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FACULDADE SUDOESTE PAULISTA INSTITUIÇÃO CHADDAD DE ENSINO S/C LTDA. BIOMEDICINA DANIELE BLUM DA SILVA EFEITOS DO NONILFENOL NO SISTEMA REPRODUTOR MASCULINO ITAPETININGA-SP 2017

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FACULDADE SUDOESTE PAULISTA

INSTITUIÇÃO CHADDAD DE ENSINO S/C LTDA.

BIOMEDICINA

DANIELE BLUM DA SILVA

EFEITOS DO NONILFENOL NO SISTEMA REPRODUTOR MASCULINO

ITAPETININGA-SP 2017

DANIELE BLUM DA SILVA

EFEITOS DO NONILFENOL NO SISTEMA REPRODUTOR MASCULINO

Trabalho de conclusão de curso apresentado à Faculdade Sudoeste Paulista-FSP- ao curso de graduação em Biomedicina como requesito parcial para obtenção do título de Bacharel em Biomedicina.

Orientador Prof. Lígia Maria Micai Gomide

ITAPETININGA-SP

2017

Silva, Daniele Blum Efeitos do nonilfenol no sistema reprodutor masculino / Daniele Blum da Silva - Itapetininga-SP, 2017, 43 p. Trabalho de conclusão de curso - FSP - Faculdade Sudoeste Paulista – Curso de Biomedicina. Orientadora: Prof.ª Ms. Lígia Maria Micai Gomide 1. Desreguladores endócrinos 2. Infertilidade Masculina 3. Nonilfenol 4. Células de Sertoli.

DANIELE BLUM DA SILVA

EFEITOS DO NONILFENOL NO SISTEMA REPRODUTOR MASCULINO

Trabalho de conclusão de curso apresentado à Faculdade Sudoeste Paulista de

Itapetininga – FSP – ao curso de graduação em Biomedicina como requisito parcial

para obtenção do título de bacharel.

ORIENTADOR: _______________________________________

Prof. Ma. Lígia Maria Micai Gomide

BANCA EXAMINADORA

______________________________

Prof. Ma. Lígia Maria Micai Gomide

______________________________

Prof. Dra. Vanessa Kitizo Ventureli

______________________________

Prof. Dr. Thiago de Souza Candido

Itapetininga, 6 de dezembro de 2017.

Dedico este trabalho a uma das pessoas mais importantes da minha vida, minha mãe, que sacrificou toda sua vida para que hoje eu pudesse estar aqui, não medindo esforços para me ajudar, me apoiar, me dar forças no momento em que eu pensei em desistir, meu pai que sempre me deu apoio quando precisei, que sempre esteve ao meu lado, fazendo o possível e o impossível para me ajudar Não posso deixar de mencionar meu esposo que em todo o processo da graduação esteve presente me apoiando, entendendo minha correria, eles merecem todo o mérito de eu chegar onde cheguei, nunca serei capaz de agradece-los da maneira que merecem, eu os amo demais!

AGRADECIMENTOS

Agradeço muito a minha orientadora Lígia pela paciência, compreensão por

estar sempre disponível em tudo que eu precisei. Agradeço também as minhas

companheiras de jornada, Adriana Furquim, Flávia Porto e Vannesa Tomikura, que

foram grandes amigas durante toda graduação, sempre me ajudando, ouvindo,

dando forças para que eu pudesse chegar até aqui, Obrigada!!

Quero novamente voltar a mencioná-los, minha mãe a “Dona Edna” que eu

amo demais, meu esposo Joni Blum, obrigada por toda a força que me deram, a

compreensão por muitas vezes eu não estar disponível e sempre entenderem, eu

amo muito vocês!

Não posso deixar de agradecer aos meus filhos, Maria Eduarda e Kevin Blum,

obrigada meus amores, AMO DEMAIS!!!

“É quase como se tivéssemos feito involuntariamente um pacto com o diabo, como se alguém dissesse, bem vocês como sociedade terão pouco mais de câncer de mama, de câncer testicular e poderão até perder a sua capacidade de se reproduzir, mas este é o preço cobrado por todos os luxos da vida moderna, querendo ter carros rápidos, plásticos e outras vantagens precisarão tolerar um pouco mais essas doenças” Devra Lee Davis.

SILVA, Daniele B. Efeitos do nonilfenol no sistema reprodutor masculino. 2017.43 f. Monografia (Graduação) – Faculdade Sudoeste Paulista, Itapetininga, 2017.

RESUMO Nas últimas décadas, vem crescendo a preocupação com contaminantes ambientais presentes em nosso dia a dia que podem de alguma forma perturbar o sistema endócrino. Uma dessas preocupações gira em torno do sistema reprodutor masculino em relação aos estrogênios sintéticos, como os alquilfenóis, que são degradados em estrogênios sintéticos, como os nonilfenóis. Os nonilfenóis são desreguladores endócrinos que pertencem a um grupo muito importante de tensoativos, que são muito utilizados como componentes de cuidados pessoais, como detergentes, tintas, produtos de limpeza, cosméticos, corantes capilares, espermicidas intravaginais, formulação de pesticidas e muitos outros produtos sintéticos, além também de serem encontrados no cloreto de polivinila (PVC), que contamina a água que passa através de canos de PVC. A exposição ao nonilfenol (NP) causou danos a espermatogênese e gerou efeitos citotóxicos em espermatozoides que estão no epidídimo. O nonilfenol foi capaz de interromper o equilíbrio prooxidante e antioxidante, levando ao estresse oxidativo, perturbando a homeostase do cálcio, induzindo as células de Sertoli à apoptose. Uma vez que o NP é encontrado em diversos componentes de uso pessoal e nos canos de PVC, o que torna a exposição a esse composto constante, e, sabendo-se que ele provoca danos ao sistema reprodutor masculino. O objetivo desse trabalho é demostrar por meio de revisão de literatura, o poder desse estrogênio sintético sobre o sistema reprodutor masculino, especificamente sobre as células de Sertoli e sobre a qualidade do esperma. Os dados obtidos durante essa revisão mostram que o nonilfenol apresenta um efeito negativo sobre a fertilidade masculina, alterando as funções endócrinas do organismo, agindo por diferentes mecanismos, levando a apoptose as células de Sertoli, que possuem uma função primordial na espermatogênese. Dada à importância do assunto o presente estudo poderá fornecer informações relevantes para que se conheça os efeitos que o nonilfenol pode causar sobre o sistema reprodutor masculino, incentivando estudos que girem em torno de encontrar maneiras de diminuir a exposição a desreguladores endócrinos ambientais. Palavras-chaves: Desreguladores endócrinos. Infertilidade Masculina. Nonilfenol. Células de Sertoli.

SILVA, Daniele B. Efects of nonylphenol on the male reproductive system. 2017.43 f. Monograph (Graduation) – Faculdade Sudoeste Paulista, Itapetininga, 2017.

ABSTRACT In recent decades, there has been growing concern about environmental contaminants present in our daily lives that may in some way disrupt the endocrine system. One such concern revolves around the male reproductive system in relation to synthetic estrogens, such as alkylphenols, which are degraded into synthetic estrogens, such as nonylphenols. Nonylphenols are endocrine disrupters belonging to a very important group of surfactants, which are widely used as personal care components such as detergents, paints, cleaning products, cosmetics, hair colorants, intravaginal spermicides, pesticide formulation and many other synthetic products, as well as being found in polyvinyl chloride (PVC), which contaminates water passing through PVC pipes. Exposure to nonylphenol (NP) caused spermatogenesis damage and generated cytotoxic effects on spermatozoa that are in the epididymis. Nonylphenol was able to disrupt prooxidant and antioxidant balance, leading to oxidative stress, disrupting calcium homeostasis, inducing Sertoli cells to apoptosis. Since NP is found in several components for personal use and in PVC pipes, which makes exposure to this compound constant, and, knowing that it causes damage to the male reproductive system, the objective of this work was to demonstrate by medium of literature review, the power of this synthetic estrogen on the male reproductive system, specifically on the Sertoli cells and on sperm quality. The data obtained during this review show that nonylphenol has a negative effect on male fertility, altering the endocrine functions of the organism, acting through different mechanisms, leading to apoptosis Sertoli cells, which have a primordial function in spermatogenesis. Given the importance of the subject the present study may provide relevant information to make known the effects that nonylphenol can cause on the male reproductive system, encouraging studies that revolve around finding ways to reduce exposure to environmental endocrine disrupters. Key-words: Endocrine disrupters. Male Infertility. Nonylphenol. Sertoli cells.

