UNIVERSIDADE FEDERAL DO RIO GRANDE DO NORTE CENTRO DE TECNOLOGIA
DEPARTAMENTO DE ENGENHARIA QUÍMICA PROGRAMA DE PÓS-GRADUAÇÃO EM ENGENHARIA QUÍMICA
DISSERTAÇÃO DE MESTRADO
Estratégias de Obtenção do Corante do Jambo
Vermelho (Syzygium malaccense) e Avaliação de sua
Funcionalidade
Juliana Chrís Silva de Azevêdo
Orientadora: Profª. Drª. Ana Lúcia de Medeiros Lula da Mata
Co-orientadora: Profª. Drª. Márcia Maria Lima Duarte
Natal/RN
Dezembro/2010
Juliana Chrís Silva de Azevêdo
ESTRATÉGIAS DE OBTENÇÃO DO CORANTE DO
JAMBO VERMELHO (SYZYGIUM MALACCENSE) E
AVALIAÇÃO DE SUA FUNCIONALIDADE
Dissertação de mestrado apresentada ao Programa de
Pós-Graduação em Engenharia Química – PPGEQ, da
Universidade Federal do Rio Grande do Norte, como
parte dos requisitos necessários para obtenção do
título de Mestre em Engenharia Química, sob a
orientação da Profª. Drª. Ana Lúcia de Medeiros Lula
da Mata e co-orientação da Profª. Drª. Márcia Maria
Lima Duarte.
Natal/RN
Dezembro/2010
Catalogação da Publicação na Fonte.
UFRN / CT / PPGEQ
Biblioteca Setorial “Professor Horácio Nicolas Solimo”.
Azevêdo, Juliana Chrís Silva de. Estratégias de obtenção do corante do jambo vermelho (Syzygium malaccense) e avaliação de sua funcionalidade / Juliana Chrís Silva de Azevêdo. - Natal, 2010. 101 f.: il.
Orientadora: Ana Lúcia de Medeiros Lula da Mata Co-orientadora: Márcia Maria Lima Duarte.
Dissertação (Mestrado) - Universidade Federal do Rio Grande do Norte. Centro de Tecnologia. Departamento de Engenharia Química. Programa de Pós-Graduação em Engenharia Química.
1. Jambo vermelho - Corante natural - Dissertação. 2. Avaliação funcional -
Dissertação. 3. Compostos fenólicos totais - Dissertação. 4. Antocianinas totais - Dissertação. 5. Inibição enzimática – Dissertação. I. Mata, Ana Lúcia de Medeiros Lula da. II. Duarte, Márcia Maria Lima. III. Universidade Federal do Rio Grande do Norte. IV. Título. RN/UF/BSEQ CDU 634.42(043.3)
AGRADECIMENTOS
À Deus, fonte de vida e sabedoria.
Às pessoas mais importantes da minha vida: meus pais, Iracema e José Joaquim, meus
irmãos, Edriano, Edriana, Júlio e Ricardo, e à minha sobrinha Amanda, pelo apoio
incondicional e por permitir que tudo isso fosse possível.
A todos os professores que muito contribuíram para a minha formação. Em especial,
às professoras Dra. Ana Lúcia de M. L. da Mata e Dra. Márcia M. L. Duarte, pela orientação
desta dissertação e por todos os ensinamentos transmitidos.
À professora Dra. Roberta T. P. Correia por todo o auxílio, paciência e principalmente
pela prontidão com que sempre me atendeu. Obrigada por me ensinar tantas coisas!
Às amigas Graciana e Kátia, pelos “ombros amigos”, incentivo e amizade. Adoro
vocês!
Aos colegas de laboratório de Tecnologia de Alimentos, em especial à Petrúcia, Chico,
Thayse, Adja, Rosane, Nathália e Ana Luiza, pela amizade, companheirismo e por todas as
sugestões para o desenvolvimento deste trabalho e pela valiosa atenção.
Aos funcionários da secretária do PPGEQ, Mazinha e Medeiros, pela assistência e
gentileza.
À banca examinadora, pelas correções e sugestões.
Por fim, agradeço ao CNPq pelo apoio financeiro deste projeto.
AZEVÊDO, Juliana Chrís Silva de – Estratégias de obtenção do corante do jambo vermelho
(Syzygium malaccense) e avaliação de sua funcionalidade. Dissertação de mestrado, UFRN,
Programa de Pós-graduação em Engenharia Química. Área de concentração: Pesquisa e
Desenvolvimento de Tecnologia Regional, Natal/RN Brasil.
Orientadora: Profª. Drª. Ana Lúcia de Medeiros Lula da Mata.
Co-orientadora: Profª. Drª. Márcia Maria Lima Duarte.
RESUMO – A indústria alimentícia demonstra forte interesse em estudos de extração
envolvendo produtos naturais. A antocianina é um fenólico antioxidante de grande
importância e atuação no organismo dos seres vivos. Vários estudos relacionam à ingestão de
frutas e vegetais com a diminuição do risco e desenvolvimento de doenças crônico-
degenerativas em função de suas propriedades antioxidantes. Este trabalho teve como objetivo
comparar diferentes estratégias de obtenção do corante da casca e do jambo inteiro sem
caroço e analisar seu potencial funcional. Duas diferentes estratégias foram estudadas: (1)
extração sólido-líquido em reator enjaquetado com controle de parâmetros; (2) obtenção do
pó. A investigação do potencial funcional foi realizada por meio de análises quanto ao teor de
compostos fenólicos totais (CFT), a atividade antioxidante (AA), a concentração de
antocianinas totais (AT) e a inibição das enzimas α-amilase e α-glicosidase. Os extratos com
os melhores resultados para a estratégia 1 foram para CFT de 174,15 mg GAE/100 g, para a
AA de 3,56 µmol Trolox eq/g e para AT de 133,59 mg ci-3-gli/100 g. Os melhores valores
para a estratégia 2 foram para CFT de 1024,22 mg GAE/100 g, para AA de 29,03 µmol
Trolox eq/g e para AT de 1193,41 mg ci-3-gli/100 g. A ação inibitória das enzimas α-amilase
(26,30%) e α-glicosidase (97,47%) mostraram-se potentes. Os extratos da casca apresentaram,
de maneira geral, resultados superiores quando comparados aos valores dos extratos do jambo
inteiro e as maiores quantificações foram obtidas dos produtos desidratados. As amostras
analisadas exibiram fontes satisfatórias de fenólicos antociânicos, com potente capacidade
antioxidante e atividade inibitória das enzimas α-amilase e α-glicosidase.
Palavras chave: extração, desidratação, fenólicos totais, antioxidante, antocianinas, inibição enzimática.
ABSTRACT
The food industry is interested in natural products. Anthocyanins are phenolic antioxidants of
great importance with health-relevant applications. Several studies have linked the intake of
fruits and vegetables with reduced risk of chronic degenerative diseases because of its
antioxidant properties. This study aimed to compare different strategies for obtaining natural
pigments from red jambo (Syzygium malaccence) and analyze its functional potential. Two
different strategies were studied: (1) solid-liquid extraction (SLE) in reactor with controlled
parameters, (2) powder obtention. The investigation of the functional potential was conducted
taking into account the total phenolic content (TPC), the antioxidant activity (AA), the total
anthocyanins concentration (TA) and α-amylase and α-glucosidase inhibition. The best
extracts obtained by SLE showed TPC of 174.15 mg GAE/100g, AA of 3.56 µmol Trolox
eq/g and TA of 133.59 mg cyd-3-glu/100 g. The best results for the second strategy were TPC
of 1024.22 mg GAE/100 g, AA of 29.03 µmol Trolox eq/g and TA of 1193.41 mg cyd-3-
glu/100 g. It was observed moderate amylase inhibition (26.30%) and high glucosidase
inhibitory activity (97.47%). Skin extracts showed, in general, superior results when
compared to whole red jambo, with superior values for dehydrated products. Based on our
result, red jambo can be considered as a rich source of phenolic antioxidants, as well on
amylase and glucosidase inhibitors.
