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ESTUDO COMPARATIVO DA HEPATOTOXICIDADE EM Cannisfamiliaris SUBMETIDOS À ANESTESIA GERAL COM HALOTANO,

TIOPENTAL SÓDICO E PROPOFOL.

THAÍS DUARTE FONTANA

UNIVERSIDADE ESTADUAL DO NORTE FLUMINENSECAMPOS DOS GOYTACAZES – RJ

DEZEMBRO – 2005



THAIS DUARTE FONTANA

Tese apresentada ao Centro deciências e TecnologiasAgropecuárias da UniversidadeEstadual do Norte Fluminense,como parte das exigências paraobtenção do título de Mestre emProdução Animal.

Orientador: Prof. Ghendy Cardoso

CAMPOS DOS GOYTACAZES – RJDEZEMBRO– 2005



THAIS DUARTE FONTANA

Tese apresentada ao Centro de ciências e Tecnologias Agropecuárias daUniversidade Estadual do Norte Fluminense, como parte das exigências paraobtenção do título de Mestre em Produção Animal.

Aprovada em 19 de dezembro de 2005

Comissão Examinadora:

Prof ª. Silvia Regina Ferreira Gonçalves Pereira (Doutora,Microbiologia / virologia) –UENF

Prof ª. Maria Angélica Vieira da Costa Pereira (Doutora, Parasitologia) - UENF

___________________________________________________________________Prof. Marcelo Alves Pinto (Doutor, Biologia Parasitária ) - FIOCRUZ

Prof. Ghendy Cardoso (Ph.D., Patologia e Clinica Geral) – UENF(Orientador)

ii

Á minha mãe, Laurentina Duarte Fontana, a quem devo tudo que sou.Ao meu pai Frederico Fontana Netto que, é o meu exemplo de vida.Aos meus sobrinhos, Frederico, Isabel e Mariana, que são a razão da minha força ealegria.As minhas irmãs,ao meu cunhado José Marcos,ao meu amor Marlon Boechat eamigos que sempre me apoiaram e auxiliaram.

Dedico.

iii

AGRADECIMENTOS

Primeiramente, a Deus, razão maior da vida, que permitiu completar mais estaetapa. Ao meu Orientador, Professor Ghendy Cardoso, por seus ensinamentos. Ao Professor Marcelo Alves Pinto, por todo incentivo, apoio constante eamizade que se construiu. Ao professor Eulógio Carlos Queiroz de Carvalho, por todo apoio, incentivo eexemplo profissional. Aos técnicos e médicos veterinários do laboratório de sanidade animal / setorde patologia clínica, como Josias Alves Machado, Orlando, Luciana e Luciano, pelacolaboração no preparo das amostras e análise das mesmas. As amigas da secretaria do programo de pós-graduação, Jovana FerrazCampos e Etiene Marques Gomes, pelo apoio constante. As professoras, Maria Angélica Vieira da Costa Pereira e Silvia ReginaFerreira Gonçalves Pereira, por terem aceito o convite para fazer parte da comissãoexaminadora da tese. Aos amigos, Denia Fábia, Andréia, Patrícia e Flávio, Pela ajuda, incentivo eapoio constante. Ao meu grande amor, Marlon, que se fez presente em todos os momentos,pela paciência, apoio e incentivo durante a realização deste trabalho. A UENF, Pelo apoio financeiro e oportunidade concedida.

iv

BIOGRAFIA

THAIS DUARTE FONTANA, filha de Frederico Fontana Netto e Laurentina

Duarte Fontana, nasceu em 03 de novembro de 1976, na cidade de Vitória – ES.

Foi admitida em março de 2003 no Curso de Pós-Graduação em Produção

Animal, Mestrado, Sanidade Animal, da Universidade Estadual do Norte Fluminense

(UENF), em Campos dos Goytacazes - RJ, submetendo-se a defesa de tese para

conclusão do Curso em dezembro de 2005.

v

CONTEÚDO

LISTA DE TABELAS......................................................................................................vLISTA DE FIGURAS.....................................................................................................viiRESUMO.....................................................................................................................viiiABSTRACT....................................................................................................................x

1. INTRODUÇÃO...............................................................................................................1

2. REVISÃO DE LITERATURA.........................................................................................3

2.1. História da anestesia..................................................................................................3

2.2. Anestesia....................................................................................................................4

2.2.1. Medicação pré-anestésica.......................................................................................4

2.2.1.1. Fármacos tranquilizantes (Fenotiazínicos – Acepromazina)................................5

2.2.1.2. Fármacos benzodiazepínicos (ansiolíticos – Midazolam)....................................7

2.2.2. Anestesia geral........................................................................................................8

2.2.2.1. Anestésico barbitúrico (Tiopental sódico).............................................................9

2.2.2.2. Anestésico não – barbitúrico (Propofol)..............................................................13

2.2.3. Anestesia inalatória................................................................................................15

2.2.3.1. Halotano..............................................................................................................17

2.3. Hepatotoxicidade medicamentosa............................................................................19

2.3.1. Hepatotoxicidade em humanos.............................................................................22

2.3.2.Hepatotoxicidade em Cannis familiaris...................................................................25

3. MATERIAL E MÉTODOS............................................................................................28

3.1. Animais.....................................................................................................................28

3.2. Protocolos anestésicos.............................................................................................28

3.3. Colheita de sangue...................................................................................................30

3.4. Estudo estatístico......................................................................................................30

vi

3.5. Avaliação bioquímica sorológica...............................................................................31

3.6. Coleta de fragmento hepático...................................................................................33

3.7. Avaliação histopatológica.........................................................................................33

4. RESULTADOS............................................................................................................35

4.1. Comportamento clinico dos animais após os protocolos anestésicos......................35

4.2. Avaliação bioquímica sorológica...............................................................................35

4.2.1. Função hepática....................................................................................................35

4.2.2. Função renal..........................................................................................................42

4.3. Avaliação histopatológica.........................................................................................48

5. DISCUSSÃO................................................................................................................51

6. CONLUSÕES..............................................................................................................56

7. REFERÊNCIAS BIBLIOGRÁFICAS............................................................................58

APÊNDICE.....................................................................................................................62

vii

LISTA DE TABELAS

Tabela 1. Características farmacológicas do tiopental..............................................13

Tabela 2. Características de preparo do tiopental.....................................................13

Tabela 3. Resumo das propriedades físico-químicas do halotano............................19

Tabela 4. Protocolos anestésicos..............................................................................29

Tabela 5 A. Níveis séricos de AST em animais submetidos ao protocolo A.............36

Tabela 5 B. Níveis séricos de ALT em animais submetidos ao protocolo A..............36

Tabela 5 C. Níveis séricos de FA em animais submetidos ao protocolo A................37

Tabela 6 A. Níveis séricos de AST em animais submetidos ao protocolo B ............37

Tabela 6 B. Níveis séricos de ALT em animais submetidos ao protocolo B ............38

Tabela 6 C. Níveis séricos de FA em animais submetidos ao protocolo B ..............38

Tabela 7 A. Níveis séricos de AST em animais submetidos ao protocolo C.............39

Tabela 7 B. Níveis séricos de ALT em animais submetidos ao protocolo C.............39

Tabela 7 C. Níveis séricos de FA em animais submetidos ao protocolo C...............40

Tabela 8 A. Níveis séricos de AST em animais submetidos ao protocolo D.............40

Tabela 8 B. Níveis séricos de ALT em animais submetidos ao protocolo D ............41

Tabela 8 C. Níveis séricos de FA em animais submetidos ao protocolo D ..............41

Tabela 9 A. Níveis séricos de AST em animais submetidos ao protocolo E.............42

Tabela 9 B. Níveis séricos de ALT em animais submetidos ao protocolo E .............42

Tabela 9 C. Níveis séricos de FA em animais submetidos ao protocolo E................43

Tabela 10 A. Níveis séricos de uréia em animais submetidos ao protocolo A .........43

Tabela 10 B. Níveis séricos de creatinina em animais submetidos ao protocolo A ..44

Tabela 11 A. Níveis séricos de uréia em animais submetidos ao protocolo B .........44

viii

Tabela 11 B. Níveis séricos de creatinina em animais submetidos ao protocolo B...45

Tabela 12 A. Níveis séricos de uréia em animais submetidos ao protocolo C..........45

Tabela 12 B. Níveis séricos de creatinina em animais submetidos ao protocolo C..46

Tabela 13 A. Níveis séricos de uréia em animais submetidos ao protocolo D..........46

Tabela 13 B. Níveis séricos de creatinina em animais submetidos ao protocolo D..47

Tabela 14 A. Níveis séricos de uréia em animais submetidos ao protocolo E .........47

Tabela 14 B. Níveis séricos de creatinina em animais submetidos ao protocolo E...48

ix

LISTA DE FIGURAS

Figura 1. Canino. Fígado. Hepatócito tumefeito. Obj. 40 x, H&E............................49

Figura 2. Canino. Fígado. Hepatócito tumefeito. Obj. 40 x, H&E ...........................50

Figura 3. Colisão de tumefação turva e degeneração gordurosa. Obj. 40 x, H&E..50

x

RESUMO

FONTANA, Thais, M.S., Universidade Estadual do Norte Fluminense; dezembro de2005; Estudo comparativo da hepatotoxicidade em Cannis familiaris, submetidos àanestesia geral com halotano, tiopental sódico e propofol; Professor Orientador:Prof. Ghendy Cardoso. Professor Conselheiro: Prof. Marcelo Alves Pinto.

A hepatotoxicidade induzida pelo agente anestésico halogenado, halotano, é

descrita no homem como provocada por metabólitos produtos da sua

biotransformação por oxidases de função mista presentes no citocromo P450.

Dentre vários o ácido trifluoroacético é o mais relacionado a hepatotoxicidade no

homem, pois se liga a proteínas da membrana do hepatócito ou mesmo a albumina

sérica (hapteno), induzindo a imunoreatividade contra o parênquima hepático o que

leva a um quadro de hepatite imunomediada, que pode evoluir para a total falência

do órgão (necrose hepática). No cão, a descrição desta forma de hepatite não está

bem clara na literatura, faltando esclarecimentos sobre a segurança da droga e seu

possível mecanismo de toxicidade. Em cães, o halotano, inalado é biotransformado

em torno de 15 a 20%, pelo sistema microssomal hepático (P450), envolvendo

reações de oxidação e redução. Nesta espécie, seus metabólitos podem gerar

lesões hepáticas suaves, diagnosticáveis pela elevação das enzimas hepáticas, ou

mesmo surgimento de lesões hepáticas graves com necrose de grande parte do

órgão. No presente estudo empregamos 20 animais, clinicamente sadios, divididos

em 5 grupos de 4 animais. Os animais eram adultos (com idade entre 03 a 05 anos),

sem raça definida, com peso entre 05 a 30 Kg e de ambos os sexos. Os animais

foram agrupados segundo os cinco diferentes protocolos anestésicos: Todos os

xi

procedimentos foram repetidos 3 vezes, durante 3 dias consecutivos. Para a

avaliação da toxicidade foram colhidas amostras de sangue, para análise

quantitativa de marcadores de função hepática (fosfatase alcalina, alanina

aminotransferase e aspartato aminotransferase) e renal (uréia e creatinina).

Fragmentos de tecido hepático foram empregados para avaliação histopatológica.

Os resultados demonstraram que a espécie Cannis familiaris, quando submetida a

exposições repetidas ao halotano, apresentou alterações hepatocelulares

compatíveis com as alterações dos valores bioquímicos sorológicos.

Palavras-chaves: biotransformação, metabólitos, hepatite, imunomediada.

xii

ABSTRACT

FONTANA, Thais, M.S., Universidade Estadual do Norte Fluminense; december de2005; Study of the hepatotoxicity in Cannis familiaris, submitted to generalanesthesia with halothane, sodic thiopental and propofol; Adviser: Ghendy Cardoso.Counselors: Marcelo Alves Pinto.

1

1. INTRODUÇÃO

A anestesia determina para o animal alterações na fisiologia do organismo,

que são acompanhadas de risco de vida, colocando o médico veterinário a uma

tarefa nem sempre fácil. É de grande utilidade o conhecimento das alterações

fisiológicas orgânicas e dos mecanismos de ação envolvidos na anestesia. Desse

modo é contínuo o esforço no aperfeiçoamento das técnicas anestésicas por meio

de uma melhor compreensão do comportamento dos fármacos a fim de reduzir os

riscos.

Algumas drogas utilizadas em medicina veterinária podem provocar

alterações hepáticas. Os mecanismos de ação se englobam basicamente em

toxicidade intrínseca da droga ou toxicidade idiossincrática que depende da

susceptibilidade individual.

Para que um determinado fármaco provoque lesão, dependerá da dose, de

sua forma estrutural e dos mecanismos que o organismo utilize para conferir-lhe

polaridade e facilitar sua excreção.

Segundo RAPOSO (2002), o fígado executa um grande número de funções,

dentre elas, o armazenamento e a biotransformação das substâncias oriundas da

corrente sanguínea e do sistema portal. Para realizar tais funções, o fígado conta

com um repertório enzimático denominado oxidases de função mista, localizado no

retículo endoplasmático e representado pelo sistema P-450, comumente

denominado de sistema microssomal hepático.

2

Ao conjunto de caminhos metabólicos, nos quais os tecidos aumentam a

polaridade de uma substância tóxica chama-se biotransformação. Podemos dizer

que a biotransformação de um tóxico consiste fundamentalmente, em converter um

xenobiótico (qualquer substância que não tenha sido produzida pelo organismo,

como drogas terapêuticas) não polar (lipossolúvel) em um composto solúvel em

água (RAPOSO, 2002).

A hepatotoxicidade induzida por agentes anestésicos halogenados é bem

descrita no homem, provocada por metabólitos, produtos da biotransformação por

oxidases de função mista hepática. Estes metabólitos se ligam a proteínas corporais

tornando-se imuno-reconhecidos, determinando um tipo de hepatite imunomediada.

Nos animais domésticos esse processo ainda não está bem descrito na literatura,

havendo a necessidade de maiores esclarecimentos quanto à etiologia e ao

mecanismo de hepatotoxicidade determinado pelo halotano.

O fígado é o órgão predominante no metabolismo de xenobióticos devido a

sua localização entre as circulações porta e sistêmica e à expressão de uma vasta

gama de enzimas metabolizadoras de xenobióticos, as quais muitas vezes podem

produzir metabólitos hepatotóxicos (LIDDLE e GOODWIN, 2002).

A lesão hepática causada por anestésicos é clinicamente indiferenciável de

outras causas de lesão hepática, durante o período pré-operatório, o que dificulta o

diagnóstico preciso da hepatotoxicidade medicamentosa.