LISTA DE FIGURAS

Figura 1 - Diagrama da histologia do escroto e testículo. ........................................ 16

Figura 2 – Estrutura do testículo.............................................................................. 17

Figura 3 - Sistema reprodutor masculino ................................................................. 18

Figura 4 - Túbulo Seminífero ................................................................................... 20

Figura 5 - Células de Leydig .................................................................................... 21

Figura 6 - Tipos de espermatogônias ...................................................................... 22

Figura 7 - Etapas da espermatogênese................................................................... 23

Figura 8 - Estágios da espermatogênese ................................................................. 23

Figura 9 - Maturação dos espermatozoides ............................................................ 24

Figura 10 - Células de Sertoli e barreira hematotesticular ....................................... 26

Figura 11 - Estrutura de alquilfenóis ........................................................................ 28

Figura 12 - Efeito na LDH plasmática (A) e na testosterona (B) em ratos adultos

expostos ao nonilfenol. ............................................................................................ 30

Figura 13 - Níveis de ROS expressos como intensidade de fluorescência DCF em

células de Sertoli após exposição ao NP. As células expostas a diferentes

concentrações de NP por 2 h foram marcadas com DCFH-DA ................................ 31

Figura 14 - Declínio induzido por NP do potencial da membrana mitocondrial.

Potencial de membrana mitocondrial (indicado pela intensidade de fluorescência de

Rh123) de células de Sertoli após a incubação em várias concentrações de NP por

12 h (A) e 24 h (B).................................................................................................... 31

Figura 15 - Efeito do NP na peroxidação lipídica de células de Sertoli. Os valores

representam o conteúdo de MDA, produto da peroxidação lipídica em cada grupo

tratado com NP, que foram expressos sob a forma de porcentagem de controle. .... 32

Figura 16 - Alterações no potencial de membrana induzidas por NP. Células de

Sertoli expostas a diferentes quantidades de NP (0, 0,1, 1, 10, 20 e 30 µM) durante

1, 3, 6, 12 e 24 h foram carregadas com DiBAC4 (3) e a fluorescência relativa que

representa o potencial de membrana ....................................................................... 33

Figura 17 - Alterações induzidas pelo NP na dinâmica da membrana. Após o

tratamento com diferentes concentrações de NP por 24 h foram observadas

alterações na fluidez da membrana (A) e na microviscosidade (B) das células de

Sertoli....................................................................................................................... 34

Figura 18 - Detecção da apoptose em células de Sertoli. Após a exposição a

concentrações graduadas de NP por 24 h, (A) tramas de citometria de fluxo. (B)

resultado da análise de citometria de fluxo. ............................................................. 35

Figura 19 - Alterações morfológicas das células TM4 após o tratamento NP. Após a

exposição a 0, 5, 10 e 20 µgml-1 NP durante 4 e 24 h, as células TM4 foram

observadas sob um microscópio de contraste de fase. ............................................ 36

Figura 20 - Motilidade dos espermatozóides bovinos (MOT;%) expostos ao NP

dissolvido em 0,1% de DMSO a 0(a), 2(b), 4(c) e 6h(d). .......................................... 38

LISTA DE SIGLAS

AFM – Microscopia de Força Atômica

CG-MS – Cromatografia de Massa Acoplada

DCFH-DA – Diclorohidrifluoresceína

ER – Receptor Estrogênico

FSH – Hormônio Folículo Estimulante

LDH – Lactato Desidrogenase

LH – Hormônio Luteinizante

NP – Nonilfenol

RH123 – Rodamine 123

SUMÁRIO

1 INTRODUÇÃO ...................................................................................................... 13

2 FUNDAMENTAÇÃO TEÓRICA ............................................................................ 16

2.1 Histologia e anatomia do sistema reprodutor masculino. .......................................... 16

2.2 Epitélio seminífero ........................................................................................................... 19

2.3 Estágios da espermatogênese ....................................................................................... 21

2.4 As células de Sertoli ........................................................................................................ 24

2.5 Desreguladores endócrinos ............................................................................................ 26

2.6 Nonilfenol .......................................................................................................................... 27

3 CONCLUSÃO ....................................................................................................... 39

REFERÊNCIAS ....................................................................................................... 40

13

1 INTRODUÇÃO

A infertilidade atinge o mundo todo de maneira crescente; cerca de 15% dos

casais em idade reprodutiva tem dificuldade em ter filhos e em torno da metade

destes apresentam um ou vários fatores ligados à infertilidade masculina ou

subfertilidade. Dentre esses fatores, podem ser apontados interações genéticas,

epigenéticas, bioquímicas, fisiológicas e do próprio paciente. A infertilidade é

definida pela incapacidade de conceber após um ano de tentativas sem qualquer

controle de natalidade. A infertilidade masculina, especificamente, é um distúrbio

multifatorial e poligênico, em que fatores genéticos, epigenéticos e ambientais, como

a exposição a desreguladores endócrinos, podem estar envolvidos (Bonet & Mach,

2015).

Os desreguladores endócrinos são poluentes ambientais que interferem nas

funções do sistema endócrino. A exposição aos desreguladores endócrinos durante

o período fetal e neonatal, é capaz de atingir o desenvolvimento do órgão reprodutor

masculino, e na vida adulta pode interferir na produção de hormônios reprodutivos e

na qualidade do sêmen (Bliatka et al., 2017). Há estudos que mostram que a

exposição durante o período pré-natal e perinatal a desreguladores endócrinos,

como o bisfenol A, ftalatos e alquilfenóis provocam anomalias no desenvolvimento

geniturinário, epidídimos com pesos diminuídos, próstata com peso aumentado,

diminuição na produção diária de espermatozoides, criptorquidismo, distância

anogenital mais curta e testículos e pênis com tamanhos reduzidos. Essa exposição

no período neonatal pode levar a anormalidades na motilidade e morfologia dos

espermatozoides, assim como no grânulo acrossomal e no núcleo das espermátides

mais maduras e espermatozoides, além de perda do epitélio seminífero (Foster,

2006; Talsness et al., 2000).

A quantidade de espermatozoides produzidos diariamente está intimamente

ligada ao número de células de Sertoli nos testículos, explicando a enorme diferença

na contagem de esperma entre os homens. A proliferação das células de Sertoli

ocorre durante a infância e é regulada por vários hormônios como, o hormônio

folículo estimulante (FSH), hormônios tiroidianos de crescimento e ainda

provavelmente por estrogênios. Sendo assim, quando qualquer um desses

hormônios forem afetados, em fetos, neonatos ou indivíduos peri-puberes, ocorrerá

uma alteração na contagem de espermatozoides e no tamanho testicular na idade

14

adulta, pois as células de Sertoli em proliferação serão afetadas (Sharpe & Franks,

2001).

A presença dos hormônios estrogênios sintéticos no meio ambiente, como o

nonilfenol (NP), se torna cada vez mais preocupante devido, principalmente, às

disfunções causadas sobre o sistema reprodutor masculino. Dentre os danos

observados pela exposição ao NP, destacam-se os danos a espermatogênese e

efeitos citóxicos em espermatozoides que estão no epidídmimo e as alterações no

equilíbrio prooxidante e antioxidante, levando ao estresse oxidativo, perturbando a

homeostase do cálcio e induzindo as células de Sertoli à apoptose (Aly, 2012).