Key words: extraction, dehydration, phenolic antioxidant, anthocyanins, enzyme inhibition.
SUMÁRIO
1- INTRODUÇÃO ................................................................................................. 2
2- OBJETIVOS ..................................................................................................... 5
2.1- GERAL: .............................................................................................................................5
2.2- ESPECÍFICOS: ....................................................................................................................5
3- REVISÃO BIBLIOGRÁFICA ............................................................................ 7
3.1- O JAMBO VERMELHO (SYZYGIUM MALACCENSE).................................................................7
3.2- OS CORANTES ALIMENTÍCIOS............................................................................................8
3.2.1- Urucum .....................................................................................................................9
3.2.2- Carmim de cochonila................................................................................................9
3.2.3- Pimentão-vermelho.................................................................................................10
3.2.4- Curcumina...............................................................................................................10
3.2.5- Betalaínas ...............................................................................................................11
3.3- COMPOSTOS FENÓLICOS..................................................................................................12
3.3.1- Biossíntese dos compostos fenólicos.......................................................................12
3.3.2- Classificação dos compostos fenólicos...................................................................15
3.3.2.1- Flavonóides..........................................................................................................16
3.3.2.1.1- Antocianinas .....................................................................................................18
3.3.2.1.1.1- Fatores que determinam a estabilidade das antocianinas ............................19
3.3.3- Métodos de extração de fenólicos...........................................................................28
3.4- OXIDAÇÃO E RADICAIS LIVRES........................................................................................28
3.4.1- Atividade Antioxidante............................................................................................29
3.5- INIBIÇÃO DAS ENZIMAS Α-AMILASE E Α-GLICOSIDASE....................................................31
4- MATERIAIS E MÉTODOS ............................................................................. 36
4.1- MATERIAIS .....................................................................................................................36
4.1.1- Matéria-prima: .......................................................................................................36
4.2- METODOLOGIAS.............................................................................................................36
4.2.1- Estratégia 1: Obtenção do corante por extração sólido-líquido............................36
4.2.1.1- Análise estatística ................................................................................................39
4.2.1.1.1- Delineamento estatístico...................................................................................39
4.2.1.1.2- Análise de Superfície de Resposta ....................................................................41
4.2.1.1.3- Avaliação do modelo.........................................................................................42
4.2.2- Estratégia 2: Desidratação em secador leito de jorro ...........................................43
4.3- ANÁLISE FUNCIONAL DOS PRODUTOS OBTIDOS NAS DUAS ESTRATÉGIAS DE EXTRAÇÃO .
...................................................................................................................................46
4.3.1- Determinação do teor de Compostos Fenólicos Totais (CFT) ..........................46
4.3.2- Atividade antioxidante pelo seqüestro do radical DPPH •.................................47
4.3.3- Antocianinas totais: método do pH-diferencial .................................................49
4.3.4- Concentração do pigmento.................................................................................50
4.3.5- Inibição das enzimas α-amilase e α-glicosidase ................................................52
4.3.5.1- α-amilase..............................................................................................................52
4.3.5.2- α-glicosidase ........................................................................................................53
5- RESULTADOS E DISCUSSÃO........................................................................ 56
5.1- ESTRATÉGIA 1: ESTUDO DO EXTRATO DA CASCA E FRUTO INTEIRO DO JAMBO SEM
CAROÇO.................................................................................................................................56
5.1.1- Análise de Superfície de Resposta e Diagrama de Pareto .....................................60
5.1.1.1- Teor de Compostos Fenólicos Totais...................................................................60
5.1.1.2- Atividade antioxidante .........................................................................................63
5.1.1.3- Antocianinas totais ..............................................................................................67
5.1.1.4- Concentração de pigmentos.................................................................................70
5.1.1.5- Inibição das enzimas α-amilase e α-glicosidase..................................................72
5.2- ESTRATÉGIA 2: ESTUDO DO EXTRATO DA CASCA E FRUTO INTEIRO SEM CAROÇO
DESIDRATADOS......................................................................................................................75
5.3-COMPARAÇÃO ENTRE AS ESTRATÉGIAS 1 E 2...................................................................80
6- CONCLUSÕES............................................................................................... 84
7- REFERÊNCIAS BIBLIOGRÁFICAS ............................................................... 87
Índice de figuras
Figura 3. 1: Jambo vermelho. Fonte: Arquivo pessoal (2010). ..................................................7
Figura 3. 2: Biossíntese dos compostos fenólicos (Fonte: Taiz & Zeiger, 2004). ...................13
Figura 3. 3: Rota da fenilalanina. Adaptado de Taiz & Zeiger (2004).....................................14
Figura 3. 4: Características estruturais relacionadas à capacidade antioxidante. .....................17
Figura 3. 5: As estruturas das antocianidinas (a) e antocianinas (b) ........................................18
Figura 3. 6: Esquema da rota da antocianina pós-biossíntese. Adaptado de Zhang et al., 2004.
..................................................................................................................................................21
Figura 3. 7: Transições das estruturas das antocianinas em função do pH. .............................23
Figura 3. 8: Estrutura básica e sistema de numeração dos flavonóides (Bravo, 1998). ...........24
Figura 3. 9: Mecanismo de ação para os antioxidantes primários............................................29
Figura 4.1: Fluxograma da Estratégia 1....................................................................................37
Figura 4.2: Amostras preparadas para extração do corante. Fonte: Arquivo pessoal (2010)...38
Figura 4.3: Aparato experimental da extração sólido-líquido. Fonte: Arquivo pessoal (2010).
