e l a b o r a Ç Ã o - isgh - instituto de saúde e

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| SUMÁRIO |

1. INTRODUÇÃO PÁG. 6

2. CAUSAS PRÉ-ANALÍTICAS DE VARIAÇÕES DOS RESULTADOS DE EXAMES LABORATORIAIS PÁG. 6

2.1 VARIAÇÃO CRONOBIOLÓGICA PÁG. 6

2.2 GÊNERO PÁG. 6

2.3 IDADE PÁG. 7

2.4 POSIÇÃO PÁG. 7

2.5 ATIVIDADE FÍSICA PÁG. 7

2.6 JEJUM PÁG. 7

2.7 DIETA PÁG. 8

2.8 USO DE FÁRMACOS E DROGAS DE ABUSO PÁG. 8

2.9 APLICAÇÃO DE TORNIQUETE PÁG. 8

2.10 PROCEDIMENTOS DIAGNÓSTICOS E/OU TERAPÊUTICOS PÁG. 9

3. FASE PRÉ-ANALÍTICA PARA EXAMES DE SANGUE PÁG. 10

4. PROCEDIMENTOS BÁSICOS PARA MINIMIZAR A OCORRÊNCIA DE ERRO PÁG. 10

4.1 PARA PACIENTES AMBULATORIAIS (ADULTOS E CONSCIENTES) PÁG. 11

4.2 PARA PACIENTES INTERNADOS PÁG. 11

4.3 PARA PACIENTES MUITO JOVENS OU COM ALGUM TIPO DE DIFICULDADE DE COMUNICAÇÃO PÁG. 11

4.4 RASTREABILIDADE DOS INSUMOS PÁG. 11

4.5 CONDIÇÕES ADEQUADAS PARA COLETA PÁG. 12

4.6 ESTABILIDADE DA AMOSTRA PÁG. 13

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5. PROCEDIMENTOS DE COLETA DE SANGUE VENOSO PÁG. 16

5.1 LOCAIS DE ESCOLHA PARA VENOPUNÇÃO PÁG. 17

5.2 ÁREAS A SEREM EVITADAS PARA A VENOPUNÇÃO PÁG. 18

5.3 TÉCNICAS PARA EVIDÊNCIAS DA VEIA PÁG. 18

5.4 PROCEDIMENTOS PARA ANTISSEPSIA E HIGIENIZAÇÃO EM COLETA DE SANGUE PÁG. 19

5.5 CONSIDERAÇÕES SOBRE OS SISTEMAS DE COLETA DE SANGUE VENOSO PÁG. 19

5.5.1 Coleta de Sangue Venoso com Seringa e Agulha PÁG. 19

5.5.2 Coleta de Sangue Venoso à Vácuo PÁG. 20

5.6 PROCEDIMENTOS PÁG. 20

5.6.1 Passo A Passo Da Coleta PÁG. 20

5.6.2 Sequência De Coleta Para Tubos Plásticos De Coleta De Sangue PÁG. 21

5.6.3 Punção Venosa Com Sistema À Vácuo PÁG. 22

5.6.4 Punção Venosa Com Seringa PÁG. 23

5.6.5 Punção Venosa Com “Scalp” Simples para Múltiplas Coletas PÁG. 23

5.6.6 Considerações Importantes Sobre Coleta De Sangue Arterial PÁG. 24

5.6.7 Seleção Do Local Para Punição Arterial PÁG. 24

5.6.8 Gasometria PÁG. 24

5.6.9 Tipos De Seringa PÁG. 25

5.6.10 Hemocultura PÁG. 26

5.6.11 Momentos Adequados Para Coleta De Hemocultura PÁG. 26

5.6.12 Transporte Das Amostras PÁG. 26

5.7 FATORES CRÍTICOS NA RECUPERAÇÃO DE MICRORGANISMOS A PARTIR DE AMOSTRAS DE SANGUE PÁG. 27

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5.7.1 O Volume Adequado de Sangue PÁG. 27

5.7.2 Hora, Intervalos e Local de Coleta PÁG. 27

5.7.3 Volume de Sangue PÁG. 28

5.7.4 Técnica de Coleta para Hemocultura PÁG. 28

5.7.4.1 De Acordo com a Padronização de Antissépticos de Cada Instituição, o Seguinte Roteiro para Coleta pode ser proposto PÁG. 29

5.7.5 Exame de Urina PÁG. 30

5.7.6 Preparo do Paciente PÁG. 30

5.7.7 Tipos de Amostras de Urina PÁG. 30

5.7.8 Coletas Especiais PÁG. 31

5.7.9 Coleta de Amostras PÁG. 31

5.7.10 Manuseios e Transporte da Amostra PÁG. 32

5.7.11 Critérios de Rejeição de Amostra de Urina PÁG. 32

6. BIBLIOGRAFIA PÁG. 33

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| 1. INTRODUÇÃO |

Os exames laboratoriais têm por fi nalidade principal reduzir as dúvidas do solicitante, contribuindo assim de maneira adequada para o diagnósti co, tratamento e cura do paciente.

Para que o laboratório clínico possa cumprir este propósito, é indispensável que todas as fases do atendimento ao paciente sejam desenvolvidas segundo os princípios de correção técnica, considerando as diversas variáveis que possam interferir na qualidade fi nal dos exames.

| 2.1 VARIAÇÃO CRONOBIOLÓGICA |

Corresponde às alterações cíclicas da concentração de um determinado parâmetro em função do tempo. O ciclo de variação pode ser diário, mensal sazonal, anual, etc.

Variação circadiana (período de 24 horas no qual se completam as ati vidades do ciclo dos seres vivos). Acontece, por exemplo, nas concentrações do ferro e do corti sol, onde as coletas realizadas à tarde fornecem resultados até 50% mais baixos do que os obti dos nas amostras coletadas pela manhã.

| 2.2 GÊNERO |

Além das diferenças hormonais específi cas e característi cas de cada sexo, alguns outros parâmetros sanguíneos e urinários se apresentam em concentrações signifi cati vamente disti ntas entre homens e mulheres, em decorrência das diferenças metabólicas e da massa muscular, entre outros fatores.

| 2. CAUSAS PRÉ-ANALÍTICAS DE VARIAÇÕES DOS RESULTADOS DE EXAMES LABORATORIAIS || 2. CAUSAS PRÉ-ANALÍTICAS DE VARIAÇÕES DOS RESULTADOS DE EXAMES LABORATORIAIS |

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| 2.3 IDADE |

Alguns parâmetros bioquímicos e hematológicos em geral possuem concentração dependente da idade do paciente. Essa dependência é resultante de diversos fatores, como maturidade funcional dos órgãos, tecidos e sistemas, conteúdo hídrico e massa corporal. Em situações específi cas, até os intervalos de referência devem considerar essas diferenças.

| 2.4 POSIÇÃO |

Mudança rápida na postura corporal pode causar variações na concentração de alguns componentes séricos. Quando o indivíduo se move da posição supina (deitado de face para cima) para a posição ereta, por exemplo, ocorre um afl uxo de água e substâncias fi ltráveis do espaço intravascular para o intersti cial. Substâncias não fi ltráveis, tais como proteínas de alto peso molecular e os elementos celulares terão sua concentração relati vamente elevada até que o equilíbrio hídrico se restabeleça.

| 2.5 ATIVIDADE FÍSICA |

O esforço fí sico pode causar aumento da ati vidade sérica de algumas enzimas, como a creati noquinase, a aldolase e a Transaminase Glutâmico Oxalacéti ca (TGO), pelo aumento da liberação celular. Esse aumento pode persisti r por 12 a 24 horas após a realização de um exercício.

| 2.6 JEJUM |

Habitualmente, é preconizado um período de jejum para a coleta de sangue para exames laboratoriais. Os estados pós-prandiais, em geral, causam turbidez do soro, o que pode interferir em algumas metodologias.

Nas populações pediátricas e de idosos, o tempo de jejum deve guardar relação com os intervalos de alimentação. Devem ser evitadas coletas de sangue após períodos muito prolongados de jejum, acima de 14 horas. O período de jejum habitual para a coleta de sangue é de 8 horas, podendo ser reduzido a 4 horas, para a maioria dos exames e, em situações especiais, tratando-se de crianças na primeira infância ou lactentes, pode ser de 1 ou 2 horas apenas.

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| 2.7 DIETA |

A dieta a que o indivíduo está submeti do, mesmo respeitado o período regulamentar de jejum, pode interferir na concentração de alguns componentes, na dependência das característi cas orgânicas do próprio paciente.

Alterações bruscas na dieta, como ocorrem em geral nos primeiros dias de uma internação hospitalar, exigem certo tempo para que alguns parâmetros retornem aos níveis basais. A ingestão de café não é permiti da antes da coleta, a cafeína pode induzir a liberação de epinefrina, que esti mula a neoglicogênese, com consequente elevação da glicose no sangue. Além disso, pode elevar a ati vidade de renina plasmáti ca e a concentração de catecolaminas.

| 2.8 USO DE FÁRMACOS E DROGAS DE ABUSO |

Este item inclui tanto a administração de substâncias com fi nalidades terapêuti cas como as uti lizadas para outros fi ns. Ambos podem causar variações nos resultados de exames laboratoriais, seja pelo próprio efeito fi siológico in vivo ou por interferência analíti ca, in vitro. Pela frequência, vale referir o álcool e o fumo. Mesmo o consumo esporádico de etanol pode causar alterações signifi cati vas e quase imediatas na concentração plasmáti ca de glicose, de ácido lácti co e de triglicérides, por exemplo. O uso crônico é responsável pela elevação da ati vidade da gama glutamiltransferase, entre outras. O tabagismo é causa de elevação na concentração de hemoglobina, no número de leucócitos e de hemácias e no volume corpuscular médio; redução na concentração de Colesterol HDL (Lipoproteína de Alta Densidade) e elevação de outras substâncias como adrenalina, aldosterona, CEA (Antí geno Carcinoembriogênico) e corti sol.

|2.9 APLICAÇÃO DE TORNIQUETE |

Ao se aplicar o torniquete por um período de 1 a 2 minutos, ocorre aumento da pressão intravascular, facilitando a saída de líquidos e pequenas moléculas para o espaço intersti cial, resultando em hemoconcentração relati va. Se o torniquete permanecer por muito tempo, a estase venosa ocasionará alterações metabólicas tais como glicólise anaeróbica que elevam a concentração de lactato com redução de pH.

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MECANISMO FÁRMACO PARÂMETRO EFEITOInibição enzimáti ca Fenitoína Gama GT Eleva o nível sérico

Inibição enzimáti caAlopurinol Ácido úrico Reduz o nível sérico

Ciclofosfamida Colinesterase Reduz o nível sérico

Competi ção Novobiocina Bilirrubina Indireta Eleva o nível séricoAumento do

transportadorAnti concepcional oral Ceruloplasmina Eleva o nível sérico

Reação Cruzada Espirolonactona Digoxina Elevação aparente do nível sérico

Reação Química Cefaloti na Creati nina Elevação aparente do nível sérico

Hemoglobina Atí pica Salicilato Hemoglobina glicada Elevação aparente do nível sérico

Metabolismo 4-OH Propanolol Bilirrubina Elevação aparente do nível sérico

Fonte: Recomendações da SBPC/ML para coleta de sangue venoso. 1º Ed., São Paulo, 2005.

TABELA 01 - Exemplos de interferências laboratoriais geradas por alguns fármacos | Efeitos a Nível Sérico

|2.10 PROCEDIMENTOS DIAGNÓSTICOS E/OU TERAPÊUTICOS |

A administração de contrastes radiológicos ou tomográfi cos, a realização de toque retal, de eletroneuromiografi a e alguns procedimentos terapêuti cos, como hemodiálise, diálise peritoneal, cirurgias, transfusão sanguínea e infusão de fármacos, podem causar variações dos exames laboratoriais.

Em relação à infusão de fármacos, é importante lembrar que a coleta de sangue deve ser realizada sempre em local distante da instalação do cateter, preferencialmente, no outro braço. Mesmo realizando a coleta no outro braço, se possível, deve-se aguardar pelo menos uma hora após o fi nal da infusão.

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A fase imediatamente anterior à coleta de sangue para exames laboratoriais, defi nida na RDC – 302 como fase que se inicia com a solicitação do exame, passando pela obtenção da amostra e fi nalizando quando se inicia a análise propriamente dita, deve ser objeto de atenção de todos os envolvidos no atendimento dos pacientes, com a fi nalidade de se prevenir a ocorrência de falhas ou a introdução de variáveis que possam comprometer a exati dão dos resultados.

É reconhecido que vários processos pré-analíti cos devem ser cumpridos antes da análise das amostras.

Neles, estão envolvidos os médicos solicitantes, recepção, cadastro, coleta e triagem do material coletado.

Inúmeras podem ser as variáveis na fase pré-analíti ca que envolvem os processos no laboratório e que são responsáveis por cerca de 60% das falhas, sendo as mais evidentes:

• Amostra insufi ciente;• Amostra incorreta; • Amostra inadequada;• Identi fi cação incorreta; • Problemas no acondicionamento e transporte da amostra.

Quaisquer que sejam os exames a serem realizados, é fundamental a identi fi cação positi va do paciente e dos tubos nos quais será colocado o sangue. Devemos buscar uma forma de estabelecer um vínculo seguro e indissociável entre o paciente e o material colhido para que, ao fi nal, seja garanti da a rastreabilidade de todo o processo.

O auxiliar de laboratório deve assegurar-se de que a amostra será coletada do paciente especifi cado na solicitação de exames.

| 3. FASE PRÉ-ANALÍTICA PARA EXAMES DE SANGUE | 3. FASE PRÉ-ANALÍTICA PARA EXAMES DE SANGUE |

| 4. PROCEDIMENTOS BÁSICOS PARA MINIMIZAR A OCORRÊNCIA DE ERRO |

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| 4.1 PARA PACIENTES AMBULATORIAIS (ADULTOS E CONSCIENTES) |

• Pedir que forneça nome completo, data de nascimento, nome da mãe e/ou documento com foto; • Comparar essas informações com as constantes na requisição de exames.

| 4.2 PARA PACIENTES INTERNADOS |

• Em geral, são disponibilizadas eti quetas com códigos de barras e com os dados de identi fi cação necessários. Mesmo assim, o auxiliar de laboratório deve verifi car a identi fi cação no bracelete quando disponível;

• Pedir que forneça nome completo;• O número do leito nunca deve ser uti lizado como critério de identi fi cação. Em unidades fechadas, como

Unidade de Terapia Intensiva ou Unidades Intermediárias, o auxiliar de laboratório deve, em caso de dúvidas na identi fi cação, buscar ajuda dos profi ssionais daquele setor com o propósito de assegurar a adequada identi fi cação do paciente;

• Relatar ao supervisor do laboratório qualquer discrepância de informação.

| 4.3 PARA PACIENTES MUITO JOVENS OU COM ALGUM TIPO DE DIFICULDADE DE COMUNICAÇÃO |

O auxiliar de laboratório deve valer-se de informações de algum acompanhante ou da enfermagem.

É indispensável que a identi fi cação possa ser rastreada a qualquer instante do processo. O material colhido deve ser identi fi cado na presença do paciente. Nos sistemas manuais, isso pode ser feito pela colocação, nos tubos de coleta, de eti quetas com o nome do paciente, a data da coleta e o número sequencial de atendimento. Esse número deve constar em todos os documentos, amostras e solicitações.

| 4.4 RASTREABILIDADE DOS INSUMOS |

Um cuidado importante é a adequada rastreabilidade dos insumos (tubos, seringas e agulhas) podendo, quando necessário, estabelecer uma ligação entre o material colhido e os lotes dos produtos uti lizados no

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procedimento de coleta do sangue. O suprimento desses materiais é controlado por meio de planilhas em que se pode anotar a data da dispensação, o lote e a validade do produto, a fi m de estabelecer um controle melhor e possibilitar, dessa forma, a investi gação de falhas de fabricação do insumo e, consequentemente, falha na qualidade da amostra coletada.

| 4.5 CONDIÇÕES ADEQUADAS PARA A COLETA |

É importante verifi car se o paciente está em condições adequadas para a coleta, especialmente no que se refere ao jejum e ao uso de eventuais medicações. Para a maioria dos exames de sangue, é necessário apenas um curto período de tempo em jejum, de 3 a 4 horas. Porém, o tempo mínimo de jejum não é considerado na maioria dos casos em Unidades de Pronto Atendimento e emergências, uma vez que são atendidos pacientes gravíssimos e os resultados dos exames devem ser obti dos o mais rápido possível, cabendo ao médico a interpretação dos resultados. Alguns exames requerem cuidados específi cos quanto a dietas especiais, enquanto outros exigem condições peculiares, por exemplo, a necessidade de repouso antes da coleta de sangue, como exigido para a dosagem de prolacti na ou de catecolaminas plasmáti cas. Nos exames de monitoração terapêuti ca, para permiti r adequada interpretação dos resultados, algumas informações mais específi cas devem ser obti das no momento da coleta, como o horário da últi ma medicação, bem como a dosagem e via de administração do medicamento. Dessa forma, o paciente não deve ser considerado um agente passivo do processo mas sim, um dos integrantes da equipe.

São aspectos relevantes, dentre outros, o tempo de jejum, a necessidade de abstenção de fumo e/ou álcool, o registro do uso contí nuo de alguma medicação, a realização de algum procedimento diagnósti co ou terapêuti co prévio. Objeti vando evitar desconforto desnecessário, convém sempre informar ao paciente que a ingestão de água não interfere, não “quebra” o jejum, exceto em exames muito específi cos.

Para obtenção de soro, o sangue é colhido em tubo sem anti coagulante e quando o tubo conti ver gel separador, com ati vador da coagulação, a espera para centrifugação deve ser de 15 a 30 minutos. Após a centrifugação, a parte líquida é correspondente ao soro. O plasma é obti do pela centrifugação do sangue total anti coagulado. Quando for necessário o uso de sangue total ou plasma, uti lizar anti coagulantes específi cos, dependendo do exame a ser realizado.

Algumas substâncias podem ser dosadas tanto no soro quanto no plasma, ainda que existam diferenças entre os resultados obti dos, conforme descritos na Tabela 2. As vantagens da uti lização de plasma em relação ao soro incluem redução do tempo de espera para a coagulação, obtenção de maior volume de plasma do que de soro e ausência de interferência advinda do processo de coagulação. Os resultados são maisrepresentati vos do estudo in vivo, quando comparados aos do soro. Há menor risco de interferência por hemólise, visto que a hemoglobina livre, em geral, está em mais baixa concentração no plasma do que

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TABELA 2 - Diferença percentual entre resultados obti dos no soro e no plasma

SUBSTÂNCIA % DE VARIAÇÃO EM COMPARAÇÃO NO PLASMA

PRINCIPAL CAUSA DA DIFERENÇA DA SUA MEDIDA NO SORO/PLASMA

Potássio + 6,2 Lise das célulasFósforo inorgânico +10,7 Liberação de elementos celularesProteínas totais - 5,2 Efeito do fi brinogênioAmônia + 38 Trombocitólise, hidróliseLactato + 22 Liberação de elementos celulares

| 4.6 ESTABILIDADE DA AMOSTRA |

As amostras, para serem representati vas, devem ter sua composição e integridade manti das durante as fases pré-analíti cas de coleta, manuseio, acondicionamento, transporte e eventual armazenagem. A estabilidade de uma amostra sanguínea é defi nida pela capacidade dos seus elementos se manterem nos valores iniciais, dentro de limites de variação aceitáveis, por um determinado período de tempo.

A estabilidade pré-analíti ca depende de vários fatores, que incluem temperatura, carga mecânica e tempo, sendo este o fator que causa maior impacto. O tempo máximo de estabilidade de uma amostra deveria ser o que permite 95% de estabilidade dos seus componentes. Em geral, os tempos referidos de armazenagem das amostras primárias consideram os seguintes limites para a temperatura: ambiente de 18 a 25ºC, refrigeradas, de 2 a 8ºC, e congeladas, abaixo de 18ºC negati vos. Na práti ca, uti liza-se a regra de que quando não houver especifi cação de tratamento especial para o acondicionamento ou transporte do material, este poderá ser deslocado para postos ou outras unidades em caixa de isopor ou caixa de poliesti reno com gelo reciclável, calçado por fl ocos de isopor ou papel jornal. Assim, conserva - se mais a temperatura das amostras, que podem ser recebidas à temperatura ambiente. Deve-se observar que as amostras não devem fi car em contato direto com gelo para evitar hemólise. A condição de congelamento recomenda o uso do gelo seco no transporte. É importante considerar que algumas substâncias, como alguns dos fatores de coagulação e algumas enzimas, são termoinstáveis, não se preservando em baixas temperaturas, ou seja, nem sempre, refrigerar ou congelar garante a preservação da integridade da amostra. Durante o processo de estocagem, os consti tuintes do sangue podem sofrer alterações que incluem adsorção no vidro ou tubo plásti co, desnaturação da proteína, bem como ati vidades metabólicas celulares que conti nuam a ocorrer.

Fonte: adaptado de Guder WG, Narayanan S, Wisser H, Zawta B. Samples: from the pati ent to the laboratory. 2nd editi on. Darmstadt: Git Verlag, 2001.

no soro. Por outro lado, o plasma apresenta algumas desvantagens, como: alteração da eletroforese das proteínas.

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Mesmo amostras congeladas são passíveis de alterações em certos consti tuintes metabólicos ou celulares. Congelar e descongelar amostras é, parti cularmente, uma condição importante a ser considerada. Assim, amostras de plasma ou soro que são congeladas e descongeladas têm rupturas de algumas estruturas moleculares, sobretudo, as moléculas de grandes proteínas. Congelamentos lentos também causam degradação de alguns componentes.

Os tubos para coleta devem ser armazenados em temperatura de 4 a 25°C. Exceder a temperatura máxima de armazenamento pode levar a diminuição da qualidade do tubo em relação a perda do vácuo, evaporação dos aditi vos líquidos. Os tubos de sorologia devem aguardar 30 minutos após a coleta de sangue para serem centrifugados, para oti mizar a formação de coágulo (evitando a formação de fi brina), o que levaria à contaminação do analisador e a formação de resultados errados. Tubos com gel separador devem ser centrifugados até duas horas após a coleta. O contato prolongado das células do sangue com o soro ou o plasma podem conduzir a análise errônea dos resultados. Não é recomendável a recentrifugação.

Embora varie de acordo com diferentes analitos, para a maioria das amostras é recomendada a temperatura de acondicionamento de 2 a 8°C e a temperatura de chegada das amostras entre 18 e 25 °C. Altas temperaturas no transporte e centrifugação aceleram a deterioração dos consti tuintes sanguíneos e em temperatura abaixo de 0 °C podem causar hemólise.

O procedimento de conservação da amostra de urina mais frequentemente uti lizado é a refrigeração, entre 2 e 8°C. A refrigeração diminui o crescimento e o metabolismo bacteriano. É importante lembrar que a amostra deve ati ngir a temperatura ambiente antes da análise química, principalmente se realizada por ti ras reagentes, para que ocorra a correção da gravidade específi ca, a dissolução dos uratos e fosfatos amorfos e para que a baixa temperatura não interfi ra na ati vidade enzimáti ca das áreas reagentes. Para realização decultura de urina, o processamento laboratorial deve ser feito dentro de duas horas após a coleta da amostra ou a amostra deve permanecer refrigerada a 4 °C até o momento da semeadura, no máximo por 12 horas.

Para realização de coprocultura, a amostra deve ser entregue no laboratório em até uma hora após a coleta ou ser conservada em geladeira a 4ºC, no máximo por um período de 12 horas.

Devido à natureza voláti l dos gases, o tempo de armazenamento da amostra de sangue total com heparina deve ser por menos de 15 minutos à temperatura ambiente. Caso a amostra seja armazenada por mais de 15 minutos, ela deve ser resfriada (2- 8ºC) por no máximo 45 minutos. O resfriamento do material em gelo auxilia sobremaneira na diminuição da ati vidade metabólica das células, porém não assegura uma inibição completa. Deve-se evitar o contato direto da seringa com o gelo visando prevenir o congelamento da amostra, fato que inviabilizaria sua análise.

As amostras de sangue coletadas com ácido Eti lenodiamino Tetra Acéti co EDTA ou sem anti coagulante devem ser armazenadas em até 4 horas em temperatura ambiente (18 a 25°C) ou até 24 horas sob refrigeração. O transporte destas amostras devem ser realizados em galerias, acondicionadas em maletas térmicas contendo

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gelo reciclável para manter a refrigeração adequada, sendo a mesma aceitável para transporte até 25° C. Para transporte de longa distância (prazo acima de 4 horas) refrigerar o material e transportar à temperatura de 2 a 8° C.

As amostras coletadas com citrato de sódio deverão ser transportados em galerias, acondicionadas em maletas térmicas contendo gelo reciclável para manter a temperatura adequada durante o transporte, sendo a mesma aceitável para transporte entre 18 a 25° C. Devem ser evitados tempos prolongados de processamento para sangue total para não ocorrer hemólise.

Para amostras manti das em temperatura ambiente por 24 horas é recomendável a não abertura do tubo para evitar contaminação bacteriana e alteração do pH. A amostra de citrato (sangue total ou plasma) para realização de TAP pode ser armazenada em temperatura ambiente até 24 horas e para realização de Tempo de Tromboplasti na Parcialmente Ati vado (TTPA) até 4 horas em temperatura ambiente ou sob refrigeração.

A amostra pode ser armazenada congelada por duas semanas em temperaturas inferiores a -18°C, por 12 meses em -70°C e por 6 anos em nitrogênio.

O quadro abaixo resume o tempo e temperatura de armazenamento e transporte das amostras até análise recomendável para conservação da estabilidade da amostra.

AMOSTRA/ANTICOAGULANTEUSADO NA AMOSTRA

TEMPO E TEMPERATURA DEARMAZENAMENTO ATÉ ANÁLISE

SANGUE TOTAL/EDTA 4h – temperatura ambiente (18°C a 25°C)24h - sob refrigeração (2°C a 8°C)

SANGUE TOTAL E PLASMA/CITRATO TAP: 24h – temperatura ambiente (18°C a 25°C)TTPA :4h – temperatura ambiente (18°C a 25°C), sob refrigeração (2°C a 8°C)* congelado : inferior a - 18°C por duas semanas, -70°C por 12 meses e nitrogênio por 6 anos.

SANGUE TOTAL/HEPARINA LÍTICA 15 min: temperatura ambiente (18°C a 25°C)45 min: sob refrigeração (2°C a 8°C)

SANGUE TOTAL/FLUORETO 4h – temperatura ambiente (18°C a 25°C)24h - sob refrigeração (2°C a 8°C)

Lactato Liberação de elementos celularesSANGUE TOTAL/EDTA 4h – temperatura ambiente (18°C a 25°C)

24h - sob refrigeração (2°C a 8°C)SANGUE TOTAL E PLASMA/CITRATO TAP: 24h – temperatura ambiente (18°C a 25°C)

TTPA :4h – temperatura ambiente (18°C a 25°C), sob refrigeração (2°C a 8°C)* congelado : inferior a - 18°C por duas semanas, -70°C por 12 meses e nitrogênio por 6 anos.

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A venopunção é um procedimento complexo, que exige conhecimento e habilidade. Quando uma amostra de sangue for coletada, um profi ssional experiente deve seguir algumas etapas:

• Verifi car a solicitação do médico e o cadastro do pedido; • Apresentar-se ao paciente, estabelecendo comunicação e ganhando sua confi ança; • Explicar ao paciente ou ao seu responsável o procedimento ao qual o paciente será submeti do, seguindo

a políti ca insti tucional com habilidade, para a obtenção de consenti mento para o procedimento;• Fazer a assepsia das mãos entre o atendimento dos pacientes, conforme recomendação do Centers for

Disease Control and Preventi on (CDC) no documento “Diretriz para Higiene de Mãos”;• Realizar a identi fi cação de pacientes (colocar as eti quetas adesivas com código de barras);• Conscientes: confi rmar os dados pessoais, comparando-os com aqueles do pedido. Havendo discrepâncias• entre as informações, estas deverão ser resolvidas antes da coleta da amostra; • Semiconscientes, comatosos ou dormindo: o paciente deve ser despertado antes da coleta de sangue.

Em situação de paciente internado, se não for possível identi fi cá-lo, entrar em contato com assistência. Em pacientes comatosos, cuidado adicional deve ser tomado para prevenir movimentos bruscos ou vibrações, enquanto a agulha esti ver sendo introduzida ou quando já esti ver inserida na veia. Havendo acidentes durante a coleta, estes deverão ser imediatamente noti fi cados ao Técnico de Segurança do Trabalho da unidade e à equipe assistencial (enfermagem e/ou médicos);Verifi car se as condições de preparo e o jejum do paciente estão adequados e indagar sobre eventual

AMOSTRA/ANTICOAGULANTEUSADO NA AMOSTRA

TEMPO E TEMPERATURA DEARMAZENAMENTO ATÉ ANÁLISE

SANGUE TOTAL/HEPARINA LÍTICA 15 min: temperatura ambiente (18°C a 25°C)45 min: sob refrigeração (2°C a 8°C)

SANGUE TOTAL/FLUORETO 4h – temperatura ambiente (18°C a 25°C)24h - sob refrigeração (2°C a 8°C)

SANGUE TOTAL/SEM ANTICOAGULANTE

4h – temperatura ambiente (18°C a 25°C)24h - sob refrigeração (2°C a 8°C)

URINA 2h – temperatura ambiente (18°C a 25°C)24h – sob refrigeração (2°C a 8°C)

HEMOCULTURA 12h – temperatura ambiente (18°C a 25°C)URINOCULTURA 12h - sob refrigeração (2°C a 8°C)CULTURA DE LÍQUIDOS 12h – temperatura ambiente (18°C a 25°C)PESQUISA DE BK 12h - sob refrigeração (2°C a 8°C)CULTURA PARA BK 12h - sob refrigeração (2°C a 8°C)

| 5. PROCEDIMENTOS DE COLETA DE SANGUE VENOSO |

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alergia ao látex (para o uso de luvas e do torniquete adequados para essa situação). Lembrar que casos de hipersensibilidade ao látex podem ocorrer, sendo dever do laboratório prevenir riscos.

| 5.1 LOCAIS DE ESCOLHA PARA VENOPUNÇÃO |

A escolha do local de punção representa uma parte vital do diagnósti co. O local de preferência para as venopunções é a fossa antecubital, na área anterior do braço, em frente e abaixo do cotovelo, onde está localizado um grande número de veias, relati vamente próximas à superfí cie da pele. As veias dessa localização variam de pessoa para pessoa, entretanto, há dois ti pos comuns de regimes de distribuição venosa: um com formato de H e outro se assemelhando a um M. O padrão H foi assim denominado devido às veias que o compõem (cefálica, cubital mediana e basílica) distribuírem-se como se fosse um H. Ele representa cerca de 70% dos casos. No padrão M, a distribuição das veias mais proeminentes (cefálica, cefálica mediana, basílica mediana e basílica) assemelha-se à letra M.

Embora qualquer veia do membro superior que apresente condições para coleta possa ser puncionada, as veias cubital mediana e cefálica são as mais frequentemente uti lizadas. Dentre elas, a veia cefálica é a mais propensa à formação de hematomas e pode ser dolorosa ao ser puncionada. As Figuras a seguir mostram a localização das veias do membro superior e do dorso da mão, respecti vamente. Quando as veias destas regiões não estão disponíveis ou são inacessíveis, as veias do dorso da mão também podem ser uti lizadas para a venopunção. Veias na parte inferior do punho não devem ser uti lizadas porque, assim como elas, os nervos e tendões estão próximos à superfí cie da pele nessa área. Locais alternati vos, tais como tornozelos ou extremidades inferiores, não devem ser uti lizados sem a permissão do médico, devido ao potencial signifi cati vo de complicações médicas, por exemplo: fl ebites, tromboses ou necrose ti ssular.

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ATENÇÃO: punções arteriais não devem ser consideradas como uma alternati va à venopunção pela difi culdade de coleta. Isso deve ser considerado apenas mediante autorização do médico assistente. Já no dorso da mão, o arco venoso dorsal é o mais recomendado por ser mais calibroso, porém a veia dorsal do metacarpo também poderá ser puncionada.

| 5.2 ÁREAS A SEREM EVITADAS PARA A VENOPUNÇÃO |

• Terapias intravenosas;• Evitar locais que contenham extensas áreas cicatriciais de queimadura;• Um médico deve ser consultado antes da coleta de sangue ao lado da região onde ocorreu a mastectomia,

em função das potenciais complicações decorrentes da linfostase; • Áreas com hematomas podem gerar resultados errados de exames, qualquer que seja o tamanho do

hematoma. Se outra veia, em outro local, não esti ver disponível, a amostra deve ser coletada distalmente ao hematoma;

• Fístulas arteriovenosas, enxertos vasculares ou cânulas vasculares não devem ser manipulados por pessoal não autorizada pela equipe médica para a coleta de sangue; Evitar puncionar veias trombosadas. Essas veias são pouco elásti cas, assemelham-se a um cordão e têm paredes endurecidas.

| 5.3 TÉCNICAS PARA EVIDÊNCIAS DA VEIA |

• Observação de veias calibrosas;• Movimentação: pedir para o paciente abaixar o braço e fazer movimentos de abrir e fechar a mão. Os

movimentos de abertura das mãos reduzem a pressão venosa, com o relaxamento muscular;• Massagens: massagear suavemente o braço do paciente (do punho para o cotovelo);• Palpação: realizada com o dedo indicador do coletador. Não uti lizar o dedo polegar devido à baixa

sensibilidade da percepção da pulsação. Esse procedimento auxilia na disti nção entre veias e artérias pela presença de pulsação, devido à maior elasti cidade e à maior espessura das paredes dos vasos arteriais;

• Fixação das veias com os dedos, nos casos de fl acidez.

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| 5.4 PROCEDIMENTOS PARA ANTISSEPSIA E HIGIENIZAÇÃO EM COLETA DE SANGUE VENOSO |

O álcool apresenta um amplo espectro de ação envolvendo bactérias, fungos e vírus, com menor ati vidade sobre os vírus hidrofí licos não envelopados, parti cularmente os enterovírus. Em concentrações apropriadas, os álcoois possuem rápida e maior redução nas contagens microbianas. Com relação à anti ssepsia da pele no local da punção, usada para prevenir a contaminação direta do paciente e da amostra, o anti ssépti co escolhido deve ser efi caz, ter ação rápida, ser de baixa causti cidade e hipoalergência na pele e mucosa. Os álcoois etí lico e isopropílico são os que possuem efeito anti ssépti co na concentração de 70%, contudo, o etanol é o mais usado, pois, nessa composição, preserva-se sua ação anti ssépti ca e diminui-se sua infl amabilidade.

Nessa diluição, têm excelente ati vidade contra bactérias Gram positi vas e Gram negati vas, boa ati vidade contra Mycobacterium tuberculosis, fungos e vírus, além de terem menor custo.

| 5.5 CONSIDERAÇÕES SOBRE OS SISTEMAS DE COLETA DE SANGUE VENOSO |

5.5.1 Coleta de Sangue Venoso com Seringa e Agulha

Por ser a técnica mais anti ga desenvolvida para coleta de sangue venoso, enraizou-se em algumas áreas de saúde, no entanto, além de causar potenciais erros pré-analíti cos, a coleta com seringa e agulha é um procedimento de risco para o profi ssional de saúde que, além de manusear o sangue, deve também descartar, de maneira segura, o dispositi vo perfurocortante em descartador adequado.

Em função desse sistema de coleta ser aberto, depender de critérios subjeti vos para a etapa de transferência do sangue para os tubos (acima ou abaixo da capacidade dos mesmos, causar alteração na proporção correta de sangue/aditi vo) e possibilitar ampla formação de microcoágulos, fi brina e hemólise, pode haver comprometi mento da qualidade da amostra. Com isso, há várias perdas, as quais podem gerar:

• Desperdício ocasionando trabalho dobrado;• Redução da efi ciência do serviço, causada pelos atrasos na entrega dos laudos; • Redução da efi cácia, devido ao descumprimento de padrões estabelecidos para a qualidade no

desempenho; • Não conformidades na produção laboratorial por eventuais danos aos equipamentos (obstruções,

entupimentos);

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• Desgaste da equipe do laboratório (administrati va e técnica);• Ampliação dos custos.

5.5.2 Coleta de Sangue Venoso a Vácuo

A coleta de sangue a vácuo é a técnica de coleta de sangue venoso recomendada pelo Clinical and Laboratory

Standards Insti tute (CLSI) atualmente. É usada mundialmente e na maioria dos laboratórios brasileiros, pois proporciona ao usuário inúmeras vantagens:

• A facilidade no manuseio é um desses pontos, pois o tubo para coleta de sangue a vácuo tem, em seu interior, vácuo calibrado e em capacidade proporcional ao volume de sangue informado em sua eti queta externa, o que signifi ca que, quando o sangue parar de fl uir para dentro do tubo, o auxiliar de laboratório, terá a certeza de que o volume de sangue correto foi colhido. A quanti dade de anti coagulante/ati vador de coágulo é proporcional ao volume de sangue a ser coletado, gerando, ao fi nal da coleta, uma amostra de qualidade para ser processada ou analisada;

• O conforto ao paciente é essencial, pois com uma única punção venosa pode-se, rapidamente, colher vários tubos, abrangendo todos os exames solicitados pelo médico;

• Pacientes com acessos venosos difí ceis, como crianças, pacientes em terapia medicamentosa, quimioterápicos etc., também são benefi ciados, pois existem produtos que facilitam essas coletas (escalpes para coleta múlti pla de sangue a vácuo em diversos calibres de agulha e tubos para coleta de sangue a vácuo com menores volumes de aspiração);

• Garanti a da qualidade nos resultados dos exames, fator relevante e primordial em um laboratório;• Segurança do profi ssional de saúde e do paciente, uma vez que a coleta a vácuo é um sistema fechado

de coleta de sangue: ao puncionar a veia do paciente, o sangue fl ui diretamente de sua veia para o tubo de coleta a vácuo. Isso proporciona ao auxiliar de laboratório segurança, pois não há necessidade do manuseio da amostra de sangue. Por esses e outros fatores, como há diferença do acesso venoso de um paciente para outro, recomendamos que sejam observados alguns pontos relevantes para a coleta adequada.

| 5.6 PROCEDIMENTOS |

5.6.1 Passo-a-Passo da Coleta

• Conferir o material a ser usado no paciente;

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• Informar ao paciente sobre o procedimento;• Lavar as mãos com água e sabão de cima para baixo, secar com papel toalha e depois fechar a torneira

usando papel toalha;• Calçar as luvas; Escolher o braço e a veia para realizar a punção (seguir as orientações do item 5.1); • Em seguida, optar pelo sistema de coleta: se a vácuo ou com seringas, se com agulha ou com “scalp”;• Abrir o lacre da agulha, ou “scalp” voltado para o paciente. Rosquear a agulha ou “scalp” no adaptador

do sistema a vácuo ou, em caso de coleta com seringa, adaptar a agulha à seringa, cuidando de enroscá--la bem, a fi m de evitar vazamentos. Feito isso, mover o êmbolo para certi fi car-se da potência da agulha;

• Posicionar o braço do paciente, inclinando-o para baixo, a parti r da altura do ombro;• Fazer a anti ssepsia com álcool swab a 70%, realizando movimentos circulares de dentro para fora e deixar

secar espontaneamente;• Posicionar o torniquete com o laço para cima, a fi m de evitar a contaminação da área de punção; • Em seguida, optar pelo sistema de coleta: se a vácuo ou com seringas, se com agulha ou com “scalp”;• Se o torniquete for usado para seleção preliminar da veia, fazê-lo apenas por um breve momento, pedindo

ao paciente para fechar a mão. Localizar a veia e, em seguida, afrouxar o torniquete. Esperar 2 minutos para usá-lo novamente;

• O torniquete não deverá ser usado em alguns testes como lactato ou cálcio, para evitar alteração no resultado;

• Não apertar intensamente o torniquete, pois o fl uxo arterial não deve ser interrompido. O pulso deve permanecer palpável.

5.6.2 Sequência de Coleta para Tubos Plásticos de Coleta de Sangue

1. Frascos para hemocultura;2. Tubos com citrato (tampa azul-claro);3. Tubos para soro com ati vador de coágulo, com ou sem gel separador (tampa vermelha ou amarela); 4. Tubos com heparina com ou sem gel separador de plasma (tampa verde);5. Tubos com EDTA (tampa roxa); 6. Tubos com fl uoreto (tampa cinza).

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5.6.3 Punção Venosa com Sistema a Vácuo

1. Reti rar a proteção que recobre a agulha de coleta múlti pla e realizar a punção numa angulação de 30°, com bisel da agulha voltado para cima, solicitar ao paciente que mantenha a mão fechada até que a veia seja penetrada (percebe-se pela presença de sangue no tubo);2. Inserir o primeiro tubo a vácuo e empurrar até o fi m do rolder (adaptador) para perfurar a rolha;3. Soltar o garrote, tão logo o sangue comece a fl uir para dentro do tubo. Tratando-se de coleta única, reti rar o conjunto quando o sangue parar de fl uir (vácuo do tubo esgotado). Para coleta de amostras múlti plas,

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reti rar o tubo e introduzir outro, seguindo a ordem recomendada para evitar possíveis interferências nos resultados (este procedimento deve ser seguido tanto para coleta a vácuo como com seringa), em seguida remover o conjunto; 4. Homogeneizar imediatamente após a reti rada de cada tubo, invertendo-o suavemente de 5 a 8 vezes;5. Pressionar o local da punção com chumaço de algodão, solicitar ao paciente que conti nue pressionando (quando possível) e recomendar a ele que evite dobrar o braço nos próximos cinco (05) minutos;6. Ati var a trava de segurança e descartar a agulha na caixa para perfurocortante.

5.6.4 Punção Venosa com Seringa

1. Reti rar a proteção que recobre a agulha e realizar a punção numa angulação de 30°, com bisel da agulha voltado para cima, solicitar ao paciente que mantenha a mão fechada até que a veia seja penetrada (percebe-se pela presença de sangue na seringa);2. Reti ra-se o torniquete. O sangue será então aspirado de modo suave;3. Ao fi ndar a coleta, remover a agulha rapidamente, mas não de forma brusca, pressionar o local da punção com chumaço de algodão, solicitar ao paciente que conti nue pressionando (quando possível) e recomendar a ele que evite dobrar o braço por aproximadamente cinco minutos;4. Ati var a trava de segurança e descartar a agulha na caixa para perfurocortante;5. Transferir o sangue para o tubo deixando-o escorrer delicadamente pela parede do tubo. Deve-se preencher o tubo até o nível marcado, sobretudo nas coletas para provas de coagulação (citrato/tampa azul), onde o preenchimento do tubo até o nível demarcado é obrigatório. Após a transferência do sangue, fechar o tubo adequadamente de forma segura e em seguida descartar a seringa em recipiente para lixo infectante.

5.6.5 Punção Venosa com “SCALP” Simples para Múltiplas Coletas

1. A coleta venosa com “scalp” simples deverá ser uti lizada em pacientes de difí cil acesso ou quando houver necessidades de várias coletas. Exemplo: Curva glicêmica com mais de dois tempos;2. Preparar uma seringa com 10 mL de solução fi siológica para injeção. Fechar e identi fi car a seringa (solução fi siológica);3. Preparar os tubos que serão usados. Colar as eti quetas adesivas com código de barras para identi fi cação do paciente;4. Abrir o “scalp”, remover o protetor e montar a primeira seringa para coleta inicial (basal), em seguida, puncionar o acesso com “scalp” e fi xá-lo com esparadrapo;5. Coletar a primeira amostra, reti rar a seringa com o sangue e adaptar a seringa com solução fi siológica e injetar a solução até completar toda a extensão do “scalp” (aproximadamente 2 mL). Transferir o sangue

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da seringa para o tubo identi fi cado como primeira amostra e deixar a seringa na cuba, ao lado, para não confundir a ordem das próximas coletas; 6. Para as próximas coletas que se seguirão, aspirar antes 2 mL de sangue e desprezar. Em seguida, colocar outra seringa identi fi cada para coletar a amostra (todas as seringas uti lizadas deverão estar identi fi cadas, como 1ª, 2ª, 3ª amostras e assim sucessivamente). Todas as seringas identi fi cadas só deverão ser desprezadas ao término da coleta e após conferência.

5.6.6 Considerações Importantes sobre Coleta de Sangue Arterial

Denomina-se sangue arterial o sangue oxigenado pelos pulmões, bombeado do coração para todos os órgãos e tecidos. A composição do sangue arterial é essencialmente uniforme em todo o corpo e difere do sangue venoso pela concentração de oxigênio, pH e concentração de CO2. O volume recomendado de sangue arterial a ser reti rado é variável, contudo quanto maior o volume de sangue coletado, menor será o efeito da diluição da heparina. Recomenda-se que a solicitação do médico explicite a análise requerida, sangue arterial e quando o paciente esti ver em venti lação assisti da, sejam fornecidos dados essenciais dessa condição.

As orientações de coleta devem ser rigorosamente cumpridas pelo auxiliar de laboratório. Em paciente consciente deve-se explicar o ti po de coleta a ser realizada. Os valores dos gases irão temporariamente se alterar devido à hiperventi lação ocasionada pela ansiedade. É necessário aguardar alguns minutos para se obter a condição estável.

5.6.7 Seleção do Local para Punção Arterial

Principais critérios para seleção do local: circulação colateral, acessibilidade e tamanho da artéria, não colher em locais irritados, edematosos e próximos a fí stula e feridas. As artérias usadas com maior frequência são: artéria radial e braquial, não sendo possível, solicitar ao profi ssional médico que realize a punção da artéria femural.

5.6.8 Gasometria

A coleta de sangue arterial ou venoso para análise dos gases sanguíneos requer cuidados na escolha do material adequado a ser uti lizado na coleta, na conservação da amostra e no transporte imediato ao laboratório. A análise dos gases no sangue arterial é fundamental no tratamento de pacientes críti cos, sendo

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em geral necessária quando a amostra venosa não permite a medição de todos os parâmetros requeridos pelo médico assistente.

As condições de coleta devem ser verifi cadas e documentadas:

• Deve-se ter atenção especial com pacientes em terapia com anti coagulantes;• Observar o estado do paciente em relação à temperatura, ao padrão de respiração e à concentração de

oxigênio inalado; • O paciente deve estar numa condição venti latória estável por aproximadamente 20 a 30 minutos antes da

coleta, quando em respiração espontânea. Os outros pacientes (por exemplo, em venti lação mecânica, em uso de máscara de oxigênio etc.) necessitam de 30 minutos ou mais para alcançar o equilíbrio após alteração nos padrões venti latórios.

Após a obtenção da amostra arterial ou venosa, despreza-se a agulha, esgota-se o ar residual, veda-se a ponta da seringa com o dispositi vo oclusor e homogeneiza-se suavemente, rolando-a entre as mãos. Não é recomendada a homogeneização da seringa no homogeneizador de amostras para que haja a preservação da amostra. O material necessita ser encaminhado imediatamente ao laboratório, o ideal é que não exceda o prazo de 15 minutos.

5.6.9 Tipos de Seringas

O documento do CLSI C46-A – Blood Gas and pH Analysis Related Measurements; Approved Guideline recomenda o uso de seringas plásti cas preparadas com anti coagulante apropriado, preferencialmente, a heparina liofi lizada. A seringa pode ser manti da à temperatura ambiente, por no máximo, 30 minutos após a coleta. Na coleta com seringa de plásti co não se indica a manutenção da amostra em ambiente refrigerado.

A melhor opção é uti lizar uma seringa previamente preparada com heparina de líti o jateada na parede, com “balanceamento” de cálcio. Esse ti po de material é facilmente obti do no mercado e apresenta uma relação custo/efi ciência sati sfatória. De acordo com o Internati onal Federati on of Clinical Chemistry and Laboratory Medicine (IFCC), a seringa de gasometria deve conter 50 UI de heparina líti ca balanceada com cálcio por mL de sangue total. O uso de seringa de preparação “caseira” uti lizando heparina líquida com “baixa concentração” de sódio também é aceitável, porém aumenta a possibilidade de interferência na dosagem de cálcio iônico, pois existe a possibilidade da heparina ligar-se quimicamente ao cálcio, resultando em valores falsamente mais baixos do que o real. A heparina líquida, em excesso, pode ainda causar diluição da amostra, resultando em valores incompatí veis com a situação clínica do paciente. Já as seringas específi cas para a análise de gases sanguíneos, além de eliminarem o risco de diluição da amostra, asseguram a proporção exata entre volume de sangue e anti coagulante, evitando, assim, a formação de microcoágulos que podem produzir resultados

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errôneos, bem como obstruir os equipamentos analisadores de gases sanguíneos. A heparina uti lizada para fi ns terapêuti cos para anti coagulação sistêmica não deve ser uti lizada como agente anti coagulante na análise de gases sanguíneos. A elevada concentração de heparina por mL pode alterar o pH da amostra e o resultado de cálcio ionizado.

5.6.10 Hemocultura

Idealmente, a coleta de hemocultura deve ser feita antes do início da anti bioti coterapia de pacientes que confi gurem quadro clínico sugesti vo de infecção e que apresentem febre (> 38°C) ou hipotermia (< 36°C), leucocitose (> 10.000/ mm3, especialmente com desvio à esquerda) ou granulocitopenia absoluta (< 1000 leucócitos/mm3 ). Crianças pequenas com quadro de queda do estado geral sem explicação e em idosos, principalmente acompanhados de mal estar, mialgia ou sinais de acidente vascular cerebral, devem ser investi gados. Nos casos em que houver suspeita de foco de infecção provável, é desejável também a coleta de materiais representati vos dos outros síti os (por exemplo: líquor, urina, fezes, secreções, abscessos etc).

Realiza-se a coleta e a transferência de sangue para as garrafas de hemocultura que contêm meios de cultura próprios para o crescimento de microrganismos. A qualidade da coleta de sangue é fator limitante, tanto para a positi vidade quanto para a agilidade dos resultados.

5.6.11 Momento adequado para coleta de Hemocultura

Até hoje, poucos estudos foram realizados tentando estabelecer o momento ideal para coleta de hemocultura.

Dados experimentais mostram que geralmente as bactérias caem na corrente sanguínea em torno de 1 hora antes do desenvolvimento de calafrios e febre. Embora seja uma práti ca comum obter hemoculturas em intervalos de 30 a 60 minutos, existem estudos mostrando que não há diferenças signifi cati vas quando as amostras são coletadas simultaneamente ou em intervalos de tempo.

5.6.12 Transporte das Amostras

Após a coleta, as amostras devem ser transportadas ao laboratório em, no máximo, duas horas, pois atrasos no início da incubação dos frascos podem retardar ou mesmo impedir o crescimento de microrganismos (se as amostras forem incubadas a 35°- 37°C antes de serem introduzidas no equipamento). Por esse moti vo,

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as amostras de hemocultura devem ser obti das próximo ao horário em que serão transportadas para a área técnica do laboratório. As garrafas de hemoculturas jamais devem ser refrigeradas ou congeladas, pois baixas temperaturas podem inviabilizar alguns microrganismos. O ideal é transportar as amostras à temperatura ambiente (CLSI, 2007).

| 5.7 FATORES CRÍTICOS NA RECUPERAÇÃO DE MICRORGANISMOS A PARTIR DE AMOSTRAS DE SANGUE |

5.7.1 O volume Adequado de Sangue

É a variável mas importante na recuperação de microrganismos a parti r de amostras de sangue. Isso ocorre devido ao baixo número de unidades formadoras de colônia por mL (UFC/Ml) de sangue de um adulto.

Pacientes pediátricos geralmente apresentam número maior de microrganismos em seu sangue, assim, resultados sati sfatórios são obti dos com volumes menores de sangue. Entretanto, pode ocorrer bacteremia com baixos níveis de microrganismos em crianças. Nesse caso, o volume de sangue a ser coletado é baseado no volume total de sangue e na idade da criança. Deve-se sempre seguir as recomendações do fabricante do frasco e coletar os volumes recomendados para o sistema em uso. O que fazer quando o volume coletado é inferior ao recomendado? Essas amostras devem ser processadas normalmente, o laboratório deverá ser informado e uma observação deve ser colocada no laudo do paciente, informando que a quanti dade de sangue coletada foi inferior à quanti dade ideal.

5.7.2 Hora, Intervalos e Local de Coleta

De forma práti ca, a coleta deve ser indicada precocemente ao início dos sintomas de infecção e antes do início da anti bioti coterapia. Se o paciente esti ver em vigência de anti microbianos, as hemoculturas devem ser obti das imediatamente antes da administração da próxima dose. Preferencialmente são realizadas por punção venosa, tão logo se inicie o aumento de temperatura do paciente. A coleta de sangue arterial não está associada ao aumento da sensibilidade e não é recomendada, em princípio.

Cada amostra deve ser coletada de punções separadas e de síti os anatômicos diferentes. Vários frascos com sangue de uma mesma punção são considerados uma mesma amostra.

As hemoculturas, preferencialmente, não devem ser coletadas a parti r de cateter, exceto para diagnósti co de

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infecção relacionada ao dispositi vo.

Nesse caso, a amostra obti da através do cateter deve ser sempre acompanhada por uma ou duas amostras de veia periférica, de forma sequencial ou concomitante, identi fi cando corretamente as amostras quanto ao local de punção.

5.7.3 Volume de Sangue

Esta é uma das variáveis mais críti cas para a positi vidade do exame, pois quanto maior o volume, maior será a chance de positi vidade. Todavia, devemos respeitar a idade do paciente (adulto ou criança) e o volume recomendado pelo fabricante para os ti pos de frascos uti lizados, mantendo a proporção de sangue/caldo de cultura de 1:5 a 1:10. Para adultos, coleta-se 5 a 10 mL de sangue por frasco em cada punção, totalizando 20 mL, distribuídos pelo número de frascos indicados, ou seja, um par de frascos por punção/amostra, conforme resumido na tabela a seguir. Na suspeita de fungos dismórfi cos ou fi lamentosos (ex.: Histoplasma) ou micobactérias, o indicado é coletar 5 a 10 mL por frasco (conforme instruções do fabricante), de duas a três amostras, coletadas com o intervalo de pelo menos um dia entre elas. Para crianças, o volume óti mo de sangue ainda não está bem defi nido, mas os dados da literatura demonstram que há uma relação direta entre o volume de sangue obti do e a detecção de ICS (Infecção de Corrente Sanguínea).

Estudos anteriores já demonstraram que amostras de sangue com volume maior ou igual a 1 mL detectaram mais bacteremias que amostras com volumes inferiores a 1 mL.

5.7.4 Técnica de Coleta para Hemocultura

A anti ssepsia adequada da pele é parte fundamental do processo e é o fator que determina a probabilidade de uma hemocultura positi va ser considerada contaminação ou infecção. Os dados disponíveis até o momento mostram que a ti ntura de iodo 1-2% (álcool iodado) ou preparações com clorexidine alcoólico a 0,5% parecem ser equivalentes entre si e ambos apresentam menores taxas de contaminação do que preparações de iodo-povidine (PVPI). Clorexidine tem a vantagem de ser incolor e menos irritante para a pele. Recomenda-se que, devido à possibilidade de toxicidade, seja feita a remoção desses anti ssépti cos com álcool da pele de neonatos após a coleta ou uti lizar apenas álcool a 70%.

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5.7.4.1 De acordo com a Padronização de Antissépticos de cada Instituição, o seguinte Roteiro para Coleta Pode Ser Proposto

1) Lavar as mãos preferencialmente com sabonete anti ssépti co e secá-las;2) Preparar o material, dispor a eti queta de identi fi cação no frasco, anotando hora e local de coleta (síti o anatômico) imediatamente ao procedimento. ATENÇÃO: Não colar a eti queta de identi fi cação sobre o código de barras do frasco;3) Limpar a tampa de borracha com algodão embebido em álcool a 70%. Manter o algodão sobre o frasco até o momento da punção ou proceder conforme as instruções do fabricante;4) Escolher o melhor local de punção para a coleta de sangue, colocando o garrote e apalpando livremente as veias do paciente para escolher a mais calibrosa e menos móvel. Soltar o garrote;5) Fazer a anti ssepsia com Clorexidine alcoólico a 0,5%, friccionando a pele em círculos semi-abertos a parti r do ponto a ser puncionado. Secar por 30 segundos. Em seguida, aplicar novamente Clorexidine alcoólico a 0,5% uti lizando novo algodão ou gaze. Esperar cerca de 30 segundos para secar, repeti r o procedimento por mais uma vez e aguardar secar; 6) Colocar novamente o garrote e puncionar a veia com agulha e seringa ou dispositi vo para coleta a vácuo, sem tocar diretamente no local de punção;7) Coletar de 5 a 10 mL de sangue (adultos) ou de 1 a 4 mL de sangue (crianças) para cada frasco;8) Ao reti rar a agulha, fazer compressão local com algodão seco, sem fl exionar o braço;9) Transferir a amostra para os frascos de hemocultura, colocando primeiramente o sangue no frasco ANAERÓBIO (sem troca de agulhas). Se a coleta for realizada com escalpe e adaptador próprio (sistema de coleta fechado a vácuo), inocular primeiro o frasco AERÓBIO. Importante lembrar que, nesse caso, os frascos de hemocultura devem permanecer em pé durante toda a etapa de coleta, para evitar refl uxo para a veia do paciente. Observar o volume correto observando a guia de marcação na eti queta do próprio frasco, já que a maioria deles não têm volumes de aspiração a vácuo calibrados. Uti lizar um conjunto de seringa - agulha ou dispositi vo próprio de coleta a vácuo para cada punção/amostra;10) Dispensar o material de punção em local apropriado (caixa de perfurocortante). Se a amostra for obti da a parti r de cateter vascular, deve ser realizada a anti ssepsia do local a ser puncionado com álcool a 70% (dispositi vo) ou Clorexidine alcoólico (pele) conforme instruções acima e não é necessário descartar o volume inicial de sangue ou lavar o acesso com salina para eliminar heparina ou outros anti coagulantes, pois a alta concentração proteica dos meios de cultura normalmente neutraliza o efeito anti microbiano eventual do anti coagulante.

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5.7.5 Exame de Urina

O exame de urina inclui, além do exame fí sico, as análises químicas e microscópicas. Portanto, deve ser entendido como um teste de triagem, capaz de fornecer informações úteis que possibilitem o diagnósti co de eventuais problemas nos rins e nas vias urinárias, como processos irritati vos, infl amatórios ou infecciosos, além de alguns distúrbios metabólicos, como diabetes melito e insípido, e distúrbios do equilíbrio acidobásico.

Uma vez que diferentes substâncias são roti neiramente pesquisadas, é possível, também, a detecção de algumas condições mórbidas não diretamente relacionadas com os rins ou vias urinárias, como hemólise intravascular, algumas doenças hepáti cas e de vias biliares, etc. Exame de urina ti po I, sumário de urina, exame simples de urina, urinálise, EAS (elementos anormais e sedimento) são alguns dos sinônimos uti lizados para denominar esse exame.

5.7.6 Preparo do Paciente

Não há necessidade de nenhum preparo especial do paciente para a coleta de urina para exame de roti na, mas deve-se ter em mente que algumas característi cas da urina se modifi cam ao longo do dia, dependendo do tempo de jejum, da composição da dieta, da ati vidade fí sica e do uso de determinados medicamentos.

Algumas dessas modifi cações podem ter signifi cado e devem ser consideradas quando da interpretação dos resultados.

5.7.7 Tipos de Amostras de Urina

Para que o exame de urina forneça resultados representati vos e, portanto, clinicamente signifi cati vos, é importante que a amostra seja coletada seguindo um protocolo bem estabelecido, que deve ser claramente explicado ao paciente e controlado pelo laboratório. Os ti pos de amostras mais frequentemente uti lizados para o exame de urina de roti na são: amostra aleatória, primeira urina da manhã e segunda urina da manhã.

A amostra aleatória é a mais comumente uti lizada na Unidade de Pronto Atendimento e emergências pela facilidade de coleta e comodidade para o paciente. Pode ser coletada a qualquer momento, mas o horário da micção deve ser informado ao laboratório por registro na eti queta do frasco. A amostra aleatória é úti l para detectar anormalidades evidentes. Entretanto, resultados anormais decorrentes da ingestão de alimentos ou da ati vidade fí sica antes da coleta podem ser observados, sendo necessária a coleta de nova amostra de urina

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em condições mais controladas. A primeira amostra da manhã é a amostra ideal para o exame de urina de roti na, por ser mais concentrada, garanti ndo, assim, a detecção de substâncias químicas e elementos formados que podem não ser observados em uma amostra aleatória mais diluída. Em casos de pacientes internados e em condições fí sicas sufi cientes para fazê-lo, o paciente deve ser instruído a coletar a amostra imediatamente após se levantar. A segunda amostra da manhã deve ser coletada com o paciente permanecendo em jejum após ter desprezado a primeira micção. Essa coleta minimiza eventuais interferências dos metabólitos provenientes de alimentos ingeridos na noite anterior. Na Unidade de Pronto Atendimento, a urina do paciente deverá ser coletada na própria UPA, em nenhuma hipótese o paciente pode trazer o material de urina já coletado da sua residência.

5.7.8 Coletas Especiais

A coleta de amostras de urinas de pacientes que não possuem controle esfi ncteriano, sejam crianças ou idosos, é realizada em sacos plásti cos transparentes, macios e com adesivo hipoalergênico para fi xá-los à área genital.

A coleta de urina de paciente com sonda vesical de demora exige alguns cuidados específi cos. Antes de se coletar a urina, a sonda deve ser manti da fechada por um período entre 1 e 2 horas. Deve ser feita assepsia no dispositi vo da sonda com álcool a 70% e devem ser coletados de 30 a 60 mL de urina, com uso de agulha e seringa estéreis. Não deve ser uti lizada a urina conti da na bolsa coletora.

5.7.9 Coleta de Amostras

A urina é um material biológico potencialmente contaminante e exige a observação de cuidados específi cos de coleta, a fi m de serem preservadas a integridade da amostra e a segurança dos profi ssionais que a manuseiem.

Em todos os momentos em que seja possível o contato fí sico com a amostra, as pessoas responsáveis pela coleta, transporte e manuseio devem uti lizar luvas adequadas. As amostras devem ser eti quetadas com o nome do paciente e número de identi fi cação, data e hora da coleta e o ti po de material coletado, bem como informações adicionais, conti das nas eti quetas padronizadas. As eti quetas devem ser anexadas ao corpo do recipiente, não na tampa, e não devem se soltar, caso o recipiente seja manti do em refrigerador.

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5.7.10 Manuseio e Transporte da Amostra

Após a coleta, a urina deverá ser analisada em até duas horas. A amostra que não possa ser analisada nesse prazo, poderá ser manti da refrigerada por no máximo 24 horas, conservando a estabilidade da amostra. Em nenhuma eventualidade a urina deve ser congelada, pois isso destroi os elementos fi gurados, inviabilizando o exame microscópico e falseando os exames bioquímicos.

5.7.11 Critérios de Rejeição de Amostras de Urina

Devem ser rejeitadas as amostras:• Não identi fi cadas;• Com identi fi cação incorreta;• Em recipientes inapropriados (ex. frascos reuti lizados);• Com dados discordantes na eti queta e na solicitação;• Contaminadas com fezes;• Em volume insufi ciente.

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1. Associação Brasileira de Normas Técnicas – NBR 15268.2005.

2. Guder WG, Narayanan S, Wisser H, Zawta B. Samples: from the pati ent to the laboratory. 2nd editi on. Darmstadt: Git Verlag, 2001

3. Hemocultura – Recomendações de coleta, processamento e interpretação dos resultados – Arti go de Revisão – Autora : Maria Rita Elmar de Araújo.

4. Recomendações da Sociedade Brasileira de Patologia Clínica Medicina Laboratorial – Coleta e Preparo da Amostra Biológica.

5. BRASIL. Ministério da Saúde. Resolução RDC nº302/2005, de 13 de Outubro de 2005 – Diário Ofi cial da União de 14 de outubro de 2005.

6. Gurder WG, Narayan S, Wiser H, Zawata B. Samples:from the pati ent to the laboratory. 2ª ed. Darmstadt: Git Verlag, 2001.

7. CDC Guideline for Hand Hygiene In Healthcare Setti ngs. Recommendati ons of The Healthcare Infecti on Control Practi ces Advisory Committ ee and The Hicpac/Shea/Apic/Idsa Hand Hygiene Task Force. Mmwr. 51(Rr16):31-34, 2002.

8. Clinical and Laboratory Standards Insti tute (CLSI/ NCCLS). Procedures for the Collecti on of Diagnosti c Blood Specimens by Venipuncture; Approved Standard - Sixth Editi on. CLSI/NCCLS document H3-A6 Vol.27 Nº26 (Replaces H3-A5 Vol.23 32). Wayne, PA USA:NCCLS, 2008.

9. Clinical and Laboratory Standards Insti tute (CLSI/ NCCLS). Blood Gas and pH Analysis and Related Measurements; Approved Guideline-Second Editi on. CLSI/NCCLS document C46-A2 Vol.29 Nº8 (Replaces C46-A Vol.21 Nº14). Wayne, PA USA:NCCLS, 2009.

| 6.REFERÊNCIAS |

e l a b o r a Ç Ã o - isgh - instituto de saúde e

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