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INSTRUÇÕES GERAISINSTRUÇÕES GERAISINSTRUÇÕES GERAISINSTRUÇÕES GERAIS Realização das práticas: na medida do possível, os experimentos devem ser realizados pelos estudantes. Para isto, a turma é dividida em grupos e cada um fica incumbido de realizá-los de acordo com o programado. No caso, em que haja deficiência de materiais ou de animais, o experimento passa a ser demonstrativo. Nesta situação, o docente e o técnico de laboratório o executam, enquanto que os estudantes fazem as observações. Tanto numa situação, como na outra, para o real aproveitamento do curso prático, devem ser obedecidas as seguintes recomendações: 1. Para participar das aulas práticas o aluno deverá estar usando jaleco

sobre a roupa (importante: calça comprida e sapatos fechados). Luvas serão necessárias quando a aula for realizada com animais.

2. Leia atentamente todo o trabalho a ser realizado , a começar do

título e objetivos. Esta leitura deve ser feita com antecedência suficiente para que o grupo de trabalho providencie todo o material necessário que por obrigação lhe caiba.

3. Esteja imbuído, antes de dar início ao experimento, do que pretende

investigar ou analisar, a técnica a ser empregada e as observações a serem feitas. Esteja consciente que a execução da atividade prática não é somente realizar trabalho de laboratório, mas entender o porquê está sendo realizado. Não torne a sua pesquisa um simples exercício de destreza manual ou de descomprometido espectador.

4. Comece o experimento somente quando estiver consciente do que

pretende realizar e dispondo de todos os materiais e soluções necessários para realizá-lo.

5. Lembre-se que o fato de obter resultados diferentes aos esperados

deve-se, comumente, a procedimento experimental diferente do planejado.

6. Use os equipamentos corretamente e, em caso de dúvida, consulte o

docente ou o técnico de laboratório.

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7. Quando usar animais observe, preliminarmente, o seu estado geral e

use de todos os cuidados necessários para evitar traumatizações que possam comprometer os resultados.

8. Não confie em sua memória. Anote as observações à medida que

são feitas, num caderno próprio, de modo claro e preciso. 9. Quando realizar determinado teste, se a observação não foi possível

ou lhe apresentou estranha, deve repeti-lo, procurando descobrir ou eliminar as possíveis causas de tal suposta anormalidade.

10. Realizado o experimento e feitas às observações, os elementos do

grupo deve se reunir para a discussão dos resultados, não deixando de responder às perguntas do manual de práticas.

11. Procure com paciência e persistência resolver as dúvidas por si

mesmo. Não conseguindo, consulte livros, revistas ou apontamentos e troque idéias com os elementos do grupo.

12. Anote as explicações para poder revê-las. Em caso de persistir

dúvidas, apesar de todo o esforço em saná-las, anote-as de modo claro e as formule, por ocasião da discussão geral, a fim de que haja uma participação de todos sob a coordenação do docente.

13. Após a realização das aulas práticas pertinentes a cada Unidade,

os grupos deverão entregar relatório seguindo estas normas: - a apresentação do relatório deve ser nos moldes de artigo

científico, ou seja, constando de: introdução, material e método, resultados, discussão, conclusões e referências bibliográficas, segundo as normas da ABNT;

- A capa do relatório deverá conter, além do título e data da aula (dia/mês), o número, o nome de cada aluno que esteve presente nas aulas práticas e participou de sua realização;

- Os resultados deverão ser apresentados em forma de tabelas e/ou gráficos, utilizando programas gráficos com excel, origin, etc.

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14. Avaliação:

Avaliação Peso Provas: Unidades (N1) 8

Provinhas (N2) 1

Relatórios e Seminários (N3) 1 Média:

Md = (N1x8) + (N2x1) + (N3x1) 10 Obs: Os alunos com média inferior a 7,0 (Md < 7,0) realizarão o Provão. A média obtida (Md) terá peso 7 e o provão, peso 3. Média Final: (Md x 7) + (Provão x 3) 10 Exemplo de nota de um aluno :

Média (Md): 5,9 x 7 = 41,3 ÷ 10 = 4,13 Provão : 4,2 x 3 = 12,6 ÷ 10 = 1,26

Média Final: ........................... 5,39 (Aprovado)

Após a divulgação da média final, o aluno que tiver nota inferior a 5,0 poderá ainda solicitar uma nova prova (recuperação), constando de toda a matéria lecionada no ano. Se ainda persistir nota inferior a 5.0, o aluno estará reprovado

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ÉTICA: PRINCÍPIOS ÉTICOS NA EXPERIMENTAÇÃO ANIMALÉTICA: PRINCÍPIOS ÉTICOS NA EXPERIMENTAÇÃO ANIMALÉTICA: PRINCÍPIOS ÉTICOS NA EXPERIMENTAÇÃO ANIMALÉTICA: PRINCÍPIOS ÉTICOS NA EXPERIMENTAÇÃO ANIMAL COBEA COBEA COBEA COBEA –––– Colégio Brasileiro de Experimentação Animal Colégio Brasileiro de Experimentação Animal Colégio Brasileiro de Experimentação Animal Colégio Brasileiro de Experimentação Animal

O progresso dos conhecimentos humanos, notadamente os referentes a biologia, à medicina humana e dos animais, é necessário. O homem precisa utilizar animais na busca do conhecimento, para se nutrir, se vestir e trabalhar. Assim, ele deve respeitar o animal, seu auxiliar, como um ser vivente como ele. Postula-se Artigo I – Todas as pessoas que pratiquem a experimentação biológica devem tomar consciência de que o animal é dotado de sensibilidade, de memória e que sofre sem poder escapar à dor; Artigo II – O experimentador é, moralmente, responsável por sua escolha e por seus atos na experimentação animal; Artigo III – Procedimentos que envolvam animais devem prever e se desenvolver considerando a sua relevância para a saúde humana ou animal, a aquisição de conhecimento ou o bem da sociedade; Artigo IV – Os animais selecionados para um experimento devem ser de espécie e qualidade apropriadas e apresentar boas condições de saúde, utilizando-se o número mínimo necessário para se obter resultados válidos. Ter em mente a utilização de métodos alternativos tais como modelo matemático, simulação por computadores e sistemas biológicos in vitro; Artigo V – É imperativo que se utilizem animais de maneira adequada, incluindo aí evitar o desconforto, a angústia e a dor. Os investigadores devem considerar que os processos determinantes de dor e angústia em seres humanos causam o mesmo em outras espécies a não ser que o contrário tenha sido demonstrado; Artigo VI – Todos os procedimentos com animais que possam causar dor e angústia, precisam se desenvolver com sedação, analgesia e anestesias adequadas. Atos cirúrgicos ou outros atos dolorosos não podem se implementar em animais não anestesiados e que estejam apenas paralisados por agentes químicos ou físicos; Artigo VII – Os animais que sofram dor ou angústia intensa ou crônica, que não possam se aliviar e os que serão utilizados devem ser sacrificados por método indolor e que não cause estresse; Artigo VIII – O uso de animais em procedimentos didáticos e experimentais pressupõe a disponibilidade de alojamento que proporcione condições de vida adequada às espécies, contribuindo para sua saúde e conforto. O transporte, a acomodação, a alimentação e os

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cuidados com os animais criados ou usados para fins biomédicos devem ser dispensados por técnicos qualificados; Artigo IX – Os investigadores e funcionários devem ter qualificação e experiência adequadas para exercer procedimentos em animais vivos. Deve-se criar condições para seu treinamento no trabalho, incluindo aspectos de trato e uso humanitário de animais de laboratório.

USO DE ANIMAIS EM EXPERIMENTOSUSO DE ANIMAIS EM EXPERIMENTOSUSO DE ANIMAIS EM EXPERIMENTOSUSO DE ANIMAIS EM EXPERIMENTOS OBJETIVOS: 1. Mostrar a importância da forma de tratamento dos animais de

laboratórios, levando em consideração que estes dão a vida para que possamos conhecer as funções do organismo.

2. Verificar que o tratamento inadequado de organismo vivo, ocasiona alterações importantes nos resultados das manobras experimentais.

