Embrapa- Meio ambiente Junho 2013 Jaguariúna

Procedimentos em anestesia e

eutanásia

Dr. Marcelo Asprea

Jefe de Bioterio y Cirugía Experimental

Hospital de Pediatría “Prof Dr. Juan P. Garrahan”

masprea@hotmail.com

Aplicável a qualquer animal sujeito a qualquer procedimento cirúrgico ou experimental que causa dor, a menos que seu use está contra-indicado por razões científicas, informados na forma escrita, pelo pesquisador no protocolo científico

Considerações

Estado de saúde Fêmeas grávidas ou com ninhadas Peso de animais Duração da anestesia: Variável Controle de hipotermia

Avaliação pré-anestésica

Estado de saúde

Doenças respiratória crônica

Insuficiência Renal Crônica / Cetoacidose

Exame Analise de sangue (vol: 0,6%-0, 8% do peso)

Jejum

Normalmente desnecessárias

Roedores e coelhos não vomitar

Se indicado: máximas 6 horas

Devem ser evitada a hipoglicemia

Jejum (hs) Coelho 0-4 Cobaia 0-1 * Pequenos roedores 0 * tendem a reter alimentos em orofaringe e regurgitar

Hipoglicemia

Anestesia de > 30´ Glicose e cristalóides Via IV. Como alternativa a IP, IO

Estabilização

Antes da indução anestésica Homeostase: TC, hidratação, VS, Meio interno 10-20 ml/kg NaCl 0,18 % + Glicose 4% Aquecimento de fluidos

Proteção para os olhos

Abrir as pálpebras/ Cetamina Secura da córnea e abrasão Lágrimas artificiais (hidroximetilcelulosa)

Manejo

Métodos estressante Tônus simpático elevado limita o tranqüilizante Prevenir esfola da cauda (rato) Mantenha o quarto sossego

Aquecimento / métodos

Filme plástico de bolha de ar (sistema airpack) Saco de água quente Lâmpada Manta térmica Soprador de ar quente

Preparação cirúrgica

Pouca tricotomia Anti-séptico temperado / não-alcoólica Pano de campo Técnica asséptica

Complicações

Evite exageros: pesagem! Manter a temperatura corporal Depressão respiratória: O2, Doxapram Perda de sangue: técnica cirúrgica Compressão suave de tórax

Vias de administração

Roedores / comum: IP e SC Via IV é difícil para os seus tamanho Volumes via IM limitado no rato/camundongo: Considere via IO Coelhos :IV, IM, SC, IP, IO

Pontos de acesso / injeção parenteral

Coelho: SC, IP, IM • IV: VMO, safena lat, cefálica, jugular

Cobaia: SC, IP, IM • IV: VMO, safena lat, pênis dorsal, jugular

Rato / Camundongo: SC, IP, IM • IV: jugular, lat cauda

Hámster: SC, IP, IM • IV: lat Tarso, cefálica, língua, pênis dorsal

Chinchila: SC, IP, IM • IV: femoral, cefálica, safena lat., veia marginal da orelha, pênis dorsal, lat abdômen, cauda

Pontos de acesso / injeção parenteral

Acesso IV em coelhos

Artérias

Veias

veia marginal da orelha

Cateterização de veia lateral da cauda do rato

Pré-medicação

Útil para reduzir o estresse e facilitar a manipulação

Analgesia / sedação

Analgesia poderosa Fentanilo* + Droperidol

Analgesia moderada Dexmedetomidina**, Xilacina**, Cetamina

Nenhuma analgesia Diazepam*, Midazolam*, Acepromacina

* Algumas drogas são reversíveis

* xilazina e dexmedetomidina podem causar glucosuria e poliúria

Pré-medicação em coelho

Tranqüilizantes * (mg/kg)

Benzodiazepínicos: Diacepan (0,5-5)*, Midazolan (0,2-3)*

Fenotiazinas: Acepromazina (0,2-0,75)*

Agonistas Alfa-2: Xilazina(1-5)*, Dexmedetomidina (0,001-0,005) *

Dissociativa: Cetamina (10-15)*, Tiletamina

Pode produzir nefrotoxicidade a doses > 30 mg/kg

Pré-medicação em coelho

Opióides *(mg/kg) Butorfanol (0,1 - 0,5) * Buprenorfina (0,01 - 0,05) * Morfina (1 - 2.5) * Fentanil (0,002 - 0,004) *

Pré-medicação em coelho

Atropina (0,8-1,2 mg/kg)

