PROPRIEDADES FUNCIONAIS DE CONCENTRADOS PROTÉICOSDE PESCADO PREPARADOS POR VÁRIOS MÉTODOSl

Lys Mary B. CÂNDID02, Alexandra K. NOGUEIRN, Valdemiro C. SGARBIEIRI4

RESUMO

A partir de tilápia do Nilo (Oreochromus niloticus) foram preparados um concentrado de proteínas totais (PT) e seisconcentrados de proteínas miofibrilares, após extração das proteínas sarcoplasmáticas de diversas formas, a saber:tratamento com hexametafosfato de sódio (F); hexametafosfato de sódio seguido de tratamento com etanol a frio (FE);tecnologia de preparo do surimi (S); surimi seguido de tratamento com etanol a frio (SE), extração da polpa com etanola frio (E); e extração com etanol a frio seguido de tratamento com hexano (EH). Os rendimentos de extração de proteínaforam de 78% para o concentrado de proteínas totais, de 76% para F, seguido por FE, E e EH, acima de 70% e para S e SE,em torno de 67%. A mistura etanol/hexano proporcionou a melhor remoção de gordura (80%), seguida por PT (74%),E (54,6%), FE (46,5%) e SE (33%). Nos concentrados de proteínas miofibrilares, verificou-se aumento de 5 vezes nasolubilidade e de 12 a 20 vezes na capacidade de absorção de água, comparativamente à preparação de proteínas totais.As preparações com maior capacidade emulsificante foram F (278,95%) e FE (244,8%), seguidas por S (226%), EH (211%)e SE (130%). Os concentrados E e PT não apresentaram capacidade emulsificante. As emulsões mais estáveis foram aspreparadas com o concentrado S. A maior capacidade de formação de espuma foi apresentada pelo concentrado FE(254%), seguido por F (220%) e SE (212%).

PALAVRAS-CHAVE: Tilápia do Nilo; Concentrados protéicos; Propriedades funcionais.

SUMMARY

FUNCTIONAL PROPERTIES OF FISH PROTEIN CONCENTRATES PREPARED BY VARIOUSMETHODS

A total protein concentrate (PT) plus six myofibrilar protein concentrates were prepared from Oreochromus niloticus("tilápia do Nilo"). Extraction of the sarcoplasmatic proteins was effected in different ways, such as: treatment withsodium hexametaphosphate (F); sodium hexametaphosphate folIowed by treatment with cold ethanol (FE); using suri­mi technology (S); surimi technology folIowed by cold ethanol (SE); extraction of the pulp with cold ethanol (E); and,extraction with cold ethanol folIowed by treatment with hexane (EH). The protein yields for the various preparationswere 78% for PT concentrate, 76% for F, folIowed by FE, E and EH, alI above 70%, and around 67% for S and SE. Fatextraction was more efficient for the treatment EH (80%), folIowed by PT (74%), E (54.6%), FE (46.5%) and SE (33%).Solubility was five fold higher and water absorption capacity 12 to 20 f6ld higher for the myofibrillar protein concentra­tes, compared to the total protein concentra te (PT). A higher emulsifying capacity was demonstrated for F (278.9%) andFE (244.8%), folIowed by S (226%), EH (211%), and SE (130%). The concentrates E and PT did not exhibit any emulsifyingcapacity. The most stable emulsions were those prepared with the concentrate S. The highest foaming capacity wasfound for FE (254%) folIowed by F (220%) and SE (212%).

KEY WDRDS: Oreochromus niloticus; Protein concentrates; Functional properties.

1 Recebido para publicação em 24/09/1998. Aprovado para publicação em 04/01/1999.2 Universidade Federal do Paraná, Setor de Ciências da Saúde, Curitiba (PR).3 Bolsista de iniciação científica (FAPESP) no Instituto de Tecnologia de Alimentos, Campinas, SP.4 Pesquisador do Instituto de Tecnologia de Alimentos, Centro de Química de Alimentos e Nutrição Aplicada, Av. Brasil, 2880,Campinas, SP, CEP 13073-001.

Bfaz. J. Food Technol., Campinas, 1(1,2): 77-89, jan/dez.1998......_-----------------_._- 77

Braz. J. Food Technol., Campinas, 1(1,2): 77-89, jan/dez.1998

1. INTRODUÇÃO

No atendimento à crescente demanda de alimentos,os recursos pesqueiros podem contribuir significativa­mente para melhorar a qualidade nutricional da dieta,especialmente nos países em desenvolvimento. De maisde 22.000 espécies de peixes, apenas algumas centenasestão sendo utilizadas como alimento. A subutilizaçãode recursos pesqueiros pode ser atribuída a inúmerosfatores, que vão desde a falta de tecnologia para captu­ra e prevenção de perdas no transporte e armazena­mento até a baixa disponibilidade de produtos aceitá­veis ao consumidor, a custo compatível com as demaisfontes protéicas.

O preparo de concentrados protéicos de peixe paraconsumo humano apresenta problemas técnicos consi­deráveis, uma vez que o peixe se deteriora muito rapi­damente e desenvolve odores e sabores difíceis de se­rem removidos, além da perda de propriedades funcio­nais das proteínas. A gordura pode ser removida porextração em meio alcalino, ou por tratamento com sol­ventes orgânicos como isopropanol ou etanol, que favo­recem a desidratação, originando produtos com quali­dades organolépticas favoráveis, mas desprovidos depropriedades funcionais.

Este tema parecia ter sido abandonado na década de70, em decorrência da facilidade com que estas proteí­nas sofrem desnaturação e conseqüente perda da funci­onalidade (HALL, AHMAD, 1992), mas na década de90 nota-se uma retomada das pesquisas nessa área (KIN­SELLA, 1988, LAHL, BRAUN, 1994,MAHMOUD, 1994,CHAN et ai., 1995, YU, FAZIDAH, 1994, SCHMIDL etal., 1994, SHAHIDI et ai., 1995, VENUGOPAL, 1995).

Neste trabalho são apresentadas e discutidas váriasalternativas de preparo de concentrados protéicos detilápia, aplicadas com o objetivo de encontrar um oumais procedimentos que fornecessem produtos de ele­vado valor nutritivo e boas propriedades funcionais eque pudessem ser considerados econâmicos e aplicá­veis na indústria pesqueira no Brasil.

2. MATERIAL E MÉTODOS

2.1 Matéria-prima

Utilizou-se tilápia do Nilo (Oreochromus niloticus),obtida do Centro de Piscicultura da UNESP (Univer­sidade Estadual Paulista) em Jaboticabal.

