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EUSO, 2019 - Portugal

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RECURSOS MARINHOS

Introdução Atualmente, Portugal tem uma zona económica exclusiva (zona marítima) de 1,7 milhões de km2, a terceira maior da União Europeia e a 11ª do mundo. Em agosto de 2017 Portugal começou a defender a proposta de extensão da plataforma continental para além das 200 milhas náuticas, que podem duplicar o território marítimo de Portugal, dos atuais quase dois milhões para quase quatro milhões de km2. Dado que Portugal Continental tem pouco mais de 92 mil km2 de área, a extensão do território marítimo em mais de 350 milhas significará que a área de mar será 40 vezes maior que a terrestre.

Zona Económica Exclusiva de Portugal. Portugal Continental 327,667 km2; Açores e Madeira (953,633 km2; 446,108 km2). Total: 1,727,408 km2 (foto retirada de Oceana, https://eu.oceana.org)

Qual o motivo para o território marítimo ser tão importante? Uma resposta está na riqueza dos recursos marinhos que podem estar disponíveis, com grande impacto em áreas como energia, biodiversidade e biotecnologia. Foi exatamente isso que o Vasco e a Isabel descobriram no seu estágio de pesquisa de verão num Centro de Pesquisa Marinha na região de Lisboa. Durante o estágio, eles embarcaram numa expedição para observar a instalação de um protótipo de gerador de ondas do mar aberto. Vasco e Isabel ficaram curiosos sobre o processo de geração de energia das ondas. Eles também se aperceberam da presença de um pequeno ecossistema nas proximidades do gerador de ondas e recolheram várias amostras biológicas para analisar diferentes aspetos da sua biodiversidade e possíveis aplicações.

Com esta tarefa mostrará ao Vasco e à Isabel como podemos obter energia das ondas explorando um modelo de um absorvedor pontual da energia das ondas. Também mostrará a ambos como podemos explorar a biodiversidade marinha, com uma série de experiências, usando as amostras biológicas recolhidas e descobrindo ainda um potencial de aplicação biotecnológica.


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Esta tarefa consiste em 3 subtarefas individuais, de acordo com o seguinte:

Task 2 - 1 – Gerador Oceânico de Eletricidade 120 Pontos

Task 2 - 2 – Ecossistemas Marinhos: Biodiversidade e Recursos 120 Pontos

Task 2 - 3 – Potencial Biotecnológico de Algas Verdes e Vermelhas 120 Pontos


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TAREFA 2 - 1.: GERADOR OCEÂNICO DE ELETRICIDADE Introdução Os investigadores do Centro de Pesquisa Marítima deram ao Vasco e à Isabel uma visão geral sobre a energia das ondas: “Os ventos quando sopram sobre a superfície do oceano geram ondas fazendo com que objetos flutuantes oscilem para cima e para baixo e para a frente e para trás. Estas ondas transportam quantidades gigantescas de energia e já existem dipositivos que conseguem extrair alguma desta energia. Um desses dispositivos é o chamado Absorvedor Pontual da Energia das Ondas (ou apenas absorvedor pontual) que foi projetado para aproveitar a energia das oscilações verticais da superfície da água no oceano aberto. As oscilações verticais acionam conversores de energia eletromecânicos gerando energia elétrica ”.

Figura 2 - 1 – Esquema da secção transversal vertical de um absorvedor pontual: bóia (A), êmbolo (B), magneto (C), estator (D), bobina (E).

O Vasco e a Isabel gostariam de entender melhor como funciona um absorvedor pontual! Então, a vossa missão é ajudá-los realizando algumas experiências. Para preparar estas experiências, é necessário aprender a física básica subjacente. Se o campo magnético que atravessa uma espira variar com o tempo é induzida nessa espira uma corrente elétrica – consegue-se desta forma gerar eletricidade. A este fenómeno físico chama-se indução eletromagnética. O campo magnético criado por um íman de neodímio cilíndrico é muito forte perto dos polos magnéticos (bases cilíndricas) e diminui rapidamente com a distância. Se movermos esse íman para cima e para baixo, nas vizinhanças de um circuito condutor, as mudanças no ambiente magnético do circuito gerarão alguma energia elétrica. Uma potência mais alta pode ser obtida se tivermos vários ímans a mover-se rapidamente junto a uma bobina (conjunto de espiras)!

Num absorvedor pontual, há duas estruturas principais (veja a Figura 2 - 1): o estator tubular e o êmbolo. O estator contém um conjunto fixo de bobinas, enquanto um conjunto de ímans permanentes sobe e desce com o êmbolo, atravessando o centro do estator, quando uma bóia pesada acoplada ao topo do êmbolo oscila com a ondulação da superfície da água. O modelo do observador pontual que vai montar terá apenas uma bobina estática e dois ímans cilíndricos que se moverão impulsionados pelas oscilações mecânicas de um sistema vertical de massa-mola (em vez das oscilações verticais da superfície da água). Este modelo permitirá mostrar ao Vasco e à Isabel como funciona um absorvedor pontual e o impacto de diferentes oscilações na potência gerada. No entanto, é preciso começar por analisar as oscilações mecânicas do sistema massa-mola. Esse é o propósito da primeira experiência que vai realizar.


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2 - 1.1. Caracterização do Sistema massa-mola O sistema massa-mola é composto por uma mola elástica suspensa verticalmente a partir de sua extremidade superior e por uma massa (𝑀) presa à extremidade inferior da mola (ver Figura 2 - 2). A massa está em repouso quando o sistema está em equilíbrio. Esticando a mola verticalmente, é transferida energia para o sistema. A quantidade de energia transferida é

onde 𝑘 é a constante elástica da mola e A é a deformação imposto à mola (= desvio da massa em relação à sua posição de equilíbrio). Quando o sistema é libertado, a massa começa a oscilar para cima e para baixo. O intervalo de tempo para a repetição de movimento, isto é, o período de movimento (𝑇), pode ser avaliado medindo o tempo necessário para que o movimento realizado pela massa volte a repetir-se. Uma vez que tanto a massa suspensa quanto a mola oscilam juntas, o 𝑇 depende das duas massas. Para uma dada mola de massa (𝑚), o período das oscilações é governado pelo parâmetro chamado massa efetiva,

Materiais e equipamento

● Estrutura fixa montada numa base fixa; ● Par de ponteiros; ● Braçadeira com gancho; ● Mola (𝑚 = (14.0 ± 0.1)𝑔); ● Tubo de plástico (preso a um fio de suspensão) contendo um par de ímans cilíndricos,

rotulados “M1” (M1 = (117,5 ± 0,5) g) e uma massa de latão com dois ganchos de suspensão, rotulado “M2” (M2 = (200,0 ± 0,5) g);

● Esquadro; ● Cronómetro.

Figura 2 – 2 – Equipamento utilizado em 2 - 1.1: Estrutura fixa (A) montada numa base fixa (B), par de ponteiros (C), braçadeira com gancho (D), mola (E), plastic Tubo de plástico (preso a um fio de suspensão) contendo um par de ímans cilíndricos (M1), massa de latão (M2), cronómetro (F) e esquadro (G).


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Os dados deste experiência deverão ser apresentados na Tabela 1.1 fornecida na folha de respostas. Os dados na coluna rotulados como " Set i " caracterizarão um determinado conjunto de condições experimentais. As últimas 4 linhas desta tabela não serão preenchidas durante a aquisição de dados. Elas serão preenchidas ao analisar os dados adquiridos (questões 1.1.2 e 1.1.4).

Questão 1.1.1 A aquisição de dados para cada conjunto (“set”) de condições experimentais (definidas abaixo de 1.1.1a a 1.1.1d) deve ser feita da seguinte forma:

● Prenda a massa à mola suspensa verticalmente pelo gancho fixado em uma das hastes verticais da estrutura fixa.

● Use o par de ponteiros (C na Figura 2 – 2) fixados à haste vertical e o esquadro. Marque a posição da extremidade inferior da massa com o ponteiro superior e ajuste a posição do outro ponteiro para uma distância 𝐴 abaixo. Registe o valor da distância entre os ponteiros (𝐴).

● Aplique uma deformação 𝐴 à mola, puxando-a verticalmente para baixo. De seguida, solte o sistema massa-mola (não aplique qualquer empurrão ao sistema) para que ele descreva oscilações verticais livres (sem desvios laterais). Inicie o cronómetro para medir o intervalo de tempo para 10 períodos (𝑡12). Registe o valor 𝑡12 na Tabela 1.1 na folha de respostas, na linha rotulada (# 1) - esta é a primeira das três medições de 𝑡12 medidas nas mesmas condições.

● Repita duas vezes o procedimento acima descrito para melhorar a estatísitica. Registe os resultados destes ensaios (#2 e #3) na Tabela 1.1 na folha de respostas.

Questão 1.1.1a Tome M1 para o primeiro conjunto de condições experimentais (“Set 1”). Defina uma amplitude 𝐴 para as oscilações de 3 cm.

❖ Registe os dados na coluna “Set 1” da Tabela 1.1 na folha de respostas.

Questão 1.1.1b Mantenha a massa M1 no sistema massa-mola. Defina uma nova amplitude de 2 cm para as oscilações.


Question 1.1.1c Substitua M1 por M2 no sistema massa-mola. Defina uma amplitude para as oscilações de 3 cm.


Questão 1.1.1d Suspenda M1 com M2. Defina uma amplitude para as oscilações de 3 cm.


Questão 1.1.2

Para cada conjunto de condições experimentais calcule: o valor médio de 𝑡12 ( ), o período das oscilações (𝑇) e a massa efetiva (𝑀34).

❖ Registe os resultados nas células apropriadas da Tabela 1.1 na folha de respostas.


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Questão 1.1.3

Qual das seguintes relações (onde k é a constante elástica da mola) melhor expressa os seus resultados?