A presença de desreguladores endócrinos no ambiente, como o nonilfenol,

que se encaixa dentro do grupo de hormônios estrogênios sintéticos, tem ganhado

um grande destaque, por conta do risco a saúde reprodutiva, principalmente em

homens. Ao longo do tempo foram e ainda estão sendo realizadas diversas

pesquisas, com o intuito de demonstrar os efeitos sobre o sistema reprodutor. Em

vista dessa problemática, o presente trabalho teve por objetivo avaliar o efeito do

desregulador endócrino nonilfenol sobre o sistema reprodutor masculino,

especificamente sobre as células de Sertoli, contribuindo para o melhor

entendimento do que esse composto é capaz de provocar no sistema reprodutor

masculino.

Para a realização desse trabalho, foi feita revisão bibliográfica utilizando livros

e artigos científicos obtidos de diversos bancos de dados como Scielo, PubMed e

NCBI, consultados a partir das seguintes palavras-chave: desreguladores

endócrinos; infertilidade masculina; nonilfenol; células de Sertoli.

O capítulo introdução foi direcionado a envolver o leitor dentro da temática do

trabalho, fornecendo uma prévia sobre o que é infertilidade, quais fatores podem

interferir na fertilidade, uma apresentação aos desreguladores endócrinos, citando o

nonilfenol, desregulador endócrino de interesse, e quais seus principais efeitos sobre

o sistema reprodutor masculino.

No capítulo que corresponde a fundamentação teórica, comentou-se sobre a

histologia e anatomia do sistema reprodutor masculino, abordando principalmente

elementos do epitélio seminífero, com destaque às células de Sertoli. Ainda, foram

descritas as fases da espermatogênese, para melhor compreensão do dano

provocado pelos desreguladores endócrinos. Em seguida, foi criado um tópico

especial para os desreguladores endócrinos, com o intuito de apresentar os

15

principais representantes desse grupo e ainda relatar quais os danos que causam

aos animais e seres humanos, introduzindo o nonilfenol como um representante. E,

por fim, no tópico nonilfenol, foi abordada a estrutura da molécula e a que classe

pertence, onde ela pode ser encontrada e quais os danos ao sistema reprodutor

masculino, com enfoque aos danos observados em células de Sertoli.

O último capítulo, trata-se da conclusão a respeito de toda pesquisa.

16

2 FUNDAMENTAÇÃO TEÓRICA

2.1 Histologia e anatomia do sistema reprodutor masculino.

O sistema reprodutor masculino é constituído por vários órgãos e pode ser

divido em algumas partes funcionais. Os testículos são órgãos que possuem um

formato oval com aproximadamente 4 a 5 cm de altura por 2,5 a 3 cm de largura que

se encontram em uma bolsa escrotal. Cada testículo possui um envoltório

denominado túnica albugínea, que é formado por uma cápsula constituída de tecido

conjuntivo denso, em sua parte posterior contém um espessamento chamado

mediastino ou corpo de Highmore, de onde se originam septos conjuntivos radiais,

que compartimentam o interior do testículo em torno de 250 lóbulos em uma forma

cônica. Por conta de os septos interlobulares serem incompletos, os lóbulos

contíguos comunicam-se entre si. Nas laterais e a na parte anterior dos testículos

existe uma bolsa achatada que é denominada túnica vaginal, no período de

desenvolvimento embrionário, a túnica apresenta-se como um prolongamento

digitiforme (em forma de dedo) vindo da cavidade peritoneal, separando-se logo

após o final da descida dos testículos, possibilitando ao testículo uma certa

mobilidade dentro da bolsa escrotal (Figura 1) (Hib, 2003).

Figura 1 - Diagrama da histologia do escroto e testículo.

Fonte: VERMA, 2003, p. 353

17

O interior de cada lóbulo é composto de um a três túbulos seminíferos, essas

estruturas produzem os espermatozoides e medem em torno de 150 a 200µm de

diâmetro e 30 a 70 cm de comprimento, toda sua extensão contando dos dois

testículos mede por volta de 300 a 500 metros. Os túbulos seminíferos apresentam

formato de forquilha, mesmo extenso por conta de seu diâmetro e pelo fato de estar

extremamente contorcido, cabem dentro dos lóbulos. Os túbulos seminíferos são

separados por tecido conjuntivo especial e logo após a puberdade, a parede do

túbulo seminífero se torna espessa e complexa, passando a ter o nome de epitélio

seminífero (Kerr, 2000).

Todos os túbulos seminíferos são formados por epitélio seminífero, por

membrana basal e por células mióides peritubulares, que envolvem o túbulo (Piezzi,

2008). O epitélio seminífero é formado por dois tipos distintos de células: as células

germinativas e as células de Sertoli, que servem de sustentação ou apoio as células

germinativas e participam de sua nutrição. Ainda, há uma lâmina basal separando o

epitélio seminífero do tecido conjuntivo que o circunda. No vértice dos lóbulos, as

duas extremidades do mediastino tornam-se retas, levando o nome de túbulos retos

que se infiltram no mediastino e caem em uma rede de pequenos canalículos

denominada rede testicular. Dessa rede testicular emergem 12 a 14 túbulos muito

finos chamados de dúctulos eferentes que convergem ao epidídimo (Figura 2)

(Stevens, 1995).

Figura 2 – Estrutura do testículo

18

Fonte: YOUNG et al., 2007, p. 347

Há ainda alguns segmentos da via secretora do testículo, que levam ao

epidídimo, são eles o ducto deferente, ducto ejaculatório e a uretra, que é o canal

terminal do sistema reprodutor masculino. A uretra é utilizada tanto para passagem

de esperma quanto para passagem de urina, é compartimentada em três porções

dependendo de local em que está passando: quando está na altura da próstata é

denominada uretra prostática, quando se encontra revestida pelo diafragma

urogenital, esse formado por esfíncter responsável por conter a urina, é chamado de

porção membranosa, e quando segue através do pênis é denominada porção

esponjosa (Lesson, 1980; Sobotta, 2003). Essas estruturas são responsáveis por

conduzir os espermatozoides para o sistema reprodutor feminino através da cópula.

O sistema reprodutor masculino possui também duas glândulas exócrinas,

que são um par de vesículas seminais e a próstata, sendo essa última uma glândula

única, encarregada de secretar líquido seminal que possui a função de nutrir os

espermatozoides e lubrificar o canal vaginal, além de contribuir para a chegada dos

espermatozoides até o útero e, por fim, o pênis, que é o órgão de cópula (Figura 3)

(Young, et al. 2007).

Figura 3 - Sistema reprodutor masculino

Fonte: FONSECA, 2010.

19

2.2 Epitélio seminífero

Os túbulos seminíferos são constituídos por um epitélio seminífero, que é

formado por uma série de estruturas e células especializadas. Esse epitélio é

constituído por células germinativas e células de Sertoli e é nele que ocorrem os

processos de espermatogênese e espermiogênese. As principais células

germinativas que constituem esse epitélio são as espermatogônias do tipo A, que

passarão por uma série de mitoses para produção de outras do tipo A e as

espermatogônias do tipo B (Gartner, 2003), que são células que que sofrerão

diferenciação e se transformarão em espermatócitos primários (Junqueira &

Carneiro, 2011). As espermatogônias estão localizadas na porção basal do epitélio

semnífero, já os espermatócitos estão na parte intermediária e as espermátides

encontram-se próximas a luz do do túbulo seminífero local onde se tornam

espermatozoides (Ross; Reith; Romrell, 1993).

