UNIVERSIDADE FEDERAL DA BAHIA ESCOLA DE MEDICINA VETERINÁRIA

DEPARTAMENTO DE PATOLOGIA E CLÍNICAS

DIEGO SILVA TEIXEIRA DE FREITAS

REPARO DE DEFEITO DA PAREDE ABDOMINAL EM CÃES

COM XENOENXERTO DE PERITÔNIO BOVINO OMENTALIZADO

SALVADOR 2008.2

DIEGO SILVA TEIXEIRA DE FREITAS

REPARO DE DEFEITO DA PAREDE ABDOMINAL EM CÃES COM XENOENXERTO DE PERITÔNIO BOVINO OMENTALIZADO

Monografia apresentada ao curso de graduação em Medicina Veterinária, Escola de Medicina veterinária, Universidade Federal da Bahia, como requisito parcial para obtenção do grau de Médico Veterinário. Orientador: Prof. Dr. João Moreira da Costa Neto.

SALVADOR 2005.2

Freitas, Diego Silva Teixeira de.

Reparo de defeito da parede abdominal em cães com xenoenxerto de peritônio bovino omentalizado / Diego Silva Teixeira de Freitas. 2008

Orientador: Prof. Dr. João Moreira da Costa Neto Trabalho de conclusão de curso (Graduação) – Universidade Federal da Bahia / Escola de Medicina Veterinária. 2008.

1. Cirurgia. 2. Cão. 3. Omento. 4. Membrana Biológica I. João Moreira da Costa Neto II. UFBA – MEV. III. Título

TERMO DE APROVAÇÃO

DIEGO SILVA TEIXEIRA DE FREITAS

REPARO DE DEFEITO DA PAREDE ABDOMINAL EM CÃES

COM XENOENXERTO DE PERITÔNIO BOVINO OMENTALIZADO

Monografia apresentada como requisito parcial para obtenção do grau de Médico Veterinário, Universidade Federal da Bahia, pela seguinte banca examinadora:

____________________________________________ João Moreira da Costa Neto

Presidente da banca

____________________________________________ Raquel Graça Teixeira

____________________________________________ Adams Tassinari Bonfada

Apresentada em: 12 de dezembro de 2008

AGRADECIMENTOS Aos meus pais Joaquim Nei e Alzinete pelo apoio incondicional e por estarem presentes em todos os momentos. Aos meus Irmãos Jorge Nei e Jean Victor pelo convívio sadio que fortalece a nossa família. A Mila pelo seu carinho e companheirismo. A Escola de Medicina Veterinária por propiciar meu desenvolvimento e aprendizado. Aos colegas da EMEV pelos bons momentos que passamos juntos durante todos esses anos. A todos do centro cirúrgico, principalmente a família Gordilho pelo espírito de equipe e amizade. Aos educadores que eternizaram seus conhecimentos em nossas mentes. Ao professor João Moreira pela sua doutrina e nobre orientação para a elaboração deste trabalho. A professora Alessandra Estrela pela sua contribuição e atenção.

Obrigado!!!

SUMÁRIO

LISTA DE FIGURAS ........................................................................................... 07

RESUMO ............................................................................................................ 08

1. INTRODUÇÃO .............................................................................................. 09

2. REVISÃO DE LITERATURA ......................................................................... 11

2.1. ANATOMOFISIOLOGIA DO ABDOME .................................................. 11

2.2. HÉRNIAS ............................................................................................... 17

2.2.1. HÉRNIA INCISIONAL .................................................................... 18

2.2.2. TRATAMENTO .............................................................................. 19

2.2.2.1. USO DAS PRÓTESES SINTÉTICAS E BIOLÓGICAS ....... 20

2.2.2.2. USO DO OMENTO ............................................................. 22

3. MATERIAL E MÉTODO ................................................................................ 25

3.1. ANIMAIS .................................................................................................. 25

3.2. O PERITÔNIO BOVINO ......................................................................... 25

3.3. PROCEDIMENTO CIRÚRGICO .............................................................. 26

4. RESULTADOS E DISCUSSÃO ..................................................................... 31

5. CONCLUSÃO ................................................................................................ 42

6 . REFERÊNCIAS BIBLIOGRÁFICA ............................................................... 43

LISTA DE FIGURAS

FIGURA 1 - Limites das regiões do abdômen ventral: A – cartilagem xifóide; B – cicatriz umbilical; C – asa do íleo; D – diafragma; E – ultima costela (GOMEZ, 1993). FIGURA 2 - Seqüência fotográfica mostrando o procedimento cirúrgico para o reparo de defeito da parede abdominal em cães com xenoenxerto de peritônio bovino omentalizado. A – Enxerto de peritônio bovino medindo 4 cm de comprimento por 3 cm de largura. B – Exposição da bordas de incisão na linha mediana. C e D – Confecção do defeito no plano peritônio-musculo-aponeurótico a partir das comissuras de incisão. E – Retalho de peritônio sobre o flap de omento. F – Peritônio omentalizado. FIGURA 3 - Seqüência fotográfica mostrando o procedimento cirúrgico para o reparo de defeito da parede abdominal em cães com xenoenxerto de peritônio bovino omentalizado. A e B – Execução dos pontos de reparo cranial e caudal. C e D – Confecção da sutura festonada do enxerto com as bordas do defeito. E – Redução do espaço morto. F – Síntese de pele feita com Grampeador Royal - Auto Suture (grampos de aço inoxidável). FIGURA 4 - Reparo de defeito da parede abdominal em cães com xenoenxerto de peritônio bovino omentalizado. Fotografia mostrando a evolução clínica dos animais. A – Aos 7 dias de pós-operatório, perfil, em estação. B - Identificação da presença do enxerto através da palpação da parede abdominal. C e D – Aos 14 dias de pós-operatório, em posição bipedal, perfil e ventral. E e F– Aos 28 dias de pós-operatório, notar a perfeita cicatrização da ferida cirúrgica. Obs. Notar em todas as fotografias a manutenção da conformação abdominal. FIGURA 5 - Reparo de defeito da parede abdominal em cães com xenoenxerto de peritônio bovino omentalizado. Fotografia mostrando a macroscopia da tela subcutânea e face visceral da parede abdominal do animal nº 1 que veio a óbito no 37º dia de pós-operatório. A – Presença do enxerto na parede abdominal com incompleta incorporação. B – Detalhe do enxerto/sítio receptor. C – Aderência favorável do omento apenas na região do enxerto. (face visceral). D – Amostras do enxerto/sítio receptor colhidos para a microscopia (retângulos). FIGURA 6 – Animal nº 1, óbito aos 37 dias de pós-operatório, região do enxerto, microscopia. Coloração hematoxilina-eosina. A – Visão panorâmica da borda do enxerto. Tecido de granulação. HE, 100x. B – Visão panorâmica do centro do enxerto. Tecido colagenoso denso. HE, 40x. C – Bordo do enxerto, reação inflamatória granulomatosa com presença de células gigantes do tipo corpo estranho. HE, 200x (seta). D – Centro de enxerto. Tecido colagenoso denso com fibras multidirecionais. HE, 100x. E – Área de interseção do enxerto com a musculatura. Tecido colagenoso jovem na periferia e denso na região central invadindo a musculatura. HE, 100x. F – Área de interseção do enxerto com omento. Invasão colagenosa com focos mineralização e metaplasia cartilaginosa. HE, 200x. Detalhe – metaplasia cartilaginosa. HE, 400x. FIGURA 7 - Animal nº 1, óbito aos 37 dias de pós-operatório, região do enxerto, microscopia. Coloração picrossírius. A – Visão panorâmica da borda do enxerto. Predominância do colágeno tipo III (verde), 100x. B – Visão panorâmica do centro do enxerto. Predominância do colágeno tipo I (vermelho), 100x. C – Bordo do enxerto. Predominância do colágeno tipo III (verde), 200x. D – Centro do enxerto. Predominância do colágeno tipo I (vermelho), 400x.

RESUMO

As membranas biológicas empregadas na cirurgia reparadora apresentam características especificas de regeneração ou reparo, servindo de arcabouço para um novo desenvolvimento tecidual. O omento, em virtude de suas propriedades terapêuticas tem sido indicado em diversas aplicabilidades clínico-cirúrgicas, particularmente quando a angiogênese e a drenagem linfática são requeridas. Desta forma objetivou-se avaliar o xenoenxerto de peritônio bovino conservado em glicerina a 98%, omentalizado para reparação de defeito criado no plano peritônio-musculo-aponeurótico.do abdome ventral em seis fêmeas caninas, hígidas, sem raça definida. Analisaram-se os aspectos clínico-cirúrgicos referentes à cicatrização tecidual e conseqüente manutenção da conformação abdominal. Todos os animais apresentaram evolução clinica satisfatória, com cicatrização e resistência teciduais adequadas à manutenção da conformação abdominal durante o período de observação pós-operatória. O óbito de um dos animais permitiu através da analise macro e microscópica avaliar a integração do enxerto ao leito receptor. Macroscopicamente observou-se que o omento induziu aderência favorável, minimizando a formação de aderências desfavoráveis ao enxerto. Propiciou uma maior superfície de contato, maior aporte sanguíneo e conseqüentemente aceleração do processo de reparação, microscopicamente caracterizado por deposição uniforme e significativa de fibroblastos, principalmente na região central do enxerto. Palavras-chaves: Cirurgia. Cão. Omento. Membrana Biológica

1– INTRODUÇÃO

As hérnias abdominais, freqüentemente ocorrem em regiões da pare-

de abdominal que apresentam uma constituição mais fraca (MATERA, 1948).