ANIMAIS: Rã, rato, coelho e cão são os animais que serão utilizados na realização dos trabalhos de laboratório relacionados neste texto. MANUSEIO DE ANIMAIS: Rã: Estes animais são comumente utilizados nos estudos do sistema circulatório, reflexos medulares e atividades de músculo esquelético. Para estes estudos e, para que o animal adquira uma postura que possibilite as manobras experimentais, inicialmente deve proceder-se à destruição do Sistema Nervoso Central (SNC). Nos casos de estudos de parâmetros circulatórios e músculo esquelético, a destruição deve ser de todo o SNC. Já, nos casos de análise de reflexos, deverá ser preservada a medula espinhal. Para a destruição do sistema nervoso, segure o animal com a mão esquerda, apoiando o polegar sobre o dorso do animal e com o indicador pressione a cabeça para baixo, de modo a localizar uma pequena depressão formada na articulação atlo-occipital. Neste ponto, introduza a ponta de um estilete e ao julgar ter atingido o neuroeixo, execute movimentos laterais a fim de seccionar a medula. Dirigindo a ponta do estilete no sentido caudal, procure introduzir no canal medular e com movimentos giratórios do estilete,

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destrua a medula espinhal. Retirando o estilete, introduza a sua extremidade no sentido oposto para destruir o encéfalo. Havendo destruição do SNC, o animal não apresentará reflexos. Coelho ou cobaia: Para a imobilização destes animais, deve segurá-los com uma mão as orelhas e com a outra conter firmemente os membros posteriores, levantando-os levemente de forma a não oferecer-lhes suporte fixo. Para os estudos da ação do Sistema Nervoso Autônomo (SNA), na regulação dos vasos periféricos e da pupila, após o procedimento referido acima, deverá ser colocado um afastador na boca do animal. Este afastador deve ter um orifício no centro e por onde deverá ser imediatamente introduzida uma sonda no estômago. Através desta via será administrada a solução anestésica. Ratos: São animais freqüentemente empregados nos trabalhos de laboratórios; são geralmente fáceis de manipular, mas deve ser tomado bastante cuidado, pois, mordem quando são tratados de forma inadequada. Para imobilizá-los, inicialmente devem ser tomados pelo extremo da cauda com os dedos indicador e polegar, colocando-o sobre a mesa, de forma a apoiar as suas extremidades anteriores. Com os dedos polegar, indicador e médio da mão livre, dispostos em forma de pinça e com movimento rápido, deve prender o animal pelo pescoço, não permitindo que o mesmo movimente a cabeça. Persistindo alguma dúvida ou receio na imobilização do animal, pode ser empregada uma toalha, o que permitirá maior segurança na manobra. Para os casos de injeções intraperitoniais, o operador deve também prender a parte torácica e lombar com a mesma mão com a qual está segurando a cabeça do animal (figura 1).

TIPOS DE INJEÇÕESTIPOS DE INJEÇÕESTIPOS DE INJEÇÕESTIPOS DE INJEÇÕES Todos os alunos deverão ler atentamente e entender corretamente as técnicas de aplicação de injeção, que serão empregadas nas diversas práticas programadas pela Disciplina de Fisiologia. A introdução de medicamentos no organismo pelas injeções, denominadas também de via parenteral, se processa através da passagem de fármacos dos interstícios das células à circulação pela via capilar, executando-se a injeção endovenosa, que como seu próprio

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nome indica, a substância é depositada diretamente na corrente circulatória. Na prática de introdução de medicamentos pela via parenteral, o operador deve enquadrar-se a uma série de cuidados e princípios, de forma a não causar acidentes, que algumas vezes podem adquirir caracteres seríssimos. Estas observações são: seringa e agulha novas e descartáveis adequadas para cada tipo de injeção (observando-se diâmetro, comprimento, bisel, etc); esterilização do material a ser empregado; limpeza e desinfecção da região onde se processará a injeção; nas injeções intramusculares, injetar a substância só depois de verificar por aspiração de que a ponta da agulha não ficou dentro de um vaso sangüíneo. Este cuidado deve ser estritamente observado, principalmente, quando vai se injetar solução oleosa, a qual nunca deve ser depositada na corrente circulatória. Antes da introdução da agulha em qualquer tecido, deve-se retirar todo o ar existente dentro da seringa. Após a observação dos ítens acima, proceda da seguinte maneira: Injeção Subcutânea: É a deposição de uma solução no tecido subcutâneo. O líquido é aplicado lentamente, produzindo um leve aumento volumétrico no local, o que será distribuído através de massagens feitas com algodão e álcool. A agulha deve ser introduzida com movimento rápido e seguindo uma direção inclinada com relação à pele. A pele da região onde será feita a injeção, deve ser presa com os dedos polegar, indicador e médio. Injeção Intramuscular: Com uma das mãos prenda um segmento do músculo da região na qual será feita a injeção. Com movimento rápido e único, introduza a agulha, em uma posição oblíqua com relação à pele, no sentido súpero-inferior. Conseguindo isto, puxe o êmbolo e após verificar que a agulha não está dentro de um vaso sangüíneo, proceda a injeção. Cuidado especial deve ter para que a agulha não lese o ciático ou o radial (Figura 2).

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Figura 1. Técnica da injeção intraperitoneal no rato. Injeção Intraperitoneal: Contido o animal experimental, exponha o seu ventre e injete a solução na cavidade abdominal. Para isto, introduza a agulha no peritônio, atravessando os músculos abdominais (Figura 2). Este tipo de injeção freqüentemente é usado na aplicação de anestésico, aproveitando a rica vascularização da região, o que possibilita a rápida e eficaz absorção da solução. A agulha a ser utilizada deve ser 10x5, para pequenos animais. Cuidado: respeitar a região ocupada pelo fígado (pa rte superior

direita da cavidade abdominal). Figura 2. Locais de injeção intramuscular no homem. A) na região glútea, no quadrante superior externo; B) no músculo deltóide. Injeção Intravenosa: Esta forma de administração de medicamentos proporciona uma ação imediata, por isso, os cuidados devem ser maiores, pois, a reação orgânica também é imediata. Para facilitar a introdução da agulha na veia escolhida deve-se utilizar um torniquete ou compressão de forma a provocar uma estagnação sangüínea e um aumento volumétrico da veia. A agulha deve estar em linha oblíqua em relação à pele e a sua introdução deve ser lenta, de forma a não ultrapassar o vaso (figura 3). A chegada da ponta da agulha no interior da veia é fácil de ser constatada, pois, imediatamente, há um refluxo de sangue para dentro da seringa. Após esta observação deve-se retirar o torniquete ou aliviar a compressão e proceder à injeção.

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Figura 3. Técnica de injeção intravenosa. Colocação do torniquete no braço e introdução da agulha na veia cefálica medial.

Cuidado: Não injetar solução oleosa ou ar na corren te circulatória.

UNIDADES DE MEDIÇÕESUNIDADES DE MEDIÇÕESUNIDADES DE MEDIÇÕESUNIDADES DE MEDIÇÕES Sempre que se deseje quantificar uma determinada grandeza, torna-se necessário medi-la, ou seja, compará-la com uma unidade escolhida previamente. A seguir, apresentamos várias unidades para medição de acordo com o tipo de grandeza em estudo. I. Medidas de comprimento:

Medida Símbolo Valor Quilômetro km 103m Metro m Unidade-Padrão Centímetro cm 10-2m Milímetro mm 10-3m Micrômetro µm 10-6m (Ou 10-3mm) Nanômetro nm 10-9m (Ou 10-6mm) Angstrom A 10-10m (10-7mm)

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II. Medidas de massa: Quilograma kg unidade-padrão Grama g 10-3kg Decigrama dg 10-1g Miligrama mg 10-3g Micrograma µg 10-6g Nanograma ng 10-9g Micromicrograma Ou µµg Picograma pg 10-12g III. Medidas de volume: metro cúbico m3 103l Litro l unidade-padrão mililitro ml 10-3l microlitro ou µl ou milímetro cúbico mm3 10-6l IV. Medidas de tempo: Hora h 3,600 s Minuto Min 60 s Segundo s Unidade-padrão milissegundo Ms 10-3s V. Medidas de ângulos: Grau o 1/360 da circunferência minuto ‘ 1/60 do grau Segundo “ 1/60 do minuto VI. Medidas de força: Newton n unidade-padrão Quilograma-força Kgf unidade-padrão(1 kgf =

9,806 N) Grama-força Gf 10-3kgf Dina D 10-5N

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nº de móis do soluto

CONCCONCCONCCONCENTRAÇÕES DAS SOLUÇÕESENTRAÇÕES DAS SOLUÇÕESENTRAÇÕES DAS SOLUÇÕESENTRAÇÕES DAS SOLUÇÕES É entendida como uma relação entre a quantidade de soluto e a quantidade de solvente ou de solução. Há várias maneiras de expressar as concentrações das soluções, contudo, devemos exprimir as concentrações de uma maneira coerente com os fenômenos que pretendemos observar ou estudar. Assim, por exemplo, se estamos analisando reações entre íons, é conveniente expressarmos as concentrações em Normalidade ou Equivalente - grama por litro, uma vez que as reações se verificam equivalente-grama por equivalente-grama. Concentração comum ou concentração - relação entre a massa de soluto e o volume da solução. Concentração=

volume da solução

Esta pode ser expressa em: g/l, mg/ml, µg/ml, etc.