Os espermatócitos são os produtos da maturção das espermatogônias do tipo

B (Sb), eles migram até o compartimento adluminal antes de iniciar a meiose. Os

espermatócitos primários (S1) são reconhecidos por ter um citoplasma grande e por

apresentar grandes núcleos que possuem concentrações ou filamentos de

cromatina. Nessas células, ocorre a primeira divisão meiótica, que pode levar em

torno de três semanas, após isso as células passam a se chamar espermatócitos

secundários. Os espamatócitos secundários sofrem uma divisão meiótica muito

rápida por isso são muito pouco visualizados, assim as células germinativas

produzidas da segunda divisão meiótica passam a ser chamadas de espermátides

(S3). Essas espermátides partem para o processo de espermiogênesse, dando

origem aos espermatozoides, no decorrer de todo esse processo o núcleos das

espermátides tornam-se pequenos e adquirem um formato pontiagudo

característico dos espermatozoides (S4) (Figura 4) (Young et al., 2007; Snell, 1985).

As células de Sertoli presentes no epitélio seminífero ficam apoiadas na

lâmina basal dos túbulos e são células alongadas, com encaixes onde se inserem as

células germinativas. Essas células possuem um papel primordial no

desenvolvimento dos espermatozoides (Brehm & Steger, 2005). Ao decorrer do

processo de desenvolvimento, as células germinativas são apoiadas e sustentadas

pelas células de Sertoli (St). Seus núcleos são normalmente encontrados próximos a

membrana basal do túbulo seminífero, apresentando um formato triangular ou de

forma ovoide, nucléolo proeminente e a cromatina apresenta-se de forma dispersa.

20

Há uma membrana basal que sustenta as células germinativas, essa membrana é

revestida por muitas camadas de miofibroblastos (M) e fibroblastos fusiformes

(Figura 4) (Gartner, 2007).

Figura 4 - Túbulo Seminífero

Fonte: YOUNG, et al., 2007, p. 349

As células de Leydig encontram-se no tecido intersticial, em meio aos túbulos

seminíferos, e são responsáveis por sintetizar e secretar hormônios sexuais

masculinos como a testosterona, androstediona e dehidroepiandrosterona (Figura 5)

(Junqueira & Carneiro, 2008).

21

Figura 5 - Células de Leydig

Fonte: YOUNG, et al., 2007. p.353.

2.3 Estágios da espermatogênese

A espermatogênese é um processo que ocorre de maneira sincronizada e

regulada a partir de uma espermatogônia que, através de divisões celulares e

diferenciações, torna-se uma célula haploide extremamente especializada, o

espermatozoide; esse processo todo ocorre nos túbulos seminíferos (França &

Russell, 1998).

Todo esse processo de diferenciação é formado de três tipos de células, as

espermatogônias, os espermatócitos e as espermátides. Em adultos, o processo da

espermatogênese ocorre o tempo todo, ele é divido em três importantes fases, a

fase mitótica, a fase meiótica e a espermiogênese. Cada célula é identificada por

sua morfologia característica e também pela bioquímica dos componentes do

citoplasma e do núcleo (Courot; Hochereau-Dereviers; Ortavant, 1970).

No primeiro estágio da espermatogênese, conhecida como fase mitótica ou

espermatogônica, existem três tipos de espermatogônias, as espermatogônias do

tipo A escuras, A claras e B. As espermatogônias do tipo A escuras são as células

mais indiferenciadas, denominadas células mãe, essas apresentam um núcleo

ovalado e grânulos de cromatina finos e possuem de um a dois nucléolos nas

proximidades da membrana nuclear, ela se divide através de mitoses, gerando as

espermatogônias A claras. As espermatogênias A claras essas possuem a

22

cromatina mais clara, reproduzem-se por muitas vezes, não realizando a citocinese,

assim formando cada vez mais células derivadas de espermatogônias do tipo A

claras ficando conectadas através de pontes de citoplasma. Esse processo ocorre

até que se termine a espermatogênese, depois de muitas mitoses as

espermatogônias do tipo A claras se diferenciam em espermatogônias do tipo B, que

são células maiores, com núcleo de forma esférica e grânulos espessos de

heterocromatina ao redor do nucléolo fixados a membrana nuclear (Figura 6) (Hib,

2003).

Figura 6 - Tipos de espermatogônias

Fonte: VERMA, 2001, p.355

A fase denominada espermatocítica inicia-se durante o período da puberdade,

os espermatócitos primários se dividem através da meiose dando origem a dois

espermatócitos secundários, sendo esta a primeira divisão meiótica, em seguida

dando origem a quatro espermátides, ainda sendo através da segunda divisão

meiótica (Gartner, 2003). Após isso, inicia-se a fase da espermiogênese que nada

mais é do que a transformação de espermátides em espermatozoides, nesse

processo as espermátides vão se diferenciando através de várias modificações em

sua morfologia até que se atinja o nível de maturação de espermatozoide, esse

processo de maturação envolve o desenvolvimento do acrossoma, a condensação

da cromatina e o alongamento do núcleo, além da formação da cauda do

espermatozoide (Figuras 7 e 8) (Ross, 1993).

23

Figura 7 - Etapas da espermatogênese

Fonte: HIB, 2003, p. 387

Figura 8 - Estágios da espermatogênese

Fonte. YOUNG, et al., 2007, p.349

Todo o processo de espermatogênese acontece com essas células migrando

entre as células de Sertoli em direção ao lúmen central dos túbulos seminíferos. As

células de Sertoli são grandes, com envoltório citoplasmático exuberante que

24

envolve as espermatogônias em desenvolvimento, durante todo o trajeto até o lúmen

do túbulo (Figura 9) (Guyton & Hall, 2011; Lüllmann-Rauch, 2006).

Figura 9 - Maturação dos espermatozoides

Fonte: JUNQUEIRA & CARNEIRO, 2011, p. 416

2.4 As células de Sertoli

As células de Sertoli de mamíferos são diferentes em fetos e recém-nascidos

comparadas as células de Sertoli em adultos. Em recém-nascidos, as células de

Sertoli estão em maior número, comparadas as células de Sertoli em adultos. Os

processos citoplasmáticos das células de Sertoli são difíceis de visualizar e são

encontradas junções gap em todo desenvolvimento. Seu número diminui desde o

nascimento até a idade adulta em ratos. Nos seres humanos, a célula de Sertoli

ocupa 38% do epitélio seminífero e sua proliferação é controlada por gonadotrofinas.

As células de Sertoli são mitoticamente ativas somente nos testículos sexualmente

imaturos e seu número permanece estável a maior parte da vida adulta dos

mamíferos, ou seja, em adultos as células de Sertoli não se proliferam (Jégou, 1992;

Cormack, 2008).

Ratos expostos ao hormônio folículo estimulante (FSH) apresentaram um

aumento no número de células de Sertoli. O hormônio FSH é capaz de estimular a

síntese de DNA de células de Sertoli em cultura (Jégou, 1992). As células de Sertoli

são conhecidas por terem uma função secretora muito importante, isto inclui a

produção do fluido dos túbulos seminíferos, proteínas, de alguns peptídeos e de

25

esteroides. A secreção de líquido tubular seminífero é uma função essencial de

células de Sertoli. Os papéis presumidos deste fluido são a nutrição de células

germinativas e dos espermatozoides liberados, e do transporte de substâncias

químicas basais para a porção apical do epitélio seminífero. Essas substâncias

podem estar envolvidas nas comunicações célula-célula entre células de Sertoli e

células germinativas e entre uma geração de células germinativas para outra,

através de espaços intracelulares e na liberação para dentro do lúmen dos túbulos

seminíferos (Oliveira; Alves, 2015).

A partir da citoarquitetura das células de Sertoli e da natureza de seus

produtos, pode-se deduzir que influenciam de forma crucial as células germinativas,

estrutural e nutricionalmente (isto é, através da formação da barreira

hematotesticular, produção de fluido tubular, e fornecimento de substratos

energéticos); controlando a progressão da diferenciação células germinativas em

direção ao lúmen do túbulo e, provavelmente, liberação de esperma; de transdução

de sinais extra tubulares (isto é, FSH, testosterona); e controlando pelo menos em

parte as suas divisões (isto é, através de fatores de crescimento). A célula de Sertoli

ocupa uma posição muito estratégica no cruzamento de todos os sistemas

reguladores endócrinos e parácrinos da espermatogênese (Oliveira; Alves, 2015).

