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PEDRO PAULO DE ANDRADE SANTOS
EXPRESSÃO IMUNO-HISTOQUÍMICA DA
TRIPTASE EM MASTÓCITOS NOS FIBROMAS
DE CÉLULAS GIGANTES E HIPERPLASIAS
FIBROSAS DE MUCOSA ORAL
NATAL – RN
2008
UNIVERSIDADE FEDERAL DO RIO GRANDE DO NORTE
CENTRO DE CIÊNCIAS DA SAÚDE
PROGRAMA DE PÓS-GRADUAÇÃO EM PATOLOGIA ORAL
CURSO DE MESTRADO EM PATOLOGIA ORAL
EXPRESSÃO IMUNO-HISTOQUÍMICA DA
TRIPTASE EM MASTÓCITOS NOS FIBROMAS
DE CÉLULAS GIGANTES E HIPERPLASIAS
FIBROSAS DE MUCOSA ORAL
NATAL – RN
2008
Dissertação apresentada ao Programa de Pós-Graduação em Patologia Oral do Departamento de Odontologia da Universidade Federal do Rio Grande do Norte como parte dos requisitos para obtenção do Título de Mestre em Patologia Oral. Mestrando: Pedro Paulo de Andrade Santos Orientadora: Profª Drª Lélia Batista de Souza
Catalogação da publicação. UFRN / Biblioteca Setorial de Odontologia
Santos, Pedro Paulo de Andrade.
Expressão Imuno-histoquímica da triptase em mastócitos nos Fibromas de
Células Gigantes e Hiperplasias Fibrosas de Mucosa Oral / Pedro Paulo de Andrade
Santos – Natal, RN- 2008.
147p : il.
Orientadora: Lélia Batista de Souza.
Dissertação (Mestrado) – Universidade Federal do Rio Grande do Norte. Centro
de Ciências da Saúde. Programa de Pós-graduação em Patologia Oral
1. Mastócitos – Dissertação. 2. Triptase – Dissertação. 3. Fibroma de células
gigantes – Dissertação. 4. Hiperplasia Fibrosa – Dissertação. 5. Mucosa oral –
Dissertação. 6. Imuno-histoquímica. I Souza, Lélia Batista de. II Título.
RN/UF/BSO/2008 BLACK D65
DEDICATÓRIA
Dedico esta vitória a Deus, dono de infinita bondade
que me deu a vida e que sempre esteve e estará presente
comigo em todos os momentos, me orientando, indicando
o verdadeiro caminho para que eu não me perca diante
das adversidades.
Aos meus pais Santos e Neide que são exemplos de
honestidade, dignidade e correção. São verdadeiros anjos
que sempre me incentivaram em todos os momentos,
sendo o meu verdadeiro alicerce, sem estes ensinamentos
eu não seria nada.
Dedico também ao meu irmão Paulo Roberto que
carinhosamente chamo de Beto, pelo seu carinho e
incentivo. Um verdadeiro irmão de todas as horas, meu
verdadeiro amigo.
Por mais que eu agradeça ainda é pouco, frente a
importância que vocês tem na minha vida e por me
ajudarem na realização de mais um sonho.
Meu eterno muito obrigado!!!!!
AGRADECIMENTOS
À minha orientadora, Profa. Dra. Lélia Batista de Souza, exemplo de dedicação e amor
à profissão, agradeço por todo o carinho, amizade, atenção, confiança e respeito
dispensados a minha pessoa nesses dois anos que passei como aluno de mestrado. Sua
correção e disciplina são exemplos que levarei comigo a vida inteira. Ser seu orientando
é motivo de orgulho para mim. Muito Obrigado por tudo !!!!!
Ao Prof. Dr. Leão Pereira Pinto, pelas palavras de incentivo e estímulo, pelos
ensinamentos, por ser o grande idealizador de uma realidade que é o Programa de Pós-
Graduação em Patologia Oral, me dando desta forma a oportunidade de desfrutar de tão
precioso convívio. Aqui vai o meu cordial muito obrigado!
À Profa. Dra. Roseana de Almeida Freitas, por todo o carinho, ensinamentos,
incentivo e pela sua alegria constante que motiva a todos ao seu redor, pelos meus
primeiros passos na publicação de artigos. Enfim um exemplo de profissional a ser
seguido, meu muito obrigado.
À Profa. Dra. Hébel Cavalcanti Galvão, pelo convívio sempre alegre, exemplo de
perseverança e dedicação. Agradeço a confiança depositada a mim na realização de
trabalhos que tivemos a oportunidade de executarmos juntos. Continue sendo este ser
singular que você é. Muito Obrigado!!!
À Profa. Dra. Lélia Maria Guedes Queiroz, exemplo de profissional e mãe que sempre
tem uma palavra de incentivo e estímulo. Muito obrigado pelos ensinamentos, amizade
e pela convivência harmoniosa que sempre tivemos.
Ao Prof. Dr. Antônio de Lisboa Lopes Costa, que apesar de ser o atual Diretor do
Departamento de Odontologia e da sua vida muito atribulada, dividindo sua atenção em
todos os setores do departamento, sempre foi uma pessoa muito acessível e cordial.
Agradeço pela atenção, carinho e pelas considerações pertinentes a este trabalho que
hoje se torna realidade. Muito Obrigado!!
À Profa. Dra. Márcia Cristina da Costa Miguel, obrigado pelos ensinamentos,
momentos de alegria e descontração, além dos momentos em que me fizeram refletir,
para meu próprio engrandecimento. Obrigado pelas orientações e pela amizade !!
À Profa. Dra. Ana Myriam Costa de Medeiros, pela sua atenção, disponibilidade,
estímulo e confiança em mim na realização dos trabalhos durante minha permanência na
Clínica de Estomatologia. Muito Obrigado pelo carinho !!
À Profa. Dra. Lêda Bezerra Quinderé Cardoso, agradeço pelo carinho, confiança e
pelas considerações oportunas para o êxito deste trabalho.
À Betania Fachetti Ribeiro, pela amizade, carinho e, pelas vezes em que tirei seu juízo
durante todo o curso, saiba que sentirei sua falta aqui na Patologia, mas com certeza
você será muito feliz no seu Curso de Doutorado em João Pessoa. Muito Obrigado e até
breve !!
À Ruth Lopes de Freitas Xavier, pela amizade, carinho, pelas nossas conversas e pela
nossa discussão que ao invés de nos afastar acabou nos aproximando ainda mais. E
muito feliz por ter você como futura colega de Doutorado. Muito Obrigado!!
À Déborah Pitta Paraíso Iglesias, pelo companheirismo, amizade, momentos de
descontração e pela disposição ao trabalho, que continuarão na nossa futura turma de
Doutorado. Muito Obrigado!!
Ao Marcelo Gadelha Vasconcelos, exemplo de superação e garra, obrigado pela
convivência sempre muito harmoniosa e pelos momentos de alegria que você me
proporcionou durante todo o curso.
Ao Domingos Flávio Saldanha Pacheco, obrigado pelo respeito, consideração e
carinho, além de suas inquietudes que o tornam uma pessoa singular. Sinto por não tê-lo
mais conosco nos próximos anos, mas com certeza, estará batalhando sempre.
Ao Cassiano Francisco Weege Nonaka, obrigado pela amizade, respeito,
disponibilidade e pelos ensinamentos que me transmitiu, além de ter me ajudado muito
nesta reta final do curso de mestrado, recebendo minha eterna gratidão!!
À nossa Karuzita, Karuza Maria Alves Pereira, pela amizade, carinho, pelas palavras
de orientação e incentivo que me fizeram perseverar diante das dificuldades. Muito
Obrigado!!
Ao Geo como costumo chamar, George João Ferreira do Nascimento, obrigado pela
amizade, palavras de estímulo e orientações que foram úteis durante o curso.
À você Poli, como sempre te chamei, Pollianna Muniz Alves, companheira para todas
as horas, obrigado pelas palavras de estímulo, incentivo e pelos puxões de orelha!!!
À Cristina Ruan F.de Araújo, perdão por sempre ter tirado seu juízo, mas saiba que
aprendi e aprendo muito com seu jeito de ser. Obrigado por tudo!!!
Aos novos integrantes da Patologia, Bruna Rafaela, Alexandre Pinto, Valéria Freitas
e Bruna Amaral que tive o prazer de conviver neste último ano e fico feliz por ter a
possibilidade de continuar desfrutando desta amizade nos próximos anos.
À Martoca, Marta Rabelo Piva, pelos ensinamentos, orientações e amizade, que foram
preciosos nos meus primeiros passos na patologia. Muito Obrigado!!!
A todos os demais que constituem a patologia oral que tive o prazer de conviver nesses
últimos anos, João Goulart, Danielle Rocha, Manuel Gordon, Éricka Janine, Gustavo
Godoy, Janaína Lemos, Claudine Sousa e Roberta Cavalcanti, por todos os momentos
que passamos juntos e que com certeza ficaram presentes em minha memória.
Aos funcionários da Disciplina de Patologia Oral, Gracinha e Idel, pela amizade,
carinho e disponibilidade a mim dispensados.
Ao biólogo, Hévio de Freitas Lucena, por toda a dedicação e disponibilidade frente ao
Laboratório de Imuno-Histoquímica.
Ao Francisco Canindé de Macedo e Sandrinha, técnicos do Laboratório de
Histopatologia pela amizade e preparo das lâminas para nosso estudo sempre de forma
responsável.
As amigas de todas as horas, Ivanna Maia e Francislene Ribeiro que sempre estiveram
comigo, torcendo para a realização deste sonho. A amizade de vocês é muito cara para
mim!! Obrigado por tudo!!
Aos amigos Gilmar de Freitas e Ciada, pessoas especiais que me ajudaram na
realização deste sonho. Meu sincero muito obrigado!!
Aos meus amigos da graduação que sempre me incentivaram na realização deste sonho,
Cybelle França, Angélica Galvão, Adriana Gonçalves, Raquel Mendonça, Jefferson
Augusto, Bruno Cezar e Leonardo Araújo.
Ao Conselho Nacional de Desenvolvimento Científico e Tecnológico (CNPq), pelo
suporte financeiro durante a realização do curso e na execução desta pesquisa.
SUMÁRIO
SUMÁRIO
Lista de ilustrações
Resumo
Abstract
Página
1. INTRODUÇÃO 25
2. REVISÃO DA LITERATURA 28
Fibroma de Células Gigantes 29
Hiperplasia Fibrosa 36
Mastócitos 38
Mediadores Inflamatórios dos Mastócitos 44
2.4.1.Triptase 46
2.4.2.Quimase 50
2.5. Mastócitos e Processos Patológicos 52
3. PROPOSIÇÃO 59
4. MATERIAL E MÉTODOS 62
4.1. Caracterização do Estudo 62
4.2. População 62
4.3. Amostra 62
4.4. Estudo Morfológico 62
4.5. Estudo Imuno-histoquímico 64
4.6. Análise do Perfil Imuno-histoquímico 66
4.7. Análise Estatística 66
4.8. Implicações Éticas 67
4.9. Equipamentos e Material de Consumo 67
4.9.1. Equipamentos 67
4.9.2. Material de Consumo 68
6. RESULTADOS 70
7. DISCUSSÃO 108
10. CONCLUSÃO 125
11. REFERÊNCIAS BIBLIOGRÁFICAS 128
12. ANEXOS 142
LISTA DE ILUSTRAÇÕES
LISTA DE ILUSTRAÇÕES
TABELAS Página
Tabela 2. Valores absolutos relacionados à quantidade de mastócitos degranulados, mastócitos não degranulados e mastócitos totais, por campo de maior aumento (400x), evidenciados através da triptase em hiperplasias fibrosas inflamatórias, segundo a localização em tecido epitelial e tecido conjuntivo. Natal, RN – 2008.
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Tabela 1. Valores absolutos relacionados à quantidade de mastócitos degranulados, mastócitos não degranulados e mastócitos totais, por campo de maior aumento (400x), evidenciados através da triptase em fibromas de células gigantes, segundo a localização em tecido epitelial e tecido conjuntivo. Natal, RN – 2008.
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Tabela 3. Valores absolutos relacionados à quantidade de mastócitos degranulados, mastócitos não degranulados e mastócitos totais, por campo de maior aumento (400x), evidenciados através da triptase em espécimes de mucosa oral normal, segundo a localização em tecido epitelial e tecido conjuntivo. Natal, RN – 2008.
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Tabela 4. Valores absolutos e percentuais da quantidade de fibroblastos gigantes isolados e em proximidade a mastócitos, identificados através da triptase nos fibromas de células gigantes. Natal, RN – 2008. Tabela 5. Parâmetros utilizados no cálculo do teste de Kruskal-Wallis para avaliação da quantidade de mastócitos evidenciados através da triptase em fibromas de células gigantes, hiperplasias fibrosas inflamatórias e mucosa oral normal, segundo a localização em tecido epitelial, tecido conjuntivo e na totalidade do espécime. Natal, RN – 2008. Tabela 6. Parâmetros utilizados no cálculo do teste de Kruskal-Wallis para avaliação da quantidade de mastócitos degranulados, evidenciados através da triptase em fibromas de células gigantes, hiperplasias fibrosas inflamatórias e mucosa oral normal, segundo a localização em tecido epitelial, tecido conjuntivo e na totalidade do espécime. Natal, RN – 2008. Tabela 7. Parâmetros utilizados no cálculo do teste de Kruskal-Wallis para avaliação da quantidade de mastócitos não degranulados, evidenciados através da triptase em fibromas de células gigantes, hiperplasias fibrosas inflamatórias e mucosa oral normal, segundo a localização em tecido epitelial, tecido conjuntivo e na totalidade do espécime. Natal, RN – 2008.
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Tabela 8. Parâmetros utilizados no cálculo do teste de Kruskal-Wallis para avaliação da quantidade total de mastócitos, evidenciados através da triptase em fibromas de células gigantes, hiperplasias fibrosas inflamatórias e mucosa oral normal, segundo a localização no tecido conjuntivo. Natal, RN – 2008. Tabela 9. Parâmetros utilizados no cálculo do teste de Kruskal-Wallis para avaliação da quantidade de mastócitos degranulados, evidenciados através da triptase em fibromas de células gigantes, hiperplasias fibrosas inflamatórias e mucosa oral normal, segundo a localização no tecido conjuntivo. Natal, RN – 2008. Tabela 10. Parâmetros utilizados no cálculo do teste de Kruskal-Wallis para avaliação da quantidade de mastócitos não degranulados, evidenciados através da triptase em fibromas de células gigantes, hiperplasias fibrosas inflamatórias e mucosa oral normal, segundo a localização no tecido conjuntivo. Natal, RN – 2008. Tabela 11. Parâmetros utilizados no cálculo do teste de Kruskal-Wallis para avaliação da quantidade total de mastócitos, evidenciados através da triptase em fibromas de células gigantes, hiperplasias fibrosas inflamatórias e mucosa oral normal, segundo a localização em áreas de fibrose e em disposição perivascular, na região superficial do tecido conjuntivo. Natal, RN – 2008. Tabela 12. Parâmetros utilizados no cálculo do teste de Kruskal-Wallis para avaliação da quantidade de mastócitos degranulados, evidenciados através da triptase em fibromas de células gigantes, hiperplasias fibrosas inflamatórias e mucosa oral normal, segundo a localização em áreas de fibrose e em disposição perivascular, na região superficial do tecido conjuntivo. Natal, RN – 2008. Tabela 13. Parâmetros utilizados no cálculo do teste de Kruskal-Wallis para avaliação da quantidade de mastócitos não degranulados, evidenciados através da triptase em fibromas de células gigantes, hiperplasias fibrosas inflamatórias e mucosa oral normal, segundo a localização em áreas de fibrose e em disposição perivascular, na região superficial do tecido conjuntivo. Natal, RN – 2008. Tabela 14. Parâmetros utilizados no cálculo do teste de Kruskal-Wallis para avaliação da quantidade total de mastócitos, evidenciados através da triptase em fibromas de células gigantes, hiperplasias fibrosas inflamatórias e mucosa oral normal, segundo a localização em áreas de fibrose e em disposição perivascular, na região profunda do tecido conjuntivo. Natal, RN – 2008.
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FIGURAS
Tabela 15. Parâmetros utilizados no cálculo do teste de Kruskal-Wallis para avaliação da quantidade de mastócitos degranulados, evidenciados através da triptase em fibromas de células gigantes, hiperplasias fibrosas inflamatórias e mucosa oral normal, segundo a localização em áreas de fibrose e em disposição perivascular, na região profunda do tecido conjuntivo. Natal, RN – 2008. Tabela 16. Parâmetros utilizados no cálculo do teste de Kruskal-Wallis para avaliação da quantidade de mastócitos não degranulados, evidenciados através da triptase em fibromas de células gigantes, hiperplasias fibrosas inflamatórias e mucosa oral normal, segundo a localização em áreas de fibrose e em disposição perivascular , na região profunda do tecido conjuntivo. Natal, RN – 2008.
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Figura 1. Fibroma de células gigantes oral caracterizado pela presença de tecido conjuntivo fibroso, revestido por epitélio pavimentoso estratificado, apresentando papilas epiteliais filiformes (Hematoxilina/ Eosina – 100x). Figura 2. Hiperplasia fibrosa inflamatória oral apresentando-se constituída por tecido conjuntivo fibroso denso sede de moderado infiltrado inflamatório, localizado predominantemente na região sub-epitelial e em localização perivascular revestido, por epitélio pavimentoso estratificado (Hematoxilina/ Eosina – 100x). Figura 3. Mucosa oral normal constituída por tecido conjuntivo fibroso denso e revestido por epitélio pavimentoso estratificado (Hematoxilina/ Eosina – 100x). Figura 4. Aspecto histológico de distribuição geral dos mastócitos em espécime de fibroma de células gigantes (Estreptoavidina-Biotina – 100x). Figura 5. Imunomarcação positiva dos mastócitos para a triptase em espécime de hiperplasia fibrosa (Estreptoavidina-Biotina – 100x). Figura 6. Mastócitos exibindo imunorreatividade para a triptase em espécime de mucosa oral normal (Estreptoavidina-Biotina – 100x).
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Figura 7. Presença de grande quantidade de mastócitos imunorreativos para a triptase localizados nas regiões basais e parabasais do epitélio em hiperplasia fibrosa oral (Estreptoavidina-Biotina – 400x). Figura 8. Aspecto microscópico da presença de mastócito exibindo imunorreatividade pela triptase localizado na área de fibrose em fibroma de células gigantes (Estreptoavidina-Biotina – 1000x). Figura 9. Aspecto histológico da presença de mastócitos não degranulados exibindo imunorreatividade para a triptase, em localização perivascular em hiperplasia fibrosa oral (Estreptoavidina-Biotina – 1000x). Figura 10. Aspecto microscópico de mastócitos degranulados apresentando “halo de triptase”, próximos a fibroblasto gigante em fibroma de células gigantes (Estreptoavidina-Biotina – 1000x). Figura 11. Imagem histológica de mastócitos não degranulados imunorreativos a triptase, dispostos em localização perivascular em hiperplasia fibrosa (Estreptoavidina-Biotina – 1000x). Figura 12. Aspecto microscópico da morfologia dos mastócitos, evidenciada pela expressão imuno-histoquímica da triptase, onde observamos mastócitos de forma oval (esquerda), fusiforme (centro) e arredondada à direita em hiperplasia fibrosa oral (Estreptoavidina-Biotina – 1000x). Figura 13. Aspecto histológico da presença de mastócitos em área de fibroblastos gigantes, evidenciando à esquerda o contato entre o mastócito e o fibroblasto gigante em fibroma de células gigantes (Estreptoavidina-Biotina – 1000x). Figura 14. Gráfico Box-Plot da quantidade de mastócitos nos espécimes de fibroma de células gigantes, hiperplasia fibrosa e mucosa oral normal. Natal, RN – 2008. Figura 15. Gráfico Box-Plot da quantidade total de mastócitos degranulados nos espécimes de fibroma de células gigantes, hiperplasia fibrosa e mucosa oral normal. Natal, RN – 2008. Figura 16. Gráfico Box-Plot da quantidade total de mastócitos não degranulados nos espécimes de fibroma de células gigantes, hiperplasia fibrosa e mucosa oral normal. Natal, RN – 2008. Figura 17. Gráfico Box-Plot da quantidade total de mastócitos presentes no epitélio dos espécimes de fibroma de células gigantes, hiperplasia fibrosa e mucosa oral normal. Natal, RN – 2008. Figura 18. Gráfico Box-Plot da quantidade total de mastócitos presentes no tecido conjuntivo dos espécimes de fibroma de células gigantes, hiperplasia fibrosa e mucosa oral normal. Natal, RN – 2008.