2.2 Preparo de concentrado de proteínas totais (PT)

Após a evisceração e retirada das cabeças, os pei­xes foram lavados com água corrente e mantidos emetanol até o momento do processamento (12h). O pre-

78

paro foi executado conforme descrito por QUAGLIA,ORBAN (1987), mediante extrações sucessivas cometanol em substituição ao isopropanol, na proporçãode 3:1 em relação à polpa. O produto da desossa me­cânica (BIBUN, modelo SDX-13) foi submetido à ex­tração com três tratamentos com etanol a 70°C (3:1,20 min) com o objetivo de eliminar gordura e compo­nentes responsáveis pelo odor. A eliminação do eta­nol entre as diferentes etapas foi realizada em prensaSardik Engineering. A polpa extraída com etanol foiliofilizada e moída (granulometria 100 mesh).

2.3 Preparo de concentrados de proteínas miofibri­lares

Filés de peixe foram homogeneizados em multipro­cessador de alimentos da marca Arno e mantidos emagitação por dez minutos em solução de cloreto de só­dio 0,1 M na proporção de 3:1 em relação ao filé. A se­guir a suspensão foi centrifugada a 2500rpm por 10minutos (rotor JA-14, centrífuga Beckman, modelo J­21B). O material insolúvel foi ressuspenso em soluçãode bicarbonato de sódio 0,5%, extraído por 10 min ecentrifugado; a operação foi repetida com água. As so­luções extratoras continham ácido ascórbico e tripoli­fosfato de sódio a 0,2% (VENUGOPAL et ai., 1994b, KE­LLEHER et ai., 1994). Este tratamento facilita a remoçãodos lipídios e promove a hidrofilicidade do concentra­do protéico. Após a centrifugação final, o concentradode proteínas miofibrilares foi submetido a diferentes tra­tamentos conforme mostra o Fluxograma da Figura 1.Todos os concentrados foram liofilizados e moídos, ob­tendo-se granulometria de 100 mesh.

2.4 Composição centesimal

Antes das análises, todas as amostras foram ho­mogeneizadas em moinho analítico Polymix (Kine­matica-A10, Switzerland), e passadas em peneira de500!-,-m. Nas eventuais retiradas de alíquotas para asanálises e determinações de propriedades funcionais,os concentrados permaneceram à temperatura ambi­ente apenas o tempo necessário à retirada de amos­tra. Para evitar congelamentos e descongelamentosdesnecessários, quando estas retiradas eram mais fre­qüentes, as amostras permaneciam em geladeira, ouse retiravam alíquotas (subamostras). As determina­ções foram feitas em duplicata.

A dosagem de proteínas foi efetuada pelo métodode semimicro Kjeldahl (AOAC, 1990). Os lipídios to­tais foram determinados pelo método de BLIGH,DYER (1959). As cinzas foram determinadas pelométodo de incineração em mufla a 450°C até pesoconstante, conforme preconizado pela AOAC (1990).A umidade foi medida através de secagem em estufa

a 105°C até peso constante de acordo com procedi­mento da AOAC (1990). Os carboidratos totais foramdeterminados pelo método de DUBOIS et aI. (1956).

2.5 Avaliação da estabilidade lipídica

A determinação de produtos reativos ao ácido ti-

obarbitúrico (TBARS) foi conduzida em extrato de áci­

do tric1oroacético, de acordo com o procedimento de

VY CKE (1975). Todas as determinações foram fei­

tas em triplicata. Os resultados foram expressos em

micromoles de aldeído malônico por quilograma de

amostra ÜA.M/kg).

Filetagem

~

Homogeneização

~Lavagem com NaCI 0,1M (3:1)

Centrifugação

~ NaHC03 0,5% (3:1)

Centrifugação~Água (3:1)

Centrifugação~

CONCENTRADODE PROTEíNAS MIOFIBRILARES

o concentrado de proteínas miofibrilares assim obtido recebeu tratamentos adicionais, queoriginaram seis diferentes concentrados:

F =Tratamento com hexametafosfato de sódio a 5%(SPINELLI et ai., 1972a,b)

FE =idem F + Tratamento com 3 volumes de etanol a frio

S =Adição de crioprotetores: sacarose (4%); sorbitol (4%); fosfatos (0,2%)(VENUGOPAL et ai., 1994b, KELLEHER et ai., 1994)

SE =idem S + Tratamento com 3 volumes de etanol a frio

E = 3 Volumes de etanol a frio

EH = idem E + Tratamento com hexano (2volumes) + etanol (3volumes)COB III, HYDER (1972)

Secagem

FIGURA 1. Fluxograma de processamento de concentrados protéicos de tilápia do Nilo.

Bfaz. J. Food Technol., Campinas, 1(1,2): 77-89, jan/dez.1998 79

2.6 Propriedades funcionais

Solubilidade (S%). A solubilidade foi determina­da de acordo com o método de MORR et aI. (1985),variando-se o pH de uma solução de proteína a 1%,em solução de cloreto de sódio 0,5 N, e também, vari­ando-se a concentração de cloreto de sódio, e man­tendo-se o pH em 7,0. O N do sobrenadante foi deter­minado pelo método de Kjeldahl (semimicro).

Capacidade de absorção espontânea de água(CAA). Foi determinada usando modificação do apa­relho de Baumann efetuada por TORGENSEN, TO­LEDO (1977). O resultado foi expresso em mL de águaabsorvida por g de proteína e cada ponto representaa média de determinações em triplica ta ou quandonecessário, em quintuplicata, devido à variabilidadeintrínseca do método.

Capacidade de absorção espontânea de óleo(CAO). Foi realizada no mesmo equipamento descri­to para absorção de água, seguindo-se a metodologiade DE KANTEREWICZ et aI. (1987). O resultado foiexpresso em mL de óleo absorvido por g de proteína ecada ponto representa a média de determinações emtriplica ta.

Formação e estabilidade de espumas. A capaci­dade de formacão de espuma (evidenciada pela ex­pansão de volume - CESP) foi determinada atravésdo método de PHILLIPS et aI. (1987,1990), com adap­tações do procedimento descrito por BRITTEN, LA­VaIE (1992). A estabilidade da espuma (EESP) foiavaliada conforme descrito por PATEL et aI. (1988) eHOWELL, TAYLOR (1995). Foram medidos, em tri­plicata: o volume de líquido drenado, o colapso daespuma e o tempo em que ocorreram ambos os eventos.

Capacidade emulsificante (CEM). Para avaliaçãoprévia foi empregado o procedimento descrito por DEKANTEREWICZ et aI. (1987). Como esta visualiza­ção não é muito precisa, o ponto de inversão das fa­ses foi determinado por condutivimetria, com modi­ficações do método descrito por DAGORN-SCAVI­NER et aI. (1987). O resultado foi expresso como mLde óleo, adicionado até o ponto de inversão, por g deproteína, e os resultados representam as médias maisou menos desvios-padrão de três determinações.