❖ Na folha de respostas, caixa 1.1.3, desenhe um círculo à volta do número da relação escolhida.

Questão 1.1.4

Extraia dos diferentes conjuntos (“sets”) de dados os valores de 𝑘 em N/m.

❖ Preencha a última linha da Tabela 1.1 na folha de respostas com os seus resultados.

Questão 1.1.5

Calcule o valor médio da constante elástica da mola 𝑘.

❖ Escreva o resultado na folha de respostas, caixa 1.1.5.

2 - 1.2 Gerar uma tensão AC

Nesta experiência, irá montar o seu modelo de um gerador oceânico de eletricidade e analisará a influência da amplitude e do período das oscilações na tensão de saída (𝑉637(𝑡)). Esta tensão é uma tensão AC, caracterizada por um período (𝑇8) e por uma amplitude (𝑉2).

O seu sistema de massa-mola está sujeito a algum amortecimento (a amplitude do movimento oscilatório diminui com o tempo) devido ao atrito do ar. No entanto, este amortecimento pode ser desprezado porque os intervalos de tempo destinados às medições são curtos.

Materiais e equipmento ● O setup utilizado na experiência 2 - 1.1; ● Uma bobina com 6000 espiras; ● grampo de três dedos para fixar a bobina à estrutura vertical através de um grampo universal; ● Dois cabos condutores com um conector banana e um conector crocodilo (cabos condutores

banana-crocodilo); ● Um sensor de tensão deve ser ligado a uma interface Lab Cradle de registo de dados; ● Uma interface Lab Cradle de registo de dados a ser ligada, usando um cabo mini

USB-USB, a um computador; ● Um Computador; ● Uma lapiseira.


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Figura 2 - 3 – (3.1) Materiais utilizados na experiência 2 - 1.2; (3.2) Detalhe do posicionamento da bobina: setup used in 2 - 1.1 (A), bobina (B), grampo de três dedos (C), grampo universal (D), tubo de plástico com par de ímans (M1) na sua posição de repouso, massa de latão (M2), cabos condutores (E), sonda de tensão (F), interface Lab Cradle (G), cabo mini USB-USB (H), Computador (I) e lapiseira (J).

O seu modelo do absorvedor pontual será impulsionado pelas oscilações do sistema massa-mola. Para montar o modelo, comece com a configuração massa-mola usada na experiência anterior (2 - 1.1). Acrescente a bobina de 6000 espiras, fixando-a com um grampo de três dedos e um grampo universal na haste vertical (ver Figura 2 - 3.2). Esta bobina deve ser fixada abaixo da mola suspensa. O eixo longitudinal da mola e o eixo do espaço vazio central da bobina devem estar na mesma vertical. Da extremidade inferior da mola irá suspender M2 e/ou M1 (o tubo plástico contendo os dois ímans cilíndricos).

Para testar as capacidades do seu absorvedor pontual, começará por estudar a sua tensão de saída em circuito aberto sob diferentes condições de oscilação mecânica. Para tal, ligue a sonda de tensão F na Figura 2- 3.1) aos terminais dos enrolamentos da bobina (use os cabos condutores jacaré-banana). O acesso aos terminais da sonda de tensão é feita conforme mostrado:

Ligue a sonda de tensão à interface Lab Cradle (que não está ligada à calculadora TI-nspire) e ligue esta interface ao computador. Inicie a sessão no computador, utilizando o nome de utilizador e a palavra-passe escritos na folha de instruções que se encontra ao lado e inicie o software TI-Nspire CX CAS. As instruções para operar com o sistema de aquisição de dados e software são fornecidas no Apêndice 4. Durante as atividades experimentais, mantenha o software em “Graph view”. Proceda da seguinte forma:


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1. puxe a mola baixando-a; 2. iniciar a aquisição de dados; 3. aguarde até que a linha horizontal de referência apareça no ecrã do computador; 4. solte a mola iniciando a “geração” de uma tensão. A linha horizontal fornecerá a referência (0 V) para as suas medições de tensão. Clicando no gráfico adquirido e usando as teclas de seta, pode ler as coordenadas dos pontos no seu gráfico. Para alterar os limites dos eixos, escreva um novo valor sobre o atual. No menu “File”, pode selecionar a opção para guardar os seus dados para uma revisão posterior.

Questão 1.2.1

Para cada configuração de oscilação mecânica (abaixo definida entre 1.2.1a até 1.2.1c), caracterizada por um período (𝑇) e uma amplitude (𝐴), proceda como se segue:

● Ajuste a posição do gancho de suspensão da mola (e da braçadeira de fixação da bobina, se necessário) de modo que: quando o sistema estiver em repouso, um dos ímans dentro do tubo esteja acima da parte superior da bobina e o outro esteja dentro da bobina, no espaço vazio central (ver Figura 2 - 3.2); os ímanes cilíndricos podem oscilar verticalmente ao longo do eixo da bobina (através do espaço vazio central da bobina).

● Aplique uma deformação 𝐴 à mola, puxando-a verticalmente para baixo. Para definir A, pode fazer uso da escala marcada no tubo de plástico e da referência correspondente à extremidade superior da bobina. Inicie uma aquisição de dados com a duração aproximada de 3 segundos (escolha uma taxa de amostragem de 200 samples/second). Quando a linha de referência aparecer no gráfico, solte a mola. Observará no ecrã do computador a tensão de saída (𝑉637(𝑡)).

Questão 1.2.1a Defina a primeira condição de oscilação mecânica (C1) usando a massa M1 no sistema massa-mola e esticando a mola 3 cm. Analise a tensão de saída do absorvedor pontual nesta condição C1.

❖ Esboce o gráfico de 𝑽𝒈𝒆𝒏(𝒕), a partir da referência e por um intervalo de tempo de cerca de 1 s, na caixa 1.2.1a na folha de respostas (incluir escalas nos eixos).

❖ No seu esboço indique o período (𝑻𝑽) e a amplitude (𝑽𝟎).

❖ Registe os valores de 𝑴, 𝑨, 𝑻𝑽 e 𝑽𝟎 para C1 na Tabela 1.2 da folha de respostas.

Questão 1.2.1b

Defina a condição de oscilação mecânica (C2) mantendo M1 no sistema massa-mola e esticando a mola 2 cm. Analise a tensão de saída do modelo do absorvedor pontual para esta condição C2.


Questão 1.2.1c

Defina a condição de oscilação mecânica (C3) suspendendo M1 com M2 no sistema massa-mola e esticando a mola 2 cm. Analise a tensão de saída do modelo do absorvedor pontual para esta condição C3.


Questão 1.2.2

❖ Indique na Tabela 1.2 os valores do período ( 𝑻 ), para cada uma das três condições mecânicas de oscilação (C1, C2 and C3).


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Questão 1.2.3

(1) O período da tensão de saída do modelo do absorvedor pontual é dado por ... [ 𝑇8 = 𝑎𝑇 ou 𝑇8 =𝑇 or 𝑇8 = 1/𝑇 ou 𝑇8 = 𝑇/𝑎 , onde 𝑎 é um número superior a 1].

(2) A amplitude da tensão de saída do modelo do absorvedor pontual (𝑉2) aumenta com ... [𝑇 ou 𝑇/𝐴 ou 𝐴/𝑇 ou 𝐴 ].

❖ Complete as duas frases acima com a opção entre parêntesis retos que melhor se adequa aos resultados na Questão 1.2.3. da folha de resposta.

2 - 1.3. Armazenar energia elétrica

Para usar a energia produzida pelo absorvedor pontual (produzida a partir das oscilações mecânicas) é necessário um sistema de tomada de energia. Nesta tarefa, irá construir um sistema “take off” simples para o seu modelo do absorvedor pontual. Este sistema integra um circuito retificador em ponte e um condensador.


● Equipamento utilizado na tarefa 2 - 1.2;

● Uma placa de montagem;

● Fios condutores finos (jumpers);

● Um LED vermelho;

● 4 díodos de germânio;

● Uma resistência de 1000 𝛺;

● Um condensador eletrolítico de 10000 𝜇F(tensão máxima = 16 V).

Figura 2 - 4 – Equipamento para montar o circuito “take off”: placa de montagem (A), jumpers (B), LED (C), díodos (D), resistência (E) e condensador (F).

A placa de montagem (ver Figura 2 - 5) é um suporte que permite montar facilmente o circuito “take off” As ligações entre os diferentes componentes do circuito são estabelecidas pela inserção dos seus terminais e jumpers nos orifícios apropriados da placa de montagem. Alguns dos orifícios da placa de montagem estão ligados eletricamente por tiras metálicas na parte inferior da placa de montagem, conforme indicado na Figura 2-5 pelas linhas pretas – para além das linhas horizontais de 5 pinos, também existem conjuntos de 5 pinos ligados verticalmente.


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As ligações entre os elementos do circuito são estabelecidas inserindo os terminais e os jumpers nos furos apropriados da placa de montagem.

Figura 2 - 5 – Placa de montagem de circuitos elétricos. As linhas pretas indicam quais os orifícios que estão ligados internamente. Note que a placa de montagem é simétrica na parte superior com a inferior.

Um díodo é um componente elétrico com dois terminais - um ânodo e um cátodo (veja a Figura abaixo). A corrente só pode fluir através do díodo se o ânodo estiver positivamente polarizado e o cátodo estiver polarizado negativamente (polarização direta) e se a tensão aplicada estiver acima de um determinado limite (cerca de 0,35 V para os díodos de germânio que irá utilizar). Se a polarização é invertida, o díodo comporta-se como um “interruptor aberto”. O símbolo elétrico para um díodo padrão é exibido na figura abaixo, onde a polarização direta e a direção da corrente também são mostradas. Os invólucros em vidro dos díodos apresentam uma barra grossa pintada perto de uma extremidade, indicando o cátodo.