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Figura 19. Gráfico Box-Plot da quantidade total de mastócitos presentes na região superficial do tecido conjuntivo nos espécimes de fibroma de células gigantes, hiperplasia fibrosa e mucosa oral normal. Natal, RN – 2008. Figura 20. Gráfico Box-Plot da quantidade total de mastócitos presentes na região profunda do tecido conjuntivo nos espécimes de fibroma de células gigantes, hiperplasia fibrosa e mucosa oral normal. Natal, RN – 2008. Figura 21. Gráfico Box-Plot da quantidade total de mastócitos presentes em localização perivascular na região superficial do tecido conjuntivo nos espécimes de fibroma de células gigantes, hiperplasia fibrosa e mucosa oral normal. Natal, RN – 2008. Figura 22. Gráfico Box-Plot da quantidade total de mastócitos presentes em áreas de fibrose na região superficial do tecido conjuntivo nos espécimes de fibroma de células gigantes, hiperplasia fibrosa e mucosa oral normal. Natal, RN – 2008. Figura 23. Gráfico Box-Plot da quantidade total de mastócitos presentes em localização perivascular na região profunda do tecido conjuntivo nos espécimes de fibroma de células gigantes, hiperplasia fibrosa e mucosa oral normal. Natal, RN – 2008. Figura 24. Gráfico Box-Plot da quantidade total de mastócitos presentes em áreas de fibrose na região profunda do tecido conjuntivo nos espécimes de fibroma de células gigantes, hiperplasia fibrosa e mucosa oral normal. Natal, RN – 2008.
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RESUMO
RESUMO
O fibroma de células gigantes constitui-se de uma neoplasia benigna,
caracterizada pela presença de células gigantes, mono, bi ou multinucleadas,
células estas que podem guardar relação com a presença de mastócitos. O
propósito desta pesquisa consistiu em analisar descritiva e comparativamente a
expressão imuno-histoquímica da triptase em mastócitos de fibroma de células
gigantes, hiperplasia fibrosa e espécimes de mucosa oral normal. Foram
selecionados 30 casos de fibroma de células gigantes, 10 casos de hiperplasia
fibrosa e 10 casos de mucosa oral normal, para a análise da expressão imuno-
histoquímica, determinação do número de mastócitos presentes, bem como a sua
forma e localização. Constatou-se diferença estatisticamente significativa
(p<0,001) em relação a quantidade de mastócitos entre os espécimes analisados,
onde o fibroma de células gigantes apresentou a menor quantidade de mastócitos e
a hiperplasia exibiu a maior concentração deste tipo celular. Embora a mucosa
oral tenha apresentado uma maior quantidade de mastócitos quando comparado
com os casos de fibroma de células gigantes, estes se encontravam em
localizações usuais no tecido conjuntivo em tecidos normais. Verificou-se,
diferença estatisticamente significativa, no que diz respeito ao número de
mastócitos não degranulados (p<0,001). Nas áreas de fibrose, observamos
diferença estatisticamente significativa (p<0,006) entre os espécimes. Com
relação aos mastócitos presentes em localização perivascular não se observou
diferença estatisticamente significativa. Na análise morfológica verificou-se uma
predominância de mastócitos ovais. Concluiu-se que embora uma menor
quantidade de mastócitos estivesse presente nos casos de fibroma de células
gigantes, estes exibiam maior relação com os fibroblastos gigantes presentes
nestas lesões em torno de 59,62%, sendo evidenciada também uma forte relação
entre estas células e áreas de fibrose tanto nos casos de fibroma de células
gigantes como de hiperplasias fibrosas e espécimes de mucosa oral normal,
utilizados como controle em nosso estudo, confirmando desta forma, o papel dos
mastócitos como indutor fibrinogênico.
Palavras-chave: Mastócitos, triptase, Fibroma de células gigantes, hiperplasia
fibrosa, imuno-histoquímica.
ABSTRACT
ABSTRACT The giant cell fibroma is a benign neoplasm characterized by the presence of mono, bi
or multinucleate cells, which can have a connection to the presence of mast cells. This
research aims to analyze, descriptively and comparatively, the immunohystochemistry
expression of the tryptase in mast cells of the giant cell fibroma, fibrous hyperplasia and
samples of the normal oral mucosa. Thirty cases of giant cell fibroma, ten cases of
fibrous hyperplasia and ten cases of normal oral mucosa were selected for the analysis
of the immunohistochemistry expression, determination of the number of present mast
cells, as well as their location and shape. It could be stated that there was a statistically
significant difference (p<0,001) in relation to the quantity of mast cells among other
samples analyzed where the giant cell fibroma presented lesser quantity of mast cell and
the hyperplasia showed higher concentration of this cellular type. Although the oral
mucosa has presented a higher quantity of mast cells when compared to the giant cells
fibroma, these were found in usual locations in the connective tissue in normal tissues.
There could be noticed a statistically significant difference in relation to the number of
non-granulated mast cells (p<0,001). On the areas of fibrosis, we could observe a
statistically significant difference (p<0,006) among the samples. In relation to the
present mast cells in perivascular location, no statistically significant difference was
found. On the morphological analysis there was a predominance of oval mast cells. It
was concluded that despite of the fact there was a lesser quantity of mast cells present in
cases of giant cell fibroma, they appeared to have a stronger relation to the present giant
fibroblasts in this lesions, around 59,62%, being also evidenced a strong relation
between these cells and the fibrosis areas in both cases of giant cell fibroma and fibrous
hyperplasias and samples of normal oral mucosa, used as control group in our study,
confirming, this way, the role of the mast cells as fibrinogenous inductor.
Keywords: Mast cells; Tryptase; Giant Cell Fibroma; Fibrous Hyperplasia; Immunohistochemistry.
INTRODUÇÃO
1. INTRODUÇÃO*
O fibroma de células gigantes ou fibroblastoma constitui-se em uma
neoplasia fibrosa benigna, caracterizada por um crescimento focal reativo da
mucosa oral, exibindo várias células gigantes multinucleadas predominantemente
localizadas no tecido conjuntivo sub-epitelial. Diferentemente do fibroma
traumático, ele não parece estar associado com irritação crônica (MIGHELL,
ROBINSON, HUME, 1996; NEVILLE et al., 2004).
Muito se especula a respeito do papel dos mastócitos no tecido conjuntivo.
Sugere-se que estes tipos celulares participem na regulação das células e no
controle do acúmulo de componentes do tecido conjuntivo. Dados obtidos em
várias pesquisas levam ao indicativo de que os mastócitos são células
potencialmente fibrogênicas, através da liberação de potentes mediadores de
fibrose (BERTON et al, 2000; GARBUZENKO et al, 2002).
Estudos recentes mostram uma interação entre células tumorais estreladas
(células gigantes e mononucleares) e mastócitos evidenciados tanto nos
colagenomas de células gigantes quanto nos fibromas solitários escleróticos
(RAMOS et al, 2002).
Para a identificação das subpopulações de mastócitos é necessário detectar
as enzimas secretadas por estas células, sendo as principais enzimas a triptase e a
quimase (ROJAS et al, 2005; CAUGHEY, 2007).
A triptase é verificada em todos os mastócitos humanos, sendo que sua
presença é desconhecida em qualquer outro tipo celular. Conseqüentemente, a
constatação de triptase em fluidos humanos biológicos é interpretada como um
* Trabelho de Dissertação normatizado e apresentado de acordo com a ABNT-NBR 6023/ 2002
indicador da ativação dos mastócitos (HARVIMA, 1999; ABBAS, LICHTMAN,
2005).
Com relação a forma ativa da quimase nos mastócitos, isto sugere que este
mediador pode desempenhar papel estimulador para o acúmulo de células
inflamatórias, modular a permebilidade epitelial, entretanto sabe-se do papel da
quimase na modulação das funções fibroblásticas (ANDOH et al, 2006).
Frente a importância dos mastócitos a partir das inúmeras funções que os
mesmos executam, e baseado na constatação das interações entre mastócitos e
células gigantes, o presente trabalho tem por objetivo analisar, descritiva e
comparativamente, a expressão imuno-histoquímica da triptase em mastócitos nos
fibromas de células gigantes de mucosa oral, verificando ainda se esta interação
celular descrita anteriormente também ocorre nesta entidade patológica, bem
como fazer uma análise comparativa com as hiperplasias fibrosas e mucosa oral
normal.
REVISÃO DA LITERATURA
2. REVISÃO DA LITERATURA
2.1. Fibroma de Células Gigantes
O fibroma de células gigantes ou fibroblastoma trata-se de uma neoplasia
benigna de origem mesenquimal, caracterizada por um crescimento focal reativo
da mucosa oral, sem associação com trauma crônico, onde se verifica no tecido
conjuntivo a presença de células gigantes multinucleadas.. (MIGHELL,
ROBINSON, HUME, 1996; NEVILLE et al., 2004).
A primeira descrição desta entidade foi realizada por Weathers e Callihan
(1974), onde identificou-se a presença de células gigantes multinucleadas e
mononucleares em 108 espécimes dos mais de 2.000, obtidos no período de 1957
a 1973, diagnosticados anteriormente como hiperplasia fibrosa, fibroma ou pólipo
fibroepitelial. Nesta oportunidade, foram detalhadas as características
histopatológicas peculiares deste tipo de lesão, destacando a presença das células
gigantes de variadas formas como: estreladas, fusiformes e angulares,
predominantemente localizadas na lâmina própria. Mas, que poderiam estar
presentes em toda a lesão de forma dispersa.
Houston (1982) em um estudo analisando as características clínicas de 464
casos, descreve o fibroma de células gigantes como uma lesão assintomática,
localizada predominantemente na gengiva, de crescimento exofítico, pediculado
na maioria dos casos, com superfície áspera e de dimensões diminutas.
A origem das células que determinam o diagnóstico histopatológico para o
fibroma de células gigantes, vem sendo amplamente investigada ao longo dos
anos. No início, acreditava-se que estas células eram derivadas de fibroblastos
atípicos, histiócitos ou possivelmente melanócitos, devido a presença de melanina,
apresentando expansões citoplasmáticas dendríticas e localizadas próximo ao
epitélio. Sugeriu-se também que as células gigantes poderiam ser resultado de
uma fusão de fibrobastos, especulando-se ainda uma possível etiologia viral.
Também foram citadas que estas células podem ser de origem fibroblástica,
células da musculatura lisa vascular da mucosa oral normal ou de um granuloma
piogênico pré-existente (WEATHERS, CAMPBELL, 1974; HOUSTON, 1982).
O fibroma de células gigantes representa aproximadamente cerca de 2 a 5%
de todas as proliferações fibrosas em cavidade oral, submetidas a biópsia. A
maioria ocorrendo nas três primeiras décadas de vida, com uma média de idade de
30 anos para os homens e de 26 anos para as mulheres. Alguns estudos mostram
uma ligeira predileção por mulheres, bem como maior ocorrência em indivíduos
da raça branca (MAGNUSSON, RASMUSSON, 1995; ALBUQUERQUE
JÚNIOR et al, 2001; NEVILLE et al, 2004).
Com relação a localização desta lesão, observa-se que cerca de 50% dos
casos ocorrem na gengiva, sendo a gengiva mandibular afetada duas vezes mais
que a gengiva maxilar. O segundo sítio anatômico de ocorrência é a língua com
aproximadamente 23%, o palato está envolvido em 18,5%, a mucosa jugal em 6%
e os lábios estão envolvidos em cerca de 2,5% (HOUSTON, 1982;
ALBUQUERQUE JÚNIOR et al, 2001, NEVILLE et al, 2004).
O fibroma de células gigantes é mais comum na gengiva, e em pacientes
mais jovens, enquanto as duas lesões muito confundidas do ponto de vista clínico
e que fazem diagnóstico diferencial com o fibroma de células gigantes, a
hiperplasia fibrosa e o fibroma ocorrem, geralmente, em pacientes de mais idade e
acomete preferencialmente a mucosa jugal (MAGNUSSON, RASMUSSON,
1995).
Clinicamente, esta entidade se apresenta como uma tumefação localizada,
séssil ou pediculada, indolor, usualmente com menos de 1 cm, superfície
cerebriforme, papilar, com coloração semelhante a mucosa normal e que pode ser
facilmente confundida com outras lesões fibrosas (HOUSTON, 1982; NEVILLE
et al, 2004).
Estudos realizados posteriormente por Magnusson e Rassmusson (1995)
utilizando a imuno-histoquímica, não revelaram positividade para a proteína S-
100 e para neurofilamentos, descartando a origem a partir de nervos periféricos.
Neste estudo, constatou-se ainda que estes tipos celulares não exibiram
positividade para o fator VIII, lectina de ligação endotelial inespecífica, lisozima
e também para citoqueratinas, indicando assim, nenhuma relação com células
endoteliais, células gigantes de tecido de granulação ou relação com células
epiteliais escamosas, respectivamente. Verificou-se positividade para a vimentina,
um marcador de células de linhagem mesenquimal.
Esta positividade para a vimentina foi constatada também em um estudo
realizado por Miguel et al (2003), no qual analisaram a imunorreatividade das
células gigantes para a vimentina e HHF-35. Odell, Lock e Lombardi (1994), em
estudo anterior, destacam uma forte expressão para a vimentina e para o anticorpo
5B5 (prolil 4-hidroxilase), anticorpo este relacionado com a síntese de colágeno
em fibromas de células gigantes.
Em outro estudo realizado por Souza et al (2004) utilizando a vimentina,
HHF-35, CD68 e Fator XIIIa foi reafirmada a positividade das células gigantes
estreladas para a vimentina, na maioria dos casos de fibroma de células gigantes.
Observou-se ainda que na hiperplasia fibrosa e no pólipo fibro-epitelial, a
expressão imuno-histoquímica para a vimentina em células gigantes estreladas foi
detectada em um menor número de casos. Mediante estes achados a hipótese mais
plausível é que estas células derivem de uma linhagem fibroblástica.
No que diz respeito ao comportamento dos fibroblastos gigantes, estudos
realizados utilizando dois marcadores de proliferação celular (PCNA e o Ki-67)
em fibromas de células gigantes, constataram que a maior parte das células
multinucleadas foi positiva para o PCNA, com variabilidade na intensidade de
marcação, indicando uma heterogeneidade no metabolismo nuclear do PCNA.
Com relação as diferenças de intensidade de marcação destas células,
possivelmente as que exibiam marcação nuclear mais evidente, tinham passado
pelo ciclo celular recentemente em relação aos núcleos menos imunorreativos .
Entretanto, a ausência de marcação para o Ki-67 nos mesmos tipos celulares,
assim como ausência de mitoses, podem indicar que na ausência de citocinas, o
ciclo celular não está envolvido na formação das células gigantes multinucleadas
em fibroma de células gigantes (MIGHELL, ROBINSON, HUME, 1996).
Do ponto de vista histopatológico, o fibroma de células gigantes é composto
por um tecido conjuntivo geralmente arranjado frouxamente, às vezes
mixomatoso, e ocasionalmente se apresenta maduro e compacto (WEATHERS,
CALLIHAN, 1974, NEVILLE et al, 2004). A vascularização é usualmente
proeminente, com vênulas e capilares bem formados, não se evidenciando
proliferação endotelial. A inflamação é raramente vista, exceto se a superfície
epitelial estiver ulcerada. Quando presente, esta inflamação é geralmente mista,
exibindo tanto células da inflamação crônica quanto células polimorfonucleares da
inflamação aguda (WEATHERS, CALLIHAN, 1974; MAGNUSSON,
RASMUSSON, 1995; ALBUQUERQUE JÚNIOR et al, 2001).
A característica consistente para o seu diagnóstico é a presença de células
gigantes exibindo formas estreladas, anguladas ou fusiformes de
aproximadamente, 20 a 40 mm de diâmetro. Estas células estão localizadas
predominantemente na lâmina própria, próximas ao epitélio, mas, podem estar
presentes em toda a extensão da lesão (WEATHERS, CALLIHAN, 1974;
HOUSTON, 1982; MIGHELL, ROBINSON, HUME, 1996; REGEZI, SCIUBBA,
2000; MIGUEL et al, 2003; NEVILLE et al, 2004).
Verifica-se que a presença de células gigantes não é exclusiva do fibroma de
células gigantes, sendo também detectadas em outras lesões fibrosas como o
fibroma ungueal, angiofibroma acral e fibroblastoma desmoplásico (CAMPOS,
GOMEZ, 1999; MIGUEL et al, 2003) e mais especificamente nas hiperplasias
fibrosas e fibromas da cavidade oral (REGEZI et al, 1987).
Destaca-se ainda a papila retrocanina que é uma lesão de desenvolvimento
semelhante microscopicamente ao fibroma de células gigantes que ocorre
lingualmente na gengiva do canino inferior, sendo freqüentemente bilateral e
comumente se apresenta como uma pequena pápula de coloração rósea com
menos de 5 mm de diâmetro. As papilas retrocaninas são comuns , tendo sido
relatadas em 25 a 99% das crianças e adultos jovens, diminuindo sua prevalência
para 6 a 19% com o avanço da idade, sugerindo desta forma que esta variação
anatômica normal desapareça com a idade (REGEZI, SCIUBBA, 2000;
NEVILLE et al, 2004).
Os limites citoplasmáticos destas células são usualmente distintos, com
alguma perda de precisão na visualização destes limites restrita ao ápice nas
extensões angulares destas células gigantes. Processos dendríticos podem ser
vistos e um espaço artificial ou resultado da separação das fibras colágenas
perifericamente ao citoplasma pode estar presente. O citoplasma se apresenta
basofílico e granular, contendo alguns vacúolos e, ocasionalmente, esta
vacuolização pode ser mais extensa, conferindo ao citoplasma uma aparência
clara. Algumas células, especialmente nas proximidades do epitélio podem conter
quantidades variáveis de grânulos de coloração marrom, semelhantes a melanina
(WEATHERS, CALLIHAN, 1974; MAGNUSSON, RASMUSSON, 1995).
Ultra-estruturalmente, observa-se no citoplasma destas células uma grande
quantidade de retículo endoplasmático rugoso, poliribossomos e ribossomos
livres, sugerindo semelhança com fibroblastos. Entretanto, é evidente uma maior
quantidade de microfibrilas, cujo diâmetro varia entre 50 a 100Å, localizadas na
periferia nuclear, tanto em células mononucleadas quanto nas multinucleadas.
Quando ocorre aumento no número dessas fibrilas, nota-se um preenchimento do
citoplasma, com extensão para o interior dos processos dendríticos assim como,
condensações microfibrilares, levando a uma total substituição ou redução das
organelas. Estas microfibrilas são descritas também em sarcomas sinoviais,
sarcomas epitelióides, na contratura de Dupuytren e em mixomas odontogênicos.
Sua função em fibroblastos no tecido de granulação e na contratura de Dupuytren
tem relação com propriedades contratéis. Já no fibroma de células gigantes, tanto
a origem quanto a função das microfibrilas permanecem desconhecidas
(WEATHERS, CAMPBELL, 1974).
Geralmente estas células são mononucleares mas, células exibindo dois
núcleos são freqüentemente vistas. O núcleo se apresenta amplo, variando sua
forma de arredondada a oval, podendo ser vesicular. A cromatina se apresenta
uniformemente distribuída e geralmente apresenta um nucléolo. Entretanto,
algumas células podem conter até 7 ou 8 núcleos, formando as células gigantes
multinucleadas. Quando apresentam múltiplos núcleos, elas assumem a
configuração das células gigantes de Langerhans. No que diz respeito a mitoses,
elas não são evidenciadas (WEATHERS, CALLIHAN, 1974; MAGNUSSON,
RASMUSSON, 1995; MIGUEL et al, 2003; NEVILLE et al, 2004).