Índice de atividade emulsificante (IAE). O índicede atividade emulsificante foi determinado conformeproposto por PEARCE, KINSELLA (1978), modifica­do por MINE et aI. (1991) e SHAHIDI et aI. (1995). O

resultado foi expresso em m 2/ grama de proteína, a

partir de determinações em triplicata.

Flexibilidade. A flexibilidade das proteínas deconcentrados foi determinada através da metodolo­gia proposta por KATO et aI. (1985) e LEE et aI. (1992).A reação de hidrólise, com tripsina a 0,1% (SigmaT0134), processou-se por 5, lO, 20 e 60 min a 38°C. Areação foi interrompida com solução de ácido triclo­racético (TCA) a 4% e o precipitado removido por fil­tração (filtro Whatman N° 1) e a concentração de ami­noácidos e peptídios determinada no filtrado (LO­WRY et aI., 1951). A velocidade de hidrólise foi repre­sentada como porcentagem de hidrólise/min, calcu­lada através da inclinação inicial das curvas de hi­drólise versus tempo, mediante análise de regressãolinear. Para análise de variância (ANOVA) utiliza­ram-se o "software Statgraphics 7.0" e o teste de Tukeya 95% de confiança. O valor de hidrólise aos 60 minfoi tomado como 100%, para efeito de cálculo.

3. RESULTADOS E DISCUSSÃO

3.1 Caracterização química dos concentrados

O concentrado de proteínas totais (PT) foi o pri­meiro a ser elaborado. O objetivo era produzir umconcentrado do tipo A, conforme especificação FAO/OMS/UNICEF (BRODY, 1965, HALLIDAY, DISNEY,1971). De acordo com esta norma, este tipo de con­centrado deveria apresentar teor de gordura inferiora 0,75%. Foi possível obter um concentrado do tipo B(teor de gordura inferior a 3%), que devido à desnatu­ração protéica decorrente do tratamento térmico paraeliminação de gordura, apresentou pouca funciona­lidade, como demonstrado a seguir.

Os demais concentrados que constam da Tabela 1são formas alternativas de obtenção de concentradosprotéicos nos quais foram estudadas as proprieda­des funcionais, e são compostos apenas de proteínasmiofibrilares (Figura 1) (COB III, HYDER, 1972, SPI­NELLI et aI., 1972a,b, KELLEHER et aI., 1994, VENU­GOPAL et aI., 1994b).

Conforme descrito na metodologia, o teor de car­boidratos totais foi dosado através do método deDUBOIS et aI. (1956). Este método não quantifica po­lióis e as preparações baseadas na tecnologia do su­rimi contêm sorbitol, além da sacarose (Figura I), poresta razão a composição centesimal destas prepara­ções não totaliza 100%. O tratamento com etanol ar­rasta parte do sorbitol da preparação surimi/etanol.

ao Braz. J. Food Technol., Campinas, 1(1,2): 77-89, jan/dez.1998

TABELA 1. Composição centesimal dos concentrados protéicos de tilápia do Nilo!.

Concentrados Proteínas Lipídios Carboidratos Umidade Cinzas

Fosfatos (F) 69,93 4,23 0,06 16,81 10,56

Fosfatos/Etanol (FE) 81,75 4,05 0,08 8,17 6,64

Etanol a frio(E) 88,85 3,61 0,13 7,60 1,84

Etanol/Hexano (EH) 89,26 1,65 0,11 8,83 2,30

Surimi (S) 59,91 4,21 11,76 7,39 2,73

Surimi/Etanol (SE) 77,26 5,06 5,55 7,36 2,04

Proteínas totais (PT) 87,90 2,14 0,35 5,47 2,85

Peixe (polpa) 17,85 2,73 0,7 77,19 1,25

Peixe (filés) 18,88 1,26 0,22 79,80 1,07

1Resultados representam a média de determinações em duplicata.

Considerando as especificações para concentradosprotéicos de pescado (BRODY, 1965; HALLIDAY, DIS­NEY, 1971), referentes ao teor de lipídios, constantesna Tabela I, nenhum destes concentrados pode serconsiderado do tipo A, pois o teor deveria ser inferiora 0,75%. Trabalhos de armazenamento relatam valo­res tão baixos como 0,2% de gordura, para que o pro­duto mantenha a qualidade organoléptica e comple­ta estabilidade (SPINELLI et al., 1972a). O concentra­do de proteínas totais (PT) e o tratado com etanol!

hexano (EH) podem ser classificados como do tipo B(menos de 3,0%). Os demais seriam classificadoscomo concentrados do tipo C (até 10% de gordura). Otratamento térmico compromete a funcionalidade dasproteínas e o uso de solventes, como hexano, podenão ser a melhor opção para um produto que possater indicação clínica.

O rendimento, calculado em termos de proteína, ea remoção de gordura obtidos nas diferentes prepa­rações aparecem na Tabela 2.

TABELA 2. Rendimento em proteína e remoção de gordura no preparo de concentrados protéicos de tilápiado Nilo(1).

Concentrados

Surimi/Etanol (SE)

Surimi (S)

Etanol/Hexano (EH)

Etanol a frio (E)

Fosfatos/Etanol (FE)

Fosfatos (F)

Proteínas totais (PT)

(1) As determinações foram feitas em duplicata.

Rendimento

Proteína (%)

66,89

67,46

71,18

73,23

73,38

76,2

77,95

Remoção gordura (%)

33,14

27,56

80,00

54,59

46,48

32,25

73,97

Braz. J. Food Technol., Campinas, 1(1,2): 77-89, jan/dez.1998......_---------~--

81

A análise da Tabela 2 mostra que o sistema maiseficiente para remoção de gordura foi o tratamentocom etanol/hexano (EH), mas este foi um processoconduzido em duas etapas: na primeira utilizandoetanol a frio e na segunda, a extração com hexano. Omaior rendimento em proteína foi obtido no tratamen­to da polpa integral com etanol (PT), pois este trata­mento tende a insolubilizar as proteínas, inclusiveas sarcoplasmáticas.

SHENOUDA, PIGOTT (1974) constataram que oenvelhecimento da miosina ou a desnaturação poragitação ou aquecimento ocasionou um aumento nainteração entre lipídios e a miosina através de au­mento na interação hidrofóbica e ligações iônicas.Estes complexos são de difícil separação e compro- .metem as propriedades funcionais da proteína. Estaé uma das razões para que o processamento do con­centrado seja efetuado da forma mais branda possí­vel, mas que elimine o máximo de gordura no processo.