Podendo se localizar na cicatriz umbilical, linha alba, região inguinal e outros

pontos de fraqueza muscular como na região lombar, no períneo e em

cicatrizes de cirurgias anteriores (SCHWARTZ, 1987; BARBOSA e SILVA,

1997 apud LAIZO, 2007).

A cicatrização dos tecidos envolvidos na reconstrução da parede

abdominal depende fundamentalmente da adequada aproximação das bordas

da ferida operatória (FAGUNDES, 1995). A coaptação destas bordas depende

em primeira instância do uso adequado do material de sutura, que deve

suportar a tensão na linha de sutura até a formação de tecido cicatricial com

quantidade adequada de tecido fibroso que possa dar suporte por si à ferida

operatória (FAGUNDES, TAHA e MONTERO, 2001).

Muitas vezes, não é possível realizar a correção de defeitos na parede

abdominal através de síntese com suturas, em virtude tanto da escassez de

tecidos, quanto da alta tensão no local suturado, o que propicia a ocorrência de

elevados índices de hérnias incisionais (RAMOS, 2002).

As membranas biológicas preservada em glicerina a 98% tem sido

amplamente utilizadas para reparação de inúmeras alterações anatômicas e

patológicas nas diferentes espécies. Na dependência do local em que são

empregadas, as membranas biológicas apresentam características específicas

de regeneração ou reparação teciduais servindo de arcabouço para o

desenvolvimento de um novo tecido, restabelecendo a estrutura do órgão

afetado (COSTA NETO, 1997).

A obtenção de tecidos a partir do omento é considerada simples e

prática, uma vez que, devido à arquitetura e funções do órgão, há grande

disponibilidade tecidual e vascularização favorável (LIEBERMANN, 2000). Seu

emprego para obtenção de enxertos também é favorecida pela presença de

tecido linfático, pois diminui a chance de infecção (COURBIER et al. 1992).

Quando há uma lesão na cavidade abdominal, o omento se movimenta

pelo peristaltismo intestinal para o local da lesão tamponando-a, favorecendo a

proteção contra processos inflamatórios (VINEBERG, 1967; REZENDE e

SILVA, 1999). Graças a essa capacidade, à sua riqueza de células mesoteliais

e à sua propriedade absortiva, o omento ficou conhecido como guardião do

abdome (RUFFINI, 1992).

Devido as suas propriedades terapêuticas, o omento tem sido

empregado em diversas aplicações clínicas e cirúrgicas (RUFFINI, 1992).

Atualmente inúmeros procedimentos cirúrgicos estão utilizando as suas

propriedades, a fim de proporcionar melhor resolução de certos quadros

patológicos. Vários trabalhos são citados em diversas modalidades cirúrgicas

para comprovar sua capacidade em promover ou garantir aderências

favoráveis, angiogênese, drenagem linfática, proteção e combate a infecção e

reconstituição de tecidos (COURBIER et al. 1992; KONTUREK et al. 1994; DEL

CARLO et al., 1997; MALONEY et al. 2003).

Este estudo teve como objetivo avaliar, através de análises descritivas,

o xenoenxerto de peritônio bovino omentalizado como alternativa para reparar

defeito na parede abdominal em cães, analisando aspectos clínicos

relacionados à cicatrização da ferida; desconforto abdominal; e

descontinuidade da parede abdominal.

2 - REVISÃO DE LITERATURA

2.1 – ANATOMOFISIOLOGIA ABDOMINAL

O abdome é a porção do tronco situada caudal ao diafragma. Contem a

maior das cavidades corpóreas, contínua em um plano que passa pelo

promontório sacral e a borda púbica, com a cavidade pélvica mais caudal e

muito menor. A cavidade abdominal possui geralmente o formato de um cone

com a base cranial globosa. Seu eixo longitudinal inclina-se em sentido

crânioventral, num ângulo que varia dependendo da profundidade do tórax

(DYCE, 2004). De acordo com Matera (1948) o abdome animal

imaginariamente é dividido em duas cavidades, abdominal e pélvica, é amplo e

engloba as vísceras que constituem quase em sua totalidade, aparelho

digestivo e geniturinário.

A cavidade abdominal do cão é dividida por planos e linhas

imaginárias, delimitando regiões e sub-regiões. Anteriormente está a região

epigástrica, medialmente (hemi-abdome) a região mesogástrica e

posteriormente a região hipogástrica (MATERA, 1948; GOMEZ, 1993)

(FIGURA 1).

A parede abdominal consiste, ventralmente, nos músculos retos do

abdômen e nas aponeuroses de três músculos; oblíquo interno, oblíquo

externo e transverso. Superpostos em três camadas, são por necessidade,

expansivos e relativamente finos (MATERA, 1948; SISSON e GROSSMAN,

1986; SILVA e BUENO 1994; KONIG e LIEBICH, 2002; DYCE, 2004). A

cavidade dorsalmente é formada pelos corpos das sete vértebras lombares e

discos intervertebrais e pelos pilares do diafragma; lateralmente, pelos

músculos psoas maior e ilieopsoas, formando o teto do abdome (MATERA,

1948; SISSON e GROSSMAN, 1986; SILVA e BUENO, 1994; DYCE, 2004).

FIGURA 1: Limites das regiões do abdômen ventral: A – cartilagem xifóide; B – cicatriz umbilical; C – asa do íleo; D – diafragma; E – ultima costela (GOMEZ, 1993).

Mais superficial, o músculo obliquo externo do abdome, origina-se das

superfícies laterais das costelas e da fáscia lombar com suas fibras (forma de

leque) em sentido cranioventral e mais horizontal nas partes posteriores seu

trajeto. A inserção é por uma aponeurose que se divide em duas partes

(tendões) antes de inserir na borda lateral e caudal do músculo reto. A porção

caudal é bastante espessada e se insere do ilíaco até o púbis sendo chamado

de ligamento inguinal (MATERA, 1948; SISSON e GROSSMAN, 1986; KONIG

e LIEBICH, 2002; DYCE, 2004).

O segundo músculo, o obliquo interno do abdome, se situa

profundamente no músculo externo, possuindo as fibras em direção

caudoventral cruzando com as fibras do obliquo externo formando um ângulo

reto. Espalha-se em forma de leque. A porção cranial é robusta e insere-se ao

longo do arco costal sobrepondo-se ao músculo reto caudalmente. O restante

insere-se a uma aponeurose estreita no sentido caudal do músculo. (MATERA,

1948; SISSON e GROSSMAN, 1986; KONIG e LIEBICH, 2002; DYCE, 2004).

O músculo transverso é o mais profundo da parede lateral origina-se ao

longo do lado medial do arco costal e dos processos transversos das vértebras

lombares. Suas fibras passam transversalmente e são sucedidas por uma

aponeurose que passa dorsalmente ao reto do abdome unindo-se a linha alba.

(MATERA, 1948; SISSON e GROSSMAN, 1986; KONIG e LIEBICH, 2002;

DYCE, 2004).

O quarto músculo, o reto do abdome está situado de forma longitudinal

entre as bainhas aponeuróticas externa e interna. É chato, longo,

moderadamente largo principalmente em região medial. É observado

característica muscular dupla, simétrica separadas apenas pela linha alba.

Surge das superfícies ventrais das cartilagens ventrais costais externais,

inserindo na borda púbica. (MATERA, 1948; SISSON e GROSSMAN, 1986;

KONIG e LIEBICH, 2002; DYCE, 2004).

A parede do abdome é perfurada na região da virilha por uma

passagem denominada anel inguinal. É uma abertura oval na aponeurose do

músculo obliquo externo, distando cranial ao púbis e medial a borda lateral do

músculo reto. Este anel é responsável por conduzir o testículo ao escroto antes

ou após o nascimento. Em ambos os sexos o anel dá passagem a artéria, veia,

vasos pudendo e nervos genitofemural (SISSON e GROSSMAN, 1986; KONIG

e LIEBICH, 2002; DYCE, 2004).

A cicatriz umbilical é uma seqüela do desenvolvimento pós-natal. No

momento do nascimento, o orifício umbilical é ocupado pela inserção do

cordão, que se cicatriza rapidamente. Passa a ser um importante ponto de

referência para os cirurgiões, dividindo a parede umbilical em dois segmentos;

pré e retro-umbilical (MATERA, 1948).

O peritônio é a primeira estrutura encontrada após uma incisão

completa da parede abdominal. Uma delicada serosa contendo pequena

quantidade de líquido seroso, sendo constantemente renovado, facilitando o

deslizamento das diferentes vísceras que reveste. Uma vez irritado, o

peritônio reage inflamatoriamente não necessariamente no local da lesão,

podendo levar à formação de aderências (MATERA, 1948; DYCE, 2004).

Os omentos são lâminas largas de peritônio que ligam órgão a órgão,

esta subdividida em omento maior e omento menor. O omento maior constitui

os ligamentos gastrofrênico, gastrocólico e gastroesplênico. É a primeira

estrutura observada após rebater-se a parede abdominal, encontra-se

recobrindo os tratos ventral e lateral do intestino. O omento menor por sua vez

forma os ligamentos hepatogástrico e hepatoduodenal estende-se frouxamente

sobre a distância entre a curvatura menor do estômago e a primeira porção do

duodeno, fixa-se por uma curta distância ao diafragma e ventralmente à

impressão esofágica e fissura portal, envolvendo o processo papilar do fígado

(HOWARD e LAHUNTA, 1994; BUDRAS et al. 2002).