O epitélio presente nestas lesões é do tipo pavimentoso estratificado
paraceratinizado ou ortoceratinizado, podendo eventualmente ser hiperceratótico
exibindo características como acantose, espongiose focal, alteração vacuolar por
degeneração hidrópica, alterações estas inerentes ao tecido epitelial de
revestimento. Por outro lado, constata-se atrofia epitelial intercalada com
projeções papilares endofíticas de aspecto filiforme, características presentes na
totalidade dos fibromas de células gigantes analisados por diversos autores
(WEATHERS, CALLIHAN, 1974; HOUSTON, 1982; ALBUQUERQUE
JÚNIOR et al, 2001).
O tratamento para as lesões diagnosticadas como fibroma de células
gigantes é realizado de maneira conservadora, através da excisão cirúrgica. A
possibilidade de recorrência existe, porém é rara (NEVILLE et al, 2004).
Em estudo realizado por Houston (1982), analisando 401 casos de fibroma
de células gigantes, foi verificada recorrência em apenas dois casos. As lesões
recorrentes são clínica e histopatologicamente idênticas as lesões originais e a
natureza inócua destas lesões, mantém a excisão cirúrgica simples como
tratamento de escolha.
2.2. Hiperplasia Fibrosa
A hiperplasia fibrosa é considerada um crescimento reativo focal que
aparece circundando as margens ou bordas de próteses totais ou parciais
removíveis mal adaptadas, estando relacionada com irritação crônica causada por
estas e por outras forças oblíquas resultantes de desajustes oclusais. Acredita-se
também que o espaço criado entre a borda da prótese e a mucosa, causado pela
reabsorção óssea, seja mais importante na patogênese da HFI do que a pressão de
irritação das bordas da prótese (PINTO-COELHO et al , 2000; MIGUEL et al,
2003).
A medida que as cristas ósseas da mandíbula ou maxila são reabsorvidas
pelo uso prolongado da prótese, as bordas estendem-se gradualmente cada vez
mais para o vestíbulo, onde a irritação crônica e o traumatismo podem provocar a
formação excessiva de tecido conjuntivo fibroso. O resultado é o surgimento de
pregas indolores de tecido conjuntivo fibroso (REGEZI, SCIUBBA, 2000).
Usualmente a massa tecidual é firme e fibrosa, embora algumas lesões
sejam eritematosas e ulceradas, semelhantes ao granuloma piogênico. O tamanho
pode variar desde lesões com menos de 1cm de tamanho a lesões grandes que
envolvem a maior parte do comprimento do vestíbulo, podendo ocorrer tanto na
maxila quanto na mandíbula, sendo a região anterior mais afetada, e constata-se
uma predileção pelo sexo feminino (NEVILLE et al, 2004).
Microscopicamente, caracteriza-se por um epitélio pavimentoso
estratificado freqüentemente hiperplásico, ceratinizado, alternando áreas de
hiperceratose e paraceratose.O tecido conjuntivo varia de acordo com o estágio de
desenvolvimento da lesão, apresentando um tecido granulomatoso nas lesões
jovens e com um conjuntivo denso e fibroso nas lesões mais antigas (PINTO-
COELHO, ZUCOLOTO,1998).
Verifica-se hiperplasia do tecido conjuntivo fibroso onde o epitélio de
revestimento é hiperparaceratótico, com hiperplasia irregular das papilas. Em
algumas vezes, o epitélio apresenta hiperplasia papilar inflamatória ou hiperplasia
pseudoepiteliomatosa (TAMARIT-BORRÀS, 2005).
Áreas focais de ulceração não são incomuns, especialmente na base das
fissuras entre as pregas. Um infiltrado crônico variável está presente; algumas
vezes, ele pode apresentar eosinófilos ou folículos linfóides. As glândulas
salivares menores se estiverem presentes no espécime, mostram usualmente
sialoadenite crônica (NEVILLE et al, 2004).
Quando se analisa a presença de outros tipos celulares presentes nesta lesão,
podemos através de estudos histoquímicos, verificar a presença de mastócitos em
hiperplasia papilar, constatando que os mastócitos se apresentavam em maior
número quando comparados a mucosa oral normal (FLAMAGAN, PORTER,
1968).
A conduta de tratamento para as hiperplasias fibrosas varia desde a remoção
da prótese para diminuir o edema e o eritema em lesões incipientes, como também
a possibilidade de se utilizar a excisão cirúrgica convencional com bisturi,
curetagem, eletrocirurgia, criocirurgia e laser a base de CO2 (NEVILLE et al,
2004; NAVEEN, BHASKARAN, 2007).
2.3. Mastócitos
Os mastócitos são células secretoras multifuncionais do sistema imune que
participam da regulação da resposta imunológica, pela liberação de mediadores
químicos, seguido a um estímulo apropriado (WASSERMAN, 1994; ZHAO et al,
2001).
Estes tipos celulares foram descobertos em 1877 por Paul Ehrlich, que
acreditava no fato de que os mastócitos eram abundantes, especialmente em
animais bem alimentados (Mast = well fed = bem alimentado). Estas células são
encontradas principalmente no tecido conjuntivo frouxo e, em algumas exceções,
sua presença é verificada em tecidos e órgãos de vertebrados maiores, podendo
estar correlacionados com o conteúdo do tecido conjuntivo, sendo que os
“verdadeiros” mastócitos aparecem em maior número nos anfíbios e peixes
(MILLER et al, 1978).
São considerados filogeneticamente como células velhas, que
aparentemente ocorrem em todas as espécies, na circulação sanguínea. Em
mamíferos, os mastócitos são habitantes normais do tecido conjuntivo, exceto em
tecidos avasculares, como: osso mineralizado, cartilagem e córnea, congregando
assim um destacado padrão ao redor de pequenos vasos sanguíneos, vasos
linfáticos, terminações nervosas e glândulas produtoras de muco (NORRBY,
2002; METZ et al, 2007).
A origem dos mastócitos tem sido motivo de muitas discussões. Questiona-
se, se estes tipos celulares são produtos finais da transformação de outras células
ou sejam resultado de divisão mitótica em suas variadas formas granulares.
Concluindo que a maioria dos mastócitos, são divididos mitoticamente na fase de
desenvolvimento de células precursoras fibroblásticas não granulares (ASBOE-
HANSEN,1968; JANDINSKI, SONIS, DOKU, 1972).
Abbas e Lichtman (2005) afirmam que todos os mastócitos derivam de
progenitores situados na medula óssea. Normalmente, mastócitos maduros não
são encontrados na circulação. Os progenitores migram para os tecidos periféricos
como células imaturas e sofrem diferenciação in situ. Mastócitos maduros são
encontrados em todo o corpo, predominantemente próximos aos vasos
sanguíneos, nervos e sob o epitélio. Eles também estão presentes em órgãos
linfóides.
As contribuições dos mastócitos na defesa do hospedeiro estão relacionadas
a função de células efetoras do sistema imune inato e na resposta a processos
alérgicos, químicos e biológicos, como microorganismos e parasitas, tendo sido
extensivamente investigado este fato. Verifica-se um aumento no interesse pelo
vasto potencial das funções dos mastócitos e interações na resposta imune,
incluindo o entendimento do papel dos mastócitos na modulação da resposta
imune humoral e eventos celulares (BATISTA, RODINI, LARA, 2005).
É importante dizer que a expressão fenotípica dos mastócitos não é estática,
e seu padrão secretório se altera de acordo com o micro ambiente (CH’NG et al,
2006).
Ao exame microscópio os mastócitos humanos variam em forma e possuem
núcleos redondos, com grânulos ligados por membrana e corpos lipídicos no
citoplasma. Esses grânulos contêm proteoglicanas acídicas que se ligam à
corantes básicos existindo dois subconjuntos principais de mastócitos que diferem
por localização anatômica, conteúdo de grânulos e por atividade (LI, KRILIS,
1999; ABBAS, LICHTMAN, 2005).
Os grânulos dos mastócitos contêm proteoglicanas ácidas que se ligam a
corantes básicos, como o azul de toluidina, o que leva estes grânulos a adquirirem
freqüentemente, uma cor que é diferente daquela do corante original, sendo
denominados grânulos metacromáticos (PEREIRA PINTO et al, 1997; KUMAR,
ABBAS, FAUSTO, 2005).
Os mastócitos humanos se dividem em mastócitos mucosos e mastócitos do
tecido conjuntivo. Os mastócitos mucosos estão presentes predominantemente na
mucosa intestinal e nos espaços alveolares dos pulmões, sendo identificados com
mais freqüência pela presença de triptase e não de outras proteases neutras nos
grânulos, estando a presença desses mastócitos mucosos na dependência das
células T. Já os mastócitos do tecido conjuntivo mostram pouca dependência das
células T, sendo este grupo identificado pela presença de várias proteases neutras
nos grânulos, e se dividem em dois sub-tipos: os mastócitos que secretam somente
triptase e os mastócitos que secretam tanto a triptase quanto a quimase, em adição
a outras proteases, incluindo catepsina G e a carboxipeptidase. Esta
heterogeneidade pode expressar por si só diferentes características histoquímicas,
bioquímicas e funcionais. No homem, os mastócitos do tecido conjuntivo são
encontrados na pele e na submucosa intestinal (YAMANAKA et al, 2000;
ABBAS, LICHTMAN, 2005; ROJAS et al, 2005; OSHITANI et al, 2006).
Além da secreção da triptase, quimase e carboxipeptidase verifica-se a
secreção de outros mediadores potentes, como a histamina, a heparina, o sulfato
de condroitina e citocinas como a interleucina-3 (IL-3), IL-4, IL-5, IL-6, IL-8, IL-
10, IL-13, IL-16, o fator de necrose tumoral α, prostaglandina D2, leucotrieno C4,
fator de ativação plaquetária e mediadores lipídicos (BERTON, 2000;
HUTTUNEN, HARVIMA, 2005, OLIVEIRA NETO et al, 2006).
Observamos a presença de mastócitos tanto na reação inflamatória aguda
quanto na crônica, expressando em sua superfície o receptor que liga a porção Fc
da IgE (FcεRI). Nas reações agudas, a IgE ligada aos receptores Fc das células,
reconhece os antígenos de maneira específica e as células sofrem degranulação,
liberando mediadores, como a histamina e os produtos da oxidação do ácido
aracdônico. Esse tipo de resposta ocorre durante as reações anafiláticas a
alimentos, picada de insetos ou drogas, freqüentemente com resultados
catastróficos. Quando apropriadamente reguladas, as respostas podem beneficiar o
hospedeiro. Os mastócitos também estão presentes nas reações inflamatórias
crônicas e podem produzir citocinas que contribuem para a fibrose (KUMAR,
ABBAS, FAUSTO, 2005).
Vale destacar que esta ativação dos mastócitos se dá pela ligação cruzada de
moléculas do FcεRI, que ocorre pela ligação de antígenos multivalentes às
moléculas de IgE anexas, e como conseqüência desta ativação, temos três tipos de
respostas biológicas: secreção do conteúdo pré-formado de seus grânulos por um
processo regulado de exocitose, síntese e secreção de mediadores de lipídios, além
de síntese e secreção de citocinas (ABBAS, LICHTMAN, 2005).
Em adição a imunoglobulina E (IgE), associada a resposta imune, a ativação
e degranulação dos mastócitos pode ser realizada também por múltiplos
mecanismos, incluindo a sinalização via receptores Fcγ, que são necessários para
ativação associada a imunoglobulina G (IgG). A habilidade da IgG na ativação de
mastócitos, indica a promoção da ligação celular entre IgG e a progressão das
doenças inflamatórias auto-imunes (OKRUHLICOVA et al, 2007).
Os mastócitos são bem conhecidos por causar reação de hipersensibilidade
tipo I, desempenhando papel em doenças inflamatórias crônicas como artrite
reumatóide, esclerodermia e doenças intestinais inflamatórias (DANILEWICZ,
WAGROWSKA- DANILEWICZ, 2004).
Ressalta-se ainda que os mastócitos exerçam funções relevantes nos tecidos
como homeostase, remodelação e reparo (CRIVELLATO et al, 2003).
A respeito das interações entre mastócitos e células T, verifica-se que os
mastócitos podem secretar citocinas, nas respostas tipo Th1 e Th2, influenciando
na diferenciação das células T, sendo capazes de modular a proliferação e a
produção de citocinas nas respostas de células T CD8+ (RODINI, BATISTA,
LARA, 2004).
Verifica-se uma interação entre células tumorais estreladas (células gigantes
e mononucleares) e mastócitos em colagenomas cutâneos, lesões fibrosas de pele
e em neurofibromas cutâneos (RAMOS et al, 2002; SOUZA et al, 2004).
Nas interações entre mastócitos e fibroblastos, os mastócitos se apresentam
como fontes e indutores do fator de crescimento fibroblástico e epitelial, através
da habilidade que os mastócitos tem de induzir o fatores de crescimento
fibroblástico tipos 2 e 7 além do fator de crescimento epitelial ligado a heparina
(ARTUC, STECKELINGS, HENZ, 2002).
Em tecidos pulmonares com doenças como sarcoidose, alveolite fibrosante,
displasia broncopulmonar, assim como asma e doenças pulmonares obstrutivas
crônicas, têm se verificado um aumento no número de mastócitos e estes se
apresentam localizados em posição próxima aos fibroblastos (AKERS et al,
2000).
A mesma proximidade é vista em processos alérgicos, onde se verifica que a
triptase proveniente dos mastócitos promove uma ligação entre mastócitos,
fibroblastos e eosinófilos (LEVI-SCHAFER, PILIPONSKY, 2003).
Em estudos realizados, utilizando tecidos irradiados pela radioterapia,
verificou-se em algumas áreas da derme uma associação muito próxima entre
mastócitos e fibroblastos. Estes achados sugerem um possível papel dos
mastócitos em realçar a síntese de colágeno na pele e fibrose induzida pelo
tratamento radioterápico (RIEKKI et al, 2004).
Postula-se ainda uma relação entre mastócitos e células multinucleadas
bizarras, relação esta também vista em leiomiomas atípicos (YAVUZ et al, 2001).
Sabe-se que os mastócitos mantém uma relação com fibroblastos através de
junções intercelulares tipo gap. Estas junções promovem canais para a passagem
direta de pequenas moléculas entre as células, sendo a passagem dessas moléculas
entre as células a responsável pela coordenação e por sincronizar a sinalização
celular (MOYERS, SAGGERS, EHRLICH, 2004).
Estas junções gap são constituídas por conexinas que permitem o
movimento de íons e moléculas menor que 1 kd, sabendo desta proximidade entre
mastócitos e fibroblastos, especulou-se a respeito da presença destas conexinas
em mastócitos, pois, verifica-se a presença das conexinas (Cx26, Cx32 e Cx43) na
membrana citoplasmática de fibroblastos. Estudos foram realizados e constatou-se
a presença de duas conexinas (Cx32 e Cx43) em mastócitos, embora esta relação
com as conexinas não expliquem todos os mecanismos de atuação dos mastócitos,
ela é importante por ser um outro mecanismo de interação entre mastócitos e
fibroblastos (VLIAGOFTS et al, 1999).
2.4. Mediadores Inflamatórios dos Mastócitos
As funções efetoras dos mastócitos são mediadas por moléculas solúveis
liberadas por estas células em ativação. Esses mediadores podem ser divididos em
pré-formados, que incluem aminas biogênicas e macromoléculas granulares, e em
recentemente sintetizados, incluindo mediadores secundários, derivados de
lipídios e citocinas (ABBAS, LICHTMAN, 2005).
Com relação as aminas biogênicas, a amina vasoativa mais importante é a
histamina, responsável por causar intensa contração do músculo liso, elevação da
permeabilidade vascular e elevada atividade secretória das glândulas nasais,
brônquicas e gástricas (KUMAR, ABBAS, FAUSTO, 2005).
As enzimas que estão contidas no interior dos grânulos são representadas
pela triptase e quimase, duas proteases neutras, além de diversas hidrolases ácidas.
Estas enzimas são responsáveis por lesão tecidual, e promovem também a
produção de quininas e desta forma ativam proteínas do complemento (C3a)
atuando em suas proteínas precursoras (HARVIMA et al, 1999; KUMAR,
ABBAS, FAUSTO, 2005; CAUGHEY, 2007).
Como proteoglicanas, podemos destacar a heparina e o sulfato de
condroitina, utilizadas como matrizes para o armazenamento de outros
mediadores nos grânulos, além de prevenir o acesso dessas substâncias ao restante
da célula (BERTON et al, 2000; ABBAS, LICHTMAN, 2005; KUMAR,
ABBAS, FAUSTO, 2005; OLIVEIRA NETO et al, 2006).
Quanto aos mediadores secundários, estes são divididos em duas classes: os
mediadores lipídicos, que atuam na ativação da fosfolipase A2, enzima esta que
atua nos fosfolipídios da membrana para produzir o ácido aracdônico, dando
origem aos leucotrienos e as prostaglandinas, via ciclooxigenase e lipooxigenase,
respectivamente (PEREIRA PINTO et al, 1997; ABBAS, LICHTMAN, 2005;
KUMAR, ABBAS, FAUSTO, 2005). O fator ativador de plaquetas (PAF) é
produzido por algumas populações de mastócitos com função de estimular a
agregação, liberação de mediadores plaquetários (histamina e serotonina) e função
relacionada a permeabilidade vascular, adesão e quimiotaxia leucocitárias, vaso e
broncoconstricção. Quando em baixa concentração, apresenta alto potencial
vasodilatador, aumento da permeabilidade de vênulas e, por fim, estimulação de
outros mediadores, como por exemplo, os leucotrienos (PEREIRA PINTO et al,
1997).
Os mastócitos são fonte de várias citocinas que executam funções
importantes na fase tardia da hipersensibilidade imediata, por sua capacidade de
recrutar e ativar células inflamatórias, além de regular o crescimento,
diferenciação e maturação dos grânulos citoplasmáticos. Dentre estes podemos
citar o fator de necrose tumoral (TNF), interleucina-1 (IL-1), IL-3, IL-4, IL-5, IL-
6, o fator estimulador de crescimento para macrófagos e granulócitos (GM-CSF),
quimiocinas, além da proteína inflamatória de macrófagos (MIP)-1α e a MIP-1β
(LI, KRILIS, 1999; NORRBY, 2002; KUMAR, ABBAS, FAUSTO, 2005).
2.4.1. Triptase
Hallgren e Pejler (2006) citam que a triptase foi descoberta em 1960 por
Glenner e Cohen, representando uma enzima que apresentava uma atividade
semelhante a tripsina e esta atividade é comumente referida como triptase. Ao
longo dos anos, muitas informações sobre a triptase, proveniente dos mastócitos
têm sido coletadas, entretanto pouco se sabe sobre sua real função biológica. Por
exemplo, o substrato verdadeiro para a triptase ainda não foi identificado e o seu
papel em mastócitos relacionado as patologias não é conhecido.
Esta enzima é encontrada em todos os mastócitos humanos, sendo a sua
presença desconhecida em qualquer outro tipo celular. Conseqüentemente, a
constatação de triptase em fluidos humanos biológicos é interpretada como um
indicador da ativação dos mastócitos (HARVIMA, 1999; ABBAS, LICHTMAN,
2005).
É também considerada um marcador confiável, sendo capaz de identificar
tanto mastócitos imaturos quanto maduros, destacando-se ainda, que a triptase é
produzida em um estágio precoce do desenvolvimento dos mastócitos
(SAMORAPOOMPICHIT et al, 2006).
A triptase é uma protease neutra de serina com peso molecular de 134 kDa.
Os genes que codificam a triptase dos mastócitos estão localizados no braço curto
do cromossomo 16. Esta enzima é formada por quatro subunidades covalentes e
cada subunidade tem um sítio enzimático ativo. Há dois tipos principais de
triptase, a α-triptase e a β-triptase, que exibem uma seqüência idêntica em torno
de 90%. As β-triptases são classificadas em βI-, βII-, e βIII-triptases, já as α-
triptases classificam-se em αI- e αII-triptases (PAYNE, KAM, 2004).