A oxidação é uma das principais causas de deteri­oração da qualidade de produtos cárneos. A suscep­tibilidade do tecido muscular à oxidação se deve àsua alta concentração de catalisadores (ferro e mio­globina) e lipídios. Em produtos obtidos por comi­nuição ocorre o aumento de superfície de exposiçãoao oxigênio. Lipídios oxidados reagem com outroscomponentes do alimento como proteínas, carboidra­tos e vitaminas. Além do comprometimento nutricio­nal, este tipo de interação afeta a funcionalidade dasproteínas. Malonaldeído e outros produtos de oxida­ção possuem ação carcinogênica e ou mutogênica

(SHAHIDI et aI., 1987, XIONG, DECKER, 1995).A estabilidade dos concentrados pode ser confir­

mada pelo teste de substâncias reativas ao ácido tio­barbitúrico (TBARS), conforme registra a Tabela 3.Após 1 ano de armazenamento não foi possível per­ceber alterações organolépticas. Valores de TBARS de6 a 10/lmoles/kg são acompanhados de odor desa­gradável, mas odores de rancidez ocorrem quandovalores de TBARS são superiores a 10 (KELLEHER etaI., 1994). Por outro lado, KURADE, BARANOWSKI(1987) afirmam que valores de TBARS superiores a18/lmoles/kg indicam rancidez, o que significa quemesmo após 2 anos de armazenamento os concentra­dos não apresentaram rancidez, talvez por seremmantidos sob congelamento.

Para o peixe "in natura", após armazenamento por15 dias a -20°C, o valor encontrado foi de 4,32/lmo­les/kg. Não foi possível determinar TBARS nos ex­tratos S e SE devido à interação dos carboidratosadicionados com o ácido tiobarbitúrico. A presençade ácido ascórbico e de tripolifosfato em todas as eta­pas das preparações confere proteção contra oxida­ção lipídica (KELLEHER et aI., 1992, 1994, XIONG,DECKER, 1995), mas se atribuir-se a alteração de corobservada no concentrado S ao processo oxidativo,conclui-se que não se conseguiu a proteção desejadanesta preparação. O número de peróxidos das dife­rentes preparações estava abaixo dos limites detectá­veis pelo método utilizado (AOAC, 1990), mesmoquando refeito após 15 meses de armazenamento a-20°C.

TABELA 3. Número de TBARS de concentrados protéicos de tilápia do Nilo(1).

Concentrado

Proteínas totais (PT)

Fosforilada/Etanol (FE)

Fosfatos (F)

Etanol a frio (E)

Etanol Hexano (EH)

W de TBARS (a) W de TBARS (b)

(/lM/kg) (/lM/kg)

5,19 ± 0,42 ab 7,79 ± 0,16 ab

1,66 ± 0,25 a 2,84 ± 0,10 a

3,08 ± 0,28 ab 4,07 ± 0,45 ab

7,27 ± 0,78 b 8,56 ± 0,30 b

2,44 ± 0,24 ab 3,70 ± 0,14 ab

a = após 13 meses de armazenamento a - 20°C

b =após 20 meses de armazenamento a - 20°C

(1) As determinações foram feitas em triplicata.Médias seguidas de mesma letra (colunas) não diferem estatisticamente entre si (p<O,OS), pelo teste de DMS(diferenças mínimas significativas).

82 Braz. J. Food Technol., Campinas, 1(1,2): 77-89, jan/dez.1998--------------_.....

Verifica-se que tanto na primeira avaliação quantona segunda, E e FE diferiram significativamente. O in­cremento no valor de TBARS da primeira para segundadeterminação foi analisado através de teste t para da­dos pareados (p<0,05), revelando diferenças estatisti­camente significativas, após 7 meses adicionais de ar­mazenamento, para todos os concentrados, quando seconsideraram as amostras simultaneamente.

O concentrado de proteínas totais (PT) apresentouboa estabilidade química, ausência de odor e estabi­lidade microbiológica, mas pouca funcionalidade,como demonstrado a seguir.

3.2 Propriedades funcionais

Solubilidade. A Figura 2 mostra o efeito do pHsobre a solubilidade dos concentrados em solução decloreto de sódio 0,5 M, porque se verificou prelimi­narmente que a solubilidade era superior nesta con­centração salina. O pH de mínima solubilidade paratodos os concentrados ficou na região de 4,5, aumen­tando à medida que o pH atingiu a faixa alcalinacomo ocorre com a maioria das proteínas. A pH 7,0 osconcentrados com menor solubilidade foram os deproteínas totais (PT) e o obtido com etanol/hexano(EH); o primeiro devido, possivelmente, à desnatura­ção protéica acarretada pelo processamento com eta-

20

nol a quente, e o segundo, em decorrência do caráterhidrofóbico do tratamento com solventes. Os maissolúveis foram os tratados com polifosfatos (F) e obti­dos através da tecnologia do surimi (S), respectiva­mente. O tratamento adicional com etanol para elimi­nar a gordura promoveu a diminuição da solubilida­de para ambos os concentrados, eventualmente pelamesma razão considerada para o concentrado EH.

As proteínas miofibrilares de pescado são maissensíveis à desnaturação que as dos mamíferos. Asalterações bioquímicas que ocorrem no músculo du­rante o "rigor mortis" e aquelas decorrentes do pro­cessamento afetam significativamente as proprieda­des funcionais das proteínas musculares. O processode desnaturação envolve alterações na estrutura or­denada da proteína nativa, sem a ruptura de ligaçõescovalentes, o que pode envolver, numa primeira eta­pa, perda de estrutura terciária da proteína sem di­minuição de solubilidade; esta etapa é seguida, ge­ralmente, por agregação. Esta seqüência e as veloci­dades relativas variam de uma proteína para outra; adiminuição da solubilidade é usada, freqüentemen­te, como um índice de desnaturação. A falta de funci­onalidade de concentrados protéicos de pescado, comvistas à obtenção de um produto com baixo teor delipídios, dificultou por muitos anos a utilização dosconcentrados protéicos de pescado (KINSELLA, 1976).

9,0 10,0

pH

16

'"""'~'-'

12~

't:lCil

]:c= 8ÕVJ

4

°2,0 3,0 4,0 5,0

-+---- -+--6,0 7,0 8,0

--+- --1

I ~ Proteínas tOlais I

.-....- Etanol a frio

-- Etanol/Hexano

~Surimi

-li!-- Surimi/Etanol

-- Fosfatos JL -+- Fosfatos/Etanol

FIGURA 2. Solubilidade de concentrados protéicos de tilápia do Nilo em função do pHem cloreto de sódio 0,5M.