Ânodo Cátodo Um condensador é um componente elétrico que pode ser carregado, armazenando energia elétrica. Quando se aplica uma tensão 𝑉G ao condensador, ele armazena uma energia

onde 𝐶 é a capacidade, que representa a capacidade do condensador para armazenar energia elétrica. Abaixo, encontra uma tabela com o símbolo esquemático para um condensador polarizado e para outros componentes do circuito que vai usar, bem como informações importantes sobre esses componentes.

Componente Símbolo Descrição Indutor Um indutor é um fio condutor espiralado (bobina). Variações na

corrente que atravessa um indutor causam variações no campo magnético da bobina que envolvem transferência de energia.

Resistência

Uma resistência é um condutor com uma determinada resistência elétrica. Para uma determinada tensão aplicada, a corrente através do resistor é diretamente proporcional à sua resistência.

Condensador polarizado

Para carregar um condensador polarizado, ele deve ser colocado corretamente, com o terminal “+”, marcado no dispositivo, ao potencial mais alto.

LED

Tipo de díodo que emite luz quando uma corrente flui através dele. O terminal LED mais longo é o ânodo e deve ser polarizado positivamente para o LED emitir luz.

i + -


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O retificador em ponte

O seu modelo de absorvedor pontual pode fornecer uma corrente alternada (AC) que periodicamente inverte a direção. Uma corrente contínua (DC), que flui somente numa direção, deve ser usada para armazenar energia elétrica num condensador (caso contrário, o condensador irá carregar e descarregar periodicamente). Um retificador em ponte é um circuito que converte corrente AC em corrente contínua usando díodos.

Atenção: para medir a tensão entre dois pontos, ligue o terminal preto da sua ponta de prova de tensão ao ponto de menor potencial e o vermelho ao ponto de potencial mais alto.

Questão 1.3.1

Ligue o LED à bobina de 6000 espiras (use os cabos condutores banana-crocodilo) conforme esquema abaixo.

Ligue as pontas de prova de tensão entre A e B - Utilize M1 e imponha 𝐴 = 3 cm (condição C1 também usada em 1.2.2a) ao sistema massa-mola. Inicie uma aquisição de dados com 10 s de duração.

❖ Na caixa 1.3.1 da folha de respostas, esboce o gráfico de 𝑽𝒈𝒆𝒏(𝒕), começando da referência e para um intervalo de tempo próximo de 3 s (inclua escalas nos eixos).

❖ No seu esboço indique os intervalos de tempo correspondentes aos dois primeiros flashes do LED.

Questão 1.3.2 Compare os esboços da caixa 1.2.2a e da caixa 1.3.1. Classifique como verdadeiro (T) ou falso (F) cada uma das seguintes afirmações. As respostas erradas serão penalizadas (-0,5 pontos).

(1) Quando o absorvedor pontual se encontra ligado a um LED, o período de 𝑉637(𝑡) diminui.

(2) Quando o absorvedor pontual se encontra ligado a um LED, o sistema massa-mola é continuamente amortecido devido ao campo magnético criado pela bobina (amortecimento eletromagnético).

(3) Quando a corrente flui através do LED, alguma energia mecânica do sistema massa-mola é transferida para o campo eletromagnético da bobina.

(4) Ao contrário do sistema massa-mola, as ondas do mar são uma fonte inesgotável de energia mecânica.

❖ Na caixa 1.3.2 da folha de respostas assinale com X a opção (T ou F) para cada uma das afirmações.


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Questão 1.3.3

A partir dos seus dados, é possível encontrar o valor da tensão limite para a condução do LED? Se sim, indique esse limite.

❖ Apresente a resposta na caixa 1.3.3. da folha de respostas. Questão 1.3.4

Desligue o LED do modelo do absorvedor pontual. Monte o circuito retificador em ponte (tenha cuidado para não quebrar o invólucro de vidro dos díodos) de acordo com o diagrama de circuito abaixo (use a placa de montagem) e ligue-o à bobina de 6000 espiras (também representada no diagrama). Se precisar, pode obter um (e apenas um) díodo extra, mas perderá pontos (veja abaixo).

Figure 2 - 6 – Diagrama para o circuito retificador em ponte. O circuito é compost pela bobina de 6000 espiras (1) e quatro díodos (2, 3, 4 e 5).

Questão 1.3.4a

Para além dos 4 díodos fornecidos, poderá usar 1 díodo extra (para substituir um díodo quebrado) solicitando-o ao assistente do laboratório de física. Não mais do que um díodo extra pode ser usado e se pedir para usá-lo perderá 2 pontos.

❖ Se um díodo extra for pedido, deverá assinalá-lo na folha de respostas, caixa 1.3.4a. Deverá ter a sua assinatura e a assinatura do assistente. Perderá 2 pontos.

Questão 1.3.4b

Ligue a sonda de tensão para analisar por 2 segundos a tensão entre os pontos A e B ( 𝑉637(𝑡) , começando na referência) gerada quando se utiliza M1 no sistema massa-mola e impondo 𝐴 = 3 cm à mola. Repita o procedimento, mas desta vez ligando a sonda de tensão entre os pontos C e D ( 𝑉JKLM63(𝑡)).

❖ Na caixa 1.3.4.b da folha de respostas esboce os gráficos de 𝑽𝒈𝒆𝒏(𝒕) e 𝑽𝒃𝒓𝒊𝒅𝒈𝒆(𝒕)começando na referência e para um interval de tempo de 1 s (inclua as escalas nos eixos).


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Questão 1.3.5

Nos diagramas seguintes os sinais (+) e (-) indicam as polarizações. Que diagrama(s) relaciona(m) corretamente a tensão de saída DC da ponte (entre os pontos C (𝑉G) e D (𝑉R)) com a tensão de entrada AC da ponte (entre os pontos A (𝑉S) e B (𝑉T))?

(1)

(2)

(3)

(4)

❖ Na caixa 1.3.5 da folha de respostas coloque um círculo em redor do número(s) do(s) diagrama(s) correto(s).

Carregar um condensador

Vai utilizar um condensador eletrolítico como dispositivo de armazenamento de energia elétrica. Este dispositivo tem capacidade para armazenar carga quando uma voltagem é aplicada aos seus terminais. Nas experiências seguintes que irá realizar com o modelo do absorvedor pontual, apenas uma pequena quantidade de carga será armazenada. Portanto, é seguro descarregar o condensador curto-circuitando os seus terminais com um fio condutor. Use este procedimento sempre que precisar que seu condensador seja descarregado.


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Questão 1.3.6

Ligue o circuito RC em série – o condensador eletrolítico é ligado em série com a resistência (para limitar a corrente que atravessa o circuito) – ao retificador em ponte conforme o esquema da Figura 2 - 7.

Figura 2 - 7 – Diagrama do circuito de ligação do condensador eletrolítico (6) com a resistência (7) ao retificador em ponte.

Questão 1.3.6a

Descarregue o condensador. Ligue a sonda de tensão de forma a analisar durante 10 s a tensão entre os pontos A e B ( 𝑉637(𝑡) ). Use M1 e imponha 𝐴 = 3 cm. Guarde os seus dados no computador.

❖ Na caixa 1.3.6.a da folha de respostas esboce o gráfico de 𝑽𝒈𝒆𝒏(𝒕) começando na referência e para um interval de tempo de 3 s (inclua as escalas nos eixos).

Questão 1.3.6b

Descarregue o condensador. Ligue a sonda de tensão de forma a analisar durante 10 s a tensão nos terminais do condensador ( 𝑉G(𝑡)). Use M1 e imponha 𝐴 = 3 cm.

❖ Na caixa 1.3.6.b da folha de respostas esboce o gráfico de 𝑽𝑪(𝒕)começando na referência e para um interval de tempo de 10 s (inclua as escalas nos eixos).

Qual é o valor de (𝑉GV) atingido por 𝑉G(𝑡) após um período de oscilação?

❖ Indique o valor de VCT no gráfico e escreva o valor numérico abaixo do gráfico (caixa 1.3.6.b da folha de respostas)

Questão 1.3.7

Note que os máximos sucessivos de 𝑉637(𝑡) diminuem com o tempo, isto é, a amplitude da tensão diminui com o tempo. Esta diminuição (amortecimento) de 𝑉2 é aproximadamente exponencial:

onde 𝑉1, 𝑉W e 𝛾 são constantes. 𝛾 é a constante de amortecimento (“damping ratio”) e caracteriza a taxa de perda de energia.

A partir dos seus dados experimentais data obtenha o valor de 𝑉W e um conjunto de pares (t,𝑉2).

❖ Registe os valores na Tabela 1.3 da folha de respostas.


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Questão 1.3.8

Use o software TI-Nspire (ver Apêndice 4) para criar duas “manual columns” com os valores registados em 1.3.7. Crie uma “calculated column” com os valores de 𝑙𝑛(𝑉2 −𝑉W) preencha a última coluna da tabela 1.3.7. Desenhe o gráfico de 𝑙𝑛(𝑉2 −𝑉W) em função do tempo.

❖ Preencha a Tabela 1.3 com os valores calculados de 𝒍𝒏(𝑽𝟎 −𝑽𝟐) .

Questão 1.3.9

Com o software TI-Nspire (ver Apêndice 4), ajuste os seus dados com uma regressão linear.

❖ Na caixa 1.3.9. da folha de respostas, escreva os valores de m e b obtidos no ajuste linear (m x + b), e o valor de r2, fornecidos pelo software.

❖ Na caixa 1.3.9. da folha de respostas, escreva o seu valor para 𝛾.