As células de Sertoli são responsáveis por secretar fatores que regulam a

espermatogênese, espermiogênese, a função de células de Leydig e a função de

células peritubulares. Outra substância secretada por ela é a inibina, responsável

por regular a produção dos hormônios. As células de Sertoli também funcionam

como células fagocíticas, fagocitando os corpos residuais que são descartados pelas

espermátides (Young, et al., 2007).

As células de Sertoli são conectadas umas às outras por junções de oclusão

contínuas, formando a chamada barreira hematotesticular, que separa os túbulos

seminíferos em dois compartimentos: compartimento basal e compartimento

adluminal (Figura 10). No compartimento basal é possível observar apenas as

espermatogônias e no compartimento adluminal são observadas células

germinativas nos estágios restantes da espermatogênese (espermatócitos,

espermátides e espermatozoides). Grande parte das moléculas maiores não tem a

capacidade de atravessar essa barreira e passar do compartimento basal ao

adluminal e vice-versa, essa barreira auxilia protege as células germinativas que

26

estão em diferenciação de drogas, substâncias químicas consideradas tóxicas e de

agente mutagênicos (Young, et al., 2007; Cormack, 2008).

Figura 10 - Células de Sertoli e barreira hematotesticular

Fonte. CORMACK, 2008, p.342

2.5 Desreguladores endócrinos

As substâncias denominadas desreguladores endócrinos (DE) são uma

categoria recente de poluentes ambientais que interferem nas funções do sistema

endócrino (Chavarro et al., 2008). Há muitos efeitos citados na literatura, como

diminuição na eclosão de ovos de pássaros, peixes e tartarugas; feminização de

peixes machos; problemas no sistema reprodutivo em peixes, répteis, pássaros e

mamíferos. Em alguns casos, esses efeitos podem conduzir ao declínio de

populações (Bila & Dezotti, 2007).

Em seres humanos foram observados a redução da quantidade de esperma,

o aumento da incidência de câncer de mama, de testículo e de próstata e a

endometriose. Os DEs abrangem uma grande gama de substâncias com estruturas

27

diferentes, dentre elas hormônios sintéticos e naturais, substâncias naturais e uma

quantidade muito grande de substâncias sintéticas. Existem algumas classes de

desreguladores endócrinos, como os estrogênios sintéticos, que podem também ser

chamados de estrogênios ambientais, estrogênios exógenos ou exoestrogênios.

Esses estrógenos causam respostas antagônicas e agônicas, possivelmente através

de mecanismos de ação via receptores hormonais. Existem diversos compostos

capazes de atuar como desreguladores endócrinos, que podem ser naturais ou

artificiais como pesticidas, fitalatos, policlorados de bifenilas, bisfenol A, produtos

farmacêuticos e os alquilfenóis (Bila & Dezotti, 2007; Phillips & Tanphaichtr, 2008).

Os alquilfenóis são um grupo de substâncias muito utilizado no processo de

fabricação do alquilfenol etoxilado (Spadoto, 2013). Um dos compostos pertencentes

a esse grupo é o nonilfenol (NP), um produto degradado de alquilfenolpolietoxilatos,

classe conhecida de desreguladores endócrinos ambientais (Aly et al., 2015). O

nonilfenol está presente em substâncias como detergentes industriais, dispersantes,

emulsificantes, floculantes, tintas, plásticos, óleos, PVC e espermicidas. Esse

composto é um desregulador endócrino que possui ação estrogênica, tóxica e

carcinogênica. Em humanos, são muitos os efeitos que podem estar relacionados à

exposição ao nonilfenol e nonilfenol etoxilado: em adolescentes e adultos foi

observada redução da fertilidade, da produção de esperma e da capacidade de

fertilização dos espermatozóides (Spadoto, 2013).

2.6 Nonilfenol

O Nonilfenol (NP) participa do grupo de alquilfenóis, que são produtos

degradados de alquilfenolpolietoxilatos, classe conhecida de desreguladores

endócrinos ambientais (Aly et al., 2012). O polietoxilato de nonilfenol (NPE) é um

surfactante não iônico muito utilizado como componente de detergentes, herbicidas,

usado em indústrias como as de petróleo, têxtil, couros, indústria agroquímica, tintas

e vernizes, papel e celulose, óleos industriais, mineração e tratamento de metais. O

nonilfenol (NP) é o metabolito final de NPE, se tornando 4-nonilfenol no e no

ambiente aquático é mais estável e persistente (Figura 11). Com o crescimento da

indústria, enormes quantidades de NP estão sendo despejadas na água (Aly et al.,

2012; Rivero, 2008).

28

Esse desregulador endócrino já foi encontrado no leite materno humano,

sangue e urina e está intimamente ligado a efeitos reprodutivos em roedores

(U.S.EPA, 2010). O nonilfenol é uma molécula que pode também formar fosfito de

tris (4-nonil-fenilo), um antioxidante usado na proteção de polímeros como a

borracha, vinil, poliolefinas, poliestireno, também usado como um estabilizante em

embalagens plásticas de alguns alimentos. Os sais de bário e de cálcio de nonilfenol

são usados para estabilizar o calor para o cloreto de polivilino (PVC) (Bila & Dezotti,

2007).

Sabe-se que esse desregulador endócrino tem a capacidade de se ligar aos

receptores estrogênicos, mimetizando sua ação. Estudos mostram que os

nonilfenóis produzem efeitos negativos no desenvolvimento de embriões de ratos,

efeitos reprodutivos, neurológicos e imunológicos em roedores, sua toxicidade

depende da dose administrada, da duração dessa exposição e do estágio da vida

em que o indivíduo foi exposto (Cha et al., 2017; Diamanti-Kandarakis et al., 2009).

Há também estudos mostrando que a exposição crônica ao nonilfenol pode levar a

redução de tamanho dos testículos, diminuir os níveis de testosterona na circulação,

provocar queda do número de espermatozoides no epidídimo, diminuir a atividade

das enzimas antioxidantes, causar danos na estrutura testicular, câncer de testículo,

diminuir o diâmetro dos túbulos seminíferos, além de provocar hipertrofia e aumentar

a taxa de apoptose de células de Sertoli (Cardinali et al., 2004).

Figura 11 - Estrutura de alquilfenóis

Fonte: PRIAC et al., 2017, p. S3754

29

Devido a característica lipofílica desse desregulador endócrino, ele acaba

acumulando-se no tecido adiposo, entrando assim na cadeia alimentar. As vias de

exposição ao nonilfenol ocorrem pela absorção através dos olhos, pele, ingestão e a

inalação. Essa molécula possui alguns órgãos alvo, como os olhos, pele, trato

gastrointestinal, sistema respiratório, fígado, cérebro, tireoide, pâncreas, rim e

bexiga. No sistema reprodutivo de fêmeas pode atingir ovários, causar câncer de

mama, puberdade precoce, e no sistema reprodutor masculino pode atingir os

testículos, epidídimo, próstata, túbulos seminíferos, esperma e células de Sertoli

(Coldhan et al., 1998).

A exposição ao NP causa danos a espermatogênese, gera efeitos citóxicos

em espermatozoides que estão no epidídmimo. Este composto foi capaz de

interromper o equilíbrio prooxidante e antioxidante, levando ao estresse oxidativo em

espermatozoides do epididimo de ratos. O estresse oxidativo nada mais é do que

um desequilíbrio entre a oxidação e a capacidade de defesa antioxidante do

organismo, quando um organismo é exposto a agentes tóxicos há um aumento de

espécies reativas de oxigênio, sendo as principais espécies reativas de oxigênio:

hidroxila (OH-), superóxido (O2-) e peróxido de hidrogênio (H2O2) (Aly et al., 2012;

Machado et al., 2009; Oliveira & Schoffen, 2010). Como resultado desse estudo se

obteve também, a diminuição do tempo de motilidade espermática, podendo afetar a

qualidade do esperma e a fertilidade. O NP levou a queda significativa na

espermatogênese por conta da citotoxicidade, resultando em morte de células

germinativas imaturas no epitélio seminífero. Como resultado, houve queda no

número de células germinativas, levando a diminuição do peso absoluto dos

testiculos. Ainda, foi observada disfunção hormonal, como aumento de hormônio

LDH plasmático e diminuição de testoterona (Figura 12) (Aly, 2012).