Braz. J. Food Technol., Campinas, 1(1,2): 77-89, jan/dez.1998 83

Absorção de água. A capacidade de absorção de águaé um fenômeno importante na tecnologia de alimentos,pois a água absorvida em pequenas quantidades nãoatua como solvente, mas contribui para dar corpo e au­mentar a viscosidade. A capacidade de absorção de águados concentrados pode ser verificada na Figura 3. Comoeste foi um ensaio preliminar, apenas para detectar quala forma de concentrado com melhor funcionalidade, nãose fez estudo do efeito de pH, sendo a análise conduzi­da no pH final de processamento dos concentrados, ouseja, em torno de 6,5.

Analisando-se a Figura 3 constata-se que todos osconcentrados apresentaram alta capacidade de absor­ção de água, à exceção do concentrado de proteínas to­tais (PT), obtido por extração alcoólica a quente. Possi­velmente este tratamento promoveu a agregação irre­versível de moléculas de proteína, dificultando a inte­ração com a água. A maioria dos concentrados apresen-

10

8«I,E~o 6loQ.I>ll~= 4I>ll'«II>ll

2

tou rápida absorção, atingindo o máximo em torno de10 segundos. Ü concentrado preparado com a tecnolo­gia do surimi (S) também apresentou elevada capacida­de de absorção de água, mas com perfil de absorçãodiferente dos demais. Aparentemente o tratamento cometanol e a utilização do sistema etanol/hexano contri­buíram para melhorar a capacidade de absorção deágua, ao contrário do que ocorreu com a solubilidadeda proteína. De acordo com CHEFTEL et aI. (1989), nãoexiste relação entre solubilidade e capacidade de ab­sorção de água.

Proteínas nativas têm menor capacidade de absor­ção de água que as mais desnaturadas, porque a altahidrofobicidade de superfície da proteína mais desna­turada promove a formação de uma matriz protéica (es­tabilizada por interações hidrofóbicas) capaz de reterapreciável quantidade de água em sua estrutura (WAG­NER, ANüN, 1990).

~ Proteínas totais

.......... Etanol a frio

--+- Etanol/Hexano

~Surimi

--- Surimi/Etanol

--Fosfatos

-- FosfatoslEtano

Tempo (seg)

FIGURA 3. Capacidade de absorção de água de concentrados protéicos detilápia do Nilo (pH =6,5).

5

--- Proteínas totais4

«I ......... Etanol a frio,E......o 3 -- EtanollhexanoloQ.

~ --Surimi... 2:õ... --- SurimilEtanolS

1 --- Fosfatos

-- FosfatoslEtanol

O

O 200 400 600 800 1000

84

Tempo (seg)

FIGURA 4. Capacidade de absorção de óleo de concentrados protéicos detilá ia do Nilo ( H=6,5).

Braz. J. Food Technol., Campinas, 1(1,2): 77-89, jan/dez.1998~--...;..'--.;...--------------.-;;:........;.;.""

Absorção de óleo. Os perfis de absorção de óleodos vários concentrados são mostrados na Figura 4.O concentrado de proteínas totais apresentou a me­nor capacidade de absorção de óleo. O concentradofosforilado (F) e o produzido de acordo com a meto­dologia empregada para o preparo do surimi (5) apre­sentaram os valores mais elevados. De acordo comKINSELLA (1976), a preparação de complexos prote­ína-fosfato a partir de concentrados de pescado ori­gina produtos com boa funcionalidade, entretantoestas propriedades podem se deteriorar durante oarmazenamento. Quando estas preparações são adi­cionadas de carboidratos durante o processamento,as propriedades funcionais podem ser ainda melho­res, e a estabilidade funcional mantida no armazena­mento refrigerado. Aparentemente o tratamento pos­terior com etanol reduziu esta propriedade, confor­me se verifica na Figura 4 para os respectivos extra­tos. Valores da ordem de 1,3 a l,4g água/g proteína, ede 0,85 a O,95g de óleo/g proteína foram verificadospor MOHARRAM et aI. (1989), em isolados protéicosde pescado.

Formação de emulsões. A Tabela 4 registra os va­lores de capacidade emulsificante, índice de ativida­de emulsificante e de estabilidade de emulsão dosdiferentes concentrados. Os preparados de proteínastotais (PT) e o obtido pelo tratamento com etanol (E)não apresentaram capacidade de formar emulsões. Aproteína adicionada de polifosfatos apresentou amaior capacidade emulsificante, superior, inclusive,à preparada por SPINELLI et aI. (1972b), que varioude 145 a 224g óleo / g de proteína. O valor para o suri­mi foi próximo ao da proteína contendo fosfatos.Ambos os concentrados apresentaram também eleva­da capacidade de absorção de gordura, o que justifi­ca este resultado. A capacidade emulsificante do con­centrado etanol/hexano preparado por COBB III,HYDER (1972) foi de 155mL de óleo / g de proteína apH 2,0 e de 60mL a pH 5. Valores mais baixos, emtorno de 50 a 60mL de óleo / g proteína, foram repor­tados para pequenos peixes pelágicos (MOHARRAMet al., 1989).

TABELA 4. Propriedades emulsificantes de concentrados protéicos de tilápia do Nilo.}

Concentrados CEM(1) EE(2) IAE(3)

Fosfatos (F) 278,92 ± 21,30 d 70,88 ± 0,35 b 31,54±1,43c

Fosfatos/etanol (FE) 244,78 ± 13,20 c 67,85 ± 0,06 ab 27,50 ± 0,32 b

Etanol/hexano (EH) 211,11 ± 5,09 b 75,16 ± 1,08 c 27,81 ± 0,85 b

Surimi (S) 226,00 ± 2,65 bc n,29 ± 0,29 bc 31,36 ± 2,50 c

Surimi/etanol (SE) 130,33 ± 2,02 a 63,04 ± 0,16 a 16,09 ± 0,63 a

a. b. c. d Médias seguidas de mesma letra (colunas) não diferem estatisticamente pelo teste de Tukey (p < 0.05);resultados de determinações em triplicata

(1}CEM = Capacidade emulsificante (mL óleo/g proteína)

(2) EE = Estabilidade da emulsão (%)(3) JAE = índice de atividade emulsificante (m 2/g)

baseadas na tecnologia do surimi. Para avaliaçãoda estabilidade da espuma devem ser considera­dos dois aspectos: a drenagem de líquido e o co­lapso da espuma. A estabilidade de espuma mos­trada na Tabela 5 refere-se ao colapso da espuma,e o concentrado contendo fosfatos foi o mais está­vel, seguido da preparação do surimi. A menor dre­nagem de líquido foi observada com as prepara­ções de surimi, para as quais o processo de bati­mento originou um produto de alta viscosidade,semelha te um el aerado.