Questão 1.3.10

À medida que 𝑉2 diminui, 𝐴 (a amplitude das oscilações mecânicas do sistema massa-mola) também diminui e o sistema massa-mola perde energia. Ambas as grandezas são caracterizadas de forma aproximada pela mesma constante de amortecimento (𝛾):

onde 𝐴2 é a amplitude inicial.

A eficiência do nosso modelo do absorvedor pontual a funcionar nas condições acima para o armazenamento de energia (𝜂) é o quociente entre a energia armazenada no condensador e a energia perdida pelo sistema massa-mola.

Calcule a energia armazenada no condensador (𝐸G) e a energia perdida pelo sistema massa-mola (𝛥𝐸3abcd) durante o primeiro período de oscilação. Determine a eficiência de conversão de energia correspondente (𝜂).

❖ Escreva a sua resposta na caixa 1.3.10 da folha de respostas.

Questão 1.3.11

No mar aberto, as ondas fornecem energia ao êmbolo continuamente. Consegue In the open sea, waves continuously transfer energy to the translator. Vê alguma maneira simples de fazer o mesmo com o seu sistema mola-massa? Implemente a sua ideia para aumentar 𝑉G(𝑡) até 3 V. Depois ligue o circuito RC em série ao LED para faze-lo acender. A luz LED acende por um período razoável? Em caso afirmativo, chame um assistente de laboratório e mostre-lhe.

❖ Escreva a sua resposta na caixa 1.3.11 da folha de respostas. Se a resposta for Sim, deve assinar a Caixa juntamente com o assistente de laboratório.


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TAREFA 2-2.: ECOSSISTEMAS MARINHOS: BIODIVERSIDADE E RECURSOS Agora é-lhe pedido que caracterize as populações presentes no ecossistema encontrado nas imediações do gerador de ondas. Vai usar as amostras biológicas que foram recolhidas no mar pela Isabel e pelo Vasco.

Esta tarefa inclui uma electroforese do gel do agarose que demora pelo menos 1 hora. Para terminar seu trabalho no tempo, aconselhamos vivamente que começe com a seção 2-2.1.: "identificação taxonómica dos bivalves".

2-2,1. Identificação taxonómica dos bivalves Introdução

A Isabel e o Vasco estavam particularmente curiosos sobre os mexilhões agarrados à estrutura do gerador de ondas. Tentaram classificá-los através de imagens usando um guia e descobriram que os mexilhões tanto podem pertencer à espécie Mytilus galloprovincialis (M. galloprovincialis) ou Mytilus trossulus (M. trossulus), que podem facilmente cruzar-se e produzir híbridos. É muito difícil distinguir M. galloprovincialis de M. trossulus usando apenas características morfológicas (Figura 2- 2,1), mas podem ser facilmente discriminados com base na análise do seu ADN. A Isabel e Vasco pediram-lhe ajuda para distinguir as amostras. Eles descobriram que há uma diferença significativa entre M. trossulus e M.galloprovincialis num gene que codifica uma proteína do pé (proteína de adesão).Esta proteína é usada para fazer as linhas do bisso, filamentos que os mexilhões usam para unir-se ao substrato: em M. galloprovincialis, há uma deleção no ADN que codifica o gene da proteína de adesão .

Figura 2 - 2.1 – Fotografia de Mytilus galloprovincialis e Mytilus trossulus.

Se necessário, use o Glossário no apêndice 5 (as palavras no Glossário são indicadas por um asterisco "*").

Devido a uma deleção neste gene numa das espécies, é possível discriminá-las por PCR *, utilizando primers específicos *: M. trossulus produz um fragmento que é mais longo (mais pares de bases (BP)),


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enquanto M. galloprovincialis produz um fragmento mais curto (menos BP). Esta diferença é claramente distinguível por eletroforese de gel de agarose.

A Isabel e o Vasco já realizaram PCR* usando ADN de 3 mexilhões diferentes (A, B e C) recolhidos no gerador, e uma mistura de dois pares de primers* (2 “forward” e 2 “reverse”). Um par de primers* é específico para amplificar um fragmento do gene que codifica a proteína adesiva. A amplificação pode dar origem a produtos de diferentes comprimentos, dependendo da espécie de mexilhão. O outro par de primers* amplifica outra sequência de ADN que é igual em ambas as espécies, dando origem um único produto, menor que é usado como um controle positivo da reação.

Estes produtos do PCR* já foram obtidos e estão nos tubos identificados por A, B e C, mantidos no gelo. Para visualizar e classificar seus produtos do PCR * precisa de fazer uma eletroforese em gel do agarose com uma mancha do ADN (visível à luz UV).

Além dos produtos do PCR*, também vai fazer correr no gel uma escada* “ladder” de ADN que funciona como um marcador do tamanho.

Deve analisar os produtos de PCR* resultantes da amplificação dos ADNs de mexilhões que estavam agarrados ao gerador, ajudando Isabel e Vasco a identificar os mexilhões que recolheram.

Materiais e equipamentos

1. Caixa de gelo com 5 tubos: produtos PCR do ADN A, B ou C (rotulados como "A", "B" e "C"), escada de ADN (rotulado como "L") e Tampão de carregamento laranja G (rotulado como "LB")

2. 10 tubos vazios de 1,5 ml, no suporte do tubo

3. Micropipetas: 1000 μl, 200 μl e 20 μl, 1 peça cada

4. 20-200 μL pontas de micropipeta, 1 caixa

5. 1000 μL pontas de micropipeta, 1 caixa

6. Aparelho para Eletroforese em gel com o gel de agarose a 1,5% (w/v) e o tampão TBE 0.1X

7. Erlenmeyer com solução tampão TBE 0.1X (rotulado como "TBE 0,1X")

8. Microcentrífuga, uma para cada duas equipas

9. Transilluminador UV, para partilhar com as outras equipas (localizadas noutra sala, para usar com a ajuda de um assistente de laboratório)

Todo o material acima mencionado adicional será penalizado com 5 pontos. Amostras de ADN adicionais ou gel de agarose serão penalizadas com 10 pontos cada.


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2-2.1.1. Preparação das amostras contendo os produtos de PCR para a eletroforese

1. Prepare os produtos do PCR* (A, B e C) e a “ladder” de ADN de acordo com o seguinte esquema. Use 4 tubos limpos de 1,5 ml:

Tubo I-15 μL do produto do PCR do ADN A + 3 μL do tampão de carregamento laranja G*

Tubo II-15 μL do produto do PCR do ADN B + 3 μL do tampão de carregamento laranja G*

Tubo III-15 μL do produto do PCR do ADN C + 3 μL do tampão de carregamento laranja G*

Tubo IV -15 μL ADN “Ladder” + 3 μL do tampão de carregamento laranja G*

2. Misture as soluções usando uma micropipeta com uma ponta para cada. Peça a um assistente para ajudar na centrifugação das misturas usando a microcentrífuga.

2-2.1.2. Carregando as amostras no gel de agarose Na sua estação de trabalho está um aparelho de electroforese em gel de agarose a 1,5% (w/v) submersa na solução tampão. Se o gel não estiver totalmente submerso, despeje um pouco mais de tampão no tanque. Os poços devem ser totalmente submersos.

Carregue os 18 μL de cada amostra dos tubos e I a IV (ADN + tampão de carga*) nos poços do seu gel, derramando lentamente a amostra no meio do poço. Depois de carregar a amostra, retire lentamente a ponta da pipeta do poço mantendo o dispensador pressionado. Rejeitar essa ponta e usar uma nova para repetir o procedimento para a próxima amostra, carregando-a no poço adjacente. Repita o procedimento para todas as amostras, incluindo a escada, “ladder” de ADN*. Certifique-se que carrega cuidadosamente cada amostra num poço diferente! A Figura 2-2.2 exemplifica como carregar os poços.

Cuidado para não estragar o gel!

Figura 2- 2.2 – Representação esquemática do processo de eletroforese. S – ranhuras/poços.


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2-2.1.3. Execução da Eletroforese Antes de executar a eletroforese, certifique-se de que todas as amostras foram carregadas, que o gel está submerso no tampão, e que os poços do gel estão junto ao elétrodo preto. Coloque a tampa sobre a bandeja, como estava anteriormente e, em seguida, ligue à corrente para executar a eletroforese.

Verifique se há bolhas de ar na zona do elétrodo vermelho. Caso não haja, chame o assistente para ajudar. Após alguns minutos deve ver uma faixa laranja a sair do poço em direção ao elétrodo vermelho no final da caixa. Consulte a Figura 2-2.2.

Questão 2.1a

Complete na folha de respostas a legenda do seu gel (posição de cada amostra (I a IV)carregada)), considerando que o poço #1 é o que está à sua esquerda. A Figura 2-2.2 indica como carregar os poços.

❖ Escreva a legenda do seu gel na Questão 2.1.a na folha de resposta.

2 - 2.1.4. Análise do gel

Depois de 1 hora, peça ajuda a um assistente para verificar se pode parar a eletroforese. Na 3ª hora após o início da tarefa deve ir fotografar o seu gel. Nessa altura ser-lhe-á dada uma representação esquemática dos resultados. Será penalizado se não tiver resultados ou forem incompletos mas pode responder ás questões com o esquema.

Após ter terminado a eletroforese, peça a um assistente para acompanhá-lo a um “transilluminator” UV. Pode verificar a presença de bandas de ADN no seu gel.

1. O assistente vai fotografar o seu gel e agrafar a fotografia à folha de respostas.

Questão 2.1b

Uma fotografia do seu gel vai ser agrafada na folha de resposta.

❖ A fotografia do seu gel vai ser agrafada sob a Questão 2.1.b na folha de resposta.

2. Nessa Altura, o assistente vai dar-lhe uma representação esquemática do gel. Esta imagem corresponde aos mesmos produtos do PCR que sofreram as mesmas circunstâncias do seu. Utilize esta imagem para responder às questões 2.1c a 2.1g na folha de respostas. Considere que ambas as espécies estão presentes nas amostras recolhidas.