Até 50% de coelhos têm a enzima atropinesterasa

Pré-medicação na cobaia (* mg/kg)

Secreções densas e abundante : Atropina (0,05)*

Tranqüilizantes

Benzodiazepínicos: Diacepan, Midazolan (2-5)*

Fenotiacinas: Acepromacina (0,5)*

Agonistas Alfa-2: Xilacina (5-10)*, Dxmedetomidina (0,005)*

Métodos de anestesia

Parenteral / TIVA

Inalação

Loco-regional

Anestesia de pequenos roedores

Semelhante a outras espécies

Anestesia de inalação é a preferida

Injeção: IP usual, IM pode ser imprópria

Anestesia de injeção (TIVA )

Pequenos roedores

Con Cetamina

+ Dexmedetomidina o Xilacina

Con Propofol i.v.

Cetamina

Não é um bom analgésico em roedores

Combinado com bzdps, opioides, agonistas alfa-2

Anestesia parenteral em coelho

Dose/kg) Anes quirúr(min)

Ketamina + Dxmdtmidina IM (25 + 0,005) 30-40

Ketamina + Xilacina IM (35 + 5) 30

Ketamina + Diacepam IV (10 + 1) 20

Fentanilo + Dxmdtmidina IV (0,08 + 0,003 30

Propofol IV (hasta 10) 8

Tiopental ( Não recomendado) IV (hasta 12) 40

Anestesia parenteral na cobaia

Dose (mg/k Anestesia(min) Ketamina + Dxmdtmidina IP (40 + 0,005) 30-40 superficial Ketamina + Xilacina IP (40-80 + 5 30 quirúrgica Ketamina + Diacepam IM (100 + 5) 30 inmediata (Fentanilo + Droperidol) Pode produzir a auto-mutilação

Anestésicos usados em roedores e coelhos (dose em mg/kg)

Via Camundongo Rato Cobaia Coelho Fentanilo / Dxmtomidina I - 0,3/0,003 - - Ketamina / Diacepam IP 100/5 80/10 100/5 25/5 Ketamina / Xilacina IP 100/10 80/10 40/5 35/5 IM Ketamina / Dxmtomidina IP 75/0,01 75/0,005 40/0,005 25/0,005 IM Tiletamina + Zolazepam IP 80* 20-40 50 50 ** * Imobilização ** Toxicidade renal

Analgésicos usados em roedores e coelhos (dose em mg/kg)

Duración Via Camundongo Rato Cobaia Coelho

Buprenorfina 6-12 SC 0,05-0,1 0,01-0,05 0,01-0,05 0,01-0,05

Butorfanol 2-4 SC 1-5 2 0,5-0,8 0,1-0,5 IV

Fentanilo 20-30 min IP 0,01-0,05 0,01-0,03 - 0,01-0,05

Morfina 4-6 SC 2-10 2-10 2-5 2-5

Aspirina 6-8 PO 100 100 90 100

Flunixín 12 SC/ IM 2,5 2,5 - 1

Ibuprofeno 6 PO 30 15 10 IM 10 IV

Carprofeno 12-24 SC - 5 4 2-4

Meloxicán 24 PO 3-5 3-5 3-5 3-5

Duração da combinações anestésicas no

camundongo (minuto)

Analgesia Hipnose Fentanilo + Dxmdtomidina 45 315

Cetamina + Diacepan 20 130

Cetamina + Dxmdtomidina 25 175

Cetamina + Xilacina 25 140

Reversão anestésica

Agonista Antagonista Dose (mg/kg)

Benzodiacepinas Flumazenil 1 Buprenorfina Nalbufina 0,01- 0,1 Fentanilo Naloxona 0,01- 0,1 Agonistas α2 Atipamezol 0,1- 1 Yohimbina

Anestésico Antagonista Fentanilo / Dxmedetomidina Naloxona / Atipamezol

Anestésicos inalatórios

Técnica de escolha

Isoflurano, Halotano, Sevofluorane

Aparelhos de anestesia

Controle rápido do plano anestésico

Ser suplementado com anestesia injetável

Manutenção

de anestesia inalação

Indução Manutenção

Halotano 3%-4% 1%-2% Isoflurano 3%-4% 1,5%-3% Sevofluorane 2,5%-3% 1,5-2% Fluxo de oxigênio 1-3 L/min < 1 L/min dep. tamanho da câmara 250 ml/100 g (sistema ‘T’)