A cavidade abdominal está constantemente submetida à grande

variação de pressões, que são responsáveis pelos fenômenos de respiração e de

expulsão do conteúdo, tanto abdominal (na defecação, micção, parto e vômito)

como de conteúdo da árvore respiratória, quando há estimulo da tosse. O

esforço realizado varia com a espécie e as condições. (SILVA e BUENO,

1994; DYCE, 2004).

Excetuando-se pela passagem pélvica, a cavidade abdominal é um

espaço fechado por estruturas resistentes à pressão: ossos, músculos e fáscias.

Sua função principal é manter em conforto os órgãos contidos em seu interior.

Ao permanecer em repouso estacional, os animais fazem pouco uso ativo da

musculatura na sustentação das vísceras, onde tal sustentação é feita por

tensão passiva. (MATERA, 1948; SILVA e BUENO, 1994; DYCE, 2004).

A rigidez do abdome produzida por contração pode ser empregada

para proteção das vísceras. Cães em estresse contraem o abdome dificultando

a tentativa para palpar seu abdome. A dor visceral pode provocar essa

contração de modo espontânea, generalizada ou local, evitando o possível

deslizamento dos órgãos um contra o outro (DYCE, 2004).

A constituição especial, elástica, da parede abdominal faz com que esta

seja submetida a uma força tangencial, que depende não só da pressão do

abdômen, como também da forma e tamanho do mesmo. Isso é de grande

importância no mecanismo gerador de deiscências ou hérnias, onde

deficiências naturais ou criadas por intervenções cirúrgicas fazem com que a

parede abdominal não resista ao aumento da tensão, terminando por romper-

se (SILVA e BUENO, 1994; READ, 2006).

A pressão abdominal alterada pelo esforço torna-se um fator

importante na formação de eviscerações e hérnias. Atividades como tosse e o

vômito também geram um aumento de pressão aumentando o risco de

rupturas. (SILVA e BUENO, 1994). Alterações na pressão aplicada pelos

órgãos (por exemplo, hipertrofia prostática com hérnia perineal), tendência de

alguns órgãos em se deslocar da sua posição normal e acumulo de fluidos no

interior do órgão são alguns fatores que predispõem os animais a herniação

(HUNT, 2007).

Com a evolução da prenhez, o útero sofre extraordinárias modificações

no tamanho, na estrutura e na posição. Inicialmente na cavidade pélvica,

cresce em sentido cranioventral, deslocando as vísceras para o dorso e lados.

Com este deslocamento, o reto fica em posição dorsal, isolado na pelve. O

útero cresce na cavidade abdominal acomodando na parede ventral, a

musculatura estira-se e a pressão abdominal aumenta até acomodar as

necessidades do concepto em crescimento (HAFEZ, 2004; KLUG, AGUIDA e

ORTIZ, 2008). Possivelmente a expansão útero poderia forçar o conteúdo

abdominal através de um defeito existente no diafragma ou extensão de uma

ruptura do diafragma durante um evento traumático (FREEMAN, 2005).

2.2 – HÉRNIAS

Algumas regiões da parede do abdome apresentam uma constituição

mais fraca (MATERA, 1948). Podendo as hérnias de parede abdominal serem

desenvolvidas na cicatriz umbilical, linha alba, região inguinal e outros pontos

de fraqueza muscular como na região lombar, no períneo e em cicatrizes de

cirurgias anteriores (SCHWARTZ, 1987; BARBOSA e SILVA, 1997 apud

LAIZO, 2007).

O canal inguinal, caracterizado por uma abertura oval na aponeurose

do músculo obliquo externo (SISSON e GROSSMAN, 1986), torna-se um ponto

potencialmente predisposto a formação de hérnia (MARIEN, 2005). O

enfraquecimento e separação dos músculos e fáscias que formam o diafragma

pélvico resultam na hérnia perineal (MORTARI, 2005). O anel umbilical não

involuído, predispõe a passagem de estruturas anatômicas da cavidade

abdominal envolvidos pelo peritônio formando as hérnias umbilicais (KRAUS,

1996).

Causada por traumas bruscos, a maior parte das hérnias traumáticas

envolve as regiões; inguinal ou pré-púbica e diafragmática (READ, 2006). O

local e o tamanho da ruptura dependerão da posição do animal no momento do

impacto e da localização das vísceras (FOSSUM, 2005).

Após uma laparotomia, a celiorrafia deve promover aproximação das

bordas livre de tensão com suporte muscular dinâmico (GIROTTO et al. 2003),

evitando falhas promotoras das hérnias incisionais ocorridas dentro dos

primeiros sete dias após o fechamento da cavidade (SMEAK, 1993a; RAISER,

1999).

2.2.1 – HÉRNIA INCISIONAL

Segundo Lima (2002), mesmo obtendo sucesso na intervenção

cirúrgica, a hérnia incisional é um problema eventualmente detectado,

contribuído pela inadequação ou contaminação da sutura do plano anatômico

que sustenta a integridade da parede abdominal. Fatores que provocam tensão

sobre a linha de sutura (e diversos outros) como; tosse, vômitos, obstipação

intestinal, obesidade, gestação, distensão abdominal podem causar ruptura ou

afastamento das bordas da ferida operatória.

Silva (2006) e Bernard et al. (2007), citaram que fatores locais

(supuração, hematoma, edema e seroma) podem interferir no processo de

cicatrização e tornar a incisão mais susceptível às forças de tensão. A protusão

dos órgãos abdominais, através da deiscência, é mais comum em hérnias

incisionais agudas (SMEAK, 1993b). O sinal mais comum de deiscência é a

descarga serosangüínea pela ferida cirúrgica, e em 50% dos casos a etiologia

é a infecção. (TAYLOR e Mc GHEE, 1995). Complicações cirúrgicas são

observadas em 40% dos cavalos submetidos a incisões abdominal (WILSON,

BAKER e BOERO, 1995), com drenagem incisional em 32 a 36%, deiscência

em 3 a 5%, e formação de hérnia em 6 a 17% (FREEMAN, ROTTING e

INOUE, 2002).

A hérnia incisional é comum a partir do quinto dia após a cirurgia e

além da técnica operatória deficiente, o comprometimento da vascularização

local, o uso inadequado de fios e de nós que desatam, o tipo de sutura e

presença de infecção contribuem para essa patologia. Na celiorrafia, a sutura

dos músculos retos deve ser restrita às suas lâminas interna e externa, sendo

utilizado o fio de monofilamento inabsorvível ou absorvível de longa duração

(RAISER, 1999).

2.2.2 – TRATAMENTO

Independente da hérnia, o tratamento consiste de duas indicações

básicas: redução do conteúdo herniário e reconstituição do defeito da parede

abdominal (STAINKI, 2006). Segundo Smeak (1996), o tratamento cirúrgico

das hérnias abdominais exige não somente a observação dos princípios

cirúrgicos de oclusão do defeito sem tensão e incorporação de tecido, mas

também corrigir as causas fisiopatológicas associada à herniação do órgão,

caso contrario, levará à recidiva ou óbito.

A cicatrização dos tecidos envolvidos na reconstrução da parede

abdominal depende fundamentalmente da adequada aproximação das bordas

da ferida operatória (FAGUNDES, 1995). A coaptação destas bordas depende

em primeira instância do uso adequado do material de sutura, que deve

suportar a tensão na linha de sutura até a formação de tecido cicatricial com

quantidade adequada de tecido fibroso que possa dar suporte por si à ferida

operatória (FAGUNDES, TAHA e MONTERO, 2001).

Muitas vezes não é possível realizar a correção de defeitos na parede

abdominal com pontos simples, em virtude tanto da escassez de tecidos

quanto da alta tensão na linha de sutura, o que propicia a ocorrência de

elevados índices de hérnias incisionais. Em tais casos, torna-se necessário o

uso de próteses conhecidas como telas (LAMONT e ELLIS, 1988 apud

RAMOS, 2002).

2.2.2.1 – USO DAS PROTESE SINTÉTICAS E BIOLÓGICAS

O uso de malhas sintéticas para alcançar o reparo da “livre-tensão” tem

resultado em significativa redução na dor pós-operatório, na duração do

período de recuperação e no número de recidivas. Entretanto, propriedades

físicas dos implantes sintéticos podem causar conseqüências indesejáveis,

incluindo aumento do risco de infecção, formação de seroma, obstrução

intestinais associada ao biomaterial, formação de fístula e falha do reparo

desejado de contração da malha (AMID, 1997).

Ansaloni et al. (2005), relataram que estes materiais não absorvíveis

são extremamente biocompatíveis, embora quando implantado, estimulam uma

reação de corpo estranho dentro do hospedeiro. Inicialmente com uma reação

inflamatória, intensa deposição de tecido fibrótico inespecíficos e conclui com

um permanente encapsulamento do material sintético no tecido hospedeiro.

Estas bases fisiopatológicas explicam o sucesso da prótese de materiais

sintéticos não absorvíveis em cirurgia de hérnia, também sendo razões para

complicações relativamente raras, que podem incluir infecção e dor crônica.

O emprego de membranas biológicas deve-se, principalmente, à

facilidade em sua obtenção, baixo custo, preparo simples, esterilização viável,

pouca ou nenhuma reação tecidual e na fácil estocagem (ALVARENGA, 1992).

Para evitar reação imunológica e obtenção de um total estado estéril, estas

membranas devem permanecer preservadas em soluções conservantes.

Algumas dessas soluções são a glicerina 98%, álcool absoluto, vaselina,

glutaraldeído, solução supersaturada de açúcar a 300% e polivinilpirrolidona a

5%, devendo a membrana permanecer embebidas por um período mínimo de

30 dias, garantindo a total eficácia do processo (ALVARENGA, 1992; DALECK

et al. 1992; COSTA NETO et al. 1999).