Formação de espuma. Os resultados dos ensaios,referentes à capacidade de formação de espuma dosconcentrados, encontram-se resumidos na Tabela 5.O concentrado de proteínas totais (PT) não apresen­tou capacidade de formação de espuma. Os concen­trados que apresentaram maior capacidade formado­ra de espuma foram aqueles tratados com fosfatos,seguidos das preparações do surimi. Para o caso dosconcentrados tratados com fosfato, o etanol não di­minuiu a capacidade formadora de espuma ou suaestabilidade, o que não ocorreu com as preparações

Braz. J. Food Technol., Campinas,L..- _ 85

TABELA 5. Propriedades espumantes de concentrados protéicos de tilápia do Nilo.

Concentrado CESP(%) EESP(%) LD (%)

Fosfatos (F) 220,00 ± 8,49b 26,36 94,00

Fosfatos/etanol (FE) 254,00 ± 7,783 45,67 96,00

Etanol (E) 140,00 ± 7,07c 1,43 98,00

Etanol/hexano (EH) 150,00 ± 5,66c 6,67 100,00

Surimi (S) 211,82 ± 0,25b 34,33 89,09

Surimi/etanol (SE) 155,56 ± 7,86c 1,43 90,00

a, b, c Médias seguidas de mesma letra (colunas) não diferem estatisticamente pelo teste de Tukey (p < 0,05);resultados de determinações em triplicata

CESP = Capacidade de formação de espuma

EESP = Estabilidade da espuma após 10 min

LD =Líquido drenado após 10 min

Flexibilidade. Na literatura científica são inúmerosos trabalhos que procuram correlacionar funcionalida­de e estrutura de proteínas, especialmente no que serefere às propriedades de superfície. Atuam, além dosfatores ambientais, a hidrofobicidade e tensão interfa­cial das proteínas. As proteínas são susceptíveis à des­naturação na interface ar / água e óleo/água. Esta des­naturação promove aumento da hidrofobicidade e dacapacidade emulsificante e de formação de espuma(VOUTSINAS et al., 1983, LI-CHAN et al., 1984, MEDI­NA et al., 1992, LEE et al., 1992, KATO et al., 1985).

De acordo com KATO et al. (1985), moléculas pro­téicas mais flexíveis seriam mais susceptíveis à des­naturação de superfície que as moléculas mais rígi­das. O autor sugere que a susceptibilidade a protea­ses poderia ser um método para avaliar a flexibilida­de da proteína, uma vez que esta susceptibilidadedepende muito mais da conformação da proteína quede sua estrutura primária. As transições de proteínanativa para proteína desnaturada podem ser avalia­das através de calorimetria associada à espectrome­tria no ultravioleta, mas é necessário que a proteínaseja solúvel, e preferencialmente purificada, mas pe­quenas alterações na conformação aumentam a sus­ceptibilidade à digestão proteolítica e conseqüente­mente a flexibilidade (IMOTO et al., 1976). TOWN­SENO, NAKAI (1983) utilizaram a relação: númerode ligações dissulfeto / peso molecular, para determi­nação da flexibilidade.

Modificações químicas nas proteínas, como ace­tilação, aumentam a flexibilidade e melhoram aspropriedades de superfície. O coeficiente de corre­lação para capacidade emulsificante e de forma­ção de espumas de quatro proteínas acetiladas (li­sozima, ovoalbumina, ovotransferrina e globulina11S de soja) foi de 0,91 e de 0,87 (pLO,OI), respecti­vamente, em função do grau de acetilação (KATOet aI., 1985).

Na Tabela 6 estão apresentados os resultadosda determinação de flexibilidade nos concentra­dos protéicos de tilápia do Nilo, expressos em %proteína hidrolisada/min. Os valores mais eleva­dos foram obtidos com os concentrados baseadosna tecnologia do surimi (5), aqueles adicionadosde fosfatos (F) e o tratado com etanol/hexano (EH),o que coincide com os valores mais elevados decapacidade emulsificante. O concentrado tratadocom etanol a frio (E) apresentou alto valor de flexi­bilidade, mas não apresentou capacidade emulsi­ficante e nem de formação de espuma. SegundoMEDINA et aI. (1992) a fosforilação compromete aflexibilidade da proteína, especialmente na regiãode pH próxima ao ponto isoelétrico. Eventualmen­te a interação dos polifosfatos com as proteínasmiofibrilares poderia ter contribuído para baixaro valor da flexibilidade nos concentrados F e FE,que apresentaram bom desempenho em termos depropriedades funcionais.

86 Braz. J. Food Technol., Campinas, 1(1,2): 77-89, jan/dez.1998----------------"

TABELA 6. Flexibilidade de concentrados protéicos de tilápia do Nilo.

Proteína

Albumina

Etanol a Frio

Surimi

Proteínas Totais

Fosfatos/Etanol

Fosfatos

Surimi/Etanol

Etanol/Hexano

Flexibilidade (% prol. hidrolisada/min)

15,O7±O,73 f

11,26±O,31 d

13,32±O,53 e

7,98±O,21 b

7,94±O,68 a

9,78±0,46 c

10,94±O,27 cd

10,11±O,23 cd

a,D,e,d,e,f Médias seguidas de mesma letra não diferem estatisticamente pelo teste de Tukey (p < 0,05);determinações feitas em triplicata

Quando todos os concentrados foram considera­dos na análise da relação entre a capacidade de for­mação de espuma e a flexibilidade, o coeficiente decorrelação (r) foi de 0,10 (p<O,05). A exclusão dos con­centrados contendo fosfato fez com que o valor se ele­vasse para 0,97 (p<O,05). A capacidade de formaçãode espuma foi muito mais afetada pela adição dosfosfatos do que poderia ser explicado pela flexibili­dade. KATO, NAKAI (1980) obtiveram coeficiente decorrelação de 0,91(p<O,Ol) entre a flexibilidade e acapacidade de formação de espuma de várias proteí­nas. Embora a flexibilidade da proteína seja um dosfatores determinantes na formação de espuma, ou­tros fatores também devem ser considerados (KATOet al., 1985, TüWNSEND, NAKAI, 1983). Para formarespuma, a proteína precisa se difundir na interfacear / água e se orientar de forma a baixar a tensão in­terfacial e se polimerizar. Neste processo, devem serconsideradas a tensão interfacial, a viscosidade, asolubilidade e a hidrofobicidade da proteína. A com­plexidade das reações envolvidas na funcionalidadedas proteínas não permite que se façam previsões arespeito da funcionalidade partindo de um único in­dicador, mas a flexibilidade deve ser mais um dosparâmetros a ser introduzido na análise global daspropriedades funcionais das proteínas.