30

Figura 12 - Efeito na LDH plasmática (A) e na testosterona (B) em ratos adultos expostos ao

nonilfenol.

Fonte: ALY, et al., 2012, p.137.

Outro estudo avaliou o estresse oxidativo causado por nonilfenol e a

citotoxicidade em células de Sertoli. As células de Sertoli de ratos Sprague-Dawley

foram isoladas e expostas a doses de 1, 10, 20, 30 e 40 umol/L por 24 horas. As

células que foram expostas ao nonilfenol por 24 horas apresentaram apoptose e

inibição de crescimento, que foram observadas através da citometria de fluxo e

brometo de 3- [4,2-dimetiltiazol-2il] -2,5-difeniltetrazólio (MTT). Em células expostas

por um período de 2 horas obteve-se como resultado acúmulos de espécies reativas

de oxigênio, avaliadas pelo carregamento de diacetato de 2,7-

diclorohidrifluoresceína (DCFH-DA) (Figura 13). Em células expostas por um período

de 12-24 horas de tratamento foi observado perda de mitocondrias e alterações no

potencial de membrana, avaliados através da coloração com Rhodamine 123

(Rh123) (Figura 14). A exposição após 12 horas ainda levou a uma elevação da

peroxidação lipídica em células de Sertoli (Figura 15) (Gong & Han, 2006). Essa

peroxidação lipídica é definida por apresentar uma deterioração oxidativa de lipídeos

poliinsaturados, esses lipídios poliinsaturados estão amplamente presente nas

membranas celulares como também em organelas como as mitocondrias e

peroxissomos (Lima & Abdalla, 2001). As baixas concentrações de nonilfenol já

levaram as células de Sertoli ao estresse oxidativo (Lima & Abdalla, 2001; Gong &

Han, 2006).

31

Figura 13 - Níveis de ROS expressos como intensidade de fluorescência DCF em células de Sertoli

após exposição ao NP. As células expostas a diferentes concentrações de NP por 2 h foram marcadas com DCFH-DA

Fonte: GONG & HAN, 2006, p. 627

Figura 14 - Declínio induzido por NP do potencial da membrana mitocondrial. Potencial de membrana mitocondrial (indicado pela intensidade de fluorescência de Rh123) de células de Sertoli após a incubação em várias concentrações de NP por 12 h (A) e 24 h (B).

32

Fonte: GONG & HAN, 2006, p. 628

Figura 15 - Efeito do NP na peroxidação lipídica de células de Sertoli. Os valores representam o

conteúdo de MDA, produto da peroxidação lipídica em cada grupo tratado com NP, que foram expressos sob a forma de porcentagem de controle.

33

Fonte: GONG & HAN, 2006, p.629

Gong e colaboradores (2008), através de cromatografia gasosa acoplada e

espectrometria de massa (GC-MS), constataram que o nonilfenol foi capaz de alterar

o potencial de membrana e penetrar na membrana das células de Sertoli (Figura

16). Eles observaram que após curto período de exposição foi constatada

hiperpolarização e após longo período de exposição nas maiores concentrações de

nonilfenol houve aumento da fluidez da membrana, aumento da permeabilidade e

diminuição na microviscosidade (Figura 17). Ainda, o nonilfenol levou a alterações

na morfologia da membrana, observada através da análise de morfologia por

microscopia de força atômica (AFM). Além disso, foi capaz de alterar as atividades

da membrana realcionados ao Ca2+,Mg2+, ATPase, Na+, K+, levando em mudanças

na homeostase do cálcio, evidenciando que a membrana plasmática é um alvo do

nonilfenol.

Figura 16 - Alterações no potencial de membrana induzidas por NP. Células de Sertoli expostas a

diferentes quantidades de NP (0, 0,1, 1, 10, 20 e 30 µM) durante 1, 3, 6, 12 e 24 h foram carregadas com DiBAC4 (3) e a fluorescência relativa que representa o potencial de membrana

Fonte: GONG et al., 2008, p. 13

34

Figura 17 - Alterações induzidas pelo NP na dinâmica da membrana. Após o tratamento com

diferentes concentrações de NP por 24 h foram observadas alterações na fluidez da membrana (A) e na microviscosidade (B) das células de Sertoli

Fonte: GONG et al., 2008, p. 15

Células de Sertoli expostas ao nonilfenol apresentaram alterações na sua

morfologia, com dimiuição da viabilidade celular, levando ao aumento de apoptose,

demonstrado por alterações na cromatina (Figura 18A). Além disso, pôde-se

obsevar que a exposição ao NP levou ao aumento da concentração de Ca2+

intracelular (Gong et al., 2009). Quando há elevação ou diminuição do Ca2+ no

interior das células, vias de sinalização são alteradas e provocam consequências

devastadoras na função celular, levando a célula a morte celular por necrose ou

induzindo a apoptose (Pimentel, 2013). Gong e colaboradores (2009) observaram

que o NP levou também ao estresse oxidativo do retículo endoplasmático, o que

comprometeu o enovelamento proteico, levando ao acúmulo de proteínas não

enoveladas e alterações em sua estrutura, o que induziu as células de Sertoli a

apoptose (Figura 18B) (Saito, 2014).

35

Figura 18 - Detecção da apoptose em células de Sertoli. Após a exposição a concentrações graduadas de NP por 24 h, (A) tramas de citometria de fluxo. (B) resultado da análise de citometria de fluxo.

Fonte: GONG, et al.2009, p. 87 -88.

36

Choi e colaboradores (2013) observaram uma diminuição na viabilidade

celular, aumento de necrose e apoptose com a presença de fragmentação nuclear,

elevação na população de sub G1, polimerização de poli (ADPribose), caspase e a

proteina anti-apoptótica BCL-2 diminuídas, e a proteína B-apoptótica aumentada,

houve aumento de morte celular pela formação de espécies reativas de oxigênio

(Figura 19).

Figura 19 - Alterações morfológicas das células TM4 após o tratamento NP. Após a exposição a 0, 5, 10 e 20 µgml-1 NP durante 4 e 24 h, as células TM4 foram observadas sob um microscópio de contraste de fase.

Fonte: CHOI, et al., 2013, p. 630

Liu e colaboradores (2014) observaram um efeito de exposições ao nonilfenol

através de receptores celulares e da função secretora das células de Sertoli,

notando uma diminuição na expressão de receptores de estrogênio (ER), receptor

de retículo endoplasmático, receptor de progesterona, receptor de androgênio, e

ainda mudanças nos níveis de expressão de proteínas no retículo endolplasmático e

receptores de FSH.

Aravindakshn & Cyr (2005) expôs celulas de Sertoli de camundongos ao

nonilfenol com o intuito de analisar a comunicação intercelular de junções gap.

Essas células foram expostas durante 24 horas a concentrações diferentes de 1 a

50 µM de nonilfenol, o que resultou em uma dimiuição na comunicação intercelular

através das junções gap das células de Sertoli, em quase 80% em relação as

células controle, a análise de verificação de danos causados pelo nonilfenol foi

realizada utilizando-se de uma microinjeção injetando amarelo Lúcifer em uma única

37

célula e avaliando 3 minutos após a injeção o nonilfenol foi capaz de inibir a

comunicação entre essas junções gap. Nesse mesmo estudo, foram observadosos

efeitos do nonilfenol sobre a conexina 43, proteína quem compõe as junções

comunicantes. Nesse caso, houve uma diminuição na coloração imunofluorescente

nas doses de 10 a 50 mM, isso mostra que o nonilfenol diminuiu os níveis de

expressão de conexina 43, o que explica, pelo menos parcialmente, o motivo da

inibição de comunicação intercelular.