Várias membranas biológicas têm sido pesquisadas com o objetivo de

reparar alterações anatômicas ou adquiridas na parede abdominal, fornecendo

um arcabouço para o desenvolvimento de um novo tecido e restabelecendo as

estruturas afetadas. (WANTZ, 1991; ALVARENGA, 1992; QUITZAN, 2003;

GRECA et al., 2004; GUIMARÃES et al., 2007).

Ramos (2002) comparou a biocompatibilidade da tela de polipropileno

e da submucosa intestinal de suíno (SIS) na correção de defeitos criados na

parede abdominal de cães. Avaliações clínicas diárias foram realizadas durante

60 dias. Os índices de infecção, hematoma, deiscência, incorporação do

implante e formação de aderências foram semelhantes. A histologia e

tensiometria foram realizadas a partir de um corpo de prova obtido da parede

abdominal dos cães. Os resultados obtidos fizeram o autor concluir que a SIS e

a tela de polipropileno são biocompativeis na correção dos defeitos criados.

O peritônio, assim como as demais membranas serosas, se compõe de

uma única camada de células pavimentosas de origem mesotelial e de uma

camada mais profunda de tecido conjuntivo frouxo, células reticulares e

macrófagos, sendo a camada de tecido conjuntivo, histologicamente, o maior

componente. Por essa característica, apresentam baixa antigenicidade

(BOYNE, 1971).

O peritônio bovino é obtido após abate de um animal hígido em

matadouro. Após a colheita, a membrana é imediatamente imersa em um

recipiente contendo solução salina de cloreto de sódio a 0,9% (soro fisiológico)

por um período de 10 minutos. Na seqüência é devidamente lavada em água

corrente, acondicionada em frasco estéril, ao qual é adicionada glicerina a 98%

e mantida à temperatura ambiente. Estando apta para uso após um período

mínimo de 30 dias (ALVARENGA, 1992; COSTA NETO et al. 1999; BASTOS et

al. 2005).

Guimarães et al.(2007), avaliaram as características histológicas do

algumas membranas bovinas, dentre elas o peritônio bovino conservadas em

glicerina a 98%. Observaram presença de tecido conjuntivo denso modelado,

cujas fibras mostraram-se dispostas longitudinalmente e justapostas no tecido

analisado a fresco. As análises das amostras conservadas não mostraram

alterações significativas demonstrando que glicerina a 98% é eficaz para tal

conservação.

Bastos et al. (2005), em seu experimento com ratos Wistar, após a

reparação de um defeito produzido no abdome com peritônio bovino

conservado em glicerina, mostraram que após análise de tensão, a membrana

não sofreu ruptura em nenhum teste, permitindo inferir que a sua resistência é

compatível com o esperado dos materiais protéticos utilizados nas correções

de hérnias abdominais.

2.2.2.2 – USO DO OMENTO

A obtenção de tecidos a partir do omento é considerada simples e

prática, uma vez que, devido à arquitetura do órgão, há grande disponibilidade

tecidual e vascularização favorável (LIEBERMANN, 2000). Seu emprego para

obtenção de enxertos também é favorecida pela presença de tecido linfático,

pois diminui a chance de infecção (COURBIER et al. 1992).

Quando há uma lesão na cavidade abdominal, o omento se desloca

pela ação do peristaltismo intestinal para o local da lesão tamponando-a,

favorecendo a proteção contra processos inflamatórios (VINEBERG, 1967;

REZENDE e SILVA, 1999). Graças a essa capacidade, à sua riqueza de

células mesoteliais e à sua propriedade absortiva, o omento ficou conhecido

como guardião do abdome (RUFFINI, 1992).

Em caso de infecção, o omento produz uma camada de fibrina que se

adere por contato, selando a área de contaminação (KONTUREK et al. 1994),

promovendo a destruição e absorção de bactérias e material estranho

(PLATELL et al. 2000), através das células brancas sanguíneas que são

visualizadas na área perivascular abaixo do mesotélio omental

(SHIMOTSUMA, KAWATA e HAGIWARA, 1989).

As aderências são formadas devido à deposição precoce de fibrina

(DEL CARLO et al., 1997). Primariamente prevenidas pela ativação local da

plasmina, que é um potente fibrinolítico encontrado em grande concentração na

superfície externa do omento, a nível das células mesenquimais (GERVIN et

al., 1973).

A omentopexia em anastomoses intestinais promove uma aderência

favorável, impedindo aderências desvaforáveis peri-anastomóticas (GRECA et

al. 1998) que segundo Mclachlin e Denton (1973) e Del Carlo et al., (1997)

ocorrem devido a presença de regiões cruentas e isquêmicas.

A indução de neovascularização ocorre diretamente pelo

desenvolvimento de conexões vasculares entre um enxerto de omento e o

tecido isquêmico (MALONEY et al. 2003). As células endoteliais

microvasculares presentes na fração lipídica possuem o fator angiogênico

responsáveis pela proliferação capilar e conseqüentemente proliferação

fibroblástica (GOLDSMITH et al. 1984; BIKFALVI et al. 1990).

A drenagem linfática propiciada pelo omento é favorecida pela sua

vasta capilaridade. A excelente capacidade de absorção tem um significado

clínico importante em processos onde haja grande quantidade de fluido

(PLATELL et al., 2000; FUGIWARA et al., 2003).

Goldsmith, Duckett, Chen (1975) verificaram que o omento favoreceu a

drenagem linfática quando empregado para vascularização da medula

espinhal, eliminando totalmente o edema formado na região, minimizando

assim o risco de aparecimento de fístula fluida cerebroespinhal.

3 – MATERIAL E MÉTODO

3.1 – Animais

Foram utilizadas 06 cadelas pré-púberes, hígidas, sem raça definida,

com peso entre 3,2 kg e 4,8 kg e menos de 5 meses de idade confirmada pela

presença de dentes caninos decíduos, previamente imunizados, oriundos do

Canil do Hospital de Medicina Veterinária da UFBA, encaminhados para

cirurgia eletiva de ovariosalpingohisterectomia.

Os animais foram submetidos a exame clínico e laboratoriais para

constatação da higidez, permanecendo em condições de temperatura e de

luminosidade naturais e alimentados com ração canina e água potável ad

libitum antes e após os procedimentos cirúrgicos.

3.2 – O peritônio bovino

O peritônio bovino foi preparado conforme Costa Neto et al. (1999).

Obtido em matadouro comercial inspecionado pelo Serviço de Inspeção

Federal (SIF). Após a colheita, a membrana foi devidamente lavada em água

corrente, acondicionada em frasco estéril, ao qual foi adicionado glicerina1 a

98% e mantida à temperatura ambiente. Estando apta para uso após um

período mínimo de 30 dias.

3.3 – Procedimento cirúrgico

Os animais foram avaliados clinica e laboratorialmente, (hemograma

completo), no pré-operatório. Após constatação do estado de saúde dos

animais, estes passaram por um período de jejum alimentar de 4 horas e

hídrico de 2 horas, e receberam antibioticoterapia profiláticaa base de

ampicilina benzatina1 na dose de 25 mg/kg, por via subcutânea (SC) e

meloxican2 na dose de 0,1mg/kg,por via SC, 20 minutos antes do procedimento

cirúrgico.

Como medicação pré-anestésica os animais receberam 0,05 mg/kg de

acepromazina3 e 4 mg/kg de meperidina4, na mesma seringa por via intra-

muscular (IM). Sob tranqüilização, foi instituído o acesso venoso e a tricotomia

da região ventral e laterais do abdome. A indução anestésica foi feita com

proporfol5, na dose de 5 mg/kg via intra-venosa (IV) e a manutenção anestésica

com isofurano6 em circuito semi fechado.

A equipe cirúrgica composta por cirurgião, auxiliar, instrumentador,

enfermeiro e anestesista, permaneceu indissolúvel e invariável durante todos

os procedimentos cirúrgicos.

Os animais foram posicionados em decúbito dorsal e a região

abdominal preparada para cirurgia asséptica e então submetidos à celiotomia

retro-umbilical por meio de incisão mediana ventral de 4 cm de comprimento

caudal a cicatriz umbilical (Figura 2 - B).

1 Amplotal 250mg - Labs. Hosbon S.A. 2 Maxican 0,5mg – Ouro-Fino Pet 3 Acepran 1% - UNIVET 4 Dornot 50mg/ml – União Quimica 5 Provive 1% - Claris Lifeciences Limited 6 Forane Fr 100ml – Laboratório Abbottt-h

Retalho de peritônio foi removido do frasco com glicerina7 antes do

implante e colocados em uma placa estéril contendo soro fisiológico, acrescido

de polivinilpirolidona na concentração de 0,1%, permanecendo por 10 minutos.

Sendo em seguida preparado um retalho de 4 cm de comprimento por 3 cm de

largura (Figura 2-A)

A ovariosalpingohisterectomia foi realizada mediante técnica cirúrgica

preconizada por Oliveira (2006), empregando-se abraçadeiras de náilon8 para

hemostasia preventiva das estruturas vasculares do útero e do ovário. Após

exérese dos órgãos foi criado um defeito oval medindo 4 cm de comprimento

por 3 cm largura, no plano peritônio-musculo-aponeurótico, a partir da incisão

da linha mediana, com exérese parcial do músculo reto e de suas bainhas

aponeuróticas externa e interna (Figura. 2 - C, D).

