quim organ pratica

QUÍMICA ORGÂNICA PRÁTICA

ANÁLISE DE COMPOSTOS ORGÂNICOS

Profª Drª Gláucia Maria F. Pinto

2006

QUÍMICA ORGÂNICA PRÁTICA

ANÁLISE DE COMPOSTOS ORGÂNICOS

Profª Drª Gláucia Maria F. Pinto

.......

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Química Orgânica C Prática 1° Semestre de 2006 Profª Drª Gláucia Maria F. Pinto____________________________________________________2

Índice:

Experimento 1 – Determinação de impureza de ácido acetilsalicílico

por HPLC Página 6

Experimento 2 – Síntese de acetato de isoamila (aroma de banana) Página 12

Experimento 3 – Determinação de óleos essenciais extraídos de

folhas de eucalipto

Página 15

Experimento 4 – Determinação de óleos essenciais extraídos de

cravo da índia – Análise de eugenol

Página 21

Experimento 5 – Síntese e acompanhamento reacional de

benzocaína

Página 25

Experimento 6 – Espectroscopia de RMN Página 31

Experimento 7 – Extração e análise de cafeína extraída de chá

preto

Página 45


Experimento 1 – Determinação de impureza de ácido acetilsalicílico por HPLC Reagentes e Materiais (parte I, II, III e IV) Ácido acetilsalicílico Ácido salicílico HPLC Coluna C-18 Acetonitrila Balão volumétrico

Água purificada Frascos apropriados Ácido acético Etanol Água Acetato de etila

Funil de Buchner Sistema de filtração Papel de filtro Gelo Sistema para banho-maria

Experimento 1 – Determinação de impureza de ácido acetilsalicílico por HPLC – Parte I: Introdução ao HPLC

1- Introdução Cromatografia é uma técnica utilizada para analisar, identificar ou separar os

componentes de uma mistura. A cromatografia é definida como a separação de dois ou mais compostos diferentes devido a diferentes afinidades que causam uma distribuição entre fases, uma das quais é estacionária e a outra móvel. Os componentes da mistura são adsorvidos na fase estacionária, e uma fase móvel arrasta e/ou interage continuamente com os componentes adsorvidos. Pela escolha apropriada da fase estacionária e da fase móvel, além de outras variáveis, pode-se fazer com que os componentes da mistura sejam arrastados ordenadamente. Aqueles que interagem pouco com a fase estacionária (FE) são arrastados facilmente e aqueles com maior interação ficam mais retidos. Os principais fenômenos que governam a separação cromatográfica são adsorção e absorção (partição). A adsorção ocorre com FE sólidas (hoje menos utilizadas) e a partição ocorre com FE líquidas (que são imobilizadas sobre suportes sólidos). Os componentes da mistura adsorvem-se com as partículas de sólido devido à interação de diversas forças intermoleculares. O composto terá uma maior ou menor adsorção, dependendo das forças de interação, que variam na seguinte ordem: formação de sais > coordenação > pontes de hidrogênio > dipolo-dipolo > Van der Waals. O processo de absorção (intrafacial) é governado pela partição e ocorre devido a diferença de solubilidade dos componentes na FE líquida. Dependendo da natureza das duas fases envolvidas (estacionária e móvel) tem-se diversos tipos de cromatografia: - sólido-líquido (coluna, camada fina, papel); - líquido-líquido (HPLC); - gás-líquido (CG). CROMATOGRAFIA LÍQUIDA: Na cromatografia líquida a FE geralmente é um líquido imobilizado sobre um sólido inerte e a FM é um líquido ou mistura de líquidos. A separação é governada tanto por características da FE quanto da FM. Quando a FE é mais polar do que a FM temos a cromatografia de fase normal, quando a FE é mais apolar do que a FM temos a cromatografia


Introdução de uma mistura

eluição

Separação dos componentes

de fase reversa. Hoje, mais de 90% das aplicações da cromatografia se concentram em fase reversa, sendo a FE mais utilizada a C-18. O fluxo de solvente deve ser contínuo. Os diferentes componentes da mistura mover-se-ão com velocidade distintas dependendo de sua afinidade relativa pela FE e também pelo eluente FM. Assim, a capacidade de um determinado eluente em arrastar um composto adsorvido na coluna depende quase diretamente da polaridade do solvente com relação ao composto. À medida que os compostos da mistura são separados, bandas ou zonas móveis começam a ser formadas; cada banda contendo somente um composto. Por uma escolha cuidadosa das condições, praticamente qualquer mistura pode ser separada (Figura 1).

Figura 1: Separação em cromatografia.

A cromatografia líquida de alta eficiência (CLAE, ou HPLC, do inglês high performance liquid chromatography), é um tipo de cromatografia líquida em coluna que trabalha a alta pressão e necessita de instrumentos adequados para tal: o cromatógrafo a líquido. A Figura 2 apresenta um esquema com os principais constituintes de um equipamento deste tipo.

Figura 2. Esquema de instrumentação típica em HPLC.


No HPLC a separação cromatográfica pode ser avaliada através da obtenção de

cromatogramas (Figura 3), onde cada pico representa um componente da mistura.

Figura 3. Esquema de cromatograma.

2- Parte experimental

- Observação e análise de cada um dos componentes de um cromatógrafo líquido HP

no laboratório. - Demonstração do equipamento.

3- Bibliografia Collins,C.H.; Braga, G.L.; Bonato, P.S.; Introdução a Métodos Cromatográficos, Editora da Unicamp. Skoog, D.A.; Leary, J.J.; Principles of Instrumental Analysis, Saunders College Publishing

Experimento 1 – Determinação de impureza de ácido acetilsalicílico por HPLC – Parte II: Análise de ácido acetilsalicílico comercial por HPLC

1- Introdução O Ácido Acetilsalicílico (AAS), também conhecido como Aspirina, é um dos remédios mais populares mundialmente. Milhares de toneladas de AAS são produzidas anualmente, somente nos Estados Unidos. O AAS foi desenvolvido na Alemanha há mais de cem anos por Felix Hoffmann, um pesquisador das indústrias Bayer. Este fármaco de estrutura relativamente simples atua no corpo humano como um poderoso analgésico (alivia a dor), antipirético (reduz a febre) e antiinflamatório. Tem sido empregado também na prevenção de problemas


cardiovasculares, devido à sua ação vasodilatadora. Um comprimido de aspirina é composto de aproximadamente 0,32 g de ácido acetilsalicílico. A síntese da aspirina é possível através de uma reação de acetilação do ácido salicílico 1, um composto aromático bifuncional (ou seja, possui dois grupos funcionais: fenol e ácido carboxílico). Apesar de possuir propriedades medicinais similares ao do AAS, o emprego do ácido salicílico como um fármaco é severamente limitado por seus efeitos colaterais, ocasionando severa irritação na mucosa da boca, garganta, e estômago. A reação de acetilação do ácido salicílico 1 ocorre através do ataque nucleofílico do grupo -OH fenólico sobre o carbono carbonílico do anidrido acético 2, seguido de eliminação de ácido acético 3, formado como um sub-produto da reação. É importante notar a utilização de ácido sulfúrico como um catalisador desta reação de esterificação, tornando-a mais rápida e prática do ponto de vista comercial.

O

OH

OH OH

O

O

CH3O1 2 3

+

O

OH3C CH3

O O

OHH3CH2SO4 +

AAS

A reação de acetilação nem sempre é completa, ou então ocorrem reações posteriores de decomposição e o ácido salicílico é encontrado como uma impureza do ácido acetilsalicílico.

2- Parte experimental 2.1- Preparo da fase móvel (FM) Transfira para um frasco de 1L ou 500 mL, 450 mL de água purificada, com pH ajustado para 3,0 (com ácido acético glacial), e 50 mL de acetonitrila. Coloque a mistura homogeneizada em ultra-som para desgaseificar. 2.2- Preparo do diluente Utilize FM como diluente. 2.3- Preparo da amostra Pese aproximadamente 80 mg de ácido acetilsalicílico comercial a transfira para balão volumétrico de 25,00 mL. Dissolva com uma porção do diluente e complete o volume do balão volumétrico. (O preparo desta solução somente deve ser feito no momento da análise). 2.4- Condições do equipamento Coluna cromatográfica: sílica recoberta com C-18 Comprimento de onda: 254 nm Fase móvel: Água : Acetonitrila, 90:10, pH= 3,0, v:v Volume de injeção: 20 μL Vazão de fase móvel: 1,5 mL/min


Condicione a coluna por no mínimo 30 minutos e faça três injeções da amostra.

Confirme a identidade do pico de ácido salicílico injetando uma solução contendo metade da concentração da solução de ácido acetilsalicílico, preparando-a da mesma forma. Confirme o tempo de retenção da impureza.

Guarde a solução da amostra preparada para avaliação da instabilidade.

Calcule a porcentagem de ácido salicílico encontrado (impureza), utilizando a seguinte relação: % impureza= (área do pico cromatográfico de ácido salicílico / somatória de todas as áreas encontradas) x 100

3- Bibliografia USP 27, 2004 Apostila de Química Orgânica Experimental A, Departamento de Química – UFSC, 2000. Journal of Chemistry Education 1979, 56, 331. Experimento 1 – Determinação de impureza de ácido acetilsalicílico por HPLC – Parte III: Purificação de ácido acetilsalicílico comercial

1- Introdução Grande parte das reações químicas realizadas em laboratório necessitam de uma etapa posterior para a separação e purificação adequadas do produto sintetizado. A purificação de compostos cristalinos impuros é geralmente feita por cristalização a partir de um solvente ou de misturas de solventes. Esta técnica é conhecida por recristalização, e baseia-se na diferença de solubilidade que pode existir entre um composto cristalino e as impurezas presentes no produto da reação. Um solvente apropriado para a recristalização de uma determinada substância deve preencher os seguintes requisitos:

a) Deve proporcionar uma fácil dissolução da substância a altas temperaturas; b) Deve proporcionar pouca solubilidade da substância a baixas temperaturas; c) Deve ser quimicamente inerte (ou seja, não deve reagir com a substância); d) Deve possuir um ponto de ebulição relativamente baixo (para que possa ser facilmente

removido da substância recristalizada); e) Deve solubilizar mais facilmente as impurezas que a substância.

O resfriamento, durante o processo de recristalização, deve ser feito lentamente para que se permita a disposição das moléculas em retículos cristalinos, com formação de cristais grandes e puros. Caso se descubra que a substância é muito solúvel em um dado solvente para permitir uma recristalização satisfatória, mas é insolúvel em um outro, combinações de solventes podem ser empregadas. Os pares de solventes devem ser completamente miscíveis. (exemplos: metanol e água, etanol e clorofórmio, clorofórmio e hexano, etc.).