A α-triptase apresenta duas formas bem similares já citadas anteriormente a
αI e αII. Esta α-triptase humana foi considerada incapaz de ser processada em sua
forma madura. Apesar disso, uma α-triptase recombinante foi vista unida a um
tetrâmero ativo, entretanto sua atividade foi extremamente baixa quando
comparada a β-triptase. A α-triptase dispõem de um processamento defeituoso do
terminal N e como conseqüência temos uma secreção contínua se compararmos a
que é proveniente diretamente dos grânulos secretórios (HALLGREN, PEJLER,
2006).
A β-triptase compreende cerca de 25% de todas as proteínas armazenadas
nos grânulos secretórios dos mastócitos como tetrâmeros enzimaticamente ativos
em um complexo com a heparina, que por sua vez facilita a conversão de
monômeros de β-triptase maduros em tetrâmeros e os estabiliza. Este tipo Beta é a
principal forma da triptase, que é liberada durante a degranulação dos mastócitos e
isolada por exemplo, em tecidos pulmonares humanos normais (PANG et al,
2006).
Além da α e da β-triptase podemos destacar ainda a γ-triptase e a δ-triptase.
A γ-triptase se divide em γI e γII. Estas enzimas são expressas em ambas as
linhagens celulares de mastócitos e em mastócitos das vias aéreas. Em contraste
com a α e β-triptases, as γ-triptases contém um domínio terminal C hidrofóbico,
seguido por uma pequena porção terminal citoplasmática. As γ-triptases são
provavelmente proteínas transmembranares ancoradas, tanto na membrana
plasmática quanto na membrana dos grânulos secretórios. Existe ainda uma outra
triptase transmembranar denominada TMT, que pode ser idêntica a γI-triptase ou
pelo menos similar em cerca de 98 a 99% dos casos (HALLGREN, PEJLER,
2006).
A δ-triptase exibe dois tipos identificados, a δI e δII, que diferem apenas na
posição de um aminoácido. Este tipo de triptase contém um códon prematuro de
restrição, resultando em uma proteína madura curta e graças a esta parada abrupta
é que ocorre a alteração da especificidade do substrato significantemente. Apesar
deste códon de restrição, a tríade catalítica permanece intacta , o que reflete na
habilidade da δ-triptase de quebrar substratos peptídicos sintéticos, com
especificidade de clivagem por proteínas semelhantes a tripsina. Na análise
imuno-histoquímica, verifica-se que a δ-triptase é primeiramente expressa nos
mastócitos de tecidos como cólon, pulmões e coração assim como as células
MHC-1 (HALLGREN, PEJLER, 2006).
Recentes investigações sobre o papel da triptase tem enfocado a capacidade
de clivar certos substratos extra-celulares como o peptídeo vasoativo intestinal,
peptídeo relacionado a calcitonina, fibronectina e cininogênios. A triptase por si
só é capaz de provocar a liberação de histamina dos mastócitos, sendo um potente
fator de crescimento para as células epiteliais, fibrinogênese, aumento da
contração da musculatura lisa das vias aéreas e degradação do já citado peptídeo
vasoativo intestinal. Ressaltamos que a triptase tem demonstrado ser mitogênica
para fibroblastos, células de músculo liso e células epiteliais brônquicas (KONDO
et al, 2001; SHAOHENG et al, 2003).
Além disso, sabe-se que a triptase é uma potente enzima pro-angiogênica e
que foi reconhecida recentemente como responsável pela degradação da gelatinase
presente na matriz extracelular (ROJAS et al, 2004).
Durante a inflamação a triptase pode estimular a liberação de granulócitos
quimiotáticos para a IL-8 e regulação da expressão do ICAM-1 nas células
epiteliais, induzindo a expressão de RNAm para a IL-1β que pode ser importante
para o recrutamento de células inflamatórias para os locais de ativação dos
mastócitos. Entretanto, a liberação da triptase proveniente dos mastócitos ativados
pode estimular a secreção de outros mastócitos vizinhos, levando a amplificação
do sinal (PAYNE, KAM, 2004).
Há evidências de que a triptase presente nos mastócitos é capaz de ativar o
receptor de protease ativado (PAR-2), que apresenta papel crucial nas doenças
inflamatórias de diversos tecidos, incluindo intestino, pele e vias aéreas
(KETABCHI et al, 2007).
A triptase presente nas vias aéreas estimula a proliferação dos fibroblastos
do pulmão e brônquicos “in vitro”. Os resultados deste estudo também indicam
que a triptase estimula a proliferação de fibroblastos via PAR-2 (MATSUSHIMA
et al, 2006)
A triptase pode estar envolvida no desenvolvimento de fibroses renais
intersticiais, incluindo a nefrite túbulo intersticial aguda ou crônica, onde a
triptase dos mastócitos não apresenta somente potencial mitogênico, mas também
é um estimulador para a síntese das proteínas da matriz extracelular pelos
fibroblastos renais humano (KONDO et al, 2001).
Nos testículos, por exemplo, os mastócitos presentes que secretam somente
a triptase são encontrados em indivíduos saudáveis. Já a presença de mastócitos
que secretam tanto a triptase quanto a quimase, têm relação com quadros de
azoospermia obstrutiva, azoospermia idiopática e varicocele (YAMANAKA et al,
2000).
Li e Krilis (1999) afirmam que a triptase em condições normais, não pode
ser identificada através de testes imuno-histoquímicos.
2.4.2. Quimase
A quimase é uma protease de serina, localizada exclusivamente nos
grânulos dos mastócitos e sua liberação dos grânulos é feita junto com outros
mediadores pré-formados. A grande quantidade da quimase em forma ativa nos
mastócitos sugere que este mediador pode desempenhar papel em doenças
relacionadas a mastócitos (ANDOH et al, 2006).
Em humanos, a expressão de quimase assim como a catepsina G, estão
confinadas amplamente em mastócitos que expressam quimase e em mastócitos
que expressam tanto triptase quanto a quimase os quais tendem a ser abundantes
na derme da pele (CAUGHEY et al, 2007).
A presença ou ausência desta enzima é utilizada como critério para a
caracterização de subconjuntos de mastócitos, como foi abordado anteriormente.
Não se conhecem as funções dessa enzima in vivo; entretanto, várias atividades
demonstradas in vitro, sugerem efeitos biológicos importantes. Sabemos que a
quimase pode converter a angiotensina I em angiotensina II, podendo ainda
degradar a membrana basal da epiderme e estimular a secreção de muco (ABBAS,
LICHTMAN, 2005).
Também é responsável pela indução de apoptose em células do músculo
cardíaco in vitro, estando envolvida na remodelação tecidual e de colágeno
através da ativação das MMPs, IL-1β, TGF-β e na proliferação de fibroblastos
(JAHANYAR et al, 2007).
Os mastócitos que secretam a quimase são identificados posteriormente aos
mastócitos que secretam triptase, já que os que secretam quimase aparecem
tardiamente, apresentando positividade maior em mastócitos da pele do que a
encontrada em outros tecidos (BAIN, 1999).
Embora ainda obscuro, a quimase humana parece ter função relacionada
com a defesa do hospedeiro, por exemplo, contra parasitas. A maioria das
quimases tem maior potencial destrutivo. Isso ocorre devido à capacidade que elas
tem de clivar uma grande variedade de peptídeos e proteínas alvo. Entretanto, as
quimases são mais susceptíveis a inibição pelas anti-peptidases, incluindo as
serpinas e α2-macroglobulina, sendo assim apresentam período de vida curto após
sua secreção (CAUGHEY et al, 2007).
A quimase desempenha importante papel nos vários tipos de patologias,
como por exemplo: aterosclerose, deficiência cardíaca, fibrose, coagulação e
fibrinólise, além de proliferação da musculatura lisa das vias aéreas. Relata-se
ainda, que a quimase não está somente presente em grânulos de mastócitos.
Estudos demonstram que células positivas para a quimase, também existem em
células CD34+ na medula óssea (SHIMIZU et al, 2004).
Estudos realizados por Sommerhoff, Nadel e colaboradores (1990),
constataram que a quimase e a catepsina G relacionada a mastócitos são
estimuladores potentes de secreção das células serosas, presentes nas glândulas
das vias aéreas. Porém, evidenciou-se que uma grande quantidade de mastócitos,
ricos em quimase estavam localizados na periferia das glândulas submucosas,
conferindo a quimase um papel de destaque, no que diz respeito a estímulo de
secreção (CAUGHEY et al, 2007).
Em úlceras crônicas de perna, verifica-se que níveis significativos tanto de
quimase quanto de triptase são constatados em biópsias destas lesões. Observa-se
que no microambiente formado entre o acúmulo de mastócitos e as bordas
epiteliais, o nível de atividade da quimase, assim como da triptase e histamina,
podem ser suficientes para resultar uma deficiência na aderência epitelial,
crescimento ou mesmo destacamento de ceratinócitos da base da úlcera
(HUTTUNEN, HARVIMA, 2005).
2.5. Mastócitos e Processos Patológicos
Estudos realizados em polpas dentárias saudáveis e polpas inflamadas pela
ação da cárie, demonstraram a presença de mastócitos em quadros de pulpite
crônica hiperplásica e a ausência de mastócitos em polpas saudáveis (MILLER et
al, 1978; FREITAS et al, 2006).
Diversos autores detectaram também a presença de mastócitos em tecido
pulpar inflamado, especialmente na inflamação crônica (FARNOUSH, 1984;
WALSH, DAVIS, SAVAGE, 1995; FREITAS et al, 2006)
Em lesões periapicais, a produção e secreção de histamina pelos mastócitos,
pode contribuir para a expansão do cisto periapical; dessa forma, a histamina que
exibe propriedades vasoativas, pode liberar proteínas plasmáticas que irão se
difundir para o fluido localizado no lúmen cístico, causando aumento na pressão
osmótica e, conseqüentemente, expansão do cisto (SMITH, SMITH, BASU,
1989).
Pesquisas realizadas comparando a presença de mastócitos em granulomas e
cistos periapicais, revelam que o número de mastócitos em cistos periapicais é
maior do que em granulomas, estando presentes em áreas de atividade
inflamatória, entre polimorfonucleares, em contato com linfócitos e macrófagos
espumosos, assim como nas proximidades de fibroblastos, ao redor de nervos e
adjacente a vasos sanguíneos, comumente visto, tanto em granulomas quanto em
cistos periapicais. Destaca-se ainda, nos cistos, a presença de mastócitos
localizados justoepitelialmente no tecido conjuntivo e em áreas intra-epiteliais
(RODINI, BATISTA, LARA, 2004).
Com relação à reabsorção óssea, Teronen et al (1996) verificaram que
mastócitos tipicamente degranulados estavam situados na periferia de cistos
odontogênicos, próximos ao osso circundante, sugerindo que os mastócitos assim
como a secreção de triptase por estes tipos celulares, atuem como contribuintes
para a reabsorção óssea durante o crescimento cístico.
Nas úlceras aftosas recorrentes os mastócitos foram encontrados em grande
quantidade, e se apresentavam em sua maioria degranulados, não podendo ser
ignorado seu papel ativo na patogênese deste tipo de lesão (NATAH et al, 1998).
Em doenças periodontais foi observado também um aumento no número de
mastócitos que podem participar tanto de eventos destrutivos, quanto dos
mecanismos de defesa para a doença periodontal, via secreção de citocinas,
incluindo a perpetuação da resposta Th2, migração celular e processo de
cicatrização (BATISTA, RODINI, LARA, 2005).
Hall (1969) descreve a presença de mastócitos em lesões clinicamente
semelhantes, localizadas na gengiva, como a gengivite descamativa, o líquen
plano, o pênfigo e o penfigóide verificando a presença de uma quantidade
significantemente grande de mastócitos nessas lesões.
Em estudos realizados com líquen plano oral, constatou-se que os
mastócitos participam da patogênese desta lesão, demonstrando a interação entre
mastócitos e linfócitos T, destacando a secreção do RANTES(Regulado pela
ativação da expressão e secreção das células T normais), um potente mediador
inflamatório produzido e secretado pelas células T, como um dos promotores para
a degranulação dos mastócitos (ZHAO et al, 2001; ZHAO et al, 2002).
Rojas et al (2004) estudando a presença de mastócitos em queilite actínica,
verificaram um número aumentado de mastócitos quando comparado ao lábio
normal e que mastócitos secretores de quimase e triptase estavam localizados
especialmente nas áreas de elastose solar, com predomínio dos mastócitos
secretores de triptase.
Foi demonstrada a presença da substância P (Pain = Dor), um neuropeptídeo
presente em fibras nervosas e sua associação com mastócitos em articulação
têmporo-mandibular (ATM), onde o produto da degranulação dos mastócitos e a
liberação da substância P podem contribuir para a inflamação na ATM (HENRY
et al, 2001).
Por muito tempo, os mastócitos têm sido relacionados com crescimentos
neoplásicos onde em 1879, Ehrlich relatou numerosos mastócitos no estroma de
carcinomas humanos e desde então, vários estudos foram realizados descrevendo
as várias populações de mastócitos em diferentes tipos de tumores. Dentre estes,
foi evidenciado haver um número aumentado de mastócitos em tumores gástricos
e o decréscimo no número, em tumores da parótida (JANDINSKI, SONIS,
DOKU, 1972; ELPEK et al, 2001).
Oliveira Neto et al (2006) evidenciaram em seus estudos um decréscimo no
número de mastócitos em carcinomas de células escamosas oral e apesar desta
diminuição, foi constatado um contato morfológico entre mastócitos e células
tumorais.
Vários estudos no entanto são consonantes ao afirmar, que os mastócitos
estão significantemente aumentados em humanos, nos casos de carcinomas de
células escamosas intra-orais e em lábio, sendo associados com a progressão do
tumor (IAMAROON et al, 2003; ROJAS et al, 2005).
Devido a grande diversidade de papéis executados pelos mastócitos na
degradação de matriz extra-celular, angiogênese, respostas imune inata e
adquirida, e secreção de produtos específicos, já citados anteriormente, acredita-
se que os mastócitos possam contribuir para a progressão tumoral. Estudos
recentes mostram que os mastócitos estão significantemente mais numerosos em
carcinomas de células escamosas intra-orais e de lábio, sendo associado com
fatores que favorecem o tumor. Em modelos experimentais de carcinogênese, a
densidade de mastócitos exibe correlação com o desenvolvimento do carcinoma,
através da regulação da angiogênese durante os estágios pré-malignos e malignos.
Outros estudos porém sugerem aos mastócitos um efeito antagonista ao tumor
(OLIVEIRA NETO et al, 2006).
Pesquisas constatam que alta densidade de mastócitos, tem sido associada
com prognóstico ruim e aumento da angiogênese em lesões malignas em pulmão
(KANKKUNEN, HARVIMA, NAUKKARINEN, 1997) e esôfago (ELPEK et al,
2001).
Ribatti et al (2003) verificaram em melanomas cutâneos, uma relação
próxima entre densidade de mastócitos e angiogênese, durante a progressão desta
neoplasia, encontrando um grande número de vasos sanguíneos e de mastócitos
em melanomas de pior evolução, ressaltando desta forma, o significado
prognóstico dos mastócitos com liberação da triptase em tumores humanos.
Muito se especula a respeito do papel dos mastócitos no tecido conjuntivo.
Sugere-se que estes tipos celulares participem na regulação das células e no
controle do acúmulo de componentes do conjuntivo. Dados obtidos em várias
pesquisas levam ao indicativo de que os mastócitos são células potencialmente
fibrogênicas, através da liberação de potentes mediadores de fibrose (BERTON et
al, 2000; GARBUZENKO et al, 2002).
Recentemente, por exemplo tem se demonstrado que a triptase é um fator
fibrogênico capaz de estimular a síntese de RNAm das fibras colágenas e
quimiotaxia, onde mastócitos, mesmo em baixas concentrações, podem ser
capazes de modular várias atividades dos fibroblastos localizados na matriz
colagênica. Os principais efeitos estão relacionados a proliferação celular, síntese
de colágeno e de proteína total, assim como produção e ativação da MMP-2.
Todas estas características estão presentes nas etapas iniciais da fibrose,
caracterizada pelo aumento no número de fibroblastos e uma aceleração na síntese
e remodelação da matriz extracelular (BERTON et al, 2000).
Em estudos realizados, verificou-se que a triptase estimula a atividade
proliferativa de fibroblastos conjuntivais em meio de cultura e este estímulo foi
mediado pelo já conhecido receptor para a triptase, o PAR-2 (ASANO-KATO,
2005).
Frungieri et al.(2002) propôs um novo mecanismo pelo qual a triptase
derivada dos mastócitos induz a proliferação de fibroblastos nos casos de fibrose.
Onde a triptase e o receptor PAR-2 induzem a expressão da ciclooxigenase 2
(COX2).
Com relação aos efeitos da triptase na proliferação fibroblástica a grande
maioria dos autores relatam uma influência mitogênica deste típico produto dos
mastócitos. Neste estudo verifica-se um significante aumento na proliferação
fibroblástica depois do estímulo com a triptase (ALBRECHT et al, 2005).
Esta mesma relação de mastócitos através da triptase com o receptor de
protease ativado (PAR-2) é vista em doenças como a artrite reumatóide e
osteoartrite (NAKANO et al, 2007).
Além da fibrose, os mastócitos também estão implicados na promoção da
angiogênese. Estudos envolvendo tumores malignos sólidos, atribuem aos
mastócitos papel relacionado a angiogênese tumoral, onde a densidade de
mastócitos parece ser um marcador prognóstico de confiança. Vários fatores
angiogênicos, como por exemplo o fator de crescimento endotelial vascular
(VEGF), heparina, fator de crescimento fibroblástico (FGF) e os inibidores como
a angiostatina, fator plaquetário tipo IV, e a trombospondina-1 são encontrados
em mastócitos. Porém, a triptase também é considerada um potente fator
angiogênico (NORRBY, 2002; IAMAROON et al, 2003; RIBATTI et al, 2007).
Sabendo-se das inúmeras funções desempenhadas pelos mastócitos nos
diferentes tipos de processos patológicos como por exemplo, reabsorção óssea,
fibrose, interação com células gigantes multinucleadas, degradação de matriz
extracelular, angiogênese e sua associação com a progressão neoplásica,
objetivamos nesta pesquisa identificar a presença de mastócitos, bem como sua
possível interação com as células gigantes multinucleadas presentes nas lesões
estudadas através de estudo imuno-histoquímico, realizando uma análise
comparativa com a hiperplasia fibrosa e a mucosa oral normal.
PROPOSIÇÃO
3. PROPOSIÇÃO
Sabendo que os mastócitos funcionam como marcadores biológicos importantes
para identificação da formação de neoplasias benignas bem como a carcinogênese oral,
o propósito da presente pesquisa, foi analisar descritiva e comparativamente, a
expressão imuno-histoquímica da triptase nos fibromas de células gigantes, objetivando
identificar os mastócitos e possível associação com as células gigantes multinucleadas,
bem como seu papel na fibrose e progressão destas lesões, realizando uma análise
comparativa com a hiperplasia fibrosa e mucosa oral normal.
MATERIAL E MÉTODOS
4. MATERIAL E MÉTODOS
4.1. Caracterização do Estudo
Esta pesquisa consistiu em uma análise descritiva e comparativa da
expressão imuno-histoquímica da triptase em mastócitos presentes nos espécimes
de fibromas de células gigantes orais (Fibroblastomas), comparando com
espécimes de hiperplasia fibrosa e mucosa oral normal.
4.2. População
Do total de casos registrados e diagnosticados nos arquivos do Serviço de
Anatomia Patológica da Disciplina de Patologia Oral da Faculdade de
Odontologia da Universidade Federal do Rio Grande do Norte/UFRN, selecionou-
se os casos de fibroma de células gigantes, hiperplasias fibrosas e mucosa oral
normal que constituiram a amostra.
4.3. Amostra
A amostra foi constituída por 30 casos de fibroma de células gigantes oral, 10
casos de hiperplasia fibrosa e 10 casos de mucosa oral normal, todos emblocados em
parafina, onde os casos de mucosa oral normal serviram como controle do estudo.
4.4. Estudo Morfológico
Para o estudo morfológico, foram utilizadas lâminas com cortes de 5µm de
espessura do material incluído em blocos de parafina, corados pela técnica da
Hematoxilina/Eosina (descrita adiante) e posteriormente examinados à
microscopia de luz, sendo realizada uma análise descritiva dos aspectos
histológicos observados nos fibromas de células gigantes, hiperplasias fibrosas e
em mucosa oral normal.