Para correção do defeito, os fragmentos de peritônio previamente

hidratados foram duplamente encobertos com flap omental (Figura 2 - E, F) e

fixados em sua margem através de dois pontos de reparo, cranial e caudal com

fio mononáilon 3-0 (Figura 3 - A, B). Seqüencialmente, sua fixação foi concluída

mediante emprego de sutura festonada com mesmo fio (Figura 3 - C, D). Ato

contínuo realizou-se redução do espaço morto empregando-se pontos simples

separados e sutura intra-dermica. A síntese de pele foi feita com grampos de

aço inoxidável aplicados com o grampeador Royal - Auto Suture9 (Figura 3 - E,

F).

Imediatamente após a cirurgia aplicou-se o Colar Elizabetano como

método de restrição e os animais foram mantidos confinados em canis

individuais.

1 Glicerina – Apotheker Química e Farmaceutica Ltda. 8 Abraçadeira Nylon 3 X 100mm - InterGodo 9 ROYAL™ - 35W Single Use Skin Stapler

Receberam terapia antimicrobiana a base de ampicilina benzantina10

durante 6 dias, por via SC e antiinflamatório a base de meloxican11 durante 3

dias, por via oral (VO). Após 10 dia de pós-operatório efetuou-se a retirada dos

grampos. O exame clínico foi realizado em todos os animais diariamente nos

primeiros trinta dias. Ao final deste período os animais foram doados e

acompanhados quinzenalmente, em regime domiciliar por mais sessenta dias.

Na avaliação clinica dos animais foram feitas observações

especialmente relacionadas ao aspecto da ferida cirúrgica e conformação da

parede abdominal. Para tanto os seguintes parâmetros foram analisados:

presença de edema; sinais de infecção; retração cicatricial; desconforto

abdominal; descontinuidade da parede abdominal.

Aos trinta e sete dias de pós-operatório, o animal numero 1 , foi vitima

de atropelamento por veiculo motor, vindo a óbito em virtude de trauma

craniano. Oportunamente, foram realizadas avaliações macro e microscópicas

da região do enxerto. Para análise histológica foram coletados fragmentos de

cortes sagitais dos quadrantes cranial, caudal, lateral direito e esquerdo da

área de interseção enxerto/sitio receptor e da área central do enxerto

omentalizado (Figura 5 – D). Logo após a colheita os fragmentos foram imersos

em solução fixadora de formalina a 10% tamponada com fosfato, pH 7,2. Após

o período de fixação superior a 24 horas, os fragmentos foram processados

rotineiramente para inclusão em parafina no Departamento de Patologia

Veterinária da UFBA. Cortes seriados de 5µ de espessura foram obtidos em

micrótomo e corados com Hematoxilina-eosina (HE) e com Picrossirius. A

observação foi feita em microscópio óptico binocular com equipamento para

fotomicrografia.

10 Amplotal 250mg - Labs. Hosbon S.A 11 Maxican 0,5mg – Ouro-Fino Pet

FIGURA. 2 – Seqüência fotográfica mostrando o procedimento cirúrgico para o reparo de defeito da parede abdominal em cães com xenoenxerto de peritônio bovino omentalizado. A – Enxerto de peritônio bovino medindo 4 cm de comprimento por 3 cm de largura. B – Exposição da bordas de incisão na linha mediana. C e D – Confecção do defeito no plano peritônio-musculo-aponeurótico a partir das comissuras de incisão. E – Retalho de peritônio sobre o flap de omento. F – Peritônio omentalizado.

FIGURA. 3 – Seqüência fotográfica mostrando o procedimento cirúrgico para o reparo de defeito da parede abdominal em cães com xenoenxerto de peritônio bovino omentalizado. A e B – Execução dos pontos de reparo cranial e caudal. C e D – Confecção da sutura festonada do enxerto com as bordas do defeito. E – Redução do espaço morto. F – Síntese de pele feita com Grampeador Royal - Auto Suture (grampos de aço inoxidável).

4 – RESULTADOS E DISCUSSÃO

A espécie escolhida para este trabalho mostrou-se cooperativa e

adequada para o desenvolvimento deste experimento, sendo o mesmo também

empregado por Ramos (2002) e Raiser (1999) para o desenvolvimento de

estudos sobre reconstrução da parede abdominal. Por ser uma espécie que

freqüentemente é acometida por lesões neste sítio particularmente

relacionadas às hérnias, nos permitiu uma melhor avaliação da viabilidade da

técnica

Considerando o perfil do grupo de animais jovens empregados no

estudo (animais abandonados no HOSPMEV), a realização da

ovariosalpingohisterectomia (OSH) precoce favoreceu as ações relacionadas à

adoção e ao manejo do abrigo minimizando assim o risco de cruzamento e

gestações indesejáveis, conforme afirma Gonçalves (2007). Adicionalmente

propiciou a execução da pesquisa preservando-se a integridade física e o bem

estar dos animais.

Por se tratar de animais abandonados, sem registro de nascimento,

estipulamos a idade mediante a inspeção da arcada dentária, caracterizada

pela presença do canino decíduo conforme citou Ellenpont (1986).

Considerando a imunização prévia realizada no momento da recepção dos

animais realizamos o procedimento cirúrgico após um período mínimo de 15

dias. Tal protocolo foi estipulado na tentativa de minimizar o estresse que a

cirurgia exerce sobre a capacidade do cão de armar uma resposta humoral

frente a vacinação, conforme citaram Soares e Silva (1998)

A conservação do peritônio de bovino em glicerina a 98% mostrou-se

satisfatória. Após reidratação, o tecido manteve suas características relativas à

consistência, flexibilidade e elasticidade. à exemplo de outros autores que a

empregaram na conservação de outras membranas biológicas (ALVARENGA,

1992; BATISTA, 1997; COSTA NETO, 1997; GUIMARÃES et al., 2007).

A falha criada cirurgicamente, medindo 4 cm de comprimento por 3 cm

de largura, no plano peritônio-musculo-aponeurótico foi suficiente para a função

requerida, ou seja, avaliar a capacidade de reparação tecidual da parede

abdominal ventral através de xenoenxerto de peritônio bovino omentalizado.

Contrariamente ao observado por Ramos (2002), neste estudo não

observamos retração muscular significativa que indicasse a necessidade do

uso de um enxerto com maior diâmetro relativo ao defeito visando minimizar a

força tênsil da linha de sutura. Acreditamos que a ausência de retração

muscular deu-se em virtude do comprometimento apenas do músculo reto do

abdome e de suas bainhas aponeuróticas, diferentemente do que foi citado

pelo autor que produziu defeitos bilaterais comprometendo parte dos músculos

obliquo abdominal externo e músculo transverso.

O equiparado diâmetro do retalho de peritônio, sua consistência e

espessura (aproximadamente 2 mm), aliado ao envoltório de enxerto

pediculado de omento preencheu todo o defeito, propiciando um adequado

tamponamento da cavidade abdominal e preservando a resistência e contorno

de sua parede.

No que diz respeito ao fio e padrão de sutura utilizado, verificamos que

o fio de náilon monofilamentar número 3-0, proporcionou boa resistência, não

tendo sido constatado nenhum tipo de reatividade tecidual significativa durante

o processo cicatricial. Tais resultados corroboram com os achados de Costa

Neto (1997) e Ramos (2002), que incriminam os fios de sutura como fator de

grande interferência no processo de cicatrização e reação tecidual.

A cicatrização da ferida cirúrgica deu-se de maneira satisfatória. Os

fenômenos observados na fase inicial do processo cicatricial, em todos os

animais, foram compatíveis com o processo de reparação a todos os tecidos.

Não foram evidenciados quaisquer sinais de incompatibilidade tecidual do

material implantado, que se traduzissem em processo inflamatório mais

exacerbado, provavelmente, com formação de seroma ou micro-abscessos. A

ausência de reação tipo corpo estranho, intenso processo inflamatório e reação

local de caráter imunológico, podem ter sido influenciado pela glicerina a 98%

como meio de conservação, dessa membrana biológica, fato este também

observado nos experimentos de Costa Neto (1997) e Bastos (2005).

Embora o trauma cirúrgico para confecção do defeito tenha sido maior

do que aquele necessário para a realização da OSH, incluindo-se

divulsionamento do tecido celular subcutâneo abdominal lateral e secção

transversal e exérese de boa parte do músculo reto e suas bainhas

aponeuróticas, o edema no pós-operatório imediato não foi significativo,

provavelmente devido à adequada redução do espaço morto cirúrgico e síntese

dos tecidos. Há de se ponderar sobre a participação do omento integrado ao

enxerto, que pode ter contribuído para minimizar a formação do edema, uma

vez que, o mesmo possui ação absortiva, favorecendo a drenagem linfática,

inicialmente descrita por Goldsmith, Duckett, Chen em 1975 e posteriormente

confirmadas por Platell et al. (2000) e Fugiwara et al. (2003).

Nos primeiros dias de pós-operatório, a identificação da presença do

enxerto, possível através da palpação da parede abdominal, deu-se em

decorrência da maior consistência do mesmo. Com o avanço do período pós-

operatório tornou-se gradativamente dificultosa, de modo que, aos 28 dias de

pós-operatório já não era possível evidenciar diferenças contiguas ao enxerto

(Figura 4), permanecendo assim até os 60 dias de pós-operatório.

