenças encontradas. 3. Solicite ao paciente para exercitar-se (pular 25 vezes num pé só).

Ausculte o coração e anote o resultado. ♦ Qual o efeito do exercício nos ruídos cardíacos (intensidade e

altura)? 4. Diminua o retorno venoso no voluntário através da manobra de

Valsalva e observe os ruídos. Essa manobra é conseguida solicitando ao voluntário para, depois de uma inspiração forçada, tentar expulsar o ar dos pulmões, porém, a boca e o nariz fechados.

♦ Explique a diferença nos ruídos durante essa manobra. ♦ Desenhe as curvas de pressão atrial, intraventricular esquerda e

aórtica e o dos ruídos cardíacos (consulte o livro Fisiologia Humana).

OBS.: Todos os elementos do grupo devem realizar a ausculta.

6666----REGULAÇÃO NEURAL DA PRESSÃO ARTERIALREGULAÇÃO NEURAL DA PRESSÃO ARTERIALREGULAÇÃO NEURAL DA PRESSÃO ARTERIALREGULAÇÃO NEURAL DA PRESSÃO ARTERIAL Esta aula prática será executada utilizando o seguinte site: http://rfi.fmrp.usp.br/~fisiocardio/Aula-Regulacao- PA/Roteiro-PA-cao.html INTRODUÇÃO

No tronco cerebral (bulbo) existem estruturas responsáveis

pela regulação da pressão arterial, as quais por meio do balanço

autonômico simpático e parassimpático controlam o débito cardíaco

(DC) e a resistência periférica (RP). Essa regulação envolve

mecanismos sensoriais (fibras aferentes), mecanismos de integração

(centros bulbares e superiores) e eferentes autonômicos, de forma que

qualquer desvio na pressão arterial seja imediatamente corrigido.

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A aferência dos mecanismos sensoriais periféricos para as

estruturas bulbares no SNC é representada por:

a. fibras pressorreceptoras aórticas e carotídeas, sensíveis às

deformações da parede arterial, causadas pela pressão

intravascular.

b. fibras aferentes da área cárdio-pulmonar, que respondem a

distensões mecânicas daquela região.

c. fibras quimiorreceptoras (na aorta e carótidas) cuja atuação se faz

presente em situações de hipóxia.

As informações fornecidas por esses receptores, tornam

possíveis os ajustes circulatórios momentâneos, por meio de respostas

reflexas. Estas respostas são ainda moduladas, por informações

provindas de estruturas mesencefálicas e corticais, e que estão

envolvidas na adequação da circulação em diferentes estados

comportamentais, como por exemplo o exercício físico.

Com relação à circulação é importante ressaltar que

estímulos aplicados sobre o coração e sobre os vasos (arteríolas),

implicam na alteração da pressão arterial, uma vez que a pressão é

determinada, a cada instante, pelo equilíbrio dinâmico entre a entrada e

a saída de sangue do sistema arterial: a entrada é regulada pelo

coração [DC = volume sistólico (VS) x freqüência cardíaca (FC)] e a

saída, controlada pelo grau de constrição das arteríolas (RP), que

determina a drenagem arteriolar. A pressão arterial é determinada pelo

DC e pela RP (PA = DC x RP).

Os objetivos destes experimentos são:

1. observar as respostas circulatórias às várias manipulações

mecânicas, químicas e neurais no cão, evidenciando alguns

aspectos do controle da pressão arterial e

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2. analisar as alterações cardiovasculares decorrentes da vagotomia.

Procedimento Experimental

1. Preparação Cirúrgica

O cão é anestesiado por uma mistura de Uretana (600

mg/kg) e Cloralose (60 mg/kg) injetada i.v., precedida, 30 minutos antes,

pela injeção subcutânea de Morfina (2 mg/kg). O animal é colocado em

decúbito dorsal em uma calha de madeira e suas patas fixadas à

mesma.

Após entubar o cão (cânula de plástico) são feitos os

seguintes procedimentos cirúrgicos: o isolamento e canulação da veia

femoral para a administração intravenosa de drogas, o isolamento e

canulação da artéria femoral para o registro da pressão arterial pulsátil,

e a instalação dos eletrodos para o registro eletrocardiográfico (ECG).

Na linha mediana, face ventral do pescoço, é feita uma

incisão longitudinal ampla (cerca de 5 cm) na pele e tecido subcutâneo.