TÉCNICA HISTOQUÍMICA DA HEMATOXILINA/ EOSINA (H/E)
• Xilol I (15 minutos)
• Xilol II (15 minutos)
• Álcool Absoluto (3 minutos)
• Álcool 95° GL (3 minutos)
• Álcool 70° GL (3 minutos)
• Água corrente (5 minutos)
• Hematoxilina de Harris (5 minutos)
• Água corrente (5 minutos)
• Solução álcool-ácida a 1% (passagem rápida)
• Água corrente (5 minutos)
• Eosina de Lison (2 minutos)
• Álcool 70° GL (3 minutos)
• Álcool 95° GL (3 minutos)
• Álcool Absoluto (3 minutos)
• Xilol I (3 minutos)
• Xilol II (3 minutos)
• Xilol III (3 minutos)
• Montagem em Resina Permount® (Fischer Scientific, Fair Lawn,
NJ, USA)
4.5. Estudo Imuno-histoquímico
Do material emblocado em parafina foram obtidos cortes de 3 µm de
espessura e estendidos em lâminas de vidro previamente limpas e preparadas com
adesivo à base de Organosilano (3-aminopropyltriethoxi-silano, Sigma Chemical
Co, St Louis, MO, USA). O material foi posteriormente submetido a anticorpo
para identificação de mastócitos, a Triptase, clone AA1 (Dako), sendo empregado,
nesta técnica imuno-histoquímica, o método da estreptoavidina-biotina (SABC-
streptoavidin biotin complex).
TÉCNICA DA IMUNO-HISTOQUÍMICA - LSAB -TRIPTASE (Dako)
• Xilol I a 59°C (30 minutos)
• Xilol II a temperatura ambiente (20 minutos)
• Álcool Absoluto I (5 minutos)
• Álcool Absoluto II (5 minutos)
• Álcool Absoluto III (5 minutos)
• Álcool 95° GL (5 minutos)
• Álcool 80° GL (5 minutos)
• Hidróxido de amônia a 10% em etanol 95°GL (10 minutos)
• Lavagem em água corrente (10 minutos)
• Água destilada (dupla passagem de 5 minutos cada)
• Recuperação antigênica com citrato pH 6,0 Pascal (Dako)
• Água corrente (10 minutos)
• Água destilada (dupla passagem de 5 minutos cada)
• Bloqueio da peroxidase endógena com peróxido de hidrogênio a 10
volumes (duas trocas de 15 minutos cada)
• Lavagem em água corrente (10 minutos)
• Água destilada (dupla passagem de 5 minutos cada)
• Imersão em solução tampão de TRIS-HCL, pH 7.4 (dupla passagem
de 5 minutos cada)
• Incubação dos cortes com o anticorpo primário para os mastócitos, a
triptase, clone AA1 (Dako), com diluição de 1:50, a 60 minutos em
temperatura ambiente
• Dupla lavagem de 5 minutos cada, em solução TRIS-TWEEN 20 a
1% em TRIS-HCL, pH 7.4, para melhor identificação dos mastócitos
• Incubação com o anticorpo secundário LSAB por 30 minutos em
temperatura ambiente, complexo estreptoavidina biotina peroxidase
por 30 minutos em temperatura ambiente
• Dupla lavagem de 5 minutos cada ,TRIS-HCL, pH 7.4
• Revelação da reação com a solução cromógena Diaminobenzidina a
0,03% (Sigma Chemical Co, St Louis, MO, USA) diluída em 100 ml
de TRIS-HCL, ativada por 1200µl de peróxido de hidrogênio a 10
volumes em câmara escura (3 minutos)
• Lavagem em água corrente (10 minutos)
• Lavagem em água destilada
• Contracoloração com Hematoxilina de Mayer (10 minutos)
• Água corrente (10 minutos)
• Água destilada (dupla passagem de 5 minutos cada)
• Álcool 70° GL (2 minutos)
• Álcool 95° GL (2 minutos)
• Álcool Absoluto I (3 minutos)
• Álcool Absoluto II (3 minutos)
• Álcool Absoluto III (3 minutos)
• Xilol I (5 minutos)
• Xilol II (5 minutos)
• Xilol III (5 minutos)
• Montagem em Resina Evermount® (Easy Path)
4.6. Análise do perfil imuno-histoquímico Foi analisada a expressão imuno-histoquímica dos mastócitos utilizando a triptase,
nos fibromas de células gigantes, hiperplasias fibrosas e em mucosa oral normal,
verificando-se a presença ou ausência, a distribuição da marcação e a quantidade de
mastócitos degranulados e não degranulados, tanto no epitélio quanto no tecido
conjuntivo e sua proximidade a estruturas As amostras foram analisadas por um único
observador em um microscópio de luz com um aumento de 100x (LEICA ATC 2000)
onde foram selecionadas áreas de maior densidade de mastócitos e com um aumento de
400x, foram verificados um total de 20 campos, sendo 10 campos no epitélio (5 campos
na região supra-basal e 5 campos na região basal e para-basal) e 10 campos no tecido
conjuntivo (5 campos na lâmina própria e 5 campos na submucosa). A contagem de
células foi realizada utilizando o aparelho para contagem celular (LEUCOTRON).
Posteriormente, sob aumento de 400x em meio ao tecido epitelial, os casos foram
categorizados de acordo com a localização dos mastócitos imunorreativos nos estratos
epiteliais.
No componente conjuntivo, os mastócitos foram categorizados quanto a
quantidade de mastócitos degranulados e não degranulados, localização e proximidade
com estruturas como vasos sanguíneos, fibroblastos, áreas de maior deposição
colagênica e células gigantes. Os dados obtidos, foram anotados em fichas individuais,
conforme modelo em anexo (Ficha 1 e 2).
4.7. Análise Estatística Os resultados obtidos foram submetidos a testes estatísticos de Kruskal-Wallis,
com o objetivo de testar as hipóteses aventadas no presente estudo. Os dados obtidos
digitados originalmente na planilha eletrônica Excel (Microsoft Windows XP Home
edition®) e posteriormente exportados para o programa SPSS Data editor 13.0, onde
foram subtidos aos testes estatísticos, assim como confecção de tabelas e gráficos.
4.8. Implicações Éticas O presente trabalho foi aprovado pelo Comitê de Ética em Pesquisa da
Universidade Federal do Rio Grande do Norte (CEP/UFRN), registrado com o
protocolo nº 075-07 e parecer 230/2007.
4.9. Equipamentos e Material de Consumo
4.9.1. Equipamentos
1) Micrótomo
2) Geladeira
3) Freezer
4) Banho-maria histológico
5) Microscópio Óptico Binocular LEICA ATC 2000
6) Estufa
7) Capela para exaustão de gases
8) Fotomicroscópio
9) pHmetro
10) Pipetas automáticas (de volumes ajustáveis)
11) Forno de Microondas (potência de saída 900W)
12) Balança de precisão
13) Vidraria
14) Destilador
4.9.2. Material de Consumo
1) Eosina de Lison
2) Complexo steptavidina-biotina
3) Hematoxilina de Mayer
4) Hematoxilina de Harris
5) Anticorpo monoclonal anti-triptase
6) Anticorpo policlonal anti-catepsina G
7) Lâminas de vidro para microscopia
8) Lamínulas de vidro para microscopia (24x32mm)
9) Navalhas descartáveis para micrótomo
10) Organosilano
11) Resina do tipo Permount®
12) Solução Tampão TRIS-HCL
13) Solução de Tween 20 a 1%
14) Parafina Sólida
15) Ácido Cítrico Monohidratado
16) Peróxido de Hidrogênio 10 vol
17) Hidróxido de Amônia
18) EDTA
19) Luvas
20) Xilol P.A
21) Cloreto de Sódio P.A
22) Formaldeído P.A
23) TRIS-HCl P.A
24) Álcool Absoluto
25) Álcool 95°GL
26) Álcool 80°GL
27) Álcool 70°GL
28) Metanol
29) Acetato de Amônia
30) Água Destilada
31) Fosfato de Sódio monobásico monohidratado P.A
32) Fosfato de Sódio dibásico anidro P.A
33) Soroalbumina bovina (BSA)
34) Azida Sódica
35) Tampão PBS
36) Diaminobenzidina
37) Papel filtro
Os equipamentos e o material de consumo utilizados nesta pesquisa foram
cedidos pelo Laboratório de Anatomia Patológica e Imuno-histoquímica da
Disciplina de Patologia Oral do Departamento de Odontologia e do Programa de
Pós-Graduação em Patologia Oral ambos da Universidade Federal do Rio Grande
do Norte (UFRN).
RESULTADOS
5. RESULTADOS
Foram analisados microscopicamente 30 casos de fibroma de células
gigantes, comparando com 10 casos de hiperplasia fibrosa e 10 casos de mucosa
oral normal. Os mastócitos foram claramente identificados pela utilização do
anticorpo anti-triptase (Dako), sendo sua imunorreatividade forte e confinada ao
citoplasma desta célula ou se apresentava mais clara e difusa sugerindo
degranulação.
A menor concentração de mastócitos foi evidenciada no fibroma de células
gigantes com uma quantidade variando entre 14 a 135 mastócitos por caso (Tabela
1). Em posição intermediária, constatamos que os espécimes de mucosa oral
normal abrigaram uma quantidade de mastócitos entre 55 a 146 (Tabela 3). Os
casos de hiperplasia fibrosa apresentaram a maior densidade de mastócitos, cuja
quantidade por lesão variou de 40 a 583 (Tabela 2).
As médias de mastócitos encontradas por espécimes foram 60,93 para o
fibroma de células gigantes, 211,5 para a hiperplasia fibrosa e 92,6 para mucosa
oral normal (Tabelas 1,2 e 3).
Quando analisamos a quantidade de mastócitos no epitélio, verificamos que
a maior quantidade esteve presente mais uma vez nas hiperplasias fibrosas,
variando de 3 a 123 (Tabela 2), seguido pelos casos de fibroma de células
gigantes, exibindo de 3 a 25 mastócitos por espécime (Tabela 1). Entretanto, na
mucosa oral normal, em 80% dos casos, não evidenciamos a presença de
mastócitos no componente epitelial.
No tecido conjuntivo, constatamos as maiores concentrações de mastócitos
por espécimes quando comparados ao revestimento epitelial. A menor quantidade
destes elementos celulares foi exibida pelo fibroma de células gigantes com
variação de 14 a 120 mastócitos, constituindo uma média de 5,75 mastócitos
(Tabela 1), seguido pela mucosa oral normal apresentando quantidade de
mastócitos entre 55 a 121(Tabela 3), com média de 8,85 células. Nos casos de
hiperplasia fibrosa foi encontrada a maior densidade de mastócitos com média de
16,71, variando de 52 e 460 mastócitos nestes espécimes (Tabela 2).
Focalizando a análise com relação à quantidade de mastócitos na lâmina
própria e na submucosa, constatamos que a lâmina própria albergou a maior
quantidade de mastócitos em relação à submucosa, independentemente do tipo de
espécime analisado.
Nos casos de fibromas de células gigantes verificamos na lâmina própria
uma média de 30,17 mastócitos, sendo 9 a menor quantidade e 58 a maior
quantidade destas células. Quando da análise na submucosa, a média de
mastócitos foi 27,37, exibindo desde áreas sem nenhum mastócito a quantidades
máximas de 62 mastócitos.
Nos casos de hiperplasias fibrosas, quando da avaliação da lâmina própria,
constatamos que a menor quantidade de mastócitos foi 15 e a maior 196, o que
representa uma média de 84 mastócitos, nesta localização. Na submucosa,
verificamos uma média de 83,1 mastócitos, sendo 25 o menor valor e 264 a maior
quantidade de mastócitos presentes.
Nos casos de mucosa oral normal, constatamos uma média de 45,8
mastócitos na lâmina própria, sendo 27 e 73 a menor e a maior quantidade de
mastócitos verificadas por espécime, respectivamente. Na submucosa, verificamos
uma média de 42,7 mastócitos com 23 a menor quantidade e 61 a maior
quantidade destes elementos celulares.
Uma outra análise por nós realizada foi quanto a presença de mastócitos
degranulados ou não e nesta análise verificamos que nos casos de fibroma de
células gigantes, o percentual de mastócitos degranulados foi de 58,75% enquanto
que os não degranulados corresponderam a 41,25% (Tabela1). Nos casos de
hiperplasias fibrosas, o percentual foi de 20,42% para degranulados e 79,58% para
não degranulados (Tabela 2) e nos casos de mucosa oral normal, encontramos
percentuais de 40,53% e 59,47% para mastócitos degranulados e não
degranulados, respectivamente (Tabela 3).
No que diz respeito aos fibroblastos gigantes presentes no fibroma de
células gigantes, verificamos que a menor quantidade destes tipos celulares foi em
número de 15 e a maior quantidade nos espécimes analisados foi de 143, sendo
um total de 1979 fibroblastos gigantes encontrados o que dá uma média de 65,96
fibroblastos gigantes por lesão (Tabela 4).
Analisando a presença de fibroblastos gigantes e uma possível relação com
os mastócitos presentes nos casos ora analisados, seja através do contato
morfológico ou através do contato com o halo de triptase, constatamos que o
maior número de fibroblastos gigantes associados a mastócitos encontrado foi 97
e a menor quantidade de associações foi em número de 9. Verificamos também
que em 59,62% dos fibroblastos gigantes foi evidenciada associação destas
células com os mastócitos presentes (Tabela 4).
Comparando o número médio total de mastócitos em fibromas de células
gigantes, hiperplasias fibrosas e em mucosa oral normal, o teste de Kruskal-Wallis
(Tabela 5) demonstrou haver diferença estatisticamente significativa entre essas
lesões, onde a hiperplasia fibrosa exibiu as maiores médias destes elementos
celulares no revestimento epitelial (p = 0,003), no tecido conjuntivo (p < 0,001) e
nos espécimes como um todo, com valor de p < 0,001 (Tabela 5).
Para a análise da quantidade de mastócitos degranulados nos espécimes
estudados, utilizando o teste Kruskal-Wallis, verificou-se uma diferença
estatisticamente significativa (p = 0,019) no componente epitelial onde o número
de mastócitos degranulados foi maior para as hiperplasias fibrosas em relação aos
outros tipos de espécimes. Entretanto, quantidades semelhantes foram encontradas
nos casos de fibromas de células gigantes e nos de mucosa oral normal (Tabela 6).
Quando analisamos os dados de avaliação no tecido conjuntivo, verificamos
através do teste de Kruskal-Wallis que não houve diferença estatisticamente
significativa, nos casos constantes deste estudo, havendo quantidades semelhantes
para os três tipos de espécimes analisados no que diz respeito ao número de
mastócitos degranulados no tecido conjuntivo. O mesmo foi verificado quando
analisou-se esta degranulação nos espécimes de fibroma de células gigantes,
hiperplasia fibrosa e mucosa oral normal como um todo, não havendo diferença
estatisticamente significativa (Tabela 6).
Com relação ao número de mastócitos não degranulados, constatamos pelo
teste de Kruskal-Wallis, diferenças estatisticamente significativas (p<0,001),
verificando-se que a hiperplasia fibrosa exibiu a maior quantidade desses
elementos não degranulados tanto no componente epitelial, como no tecido
conjuntivo bem como no espécime como um todo. Vale salientar que os casos de
fibroma de células gigantes e de mucosa oral normal apresentaram médias
semelhantes quando da avaliação em epitélio (Tabela 7).
No tecido conjuntivo, verificamos através do teste de Kruskal-Wallis, maior
quantidade de mastócitos não degranulados nos casos de mucosa oral normal,
quando comparados aos de fibroma de células gigantes com medianas de 54,5 e
13,5, respectivamente. Analisando o espécime como um todo, esta mesma relação
persistiu, exibindo mediana de 57 células para os casos de mucosa oral normal e,
de 15, para os casos de fibromas de células gigantes.
Quando foram feitas as análises correspondentes as regiões superficial e
profunda dos espécimes em questão, aplicando-se o teste Kruskal-Wallis
(p<0,001), constatou-se que na região superficial, os casos de hiperplasia fibrosa
exibiram maior quantidade de mastócitos (mediana = 87), seguidos pelos casos de
mucosa oral normal (mediana = 44,5) e os casos de fibroma de células gigantes
(mediana = 27,5). Na região profunda, observou-se a mesma relação descrita
anteriormente, com medianas de 69,5 para os casos de hiperplasia fibrosa, 42 para
mucosa oral normal e 26 para o fibroma de células gigantes (Tabela 8).
Na avaliação das mesmas regiões do tecido conjuntivo, quando se analisou a
presença de mastócitos degranulados nos espécimes, aplicando o teste de Kruskal-
Wallis, não foi constatada diferença estatisticamente significativa (Tabela 9).
Entretanto, na análise dos mastócitos não degranulados nas regiões
superficial e profunda do tecido conjuntivo, aplicando o teste de Kruskal-Wallis,
foi verificada diferença estatisticamente significativa (p<0,001) com
predominância de mastócitos nas hiperplasias fibrosas, seguida da mucosa oral
normal e do fibroma de células gigantes exibindo menor densidade de mastócitos
(Tabela 10).
Ao analisarmos a quantidade de mastócitos em áreas de fibrose e em
disposição perivascular na região superficial do tecido conjuntivo, encontramos
através do teste de Kruskal-Wallis, diferenças estatisticamente significativas entre
os casos de hiperplasia fibrosa e de mucosa oral normal nas áreas de fibrose, onde
a hiperplasia exibiu maior quantidade de mastócitos. Os casos de mucosa oral
normal apresentaram quantidades semelhantes aos de fibroma de células gigantes.
Em localização perivascular observou-se menores concentrações de mastócitos,
sendo a maior concentração encontrada nos casos de hiperplasia fibrosa (mediana
= 12), seguido pela mucosa oral normal (mediana = 7,5) e mediana 6 para o
fibroma de células gigantes (Tabela 11).
Quando se analisou a quantidade de mastócitos degranulados em áreas de
fibrose e em disposição perivascular na região superficial do tecido conjuntivo,
constatou-se que houve diferença estatisticamente significativa quando aplicado o
teste de Kruskal-Wallis (p = 0,006) nas áreas de fibrose entre os espécimes, sendo
a maior quantidade de mastócitos degranulados encontrados nos casos de fibroma
de células gigantes (mediana = 11), seguido pelos casos de hiperplasia fibrosa
(mediana = 9) e de mucosa oral normal (mediana =3). Na região perivascular não
houve diferença estatisticamente significativa entre os espécimes estudados
(Tabela 12).
Quanto a quantidade de mastócitos não degranulados na região superficial
do tecido conjuntivo, verificou-se diferença estatisticamente significativa em áreas
de fibrose pelo teste de Kruskal-Wallis, havendo uma maior quantidade de
mastócitos nos casos de hiperplasias fibrosas com uma mediana de 45; para os
casos de mucosa oral normal a mediana foi 9,5 e para os de fibroma de células
gigantes, 3. Também, foi evidenciada diferença estatisticamente significativa na
análise dos resultados dos achados perivasculares, verificando-se uma maior
quantidade de mastócitos não degranulados nos casos de hiperplasias fibrosas
(mediana = 10,5), seguida pelos casos de mucosa oral normal (mediana = 6) e de
fibroma de células gigantes com mediana igual a 2 (Tabela 13).
Com relação ao número total de mastócitos na região profunda do tecido
conjuntivo, verificou-se através do teste de Kruskal-Wallis, diferença
estatisticamente significativa, visto que em áreas de fibrose, houve uma maior
quantidade de mastócitos nos casos de hiperplasias fibrosas (mediana = 81,5),
seguido pelos casos de fibroma de células gigantes (mediana = 22,5) e de mucosa
oral normal (mediana = 14). Perifericamente aos vasos sanguíneos, verificou-se
maior quantidade total de mastócitos nos casos de hiperplasias fibrosas (mediana
= 22,5), seguida pelos casos de mucosa oral normal (mediana = 8,5) e de fibroma
de células gigantes com mediana igual a 6 (Tabela 14).