Título - é comumente expresso em porcentagem (%), representado a % em peso (p/p) ou volume do soluto na solução (v/v). Assim, por exemplo, solução de glicose a 5%, tem-se 5 g de glicose dissolvidas em 100 g de solução. Outro exemplo: 78% de nitrogênio no ar, tem-se 78 l deste gás em 100 l do ar. Molaridade (M) - relação entre o número de móis do soluto e o volume da solução. M = volume da solução em litros Em soluções fisiológicas, comumente, são expressas as

concentrações dos solutos em milimolar (mM) que representa M/1000. Normalidade (N) - é o quociente entre o número de equivalente-grama do soluto e volume da solução.

massa

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N = volume da solução em litros

Quando se diz que uma solução é xN, isto significa que nesta solução há xeq. por litro de solução, daí ser comum expressar a concentração em equivalente-grama por litro (eq/l). Os componentes iônicos do líquido extracelular, geralmente, são expressos em miliequivalente/litro (meq/l).

l mEq = eq/1000

Osmolaridade - é o quociente entre o número de osmóis e o volume da solução. Osmolaridade = volume de solução em litros O nº de osmóis obtém-se: m.i. M Assim, quando dizemos que uma solução tem a concentração 0,5 osmolar, isto significa que num litro de solução há 0,5 osmol do soluto. Termo parecido, mas não correspondente é osmolaridade que significa nº de osmóis por kg de solução. Em se tratando de soluções diluídas, osmolaridade e osmolalidade praticamente se equivalem.

nº de equivalente-grama do soluto

nº de osmóis do soluto

Onde m = massa de soluto em gramas i = fator de Van't Hoff M = Mol do soluto

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UNIDADE IUNIDADE IUNIDADE IUNIDADE I

1 1 1 1 –––– Mecanismo Mecanismo Mecanismo Mecanismossss Homeostáticos no Homem Homeostáticos no Homem Homeostáticos no Homem Homeostáticos no Homem

As diversas funções do corpo humano são decorrentes de processos físicos e químicos que continuamente ocorrem em aproximadamente 75 trilhões de células. A ação de uma grande quantidade de sistemas de controle locais e sistêmicos permite o estabelecimento de um equilíbrio entre as diversas funções corporais, pela ativação ou inibição de mecanismos que alteram a atividade de células, órgãos e sistemas. Os diversos sistemas de controle das funções corporais têm um objetivo comum: a manutenção das condições estáticas, ou constantes, do meio interno, entendendo-se como meio interno o meio que envolve as células, ou seja, o líquido intersticial nos tecidos e o plasma no sangue. As condições referidas acima representam o que em Fisiologia denomina-se homeostasia e que indicam funcionamento orgânico em condições normais. Dentre os sistemas de controle das funções corporais, o mecanismo de retroalimentação (“feedback”) constitui um dos principais meios de manutenção das condições necessárias para o funcionamento orgânico normal. O mecanismo de retroalimentação pode ser positivo ou negativo. O mecanismo de retroalimentação negativo é o mais importante para a manutenção da homeostasia. Esse mecanismo atua por uma resposta contrária do sistema de controle à condição inicial do estímulo. Ex. o aumento de CO2 no sangue ativa o mecanismo de retroalimentação negativa que promove a diminuição do CO2 ; a queda da pressão arterial ativa o mecanismo de retroalimentação negativa, que eleva a pressão arterial. Devido a ação do mecanismo de retroalimentação negativa, as funções corporais oscilam dentro de faixas de normalidade (valores mínimos e máximos), pois a tendência de aumento ou diminuição das funções de células, órgãos e sistemas, continuamente sofrem correções, permanecendo desta forma, dentro dos limites considerados fisiológicos. O mecanismo de retroalimentação positivo é conhecido como “ciclo vicioso”, pois o mecanismo induz à instabilidade e ao desequilíbrio das funções do organismo. A ação de retroalimentação positiva pode promover a morte porque a resposta do sistema de controle ao estímulo

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original é de potencialização. Ex.: infarto do miocárdio, hemorragia grave. As células benefeciam-se das condições fisiológicas adequadas para executar as suas atividades metabólicas e ao mesmo tempo contribuem para a permanência dessas condições funcionais. Desta forma, quando um ou mais sistemas de controle perdem a sua capacidade de participar no processo de manutenção das condições normais do meio interno, as células sofrem podendo até morrer. A disfunção dos sistemas de controle altera o meio interno promovendo o estado conhecido como doença: A disfunção generalizada ou de órgãos vitais, pode provocar a morte. � Objetivos: 1. Demonstrar a presença de mecanismos de regulação das funções

orgânicas. 2. Analisar a interação entre os mecanismos de regulação das funções

corporais. � Materiais e Métodos: Termômetro clínico, fita indicadora de pH, escala colorimétrica de pH, cronometro relógio, pneumógrafo, tambor de Marey e quimógrafo. Técnica para determinação do(a): - Pulso radial

Colocar os dedos indicador, médio e anelar, ou somente o dedo polegar sobre a artéria radial, entre o osso rádio e o tendão, na altura do punho. Posicionar os dedos do mesmo lado do dedo polegar do voluntário. Com a polpa dos dedos, sentir a pulsação da artéria, dando atenção à freqüência, à intensidade e ao ritmo. - Temperatura Corporal

Verificar se a coluna de mercúrio do termômetro está no nível zero. Constatado isso, colocar o bulbo do termômetro na boca do voluntário, embaixo da língua, deixando-o nessa posição por 3 min. Pedir ao voluntário para que permaneça com a boca fechada, sem mexer no termômetro. Após esse período, retirar o termômetro e fazer a leitura da temperatura corporal do voluntário, tomando o cuidado de não tocar no bulbo.

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- Freqüência respiratória A determinação da freqüência respiratória pode ser feita

simplesmente colocando a mão estendida com o dorso voltado para cima, inclinado em direção às narinas e boca, apoiando a mão sobre a extremidade do maxilar inferior. Você irá sentir o ar que expirado. Para obter a freqüência respiratória basta contar as expirações realizadas durante 1 minuto.

A freqüência respiratória nesta atividade prática será realizada com a utilização de pneumógrafo, tambor de Marey e quimógrafo. Coloque o pneumógrafo na parte anterior e inferior do tórax conectando-o, a seguir, com o sistema de registro (tambor de Marey e quimógrafo). Ajuste a pena inscritora no tambor esfumaçado e ligue o quimógrafo. Faça o registro da atividade respiratória por 1 minuto, contando as oscilações registradas durante este período de tempo a fim de obter a freqüência respiratória/ minuto.

- pH bucal Segurar uma das pontas da fita indicadora de pH e introduzir,

aproximadamente, 1/3 da fita na boca do voluntário, mantendo-a dentro até o completo umidecimento com a saliva, colocar a ponta da fita sob a língua a fim de favorecer o contato com o líquido bucal. Após 10 segundos retirar a fita e fazer a leitura, comparando a reação de cor ocorrida com a escala colorimétrica fornecida na caixa de fitas. � Seqüência Experimental: 1. Determinar o pulso radial (PR), a freqüência respiratória (FR), a temperatura corporal (TC) e o pH bucal de 2 alunos voluntários do grupo (A e B). Realizar essas determinações com os alunos em repouso (Repousoi). Anotar os dados obtidos. Obs: para este experimento, deverão ser escolhidos alunos que não tenham nenhum impedimento para a realização de esforço físico. 2. Solicitar aos dois voluntários, de preferência com características físicas semelhantes, a realização de exercício físico (pular/ pedalar e/ou correr) por um período de 5 minutos. 3. Imediatamente após a realização do exercício físico determinar o pulso radial, a freqüência respiratória, a temperatura corporal e o pH bucal. Anotar os dados.

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4. Colocar os dois alunos em repouso (REPOUSOF) por 15 minutos. Após esse período, proceder novamente à determinação dos parâmetros em estudo. 5. Colocar no quadro os dados obtidos nos itens 1, 3 e 4 do experimento. PR

A B FR

A B TC

A B PH

A B Repousoi Após Exercício.

RepousoF

� Estudo Orientado: ♦ Quais são as alterações detectadas com o exercício? O repouso

restaurou as condições? ♦ Qual a relação funcional entre os parâmetros estudados? ♦ Por que ocorrem estas alterações provocadas pelas manobras

experimentais? ♦ O exercício físico provoca diminuição do pH e aumento da

temperatura, resultando em um aumento da freqüência respiratória (FR), além de sudorose? Como a FR está agindo na regulação das condições do meio interno?

♦ Quais as conseqüências orgânicas da acidose e da alcalose metabólica?

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2222---- TRANSPORTE TRANSPORTE TRANSPORTE TRANSPORTE FÍSICO DE MATERIAIS FÍSICO DE MATERIAIS FÍSICO DE MATERIAIS FÍSICO DE MATERIAIS

2.1- Filtração: � Objetivos: 1- Comparar materiais filtráveis com materiais não filtráveis; 2- Demonstrar a importância da pressão induzida pelo peso do fluido da

coluna.

� Materiais: Funil, papel filtro, proveta, carvão vegetal, sulfato de cobre, amido (fervido 0,5 – água), pipeta de 2 ml, 1 tubo de ensaio, solução de Lugol.

� Seqüência Experimental :

1- Dobrar o papel filtro em 4 partes, abrir e colocar no funil. Adicione algumas gotas de água para fixar o papel filtro na posição correta.

2- Coloque o funil sobre o proveta; 3- Faça a seguinte mistura: Porções iguais de carvão vegetal (preto) e

sulfato de cobre (azul) e 15 ml de amido (branco): Complete o volume de 25 ml com água. Coloque no funil até a borda superior do papel.