Ainda na linha mediana, e por divulsão com tesoura, a musculatura pré-

traqueal é separada até atingir a traquéia. Ao lado da traquéia, e num

plano um pouco mais profundo, é encontrado, a cada lado, o feixe

vásculo-nervoso do pescoço: o qual é isolado bilateralmente numa

grande extensão. Com cuidado, sem lesar o vago, este é separado da

carótida comum, isolando-a com cordonê, e preparado para ligá-lo e

seccioná-lo, posteriormente.

A artéria femoral canulada é conectada ao transdutor para

registro da pressão arterial, os eletrodos para registro eletrocardiográfico

são conectados ao pré-amplificador e o transdutor para registro da

ventilação são todos conectados ao polígrafo para os registro

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cardiovasculares e respiratórios [Traçados normais na menor (painel da

esquerda) e na maior (painel da direita) velocidade do papel do

polígrafo]. Nesses traçados podem ser observados os registros

eletrocardiográficos (ECG), pressão arterial pulsátil (PAP), freqüência

cardíaca (FC) e movimentos respiratórios (Resp) de inspiração e

expiração. Antes de cada procedimento experimental é importante

esperar que a pressão e a respiração voltem ao normal (padrão basal),

registrando sempre um novo controle: cada experimento terá seu próprio

registro controle.

2. Seqüência Experimental

2.1. Traçados normais de pressão arterial (PA), respiração e ECG

2.2. Reconhecimento do ECG e influência da respiração sobre a FC

Identifique o registro do ECG e verifique se há alguma

alteração na freqüência de despolarização do coração durante a

inspiração com a respiração?

2.3. Efeitos da Noradrenalina (NOR) e da Acetilcolina (Ach)

sistêmicas

1 mg de NOR

1 mg de Ach

a. O que ocorreu com a PA e com a FC em cada uma das

injeções?

b. Onde atua a NOR? Algum mecanismo reflexo de

regulação da PA é ativado?

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c. Qual a ação da Ach? Qual é o significado fisiológico esses efeitos da Ach?

2.4. Efeitos da oclusão bilateral das carótidas comuns

Com as pinças apropriadas, faremos a oclusão durante 1

minuto das 2 artérias carótidas comuns simultaneamente.

a. O que ocorreu com a PA e a FC?

b. Esquematize a sucessão de fenômenos que devem ter ocorrido entre a oclusão e as respostas autonômicas que influenciam a pressão arterial.

2.5. Efeitos da Asfixia

A respiração será feita num circuito fechado (saco plástico) durante 2 minutos. a. Ocorreram alterações na PA, na FC e na respiração?

b. Esquematize os mecanismos que entram em ação para produzir

os efeitos observados.

2.6. Efeitos da vagotomia bilateral sobre a FC e a PA

a) Registre o ECG controle. b) Ligue os vagos e secione-os em rápida seqüência. O que ocorreu com a FC? Como explicar essa modificação? Persistem ainda as influências respiratórias sobre a FC? Por quê? c) O que ocorre com a PA?

2.7. Efeitos da NOR e Ach sistêmicas após a Vagotomia

1 mg de NOR

1 mg de Ach

Aguarde sempre a pressão voltar ao normal entre uma injeção e outra.

a. O que ocorreu com a PA e com a FC em cada uma das injeções?

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b. Onde atua a NOR? Algum mecanismo reflexo de regulação da PA

é ativado? Compare os efeitos da NOR antes e após a vagotomia.

c. Qual a ação da Ach? Qual é o significado fisiológico esses efeitos

da Ach? Compare os efeitos da Ach antes e após a vagotomia.

Explique os diferentes resultados observados após a vagotomia?

2.8. Efeito da oclusão bilateral das carótidas comuns após

vagotomia

Com as mesmas pinças apropriadas, repetimos a oclusão a

oclusão bilateral das 2 artérias carótidas comuns simultaneamente

durante 1 minuto.

a. O que ocorreu com a PA e a FC?

b. Esquematize a sucessão de fenômenos que devem ter

ocorrido entre a oclusão e as respostas autonômicas que influenciam a

pressão arterial.

Compare os efeitos da oclusão bilateral das carótidas comuns antes e após a vagotomia e explique as diferenças.