Han (2004), utilizando ratos machos Sprague-Dawley avaliou os pesos de

órgãos como fígados, rins, testículos e epidídimos antes e após a exposição ao

nonilfenol. Os ratos tratados com 250 mg/kg/dia apresentaram diminuição drástica

dos pesos absolutos e relativos dos epidídimos, e ainda a densidade de

espermatozoides na cabeça do epidídimo e as concentrações de testosterona

diminuíram e os níveis de hormônios como LH e FSH aumentaram após a exposição

ao nonilfenol.

Lukac (2013), com o objetivo de determinar o efeito do nonilfenol como tóxico

ambiental a espermatozoides, expôs espermatozoides bovinos a doses de 1 a 200

µg/ml, nos intervalos de tempo de 0h, 2h, 4h e 6h e realizou várias análises. Como

resultado, notou-se uma menor motilidade dos espermatozoides em todos os grupos

comparados ao grupo controle. No teste de toxicidade, a viabilidade dos

espermatozoides foi significativamente diminuída em grupos expostos ao nonilfenol,

indicando claramente o efeito do nonilfenol como um desregulador endócrino (Figura

20).

Aly (2012), avaliou o efeito da exposição ao nonilfenol sobre peso de

testículos e epidídimos, características do esperma e o mecanismo de ação desse

composto sobre o epidídimo utilizando ratos Wistar. Ele observou que os pesos de

testículos e epidídimos diminuíram de maneira significante, a contagem de esperma

em cabeça, corpo e cauda dos epidídimos e a motilidade dos espermatozóides

foram diminuídas consideravelmente, a produção diária de espermatozóides

também foi diminuída de acordo com as doses administradas. O tempo de trânsito

dos espermatozoides na cauda do epidídimo diminui consideravelmente na dose de

300mg/kg, na cabeça e corpo do epidídimo diminuiu na dose de 200 e 300 mg/kg de

nonilfenol. Houve aumento dos níveis de LDH e diminuição dos níveis de

testosterona. Em espermatozóides do epidídimo, o nonilfenol diminuiu a integridade

do acrossoma. Houve também um aumento de peróxido de hidrogênio e

38

peroxidação lipídica nesses animais. A enzimas antioxidantes superóxido dismutase,

catalase e glutationa peroxidase foram significativamente diminuídas nos

espermatozoides do epidídimo, levando ao estresse oxidativo dos espermatozoides

epididimais de ratos.

Figura 20 - Motilidade dos espermatozóides bovinos (MOT;%) expostos ao NP dissolvido em 0,1% de DMSO a 0(a), 2(b), 4(c) e 6h(d).

Fonte: LUKAC, 2013, p. 975

39

3 CONCLUSÃO

O desenvolvimento do presente estudo possibilitou uma análise de como o

desregulador endócrino nonilfenol, classificado como um estrogênio sintético, atua

causando a infertilidade masculina. Há evidências demonstrando o poder desse

desregulador endócrino sobre o sistema reprodutor masculino especificamente

sobre as células de Sertoli. Através de estudos realizados em animais foi possível

observar que a via mais frequente de dano a células de Sertoli foi o estresse

oxidativo.

Os dados obtidos durante essa revisão mostram nitidamente que o nonilfenol

apresenta um efeito negativo sobre a fertilidade masculina, alterando as funções

endócrinas do organismo, agindo por diferentes mecanismos levando a apoptose

das células de Sertoli, que possuem uma função primordial na espermatogênese.

Os estudos mostraram que a exposição ao nonilfenol prejudicou claramente a

motilidade, viabilidade e tempo de trânsito dos espermatozoides no epidídimo, assim

como também gerou espécies reativas de oxigênio, prejudicando a

espermatogênese e ainda levando as células de Sertoli a apoptose.

Os estudos demonstraram que o nonilfenol foi capaz de diminuir os pesos dos

testículos, diminuir a contagem diária de espermatozoide nos epididimos, diminuir a

motilidade espermática e ainda provocar disfunções hormonais como a diminuição

de LDH e testosterona.

A infertilidade masculina é sem dúvidas um assunto de muito interesse a

sáude pública, assim necessecita-se de pesquisas para se criar medidas que

diminuam ou até mesmo erradiquem a exposição a desreguladores endócrinos, visto

que a longo prazo essa exposição poderá afetar a reprodução humana, de manerira

irreversível, pois causam danos a células tão pirmordiais como são as células de

Sertoli.

Dada a importância do assunto, o presente estudo pôde fornecer informações

relevantes para que se conheça sobre os efeitos que o nonilfenol pode causar sobre

o sistema reprodutor masculino, incentivando estudos que girem em torno de

encontrar maneiras de diminuir a exposição a desreguladores endócrinos

ambientais.

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REFERÊNCIAS

ALY, H. A. A.; DOMENÈCH, O.; BANJAR, Z. M. Effect of nonylphenol on male reproduction: Analysis of rat epididymal biochemical marker s and antioxidant defense enzymes. Toxicology and Applied Pharmacology, Jeddah, Saudi Arabia, p. 134 – 141, March, 2012.

ALVES, M. G. et al. Hormonal control of Sertoli cell metabolism regulates spermatogenesis. Cell Mol Life Sci. Portugal, vol. 70(5), 777–793. March 2013. ARAVINDAKSHAN, J.; CYR, G. Nonylphenol alters connexin 43 levels and conexin 43 phosphorylation via inhibition of the p 38-mitogen-activated protein kinase pathway. Biology of reproduction, Canadá, vol. 72, p. 1232-1240, jan 2005. BILA, D. M.; DEZOTTI, M. Desreguladores endócrinos no meio ambiente: efeitos e consequências. Química Nova, Rio de Janeiro, vol. 30, n. 3, 651-666, fev. 2007. BLIATKA, D.; LYMPERI, S; MASTORAKOS, G.; GOULIS, D. G. Effect of endocrine disruptors on male reproduction in humans: why the evidence is still lacking?. Andrology, Thessaloniki, Greece; p. 1 - 4, Jan.2017. BREHM, R.; STEGER, K. Regulation of Sertoli Cell and Germ Cell Differentaition. New York: Springer, 2005. p. 1-70. BONET, M. O.; MACH, N. Factores nutricionales y no nutricionales pueden afectar la fertilidad masculina. Nutrición Hospitalaria, Jouy-en-Josas, Francia; vol. 33 (5), p.1233 – 1244, out. 2015.

CARDINALI, Marco. et al. Temporary impairment of reproduction in freshwater teleost exposed to nonylphenol. Reproductive Toxicology. Ancona, Italy. Vol. 18, p.597–604. March, 2004. CHA, S. et al. Disturbing Effects of Chronic Low-dose 4-Nonylphenol exposing on Gonadal Weight and Reproductive Outcome over One-generation. Dev. Reprod. Korea, Vol. 21, n. 2, p. 121-130, Jun. 2017. CHAVARRO, J. E. et al. Soy food and isoflavone intake in relation to semen quality parameters among men from an infertility clinic. Revista Human Reproduction, Boston, vol. 23, n° 11, p. 2584-2590, Jul. 2008. CHOI, M.S. et al. Nonylphenol-induced apoptotic cell death in mouse TM4 Sertoli cells via the generation of reactive oxygen species and activation of the ERK signaling pathway. Applied toxicology. Korea, vol. 34, p. 628-636, may 2013. COLDHAM, N. G. et al. Biotransformation, Tissue Distribution, and Persistence of 4-Nonylphenol Residues In Juvenile Rainbow Trout. (Oncorhynchus Mykiss). Drug Metabolism and Disposition. Addlestone, Surrey, vol. 26, n. 4, p. 347-354, Ago.1998.