O ácido acetilsalicílico é solúvel em etanol e em água quente, mas pouco solúvel em água fria. Por diferença de solubilidade em um mesmo solvente (ou em misturas de solventes), é possível purificar o ácido acetilsalicílico eficientemente através da técnica de recristalização. 2- Parte experimental 2.1- Purificação por recristalização (com etanol/água)

Dissolva o ácido acetilsalicílico (2 g) em cerca de 15 mL de álcool etílico, levando a mistura a ebulição. Despeje esta solução em 40 mL de água previamente aquecida. Caso haja formação de precipitado neste ponto, aqueça a mistura até dissolução completa. Deixe esfriar lentamente. Pode-se observar a formação de cristais sob a forma de agulhas. Filtre usando funil de Buchner (Figura 1), seque e reserve. 2.2- Purificação por acetilação (com acetato de etila)

Dissolva o ácido acetilsalicílico (2g) em cerca de 8 mL de acetato de etila, aquecendo a

mistura em banho-maria (CUIDADO). Caso o sólido não se dissolva completamente, acrescente mais 1-2 mL de acetato de etila. Deixe a solução esfriar lentamente a temperatura ambiente. Provoque a cristalização com bastão de vidro. Caso não cristalize, concentre um pouco a solução. Deixe esfriar lentamente. Filtre usando funil de Buchner e lave o béquer com um pouco de acetato de etila. Seque o produto.

Figura 1: Filtração a vácuo, com funil de Buchner.

3- Bibliografia Morrison, R.; Boyd, R.; Química Orgânica, Fundação Caloustre Gulbenkian Apostila de Química Orgânica Experimental A, Departamento de Química – UFSC, 2000.


Journal of Chemistry Education 1979, 56, 331. Experimento 1 – Determinação de impureza de ácido acetilsalicílico por HPLC – Parte IV: Avaliação da purificação de ácido acetilsalicílico

1- Parte experimental Prepare, no momento da análise, duas amostras com o material obtido após cada uma das

purificações (recristalização e acetilação). Proceda da mesma forma que o descrito na Parte II do experimento.

Compare os resultados de %impureza (% ácido salicílico) obtidos antes e depois das

purificações. Injete novamente a solução da amostra guardada anteriormente. Compare a proporção

entre os dois picos obtidos com a amostra recém preparada e após o período de armazenagem.

Experimento 2 – Síntese de um aromatizante: acetato de isoamila

Reagentes e materiais (partes I, II)

Ácido acético glacial Álcool isoamílico Ácido sulfúrico Bicarbonato de sódio Sulfato de sódio anidro

Sistema de refluxo Sistema de destilação (com manta de aquecimento) erlenmeyer Funil e papel de filtro

Experimento 2 – Síntese de um aromatizante: acetato de isoamila 1- INTRODUÇÃO Ésteres são compostos amplamente distribuídos na natureza. Os ésteres simples tendem a ter um odor agradável, estando geralmente associados com as propriedades organolépticas (aroma e sabor) de frutos e flores. Em muitos casos, os aromas e fragrâncias de flores e frutos devem-se a uma mistura complexa de substâncias, onde há a predominância de um único éster. Muitos ésteres voláteis possuem odores fortes e agradáveis. Alguns destes são mostrados na tabela abaixo:

ACETATO ODOR CARACTERÍSTICO Propila Pêra


Octila Laranja Benzila Pêssego Isobutila Rum Isoamila Banana

Os químicos combinam compostos naturais e sintéticos para preparar aromatizantes. Estes reproduzem aromas naturais de frutas, flores e temperos. Geralmente estes flavorizantes contêm ésteres na sua composição, que contribuem para seus aromas característicos. Aromatizantes superiores reproduzem perfeitamente os aromas naturais. Em geral, estes aromatizantes são formados de óleos naturais ou extratos de plantas, que são intensificados com alguns ingredientes para aumentar a sua eficiência. Um fixador de alto ponto de ebulição, tal como glicerina, é geralmente adicionado para retardar a vaporização dos componentes voláteis. A combinação dos compostos individuais é feita por diluição em um solvente chamado de "veículo". O veículo mais frequentemente usado é o álcool etílico. Neste experimento será sintetizado o acetato de isoamila 1 (acetato de 3-metilbutila), um éster muito usado nos processos de aromatização. Acetato de isoamila tem um forte odor de banana quando não está diluído, e um odor remanescente de pêra quando esta diluído em solução. Ésteres podem ser convenientemente sintetizados pelo aquecimento de um ácido carboxílico na presença de um álcool e de um catalisador ácido. O acetato de isoamila 1 será preparado a partir da reação entre álcool isoamílico e ácido acético, usando ácido sulfúrico como catalisador.

O

OHH3C

O

OH3CHO+ +H+

H2O

1 A reação de esterificação é reversível, tendo uma constante de equilíbrio de aproximadamente 4,20. Para aumentar o rendimento do acetato será aplicado o princípio de Le Chatelier, usando ácido acético em excesso. O tratamento da reação visando a separação e isolamento do éster 1 consiste em lavagens da mistura reacional com água e bicarbonato de sódio aquoso, para a retirada das substâncias ácidas presente no meio. Em seguida, o produto será purificado por destilação fracionada. ATENÇÃO!: É importante saber que o acetato de isoamila é o maior componente do feromônio de ataque da abelha. Este composto é liberado quando uma abelha ferroa sua vítima, atraindo assim outras. Portanto, é prudente você evitar contato com abelhas após a realização desta prática. 2- PROCEDIMENTO EXPERIMENTAL Em uma capela, misture 17 mL de ácido acético glacial com 15 mL de álcool isoamílico, num balão de fundo redondo apropriado. Cuidadosamente, acrescente à mistura 1,0 mL de


ácido sulfúrico concentrado; adicione então as pedras de porcelana e refluxe por uma hora (Figura 1). Terminado o refluxo, deixe a mistura reacional esfriar à temperatura ambiente. Utilizando um funil de separação, lave a mistura com 50 mL de água e em seguida duas porções de 20 mL de bicarbonato de sódio saturado. Seque o éster com sulfato de sódio anidro e filtre por gravidade. Destile o éster, coletando o líquido que destilará entre 136°C e 143°C, pese e calcule o rendimento.

Figura 1: Esquema de uma reação sob refluxo.

Características do produto final

Sinonimo Acetato de amila, etanoato de isoamila

Nome químico Etanoato de 3-metilbutil

Fórmula química C7H14O2

Fórmula estrutural

Peso moleculas 130,19

descrição Incolor, líquido límpido, com odor de fruta

solubilidade Levemente solúvel em água, insolúvel em glycerol, solúvel em etanol, dietil éter e etil acetate

densidade : 0.868-0.878

Faixa de destilação

Entre 135 and 143°C


4- QUESTIONÁRIO 1- Discuta o mecanismo da reação. Qual a função do ácido sulfúrico? É ele consumido ou não, durante a reação? 2- Como se remove o ácido sulfúrico e o álcool isoamílico, depois que a reação de esterificação está completa? 3- Por quê se utiliza excesso de ácido acético na reação? 4- Por quê se usa NaHCO3 saturado na extração? O que poderia acontecer se NaOH concentrado fosse utilizado? 5- Sugira um outro método de preparação do acetato de isoamila: 6- Sugira reações de preparação dos aromas de pêssego (acetato de benzila) e de laranja (acetato de n-octila): 7- Sugira rotas de síntese para cada um dos ésteres abaixo, apresentando o mecanismo de reação para um deles: a) propionato de isobutila b) butanoato de etila c) fenilacetato de metila 8- Qual é o reagente limitante neste experimento? Demonstre através de cálculos: 9- Calcule o rendimento da reação e discuta seus resultados (purificação, dificuldades, rendimentos): 10- Cite alguns exemplos de ésteres encontrados na natureza. (IMPORTANTE: Procure ésteres diferentes dos citados durante a aula): 11- Ésteres também estão presentes na química dos lipídeos. Forneça a estrutura geral de um óleo e uma gordura:

Experimento 3 – Determinação de óleos essenciais extraídos de folhas de

eucalipto Reagentes e materiais (partes I, II, III e IV) Folhas de eucalipto frescas Água Cloreto de metileno Sulfato de sódio anidro Banho de gelo

Sistema de destilação (com manta de aquecimento) erlenmeyer Funil de separação Banho-maria Funil e papel de filtro

Cromatoógrafo gasoso completo Coluna capilar FE polietileno glicol

Experimento 3 – Determinação de óleos essenciais extraídos de folhas de eucalipto – Parte I: Introdução ao CG

1- Introdução A cromatografia gasosa (CG) é uma técnica cromatográfica na qual a fase móvel é um

gás inerte, cuja função é apenas mover a amostra através do sistema cromatográfico, enquanto


a fase estacionária interage diferentemente com os constituintes da amostra proporcionando sua separação.

A cromatografia gasosa (CG) é uma técnica com um poder de resolução excelente, tornando possível a análise de dezenas de substâncias presentes em uma amostra.Também é uma técnica muito sensível, permitindo a análise quantitativa de baixas concentrações.

A CG só pode ser empregada na análise de substâncias voláteis e estáveis termicamente, ou necessita-se formar um derivado com os analitos.

A Figura 1 apresenta um esquema ilustrando uma instrumentação básica de CG.

Figura 1. Esquema de instrumentação básica de CG. Durante a análise, a temperatura do injetor, coluna e detector são muito importantes,

sendo que a temperatura do injetor deve estar 50°C acima da temperatura do composto de maior ponto de ebulição; a temperatura do detector deve ser aproximadamente 25 °C acima da temperatura do injetor e a temperatura da coluna pode permanecer constante (CG isotérmica) ou sofrer uma variação linear ou não linear (CG com temperatura programada).

A programação de temperatura é significantemente importante, pois melhora a separação e diminui o tempo de análise quando a mistura é composta por solutos com volatilidade muito diferenciada. A programação de temperatura é realizada começando a análise com a coluna em uma temperatura mais baixa, para que solutos de baixo ponto de ebulição possam eluir como picos separados. Durante a análise a temperatura é aumentada para diminuir a retenção de substâncias de maior ponto de ebulição, gerando as vantagens de maior simetria dos pico, melhor detectabilidade para picos muito retidos e menor tempo de análise. A Figura 2 apresenta uma comparação de uma separação obtida em diferentes situações de temperatura de coluna.

T coluna baixa

T coluna alta programação de temperatura

Figura 2. Cromatogramas obtidos em diferentes condições de temperatura de coluna. As colunas utilizadas em CG podem ser capilares ou empacotadas (em desuso) (Figura

3). As condições de análise como vazão de gás de arraste e volume de injeção serão muito diferentes dependendo se a coluna utilizada for capilar ou empacotada. As fases estacionárias


empregadas em CG variam em polaridade e devem ser escolhidas de acordo com a natureza das amostras, lembrando que polares interagem com polares e apolares com apolares. Um exemplo de coluna apolar seriam as Apiezons e colunas mais polares as de polietilenoglicol (Carbowaxes).

Quando se utiliza colunas capilares os volumes de injeção de amostras devem ser muito pequenos (1μL ou menos), sendo necessário empregar uma razão de split no método. Os injetores com válvulas de split (Figura 3) permitem que parte da amostra seja descartada não atingindo a coluna.

Figura 3. Injetor do tipo split/splitless.

Um outro parâmetro importante em relação a injeção de amostra é que ela deve ocorrer de forma instantânea para não haver alargamento dos picos. O detector mais utilizado para compostos orgânicos (ligação C-H) é o detector de ionização em chamas (FID), cujo princípio de funcionamento está ilustrado na Figura 4.

O efluente da coluna é misturado com H2 e O2 e queimado. Como numa chama de H2 + O2 não existem íons, ela não conduz corrente elétrica.