4- Para observar a diferença na taxa de filtração com a altura da solução na diminuição do funil, conte o número de gotas formadas nos primeiros 10 segundos.

N.º de gotas nos primeiros 10 segundos: ___________ ______

5- Quando o nível do fluído é reduzido para baixo de 1/3, contar o número de gotas por segundo (durante 10 segundos)

Nº de gotas (durante o segundo 10 segundos):_______ ________

6- Repetir o procedimento quando o nível do fluído estiver reduzido para 2/3, contar o número de gotas por segundo (durante 10 segundos).

Nº de gotas (durante o terceiro 10 segundos):______ _________

7- Observe quais substâncias passaram através do papel filtro por sua cor. Verifique o papel filtro para determinar se alguma partícula colorida não foi filtrada.

8- para determinar quanto passou através do papel filtro, coloque aproximadamente 2 ml do filtrado no tubo teste, adicione algumas gotas de Lugol. A coloração azul escuro indica que o amido esta presente.

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3333---- EFEITOS OSMÓTICOS DAS SOLUÇÕES SOBRE AS EFEITOS OSMÓTICOS DAS SOLUÇÕES SOBRE AS EFEITOS OSMÓTICOS DAS SOLUÇÕES SOBRE AS EFEITOS OSMÓTICOS DAS SOLUÇÕES SOBRE AS

HEMÁCIASHEMÁCIASHEMÁCIASHEMÁCIAS VOCÊ RECORDE QUE: � Solução de 1 osmol/l é aquela capaz de exercer a 0ºC uma pressão

osmótica de 22,4 atmosfera? � Osmolaridade significa número de osmóis/l de solução, enquanto

que, osmolalidade significa número de osmóis/kg de solução? � Soluções isosmóticas são aquelas que apresentam a mesma

osmolaridade e solução isotônica é aquela que em contato com as células, não lhes causa alteração de volume?

� Reveja as noções de osmose e pressão osmótica. � Objetivos: 1. Analisar os efeitos de soluções, com diferentes concentrações, sobre o volume das hemácias. 2. Constatar a importância de ser mantido o meio interno isotônico com o interior da célula. 3. Ser capaz de calcular a osmolaridade de uma solução. � Materiais e Soluções: Materiais: 7 pipetas de 5 ml, 7 tubos de centrífuga, centrífuga, 1 porta-tubos, 1 porta-pipetas e fita adesiva. Soluções: NaCl 5%, 0,9% e 0,4%, glicose a 5,1%, uréia a 1,7%, solução heparina 50 U.I./ ml de solução salina isotônica (solução anticoagulante) e água destilada, 20 ml de sangue com 2 ml de solução de heparina. Animal: cavalo. � Seqüência Experimental:

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1. Dispondo dos 7 tubos iguais de centrífuga, coloque 5 ml separadamente em cada tubo: solução de salina 0,9%, 5%, 0,4%, água destilada, solução de glicose 5,1% e solução de uréia 1,7%. Anote, na parede dos tubos o conteúdo correspondente. 2. Antes de qualquer colheita de amostra, agite suavemente o sangue. Adicione em cada tubo 2 ml de sangue e agite suavemente o tubo. No tubo nº 7 coloque somente 2 ml de sangue. 3. Centrifugue todos os tubos por 10 minutos a 5000 rotações por minuto. � Estudo Orientado: ♦ Descreva as características do conteúdo dos tubos (cor do

sobrenadante, cor e volume do depósito) após a centrifugação, confrontando-as com as do tubo tendo apenas sangue.

♦ Calcule a osmolaridade de todas as soluções, tendo os pesos moleculares: glicose= 180; uréia=60; cloreto de sódio= 58,5, sendo que o fator de Van´t Hoff(i) corrigido devido à interação iônica de Na+ e Cl- é de 1,84 para as soluções de cloreto de sódio.

♦ As osmolaridades corrigidas do líquido intersticial é de 0,281 osmóis/l e do plasma é 0,282 osmóis/l. Por que há esta pequena diferença entre elas? O que é osmolaridade?

♦ Qual a razão das diferenças (cor do sobrenadante e volume do depósito) entre o tubo com apenas sangue e os demais tubos?

♦ Classifique as soluções estudadas em relação ao conteúdo das hemácias quanto à tonicidade (hipertônica, isotônica ou hipotônica) e osmolaridade Hiper, iso ou hiposmótica).

Obs: Cada mesa de trabalho deve deixar os materiais em ordem como foram encontrados, sem necessidade de lavá-los.

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UNUNUNUNIDADE IDADE IDADE IDADE IIIIIIIIIIII

ENDOCRINOLOGIA E REPRODUÇÃOENDOCRINOLOGIA E REPRODUÇÃOENDOCRINOLOGIA E REPRODUÇÃOENDOCRINOLOGIA E REPRODUÇÃO

1111---- FATOR INIBIDOR DA PROLACTINA (PIF)FATOR INIBIDOR DA PROLACTINA (PIF)FATOR INIBIDOR DA PROLACTINA (PIF)FATOR INIBIDOR DA PROLACTINA (PIF)

Esta aula serve como um bom modelo para o estudo do arco reflexo nervoso que controla a secreção de hormônios essenciais para a lactação. O desenvolvimento completo da glândula mamária depende da ação de vários hormônios, como: estrógeno, progesterona, hormônio do crescimento, prolactina, hormônios tireoidianos, glicocorticóides e insulina. Durante a gestação ocorre aumento dessas glândulas e da sua capacidade secretora devido a ação dos hormônios citados acima, associados aos de origem placentária (lactogênio placentário e esteróides) sobre o sistema canavicular, promovendo o desenvolvimento dos ductos e dos alvéolos. A manutenção da secreção de leite no período pós-parto depende de um arco-reflexo neuroendócrino, que se inicia ao nível dos mamilos, por estímulos dos mecanorreceptores aí localizados (sucção). Por intermédio dos nervos sensitivos e conexões multisinápticas ao nível da medula espinhal, bulbo e mesencéfalo, os impulsos chegam ao hipotálamo e ativam os mecanismos responsáveis pela secreção de prolactina e ocitocina. A prolactina é o principal fator responsável pela produção do leite, enquanto a ocitocina age nas células mioepiteliais que revestem os alvéolos determinando sua contração que promove a expulsão do leite (lactopoiese ou descida do leite). � Objetivos: O objetivo deste experimento é de verificar alguns fatores que atuam na liberação do PIF, aumentando-o ou diminuindo-o. � Materiais e Soluções: Materiais: 4 gaiolas, balança comum, balança analítica, seringas.

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Soluções: pentobarbital sódico à 50 mg/ml, xilocaína 2%, L-Dopa 15 mg/ml, ocitocina. Animais : 4 ratas com as ninhadas. Serão utilizadas neste experimento, ratas em fase de lactação com suas respectivas ninhadas, tendo o mesmo número de filhotes de (06) de aproximadamente 14 dias. As ninhadas deverão ser separadas das mães por 12-14 horas do início dos experimentos. Durante este período as mães terão acesso livre à alimentação e à água.

No tempo zero do experimento a ninhada será pesada e colocada junto à mãe e após 45 minutos, a ninhada será novamente pesada. As bexigas urinárias dos filhotes devem ser esvaziadas por compressão do ventre.

Obs. 1: Número limitado de 6 filhotes/ ninhadas visa evitar que em ninhadas maiores ocorra competição entre os filhotes na disputa pelos mamilos e isso interfira nos resultados.

Obs. 2: Antes da pesagem da ninhada do tempo zero proceder o esvaziamento da bexiga urinária dos filhotes por meio de compressão

leve com o polegar na bexiga abdominal baixa. Esse manuseio tem o objetivo de evitar que ocorram variações de peso dos filhotes em decorrência de eliminação urinária que poderia anular as variações

provocadas pela ingestão do leite. � Técnica: Os animais serão divididos nos seguintes 4 grupos de 1 mãe e filhotes: 1. Controle - Deixar apenas os seis filhotes. Cuidado em esvaziar as

bexigas dos filhotes. Pesar os filhotes. Colocá-los junto à mãe. Retornar a pesá-los 45 minutos após.

2. Injeção de L-Dopa – Injetar na rata mãe 7,5 mg de L-Dopa (i.p.) e

colocar a ninhada. Após 45 minutos retirá-los e pesá-los. Após esse período, injeta, via endovenosa, 60 mµ de ocitocina na mãe, junte novamente os filhotes e tome o peso final dos mesmos.

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3. Pentobarbital sódico – Pesar os filhotes; injetar pentabarbital sódico 5 mg/ 100g (i.p.) na mãe e quando esta estiver anestesiada, colocar os filhotes. Marcar o tempo zero e pesá-los 45 minutos após. Passado esse tempo injetar 60 mµ (endovenoso) de ocitocina na mãe. Juntar os filhotes durante 45 minutos e pesá-los novamente.

4. Efeito da anestesia local – Injetar ao redor de cada mamilo 0,10 ml

(subcutânea) de xilocaína 2%. Pesar os filhotes. Colocá-los junto à mãe. Pesá-los novamente após 45 minutos. Passado esse tempo, injetar 60 mµ (endovenoso) de ocitocina na mãe. Juntar os filhotes à mãe durante 45 minutos e pesá-los novamente.