Assim, faz-se necessário identificar o potencial hepatotóxico do anestésico

em questão (halotano) nos animais que sofrerem múltiplas exposições.

O estudo teve como objetivos estabelecer o cão como animal modelo para

estudo da hepatotoxicidade pelo halotano, estabelecer um cronograma de

aparecimento de lesões hepáticas de acordo com o protocolo anestésico,

estabelecer o padrão de lesão hepatocelular provocada pelo halotano na espécie

Cannis familiaris e correlacionar a intensidade das lesões hepáticas com os valores

bioquímicos sorológicos.

3

2. REVISÃO DE LITERATURA

2.1. História da anestesia

As primeiras tentativas de abolir a dor por meio de anestesia foram

realizadas no homem. Aparentemente as vantagens da anestesia em animais não

foram, a princípio, consideradas relevantes.

Na tentativa de se produzir a anestesia, diversos métodos foram utilizados

desde a Antigüidade, todos, porém, pouco eficazes, como asfixia, álcool, narcóticos,

compressão das artérias carótidas, etc (AGUIAR, 2002).

Segundo o autor citado anteriormente, em 1540, o médico e alquimista suíço

Paracelsus produziu o éter, relatando seus efeitos “soporíferos” em galinhas.

Em 1824, Henry Hill Hickman, demonstrou em seus experimentos com

animais, que a dor produzida em procedimento cirúrgico poderia ser aliviada pela

inalação de dióxido de carbono. Esse pesquisador utilizara um agente que, de forma

isolada, não teria futuro (AGUIAR, 2002).

Em 1845 (Harvard/USA), Horace Wells, dentista, extraiu um dente molar de

um estudante, como retirou o equipamento de inalação (óxido nitroso) muito cedo, o

paciente começou a apresentar sinais de excitação, entendidos por muitos como

sinais claros de dor. Wells foi desacreditado (AGUIAR, 2002).

Em 1846 (USA), Willian Thomas Green Morton (dentista/médico) administrou

éter a um jovem do qual foi extraída uma pequena neoplasia da região do pescoço.

4

Estava realmente descoberta a anestesia ou eterização, como ficou conhecida no

início (AGUIAR, 2002).

De acordo com AGUIAR (2002), em veterinária o primeiro relato foi feito por

Edward Mayhew, em 1847, Estados Unidos da América, no qual o autor descreve

seus experimentos em cães e gatos com a inalação de éter.

Em 1852, George H. Dadd, foi o primeiro médico veterinário a utilizar o éter

e clorofórmio em procedimentos cirúrgicos de forma rotineira.

AGUIAR (2002) comenta que os primeiros relatos sobre anestesiologia

veterinária em nosso país datam da década de 1940.

2.2 . Anestesia

A anestesia tem sido motivo de preocupação para profissionais nos campos

biomédicos, médico e veterinário, no que tange à pesquisa ou no dia-a-dia do

atendimento (MASSONE, 1999).

A arte e a prática da anestesia são fundamentadas no entendimento geral

dos termos que descrevem os efeitos dos anestésicos em animais, da farmacologia

dos anestésicos e de seus antagonistas, do método correto de administração dos

agentes anestésicos e do tratamento correto das complicações e emergências

relacionados aos mesmos (MUIR et al., 2001).

De acordo com MUIR et.al, (2001), o propósito da anestesia (processo

reversível) é o de produzir uma contenção química conveniente, segura, eficaz, e

econômica de modo a permitir o procedimento clinico ou cirúrgico com o mínimo de

estresse, dor, desconforto e efeitos adversos ao paciente e ao anestesista.

A anestesia esta dividida, de acordo com as técnicas e vias de

administração, em medicação pré-anestésica e anestesia geral.

2.2.1. Medicação pré-anestésica

Os agentes empregados na medicação pré-anestésica são úteis para

preparar o paciente para a anestesia, promovendo sedação, analgesia, menor

5

incidência de efeitos adversos, tornando o ato anestésico o mais agradável possível

para o animal e também assegurando condições mais favoráveis para o trabalho do

anestesista (FANTONI e CORTOPASSI, 2002).

Diversos fármacos são empregados na medicação pré-anestésica. A

escolha do agente dependerá de diferentes fatores, como tipo de procedimento,

presença da dor pré-operatória, espécie do animal, temperamento, doenças

intercorrentes, estado geral do paciente e grau de sedação requerido (FANTONI e

CORTOPASSI, 2002).

Segundo FANTONI e CORTOPASSI (2002), os objetivos gerais da

medicação pré-anestésica são de promover sedação, analgesia e relaxamento

muscular; diminuir a salivação; diminuir reflexos autonômicos, seja de origem

simpática ou parassimpático; potencializar a ação dos anestésicos; coibir o segundo

estagio da anestesia (Excitação involuntária ou delírio); suprir ou prevenir o vomito e

a regurgitação; diminuir a secreção e a acidez gástrica; promover indução e

recuperação suaves da anestesia; reduzir o estresse; minimizar efeitos

potencialmente tóxicos e adversos de drogas administradas conjuntamente e drogas

utilizadas para produzir anestesia geral.

A medicação pré-anestésica de rotina é classificada em cinco categorias:

Tranquilizantes, benzodiazepinicos, anticolinergicos, agonistas de receptores ∝-2 e

opióides.

2.2.1.1. Fármacos tranqüilizantes (Fenotiazínicos-Acepromazina)

Os fenotiazínicos são agentes capazes de diminuir a ansiedade sem

promover estado de sedação mas obtendo um estado de tranquilização por ação

principalmente subcortical. Diminui a ansiedade sem causar perda ou redução da

consciência (FANTONI e CORTOPASSI, 2002).

O incremento nas doses não aumenta o grau de tranquilização, apenas os

efeitos adversos. Portanto, quando se almeja tranquilização mais intensa, deve-se

associar os agentes fenotiazínicos a outra classe de agentes anestésicos (FANTONI

e CORTOPASSI, 2002).

Os fenotiazínicos promovem seus efeitos calmantes e neurológicos por

bloquearem, no sistema nervoso central, importante gama de neurotransmissores

6

como serotonina e dopamina, bem como por depressão do sistema reticular

(FANTONI e CORTOPASSI, 2002).

O órgão primário de biotransformação é o fígado, devendo ser evitado em

pacientes com doença hepática leve ou acentuada (MASSONE, 1999).

Seu principal efeito hemodinâmico é a hipotensão arterial, que é resultante

de bloqueio de receptores -1-adrenérgicos periféricos. Doses clinicamente

recomendadas podem provocar redução da pressão arterial em 15 a 20 mmHg em

relação aos valores basais. Essa redução da pressão arterial é dose-dependente,

podendo acarretar taquicardia reflexa e aumento da concentração de catecolaminas

circulantes (FANTONI e CORTOPASSI, 2002).

Em relação ao sistema respiratório os fenotiazínicos promovem pouca

depressão, mas podem potencializar a ação depressora de outros agentes,

principalmente dos anestésicos gerais. Diminuem a sensibilidade dos

quimioreceptores ao dióxido de carbono, podendo diminuir também, a freqüência

respiratória e o volume-minuto (FANTONI e CORTOPASSI, 2002).

As fenotiazinas mais usadas são: Levomepromazina, clorpromazina,

prometazina, propiopromazina, promazina, triflupromazina e acepromazina.

A acepromazina, ( Acepran 0,2% e 1% ,Univet S.A. Industria Veterinária,

São Paulo, SP. ), também é conhecida com acetilpromazina, pode ser associada a

outros fármacos hidrossolúveis e é apresentada sob a forma de maleato. Sua

fórmula molecular é C23H26N2O5S, seu peso molecular é de 442,5, seu ponto de

fusão situa-se entre 220ºC e 240ºC e seu pH a 0,1% é de 5,2, com Dose letal - DL50

via IV em ratos de 70mg/kg (MASSONE, 1999).

Outros efeitos encontrados com a administração da acepromazina são

depressão miocárdica, diminuição da temperatura corporal, aumento da perfusão

cutânea e viceral, ação anti-arrítimica, diminuição da concentração da hemoglobina,

vasodilatação esplênica, diminuição do limiar convulsivo, embora esse fato não seja

de ampla aceitação pela literatura, possui também ação antiemética (inibindo a

dopamina na zona gatilho do vômito no bulbo) e anti-histamínico (FANTONI e

CORTOPASSI, 2002).

Em pequenos animais a dose de acepromazina normalmente empregada

varia de 0,05 a 0,1mg/kg pela via intravenosa (IV) e até 0,2mg/kg pela via

intramuscular (IM). Em cães e gatos não se deve ultrapassar o total de 3mg


7

2.2.1.2. Fármacos benzodiazepínicos (ansiolítico-Midazolam)

Entende-se por tal designação todo fármaco capaz de causar ação

ansiolítica, reduzir a agressividade (efeito calmante: deprime o sistema límbico, o

tálamo e o hipotálamo, reduzindo assim o débito simpático), ser anticonvulsivante

(aumenta o limiar para convulsões), estimular o apetite, ser miorrelaxante de ação

central (reduz a atividade reflexa polissináptica), ser hipnótico, não ter praticamente

nenhuma ação analgésica e ter efeito amnésico sem acentuada depressão do

sistema nervoso central (MUIR et al., 2001).

Os fármacos benzodiazipinicos possuem ação facilitadora específica na

neurotransmissão das sinapses GABAérgicas, além de promoverem abertura de

canais de cloro, hiperpolarizando as membranas.Também produzem seu efeito

interagindo-se com receptores benzodiazepinicos no SNC (BZ1,BZ2). Os efeitos

podem ser revertidos pelo antagonista benzodiazepinico, flumazenil (0,01 a 0,02

mg/Kg, IV) (MUIR et al., 2001).

As benzodiazepinas apresentam outra vantagem, pois, quando associados

a tranqüilizantes, causam prostração a tal ponto vantajosa que permitem, inclusive, a

indução direta de anestesia volátil por máscara, vantagem esta que evita a

aplicação de agentes indutores (barbitúricos), muitas vezes contra-indicados em

pacientes de alto risco (MASSONE, 1999).

Entretanto, um grande cuidado a ser tomado nessas associações é o de

não se excederem às doses específicas de cada benzodizepina, para que não se

obtenham, especialmente em cães, os fenômenos paradoxais (agitação e até

excitação), onde se notarão tremores e até convulsões tipo “pequeno mal” (MUIR et

al., 2001).

A biotransformação ocorre principalmente por ação dos microssomos

hepáticos, isoenzimas pertencentes ao sistema do citocromo P-450. Os

benzodiazepinicos utilizados em anestesia, midazolam e diazepam, são

biotransformados por reações oxidativas, as quais promovem o aparecimento de

metabólitos ativos (FANTONI e CORTOPASSI, 2002).

Os benzodiazipinicos não promovem efeitos periféricos importantes, o que

os torna agentes amplamente empregados, sobretudo como coadjuvantes da

indução anestésica, pelo fato de possuírem intensa ação hipnótica (FANTONI e

CORTOPASSI, 2002).

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Dentre os benzodiazepinicos sintetizados e conhecidos, temos:

Bromazepam, Clorazepato, Cloxazolam, Clordiazepóxido, Clonazepam , Diazepam

Flunitrazepam, Flurazepam, Lorazepam, Medazepam, Nitrazepam, Oxazepam,

Oxazolazepam e Midazolam (MASSONE, 1999).

O midazolam (Varsed, Roche Laboratories,Inc, Nutley,N.J e Dormonid,

Produtos Roche Química e Farmacologia S.A., São Paulo, S.P) é hidrossolúvel, com

meia-vida de 1,3 a 2,2 horas. Possui efeito hipnótico cerca de 20 vezes maior que o

tiopental nos humanos. Seu período de latência é de 90 segundos quando

administrada pela via intravenosa (FANTONI e CORTOPASSI, 2002).

Sob a forma de maleato, sua fórmula molécular é C22H17CIFN3O4 , seu peso

molecular é de 393,58 , seu ponto de fusão é de 114 a 117°C e a DL50 via IV em

camundongos é de 86mg/Kg. Não altera significativamente a freqüência cardíaca e a

temperatura retal, elevando discretamente a freqüência respiratória, sem nenhum

significado biológico nos primeiros 15 minutos (MASSONE, 1999).

A pressão arterial média e a pressão venosa também se mantêm dentro dos

limites fisiológicos após a administração do fármaco por via subcutânea no cão. O

midazolam normalmente é empregado na dose de 0,2 a 0,5 mg/kg em cães e gatos


2.2.2. Anestesia geral

Fármacos anestésicos intravenosos e intramusculares podem ser usados

para obter contenção química e anestesia geral. Sua principal desvantagem é que,

uma vez administrados, não podem ser controlados e não são imediatamente

eliminados. Muitos fármacos injetáveis têm efeitos de duração muito curta. Podem

provocar graus progressivos de depressão do sistema nervoso central, desde

sonolência e sedação moderada até anestesia e coma (MUIR et al., 2001).

9

2.2.2.1. Anestésico barbitúrico (tiopental sódico)

Anestesia geral barbitúrica é toda aplicação de um derivado barbitúrico, por

via oral ou parenteral, capaz de produzir um estado anestésico seguro e reversível

(MASSONE, 1999).

Para que esses anestésicos possam ser aplicados adequadamente, é

necessário que se examine as vantagens e desvantagens, tornando-os úteis de

acordo com a necessidade, e não de maneira indiscriminada, alertando o usuário

ainda sobre o estado do animal, o tempo cirúrgico requerido e os recursos à

disposição do profissional (FANTONI e CORTOPASSI, 2002).

As principais vantagens são: obtenção de bons planos anestésicos,

praticidade de aplicação, preço razoável, tratamento das intoxicações por

anestésicos locais (sobredoses), tratamento das intoxicações estricnicas (os

barbitúricos elevam o limiar dos reflexos medulares, o qual a estricnina diminui), não

são inflamáveis ou explosivos e dispensam aparelhagem específica (FANTONI e

CORTOPASSI, 2002).

Como principais desvantagens, citam-se: inviabilidade em pacientes

cardiopatas, hepatopatas, nefropatas ou chocados, desaconselhável em pacientes

idosos, metabolização lenta, riscos de delírio ou excitação durante a indução,

recuperação tardia quando utilizados sem medicação pré-anestésica, lesões

extravasculares, não proporcionam bom relaxamento muscular, a via de

administração é apenas a intravenosa (tiopental), carência de tratamentos

(intoxicação) específicos e eficazes, depressão cardiorespiratória acentuada e são

contra-indicados em cesarianas (FANTONI e CORTOPASSI, 2002).