Quando um composto orgânico elui, ele também é queimado. Como na sua queima são formados íons, a chama passa a conduzir corrente elétrica.

Figura 4. Esquema de geração de sinal de um detector FID.


2 – Parte experimental Observe os diferentes constituintes do equipamento de cromatografia gasosa disponível

no laboratório.

3- Bibliografia - Collins,C.H.; Braga, G.L.; Bonato, P.S.; Introdução a Métodos Cromatográficos, Editora da Unicamp. - Skoog, D.A.; Leary, J.J.; Principles of Instrumental Analysis, Saunders College Publishing Experimento 3 – Determinação de óleos essenciais extraídos de folhas de eucalipto – Parte II: Extração por arraste de vapor

1- Introdução

As essências ou aromas das plantas devem-se principalmente aos óleos essenciais. Os óleos essenciais são usados, principalmente por seus aromas agradáveis, em perfumes, incenso, temperos e como agentes flavorizantes em alimentos. Alguns óleos essenciais são também conhecidos por sua ação antibacteriana e antifúngica. Outros são usados na medicina, como a cânfora e o eucalipto. Além dos ésteres, os óleos essenciais são compostos por uma mistura complexa de hidrocarbonetos, álcoois e compostos carbonílicos, geralmente pertencentes a um grupo de produtos naturais chamados terpenos. Muitos componentes dos óleos essenciais são substâncias de alto ponto de ebulição e podem ser isolados através de destilação por arraste a vapor. A destilação por arraste de vapor é uma destilação de misturas imiscíveis de compostos orgânicos e água (vapor). Misturas imiscíveis não se comportam como soluções. Os componentes de uma mistura imiscível "fervem" a temperaturas menores do que os pontos de ebulição dos componentes individuais. Assim, uma mistura de compostos de alto ponto de ebulição e água pode ser destilada à temperatura menor que 100°C, que é o ponto de ebulição da água. O princípio da destilação à vapor baseia-se no fato de que a pressão total de vapor de uma mistura de líquidos imiscíveis é igual a soma da pressão de vapor dos componentes puros individuais. A pressão total de vapor da mistura torna-se igual a pressão atmosférica (e a mistura ferve) numa temperatura menor que o ponto de ebulição de qualquer um dos componentes. Para dois líquidos imiscíveis A e B: Ptotal = Po

A + PoB

onde Po

A e PoB são as pressões de vapor dos componentes puros.

Note que este comportamento é diferente daquele observado para líquidos miscíveis, onde a pressão total de vapor é a soma das pressões de vapor parciais dos componentes. Para dois líquidos miscíveis A e B: Ptotal= XA Po

A + XB PoB

onde XAPo

A e XBPoB correspondem às pressões parciais de vapor.


A destilação por arraste a vapor pode ser utilizada nos seguintes casos:

1. Quando se deseja separar ou purificar uma substância cujo ponto de ebulição é alto e/ou apresente risco de decomposição;

2. Para separar ou purificar substâncias contaminadas com impurezas resinosas; 3. Para retirar solventes com elevado ponto de ebulição, quando em solução existe uma

substância não volátil; 4. Para separar substâncias pouco miscíveis em água cuja pressão de vapor seja próxima a

da água a 100°C. Neste experimento serão isolados os óleos essenciais presentes nas folhas de eucalipto, constituído principalmente por: α-pireno, β-pireno, α-felandreno, limoneno; 1,8-cineolo e cânfora, pela técnica de destilação por arraste a vapor. Uma vez obtido o óleo, deve-se separá-lo da solução aquosa através de extrações com diclorometano. Traços de água presentes no solvente deverão ser retirados com a ajuda de um sal dessecante (sulfato de sódio anidro). As estruturas de cada um dos compostos de interesse estão na tabela 1.

Tabela 1. Estrutura dos compostos presentes no óleo de eucalipto.

CH3 CH3

CH3 α-pineno

CH2

CH3CH3

β-pineno

CH3

CH3 CH3 α-felandreno

CH2CH3

CH3

limoneno

O

CH3CH3

CH3

cineol

O

CH3

CH3CH3

cânfora

Existe uma proporção característica entre os compostos presentes no óleo de eucalipto e esta será determinada por CG.


2- Parte Experimental Monte a aparelhagem conforme a Figura 1. O frasco coletor, de 125 mL pode ser um erlenmeyer e a fonte de calor uma manta elétrica. Coloque 5 g de folhas de eucalipto em um balão de três bocas e adicione 75 mL de água. Inicie o aquecimento de modo a ter uma velocidade de destilação lenta, mas constante. Durante a destilação continue a adicionar água através do funil de separação, numa velocidade que mantenha o nível original de água no frasco de destilação. Continue a destilação até coletar 50 mL do destilado, que deve estar em banho de gelo. Tire a água do funil de separação e coloque o destilado nele. Extraia o destilado com duas porções de cloreto de metileno (5 mL). Separe as camadas (acrescente sulfato de sódio anidro) e despreze a fase aquosa. Seque a fase orgânica com sulfato de sódio anidro. Filtre a mistura em papel pregueado contendo um algodão e sulfato de sódio anidro. Recolha o óleo obtido em diclorometano e evapore em banho-maria.

Figura 1: Destilação por arraste a vapor.

3- Bibliografia - Apostila de Química Orgânica Experimental A, Departamento de Química – UFSC, 2000. - Furniss, B.S.; Hannaford, A.J.; Vogel´s Textbook of Practical Organic Chemistry, 5 ed. Experimento 3 – Determinação de óleos essenciais extraídos de folhas de eucalipto – Parte III e IV: Análise de óleos essenciais de eucalipto por CG

1- Parte experimental 1.2- Condições de análise Coluna capilar polietileno glicol Gás de arraste: nitrogênio Vazão de gás: 1,5 mL/min Detector: FID Volume de injeção: 0,5 μL (split ratio 1:100) Temperatura da coluna: inicial 60° C, temperatura final 200°C


Temperatura do injetor: 220°C Temperatura do detector: 250ºC Injete a amostra e procure pelos picos descritos na tabela 2 (compare os tempos de retenção relativos). Calcule a porcentagem de cada composto identificado e compare com a porcentagem típica encontrada no óleo de eucalipto (tabela 2).

Tabela 2. Tempos de retenção relativos e porcentagens de cada componente.

Composto Tempo de retenção relativo

Porcentagem (%)

α-pineno 0,6 2-8

β-pineno 0,75 < 0,5

α-felandreno 0,8 < 1,5

Limoneno 0,9 4 - 12

Cineol 1,0 > 70

Cânfora 1,6 < 0,1

2- Bibliografia - British Pharmacopeia 2003 - European Pharmacopeia 2002

Experimento 4 – Determinação de óleos essenciais extraídos de cravo da índia

Reagentes e materiais Cravo da índia Água Cloreto de metileno Sulfato de sódio anidro Banho de gelo

Sistema de destilação (com manta de aquecimento) erlenmeyer Funil de separação Banho-maria Funil e papel de filtro

Cromatoógrafo gasoso completo Coluna capilar CG

Experimento 4 – Determinação de óleos essenciais extraídos de cravo da índia – Parte I: Extração


1- METODOLOGIA Neste experimento será isolado o eugenol (4-alil-2-metoxifenol, 1) do óleo de cravo (Eugenia caryophyllata), pela técnica de destilação por arraste a vapor. Uma vez obtido o eugenol, deve-se separá-lo da solução aquosa através de extrações com diclorometano. Traços de água presentes no solvente deverão ser retirados com a ajuda de um sal dessecante (sulfato de sódio anidro). Como é difícil purificar o composto original ou caracterizá-lo através de suas propriedades físicas, pode-se convertê-lo em um derivado. Este derivado será obtido através da reação do eugenol com cloreto de benzoíla. O produto formado é o benzoato de eugenila 2, um composto cristalino com ponto de fusão bem definido.

HO

CH3O

1

O

CH3O

O 2

PhCOClNaOH

Informações do EUGENOL: fórmula: (C3H5C6H3(OH)OCH3), C10H12O2 massa molar: 164,2 mol/g nome: para-oxi-meta-metoxialilbenzeno, ácido eugênico. Aspecto: líquido incolor ou amarelado, oleoso, que se torna pardo ao ar, com cheiro forte e aromático. Fonte: ocorre no óleo de cravo, donde pode ser separado. Solubilidade: solúvel em álcool, clorofórmio, éter e óleos voláteis; pouco solúvel em água. Aplicações: usado principalmente em perfumaria, em medicina (como germicida) e em síntese orgânica para obtenção do iso-eugenol na preparação da vanilina. 2- PROCEDIMENTO EXPERIMENTAL 2.1- EXTRAÇÃO DO EUGENOL: Monte a aparelhagem conforme a Figura 1. O frasco coletor, de 125 mL pode ser um erlenmeyer e a fonte de calor uma manta elétrica. Coloque 10 g de cravos num balão de três bocas e adicione 150 mL de água. Inicie o aquecimento de modo a ter uma velocidade de destilação lenta, mas constante. Durante a destilação continue a adicionar água através do funil de separação, numa velocidade que mantenha o nível original de água no frasco de destilação. Continue a destilação até coletar 100 mL do destilado. Tire a água do funil de separação e coloque o destilado nele. Extraia o destilado com duas porções de cloreto de metileno (10 mL). Separe as camadas e despreze a fase aquosa. Seque a fase orgânica com sulfato de sódio anidro. Filtre a mistura em papel pregueado (diretamente em um balão de fundo redondo previamente tarado), lave com uma pequena porção de CH2Cl2 e em seguida retire o solvente no evaporador rotativo. Opcionalmente, após a filtração concentre a mistura (utilizando um banho de vapor na capela), transfira o líquido restante para um tubo de ensaio previamente tarado e concentre o


conteúdo novamente por evaporação em banho-maria até que somente um resíduo oleoso permaneça. Seque o tubo de ensaio e pese. Calcule a porcentagem de extração de óleo, baseado na quantidade original de cravo usada.

Figura 1: Destilação por arraste a vapor.