Ainda que, não tenham sido realizados ensaios tensiométricos para

mensurar a resistência tênsil da região do enxerto, conforme empregaram

Greca et al. (2004) e Bastos et al. (2005), presume-se que o peritônio

omentalizado proporcionou adequada cicatrização e resistência tecidual, uma

vez que, em nenhum momento do período experimental foram observadas

alterações de fragilidade ou deformação na parede abdominal. Resultados

similares foram verificados por Silva et al. (2005), quando empregaram

cartilagem auricular bovina para herniorrafia umbilical recidivante em fêmeas

bovinas jovens, e Ramos (2000) quando reparou defeitos da parede abdominal

de cães com submucosa de intestino de suíno (SIS) e malha de polipropileno.

Vale salientar que os referidos autores, assim como o atual estudo

empregaram enxerto para preencher defeito no plano peritônio-musculo-

aponeurótico da parede abdominal ventral e não para reforçar aponeurose

muscular, conforme empregaram Bouillot et al. (1997) Costa Neto (1997), Lima

(2002) e Silva (2006).

Considerando a faixa etária dos animais, o índice de desenvolvimento

corporal e a impossibilidade de um prolongado período de observação, não foi

possível avaliar a completa incorporação do enxerto e conseqüentemente, o

comportamento do mesmo frente ao desenvolvimento corporal.

Baseado em achados de estudos anteriores, em que o peritônio foi

utilizado na reparação de outras estruturas como diafragma torácico (DALECK

et al. 1988) e diafragma pélvico (DALECK et al.,1992) e semelhantes àqueles

encontrados por outros autores (RAMOS, 2002; QUITZAN et al., 2003; GRECA

et al., 2004; BASTOS et al., 2005) quando empregaram outros tipos de

membranas na reconstrução de diversas estruturas, acreditamos que o

enxerto de peritônio omentalizado não interfira no crescimento corporal, uma

vez que, sua fibras colágenas são permeadas por novo tecido conjuntivo e são

incorporadas reforçando o ponto de vista de Alvarenga (1992) e Costa Neto

(1997) que afirmaram que elas induzem uma especializada regeneração de

tecido conjuntivo. Contrariamente as próteses sintéticas, incriminadas por Amid

(1997) e Quitzan et al. (2003) por possuírem reduzida flexibilidade.

A presença de aderências viscerais de acordo com Ramos (2002) está

relacionada com processo inflamatório que produz um exsudato, rico em

fibrinogênio, e a fibrina formada induz à adesão de superfícies distintas,

juntamente com a proliferação de tecido de granulação. Um peritônio sadio,

bem vascularizado, tem rica ação fibrinolítica. As aderências são primariamente

prevenidas pela ativação local da plasmina, que é um potente fibrinolítico. A

cascata de ativação da plasmina é iniciada pelo ativador de plasminogênio, que

está em grande concentração na superfície externa do peritônio, a nível das

células mesenquimais. Pequenas quantidades estão nos vasos sangüíneos

submesoteliais (GERVIN et al., 1973)

Para justificar o alto índice de aderências presentes em seu estudo,

Ramos (2002) relatou que as próteses, independentemente de sua natureza

(biológicas ou sintéticas), inibem a ação fibrinolítica do peritônio e reduzem a

produção de células mesoteliais.

Acreditamos que a associação do enxerto omental pediculado ao

enxerto de peritônio bovino conservado, propiciou uma aderência induzida

favorável minimizando a formação de aderências desfavoráveis ao enxerto e

áreas circunvizinhas, uma vez que, propiciou uma maior concentração de

plasminogênio; Ao tempo que o fator angiogênico presente na fração lipídica do

omento (GOLDSMITH et al. 1984; BIKFALVI et al. 1990) possa ter colaborado

com a revascularização das áreas circunvizinhas ao enxerto, particularmente

do peritônio parietal, corroborando assim com o restabelecimento de sua ação

fibrinolítica.

Tal afirmativa pôde ser parcialmente confirmada pelos achados

macroscópicos da região do enxerto, observadas a partir da necropsia animal

nº 1, que veio à óbito no 37º dia de pós-operatório, quando observou-se

aderência favorável do omento apenas na região do enxerto, sem quaisquer

aderências desfavoráveis, com as áreas adjacentes lisas, brilhantes e

normocoradas, características de uma peritônio parietal saudável (Figura 5).

A avaliação histológica do fragmento do enxerto e suas adjacências

obtido do animal nº 1, que veio a óbito no 37º dia de pós-operatório, revelou:

As secções histológicas obtidas dos fragmentos localizados na periferia

do enxerto, coradas pela hamatoxilina-eosina (HE), revelaram que o peritônio

implantado podia ser facilmente localizado e este, em algumas áreas mantinha

estreita associação com proliferação fibroblástica, vasos neoformados e

infiltrados inflamatório caracterizando a presença de tecido de granulação,

típico do processo de reparação tecidual. Foi observado no peritônio presença

de infiltrado inflamatório moderado constituído por macrófagos, muitos dos

quais contendo hemossiderina no citoplasma, linfócitos e algumas células

gigantes do tipo corpo estranho, caracterizando resposta inflamatória

granulomatosa. Focos de hemorragia e edema moderado também foram

visualizados.

As secções histológicas obtidas dos fragmentos centrais, coradas pela

hematoxilina-eosina (HE), revelaram presença de exuberante proliferação

fibroblástica, já se fazendo notar também a presença de colágeno com aspecto

denso, porem ainda desorganizado, constituído por fibras multidirecionais.

Constatou-se ainda presença de focos de mineralização e de metaplasia

cartilaginosa, discreto edema, escasso foco de hemorragia e também

esteatonecrose, localizada na periferia dos cortes.

Diferentemente da maioria dos trabalhos que relatam infiltração fibroblástica

centrípeta (com 15, 30, 60 e 90 dias), a partir da periferia do enxerto com

deposição de fibras colágenas na região central do enxerto (DALECK et al.,

1988; DALECK et al., 1999), no presente trabalho os achados histológicos

revelam uma deposição uniforme e significativa de fibroblastos, principalmente

na região central, possivelmente em virtude da associação do omento ao

enxerto de peritônio, o que propiciou uma maior superfície de contato, maior

aporte sanguíneo e conseqüentemente aceleração do processo de reparação.

Cabe ressaltar a necessidade de estudos histológicos utilizando maior numero

de animais e levando em consideração diferentes tempos de análise.

FIGURA 4 - Reparo de defeito da parede abdominal em cães com xenoenxerto de peritônio bovino omentalizado. Fotografia mostrando a evolução clínica dos animais. A – Aos 7 dias de pós-operatório, perfil, em estação. B - Identificação da presença do enxerto através da palpação da parede abdominal. C e D – Aos 14 dias de pós-operatório, em posição bipedal, perfil e ventral. E e F– Aos 28 dias de pós-operatório, notar a perfeita cicatrização da ferida cirúrgica. Obs. Notar em todas as fotografias a manutenção da conformação abdominal.

B

C D

A B

C D

FIGURA 5 - Reparo de defeito da parede abdominal em cães com xenoenxerto de peritônio bovino omentalizado. Fotografia mostrando a macroscopia da tela subcutânea e face visceral da parede abdominal do animal nº 1 que veio a óbito no 37º dia de pós-operatório. A – Presença do enxerto na parede abdominal com incompleta incorporação. B – Detalhe do enxerto/sítio receptor. C – Aderência favorável do omento apenas na região do enxerto. (face visceral). D – Amostras do enxerto/sítio receptor colhidos para a microscopia (retângulos).

FIGURA 6 – Animal nº 1, óbito aos 37 dias de pós-operatório, região do enxerto, microscopia. Coloração hematoxilina-eosina. A – Visão panorâmica da borda do enxerto. Tecido de granulação. HE, 100x. B – Visão panorâmica do centro do enxerto. Tecido colagenoso denso. HE, 40x. C – Bordo do enxerto, reação inflamatória granulomatosa com presença de células gigantes do tipo corpo estranho. HE, 200x (seta). D – Centro de enxerto. Tecido colagenoso denso com fibras multidirecionais. HE, 100x. E – Área de interseção do enxerto com a musculatura. Tecido colagenoso jovem na periferia e denso na região central invadindo a musculatura. HE, 100x. F – Área de interseção do enxerto com omento. Invasão colagenosa com focos mineralização e metaplasia cartilaginosa. HE, 200x. Detalhe – metaplasia cartilaginosa. HE, 400x.

FIGURA 7 - Animal nº 1, óbito aos 37 dias de pós-operatório, região do enxerto, microscopia. Coloração picrossírius. A – Visão panorâmica da borda do enxerto. Predominância do colágeno tipo III (verde), 100x. B – Visão panorâmica do centro do enxerto. Predominância do colágeno tipo I (vermelho), 100x. C – Bordo do enxerto. Predominância do colágeno tipo III (verde), 200x. D – Centro do enxerto. Predominância do colágeno tipo I (vermelho), 400x.

5 – CONCLUSÃO

De acordo com os resultados obtidos neste trabalho experimental,

podemos concluir que:

• A associação do enxerto omental pediculado ao enxerto de peritônio bovino

conservado em glicerina 98%, proporcionou cicatrização e resistência

teciduais adequadas à manutenção da conformação abdominal durante o

período de observação pós-operatória.

• O omento induziu aderência favorável, minimizando a formação de

aderências desfavoráveis ao xenoenxerto. Propiciou uma maior superfície

de contato, maior aporte sanguíneo e conseqüentemente aceleração do

processo de reparação, microscopicamente caracterizado por deposição

uniforme e significativa de fibroblastos, principalmente na região central do

enxerto.

• A utilização do xenoenxerto omentalizado mediante a técnica cirúrgica

empregada neste trabalho abre novas perspectivas para sua utilização na

rotina cirúrgica, principalmente para casos em que o uso de membranas

biológicas mostrou-se viável isoladamente. Entretanto, se faz necessário

maior numero de estudos para confirmação desta suposição.