Segundo FANTONI e CORTOPASSI (2002), os barbitúricos cruzam

rapidamente a barreira hematoencefálica e placentária, atingindo altas

concentrações no líquido cefalorraquidiano e no feto.

Nos tiobarbituratos quanto maior for a dose inicial, maior será a

concentração cerebral, fenômeno conhecido como tolerância aguda. Eles se

conjugam com albumina plasmática, dependendo fundamentalmente de sua

lipossolubilidade; fator que se reveste de certos cuidados ao se anestesiarem

animais adiposos ou caquéticos. A absorção máxima se dá em trinta segundos,

momento em que se estabelece o sono (FANTONI e CORTOPASSI, 2002).

10

De acordo com FANTONI e CORTOPASSI (2002), a redistribuição pelos

órgãos bem vascularizados como rins, fígado e naqueles em que ocorra um

equilíbrio, torna esses anestésicos de duração ultracurta. A lipossolubilidade extrema

desses anestésicos também contribui para sua duração ultracurta. Quando se efetua

aplicação de forma rápida, o paciente também se recupera rapidamente, fenômeno

este conhecido como dose ou injeção maciça.

Quando são dadas doses complementares, um fenômeno denominado

efeito cumulativo, que é prático para o profissional, mas incômodo e arriscado para o

paciente, retarda a recuperação anestésica com todas as características

indesejáveis como hipotermia, movimentos de pedalar, excitação e ganidos


Os barbitúricos causam depressão progressiva no sistema nervoso central,

cuja ação pode provocar desde sedação bulbar até excitação, delírio, euforia e

confusão mental (FANTONI e CORTOPASSI, 2002).

A ação hipnótica dos barbitúricos pode estar relacionada, pelo menos em

parte, ao prolongamento dos processos inibitórios centrais que, como se sabe,

podem ser mediados pelo GABA. Os barbitúricos são denominados GABA-

miméticos, isto é, interagem com os receptores do GABA para produzir um aumento

na condutância neuronal do cloreto (BOOTH et al., 1992).

Na dose maciça por tiobarbituratos, pode ocorrer apnéia transitória, mas um

estímulo doloroso reverterá este efeito, desencadeando a resposta respiratória


Em doses que provocam planos profundos, os barbitúricos apresentam ação

parassimpatomimética, os quais produz respostas semelhantes à estimulação do

sistema nervoso autônomo parassimpático (FANTONI e CORTOPASSI, 2002).

FANTONI e CORTOPASSI (2002) comentam que, em relação ao aparelho

respiratório ocorre depressão direta do centro bulbar ocasionando diminuição da

amplitude e da freqüência o que acarreta a queda do volume-minuto. Quando

aplicados lentamente, provocam respirações profundas antes da perda da

consciência com apnéia fulgás por ação sobre o centro respiratório, coincidindo com

o baixo teor de CO2 causado pelas respirações profundas anteriores.

Tosses, espirros, soluços e laringoespasmos ocorrem freqüentemente;

esses são causados por secreção salivar excessiva e minimizadas pela medicação

pré-anestésica (MUIR et al., 2001).

11

A concentração sanguínea que inibe o centro respiratório é

consideravelmente menor em relação à necessária para deprimir o coração.

Portanto quando ocorre parada respiratória durante a anestesia a atenção deve ser

dedicada primeiro ao restabelecimento da respiração, uma vez que o coração

continua a funcionar por um breve período (BOOTH et al.,1992).

A anestesia superficial causa vasodilatação por aumento do fluxo periférico,

o que é compensado pela constrição dos vasos sanguíneos esplêncnicos e renais,

para que pressão arterial e o débito cardíaco não se alterem muito, apesar do

bloqueio vagal causado (FANTONI e CORTOPASSI, 2002).

Intra-arterialmente os barbitúricos produzem espasmos da parede arterial

até que ocorra gangrena maciça. As injeções subcutâneas causam necrose de

tecidos (devido ao pH alcalino da solução aquosa do tiopental), que pode ser

minimizada pela infiltração de solução fisiológica e a dor pela injeção de lidocaína 2

% (MUIR et al., 2001).

Todos os barbitúrios deprimem a motilidade intestinal, incluindo o tônus e a

amplitude por sua ação sobre a musculatura lisa. Este aspecto é importante, pois na

recuperação anestésica deve-se observar o retorno da motilidade gastro-intestinal,

para não ser confundida com íleo paralítico observado nas primeiras 48 horas após

as intervenções abdominais com tração exagerada das víceras (MUIR et al., 2001).

Provocam diminuição do fluxo plasmático renal e da filtração glomerular

devido à hipotensão arterial e vasoconstrição renal, ocasionando redução do volume

urinário, graças à maior reabsorção tubular da água causada pela maior liberação de

ADH (MUIR et al., 2001).

Os barbitúricos são eliminados por excreção renal na urina e/ou degradados

pela atividade oxidativa dos tecidos hepático e extra-hepático. Pequenas

quantidades podem ser excretadas no leite. A quantidade de fármaco ativo (não

ionizado, não ligado à proteína plasmática) aumenta na acidose potencializando seu

efeito; a alcalinização da urina acelera a excreção do fármaco (MUIR et al., 2001).

Doses que produzem anestesia cirúrgica deprimem o metabolismo basal de

tal forma que é produzido menos calor corpóreo durante a anestesia, concomitante

com perda excessiva de calor resultante da vasodilatação, logo a temperatura de um

animal anestesiado é menor em relação ao do ambiente que o rodeia (BOOTH et

al.,1992).

12

A duração das ações depressoras dos barbitúricos apresenta variações

individuais não apenas por causa da idade, sexo, peso, estado nutricional, mas

também com respeito ao grau de indução enzimática microssômica, que também

pode estar afetado; isto pode variar qualitativa e quantitativamente entre indivíduos,

tanto quanto entre as espécies (BOOTH et al., 1992).

A ação anestésica dos barbitúricos pode ser potencializada pela injeção

intraperitoneal ou intravenosa de glicose, frutose, metabólitos intermediários como

lactato, piruvato e o glutamato e poucas outras substâncias de natureza diversa

(agentes adrenérgicos, altas doses de aspirina e fenilbutazona, sulfonamidas,

salicilato de sódio, ácido salissílico e doxiciclina) (BOOTH et al., 1992).

Deve-se tomar cuidado durante a administração dos barbitúricos em animais

com grandes perdas sanguíneas. A dose de indução anestésica pode diminuir de 28

a 38% após hemorragia grave (BOOTH et al., 1992).

Em anestesia clínica, uma pequena dose de tiopental tem breve duração de

ação em função da sua rápida distribuição a partir do plasma para os tecidos

adiposos. Realmente, a conversão metabólica do tiopental é lenta (10 a 15% / hora).

Como a gordura é capaz de reter o tiopental, a concentração plasmática de

anestésico está abaixo do necessário para manter a anestesia e o animal se

recupera logo após a injeção. Após doses grandes ou repetidas, a concentração

plasmática permanece próximo daquele da gordura e dos tecidos e a anestesia

persiste por um período maior, por causa do lento metabolismo do anestésico

(BOOTH et al., 1992).

As concentrações plasmáticas podem ser reduzidos a uma taxa mais rápida

mediante indução enzimática, que deve ser considerada enquanto se tratam animais

domésticos, porque são freqüentemente expostos a indutores potentes das enzimas

microssômicas como os pesticidas halogenados e outros compostos (BOOTH et al.,

1992).

Quantidades excessivas de tiopental (Thionembutal , Abbott Laboratórios do

Brasil Ltda,São Paulo, S.P. e Pentotal, Abbott Laboratories North Chicago, III),

produzem depressão respiratória grave. A administração contínua de oxigênio é

mais benéfica do que qualquer outra medida terapêutica (BOOTH et al., 1992).

Pode-se usar também drogas analépticas respiratórias como o cloridrato de

doxapran (0,1 a 0,4 mg/kg, IV) (MUIR et al., 2001).

13

Tabela 1. Características farmacológicas do Tiopental (FANTONI e CORTOPASSI,

2002).

Barbitúrico Peso Molecular PH Bloqueio Vagal

Tiopental 264,33 10,5 Acentuado

Tabela 2. Características de preparo do Tiopental (FANTONI e CORTOPASSI,

2002).

Barbitúrico Concentraçãoem %

Diluição Doses - mg Classificação (duração) Duração (minutos)

Tiopental 2,5 40ml/1g 12,5 a 25 Ultracurta 15 a 30

2.2.2.2. Anestésico não-barbitúrico (propofol)

Há poucos fármacos que não fazem parte do grupo dos barbitúricos. Os

principais fármacos que encabeçavam este tópico eram: alfaxolona e a alfadolona,

substituídos atualmente pelo propofol (agente alquilfenol de curta duração).

O propofol (Rapinovet, Shering Plough Animal Health,Liberty Corner, N.J ;

Diprivon, Zeneca Farmacêutica do Brasil Ltda, Cotia, S.P e Propoflo, Abbott

Laboratories North Chicago, III), ou 2,6-diisopropilfenol, possui um peso molecular

de 178, ph de 6 a 8,5 e fórmula estrutural C6H15O (FANTONI e CORTOPASSI,

2002).

A recuperação do animal é isenta de excitações ou efeitos colaterais, não se

observando efeito cumulativo na repetição de doses subseqüentes (MASSONE,

1999).

O propofol é levemente solúvel em água e se caracteriza pela forma de

emulsão que contém 10 mg de propofol, 100 mg de óleo de soja, 22,5 mg de glicerol

e 12 mg de lecitina de ovo por ml. Uma de suas apresentações é em forma de

ampolas de 20 ml que uma vez aberta deve ser consumida no máximo em 12 horas

pois facilmente se contamina com o crescimento bacteriano e

14

endotoxicinas. Induz depressão no sistema nervoso central por aumentar os efeitos

inibitórios sobre o neurotransmissor GABA e por diminuir a atividade cerebral.

Diminui a pressão de perfusão tanto intracerebral como intracraniana. Produz

depressão dose dependente do córtex cerebral e dos reflexos polissináptico do

sistema nervoso central. Possui propriedades anticonvulsivantes semelhantes aos

dos barbitúricos (MUIR et al., 2001).

No sistema cardiovascular produz poucas alterações na freqüência cardíaca

enquanto no sistema respiratório provoca depressão respiratória dose dependente e

períodos iniciais de apnéia (MUIR et al., 2001).

A biotransformação hepática é relativamente rápida e completa. Produz

metabólitos inativos que são eliminados por filtração glomerular. O relaxamento

muscular proporcionado é de bom a excelente (MUIR et al., 2001).

Este fármaco tem rápido início de ação, pois atinge rapidamente

concentrações elevadas no sistema nervoso central. O curto período de ação resulta

da rápida distribuição do cérebro para os outros tecidos e é eficientemente eliminado

do plasma por metabolismo (MUIR et al., 2001).

A dose de indução da anestesia para cão sem medicação pré-anestésica

varia de 6 a 8 mg /kg intravenoso e para animais com medicação pré-anestésica a

dose varia de 2 a 4 mg/kg intravenoso. Também pode ser utilizado por infusão

contínua na dose de 0,15 a 0,4 mg/kg/minuto.

Pode ocorrer apnéia logo após a aplicação do propofol e algumas vezes

pode ocorrer hipercapnia (o qual pode gerar acidose respiratória) em animais

mantidos em respiração espontânea. O propofol é excretado primariamente pelos

rins.

A injeção de propofol extravascular não produz danos aos tecidos. O que

vale ressaltar é que, apesar do propofol ter sido evitado alegando-se um custo um

pouco maior, esse fármaco apresenta qualidade anestésica melhor do que a

barbitúrica pois, além de ser empregado em pacientes de alto risco com uma

margem de segurança superior aos demais agentes indutores , permite uma

recuperação isenta de reações adversas (FANTONI e CORTOPASSI, 2002).

Em estudo comparativo da anestesia com o propofol ou tionembutal em

cães, foi constatado que o propofol foi a droga mais segura quando comparada com

a tiopental, onde as complicações mais freqüentes foram tremor e apnéia, nos dois

grupos analisados, sendo maiores no grupo anestesiado com tiopental.

15

O propofol tem capacidade em limitar lesões oxidativas, ou seja, altas

dosagens (2000mcg/Kg/minuto aplicados em ratos Wistar) de propofol melhoram

significativamente a capacidade antioxidante dos tecidos e de células vermelhas do

sangue que pode servir como medida funcional da atividade tecidual, in vivo. Isto

pode ter aplicação futura na limitação da disfunção dos órgãos após períodos de

isquemia tecidual (RUNZER et al., 2002).

O propofol é um anestésico intravenoso altamente usado para indução e

manutenção de anestesia geral e sedação, e diminui, de maneira dose dependente,

a contratilidade do diafragma fadigado em cães (FUJII et al., 2001).

2.2.3. Anestesia inalatória

Os fármacos anestésicos inalatórios são substâncias químicas

farmacologicamente ativas que causam inconsciência, graus variáveis de

relaxamento muscular e analgesia, além de mudanças funcionais nos sistemas

orgânicos (MUIR et al., 2001).

A anestesia inalatória é obtida por meio da absorção de um princípio ativo

pela via respiratória, passando para a corrente circulatória e atingindo o sistema

nervoso central, produzindo anestesia geral. Permite maior controle do plano

anestésico por parte do anestesista, que aprofunda ou superficializa a anestesia

conforme a necessidade da situação apresentada, em uma velocidade que depende

diretamente das características do agente que está sendo utilizado. De maneira

geral, a recuperação da anestesia é mais rápida quando comparada às técnicas de

anestesia intravenosa total, mas a velocidade é diretamente proporcional ao tempo

de manutenção anestésica e ao tipo de indução anestésica realizada. A

metabolização e a eliminação do agente são rápidas, sendo sua eliminação na

forma intacta em grande parte realizada por via respiratória, um fator importante que

determina essa rapidez. Além disso, o consumo do anestésico em sistemas

circulares é baixo, resultando em uma anestesia econômica (FANTONI e

CORTOPASSI, 2002).

Por outro lado, a realização da anestesia inalatória requer aquisição de

aparelhagem específica e de treinamento dos profissionais que deverão executá-la.

É importante, ainda, que haja monitoração contínua e atenta, evitando-se erros na

16

profundidade do plano anestésico e identificando-se defeitos na aparelhagem que

possam causar riscos para o paciente (FANTONI e CORTOPASSI, 2002).