� Resultados:

O efeito de cada condição experimental será avaliado pela variação no peso dos filhotes (peso final – peso inicial) em correlação direita com a quantidade de leite ejetado pela rata.

VARIAÇÃO DO PESO DOS FILHOTES (APÓS AMAMENTAÇÃO) DE

RATAS EM LACTAÇÃO SUBMETIDAS A VÁRIAS CONDIÇÕES EXPERIMENTAIS: Tratamento Grupo de alunos Variação de

peso dos filhotes (g): Pfinal – Pinicial

Média dos resultados

G1 Controle G5

G2 Pentobarbital sódico G6

G2 Pentobarbital sódico + ocitocina G6

G3 Dopamina G7

G3 Dopamina + ocitocina G7

G4 Xilocaína G8

G4 Xilocaína + Ocitocina G8

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2222---- HIPO E HIPERTIREOIDIHIPO E HIPERTIREOIDIHIPO E HIPERTIREOIDIHIPO E HIPERTIREOIDISMO INDUZIDOS EM RATOSSMO INDUZIDOS EM RATOSSMO INDUZIDOS EM RATOSSMO INDUZIDOS EM RATOS

� Objetivos: 1. Identificar e descrever as alterações morfológicas da glândula tireóide,

em ratos, frente ao hipotireoidismo e hipertireoidismo induzidos. � Fundamentos:

A glândula tireóide é composta por dois lobos laterais à traquéia, unidos por um istmo de parênquima glandular. É formada por folículos, os quais são constituídos por células foliculares que são responsáveis pela síntese e secreção dos hormônios tireoidianos. Essas células estão dispostas de forma a englobar uma quantidade de colóide rico em tireoglobulina. Os hormônios tireoidianos metabolicamente ativos são a triiodotironina (T3) e a tetraiodotironina (T4). Alguns fatores são cruciais para a síntese e secreção desses hormônios:

→ Iodo: proveniente da dieta, esse elemento faz parte das moléculas de T3 e T4;

→ Tireoglobulina: principal proteína sintetizada pela tireóide, contém em sua estrutura átomos de tirosina, os quais são a matéria prima para a formação de T3 e T4;

→ Peroxidase: enzima responsável pela organização do iodo, ou seja, a oxidação simultânea do iodeto com o radical tirosil da molécula de tireoglobulina. Os fármacos propiltiouracial e metimazol, da família das tiouréias, inibem a ação da peroxidase, por competirem com o iodo.

Após ingestão, o iodo é reduzido a iodeto e absorvido pelo trato digestivo. Captado da circulação sangüínea pelas células foliculares da tireóide, é então organificado, tornando-separte da molécula de tireoglobulina

� Materiais e Soluções: Materiais: balança e material cirúrgico Soluções: metimazol; hormônio tireoidiano (T3); hidrato de cloral

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Animais : ratas wistar

� Seqüência experimental:

Dividir os animais em 3 grupos: → Grupo controle (sem qualquer tratamento); → Grupo tratado com metimazol (0,03%, adicionado à água de

beber); → Grupo tratado com hormônio tireoidiano (100µg/ 100 g de

peso)

Após tratamento com as respectivas drogas por 10 dias, os animais devem ser submetidos à anestesia (hidrato de cloral na dose de 0,4 ml/ 100g de peso). Em seguida, são submetidos a cervicotomia de forma a expor a glândula tireóide, q qual deve ser observada e ter sua morfologia descrita em detalhes. A glândula deve então ser removida e pesada, sendo que todas as características observadas nos 3 diferentes grupos devem ser comparadas entre si e discutidas.

� Responda:

- Quais são as características morfológicas da glândula tireóide

observadas nos 3 grupos estudados, e qual a razão das diferenças encontradas?

- Qual o papel desempenhado pelo hormônio tireoidiano nas

alterações observadas? - Qual o papel desempenhado pelo metimazol nas alterações

observadas? - Qual o papel representado pelo eixo hipotálamo-hipofisário nos

efeitos induzidos pelas drogas utilizadas? - Quais as possíveis conseqüências fisiológicas sobre outros órgãos e

sistemas causadas pela administração das drogas utilizadas?

3333----REGULAÇÃO HOMEOSTÁTICA DA GLICEMIAREGULAÇÃO HOMEOSTÁTICA DA GLICEMIAREGULAÇÃO HOMEOSTÁTICA DA GLICEMIAREGULAÇÃO HOMEOSTÁTICA DA GLICEMIA

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INTRODUÇÃO

A manutenção da concentração plasmática de glicose é de suma importância para a sobrevivência, visto que a glicose plasmática é o principal substrato metabólico utilizado pelo sistema nervoso central (exceto no jejum prolongado). Uma breve hipoglicemia pode ocasionar uma disfunção cerebral, e prolongando-se este estado pode-se ocasionar morte cerebral. Por isso, é imprescindível a existência de mecanismos glico-regulatórios incumbidos de prevenir ou corrigir a hipoglicemia.

A regulação da captação, estoque e mobilização dos combustíveis celulares e substratos sob as variações das condições ambientais e fisiológicas em organismos superiores envolve fatores hormonais, neurais e de substratos.

Fatores Hormonais

Os principais hormônios envolvidos na manutenção da glicemia plasmática são: insulina, glucagon, epinefrina, cortisol e hormônio do crescimento. Sendo que os quatro últimos são chamados de hormônios contra-regulatórios, pois se opõem à principal ação da insulina, que é reduzir a glicemia plasmática.

A insulina desempenha uma função primordial na regulação da glicose sangüínea. Esse hormônio é produzido no pâncreas, pelas células β das ilhotas de Langerhans, e é secretado no sangue como uma resposta direta à hiperglicemia. Sua concentração no sangue acompanha a da glicose, e sua administração provoca hipoglicemia imediata. As principais substâncias que determinam a liberação de insulina são: carboidratos, alguns aminoácidos, ácidos graxos livres, corpos cetônicos, glucagon, secretina, gastrina... A insulina tem efeito imediato, em tecido adiposo e o muscular, aumentando a velocidade de absorção de glicose. Essa reação é causada pelo aumento de transporte de glicose na membrana celular devido ao recrutamento de transportadores de glicose GLUT4, que estão no interior da célula, para a membrana plástica. Ao contrário, não há efeito direto da insulina na entrada de glicose nas células hepáticas. Todavia, indiretamente, a insulina aumenta a captação de glicose pelo fígado em virtude de sua ação: 1) estimulante sobre enzimas que regulam a glicólise e a síntese de glicogênio; 2) inibitória sobre algumas enzimas glicogenolíticas e neoglicogênicas.

O glucagon é o hormônio sintetizado no pâncreas pelas células α das ilhotas de Langerhans. Sua secreção é estimulada pela

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hipoglicemia, e quando ele chega ao fígado (via veia porta), provoca glicogenólise por ativar a fosforilase. A maior parte do glucagon endógeno é retirada da circulação pelo fígado. O glucagon também aumenta a gliconeogênese a partir de aminoácidos e do lactato. Tanto a glicogenólise quanto a gliconeogênese, que ocorrem no fígado, contribuem com os efeitos hiperglicêmicos do glucagon, cujas ações opõem-se às da insulina.

A epinefrina, hormônio sintetizado pela medula adrenal, estimula a produção de glicose hepática e limita a utilização de glicose. As ações da epinefrina são diretas e indiretas, e são mediatas através da sua ligação aos receptores α e β adrenérgicos. O efeito α adrenérgico inibindo a secreção de insulina, é um dos principais efeitos hiperglicemiante indiretos da epinefrina. A estimulação β adrenérgica da secreção de glucagon também ocorre, mas sua contribuição no efeito hiperglicemiante sob condições fisiológicas parece ser menor. A epinefrina também atua diretamente aumentando a glicogenólise e gliconeogênese hepática. Como o glucagon, a epinefrina atua em minutos e produz um aumento transiente na produção de glicose. Já o cortisol e hormônio do crescimento possuem efeitos mais lentos, requerendo diversas horas para promover o aumento glicêmico. Por isso, estes hormônios, embora sejam liberados durante a hipoglicemia, não são importantes para a contra-regulação a curto prazo.

Os glicocorticóides do córtex adrenal elevam a glicose sangüínea e produzem uma curva de intolerância à glicose do tipo diabético. Na espécie humana, esta ação ocorre somente em indivíduos com predisposição genética ao diabetes. A tolerância à glicose está reduzida em 80% dos pacientes com síndrome de Cushing e 20% desses pacientes têm franco diabetes. Os glicocorticóides são necessários para o glucagon exercer sua ação gliconeogênica durante o jejum. Os principais efeitos diabetogênicos são: 1) o aumento do catabolismo protéico, que aumenta a gliconeogênese no fígado; 2) o aumento da glicogenogênese e da cetogênese hepáticas; 3) a redução de utilização periférica de glicose, que pode ser devido à inibição da fosforilação da glicose.