Câmara de indução para roedores

Anestesia de inalação

CAM CAM CAM Halotano Isoflurano Sevoflurano Camundongo 0.95 1.4 1.4 Rato 1.1 1.35 1.4 Coelho 1.4 2.0 2.1 Usado depois de anestésicos injetáveis IM o IV o CAM é 20% maior O óxido nitroso pode causar distensão abdominal

Indução de inalação em coelhos

Apnéia de até 2 minutos

Risco de lesão devido a hipóxia e hipercapnia

Sedativo aumenta seu efeito

Suspender o gás anestésico durante a apnéia, manter a máscara com O2 apenas, colocar novamente quando ele exalar espontaneamente

Intubação em roedores

Difícil em comparação com espécies maiores

Geralmente somente com máscara

Ventilação com ventiladores especiais

Intubação em coelhos

Dificuldade anatômica

Pequena abertura oral

Língua proeminente

Cego (estetoscópio)

Utilize gel ou spray de lidocaína

Intubação em cobaias

Dificuldade anatômica

Pequena abertura oral

Palatal ostium

Secreção profusa

Tendência a regurgitação

Otoscópio e transiluminação

Utilização de mandril

Tamanho do tubo: 2,5 mm ou menos

Intubação em roedores / equipamentos

Espécies Ø Interno Gauge (mm)

Camundongo 1 19 Rato 1.2-2.5 12-16 Cobaia 1.5-2.5 12-16

Intubação de cobaia

Sequência de intubação em

ratos

Recuperação anestésica

Saber sobre o efeito e a duração da droga

Reversão da droga

Uso de preanalgesia

Analgesia pós-operatória

Promove a recuperação da cirurgia Antes que o animal se recupera Cirurgia de grande porte: Buprenorfina sozinha ou em combinação com AINEs (Carprofeno, Meloxicam, Ketoprofeno) Outras cirurgias: AINEs, dose pode ser repetida em 18-24 hs PO

Cuidados pós-operatórios

Area de recuperação: calmo, quente, visível

Uso de toalha (ou Vetbed, Drybed)

Reduzir o manipulação: reduz o stress

Drogas de ação prolongada: evitar

Cuidados pós-operatórios

Temperatura

Inicialmente: 30ºC ( hasta 36ºC)

Recuperado: 20-25ºC

Seque o pêlo molhado

Cuidados pós-operatórios

Fluidos

SC no final da cirurgia em cobaias

Recuperação

Fornecer água e comida

Fornecer a cama

Função gastrointestinal

Verificar o consumo de água e alimentos

Considere as drogas que promovem a motilidade GI

(Metoclopramida, Cisapride)

Especialmente em cobaias e coelhos

Orientações para o uso de zebrafish -NIH

Necessidade de minimizar o sofrimento Adultos, experimentar o sofrimento continua a ser controversa O estabelecimento de orientações que assegurem a eutanásia rápida Não há evidência de cognição (OS) em primeira semana do desenvol. Movimentos embrionários são simples reflexos

Orientações para o uso de zebrafish -NIH A primeira semana, as larvas podem responder a estímulos simples

Semelhante nos estágios iniciais de embrião de camundongo ( nutrição) Critério de alimentação independente 8 dias após (dpf) para eutanásia 7 dpf tem sinais da doença na ausência de alimentação externa Assim, a primeira semana, o peixe permanecem em um estado imaturo

Anestesia de peixe. Procedimento usual para intervenção rápida

Menos estressante para os animais Indução rápida Perda do equilibrio natatório Perdem os movimentos das branquias Reflexos táteis podem não ser exibidos Se se observar qualquer reação do animal imergir novamente na solução anestésica em poucos segundos Pode manter o animal com a área do opérculo coberta por um pano molhado (a mesma solução anestésica) para saturar o ar de umidade

Pre-Anestesia Como calmante antes da anestesia: fenoxietanol ou óleo de cravo. As dosagens variam de acordo com o que você quer fazer. Como idéia geral não usaria mais de 30% da dose de anestésico para evitar a "defesa" de indução. Após anestesiar imediatamente

Anestesia Inalado através de brânquias ou também pelo tegumento a droga dissolvida no meio

Por imersão no tanque separado Benzocaína transporte de 10 a 30 ppm; anestesia 40-100 ppm MS-222 (Metanosulfonato de tricaina) transporte 5-30 ppm anestesia 50-100 ppm Dose. 1g / 10 litros (100 ppm) Precauções. Tóxico, possível cancerígeno. Use sempre luvas Anestesia aparentemente boa. Indução rápida mas recuperação estressante