O mecanismo de ação dos anestésicos inalatórios não estão completamente

elucidado, no entanto esses fármacos atingem não somente o sistema reticular de

ativação, mas também o hipotálamo e o córtex, bem como a medula espinhal,

alterando a transmissão axional e sináptica, podendo produzir efeitos pré ou pós

sinápticos. Essas ações resultam em alterações na produção, liberação e capitação

de vários neurotransmissores, assim como alteração nas concentrações de

acetilcolina, noradrenalina, dopamina, serotonina e adenosina, ácido -aminobutírico

(GABA), aminoácidos como o glutamato e o aspartato, nucleotídeos, cálcio, opióides

endógenos e óxido nítrico (FANTONI e CORTOPASSI, 2002).

O conhecimento completo da interferência dessas substâncias em cada um

das estruturas nervosas é, ainda, um grande desafio e tem sido um dos temas

centrais do estudo da neurofisiologia (FANTONI e CORTOPASSI, 2002).

Dentre os fatores que alteram a captação dos anestésicos inalatórios

podemos citar a concentração inspirada, que é influenciada pela pressão de vapor

do agente (a pressão que as moléculas de vapor exercem em mmHg, no estado de

equilíbrio. Quanto maior a pressão de vapor maior a capacidade de vaporização e

vive-versa); pelo circuito de anestesia (com ou sem re-inalação/volume do circuito) e

pelo fluxo gás diluente (O2). A ventilação alveolar também é um outro fator que altera

a captação dos anestésicos inalatórios, este por sua vez é influenciado pela

alteração da ventilação, ventilação/profundidade da anestesia, ventilação mecânica,

espaço morto (sonda traqueal grande ou uso de extensor) e efeito do segundo gás

(o óxido nitroso aumenta a captação do anestésico) (MUIR et al., 2001).

O fluxo de sangue no pulmão é o fator que altera a distribuição dos

anestésicos inalatórios, pois está relacionados com o coeficiente de partição

sangue/gás, com o fluxo de sangue aos tecidos (individualmente), com o coeficiente

de partição cérebro/sangue e com a relação entre a pressão parcial no sangue

arterial e venoso misto (MUIR et al., 2001).

O coeficiente de solubilidade de um anestésico é a relação entre as

quantidades de um anestésico dissolvido em dois meios diferentes quando há

equilíbrio entre eles (FANTONI e CORTOPASSI, 2002).

Fatores que governam a captação de anestésicos no cérebro e tecidos são

os mesmos que determinam a captação a partir do pulmão. A captação pelo tecido é

17

dependente da captação anestésica, fluxo sanguíneo e da densidade capilar do

tecido. O coeficiente de partição cérebro/sangue varia muito pouco em comparação

com o sangue/gás (exceto para o tecido adiposo) (MUIR et al., 2001).

FANTONI e CORTOPASSI (2002) comentam, que Quanto maior o

coeficiente de partição sangue/gás (potência do fármaco em determinar a velocidade

de estabelecimento do efeito anestésico) maior será a solubilidade do anestésico no

sangue, logo fármacos muito solúveis têm um longo período de indução e

recuperação, pois grandes quantidades do anestésico precisam ser captadas no

sangue antes que a tensão ou a pressão parcial do anestésico aumente de forma

suficiente para produzir anestesia.

A ventilação alveolar, o fluxo sanguíneo, a solubilidade no sangue e tecidos

do agente anestésico e o seu metabolismo são fatores que alteram a eliminação dos

anestésicos inalatórios, pois estes são eliminados principalmente pelo pulmão.

Outras vias pelas quais os anestésicos podem ser excretados em pequenas

quantidades são, a pele, o leite, as membranas mucosas e a urina (MUIR et al.,

2001).

O metabolismo geralmente é realizado pelas enzimas do sistema

microssomal hepático, onde vários metabólitos intermediários são formados, os

quais podem ser responsáveis por certos efeitos tóxicos ou pós-efeitos (MUIR et al.,

2001).

A potência anestésica pode ser expressa de diferentes formas, uma delas

constitui-se na concentração alveolar mínima (CAM), que é definida como a

concentração de um anestésico em 1 atmosfera, necessária para abolir movimentos

em resposta a um estímulo doloroso em metade dos pacientes testados (MUIR et

al., 2001).

2.2.3.1. Halotano

É um etano multi-halogenado, líquido incolor, volátil, não inflamável ou

explosivo, de rápida indução/recuperação, instável, pois se decompõe em contato

com a luz, sendo então, comercializado em frasco escuro e adicionado a um

estabilizante, o timol. Seu baixo custo em relação aos demais agentes inalatórios

18

tem contribuído para sua grande utilização em anestesia veterinária(FANTONI e

CORTOPASSI, 2002).

No sistema cardiovascular é capaz de provocar hipotensão arterial

acentuada em animais, a qual está estreitamente relacionada à profundidade da

anestesia (BOOTH et al., 1992).

Deprime diretamente a musculatura vascular lisa causando vaso-dilatação e

diminui a resistência periférica total (MUIR et al., 2001).

Promove depressão diretamente sobre o miocárdio diminuindo o débito

cardíaco, o volume sistólico e a contratilidade cardíaca (MUIR et al., 2001).

Sensibiliza o miocárdio às catecolaminas, aumentando as possibilidades de

arritmias e risco de fibrilação, daí ser desaconselhado o uso de adrenalina ou

noradrelanina para corrigir eventuais quedas de pressão (MUIR et al., 2001).

A freqüência cardíaca é pouco afetada, mas normalmente diminui nos

planos profundos de anestesia (MUIR et al., 2001).

A queda da pressão arterial pode levar à redução dos fluxos sanguíneos,

hepático e renal, comprometendo a função desses órgãos levando ao aumento dos

índices de enzimas hepáticas e da uréia plasmática (FANTONI e CORTOPASSI,

2002).

Sobre o sistema nervoso central, o halotano (Fluothane, Zeneca

farmacêutica do Brasil Ltda, Cotia, S.P; Halotano Hoechst do Brasil Química e

farmacêutica S.A., Suzano, S.P e Halothane, Halocarbon Laboratories River Edge,

N.Y.) causa depressão reversível e generalizada que caracteriza a profundidade

anestésica. Provoca vasodilatação cerebral, diminuindo a resistência vascular e

elevando a pressão intracraniana,o qual pode ser prevenido pela utilização de

hiperventilação prévia ao uso do halotano (FANTONI e CORTOPASSI, 2002).

Os movimentos respiratórios são deprimidos em todos os níveis de

anestesia pelo halotano (MUIR et al., 2001).

Durante a anestesia superficial, o relaxamento muscular é somente

moderado, podendo ser necessária a utilização de relaxantes musculares

periféricos. O halotano potencializa a ação de relaxantes musculares não

despolarizantes (MUIR et al., 2001).

Grande parte do halotano é eliminada na forma intacta pela própria via

respiratória. O restante, cerca de 20%, é biotransformado pelo sistema P-450

19

hepático, produzindo o acido trifluoroacético, bromo e íons cloreto, dos quais o

primeiro é o mais importante (FANTONI e CORTOPASSI, 2002).

Em relação ao sistema gastro-intestinal ele diminui a motilidade, o tônus e a

atividade peristáltica (MUIR et al., 2001).

Tabela 3. Resumo das propriedades físico-químicas do Halotano (agente inalatório)

(MUIR et al., 2001).

Propriedades Halotano

Fórmula Química C2HBrClF3

Peso Molecular 197,4

Ponto de Ebulição (a 760mmHg ou 1 atm) 50ºC

Gravidade Específica (g/ml) 1,87

Pressão de Vapor (mmHg a 20ºC) 243

Odor Adocicado, agradável.

Conservante Timol

Estabilidade

Ametal

Álcalis

Pode reagir

Leve decomposição

Risco de Explosão Nenhum

Apresentação na Temperatura Ambiental Líquido incolor

CAM (cães) 0,87

Coeficiente de Partição sangue/gás 2,36

Coeficiente de Partição lipídeo/sangue 65

2.3. Hepatotoxicidade medicamentosa

O fígado é vulnerável a lesões tóxicas, devido à sua localização estratégica

e ao seu papel central na biotransformação das drogas (SILVA,19997).

A maioria de medicamentos e toxinas (xenobióticos) pode levar à lesão

hepática aguda ou crônica, fenômeno denominado de doença hepática tóxica; em

alguns casos à lesão é acompanhada por inflamação, sendo denominada de

hepatite tóxica.

A maioria dos xenobióticos é lipossolúvel, característica que permite sua

absorção por difusão passiva pela membrana apical lipídica dos enterócitos. Depois

de absorvidos, percorrem o organismo aclopadas a proteínas plasmáticas,

20

basicamente a albumina, ou se ligam ao tecido adiposo. Os sistemas de

desintoxicação preferencialmente hepáticos, servem para dar maior polaridade e

torná-los hidrossolúveis, as quais podem voltar ao plasma e serem eliminadas pela

urina, ou passar para a bile e serem eliminadas com as deposições. Desta forma, a

eficiência da eliminação de substâncias lipofílicas, depende de sua conversão a

substâncias polares e hidrossolúveis, fenômeno que é habitualmente, o fator

limitante na eliminação das drogas do organismo (RAPOSO, 2002).

Dois mecanismos gerais são utilizados para prevenir o acúmulo de

compostos lipofílicos tóxicos: biotransformação e transporte. Para produzir uma

defesa eficiente, estes sistemas devem, necessariamente, ser amplos em termos de

especificidade de substratos e de preferência adaptáveis, para que um organismo

possa sobreviver a uma gama de ambientes químicos adversos. Receptores

nucleares são capazes de detectar uma faixa de compostos lipofílicos, inclusive

drogas terapêuticas, e que funcionam como reguladores transcricionais para induzir

vários genes metabolizadores e transportadores de drogas (LIDDLE e GOODWIN,

2002).

O estudo das reações que constituem a biotransformação, ocorre

principalmente no reticulo endoplasmático dos hepatócitos, é de grande importância,

porque permitem entender os mecanismos pelos quais os tecidos se defendem dos

tóxicos, e também como em algumas ocasiões ocorre o contrário, aumentando a

toxidade no interior do organismo. Esse mecanismo de biotransformação pode

dividir–se em duas fases, que dependem de distintos processos bioquímicos: fase I

e fase II.

A fase I biotransforma os xenobióticos convertendo-os em substrato das

enzimas da fase II, ao mesmo tempo em que os tornam mais hidrófilos. A fase II

compreende reações de conjugação, nas quais um metabólito com ligação de alta

energia cede um grupo funcional polar ao xenobiótico, ou seu produto de

transformação pela fase I.

A biotransformação de fase I é caracterizada por um conjunto de reações de

oxidação que preparam os tóxicos para serem transformados pelas reações da fase

II. Ocorre a transformação dos grupos funcionais do xenobiótico em sítios que

podem levar a reações da fase II ou introdução de grupos novos que lhe dêem está

característica. Para fazer este trabalho as células utilizam os sistemas de enzimas,

que tenham a função de introduzir no substrato um átomo de oxigênio proveniente

21

do oxigênio molecular (oxigenases de função mista). Um desses sistemas e os

citocromos P-450, que estão formados por duas proteínas, uma tem função de

redutase e a outra é uma hemoproteína com atividade de oxigenase. A oxigenase

em estado reduzido e monoxicarbonada, que apresenta um pico de absorção a

450nm (denominação a esta família).

O mecanismo da reação de oxidação do xenobiótico catalisada pelo

citocromo P-450, em termos gerais é o seguinte: o xenobiótico entra em seu sitio

ativo que se encontra na oxigenase; a redutase transfere um elétron ao ferro

hemático reduzindo–lo de nível III a II; a redução abre o sitio ativo do oxigênio

molecular e o oxigenio molecular entra no seu sitio ativo e oxida ao xenobiotico que

está na surpeficie da enzima transferindo-lhe um átomo dos átomos de oxigênio.

Portanto, a biotransformação de fase I é catalisada pelos sistemas de

citocromo P-450 e afins, levam a formação de metabólitos intermediários mediante

reações metabólicas redutivas e oxidativas. Estes permitem posteriormente a

conjugação dos metabólito intermediários formados, aumentando assim sua

polaridade, na chamada fase I. As reações adversas se relacionam com a presença

de metabólitos intermediários na fase I.

A biotransformação de fase II, consiste em reações de conjugação,

catalisadas por um conjunto de enzimas de tamanho relativamente grande aos

produtos das reações da fase I ou aos xenobióticos originais que contem os grupos

funcionais apropriados para serem substratos das reações de conjugação. Os

doadores dos grupos polares devem ter alta energia, já que as reações de

conjugação não são termodinamicamente favoráveis. O resultado que se busca com

estas reações é aumentar a solubilidade do xenobiótico em água.

Uma das reações de conjugação é a glutatinização, que consiste na adição

de glutathione (GSH), através de seu grupo sulfidrílico (nucleofílico), com um

carbono eletrofílico do xenobiótico. A reação é catalisada pela glutathione-S-

transferase e a glutathione é o cofator de alta energia (RAPOSO, 2002).

Através de relatos pode-se verificar que com a inibição da enzima

glutathione sintetase hepática (pela administração da buthionine sulfoxime 2mmol/kg

EV), juntamente com a indução seletiva das enzimas P450 houve evidencia de um

possível aumento da hepatotoxidade, em coelhos, causada pelos metabólitos de

acetominofeno em excesso (N-acetil-p-benzoquinoneimina) (RAHMAN e

HODGSON, 2002).

22

A bioativação é o conjunto de reações metabólicas que aumentam a

toxidade dos xenobióticos, ou seja que os metabólitos resultantes da

biotransformação da substância absorvida sejam mais tóxicos que o composto

original. Xenobióticos quimicamente estáveis ativam intermediários reativos durante

a biotransformação. Freqüentemente estes são transitórios e não podem ser

isolados. A formação deles geralmente é inferida pela habilidade do fígado em

alquilar ou arilar macromoléculas endógenas. Essas reações formam uma ligação

covalente entre o intermediário eletrofílico e o sítio neutrofílico em macromoléculas

endógenas. O aumento na ligação covalente se correlaciona com a gravidade da

lesão hepática, mas somente poucos intermediários reativos provavelmente se

tornam ligados de forma covalente (RAPOSO, 2002).

A bioativação é medida pela formação de metabólitos específicos ou pela

presença de mudanças estruturais (RAPOSO, 2002).

Geralmente as bioativações são produzidas pelas enzimas da fase I, ainda

que algumas das enzimas da fase II também possam bioativar alguns xenobióticos.

Este efeito colateral indesejável da biotransformação ocorre quando se produzem

espécies químicas muito reativas, usualmente compostos eletrofílicos com grande

afinidade pelos nucleófilos (DNA, proteínas, lipídeos) (RAPOSO, 2002).