Questão 2.1c

Da análise da imagem fornecida (representação esquemática)identifique o número do poço no qual foram carregados os produtos de PCR do ADN de M. trossulus.

❖ Selecione a opção correta da Questão 2.1.c na folha de respostas.

Questão 2.1d

Da análise da imagem fornecida identifique o número do poço no qual foram carregados os produtos de PCR do ADN de M. galloprovincialis.

❖ Selecione a opção correta na Questão 2.1.d na folha de respostas.


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Questão 2.1e

A partir destes resultados parece-lhe que o Vasco e a Isabel recolheram um mexilhão híbrido (resultante da reprodução de um M. trossulus com um M. galloprovincialis)?

❖ Selecione a opção correta da Questão 2.1.e na folha de respostas.

Questão 2.1f

Quais os produtos de PCR apropriados para responder à Questão 2.1e?

❖ Selecione a opção correta da Questão 2.1.f na folha de respostas.

Questão 2.1g

Baseando-se na informação dos tamanhos do “ladder” no apêndice 5, preencha a tabela, indicando em cada amostra o peso molecular aproximado (número de pares de bases) de cada banda (use a figura 3 no apêndice 5)

❖ Escreva a resposta da Questão 2.1.g na folha de respostas.

Questão 2.1h

Considere a representação esquemática do gel. Se pretender uma resolução mais precisa da amostra de ADN que concentração de gel de agarose deveria preparar?

❖ Selecione a opção correta da Questão 2.1.h na folha de respostas.

Questão 2.1i

Relativamente à carga do ADN, escolha a opção correta.

❖ Selecione a opção correta da Questão 2.1.i na folha de respostas. 2 - 2.2. Diversidade das bactérias marinhas associadas ao aparelho absorvedor da energia das ondas. Além de ajudar a colheita de seres vivos multicelulares, a Isabel e o Vasco também recolheram amostras por raspagem de estruturas do aparelho absorvedor. O grupo de pesquisa estava interessado em analisar as diferentes populações bacterianas que podiam estar fixas no aparelho absorvedor da energia das ondas.


• Um tubo de 1,5 ml com amostra de bactérias marinhas (rotulado como "MB"), no suporte de tubos

• Câmara de Neubauer com lamela, 1 peça

• Microscópio ótico, 1 peça

• Micropipetas: 1000 μL, 200 μL e 20 μL, 1 peça cada

• 20-200 μL pontas de micropipeta, 1 caixa

• 1000 μL de pontas de micropipeta, 1 caixa (partilhada com a tarefa 2-3)


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• Óleo de imersão (rotulado como "Imersion Oil"), 1 peça

• Calculadora, 1 peça

• Contador de mão, 1 peça

• Uma caixa de Petri com as bactérias marinhas "A" (rotulado como "A")

• Uma caixa de Petri com as bactérias marinhas "B" (rotulado como "B")

• Uma lâmina com esfregaço de "A" com coloração de Gram "A" (rotulado como "A")

• Uma lâmina com esfregaço de "B" com coloração de Gram (rotulado como "B")

• Ansa de repicagem estéril, 10 peças

• Um 1 tubo de 5 mL com H2O2 (3%, v/v), no suporte do tubo (rotulado como "H2O2")

• Lâminas de vidro limpas, 1 caixa

• Pinças, 1 peça

• Discos oxidase dentro de uma pequena caixa de Petri, 3 peças (rotuladas como "Ox")

• Um tubo de vidro contendo 5 mL de cultura bacteriana "A" (rotulado como "A")

• Um tubo de vidro contendo 5 mL de cultura bacteriana "B" (rotulado como "B")

Todo o material acima mencionado adicional custar-lhe-á 5 pontos. Amostras de bactérias adicionais ou lâminas com coloração de Gram vai custar-lhe 10 pontos. Quebrar a câmara de Neubauer vai custar 10 pontos.

2 - 2.2.1. Contagem de células bacterianas

Vai agora ajudar a Isabel e o Vasco! Em primeiro lugar vai determinar o número de células bacterianas recolhidas da superfície do dispositivo absorvedor. Com este objetivo, serão utilizadas duas abordagens experimentais (câmara de Neubauer e contagem de células viáveis). No final, você deve ser capaz de discutir os resultados em termos do número de bactérias contadas com as duas metodologias utilizadas.

2 - 2.2.1.1. Células bacterianas totais (Neubauer chamber)

A amostra (“MB”) recolhida do aparelho absorvedor da energia das ondas foi previamente diluído para uma concentração apropriada para contagem de células. (1:10).

Preparação da Lâmina e contagem de células

1. Coloque uma lamela limpa na zona central da câmara de Neubauer.

2. Com a ajuda de uma micropipeta, misture a amostra pipetando para cima e para baixo.

3. Com a ajuda de uma micropipeta, introduza a amostra (~100 μL) na Câmara de Neubauer: encoste a ponta da micropipeta ao lado da câmara (no sulco esquerdo da câmara) e com cuidado liberte o líquido até encher a câmara. (evite introduzir bolhas de ar)

4. Coloque a câmara na platina do microscópio focando inicialmente com a uma ampliação de 100× (deve observar o quadrado central dividido em 25 quadrados mais pequenos).


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5. Mude a ampliação para 400×. Pode necessitar de reduzir a quantidade de luz fechando o diafragma do condensador para conseguir ver as células. Faça a contagem em 5 quadrados pequenos (cada um dividido em 16 quadrados mais pequenos) dentro do quadrado central maior. (Figura 2 - 2.3.).

6. Para a contagem das células pode usar o contador de mão.

Critérios : 1) Células sobre a linha – inclua apenas as que estão nas linhas de cima e do lado esquerdo., exclua as que estão sobre as linhas de baixo e do lado direito. (Figure 2 - 2.3.); 2) As células podem formar agregados. Evite contar estes agregados.

Figura 2 - 2.3 – características da câmara usada. 1 – Quadrado maior central (100× ampliação); 2 – Quadrado pequeno (400× ampliação), dividido 16 quadrados mais pequenos.

Questão 2.2.a.

Use os resultados obtidos para preencher a tabela e calcular o número total de células por mL.

❖ Escreva a sua resposta na Questão 2.2.a na folha de respostas.

2 - 2.2.1.2. Estimativa de células bacterianas viáveis

A mesma amostra "MB", recolhida do dispositivo absorvedor de energia da onda, foi diluída em série com água do mar estéril. Utilizou-se um método de espalhamento nas caixas de Petri para a estimativa de bactérias viáveis. O ágar marinho foi utilizado como meio de cultura; as caixas de Petri foram inoculadas (100 μL) seguidas de incubação à temperatura ambiente por 1 semana. As colónias foram contadas para cada diluição e os resultados são apresentados na tabela abaixo.

Diluições em série da amostra MB

10-3 10-4 10–5

Contagem 210 20 2


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Questão 2.2.b.

Calcule o número total de células viáveis por mL de amostra, colocando os resultados como unidades formadoras de colónias (CFU) por mL (solução original). Escreva os seus cálculos.

❖ Escreva a sua resposta na Questão 2.2.b na folha de respostas.

2 - 2.2.2. Coloração de Gram em bactérias associadas com o aparelho absorvedor de energia das ondas.

Coloração de Gram é uma técnica de coloração que diferencia as bactérias em dois grandes grupos, Gram+ , positivos e Gram- , negativos. O procedimento é baseado na capacidade das bactérias reterem cor dos corantes usados. As bactérias Gram- , negativas são descoloradas pelo álcool, perdendo a cor (roxa) do primeiro corante (violeta de cristal). As bactérias Gram+ , positivas não são descoloradas pelo álcool e permanecem roxas. Após a descoloração, é usado um novo corante (safranina) para corar de rosa para os organismos Gram-, negativos descolorados e assim permitir a sua melhor visualização (Figura 2 - 2.4.).

Figura 2 - 2.4 – Coloração Gram em bactérias Gram positivas (A) e Gram-negativas (B). Fotografia de mycrobe.org

As culturas puras das bactérias mais abundantes isoladas do dispositivo absorvedor da energia das ondas foram inoculadas e cultivadas em placas de agar marinho. Duas culturas das mais representativas estão disponíveis na sua bancada de laboratório (designadas por culturas "A" e "B"). A coloração de Gram de cada cultura foi realizada previamente (lâminas "A" e "B"). Observe as duas lâminas o microscópio.

2 - 2.2.2.1. Observação das lâminas ao microscópio

Observe as lâminas usando as objetivas de menor ampliação (10×, 40×). Para a imersão do óleo (100×), adicione o óleo diretamente ao esfregaço e foque a imagem com o parafuso micrométrico.

Questão 2.2.c.

Com a caneta, desenhe as células bacterianas observadas com a objetiva 100×. Indique a reação à coloração de Gram, a morfologia e se formam agregados. Para a interpretação dos seus resultados considere as fotografias representativas nas bactérias Gram-positivas e Gram-negativas na Figura 2


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2.4.

❖ Escreva a sua resposta na Questão 2.2.c na folha de respostas.

2 - 2.2.3. Caracterização bioquímica das bactérias associadas ao aparelho absorvedor de energia das ondas.

Para realizar os testes bioquímicos, use as duas culturas de bactérias marinhos ("A" e "B") previamente selecionados, que foram cultivadas em placas de ágar marinho.

2 - 2.2.3.1. Teste da Catalase (antioxidante)

Este teste é usado para demonstrar a atividade da enzima catalase, necessária para converter peróxido de hidrogênio (H2O2) em oxigénio e água. A presença da enzima é determinada quando um inóculo bacteriano introduzido em H2o2 provoca uma efervescência imediata (libertação de o2 observada pela visualização de bolhas).