A maioria dos estudos que apresentam alta corre­lação entre funcionalidade e flexibilidade são reali­zados em proteínas purificadas e não em sistemas

complexos como concentrados protéicos. Além disto,tais proteínas não foram, normalmente, afetadas ad­versamente por processamento que poderia induzirdesnaturação.

O concentrado preparado com a tecnologia do su­rimi apresentou boas propriedades funcionais, masa desvantagem da presença de carboidratos e a ob­tenção de um produto de menor teor de proteínas res­tringe sua aplicação comercial. Com base nestas con­siderações e devido ao maior rendimento do concen­trado preparado com fosfatos/ etanol, pode-se consi­derar que este processo seria ideal para o preparo deconcentrado protéico de pescado de elevada funcio­nalidade.

REFERÊNCIAS BIBLIOGRÁFICAS

ASSOCIATION OF OFFICIALANALYTICAL CHE­MISTS. HORWITZ, W. (Ed.). Official metho­ds of analysis of the Association of OfficialAnalytical Chemists. 15.ed. Arlington: AOACInc., 1990. v.2, p.1167-1174.

BLIGH, E.G., DYER, W.J. A rapid method of totallipid extraction and purification. CanadianJournal of Biochemistry and Physiology, Ota­wa, 37(8):911-917, 1959.

BRITTEN, M., LAVOIE, L. Foaming properties of

Bfaz. J. Food Technol., Campinas, 1(1,2): 77-89, jan/dez.1998 87

proteins as affected by concentration. JoumaI naI of Agriculture and Food Chemistry, Wa-of Food Science, Chicago, 57(5):1218-11221, shington, 33(5):931-934, 1985.1241, 1992. KATO,A, NAKAI, S. Hydrophobicity determined

BRODY, J. Fish protein concentrate. ln: Fishery bya fluorescence probe method and its corre-by-products technoIogy. Westport: AVI Pu- lation with surface properties of proteins. Bio-blishing Co, Inc. 1965, p.209-226. chimica et Biophysica Acta, Netherlands,

CHAN,J.K,GILL, T.A., THOMPSON,J.W.,SINGER, 624(1):13-20, 1980.D.S. Herring surimi during low temperature KELLEHER, S.D., HULTIN, H., WILHELM, KAsetting, physicochemical and textural proper- Stability of mackerel surimi prepared under li-ties. JoumaI of Food Science, Chicago, pid-stabilizing processing conditions. JoumaI60(6):1248-1253, 1995. of Food Science, Chicago, 59(2):269-271,1994.

CHEFTEL, J.C, CUQ, J.L., LORIENT, D. Proteínas KELLEHER, S.D., SILVA, L., HULTIN, H., WI-Alimentarias. Zaragoza: Acribia S.A, 1989. LHELM, K.A Inhibition of lipid oxidation du-p.49-105. ring processing of washed, minced Atlantic

COBB III, B., HYDER, K Development of a process mackerel. JoumaI of Food Science, Chicago,for preparing a fish protein concentrate with 57(5):1103-1108, 1119, 1992.rehydration and emulsifying capacities. Jour- KINSELLA, J.E. Functional properties of proteinnaI of Food Science, Chicago, 37(4):743-750, in foods: a survey. CriticaI Review in Food1972. Science and Nutrition, Boca Raton, 7(3):219-

DAGORN-SCAVINER, C, GUEGUEN, J., LEFEB- 280, 1976.VRE, J. Emulsifying properties of pea globu- KINSELLA, J.E. Fish and seafoods: nutritionallins as related to their adsorption behaviors. implications and quality issues. Food Tech-JoumaI of Food Science, Chicago, 52(2):335- noIogy, Chicago, 42(5):146-150,160,1988.341, 1987. KURADE, S., BARANOWSKI, J.D. Prediction of

DE KANTEREWICZ, AM.R., ELIZALDE, B.E., PI- shelf-life of frozen minced fish in terms of oxi-LOSOF, AM.R., BHARTHOLpMAI, G.B. Wa- dative rancidity as measured by TBARS num-ter-oil absorption index (WOAI): a simple me- beI. JoumaI of Food Science, Chicago,thod for predicting the emulsifyng capacity of 52(2):300-302, 311, 1987.food proteins. JoumaI of Food Science, Chi- LAHL, W., BRAUN, S.D. Enzymatic production ofcago, 52(5):1381-1383, 1987. protein hydrolysates for food use. Food Tech-

DUBOIS, M., GILLES, KA, HAMILTON, J.K., RE- noIogy, Chicago, 48(10):68-71,1994.BERS, PA, SMITH, E Colorimetric method for LEE, C Surimi manufacturing and fabrication ofdetermination of sugars and related substan- surimi-based products. Food TechnoIogy,ces. AnaIyticaI Chemistry, 28(3):350-356,1956. Chicago, 40(3):107-115, 124, 1986.

HALL, G.M., AHMAD, N.H. Functional properti- LEE, S.Y., MORR, Cv., HA, E.Y. Structural and func-es offish-protein hydrolysates. ln: HALL, G.M. tional properties of caseinate and whey pro-ed. Fish processing technoIogy. Glasgow: Ela- tein isolate as affected by temperature and pH.ckie Academic & Professional, 1992. p.249 - JoumaI of Food Science, Chicago, 57(5):1210-274. 1213, 1229, 1992.

HALLIDAY, D., DISNEY, J.G. Fish protein concen- LI-CHAN, E., NAKAI, S., WOOD, D.E Hydropho-trate: a review. London: Tropical Products bicity and solubility of meat proteins and theirInstitute. 1971. 18p. relationship to emulsifying properties. Jour-

HOWELL, N.K, TAYLOR, C Effect of ascorbic acid naI of Food Science, Chicago, 49(2):345-350,on the foaming and gelling of globular proteins. 1984.IntemationaI JoumaI of Food Science and Te- LOWRY, O.H., ROSEBROUGH, N.J., FARR, A.L.,chnoIogy, London, 30(3):321-334,1995. RANDALL, R.J. Protein measurement with

IMOTO,T., FUKUDA,K, YAGISHITA, K A study of Folin phenol reagent. JoumaI of BioIogicaIthe denatured (NUD) transition in lysozyme. II Chemistry, 193(2):265-275, 1951.Kinetic analysis of protease digestion. The MAHMOUD, M.L Physicochemical and functio-JoumaI of Biochemistry, Tokyo, 80(6):1313- nal properties of protein hydrolysates in nutri-1318, 1976. tional products. Food TechnoIogy, Chicago,

KATO, A., KOMATSU, K, FUJIMOTO, K, KO- 48(10):89-94, 1994.BAYASHI, K Relationship between surface MEDINA, A.L., COLAS, B., LE MESTE, M., RENAU-functional properties and flexibility of proteins DET, L, LORIENT, D. Physicochemical anddetected by the protease susceptibility. Jour- dynamic properties of caseins modified by

88 Braz. J. Food Technol., Campinas, 1(1,2): 77-89, ·anldez.1998 ......

chemical phosphorylation. Joumal of Food Sci­ence, Chicago, 57(3):617-621,1992.