2.2- PREPARAÇÃO DE UM DERIVADO: Coloque cerca de 0,2 mL de eugenol bruto num tubo de ensaio pequeno e adicione 1 mL de água. Adicione algumas gotas de uma solução 1 M de hidróxido de sódio até que o óleo seja dissolvido. A solução final pode ser turva, mas não deverá conter gotas grandes de óleo. Adicione cuidadosamente 0,1 mL (3 a 4 gotas) de cloreto de benzoíla. Excesso de cloreto de benzoíla deverá ser evitado, uma vez que este impede a cristalização do produto final. Aqueça a mistura em banho-maria durante 5 a 10 minutos. Esfrie a mistura e atrite o interior do tubo de ensaio com um bastão de vidro, até que a mistura se solidifique. Caso isto não aconteça, esfrie a mistura num banho de gelo. Caso ainda não haja solidificação, decante a fase aquosa. Adicione algumas gotas de metanol ao óleo e continue a atritar com o bastão de vidro o interior do tubo, imerso em banho de gelo. Colete o sólido num funil de Hirsch e lave com um pequeno volume de água gelada. Recristalize o sólido com uma quantidade mínima de metanol. Caso um óleo se separe da solução, reaqueça a mesma e esfrie mais lentamente, com atrito no interior do recipiente. Colete os cristais num funil de Hirsch. Seque os cristais e determine o ponto de fusão. O ponto de fusão do benzoato de eugenol é 70°C. 3- QUESTIONÁRIO 1- Apresente a reação entre o eugenol e NaOH e escreva estruturas de ressonância que mostrem como o ânion do eugenol é estabilizado:


2- Quais métodos poderiam ser utilizados para uma purificação do eugenol, a partir do óleo de cravo? (eugenol: P.F. = -11oC; P.E. = 254oC)? 3- Escreva o mecanismo de decomposição do cloreto de benzoíla em H2O: 4- Qual o produto formado na reação de um cloreto de ácido (RCOCl) com: a) H2O b) NH3 c) R’COOH d) R’OH 5- Apresente o mecanismo de reação entre o eugenol e cloreto de benzoíla: 6- Que outro reagente poderia ser utilizado no lugar do cloreto de benzoíla, visando a preparação do benzoato de eugenol? 7- Como pode ser realizada a caracterização do eugenol? 8- Discuta a pureza do derivado (benzoato de eugenol), a partir da medida de seu ponto de fusão. Como este composto poderia ser melhor purificado? 9- Calcule o rendimento da extração (porcentagem em massa do óleo de cravo isolado) e discuta os seus resultados: 10- Além do eugenol (1), o óleo do cravo contém o carofileno (3) e outros terpenos, em pequenas quantidades. Explique o que acontece com estes compostos quando o eugenol é isolado do cravo pelo seu procedimento experimental:

31HO

CH3O CH3

CH3

CH3

11- Cite outros exemplos de compostos orgânicos (aromáticos ou não) que podem ser extraídos de fontes naturais, tais como: anis estrelado, noz moscada, pimenta, hortelã, guaraná e sassafrás. 13- Cite um método de extração e de dosagem para óleos essenciais. Explique. SAIBA MAIS SOBRE O OLFATO QMCWEB: http://www.qmc.ufsc.br/qmcweb/exemplar16.html Experimento 4 – Determinação de óleos essenciais extraídos de cravo da índia – Parte II: Análise de eugenol por CG

1- Parte experimental

a. Preparo da amostra Pese 1,0g de óleo e dilua com 10,00 mL de etanol (em balão volumétrico). Dilua esta solução na proporção de 1 para 50, também com etanol. b. Condições de análise

Coluna capilar: polimetilfenilsiloxano Gás de arraste: nitrogênio


Vazão de gás: 1,5 mL/min Detector: FID Volume de injeção: 1,0 μL (split ratio 1:40) Temperatura da coluna: inicial 80°C, temperatura final 280ºC Temperatura do injetor: 250°C Temperatura do detector: 280 º

Localize o pico principal no cromatograma, que deve ser de eugenol, e calcule a porcentagem deste, me relação aos demais picos, por normalização de área. Descarte o pico do solvente (primeiro e maior).

Experimento 5– Síntese de benzocaína e caracterização por Infravermelho

HCl Carvão ativo Acetato de sódio triidratado Anidrido acético Sulfato de magnésio hidratado Permanganato de potássio Etanol Ácido sulfúrico Hidróxido de amônio Ácido acético glacial Carbonato de sodio Éter etílico Sulfato de sódio

Erlenmeyer Funil Papel de filtração Chapa de aquecimento Funil de Buchner Banho de gelo Béquer Banho Maria Celite Estufa Papel indicador Bastão de vidro Balão de fundo redondo Condensador de refluxo Manta de aquecimento Funil de separação

KBr Prensa Espectrômetro de Infravermelho

1- Introdução

A benzocaína (4-aminobenzoato de etila) pertence a uma classe de compostos que possuem propriedades anestésicas. Dentre eles podemos citar alguns como: cocaína, procaína, lidocaína e tetracaína. Esses compostos possuem certas características em comum: os que possuem atividade farmacológica contêm em uma das extremidades da cadeia da molécula um grupo aromático, e na outra um grupo amino secundário ou terciário. Esses grupos estão interligados por uma cadeia central de átomos contendo de uma a quatro unidades. A benzocaína, em particular, é utilizada como um dos ingredientes na preparação de loções e pomadas no tratamento de queimaduras solares. Um reagente de partida adequado para a preparação da benzocaína é o ácido p-aminobenzóico (PABA). O PABA é muito importante nos processos biológicos, e é considerado uma vitamina para a bactéria. A bactéria utiliza o PABA na produção do ácido fólico, que por sua vez é necessário na síntese de ácidos nucleicos, os quais participam do crescimento bacteriano. Por outro lado, o ácido fólico é uma vitamina essencial para os animais, pois a célula animal não consegue sintetizá-lo e assim esse deve ser parte da sua dieta.


Quando combatemos uma determinada bactéria através do uso de uma droga do tipo sulfa, essa na realidade não mata a bactéria mas sim impede o crescimento bacteriano devido a competição entre a sulfa e o PABA pelo sítio ativo da enzima que catalisa a reação de formação do ácido fólico. A sulfa forma um complexo com a enzima, recebendo assim o nome de inibidor competitivo. Se há impedimento na síntese do ácido fólico a bactéria não poderá sintetizar os ácidos nucleicos, resultando assim em uma supressão do crescimento bacteriano e possibilitando ao corpo tempo necessário para que o seu sistema imunológico possa responder e destruir a bactéria. Outra importante aplicação do PABA está na preparação de protetores solares, já que o composto tem a capacidade de absorver o componente ultravioleta da radiação solar.

Neste experimento será preparada a benzocaína (1), a partir da esterificação do ácido p-aminobenzóico (PABA, 2) com etanol e catálise ácida. Embora o PABA seja disponível comercialmente, ele pode ser eficientemente preparado em laboratório. O PABA será preparado através de uma seqüência de três reações, sendo a primeira delas uma acetilação da p-toluidina (3) pelo anidrido acético, fornecendo a N-acetil-p-toluidina 4. A acetilação do grupo amino em 3 tem a função de protegê-lo durante a segunda etapa: a oxidação do grupo metila pelo permanganato de potássio, formando o ácido p-acetamidobenzóico 5. Se a oxidação do grupo metila fosse executada sem a proteção do grupo amino, este também seria oxidado. O grupo acetil em 5 será removido através de tratamento com ácido clorídrico diluído, gerando o PABA como um sólido cristalino.

KMnO4

HCI

HCI

EtOHH2SO4

1 2 PABA

3 4 5

Ac2OCH3

H2N NH

CH3

OCH3 OH

O

NH

CH3

O

H2N

O

OH

H2N

OCH2CH3

O

Experimento 5 – Síntese de benzocaína e caracterização por Infravermelho – Parte

I: Síntese de N-acetil-p-toluidina

1- Procedimento Coloque 4,0 gramas de p-toluidina em um erlenmeyer de 500 mL, adicione 100 mL de H2O destilada e 4 mL de HCl concentrado. Se necessário, aqueça a mistura em banho-maria com agitação manual até que se obtenha uma solução. Caso a solução apresente coloração escura, adicione 0,3 a 0,5 g de carvão ativo, agite manualmente por vários minutos e filtre por gravidade. Use papel filtro pregueado para esta filtração. Prepare uma solução de 6 g de acetato de sódio triidratado em 10 mL de H2O. Se necessário aqueça a mistura até que todo o sólido seja dissolvido. Aqueça à 50°C a solução contendo p-toluidina previamente preparada e adicione 4,2 mL de anidrido acético, agite rapidamente e adicione imediatamente a solução aquosa de acetato de sódio. Esfrie a mistura em banho de gelo. Um sólido branco deve aparecer nesse estágio.


Filtre a mistura a vácuo utilizando filtro de Buchner, lave os cristais com três porções de H2O gelada e deixe secar sob vácuo. Reserve uma porção para análise de IV e recolha o restante para prosseguir com a síntese.

Experimento 5 – Síntese de benzocaína e caracterização por Infravermelho – Parte II: Síntese de ácido p-acetamidobrnzóico 1- Procedimento Coloque o composto previamente preparado, N-acetil-p-toluidina, em um béquer de 1,0 L junto com ~12,5 gramas de MgSO4 hidratado e 175 mL de H2O. Aqueça a mistura em banho-maria e adicione, em pequenas porções, uma mistura de 10 g de KMnO4 em uma pequena quantidade de H2O (suficiente para formar uma pasta). Mantenha a mistura reacional em banho-maria por 1 hora (é necessário que o béquer esteja bem imerso no banho). A cada intervalo de 3 a 5 minutos agite a mistura manualmente. Depois de 1 hora, filtre a solução quente à vácuo através de uma camada de celite (5 cm) usando filtro de Buchner e lave o precipitado (MnO2) com pequenas porções de H2O quente. Se a solução apresentar coloração púrpura (presença de MnO4), adicione 2,5 mL de etanol e aqueça a solução em banho-maria por 30 minutos. Filtre a solução quente por gravidade em papel filtro pregueado, esfrie o filtrado e acidifique-o com solução 20% de H2SO4. Separe por filtração à vácuo o sólido branco formado e seque-o na estufa. Reserve uma quantidade para obter a pastilha de KBr (análise por IV). Recolha o restante para prosseguir com a síntese.

Experimento 5 – Síntese de benzocaína e caracterização por Infravermelho – Parte III: Síntese de ácido p-aminobenzóico 1- Procedimento Prepare uma solução diluída de HCl misturando 12 mL de HCl 37% em 12 mL de H2O. Coloque o ácido p-acetamidobenzóico preparado na etapa anterior em um balão de fundo redondo de 250 mL e adicione a solução diluída de HCl. Adapte um condensador de refluxo e aqueça a mistura (use manta de aquecimento), de tal forma que o refluxo seja brando por 30 minutos. Esfrie a solução resultante a temperatura ambiente, transfira-a para um erlenmeyer de 250 mL e adicione 24 mL de H2O. Neutralize com uma solução aquosa de amônia (use a capela) e basifique adicionando pequenas porções de NH4OH (aq.) até pH 8-9 (use papel indicador de pH). Para cada 30 mL da solução final, adicione 1,0 mL de ácido acético glacial, resfrie a solução em banho de gelo e inicie a cristalização. Se necessário arranhe a parede lateral interna do frasco com um bastão de vidro para iniciar a cristalização. Filtre os cristais a vácuo e seque-os deixando sob o mesmo sistema de vácuo. Reserve uma pequena quantidade para obtenção da pastilha de KBr (análise por IV) e recolha o restante para prosseguir com a síntese.