1. Com uma ansa azul estéril, coloque uma pequena porção que retirou da caixa com a cultura de bactérias numa lâmina de vidro limpa.

2. Junte algumas gotas de H2O2 (3%, v/v) e veja se há a produção de bolhas (existência de efervescência; libertação de O2). Se não houver bolhas o teste é catalase negativo. Compare os resultados com as fotografias da figura 2 - 2.5.

3. Faça este procedimento para as culturas “A” e “B”.

Questão 2.2.d

Escreva os resultados da experiência na tabela usando o símbolo (+) se o teste for positivo e (-) se for negativo.

❖ Escreva a sua resposta na Questão 2.2.d na folha de respostas.

Figura 2 - 2.5 – Teste da catalase mostrando resultados negativos (-) e positivos (+).


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2 - 2.2.3.2. Teste da Oxidase

Este teste é usado para demonstrar a atividade da enzima citocromo c oxidase, que está envolvida na etapa final da cadeia de transferência de eletrões na cadeia respiratória. A presença da enzima é determinada quando um inóculo bacteriano provoca a oxidação do substrato (dicloridrato de tetrametil-p-fenilenodiamamina) para indofenol (um produto de cor púrpura escura).

1. Coloque com uma pinça um disco de oxidase (OX) numa lâmina. Com uma ansa esterilizada retire e coloque uma porção da cultura de bactérias no disco usando a ansa.

2. Observe o resultado (a cor roxa escura indica um teste positivo, a bactéria produz a enzima). O resultado é observado em 2 minutos à temperatura ambiente. Compare os seus resultados com as fotografias de referência na figura 2 - 2.6.

3. Faça o procedimento para ambas as culturas “A” e “B”.

Questão 2.2.e

Escreva o resultado das suas experiências na tabela usando (+) para teste positivo e (-) para um teste negativo.

❖ Escreva a sua resposta na Questão 2.2.e na folha de respostas.

Figura 2 - 2.6 – Teste da Oxidase, mostrando resultados (-) negativos e (+) positivos.

2 - 2.2.3.3. Formação de biofilme

Um procedimento para determinar a capacidade das bactérias para produzir biofilmes é o chamado bioensaio "Static microcosms". Os biofilmes são observados na interface ar-líquido dentro de um tubo de vidro contendo 5 mL de meio de cultura (caldo marinho) previamente inoculado com 50 μL de uma cultura bacteriana recém-cultivada (overnight). Os tubos são autorizados a incubar por 1 dia, sem agitação, a 22 º C, após o qual a produção de biofilme na interface ar-líquido pode ser detetada por olho nu ou, alternativamente, com a ajuda de uma ansa.


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1. Observe com atenção cada um dos dois static microcosms (tubos de vidro) providenciados, que foram inoculados com as culturas A e a B. Consegue ver a olho nu uma zona com uma espécie de massa identificável na interface ar-líquido?

2. Toque com uma ansa estéril na interface ar-líquido de cada static microcosm (das culturas A e B) e registe se esse material pode ser recuperado da superfície do meio líquido. Se for possível, o microcosm podem ser classificados como biofilme-positivo.

3. Faça o procedimento para as culturas “A” e “B”.

Questão 2.2.f

Escreva o resultado das suas experiências na tabela usando (+) para teste positivo e (-) para um teste negativo.

❖ Escreva a sua resposta na Questão 2.2.f na folha de respostas.

Questão 2.2.g.

Qual das opções é uma desvantagem na contagem direta de células bacterianas ao Microscópio?

❖ Selecione a opção correta na Questão 2.2.g na folha de respostas.

Questão 2.2.h.

Numa contagem de culturas bacterianas em caixas de Petri, cada ____ representa uma ____ da amostra recolhida.

❖ Selecione a opção correta que preenche os espaços (___) na Questão 2.2.h na folha de respostas.

Questão 2.2.i.

Como designa o período entre a inoculação de bactérias no meio de cultura e o princípio da multiplicação destas?

❖ Selecione a opção correta na Questão 2.2.i na folha de respostas.

Questão 2.2.j

Qual é a composição da parede celular das bactérias?

❖ Selecione a opção correta na Questão 2.2.j na folha de respostas.

Questão 2.2.k

Qual é o organito celular que permite a diferenciação pela técnica de coloração Gram?

❖ Selecione a opção correta na Questão 2.2.k na folha de respostas.

Questão 2.2.l.

Nas bactérias, que organitos celulares existem?

❖ Selecione a opção correta na Questão 2.2.l na folha de respostas.


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Questão 2.2.m.

O que é a catalase?

❖ Selecione a opção correta na Questão 2.2.m na folha de respostas.

Questão 2.2.n.

Porque pode a produção de biofilme pelas bactérias marinhas ser vantajosa?

❖ Selecione a opção correta na Questão 2.2.n na folha de respostas.


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TAREFA 2 - 3.: POTENCIAL BIOTECNOLÓGICO DE ALGAS VERDES E

VERMELHAS

Introdução

Os metais pesados são os principais poluentes nas águas marinhas, no solo, em águas industriais ou até águas tratadas. A absorção de metais pesados em materiais biológicos vivos ou mortos (biossorção) é um método potencial para remover ou recuperar metais tóxicos e preciosos das águas residuais. A biossorção de metais bem sucedida pode ser alcançada por uma variedade de materiais biológicos, incluindo microalgas e algas.

O seu papel será ajudar o Vasco e a Isabel a avaliar o potencial biotecnológico de dois tipos de algas, recolhidas nas proximidades do protótipo do gerador de ondas. Testará o potencial das algas como novos materiais para a biossorção de metais. O zinco será o metal testado.

As algas verdes Ulva sp. e as algas vermelhas Gymnogongrus sp. foram recolhidas. Após recolha, as algas foram cuidadosamente libertadas de corpos estranhos, extensivamente lavadas, secas em estufa a 60 ºC por 72 horas, e depois moídas. As algas foram mantidas na bancada, num frasco com tampa.

Figura 2 - 3.1 – Algas verdes Ulva sp. e algas vermelhas Gymnogongrus sp.

2 - 3.1. Isotérmicas de biossorção

Determinará a capacidade de absorção de iões de zinco das algas vermelhas e verdes. O objetivo é determinar que algas têm maior potencial para serem usadas numa estação de tratamento de águas, para tratar as águas contaminadas com metais pesados. Para isso, precisará avaliar a quantidade de zinco que pode ser absorvido pelas algas. Irá preparar soluções de zinco com diferentes concentrações e usar amostras de algas verdes e vermelhas, agitá-las por algum tempo na presença das diferentes soluções e depois quantificar os iões de zinco que ficaram em solução.


● Frascos de vidro de 50 mL com 0,05 g algas verdes secas e moídas, 6 peças ● Frascos de vidro de 50 mL com 0,05 g algas vermelhas secas e moídas, 6 peças ● Pipetas: 100,00 mL, 25,00 mL, 20,00 mL, 1 peça cada ● Pipetas: 50,00 mL, 10,00 mL, 2 peças cada ● Pipeta: 5,00 mL, 3 peças ● Pipetas de Pasteur descartáveis, 3 peças ● Pompete, 1 peça (no tabuleiro com material comum ao grupo) ● Micropipetas: 1000 μL, 200 μL and 20 μL, 1 peça cada ● Pontas de micropipetas de 20-200 μL, 1 caixa com 96 pontas


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● Pontas de micropipetas de 1000 μL, 1 caixa com 96 pontas (partilhada com a Tarefa 2 - 2.2) ● Bureta de 25,00 mL, 1 peça ● Balões volumétricos de 250 mL, 5 peças ● Balões volumétricos de 10 mL, 4 peças ● Copos de plástico para despejo/lixo, 2 peças ● Balões Erlenmeyer de 100 mL, 2 peças ● Copos (gobelés) de 25 mL, 6 peças ● Funil de 4 cm ⌀, 1 peça ● Barras de agitação magnéticas, 2 peças ● Placa de agitação magnética, 12 peças ● Cuvetes (células) de plástico com 1 cm de percurso ótico/2 mL com tampa, 30 peças ● Solução Zincon 1,3 g.L-1, 1,5 mL (rotulada “Zincon”) ● Solução padrão primária de Zinc (II), 500 mL (rotulada “Sol P”) ● Solução EDTA 0,010 mol.L-1, 50 mL (rotulada “0.010 mol.L-1 EDTA”) ● Solução MgCl2 0,0050 mol.L-1, 50 mL (rotulada “0.0050 mol.L-1 MgCl2”) ● Solução Negro de Eriochrome T, 5 mL (rotulada “ErioT”) ● Solução tampão de carbonato-bicarbonato de sódio (Na2CO3/NaHCO3), pH 10,5, 20 mL

(rotulada “Na2CO3/NaHCO3 pH 10.5”) ● Solução tampão de borato de sódio (Na2B4O7), pH 9,0, 5 mL, (rotulada “Na2B4O7 pH 9”) ● Água desionizada em esguichos de 500 mL, 2 peças (rotuladas “H2O”) (pode voltar a encher

caso necessite, sem qualquer penalização) ● Colorímetro, 1 peça ● Calculadora TI-Nspire CX, 1 peça ● Calculadora científica TI-30X, 1 peça (no tabuleiro com material comum ao grupo) ● Relógio da parede do laboratório (2 por laboratório)

Se derramar um produto químico ou quebrar material de vidro e precisar de o substituir, solicite a ajuda do assistente de laboratório. Qualquer material acima mencionado adicional terá uma penalização de 5 pontos, salvo indicação em contrário. Uma amostra adicional de algas terá uma penalização de 10 pontos. 2 - 3.1.1. Amostras para quantificação do Zn (II) em equilíbrio

Preparação das soluções padrão de Zn (II) de concentração conhecida

Usando a solução primária de Zinco (II) (Sol P), prepare 5 soluções padrão diluídas, de acordo com os valores indicados na tabela abaixo em frascos volumétricos de 250 mL.