Uma das rotas de bioativação é quando o tecido alvo (fígado)

contém as enzimas (sistema citocromo P450) para bioativar o xenobióticos e é sitio

ativo para a espécie tóxica (RAPOSO, 2002).

2.3.1. Hepatotoxicidade em humanos

Os anestésicos inalatório halogenado halotano pode produzir dano

hepatocelular metabólico em humanos a uma extensão variável. Durante o

metabolismo deste anestésico, ocorre acetilação devido à formação de

intermediários reativos. Proteínas modificadas por acetilação podem constituir

neoantigenos com potencial de provocar uma resposta imune anticorpo mediada. A

probalidade de sofrer hepatite imune pós – operatória depende da quantidade de

anestésico metabolizado (REICHLE et al., 2003).

Em seres humanos, o registro de segurança global do halotano para

anestesia é excelente. Entretanto, ocorre uma icterícia global (aproximadamente

23

1:7000 a 1:10000 administrações), com mortalidade de até 95% após mais de uma

administração do anestésico. Assim, o halotano foi implicado como agente

hepatotóxico que induz a condição ictérica freqüentemente referida como hepatite

pelo halotano. Ao exame Histológico do tecido hepático verifica-se necrose

centrolobular (BOOTH et al., 1992).

Como grande parte do halotano inalado é eliminada na forma intacta pela via

respiratória; o restante é biotransformado (15 a 20%) pelo sistema P450 hepático

(formados por duas proteínas, uma tem função de redutase e a outra é uma

hemoproteína, com atividade de oxigenase, de membrana ativa no metabolismo de

uma ampla gama de substratos e substâncias lipofílicos), por processos oxidativos,

produzindo ácido trifluoroacético (o mais importante), bromo e íons cloreto. Além da

oxidação, o halotano também sofre redução, havendo formação de 2-cloro-1,1,1-

trifluoroetano, o 2-cloro-1,1-difluoroetileno, dois metabólito voláteis e o íon fluoreto

(SPINOSA, 1999).

A via de metabolização oxidativa é responsável pela biotransformação de

18 a 40 % do anestésico metabolizado e a via redutiva é responsável por

biotransformar 0.1 % do halotano metabolizado (DÍAZ, 2000).

Lesão hepática idiossincrática e definida como uma lesão provocada por

droga que ocorre imprevisivelmente em uma pequena porcentagem dos pacientes,

usualmente apenas após exposição prolongada ou repetida, como expressão de

suscetibilidade individual incomum e não por toxidade intrínseca do agente

(GONÇALVES, 2001).

Segundo CARLTON e MCGAVIN (1998), a patogenia da lesão hepática

idiossincrática não é bem entendida e é bem difícil estabelecer uma prova do efeito

tóxico dessas substancias químicas.

O dano hepático pode ser atribuído à hipersensibilidade quando é

acompanhada de quadro clínico (febre e eosinofilia) e histológico (inflamação

granulomatosa ou eosinofílica) compatível. Essas características, somadas à pronta

recidiva da síndrome após resposta a um teste de desafio, permitem a inferência de

que houve alergia à droga ou que esta ou um de seus metabólicos agiu como um

hapteno. O período de sensibilidade varia de 1 a 5 semanas (GONÇALVES, 2001).

Há diferentes tipos de lesões hepáticas tóxicas relacionadas ao uso de

halotano; uma delas se trata de uma lesão suave, onde se observa apenas uma

elevação das enzimas hepáticas (no homem TGO e TGP, no animal AST e ALT), o

24

qual geralmente não é detectado e é reversível em humanos. O outro tipo de lesão é

as entidades clínicas de hepatotoxidade, que se manifesta por uma necrose

hepática com alta mortalidade, conhecida como hepatite por halotano (DÍAZ, 2000).

Existe indícios que essa mesma é devido a metabólitos oxidativos que

produzem uma resposta alérgica. Esta hipótese alérgica propõe que a

biotransformação do halotano a acido trifluoroacético, principal metabólico do

halotano, e seguida de uma união deste metabólito a uma molécula protéica

formando um complexo imunologicamente ativo, onde o acido trifluoroacético atua

como um hapteno (o acido trifluoroacético é denominado de antígeno parcial, pois

precisa se ligar covalentemente a outra substância-proteínas ou lipoproteínas, para

ocorrer à reação autoimune das células hepáticas.) e a molécula como um

carreador, sendo este composto capaz de estimular o aparecimento de uma

resposta alérgica contra o fígado. Estudos em pacientes que apresentaram icterícia

depois da exposição ao halotano, mostraram a presença de anticorpos que reagiam

com o acido trifluoroacético-proteina (complexo) (DÍAZ, 2000).

Uma outra forma de hepatite está relacionada com a produção de

metabólitos, realizados por processo de redução durante os períodos de hipóxia

hepática, com grande acúmulo de metabólitos tóxicos capazes de exercer uma ação

tóxica direta e levar a necrose hepática, se sabe que esse processo de metabolismo

redutivo acontece em baixas condições de hipóxia hepática, onde ocorre uma

redução anaeróbia por ação do citocromo P450, produzindo como metabólitos dois

radicais intermediários voláteis; os quais têm capacidade de produzir

lipoperoxidação e necrose hepática (DÍAZ, 2000).

Anestesia com halotano deuterado, o qual é resistente a biotransformação

por via oxidativa, diminuiu significativamente as concentrações de ácido

trifluoroacético no plasma e reduziu a ligação do trifluoroacetila às proteínas

hepáticas em cobaias em 30-60%. Além disso, a atividade da alanina transferase

(ALT) plasmática permaneceu menor no mesmo modelo animal e não foi detectada

necrose centrolobular que foram feitas comparações com halotano normal. Uma

intensificação da via redutiva do metabolismo do halotano pela diminuição da fração

de oxigênio inspirada foi associada com aumento do fluoreto inorgânico ligado à

proteína hepática, mas, novamente, não resultou em necrose centrolobular. Estes

resultados sugerem que a biotransformação do halotano pela via oxidativa é a

principal causa de hepatotoxidade grave (REICHLE et al., 2003).

25

2.3.2. Hepatotoxicidade em Cannis familiaris

Quando a lesão hepática acomete uma minoria de indivíduos e varia de

forma imprevisível entre os animais denominamos as toxinas e/ou medicamentos

causadores dessa lesão em toxinas imprevisíveis ou idiossincráticas (halotano). A

idiossincrasia pode ser imunológica (hipersensibilidade) ou metabólica. A ultima

reflete um metabolismo aberrante da droga no paciente susceptível.

De acordo com CARLTON e MCGAVIN (1998), a morfologia da lesão

hepática induzida por toxinas varia consideravelmente com o tipo, a dose e a

duração da exposição à toxina. Reações do hepatócito à agressão tóxica aguda

incluem tumefação celular e degeneração gordurosa ou esteatose, acompanhada ou

não de colestase, que pode progredir para necrose se a intoxicação for

suficientemente grave.

O anestésico inalatório halotano que é um exemplo de toxina idiossincrática,

foi incriminado como causador de icterícia e necrose hepática aguda em cães devido

múltiplas exposições ou exposições prolongadas (SANTOS et al., 1999).

Até aproximadamente 80% do halotano administrado é excretado através

dos pulmões, sendo menores quantidades excretadas também por esta via durante

vários dias. Este fato está relacionado com a elevada solubilidade do halotano no

tecido adiposo. O seu coeficiente de partição tecido adiposo/sangue é mais alto do

que a maioria dos anestésicos voláteis. Para além daquele que é excretado pelos

pulmões, é também eliminado halotano não metabolizado através da bílis (SANTOS

et al., 1999).

No organismo dos cães, é metabolizado cerca de 15-20% do halotano

administrado, sendo que essa metabolização, que ocorre principalmente no fígado, é

tanto mais ativa quanto menor for a concentração do anestésico. Isto resulta do fato

de os produtos dessa degradação inibirem as enzimas responsáveis pela sua

produção. Um dos principais produtos da degradação do halotano é o ácido

trifluoroacético que tem um papel determinante no surgimento da hepatite induzida

pelo halotano (SANTOS et al.,1999).

O ácido trifluoroacético pode formar ligações covalentes com proteínas alvo

específicas recentemente identificadas. Em pacientes susceptíveis, o halotano pode

causar lesão hepática grave através de uma resposta imunomediada direcionada

contra esse metabólito anestésico reativo ligado covalentemente a proteínas

26

hepáticas. A formação desse metabólito é conseqüência da bioativação do halotano

pelo citocromo P450 presente nas células hepáticas, levando à formação de cloreto

trifluoracetil (que hidrolisado transforma-se em um metabólito estável, o ácido

trilfuoroacético), o qual pode prontamente acetilar proteínas hepáticas. Esta ligação

covalente entre a porção ácido trifluoroacético e a proteína pode resultar na

formação de um hapteno, levando à indução de uma resposta imunomediada e,

conseqüentemente, à hepatite induzida pelo halotano. O balanço entre a bioativação

do halotano (com formação de proteínas hepáticas trifluoracetiladas) e a

desintoxicação de metabólito reativos, promovida por mecanismos de proteção

celulares, determina o surgimento da hepatite. Histopatologicamente, essa hepatite

resulta em necrose centrolobular (SANTOS et al., 1999).

Efeitos patológicos mínimos foram descritos no fígado e rins de cães

anestesiados por longos períodos com halotano, na presença de hipóxia e em certas

doenças (SANTOS et al., 1999).

O halotano pode ser degradado por diferentes vias redutoras, em presença

de tensões baixas de oxigênio, com a produção de metabólitos tóxicos que podem

produzir danos hepáticos, como necrose hepática (SANTOS et al., 1999).

A biotransformação do halotano é efetuada principalmente pela oxidase

presente no retículo endoplasmático dos hepatócitos. Os níveis dos íons resultantes

da metabolização do halotano sobem significativamente durante a anestesia e até

duas horas após o seu término, mantendo-se elevados no sangue durante

aproximadamente dez dias após a anestesia. Os íons cloreto e brometo são

prontamente removidos do halotano pela oxidase, a ação desta enzima requer a

participação do NADPH, ocorrendo a degradação do halotano através de um

mecanismo oxidativo, mas a energia da ligação covalente entre os íons flúor e

carbono é maior e, então, esta ligação é mais dificilmente quebrável. Assim, as

quantidades de íon fluoreto produzidas estão bastante abaixo das necessárias para

causarem nefrotoxicidade (SANTOS et al.,1999).

Se as enzimas microssomais forem induzidas pela exposição repetida ao

halotano a proporção entre o halotano administrado e aquele que é metabolizado vai

estar aumentada. Este mecanismo de indução das enzimas é particularmente

evidente nos anestesistas, que podem metabolizar o halotano em maior quantidade

que outras pessoas, o que é comprovado pelo fato de eles excretarem mais

produtos da degradação do halotano na urina (SANTOS et al., 1999).

27

Swerczek e Prickett (1971) estabeleceram que o uso repetido do halotano

em eqüinos também pode produzir lesão hepática similar à registrada em seres

humanos (BOOTH et al., 1992).

Embora não totalmente comprovado, suspeita-se que a lesão hepatotóxica

após exposição ao halotano pode estar diretamente relacionada além da exposição

múltipla, também ao sexo, idade, obesidade e reação imuno-mediada (DUQUE,

2001).

Algumas enzimas do sistema P450 envolvidas no metabolismo de

xenobiótico são notáveis por seus padrões de excreção altamente induzíveis.

Freqüentemente, o indutor é um substrato para enzima indusível e, como tal,

intensifica seu próprio metabolismo. Expressão elevada da enzima detoxificante

persiste apenas enquanto o indutor/substrato permanecer no organismo. A indução

de enzimas que metabolizam drogas formam a base de muitas interações de drogas

reportadas e é de considerável importância para pacientes sujeitos a terapia de

drogas combinadas (LIDDLE e GOODWIN, 2002).

Há evidência que um agente indutor de enzima microssômica, como

fenobarbital ou outro indutor, é uma condição aparentemente importante no

desenvolvimento da hepatite pelo halotano, além da já existência de um estado

hepatotóxicico durante anestesia pelo halotano. Os fármacos que produzem indução

enzimática podem, portanto interferir na biotransformação hepática do halotano

(BOOTH et al., 1992).

28

3. MATERIAL E MÉTODOS

3.1. Animais

No presente trabalho foram empregados 20 cães de posse irresponsável

(¨cão-de-rua¨), clinicamente sadios, que foram doados para o hospital veterinário da

Universidade Estadual do Norte Fluminense Darcy Ribeiro / UENF, divididos em 5

(cinco) grupos de 4 (quatro) animais. Os animais eram adultos (com idade entre 03 a

05 anos), sem raça definida, com peso entre 05 e 30 Kg, e de ambos os sexos.

Cada grupo foi submetido a um dos cinco protocolos anestésicos. As

repetições eram feitas em um mesmo intervalo de tempo para todos os animais de

todos os grupos, ou seja, um a cada 24 horas, durante 03 dias consecutivos. O

período de anestesia foi de 60 minutos para todos os animais.

O projeto foi aprovado pela comissão de ética da UENF, registro em anexo.

3.2. Protocolos anestésicos

Todos os animais submetidos aos 05 protocolos, receberam pela via

intramuscular (IM) no membro posterior direito a medicação pré-anestésica, que

consistiu em midazolam (0,5 mg / kg) associado a maleato de acepromazina (0,1 mg

/ kg) na mesma seringa. Após 15 a 20 minutos da administração, todos os animais

dos protocolos receberam pelo cateter intra-venoso instalado no seu membro

anterior direito fluidoterapia com solução de cloreto de sódio 0,9%. Em seguida

29

administrou-se medicação para indução anestésica pelo cateter de nº 24, instalado

na veia cefálica no membro anterior direito. As doses e drogas empregadas como

medicação para indução e manutenção de plano anestésico em cada grupo, foram

descritas conforme a tabela 4.

Tabela 4. Protocolos anestésicos

Protocolo Pré-anestésico Indução Manutenção

A *1

TiopentalSódico 2,5%(12,5mg/kg)IVDose única

Halotano 2%

B *1

Propofol(4,0mg/kg)IVDose única

Halotano 2%

C *1



D *1

Propofol(4,0mg/kg)IVDose Única

Propofol(0,4mg/kg /minuto)IVInfusãoContínua

E *1 - - *1 : Midazolam (0,5mg/kg) + Acepromazina (0,1mg/kg) IM, na mesma seringa.