..................................................................................................................................................39
Figura 4.4: Fluxograma da Estratégia 2....................................................................................43
Figura 4.5: Leito de jorro. Fonte: Arquivo pessoal (2010).......................................................44
Figura 4.6: Amostras preparadas para extração. Fonte: Arquivo pessoal (2010).....................45
Figura 4.7: Extração seqüencial. Fonte: Arquivo pessoal (2010) ............................................46
Figura 4.8: Curva de calibração do ácido gálico utilizada para o cálculo da concentração de
fenólicos totais..........................................................................................................................47
Figura 4.9: Curva de calibração utilizada para o cálculo de atividade antioxidante pelo método
DPPH........................................................................................................................................48
Figura 4.10: Curva de calibração do corante vermelho-congo utilizada para o cálculo da
concentração de pigmentos.......................................................................................................50
Figura 4.11: Varredura de espectro para o jambo vermelho ....................................................51
Figura 4.12: Curva de calibração da maltose utilizada para o calculo do percentual de inibição
da enzima α-amilase .................................................................................................................52
Figura 5.1: Superfície de resposta e curvas de níveis para os compostos fenólicos totais do
jambo vermelho. .......................................................................................................................60
Figura 5.2: Diagrama de Pareto para o teor de compostos fenólicos totais. ............................61
Figura 5.3: Superfície de resposta e curvas de nível para atividade antioxidante do jambo
vermelho. ..................................................................................................................................63
Figura 5.4: Diagrama de Pareto para atividade antioxidante....................................................65
Figura 5.5: Superfície de resposta e curvas de nível para antocianinas totais do jambo
vermelho. ..................................................................................................................................67
Figura 5.6: Diagrama de Pareto para antocianinas monoméricas totais...................................69
Figura 5.7: Superfície de resposta e curvas de nível para concentração de pigmento do jambo
vermelho. ..................................................................................................................................71
Figura 5.8: Diagrama de Pareto para concentração dos pigmentos..........................................72
Figura 5.9: Correlações entre compostos fenólicos totais e atividade antioxidante.................78
Figura 5.10: Correlações entre antocianinas totais e atividade antioxidante............................79
Figura 5.11: Correlação entre compostos fenólicos totais e antocianinas totais. .....................79
Índice de tabelas
Tabela 3.1: Classes dos compostos fenólicos em plantas.........................................................15
Tabela 3.2: Efeito dos substituintes do anel na cor das antocianidinas....................................19
Tabela 4.1: Matriz Experimental do Planejamento Composto Central ....................................40
Tabela 4.2: Análise de variância para o ajuste do modelo matemático....................................42
Tabela 5.1: Resultados para extração dos pigmentos do jambo vermelho...............................56
Tabela 5.2: Coeficientes dos modelos matemáticos para os termos significantes, coeficiente de
correlação (R2) e o teste F para os ensaios de extração. .......................................................58
Tabela 5.3- Resultados da extração dos pigmentos do jambo vermelho para inibição
enzimática .............................................................................................................................73
Tabela 5.4: Valores experimentais para o produto desidratado................................................75
Tabela 5.5: Valores experimentais para concentração de pigmentos e inibição enzimática para
o produto desidratado............................................................................................................77
Tabela 5.6: Valores do estudo funcional para as Estratégias 1 e 2...........................................82
Nomenclatura
AA Atividade Antioxidante
AGE Reações Finais de Glicolisação (do inglês “reactive advanced
glycation endproducts”)
ANOVA Análise de Variância
ASR Análise de Superfície de Resposta
AT Antocianinas Totais
AVIs Vacúolos Antociânicos de Inclusão (do inglês “anthocyanic vacuolar
inclusions”)
CFT Compostos Fenólicos Totais
Ci-3-gli Cianidina-3-glicosídeo
CLAE Cromatografia Líquida de Alta Eficiência
CN Curvas de Nível
CP Concentração de Pigmento
DM Diabetes Mellitus
DMT1 Diabetes Mellitus Tipo 1
DMT2 Diabetes Mellitus Tipo 2
DP Desvio Padrão
DPPH 1,1-difenil-2-picrilhidrazil
GAE Equivalentes em ácido gálico
GSTs Glutationa S-Transferase (do inglês “glutathione S-transferases”)
MS Massa Seca
PAL Fenilalanina
PCC Planejamento Composto Central
ROS Espécies Reativas de Oxigênio (do inglês “reactive
oxygen species”)
T Temperatura (°C)
t tempo (minutos)
s solvente (v/v)
Capítulo 1: Introdução
Capítulo 1: Introdução
Juliana Chrís Silva de Azevêdo, dezembro/2010
2
1- Introdução
A cor é uma das propriedades mais importantes dos alimentos e serve como base para
sua identificação e aceitabilidade. Normalmente, a cor dos alimentos é proveniente de sua
pigmentação natural, todavia corantes sintéticos são adicionados para conferir a coloração
desejada ao produto final esperado (Patil et al., 2009). Tendo em vista indícios de problemas à
saúde humana, que podem ser provocados pelo consumo de corantes sintéticos, pesquisas têm
sido dirigidas no intuito de substituí-los por corantes de origem natural.
As antocianinas são pigmentos fenólicos que têm despertado a atenção de
pesquisadores devido à sua extensa gama de cores e efeitos benéficos e inócuos à saúde o que
as tornam possíveis substitutos de corantes sintéticos existentes (Castañeda-Ovando et al.,
2009). As antocianinas desempenham um papel importante na redução das enfermidades
coronarianas, câncer, diabetes, possuem efeitos antiinflamatórios e melhoram a percepção
visual e o comportamento cognitivo (Garzón, 2008).
Há um interesse crescente em antioxidantes naturais como componentes bioativos nos
alimentos (Benavente-Garcia et al., 2000), sendo os mais comumente encontrados nos
vegetais os compostos fenólicos, que agem como compostos de defesa contra herbívoros e
patógenos enquanto outros têm função no suporte mecânico, como atrativo de polinizadores
ou dispersores de frutos, na proteção contra a radiação ultravioleta e na redução do
crescimento de plantas competidoras (Taiz & Zeiger, 2004).
O uso de corantes naturais na indústria alimentícia é limitado em função de sua baixa
estabilidade frente às condições de preparação, processamento e estocagem. Vários fatores
como tempo, efeito da temperatura, solventes empregados, técnicas de obtenção dos
pigmentos, dentre outros, afetarão o produto final obtido. Desse modo, o método de extração
empregado influenciará diretamente na caracterização da antocianina extraída para cada
espécie vegetal analisada e conseqüentemente na sua concentração final total (Rodríguez-
Saona & Wrolstad, 2001). Conhecer, quantificar e estabelecer um processo de extração das
antocianinas do jambo vermelho possibilitará o aproveitamento de uma fruta regional e
conseqüentemente novos avanços para a obtenção de um produto rentável e viável.
Capítulo 1: Introdução
Juliana Chrís Silva de Azevêdo, dezembro/2010
3
Este trabalho objetivou a aplicação de duas diferentes estratégias de obtenção do
corante da casca e do fruto inteiro do jambo vermelho, além da caracterização funcional dos
mesmos. Assim, a estratégia 1 utilizou a extração sólido-líquido mediante controle de
parâmetros por planejamento composto central, e a estratégia 2, desidratação em leito de
jorro. Em seguida, foi avaliado o teor de compostos fenólicos totais, a capacidade
antioxidante, a concentração de antocianinas monoméricas totais e a atividade inibitória das
enzimas α-amilase e α-glicosidase. Finalmente, após a comparação dos resultados, foram
apresentadas as melhores condições para obtenção do corante do jambo vermelho, tendo
como base o desempenho funcional dos produtos obtidos.
Capítulo 2: Objetivos
Capítulo 2: Objetivos
Juliana Chrís Silva de Azevêdo, dezembro/2010
5
2- Objetivos
2.1- Geral:
� Estudar estratégias de obtenção do corante de jambo vermelho (Syzygium malaccense)
e avaliar a potencial funcionalidade do mesmo.
2.2- Específicos:
� Avaliar o corante obtido a partir do jambo vermelho por extração sólido-líquido em
reator enjaquetado mediante planejamento composto central;
� Estudar a obtenção do corante do jambo vermelho desidratado em secador de leito de
jorro;
� Caracterizar o corante obtido quanto ao teor de compostos fenólicos totais, atividade
antioxidante, teor de antocianinas monoméricas totais, concentração do pigmento e
capacidade de inibição das enzimas α-amilase e α-glicosidase;
� Comparar as estratégias com base na funcionalidade dos produtos obtidos.
Capítulo 3: Revisão Bibliográfica
Capítulo 3: Revisão Bibliográfica
Juliana Chrís Silva de Azevêdo, dezembro/2010
7
3- Revisão bibliográfica
3.1- O jambo vermelho (Syzygium malaccense)
O jambo vermelho (Figura 3.1) é originário da Malásia, de onde se dispersou para as
regiões tropicais da África e América. No Brasil é encontrado nos estados da região Norte,
Nordeste e nas regiões quentes do Sudeste. A árvore alcança de 12 a 15 m de altura, possui
tronco reto e copa piramidal; as folhas são verde escuras e brilhantes na parte superior e verde
opaca na parte inferior, medindo de 20 a 22 cm de comprimento por 6 a 9 cm de largura
(Almeida et al., 2008). Os frutos do jambo vermelho são piriformes, carnosos, indeiscentes,
do tipo bacóide. O epicarpo é delgado, liso e de coloração variando com o estágio de
maturação (rosa, vermelho, vermelho-escuro a vermelho bem escuro); o mesocarpo e o
endocarpo são esbranquiçados e suculentos, constituindo a polpa. A fruta possui peso total,
em média, de 37,57 g (variando de 23,50 a 45,50 g); peso da polpa de 27,95 g (variando de
18,00 a 32,50 g); comprimento de 7,16 cm (variando de 6,37 a 7,85 cm) e largura de 5,15 cm
(variando de 3,96 a 6,22 cm) (Costa et al., 2006).