Experimento 5 – Síntese de benzocaína e caracterização por Infravermelho – Parte IV: Síntese de benzocaína 1- Procedimento


Coloque 2,5 g de ácido p-aminobenzóico em um balão de fundo redondo de 250 mL, adicione 32 mL de etanol 95% e agite suavemente até que a maioria do ácido se dissolva (nem todo sólido se dissolverá). Esfrie a mistura em um banho de gelo e lentamente adicione 2,5 mL de H2SO4 concentrado. Uma grande quantidade de precipitado se formará. Conecte um condensador de refluxo ao balão e aqueça a mistura, permitindo que esta refluxe brandamente por um período de 1 horas. Durante esta operação agite o balão manualmente em intervalos de 15 minutos durante a primeira hora de refluxo. Transfira a solução para um béquer de 400 mL e adicione porções de uma solução aquosa de Na2CO3 10% (total de 30 mL) para neutralizar a mistura. Durante a adição, a evolução de CO2 será perceptível até a proximidade do ponto de neutralização. Quando essa evolução cessar, meça o pH da solução e se necessário eleve o pH até a faixa de 9 - 10 adicionando pequenas porções de Na2CO3. Decante o sólido formado. Caso seja difícil, filtre-o por gravidade. Coloque a solução em um funil de separação (capacidade 250 mL ou maior) e adicione 50 mL de éter etílico e agite vagarosamente. Separe a fase orgânica da aquosa, seque-a com Na2SO4 ou MgSO4 anidro, filtre por gravidade e remova o éter e o etanol aquecendo a solução em banho-maria ou chapa quente (ou utilize um evaporador rotativo). Quando a maioria do solvente for removido (não mais que 5 mL remanescentes) você poderá visualizar um óleo no frasco. Adicione 2,5 mL de etanol 95% e aqueça a mistura em uma placa até que todo o óleo se dissolva. Dilua a solução com água até tornar-se opaca, esfrie a mistura em banho de gelo e colete a benzocaína sólida por filtração a vácuo (utilize filtro de Buchner). Seque o sólido à temperatura ambiente. Reserve uma pequena quantidade para obtenção da pastilha de KBr (análise por IV).

Experimento 5 – Síntese de benzocaína e caracterização por Infravermelho – Parte V: Caracterização por Infravermelho 1- Introdução O espectro de infravermelho de um composto é uma fonte poderosa de informação a respeito da estrutura. Uma molécula está em constante vibração: as suas ligações distendem-se (e contraem-se), e flectem-se relativamente umas as outras. Modificações nas vibrações de uma molécula resultam de absorção de radiação infravermelha. O espectro de infravermelho é característico e cada composto orgânico, sendo caracterizados de acordo com o comprimento de onda ou, preferencialmente, a freqüência, expressa em número de onda (cm-1). O espectro de infravermelho ajuda a revelar a estrutura de um composto, já que nos indica os grupos que estão presentes ou ausentes na molécula. Os diversos grupos atômicos dão origem a bandas de absorção características, quer dizer, cada grupo absorve radiação em certas freqüências, que variam pouco de composto para composto. Por exemplo, o grupo –OH dos álcoois absorve fortemente em 3200-3600 cm-1; o grupo >C=O das cetonas, a 1710 cm-1; o grupo -C≡N, a 2250 cm-1; o grupo –CH3, a 1450 e 1375 cm-1. A interpretação de um espectro de infravermelho não é uma tarefa fácil, pois podem ocorrer sobreposições de bandas, podem ocorrer absorções secundárias (harmônicas) ou as absorções características podem ser desviadas devido a algumas estruturas, como conjugações, tensão angular, pontes de hidrogênio. Por outro lado, se estes desvios forem conhecidos, eles podem ser úteis para reconhecer detalhes da estrutura.


Para moléculas orgânicas, o espectro de infravermelho pode ser dividido em três regiões: absorções entre 4000 e 1300 cm-1 são primariamente características de grupos funcionais e tipos de ligações. Aquelas entre 1300 e 900 cm-1, formam a região da impressão digital (fingerprint) e são características principalmente de interações complexas na molécula; aquelas entre 900 e 650 cm-1 são usualmente associadas com a presença de anéis benzeno na molécula.

A tabela 1 apresenta algumas freqüências vibracionais características de alguns grupos funcionais de moléculas orgânicas.

Tabela 1. Freqüências vibracionais importantes em moléculas orgânicas. Tipo de estrutura Ligação ν, cm-1

Csp3-H 2800-3000 Csp2-H 3000-3100 C-H Csp-H 3300C-C 1150-1250 C=C 1600-1670 C-C C�C 2100-2260 C-N 1030-1230 C=N 1640-1690 C-N C�N 2210-2260 C-O 1020-1275 C-O C=O 1650-1800 C-F 1000-1350 C-Cl 800-850 C-Br 500-680 C-X

C-I 200-500 RNH2, R2NH 3400-3500 (two) RNH3

+, R2NH2+, 2250-3000 N-H

RCONH2, 3400-3500 ROH 3610-3640 (free)

3200-3400 (H-O-H RCO2H 2500-3000 RNO2 1350,1560 RONO2 1620-1640, 1270-RN=O 1500-1600 RO-N=O 1610-1680 (two), C=N-OH 930-960

N-O

R3N-O+ 950-970 R2SO 1040-1060 R2S(=O)O 1310-1350 S-O R-S(=O)2-OR' 1330-1420, 1145-C=C=C 1950C=C=O 2150R2C=N=N 2090-3100 RN=C=O 2250-2275

Ligações duplas

RN=N=N 2120-2160 Vibrações for a do plano


Alcinos C�C-H 600-700 RCH=CH2 910, 990 R2C=CH2 890trans-RCH=CHR 970cis-RCH=CHR 725, 675

Alcenos

R2C=CHR 790-840 Mono- 730-770, 690-710 o- 735-770 m- 750-810, 690-710 p- 810-840 1,2,3- 760-780, 705-745 1,3,5- 810-865, 675-730 1,2,4- 805-825, 870, 885 1,2,3,4- 800-810 1,2,4,5- 855-870 1,2,3,5 840-850

Aromáticos

Penta- 870Freq. de est. carbonila

RCHO 1725C=CCHO 1685Aldeídos ArCHO 1700R2C=O 1715C=C-C=O 1675Ar-C=O 1690Cíciicos de 4 1780Cíclicos de 5 1745

Cetonas

Cíclicos de 6 1715RCOOH 1760 (monomer) C=C-COOH 1720 (monomer) Ácidos Carboxílicos RCO2

- 1550-1610, 1400 RCOOR 1735C=C-COOR 1720ArCOOR 720�-lactona 1770

Esteres

�-lactona 1735RCONH2 1690 (free) RCONHR' 1680 (free) RCONR2' 1650�-lactam 1745�-lactam 1700

Amidas

�-lactam 1640Anidridos Ácidos 1820, 1760 (two)

2- Procedimento Obtenha a pastilha de KBr de cada etapa de síntese (da 1 a 4), lembrando de secar em

estufa, previamente, tanto o KBr quanto os compostos a serem analisados.


Obtenha os espectros de infravermelho de cada composto e avalie a introdução dos grupos funcionais que ocorreram nas 4 etapas de síntese. Utilize a tabela 1 para auxiliar na identificação dos estiramentos correspondentes aos grupos funcionais orgânicos de interesse.

Experimento 6 – Espectroscopia de Ressonância Magnética Nuclear (RMN)

1- Introdução:

O núcleo de certos elementos e isótopos comportam-se como se fossem ímãs girando em torno de um eixo. Alguns núcleos como o do hidrogênio e o do carbono 13. Têm esta propriedade. Quando se coloca um composto contendo átomos de 1H ou de 13C num campo magnético muito forte e simultaneamente se irradia o composto com energia eletromagnética, os núcleos podem absorver energia num processo denominado ressonância magnética. A radiação utilizada no espectrômetro de RMN é a radiofreqüência (rf), de comprimento de onda altíssimo (da ordem de metros) e baixa energia (da ordem de 10-6 kcal/mol). A absorção desta radiação pelos núcleos desses elementos é quantizada e produz um espectro característico. Esta absorção não ocorre a menos que a freqüência da radiação e a intensidade do campo magnético tenham valores bem definidos. Os espectrômetros permitem aos químicos medir a absorção de energia pelos núcleos de 1H e de 13C, além do núcleo de outros elementos que discutiremos mais adiante. Estes instrumentos trabalham com um campo magnético muito forte, capaz de provocar até a morte de uma pessoa que tenha uma ponte de safena e trabalhe muito perto do aparelho de RMN. Vamos nos ater inicialmente à espectrometria de ressonância magnética de prótons (RMN 1H).

Os aparelhos de RMN 1H em geral utilizam ímãs supercondutores com campos magnéticos muito intensos e pulsos curtos de radiação de radiofreqüência, que provocam a absorção de energia pelos núcleos de 1H, todos ao mesmo tempo, e ocorre ressonância. A excitação dos núcleos provoca um fluxo de pequena corrente elétrica numa bobina receptora que envolve a amostra. O instrumento então amplifica a corrente exibe o sinal (um pico ou uma série de picos) no computador, que então efetua a promediação dos sinais e depois um cálculo matemático (transformada de Fourier), exibindo um espectro legível.

1.1- A origem do sinal:

Assim como os elétrons possuem o número quântico spin (S), os núcleos de 1H e de alguns isótopos também possuem spin. O núcleo do hidrogênio comum é como o elétron: seu spin é 1/2 e pode assumir dois estados: +1/2 e -1/2. Isto significa que o núcleo do hidrogênio possui dois momentos magnéticos. Outros núcleos com número quântico spin igual a 1/2 (veja mais sobre momento magnético spin em Termos de Russel-Saunders), são os dos isótopos 13C, 19F e 31P. Elementos como 12C, 16O e 32S não têm spin (�S = 0) e por isso não dão espectros de RMN. Há ainda núcleos com spin maior que 1/2. Porém, vamos estudar apenas os espectros de 1H e de 13C, ambos com S = 1/2.

Como o próton tem carga elétrica, a rotação a rotação do próton gera um pequeno momento magnético - momento cuja direção coincide com a do eixo do spin. Este pequeno momento magnético confere ao próton em rotação as propriedades de uma pequena barra magnetizada. Na ausência de campo magnético externo, os momentos magnéticos dos prótons de uma amostra estão orientados ao acaso. Quando um composto contendo hidrogênios


(portanto, prótons) é colocado num campo magnético externo, os prótons só podem assumir uma de duas orientações possíveis em relação ao campo magnético externo. O momento magnético do próton pode estar alinhado "paralelamente" ao campo externo, ou "antiparalelamente" ao campo. estes dois alinhamentos correspondem aos dois estados de spin mencionados anteriormente.

Como vemos, os dois alinhamentos do próton num campo magnético não têm a mesma energia. Quando o próton está alinhado a favor do campo (paralelamente) sua energia é mais baixa que a energia quando está alinhado contra o campo magnético (antiparalelamente). Sem campo magnético não há diferença de energia entre os prótons, e a diferença de energia gerada pelo campo externo aplicado depende da intensidade desse campo. É necessária certa quantidade de energia para fazer o próton passar do estado de energia mais baixa para o estado de maior energia. No espectrômetro de RMN 1H esta energia é proporcionada pela radiação eletromagnética utilizada (radiofreqüência). Quando ocorre esta absorção dizemos que os núcleos estão em ressonância com a radiação.