Diluições da solução primária de Zn (II) (Sol P)

2,5× 5× 10× 25× 50×


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Questão 3.1.1

Calcule o volume de Sol P necessário para preparar cada uma das soluções padrão diluídas de Zn (II).

❖ Na Tabela 3.1.1 na folha de respostas, escreva os volumes de Sol P que usou para a preparação de cada solução diluída padrão de Zinco (II)

A concentração de Sol P é desconhecida até ser determinada na seção 2 - 3.1.2.

1. Comece por rotular os balões volumétricos de 250 mL com cada uma das 5 diluições (2,5 ×, 5 ×, 10 ×, 25 ×, 50 ×) que vai preparar.

1. Usando a pompete (instruções de utilização no Apêndice 2) e a pipeta volumétrica apropriada, transfira o volume necessário de Sol P para cada um dos balões volumétricos de 250 mL.

2. Adicione H2O desionizada a cada balão até cerca de um centímetro abaixo da linha de marcação, agite manualmente e encha os balões até à linha de marca usando uma pipeta de Pasteur.

Usando as 6 amostras de algas verdes e as 6 amostras de algas vermelhas:

1. Use os 6 frascos de 50 mL que contêm 0,05 g de algas verdes e os 6 que contêm as algas vermelhas e rotule-os com o tipo de alga e o valor das soluções padrões zinco (Sol P, 2,5 ×, 5 ×, 10 ×, 25 ×, 50 ×).

2. Adicione 50 mL de cada solução padrão de zinco ao frasco apropriado, incluindo Sol P. Precisará de preparar um total de 12 frascos: 6 frascos com concentrações diferentes (Sol P, 2,5 ×, 5 ×, 10 ×, 25 ×, 50 ×) para cada alga.

Use a mesma pipeta volumétrica de 50 mL para pipetar todas as soluções. Não precisa limpar a pipeta entre pipetagens. Comece por pipetar 50 mL da diluição mais alta (50x) para os frascos de algas verdes e vermelhas e depois pipete 50 mL da próxima diluição (25x) e prossiga até a menor diluição (Sol P) (desta forma começa com a pipetar a solução de menor e termina com a solução de maior concentração).

Ordem de pipetagem

Algas Red Algas Green

Balão Volume

mL Balão

Volume

mL

50× 50 50× 50

25× 50 25× 50

10× 50 10× 50

5× 50 5× 50

2,5× 50 2,5× 50

Sol P 50 Sol P 50


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3. Adicione uma barra de agitação magnética a cada um dos frascos e agite-os continuamente durante, no mínimo, 90 minutos (pode usar o relógio de parede do laboratório para contabilizar o tempo) à temperatura ambiente utilizando o a placa de agitação magnética.

NÃO ligue o aquecimento na placa de agitação magnética!

A experiência deve ser realizada à temperatura ambiente.

Enquanto espera pelos 90 minutos, prossiga para a seção 2 - 3.1.2 para a determinação da concentração da solução primária de Zn (II) (Sol P).

2. Após os 90 minutos (do ponto 3), pare a agitação e espere até que as partículas de algas depositem

no fundo do balão. Enquanto espera, prossiga para a secção 2 - 3.1.4. para quantificação do metal. 2 - 3.1.2. Determinação da concentração da solução padrão de zinco (II) (Sol P) A solução padrão primária do ião zinco (Sol P) foi preparada pela dissolução de uma quantidade precisa de ZnSO4.7H2O em H2O num balão volumétrico de 500 mL. A quantidade de ZnSO4.7H2O pesada estava registada no rótulo do balão, mas infelizmente, o rótulo do balão foi danificado e não é possível saber a quantidade (peso) de ZnSO4.7H2O usada para preparar a solução. A sua tarefa será determinar a massa (a a d) pesada para preparar a solução:

a) 12,50 mg b) 125,0 mg c) 1,250 g d) 12,50 g

Para tal, realizará uma determinação complexométrica de zinco usando EDTA fazendo uma titulação reversa com MgCl2. Determinará uma concentração aproximada de Zn (II) na Sol P, em mol.L-1 e mg.L-1, e, portanto, deverá escolher o valor mais próximo da lista acima.

Usará um reagente químico que forma um complexo com iões de zinco para determinar a concentração de zinco em solução. O agente de complexação é o anião do ácido etilenodiamino tetraacético, abreviado como EDTA. Este ião tem a capacidade de se "enrolar" à volta de iões metálicos positivos em solução aquosa. Este processo é chamado quelação ou formação de complexos. A reação de quelação entre o EDTA e muitos iões metálicos tem uma constante de equilíbrio muito grande. 1 mol de EDTA reagirá com 1 mol do ião Zn2+. Para iões zinco em água, a reação com EDTA é a seguinte:

Zn2+(aq) + EDTA4-(aq) ⇄ Zn(EDTA)2-(aq) Para detetar o ponto final da titulação, usará um indicador metalocromómico. Os indicadores metalocrómicos são compostos orgânicos que produzem cores diferentes quando complexados com iões metálicos. Nesta experiência, o indicador utilizado é o Negro de Eriocromo T (ErioT). Na forma livre (não complexada), este indicador tem uma cor azul, e quando complexado com Mg2+ a cor é violeta.


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Um excesso de EDTA é adicionado à solução padrão de iões zinco (Sol P) para garantir que todos os iões zinco estejam complexados. Adicionará, também, 20 μL de ErioT e a solução ficará azul porque o ErioT é livre em solução.

O excesso de EDTA será então titulado de volta (titulação reversa) com uma solução de concentração conhecida de MgCl2. O magnésio reagirá com EDTA.

EDTA4-(aq) + Mg2+(aq) ⇄ Mg(EDTA)2-(aq)

Assim que todo o excesso de EDTA for complexado com o magnésio, o excesso de magnésio adicionado reagirá com ErioT formando um complexo rosa.

Mg2+(aq) + ErioT(aq) ⇄ Mg-ErioT(aq)

Neste ponto, a cor da solução muda de azul para violeta. O número de moles de MgCl2 adicionado até ao ponto de viragem da cor do indicador, é igual ao número de moles de EDTA em excesso em relação aos iões de Zinco.

Uma vez que o número total de moles de EDTA adicionadas à solução e o número de moles de MgCl2 usadas na titulação reversa é conhecido, é possível calcular o número de moles de iões de Zinco e a concentração de Sol P.

2 - 3.1.3. Titulação de Sol P

Use o funil para encher a bureta acima da marca de 0,00 mL com 0,0050 mol.L-1 de MgCl2. Deixe cair o excesso de líquido (no copo de plástico de 500 mL para despejos/lixo) para que a bureta seja cheia com precisão até à marca de 0,00 mL.

Nota: Tenha cuidado para não ter bolhas de ar retidas na válvula da bureta.

Prepare dois balões Erlenmeyer de 100 mL.

Em cada um dos balões Erlenmeyer de 100 mL, adicione as seguintes soluções:

1. Com uma pipeta de 5,0 mL – transfira 5,0 mL de solução de Sol P para o Erlenmeyer.

2. Com uma pipeta de 10,0 mL – adicione 10 mL de solução EDTA 0,010 mol.L-1.

3. Com uma pipeta de 5,0 mL – adicione 5,0 mL de solução tampão de carbonato-bicarbonato de sódio pH 10,5.

4. Com a micropipeta de 20 μL – adicione 20 μL de solução ErioT.

Notas importantes para a titulação:

● Deve realizar duas titulações, uma primeira titulação para determinar o volume aproximado para atingir o ponto final (assim que a solução passar de azul para violeta) e uma segunda titulação para determinar com precisão o ponto final.

● Na primeira titulação, use a cor da solução do segundo balão de Erlenmeyer como referência visual a cor azul inicial da solução, que o ajudará a determinar o ponto final.

● Deve adicionar pequenas quantidades de solução de MgCl2 quando estiver próximo do ponto final.

● Após a adição da solução de MgCl2, nenhuma gota deve permanecer nas paredes do Erlenmeyer. Isso pode ser uma fonte de erro.

● Agitar o Erlenmeyer manualmente entre cada adição de MgCl2.


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Questão 3.1.3.a

Registe o volume de MgCl2 adicionado para atingir o ponto final da titulação.

❖ Insira o volume de MgCl2 na Questão 3.1.3a na folha de respostas.

Questão 3.1.3.b

Calcule o número de moles de iões Zn (II) num 1,0 L de Sol P. Deve indicar o valor com 5 casas decimais (essa quantidade é conhecida como a molaridade da solução e é expressa em mol.L-1).

❖ Apresente os cálculos e resultados na Questão 3.1.3.b na folha de respostas.

Questão 3.1.3.c

Com base nos resultados da titulação e nos cálculos, escolha na lista abaixo a massa correta de ZnSO4.7H2O que foi usada para preparar 0,500 L da solução padrão primária de iões zinco (Sol P).

a) 12,50 mg b) 125,0 mg c) 1,250 g d) 12,50 g

❖ Indique a escolha com um círculo na Questão 3.1.3.c na folha de respostas.

Questão 3.1.3.d

Usando o valor escolhido na Questão 3.1.3.c, calcule a massa de Zn (II) (em mg) em 1,00 L de Sol P. Deve indicar o valor com 1 casa decimal. Este valor é a concentração de Sol P em mg.L-1.

❖ Apresente os cálculos e resultados na Questão 3.1.3.d na folha de respostas.