O hormônio de crescimento (GH), secretado pela hipófise anterior, também ocasiona aumento da glicemia. Esse hormônio mobiliza os ácidos graxos livres do tecido adiposo favorecendo assim a cetogênese, ele reduz a captação de glicose em alguns tecidos (ação anti-insulínica), aumenta a liberação de glicose hepática e pode reduzir a capacidade da insulina ligar-se aos seus receptores. O GH não estimula diretamente a secreção de insulina, porém, a hiperglicemia por ele produzida estimula secundariamente o pâncreas e pode

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eventualmente produzir exaustão das células B. Há evidências de que o GH reduz o número de receptores insulínicos e de que os glicocorticóides reduzem suas afinidades à insulina. Contudo, a diminuição na utilização da glicose produzida por esses hormônios deve-se mais à inibição da fosforilação da glicose do que de sua entrada nas células.

O efeito hiperglicemiante de infusão combinada de glucagon, epinefrina e cortisol é substancialmente maior do que a soma dos efeitos de cada hormônio infundido individualmente. Essas interações sinergísticas são potencialmente relevantes na contra-regulação da glicose.

Fatores Neurais

Estimulações elétricas dos nervos simpáticos hepáticos diminuem o conteúdo de glicogênio, aumentando liberação de glicose hepática e causando hiperglicemia em animais. Essas estimulações no pâncreas inibem a liberação de insulina e estimulam a liberação de glucagon o que resulta no aumento da glicemia.

A estimulação parassimpática via nervo vago aumenta o conteúdo de glicogênio hepático e diminui a liberação hepática de glicose, sendo que no pâncreas promove a liberação de insulina, ocasionando a diminuição da glicemia.

Substratos

A glicose “per si” impulsiona o metabolismo hepático em favor do estoque de glicogênio. Isto se baseia no conceito da auto-regulação de glicose hepática, isto é a taxa de produção de glicose hepática é uma função inversa da concentração de glicose plasmática, independente de fatores hormonais ou neurais. Os ácidos graxos e corpos cetônicos também interferem no metabolismo de glicose.

� Objetivo

Analisar o papel de hormônios no perfil glicêmico, após ingestão de glicose (75g).

� Materiais e Métodos

� 2 Alunos em jejum (8h) � 200 g de açúcar � 1 limão (opcional) � Álcool 77%

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� Almotolia � Algodão � Luvas � Lancetas descartáveis adaptadas a um lancetador - Accu-

Chek Softclix Pro; Roche, USA) � Fitas (Advantage II -ROCHE-USA) para aferir a glicemia.

Monitor de glicemia (Accu-Chek Advantage II, Roche, USA).

� Teste de tolerância à glicose (GTT)

Os testes serão realizados pela manhã, após jejum de 8 horas. As amostras de sangue (glicemia capilar) serão colhidas do dedo médio (utilizando-se lancetas descartáveis adaptadas a um lancetador - Accu-Chek Softclix Pro; Roche, USA), antes e após 2h da ingestão de glicose (75g). A glicemia será aferida utilizando um monitor de glicemia (Accu-Chek Advantage II, Roche, USA).

4444---- INFLUÊNCIAS DA ATIVIDADE OVARIANA SOBRE O ÚTEROINFLUÊNCIAS DA ATIVIDADE OVARIANA SOBRE O ÚTEROINFLUÊNCIAS DA ATIVIDADE OVARIANA SOBRE O ÚTEROINFLUÊNCIAS DA ATIVIDADE OVARIANA SOBRE O ÚTERO � Objetivos: 1. Familiarizar o aluno com o desenvolvimento de trabalhos científicos

que duram vários dias. 2. Analisar os efeitos da atividade dos ovários sobre o útero e massa

corporal. � Materiais e Soluções: Materiais: Gaiolas para ratos, ração granulada, frascos para água, mesa cirúrgica, instrumental cirúrgico, agulha e fios para sutura, luvas, seringa de tuberculina, éter, algodão, câmara para anestesia, balança analítica e balança comum, fita adesiva. Soluções: pentobarbital sódico, benzoato de estradiol à 25 µg/ ml de óleo de milho. Animal: ratas (180 g). � Técnica:

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1. Separe as ratas em 4 grupos: 1.0) controle/ scham; 1.1) controle + estrógeno; 2.0) ovariectomizado (OVX) + óleo vegetal; 2.1) OVX + estrógeno; Coloque duas ratas em cada gaiola, identificadas com o nome dos grupos experimentais e a data do início do experimento. Para diferenciar as ratas na gaiola, realize marcações nas orelhas mediante pequenos cortes em V. Isto deve ser feito após a rata estar anestesiada.

2. Anestesie, por via intraperitoneal, com pentobarbital sódico i.p. 3. Coloque a rata em decúbito lateral sobre a mesa cirúrgica (A; figura

III.1a), localize a última costela e faça a assepsia. Faça uma incisão de 1-1,5 cm, na pele e subcutâneo entre a última costela e a coxa.

4. Com uma pinça fazer uma seguida incisão na camada muscular abrindo a cavidade peritoneal (B). Divulsione o músculo abrindo a pinça (C) e observe neste local massa de gordura (esbranquiçada).

5. O ovário está localizado nesta massa de gordura (Figura III.1b; D,E). Com auxílio da pinça puxe o ovário ou a massa de gordura (F). Faça uma ligadura logo abaixo da trompa uterina (G). Corte entre o ovário e a ligadura.

6. Recoloque o restante da cavidade abdominal e suture o tecido (H,I). Não esqueça que a cirurgia é bilateral.

7. No grupo 1.0 (controle) e 1.1 (tratado com estrógeno), localize os ovários, porém sem retirá-los. Suture a musculatura e a seguir a pele em planos separados, passando mertiolato após o término da sutura.

8. Nos outros 2 grupos realize a OVX (Figura III.1).

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Figura III.1 : Ovariectomia � Seqüência Experimental : 1. Durante 4 dias que antecedem o sacrifício (9 dias após as cirurgias),

injete subcutaneamente: - estrógeno na dose de 20 µg (benzoato de estradiol) por dia em cada

rata do grupo 1.1 e 2.1 - óleo vegetal nos animais do grupo 2.0; - pese todas as ratas - os grupos de alunos 1 a 4 serão responsáveis pelos animais dos

grupos 1.0 e 1.1; e os alunos dos grupos 5 a 8, pelos grupos de animais 2.0 e 2.1.

2. Após 14 dias, sacrificá-las com éter na câmara para anestesia. Abrir a cavidade abdominal e expor os cornos uterinos. Amarre as 2 extremidades, no seu extremo mais anterior e, posteriormente, imediatamente antes de formar os 2 cornos. Seccione a vagina próxima a esta última ligadura e remova-os da rata. É importante manter igual procedimento em todas as ratas com respeito à retirada dos cornos uterinos.

3. Os cornos devem ser pesados com o líquido neles contidos. A seguir esvaziados e pesados novamente.

4. Faça o gráfico da média da massa corporal dos diversos grupos e apresente as tabelas das massa médias dos cornos uterinos com e sem líquido e relacioná-las com a massa corporal. Esta relação deve ser expressa em mg/100 g de massa corporal.

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5555----ESFREGAÇO VAGINAL E CICLO ESTRAL EM RATASESFREGAÇO VAGINAL E CICLO ESTRAL EM RATASESFREGAÇO VAGINAL E CICLO ESTRAL EM RATASESFREGAÇO VAGINAL E CICLO ESTRAL EM RATAS

Obs.: Esta atividade será demonstrativa.

� Objetivos: 1. Conhecer técnicas de investigação das funções endócrinas. 2. Identificar as fases do ciclo estral nas ratas, correlacionando-as com

as alterações hormonais. � Materiais e Soluções: Materiais: conta-gotas, microscópio, lâminas para microscópio. Soluções: pentobarbital sódico à 50 mg/ml, mertiolato, solução de NaCl a 0,9%. Animais: ratas (180 g). � Técnica: 1. Obtenção e análise do esfregaço vaginal: 2. Segure firmemente a rata pelo dorso, mantendo-a de ventre para

cima. Outro estudante introduz na vagina a ponta de um conta gotas de ponta fina, tendo uma gota de solução fisiológica.

3. Libere a solução fisiológica na vagina da rata e aspire novamente a solução, a qual deverá conter suspensão células do epitélio vaginal (figura III.2)

Figura III.1b: Ovariectomia

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4. Esparrame a suspensão na lâmina de vidro e anote na mesma a

identificação da rata. 5. Examine o esfregaço no microscópio com pequeno aumento e faça o

diagnóstico da fase do ciclo estral de cada rata, anotando as características do campo miscroscópico.

Figura III.2 - Coleta de material

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Microscopicamente as fases do ciclo estral se caracterizam: Diestro (DII): poucas e pequenas células epiteliais, predominância de leucócitos e bastante muco. Proestro: células epiteliais grandes e nucleadas e ausência de leucócitos. Estro: presença apenas, de células queratinizadas. Metaestro (DI): algumas células queratinizadas e outras células epiteliais com presença de leucócitos.