Fazendo uma análise da quantidade de mastócitos degranulados na região
profunda do tecido conjuntivo, observou-se diferença estatisticamente
significativa em áreas de fibrose pelo teste de Kruskal-Wallis (p<0,001) com
medianas de 16,5 para os casos de hiperplasia fibrosa, 14 para os de fibroma de
células gigantes e 5 para os de mucosa oral normal. Quanto a análise perivascular
não houve diferença estatisticamente significativa entre os espécimes estudados
(Tabela 15).
Quando se analisou a quantidade de mastócitos não degranulados na região
profunda do tecido conjuntivo, observou-se utilizando o teste de Kruskal-Wallis,
diferença estatisticamente significativa tanto em áreas de fibrose (p<0,001) quanto
em disposição perivascular (p<0,001). Evidenciamos maiores concentrações de
elementos celulares não degranulados nos casos de hiperplasias fibrosas (mediana
= 66,5) e menores quantidades na mucosa oral normal (mediana = 9,5) e nos de
fibromas de células gigantes (mediana = 6). Na localização perivascular, segue a
mesma ordem, onde os casos de hiperplasia fibrosa que exibiram uma mediana de
15,5, os de mucosa oral apresentaram o valor de 5,5 de mediana e nos casos de
fibroma de células gigantes, apresentando a menor mediana cujo valor foi 3.
No que diz respeito a morfologia dos mastócitos presentes nos espécimes
estudados, verificamos que o tipo de mastócito predominante foi o de morfologia
oval e o de menor densidade foi o fusiforme.
Em fibromas de células gigantes verificamos que no total de mastócitos
presentes, 60,1% eram de morfologia oval, 34,27% arredondada e 5,63%
fusiforme. Na lâmina própria, verificou-se que 61,26% dos mastócitos eram ovais,
33,94% arredondados e 4,8% fusiformes, enquanto que na submucosa
constatamos que 59,47% se apresentavam ovais, 33,84% arredondados e 6,69%
fusiformes.
Quando analisamos estes achados em disposição perivascular verificamos
que nos fibromas de células gigantes, verificamos que os mastócitos de
morfologia oval predominavam com um percentual de 63,02%, seguido pelos
arredondados (27,6%) e pelos fusiformes (9,38%).
Em áreas de fibrose nos mesmos espécimes analisados constatamos um
percentual de 59,75% para os mastócitos ovais, 34,72% para os arredondados e
5,52%, para os fusiformes.
No que diz respeito ao contato do mastócito com os fibroblastos gigantes
observamos que em 60,6% esse contato era feito com mastócito de forma oval,
35,24% arredondado e, 4,16%, fusiforme.
Com relação ao total de mastócitos presentes nas hiperplasias fibrosas,
observou-se que 50,92% eram de morfologia oval, 45,37% arredondada e 3,71%
fusiforme. Na lâmina própria verificou-se que o maior percentual foi de
mastócitos arredondados correspondendo a 49,86%, seguido pelos ovais
(44,84%) e fusiformes (5,3%); na submucosa, constatamos que 55,57% se
apresentavam ovais, 41,9% arredondados e 2,53% fusiformes.
Com relação a disposição perivascular verificamos que nos casos de
hiperplasia fibrosa, os mastócitos de morfologia oval predominavam com um
percentual de 61,03%, seguido pelos arredondados com 26,35% e pelos
fusiformes, com 12,62%.
Em áreas de fibrose nos mesmos espécimes analisados constatamos um
percentual de 51,89% para os mastócitos ovais, 47,4% para os arredondados e
0,71% para os fusiformes.
Nos espécimes de mucosa oral normal observamos no número total de
mastócitos predominância da forma oval correspondendo a 64,23%, 25,05% eram
de morfologia arredondada e, 10,72%, fusiforme. Na lâmina própria evidenciamos
que 65,54% dos mastócitos eram ovais, 20,58% arredondados e 13,88%
fusiformes. Na submucosa, constatamos que 62,88% se apresentavam ovais,
29,69% arredondados e, 7,43%, fusiformes.
Em localização perivascular nos casos de mucosa oral normal, verificamos
que os mastócitos de morfologia oval predominavam com um percentual de
63,74%, seguido pelos arredondados com 25,73% e pelos fusiformes com
10,53%.
Constatamos, nas áreas de fibrose, um percentual de 64,52% para os
mastócitos ovais, 24,66% para os arredondados e 10,82% para os fusiformes.
Tabela 1. Valores absolutos relacionados à quantidade de mastócitos degranulados, mastócitos não degranulados e mastócitos totais, por campo de maior aumento (400x), evidenciados através da triptase em fibromas de células gigantes, segundo a localização em tecido epitelial e tecido conjuntivo. Natal, RN – 2008.
Caso Tecido Epitelial Tecido Conjuntivo Total
DG NDG Total DG NDG Total DG NDG Total
1 0 0 0 70 24 94 70 24 94 2 0 0 0 24 47 71 24 47 71 3 4 9 13 70 50 120 74 59 133 4 0 0 0 23 0 23 23 0 23 5 0 0 0 41 13 54 41 13 54 6 7 0 7 72 7 79 80 7 87 7 0 0 0 7 48 55 7 48 55 8 0 0 0 47 11 58 47 11 58 9 0 0 0 63 5 68 63 5 68 10 9 5 14 34 12 46 43 17 60 11 0 0 0 55 9 64 55 9 64 12 3 1 4 37 52 89 40 53 93 13 7 2 9 46 6 52 53 8 61 14 2 0 2 26 13 38 28 13 41 15 8 17 25 35 75 110 43 92 135 16 2 0 2 24 6 30 26 6 32 17 0 0 0 49 14 63 49 14 63 18 0 0 0 30 12 42 30 12 42 19 0 0 0 30 18 48 30 18 48 20 0 0 0 18 38 56 18 38 56 21 0 0 0 20 12 32 20 12 32 22 3 0 3 14 30 44 17 30 47 23 6 6 12 9 36 45 15 42 57 24 0 0 0 35 64 99 35 64 99 25 0 1 1 29 11 38 29 12 41 26 0 0 0 18 30 48 18 30 48 27 0 0 0 6 37 43 6 37 43 28 0 0 0 9 5 14 9 5 14 29 0 0 0 34 16 49 34 16 50 30 4 1 5 47 8 52 51 9 60
Total 55 42 97 1022 709 1731 1077 752 1829 Média 1,83 1,4 3,23 34,06 23,6 57,7 35,9 25,03 60,93
Legenda: DG – Degranulados; NDG – Não degranulados.
Tabela 2. Valores absolutos relacionados à quantidade de mastócitos degranulados,
mastócitos não degranulados e mastócitos totais, por campo de maior aumento (400x),
evidenciados através da triptase em hiperplasias fibrosas inflamatórias, segundo a
localização em tecido epitelial e tecido conjuntivo. Natal, RN – 2008.
Caso Tecido Epitelial Tecido Conjuntivo Total
DG NDG Total DG NDG Total DG NDG Total
1 17 31 48 26 86 112 41 117 158 2 20 47 67 61 169 230 81 216 297 3 17 21 38 53 84 137 70 105 175 4 0 0 0 17 80 97 18 80 98 5 8 35 43 47 219 176 55 254 309 6 5 20 25 36 163 199 41 183 224 7 4 119 123 6 454 460 10 573 583 8 0 0 0 7 33 40 7 33 40 9 3 4 4 44 8 52 49 12 71
10 1 2 3 19 149 168 20 151 171 Total 75 279 351 316 1445 1761 391 1724 2115 Média 7,5 27,9 35,1 31,6 144,5 176,1 39,1 172,4 211,5
Legenda: DG – Degranulados; NDG – Não degranulados.
Tabela 3. Valores absolutos relacionados à quantidade de mastócitos degranulados,
mastócitos não degranulados e mastócitos totais, por campo de maior aumento (400x),
evidenciados através da triptase em espécimes de mucosa oral normal, segundo a
localização em tecido epitelial e tecido conjuntivo. Natal, RN – 2008.
Caso Tecido Epitelial Tecido Conjuntivo Total
DG NDG Total DG NDG Total DG NDG Total
1 17 8 25 41 80 121 58 88 146 2 0 0 0 38 82 120 38 82 120 3 0 0 0 18 53 72 18 53 71 4 0 0 0 32 86 118 32 86 118 5 0 0 0 25 74 89 25 74 89 6 0 0 0 55 36 91 55 31 96 7 0 0 0 42 22 64 42 22 65 8 0 0 0 28 18 55 28 22 55 9 0 0 0 37 27 64 37 27 64
10 21 4 25 26 56 82 47 61 107 Total 38 12 50 342 534 876 380 546 926 Média 3,8 1,2 5,0 34,2 53.4 87,6 38,0 54,6 92,6
Legenda: DG – Degranulados; NDG – Não degranulados.
Tabela 4. Valores absolutos e percentuais da quantidade de fibroblastos gigantes
isolados e em proximidade a mastócitos, identificados através da triptase nos fibromas
de células gigantes. Natal, RN – 2008.
Caso
Fibroblastos gigantes
Isolados
n (%)
Proximidade a mastócitos
n (%)
Total
n (%)
1 7 (21,21%) 26 (78,79%) 33 (100%) 2 26 (49,06%) 27 (50,94%) 53 (100%) 3 21 (22,82%) 71 (77,18%) 92 (100%) 4 33 (37,93%) 54 (62,07%) 87 (100%) 5 21 (29,17%) 51 (70,83%) 72 (100%) 6 19 (45,24%) 23 (54,76%) 42 (100%) 7 24 (33,33%) 48 (66,67%) 72 (100%) 8 30 (53,57%) 26 (46,43%) 56 (100%) 9 28 (44,44%) 35 (55,56%) 63 (100%) 10 8 (36,36%) 14 (63,64%) 22 (100%) 11 9 (20,93%) 34 (79,07%) 43 (100%) 12 18 (33,96%) 35 (66,04%) 53 (100%) 13 32 (34,04%) 62 (65,96%) 94 (100%) 14 31 (38,75%) 49 (61,25%) 80 (100%) 15 54 (48,22%) 58 (51,78%) 112 (100%) 16 9 (39,14%) 14 (60,86%) 23 (100%) 17 36 (46,76%) 41 (53,24%) 77 (100%) 18 65 (63,73%) 37 (36,27%) 102 (100%) 19 26 (38,24%) 42 (61,76%) 68 (100%) 20 32 (36,79%) 55 (63,21%) 87 (100%) 21 36 (48,65%) 38 (51,35%) 74 (100%) 22 6 (40%) 9 (60%) 15 (100%) 23 15 (44,12%) 19 (55,88%) 34 (100%) 24 13 (32,5%) 27 (67,5%) 40 (100%) 25 52 (38,52%) 83 (61,48%) 135 (100%) 26 46 (32,17%) 97 (67,83%) 143 (100%) 27 9 (32,15%) 19 (67,85%) 28 (100%) 28 19 (57,58%) 14 (42,42%) 33 (100%) 29 23 (36,51%) 40 (63,49%) 63 (100%) 30 51 (61,45%) 32 (38,55%) 83 (100%)
Total 799 (40,38%) 1180 (59,62 %) 1979 (100%)
Tabela 5. Parâmetros utilizados no cálculo do teste de Kruskal-Wallis para avaliação da
quantidade de mastócitos evidenciados através da triptase em fibromas de células
gigantes, hiperplasias fibrosas inflamatórias e mucosa oral normal, segundo a
localização em tecido epitelial, tecido conjuntivo e na totalidade do espécime. Natal,
RN – 2008.
Localização
Espécime
n
Mediana
Q25-Q75
Média dos postos
KW
p
Tecido Epitelial
FCG
HFI
MON
30
10
10
0
31,5
0
0 - 4,25
2,25 - 52,75
0 - 6,25
23,08
37,95
20,30
11,398 0,003
Tecido Conjuntivo
FCG
HFI
MON
30
10
10
52
152,5
86,5
42,75 - 68,75
85,75 - 206,75
64 - 118,50
18,57
38,50
33,30
17,614 0,001
Todo espécime
FCG
HFI
MON
30
10
10
56,5
173
95
42,75 - 68,75
87 - 242,25
64 - 118,50
18,68
38,90
32,55
17,360 0,001
Legenda: FCG – Fibroma de células gigantes; HFI – Hiperplasia fibrosa inflamatória; MON – Mucosa oral normal.
Tabela 6. Parâmetros utilizados no cálculo do teste de Kruskal-Wallis para avaliação da
quantidade de mastócitos degranulados, evidenciados através da triptase em fibromas de
células gigantes, hiperplasias fibrosas inflamatórias e mucosa oral normal, segundo a
localização em tecido epitelial, tecido conjuntivo e na totalidade do espécime. Natal,
RN – 2008.
Localização
Espécime
n
Mediana
Q25-Q75
Média dos postos
KW
p
Tecido Epitelial
FCG
HFI
MON
30
10
10
0
4,5
0
0 - 3,25
0,75 - 17
0 - 4,25
23,32
35,85
21,70
7,950 0,019
Tecido Conjuntivo
FCG
HFI
MON
30
10
10
32
31
34,5
19,50 - 47
14,50 - 48,50
25,75 - 41,25
25,45
24,00
27,15
0,235 0,889
Todo espécime
FCG
HFI
MON
30
10
10
33
41
37,5
19,50 - 49
16 - 58,75
27,25 - 48,25
24,60
26,60
27,10
0,292 0,864
Legenda: FCG – Fibroma de células gigantes; HFI – Hiperplasia fibrosa inflamatória; MON – Mucosa oral normal.
Tabela 7. Parâmetros utilizados no cálculo do teste de Kruskal-Wallis para avaliação da
quantidade de mastócitos não degranulados, evidenciados através da triptase em
fibromas de células gigantes, hiperplasias fibrosas inflamatórias e mucosa oral normal,
segundo a localização em tecido epitelial, tecido conjuntivo e na totalidade do espécime.
Natal, RN – 2008.
Localização
Espécime
n
Mediana
Q25-Q75
Média dos postos
KW
p
Tecido Epitelial
FCG
HFI
MON
30
10
10
0
20,5
0
0 - 1
0,75 - 38
0 - 1
22,40
39,00
21,30
14,595 0,001
Tecido Conjuntivo
FCG
HFI
MON
30
10
10
13,5
107,5
54,5
8,75 - 37,25
68,25 - 164,50
25,75 - 80,50
18,22
40,15
32,70
20,042 0,001
Todo espécime
FCG
HFI
MON
30
10
10
15
135
57
9,75 - 39
67,50 - 191,25
27 - 83
18,37
40,15
32,25
19,436 0,001
Legenda: FCG – Fibroma de células gigantes; HFI – Hiperplasia fibrosa inflamatória; MON – Mucosa oral normal.
Tabela 8. Parâmetros utilizados no cálculo do teste de Kruskal-Wallis para avaliação da
quantidade total de mastócitos, evidenciados através da triptase em fibromas de células
gigantes, hiperplasias fibrosas inflamatórias e mucosa oral normal, segundo a
localização no tecido conjuntivo. Natal, RN – 2008.
Localização
Espécime
n
Mediana
Q25-Q75
Média dos postos
KW
p
Região superficial
FCG
HFI
MON
30
10
10
27,5
87
44,5
19,25 - 40,25
43,50 - 115,25
31,50 - 59
19,30
37,60
32,00
14,325 0,001
Região profunda
FCG
HFI
MON
30
10
10
26
69,5
42
21 - 31,25
37,75 - 94,50
31,25 - 58,25
18,60
39,35
32,35
17,986 0,001
Legenda: FCG – Fibroma de células gigantes; HFI – Hiperplasia fibrosa inflamatória; MON – Mucosa oral normal.
Tabela 9. Parâmetros utilizados no cálculo do teste de Kruskal-Wallis para avaliação da
quantidade de mastócitos degranulados, evidenciados através da triptase em fibromas de
células gigantes, hiperplasias fibrosas inflamatórias e mucosa oral normal, segundo a
localização no tecido conjuntivo. Natal, RN – 2008.
Localização
Espécime
n
Mediana
Q25-Q75
Média dos postos
KW
p
Região superficial
FCG
HFI
MON
30
10
10
13
14,5
20
7,75 - 23,25
9,50 - 29,50
12,50 - 24,75
23,67
25,50
31,00
1,906 0,386
Região profunda
FCG
HFI
MON
30
10
10
17,5
10,5
14
9 - 25,50
4,75 - 21
10,75 - 16,75
27,87
21,15
22,75
2,042 0,360
Legenda: FCG – Fibroma de células gigantes; HFI – Hiperplasia fibrosa inflamatória; MON – Mucosa oral normal.
Tabela 10. Parâmetros utilizados no cálculo do teste de Kruskal-Wallis para avaliação
da quantidade de mastócitos não degranulados, evidenciados através da triptase em
fibromas de células gigantes, hiperplasias fibrosas inflamatórias e mucosa oral normal,
segundo a localização no tecido conjuntivo. Natal, RN – 2008.
Localização
Espécime
n
Mediana
Q25-Q75
Média dos postos
KW
p
Região superficial
FCG
HFI
MON
30
10
10
10
58,5
24,5
5 - 18,50
31,75 - 86
13,25 - 38
19,48
39,80
29,25
15,435 0,001
Região profunda
FCG
HFI
MON
30
10
10
6
53,5
28
2,75 - 18,25
29,75 - 81,75
18,25 - 44,25
17,87
40,00
33,90
21,475 0,001
Legenda: FCG – Fibroma de células gigantes; HFI – Hiperplasia fibrosa inflamatória; MON – Mucosa oral normal.
Tabela 11. Parâmetros utilizados no cálculo do teste de Kruskal-Wallis para avaliação
da quantidade total de mastócitos, evidenciados através da triptase em fibromas de
células gigantes, hiperplasias fibrosas inflamatórias e mucosa oral normal, segundo a
localização em áreas de fibrose e em disposição perivascular, na região superficial do
tecido conjuntivo. Natal, RN – 2008.
Localização
Espécime
n
Mediana
Q25-Q75
Média dos postos
KW
p
Áreas de fibrose
FCG
HFI
MON
30
10
10
14,5
52
13,5
11,75 - 18
20,75 - 85,75
9 - 17,75
22,45
40,35
19,80
13,270 0,001
Periferia de vasos sangüíneos
FCG
HFI
MON
30
10
10
6
12
7,5
5 - 8,25
8 - 17,75
6 - 11,50
20,53
38,40
27,50
11,670 0,003
Legenda: FCG – Fibroma de células gigantes; HFI – Hiperplasia fibrosa inflamatória; MON – Mucosa oral normal.
Tabela 12. Parâmetros utilizados no cálculo do teste de Kruskal-Wallis para avaliação
da quantidade de mastócitos degranulados, evidenciados através da triptase em fibromas
de células gigantes, hiperplasias fibrosas inflamatórias e mucosa oral normal, segundo a
localização em áreas de fibrose e em disposição perivascular, na região superficial do
tecido conjuntivo. Natal, RN – 2008.
Localização
Espécime
n
Mediana
Q25-Q75
Média dos postos
KW
p
Áreas de fibrose
FCG
HFI
MON
30
10
10
11
9
3
8 - 14
7,25 - 15,5
2 - 6,75
29,53
26,35
12,55
10,276 0,006
Periferia de vasos sangüíneos
FCG
HFI
MON
30
10
10
3,5
2,5
2
2 - 5
0,75 - 3,25
0,75 - 6
28,82
18,55
22,50
4,344 0,114
Legenda: FCG – Fibroma de células gigantes; HFI – Hiperplasia fibrosa inflamatória; MON – Mucosa oral normal.
Tabela 13. Parâmetros utilizados no cálculo do teste de Kruskal-Wallis para avaliação
da quantidade de mastócitos não degranulados, evidenciados através da triptase em
fibromas de células gigantes, hiperplasias fibrosas inflamatórias e mucosa oral normal,
segundo a localização em áreas de fibrose e em disposição perivascular, na região
superficial do tecido conjuntivo. Natal, RN – 2008.
Localização
Espécime
n
Mediana
Q25-Q75
Média dos postos
KW
p
Áreas de fibrose
FCG
HFI
MON
30
10
10
3
45
9,5
2 - 6
12,25 - 70,75
7,5 - 12
17,53
42,75
32,15
25,227 0,001
Periferia de vasos sangüíneos
FCG
HFI
MON
30
10
10
2
10,5
6
1 - 5
6,25 - 17
2,75 - 7,25
19,02
40,15
30,30
17,392 0,001
Legenda: FCG – Fibroma de células gigantes; HFI – Hiperplasia fibrosa inflamatória; MON – Mucosa oral normal.