6 - REFERÊNCIAS BIBLIOGRÁFICAS ALVARENGA, J. Possibilidades e limitações da utilização de membranas biológicas preservadas em cirurgia. In: DALECK, C.R.; BAPTISTA, L.C.; MUKAI, L.S. Tópicos em cirurgia de cães e gatos. Jaboticabal: FUNEP-UNESP, 1992. p. 33-42.

AMID, P.K. Classification of biomaterials and their related complications in abdominal wall hernia surgery. Hérnia n. 1 p. 15-21 1997

ANSALONI, L.; CATENA, F.; GAGLIARDI, S.; GAZZOTTI, L.; D’ALESSANDRO, A.; PINNA, D. Hernia repair with porcine small-intestinal submucosa. Hernia. n. 11: p. 321–326. 2007. BATISTA, L.C.; DALECK C.R; SHIMANO A.C; et al. Estudo comparativo da resistência à tração do peritônio (bovino, eqüino, suíno e canino) a fresco e conservado em glicerina. Braz. Vet. J. v.34, n.1, 1997.

BASTOS, E.L.S.; FAGUNDES D.J.; TAHA, M.O.; NOVO, N.F.; SILVADO, R.A.B. Peritônio bovino conservado na correção de hérnia ventral em ratos: uma alternativa para tela cirúrgica biológica. Rev. Col. Bras. Cir. v. 32. n. 5, p 120 – 127. 2005.

BERNARD, C.; POLLIAND, C.; MUTELICA, L.; CHAMPAULT, G. Repair of giant incisional abdominal wall hernias using open intraperitoneal mesh. Hernia, v. 11, n. 4, p. 315-320. 2007

BIKFALVI, A.; LTERIO, J.; INYANG, A.L.; DUPUY, E.; LAURENT, M.; HARTMANN, M.P.; VIGNY L.; RAULAIS D.; COURTOIS Y.; TOBELEN G. Basic fibroblast growth factor expression in human omental microvascular endothelial cells and the effect of phorbol ester. J Cell Phys. v. 144, p. 151-158, 1990.

BOYNE, P.J. Transplatation, implatation end grafts. Dent. Clin. North Am. v.2, p.443- 453, 1971.

BOUILLOT J.L.; BADAWY A.; ALEXANDRE J.H. Incisional abdominal hernia after median sternotomy. Repair with the use of Dacron mesh. Hernia. n. 1. p. 129 – 130. 1997.

BUDRAS, K.D.; HOROWITZ, A.; WÜNSCHE, A.; REESE, S.; GERLACH, K.; NAUTRUP, C.P. Abdominal cavity. In:______. Anatomy the dog. 3.ed. Germany: Schlütersche, 2002. p. 50-57.

COSTA NETO, J. M. Tenoplastia experimental do calcâneo comum em cães com peritônio bovino conservado em glicerina a 98%. 1997. 89f.Tese

(Mestrado) - Faculdade de Ciências Agrárias e Veterinárias do Câmpus de Jaboticabal – UNESP. Jaboticabal – São Paulo.

COSTA NETO J. M., DALECK, C.R.; ALESSI, A.C.; BRACCIALLI, C.S. Tenoplastia experimental do calcâneo em cães com peritônio bovino conservado em glicerina. Ciência Rural, Santa Maria, v. 29, n. 4, p. 697-703, 1999.

COURBIER, R.; FERDANI, M.; JAUSSERAN, J.M.; BERGERON, P.; REGGI, M. The role of omentopexy in the prevention of femoral anastomotic aneurysm. J. Cardiovasc. Surg. v. 33, p. 149-53, 1992.

DALECK, C. R.; DALECK, C. L. M.; PADILHA FILHO, J. G.; COSTA NETO, J. M.; ALESSI, A. C. Substituição de um retalho diafragmático de cão por peritônio de bovino conservado em glicerina: estudo esperimental. Ars Veterinária. v. 4. n. 1. p. 53 – 61, 1988.

DALECK, C. R.; DALECK, C. L. M.; PADILHA FILHO, J. G.; COSTA NETO, J. M. Reparação de hérnia perineal em cães com peritônio de bovino conservado em glicerina. Ciência Rural, Santa Maria, v. 22, n. 2, p. 179-183, 1992.

DALECK, C. R. Reparação cirúrgica da “Pars Muscularis” do diafragma por ligamento nucal xenólogo conservado em glicerina a 98%: Estudo experimental em cão. 1999. 82f. Tese (livre-docência). Universidade Estadual Paulista – UNESP. Jaboticabal – São Paulo

DEL CARLO, R. J.; GALVÃO, S. R.; TINTO, J. J. R.; PONTINI, A. C. G.; LOPES, M. A. F. Estudo macroscópico das aderências peritoneais provocadas experimentalmente em cães. Ciência Rural. v. 27, n. 2, p. 273 – 278. 1997.

DYCE, K.M.; SACK, W.O.; WENSING, C.J.G. Abdômen dos carnívoros. In: _______. Tratado de anatomia veterinária. 3ed. Rio de Janeiro. ELSEVIER, p. 407 – 424. 2004.

ELLENPORT, C.R. Aparelho urogenital do carnívoro. In: GETTY, R. Anatomia dos animais domésticos. 5 ed. Rio de Janeiro. Guanabara, v. 2. 1986. p. 1489.

FAGUNDES, D. J.; TAHA, M. O.; MONTERO, E. F. S. O fio cirúrgico. In: BURHIAN E, RAMOS RR. Condutas em Cirurgia. São Paulo: Atheneu. 2001. p.677.

FAGUNDES, D.J. Bases técnicas para as laparotomias de urgência. In: BURHIAN E. Emergências em Cirurgia. São Paulo: Sarvier. 1995. p.217.

FOSSUM, T.W., Diaphragmatic hernias: Surgical Treatment. Congresso Nazionale Multisala SCIVAC. 50. p. 742 -744. 2005. Disponivel em: www.ivis.org/proceedings/scivac/2005/Fossum2_en.pdf?LA=1 Acesso em 11 de setembro de 2008.

FREEMAN, D.E. Peripartum colic. North American Veterinary Conference Proceedings. p 160 – 162. 2005. Disponivel em: www.ivis.org/proceedings/ navc/2005/LA/073.pdf?LA=1 Acesso em 10 de setembro de 2008.

FREEMAN, D.E.; ROTTING, A.K.; INOUE, O. Abdominal closure and complications. Clin Tech Equine Pract. n. 1 p. 174-187. 2002.

FUJIWARA, K.; KIGAWA, J.; HASEGAWA, K.; NISHIMURA, R.;UMEZAKIS, N.; ANDO, M.; ITAMOCHI, H.; YAMAGUCHI, S.; ODA, T.; TERAKAUA, N.; KOSHIMA, I.;KOHNO. Effect of simple ometoplasty and complications after pelvic lymphadenectomy. Int Gynecol Cancer. v. 13, p. 61-66, 2003.

GERVIN, A.S.; PUCKETT, C.L.; SILVER, D. Serosal hypofibrinolysis: A cause of postoperative adhesions. American Journal of Surgery, v 125, n. 1, p. 80 - 88. 1973.

GIROTTO, J.A; CHIARAMONTE, M.; MENON, N.G.; SINGH, N.; SILVERMAN, R.; TUFARO, A.P.; NAHABEDIAN, M.; GOLDBEG, N.H.; MANSON, P.N. Recalcitrant abdominal wall hernias: long-term superiority of autologous tissue repair. Plast Reconstr Surg. n. 112. p 106-114. 2003.

GOLDSMITH, H.S; GRIFFITH, A.L; KUPFERMAN, A.; CATSIMPOOLAS, N. Lipid angiogenic factor from omentum. Jama. v. 252, n. 15, p. 2034 - 2036, 1984.

GOLDSMITH, N.S.; DUCKETT, S.; AND CHEN, W.F. Spinal cord vascularization by intact omentum. Am. J. Surg. v. 129, p. 265, 1975.

GOMEZ, H.M. Contribuição para o estudo da Laparoscopia diagnóstica no cão. 1993. 43f. Tese (Mestrado) – Faculdade de Medicina Veterinária e Zootecnia da Universidade de São Paulo. São Paulo,

GONÇALVES, A.C.O. Comparação entre a laparotomia mediana ventral e lateral direita para a ovariosalpingohisterectomia em cadelas jovens e adultas. 2007. 48f. Tese (Monografia) - Universidade Federal da Bahia – Escola de Medicina Veterinaria. Salvador.

GRECA, F.H.; SIMÕES, M.L.P.B.; SOUZA, Z.A.; SILVA, A.P.G.; NASSIF, A.E.; COSTA, P.B. Ação do omento na cicatrização de anastomoses colônicas. Estudo experimental em ratos. Acta de Cir Bras. v. 13, n. 3, 1998.

GRECA, F.H.; SOUZA FILHO, Z.A.; ROCHA, S.L.; BORSATO, K.S.; FERNANDES, H.A.D.; NIISIDE, M.A. Submucosa de intestino delgado no reparo de defeito em parede abdominal de ratos. Acta. Cir. Bras. v. 19. n. 5. p. 471 – 477. 2004.

GUIMARÃES, G. C.; SCAVONE, A. R. F.; MACHADO, M. R.; CRUZ C. da; CAPALBO, A. C.; SANTOS, A. L. Q.; Avaliação histológica de membranas biológicas bovinas conservadas em glicerina e a fresco. Biosci. J., Uberlândia, v. 23, n. 3, p. 120-127. 2007.