A primeira característica a realçar no espectro de RMN 1H é a relação entre o número de sinais no espectro e o número de tipos diferentes de átomos de hidrogênio no composto (veremos mais adiante as diferenças entre os átomos de hidrogênio). O que é importante na análise de um sinal no espectro não é a sua altura, mas a área subentendida pelo pico. Estas áreas, quando medidas com exatidão, estão entre si na mesma razão que o número de átomos de hidrogênio que provocam cada sinal. Os espectrômetros medem automaticamente estas áreas e plotam curvas denominadas curvas integrais, correspondentes a cada sinal. As alturas das curvas integrais são proporcionais às áreas subentendidas pelos sinais. A resolução e nitidez dos espectros de RMN dependem da intensidade do campo magnético utilizado. Assim, nos aparelhos que utilizam um campo magnético de 7,04 tesla, a diferença de energia corresponde à radiação eletromagnética de 300 MHz. Há instrumentos mais modernos que operam com freqüências de 600 e até 800 MHz. 1.2- O deslocamento químico:

Se os hidrogênios de uma molécula perdessem todos os seus elétrons e fossem isolados dos outros núcleos, todos os eles (prótons) absorveriam energia num campo magnético de intensidade bem determinada, para uma dada freqüência de radiação eletromagnética. No entanto, não é essa a situação real. Numa molécula, alguns núcleos de hidrogênio estão em regiões de densidade eletrônica maior do que em outros; por isso, os núcleos (prótons) absorvem energia em campos magnéticos de intensidades ligeiramente diferentes. Os sinais destes prótons, assim, aparecem em diferentes posições no espectro de RMN. Têm-se, como se diz, deslocamento químico diferente. A intensidade do campo em que a absorção ocorre depende sensivelmente das vizinhanças magnéticas de cada próton. Estas vizinhanças magnéticas, por sua vez, dependem de dois fatores: dos campos magnéticos gerados pelos elétrons em movimento e dos campos magnéticos que provêm de outros prótons vizinhos (acoplamentos de spins entre os núcleos de 1H).

A circulação dos elétrons de uma ligação sob a influência de um campo magnético externo gera diminuto campo magnético (campo induzido) que blinda o próton em relação ao campo externo. No próton, o campo induzido se opõe ao campo externo. Isto quer dizer que o campo magnético real que atua sobre o próton é menor do que o campo externo. Um próton que está fortemente blindado pelos elétrons não pode absorver a mesma energia que um


próton de baixa blindagem, num mesmo campo magnético externo. Um próton blindado absorverá energia num campo externo de maior intensidade (ou em frequências mais elevadas). O campo externo deve ser mais intenso para compensar o efeito do pequeno campo induzido.

O grau de blindagem do próton pelos elétrons circulantes depende da densidade eletrônica relativa em torno desse próton. A densidade eletrônica em torno do próton, por sua vez, depende, em grande parte, da presença de grupos eletronegativos. Quanto mais próximo destes grupos "retiradores de elétrons", menos blindado estará o próton. A deslocalização de elétrons (ressonância) também contribui para a desblindagem do próton. Assim, prótons aromáticos de anéis benzênicos não são blindados, e absorvem energia num campo magnético de baixa intensidade. Em contrapartida, prótons ligados a carbonos de duplas e triplas ligações possuem blindagem relativamente alta, devido à alta densidade eletrônica das ligações pi, e absorvem energia num campo magnético mais alto.

Os deslocamentos químicos são medidos na escala horizontal do espectro, em Hertz (Hz), e normalmente exprimidos em partes por milhão (ppm), devido a estes deslocamentos serem muito pequenos em comparação com a intensidade do campo magnético externo. Quanto mais para esquerda se localiza o sinal, menor é o campo magnético sobre o núcleo. Estas posições são medidas em relação à absorção dos prótons de um composto de referência, pois não seria prático medir o valor real do campo magnético no qual ocorre a absorção de energia. O composto de referência normalmente utilizado é o tetrametilsilano (TMS). À amostra cujo espectro esteja sendo levantado adiciona-se pequena quantidade de TMS e toma-se o sinal dos 12 prótons equivalentes do TMS como o ponto zero da escala. Veja abaixo a estrutura do TMS:

Há várias razões para a escolha do TMS como composto de referência:

• O TMS tem 12 átomos de hidrogênio, e por isso, pequena quantidade do composto provoca um sinal relativamente forte.


• Uma vez que todos os seus átomos de hidrogênio são equivalentes, há um único sinal, bem nítido.

• Como o silício é menos eletronegativo que o carbono, os prótons do TMS estão em regiões de grande densidade eletrônica. Por isso estão muito blindados e o sinal ocorre numa região do espectro onde poucos átomos de hidrogênio absorvem energia.

Assim, o sinal do TMS raramente interfere nos sinais de outros prótons. Depois de o espectro ter sido levantado, pode-se eliminar o TMS facilmente por evaporação.

A tabela abaixo apresenta o deslocamento químico característico de alguns tipos dehidrogênio.

Tipo de próton Deslocamento químico Alquila primário R-CH3 0,8 - 1,0 Alquila secundário R-CH2-R 1,2 - 1,4 Alquila terciário R3CH 1,4 - 1,7 Alílico R2C=CR-CH3 1,6 - 1,9 Cetona R-CO-CH3 2,1 - 2,6 Benzílico ArCH3 2,2 – 2,5 Acetilênico RC CH 2,5 - 3,1 Iodeto de alquila RCH2I 3,1 - 3,3 Éter R-O-CH2-R 3,3 - 3,9 Álcool R-CH2OH 3,3 - 4,0 Brometo de alquila R-CH2Br 3,4 - 3,6 Cloreto de alquila R-CH2Cl 3,6 - 3,8 Vinílico R2C=CH2 4,6 - 5,0 Vinílico R2C=CHR 5,2 - 5,7 Aromático Ar-H 6,0 - 9,5 Aldeído R-COH 9,5 - 9,6 Hidroxila de álcool R-OH 0,5 - 6,0 * Amínico R-NH3 1,0 - 5,0 * Fenólico ArOH 4,5 - 7,7 * Carboxílico R-COOH 10,0 - 13,0 *

*O deslocamento químico destes prótons varia com o tipo de solvente utilizado, com a temperatura e com a concentração.


1.3- Identificação dos tipos de hidrogênio:

Hidrogênios Homotópicos - Numa mesma molécula podem existir vários átomos de hidrogênio equivalentes, isto é, com o mesmo deslocamento químico. Portanto, o sinal destes hidrogênios cai na mesma posição do espectro de RMN. Dizemos que estes hidrogênios são quimicamente equivalentes e são chamados hidrogênios homotópicos. Imagine, por exemplo, a molécula de etano (C2H6). O espectro de RMN 1H desta molécula daria um único pico - um singleto. Mas como é que 6 hidrogênios podem dar apenas um sinal? É porque todos estes hidrogênios do etano têm as mesmas propriedades químicas. Por exemplo, se substituirmos qualquer um dos hidrogênios por um grupo Z qualquer, teremos a mesma molécula C2H5Z, idêntica tanto na estrutura geométrica e espacial quanto nas propriedades físico-químicas. Nós sabemos que no grupo metil (-CH3) todos os três hidrogênios são equivalentes, pois existe a possibilidade de rotação da ligação sigma. Assim, se substituirmos um hidrogênio qualquer de cada um dos carbonos do etano por um grupo Z, teremos a mesma molécula. Já na molécula de eteno (H2C=CH2) a ligação dupla não permite o giro, e podemos formar dois compostos isômeros diferentes (cis e trans) se substituirmos um hidrogênio de cada um dos carbonos. Apesar disso, a molécula é simétrica, isto é, existe um plano de simetria em sua estrutura. Essa simetria faz com que existam hidrogênios homotópicos, ou seja, que são interpretados como um único sinal. Veja agora o seguinte exemplo:

Na molécula do 2-metilpropeno acima temos dois grupos de hidrogênios homotópicos (em azul e em vermelho). Substituindo qualquer um dos dois hidrogênios azuis por um bromo, temos a mesma molécula: 1-bromo 2-metilpropeno. Também podemos substituir qualquer um dos seis hidrogênios vermelhos por um bromo, e teremos a mesma


molécula: 3-bromo 2-metilpropeno. Assim, o 2-metilpropeno dá dois sinais no espectro de RMN 1H: um correspondente aos hidrogênios homotópicos azuis e outro correspondente aos hidrogênios homotópicos vermelhos. Podemos dizer que os hidrogênios são homotópicos porque possuem a mesma vizinhança, e o espectro de RMN 1H não detecta diferenças químicas entre estes hidrogênios, já que eles têm o mesmo grau de blindagem. A diferença entre os dois sinais do 2-metilpropeno é o deslocamento químico dos dois grupos de hidrogênios e o valor da curva integrais dos picos: a curva dos hidrogênios azuis terá valor relativo 2 (dos dois prótons) e a curva dos hidrogênios vermelhos terá valor relativo 6 (dos 6 prótons).

Hidrogênios Enantiotópicos e Diasterotópicos - Se a substituição de cada um dos hidrogênios pelo mesmo grupo leva a compostos que são enantiômeros, os dois átomos de hidrogênio são enantiotópicos. Eles têm o mesmo deslocamento químico e dão apenas um sinal no espectro. Veja o exemplo abaixo:

Os dois átomos de hidrogênio do brometo de etila são enantiotópicos. O composto então dá dois sinais no espectro de RMN 1H: um correspondente aos três prótons do grupo metil (são homotópicos) e outro correspondente aos dois prótons enantiotópicos, que também são equivalentes.

Se a substituição de cada um dos hidrogênios pelo mesmo grupo leva a compostos que são diasteroisômeros, os dois átomos de hidrogênio são diasterotópicos (lembre-se que os diasteroisômeros não formam par objeto-imagem). A identificação de hidrogênios diasterotópicos em um composto é muito importante porque eles não têm o mesmo deslocamento químico e dão sinais diferentes no espectro, embora na maioria das vezes estes dois sinais estejam tão próximos que torna-se difícil distinguí-los, a não ser que se utilize um espectrômetro de alta frequência. Os hidrogênios diasterotópicos, portanto, podem explicar o aparecimento de sinais extras no espectro. Veja os exemplos abaixo:


1.4- O desdobramento do sinal:

Desdobramento do sinal é o fenômeno que ocorre graças às influências magnéticas, sobre os átomos de hidrogênio responsáveis pelo sinal, de outros átomos de hidrogênio adjacentes. Este efeito é conhecido como acoplamento spin-spin. O acoplamento de um hidrogênio com outro gera um pico duplo (dupleto), o acoplamento entre três hidrogênios gera um pico triplo (tripleto) e assim por diante. Sinais com múltiplos picos (mais de 7 ou 8) podem ser chamados multipletos.

Os efeitos do acoplamento spin-spin são transferidos principalmente pelos elétrons de ligação e não são usualmente observados se os prótons acoplados estiverem separados por mais de três ligações sigma.

Não se observa desdobramento de sinal de prótons equivalentes (homotópicos) ou enantiotópicos, ou seja, não há desdobramento de sinal entre prótons com mesmo deslocamento químico. Assim, por exemplo, no espectro do etano (CH3CH3) há apenas um pico (singleto), correspondente aos seis átomos de hidrogênio homotópicos. Veja alguns exemplos de análise de espectros de RMN 1H:

1) PROPANOL


O grupo OH age como um grupo "retirador de elétrons", ou seja, devido à sua alta eletronegatividade, a densidade eletrônica da molécula está deslocada a favor desse grupo, e o efeito indutivo na cadeia segue também esse sentido. Assim, da esquerda para a direita, os hidrogênios têm a densidade eletrônica diminuída, o que explica o deslocamento químico desses prótons no espectro ao lado (lembre-se de que quanto maior a blindagem dos prótons, mais para a direita do espectro será o seu deslocamento químico).