Não use se você pode usar qualquer um dos dois seguintes

Fenoxietanol

Dose. 0,6 - 1ml 1 litro (1:1 000 ou 1000 ppm) Precauções. Use com luvas Boa anestesia geral, mas sim ocorrem variações individuais Sensibilidade altamente variável individual a overdose Recuperação boa da anestesia

Essência de Cravo da India (eugenol)

Dose. 50 a 100 ppm (5-10 ml / 100 litros) Precauções. Se não tratada com cuidado pode ser anestesiada localmente, lábios, pálpebras, etc. Típico odor muito penetrante. Embora inofensivo é aconselhável usar com luvas Observações e laboratório. Anestesia segura, permitindo que alguns erros em doses elevadas, pode ser usada como um pré-anestésico. Muito boa recuperação. Ele permite anestesia de longa duração. Se dissolve com dificuldade na água, então é bom se preparar antecipadamente, agitar com ar ou diluí-la em etanol no momento da utilização Quando usado diretamente no aquário deve, em seguida, esvaziar todo o aquário para remover todos os vestígios do produto porque é um óleo e permanece na superfície

Outros métodos de anestesia

Em algumas espécies pode ser injetado no músculo vermelho (pentobarbital), vasos sanguíneos ou cavidades ) No alimento (diazepam) Usando gases nos peixes pulmonados (dipnóicos)

Recuperação

Se o fluxo no aquário é correto e completo, é melhor recuperar no aquário. Se isso não acontecer você deve colocar em um recipiente similar ao da anestesia com fluxo de água boa para remover rapidamente os restos de anestésico e seus metabólitos. Quando o animal parece recuperar a natação voltar ao aquário de manutenção . Evitando outra manipulação estressante para o animal.

Para ter em conta

A dose de valores de literatura são média Pode variar com a espécie, tamanho, sexo, estado de saúde, fisiológico e também com o pH, temperatura e oxigênio dissolvido A aeração é necessária tanto no tanque de anestesia e recuperação Saber que plano de anestesia deve ser alcançada para as manobras

Tomar de amostra e inoculação

Veia caudal

Tome a linha lateral (LL) como referência

Introduza a agulha a 45 ° acima do LL a vértebra

Ao toque fazem a tomada ou inocular

Agulha de calibre menos de vaso sanguíneo

Intramuscular Pode ser feito sob a barbatana dorsal ou entre a linha lateral e dorsal

Intraperitoneal

Evitar perfurar órgãos internos Injetar na linha média, cranial de barbatanas pélvicas

Monitoramento

Plano de anestesia

Função cardio-pulmonar

Temperatura corporal

Valores fisiológicos

em coelhos e roedores

Camund Rato Cobaia Coelho

Peso (gr) 30-40 250-450 500-1000 3000-6000

Tº (ºC) 37.4 38 38 38

F.R. 180 80 120 55

F.C. 570 350 155 220

Monitoramento do plano anestésico

Reflexos são gradualmente perdidos: Estação Pálpebra / córnea Deglutição Aperto de pé Aperto da cauda Aperto da orelha (coelhos, cobaia) Reflexos do pé, a cauda ou a orelha são abolidos em planos cirúrgicos de anestesia (profundidade)

Monitorização cardiopulmonar

Objectivo

Prevenir a bradicardia, hipotensão, hipóxia, hipercapnia Monitoramento de sinais clínicos Espécies maiores Padrão ventilatório ouvir / sentir o peito, mucoso,t.ll.c, qualidade do pulso Temperatura das extremidades Espécies menores Difícil avaliar a qualidade do pulso ou ao ouvir o peito

Monitores

ECG, P.A., oximetria de pulso, capnografia, ventilação Confirmar o bom funcionamento ECG: Eles devem detectar sinais fracos e altas freqüências (Coelhos 350 bpm, camundongos 600 bpm)

Limite máximo de freqüência

cardíaca em monitores

Uso em medicina humana (maior parte):250 ppm

Uso em medicina veterinária: 350 ppm

Específico (recente):até 999 ppm

Altas freqüências podem ser determinadas em fitas

Saturação de O2

Hipoxemia

< 90%-92%

Colocação de sensor

língua, lábio, orelha, dedos, extremidade distal, flanco, base da cauda, reto

Não pressione o sensor

Oximetria de pulso (Saturação de O2)