MINE, Y, NOUTOMI, T, HAGA, N. Emulsifying andstructural properties of ovoalbumin. JoumalofAgriculture and Food Chemistry, Washington,39(3):443-446, 1991.

MOHARRAM, YG., YOUSSEF, AM.M., ATIlA, RS.Protein isolate from small pelagic Moza (Box bo­ops) fish. Die Nahrüng, Berlin, 33(8):767-772,1989.

MORR, C.V, GERMAN, B., KINSELLA, J.E., REGEN5­TEIN, J.M., VAN BUREN, J.M., KILARA, A,LEWIS, B.A, MANGINO, M.E. A collaborativestudy to develop a standardized food proteinsolubility procedure. Joumal of Food Science,Chicago, 50(6):1715-1718,1985.

PATEL, P.D., STRIPP, AM., FRY, J.c. Whipping testsfor the determination of foaming capacity of pro­tein: a collaborative study. Intemational Joumalof Food Science and Technology, London,23(1):57-63, 1988.

PEARCE, K.N., KINSELLA, J.E. Emulsifying proper­ties of proteins: evaluation of a turbidimetric te­chnique. Joumal of Agriculture and Food Che­mistry, Washington, 26(3):716-725,1978

PHILLIPS, L.G., HAQUE, Z., KINSELLA, J.E. A me­thod for the measurement of foam formation andstability. Joumal of Food Science, Chicago,52(4):1074-1077, 1987.

PHILLIPS, L.G., GERMAN, J.B., O'NEILL, TE., FOE­GEDING, E.A, HARWALKAR, VR, LEWIS, B.A,MANGINO, M.E., MORR, C.V, REGENSTEIN,J.M., SMITH, D.M., KINSELLA, J.E. Standardi­zed procedure for measuringf foaming properti­es of three proteins. A collaborative study. Jour­nal of Food Science, Chicago, 55(5):1441-1444,1453, 1990.

QUAGLIA, G.B., ORBAN, E. Enzymatic solubilisati­on of proteins of sardine (Sardina pilchardus) bycommercial proteases. Joumal of the ScienceFood and Agriculture, London, 38(3):263-269,1987.

SCHMIDL, M.K., TAYLOR, S.L., NORDLEE, J. Use ofhydrolysate-based products in special medicaldiets. Food Technology, Chicago, 48(10):77-85,1994.

SHAHIDI, E, RUBIN, J., WOüD, D.E Control of lipidoxidation in cooked meats by combinations ofantioxidants and chelators. Food Chemistry, Ba­rking, 23(2):151-157,1987.

SHAHIDI, E, HAN, X., SYNOWIECKI, J. Productionand characteristics of protein hydrolysates fromcapelim (Mallotus villosus). Food Chemistry, Ba­rking, 53(3):285-293,1995.

SHENOUDA, S.YK., PIGGOTT, G. Lipid-protein in-

teraction during aqueous extraction of fish: myo­sin-lipid interaction. Joumal of Food Science,Chicago, 39(4):726-734, 1974.

SPINELLI, J., KOURY, B., MILLER, R Approaches tothe isolation of fish for the preparation of proteinisolates: Isolation and properties of myofibrilarand sarcoplasmic fish proteins. Joumal of FoodScience, Chicago, 37(4):599-603, 1972a.

SPINELLI, J., KOURY, B., MILLER, R Approaches tothe isolation of fish for the preparation of proteinisolates: Enzymic modifications of myofibrilarfish proteins. Joumal of Food Science, Chicago,37(4):604-608, 1972b.

TORGERSEN, H., TOLEDO, RT Physical properti­es of protein preparations related to their functi­onal characteristics in comminuted meat syste­ms. Journal of Food Science, Chicago,42(6):1615-1620, 1645, 1977.

TOWNSEND, A, NAKAI, S. Relationships betweenhydrophobicity and foaming characteristics offood proteins. Joumal of Food Science, Chica­go, 48(2):588-594,1983.

VENUGOPAL, V Methods for processing and utili­zation of low cost fishes: a critical appraisal. Jour­nal of Food Science and Technology, Mysore,32(1):1-12, 1995.

VENUGOPAL, v., MARTIN, AM., PATEL, TR Ex­tractibility and stability of washed capelin (Mallo­tus villosus) muscle in water. Food Hydrocolloi­ds, Essex, 8(3):135-145, 1994a.

VENUGOPAL, V., MARTIN, AM., OMAR, S., PATEL, •TR Protein concentra te from capelin (Mallotusvillosus) by spray drying process and its proper­ties. Joumal of Food Processing and Preservati­on, New York, 18(6):509-519, 1994b.

VOUTSINAS, L.P., CHEUNG, E., NAKAI, S. Relati­onships of hydrofobicity to emulsifying proper­ties of heat denatured proteins. Joumal of FoodScience, Chicago, 48(1):26-32, 1983.

WAGNER, J.R, ANON, Maria C. Influence of dena­turation, hydrophobicity and sulphydryl contenton solubility and water absorbing capacity of soyprotein isolates. Joumal of Food Science, Chi­cago, 55(3):765-770, 1990.

VYNCKE, M. Evaluation of the direct thiobarbituricacid extraction method for determining oxidati­ve rancidity in mackerel (Scomber scombrus L.).Fetle SeifenAnstrichimittel, 17(6):239-240, 1975.

XIONG, YL., DECKER, E.A Alterations of muscleprotein functionality by oxidative and antioxi­dative processes. Joumal of Muscle Foods, Ba­rking, 6(2):139-160,1995.

YU, S.Y., FAZIDAH, S. Enzymic hydrolysis of pro­teins from Aristichthys nobilis by proteaseP'Amano'3. Tropical Science, London,34(4):381-386, 1994.

Bfaz. J. Fooa Technol., Campínas, 1(1,2): 77-89, jan/dez.1998 89