Os H vermelhos são homotópicos, portanto, têm o mesmo deslocamento químico. Eles acoplam-se entre si e com os H azuis, que estão separados dos hidrogênios em vermelho por menos de quatro ligações. O sinal é desdobrado num tripleto, porém, esse desdobramento é devido somente ao acoplamento com os H azuis); o acoplamento entre os hidrogênios homotópicos gera apenas um aumento da intensidade do pico (a curva integral tem valor 3). Pode-se generalizar que o número de picos no sinal de um próton é igual ao número de prótons adjacentes + 1.

Seguindo o mesmo raciocínio feito acima, temos que:

• Os H azuis são homotópicos. Eles acoplam com os H vermelhos e com os H verdes, formando um sexteto de curva integral 2.

• Os H verdes são homotópicos. Eles acoplam com os H azuis, formando um tripleto de curva integral 2. Pela teoria, os H verdes deveriam acoplar com o H da hidroxila, pois a distância é de três ligações. No entanto, hidrogênios de hidroxilas muitas vezes, mesmo estando separado de outro hidrogênio por menos de quatro ligações sigma, não sofrem acoplamentos com outros prótons, a não ser em presença de solventes específicos, que diminuem a polaridade do meio. A ausência desse acoplamento ocorre normalmente porque as hidroxilas fazem ligações de hidrogênio intermoleculares, que dificultam a interação com outros prótons.

2) BROMO-METANOATO DE ISOPROPILA


• Os H vermelhos são homotópicos, possuem a mesma vizinhança química, e por isso dão apenas um sinal - um dupleto (de curva integral 6), devido ao acoplamento com o H verde.

• O H verde acopla com os seis H vermelhos e gera um septeto, de curva integral 1.

• Os H azuis são homotópicos e, por isso, geram um único sinal. Como não há hidrogênios adjacentes, o pico é único - um singleto, de curva integral 2.

Os deslocamentos químicos observados são explicados devido ao efeito da eletronegatividade dos grupos Br, oxigênio e carbonila. O H verde é o menos blindado, pois está separado do oxigênio por apenas duas ligações. O H vermelhos estão separados do oxigênio por três ligações, e por isso, o efeito eletronegativo do oxigênio é menos pronunciado sobre estes prótons, que então, ficam mais protegidos. Finalmente, os H azuis estão ligados a um carbono que se liga ao bromo, de pequena eletronegatividade, e a uma carbonila, ou seja, não há perto destes hidrogênios um grupo tão eletronegativo como o oxigênio. Por isso eles têm blindagem maior e a o sinal cai numa posição de campo alto.

3) ÁCIDO PARA-TOLUIL-ACÉTICO

• O H da hidroxila não acopla com outros prótons. O sinal, portanto, é um singleto, de curva integral 1.

• Os H vermelhos são homotópicos, possuem a mesma vizinhança química, e por isso dão apenas um sinal - um singleto (de curva integral 6), pois não acoplamento com hidrogênios adjacentes.

• Cada H azul acopla com um H violeta adjacente e dá um dupleto. Porém, como os H azuis são homotópicos, o sinal tem curva integral 2.

• Os H violetas também são homotópicos e cada um deles acopla com um H azul adjacente, gerando também um dupleto de curva integral 2.

• Os H verdes são homotópicos e não possuem hidrogênios adjacentes, e por isso dão um singleto, de curva integral 3.

Os deslocamentos químicos observados são explicados devido ao efeito da eletronegatividade do grupo carboxila e do efeito de deslocalização de elétrons gerado pela ressonância do anel benzênico, que desblinda os hidrogênios aromáticos. O H da carboxila é fortemente desblindado pela ação da eletronegatividade dos oxigênios. Os H verdes têm blindagem relativamente alta, pois estão muito distantes da carboxila.


Problemas envolvendo espectroscopia, e em particular RMN preocupam os estudantes de química orgânica. Este é um território pouco explorado e que envolve muitos conceitos abstratos.

O presente tutorial pretende facilitar o entendimento e resolução de problemas envolvendo RMN.

Este não é um guia definitivo, e não há uma fórmula mágica, pois não há uma única maneira de se resolver estruturas orgânicas usando espectroscopia. Entretanto, a técnica a seguir apresenta 6 passos que orientam a resolução dos problemas típicos de RMN.

Aproximações realizadas para resolver problemas:

Essencialmente, esta técnica usa:

1. a integração e o espectro de IR (quando disponível) para encontrar os fragmentos dos compostos 2. dividir a figura e colocar os fragmentos juntos 3. analisar o deslocamento químico e confirmar a estrutura.

6 dicas para ajudar a decifrar uma estrutura

Para resolver um problema de espectroscopia você deve se considerar um detetive e procurar os detalhes.

• Dica 1

Determine o grau de insaturação utilizando a formula molecular. Assim, é possível determinar a presença e quantas são as duplas ou triplas ligações, ou anéis na molécula.

Grau de insaturação

Todos os alcanos possuem a mesma fórmula empírica, que relaciona o número de carbonos com o número de hidrogênios mais dois (CnH2n+2 , alcano).

Um hidrocarboneto que possui uma dupla ligação (alceno) ou um anel perde dois hidrogênios e portanto apresenta um grau de insaturação (CnH2n) número de carbonos igual ao número de hidrogênios).


Um hidrocarboneto que apresenta duas ligações duplas ou uma tripla ligação (alcino) ou dois anéis perdem quatro hidrogênios e portanto apresentam dois graus de insaturação (fórmula empírica CnH2n-2).

O grua de insaturação total da molécula é igual a soma de todas as insaturações encontradas.

Determinando a insaturação:

Para se determinar o grau de insaturação pode-se utilizar a fórmula geral abaixo:

Grau de insaturação= [((Número de Carbonos x 2) + 2) – Número de hidrogênios] / 2

Sendo que:

- oxigênios devem ser ignorados

- F, Cl, Br, I devem ser somados com um hidrogênio

- N devem ser contados como meio carbono

Pratique determinando o grau de insaturação das estruturas a seguir:

• Dica 2

Analise o espectro de IR (se disponível) e confirme a presença dos principais grupos funcionais no espectro de RMN. Alguns grupos mais fáceis de confirmar são aldeídos, anéis benzênicos e ácidos carboxílicos.

• Dica 3

Encontre qual o número de hidrogênios que cada pico do RMN representa, comparando a razão da integração com a fórmula molecular.

• Dica 4

Quebre o espectro de RMN em fragmentos utilizando a integração encontrada de acordo com a dica 3. Abaixo existe uma lista dos fragmentos mais comuns encontrados.

Integração Fragmentos representados

Nº de fragmentos equivalentes

comentários


1H

1

Tente confirmar pelo IR (se disponível) ou pelo valor do deslocamento químico que este não é um H de um álcool (-OH)

2H

1 Algumas vezes são dois fragmentos equivalentes a CH

3H

1

4H

2 Algumas vezes são dosi fragmentos equivalente a CH2

6H

2

Frequentemente indicam um grupo isopropyl. Raramente indicam 3 fragmentos equivalente a CH2

9H

3 Frequentemente indicam um grupo t-butil

• Dica 5

Combine todos os fragmentos de uma maneira que faça sentido, de acordo com a multiplicidade dos picos do RMN. Esta é a tarefa mais difícil, e algumas vezes a melhor maneira é tentar e checar. Verifique as possíveis estruturas e analise se estão correta.

• Dica 6

Verifique a estrutura que você sugeriu com todos os dados disponíveis (incluindo IR, se disponível).

Exemplo:


Encontre a estrutura de um composto desconhecido, de fórmula molecular C9H12, utilizando os espectros de IR e RMN.

Espectro de RMN

Espectro de IR

• Dica 1: Determine o grau de insaturação

Utilize a fórmula geral:

Grau de insaturação= [((nº carbonos x 2) +2) – nº hidrogênios] /2

Grau de insaturação= [((9 x 2) +2) – 12] / 2= 4

Há 4 graus de insaturação, portanto pode-se esperar duas ligações duplas, uma tripla, ou um anel aromático.

• Dica 2. Procure no espectro de IR grupos funcionais para a molécula

Os picos entre 1800 e 2000 cm-1 no IR indicam um anel aromático. Este pode ser confirmado pelo deslocamento químico no RMN ao redor de 7 ppm.


• Dica 3. Encontre quantos hidrogênios cada grupo de picos representa.

Encontre as razões relativas usando uma regua.

No exemplo existem três conjuntos diferentes de pico e as alturas são 5:1:6 (total 12). Uma vez que a fórmula molecular indica 12 hidrogênios, o primeiro conjunto em 7 ppm representa 5 hidrogênios, o pico em 3 ppm representa 1 e o pico em 1 ppm representa 6 hidrogênios.

• Dica 4. Encontre todos os fragmentos do composto.

Para encontrar os fragmentos do composto observe a integração do RMN. O conjunto de picos em 7 ppm representa 5 H, que concorda com um anel aromático (também confirmado por IR) monosubstituído (6H -1). Escreva este fragmento.

fragmento C6H5

Agora retorne na formula molecular e subtraia este “pedaço” (C6H5).

C9H12 - C6H5= C3H7

(note que o anel benzênico contém quarto graus de insaturação, uma para o anel e três para cada dupla ligação, portanto o restante da molécula não apresenta insaturação)

C3H7 é o que deve ser analisado agora. Os outros fragmentos mostram um conjunto com 1H e outro com 6H. Portanto, a estrutura possui um hidrogênio ligado a carbono e também 6 outros

hidrogênios ligados a carbono, o que significa dois metils quimicamente equivalentes.

(1H)

, simétricos (6H)

Você deve checar se todos ao fragmentos foram analisados.

• Dica 5. Reúna todos os fragmentos.

Os quarto fragmentos encontrados formam o isopropil benzeno:


=>

• Dica 6. Cheque a resposta

O carbono ternário com 1H está vizinho a 6H e portanto deve aparecer como um septeto. O conjunto de picos referentes ao 6H aparecem como um dupleto devido ao 1H vizinho. O conjunto de picos referentes ao anel benzeno (com 5H) tem deslocamento ao redor de 7 ppm e aprecem como múltiplos picos devido aos vizinhos.

Estes fatores confirmam os dados e a resposta !!! Pratique: www.wfu.edu/~ylwong/chem/nmr/h1/ Experimento 7 – Análise de cafeína extraída de chá preto utilizando

Espectrofotometria UV/Vis e HPLC Materiais

Chá preto Carbonato de cálcio Cloreto de metileno Tolueno Éter de petróleo

Béquer Erlenmeyer Funil de separação Sistema para destilação Funil de Buchner Balões volumétricos Pipetas volumétricas

Espectrômetro UV HPLC

Experimento 7 – Análise de cafeína extraída de chá preto utilizando

Espectrofotometria UV/Vis e HPLC – Parte I: Extração da cafeína

1- Introdução

Alcalóides são substâncias orgânicas nitrogenadas de caráter básico, geralmente de origem vegetal, e que provocam efeitos fisiológicos característicos nos organismos humanos. Nem todas as substâncias classificadas como alcalóides obedecem rigorosamente a todos os


itens desta definição; por exemplo o alcalóide da pimenta (piperina) não é básico, mas tem acentuada ação fisiológica. Do ponto de vista químico, os alcalóides não constituem um grupo homogêneo de substâncias. Quase todos, porém, apresentam estrutura química derivada de um composto heterociclo. Uma classificação química de alcalóides baseia-se na estrutura deste heterociclo: alcalóides da piridina (ex.: nicotina) da xantina (ex.: cafeína), da quinolina, do pirrol, do indol, da piperidina, etc. Certas famílias vegetais são particularmente ricas em alcalóides, por exemplo, as rubiáceas (café) e as solanáceas (fumo). A cafeína (1,3,7-trimetilxantina, 1) pertence à família dos alcalóides xantínicos (Figura 1).