Para a manutenção da anestesia nos protocolos em que ocorreu a

manutenção anestésica com halotanlo 2%, os animais foram submetidos a

entubação endotraqueal com cânula. Então estes foram colocados em decúbito

esternal e com auxílio de um abre-boca e compressa de algodão, delicadamente

tracionou-se a língua lateralmente para exposição da entrada da laringe e suave

introdução da cânula traqueal com auxílio de um laringoscópio de lâmina reta. Em

seguida inflou-se o manguito ou balonete até começar fazer resistência, para

fornecimento de oxigênio e halotano 2%.

Os animais pertencentes aos protocolos C e D receberam a manutenção

anestésica pelo cateter intra-venoso instalado no seu membro anterior direito,

respectivamente tiopental sódico e propofol. Permanecendo infundidos com solução

de cloreto de sódio 0,9% durante 60 minutos.

30

Os animais controle pertenceram ao protocolo E, estes receberam apenas a

medicação pré-anestésica, midazolam (0,5 mg / kg) associado a maleato de

acepromazina (0,1 mg / kg) na mesma seringa pela via intramuscular, no membro

posterior direito, e infundidos com solução de cloreto de sódio 0,9% durante 60

minutos.

3.3. Colheita de sangue

Todos os animais foram mantidos em jejum por 12 horas e em seguida

receberam fluidoterapia com solução de cloreto de sódio 0,9%; Para isso foi

cateterizado a veia cefálica direita, utilizando cateter (jelco nº 24). A via de acesso

venoso permitiu a coleta de 1 ml de sangue, utilizando agulha (0.70 mm x 25 mm) e

seringa de 3ml. O mesmo foi feito 30 minutos antes e depois de cada anestesia. As

amostras de sangue, já colocadas nos tubos com gel, foram devidamente

identificadas, acondicionadas em isopor com gelo e encaminhadas ao laboratório de

patologia clínica (Laboratório de Sanidade Animal-LSA/CCTA/UENF) para serem

centrifugadas a 3200 rpm durante 5 minutos (centrifuga LS – 3 plus), obtendo assim

o soro.

Os soros foram estocados em freezer, até a realização da análise

bioquímica sorológica (mensuração das enzimas hepáticas: Alanina

aminotransferase / ALT, aspartato aminotransferase / AST e fosfatase alcalina / FA

e prova de função renal: uréia e creatinina).

3.4. Estudo estatístico

As médias dos valores bioquímicos de cada grupo foram comparadas

empregando o teste T student considerando valores significativos quando p< 0,05.

31

3.5. Avaliação bioquímica sorológica

Para análise bioquímica das amostras de soro, empregamos a metodologia

cinética para determinar a atividade da fosfatase alcalina (FA) e creatinina, a

metodologia cinética em ultravioleta para determinar a atividade da alanina

aminotransferase (ALT) e da aspartato aminotransferase (AST) e a metodologia

colorimétrica em ultravioleta para determinar a atividade da uréia. Para todas as

metodologias foi utilizado o analisador para espectrofotometria semi – automático

(MICROLAB / 200 MERCK). Em todas as mensurações (FA, ALT, AST, uréia e

creatinina) foi feito o controle, usando o qualitol 1 e 2 (LABTEST). O qualitol 1 e 2 é

uma preparação liofilizada,em matriz protéica humana, contendo vários analitos e se

destina ao controle interno da qualidade em ensaios de química clínica, imunologia,

hormônios e drogas terapêuticas.

Na analise da fosfatase alcalina (FA), utilizamos 20 µL (microlitros) do soro

misturados a 1 ml do reativo de trabalho (reagente), inseridos no analisador para

espectrofotometria semiautomático (MICROLAB / 200 MERCK) para fazer a leitura.

Este reativo de trabalho, que determina a atividade da FA no soro, e composto de

100 ml de tampão (pH 10.4 de 2-amino-2-metil-1-propanol (AMP) 350mmol/L,

acetato de magnésio 2 mmol/L, sulfato de zinco 1 mmol/L e ácido n-

hidroxietilenodiaminotriacético 2 mmol/L.) e o conteúdo de um frasco de substrato (

dissolvido contém 4-nitrofenilfosfato 12mmol/L.). Somente para uso diagnóstico in

vitro e fica estável por 2 meses entre 2 – 8 ºC.

Na analise da alanina aminotransferase (ALT), utilizamos 400 µL(

microlitros) do reativo de trabalho 1(reagente) misturados com 100 µL (microlitros)

do reativo de trabalho 2 (reagente) e 25 µL (microlitros) do soro, inseridos no

analisador para espectrofotometria semi – automático (MICROLAB / 200 MERCK)

para fazer a leitura. O reativo de trabalho 1 é denominado de tampão (contém

tampão Tris 150 mmol/L pH 7.3, L-alanina 750 mmol/L e LDH >1350 U/L.) e o reativo

de trabalho 2 de Coezima (contém 2-cetoglutarato 75 mmol/L e NADH 1,3 mmol/L.).

Esses reagentes determinam quantitativamente a atividade da ALT no soro, somente

para uso diagnóstico in vitro e fica estável por 2 meses entre 2 – 8 ºC.

Na analise da aspartato aminotransferase (AST), utilizamos 400 µL

(microlitros do reativo de trabalho 1 (reagente) misturados com 100 µL (microlitros)

do reativo de trabalho 2 (reagente) e 25 µL (microlitros) do soro, inseridos no

32

analisador para espectrofotometria semi – automático (MICROLAB / 200 MERCK)

para fazer a leitura. O reativo de trabalho 1 é denominado de tampão (contém Tris

121 mmol/L pH 7.8, L-aspartato 362 mmol/L, MDH> 460 e LDH > 660 U/L.) e o

reativo de trabalho 2 de coezima ( contém 2-cetoglutarato 75 mmol/L e NADH 1,3

mmol/L.). Esses reagentes determinam quantitativamente a atividade da AST no

soro, somente para uso diagnóstico in vitro e fica estável por 2 meses entre 2 – 8 ºC.

Na analise da creatinina, utilizamos 500µL (microlitros) do reativo de

trabalho (reagentes:Ácido Pícrico e Tampão) misturados com 50 µL (microlitros) de

soro e 500 µL (microlitros) do reativo de trabalho (reagentes: Ácido Pícrico e

Tampão ) com 50 µL (microlitros) do padrão (reagente). O reativo de trabalho é

composto da mistura de volumes iguais de ácido pícrico (25 mmol/L) e tampão

(Hidróxido de sódio 400 mmol/L e Brij 35 1 g/L.) e o reagente padrão de creatinina 2

mg/dL. Esses reagentes determinam quantitativamente a atividade da creatinina no

soro, somente para uso diagnóstico in vitro e fica estável por 1 mês entre 2 – 8 ºC.

Na analise da uréia, utilizamos 1 ml do reativo de trabalho 1 (reagente),

sozinho em um tubo de ensaio, que será denominado tubo branco, 1 ml do reativo

de trabalho 1 misturado com 10 µL do padrão (reagente) que será denominado de

tubo padrão e 1 ml do reativo de trabalho 1 misturado com 10 µL do soro que será

denominado de tubo teste. Esses tubos de ensaio são colocados em banho – Maria

(37ºC) por 5 minutos e posteriormente é colocado 1 ml do reativo de trabalho 2

(reagente) em todos os tubos. Em seguida são inseridos no analisador para

espectrofotometria semi – automático (MICROLAB / 200 MERCK) para fazer a

leitura. O reagente padrão deve ser armazenado entre 2 – 8 ºC, bem vedado para

evitar evaporação e contém azida sódica 7,7 mmol/L. O reativo de trabalho 1 contém

tampão 10 mmol/L, pH9.5; 2-cetoglutarato 16 mmol/L; NADH 300 µmol/L; azida

sódica 15 mmol/L e sufactante e o reagente de trabalho 2 contém tampão 380

mmol/L, pH 8.0; ADP 4 mmol/L; urease 17700 U/L; GLDH 2000 U/L; azida sódica

15 mmol/L e sufactante.

33

3.6. Coleta de fragmento hepático

Após término dos protocolos anestésicos, todos os animais foram

submetidos à anestesia profunda, para isso cada animal recebeu novamente seu

protocolo anestésico , para então serem posicionados em decúbito lateral direito e

em seguida submetido à punção cardíaca intra-ventricular esquerda para serem

eutanasiados por exanguinação. Cada animal foi então colocado em decúbito lateral

esquerdo, com uma pequena elevação toraco-lombar para facilitar abordagem

hepática e coleta dos fragmentos.

3.7. Avaliação histopatológica

As amostras de fígado eram fixadas imediatamente em formalina tamponada

a 10%, na proporção de 10:1 de fixador para o tecido, e encaminhadas ao

Laboratório de Sanidade Animal / setor de Morfologia e Anatomia Patológica

(LSA/CCTA/UENF), para serem processadas.

Para a inclusão das amostras em parafina, foi utilizado o processador

automático de tecidos (“Leica – TP1020”), no qual realizavam-se as etapas de

desidratação com álcool etílico, diafanização com xilol e infiltração com parafina a

uma temperatura próxima do seu ponto de fusão (60ºC). O tratamento com álcool

etílico foi realizado com uma bateria de álcool a 70% (1 hora), 90% (1 hora) e 100%

(5 etapas de 1 hora), com o objetivo de retirar toda a água dos tecidos de fígado,

facilitando a infiltração da parafina, uma vez que água e parafina não se misturam; a

diafanização pelo xilol (2 etapas de 1 hora) proporcionou a total remoção da água e

do álcool. A infiltração das amostras com parafina (2 etapas de 30 minutos) eliminou

completamente o xilol contido nas amostras e permitiu a total penetração da parafina

nos espaços vazios deixados pela água e gordura, além de proporcionar uma

consistência adequada para a realização dos cortes histológicos. Logo depois foi

realizado o emblocamento manual das amostras em parafina (PROPHET, 1994

modificado). Em seguida as amostras foram cortadas em micrótomo semi-

automático (“Leica – RM2145”), obtendo cortes histológicos de 5 µm de espessura,

os quais eram aderidos a lâminas de vidro e coradas pelo método de H & E, que

34

emprega um corante básico (hematoxilina) e um corante ácido (eosina), para serem

então analisadas em microscópio óptico (PROPHET, 1994 modificado).

Os cortes posteriormente corados em lâminas, montados em bálsamo e

cobertos com lamínulas, eram analisados em microscópio óptico (“Nikon Eclipse

E400”) com câmera digital (“Nikon Coolpix 995”).

35

4. RESULTADOS

4.1. Comportamento clínico dos animais após os protocolos anestésicos

Todos os animais submetidos aos diferentes protocolos apresentaram-se

estáveis clinicamente durante e depois dos procedimentos anestésicos, não

ocorrendo nenhum óbito durante o experimento.

4.2. Avaliação bioquímica sorológica

4.2.1. Função hepática

Os níveis séricos de AST dos animais submetidos ao protocolo A mantiveram-

se semelhantes aos níveis anteriores ao experimento conforme descrito na tabela 5

A, contudo os valores de ALT e FA mostraram-se alterados quando comparamos as

médias, de acordo com as tabelas 5 B e 5 C.

36

Tabela 5A Modelo de hepatotoxicidade aguda experimental pelo halotano: Níveisséricos de AST em animais submetidos ao protocolo A: Acepromazinaassociada ao midazolam com indução com tiopental sódico emanutenção com halotano. Realizada em Campos dos Goytacazes,Rio de Janeiro, 2004/2005.

AST / (UI/L)Dia 1 Dia 2 Dia 3

Animais Antes(A1)

Depois(D1)

Antes(A2)

Depois(D2)

Antes(A3)

Depois(D3)

1. Cocker 72 69 48 40 36 512. Marrom G.Velho

32 21 38 30 40 32

3. Negona 40 35 65 105 63 484. Grisalha 46 28 79 49 32 45

Média 47,50 38,25 57,50 56,00 42,75 44,00Desvio padrão 17,3109 21,2818 18,5767 33,5758 13,8894 8,3666

Tabela 5B Modelo de hepatotoxicidade aguda experimental pelo halotano: Níveisséricos de ALT em animais submetidos ao protocolo A:Acepromazina associada ao midazolam com indução com tiopentalsódico e manutenção com halotano. Realizada em Campos dosGoytacazes, Rio de Janeiro, 2004/2005.

ALT / (UI/L)Dia 1 Dia 2 Dia 3

Animais Antes(A1)

Depois(D1)

Antes(A2)

Depois(D2)

Antes(A3)

Depois(D3)


20 19 27 34 20 17

3. Negona 43 36 45 95 69 704. Grisalha 30 20 30 38 33 57Média 29,75 26,75♣ 38,00♣ 51,75♠ 34,75♠ 42,25Desvio Padrão 9,7425 8,5391 11,2250 28,9410 23,865 25,3163♣P= 0,0161, ♠p= 0,0372

37

Tabela 5C Modelo de hepatotoxicidade aguda experimental pelo halotano: Níveisséricos de FA em animais submetidos ao protocolo A: Acepromazinaassociada ao midazolam com indução com tiopental sódico emanutenção com halotano. Realizada em Campos dos Goytacazes,Rio de Janeiro, 2004/2005.

FA / (UI/L)Dia 1 Dia 2 Dia 3

Animais Antes(A1)

Depois(D1)

Antes(A2)

Depois(D2)

Antes(A3)

Depois(D3)


77 84 103 87 85 95

3. Negona 74 78 103 70 66 724. Grisalha 173 189 255 222 222 176Média 120,75 108,50♣ 147,00♣♠ 126,75 123,00♠ 119,00DesvioPadrão

52,5761 53,7308 72,8835 68,0067 69,5461 45,5705

♣P=0,0360, ♠P=0,0375

Os níveis séricos de ALT dos animais submetidos ao protocolo B mantiveram-

se semelhantes aos níveis anteriores ao experimento conforme descrito na tabela 6

B, contudo os valores de AST e FA mostraram-se alterados quando comparamos as

médias, de acordo com as tabelas 6 A e 6 C.

Tabela 6A Modelo de hepatotoxicidade aguda experimental pelo halotano: Níveisséricos de AST em animais submetidos ao B: Acepromazina associadaao midazolam com indução com propofol e manutenção com halotano.Realizada em Campos dos Goytacazes, Rio de Janeiro, 2004/2005.