Questão 3.1.3e

❖ Calcule a concentração inicial (Ci) de Zinco (II) nos balões de reação de 50 mL. Registe os valores Ci calculados na folha de respostas da Tabela 3.1.3.e e nas Tabelas 3.1.5.a e 3.1.5.b.

Verifique as horas no relógio do laboratório e fique atento ao tempo da experiência de biossorção. Para conseguir terminar a tempo, deve usar o tempo livre para ler atentamente a secção 2 - 3.1.4. e 2 - 3.1.5., preparar o material e realizar todos os cálculos auxiliares.

2 - 3.1.4. Quantificação do metal

A concentração de iões livres Zn (II) nas soluções aquosas de algas-zinco é determinada espectrofotometricamente. O zinco forma um complexo azul com Zincon em solução tamponada a pH 9,0. A concentração mínima detetável é 0,02 mg.L-1 de Zn (II). A absorvância do complexo azul zinco-Zincon nas soluções é lida a 635 nm.


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Figura 2 - 3.2 – Complexação de Zincon com iões metálicos divalentes.

● Como na experiência cobre um grande intervalo de concentrações de Zn (II), será necessário diluir algumas amostras antes de seguir o protocolo para medir a absorvância.

● Usando os quatro balões volumétricos de 10 mL, prepare as amostras diluídas da seguinte forma:

● Utilizando a micropipeta de 200 μL, transfira alíquotas de 200 μL das soluções zinco-algas Red Sol P, Red 2,5×, Green Sol P e Green 2,5× para cada um dos quatro balões volumétricos de 10 mL. Pipete as alíquotas cuidadosamente para evitar levar partículas de algas com a amostra.

● Encha os quatro balões volumétricos até a marca com H2O. Não esqueça de rotular os balões com a indicação da diluição.

Está agora pronto para prosseguir com o protocolo de quantificação:

1. Prepare 12 cuvetes de plástico (1 cm de comprimento/2 mL) – 6 para cada alga.

2. Usando a micropipeta apropriada, pipete alíquotas diretamente dos balões das solução zinco-alga de 50 mL (evite pipetar partículas de algas) ou das diluições previamente preparadas nos balões volumétricos de 10 mL e transfira-as para as cuvetes de plástico, de acordo com a tabela abaixo. Adicione H2O à cuvete quando indicado:

50× 25× 10× 5× 2.5× Sol P

Balão de origem

Solução zinco-alga de 50 mL




Balão volumétrico

de 10 mL

Balão volumétrico

de 10 mL

Volume a pipetar

200 μL 100 μL 20 μL 20 μL 200 μL 200 μL

H2O 0 100 μL 180 μL 180 μL 0 0

Volume total na cuvete

200 μL 200 μL 200 μL 200 μL 200 μL 200 μL


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3. Deve ter um total de 12 cuvetes, 6 para cada tipo de alga (verde e vermelha), cada uma com um volume total de 200 μL.

4. Adicione os reagentes às cuvetes pela seguinte ordem, agitando entre cada adição (tape a cuvete com a tampa e agite por inversão):

● 100 μL de solução tampão de borato de sódio, pH 9,0 ● 60 μL da solução Zincon ● 640 μL de H2O

5. Nesta altura, cada uma das 12 cuvetes terá um volume total de 1000 μL. Ligue e calibre o colorímetro (consulte as instruções do “Vernier Colorimeter” no Apêndice 6). Use uma cuvete com H2O para o branco.

6. Leia a absorvância do complexo zinco-Zincon azul a 635 nm usando o colorímetro.

Questão 3.1.4

❖ Preencha as colunas A.1 (algas verdes) e B.1 (algas vermelhas) na Tabela 3.1.4 na folha de respostas com a absorvância lida para cada cuvete.

2 - 3.1.5. Análise de dados – Isotérmicas de biossorção

A lei de Lambert-Beer

De acordo com a lei de Lambert-Beer, a concentração de um composto está relacionada com sua absorvância:

Esta lei prevê uma relação linear entre a leitura da absorvância (A), medida a um comprimento de onda específico, e a concentração do composto (C), se (b), o percurso ótico da célula ou da cuvete, é mantida constante. ε é uma constante denominada absortividade e é característica do composto.

Para uma dada solução numa cuvete com um percurso ótico constante, pode-se assumir que ε e b são constantes, e iguais a k. Rearranjando a equação tem-se:

A = k.C

A seguinte curva da lei de Lambert-Beer é um exemplo de uma curva de calibração obtida para um conjunto de padrões de zinco de concentração conhecida usando um determinado colorímetro.


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Figura 2 - 3.1.5 – Exemplo de uma representação gráfica da lei de Lambert-Beer para um conjunto de padrões de zinco de diferentes concentrações.

IMPORTANTE: Cada colorímetro tem uma curva de calibração (A = k.C). Verifique o número (#) impresso no colorímetro (Col #) e use o valor correspondente de k nos seus cálculos. Uma lista de valores de k para todos os colorímetros está disponível no Apêndice 6.

Questão 3.1.5.a

Utilizando a relação entre a absorvância e a concentração indicada para o seu colorímetro, calcule a concentração de zinco (II) na cuvete.

❖ Registe o número do seu colorímetro e o valor de k (A = k.C) na folha de respostas.

❖ Usando a relação da lei Lambert-Beer para o seu colorímetro, complete as colunas A.2 e B.2 na Tabela 3.1.4 com a concentração de zinco (II) em cada cuvete.

Questão 3.1.5.b

❖ Calcule a concentração final de zinco (II) (Cf) nos fracos de reação de 50 mL para: Sol P, 5x, 25x e 50x para ambos os tipos de algas. Apresente o cálculo para um deles. Use as seções apropriadas da Questão 3.1.5.b na folha de respostas para indicar os cálculos.

Questão 3.1.5.c

❖ Calcule a concentração final de zinco (II) (Cf) nos restantes frascos de reação de 50 mL para cada alga. Complete as Tabelas 3.1.5.a e 3.1.5.b. na folha de respostas com todos os valores Cf calculados.

Questão 3.1.5d A capacidade de absorção de zinco (q) é calculada após estabilização da concentração de zinco em solução. É possível determinar a quantidade de iões zinco removidos pelas algas, pela diferença entre as concentrações inicial (Ci) e final (Cf) do metal. Ao dividir este valor pela quantidade de algas (CA)


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utilizada na experiência de biossorção, obtém-se a capacidade de absorção:

onde Ci e Cf são as concentrações de zinco em mg.L-1 e CA representa a quantidade de algas em g.L-1.

❖ Calcule CA e a capacidade de absorção de zinco (q) para cada alga. Registe os valores na folha de respostas, nas Tabelas 3.1.5.a e 3.1.5.b.

IMPORTANTE: Se a maioria dos valores de q forem negativos, então a concentração de Sol P que determinou não está correta. Pode usar o valor 800,0 mg.L-1 e repetir os cálculos.

2 - 3.1.6. Determine a capacidade máxima de absorção de zinco (II) por aproximação a uma isotérmica de Langmuir

A avaliação do biossorvente é realizada considerando as relações de equilíbrio (isotérmicas de adsorção). Usará o modelo de adsorção de Langmuir para estimar a absorção máxima da espécie absorvida (metal) (qmax). A isotérmica de Langmuir pode ser expressa como:

onde q (capacidade de absorção) é a quantidade de absorção da espécie absorvida, qmax é a quantidade máxima de absorção da espécie absorvida por saturação da superfície, Cf a concentração final da espécie absorvida em solução (em mg.L-1) e b a constante relacionada com a afinidade dos iões metálicos para os locais de adsorção (em L.mg-1).

O modelo de Langmuir pode ser verificado usando a transformação linear da equação anterior:

Representando graficamente (1/q) em função de (1/Cf), qmax e b podem ser determinados a partir do declive (m = 1/(qmaxb)) e da ordenada na origem, isto é, o ponto de intersecção no eixo dos YY (c = 1/qmax) da linha reta (y = mx + c) que melhor se ajusta aos pontos experimentais. Questão 3.1.6.a Calcule 1/q e 1/Cf. Num gráfico represente (1/q) em função de (1/Cf) para os dois tipos de algas.

❖ Registe os valores calculados na folha de respostas, nas Tabelas 3.1.5.a e 3.1.5.b. Use a folha de papel milimétrico para desenhar os dois gráficos de 1/q versus 1/Cf (desenhe os gráficos separadamente e não se esqueça de identificá-los).


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Questão 3.1.6.b

Nos gráficos (1/q) em função de (1/Cf) desenhe as linhas retas que melhor se ajustam aos pontos experimentais para as duas algas.

❖ Desenhe as linhas retas que melhor se ajustam aos pontos experimentais no gráfico 1/q em função de 1/Cf para os dois gráficos (não se esqueça de identificá-los). Esteja ciente que a intersecção em Y deve ser um número positivo. Se quiser desprezar a contribuição de um ou mais pontos experimentais para a linha reta, marque-os com uma cruz dentro de um círculo ⊗, mas uma penalização será aplicada.

Questão 3.1.6c

Determine o declive (m) e a intersecção em Y (c) das linhas retas que melhor se ajustam aos pontos experimentais (y = mx + c) para os dois tipos de algas.

❖ Calcule o declive (m) e a intersecção em Y (c) para as algas verdes e vermelhas.

Questão 3.1.6d

Finalmente, calcule qmax e b de acordo com as equações:

e

❖ Apresente os cálculos e resultados de qmax e b na Questão 3.1.6d na folha de respostas.

Questão 3.1.6e

Com base nos valores que calculou para qmax e b, que tipo de algas selecionaria para remover iões zinco de águas residuais?

❖ Registe a sua escolha na Questão 3.1.6.e na folha de respostas.

euso tarefa 2 final - euso2019 · euso, 2019 - portugal 2/38 esta tarefa consiste em 3 subtarefas...

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