6666----EFEITOS DA CASTRAÇÃO E TERAPÊUTICA SUBSTITUTIVA EFEITOS DA CASTRAÇÃO E TERAPÊUTICA SUBSTITUTIVA EFEITOS DA CASTRAÇÃO E TERAPÊUTICA SUBSTITUTIVA EFEITOS DA CASTRAÇÃO E TERAPÊUTICA SUBSTITUTIVA EM RATOSEM RATOSEM RATOSEM RATOS

� Objetivos: 1. Familiarizar o estudante com a investigação em Endocrinologia. 2. Observar os efeitos dos hormônios sexuais nos órgãos anexos do

aparelho reprodutor. 3. Observar o papel da terapêutica substitutiva.

Figura III.3 - Esfregaço Vaginal e Ciclo Estral

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� Materiais e Soluções: Materiais: 3 gaiolas, 3 frascos para água, ração granulada, instrumental cirúrgico, luvas, mesa cirúrgica para ratos, agulha e fio para sutura, balança comum, balança analítica, seringa de tuberculina, câmara para anestesia, éter, esparadrapo. Soluções: pentobarbital sódico à 50 mg/ml, mertiolato, propianato de testosterona à 1 mg/ml. � Técnica: 1. Separe, aleatoriamente, 3 grupos de ratos, denominados: 1.0)

controle; 2.0) castrado e 2.1) castrado e tratado com propianato de testosterona.

2. Coloque cada grupo numa gaiola e identificação devida. Faça também a identificação de cada rato, mediante um pique na orelha, em V, em posição diferente para cada rato contido na gaiola. Esta identificação faça-a após o rato estar anestesiado.

3. Anestesie os ratos com pentobarbital sódico , coloque-os em decúbito dorsal e realize a castração do grupo b e c. (figura III.4)

Figura III.4 - Animal anestesiado em decúbito dorsal

Procedimento da orquidectomia: 3.1. Faça a assepsia com mertiolato e a seguir uma incisão na bolsa escrotal, (B-E; Figura III.5a), separando o testículo dos tecidos adjacentes por divulsão.

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4. Retire o testículo da bolsa escrotal (F-G; Figura III.5b). Faça uma ligadura, envolvendo o cordão espermático com os vasos sangüíneos. Seccione e remova o testículo (H-I).

Figura III.5a : Orquidectomia

3.3. Proceda de modo análogo para retirar o testículo do outro lado. 3.4. Faça as suturas, mediante pontos separados e passe novamente mertiolato. � Seqüência Experimental: 1. Mantenha os ratos nas gaiolas com ração e água, pesando-os,

diariamente, durante o decorrer do experimento. 2. No 10º dia após a castração, injete no grupo 2.1 propianato de

testosterona por via subcutânea, na dose de 300 µg por rato. Este

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tratamento deverá ser diário, num período mínimo de 4 dias, a partir do décimo dia pós-cirúrgico.

3. Após este período, sacrifique os animais com éter na câmara para anestesia.

4. Retire as vesículas seminais, hipófise e adrenais. 5. Imediatamente após a retirada das estruturas do item anterior, pese-

as. Relacione a massa de cada uma em mg/100 g de massa corporal de rato.

Figura III.5b - Orquidectomia

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UNIDADE VIIIUNIDADE VIIIUNIDADE VIIIUNIDADE VIII

SISTEMA DIGESTÓRIO E ESTOMATOGNÁTICOSISTEMA DIGESTÓRIO E ESTOMATOGNÁTICOSISTEMA DIGESTÓRIO E ESTOMATOGNÁTICOSISTEMA DIGESTÓRIO E ESTOMATOGNÁTICO O tratamento de alimentos por processos físico-químicos, em diferentes níveis do sistema digestório, permite um fornecimento adequado de nutrientes para as células do organismo. O alimento penetrando na cavidade oral é impulsionado por contrações musculares através das regiões do trato digestivo. Este movimento súpero-inferior no homem e ântero-posterior em outras espécies, está relacionado principalmente com a atividade do músculo liso, que se estende desde a parte distal do esôfago até as porções finais do intestino grosso. A disposição das camadas musculares: longitudinal externa, circular interna e a "muscularis mucosae", promove movimentos que facilitam a propulsão e a mistura com as secreções digestivas, permitindo a degradação e absorção dos alimentos. Os constituintes orgânicos da dieta (proteínas, carboidratos e lípides), penetram no sistema digestivo de forma estruturalmente complexa, não podendo ser absorvidos em seu estado natural. Porém, o sistema digestório possui uma grande quantidade de glândulas exócrinas, que secretam enzimas e que convertem as grandes e complexas moléculas em moléculas simples, passíveis de serem absorvidas pelo trato gastrintestinal. Principalmente as glândulas salivares parótidas, submandibulares e sublinguais, desempenham funções relevantes, nos processos digestivos, pois a saliva facilita os processos mecânicos realizados na boca (mastigação e deglutição) e inicia a degradação de carboidratos, além de propiciar a função dos receptores de gustação presentes na cavidade bucal. As funções motoras e secretoras das diversas estruturas do sistema digestório são reguladas por mecanismos nervosos e hormonais. A regulação nervosa é realizada por plexos localizados no próprio trato gastrintestinal (Meissner e Auerbach) e por nervos autonômicos provenientes dos ramos simpático e parassimpático. Centros nervosos superiores também podem ter participação no controle

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da atividade digestiva (reflexos condicionados). A participação hormonal na regulação da motilidade e da secreção no trato gastrintestinal constitui ponto importante no processo digestivo. Atualmente se conhece os seguintes hormônios nesse processo: gastrina (aumenta a liberação de HCl no estômago); gastrozimina (aumenta a secreção de enzimas no estômago); secretina (aumenta a secreção pancreática rica em bicarbonato e também de bile); pancreozimina (aumenta a secreção pancreática rica em enzimas); colicistoquinina (aumenta o esvaziamento da vesícula biliar para o duodeno); enterogastrona (inibe secreção e a motilidade gástrica); viliquinina (aumenta os movimentos das vilosidades intestinais).

Propõe-se freqüentemente que uma mastigação cuidadosa é importante para o processo digestivo, embora trabalhos recentes tenham demonstrado que as dietas modernas requerem um mínimo de mastigação para uma digestão completa.

A função mastigatória destina-se à divisão dos alimentos, de forma a diminuir o atrito contra os tecidos moles da boca e do tubo digestório aumentar a superfície de contato entre os alimentos e as secreções digestivas, possibilitando uma digestão adequada e rápida.

Na execução da função mastigatória, dois fatores são básicos: 1º) a ação muscular, que por meio de trabalho muscular produz forças que permitem vencer a resistência imposta pelo alimento; 2º) transmissão de força, conduzida por meio dos dentes nos alimentos.

Esses fatores, embora pareçam simples, na realidade constituem mecanismos extremamente complexos, considerando que estão envolvidos mecanismos de regulação altamente diferenciado, com a finalidade de controlar a grandeza da distribuição da força necessária para a trituração ou masseração do alimento.

Para que a mastigação seja efetiva é pois necessário “conhecer” a quantidade de força que será desenvolvida pela ação muscular, levando em conta as condições intra-orais. Esse “conhecimento” da força mastigatória é elaborado pela integração no SNC de informações que chega ao trono encefálico, oriundos dos receptores da cavidade oral, do olfato, visão, tato, etc...

Pessoas habituadas a uma alimentação cujos elementos da dieta apresentam resistência à mastigação (corte ou trituração) possuem força mastigatória maior, comparadas àquelas pessoas que ingerem alimentos de baixa resistência.

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A disposição correta e a oclusão dos dentes superiores e inferiores é um fator de grande importância, visto que a força produzida pelo trabalho muscular é exercida nos alimentos por meio dos dentes. Assim, deve haver uma disposição dos dentes que permita uma transmissão uniforme dessas forças, caso contrário, algumas partes do sistema serão afetadas, e consequentemente ter-se-á um ato mastigatório deficiente.

1 1 1 1 –––– ATIVIDADE DOS MÚSCULOS DA MASTIGAÇÃO: ATIVIDADE DOS MÚSCULOS DA MASTIGAÇÃO: ATIVIDADE DOS MÚSCULOS DA MASTIGAÇÃO: ATIVIDADE DOS MÚSCULOS DA MASTIGAÇÃO:

� Objetivos: Analisar se 1 (um) minuto de descanso é suficiente para se

refazer de 2 (dois) minutos de exercícios mandibulares. � Materiais:

Cronômetro; pedaço de borracha flexível, (não facilmente friável), com cerca de 1,5 cm de espessura (largura e comprimento suficiente para ser colocado entre os dentes incisivos). � Técnica: 1) Coloque o pedaço de borracha entre os dentes incisivos. Fazer

compressões sucessivas na freqüência de 120/min (2/s) durante 2 minutos. Os movimentos do maxilar inferior devem ser feitos para haver compressões de 5 mm na borracha. Contar a freqüência realizada no 1º e 2º minuto. Após os 2 minutos de exercícios parar por 1 minuto. Repetir o exercício como antes e contar as compressões no 1º e 2º minutos pós-pausa.

