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Manual de coleta e envio de amostras

1. Apresentação

Este Manual tem por finalidade se adequar às exigências do Programa de Qualidade Interna e às Normas de Biossegurança, procurando de forma prática sistematizar as orientações para coleta, preparo e transporte de material biológico. Se as orientações aqui apresentadas forem bem observadas, as circunstâncias para as análises serão mais favoráveis, pois, para que o laboratório possa oferecer resultados confiáveis, não basta que as técnicas sejam executadas de forma correta, é necessário que se receba uma boa amostra. Entende-se como boa amostra àquela obtida em quantidade suficiente, em recipiente adequado, bem identificado e corretamente transportado.

2. Envio das Amostras

2.1 Endereço para envio:

VIDAVET – Laboratório de Análises Veterinária

Rua: Prudente de Moraes, 677 – Centro CEP: 18602-060 – Botucatu – SP Fone: (14) 38145530 e-mail: labvidavet@hotmail.com

O material coletado e conservado adequadamente torna-se de grande valor, proporcionando informações importantes para o clínico chegar a um diagnóstico. Uma

coleta inadequada implica em custos, perda de tempo, gerando uma interpretação incompleta ou incorreta dos resultados.

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3. Acondicionamento para envio

3.1 Para transporte a curta distância

Para transporte rápido, de curta distância, os tubos ou potes com amostras (geralmente sangue total, soro, plasma, urina, leite e outros) podem vir em estantes e transportados em caixas térmicas, sempre contendo gelo reciclável. IMPORTANTE: As amostras de leite devem ser previamente congeladas antes do envio.

3.2 Para transporte a longa distância

Quando as amostras de sangue total, soro, plasma e outras similares são procedentes de locais mais distantes, o VIDAVET sugere o seguinte procedimento:

Os tubos ou potes com amostras congeladas devem ser identificados com caneta permanente, para evitar que a identificação saia em contato com o gelo;

Verificar se os frascos estão tampados corretamente para evitar vazamentos e perda do material;

Colocar o(s) tubos(s) com a(s) amostra(s), devidamente identificado(s) e etiquetado(s),em um saco plástico e fechar;

Acomodar dentro de uma caixa térmica, o saco com os tubos ou potes, de forma que fiquem firmes;

Colocar o gelo reciclável, em quantidade suficiente (previamente congelado) dentro da caixa;

Colocar papel amassado ou plástico bolha por cima, de maneira que as amostras e o gelo não se batam;

Colocar as Fichas de Cadastro e Solicitação de exames correspondentes, devidamente preenchidas, dentro de um saco plástico;

Vedar bem o saco e fixá-lo na parte interna da tampa da caixa térmica;

Fechar e vedar bem a caixa;

Identificar a parte externa da caixa com destinatário e remetente;

Enviar ao laboratório;

IMPORTANTE: Enviar o material de preferência de segunda ou terça feira, garantindo a

chegada ao laboratório em tempo adequado. Fique atento aos feriados e não envie amostras próximo a essas datas.

As amostras de leite devem ser previamente congeladas antes do envio.

Identifique os sacos de amostras que contém lotes diferentes.

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4. Tipos de frascos utilizados para coleta

4.1 Tubo simples, tampa VERMELHA (soro): tubo sem anticoagulante, com capacidade entre

5 e 10mL. Após colher o sangue aguarde retração do coágulo em temperatura ambiente.

4.2 Tubo com heparina, tampa VERDE (plasma): Este tubo contem heparina e é utilizado

para coleta de alguns exames específicos como o chumbo.

4.3 Tubo com EDTA, tampa ROXA (plasma): EDTA é o anticoagulante de eleição para realização

do hemograma, pois preserva as células e suas características. A contagem de elementos figurados pode ser feita até 24 horas após a coleta. A morfologia sangüínea permanece íntegra por até 6 horas, mas é

preferível a realização de esfregaço em lâmina.

4.4 Tubo com citrato, tampa AZUL (plasma): tubo com marca de nível em 4 mL, indicado para

testes de coagulação (Fibrinogênio, TTPA (Tempo de Tromboplastina Parcial Ativada), TAP (Tempo de Atividade da Protrombina) e estudo das plaquetas (Fator de Von Willebrand).

4.5 Tubo com fluoreto, tampa CINZA (plasma): indicado para determinação da glicose

(permanece estável por até 6 horas).

5. Bioquímica, Imunologia e Hormônios

5.1 – Apresentação

Através dos exames de bioquímica é possível analisar substâncias específicas de determinado sistema do organismo, informando parâmetros das funções renais, hepáticas, pancreáticas, cardíacas e outros. O Vidavet dispõe de equipamentos que proporcionam realizar vários exames com uma quantidade pequena

de soro, facilitando o diagnóstico clínico em animais de pequeno e grande porte.

Elisa Fotômetro de chama/ Cobas Mira

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5.2 - Obtenção de soro

Coletar uma amostra sanguínea em tubo sem anticoagulante;

Aguardar a retração em temperatura ambiente sem fazer movimentos bruscos;

Centrifugar (dentro de 1 hora após a coleta) a 2.000 a 3.000 rpm, por 10 min.;

Usando uma pipeta ou seringa (nova), remover cuidadosamente a camada de soro;

Transferir o plasma para um tubo devidamente identificado com o nome ou número do animal;

Refrigerar ou congelar, conforme apropriado.

5.3 - Obtenção de amostras plasmáticas

Coletar uma amostra sanguínea em tubo contendo anticoagulante apropriado;

Homogeneizar o recipiente com movimentos suaves de inversão por 10 x;

Centrifugar (dentro de 1 hora após a coleta) a 2.000 a 3.000 rpm, por 10 min.;

Usando uma pipeta ou seringa (nova), remover cuidadosamente a camada de plasma;

Transferir o plasma para um tubo devidamente identificado com o nome ou número do animal;

Refrigerar ou congelar, conforme apropriado.

5.4 - Como utilizar a centrífuga

Colocar os tubos com o sangue nas “caçapas” da centrífuga, tomando o cuidado de equilibrá-los;

Fechar a tampa da centrífuga, marcar 2000 a 3000 rpm e ligar por 10 minutos;

Não abrir a tampa da centrífuga antes de parar totalmente de rodar e nem tentar parar com a mão ou instrumentos. Recomenda-se não abrir a centrífuga imediatamente após parar, devido à formação de aerossóis que podem ser infectantes, por isto, deve-se esperar alguns minutos para que as partículas sedimentem;

Retirar os tubos das caçapas com auxílio de uma pinça e colocar em estante própria;

5.5 – Dicas importantes

5.5.1 – Cuidados antes da coleta

Jejum de 12 horas para triglicérides e colesterol;

Jejum de 8 horas para glicemia e dosagens hormonais;

Jejum para outros exames: mínimo de 4 horas;

A ingestão de alimentos produz aumento de glicose, fosfato, fosfatase alcalina e lipídios (colesterol, triglicérides);

Exercícios físicos aumentam a glicose, ácido lático, proteínas, AST e CPK;

Situações de estresse produzem leucocitose, linfopenia, eosinopenia e diminuição do ferro sérico. E ainda sofrem interferências: cortisol, hormônio do crescimento, prolactina e glicose;

Para colheita de sangue para dosagem de cortisol, respeita-se o ritmo nictemeral, isto é, realizar colheitas as 8h e 16h;

Drogas interferem nos exames. É conveniente evitar a administração de medicamentos 24 horas antes da retirada de sangue e 48 horas antes da colheita de urina;

Não utilizar o mesmo acesso do soro para colheita do sangue.

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5.5.2 – Verificar o aspecto da amostra

O soro ou plasma deve estar livre de resíduos de hemácias. Se o soro estiver fortemente hemolisado ou lipêmico, nova coleta deve ser providenciada. Toda amostra deve vir identificada com etiqueta autocolante, em letra legível , contendo nome do animal.

Hemólise: principal fonte de erro Normal/ lipêmica Identificação da amostra

6. Hematologia

6.1 – Apresentação

O hemograma é realizado na amostra de sangue com anticoagulante (EDTA). O volume de sangue de 3 a 5 mL é suficiente para a avaliação hematológica. Deve-se retirar a agulha antes de colocar o sangue no tubo e deixar escorrer pela parede do tubo, para evitar hemólise. O sangue deve ser homogeneizado (durante 30 segundos) com o anticoagulante, suavemente, para evitar a coagulação. A presença de coágulos na amostra prejudica as contagens de células e plaquetas.

Para evitar hemólise das amostras tome cuidado com: 1. Vácuo violento (se utilizar sistema à vácuo, lembre-se sempre de tirar o

vácuo restante no tubo abrindo a tampa após a coleta); 2. Agulhas de calibre muito fino; 3. Material úmido com água ou álcool; 4. Material sujo ou contaminado; 5. Agitação brusca da amostra; 6. Choque térmico; 7. Manipulação brusca antes de formar coágulo; 8. Stress do animal.

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6.2 - Formas de envio Os exames hematológicos devem chegar ao laboratório o mais rápido possível, pois as células sanguíneas sofrem degeneração dificultando a avaliação diferencial e contagem de plaquetas.

Enviar por Sedex:

Procure utilizar tubos de plástico com EDTA, pois os tubos de vidro podem quebrar;

Identifique corretamente o tubo;

Coloque o tubo em caixa de isopor com gelo reciclável envolvido em papel (não coloque o tubo em contato direto com o gelo, pois pode provocar hemólise);

Os exames hematológicos devem sempre vir acompanhados de 2 esfregaços de sangue para realização da contagem diferencial das células e confirmação de plaquetas;

O VHS (Velocidade de hemossedimentação) só é possível ser realizado em até 1 hora após a coleta, o que impossibilita seu envio pelo correio.

6.3 - Dicas para coleta do Hemograma

6.4 - Confecção do esfregaço

Manter a lâmina horizontalmente;

Colocar pequena gota de sangue no lado direito da lâmina;

Encostar obliquamente outra lâmina a 45º de modo que o ângulo entre as duas lâminas fique cheio de sangue;

Com um só movimento, rápido e firme, sem separar uma lâmina da outra e mantendo o mesmo ângulo, distender o sangue empurrando a lâmina da mão direita contra a lâmina horizontal;

Secar rapidamente ao ar, agitando a lâmina;

Fixar com Metanol 100%, durante 5 minutos e enviar ao laboratório.

Dicas para coleta do hemograma

Material de coleta: sangue total com EDTA (tubos de tampa roxa). Após a coleta procede-se a homogeneização por inversão e suave para evitar hemólise;

O garrote não deve ser prolongado a fim de evitar aglomeração plaquetária;

Verificar presença de coágulos na amostra, pois sua presença torna impossível a realização do hemograma;

Se o tubo utilizado não contém vácuo, sempre abra a tampa e coloque o sangue. Não perfure a tampa. Muitos tubos não contêm vácuo e a pressão exercida pelas seringas com agulha ao introduzir o sangue geralmente ocasiona hemólise da amostra.

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7. Urinálises

7.1 – Apresentação

A urinálise é constituída por exames laboratoriais que avaliam as propriedades físicas e químicas da urina e o exame do sedimento urinário.

7.2 – Formas de envio

Os frascos para colheita de urina devem ser estéreis (caso necessite cultura bacteriológica), com boca larga e tampa de rosca. A amostra deve ser mantida sob refrigeração (2-8o C) e protegida da luz até a análise. A quantidade mínima de urina para exame é de 10 mL. A primeira amostra de urina da manhã é a mais indicada, devido à menor influência da alimentação e maior quantidade de elementos de

significado diagnóstico.

7.3 – Cuidados com a amostra de urina 7.4 – Como coletar

Pequenos Animais:

micção espontânea (desprezar os primeiros jatos, ideal = jato médio), caso utilize este tipo de coleta, cuidado com a contaminação do ambiente, evite coletar a urina do chão pois podem conter resíduos de sujeira e interferir no resultado;

cateterismo (diminui a contaminação externa). Utiliza uma sonda uretral, adequando-se o número da sonda de acordo com o tamanho do animal;

cistocentese. Método mais recomendado, mais indicado quando se quer fazer cultura bacteriana, a coleta é realizada de modo asséptico, deve-se fazer antissepsia no paciente, usando seringas e agulhas descartáveis faz-se uma punção de preferência na linha alba e coleta a urina diretamente da vesícula urinária.

Grandes Animais: micção espontânea;

massagem com água morna na região do períneo, próxima á vulva ou prepúcio;

cateterismo.

IMPORTANTE A amostra de urina deve ser encaminhada o mais rápido possível para o laboratório,

devido a possibilidade de alterações químicas, físicas e de sedimento;

A demora na realização do exame facilita a multiplicação bacteriana com produção de amônia, alcalinização do pH e dissolução de cilindros eventualmente presentes;

E em casos de glicosúria, poderá ocorrer diminuição da glicose devido sua utilização pelas bactérias presentes;

A amostra deve ser mantida longe da luz solar direta, pois os pigmentos biliares são instáveis a sua ação.

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8. Microbiologia

8.1- Apresentação

As amostras para exames microbiológicos devem ser obtidas preferencialmente antes da terapia com antibióticos e em quantidade suficiente. Caso o animal esteja em tratamento com antibióticos, aguarde 15 dias após o termino para realizar a coleta do material.

8.2 – Formas de coleta

8.2.1 – Mastite

Um dos exames comumente realizado no Laboratório é o diagnóstico da mastite bovina, que consiste na inflamação da glândula mamária, doença que diminui a produtividade do rebanho e torna o leite impróprio para o consumo. Outro exame realizado é a análise de tanque que funciona como ferramenta de monitoramento da qualidade do leite do rebanho.

Cuidados na coleta de amostras de leite

Amostras de leite devem ser coletadas antes da aplicação de medicamentos ou 15 dias após o término do tratamento, em frasco estéril de boca larga e tampa de rosca. Os cuidados com a coleta são importantes para evitar a contaminação das amostras com fezes ou bactérias de outros locais. .

IMPORTANTE: As orientações de transporte das amostras estão descritas no item 3 deste manual

Coleta de amostra individual de leite

Lavar e desinfetar as mãos e utilizar luvas para colher o leite;

Limpar os tetos sujos com toalha de papel (só utilizar água em casos extremos de sujeira);

Realizar o pré–dipping com solução desinfetante e deixar agir por 30 segundos;

Secar os tetos com toalha de papel;

Desinfetar a ponta dos tetos com algodão embebido em álcool 70%;

Desprezar os três primeiros jatos;

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Abrir o frasco de forma que a tampa fique protegida e que não haja contaminação nem no frasco nem na tampa;

Colher o leite mantendo o frasco na posição horizontal (não encher o frasco completamente).

Ordem de Colheita: colher por primeiro os tetos próximos e depois os tetos distantes.

Congelar a amostra antes de enviá-la.

Coleta de amostra de leite conjunto – TANQUE

A - Colheita com concha

O tanque deve estar em agitação por um período mínimo de 15 minutos antes da colheita;

Flambar e esfriar a concha;

Colher da superfície em movimentos verticais;

Utilizar frascos estéreis

Colher 5 (cinco) amostras do mesmo tanque em dias consecutivos, em frascos estéreis individuais.

Congelar as amostras antes de enviá-las.

B - Colheita com tubo á vácuo ou seringa

Identificar o frasco vedando bem a etiqueta com fita adesiva para que não molhe ou solte;

Os tubos á vácuo não devem conter ativador de coagulo;

O frasco é estéril, portanto só deverá ser aberto no momento da colheita;

Antes de colher, proceda a homogeneização do leite que se encontra no tanque, conforme citado acima;

Lavar e secar as mãos antes de colher o leite;

Com auxílio de uma seringa de 20 ml estéril, colha o leite e despeje no frasco, tomando cuidado para não encostar a seringa na mão e na boca do frasco;

Feche bem a tampa do frasco e congele o leite colhido, mantendo o frasco sempre em pé.

Envie as amostras congeladas, em caixas isotérmicas apropriadas com gelo reciclável certificando-se que

os frascos não fiquem soltos dentro da caixa.

Coleta de amostra de ÁGUA utilizada em processos de ordenha

As amostras de água para análise microbiológica diferencial são colhidas em frascos esterilizados, de vidro ou plástico com 50 ml à 1000 ml de capacidade.

A - Colheita de uma amostra de água em sistemas de distribuição com torneira ou poços com sistema elevatório

Descrição do procedimento:

1 - Deixar correr a água da torneira durante 5 minutos no mínimo;

2 - Fechar a torneira e proceder à sua esterilização por flamejamento;

3 - Abrir a torneira e deixar correr fortemente a água durante 3 – 5 min;

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4 - Regularizar a saída da água;

5 - Destapar rapidamente o frasco, incliná-lo ligeiramente para evitar a contaminação com poeiras do ambiente e enchê-lo até 2/3 do seu volume (para permitir uma homogeneização adequada);

6 - Tapar imediatamente o frasco. Nota: No caso de poços que tenham estado parados é conveniente deixar correr a água durante pelo menos 15 minutos antes de efetuar a colheita, caso contrário a água recolhida será apenas a superficial, não representativa.

B - Colheita de uma amostra de água em poço, rios, ribeiros ou lagos:

1 - Evitar o contacto do bocal do frasco com as mãos ou com terra/areia eventualmente existente no local da colheita;

2 - Fazer a colheita, mergulhando o frasco na água do poço ou no curso de água, com a maior rapidez possível.

3- Evitar colher água da superfície, a qual contém, por vezes, quantidade apreciável de produtos de origem vegetal em decomposição.

Informações Suplementares: NOTA: Uma só análise com resultados negativos não significa que a água seja permanentemente própria, pois, por serem frequentes as contaminações intermitentes, a análise com tais resultados apenas se pode considerar completa quando REPETIDA. ENVIAR AS AMOSTRAS DE ÁGUA REFRIGERADA- NUNCA CONGELADA

Coleta de amostra de AREIA (CAMA)

Estudo de potenciais focos de risco presentes na areia, cujo contato direto com o homem/ animal pode constituir veículo de contágio de doenças. A - Procedimentos/Instruções de colheitas e transporte de amostras de areia:

Os pontos devem distar 20 a 50 m aproximadamente, em cada um dos quais se procede à colheita de uma pequena porção de areia (uma mão cheia) e se mistura no saco que constitui uma amostra composta, representativa da área em estudo. A colheita realiza-se em cada ponto a uma profundidade entre 5 e 15 cm, utilizando para o efeito, luvas estéreis e um saco esterilizado (ou nunca usado) únicos para cada lote. Recolhem-se as amostras dos 3 pontos equidistantes no mesmo saco. Identifica-se o saco com o nome, data e hora da colheita, conserva-se sob refrigeração e entrega-se no laboratório sempre sob refrigeração (inclusive durante transporte, em caixa isotérmica).

8.2.2 – Hemocultura

Realizar tricotomia, antissepsia de pele, deixar secar. Atenção para não palpar novamente a pele sobre a veia a ser puncionada. Se a coleta não for feita à vácuo proceder à desinfecção da tampa do frasco antes da inoculação de pelo menos 2 ml de sangue. Informar ao laboratório a suspeita diagnóstica. Os frascos para hemocultura devem ser solicitados ao laboratório antes da coleta.

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8.2.3 – Urinocultura ( coletor universal)

Colher amostra de urina preferencialmente com sonda ou por cistocentese (mais recomendado). Acondicionar em recipiente apropriado. Amostra tem que ser coletada de maneira asséptica. Refrigerar imediatamente (2°-8°C). Obs.: Para se fazer análise bacteriologia é importante que não haja nenhuma contaminação da amostra.

Nunca colher com swab, pois inviabiliza a contagem de colônias.

8.2.4 – Fezes recente para cultura

Colher amostra de fezes frescas, não expostas ao sol. O ideal é coletar diretamente do reto, caso não seja possível, coleta-se da porção que não entrou em contato com o solo. A amostra deve ser coletada em

recipiente apropriado e levada ao laboratório o mais rápido possível. COLETA DAS FEZES DIRETA DO RETO

Utilizar o swab com meio de transporte Cary-Blair;

Introduzir a extremidade do swab (2 cm) na ampola retal do animal, comprimindo-o, em movimentos rotatórios suaves, por toda a extensão da ampola retal;

Colocar em meio Cary-Blair e encaminhá-la, se possível, em até 48 horas. Acima desse tempo, sob refrigeração, em até 7 dias.

Swab para coleta

COLETAS DAS FEZES COM SWAB

O swab fecal se diferencia do swab retal porque a ponta do swab é introduzida diretamente no frasco coletor contendo as fezes do animal (este frasco deve ser limpo e não deve conter conservantes como o formol);

O procedimento deve ser feito até 2 horas após a coleta no frasco, pois, passado esse período, as bactérias da flora intestinal podem destruir as bactérias patogênicas causadoras da síndrome gastrointestinal;

O swab deve ser acondicionado em meio Cary-Blair e encaminhá-lo, se possível, em até 48 horas. Acima deste tempo, sob refrigeração, em até 7 dias.

8.2.5 – Pesquisa de Rotavirus

Colher em torno de 5 gramas de fezes in natura e acondicionar a amostra em um frasco coletor de fezes sem formol, com tampa de rosca. É importante que o frasco seja identificado com nome completo do animal e seja acondicionado em saco plástico;

Conservar em geladeira por até 1 dias; após esse tempo conservar em freezer (CONGELADO);

O swab retal só é indicado em caso de óbitos.

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Importante: As fezes devem ser coletadas antes da administração de antibióticos ao animal. Evitar coletar amostras fecais contidas na superfície de camas ou no chão.

8.2.6 – Direto da lesão

Lesões profundas: realizar rigorosa antissepsia da região externa e puncionar com seringa e agulha.

Fístulas e abcessos abertos: realizar rigorosa antissepsia da região externa e espremer o material da profundidade, colhendo a secreção com "swab" ou seringa.

Ouvidos: realizar rigorosa antissepsia da região externa e colher com "swab".

Vagina/Útero: realizar rigorosa antissepsia da região externa e colher com "swab". Coletas de fundo de vagina, colo ou útero somente podem ser realizadas pelo Médico Veterinário.

8.2.7 Víceras

As vísceras devem ser coletadas de preferência em vidros individualizados para evitar contaminação cruzada. As vísceras devem ser remetidas refrigeradas para o exame microbiológico. Porções de órgãos são mais apropriadas para o exame bacteriológico do que swabs dos mesmos.

9 - Micologia 9.1 – Apresentação

A microscopia direta pode revelar a presença de hifas (nos pêlos, escamas e unhas) e artroconídios (somente nos pêlos), lembrando que somente a presença destes é diagnóstico de dermatofitose. O diagnóstico definitivo da dermatofitose é a cultura fúngica, pois possibilita a identificação do gênero e espécie do fungo. O resultado da cultura micológica pode ser obtido normalmente entre 10 a 30 dias.

Malassezia Pachydermatis /Microsporum canis

9.2 – Como coletar

É importante observar que a coleta para o exame micológico é diferente da coleta realizada para o exame parasitológico de pele.

Para colheita de material de pele em animais de pêlos longos realizar tricotomia parcial, deixando pêlos com no máximo 0,5 a 1,0 cm de comprimento;

Limpar a área com álcool 70º e arrancar pêlos com raiz e crostas nas extremidades das lesões;

Enviar a amostra ao laboratório, imediatamente após a coleta. Caso o material só possa ser entregue após 12 horas, enviar em meio de transporte apropriado contendo meio Stuart.

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O material obtido deve ser conservado em temperatura ambiente ou sob refrigeração;

Para cultura de lesões profundas, enviar a secreção em seringa ou "swab " e manter entre 2°e 8°C

9.3 – Dicas importantes A dermatofitose nos cães é causada, principalmente, por fungos dos gêneros Microsporum sp. e Trichophyton sp. É comum o isolamento de fungos saprófitas (contaminantes) como os gêneros Aspergillus sp., Alternaria sp., Penicillium sp. e Mucor sp., que não causam normalmente micoses cutâneas, portanto, a terapia antimicótica é dispensada nesses casos. A dermatofitose, embora de prevalência não muito elevada em cães, é uma importante dermatose por se tratar de uma zoonose facilmente transmissível. Portanto, diagnóstico e terapia corretos são fundamentais para o sucesso do seu tratamento e controle.

10 - Parasitologia

10.1 - Apresentação Alguns parasitas encontrados nas fezes dos animais

10.2 - Parasitológico de fezes

Devido à ovipostura intermitente realizada por alguns parasitos o ideal é fazer 3 coletas de fezes em dias alternados.

Observações importantes para coleta de fezes

Essencial que a amostra seja recente;

Colhida logo após defecação;

Preferencialmente direto do reto;

Evitar contaminação de substratos ou fezes de outros animais. Armazenamento : Em potes apropriados fornecido pelo laboratório, conservados sob refrigeração ou em caixas de isopor, mas nunca congelar. A amostra deve chegar ao laboratório em 24 horas.

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10.3 - Raspado de pele

Para pesquisa de ácaros (Demodex, Sarcoptes Notoedres...): o mais correto é fazer um raspado bem profundo tentando coletar pêlos, pele, sangue e crostas. É necessário que seja profundo, pois estes parasitos se infiltram em galerias dificultando seu achado. Os locais mais apropriados são: pescoço, cotovelos e jarretes, ventre, orelhas, ou outras áreas onde existam lesões recentes. Para pesquisa de fungos: o ideal é limpar a área com álcool 70º e arrancar pêlos com raiz e crostas nas extremidades das lesões.

Sarcoptes scabiei/ Demodex

10.4 - Pesquisa de hematozoários

O ideal é coletar sangue da ponta da orelha (1º gota de sangue), embora amostras coletadas das veias cefálica e jugular também possam apresentar resultados positivos. Em casos crônicos o exame ideal é o PCR.

Anaplasma ssp / Babesia ssp / Erlichia ssp

10.5 - Pesquisa de Tritrichomonas foetus

O lavado prepucial ou vaginal (verificar procedimentos de coleta no capitulo 12) devem ser enviados ao laboratório o mais rápido possível em temperatura ambiente . A pesquisa é realizada em microscopia direta observando os batimentos flagelares do protozoário.

Tritrichomonas foetus

11 - Coleta de Material Uterino

11.1 - Material necessário para coleta

Escova ginecológica

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11.2 - Material Uterino para Microbiologia

Para obtenção do lavado uterino, procede-se a higienização da região perineal e vulva, com água corrente e sabão neutro e secagem com papel toalha. Em um procedimento semelhante à inseminação artificial, introduz-se a sonda do tipo Foley montada com aplicador, protegida por camisa sanitária pelo canal cervical até o corpo do útero, podendo-se usar também pipeta de inseminação. Infunde-se então 60 ml de solução fisiológica de cloreto de sódio a 0,9%. A recuperação do líquido é feita realizando-se massagem uterina e aspiração com seringa (60 mL), descartável e esterilizada, acoplada porção terminal da sonda. Da quantidade total de líquido recuperado, uma alíquota de 2 ml é imediatamente transferida para tubos de ensaio identificados e esterilizados contendo cinco mililitros de Caldo de Infusão Cérebro Coração (BHI), ou embebido um swab estéril e inserido em meio de transporte (Stuart), destinados aos exames microbiológicos

11.3 - Material Uterino para Citologia

Após a obtenção do lavado uterino, procede-se a colheita do material celular endometrial, com o auxílio de uma escova ginecológica 2 descartável, de uso humano, acoplada a uma haste plástica flexível. Para evitar o contato da escova com as mucosas vaginal e cervical, a escova deve ser acomodada no interior de uma bainha francesa utilizada para inseminação artificial, protegida por camisa sanitária. Esse conjunto é introduzido pelo mesmo procedimento anteriormente descrito e, já no corpo do útero, efetua-se leve pressão através do reto, pressionando-se a parede uterina contra a escova ginecológica, ao mesmo tempo em que são feitos movimentos de rotação desta, permitindo o contato com o endométrio e a colheita de células. O material obtido deverá ser depositado em lâminas de vidro. Todos os procedimentos devem obedecer os devidos cuidados, para manter assepsia.

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12 - Coleta de Lavado Prepucial e muco cervico vaginal

12.1 – Cuidados antes da coleta

Realizar a limpeza da região prepucial ou vulvar, evitando o uso de desinfetantes que possam causar a morte dos protozoários;

Utilizar sabão neutro para o procedimento de higiene ou se a área estiver limpa, utilize apenas papel toalha;

Para evitar que o animal urine durante a coleta recomenda-se estimular a sua micção.

12.2 – Coleta de material no macho (Lavado prepucial)

Utilizar solução salina estéril a 0,85%, com temperatura de 37º;

Introduzir 50 ml de solução salina tamponada (PBS) estéril na bainha prepucial através de um equipo Realizar vigorosa massagem prepucial para obter maior número possível de protozoários;

Recolher a solução salina em frasco apropriado;

Acrescentar o meio de transporte;

O material deve seguir para o laboratório para análise dentro das 2 primeiras horas da coleta, garantindo a sobrevivência do protozoário;

Para pesquisa de Tritrichomonas recomendamos transporte a temperatura ambiente;

Para pesquisa de Campylobacter recomendamos transporte em caixa de isopor, refrigerado.

12.3 – Coleta de material na fêmea

A coleta do muco ou secreção vaginal é feita por aspiração do material utilizando pipeta de inseminação artificial, durante o cio, quando há líquidos fetais, líquido de piometra ou quando há exudato uterino e vaginal nas 48 horas após abortamento (SANTOS & AMARAL, 1974, HAFEZ et al., 1982; FERNANDES & GOMES,1992; URQUHART et al., 1996).

O muco cérvico-vaginal é coletado diretamente através de pipetas, swabs ou por lavagem da cavidade vaginal com soluções de transporte ou cultivo.

12.4 – Meios de transporte

Lactopep

Guida-Kupferberg

Líquido alantóide e amniótico de bovinos

Rieck modificado

Diamond

Manual de Coleta e Envio de Amostras Nome: VIDAVET LABORATÓRIO DE ANÁLISES VETERINÁRIA

Redigido por: Dir.Geral: Eliane Martins de Lima Paes Secco CRF 16331

Aprovado por: Resp.Tec.:Dra.Carla Gasparotto C. Vasconcelos CRMV /SP 7169

Revisto por: UGQ: Eliane Martins de Lima Paes Secco CRF 16331

UGQ: Unidade da Garantia da Qualidade