Sinais melhoradas em tecidos com hipoperfusão

Limite máximo de freqüência: 250 bpm

Capnografia

Fluxo de sucção:150 ml/min, +/- 20

Freqüência respiratória: Rango 0-150 bpm

Fluxo lateral (side port)

O fluxo deve ser adaptado ao volume minuto ( normalmente 100-200 ml/min; camundongo deve ser 5 ml/min: EQUIPAS ESPECIAIS)

Em paciente intubados ou não

Fluxo principal (main port)

A sonda encontra-se no tubo endotraqueal sem ter um excessivo espaço morto. Só em coelhos e cobaias

Microcapnografia

Em animais com um peso de até 50 g

Fluxos de sucção muito baixos (5 - 20ml/min.)

Alto custo

CI240 monitor Columbus Instruments

Eutanásia

Eutanásia pode conceituada como a conduta na qual

se busca abreviar a vida de um ser vivo, como o

mínimo possível de dor e sofrimento

Atender a legislação vigente

Aprovado por uma CEUA

Normativas reconhecidas ( AVMA/ FELASA Guidelines for the Euthanasia of Animals )

Suporte veterinário

Treinamento da equipe

Biossegurança

Basear-se sempre no princípio dos 3Rs (Russel & Burch, 1959)

Condições

Os animais são seres sencientes, portanto, capazes de sentir,

interpretar e responder a estímulos dolorosos e ao sofrimento.

Estabelecer diretrizes e normas que garantam o atendimento aos

princípios de bem-estar animal e respeito aos parâmetros éticos

Considerações Éticas

Nos casos em que doenças ou injúrias sejam irreversíveis

Fornecimento de sangue ou outras amostras (com um propósito científico)

Quando os níveis de dor, estresse e sofrimento excedem

os níveis tolerados (endpoint)

Ao fim de experimentos

Indicação da Eutanásia

Espécie animal utilizada

Estado fisiológico

Idade

Meio de imobilização/contenção disponível

Número de animais a serem submetidos à eutanásia

Não interferir no método já padronizado das pesquisas

Custo

Critérios de Escolha do Método

Método humanitário

Indolor

Rápido

Fármacos que tornem o procedimento

de eutanásia tranquilo e isento de excitações

Características Desejáveis

Métodos cruentos

Causar dor e desconforto ( ATAQUES / ESCAPE / SALIVAÇÃO / DESCARGA

DE SACOS ANAIS / TAQUICARDIA )

Que podem causar asfixia

Uso isolado de miorrelaxantes de ação central ou periféricos

Empregar métodos de eutanásia considerados agressivos para

quem está executando ou auxiliando o procedimento

Características Indesejáveis

Agentes Injetáveis

Induzem à morte rapidamente

Em algumas situações: apenas uma única substância

Desvantagem: a maioria dos fármacos são

controlados, o que torna sua aquisição mais difícil

Administração: Via IV (preferencial) ou IP

Métodos de Eutanásia

Barbitúricos

São amplamente utilizadas e aceitas

Método rápido

Baixo custo

Dose para eutanásia: 3-5x a dose anestésica

Recomenda-se o uso de uma MPA (xilazina, diazepam, acepromazina, etc.) antes da eutanásia

Métodos de Eutanásia

Pentobarbital Sódico (dose mg/kg)

Rato 200

Coelho 150

Hamster 250

Cobaia 200

Camundongo 200

Métodos de Eutanásia

Tiopental Sódico (dose mg/kg)

Rato 150

Coelho 150

Camundongo 200

Cloridrato de Cetamina

Somente se administrada em associação com MPA (xilazina e

benzodiazepínicos)

Hidrato de Cloral (Sedativo hipnótico)

Não possui efeito analgésico

Pode ser utilizado para eutanásia de grandes animais

(Administração exclusiva por via IV)

Animal deve estar anestesiado

Anestésicos Inalatórios

Halotano, Enfluorano e Isoflurano, deprimem o sistema

respiratório e cardiovascular

Indicado para animais de pequeno porte , quando a

aplicação da via IV é difícil

Anestésicos Inalatórios

Coelhos: reagem adversamente (excitação)

Répteis, anfíbios: capacidade de entrar em apnéia

(maior tempo de indução anestésica)

Neonatos: resistente à hipóxia (maior tempo para que

venham a óbito)

Anestésicos Inalatórios

Cuidado com a segurança dos operadores (efeito

hepatotóxico dos agentes inalatórios)

Exige-se o uso prévio de medicação tranquilizante,

para evitar a excitação (estágio II da anestesia)