UNIDADE VIUNIDADE VIUNIDADE VIUNIDADE VI

SISTEMA RESPIRATÓRIOSISTEMA RESPIRATÓRIOSISTEMA RESPIRATÓRIOSISTEMA RESPIRATÓRIO

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1 1 1 1 ---- AÇÃO DO DIAFRAGMA E VENTILAÇÃO PULMONAR AÇÃO DO DIAFRAGMA E VENTILAÇÃO PULMONAR AÇÃO DO DIAFRAGMA E VENTILAÇÃO PULMONAR AÇÃO DO DIAFRAGMA E VENTILAÇÃO PULMONAR � Objetivo : 1. Compreender o papel do diafragma nas variações do volume do tórax. � Técnica 1- Usando a extremidade da cânula que atravessa a rolha do frasco,

canule a traquéia do rato (o mais próximo possível da laringe) e amarre-a firmemente.

2- Abra o tórax do animal, tendo o máximo cuidado de não lesar os pulmões e traquéia. Retire cuidadosamente a porção da traquéia canulada, tendo os 2 pulmões ligados a ela.

3- Introduza os pulmões dentro do frasco e aperte firmemente a rolha.

Figura VII. 1 - Diagrama do frasco com os pulmões do rato no seu interior e a membrana elástica colocada na sua base. Estudo Orientado: ♦ Por que puxando para baixo a membrana (diafragma) existente no

frasco, os pulmões se expandem? ♦ Sopre na cânula. Por que os pulmões se enchem? ♦ Que tipo de respiração é simulado nesta manobra?

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♦ No organismo que posição assume o músculo diafragma na situação relaxada? E na situação contraída? Faça um esquema da caixa torácica mostrando estas posições.

2222---- MOVIMENTOS RESPIRATÓRIOS NO HOMEM MOVIMENTOS RESPIRATÓRIOS NO HOMEM MOVIMENTOS RESPIRATÓRIOS NO HOMEM MOVIMENTOS RESPIRATÓRIOS NO HOMEM � Objetivos: 1. Identificar num registro pneumográfico os movimentos respiratórios:

inspiração e expiração. 2. Analisar algumas situações ou fatores que levam a alterações dos

movimentos respiratórios. � Materiais:

Pneumógrafo, tambor de Marey, quimógrafo, tubo para conecção, copo com água e suporte. � Técnica: 1- Coloque o pneumógrafo num estudante, de preferência sem camisa,

ajustando-o na parte inferior do tórax onde os movimentos respiratórios são mais pronunciados (Figura VII.2).

2- Parando os movimentos respiratórios em posição de inspiração moderada, conecte o tubo com o tambor de Marey. Observe para que a pena registradora apoiando-se no tambor de Marey funcione com movimentos amplos.

3- Ajuste a pena registradora no cilindro esfumaçado do quimógrafo, em sua parte superior, de modo a obter os registros dos movimentos respiratórios.

4- O estudante (voluntário) não deverá olhar o registro durante o decorrer do experimento.

� Seqüência Experimental: 1. Com velocidade moderada do cilindro, sem que o estudante se

preocupe com os resultados, obtenha o registro dos movimentos respiratórios num intervalo de 1 (um) minuto.

♦ Qual a freqüência respiratória em cpm?

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♦ Que porções do registro correspondem à inspiração e à expiração? ♦ Onde aparece uma pequena pausa, após a inspiração ou expiração? 2. Peça ao paciente que, continuando a não olhar no registro, preste

atenção nos seus próprios movimentos respiratórios por alguns minutos. Neste intervalo de tempo analise a amplitude e rítmo (freqüência, igualdade e regularidade) dos movimentos respiratórios.

♦ Que alterações são notadas em relação ao registro obtido no item anterior? Discuta o resultado.

3. Mande o voluntário ler em voz alta algumas frases e ao mesmo tempo

obtenha o registro. ♦ Como se apresenta o registro durante esta manobra? Qual a

explicação das alterações constatadas? 4. Mande o voluntário fazer leitura silenciosa do mesmo texto. 5. Ao voluntário solicite que beba, sem interrupção, um copo d´água. ♦ Como se apresenta o registro durante esta manobra? Qual a

explicação de alteração no registro? Figura VII. 2 - Colocação do pneumógrafo na pessoa para obter o registro dos movimentos respiratórios.