Figura 3.1: Jambo vermelho. Fonte: Arquivo pessoal (2010).
Os frutos contêm vitaminas A, B1, B12, além de cálcio, ferro e fósforo. A polpa, que
constitui 84% do fruto, apresenta °Brix de 6,8% e acidez de 0,4%, no final da maturação
Capítulo 3: Revisão Bibliográfica
Juliana Chrís Silva de Azevêdo, dezembro/2010
8
(Costa et al., 2006). Apresenta 90,3 a 91,6% de umidade; 0,5 a 0,7 % de proteínas; 0,1 a 0,2
% de gordura vegetal; 0,6 a 0,8 % de fibras e 6,5 a 17 mg/100g de teor de ácido ascórbico
(Morton, 1987).
No Rio Grande do Norte o jambeiro é encontrado nas cidades litorâneas e no período
compreendido entre os meses de novembro a março, é considerada uma árvore ornamental e
seus frutos são consumidos na maioria dos casos in natura ou na forma de produtos
artesanais, como por exemplo, compotas, suco e geléia.
Grande parte dos frutos é desperdiçada na época da safra, em virtude da alta produção
por árvore e do curto período de produção; da pequena vida útil do fruto in natura e da falta
de conhecimento da viabilidade tecnológica para a sua industrialização (Cardoso, 2008).
3.2- Os corantes alimentícios
As cores são adicionadas aos alimentos para restituir a aparência original (afetada
durante as etapas de processamento, de estocagem, de embalagem ou de distribuição), para
tornar o alimento visualmente mais atraente, para conferir cor aos que não as possuem e para
reforçar as cores presentes nos mesmos. Duas classes bem distintas de corantes estão
disponíveis para uso em alimentos, os sintéticos e os naturais. Apesar dos corantes sintéticos
apresentarem menores custos de produção e maior estabilidade, o número de aditivos
sintéticos permitidos nos países desenvolvidos está diminuindo, a cada ano, em favor dos
pigmentos naturais (Constant, Stringheta & Sandi, 2002).
O emprego de corantes artificiais é um dos mais polêmicos avanços da indústria de
alimentos, já que seu uso em muitos alimentos justifica-se apenas por questões de hábitos
alimentares. Em geral, a importância da aparência do produto para sua aceitabilidade é a
maior justificativa para o seu emprego. Há severas críticas dos consumidos quanto à
inocuidade do uso de corantes artificiais, tornando necessário o controle de suas aplicações
com relação aos possíveis efeitos nocivos à saúde humana (Prado & Godoy, 2003).
Na prática, alguns corantes naturais, além das dificuldades tecnológicas de utilização,
são problemáticos devido à falta de informações toxicologias suficientes. Em estudos
Capítulo 3: Revisão Bibliográfica
Juliana Chrís Silva de Azevêdo, dezembro/2010
9
conduzidos pelo Comitê Científico Europeu foi encontrada mais reação adversa (urticária)
provocada pela ingestão do corante natural urucum que pela ingestão do artificial tartrazina
(Araújo, 2008).
Comercialmente os tipos de corantes naturais mais largamente empregados pelas
indústrias alimentícias têm sido os extratos de urucum, carmim de cochonila, curcumina,
betalaínas e antocianinas (Constant, Stringheta & Sandi, 2002).
3.2.1- Urucum
O urucum é o extrato amarelo-alaranjado obtido do pericarpo da semente da planta
Bixa orellana L. (urucum). Este pigmento é constituído basicamente do carotenóide cis-
bixina, insolúvel em óleo e que compreende mais de 80% do corante presente na semente. O
pigmento é obtido mecanicamente do pericarpo submerso em óleo vegetal aquecido a 70ºC, e
o produto comercial contém 0,20 – 0,25% de bixina. O aquecimento utilizado na extração
converte a cis-bixina em trans-bixina, de coloração avermelhada e solúvel em óleo (Araújo,
2008).
No Brasil, o urucum vem sendo mais utilizado como ingrediente em diversos produtos
alimentícios nas formas hidrossolúvel e lipossolúvel. O extrato lipossolúvel do urucum foi um
dos primeiros corantes a ser usado em margarina e manteiga. O corante hidrossolúvel tem
sido tradicionalmente empregado em queijos, como o queijo prato. Apresenta aplicação
também em produtos cárneos como salsichas, peixes defumados e, quando na forma em pó,
em bebidas instantâneas e misturas secas (Constant, Stringheta & Sandi, 2002).
3.2.2- Carmim de cochonila
Cochonila é um corante vermelho extraído a partir do corpo de insetos secos
(Dactylopius coccus Costa ou Coccus cati). Seu cromóforo principal é o ácido carminíco,
sendo o extrato aquoso conhecido como cochonila. O carmim possui boa estabilidade à luz, a
temperatura e em elevada atividade de água, mas descolore na presença de dióxido de
enxofre. É solúvel em soluções alcalinas, onde apresenta coloração violeta, é sensível ao pH e
Capítulo 3: Revisão Bibliográfica
Juliana Chrís Silva de Azevêdo, dezembro/2010
10
precipita em pH ácido; o precipitado pode ser ressuspendido em água ou gordura (Araújo,
2008).
Em razão de sua estabilidade, o carmin é considerado sob o ponto de vista tecnológico
excelente corante. Deve, no entanto, ser aplicado em alimentos com pH acima de 3,5, o que
inclui produtos cárneos (salsichas, surimi e marinados vermelhos). Outros usos importantes
compreendem alguns tipos de conservas, gelatinas, sorvetes, produtos lácteos e sobremesas
diversas (Constant, Stringheta & Sandi, 2002).
3.2.3- Pimentão-vermelho
Obtém-se do Capsicum annum um corante vermelho-alaranjado, pela extração com
solventes, utilizado em carnes, derivados e molhos. O corante é uma mistura complexa,
contendo em torno de 50 diferentes pigmentos. Seus principais cromóforos são capsantina e
capsorubina (pigmentos vermelhos) e betacaroteno (pigmento amarelo). Onde, a capsantina
representa 40 a 45% dos carotenóides no extrato. A coloração típica de alaranjado-vermelho
para vermelho-alaranjado depende da concentração, do método de obtenção, do tempo de
colheita e das condições de armazenamento. A principal variável da coloração final é a
inclusão de sementes ou sua remoção antes da extração.
O corante do pimentão, como todos os carotenóides, é sensível ao oxigênio e à luz.
Quando esses fatores são excluídos, os carotenóides em alimentos são estáveis mesmo em
temperaturas elevadas. Sua degradação é, entretanto, acelerada por radicais livres formados
durante a oxidação de lipídios. A degradação oxidativa provoca mudanças na coloração,
freqüentemente observadas em tomate e pimentão desidratados, e estão relacionadas com a
degradação oxidativa dos carotenóides. Embalagens adequadas e armazenagem a frio e livre
da ação direta da luz aumentam a vida útil do corante (Araújo, 2008).
3.2.4- Curcumina
A curcumina é um extrato amarelo-ouro extraído de rizomas de Curcuma long L.
(açafrão) com os solventes acetona, metanol, etanol, éter de petróleo e diclorometano. O
Capítulo 3: Revisão Bibliográfica
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11
rizoma contém de 2,5 a 8,1% do principal componente cromóforo, denominado curcumina. A
oleorresina de boa qualidade é praticamente isenta de outros corantes, os quais estão presentes
no extrato bruto. A curcumina é insolúvel em água e solúvel em óleos e gorduras. Em razão
de sua alta intensidade de cor, pequenas quantidades são suficientes para colorir o produto.