Dióxido de carbono

Barato, não inflamável, não explosivo e seguro para o operador

Utilizar 70% de CO2 em ar

Método rápido pela depressão do SNC

Não recomendado em neonatos e pintainhos

Dióxido de carbono

O uso do CO2 para eutanásia tem suscitado controvérsias

quanto ao sofrimento dos animais. A dificuldade de

padronização do método limita bastante seu uso. Portanto, sua

utilização deve ser restrita a situações controladas e na total

impossibilidade de métodos mais seguros

Imersão (peixes e anfíbios)

Administração de doses elevadas de anestésicos

Metanossulfonato de tricaína/ MS222 250 - 500 mg/L

Benzocaína (baixo custo e segurança) > 250 mg/L

Ethanol 95% 30-40 ml/L

Isofluorane, Sevofluorane > de 5 - 20 ml/L

2-fenoxietanol 0,3 - 0,4 mg/L

Directrizes eutanásia no Zebra fish

No zebrafish ≥ 8dpf Imersão em água com gelo em 10 minutos Overdose de tricaína metano sulfonato (MS222, 200 a 300 mg / l) por imersão prolongada 10 minutos , após a cessação do movimento Anestesia con tricaína sulfonato de metano (MS222, 168 mg / l) e congelação rápida nitrogênio liquido Decapitação com uma faca afiada por uma pessoa qualificada (se o seu uso exigido pelo projeto ) En el pez cebra 4-7dpf y embriones ≤ 3dpf Imobilização por imersão em água com gelo por 20 minutos para assegurar a morte por hipóxia A adição de uma solução de lixivia (hipoclorito de sódio para o 6,15%) por 5 minutos

O método de água de gelo não deve ser extrapolado para outras espécies aquáticas

Deslocamento cervical

Perda de sensibilidade devido ao rompimento da

medula espinhal e morte

Somente utilizado quando a adoção de outros

método invalidam o resultado final

Empregado apenas em roedores < 150g

Não utilizar a técnica pra cobaias e hamsters

Roedores maiores deverão ser sedados

Decapitação

Utilizar guilhotina

O material coletado geralmente apresenta-se contaminado

por secreções salivares e respiratórias

NÃO FAÇA EM PRESENÇA DE OUTRO ANIMAIS VIVOS

Exsanguinação

Realizada pela punção cardíaca ou de vasos sanguíneos de grande calibre

Ideal para obtenção de soro hiperimune de roedores e coelhos

Os animais deverão estar obrigatoriamente anestesiados

Punción cardíaca

Inserir a agulha na região ventral linha alba ao nível

das barbatanas peitorais

Congelamento rápido Congelamento em nitrogênio líquido

Somente utilizados para fetos (até 4g)

Embolia gasosa

Traumatismo craniano

Incineração

Hidrato de cloral para pequenos animais (dose dependente)

Clorofórmio ou éter

Descompressão

Afogamento

Exsanguinação

Métodos Inaceitáceis

Imersão em formol ou qualquer outra substância fixadora

Uso isolado de bloqueadores neuromusculares, cloreto de potássio ou sulfato de magnésio

Qualquer tipo de substância tóxica, natural ou sintética, que possa causar sofrimento ao animal e/ou demandar tempo excessivo para morte

Atordoamento elétrico sem anestesia prévia

Métodos Inaceitáceis

Ausência de movimentos torácicos e sinais de respiração

Perda da coloração das membranas mucosas

Ausência de batimentos cardíacos e pulso

Perda do brilho e umidade das córneas

Perda do reflexo corneal e em geral

Rigor mortis

Confirmação da Morte/ Parâmetros

O refinamento dos cuidados e do uso de animais de laboratório deve ser um processo contínuo

Os procedimentos de eutanásia devem ser revistos quando novas informações estiverem disponíveis

É essencial que os usuários mantenham-se atualizados em relação ao progresso científico relativo a este tema

Dor, anestesia, analgesia

AWIC http://awic.nal.usda.gov

Animalpain www. vet . ed . ac . uk / animalpain

CCAC http://ccac.ca

ILAR http://dels.nas.edu/ilar

Lab animal htpp://www.labanimal.com/laban/index.html

Eutanásia

Felasa http://www.felasa.eu/recommendations

AVMA https://www.avma.org

Anzccart http://www.adelaide.edu.au/ANZCCART

AHC http://www.ahc.umn.edu/rar/euthanasia.html

NHI http://oacu.od.nih.gov