HAFEZ, B. Anatomia da reprodução feminina. In:______. Reprodução animal. São Paulo, Manole, 2004. p. 13-29.

HOWARD, E.E.; LAHUNTA, A. Abdome, pelve e membro pélvico. In: ______. Guia para dissecção do cão. 3. ed. Rio de Janeiro: Guanabara, p. 100-125, 1994.

HUNT G. B., Practical solutions to perennial problems: perineal hernia. Proceedings of the WSAVA Congress. Sydney, Australia, 2007. Disponível em: http://www.vin.com/proceedings/Proceedings.plx?CID=WSAVA2007&PID= 18060&Category=2996&O=Generic. Acesso em 08 de setembro de 2008.

KLUG, W. A., AGUIDA, H. A. C., ORTIZ, J. A. Pressões retais e anais em primigestas ao defecar. Rev. Assoc. Med. Bras. v. 54, n. 2, p.150-153. 2008.

KÖNIG, H.E.; MAIERI, J.; LIEBICH, H.G. Fáscia e músculos da cabeça e do tronco. In: KÖNIG, H.E.; LIEBICH, H-G. Anatomia dos animais domésticos: texto e atlas colorido. Porto Alegre: Artmed. v.1. 2002. p.125-129.

KONTUREK, S.J.; BRZOZOWSKI, T.; MAJKA, J.; PAWLIK, W.; STACHURA, J. Omentum and basic fibroblast growth factor in healing of chronic gastric ulceration in rats. Dig Dis Sci. v. 39, p. 1064-1071, 1994.

KRAUS K.H. Hérnias. In:_______. BOJRAB M. J. Técnicas atuais em cirurgia de pequenos animais. 3.ed. São Paulo: Roca. 1996. p.410-414.

LAIZO A., Histologia dos sacos herniários das hérnias inguinais indiretas e diretas em adultos e crianças: identificação de fibras musculares lisas e sua relação com o vaso sangüíneo. 2007. 65f. Tese (Mestrado) - Faculdade de Medicina – UFMG. Belo Horizonte.

LIEBERMANN, M.D. The greater omentum: anatomy, embryology and surgical applications. Surg North Am. v. 80, p.275-93, 2000.

LIMA J.M. Tratamento Cirúrgico das Hérnias Incisionais. Rev.Col. Bras. Cir. v. 29, n 2. 2002.

MALONEY, C.; WAGES, D.; UPTON, J.; LEE, W.P. Free omental tissue transfer for extremity coverage and revascularization. Plast Reconstr Surg. v. 111, n. 6, p. 1899-904, 2003.

MARIEN T., Standing inguinal ring closure - Laparoscopy. North American Veterinary Conference. p. 240 - 245. 2005. Disponivel em: www.ivis.org/proceedings/navc/2005/LA/105.pdf?LA=1 Acesso em 10 de setembro de 2008.

MATERA, E.A. Contribuição para a cirurgia abdominal do cão. Estudo e técnica das incisões da parede ventral. 1948. 95f. Tese (livre-docência). Faculdade de Medicina Veterinária - USP. São Paulo.

MAZZANTI, A.; RAISER, A.G.; PIPPI, N.L.; ALVES, A.S.; FARIA, R.X.; ALIEVI, M.M.; BRAGA, F.A.; SALBEGO, F.Z. Hernioplastia diafragmática em cão com pericárdio bovino conservado em solução supersaturada de açúcar. Arq. Bras. Med. Vet. Zootec., v.55, n.6, p.677-684, 2003

MCLACHLIN, A.D.; DENTON, D.W. Omental protection of intestinal anastomosis. Am J Surg. v. 125, p. 134 – 140. 1975.

MORTARI A.C., Hérnia Perineal em Cães. Ciência Rural, Santa Maria, v35, n. 5,: p. 1220 - 1228. 2005. OLIVEIRA, M.S. Utilização de abraçadeiras de náilon para hemostasia preventiva na ováriosalpingohisteretomia em gatas. 43f. 2006. Tese (monografia). Departamento de Patologia e Clinica. Universidade Federal da Bahia. Salavdor.

PAULO, N.M.; LIMA, F.G.; SIQUEIRA JÚNIOR, J.T.; FLEURY, L.F.F.; SANT’ ANA, F.J.F.; BORGES, A.C. TELLES T.C. Membrana de látex da seringueira (Hevea brasiliensis), com e sem polilisina a 0,1% e tela de marlex na reconstrução de defeitos iatrogênicos da parede abdominal de ratos. Acta Cirúrgica Brasileira. v. 20 n. 4. p. 305 – 310. 2005.

PLATELL, C.; COOPER, D.; PAPADIMITRIOU, M.; HALL, J.C. The omentum. Word j. Gastroenterol. v. 6, n. 2, p. 169-176. 2000.

QUITZAN G.Q, RAHAL S.C, ROCHA N.S, CROCCI, A.J. Comparação entre pericárdio bovino preservado em glicerina e malha de poliéster no reparo de falhas da parede abdominal em ratos. Acta. Cir. Bras. n. 4. p. 18. 2003.

RAISER, A.G. Hérnia pós-incisão em cães e gatos. Ciência Rural, v. 29, n. 4, p. 689-695, 1999.

RAMOS, E.J.B. Biocompatibilidade da tela de polipropileno e da submucosa intestinal de porco na correção de defeitos criados na parede abdominal de cães. Estudo comparativo. 2002. 62 f. Tese (Mestrado) - Setor de Ciências da Saúde da Universidade Federal do Paraná – Curitiba.

READ, R.A. Managing hernias that present as emergencies. World Congress WSAVA/FECAVA/CSAVA. p. 734 - 735. 2006. Disponível em: www.ivis.org/proceedings/wsava/2006/lecture25/Read3.pdf?LA. Acesso em 08 de setembro de 2008.

REZENDE, J.P.; SILVA, A.L. Avaliação da resistência de suturas duodenais com ou sem omentoplastia pediculada: estudo experimental em ratas. Acta Cir Brás. v. 14, n. 3, 1999.

RUFFINI, E. Surgical aplications of the greater omentum: a critical review of the literature. Pan Minerva Med. v. 34, p. 135-140, 1992.

SCHWARTZ, SHIRES, SPENCER, STORER. Princípios de cirurgia. Rio de Janeiro: Editora Guanabara Koogan. p. 1617 – 1636. 1987

SHIMOTSUMA, M.; KAWATA, M.; HAGIWARA, A. Milk sports in the human greater omentum. Acta Anat. v. 136, p. 211-216, 1989.

SILVA, A. L., BUENO J. G. P., Fisiologia do abdômen. In: ______. Urgência Cirúrgica. v1, 1994. p. 99 – 105.

SILVA L.A.F.; SILVA O.C.; EURIDES D.; SOUSA V. R.; SILVA M. A. M.; FRANCO L. G.; ALCÂNTARA A. S.; RABELO R. E.; DAMASCENO A. D.; GERMANO JÚNIOR H. Hernioplastia umbilical em bovino: emprego de implante de cartilagem auricular homóloga e avaliação clínica dos resultados. Acta Scientiae Veterinariae. n. 33. v. 1. p. 57-62, 2005.

SILVA, W. Avaliação morfo-funcional da fixação de tela de polipropileno com adesivo sintético ou biológico em hérnia ventral de coelhos. 2006. 65f. Tese (Mestrado) – Universidade Federal de São Paulo. Escola Paulista de Medicina. Programa de Pós-Graduação em Cirurgia e Experimentação. São Paulo

SISSON, S.; GROSSMAN, J.D. Anatomia dos animais domésticos. 5.ed. Rio de Janeiro: Guanabara Koogan. v 2, p.1454 – 1464. 1986.

SMEAK, D.D. Abdominal hernias. In: BOJRAB, M.J. Disease mechanisms in small animal surgery. 2. ed. Philadelphia: Lea & Febiger,. Cap. 15. 1993a. p. 98 – 102.

SMEAK, D.D. Abdominal hernias. In: SLATER, D.H. Textbook of small animal surgery. 2. ed. Philadelphia: Saunders, Cap.36. 1993b. p. 433 – 454.

SMEAK, D.D. Hérnias Abdominais. In: BOJRAB, M.J. Mecanismos da Moléstia na Cirurgia dos Pequenos Animais, São Paulo. Manole. 1996. p.114-119,

SOARES, J.A.G.; SILVA, P.AR. Castração precoce em cães e gatos. Revista Clínica Veterinária. V. 3, n. 13, p. 34 – 40. 1998.

STAINKI, D. R. Redução de Hérnias. Faculdade de Zootecnia, Veterinária e Agronomia, PUCRS. 2006. Disponível em <http://pucrs.campus2.br/~stainki/CirurgiaII/hernias.pdf>. Acesso em 08 de setembro de 2008.

TAYLOR, R., McGHEE, R. Postoperative care of the wound. In: ______ Manual of small animal postoperative care. Williams & Wilkins. Baltimore. 1995. p. 36-47.

VINEBERG, A. Revascularization of the right and the left coronary arterial systems: Internal mammary artery implantation, epicardiectomy and free omental graft operation. Am. J. Cardiol. v.19, p. 344, 1967.

WANTZ, G.E. Incisonal hernioplasty with Mersilene. Surg Gynecol Obstet. n. 172. p 129-137. 1991

WILSON D.A, BAKER G.J, BOERO M.J. Complications of celiotomy incisions in horses. Vet Surg. v. 24 n. 6. p. 506-514. 1995.