N

N

N

N

R2O

OR1

R 1 Cafeína: R = R1 = R2 = CH32 Xantina: R = R1 = R2 = H3 Teofilina: R = R1 = CH3; R2 = H4 Teobromina: R = H; R1 = R2 = CH3

Figura 1: Alguns exemplos de alcalóides xantínicos.

A cafeína foi isolada do café por Runge em 1820 e do chá preto por Oudry em 1827. Ela é encontrada ainda no guaraná, erva-mate e em outros vegetais, e é responsável pelo efeito estimulante de bebidas como chá e café e de refrigerantes como Coca-Cola e Pepsi-Cola. É também um dos princípios ativos de bebidas ditas “energéticas” (Red Bull, Power Flash, etc.). A cafeína provoca um efeito pronunciado no sistema nervoso central (SNC), mas nem todos os derivados xantínicos são efetivos como estimulantes do SNC. A teobromina (4, Figura 1), uma xantina encontrada no cacau, possui pouco efeito no SNC, porém é um forte diurético e é utilizada em medicamentos para tratar pacientes com problemas de retenção de água. A teofilina (3), encontrada no chá junto com a cafeína, também tem pouca ação no SNC, mas é um forte estimulante do miocárdio, relaxando a artéria coronária, que fornece sangue ao coração. Teofilina, também chamada de aminofilina, é frequentemente usada no tratamento de pacientes que tiveram parada cardíaca. É também um diurético mais potente que a teobromina. Sendo um vasodilatador, é geralmente empregada no tratamento de dores de cabeça causadas por hipertensão e asma. A cafeína é relativamente tóxica, (LD50 = 75 mg/Kg), mas para se obter uma dose letal de cafeína, o indivíduo deveria ingerir dezenas de quilos de café em um curto período de tempo. Na Tabela 1 são apresentadas as quantidades médias de cafeína encontradas em algumas bebidas e alimentos. Devido aos efeitos provocados pela cafeína no SNC, algumas pessoas preferem usar café descafeinado. A descafeinação reduz o conteúdo de cafeína do café para aproximadamente 0,03 - 1,2% Tabela 1: Porcentagem em massa de cafeína presente em bebidas e alimentos.

BEBIDA/ALIMENTO % EM MASSA DE CAFEÍNA Café moído 0,64 - 0,88 Café instantâneo 0,42 - 0,56 Chá 0,18 - 0,53 Chocolate 0,71 Coca-cola 0,12


2- Extração No experimento será utilizado chá preto e água quente contendo carbonato de cálcio. Por sua vez, a cafeína será extraída desta fase aquosa com diclorometano. Com a evaporação do solvente obtém-se a cafeína impura. A purificação da cafeína obtida será feita através da técnica de recristalização, utilizando tolueno e éter de petróleo como solventes. Alcalóides são aminas, e portanto formam sais solúveis em água, quando tratados com ácidos. A cafeína encontrada nas plantas apresenta-se na forma livre ou combinada com taninos fracamente ácidos. A cafeína é solúvel em água, então pode ser extraída de grãos de café ou das folhas de chá com água quente. Junto com a cafeína, outros inúmeros compostos orgânicos são extraídos, e a mistura destes compostos é que dá o aroma característico ao chá e ao café. Entretanto, a presença desta mistura de compostos interfere na etapa de extração da cafeína com um solvente orgânico, provocando a formação de uma emulsão difícil de ser tratada. Para minimizar este problema utiliza-se uma solução aquosa de carbonato de cálcio. O meio básico promove a hidrólise do sal de cafeína-tanino, aumentando assim o rendimento de cafeína extraída. 3- Procedimento Em um erlenmeyer de 250 mL coloque 15,0 g de chá preto, 150 mL de água e 7,0 g de carbonato de cálcio. Ferva a mistura com agitação ocasional por 20 minutos, filtre a mistura quente em Buchner e esfrie o filtrado a 10-15°C. Transfira o filtrado para um funil de separação e extraia a cafeína com 4 porções de 20 mL de cloreto de metileno (extração múltipla com agitação suave para evitar a formação de emulsão). Destile o solvente com um aparelho de destilação simples até que se obtenha um volume de 5-7 mL no balão. Transfira então o extrato concentrado para um béquer e evapore o restante do solvente em banho de vapor até a secura. Pese o resíduo esverdeado de cafeína bruta e calcule a percentagem de alcalóide no chá. O resíduo pode ser recristalizado, dissolvendo-o em 5 mL de tolueno a quente e adicionando algumas gotas de éter de petróleo (p. e. 60-80°C) até formar o precipitado. Filtre á vácuo e recolha o sólido.

Experimento 7 – Análise de cafeína extraída de chá preto utilizando

Espectrofotometria UV/Vis e HPLC – Parte II: Análise da cafeína por UV

1- Introdução

A absorção da radiação UV/Vis por um átomo ou molécula (M) apresenta duas etapas: Excitação: M + hν M* Relaxação: M* M + calor (não detectável)


A absorção da radiação UV/Vis geralmente excita elétrons ligantes, fazendo com que os picos de absorção indiquem tipos de ligações, o que permite também inferir quais os grupos funcionais presentes (análise qualitativa). Porém, as aplicações em análise quantitativa são as mais importantes.

Existem três tipos principais de transição eletrônica: elétrons π, σ e n elétrons d e f elétrons de transferência de carga

Assim, todos os compostos orgânicos são capazes de absorver radiação eletromagnética

porque todos possuem elétrons que podem ser excitados a níveis maiores de energia. Entretanto, alguns grupos absorvem radiação com maior intensidade e são chamados de grupos cromóforos. As tabelas 1 e 2 apresentam exemplos de grupos cromóforos e também os respectivos comprimentos de onda de absorção máxima.

Tabela 1. Alguns grupos cromóforos importantes.

Tabela 2. Alguns compostos com grupos multicromóforos.


Na análise por Espectrofotometria de Absorção UV/Vis torna-se importante a escolha do solvente da amostra, pois os solventes polares (água, álcoois, ésteres e cetonas) modificam o espectro que se obteria na fase gasosa, devido às interações formadas. Os solventes apolares permitem obter espectros mais próximos com os da fase gasosa (molécula pura). Os máximos de absorção também são influenciados pelo solvente e a pureza do mesmo é importante. A absorbância, A, de uma solução é definida como o logaritmo na base 10 do inverso da transmitância, T, para luz monocromática e é expressa pela equação: A= log(1/T)= log (I0/I) Onde, I= intensidade da luz monocromática transmitida I0 = intensidade da luz monocromática incidente T = I/I0 Na ausência de outros fatores físico-químicos, a absorbância medida é proporcional ao caminho ótico (b) através do qual a luz atravessa e à concentração (c) da substância presente, de acordo com a equação: A= ε. b. c Onde ε é a absortividade molar da substância quando a concentração é expressa em mol/L (quando a concentração for expressa em g/L esta constante é chamada absortividade específica, a). A Lei de Beer diz que a relação acima será linear em concentrações não muito elevadas, geralmente menores que 0,1 mol/L. Absorbância Específica - A (1%, 1 cm) A absorbância específica de uma substância dissolvida se refere a absorbância de uma solução 1,0% (m/v) medida em uma cela de 1 cm, em um comprimento de onda definido, então: A(1%, 1 cm)= 10ε/M


Onde M= peso molecular da substância em análise A absorbância específica é portanto a absorbância observada em um dado comprimento de onda, usando um caminho ótico de 1 cm e uma solução com concentração de 1% m/v, e apresenta um valor específico para um dado solvente, sendo uma propriedade do soluto. Quantificação através de curva analítica Curva analítica ou curva de calibração é o nome dado ao relacionamento matemático obtido entre as respostas analíticas medidas e as respectivas concentrações dos padrões empregados. Utiliza-se na sua obtenção, soluções de concentrações conhecidas (são recomendadas no mínimo 5 concentrações diferentes) e mede-se a resposta analítica (no presente caso, absorbâncias no UV/Vis), traçando-se um gráfico com o relacionamento entre estes valores. No eixo “x” deste gráfico colocam-se as concentrações conhecidas e no eixo “y” as respectivas respostas (absorbâncias). Se o gráfico obtido representa uma reta (atendendo a Lei de Beer) torna-se mais fácil obter os parâmetros desta correlação, por regressão linear, e definir uma equação matemática que descreva o relacionamento entre “x” e “y”, encontrando os coeficientes linear (a) e angular (b). A qualidade desta regressão linear e assim da reta obtida, é avaliada de acordo com o valor de coeficiente de correlação (r). Quanto mais próximo a 1 o coeficiente de correlação for, melhor é a reta. Os coeficientes da reta y=a+bx, “a” e “b” são calculados após a regressão linear e são utilizados para calcular a concentração de soluções desconhecidas que apresentam uma resposta analítica obtida da mesma forma que as soluções conhecidas

2- Procedimento

Obtenha primeiramente uma curva analítica, preparando as seguintes soluções:

1- Solução estoque: pese 10 mg de cafeína (que estará sendo considerada padrão) em um balão de 10,00 mL e dissolva com água.

2- Prepare 5 soluções de concentrações diferentes a partir de diluições da solução estoque, considerando a faixa de 0,1 a 0,6 mg/mL

3- Faça a leitura, por espectrofotometria de absorção UV/Vis, das cinco soluções. 4- Trace um gráfico de absorbância x concentração 5- Obtenha a equação da reta (regressão linear).

Após obtida a curva analítica, prepare a solução da cafeína em análise:

1- Pese 30 mg da cafeína obtida por extração do chá e dissolva em balão volumétrico de 100,00 mL; utilizando água como solvente.

2- Obtenha o resultado de absorbância desta solução 3- Calcule a concentração real da solução em análise, utilizando a regressão linear 4- Calcule a porcentagem de pureza considerando a concentração real obtida e a teórica

(massa de cafeína pesada)

Experimento 7 – Análise de cafeína extraída de chá preto utilizando Espectrofotometria UV/Vis e HPLC – Parte III: Análise da cafeína por HPLC Procedimento


Fase móvel = 69:28:3, Água:Metanol:Ácido acético, v/v/v Coluna C-18 Vazão= 2mL/min Solução diluente: fase móvel ou metanol:ácido acético 95:5, v/v Injete 10 μL de uma solução de amostra de 10 mg em 10 mL de solução diluente e verifique a pureza da amostra.

Verifique a presença de picos secundários obtidos no cromatograma da cafeína (presença de impurezas).

quim organ pratica

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