2) Realizar as mesmas etapas do item 1, mas alterar a freqüência de 120/min (2/s) para 180/min (3/s).

� Estudo Orientado: ♦ Descrever as sensações que surgem nos músculos da mastigação

desde o início até o término do experimento. ♦ Apesar da proposta de realizar 120 movimentos por minuto,

conseguiu tal intento? Mostre num gráfico as freqüênias de compressões nos 1º e 2º minuto, e pós-pausa. 1º e 2º minutos,

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colocando o tempo no eixo horizontal e a freqüência no eixo vertical. Descrever o mesmo para 180 movimentos por minuto.

♦ Neste tipo de experimento o descanso (pausa) de 1 minuto foi suficiente para refazer as condições contráteis dos músculos. Explicar

♦ O que seria previsto se a borracha fosse mais rígida? E se os movimentos fossem mais lentos? E mais rápidos?

♦ Quais meios artificiais poderiam ser utilizados para se refazer mais rapidamente deste exercício feito?

♦ Pelas sensações tidas, quais músculos da mastigação entraram em maior grau de fadiga, neste tipo de experimento?

♦ O que significa fadiga muscular, quais os tipos e qual ou quais possivelmente, tenha(m) ocorrido neste caso? Justifique.

2222---- DETERMINAÇÃO DA EFICIÊNCIA OU ÍNDICE DETERMINAÇÃO DA EFICIÊNCIA OU ÍNDICE DETERMINAÇÃO DA EFICIÊNCIA OU ÍNDICE DETERMINAÇÃO DA EFICIÊNCIA OU ÍNDICE

MASTIGATÓRIOMASTIGATÓRIOMASTIGATÓRIOMASTIGATÓRIO

O método mais comumente utilizado para se determinar a eficiência mastigatória de uma pessoa, consiste em instruí-la a mastigar uma quantidade de alimento, geralmente de consistência razoável, durante um determinado número de ciclos mastigatórios, ou até que ela considere que o alimento está pronto para ser deglutido. O alimento mastigado é então expelido da cavidade oral e passado através de uma série de tamises, cada uma com diferentes diâmetros de malha. Portanto, a eficiência constitui na medida do tamanho das partículas em que o alimento foi dividido, determinado pela ausência de partículas grandes e pelo predomínio de partículas pequenas. Os resultados desse estudo têm demonstrado que uma boa dentição é necessária para se obter mastigação efetiva. Sem dúvida, a eficiência mastigatória não pode ser estimada somente a partir do número de dentes presente, pois ela varia muito entre os indivíduos com o mesmo número de dentes. O que parece ser realmente de grande importância é a área ou superfície de contato dos dentes. � Objetivo:

Determinar a eficiência mastigatória. � Material:

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Tamises com malhas de 5, 4, 3, 2, e 1 mm; 20 gramas de coco em fruta ou cenoura crua de tamanho médio; 1 béquer, centrífuga; 5 tubos graduados; álcool, espátula ou colher pequena. � Procedimento:

Examinar as dentárias de um aluno voluntário, anotando as ausências de dentes, presença de cáries e qualquer outra anomalia, como por exemplo – mordida aberta, mordida aberta com arremesso lingual, mordida cruzada, etc... Figura IX.1 - Tamises superpostas e deitados mostrando as malhas. � Seqüência Experimental: 1. Fazer o voluntário mastigar 20 g de coco ou 1 cenoura de tamanho

médio dividida em 4 pedaços equivalentes, realizando para cada pedaço 50 movimentos mastigatórios, tendo o cuidado de não deglutir as partículas, recolhendo-as a um béquer.

2. Verter todas as partículas mastigadas sobre os tamises, que devem estar superpostos em ordem crescente, isto é, o tamis de malha 5 mm sobre o de 4 mm, este sobre o 3 mm e assim por diante (figura IX.1). Todas as partículas são colocadas inicialmente sobre o tamis de 5 mm.

3. Tamisar sob pressão d’água. 4. Recolher as partículas mastigadas obedecendo ao seguinte critério:

as partículas mastigadas do tamis de 1 mm, no tubo A; do tamis 2

Tamises Superpostas

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mm, no tubo B; do tamis de 3 mm, no tubo C; do tamis de 4 mm, no tubo D e, finalmente, do tamis de 5 mm, no tubo E.

5. Adicionar álcool a cada tubo até 2 centímetros da borda. 6. Centrifugar durante 5 minutos numa velocidade de 2.000 rotações por

minuto. 7. Fazer a leitura (em ml das partículas dos alimentos) de cada tubo e

aplicar a seguinte fórmula; substituindo as letras pelos valores respectivos obtidos.

8. Confrontar o índice calculado com os índices mastigatórios fornecidos

na tabela que se segue: Valores médios dos índices mastigatórios encontrados na literatura: - Índice mastigatório superior a 10 -------------------- ótimo - Índice mastigatório de 5 a 9,9 ------------------------ bom - Índice mastigatório de 2,0 a 4,9 --------------------- regular - Índice mastigatório de 1,0 a 1,9 --------------------- mau - Índice mastigatório inferior a 1,0 -------------------- péssimo

� Estudo Orientado: ♦ Qual o índice obtido? ♦ A que qualidade ou defeitos você atribui ao grau de eficiência

mastigatória obtida? ♦ Em uma pessoa que come depressa, como se comportaria o indice?

3---- SECREÇÃO SALIVAR E pH BUCAL SECREÇÃO SALIVAR E pH BUCAL SECREÇÃO SALIVAR E pH BUCAL SECREÇÃO SALIVAR E pH BUCAL

� Objetivos: 1. Mostrar a influência do fluxo salivar sobre o pH da boca. 2. Analisar a relação entre o tipo de alimento a ingestão alimentar e a

secreção salivar. � Materiais e métodos:

4.A + 2.B + C Índice mastigatório=

D + E

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Materiais: fita de pH, limão, chiclete com açúcar, chiclete sem açúcar, bolacha salgada, bolacha doce, refrigerante comum e refrigerante dietético. Soluções: fluoreto de sódio a 0,05%. Técnicas Para a Determinação do pH da Boca:

Segurar uma das pontas da fita indicadora de pH com os dedos polegar e indicador; introduzir aproximadamente 1/3 da fita na boca do voluntário, mantendo-a dentro até o completo umedecimento com a saliva, colocando a ponta da fita sob a língua a fim de favorecer o contato com o líquido bucal. Após 10 segundos, retirar a fita e fazer a leitura, comparando a reação de cor ocorrida com a da escala colorimétrica fornecida na caixa de fitas, verificando o valor correspondente de pH. Nesta determinação do pH, permanecer no mínimo 1 hora sem ingerir alimentos, chupar balas, mascar chicletes, fumar ou beber refrigerantes. � Seqüência Experimental: 1. Escrever os nomes dos alunos do grupo e numerar seqüencialmente.

Usando a fita para pH, fazer a determinação do pH da boca de cada aluno do grupo. Anotar os resultados.

2. O aluno número 1 irá mastigar um chiclete com açúcar por um período de 5 minutos e, a seguir, medir o pH da boca. Anotar o resultado.

3. Após a realização do item 2, fazer bocheco com solução de fluoreto de sódio a 0,05% e determinar novamente o pH. Anotar os resultados.

4. O número 1 da relação de nomes deverá repetir os ítens 2 e 3 utilizando chicletes sem açúcar e a solução de flúor, Anotando os dados obtidos.

5. O aluno número 2 irá realizar o experimento, ingerindo três bolachas doces em um período de 1 minuto. Medir o pH da boca. A seguir, fazer bochecho com a solução de flúor e medir novamente o pH. Anotar os resultados.

6. O aluno do grupo número 2 deverá repetir o experimento anterior ingerindo três bolachas salgadas.

7. O aluno número 3 deverá ingerir lentamente, mas de forma contínua, um copo de refrigerante comum e, logo a seguir determinar o pH da boca. Após um intervalo de 10 minutos, medir novamente o pH e repetir o experimento ingerindo refrigerante dietético.

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8. Escolher dois alunos do grupo e pedir para colocarem 3 gotas de suco de limão sobre o dorso da língua. Após 1 minuto, determinar o pH bucal. Anotar os resultados.

9. Ilustrar os efeitos das manobras experimentais preparando tabelas com os dados obtidos.

� Estudo Orientado: ♦ Em relação ao tipo de alimento apresentado e ingerido, que influência

teve no ph da boca? ♦ O volume de saliva formado foi influenciado pelo tipo de alimento?

Descreva. ♦ Quais são as glândulas encarregadas de produzir saliva? Classificá-

las de acordo com o tipo de saliva secretado. ♦ Explicar a importância da saliva para a manutenção da fisiologia

bucal. ♦ Qual a função dos ácinos e dos ductos na secreção salivar? ♦ Como é feita a regulação da secreção salivar? ♦ Qual o volume diário de secreção salivar? Citar fatores que podem

alterar este volume. ♦ Explicar como o fluxo e a composição da saliva podem influenciar o

ph da boca.