Tabela 14. Parâmetros utilizados no cálculo do teste de Kruskal-Wallis para avaliação
da quantidade total de mastócitos, evidenciados através da triptase em fibromas de
células gigantes, hiperplasias fibrosas inflamatórias e mucosa oral normal, segundo a
localização em áreas de fibrose e em disposição perivascular, na região profunda do
tecido conjuntivo. Natal, RN – 2008.
Localização
Espécime
n
Mediana
Q25-Q75
Média dos postos
KW
p
Áreas de fibrose
FCG
HFI
MON
30
10
10
22,5
81,5
14
14 - 26,25
39,50 - 110
10,75 - 17,5
23,97
41,85
13,75
19,467 0,001
Periferia de vasos sangüíneos
FCG
HFI
MON
30
10
10
6
22,5
8,5
4 - 8,25
12,75 - 23,50
6 - 10,25
18,43
43,90
28,30
23,518 0,001
Legenda: FCG – Fibroma de células gigantes; HFI – Hiperplasia fibrosa inflamatória; MON – Mucosa oral normal.
Tabela 15. Parâmetros utilizados no cálculo do teste de Kruskal-Wallis para avaliação
da quantidade de mastócitos degranulados, evidenciados através da triptase em fibromas
de células gigantes, hiperplasias fibrosas inflamatórias e mucosa oral normal, segundo a
localização em áreas de fibrose e em disposição perivascular, na região profunda do
tecido conjuntivo. Natal, RN – 2008.
Localização
Espécime
n
Mediana
Q25-Q75
Média dos postos
KW
p
Áreas de fibrose
FCG
HFI
MON
30
10
10
14
16,5
5
10,75 - 19
7 - 22,25
3 - 8,25
29,07
29,75
10,55
13,206 0,001
Periferia de vasos sangüíneos
FCG
HFI
MON
30
10
10
3
3
2
2 - 4,25
1,5 - 6,25
2 - 3,25
26,70
26,50
20,90
1,296 0,523
Legenda: FCG – Fibroma de células gigantes; HFI – Hiperplasia fibrosa inflamatória; MON – Mucosa oral normal.
Tabela 16. Parâmetros utilizados no cálculo do teste de Kruskal-Wallis para avaliação
da quantidade de mastócitos não degranulados, evidenciados através da triptase em
fibromas de células gigantes, hiperplasias fibrosas inflamatórias e mucosa oral normal,
segundo a localização em áreas de fibrose e em disposição perivascular , na região
profunda do tecido conjuntivo. Natal, RN – 2008.
Localização
Espécime
N
Mediana
Q25-Q75
Média dos postos
KW
p
Áreas de fibrose
FCG
HFI
MON
30
10
10
6
66,5
9,5
2,75 - 9
20,50 - 86,75
5 - 12,5
19,45
44,00
25,15
21,352 0,001
Periferia de vasos sangüíneos
FCG
HFI
MON
30
10
10
3
15,5
5,5
1 - 4
10 - 21,25
3,75 - 8
17,12
45,05
31,10
29,777 0,001
Legenda: FCG – Fibroma de células gigantes; HFI – Hiperplasia fibrosa inflamatória; MON – Mucosa oral normal.
Figura 1. Fibroma de células gigantes oral caracterizado pela presença de tecido conjuntivo fibroso, revestido por epitélio pavimentoso estratificado, apresentando papilas epiteliais filiformes (Hematoxilina/ Eosina – 100x).
Figura 2. Hiperplasia fibrosa inflamatória oral apresentando-se constituída por tecido conjuntivo fibroso denso sede de moderado infiltrado inflamatório, localizado predominantemente na região sub-epitelial e em localização perivascular revestido, por epitélio pavimentoso estratificado (Hematoxilina/ Eosina – 100x).
Figura 3. Mucosa oral normal constituída por tecido conjuntivo fibroso denso e revestido por epitélio pavimentoso estratificado (Hematoxilina/ Eosina – 100x).
Figura 4. Aspecto histológico de distribuição geral dos mastócitos em espécime de fibroma de células gigantes (Estreptoavidina-Biotina – 100x).
Figura 5. Imunomarcação positiva dos mastócitos para a triptase em espécime de hiperplasia fibrosa (Estreptoavidina-Biotina – 100x).
Figura 6. Mastócitos exibindo imunorreatividade para a triptase em espécime de mucosa oral normal (Estreptoavidina-Biotina – 100x).
Figura 7. Presença de grande quantidade de mastócitos imunorreativos para a triptase localizados nas regiões basais e parabasais do epitélio em hiperplasia fibrosa oral (Estreptoavidina-Biotina – 400x).
Figura 8. Aspecto microscópico da presença de mastócito exibindo imunorreatividade pela triptase localizado na área de fibrose em fibroma de células gigantes (Estreptoavidina-Biotina – 1000x).
Figura 9. Aspecto histológico da presença de mastócitos não degranulados exibindo imunorreatividade para a triptase, em localização perivascular em hiperplasia fibrosa oral (Estreptoavidina-Biotina – 1000x).
Figura 10. Aspecto microscópico de mastócitos degranulados apresentando “halo de triptase”, próximos a fibroblasto gigante em fibroma de células gigantes (Estreptoavidina-Biotina – 1000x).
Figura 11. Imagem histológica de mastócitos não degranulados imunorreativos a triptase, dispostos em localização perivascular em hiperplasia fibrosa (Estreptoavidina-Biotina – 1000x).
Figura 12. Detalhe da morfologia dos mastócitos, evidenciada pela expressão imuno-histoquímica da triptase, onde observamos mastócitos de forma oval (esquerda), fusiforme (centro) e arredondada à direita (Estreptoavidina-Biotina – 1000x).
Figura 13. Detalhe da presença de mastócitos em área de fibroblastos gigantes,
evidenciando à esquerda o contato entre o mastócito e o fibroblasto gigante
(Estreptoavidina-Biotina – 1000x).
Mucosa oral normalHiperplasia fibrosaFibroma de células gigantes
600
500
400
300
200
100
0
Qua
ntid
ade
tota
l de
mas
tóci
tos
37
15
Figura 14. Gráfico Box-Plot da quantidade de mastócitos nos espécimes de fibroma de
células gigantes, hiperplasia fibrosa e mucosa oral normal. Natal, RN – 2008.
Mucosa oral normalHiperplasia fibrosaFibroma de Células Gigantes
80
60
40
20
0
Qua
ntid
ade
tota
l de
mas
tóci
tos
degr
anul
ados
Figura 15. Gráfico Box-Plot da quantidade total de mastócitos degranulados nos
espécimes de fibroma de células gigantes, hiperplasia fibrosa e mucosa oral normal.
Natal, RN – 2008.
Mucosa oral normalHiperplasia fibrosaFibroma de células gigantes
600
500
400
300
200
100
0
Qua
ntid
ade
de m
astó
cito
s nã
o de
gran
ulad
os
15
37
Figura 16. Gráfico Box-Plot da quantidade total de mastócitos não degranulados nos
espécimes de fibroma de células gigantes, hiperplasia fibrosa e mucosa oral normal.
Natal, RN – 2008.
Mucosa oral normalHiperplasia fibrosaFibroma de células gigantes
125
100
75
50
25
0
Qua
ntid
ade
de m
astó
cito
s no
epi
télio
37
10
4115
Figura 17. Gráfico Box-Plot da quantidade total de mastócitos presentes no epitélio dos
espécimes de fibroma de células gigantes, hiperplasia fibrosa e mucosa oral normal.
Natal, RN – 2008.
Mucosa oral normalHiperplasia fibrosaFibroma de células gigantes
500
400
300
200
100
0
Qua
ntid
ade
de m
astó
cito
s no
con
junt
ivo
37
3
Figura 18. Gráfico Box-Plot da quantidade total de mastócitos presentes no tecido
conjuntivo dos espécimes de fibroma de células gigantes, hiperplasia fibrosa e mucosa
oral normal. Natal, RN – 2008.
Mucosa oral normalHiperplasia fibrosaFibroma de células gigantes
200
150
100
50
0
Qua
ntid
ade
de m
astó
cito
s na
reg
ião
supe
rfic
ial d
o co
njun
tivo
Figura 19. Gráfico Box-Plot da quantidade total de mastócitos presentes na região
superficial do tecido conjuntivo nos espécimes de fibroma de células gigantes,
hiperplasia fibrosa e mucosa oral normal. Natal, RN – 2008.
Mucosa oral normalHiperplasia fibrosaFibroma de células gigantes
300
250
200
150
100
50
0
Qua
ntid
ade
de m
astó
cito
s na
reg
ião
prof
unda
do
conj
unti
vo
15
28
37
3
Figura 20. Gráfico Box-Plot da quantidade total de mastócitos presentes na região
profunda do tecido conjuntivo nos espécimes de fibroma de células gigantes, hiperplasia
fibrosa e mucosa oral normal. Natal, RN – 2008.
Mucosa Oral NormalHiperplasia FibrosaFibroma de células gigantes
25
20
15
10
5
0Mas
tóci
tos
em lo
caliz
ação
per
ivas
cula
r na
reg
ião
supe
rfic
ial d
oco
njun
tivo
17
11
Figura 21. Gráfico Box-Plot da quantidade total de mastócitos presentes em localização
perivascular na região superficial do tecido conjuntivo nos espécimes de fibroma de
células gigantes, hiperplasia fibrosa e mucosa oral normal. Natal, RN – 2008.
Mucosa Oral NormalHiperplasia FibrosaFibroma de células gigantes
200
150
100
50
0
Mas
tóci
tos
loca
lizad
os e
m á
reas
de
fibr
ose
na r
egiã
o su
perf
icia
l do
conj
unti
vo36
5
42
Figura 22. Gráfico Box-Plot da quantidade total de mastócitos presentes em áreas de
fibrose na região superficial do tecido conjuntivo nos espécimes de fibroma de células
gigantes, hiperplasia fibrosa e mucosa oral normal. Natal, RN – 2008.
Mucosa Oral NormalHiperplasia FibrosaFibroma de células gigantes
30
25
20
15
10
5
0
Mas
tóci
tos
em lo
caliz
ação
per
ivas
cula
r na
reg
ião
prof
unda
do
conj
unti
vo
Figura 23. Gráfico Box-Plot da quantidade total de mastócitos presentes em localização
perivascular na região profunda do tecido conjuntivo nos espécimes de fibroma de
células gigantes, hiperplasia fibrosa e mucosa oral normal. Natal, RN – 2008.
Mucosa Oral NormalHiperplasia FibrosaFibroma de células gigantes
150
120
90
60
30
0Mas
tóci
tos
em á
reas
de
Fib
rose
na
regi
ão p
rofu
nda
do c
onju
ntiv
o
5
Figura 24. Gráfico Box-Plot da quantidade total de mastócitos presentes em áreas de
fibrose na região profunda do tecido conjuntivo nos espécimes de fibroma de células
gigantes, hiperplasia fibrosa e mucosa oral normal. Natal, RN – 2008.
DISCUSSÃO
6. DISCUSSÃO
O fibroma de células gigantes representa uma lesão dos tecidos moles orais
descrita pela primeira vez por Weathers, Callihan (1974), anteriormente, esta
lesão encontrava-se no grupo de lesões fibrosas reacionais focais da mucosa oral
(ALBUQUERQUE JÚNIOR et al, 2001; MIGUEL et al, 2003). Entretanto outros
autores consideram que o fibroma de células gigantes seja uma neoplasia benigna
com características histopatológicas distintas exibindo células gigantes
multinucleadas. Diferentemente do fibroma traumático, ele não parece estar
associado com irritação crônica, representando aproximadamente de 2 a 5% de
todas as proliferações fibrosas da boca submetidas a biópsia (MIGHELL,
ROBINSON, HUME, 1996; NEVILLE et al, 2004).
Magnusson, Rasmusson (1995) relatam que a gengiva é a localização mais
comum do fibroma de células gigantes com tamanho menor do que 1 cm.
Outros autores como Odell, Lock, Lombardi (1994) citaram esta predileção
pela mucosa gengival e foram ainda mais específicos quando relataram que a
gengiva mandibular é a mais acometida e acrescentaram ainda que a ponta e a
borda lateral de língua são dois sítios também muito freqüentes para esta lesão.
Microscopicamente, os fibromas de células gigantes exibem características
muito particulares, sendo constituídos por tecido conjuntivo fibroso usualmente
arranjado frouxamente com ausência de inflamação e revestido por epitélio
pavimentoso estratificado hiperplásico, sendo constatada a presença de células
gigantes mono, bi ou multinucleadas, fusiformes ou ainda estreladas, localizadas
predominantemente na lâmina própria papilar, sendo esta sua principal
característica histopatológica (WAETHERS, CALLIHAN, 1974; MAGNUSSON,
RASMUSSON, 1995; ALBUQUERQUE JÚNIOR et al, 2001).
Pinto-Coelho, Zucoloto, (2000) e Naveen, Bhaskaran, (2007), concordam
que a hiperplasia fibrosa ao contrário do fibroma de células gigantes trata-se de
uma lesão persistente causada basicamente pelo uso prolongado de prótese
defeituosa que aparece circundando as margens ou bordas de próteses totais ou
parciais removíveis mal adaptadas, estando relacionada com irritação crônica,
exibindo microscopicamente epitélio pavimentoso estratificado
predominantemente hiperplásico e tecido conjuntivo apresentando variações de
deposição colagênica de acordo com a etapa do seu desenvolvimento.
A presença de células gigantes por vezes multinucleadas e dendríticas são
características do fibroma de células gigantes porém, não restrita a estas entidades,
podendo também serem encontradas em outras lesões fibrosas orais, como a
hiperplasia fibrosa, o fibroma, a papila retrocanina e em uma variedade de lesões
localizadas em outras regiões do organismo (WEATHERS, CALLIHAN, 1974;
ODELL, LOCK, LOMBARDI, 1994; MIGUEL et al, 2003; SOUZA et al, 2004).
Os mastócitos são células que constituem o único componente efetor do
sistema imunológico, sendo encontrados em praticamente todos os órgãos e
tecidos do nosso organismo, representando a maior fonte de histaminas , proteases
e outros mediadores químicos potentes implicados em uma variedade de
processos inflamatórios e imunológicos, sendo a triptase o principal componente
secretado pelos grânulos dos mastócitos.
Considera-se que estes elementos celulares estão envolvidos no controle
vascular na injúria tecidual e reparo, inflamação alérgica, e defesa do hospedeiro.
A significante contribuição dos mediadores mastocitários para o dano tecidual e
propagação da resposta inflamatória, torna o controle da atividade dos mastócitos
vital para o manejo de várias doenças inflamatórias (BATISTA, RODINI, LARA,
2005).
Crivellato et al (2003) acrescentam que estas relevantes funções citadas
anteriormente, devem-se ao estímulo que estes elementos celulares exercem sobre
o tecido conjuntivo, atuando sobre fibroblastos e células endoteliais.
Os mastócitos estão preferencialmente localizados na superfície de mucosas,
na pele e ao redor de vasos sanguíneos e linfáticos. Possuindo um papel único no
processo inflamatório, muitas vezes em contato com terminações nervosas
contendo substância P, que pode atuar de forma bidirecional com informação para
o sistema imune e nervos. Um grande número de fatores, como drogas,
neuropeptídeos, hormônios, vírus, toxinas e porque não, traumas podem
desencadear a síntese e secreção de mediadores dos mastócitos (NATAH et al,
1998; HENRY et al, 2001).
Rojas et al (2004); Andoh et al (2006) e Hallgren, Pejler (2006) concordam
que as principais classes de proteases liberadas pelos mastócitos incluem a
triptase, quimase que exibe propriedade antigênica e enzimática similar a
catepsina G e carboxipeptidase.
A presença da triptase é exclusiva dos mastócitos, encontrada no interior de
grânulos secretores, exibindo várias atividades biológicas, como a fibrinogênese,
aumento da contração do músculo liso das vias aéreas e degradação do peptídeo
intestinal vasoativo, sendo a triptase mitogênica para fibroblastos, células do
músculo liso e células epiteliais brônquicas (KONDO et al, 2001; SHIMIZU et al,
2004; CAUGHEY, 2007).
Por sua vez, Huttunen, Harvima (2005) e Pang et al (2006) acrescentam que
a triptase pode além de estimular a proliferação fibroblástica, estimular a síntese
de colágeno, assim como seu envolvimento na angiogênese.
Vários autores afirmam que os níveis de triptase nos fluidos biológicos, têm
sido usado como indicador do número de mastócitos e de ativação (HARVIMA,
1999; PAYNE, KAM, 2004; ABBAS, LICHTMAN, 2005).
Relatou-se que em tumores benignos de pele, o número de mastócitos se
apresentava menor, quando comparado a pele normal e ocasionalmente este
número de mastócitos é igual ou superior (JANDINSKI, SONIS, DOKU, 1972).
No duodeno verificou-se, que altos valores no total de mastócitos com
positividade pela triptase, está correlacionado com arquitetura vilosa normal
enquanto que baixos níveis na densidade de mastócitos, está relacionada a uma
estrutura vilosa defeituosa (CRIVELLATO et al, 2003).
Observou-se que as maiores densidades de mastócitos estavam presentes em
locais de inflamação crônica, onde há evidências que estes tipos celulares estejam
implicados em uma ampla variedade de respostas adaptativas e patológicas,
associadas a locais de inflamação persistente (METZ et al, 2007).
Os nossos achados corroboram com estas afirmativas, visto que o fibroma
de células gigantes, uma neoplasia benigna de origem mesenquimal, apresentou a
menor quantidade de mastócitos num total de 1828 mastócitos em comparação
com a hiperplasia fibrosa que exibiu um total de 2115 mastócitos, quantidades
próximas de mastócitos, visto que se tratam de lesões que exibem um
considerável componente fibroso, no entanto, a mucosa oral normal exibiu uma
quantidade de apenas 926 mastócitos.
Este achado da quantidade de mastócitos ser superior nas hiperplasias
fibrosas reafirma mais uma vez, se tratar de uma condição inflamatória que, exibe
maior presença de células inflamatórias inclusive mastócitos que atuam por
exemplo, na vasodilatação em processos inflamatórios.
Em nossa pesquisa, procuramos analisar o tipo de mastócito presente nos
casos avaliados, considerando a sua propriedade de apresentar-se degranulado ou
não pelo fato de que, Natah et al (1998) constataram que a degranulação dos
mastócitos em diferentes espécimes, é de difícil identificação, no entanto
acreditam que os “halos de triptase” ao redor de mastócitos em tecidos, são os
indicadores mais confiáveis para a atividade de degranulação dos mastócitos.
No entanto, ressalta-se ainda que o estado de degranulação dos mastócitos
pode sugerir seu estado de ativação (AKERS, et al, 2000).
Em nosso estudo verificamos que apesar do fibroma de células gigantes
exibir a menor quantidade de mastócitos entre os espécimes analisados,
evidenciamos, no entanto, maior quantidade de mastócitos degranulados, ou seja,
que apresentavam os “halos de triptase” envolvendo-os, sendo encontrado um
total de 1077 mastócitos degranulados no fibroma de células gigantes, já nos
casos de hiperplasia fibrosa e de mucosa oral normal encontramos quantidades
semelhantes de mastócitos degranulados ou seja, 391 e 380 mastócitos por
espécime, respectivamente.
Mediante esses achados, podemos sugerir que a maior quantidade de
mastócitos degranulados encontrados nos fibromas de células gigantes, poderia
ser responsável para estimular a proliferação fibroblástica presente neste tipo de
lesão.
Com relação ao número total de mastócitos não degranulados, encontramos
significância estatística entre os espécimes estudados, onde a hiperplasia fibrosa
exibiu as maiores concentrações confirmando sua natureza inflamatória, já o
fibroma de células gigantes exibiu a menor concentração de não degranulados,
sugerindo que os mastócitos presentes nos fibromas de células gigantes estejam
em sua maioria ativos, ou seja, degranulados provavelmente atuando em áreas de
fibrose e talvez em possível relação com os fibroblastos gigantes.