Animais Antes(A1)

Depois(D1)

Antes(A2)

Depois(D2)

Antes(A3)

Depois(D3)

1. Preto 57 48 139 110 55 502. Focinho 34 33 142 62 41 393. Pretinha 49 39 86 61 70 894. Poodle Preta 85 26 40 48 54 81Média 56,25 36,50♣ 101,75 70,25♣ 55,00 64,75Desvio Padrão 21,4068 9,3274 48,5412 27,2565 11,8603 24,0330♣p= 0,0386

38

Tabela 6B Modelo de hepatotoxicidade aguda experimental pelo halotano: Níveisséricos de ALT em animais submetidos ao B: Acepromazina associadaao midazolam com indução com propofol e manutenção com halotano.Realizada em Campos dos Goytacazes, Rio de Janeiro, 2004/2005.


Animais Antes(A1)

Depois(D1)

Antes(A2)

Depois(D2)

Antes(A3)

Depois(D3)

1. Preto 23 24 42 38 30 542. Focinho 26 29 64 25 71 303. Pretinha 24 19 25 21 31 394. Poodle Preta 28 20 26 25 31 84


Tabela 6C Modelo de hepatotoxicidade aguda experimental pelo halotano: Níveisséricos de FA em animais submetidos ao B: Acepromazina associadaao midazolam com indução com propofol e manutenção com halotano.Realizada em Campos dos Goytacazes, Rio de Janeiro, 2004/2005.

FA / (UI/L)FA / (UI/L) Dia 1 Dia 2 Dia 3Animais Antes

(A1)Depois

(D1)Antes(A2)

Depois(D2)

Antes(A3)

Depois(D3)

1. Preto 131 83 97 98 173 1242. Focinho 45 46 36 56 56 1043. Pretinha 143 64 111 153 226 1434. Poodle Preta 67 95 58 128 215 84Média 96,50 72,00 75,50♣ 108,75 167,50 103,75♣Desvio Padrão 47,8714 21,5252 34,5881 41,7403 77,7625 25,4346♣p= 0,0315

Os níveis séricos de AST, ALT e FA dos animais submetidos ao protocolo C

mantiveram-se semelhantes aos níveis anteriores ao experimento conforme descrito

nas tabelas 7 A, 7 B e 7 C.

39

Tabela 7A Modelo de hepatoxicidade aguda experimental pelo halotano: Níveisséricos de AST em animais submetidos ao protocolo C: Acepromazinaassociada ao midazolam com indução e manutenção com tiopental.Realizada em Campos dos Goytacazes, Rio de Janeiro, 2004/2005.


Animais Antes(A1)

Depois(D1)

Antes(A2)

Depois(D2)

Antes(A3)

Depois(D3)

1. Labrador 43 36 54 43 30 542. Amiga V. P. 123 51 122 50 64 353. Vovô 36 46 59 41 38 314. Rotweiller 69 30 46 42 45 35


Tabela 7B Modelo de hepatoxicidade aguda experimental pelo halotano: Níveisséricos de ALT em animais submetidos ao protocolo C: Acepromazinaassociada ao midazolam com indução e manutenção com tiopental.Realizada em Campos dos Goytacazes, Rio de Janeiro, 2004/2005.


Animais Antes(A1)

Depois(D1)

Antes(A2)

Depois(D2)

Antes(A3)

Depois(D3)



40

Tabela 7C Modelo de hepatoxicidade aguda experimental pelo halotano: Níveisséricos de FA em animais submetidos ao protocolo C: Acepromazinaassociada ao midazolam com indução e manutenção com tiopental.Realizada em Campos dos Goytacazes, Rio de Janeiro, 2004/2005.


Animais Antes(A1)

Depois(D1)

Antes(A2)

Depois(D2)

Antes(A3)

Depois(D3)



Os níveis séricos de ALT e FA dos animais submetidos ao protocolo D


nas tabelas 8 B, 8 C, contudo os valores de AST mostraram-se alterados quando

comparamos as médias, de acordo com a tabela 8 A.

Tabela 8A Modelo de hepatotoxicidade aguda experimental pelo halotano: Níveisséricos de AST em animais submetidos ao protocolo D: acepromazinaassociada ao midazolam com indução e manutenção com propofol.Realizada em Campos dos Goytacazes, Rio de Janeiro, 2004/2005.


Animais Antes(A1)

Depois(D1)

Antes(A2)

Depois(D2)

Antes(A3)

Depois(D3)

1. Adestrado 63 57 66 31 84 392. Botafogo 67 31 72 102 46 463. Vira lata 52 66 110 77 74 2994. Lesse 48 36 89 63 57 57Média 57,50 47,50♣♠ 84,25♠ 68,25 65,25♣ 110,25Desvio Padrão 8,9629 16,7033 19,7379 29,6128 16,9975 126,0512♣p= 0,0223; ♠p= 0,0314

41

Tabela 8B Modelo de hepatotoxicidade aguda experimental pelo halotano: Níveisséricos de ALT em animais submetidos ao protocolo D: acepromazinaassociada ao midazolam com indução e manutenção com propofol.Realizada em Campos dos Goytacazes, Rio de Janeiro, 2004/2005.


Animais Antes(A1)

Depois(D1)

Antes(A2)

Depois(D2)

Antes(A3)

Depois(D3)

1. Adestrado 36 23 25 33 27 232. Botafogo 21 10 18 18 15 133. Vira lata 57 92 54 48 57 2354. Lesse 23 18 91 27 33 32


Tabela 8C Modelo de hepatotoxicidade aguda experimental pelo halotano: Níveisséricos de FA em animais submetidos ao protocolo D: acepromazinaassociada ao midazolam com indução e manutenção com propofol.Realizada em Campos dos Goytacazes, Rio de Janeiro, 2004/2005.


Animais Antes(A1)

Depois(D1)

Antes(A2)

Depois(D2)

Antes(A3)

Depois(D3)



Os níveis séricos de AST, ALT e FA dos animais submetidos ao protocolo E


nas tabelas 9 A, 9 B e 9 C.

42

Tabela 9A Modelo de hepatotoxicidade aguda experimental pelo halotano: Níveisséricos de AST em animais submetidos ao protocolo E:Acepromazina associada ao midazolam. Realizada em Campos dosGoytacazes, Rio de Janeiro, 2004/2005.

AST (UI/L)Dia 1 Dia 2 Dia 3

Animais Antes(A1)

Depois(D1)

Antes(A2)

Depois(D2)

Antes(A3)

Depois(D3)

1. Marrom Grande 66 36 52 24 48 652. Branca 57 79 38 32 91 333. Maria 47 42 55 48 38 354. Bernadete 50 44 86 42 54 46


Tabela 9B Modelo de hepatotoxicidade aguda experimental pelo halotano: Níveisséricos de ALT em animais submetidos ao protocolo E:Acepromazina associada ao midazolam. Realizada em Campos dosGoytacazes, Rio de Janeiro, 2004/2005.

ALT (UI/L)Dia 1 Dia 2 Dia 3

Animais Antes(A1)

Depois(D1)

Antes(A2)

Depois(D2)

Antes(A3)

Depois(D3)

1. Marrom Grande 80 65 62 58 64 652. Branca 72 72 44 42 108 623. Maria 23 25 29 38 20 194. Bernadete 37 44 59 43 44 33


43

Tabela 9C Modelo de hepatotoxicidade aguda experimental pelo halotano: Níveisséricos de FA em animais submetidos ao protocolo E: Acepromazinaassociada ao midazolam. Realizada em Campos dos Goytacazes,Rio de Janeiro, 2004/2005.

FA (UI/L)Dia 1 Dia 2 Dia 3

Animais Antes(A1)

Depois(D1)

Antes(A2)

Depois(D2)

Antes(A3)

Depois(D3)

1. MarromGrande

722 387 420 380 258 317

2. Branca 429 192 347 395 406 6543. Maria 34 51 59 109 92 654. Bernadete 380 386 354 294 302 420


4.2.2. Função renal

Os níveis séricos de uréia e creatinina dos animais submetidos ao protocolo A


nas tabelas 10 A e 10 B.

Tabela 10A Modelo de hepatotoxicidade aguda experimental pelo halotano: Níveisséricos de uréia em animais submetidos ao protocolo A: acepromazinaassociada ao midazolam com indução com tiopental sódico emanutenção com halotano. Realizada em Campos dos Goytacazes, Riode Janeiro, 2004/2005.

Uréia / (mg/dl)Dia 1 Dia 2 Dia 3

Animais Antes(A1)

Depois(D1)

Antes(A2)

Depois(D2)

Antes(A3)

Depois(D3)

1. Cocker 14 16 13 17 31 342. Marrom G. Velho 22 13 15 23 29 123. Negona 31 30 24 16 30 294. Grisalha 27 27 27 26 12 44Média 23,50 21,5 19,75 20,50 25,50 29,75Desvio padrão 7,3258 8,2564 6,8007 4,7958 9,0370 13,3760

44

Tabela 10B Modelo de hepatotoxicidade aguda experimental pelo halotano: Níveisséricos de creatinina em animais submetidos ao protocolo A:Acepromazina associada ao midazolam com indução com tiopentalsódico e manutenção com halotano. Realizada em Campos dosGoytacazes, Rio de Janeiro, 2004/2005.

Creatinina / (mg/dl)Dia 1 Dia 2 Dia 3

Animais Antes(A1)

Depois(D1)

Antes(A2)

Depois(D2)

Antes(A3)

Depois(D3)

1. Cocker 0,51 0,47 0,56 1,03 0,60 0,602. Marrom G. Velho 1,20 0,84 0,78 1,00 1,10 1,103. Negona 0,80 0,40 1,20 1,26 0,58 0,814. Grisalha 0,82 0,90 0,65 0,53 0,70 0,69Média 0,8325 0,6525 0,7975 0,9550 0,7450 0,8000Desvio padrão 0,2830 0,2540 0,2831 0,3062 0,2424 0,2177

Os níveis séricos de uréia e creatinina dos animais submetidos ao protocolo B


nas tabelas 11 A e 11 B.

Tabela 11A Modelo de hepatotoxicidade aguda experimental pelo halotano: Níveisséricos de uréia em animais submetidos ao protocolo B:Acepromazina associada ao midazolam com indução com propofol emanutenção com halotano. Realizada em Campos dos Goytacazes,Rio de Janeiro, 2004/2005.


Animais Antes(A1)

Depois(D1)

Antes(A2)

Depois(D2)

Antes(A3)

Depois(D3)

1. Preto 34 33 37 47 29 232. Focinho 44 34 24 24 23 393. Pretinha 34 32 23 39 33 374. Poodle Preta 35 31 16 30 18 17Média 36,75 32,50 25,00 35,00 25,75 29,00Desvio padrão 4,8563 1,2910 8,7560 10,0995 6,6018 10,7083

45

Tabela 11B Modelo de hepatotoxicidade aguda experimental pelo halotano: Níveisséricos de creatinina em animais submetidos ao protocolo B:Acepromazina associada ao midazolam com indução com propofol emanutenção com halotano. Realizada em Campos dos Goytacazes,Rio de Janeiro, 2004/2005.


Animais Antes(A1)

Depois(D1)

Antes(A2)

Depois(D2)

Antes(A3)

Depois(D3)

1. Preto 0,90 0,86 1,04 0,85 0,80 0,682. Focinho 1,10 1,21 0,57 1,20 0,38 0,703. Pretinha 0,71 0,69 0,57 0,80 0,60 0,434. Poodle Preta 0,43 0,60 0,48 0,67 0,60 0,87Média 0,7850 0,8400 0,6650 0,8800 0,5950 0,6700Desvio padrão 0,2852 0,2692 0,2536 0,2264 0,1716 0,1813

Os níveis séricos de uréia e creatinina dos animais submetidos ao protocolo C

mostraram-se alterados quando comparamos as médias, conforme descrito nas

tabelas 12 A e 12 B.

Tabela 12A Modelo de hepatotoxicidade aguda experimental pelo halotano: Níveisséricos de uréia em animais submetidos ao protocolo C:Acepromazina associada ao midazolam com indução e manutençãocom tiopental sódico. Realizada em Campos dos Goytacazes, Rio deJaneiro, 2004/2005.


Animais Antes(A1)

Depois(D1)

Antes(A2)

Depois(D2)

Antes(A3)

Depois(D3)

1. Labrador 16 13 11 20 14 222. Amiga V. P. 09 10 12 21 19 153. Vovô 13 20 08 11 22 154. Rotweiller 19 25 16 26 12 25Média 14,25♦ 17,00 11,75♣♠ 19,50♣ 16,75 19,25♦♠Desvio Padrão 4,2720 6,7823 3,3040 6,2450 4,5735 5,0580♣p= 0,0168; ♦p=0,0154; ♠p=0,0219

46

Tabela 12B Modelo de hepatotoxicidade aguda experimental pelo halotano: Níveisséricos de creatinina em animais submetidos ao protocolo C:Acepromazina associada ao midazolam com indução e manutenção comtiopental sódico. Realizada em Campos dos Goytacazes, Rio deJaneiro, 2004/2005.


Animais Antes(A1)

Depois(D1)

Antes(A2)

Depois(D2)

Antes(A3)

Depois(D3)

1. Labrador 0,60 0,48 0,30 0,88 0,80 0,492. Amiga V. P. 0,31 0,37 0,04 0,70 0,72 1,103. Vovô 0,48 0,38 0,84 0,63 0,70 0,804. Rotweiller 0,61 0,90 0,88 0,26 0,70 0,90Média 0,5000♣ 0,5325 0,5150 0,6175 0,7300♣ 0,8225Desvio Padrão 0,1398 0,2500 0,4126 0,2606 0,0476 0,2543♣p= 0,0406; Valor ainda incluso na faixa da normalidade para cães (0,50 – 1,50mg/dl) segundo MEYER et al.,1995.

Os níveis séricos de creatinina dos animais submetidos ao protocolo D

mostraram-se alterados quando comparamos as médias, conforme descrito na

tabela 13 B, contudo os valores de uréia mantiveram-se semelhantes aos níveis

anteriores ao experimento conforme descrito na tabela 13 A.

Tabela 13A Modelo de hepatotoxicidade aguda experimental pelo halotano: Níveisséricos de uréia em animais submetidos ao protocolo D: Acepromazinaassociada ao midazolam com indução e manutenção com propofol.Realizada em Campos dos Goytacazes, Rio de Janeiro, 2004/2005.


Animais Antes(A1)

Depois(D1)

Antes(A2)

Depois(D2)

Antes(A3)

Depois(D3)



47

Tabela 13B Modelo de hepatotoxicidade aguda experimental pelo halotano: Níveisséricos de creatinina em animais submetidos ao protocolo D:Acepromazina associada ao midazolam com indução e manutençãocom propofol. Realizada em Campos dos Goytacazes, Rio de Janeiro,2004/2005.