A curcumina forma complexos estáveis com proteínas, e esta propriedade é utilizada
na produção de misturas complexas de cores naturais. É resistente à oxidação e acredita-se
possuir propriedades antioxidantes equivalentes às do BHA/BHT. O produto comercial pode
ser obtido na forma de oleorresina e de pó, bem como nas formas solúveis e dispersas em
água. É utilizada em bebidas enlatadas, produtos de panificação, derivados de leite, gomas de
mascar, cereais e molhos (Araújo, 2008).
3.2.5- Betalaínas
As betalaínas, encontradas somente em vegetais, são um grupo de pigmentos que
compreende as betacianinas, pigmentos vermelhos, e as betaxantinas, pigmentos amarelos,
cuja coloração não é afetada na mesma intensidade pelo pH como as antocianinas. A principal
betacianina é a betanina, glicosídeo da betanidina, que perfaz cerca de 75 a 95% do total de
pigmentos da beterraba. Os outros pigmentos vermelhos são isobetanina (epímero da betanina
na posição C15), prebetanina (sulfato monoéster da betanina) e isoprebetanina (sulfato
monoéster da isobetanina). Os dois principais pigmentos amarelos são vulgaxantina I e
vulgaxantina II.
A estabilidade da cor da betanina em solução é fortemente influenciada pelo pH e pelo
aquecimento. É muito estável na faixa de pH de 4,0 a 5,0 e razoavelmente estável na faixa de
pH de 4,0 a 6,0. A degradação da betanina resulta em ácido betalamínico e ciclodopa, que é
irreversível (Ribeiro & Seravalli, 2007).
O extrato concentrado de beterraba é utilizado em sorvetes, iogurtes, balas, molho,
goma de mascar e derivados de leite, podendo ser obtido nas formas de xarope ou pó (spray-
dried junto com maltodextrina). O teor de betanina é geralmente padronizado em 0,2% para a
forma líquida e 0,25% para a forma em pó. A oxidação das betalaínas é acelerada na presença
da luz, e a adição de ácido ascórbico melhora sua estabilidade. Como o cobre e ferro (cátions)
Capítulo 3: Revisão Bibliográfica
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12
catalisam a oxidação do ácido ascórbico pelo oxigênio molecular, a adição do ácido cítrico
aumenta a eficiência do ácido ascórbico na estabilidade das betalaínas (Araújo, 2008).
3.3- Compostos fenólicos
Os compostos fenólicos são considerados metabólitos secundários sintetizados pelas
plantas durante o seu desenvolvimento natural e, também em resposta a condições de estresse,
como lesões físicas, radiação solar, entre outros agentes externos (Naczk & Shahidi, 2004).
A maioria dos compostos fenólicos não é encontrada no estado livre na natureza, mas
sob forma de ésteres ou de heterosídeos (Monteiro et al., 2005). Os fenóis vegetais constituem
um grupo quimicamente heterogêneo, com aproximadamente 10.000 compostos: alguns são
solúveis apenas em solventes orgânicos, outros são ácidos carboxílicos e glicosídeos solúveis
em água, e existem aqueles que são grandes polímeros insolúveis (Taiz & Zeiger, 2004).
3.3.1- Biossíntese dos compostos fenólicos
Duas rotas metabólicas básicas estão envolvidas na síntese dos compostos fenólicos: a
rota do ácido chiquímico e a rota do ácido malônico (Figura 3.2). A rota do ácido chiquímico
participa na biossíntese da maioria dos fenóis vegetais e a do ácido malônico é menos
significativa nas plantas superiores (Taiz & Zeiger, 2004).
A rota do ácido chiquímico converte precursores de carboidratos derivados da
glicólise e da rota da pentose fosfato em aminoácidos aromáticos. Um dos intermediários
dessa rota é o ácido chiquímico, que dá o nome a essa seqüência de reações. Essa rota está
presente em plantas, fungos e bactérias, mas não é encontrada em animais, os quais não
podem sintetizar três aminoácidos – fenilalanina, tirosina e triptofano - que são nutrientes
essenciais na sua dieta (Taiz & Zeiger, 2004).
Capítulo 3: Revisão Bibliográfica
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13
Figura 3.2: Biossíntese dos compostos fenólicos (Fonte: Taiz & Zeiger, 2004).
A classe mais abundante de compostos fenólicos secundários em plantas é derivada da
fenilalanina, por meio da eliminação de uma molécula de amônia para formar o ácido
cinâmico (Figura 3.3). Essa reação é catalisada pela fenilalanina amonialiase (PAL), talvez a
enzima mais estudada no metabolismo secundário vegetal. A PAL está situada em um ponto
de ramificação entre os metabolismos primário e secundário, de forma que a reação que ela
catalisa é uma etapa reguladora importante na formação de muitos compostos fenólicos
vegetais, incluindo fenilpropanóides simples, cumarinas, derivados do ácido benzóico,
lignina, antocianinas, isoflavonas, taninos condensados e outros flavonóides.
C6 C3
Eritrose-4 fosfato (resultante da rota da pentose fosfato)
Ácido fosfoenolpirúvico (resultante da glicólise)
Rota do ácido chiquímico
C6 C3 Ácido gálico
Taninos hidrolisáveis
Rota do ácido malônico
C6 C6
C6
C6 C6
C6 C6
C3 C1 C3
C3 C3
n
Fenóis simples Flavonóides
Compostos fenólicos variados
Lignina Taninos condensados
n
Fenilalanina
Ácido cinâmico
Acetil CoA
Capítulo 3: Revisão Bibliográfica
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Figura 3.3: Rota da fenilalanina. Adaptado de Taiz & Zeiger (2004).
NH2
COOH
Fenilalanina
Fenilalanina amonialiase (PAL) NH2
COOH
Derivados do ácido benzóico
Ácido transcinâmico
COOH
HO
Ácido caféico e outros
fenilpropanóides simples
Cumarinas
Precursores de lignina
Ácido p-cumárico
CoA-SH
COSCoA
HO p-cumaril-CoA
3 moléculas de malonil-CoA
Chalcona sintase
Chalconas
w HO
OH
HO O
w
HO O
O OH
Flavonas
Isoflavona
w
Flavononas
Di-hidroflavonóis HO
HO
O OH
O
OH
OH
Flavonóis - Antocianinas
- Taninos condensados
Capítulo 3: Revisão Bibliográfica
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15
3.3.2- Classificação dos compostos fenólicos
Os compostos fenólicos podem ser divididos em até 10 diferentes classes dependendo
de sua estrutura química básica (Tabela 3.1), sendo as principais a dos ácidos fenólicos, dos
flavonóides e dos taninos (Naczk & Shahidi, 2004; Balasundram, Sundram & Samman,
2006).
Tabela 3.1: Classes dos compostos fenólicos em plantas.
Classe Estrutura básica
Fenólicos simples, benzoquinonas C6
Ácidos fenólicos (hidroxibenzóicos) C6-C1
Acetofenonas e ácidos feniláceticos C6-C2
Ácido hidroxicinâmicos, fenilpropanóides
(cumarinas, isocumarinas, cromonas, cromenas)
C6-C3
Naftoquinonas C6-C4
Xantonas C6-C1-C6
Estilbenos, antraquinonas C6-C2-C6
Flavonóides, isoflavonóides C6-C3-C6
Ligninas, neoligninas (C6-C3)2
Biflavonóides (C6-C3-C6)2
Ligninas (C6-C3)n
Taninos condensáveis
(proantocianidinas ou flavolans)
(C6-C3-C6)n
Fonte: Balasundram, Sundram & Samman, 2006.
Os compostos fenólicos apresentam uma grande variedade de propriedades
fisiológicas, como antialergênica, antiarteriogênica, antiinflamatória, antimicrobiana,
antitrombótica, cardioprotetora e vasodilatadora, mas o principal efeito dos compostos
Capítulo 3: Revisão Bibliográfica
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16
fenólicos tem sido atribuído à sua atividade antioxidante (Balasundram, Sundram & Samman,
2006).
Prasad et al. (2009) estudaram a identificação de compostos fenólicos totais, a
capacidade antioxidante e a atividade anti-tirosinase de sementes de lichia (Litchi sinensis
Sonn.) desidratadas, utilizaram para isso cinco tipos de extratos, sendo eles, 100% etanólico,
50% etanólico, 100% metanólico, 50% metanólico e 100% aquoso. Para o conteúdo total de
fenólicos os melhores resultados, na ordem decrescente, foram: 100% metanólico (244), 50%
etanólico (239) e 100% aquoso (158), sendo expressos em equivalentes g de ácido gálico por
g de massa fresca. O extrato 50% etanólico apresentou a maior capacidade antioxidante no
seqüestro do radical DPPH e a maior atividade inibitória contra a peroxidação lipídica,
comparável ao antioxidante sintético butil-hidroxi tolueno, obtendo uma melhor atividade em
relação à anti-tirosinase, quando comparados aos demais extratos. Concluíram, assim, que as
sementes de lichia possuem potencial para utilização como uma fonte acessível de
antioxidantes naturais.
3.3.2.1- Flavonóides
Os flavonóides, o grupo mais importante dentre os compostos fenólicos, podem ser
subdivididos em 13 classes, com mais de 5000 compostos (Bravo, 1998). Existem quatro
grupos principais de flavonóides: as antocianinas, as flavonas, os flavonóis e as isoflavonas
(Taiz & Zeiger, 2004).
Os flavonóides atuam como antioxidantes na inativação dos radicais livres, em ambos
os compartimentos celulares, lipofílico e hidrofílico (Bianch & Antunes, 1999). A eficiência
antioxidante de compostos fenólicos tem grande dependência de sua estrutura química e os
flavonóides são uns dos mais potentes componentes dos antioxidantes vegetais porque possui
a estrutura elementar envolvida na atividade anti-radical (Figura 3.4): um grupo orto-
difenólico (anel B), uma dupla ligação 2-3 conjugada com o núcleo 4-oxo-flavonóide (anel C)
e grupos hidroxilas nas posições 3 e 5. Além disso, a eficiência antioxidante dos flavonóides é
diretamente correlacionada com o decréscimo de suas hidroxilações e a redução causada pela
presença de uma molécula de açúcar (glicosídeos não são antioxidante, mas a parte aglicona
Capítulo 3: Revisão Bibliográfica
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17
dos flavonóides possuem esta função) e são muito eficientes na inibição de radicais hidróxido
e peróxido. Entretanto, a sua eficiência de inibição de ânios superóxidos não é bem clara
(Bravo, 1998; Aherner & O’Brien, 2002).
(a) Estrutura do flavonóide quercetina (Bravo, 1998).
Figura 3.4: Características estruturais relacionadas à capacidade antioxidante.
Vários fatores afetam o conteúdo de flavonóides nos alimentos e seus padrões
específicos de ocorrência. Cada espécie vegetal é determinada por um intrincado sistema de
controle genético de enzimas que regulam a sua síntese e distribuição no organismo da planta.
Assim, além desses fatores intrínsecos, o conteúdo de flavonóides em plantas é fortemente
influenciado por fatores extrínsecos, tais como variações no tipo de planta e de seu
crescimento, estação do ano, clima da região, grau de maturação e por fim, durante o
processamento e preparação do alimento (Aherner & O’Brien, 2002).
Dehkharghanian, Adenier & Vijayalakshmi (2010) investigaram o conteúdo total de
fenólicos e a presença de três flavonóides (quercetina, kaempferol e miricetina) e duas
flavonas (apigenina e luteolina) em extratos aquosos de espinafre. Para este fim usaram
espectrofotometria de massa e identificação por cromatografia líquida de alta eficiência
(CLAE). Ao final, constatou-se a presença de teores de polifenóis totais em espinafre fresco
de 270 mg/kg e 390 mg/kg, em equivalentes de ácido tânico e catequina, respectivamente, nos
quais os principais flavonóides detectados foram a apigenina (170 mg/kg) e o kaempferol (30
mg/kg).
O
O
A C
B
OH
OH
HO
OH
OH
5 6
7
8 2’
3’
4’
5’ 6’
4 3
2
Capítulo 3: Revisão Bibliográfica
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18
3.3.2.1.1- Antocianinas
As antocianinas são flavonóides constituídos por pigmentos naturais responsáveis pela
coloração vermelha, rosa, azul e roxa de flores e frutos de muitas plantas. Existem diversas
antocianinas encontradas na natureza e sua composição é específica e importante na distinção
das diferentes espécies vegetais (Hong & Wrolstad, 1990). No entanto, as cores das
antocianinas são facilmente afetadas por uma série de condições (Fossen, Cabrita &
Andersen, 1998). Atualmente há 600 antocianinas identificadas na natureza (Konczak &
Zhang, 2004).
As antocianinas são glicosídeos que apresentam açúcares na posição 3 (Figura 3.5b) e,
algumas vezes, em outras posições. Sem seus açúcares, as antocianinas são conhecidas como
antocianidinas (Figura 3.5a). A cor das antocianinas é influenciada por muitos fatores,
incluindo o número de grupos hidroxila e metoxila no anel B da antocianidina, a presença de
ácidos aromáticos esterificados ao esqueleto principal e o pH do vacúolo, no qual tais
compostos estão armazenados. As antocianinas podem também ocorrer em complexos
supramoleculares junto a íons metálicos quelados e a co-pigmentos flavonas (Taiz & Zeiger,
2004).
(a) Antocianidina
(b) Antocianina
Figura 3.5: As estruturas das antocianidinas (a) e antocianinas (b)
OH OH
HO
A C
B 4’
3’
5’
2’
6’ 1’
O+
O+
O Açúcar
A C
B
OH
OH
HO
Capítulo 3: Revisão Bibliográfica
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19
As cores das antocianinas dependem, em parte, dos substituintes ligados ao anel B.
Um aumento no número de grupos de hidroxila altera a absorção para um comprimento de
onda mais longo, resultando na cor azul. A substituição do grupo hidroxila por um grupo
metoxila (OCH3) altera a absorção para um comprimento de onda um pouco mais curto,
resultando na cor avermelhada. As antocianidinas mais comuns e suas cores estão indicadas
na Tabela 3.2 (Taiz & Zeiger, 2004).
Tabela 3.2: Efeito dos substituintes do anel na cor das antocianidinas.
Antocianidina Substituintes Cor
Pelargonidina 4’–OH Vermelho alaranjado
Cianidina 3’–OH, 4’–OH Vermelho violáceo
Delfinidina 3’–OH, 4’–OH, 5’–OH Azul violáceo
Peonidina 3’–OCH3, 4’–OH Vermelho rosado
Petunidina 3’–OCH3, 4’–OH, 5’–OCH3 Violeta
Fonte: Taiz & Zeiger, 2004.
Outra propriedade importante das antocianinas é a sua atividade antioxidante
(Konczak & Zhang, 2004), que desempenha um papel fundamental na defesa contra as
doenças neurais, cardiovasculares, câncer, diabetes e outras (Castañeda-Ovando et al., 2009).
Devido às antocianinas apresentarem uma série de atividades biológicas, a
contribuição do efeito de promoção da saúde dessas substâncias está sob investigações em
muitos estudos. Para esse propósito, há a necessidade da realização de experimentos in vitro e
in vivo (Eichhorn & Winterhalther, 2005).
3.3.2.1.1.1- Fatores que determinam a estabilidade das antocianinas
A estabilidade das antocianinas é influenciada por a sua própria estrutura química, a
temperatura, o efeito do pH, a presença de oxigênio, as interações entre os componentes dos
alimentos, tais como ácido ascórbico, íons metálicos, açúcares (Francis, 1977), a incidência da
Capítulo 3: Revisão Bibliográfica
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20
luz, a formação de co-pigmentos (Bridle & Timberlake, 1997) e a degradação química e
enzimática (Zhang et al., 2004).
a) Degradação
As diferentes condições de processos para a obtenção de antocianinas são responsáveis
por perdas de suas propriedades que agregam valor a alimentos modificados industrialmente.
Em geral, a biossíntese das antocianinas tem sido mais estudada do que a etapa pós-
biossíntese. É durante essa etapa, que compreende modificações químicas e enzimáticas, que
ocorre a degradação das antocianinas no interior celular, durante o transporte, a armazenagem,
a secreção e catabolismo (Zhang, Curtin & Franco, 2002). Para elucidar o mecanismo de
transporte e armazenamento de antocianinas em células vegetais foram utilizadas células
cultivadas de uva (Vitis vinifera L.), com o objetivo de produzir antocianinas estáveis (Zhang
et al., 2004).
A síntese de antocianinas é realizada através de etapas seqüenciais catalisadas por
enzimas localizadas no citosol e retículo endoplasmático das células (Springob et al., 2003).
Uma das possibilidades de transporte da antocianina é a de aderir a um tipo de proteína, a
glutationa S-transferase (GST), e mais tarde se acumular em vacúolos antociânicos de
inclusão (Anthocyanic vacuolar inclusions - AVIs), Figura 3.6 (Conn, Zhang & Franco,
2003). Este mecanismo varia entre as espécies vegetais e ainda não está totalmente elucidado
(Zhang et al., 2004).
Capítulo 3: Revisão Bibliográfica
Juliana Chrís Silva de Azevêdo, dezembro/2010
21
Figura 3.6: Esquema da rota da antocianina pós-biossíntese. Adaptado de Zhang et al., 2004.
b) Temperatura
O efeito da temperatura é um fator relevante quanto à estabilidade das antocianinas.
Nos estudos de extração de antocianinas de groselhas pretas, realizados por Cacace & Mazza
(2003) constatou-se que a elevação da temperatura de 6 para 30 ºC aumentou o rendimento e
reduziu o tempo de extração, utilizando como solventes etanol e água sulfurada. Entretanto, o
emprego de temperaturas de extração de 40 e 70 ºC resultou em baixos rendimentos, devido à
degradação das antocianinas.
Em investigação in vitro realizada sobre a termo-estabilidade, a composição bioativa e
a atividade antioxidante de extratos, feitos com água e acetona, de raízes de lótus e cebola
branca, a diferentes períodos de ebulição (10, 20, 40 e 60 minutos) e a temperatura ambiente,
verificaram-se maiores resultados da presença de compostos bioativos (polifenóis, flavonóis,
O+
O
OH
OH
OH
OH
OCH3
Coum
Glc
Transporte da antocianina via GST
Entrada Estocagem (AVI)
Degradação
(Química, enzimática)
Capítulo 3: Revisão Bibliográfica
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22
flavonóides, antocianinas e taninos) e atividade antioxidante em extratos de raízes de lótus do
que em extratos de cebola branca. A termo-estabilidade também foi significantemente
superior em extratos de raízes de lótus, que permaneceu a mesma para o extrato aquoso em
tempo superior a 60 minutos de ebulição. A atividade antioxidante desses extratos continuou
apresentando-se elevada, de acordo com os ensaios de DPPH, FRAP, ABTS e CUPRAC (Im
et al., 2010).
c) pH
As antocianinas podem ser encontradas em diferentes formas químicas dependendo do
pH do meio reacional em que se encontre (Castañeda-Ovando et al., 2009), o que influenciará
diretamente em sua cor e estabilidade (Albarici, Pessoa & Forim, 2006).
As antocianinas são antocianidinas ligadas a açúcares e todas as antocianidinas têm
como estrutura básica o íon flavilium, o qual é muito reativo. Atribui-se a essa estrutura seis
formas de ressonância, com a maior carga parcial positiva nos carbonos 2 e 4, sendo a
estabilidade do cátion dependente desses radicais. A presença de um íon oxônio adjacente ao
carbono 2 é a razão pela qual as antocianidinas apresentarem uma natureza anfótera. Em
meios ácido e neutro, quatro estruturas de antocianinas existem em equilíbrio: o cátion
flavilium (AH+), a base quinoidal (A), a pseudobase ou carbinol (B) e a chalcona (C), como
ilustrado na Figura 3.7a (Ribeiro & Seravalli, 2007).
As antocianinas exibem coloração vermelha intensa apenas em uma faixa muito
limitada de pH, ou seja, de 1,0 a 3,0 que corresponde a um equilíbrio entre o cátion flavilium
(vermelho) e a base carbinol (incolor). Uma elevação de pH provoca uma transformação
estrutural com perda de cor vermelha. Em pH de 4,0 a 6,5 o sal flavilium é imediatamente
convertido em duas bases quinoidais neutras de cor púrpura, que lentamente se hidratam para
a pseudobase carbinol, com desaparecimento progressivo da cor (Ribeiro & Seravalli, 2007).
Capítulo 3: Revisão Bibliográfica
Juliana Chrís Silva de Azevêdo, dezembro/2010
23
(a) Formas químicas das antocianinas dependentes do pH (R1 e R2 = H/ OH/ OMe; O – R3 =
açúcar). Adaptado de Albarici, Pessoa & Forim, 2006.
(b) Reação de degradação. Adaptado de Castãneda-Ovando et al., 2009.
Figura 3.7: Transições das estruturas das antocianinas em função do pH.
OH
HO O+
OR1
OH
OR2
O – R3
Cátion flavilium (AH+)
OH
HO O
OH
OR2
O – R3
Pseudobase ou carbinol (B)
OH
O O
OR1
OH
OR2
O – R3
Base quinoidal (A)
OH
HO OH
OR1
OH
OR2
O – R3
Chalcona (C)
+ H2O -H+
-H+
OH
O
OH
HO OH
R1
OH
R2
O – R3
Chalcona (C) pH 6
O
OH
HO OH
R1
OH
R2
O – R3
Chalcona (C)
O
OH
HO OH
O
Aldeído
+
R1
OH
R2 O
OH
Ácido fenólico
OH
HO OH
R1
OH
R2
O
O
Dicetona
Quando R1 é H:
OR1
Capítulo 3: Revisão Bibliográfica
Juliana Chrís Silva de Azevêdo, dezembro/2010
24
A estabilidade das antocianidinas é influenciada pelos substituintes do anel B e o
número de grupos hidroxila e metoxila, que diminuem a estabilidade da parte aglicona em
meio reacional neutro. Tal comportamento é explicado porque as moléculas de açúcar evitam
a degradação de formas intermediárias instáveis em ácidos fenólicos e aldeídos. A reação de
degradação das antocianinas parte da forma chalcona (Figura 3.7b) (Castãneda-Ovando et al.,
2009).