Podemos inferir ainda que ao compararmos o fibroma de células gigantes
com a hiperplasia fibrosa, a diminuição no número de mastócitos verificada no
fibroma de células gigantes se deu basicamente às expensas dos mastócitos não
degranulados, já que a quantidade de mastócitos degranulados foi semelhante.
Na opinião de Natah et al, (1998) em condições normais, os mastócitos não
são encontrados no epitélio da mucosa oral sendo verificada uma maior
quantidade de mastócitos nas proximidades da camada basal. Entretanto, a mera
presença de mastócitos e sua atividade de degranulação no epitélio, não
necessariamente significa que desempenhem um papel destrutivo, mas podem
estar envolvidos no processo de reparo. Artuc, Steckelings, Henz (2002)
acrescentam que os mastócitos possuem a capacidade de induzir um fator de
crescimento epitelial ligado a heparina.
Nossos achados constataram a presença de mastócitos no epitélio dos
espécimes de fibroma de células gigantes, hiperplasia fibrosa e mucosa oral
normal, onde confirmamos que a menor quantidade de mastócitos esteve presente
na mucosa oral normal, seguido pelo fibroma de células gigantes e por fim a
hiperplasia fibrosa com a maior quantidade de mastócitos.
A maior concentração de mastócitos no epitélio foi evidenciada nas
camadas basal e para-basal confirmando os achados de Natah et al, (1998) e a
maior concentração de mastócitos degranulados foi encontrada no epitélio das
hiperplasias fibrosas.
Em nosso estudo, constatamos, a presença de mastócitos no tecido
conjuntivo de todos os espécimes analisados, onde foi observado que a maior
quantidade em valores absolutos esteve presente na hiperplasia fibrosa, seguido
pelo fibroma de células gigantes, já a mucosa oral normal exibiu a menor
densidade de mastócitos. Quando realizada a análise estatística verificou-se que a
menor concentração de mastócitos esteve presente no tecido conjuntivo dos
fibromas de células gigantes, concordando desta forma com os relatos de Berton
et al (2000) e Andoh et al (2006) afirmando que os mastócitos estão presentes no
tecido conjuntivo em aproximadamente todos os órgãos.
Observamos ainda que a maioria dos mastócitos presentes tanto na
hiperplasia fibrosa quanto na mucosa oral normal se apresentam não degranulados
e esta quantidade superior de mastócitos na hiperplasia confirma que, em se
tratando de uma condição inflamatória, os mastócitos se apresentem em maior
quantidade e distribuídos por todo o espécime, enquanto a mucosa oral normal,
apresenta quantidades menores que a hiperplasia e maiores que o fibroma de
células gigantes, já que os mastócitos são residentes do tecido conjuntivo normal,
estes achados coincidem com os relatos de Oshitani et al (2006) que mencionaram
a presença de mastócitos no tecido conjuntivo do intestino na Doença de Crohn,
destacando a presença de mastócitos degranulados em maior quantidade na
camada muscular, assim como na submucosa destes pacientes, sugerindo desta
forma que mastócitos degranulados desempenhem papel na fibrose.
O fibroma de células gigantes por se tratar de uma neoplasia benigna exibe
as menores quantidades de mastócitos que pode ser explicado, por exemplo, pelo
fato de se tratar de uma lesão que apresenta menor aporte sanguíneo.
Analisando a quantidade total mastócitos nas regiões superficiais e
profundas do tecido conjuntivo, nossos achados foram estatisticamente
significativos, onde verificamos as maiores densidades de mastócitos presentes na
hiperplasia fibrosa tanto na região superficial quanto na região profunda, no
entanto o fibroma de células gigantes apresentou a menor quantidade.
No que diz respeito a quantidade de mastócitos degranulados, nas regiões
superficiais e profundas do tecido conjuntivo nos espécimes analisados, não
constatamos significância estatística.
Já com relação ao número de mastócitos não degranulados, encontramos
diferença estatisticamente significativa, sendo os maiores valores encontrados na
hiperplasia fibrosa para as regiões superficiais e profundas, respectivamente, e os
menores valores verificados no fibroma de células gigantes.
Com estes achados no tecido conjuntivo, verificamos que apesar de ter sido
evidenciada maior quantidade de mastócitos nos casos de hiperplasia fibrosa, a
grande maioria destas células encontravam-se não degranuladas, enquanto que nos
casos de fibroma de células gigantes apesar de exibir uma menor quantidade total
de mastócitos, constatamos uma maior quantidade de mastócitos degranulados. Já
na mucosa oral normal constatamos um predomínio de mastócitos não
degranulados.
Desta forma, podemos sugerir que os mastócitos, encontrados no fibroma
de células gigantes atuem de forma distinta neste tipo de lesão, onde os mastócitos
na região superficial podem desempenhar função relacionada aos fibroblastos
gigantes, já que esta relação é possível e, na profundidade do conjuntivo, devido a
forte relação com fibroblastos gigantes sugerimos uma atividade indutora de
fibrose, confirmada pela análise estatística.
Mediante estes achados, sentimos a necessidade de analisar a quantidade de
mastócitos presentes tanto na localização perivascular quanto em áreas de fibrose
nas regiões superficiais e profundas do tecido conjuntivo dos espécimes em
questão, com o objetivo de tentar explicar a atuação dos mastócitos nos
espécimes.
Ao compararmos as regiões superficiais e profundas dos espécimes
estudados, verificamos que tanto o fibroma de células gigantes quanto a
hiperplasia fibrosa exibiram as maiores quantidades de mastócitos na região
superficial, enquanto que na mucosa oral normal verificamos exatamente o
contrário, uma quantidade de mastócitos maior na camada profunda do tecido
conjuntivo.
No fibroma de células gigantes poderíamos mais uma vez sugerir, que essa
maior quantidade de mastócitos presente na região superficial do tecido
conjuntivo, seja reflexo da relação célula-célula entre fibroblastos gigantes e
mastócitos, no entanto no que diz respeito a hiperplasia fibrosa verificamos que as
maiores concentrações de mastócitos guardam relação com a presença de um
maior infiltrado inflamatório nesta região, já a mucosa oral normal apresentou
maior quantidade de mastócitos exatamente na porção profunda do conjuntivo por
se tratar da localização habitual de mastócitos em tecidos normais.
Os mastócitos como residentes normais do tecido conjuntivo são capazes de
secretar numerosos mediadores inflamatórios que respondem frente a uma
agressão tecidual e ainda pode estar implicado em processos fibróticos através da
liberação de potentes mediadores fibrogênicos.
No que diz respeito a relação entre mastócitos e fibrose Berton et al (2000)
verificaram em seus estudos que mesmo quantidades pequenas de mastócitos,
podem ser capazes de modular muitas atividades dos fibroblastos sediados na
matriz de colágeno.
Os mastócitos através de seus mediadores químicos como a triptase, a
carboxipeptidase A e a prostaglandina D2, são reponsáveis por aumentar a
proliferação fibroblástica e a síntese de colágeno (GARBUZENKO et al, 2002).
Kondo et al (2001) acrescentam que os mastócitos são a maior fonte de fator
de crescimento fibroblástico na inflamação crônica, fator este que é mitogênico
para uma grande variedade de tipos celulares, incluindo fibroblastos, células do
músculo liso e células endoteliais, desempenhando importante papel na
cicatrização de feridas e na fibrose.
Albrecht et al (2005) referem que os mastócitos influenciam a ação dos
fibroblastos envolvidos em processo de remodelação tecidual. A proliferação dos
fibroblastos é uma característica na reorganização do tecido conjuntivo,
cicatrização de feridas e fibrose. Fato este comprovado anteriormente por Riekki
et al (2004) que confirmaram que o papel dos mastócitos em tecidos submetidos a
ação da radioterapia, sugeria um aumento na síntese de colágeno e indução de
fibrose.
Akers et al (2000); Frungieri et al (2002); Levi-Schafer, Piliponsky (2003);
Asano-Kato et al (2005); Matsushima et al (2006) concordam que a triptase
presente nos mastócitos é responsável por estimular a proliferação dos
fibroblastos, conseqüentemente fibrose e, este estímulo se dá via receptor de
ativação de protease o PAR-2.
Em nossos achados, verificamos que, quando analisada a quantidade total de
mastócitos em áreas de fibrose nos espécimes estudados (p<0,001), encontramos a
maior quantidade de mastócitos presente nas hiperplasias fibrosas, seguido pelo
fibroma de células gigantes e a menor quantidade presente em áreas de maior
colagenização da mucosa oral normal.
Estes achados guardam forte correlação com a literatura pertinente, visto
que tanto o fibroma de células gigantes quanto a hiperplasia fibrosa exibiram
maior quantidade de mastócitos nas áreas de fibrose, o mesmo não foi visto em
áreas mais colagenizadas da mucosa oral normal e esta mesma relação foi
constatada para os mastócitos degranulados e não degranulados. Verificamos que
a quantidade de mastócitos degranulados foi superior nas hiperplasias fibrosas,
entretanto esta quantidade de degranulados foi similar a encontrada nos fibromas
de células gigantes em áreas de fibrose, sugerindo desta forma que, os mastócitos
em fibromas de células gigantes apesar da menor quantidade total estejam
ativados em sua maioria nas áreas de fibrose, se considerarmos que a quantidade
de degranulados esteja relacionada com mastócitos ativos.
Nas hiperplasias fibrosas, uma exuberante quantidade de mastócitos não
degranulados foi verificada.
Em mucosa oral normal quando comparadas as quantidades de mastócitos
degranulados e não degranulados constatamos uma maior quantidade de
mastócitos não degranulados.
No tocante a possível relação entre mastócitos e angiogênese, vários autores
são consonantes ao afirmar que os mastócitos estão implicados no processo
normal e patológico de angiogênese, tanto nas doenças inflamatórias como nos
tumores, onde muitas vezes os mastócitos são capazes de modular as funções das
células endoteliais, e estimular outras células que facilitam a angiogênese como
fibroblastos, células epiteliais e macrófagos que atuam de forma a secretar
proteases angiogênicas e citocinas (IAMAROON et al, 2003; RIBATTI et al,
2003; NORRBY, 2002; ; CH’NG et al, 2006; RIBATTI et al, 2007).
Em nossos achados, verificamos a presença de mastócitos em localização
perivascular e sendo estes evidenciados em maior quantidade, nas hiperplasias
fibrosas e a menor quantidade nos casos de fibromas de células gigantes.
Apesar destes resultados, constatamos que na maioria dos casos estas
células não se apresentavam degranuladas, enquanto mais uma vez, a menor
quantidade de não degranulados foi encontrada nos fibromas de células gigantes.
Não sendo verificada diferença estatisticamente significativa, com relação
ao número de mastócitos degranulados presentes na localização perivascular entre
os espécimes analisados.
Quando analisamos a presença de mastócitos em localização perivascular na
região superficial do tecido conjuntivo nos casos analisados, verificamos a mesma
relação, onde a maior quantidade geral de mastócitos e de não degranulados, está
presente nas hiperplasias fibrosas, e mais uma vez constata-se que as menores
densidades de mastócitos foram encontradas nos fibromas de células gigantes.
Nas regiões profundas do tecido conjuntivo dos espécimes analisados,
verificou-se a mesma relação no que diz respeito a quantidade de mastócitos total
e a quantidade de mastócitos degranulados e não degranulados, descrita no
parágrafo anterior.
Mediante os resultados encontrados, verificamos que a hiperplasia fibrosa
detêm, as maiores quantidades de mastócitos na localização perivascular, isso
pode ser explicado por se tratar de uma condição inflamatória e, esses mastócitos
posicionados nesta localização poderiam atuar na vasodilatação e em segundo
plano atuar na angiogênese.
Na mucosa oral, o número de mastócitos verificados perivascularmente,
seria considerado normal, pois é a localização em que os mastócitos são
comumente encontrados em tecidos normais.
Já a menor quantidade de mastócitos na localização perivascular, em
fibromas de células gigantes, poderia ser explicada por uma menor quantidade de
vasos presentes nesta neoplasia e, portanto menor quantidade de mastócitos, nesta
localização.
Sabemos que os mastócitos desempenham um papel importante em doenças
fibroproliferativas, liberando mediadores importantes, sendo a triptase o principal
deles e, que a relação entre mastócitos e fibroblastos ocorre graças ao receptor
PAR-2, parece plausível considerar que os mastócitos atuem sobre estes tipos
celulares, por vezes estimulando a proliferação fibroblástica.
No que diz respeito a existência de uma relação de proximidade entre
mastócitos e células gigantes multinucleadas, assim como, entre mastócitos e
fibroblastos, vários autores são consonantes ao afirmar que esta relação é vista em
várias lesões em diversas regiões do nosso organismo (AKERS et al, 2000;
RAMOS et al, 2002; LEVI-SCHAFER, PILIPONSKY, 2003; RIEKKI et al,
2004; SOUZA et al , 2004).
Outros autores acrescentam que esta relação entre fibroblastos e mastócitos,
se dá as expensas de junções intercelulares tipo gap (MOYERS, SAGGERS,
EHRLICH, 2004).
Sabendo que a presença de fibroblastos gigantes é característica, mas não
exclusiva dos fibromas de células gigantes que, exibem estes tipos celulares em
maior quantidade, analisamos também a presença dos fibroblastos gigantes nos
espécimes de hiperplasia fibrosa, visto que esta última, pode também exibir este
tipo celular. Desta forma realizou-se a contagem dos fibroblastos gigantes, onde
constatou-se que a quantidade desses elementos celulares foi de 1979 nos
fibromas de células gigantes, já nos casos de hiperplasia fibrosa, notamos apenas a
presença de fibroblastos gigantes, dispostos escassamente na região superficial do
conjuntivo em 20% dos casos analisados.
Baseados no que refere a literatura, no presente estudo analisamos a
possível relação entre mastócitos e fibroblastos gigantes, e concordamos com os
relatos dos diversos autores, pois encontramos esta relação de proximidade do
fibroblasto gigante, quer seja através do contato morfológico (célula-célula) ou
através do contato com o “halo de triptase” que circunda o mastócito degranulado.
Do total de 1979 fibroblastos gigantes encontrados nos casos de fibroma de
células gigantes, 1180 apresentavam relação com mastócitos, ou seja, cerca de
59,62%.
Um outro fato evidenciado foi que marcadamente na proximidade dos
mastócitos, os fibroblastos gigantes se apresentavam em sua maioria bi ou
multinucleados, sugerindo que a triptase presente nos mastócitos, poderiam ter
influência sobre o desenvolvimento desses fibroblastos, já que existe essa
comunicação com os mastócitos, através do receptor PAR-2 para a triptase na
superfície dos fibroblastos.
Kondo et al (2001) relatam que a triptase presente nos mastócitos não tem
somente um potencial mitogênico, mas também estimulador da síntese de
proteínas da matriz extra-celular dos fibroblastos.
A observação de que a maior relação dos mastócitos esteve presente com
células bi e multinucleada, entra em concordância com o descreve Yavuz et al
(2001) que encontrou no leiomioma atípico uterino, uma proximidade entre
mastócitos e células bizarras multinucleadas. Possivelmente os mastócitos chegam
a esta área de células multinucleadas devido a produção de fatores quimiotáticos
produzidos por estas células bizarras.
Esta mesma relação entre fibroblastos gigantes e mastócitos não foi
evidenciada nos casos de hiperplasias fibrosas.
Analisando a morfologia mastocitária, verificamos que os tipos de
mastócitos encontrados foram, o oval, o arredondado e o fusiforme. Sendo o oval
o tipo mais freqüente, o arredondado presente em posição intermediária e o
fusiforme, o menos freqüente nos espécimes de fibroma de células gigantes,
hiperplasia fibrosa e mucosa oral normal, por nós estudados.
Apenas na região superficial do conjuntivo nos casos de hiperplasias
fibrosas é que houve um maior percentual de células arredondadas, fato este que
não se repetiu nas demais localizações do conjuntivo quer seja na região
superficial, profunda, áreas de fibrose e na localização perivascular.
Um outro fato que merece ressaltar é quando da avaliação da relação entre
fibroblasto gigante e mastócitos o tipo mais freqüente de mastócito presente foi o
oval, correspondendo a 60,6%.
Já o tipo fusiforme, o menos encontrado, obteve os maiores percentuais em
localização perivascular.
CONCLUSÕES
7. CONCLUSÕES
Diante dos nossos resultados, podemos concluir que: 1- A triptase foi expressa em todos os espécimes estudados,
destacando-se os mastócitos presentes no tecido conjuntivo, os
quais se distribuíam tanto na porção superficial quanto na porção
profunda, localizados predominantemente nas áreas de fibrose, em
proximidade com fibroblastos gigantes e presente em localização
perivascular.
2- Houve um maior número de mastócitos nos casos de hiperplasias
fibrosas, sendo verificada a menor densidade mastocitária nos
casos de fibromas de células gigantes, embora a quantidade de
mastócitos degranulados praticamente não tenha variado entre
essas duas lesões, o que demonstra que a diminuição no número de
mastócitos se deu às expensas dos mastócitos não degranulados.
3- Evidenciou-se uma relação entre mastócitos e fibroblastos
gigantes predominantemente dos tipos bi e multinucleados,
presentes nos fibromas de células gigantes.
4- Verificou-se forte relação dos mastócitos com áreas de fibrose nos
casos de fibromas de células gigantes e de hiperplasia fibrosa,
assim como em áreas de maior deposição colagênica nos
espécimes de mucosa oral normal.
5- Constatou-se uma menor quantidade de mastócitos dispostos em
localização perivascular em fibroma de células gigantes,
possivelmente devido a uma menor vascularização destas lesões,
quando comparado aos casos de hiperplasia fibrosa e mucosa oral
normal.
REFERÊNCIAS BIBLIOGRÁFICAS
8. REFERÊNCIAS BIBLIOGRÁFICAS *
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ANEXOS
11. ANEXOS
ANEXO 1 Lâmina Nº _____________ Diagnóstico Histopatológico:____________________ Anticorpo utilizado: TRIPTASE
Análise Qualitativa da Imuno-expressão
EPITÉLIO Camadas Mastócitos Ordem Presença de Mastócitos Degranulados Superficial
Espinhosa
Basal
CONJUNTIVO
Mastócitos Ordem Mastócitos degranulados
Proximidade a Estruturas
Região Superficial
( ) Justoepitelial ( ) Fibroblastos Gigantes ( ) Vasos Sanguíneos ( ) Fibrose
Região Profunda
( ) Vasos Sanguíneos ( ) Fibrose
Legendas: Mastócitos: Presente (X) Ausente (0) Ordem da quantidade de mastócitos nas camadas epiteliais e conjuntivo: 1º , 2º, 3º Presença de Mastócitos degranulados: Presente (X) Ausente (0)
ANEXO 2
Lâmina Nº _____________ Diagnóstico Histopatológico:____________________ Anticorpo utilizado: TRIPTASE
Análise Quantitativa da Imuno-expressão Epitélio
Camadas Epiteliais
Nº de Mastócitos degranulados
Nº de Mastócitos não degranulados
C1 C2 C3 C1 C2 C3 Superficial
Região para-basal e basal
Conjuntivo
Regiões do Conjuntivo
Nº de Mastócitos degranulados
Nº de Mastócitos não degranulados
C1 C2 C3 C1 C2 C3
Região Superficial
Região Profunda
ANEXO 3
Análise Quantitativa dos Mastócitos por Áreas de Maior Densidade no Tecido Conjuntivo
Nº ___________ Espécime___________________
Campo 1 Campo 2 Campo 3 Campo 4 Campo 5
Fibroblastos Gigantes
Degranulados: Não-degranulados: Total:
Degranulados: Não-degranulados: Total:
Degranulados: Não-degranulados: Total:
Degranulados: Não-degranulados: Total:
Degranulados: Não-degranulados: Total:
Vasos Sanguíneos
Degranulados: Não-degranulados: Total:
Degranulados: Não-degranulados: Total:
Degranulados: Não-degranulados: Total:
Degranulados: Não-degranulados: Total:
Degranulados: Não-degranulados: Total:
Fibrose Degranulados: Não-degranulados: Total:
Degranulados: Não-degranulados: Total:
Degranulados: Não-degranulados: Total:
Degranulados: Não-degranulados: Total:
Degranulados: Não-degranulados: Total:
