manual de analises carcinicultura

FEDERAÇÃO DA AGRICULTURA DO ESTADO DE PERNAMBUCO - FAEPE

COMISSÃO ESTADUAL DE CARCINICULTURA - COMCARCI

SERVIÇO DE APOIO ÀS MICRO E PEQUENAS EMPRESAS EM

PERNAMBUCO - SEBRAE/PE

Manual para o Monitoramento Hidrobiológico em Fazendas de Cultivo de Camarão

Elaboração

Cleudison de Siqueira Alves (biólogo) Giovanni Lemos de Mello (engenheiro de aqüicultura)

Recife

2007

2

FICHA CADASTRAL

Nome do empreendimento:

CNPJ:

Área da propriedade:

Área de viveiros:

Quantidade de viveiros:

Espécies cultivadas:

Proprietário:

Endereço:

Georeferenciamento da propriedade (GPS)

7° 36’ 22’’ Latitude sul

34° 49’ 40’’ Longitude oeste

3

APRESENTAÇÃO

Devido à necessidade de aglutinar os produtores e solucionar os entraves da

produção aqüícola de camarões, a Faepe e o Sebrae/PE vêm realizando esforços no

sentido de coordenar ações no setor privado, apoiando diversas atividades, tais como

cursos de capacitação, palestras, viagens técnicas, consultorias em fazendas e

divulgação de materiais técnicos preparados pelos consultores contratados.

O “Manual para o monitoramento hidrobiológico em fazendas de cultivo de

camarão” tem como objetivo fornecer informações básicas sobre os principais

parâmetros a serem monitorados e interpretados em aqüicultura, mais precisamente na

carcinicultura marinha, bem como documentar as análises físico-químicas e presuntivas

realizadas nas fazendas de Pernambuco ligadas à Comissão Estadual de Carcinicultura,

durante o ano 2007.

Em Pernambuco, as análises nas fazendas são realizadas por um biólogo

capacitado, com ampla experiência em análises de água e avaliações presuntivas dos

camarões de cultivo. A partir dos resultados e da interpretação desses dados, gera-se um

conjunto de informações em tempo real na fazenda, que representa uma importante

ferramenta para a avaliação da situação do cultivo em cada viveiro.

Na prática, ao final das análises, o consultor disponibiliza um relatório para o

produtor, preenchendo uma planilha deste manual, com uma síntese dos resultados

encontrados, dos possíveis problemas detectados e das sugestões de manejo para

solucionar eventuais alterações.

À medida que o trabalho for se desenvolvendo, ao longo do ano, o manual se

enriquecerá de informações e passará a ser um banco de dados importante para a

fazenda e para os órgãos ambientais e fiscalizadores.

4

AGRADECIMENTOS

Agradecemos à empresa Alfakit, pelo apoio às análises físico-químicas de água

e solo, realizadas em Pernambuco, e pelo fornecimento de material de laboratório,

durante o ano 2006 e início de 2007.

Agradecemos à equipe da Agência Estadual de Meio Ambiente e Recursos

Hídricos (CPRH), pela parceria e colaboração prestada na realização de políticas

públicas sustentáveis, no âmbito do Plano de Monitoramento Ambiental - PMA - das

fazendas de cultivo de camarão ligadas à Comissão Estadual de Carcinicultura.

Agradecemos ao Sebrae, pela parceria para a efetivação dos projetos que dão

suporte à realização do presente trabalho. Tais projetos são pioneiros e têm ajudado

bastante o setor produtivo a ter apoio tecnológico, com excelentes resultados no

desenvolvimento do setor produtivo da carcinicultura pernambucana.

5

SUMÁRIO

Apresentação----------------------------------------------------------------------------------------3

Agradecimentos-------------------------------------------------------------------------------------4

1 Introdução-----------------------------------------------------------------------------------------6

2 Principais parâmetros físico-químicos---------------------------------------------------------7

2.1 Oxigênio Dissolvido (OD)-----------------------------------------------------------7

2.2 pH---------------------------------------------------------------------------------------9

2.3 Temperatura--------------------------------------------------------------------------13

2.4 Amônia--------------------------------------------------------------------------------16

2.5 Nitrito----------------------------------------------------------------------------------18

2.6 Nitrato---------------------------------------------------------------------------------20

2.7 Fósforo--------------------------------------------------------------------------------21

2.8 Sílica-----------------------------------------------------------------------------------22

2.9 Ferro-----------------------------------------------------------------------------------23

2.10 Ácido sulfídrico--------------------------------------------------------------------24

2.11 Turbidez-----------------------------------------------------------------------------26

2.12 Alcalinidade-------------------------------------------------------------------------27

2.13 Salinidade---------------------------------------------------------------------------28

2.14 Clorofila A--------------------------------------------------------------------------30

2.15 Demanda Bioquímica de Oxigênio (DBO)-------------------------------------30

2.16 Sólidos em suspensão--------------------------------------------------------------31

2.17 Coliformes totais-------------------------------------------------------------------31

3 Análise de fito e zooplâncton-----------------------------------------------------------------32

3.1 Características do fitoplâncton-----------------------------------------------------32

3.2 Características do zooplâncton-----------------------------------------------------34

4 Análises presuntivas----------------------------------------------------------------------------37

5 Análises moleculares---------------------------------------------------------------------------41

5.1 Procedimentos para amostragem--------------------------------------------------41

5.2 Diagnóstico em situação de doença-----------------------------------------------41

5.3 Diagnóstico em crustáceos assintomáticos---------------------------------------41

5.4 Conservação de amostras para testes moleculares------------------------------43

5.5 Tipos de amostras--------------------------------------------------------------------43

6 Plano de Monitoramento Ambiental---------------------------------------------------------44

Apêndice-------------------------------------------------------------------------------------------45

6

1 INTRODUÇÃO

O Brasil, dentre outros países produtores de camarão marinho em cativeiro,

tem enfrentado, nos últimos anos, vários impactos causados por enfermidades que

contribuíram para a queda dos índices de desenvolvimento da carcinicultura. O risco do

aparecimento de novas ou emergentes enfermidades sempre estará presente, porém a

dimensão do seu impacto dependerá da capacidade das fazendas no controle do grau de

saúde dos camarões estocados, ou seja, na manutenção do ecossistema aquático com

parâmetros abaixo do limite tolerável pelos camarões. Para isso, é preciso conhecer

melhor a dinâmica desses ecossistemas por meio de monitoramento freqüente e

contínuo dos viveiros e estuários.

Paralelamente ao monitoramento, é fundamental fazer o correto registro dos

resultados, correlacionando análises de água e solo com avaliações presuntivas dos

camarões e das comunidades fito e zooplanctônicas dos viveiros, compreendendo

melhor as interações entre os processos físico-químicos e biológicos que compreendem

a produção de camarões marinhos.

No capítulo seguinte, apresentamos os principais parâmetros de qualidade da

água relacionados com o cultivo de camarões marinhos em sistema semi-intensivo e

aberto, descritos de maneira simples e prática, de forma a despertar nos produtores e

técnicos a importância de quantificá-los e monitorá-los constantemente.

A metodologia que será apresentada para a realização das análises pode ser

considerada simples, prática e, ao mesmo tempo, extremamente confiável,

representando uma ótima relação custo/benefício para as fazendas, que podem dispor de

um completo monitoramento hidrobiológico a um custo relativamente baixo.

7

2 PRINCIPAIS PARÂMETROS FÍSICO-QUÍMICOS

2.1 Oxigênio Dissolvido (OD)

O Oxigênio Dissolvido é a mais importante variável da água na aqüicultura.

Da maneira mais abrangente possível, os produtores precisam entender os fatores que

influenciam as concentrações de oxigênio na água de seus viveiros. Devem estar

também plenamente conscientes da influência das baixas concentrações de oxigênio

sobre o desenvolvimento das espécies aqüícolas (BOYD, 2000).

O oxigênio é o gás mais abundante na água depois do nitrogênio, e também o

mais importante, já que nenhum camarão poderia viver sem ele (PIPER ET AL, 1989).

De acordo com Petit (1990), dependendo da quantidade de oxigênio presente nos

viveiros, os organismos aquáticos podem enfrentar quatro situações diferentes:

• independência de oxigênio (> 5mg/l) - O animal tem O2 suficiente para realizar

satisfatoriamente todas as suas atividades metabólicas;

• dependência alimentar (3 - 5mg/l) - O animal não dispõe de O2 suficiente para

metabolizar os alimentos ingeridos;

• dependência fisiológica (2 - 3mg/l) - O animal fica estressado e doente;

• mortalidade (0 - 1mg/l) - O animal morre por hipoxia.

De acordo com Boyd (1990), as concentrações do Oxigênio Dissolvido

decrescem com o aumento da temperatura e da salinidade (ver tabela no Apêndice). As

concentrações de oxigênio no ponto de saturação também diminuem com a redução da

pressão barométrica. É por isso que, em época de inverno, os problemas com oxigênio

são menos freqüentes que no verão, pois temos temperaturas e salinidades na água

menores e, consequentemente, maior quantidade de OD.

Os viveiros de cultivo possuem cinco fontes principais de oxigênio:

fitoplâncton e plantas aquáticas (fotossíntese), oxigênio atmosférico (difusão), oxigênio

da água adicionada (troca de água), oxigênio a partir de aeradores mecânicos e oxigênio

oriundo de produtos químicos. O oxigênio pode ser “perdido” ou consumido através da

respiração biológica (seres vivos, água e lodo), oxidação química, difusão para a

atmosfera e por meio de efluentes (Figura 1).

8

Tal como se pode deduzir da Figura 2, durante o dia o nível de OD eleva-se até

alcançar um nível máximo, devido, quase que totalmente, aos processos fotossintéticos.

Já durante a noite, a respiração biológica e a oxidação química do sedimento provocam

uma perda substancial do OD presente nos tanques, podendo alcançar concentrações

críticas que colocam em risco os organismos cultivados. Essas flutuações do Oxigênio

Dissolvido em tanques variam de acordo com o tipo de cultivo que se está praticando.

Como regra, quanto maior a quantidade de organismos por unidade de volume (cultivos

intensivos), maior será a variação diurna do OD. Outro fator que contribui fortemente

para grandes variações e déficit de oxigênio é o tipo de microalgas predominante - as

cianobactérias se desenvolvem muito bem em cultivos semi-intensivos e intensivos e

são muitas vezes responsáveis por grandes variações de oxigênio.

Plantas

CO2 + H2O

Oxigênio dissolvido

Oxigênio atmosférico

Difusão

PlantasBactérias

Zooplâncton Peixes

Oxidação química

Oxidação química Bactérias e bentos

Respiração do sedimento

Respiração da água

(+) (-)

(-)

(-) (-)

(+) Fotossíntese

Figura 1 - Principais ganhos e perdas de oxigênio em viveiros de cultivo (FAST; LANNAN, 1992)

C

D

B

Saturação

A

Hora do dia

Oxigênio dissolvido (mg/l)

0

5

10

15

06 12 18 06

Figura 2 - Flutuação diária típica do OD em tanques de cultivo de camarões: (A) cultivo extensivo, (B) cultivo semi-intensivo sem aeração, (C) cultivo intensivo sem aeração, (D) cultivo intensivo com aeração (FAST; LANNAN, 1992)

9

Observa-se que os cultivos intensivos sem aeração (C) chegam a experimentar

elevados teores de oxigênio durante o dia, muito mais altos do que seus semelhantes

com aeração (D). Isto se explica porque nos cultivos intensivos as altas cargas de

nutrientes presentes no alimento dos animais - e as excreções dos mesmos - fomentam

um crescimento exagerado do fitoplâncton, que é responsável pela grande produção de

oxigênio durante o dia. Nos cultivos com aeração, o excesso de oxigênio é rapidamente

eliminado para a atmosfera, fato que evita que os animais sofram as conseqüências da

“doença das borbulhas”, muito freqüente nas situações de supersaturação de oxigênio (o

caso da curva “C”, perto das 18:00h).

Onde medir? Água

Com que freqüência? Três vezes durante o dia, e a cada duas

horas durante a noite

Em que parte do viveiro? De preferência na comporta de despesca,

anotando-se o oxigênio da superfície e do

fundo

Que tipo de equipamento utilizar? Oxímetro microprocessado

Qual o nível ideal? 5 - 10 mg/l

Quais os mecanismos de melhora? Aeração mecânica e renovação de água

2.2 pH

O pH é um parâmetro pouco monitorado e pouco entendido pelas fazendas de

cultivo de camarão no Brasil, apesar de muito importante na aqüicultura. Possui um

profundo efeito sobre o metabolismo e os processos fisiológicos de todos os organismos

aquáticos, além de influenciar em muitos processos químicos - por exemplo, na

disponibilidade de nutrientes que estão diretamente relacionados com a produtividade

primária, que por sua vez influencia toda a cadeia trófica da qual o camarão faz parte.

O termo pH se refere à concentração de íons de hidrogênio (H+) na água,

indicando quão ela é ácida ou básica. Por definição, o pH é o logaritmo negativo da

concentração de íons de hidrogênio, a saber:

pH = -log (H+)

10

Para água pura (H+) = 10-7 , ou seja, o pH é 7.

pH = -log (10-7 ) = - (-7) = 7

A água pura não é ácida nem básica, porque H+ (acidez) e OH- (basicidade) são

iguais em concentração.

Usualmente, a faixa de pH é representada por uma escala que vai de 0 a 14, na

qual o pH 7 indica absoluta neutralidade (não é ácido e nem básico), conforme se pode

verificar na Figura 3.

Tem sido demonstrado que o pH influencia em vários processos que ocorrem

em tanques de cultivo. Vejamos algumas dessas interações:

• o pH influenciando a disponibilidade de nutrientes

A solubilidade de muitos micronutrientes importantes para a produção primária

(fitoplâncton) depende do grau de acidez ou alcalinidade da água. Boyd (1995) credita

que o pH desempenha um papel fundamental na disponibilidade de fósforo, tão

importante para o fitoplâncton. Ao aumentar o pH, o fósforo é adsorvido pelo cálcio

presente na água; já ao baixar o pH (ambiente ácido), o fósforo junta-se ao ferro e ao

alumínio. Entretanto, em um pH de 6,5, este elemento encontra-se em solução, livre e

amplamente disponível para ser fixado pelas microalgas. Além do fósforo, outros

nutrientes - ferro, cobre, manganês e zinco - também se tornam bastante solúveis neste

pH (Figura 4).

0 1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12 13 14

Acidez letal Alcalinidade letal

Diminuição do crescimento e da

reprodução

Diminuição do crescimento e da

reprodução

Ideal para a maioria dos

organismos de cultivo

Figura 3 - Representação esquemática do pH e sua relação com a aqüicultura

11

É bom lembrar que mesmo com pH de 6 a 7, a maioria do fósforo que é

adicionada aos viveiros de cultivo torna-se indisponível devido à adsorção que sofre

junto aos colóides bipolares do solo, ou pela precipitação sob a forma de compostos

insolúveis. Contudo, este elemento sempre se encontra em concentrações acima do

desejável em cultivos semi-intensivos e intensivos de camarões, em função do uso

diário de ração (que contém fósforo). Mesmo o fósforo sendo adsorvido pela água (e

também pelo cálcio, ferro e alumínio) ou pela reação com o lodo (fundo do viveiro),

este elemento provavelmente estará sempre em concentrações ideais ou acima da

desejável.

• o pH influenciando os organismos aquáticos

Segundo Esteves (1998), o pH possui uma estreita interdependência entre as

comunidades vegetais e animais e o meio aquático. Este fenômeno ocorre na medida em

que as comunidades aquáticas interferem no pH, assim como o pH interfere de

diferentes maneiras no metabolismo dessas comunidades. Um exemplo da comunidade

aquática interferindo no pH é o processo da fotossíntese realizado pelas algas. Para

realizar tal processo, as algas usam o CO2 (dióxido de carbono) do sistema de equilíbrio

HCO3- (bicarbonato) da seguinte maneira:

2 HCO3- = CO2 + CO3

2- + H2O

À medida que o CO2 é removido, a reação avança para a direita da equação e o

CO32- (carbonato) se acumula. A hidrólise do CO3

-2 ocorre de acordo com a seguinte

reação:

4 5 6 7 8 9

Al3+, Fe3+, H+ Ca2+, OH-

Fosfato

Concentração

pH

Máxima disponibilidade

Figura 4 - Solubilidade do fosfato em função do pH da água

12

CO32- + H+ = HCO3

-

Quando o H+ é usado na hidrólise do CO32-, uma maior quantidade de água deve

dissociar-se para manter a constante de equilíbrio da água. Como resultado, existe mais

OH- e menos H+ do que quando a fotossíntese se iniciou. Dessa maneira, o pH aumenta

à medida que a fotossíntese remove CO2 da água. Já à noite, quando não ocorre

fotossíntese e o CO2 não é retirado, a sua quantidade aumenta com a respiração dos

organismos aquáticos. Este gás reage com o CO32- e o H2O para formar o HCO3

-, que se

dissocia para liberar H+. Então o pH diminui. Os organismos heterótrofos (bactérias e

animais aquáticos) interferem no pH do meio, em geral reduzindo-o. Esta situação

ocorre devido aos intensos processos de decomposição e respiração através dos quais há

liberação de CO2, que por hidrólise origina ácido carbônico e íons de hidrogênio,

conforme podemos observar na equação:

CO2 + H2O = H2CO3 = H+ + HCO3-

Segundo Leivestad (apud Boyd, 1990), em pH ácido o tecido branquial é

afetado, pois quando os peixes são expostos a baixos teores de pH, a quantidade de

muco da superfície branquial se incrementa. O excesso de muco interfere no

intercâmbio gasoso e iônico, que se realiza através das brânquias. Dessa forma, um

desequilíbrio do balanço ácido-básico sanguíneo resulta em estresse respiratório e

diminuição da concentração do cloreto de sódio sanguíneo, fato que provoca um sério

distúrbio osmótico. Com isso, o animal gastará mais energia para osmorregular e,

consequentemente, apresentará uma menor taxa de crescimento. Em condições de

estresse alcalino, as brânquias também são afetadas, ocorrendo uma hipertrofia nas

células mucosas da base dos filamentos branquiais. Tanto em condições ácidas como

alcalinas, os camarões sofrem mudanças no pH dos fluidos corporais. Para tamponar

tais fluidos, estes animais reabsorvem a porção mineral da carapaça (carbonato). Para

isso, gastam uma grande quantidade de energia, além de apresentarem problemas de

endurecimento da carapaça. Isto se reflete diretamente no crescimento. Os organismos

aquáticos também sofrem com alguns compostos tóxicos que são influenciados pelo pH,

tais como amônia, enxofre e alumínio. Com o aumento do pH, a amônia vai tendo o seu

efeito potencializado. O pH regula também a distribuição do total de enxofre reduzido

entre suas partes: quanto menor o pH, maior a quantidade de ácido sulfídrico não-

13

ionizado e de íons de alumínio disponível. Um detalhamento da interação do pH na

amônia e no enxofre será necessário quando estes forem comentados mais adiante.

Onde medir? Água e solo

Com que freqüência? Na água, duas vezes ao dia; no solo, a cada

duas semanas

Em que parte do viveiro? Na água, de preferência na comporta de

despesca, 30 cm abaixo da superfície; no

solo, em pelo menos três pontos por

viveiro

Que tipo de equipamento utilizar? pHmetro digital

Qual o nível ideal? 7,0 - 9,0*

Quais os mecanismos de melhora? Renovação de água e aplicação de melaço

ou probiótico, em casos de pH elevado;

renovação de água e aplicação de

carbonato de cálcio, em casos de pH baixo * O melhor valor para a fazenda, dentro deste intervalo, vai depender da infra-estrutura e da sua qualidade

de água e solo. Por exemplo, se a fazenda dispõe de pouca renovação de água e não usa probiótico, é

aconselhável que trabalhe com uma faixa de pH baixa - de 7,0 a 7,5. Já se o viveiro apresentar uma

grande quantidade de matéria orgânica em anaerobiose, o melhor será trabalhar na faixa de pH

compreendida entre 8,0 e 9,0.

2.3 Temperatura

Segundo Vinatea (2004), a temperatura não é vista como parâmetro químico

de qualidade da água, mas de um fator físico. É um dos principais limitantes numa

grande variedade de processos biológicos, desde a velocidade de simples reações

químicas até a distribuição ecológica de uma espécie animal. Peixes e camarões são

animais pecilotermos e, ao contrário dos mamíferos e aves, a temperatura de seu sangue

não está internamente regulada. Em vista disso, a temperatura ambiental tem um

profundo efeito sobre o crescimento, a taxa de alimentação e o metabolismo destes

animais. Segundo Hardy (1981), os animais pecilotermos encontram-se subordinados ao

seu ambiente, já que a sua atividade e sobrevivência estão permanentemente sujeitas à

temperatura prevalecente.

14

De várias maneiras, um ambiente aquático simplifica o modo de vida

pecilotermo. As grandes massas de água propiciam um ambiente mais estável. Os

invertebrados aquáticos e os peixes apresentam uma zona restrita de tolerância térmica

(em nível de espécie) e temperaturas letais características, que podem variar por meio de

aclimatação experimental ou de habitats com diferentes limites térmicos. Segundo

Morales (1996), quanto maior a temperatura, maior será a velocidade de crescimento

dos animais cultivados, sempre que todas as demais variáveis se conservarem ótimas.

Quanto mais constante a temperatura, mais previsível é o comportamento dos animais e,

portanto, mais fácil será o seu cultivo nas referidas condições. Variações consideráveis

de temperatura por longos períodos causam estresse nos camarões, que ficam

suscetíveis a doenças. No inverno, são comuns grandes variações de temperatura, o que

significa condições de qualidade da água bastante comprometidas e um efeito drástico

nos resultados zootécnicos.

À medida que aumenta a temperatura, eleva-se a atividade até um ponto limite

(platô). Um aumento de temperatura provoca a morte do animal (temperatura letal T2),

já a diminuição de temperatura produz uma queda da atividade fisiológica, apropriada

para o transporte e a manipulação de espécimes, sendo que abaixo de uma certa

temperatura o animal morre (temperatura letal T1 - Figura 5). O aumento da atividade

fisiológica e metabólica implica um maior consumo de oxigênio e um incremento das

necessidades nutritivas. A temperatura torna-se um fator crítico, pois seu aumento no

ambiente produz uma diminuição na solubilidade dos gases na água e no Oxigênio

Dissolvido, e um aumento da sua demanda por parte dos organismos.

Figura 5

A temperatura tem forte influência no processo de aclimatação de larvas do L.

vannamei. Mourão (2002) obteve os melhores resultados de sobrevivência quando a

aclimatação se deu em temperaturas baixas (24°C a 27 °C). À medida que o processo

era feito em temperaturas mais elevadas, a sobrevivência diminuía. O mesmo aplica-se

T2

T1

Intervalo apropriado para a

vida aquática

Temperatura letal 2

Temperatura letal 1

Temperatura

Atividade

15

na transferência das larvas para os viveiros, que deve ocorrer nas primeiras horas da

manhã.

Como já foi dito, a temperatura tem um pronunciado efeito nos processos

químicos e biológicos. Em geral, o ritmo das reações químicas e biológicas dobra a cada

10 ºC de aumento da temperatura da água. Isto significa que, no ambiente de 30 ºC,

organismos aquáticos usam até duas vezes mais a quantidade de Oxigênio Dissolvido

consumida no ambiente de 20ºC. Nos viveiros, o calor entra pela superfície da água, que

nessa camada esquenta mais rapidamente do que a água de maior profundidade. Em

vista de que a densidade da água diminui com o aumento da temperatura acima de 4 ºC,

a água superficial pode ficar tão quente e leve que deixa de se misturar com as camadas

mais frias e, portanto, mais pesadas. A separação da água dos viveiros em diversas

camadas com diferentes temperaturas é conhecida como estratificação térmica. A

camada superficial mais quente é chamada de epilimnio e, a de maior profundidade,

hipolimnio. Já a de rápida mudança de temperatura entre o epilimnio e o hipolimnio é

conhecida como termoclima (Figura 6). Os viveiros de aqüicultura que possuem

pequenas profundidades e apresentam alta turbidez sofrem um rápido aquecimento da

camada superficial em dias ensolarados e com pouco vento. Quando se dá a

estratificação térmica em um tanque de cultivo, a termoclima é facilmente reconhecida

como um estrato em que a temperatura muda mais rapidamente com a profundidade.

A maior incidência de luz no epilimnio faz com que a fotossíntese das plantas,

principalmente do fitoplâncton, fique favorecida, fenômeno que resulta num aumento do

Oxigênio Dissolvido nesta camada superficial. O contrário ocorre no hipolimnio, onde a

menor incidência de luz pode chegar a ser insuficiente para as plantas poderem realizar

a fotossíntese, passando a respirar com o conseqüente consumo de oxigênio e a

produção de dióxido de carbono, que pode acidificar a água se a alcalinidade não for

Epilimnion

Hipolimnion

Termoclina

Fotossíntese Produção de oxigênio

Respiração Consumo de oxigênio

Figura 6 - Estratificação do Oxigênio Dissolvido na água

16

adequada. Por outro lado, no fundo sempre se deposita a matéria orgânica resultante da

ração não consumida e da morte do fito e zooplâncton. Isto diminuirá ainda mais a

concentração de Oxigênio Dissolvido devido à respiração das bactérias. O lugar da

coluna de água onde termina a fotossíntese e começa a respiração é conhecido como

“ponto de compensação”, que pode ser facilmente calculado multiplicando a

transparência do disco de Secchi pelo fator 2,5 ou 3,5. Por exemplo, se a transparência

da água for de 40cm, teríamos: 0,40 x 3,5 = 1,40m; portanto, se o viveiro de cultivo

tiver 1,35m de profundidade média, pode-se dizer que toda a coluna de água se

encontrará iluminada para promover a fotossíntese e, consequentemente, a produção de

oxigênio. Já no caso do viveiro ser mais profundo ou da transparência ser ainda menor,

parte do viveiro apresentará condições anaeróbicas em função da respiração.

Onde medir? Água

Com que freqüência? Três vezes ao dia

Em que parte do viveiro? De preferência na comporta de despesca,

anotando-se a temperatura da superfície e

do fundo

Que tipo de equipamento utilizar? Oxímetro microprocessado ou termômetro

Qual o nível ideal? 26 - 32 oC

Quais os mecanismos de melhora? Aumentar o nível do viveiro para evitar

grandes oscilações ao longo do dia e cobrir

os viveiros com plástico (estufas)

2.4 Amônia

É o principal produto de excreção dos organismos aquáticos, resultado do

catabolismo das proteínas, principalmente da degradação da matéria orgânica realizada

pelas bactérias. A amônia é um gás extremamente solúvel e ocorre de duas formas: a

amônia não-ionizada (NH3) e o íon de amônio (NH4+ ). Quando se encontra em solução,

apresenta a seguinte reação de equilíbrio:

NH3 + H2O = NH4+

+ OH-

17

Este equilíbrio depende de pH, temperatura e salinidade. À medida que o pH

aumenta, a amônia não-ionizada também cresce em relação ao íon de amônio. A

temperatura da água também pode causar um aumento na proporção da amônia não-

ionizada, sendo que esse efeito é menor do que o provocado pelo pH. Por convenção,

diversos autores têm chamado o NH4+ de amônia ionizada e o NH3 de amônia não-

ionizada - a soma destes dois é denominada simplesmente de amônia ou amônia total.

De acordo com Wuhrmann e Worker (1948), a forma não-ionizada é mais

tóxica para os organismos aquáticos. Segundo Russo (1985), as membranas branquiais

dos peixes são relativamente permeáveis ao NH3, mas não ao NH4+. Isto se dá devido à

amônia não-ionizada ser de natureza lipofílica (afinidade por gorduras), difundindo-se

facilmente através das membranas respiratórias. Por outro lado, a amônia ionizada tem

características lipofóbicas (repele gorduras), penetrando com menos rapidez nas

membranas, as quais são de natureza lipoprotéica (KORMANIK; CAMERON, 1981).

Meade (1989) constata que a forma não-ionizada incrementa-se dez vezes para cada

grau de pH que aumente na água.

A amônia liberada na água dos viveiros pode ser usada novamente pelas

plantas ou ser nitrificada por bactérias quimioautotróficas. A oxidação do íon de amônio

em nitrito pela bactéria do gênero Nitrosomonas é o primeiro passo do processo de

nitrificação. Em seguida, o nitrito é oxidado em nitrato pela bactéria do gênero

Nitrobacter, conforme as seguintes equações:

Estas reações de nitrificação são mais rápidas com pH entre 7,0 e 8,0 e

temperaturas de 25 ºC a 35 ºC (BOYD, 1979). A nitrificação é importante na redução

das concentrações de amônia nos viveiros. Isto é benéfico para a aqüicultura, tendo em

vista a toxidez potencial desta substância. Contudo, a nitrificação pode também ter

efeito adverso na qualidade da água, por ser uma significante fonte de acidez com

liberação de íons de hidrogênio (H+) e por exigir requerimento de oxigênio para oxidar

a amônia. Na ausência de oxigênio, muitos organismos podem usar nitratos ou outros

compostos oxidados de nitrogênio como fontes de oxigênio e como elétrons e

receptores de hidrogênio no processo da respiração. Tal processo heterotrófico é

denominado de desnitrificação, onde o nitrato é reduzido a nitrito que, por sua vez, pode

ser reduzido a óxido nitroso, que finalmente pode ser reduzido ao nitrogênio perdido

pelos viveiros anaeróbios. O processo ocorre em solos de viveiros nos quais as

Nitrosomonas: NH4+ + 1 ½O2 = NO2

- + 2H+ + H2O Nitrobacter: NO2

- + ½O2 = NO3-

18

concentrações de Oxigênio Dissolvido são baixas, representando a forma de maior

perda de nitrogênio dos viveiros (BOYD, 1990).

Problemas de toxidez de amônia são comuns em cultivos de alta densidade,

onde a taxa de excreção e alimentação é elevada. A toxidez causa vários efeitos danosos

aos organismos aquáticos, todos ligados à diminuição do crescimento e da capacidade

do sistema imunológico de debelar doenças. Devido ao fato de, na maioria dos casos, a

amônia não causar grandes mortalidades, mesmo tendo um efeito subletal (diminuição

do crescimento), os produtores ficam sem entender o mau desenvolvimento zootécnico

e a baixa sobrevivência, e as especulações mais comuns para justificar tais fatos dizem

respeito à qualidade da larva, da ração etc. Na verdade, o vilão é a toxidez por amônia,

que geralmente deve estar associada a outros elementos tóxicos decorrentes da alta

densidade.


Com que freqüência? Na água, uma vez por semana; no solo, a

cada duas semanas


despesca; no solo, em pelo menos três

pontos por viveiro

Que tipo de equipamento utilizar? Fotocolorímetro

Qual o nível ideal? Até 1,0 mg/l de amônia total e até 0,02

mg/l de amônia não-ionizada

Quais os mecanismos de melhora? Renovação de água, aplicação de melaço

ou probiótico, e aeração mecânica

2.5 Nitrito

O nitrito (NO2) é a forma ionizada do ácido nitroso (HNO2). A reação e

ionização deste composto, segundo Colt e Armstrong (1981), assim se expressam:

O nitrito é um composto intermediário do processo de nitrificação em que a

amônia é transformada (oxidada) por bactérias para nitrito e, logo a seguir, para nitrato

(NO3-), em sistemas de aqüicultura (SPOTTE, 1970; BOYD, 1979).

HNO2 = H+ + NO2-

19

O principal efeito do nitrito é a oxidação dos pigmentos respiratórios dos

peixes e crustáceos. O nitrito em altas concentrações provoca a oxidação do átomo de

ferro da molécula de hemoglobina, que passa do estado ferroso (Fe+2) para o estado

férrico (Fe+3), com a conseqüente formação da metahemoglobina (incapaz de

transportar oxigênio aos tecidos), estabelecendo um quadro de hipoxia e cianose.

Acredita-se que o mesmo fenômeno ocorra com o átomo de cobre da molécula de

hemocianina dos crustáceos (COLT e ARMSTRONG, 1981; CHEN e CHIN, 1988).

Existe uma acentuada diminuição na toxidez do nitrito em água salgada (32,5

ppt), quando comparado em água doce, podendo o cálcio ser o responsável pelo

aumento da resistência dos peixes ao nitrito (CRAWFORD; ALLEN, 1977). O nitrito

tem uma relação direta com o pH - quanto maior o pH do meio, maior a toxidez do

nitrito, devido provavelmente ao incremento da forma ionizada (NO2-). Por outro lado,

foi verificado que a presença de alguns íons comuns no meio aquático (cloreto de

potássio, cloreto de cálcio, bicarbonato de sódio e cloreto de sódio) teve um forte efeito

na diminuição da toxidez do nitrito, atuando de forma antagônica na formação da

metahemoglobina. É importante salientar algumas observações a respeito da toxidez do

nitrito: o nitrito é 55 vezes mais tóxico em água doce do que em água salobra

(ALMENDRAS, 1987); o nitrito tem efeito negativo na taxa de metamorfose nos

estágios larvais de L. vannamei, sendo o estágio de náuplio o mais sensível

(JAYASANKAR; MUTHU, 1983); nas larvas, as altas concentrações de nitrito

interferem no processo de ecdise (muda); um importante efeito crônico do nitrito é a

diminuição da resistência dos peixes e crustáceos contra infecções causadas por

bactérias, ficando eles mais suscetíveis a doenças; a amônia não-ionizada e o nitrito,

quando juntos, ainda que em menores concentrações, são mais letais que quando

separados - um pequeno incremento de nitrito, quando a concentração tóxica da amônia

está próxima, poderia aumentar significativamente essa toxidade.

Em viveiros com solo coberto com lona (liners) ou em pré-berçários de fibra

e/ou concreto, os valores de nitrito dissolvido na água tornam-se extremamente

elevados, uma vez que as bactérias que transformam a amônia em nitrito se encontram,

em sua grande maioria, no solo.

20



cada duas semanas



pontos por viveiro


Qual o nível ideal? Até 0,5 mg/l

Quais os mecanismos de melhora? Renovação de água e aplicação de melaço

ou probiótico

2.6 Nitrato

O nitrato (NO3-) é o produto final da oxidação do íon de amônio que, como já

vimos, compreende dois passos: a transformação da amônia em nitrito por ação das

Nitrosomonas e a transformação do nitrito em nitrato por ação de Nitrobacter. Este

processo, por realizar-se em condições aeróbias, é conhecido como nitrificação. Já a

diminuição do nitrito para a amônia é conhecida como desnitrificação e se realiza em

condições anaeróbias, próprias de ambientes eutrofizados onde ocorre a decomposição

da matéria orgânica.

A toxidez do nitrato em animais aquáticos parece não ser um sério problema, o

que explica por que os fertilizantes à base de nitrato são mais seguros do que aqueles à

base de amônia. Em sistemas fechados (recirculação), este composto pode se tornar

potencialmente tóxico, como resultado da nitrificação da amônia. A toxidez deste

composto é devido ao seu efeito sobre a osmorregulação e, possivelmente, sobre o

transporte de oxigênio. O nitrato desempenha uma importante função na cadeia trófica

dos ecossistemas aquáticos, como fonte de nitrogênio para as plantas aquáticas, base da

cadeia trófica. O seu monitoramento é de fundamental importância para estabelecer

relações adequadas de nitrogênio e fósforo. Detalhes sobre essa relação serão abordados

quando formos discorrer sobre fertilização.

21



cada duas semanas



pontos por viveiro


Qual o nível ideal? Até 50 mg/l

Quais os mecanismos de melhora? -

2.7 Fósforo

O fósforo é menos abundante do que o nitrogênio, porém tem grande

importância na biota aquática. Em geral, é limitado para a produtividade biológica,

cujas taxas são governadas pela concentração de fósforo no ambiente. O fósforo oxida

muito facilmente e, nas rochas terrestres, principalmente, incide como ortofosfato (PO43-

). A principal fonte deste íon são as rochas ígneas, contendo mineral fosfático:

Ca5(PO4)3+. Quando se diz fósforo na água, há referência ao fósforo total (fósforo em

suspensão na matéria particulada e na forma dissolvida) e ao fósforo solúvel inorgânico

(ortofosfato).

Nas comunidades aquáticas, o fósforo é extremamente importante e

fundamental para a vida de certos organismos. Este nutriente é um fator limitante para o

desenvolvimento do fitoplâncton e, quando disponível no ambiente, é rapidamente

absorvido. Uma parte do fósforo presente nos viveiros é absorvida pelos produtores

(fitoplâncton e macrófitas) e outra grande parte é absorvida pelo sedimento dos viveiros.

Como já vimos, o pH regula a disponibilidade de fósforo, tornando-o indisponível

devido à precipitação com o alumínio e o ferro (pH ácido), ou mesmo com o cálcio (pH

básico).

Em viveiros que usam grandes quantidades de ração, o fósforo sempre estará

em concentrações desejáveis ou acima do ideal, mesmo com toda a perda nos sistemas

aquáticos. Isto se dá devido ao uso da ração ser diário, com várias aplicações por dia.

Como a ração é rica em fósforo, sempre o teremos nos viveiros, não precisando da sua

fertilização. Em sistemas que usam alta densidade, o fósforo extrapola os valores ideais

e então ocorre uma eutrofização, com conseqüentes blooms de cianobactérias que

22

comprometem a qualidade dos resultados dos cultivos e a sustentabilidade da

aqüicultura.


Com que freqüência? Na água, uma vez por semana; no solo, a cada

duas semanas


despesca; no solo, em pelo menos três pontos

por viveiro


Qual o nível ideal? Até 0,4 mg/l

Quais os mecanismos de melhora? Renovação de água e, em alguns casos,

aplicação de um fertilizante nitrogenado para

corrigir a relação N:P

2.8 Sílica

É um macronutriente essencial para o desenvolvimento do fitoplâncton,

sobretudo das diatomáceas, cuja parede celular contém grande quantidade deste

elemento. A sílica é pouco monitorada pelas fazendas e menos ainda usada como

fertilizante - o desenvolvimento das diatomáceas só se dá na presença de concentrações

altas de sílica (≥1mg/l). É aconselhável o cultivo de camarões em águas com

predominância de diatomáceas (água marrom), pois estas são ricas em ácidos graxos

(compostos importantíssimos para estimular o sistema imunológico destes crustáceos) e

também de fácil digestão, já que sua parede celular é de sílica (inorgânico). Além disso,

provocam menores variações de parâmetros químicos como o pH e o oxigênio - essas

variações têm uma grande ligação com enfermidades que atingem os camarões. É fato

que viveiros com predominância de diatomáceas apresentam menor acúmulo de matéria

orgânica, ao longo do tempo, quando comparados com viveiros onde predominam

cianobactérias. Não se tem conhecimento, até o momento, de diatomáceas como vetores

de vírus que causem enfermidades ao camarão, ao contrário das cianobactérias, que são

vetores do vírus da Mionecrose Infecciosa (NUNES, 2005).

A sílica quando presente nas microalgas parece desempenhar um papel

importante na nutrição de certos invertebrados de cultivo, como ostras e camarões

(RODHOUSE, 1983). O mesmo autor demonstrou que em se alimentando ostras com

23

Skeletonema sp., Nitzschia sp. e Chaetoceros sp., ricos em sílica, o crescimento e o

índice de condição do molusco melhoram significativamente, em comparação com uma

alimentação à base de microalgas cultivadas em meios pobres deste elemento. O uso da

sílica e a sua relação com os outros fertilizantes serão abordados no item referente à

fertilização.

Onde medir? Água

Com que freqüência? Uma vez por semana

Em que parte do viveiro? Coletar água da superfície e do fundo


Qual o nível ideal? Acima de 1 mg/l

Quais os mecanismos de melhora? Aplicação de metasilicato de sódio - em

alguns casos, farelo de arroz

2.9 Ferro

O efeito dos metais pesados nos organismos aquáticos ainda é pouco estudado

e quase nenhuma fazenda faz monitoramento de metais pesados. O ferro é um

importante parâmetro a ser monitorado durante as fundações das fazendas e o seu

funcionamento. É comum fazendas apresentarem problemas de ferro nos solos dos

viveiros, onde este elemento passa para a água pelo processo de dissolução. Boa parte

do ferro presente na água é absorvida pela argila e quelada (entram na composição de

complexos orgânicos) pela matéria orgânica. A toxidez do ferro está relacionada,

primariamente, com a forma iônica dissolvida (ferro ferroso Fe2+), muito mais do que

com as formas absorvidas, queladas ou complexadas. Uma pequena porcentagem de

ferro em muitas águas estuarinas é encontrada na forma iônica, de tal modo que a forte

toxidez desses metais geralmente não constitui um problema nos viveiros.

O efeito danoso do ferro geralmente está mais relacionado com concentrações

elevadas no solo. É comum fazendas construídas em solos arenosos retirarem camadas

dessa areia antes da construção dos viveiros. Com isso, o ferro que estava protegido por

essa camada entra em contato com a água, aumentando a sua concentração. O ferro

parece retirar os carbonatos e bicarbonatos da água, pois viveiros com altos teores de

ferro apresentam problemas de baixa alcalinidade e também pH baixo no solo e na água.

24

Em solos argilosos, o ferro também se apresenta em grandes quantidades,

ocasionando problemas de acidez e alcalinidade. Em solos orgânicos (manguezal), o

problema é ainda maior, pois neles predomina o metabolismo obtido da redução de

sulfato, onde existem grandes quantidades de sulfeto - este geralmente não fica livre

(precipita-se com o ferro e fica estável). Quando o sulfeto de ferro é oxidado, além de

gerar acidez, porque gera H2SO4 (ácido sulfúrico), libera também ferro livre. Este ferro

migra para a água, que vai ter o oxigênio formando o hidróxido de ferro (um colóide), e

se acumula na interface do sedimento com ela, no fundo dos viveiros, exatamente onde

vivem os camarões (bentônicos). Esses flocos de hidróxido de ferro entopem as

brânquias do camarão. Logo, um estudo de perfil do solo se faz necessário antes da

construção de uma fazenda. É importante salientar que solos de manguezal são inviáveis

para a produção de camarão.


Com que freqüência? Na água, uma vez por semana; no solo, a cada mês

Em que parte do viveiro? Na água, de preferência na comporta de despesca; no solo, em pelo menos três pontos por viveiro


Qual o nível ideal? Até 0,5 mg/l na água

Quais os mecanismos de melhora? Aplicação de carbonato de cálcio e renovação de água

2.10 Ácido sulfídrico (H2S)

De acordo com Boyd (1990), o ciclo do enxofre encontra-se fortemente

influenciado por certos processos biológicos, já que grande parte do enxofre presente na

matéria orgânica se encontra dentro das proteínas de origem vegetal e animal. Sob

condições anaeróbicas, certas bactérias heterotróficas podem usar sulfato e outros

compostos oxidados de enxofre como elétrons receptores terminais, excretando sulfitos,

como se demonstra a seguir:

Estes íons sulfídricos formam uma parte da reação de equilíbrio do ácido

sulfídrico (H2S), qual seja:

SO42- + 8H+ → S2- + 4H2O

H2S = HS- + H+

HS- = S2- + H+

25

O pH regula a distribuição dos sulfitos totais entre as suas diferentes formas

(H2S, HS- e S2-). O sulfito de hidrogênio não-ionizado é tóxico para os organismos

aquáticos, contudo as formas iônicas não apresentam toxidez acentuada. Uma tabela que

mostra a porcentagem de ácido sulfídrico em função da temperatura e do pH encontra-

se no Apêndice.

De acordo com Morales et al (1992), a redução microbiana dos íons sulfatos

para sulfetos depende do potencial redox do sedimento e do pH predominante. Não

chegam a se produzirem grandes quantidades de sulfetos quando o potencial redox está

acima de -150mV ou com valores de pH entre 6,5 e 8,5. O potencial redox é um

conceito físico-químico que indica a proporção de substâncias oxidadas (comuns em

meios aeróbios) e reduzidas (comuns em meios anaeróbios) de uma solução. Os valores

extremos para viveiros muito oxidados são da ordem de 600mV e de -300mV para

fundos muito reduzidos (Figura 7).

S-2 ← SO4

-2 Mn+2 ← Mn+4 Fe +2 ← Fe+3 N2 ← NO3

- CH4 ←CO2 H2O ← O2 -300 mV -100 +100 +300 +500 +700 mV Ambiente anaeróbio Figura 7 Ambiente aeróbio



cada duas semanas



pontos por viveiro


Qual o nível ideal? Não detectável

Quais os mecanismos de melhora? Na água, renovação e aeração mecânica;

no solo, incremento do oxigênio do fundo,

gradeamento no período de entressafra e

aplicação de gesso agrícola na preparação

Presença de oxigênio

A partir daqui se forma o H2S

26

2.11 Turbidez

Existem dois tipos básicos de turbidez nos viveiros: a que resulta do

crescimento do fitoplâncton e a que é ocasionada pelas partículas de sólidos suspensos.

Ambas restringem a penetração da luz na água - uma menor quantidade de luz no fundo

evita ou limita o crescimento de indesejáveis filamentos de algas aquáticas. Porém, o

fundo não deve ser destituído totalmente de luz, pois teremos um ambiente anaeróbio.

Assim, o produtor deve estar atento para o “ponto de compensação”.

Os viveiros com água transparente contêm pouco fitoplâncton, o que pode

significar uma limitada quantidade de alimento natural para o camarão. Em alguns casos

de águas transparentes, as algas crescem no fundo dos viveiros (algas bentônicas) e

proporcionam alimento natural para o camarão. O ideal é se trabalhar com uma

transparência onde se possa ter fitoplâncton e fitobento. Sempre é bom lembrar que

viveiros que possuem excesso de fitoplâncton sofrem com déficit de oxigênio, acúmulo

de matéria orgânica e variações indesejáveis de parâmetros químicos que causam

estresse ao camarão. Em existindo excesso de cianobactérias, ainda há um grande risco

de o camarão sofrer com toxinas.

A turbidez das partículas de solo suspenso é um problema comum nos

viveiros, especialmente nos de água doce com baixas concentrações totais de sólidos

dissolvidos. As partículas de argila que entram nos viveiros pela água podem ser

suspensas pela ação de ondas, correntes de água geradas por aeradores e organismos

aquáticos (viveiros rasos sofrem mais com este efeito). As partículas coloidais de argila

têm carga elétrica líquida negativa em suas superfícies - assim repelem-se umas às

outras. Muitas vezes, viveiros com turbidez de solo suspenso apresentam água de baixa

alcalinidade, podendo causar sujidade nas brânquias do camarão e dificuldade nas trocas

gasosas e osmorregulação.

Onde medir? Água

Com que freqüência? Uma vez ao dia - entre 12:00 e 13:00h

Em que parte do viveiro? De preferência na comporta de despesca

Que tipo de equipamento utilizar? Disco de Secchi

Qual o nível ideal? 40 a 60 cm

Quais os mecanismos de melhora? Renovação e aplicação de calcário e de

fertilizantes químicos inorgânicos, em casos de

transparência elevada

27

2.12 Alcalinidade

A concentração de bases na água, expressa em miligramas por litro do

equivalente de carbonato de cálcio (CaCO3), é a alcalinidade total. As bases na água

incluem hidróxido, amônia, borato, fosfato, silicato, bicarbonato e carbonato, sendo que

estas duas últimas são encontradas em concentrações bem maiores do que as demais. As

águas com pH superior a 8,3 contêm uma pequena fração de dióxido de carbono livre,

tendo um padrão mensurável de acidez. Porém, do ponto de vista da aqüicultura, a

acidez mensurável tem pouco interesse quando a água apresenta certa alcalinidade.

Praticamente, somente nas águas com pH inferior a 4,5 (sem alcalinidade) o CO2

presente é incapaz de tornar mais ácidas estas águas. Entretanto, nas águas com

presença de ácidos orgânicos ou minerais (ácidos sulfúrico, hidróxido ou nítrico), o pH

poderá cair a menos de 4,5. A origem mais comum de acidez mineral em tanques de

aqüicultura é o ácido sulfúrico, originado pela oxidação da pirita de ferro (FeS2).

Em águas naturais, o CO2 é liberado pelos processos respiratórios do

fitoplâncton e dos organismos, assim como adicionado da atmosfera por difusão. A

remoção do CO2 da água provoca um aumento do pH. Em ambientes de cultivo, onde o

fitoplâncton costuma proliferar em grandes quantidades (blooms algais), o pH pode

aumentar bastante devido à liberação de íons hidroxila (OH-), resultantes da hidrólise do

bicarbonato realizada pelas células vegetais para obtenção de CO2. O sistema buffer de

bicarbonato evita essas mudanças repentinas de pH. Se a concentração dos íons de

hidrogênio aumentar, este irá reagir com bicarbonato para formar CO2 e água; sendo

assim, o equilíbrio é mantido e o pH varia apenas um pouco (Figura 8).

Além da importância do efeito tampão na água, a alcalinidade também exerce

uma grande influência no equilíbrio dos organismos aquáticos. Viveiros com solos com

9,0

8,0

7,0

06:00 12:00 18:00 24:00 06:00

pH

Hora Figura 8 - Oscilações do pH em viveiros de cultivo, em função da alcalinidade da água (BOYD, 1995)

28

altas concentrações de ferro e alumínio, possuem níveis de alcalinidade baixos, onde

estes reagem com os carbonatos e bicarbonatos, precipitando-os. Com isso, a

alcalinidade cai para níveis drásticos e afeta todo o equilíbrio químico da água. Com os

níveis de carbonato e bicarbonato baixos, a fotossíntese fica comprometida e o viveiro

experimenta uma queda no fitoplâncton. Aumentando a transparência, ocorre também

um desequilíbrio iônico afetando a osmorregulação dos camarões. A ecdise (muda)

também é afetada com a dificuldade de endurecimento da carapaça.

Onde medir? Água



Que tipo de equipamento utilizar? Titulação com ácido sulfúrico

Qual o nível ideal? 120 - 180 mg/l

Quais os mecanismos de melhora? Aplicação periódica de carbonato de cálcio

(CaCO3)

2.13 Salinidade

A salinidade é definida como a concentração total de íons dissolvidos na água.

Frequentemente a salinidade é expressa em miligrama por litro (mg/l), porém na

aqüicultura é mais comum expressá-la em partes por mil (ppt ou ‰). A salinidade da

água doce é considerada sempre como zero, entretanto a maioria das águas continentais

possui de 0,05 ppt a 1,0 ppt de salinidade. Nas regiões áridas, as águas interiores podem

ser altamente salinas. Águas que contêm mais de 0,5‰ de salinidade, geralmente não

são adequadas para fins domésticos. A água do mar tem uma salinidade de 30‰ a 35‰,

já as águas estuarinas podem variar de cerca de 0‰ a 30‰. Se as águas marinhas ou

estuarinas são colocadas dentro de tanques de aqüicultura durante as épocas secas, a

evaporação pode incrementar a salinidade.

Os íons de sódio, potássio, cálcio, magnésio, cloro, sulfato e bicarbonato são os

maiores contribuintes para a salinidade da água (Tabela 1). Também existem na água

elementos como o fósforo, nitrogênio inorgânico, ferro, manganês, zinco, cobre, boro,

que em pequenas quantidades são essenciais para o crescimento do fitoplâncton.

29

Tabela 1 - Concentração típica dos maiores íons (mg/l) em água do mar, salobra e doce

----------------------------------------------------------------------------------- Íon Água do mar Água salobra Água doce

----------------------------------------------------------------------------------- Cloro 19,000 12,090 6 Sódio 10,500 7,745 8 Sulfato 2,700 995 16 Magnésio 1,350 125 11 Cálcio 400 308 42 Potássio 380 75 2 Bicarbonato 142 156 174 Outros 86 35 4 Total 34,558 21,529 263 --------------------------------------------------------------------------------- Fonte: Boyd, 1989.

O cultivo de camarão é, na sua maioria, desenvolvido em áreas costeiras

planas, onde a água do mar se mistura com a água doce dos rios. As concentrações de

salinidade nos rios, canais e gamboas que abastecem os viveiros de camarão são

reguladas pelas proporções da mistura de águas salgadas e doces. No inverno, o volume

de água dos rios aumenta, influenciando as concentrações de salinidade dos estuários,

diminuindo-as. A diminuição da salinidade em si não é um grande problema para o L.

vannamei, já que o mesmo apresenta alta capacidade de osmorregulação e se adapta à

salinidade baixa, desde que a alcalinidade e a dureza se mantenham em níveis

adequados. O maior problema enfrentado pelos camarões não é a diminuição da

salinidade ou da temperatura, mas o aporte de águas fluviais oriundas da lixiviação.

Essas águas são ricas em nutrientes, agrotóxicos e metais pesados, o que compromete a

qualidade do ecossistema aquático. Mas o principal problema para um mau

desenvolvimento zootécnico dos camarões diz respeito ao fato de que, com o grande

aporte de água doce nos estuários, ocorre uma descompensação iônica que afeta

enormemente a osmorregulação dos camarões. Estes alocam grande parte da energia

que usariam para o crescimento e para o sistema imunológico na osmorregulação

incessante. Isto causa um estresse no animal, que fica muito mais suscetível a doenças.

Além do mais, os níveis de alcalinidade caem, o que acarreta comprometimento também

do sistema osmorregulatório e da ecdise. É comum, nesta situação, observar que os

camarões “rodam” mais que o normal (às vezes passam até oito dias seguidos). Isto é

uma estratégia deles para aumentar o fluxo de água nas brânquias, na tentativa de

compensar o déficit de íons. Outro grave problema é a diminuição dos micronutrientes

30

dissolvidos na água, comprometendo o conteúdo das microalgas e afetando a sua

qualidade nutricional.

Onde medir? Água



Que tipo de equipamento utilizar? Refratômetro

Qual o nível ideal? 15 – 25 ppt

Quais os mecanismos de melhora? Monitoramento da água do estuário para

bombeamento em momento ideal

Os parâmetros descritos não são muito usados no manejo dos viveiros de

aqüicultura, porém são bastante usados para estimar a força dos elementos de poluição

dos efluentes, sejam urbanos ou ligados ao agronegócio. Em vista das recentes

preocupações sobre os efeitos dos efluentes de viveiros nos corpos d’água onde são

despejados, é de se esperar que as questões de manejo ambiental se transformem em

uma área crítica da aqüicultura. Portanto, os produtores devem estar familiarizados com

tais parâmetros, principalmente para mantê-los dentro dos limites aceitáveis pela

legislação.

2.14 Clorofila A

A clorofila A é um pigmento que auxilia a fotossíntese das algas e é usado

como um dos indicadores de produtividade primária, que é uma estimativa da

quantidade de matéria orgânica fixada pela fotossíntese. Nos viveiros, o fitoplâncton

usualmente representa o maior produtor de matéria orgânica.

A produtividade primária corresponde ao aumento de biomassa, em um dado

intervalo de tempo, considerando todas as perdas ocorridas no período. Desta maneira, a

produção primária é a quantidade de matéria orgânica acrescida pela fotossíntese ou

quimiossíntese, de acordo com um intervalo de tempo.

2.15 Demanda Bioquímica de Oxigênio (DBO)

A taxa de consumo de oxigênio pelo fitoplâncton e bactérias, numa amostra de

água, é medida para determinar a Demanda Bioquímica de Oxigênio. Uma amostra de

31

água bruta ou diluída é incubada no escuro, por cinco dias, a 20 ºC. A perda de

Oxigênio Dissolvido na água durante o período da incubação é a DBO.

Quanto mais elevada for a DBO, maior será o grau de enriquecimento da água

do viveiro com matéria orgânica. A redução do oxigênio a níveis mínimos representa

um perigo nos viveiros sem aeração mecânica, quando a DBO excede 20mg/l.

2.16 Sólidos em suspensão

Todas as impurezas da água, com exceção dos gases dissolvidos, contribuem

para a carga de sólidos presentes nos recursos hídricos e podem ser classificadas de

acordo com o seu tamanho e características químicas. Os sólidos suspensos são medidos

pesando a quantidade do material retido quando a água passa por um filtro fino.

2.17 Coliformes totais

As bactérias coliformes, como a Escherichia coli e os estreptococos fecais

(enterococos), que residem no intestino humano, são eliminadas em grandes

quantidades, nas fezes do homem e outros animais de sangue quente - uma média de 50

milhões por grama. O esgoto doméstico bruto, geralmente, contém mais de três milhões

de coliformes/100ml. Segundo o Ministério da Saúde, os coliformes são definidos como

todos os bacilos gram-negativos capazes de crescer na presença de sais biliares ou

outros compostos ativos de superfície (surfatantes), com propriedades similares de

inibição de crescimento, que fermentam a lactose com a produção de aldeído e gás.

Coliformes fecais ou coliformes termolatentes são bactérias do grupo dos

coliformes que apresentam uma temperatura de 44,5 ºC, mais ou menos 0,2 por 24

horas (BRASIL, 1990). A contagem de bactérias é dada em Unidades Formadoras de

Colônias (UFC) e obtida por semeadura em placa de Petri.

32

3 ANÁLISE DE FITO E ZOOPLÂNCTON

Com o crescente desenvolvimento da aqüicultura nos últimos anos, estudos e

pesquisas que abordam a produção do fito e zooplâncton, em grande escala, são muito

relevantes. O plâncton constitui a unidade básica da produção de matéria orgânica nos

ecossistemas aquáticos. As zonas de maior riqueza pesqueira no mundo são aquelas

onde o plâncton é abundante, uma vez que ele é essencial na dieta de muitos organismos

aquáticos, principalmente nas primeiras fazes do cultivo de camarões.

A produção controlada de fito e zooplâncton (marinho e de água salobra) já é

bem conhecida, principalmente em países como Japão, França, Espanha e Estados

Unidos, mas no Brasil são necessários estudos voltados para a produção em larga

escala, com a utilização de espécies regionais de fácil obtenção de inóculos. Um dos

fatores mais importantes para o sucesso no cultivo de camarões e peixes é a utilização

de alimento natural, em especial nos estágios iniciais de desenvolvimento.

A necessidade de alimento natural pode ser resolvida pelo cultivo do fito e

zooplâncton em instalações especiais designadas para este propósito. Diversos autores

têm enfatizado que o alimento vivo, devido ao seu conteúdo de ácidos graxos essenciais

e enzimas, é essencial para o crescimento e a sobrevivência dos camarões,

principalmente nas fases larval e juvenil.

3.1 Características do fitoplâncton

As microalgas, como todos os vegetais, possuem clorofila e outros pigmentos

com os quais realizam a fotossíntese. Por meio desse processo, estes organismos

produzem matéria orgânica a partir de sais inorgânicos, água e dióxido de carbono,

utilizando como fonte de energia a luz solar. A reprodução do fitoplâncton nos viveiros

depende, principalmente, dos nutrientes inorgânicos (N, P, Si e K) disponíveis no

ambiente. Estes elementos são geralmente escassos na água de captação para

abastecimento dos viveiros, sendo necessário fertilizar a água para estimular o

desenvolvimento destes organismos, o que deverá concorrer para manter uma boa

qualidade da água e incrementar o alimento natural nesses ambientes.

A floração de microalgas está relacionada com a freqüência, o tipo e as

dosagens dos fertilizantes, bem como com a densidade do animal cultivado. A resposta

às fertilizações se dá por meio da coloração da água do viveiro, determinada pela

presença de grupos específicos de microalgas. Porém, dependendo da espécie

33

predominante, as florações podem representar um risco para o produtor, como é o caso

das florações de cianobactérias. Estas são as principais causadoras da perda da

qualidade da água, por reduzirem a transparência ou os níveis de oxigênio na coluna de

água e no sedimento dos viveiros com circulação restrita. A predominância das

cianobactérias é conseqüência da queda do nitrogênio decorrente da absorção por estas

algas. Paralelamente, os níveis de fósforo vão aumentando e a relação

Nitrogênio/Fósforo (N/P) diminui, favorecendo ainda mais as cianobactérias. Mesmo

com os níveis baixos de nitrogênio, as cianobactérias continuam se proliferando, pois

têm a capacidade de absorver nitrogênio atmosférico, sobressaindo-se em relação às

outras microalgas.

A coloração da água depende dos tipos de pigmentos encontrados nos grupos

de microalgas predominantes no ambiente aquático (Tabela 2). Se forem algas verdes

(clorofíceas) ou verde-azuladas (cianobactérias), a água terá uma cor esverdeada; se

forem algas marrons (diatomáceas e dinoflagelados), a água terá a cor marrom (não

confundir com a coloração marrom decorrente do excesso de argila em suspensão). Da

mesma forma, os organismos com coloração vermelha, como o ciliado autotrófico

Mesodinium rubrum, ou certos dinoflagelados, entre eles a Scrippsiela trochoidea,

tornarão a água vermelha. Portanto, há um desafio constante em manter a água com

florações algais de grupos que favorecem uma boa qualidade, tais como as diatomáceas

e clorofíceas.

Tabela 2 - Principais pigmentos encontrados nas microalgas

Grupos Nome comum Pigmentos

Crysophyta Diatomáceas Clorofila A e C, e fucoxantina

Pyrrophyta Dinoflagelados Clorofila A e C, e fucoxantina

Chorophyta Clorofíceas Clorofila A e B

Cyanophyta Cianobactérias Clorofila A, ficoeritrina e ficocianina

Euglenophyta Euglenofíceas Clorofila A e B

A transparência da água, medida com o disco de Secchi, é uma informação

muito importante. Porém, o simples resultado da leitura não é suficiente para indicar a

qualidade da água, já que é necessário conhecer o que pode estar interferindo nessa

medição. Seria a presença de microalgas? De que espécies? Seriam nocivas ao

camarão? Qual a quantidade (cel/ml)? Essa transparência seria resultado da presença

maciça do zooplâncton? A análise microscópica do plâncton torna-se, portanto,

34

importante para responder a essas perguntas, principalmente se for feita antes do

povoamento do viveiro. Com relação à densidade algal, na Tabela 3 encontram-se

indicados os níveis considerados ideais em viveiros semi-intensivos. Os viveiros podem

conter predominantemente um grupo de algas indesejáveis ou potencialmente tóxicas

que, em concentrações elevadas, podem causar a mortalidade dos camarões por meio de

liberação de toxinas, ou propiciar o acúmulo de neurotoxinas e hepatotoxinas na cadeia

trófica, como é o caso das cianobactérias. No caso de camarões cultivados em água de

baixa salinidade, a floração deste grupo de algas pode provocar gosto e odor

desagradáveis na água e nos camarões (off flavor).

Tabela 3 - Densidade algal em viveiros semi-intensivos

Grupo de algas Mínimo Máximo

Diatomáceas 20.000 ---

Clorofíceas 50.000 ---

Cianobactérias 10.000 40.000

Dinoflagelados --- 500

Algas totais 80.000 300.000

É de suma importância conhecer qual microalga está predominando no

ambiente, bem como a sua concentração, para que sejam tomadas medidas quanto à

aplicação de fertilizantes ou uso de trocas de água. Este controle evita também o

crescimento excessivo de algas, que terá como conseqüência o processo de eutrofização,

que vem a ser o aumento nos níveis de matéria orgânica da água em função da maior

disponibilidade de nutrientes. Diante do exposto, as fazendas necessitam implementar

análises físico-químicas e biológicas para realizar um manejo correto e em tempo real.

3.2 Características do zooplâncton

O zooplâncton dos viveiros de camarão é constituído principalmente por

Protozoa, Rotífero e Crustácea, este último composto por Copepoda e Cladocera.

Apesar de ser pouco monitorado e pouco entendido pelos produtores, o zooplâncton

desempenha um importante papel na nutrição e no equilíbrio do ecossistema aquático.

35

3.2.1 Rotíferos

São organismos microscópicos, pseudocelomados e com simetria bilateral.

Caracterizam-se por possuir uma coroa e um mástax que apresentam uma série de peças

que atuam como uma estrutura mastigadora. A reprodução é partenogenética por ovos

diplóides. Alguns rotíferos são vivíparos, carregando um ou mais embriões em um

oviduto. Em resposta às adversidades das condições ambientais, algumas fêmeas,

chamadas míticas, podem produzir ovos haplóides, os quais dão origem aos machos. Os

rotíferos são considerados um excelente alimento para larvas de crustáceos e peixes,

devido ao pequeno tamanho e ao estímulo sensorial causado por sua constante

movimentação na massa de água, além do curto ciclo de vida e do alto valor nutritivo

dos mesmos.

3.2.2 Cladoceras

Os cladoceras representam um dos grupos mais característicos de águas doces.

São popularmente conhecidos como “pulgas d’água”. A maioria apresenta um tamanho

entre 0,2 e 3,0 mm (ou mais) e possui cabeça e corpo cobertos por uma dobra de

cutícula, a qual estende-se para trás e para baixo, a partir do lado dorsal da cabeça,

constituindo uma carapaça bivalva. A reprodução é por partenogênese e o número de

ovos varia de dois, como em Chydoridae, a mais de 20, como em Daphidae, os quais

são depositados em uma câmara, onde se desenvolvem. Os cladoceras são encontrados

em todos os tipos de água doce, mas geralmente os lagos, reservatórios e viveiros

contêm uma densidade muito maior do que os rios. A Moina é considerada um gênero

de fácil cultivo e possui admiráveis atributos para utilização na aqüicultura, tais como o

alto valor nutritivo e a reprodução partenogenética, que permite a obtenção de uma

grande população em curto espaço de tempo. Também é vista como uma presa fácil,

devido à sua forma e ao diâmetro e pigmentação do seu olho (LAZZARO, 1987).

3.2.3 Copépodes

São os microcrustáceos mais importantes no plâncton marinho, mas no

plâncton de água doce eles compartilham esta posição com os Cladoceras. Podem ser

parasitas ou de vida livre, e compreendem três subordens: Calanoida, Cyclopoida e

Haparcticoida. Todas são encontradas em águas doces, marinhas e salobras. Das três

36

subordens, a mais utilizada no cultivo para alimentação de larvas de peixes é a

Calanoida. Geralmente, os Cyclopoidas são carnívoros e os Haparcticoidas são

detritívoros. A reprodução é do tipo sexuada e o macho é bem menor que a fêmea. Os

machos apresentam, na antena, uma musculatura que permite dobrá-la para segurar a

fêmea para copulação. Informações sobre alimentação de copépodes, particularmente

Calanoidas, indicam que o nanofitoplâncton é a principal fonte de energia existente para

estes organismos, sendo que bactérias e detritos podem funcionar como fonte adicional

e, às vezes, alternativa.

3.2.4 Protozoas

Os protozoas compreendem um grupo com cerca de 15.000 a 20.000

organismos. Cada indivíduo é completo em seus conteúdos, porém são organismos

unicelulares. Muitos contêm mais de um núcleo e, geralmente, o protoplasma não é

dividido em compartimentos pela membrana celular. Por outro lado, há muitas espécies

de protozoários coloniais, e muitos indivíduos são envoltos por uma membrana. Os

coloniais geralmente apresentam um núcleo simples. As espécies de protozoários vivem

sob diversas condições e obtêm seu alimento de várias maneiras. O modo de vida pode

ser livre ou associado a organismos maiores. Podem viver sobre a superfície, chamados

de ectozóicos, ou dentro de outros organismos, chamados de endozoóicos. Ambos

podem ser comensais, parasitas ou simbióticos. É bem conhecido o papel de destaque

que desempenham como consumidores de bactérias, em ambientes ricos em matéria

orgânica, reduzindo significativamente a porcentagem da mesma. Também atuam como

consumidores de fitoplâncton, podendo, por sua vez, ser consumidos por diferentes

espécies de Cladocera, Copepoda e Rotifera, além de serem extremamente eficientes na

ciclagem de nutrientes. Em viveiros de camarão que apresentam excesso de matéria

orgânica, protozoários parasitas como Vorticella, Zoothamnium e Epstylis causam

impregnação nas brânquias, epipodito e carapaça, prejudicando suas funções

fisiológicas.

37

4 ANÁLISES PRESUNTIVAS

O camarão, a exemplo de outros animais aquáticos, é suscetível a diversas

patologias, quase sempre relacionadas a ocorrências de estresses ambientais, razão pela

qual a adoção de cuidados sanitários para a manutenção do setor produtivo, dentro dos

padrões de sanidade e qualidade, constitui uma ferramenta indispensável no controle e

prevenção de doenças.

As técnicas para identificação de patógenos, além das técnicas simples como

as análises presuntivas, incluem técnicas tradicionais de bacteriologia e histologia e

procedimentos complexos baseados em biologia molecular. As análises presuntivas

representam a maneira mais viável, do ponto de vista do produtor, para identificar

processos patológicos. Essas análises são caracterizadas por técnicas laboratoriais de

diagnóstico rápido e consistente, na avaliação de estruturas específicas, mediante a

preparação de amostras pela técnica de montagem em fresco de lâminas e sua

observação direta através de microscopia.

A minimização de danos causados por enfermidades nos camarões cultivados

pode ser conseguida através das análises presuntivas, associadas à adoção de uma série

de procedimentos de monitoramento que, realizados sistematicamente, funcionam como

um eficaz instrumento de prevenção do estresse e dos efeitos adversos de patógenos

oportunistas. Essas análises devem ser realizadas seguindo as seguintes etapas:

• recolhimento das amostras e coleta

Devem ser recolhidas amostras semanais em todos os viveiros, a partir da

primeira semana de povoamento. Há coleta de 10 a 20 indivíduos de cada viveiro,

através de amostragem dirigida, que consiste no recolhimento de animais moribundos,

letárgicos ou que apresentem características externas anormais, indicando a presença de

algumas enfermidades.

• acondicionamento das amostras

É fundamental acondicionar as amostras de cada viveiro em baldes separados e

numerados para, em seguida, levá-los ao laboratório, colocando uma mangueira com

pedra de aeração em cada um, a fim de manter os indivíduos vivos. O tempo entre a

38

captura e a realização das análises em laboratório não deve exceder o período máximo

de duas horas.

• pesagem do camarão

Antes de iniciar as análises, cada indivíduo deve ser pesado e o seu peso será

anotado em planilha.

• realização das análises visuais

É necessário avaliar as estruturas externas - rostro, pleopodos, pereiópodos,

antenas, antênulas, telso e carapaça, buscando sinais de deformações, necroses

multifocais, expansão dos cromatóforos, brânquias escurecidas, sinais característicos de

opacidade muscular ou qualquer outro sintoma característico de alguma anormalidade.

• retirada da hemolinfa para avaliação do tempo de coagulação

Tal procedimento deve ser realizado com o camarão ainda vivo, de acordo com

os seguintes passos: secar o camarão por inteiro, com a ajuda de um papel-toalha, para

que a água não interfira no tempo de coagulação; retirar a hemolinfa através de uma

punção entre o cefalotórax e o primeiro segmento próximo ao coração; colocar a

hemolinfa sobre uma lâmina de vidro esterilizada até que ocorra a coagulação, de forma

gelatinosa, não devendo exceder 20 segundos.

• preparação das lâminas para análise em fresco

Devem ser montadas lâminas contendo as seguintes estruturas: brânquias,

epipodito, intestino anterior e posterior, e hepatopâncreas. Em seguida, com o auxílio de

um microscópio binocular, deve-se realizar a varredura em cada estrutura, a fim de

buscar sinais que indiquem a presença de enfermidades.

Brânquias

Levar para observação em microscópio, fazendo uma cuidadosa varredura em toda a

porção da brânquia contida na lâmina. Uma brânquia normal deve apresentar as

seguintes características: boa formação do arco branquial e de seus lóbulos

39

(ramificações); e ausência de sujeiras, necroses, parasitas epicomensais ou bactérias

filamentosas.

Epipodito

Levar para o microscópio e examinar toda a extensão do epipodito, para identificar

sinais clínicos de sujeira, necroses, parasitas, bactérias filamentosas ou características

anormais que indiquem a presença de uma enfermidade.

Intestino anterior e posterior

Levar a lâmina ao microscópio e realizar uma varredura de todo o material nela contido,

utilizando as objetivas de 4x e 10x para analisar, quantitativa e qualitativamente, o

conteúdo intestinal (presença de ração, alimento natural, detritos etc.), procurando sinais

clínicos da presença de protozoários (gregarinas adultas, esporozoítos e gametócitos) e

observando a presença de partes ou estruturas de outros camarões (antênulas, antenas,

pereiópodos etc.).

Hepatopâncreas

Observar todo o material contido na lâmina, utilizando as objetivas de 4x e 10x para

analisar, primeiramente, o preenchimento dos túbulos do hepatopâncreas, determinando

o grau de lipídios para avaliação do estado nutricional dos animais analisados. Após a

determinação do grau de lipídios, deve-se observar os túbulos do hepatopâncreas, a fim

de procurar sinais de deformação, atrofias, enrugamentos, necroses, espessamento das

paredes ou qualquer outro sintoma que caracterize uma possível enfermidade, tais como

NHP, vibriose ou enterite hemocítica.

• preenchimento da planilha com os dados obtidos

Todos os dados obtidos nas análises presuntivas devem ser anotados em uma

planilha que, posteriormente, será arquivada para auxiliar o monitoramento contínuo da

evolução da sanidade dos camarões cultivados durante o ciclo de produção. A planilha

deve ser padronizada, contendo espaços para preenchimento de data, horário, número do

viveiro e tudo que foi analisado, desde as avaliações visuais até a análise microscópica

das estruturas.

40

• avaliação dos dados para elaboração do diagnóstico

O processo de diagnóstico tem duas categorias interativas: a detecção e a

priorização de agentes quanto à contribuição relativa ao surto de uma doença. Depois

das observações em cada estrutura, deve-se estabelecer uma avaliação quanto à

incidência ou extensão do problema, a fim de diagnosticar a ausência ou o estágio da

patogenia específica, o que irá permitir a determinação do grau de infestação. Alguns

estágios a considerar na avaliação:

- G-0 = características normais sem indícios de enfermidade;

- G-1 = apenas presença ou indícios iniciais do problema;

- G-2 = manifestação, de leve a moderada, do problema (casos em que já se recomenda

algum tratamento específico);

- G-3 = manifestação moderada do problema (grau em que já é necessário ter cautela e

estabelecer tratamento o quanto antes);

- G-4 = manifestação severa do problema que, dependendo do caso, não é mais passível

de tratamento.

• realização de uma nova amostragem

A nova coleta deve ser realizada caso os indivíduos de um determinado viveiro

analisado apresentem características de leve a moderada (G-2 ou G-3) de alguma

enfermidade específica. A amostra deve ser coletada aleatoriamente e com um número

maior de indivíduos - entre 30 e 50, para que se possa determinar o percentual de

incidência de camarões afetados pela enfermidade e traçar critérios de tratamento.

• envio das amostras para análises confirmatórias

Caso a segunda avaliação demonstre um percentual acima de 10% de indivíduos

afetados com uma enfermidade específica mais relevante (IMNV, IHHNV, NHP,

vibriose, enterite hemocítica, entre outras), deve-se enviar amostras deles para um

laboratório especializado, a fim de realizar análises confirmatórias através de técnicas

moleculares e histopatológicas.

41

5 ANÁLISES MOLECULARES

Este capítulo foi extraído da dissertação de mestrado de Robert Lenoch

“Avaliação do risco epidemiológico da carcinicultura catarinense usando como modelos

a Síndrome de Taura e a doença da mancha branca”, do Programa de Mestrado

Acadêmico em Ciência e Tecnologia Ambiental, da Universidade do Vale do Itajaí.

5.1 Procedimentos para amostragem

As amostras podem ser coletadas de acordo com três finalidades: vigilância

sanitária, certificação sanitária ou controle de reprodutores, e diagnóstico da doença. O

número e o tipo de amostra para análise irão variar segundo a finalidade do exame.

5.2 Diagnóstico em situação de doença

Quando há ocorrência da doença clínica, deve-se ter o cuidado de selecionar

espécimes com lesões significativas de animais vivos ou moribundos. Todos os esforços

devem ser feitos para a coleta de amostras de todas as espécies suscetíveis à doença,

tanto de indivíduos moribundos como também com sintomas clínicos. A coleta de

espécimes mortos deve ser evitada. Quando crustáceos nativos apresentarem sinais

clínicos de uma doença com características listadas como de notificação obrigatória pela

OIE, deve-se coletar amostras de todas as espécies para garantir ações de preservação e

um diagnóstico antecipado.

É aconselhável um número mínimo de espécimes a serem coletados para teste de

diagnóstico: 100 ou mais para estágios larvais, 50 para estágios pós-larvas e 10 se forem

juvenis ou adultos. O número de amostras com a doença clínica deve ser grande, a fim

de poder observar a cuidadosa seleção dos pontos de coleta e a qualidade dos

espécimes.

5.3 Diagnóstico em crustáceos assintomáticos

Quando amostras são coletadas para vigilância sanitária, é necessária a

realização de testes com animais assintomáticos para a prevenção de doenças ou a

certificação “livre de patógenos específicos” (SPF - Specific Pathogen Free). O tamanho

da amostra a ser coletada será determinado por uma tabela estatística - o mínimo

42

previsto para teste deve confirmar que o espécime infectado está presente na amostra

(95%), assumindo um mínimo de prevalência da infecção igual ou maior que 2,5 (10%).

Tamanho das amostras baseadas na prevalência do patógeno em uma população

(OIE, 2003)

Tamanho da amostra necessária para a prevalência em número de

indivíduos

Tamanho da

população

2 % 5 % 10 % 20 % 30 % 40 % 50 %

50 50 35 20 10 7 5 2

100 75 45 23 10 9 7 6

250 110 50 25 10 9 8 7

500 130 55 26 10 9 8 7

1.000 140 55 27 10 9 9 8

1.500 140 55 27 10 9 9 8

2.000 145 60 27 10 9 9 8

4.000 145 60 27 10 9 9 8

10.000 145 60 27 10 9 9 8

>/=100.000 150 60 30 10 9 9 8

Para a vigilância sanitária e a certificação de doenças de notificação obrigatória,

as amostras dos locais de cultivo ou de estoques selvagens devem conter um número

apropriado de espécimes, a serem testados de acordo com a tabela anterior. O teste para

uma prevalência mínima de 2% é recomendado.

Para a lista de doenças de notificação obrigatória da OIE, é aconselhável que o

planejamento de amostragem deva ser bem executado, de forma que a época de

amostragem esteja de acordo com a fase de crescimento dos crustáceos, em particular

quando o patógeno é mais provável de ser descoberto. Isto é importante quando os

métodos de diagnóstico dependem de simples microscópios ou de métodos histológicos

e não incluem métodos moleculares. Para baculoviroses (BP, MBV e BMV), larvas e

pós-larvas são amostras mais apropriadas; para TSV, WSSV e YHV, juvenis e

subadultas são amostras melhores; e para “crayfish plague”, juvenis e adultas são

amostras superiores. No caso de diagnósticos de infecções assintomáticas, quando se

43

pressupõe a presença do patógeno, o número de amostras deverá refletir que a

prevalência excederá 5%.

5.4 Conservação de amostras para testes moleculares

Para diagnósticos de rotina por PCR, RT-PCR ou “dot-blot” com provas de

DNA, as amostras devem preservar os ácidos nucléicos dos patógenos.

5.5 Tipos de amostras

As amostras coletadas para provas de DNA ou anticorpos devem ser guardadas

em sacos plásticos ou frascos novos, com a intenção de minimizar o risco potencial de

contaminação com outras amostras de locais, tanques ou lotes diferentes. É necessário

sempre usar material de primeiro uso. As amostras devem ser identificadas por local e

data de coleta. Alguns procedimentos para preservação e transporte de amostras:

• elas podem ser processadas no campo ou enviadas para laboratório - o melhor

método para processamento;

• elas devem ser coletadas com agulha e seringa, puncionando o sinus ventral ou a

parede lateral do corpo do animal;

• os espécimes devem ser transportados para laboratório em até 24 horas. Os sacos

plásticos devem ser acondicionados em meio ao gelo, em quantidade suficiente

para manter a temperatura, ou em caixas de material isotérmico (isopor);

• os espécimes devem ser selecionados de acordo com o diagnóstico ou a

vigilância sanitária, e rapidamente congelados no campo, usando gelo seco

triturado ou freezer (temperatura de -18 ºC a -20 ºC). No transporte para o

laboratório, as amostras devem ser levadas em caixas isotérmicas contendo gelo;

• em locais onde o uso de gelo ou freezer for problemático, pode-se utilizar etanol

(90% - 95%) para conservação, estocagem e transporte;

• os tecidos usados para amostra são obtidos da hemolinfa de crustáceos inteiros

(menores que 2 g a 3 g - os crustáceos maiores devem ter tecidos que não irão

ser usados para testes). Essas amostras devem ser acondicionadas em

embalagens individuais para transporte.

44

6 PLANO DE MONITORAMENTO AMBIENTAL

De acordo com a Resolução Conama nº 312, de 10 de outubro de 2002, as

fazendas de cultivo de camarões marinhos devem realizar monitoramento de seus

afluentes e efluentes, com o objetivo de avaliar possíveis alterações na qualidade da

água utilizada na sua produção.

Nos Estados de Pernambuco e Santa Catarina, o Plano de Monitoramento

Ambiental foi elaborado pelo órgão ambiental estadual e pelo setor produtivo, e ambos

prevêem análises quinzenais dos parâmetros físico-químicos de qualidade da água em

pelo menos três viveiros de cada propriedade.

Dessa forma, as análises realizadas para o monitoramento hidrobiológico têm

dois objetivos principais: servir de ferramenta para o manejo dos cultivos e servir para a

elaboração do PMA.

A cada duas semanas este manual será preenchido com uma nova bateria

de dados, obtidos das análises nas fazendas. Ao final do cultivo, o conjunto dessas

planilhas comporá o Plano de Monitoramento Ambiental da fazenda. A Faepe e a sua

Comissão de Carcinicultura, juntamente com a CPRH, têm somado esforços para

legalizar e fiscalizar as fazendas de Pernambuco. O resultado dessa parceria é a

legalização de uma grande parte das fazendas.

45

APÊNDICE

Parâmetros Unidade Amônia mg/l Nitrito mg/l Nitrato mg/l Nitrogênio total mg/l Ortofosfato mg/l N/P mg/l Sílica mg/l Ferro mg/l Sulfeto H+ pH mg/l Alcalinidade g/l Salinidade mg/l Oxigênio cm Transparência °C Temperatura mg/l Material em susp. ----- Clorofila A mg/l DBO NMP/100ml Coliformes totais % Matéria orgânica % Carbono orgânico C/N mg/l Víbrios UFC Microalgas -----

COMENTÁRIOS

FICHA DE AVALIAÇÃO DE DADOS HIDROBIOLÓGICOS

EMPREENDIMENTO:

DATA:

Tabela 1 - Variações aceitáveis de concentração dos principais parâmetros nas águas de viveiros de aqüicultura Parâmetro Concentração desejada Temperatura 26-32 °C Oxigênio ≥ 5,0 mg/l pH 7,0~9,0 Transparência 40~60 cm Salinidade 15-25 ppt Amônia < 0,3 mg/l (não ionizável) Nitrito < 0,3 mg/l Nitrato 0,2~20 mg/l Ortofosfato < 0,4 mg/l Sílica ≥ 2,0 mg/l Ferro < 0,5 mg/l Sulfeto Não detectável Alcalinidade ≥ 120 mg/l Relação N/P 10-15: 1 Matéria orgânica 2~ 4% C/N 5-10:1 Status de microalgas Diatomáceas (predomínio) Tabela 2 - O efeito do pH em peixes e crustáceos de viveiro

Tabela 3 - Influência das concentrações de Oxigênio Dissolvido em espécies de viveiros de aqüicultura

Concentração OD Efeito Menor 1ou 2 mg/l Letal se a exposição durar mais que algumas horas 2 ~ 5 mg/l Crescimento lento se a exposição ao baixo nível de OD é

contínua 5 ~ saturação Melhor condição para um bom crescimento Acima saturação Normalmente não há problemas (se menor que 200%)

pH Efeito <4,5 Ponte de morte ácida 4,5-5 Não há reprodução 5-6,5 Crescimento lento 6,5-9 Melhor crescimento 9-10 Crescimento lento ≥10 Ponte de morte básica

2

Tabela 4 - Porcentagem de amônia não-ionizada em diferentes valores de pH e temperatura pH Temperatura

(oC) 6,0 6,5 7,0 7,5 8,0 8,5 9,0 9,5 10,0

15 0,0274 0,0865 0,273 0,859 2,67 7,97 21,5 46,4 73,3

16 0,0295 0,0933 0,294 0,925 2,87 8,54 22,8 48,3 74,7

17 0,0318 0,101 0,317 0,996 3,08 9,14 24,1 50,2 76,1

18 0,0343 0,108 0,342 1,07 3,31 9,78 25,5 52,0 77,4

19 0,0369 0,117 0,368 1,15 3,56 10,5 27,0 53,9 78,7

20 0,0397 0,125 0,396 1,24 3,82 11,2 28,4 55,7 79,9

21 0,0427 0,135 0,425 1,33 4,10 11,9 29,9 57,5 81,0

22 0,0459 0,145 0,457 1,43 4,39 12,7 31,5 59,2 82,1

23 0,0493 0,156 0,491 1,54 4,70 13,5 33,0 60,9 83,2

24 0,0530 0,167 0,527 1,65 5,03 14,4 34,6 62,6 84,1

25 0,0569 0,180 0,566 1,77 5,38 15,3 36,3 64,3 85,1

26 0,0610 0,193 0,607 1,89 5,75 16,2 37,9 65,9 85,9

27 0,0654 0,207 0,651 2,03 6,15 17,2 39,6 67,4 86,8

28 0,0701 0,221 0,697 2,17 6,56 18,2 41,2 68,9 87,5

29 0,0752 0,237 0,747 2,32 7,00 19,2 42,9 70,4 88,3

30 0,0805 0,254 0,799 2,48 7,46 20,3 44,6 71,8 89,0

3

Tabela 5 - Solubilidade do oxigênio (mg/l) em função de temperatura e salinidade

Salinidade (ppt) Temperatura

(oC) 0 5 10 15 20 25 30 35 40

15 10,0 9,7 9,4 9,1 8,9 8,6 8,3 8,1 7,8

16 9,8 9,5 9,2 9,0 8,7 8,1 8,2 7,9 7,7

17 9,6 9,3 9,0 8,8 8,5 8,3 8,0 7,8 7,5

18 9,4 9,1 8,9 8,6 8,3 8,1 7,9 7,6 7,4

19 9,2 8,9 8,7 8,4 8,2 7,9 7,7 7,5 7,3

20 9,0 8,8 8,5 8,3 8,0 7,8 7,6 7,3 7,1

21 8,9 8,6 8,3 8,1 7,9 7,6 7,4 7,2 7,0

22 8,7 8,4 8,2 8,0 7,7 7,5 7,3 7,1 6,9

23 8,5 8,3 8,0 7,8 7,6 7,4 7,2 6,9 6,7

24 8,4 8,1 7,9 7,7 7,4 7,2 7,0 6,8 6,6

25 8,2 8,0 7,7 7,5 7,3 7,1 6,9 6,7 6,5

26 8,0 7,8 7,6 7,4 7,2 7,0 6,8 6,6 6,4

27 7,9 7,7 7,5 7,3 7,1 6,9 6,7 6,5 6,3

28 7,8 7,5 7,3 7,1 6,9 6,7 6,6 6,4 6,2

29 7,6 7,4 7,2 7,0 6,8 6,6 6,5 6,3 6,1

30 7,5 7,3 7,1 6,9 6,7 6,5 6,3 6,2 6,0

31 7,4 7,2 7,0 6,8 6,6 6,4 6,2 6,1 5,9

32 7,2 7,0 6,9 6,7 6,5 6,3 6,1 6,0 5,8

33 7,1 6,9 6,7 6,6 6,4 6,2 6,1 5,9 5,7

34 7,0 6,8 6,6 6,5 6,3 6,1 6,0 5,8 5,6

35 6,9 6,7 6,5 6,4 6,2 6,0 5,9 5,7 5,6

Fonte: Vinatea, 2004.

Tabela 6 - Porcentagem de ácido sulfídrico não-ionizado (H2S) em solução aquosa em função de pH e temperatura

Temperatura

pH 16 18 20 22 24 26 28 30 32 6,0 93,2 92,8 92,3 92,0 91,4 90,8 90,3 89,7 89,1 6,5 81,2 80,2 79,2 78,1 77,0 75,8 74,6 73,4 72,1 7,0 57,7 56,2 54,6 53,0 51,4 49,7 48,2 46,6 45,0 7,5 30,1 28,9 27,5 26,3 25,0 23,8 22,7 21,6 20,6 8,0 12,0 11,4 10,7 10,1 9,6 9,0 8,5 8,0 7,6 8,5 4,1 3,9 3,7 3,4 3,2 3,0 2,9 2,7 2,5 9,0 1,3 1,3 1,2 1,1 1,0 1,0 0,9 0,9 0,8

4

Tabela 7 - Concentrações aproximadas de fertilizantes comuns Substância N % P % K2O Uréia 45 0 0 Nitrato de cálcio 15 0 0 Nitrato de sódio 16 0 0 Nitrato de amônia 33 0 0 Sulfato de amônia 21 0 0 Superfosfato 0 16 0 Superfosfato triplo 0 46 0 Monoamônio fosfato 11 48 0 Diamônio fosfato 18 48 0 Amônio polifosfato 10-13 34-37 0 Muriato de potassa 0 0 60

5

CIANOFÍCEAS

6

CLOROFÍCEAS

7

DIATOMÁCEAS

8

EUGLENOFÍCEAS

9

DINOFLAGELADOS

10

CLADOCERAS

Alona costatahel Alonella nana Bosmina longirostris Ceriodaphinia cornuta

Ceriodaphinia reticulata Cladocera Cladocera Daphinia

Daphinia gessneri Diaphanosoma Disparalona rostrata

Evadne nordmanniEvadne Eubamina tubicen

Evadne

Penilia avirostris Podon Moina micrura Evadne spinifera

Cladocera

11

Polyphemus pediculus Sida crystalina Simocephalus sp Semocephalus vetulus

Clepus Codomaria Diffugia sp

Codonella

Favella ehenbergii

Dictyocysta Epiplocyloides

PROTOZOÁRIOS

Leoprotintinnus Lumirella

12

PROTOZOÁRIOS

Tintennopis PodophryaParafavella sp

manual de analises carcinicultura

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