Animais Antes(A1)

Depois(D1)

Antes(A2)

Depois(D2)

Antes(A3)

Depois(D3)

1. Adestrado 0,63 0,77 1,00 1,30 0,56 0,602. Botafogo 0,49 0,68 0,64 0,49 0,61 0,693. Vira lata 0,70 0,86 1,06 0,10 0,84 0,364. Lesse 0,80 0,90 1,03 0,94 0,90 1,00Média 0,6550♣♠ 0,8025♣ 0,9325♠ 0,7075 0,7275 0,6625Desvio Padrão 0,1303 0,0981 0,1965 0,5233 0,1676 0,2646♣p= 0,0044; ♠p= 0,0137

Os níveis séricos de uréia dos animais submetidos ao protocolo E mostraram-

se alterados quando comparamos as médias, conforme descrito na tabela 14 A.

Contudo os valores de creatinina mantiveram-se semelhantes aos níveis anteriores

ao experimento conforme descrito na tabela 14 B.

Tabela 14A Modelo de hepatotoxicidade aguda experimental pelo halotano: Níveisséricos de uréia em animais submetidos ao protocolo E: Acepromazinaassociada ao midazolam. Realizada em Campos dos Goytacazes, Riode Janeiro, 2004/2005.


Animais Antes(A1)

Depois(D1)

Antes(A2)

Depois(D2)

Antes(A3)

Depois(D3)

1. Marrom Grande 56 27 23 24 27 462. Branca 46 15 13 37 08 373. Maria 20 51 18 19 59 364. Bernadete 70 73 30 54 29 59Média 48,00 41,50 21,00♣ 33,50 30,75 44,50♣Desvio Padrão 21,1029 25,7876 7,2572 15,6312 21,0772 10,6615♣p= 0,0019

48

Tabela 14B Modelo de hepatotoxicidade aguda experimental pelo halotano: Níveisséricos de creatinina em animais submetidos ao protocolo E:Acepromazina associada ao midazolam. Realizada em Campos dosGoytacazes, Rio de Janeiro, 2004/2005.


Animais Antes(A1)

Depois(D1)

Antes(A2)

Depois(D2)

Antes(A3)

Depois(D3)

1. Marrom Grande 0,60 0,57 0,86 0,37 0,81 0,602. Branca 0,70 0,80 0,80 0,60 0,73 0,603. Maria 0,45 0,70 0,90 0,70 0,90 0,604. Bernadete 0,80 0,70 0,55 0,80 0,66 0,70


4.3. Avaliação histopatológica

Na analise macroscópica, o fígado apresentou-se normal, com coloração

marrom / avermelhada, friável e com superfície capsular lisa, em todos os animais

dos cinco protocolos.

Na análise microscópica dos animais submetidos ao protocolo A, observamos

a presença de tumefação turva bem pronunciada (figura 2), que são alterações

morfológicas anormais da célula. A célula fica tumefeita, na qual o citoplasma

apresenta uma aparência uniformemente inchada e turva ( tecidos não-corados).

Houve, também, a presença de degeneração hidrópica, que é um estágio mais

avançado da tumefação turva.

Na avaliação histológica dos animais pertencentes ao protocolo B, que foi

realizada em cortes de tecido hepático corados pelo método H&E, observamos

microscopicamente a presença de tumefação turva (figura 1) e degeneração

gordurosa (figura 3), que é o acumulo anormal de gordura no citoplasma das células

parenquimatosas (lipidose hepática, fígado gordo ou degeneração gordurosa no

fígado).

49

Nos animais submetidos ao protocolo C, D e E, na avaliação

histopatológica, microscopicamente, observamos a presença de tumefação turva

difusa.

Figura 1.Canino. Fígado. Hepatócito tumefeito. Obj. 40 x, H&E.

50

Figura 2. Canino. Fígado. Hepatócito tumefeito. Obj. 40 X, H&E.

Figura 3. Canino. Fígado. Colisão de tumefação turva e degeneraçãogordurosa. Obj. 40 x, H&E.

51

1 5. DISCUSSÃO

As informações literárias que abordam o tema hepatotoxicidade pelo

halotano, devida exposições repetidas, até o momento enfatizam que o organismo

dos cães metabolizam o halotano administrado, produzindo metabólitos que têm

papel determinante no surgimento de lesões hepáticas.

A discussão a seguir visa a caracterizar as alterações observadas neste

estudo valorizando os relatos direcionados exclusivamente para a hepatotoxicidade

em Cannis familiaris submetidos à anestesia geral, onde o halotano foi utilizado para

manutenção da anestesia.

No protocolo A, na comparação entre as médias, pelo teste T student (p <

0,05),

dos valores bioquímicos, de uréia, creatinina e da aspartato aminotransferase (AST)

não houve diferença significativa, da alanina aminotransferase (ALT) houve

diferença significativa do dia 01 depois (D1) com o dia 02 antes (A2) e do dia 02

depois (D2) com o dia 03 antes (A3) e da fosfatase alcalina (FA) houve diferença

significativa do dia 01 depois (D1) com o dia 02 antes (A2) e do dia 02 antes (A2)

com o dia 03 antes (A3), estando, assim, de acordo com o que relata DÍAZ (2000),

que há diferentes tipos de lesões hepáticas tóxicas relacionadas ao uso de

halotano; uma delas se trata de uma lesão suave, onde se observa apenas uma

elevação das enzimas hepáticas, a qual geralmente não é detectada e é reversível

em humanos.

52

De acordo com o que relatam COUSINS et al. (1987), aumentos significativos

da alanina aminotransferase sérica foram vistos após cirurgia sob regime de plano

anestésico com manutenção com halotano. Dois pacientes, após halotano,

mostraram vários focos de necrose celular hepática aguda. Entretanto os achados

histopatológicos deles diferenciam dos nossos.

Na análise microscópica, observamos a presença de tumefação turva bem

pronunciada e de degeneração hidrópica. No entanto, a biotransformação do

halotano, segundo SANTOS (1999), efetuada principalmente pela oxidase presente

no reticulo endoplasmático dos hepatócitos, produzindo metabololitos, os quais

podem formar ligações covalentes com proteínas endógenas, levando à indução de

uma resposta imunitária e, conseqüentemente à hepatite pelo halotano, que resulta

em necrose centrolobular, não ocorreu no nosso estudo, somente efeitos patológicos

mínimos.

Conforme CARLTON e MAGAVIN (1998), nosso estudo informa que a

morfologia da lesão hepática induzida por toxinas varia consideravelmente. Reações

do hepatócito à agressão tóxica aguda incluem tumefação celular e degeneração

gordurosa ou esteatose, acompanhada ou não de calestase, que pode progredir

para necrose se a intoxicação for suficientemente grave.

No protocolo B , a comparação entre as médias, pelo teste T student (p <

0,05),

dos valores bioquímicos de uréia, creatinina e alanina aminotransferase (ALT) não

houve diferença significativa, no decorrer dos dias de anestesia, da aspartato

aminotransferase (AST) houve diferença significativa do dia 01 depois (D1) com o

dia 02 depois (D2) e da fosfatase alcalina houve diferença significativa do dia 02

antes (A2) com o dia 03 depois (D3), no decorrer dos dias de anestesia.

De acordo com REICHLE e CONZEN (2003), a forma branda de lesão

hepática pode ser clinicamente detectada com elevações transitórias das enzimas

do fígado.

A avaliação histológica, que foi realizada em cortes de tecido hepático,

corados pela H & E, observamos microscopicamente a presença de tumefação turva

e degeneração gordurosa.

SILVA (1997) comenta que, como a maioria das moléculas das drogas

(halotano) são relativamente pequenas, não têm tendência a criar resposta imune;

para se tornarem imunogénicas, ela ou os seus metabólitos têm que formar ligações

53

covalentes com macromoléculas (tais como proteínas endógenas). Esta ligação a

macromoléculas (que atuam como hapteno) é mais a exceção do que a regra, mas

pode acontecer, em certo grau, com algumas drogas. Também pode ocorrer, em

casos de administração repetida da droga. Esta resposta imune não ocorreu em

nosso estudo, pois os animais submetidos aos protocolos, nos quais a manutenção

foi com halotano, não apresentaram hepatite imunomediada.

Assim como comentado anteriormente, a hepatite pelo halotano ocorre

porque os pacientes susceptíveis erguem respostas imunes aos antígenos de

proteínas trifluoroacetiladas (hapteno), relatam ELIASSON et al. (1998).

Nosso estudo, assim como os dos autores abaixo, afirma que o anestésico

hepatotoxicico halotano, quando metabolizado oxidativamente pelo citocromo P450

do fígado, produz metabólitos tóxicos. O ácido trifluoroacético in vivo em ratos, de

acordo com STIER (1964) e URBAN e DEKANT (1994), in vitro em microssomos

hepáticos de ratos, de acordo com SATOH et al. (1985) e GODIN et al. (1993), e em

humanos, in vivo, segundo REHNDER et al. (1967) e TANAKA et al. (1998).

Conforme citado por SHENTON et al. (2003), as reações idiossincráticas a

drogas representam um grande problema. Na maioria dos casos, os mecanismos

destas reações são desconhecidos, mas as evidências circunstanciais indicam um

envolvimento dos metabólitos reativos e as características das reações sugerem

envolvimento do sistema imune. Reação idiossincrática à droga (hepatotoxicidade

induzida por halotano) então designa reações que não ocorrem na maioria dos

pacientes a qualquer dose e nas quais o mecanismo não envolve as propriedades

farmacológicas conhecidas da droga.

COUSINS et al. (1987) relatam que o metabolismo redutivo do halotano é

comum em pacientes cirúrgicos sob condições normais.

No protocolo C, na comparação entre as médias, pelo teste T student (p <

0,05), do valores bioquímicos da aspartato aminotransferase (AST), alanina

aminotransferase (ALT) e fosfatase alcalina (FA), não houve diferença significativa,

no decorrer dos dias de anestesia, da uréia houve diferença significativa do dia 01

antes (A1) com o dia 03 depois (D3), do dia 02 antes (A2) com o dia 02 depois (D2)

e do dia 02 antes (A2) com o dia 03 depois (D3) e da creatinina houve diferença

significativa do dia 01 antes (A1)

54

com o dia 03 antes (A3), no decorrer dos dias de anestesia. Desse modo, as

alterações observadas nos valores bioquímicos sorológicos, uréia e cratinina

demonstram alterações na prova de função renal, não tendo alteração nos valores

bioquímicos que indicasse hepatotoxicidade.

Na avaliação histopatológica, microscopicamente, observamos a presença de

tumefação turva difusa demonstrando que a análise histopatológica (microscópica),

revelou a presença de lesões inespecíficas, que associadas às alterações

bioquímicas que ocorreram, apenas nos valores da uréia e creatinina (prova de

função renal), não houve hepatotoxicidade, que o tiopental sódico utilizado para

indução e manutenção da anestesia deste protocolo C e para indução no protocolo

A não influencia no aparecimento de necrose hepática.

No protocolo D, a comparação entre as médias, pelo teste T student (p <

0,05), dos valores bioquímicos da uréia, alanina aminotransferase (ALT) e fosfatase

alcalina (FA) não houve diferença significativa, no decorrer dos dias de anestesia, da

creatinina houve diferença significativa do dia 01 antes (A1) com o dia 01 depois

(D1) e do dia 01 antes (A1) com o dia 02 antes (A2) e da aspartato aminotransferase

houve diferença significativa do dia 01 depois (D1) com o dia 02 antes (A2) e do dia

01 depois (D1) com o dia 03 antes A3), no decorrer dos dias de anestesia.

A análise histopatológica (microscópica) revelou a presença de lesões

inespecíficas, que, associadas às alterações bioquímicas que ocorreram, na

aspartato aminotransferase (AST), que não é hepatoespécifica para caninos, e na

creatinina, demonstram que não houve hepatotoxicidade, que o propofol utilizado

para indução e manutenção da anestesia deste protocolo e para indução no

protocolo B não influencia no aparecimento de necrose hepática.

No protocolo E a comparação entre as médias pelo teste T student (p < 0,05)

dos valores bioquímicos da uréia, houve diferença significativa do dia 02 antes (A2)

com o dia 03 depois (D3), da alanina aminotransferase (ALT), aspartato

aninotransferase (AST), fosfatase alcalina (FA) e creatinina não houve diferença

significativa, no decorrer dos dias de anestesia.

A avaliação histopatológica (microscópica) revelou a presença de lesões

inespecíficas, que, associadas às alterações bioquímicas que ocorreram, apenas

55

nos valores da uréia, demonstram que não houve hepatotoxicidade, que a

medicação pré-anestésica, utilizada neste protocolo e em todos os outros protocolos

(A, B, C e D), não influencia no aparecimento de necrose hepática.

56

6. CONCLUSÕES

Os animais do protocolo E, nos quais apenas utilizamos a medicação pré-

anestésica, acepromazina associada ao midazolam, não apresentaram alterações

hepáticas significativas, demonstrando que esses medicamentos não influenciariam

no aparecimento da hepatotoxicidade pelo halotano na espécie Cannis familiaris.

Os animais do protocolo D, que receberam acepromazina associada ao

midazolam, na mesma seringa, como medicação pré – anestésica e propofol para

indução e manutenção da anestesia, também não apresentaram alterações que

caracterizassem uma hepatotoxicidade pelo halotano ao exame histopatológico e

análise bioquímico sorológica, estabelecendo, assim, que o propofol não está

relacionado ao aparecimento de alterações hepáticas causadas pelo halotano em

Cannis familiaris .

Os animais do protocolo C receberam a mesma medicação pré – anestésica

que todos os outros protocolos, já a indução e manutenção foi através do tiopental

sódico, que não proporcionou nenhuma influencia significativa para o aparecimento

de alterações hepáticas pelo halotano.

Ao animais do protocolo B e A receberam para indução anestésica,

respectivamente, propofol e tiopental sódico e para manutenção anestesia inalatória,

halotano 2%. Esses animais, que receberam o agente anestésico alogenado,

halotano, na manutenção da anestesia, apresentaram lesões hepáticas na análise

histopatológica (microscopia) compatíveis com as alterações nos valores

bioquímicos sorológicos, determinando um tipo de lesão hepática tóxica relacionada

ao uso repetido de halotano, estabelecendo, assim, o cão como modelo para estudo

57

da hepatotoxicidade pelo halotano. O nosso estudo teve como padrão de alteração

hepática, provocada pela múltipla exposição ao halotano, a associação de

alterações histopatológicas (tumefação turva acentuada, degeneração hidrópica e

gordurosa) com alterações significativas na avaliação quantitativa de marcadores de

função hepática (fosfatase alcalina, alanina aminotransferase e aspartato

amiotransferase).

58

7. REFERÊNCIAS BIBLIOGRAFIAS

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