41

CORMACK, D.H. Fundamentos de Histologia. 2°ed. Rio de Janeiro. Guanabara Koogan. 2008. p. 335-347. COUROT, M.; HOCHEREAU-DE-REVIERS, M. T.; ORTAVANT, R. Spermatogenesis. In: JOHNSON, A. D.; GOMES, W. R.; VANDEMARK, N. L. (ed.). The testis. New York: Academic Press, 1970. v. 1, cap. 6,p. 339-432. DÂNGELO, J. G.; FATTINI, C. A. Anatomia Humana Sistêmica e Segmentar. 2ª ed. Rio de Janeiro: Livraria Atheneu, 2005. DIAMANTI-KANDARAKIS E. et al. Endocrine-disrupting chemicals: an endocrine society scientific statement. Endocr Rev, U.S.A, v. 30. p. 293-342, April 2009. FRANÇA, L. R.; RUSSELL, L. D. The testis of domestic animals. In: Regadera, J.; Martinez-Garcia (ed.). Male reproduction: a multidisciplinary overview. Churchill Livingstone: Madrid, 1998. p. 197- 219. FONSECA, V. S. O sistema reprodutor. Barra do Garças – MT, 2010. Disponível em: <http://www.ebah.com.br/content/ABAAABd8IAL/sistema-reprodutor>. Acesso em: 17 setembro 2017. FOSTER, P.M. Disruption of reproductive development in male rat offspring following in utero exposure to phthalate esters. International Jounal Androl. 29, 140–147. Fev 2006. GARTNER, L.P.; HIATT, J.L. Tratado de histologia em cores. 2.ed. Rio de Janeiro: Guanabara Koogan, 2003. p. 456. GARTNER, LP; HIATT, J.L. Tratado de Histologia em Cores. 3.ed. Rio de Janeiro: Elsevier, 2007. 576p. GONG, Y.; HAN X-D. Effect of nonylphenol on steroidogenesis of rat Leydig cells. Journal of Environmental Science and Health Part B. PR, China, vol. 22(5). p. 623–630, apr. 2006. GONG, Y. et al. NP-induced biophysical and biochemical alterations of rat testicular Sertoli cell membranes related to disturbed intracellular Ca²+ homeostasis. Toxicology Letters. Nanjing, China, p. 13. ago 2008. GONG, Y. et al. Nonylphenol induces apoptosis in rat testicular Sertoli cells via endoplasmatic reticulum stress. Toxicology Letters. Nanjing, China, vol 186. p. 88. jan 2009. GUYTON, Arthur. C; HALL, John. E. Tratado de Fisiologia Médica. 12° ed. Rio de Janeiro, Elsevier, 2011. p. 1025-1026. HAN, X. D. et al. The toxic effects of nonylphenol on the reproductive system of male rats. Reproductive toxicology. China, vol. 19, pag. 215-221. Ago 2004.

42

HIB, J. Di Fiori Histologia Texto e Atlas. 1 Ed. Rio de Janeiro. Guanabara Koogan, 2003. p. 387. JÉGOU, B. The Sertoli Cell. Baillière's Clinical Endocrinology and Metabolism.. vol. 6, p.273-299, April. 1992. JUNQUEIRA, L.C.; CARNEIRO, J. Histologia Básica. 11.ed. Rio de Janeiro: Guanabara Koogan, 2008. 524p. JUNQUEIRA, Luiz C.; CARNEIRO, JOSÉ. Histologia Básica Texto e Atlas. Ed.11.Rio de Janeiro. 2011. p. 414-430. KERR, J. B. Atlas de Histologia Funcional. São Paulo: Artes Médicas, 2000. 402p. LIMA, E.S; ABDALLA, D.S.P. Peroxidação lipídica: mecanismos e avaliação em amostras biológicas. Revista Brasileira de ciências farmacêuticas. V.37, n.3, p. 293-303, dez. 2001. LIU, X. et al. Effects of nonylphenol exposure on expression of cell receptors and secretory function in mouse Sertoli TM4 cells. Environmental toxicology and pharmacology. vol. 37, pag. 608-616, fev 2014. LUCAK, N. et al. The effect of nonylphenol on the motility and viability of bovine spermatozoa in vitro. Environmental science and health. Nitra, Slovak Republic, Vol. 48, pag. 973-979, jun 2014. LÜLLMANN-RAUCH, R. Histologia: entenda, aprenda, consulte. Rio de Janeiro: Guanabara Koogan, 2006. 341p. MACHADO, L. P. et al. Lesão oxidativa eritrocitária e mecanismos antioxidantes de interesse em Medicina Veterinária. Revista de Ciências Agroveterinárias, Botucatu. v. 8, n. 1, p. 84-94, apr. 2009. OLIVEIRA, P. F.; ALVES, M.G. Sertoli cell metabolismo and spermatogenesis. New York. Springer, 2015. 103 p. OLIVEIRA, M. C. de; SCHOFFEN, J. P. F. Oxidative stress action in cellular aging. Brazilian Archives of Biology and Technology, v. 53, n. 6, p. 1333-1342, dec. 2010. PHILLIPS, K. P.; TANPHAICHTR, N. Human exposures to endocrine disrupter and semen quality. J Toxicol Environ Heath B crit rev. vol. 11, p. 188-220. Mar 2008. PIEZZI, RAMÓN. S. Novo Atlas de Histologia Normal de Di Fiore. Rio de Janeiro. Guanabara Koogan. 2008. p. 242. PIMENTEL, S. P. Canais e transportadores de cálcio. Faculdade de Medicina da unversidade porto, 2003. Disponível em: <www.uff.br/WebQuest/downloads/calcio.pdf>. Acesso em: 2 novembro 2017.

43

RIVERO, C.L.G., et al. Evaluation of genotoxicity and effects on reproduction of nonylphenol in Oreochromis niloticus (Pisces: cichlidae). Ecotoxicol, 2008. Vol.17, p. 732–737. May 2008. ROOIJ, D.G; JANSEN, J.M. Regulation of the density of spermatogonia in the seminiferous epithelium of the chinese hamster: Undifferentiated sepermatogonia. The anatomical Record, Vol.217, p.124–130, fev.1987. ROSS, M.H.; REITH, E.J.; ROMRELL, L.J. Histologia: texto e atlas. 2.ed. São Paulo: Panamericana, 1993. 779p. SAITO, R. F. Indução de estresse de retículo endoplasmático com estratégia de quimiossensibilização de melanoma. 2014. 174f. (Doutorado em Ciências). Faculdade de Medicina da Universidade de São Paulo, São Paulo. SHARPE, R.M.; Franks, S.; Environment, lifestyle and infertility - an inter-generational issue.” Nature Cell Biology & Nature Medicine,UK, p. 33-40, oct. 2002. SOBOTTA, Atlas de histologia: citologia e anatomia microscópica. Rio de Janeiro: Guanabara Koogan, 6.ed. 2003. 266p. SPADOTO, M. 2013. Análise dos efeitos tóxicos do nonilfenol e do bisfenol A em organismos de água doce. 1-118. 2013.118f. Dissertação (Mestrado em Ciências). Universidade de São Paulo, São Carlos. SNELL, R.S. Histologia Clínica. Rio de Janeiro: Interamericana, 1985. 433p. STEVENS, A.; LOWE, J. Histologia. São Paulo: Manole, 1995. 387p. U.S. EPA. Nonylphenol (NP) and Nonylphenol Ethoxylates (NPEs), Action Plan. EPA-RIN2070-ZA09, 2010 (disponível para dowload em: https://www.epa.gov/sites/production/files/2015-09/documents/rin2070-za09_np-npes_action_plan_final_2010-08-09.pdf). VERMA, G.P. Fundamentals of hitology. 1 ed. Índia. New age international publishers, 2001. p. 353. YOUNG, Barbara. et al. Wheater Histologia Funcional. 5 ed. Rio de Janeiro, Elsevier, 2007. p. 346-358.