Torskangerpoll & Andersen (2005) investigaram a estabilidade de três pigmentos
antociânicos isolados a partir de frutas e legumes, sendo eles, (1) cianidina-3-glicosídeo, (2)
cianidina-3-(2”-glucosil-glicosídeo)-5-glucosídeo e (3) cianidina-3-(2”-(2’”-sinapoil
glucosil)-6”-sinapoil-glucosídeo)-5-glucosídeo. A partir das diferentes antocianinas foram
feitas soluções aquosas tamponadas em 14 diferentes valores de pH, medidos durante 98 dias
e mantidos a temperatura de 10ºC. Observou-se o impacto da modificação do pH do meio na
estrutura química das mesmas, tais como a substituição na posição 5-glicosídica (anel A –
Figura 3.8), possível acilação de resíduos de açúcares com ácidos orgânicos na posição 3
(anel B – Figura 3.8), modificação da cor e em sua estabilidade. Os pigmentos 2 e 3 foram
mais estáveis, em parte dos valores de pH analisados, do que o pigmento 1. Todos os
pigmentos apresentaram modificações drásticas na coloração em soluções mais alcalinas. As
variações nos resultados enfatizam a importância da estrutura química para a propriedade das
antocianinas em frutos frescos e produtos hortículas.
Figura 3.8: Estrutura básica e sistema de numeração dos flavonóides (Bravo, 1998).
Em estudos com variedades de batatas pigmentadas foi relatado o predomínio de
antocianinas aciladas. Esse tipo de antocianina é atrativo para a coloração de alimentos
porque mostram uma maior estabilidade a valores de pH baixos (Eichhorn & Winterhalther,
2
C
A
B O
3 4
1
5
7
6
8 1’ 2’
6’
4’
5’
3’
C
Capítulo 3: Revisão Bibliográfica
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25
2005). As antocianinas da batata vermelha, por exemplo, são discutidas como alternativa aos
corantes sintéticos (Rodríguez-Saona, Giusti & Wrolstad, 1998).
Cabrita, Fossen & Andersen (2000) investigaram a estabilidade de seis diferentes
antocianinas purificadas a partir do morango (Fragaria ananassa: pelargonidina-3-
glucosídeo), do arroz (Oriza sativa: cianidina e peonidina-3- glucosídeo); da Abies koreana
(delfinidina e petunidina-3-glucosídeo) e do mirtilo (Vaccinium spp.: malvidina-3-glucosídeo)
e a variação de cor devido ao pH, concluindo, das análises realizadas, que as mudanças são
mais significantes na região alcalina e isso deve-se ao fato das antocianinas serem
extremamente instáveis nessa região.
d) Luz
A presença de luz exerce efeito duplo sob as antocianinas: favorece sua biossíntese,
mas acelera seu processo de degradação. Os pigmentos antociânicos obtidos da Alcalipha
híspida perderam 50% da cor original após 2800 horas no escuro e após 721 horas sob
exposição à luz, em solução tampão citrato/fosfato de pH igual a 3 e temperatura de 21ºC
(Bailoni, Bobbio & Bobbio, 1998).
Em estudos realizados por Sankat, Basanta & Marahaj (2000) com frutos de jambo
expostos à luz e outros mantidos no escuro, observou-se uma maior perda da coloração
vermelha da casca nos frutos expostos diretamente à luz (mantidos durante 30 dias a 5°C) do
que naqueles protegidos da mesma, cuja perda foi reduzida. As medidas foram feitas com
relação à perda do pigmento antociânico dos frutos através de colorimetria.
Zhang et al. (2002) investigaram a ação conjunta do ácido jasmônico e da incidência
da luz para aprimoramento da biossíntese de antocianinas em uma cultura de suspensão de
células de Vitis vinifera. Os autores constataram um significativo incremento no acúmulo de
antocianinas, apresentando um valor superior de 13,9 vezes, quando comparado à cultura de
controle, que se encontrava na ausência de luz.
Capítulo 3: Revisão Bibliográfica
Juliana Chrís Silva de Azevêdo, dezembro/2010
26
e) Oxigênio
A presença de oxigênio no meio também é um fator significativo na degradação de
antocianinas, mesmo na ausência de luz e em todos os valores de pH. Esta degradação ocorre
através de um mecanismo de oxidação direta ou indireta dos constituintes do meio que
reagem com as antocianinas (Lopes et al., 2007).
A natureza insaturada da estrutura das antocianinas torna-as suscetíveis ao oxigênio
molecular. Na presença de oxigênio, as antocianinas escurecem. Quando se substitui o O2 por
atmosferas ricas em nitrogênio ou vácuo, a cor das antocianinas é mantida (Ribeiro &
Seravalli, 2007).
f) Solvente
A solubilidade de compostos fenólicos é regida pela polaridade do solvente utilizado,
pelo grau de polimerização dos compostos fenólicos presentes, pela interação desses
compostos com outros componentes do alimento e pela formação de complexos insolúveis.
Por isso não existe um procedimento uniforme ou completamente satisfatório que seja
adequado para a extração de todos os compostos fenólicos ou uma classe específica de
substâncias fenólicas, em materiais vegetais. Diferentes solventes e combinações entre eles,
como o metanol, etanol, acetona, água e acetato de etila, são freqüentemente utilizados para
extração de compostos fenólicos (Naczk & Shahidi, 2004).
As antocianinas, obtidas a partir de materiais vegetais, são extraídas geralmente com
solventes orgânicos acidificados, onde esse sistema solvente destrói a membrana celular e ao
mesmo tempo dissolve as antocianinas e as mantêm estáveis (Naczk & Shahidi, 2004). Cacase
& Mazza (2002) utilizaram água sulfurada para extrair as antocianinas de groselhas pretas e a
quantidade máxima extraída foi a um nível de SO2 de 1000-1200 ppm em 30-35°C e a uma
proporção de solvente e massa do fruto congelado moído de 19L:1kg.
Ju & Howard (2003) empregaram um sistema a alta temperatura com líquido
pressurizado e testaram seis diferentes solventes - água acidificada (água deionizada em HCl
0,1%); etanol 60% em HCl 0,1%; metanol 60% em HCl 0,1%; uma mistura dos solventes
Capítulo 3: Revisão Bibliográfica
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27
metanol (40)/ acetona (40)/ água (20) em HCl 0,1%; metanol 70% em ácido acético 7%;
metanol 70% em ácido trifluoroacético 0,1% - dos quais, tanto a água acidificada quanto o
metanol 60% acidificado apresentaram similar eficiência no máximo conteúdo de
antocianinas obtido da casca de uva desidratada, a intervalos de temperatura máxima de 80-
100°C.
g) Copigmentação
Acredita-se que a reação de copigmentação seja uma das principais responsáveis pela
estabilidade das antocianinas na natureza, mais especificamente do cátion flavilium (Dimitric-
Markovic et al., 2001). Os flavonóides não antociânicos, alcalóides, aminoácidos e
nucleosídeos, entre outros, podem atuar como copigmentos e a própria antocianina pode agir
copgimentando outra antocianina (Stringheta & Bobbio, 2000). A intensidade dos efeitos de
copigmentação depende de vários fatores, incluindo tipo e concentração de antocianinas e
copigmentos, pH e temperatura do solvente. O valor de pH para uma copigmentação máxima
está em torno de 3,5 e pode variar ligeiramente em função do sistema pigmento-copigmento
(Ribeiro & Seravalli, 2007).
Dimitric-Markovic et al. (2001) realizaram um estudo da interação dos copigmentos
do cloreto de malvidina com ácidos orgânicos (caféico, ferúlico, sináptico, clorogênico e
tânico) com o propósito de elucidar a natureza da formação da copigmentação. Os resultados
confirmaram a presença de pontes de hidrogênio na estrutura dos copigmentos analisados e o
efeito significativo do pH do meio em que as reações de copigmentação foram realizadas. A
solução tampão de pH 2,5 mostrou-se mais efetiva na formação de pontes de hidrogênio mais
fortes dos copigmentos do que em solução tampão de pH 3,65, o que, provavelmente, é uma
conseqüência da maior estabilidade dessa estrutura nos meios mais ácidos.
A ação dos ácidos tânico e gálico, que possuem a capacidade de participar da reação
de copigmentação com as antocianinas, foi estudada na estabilidade de betacianinas de extrato
70% etanólico de beterraba vermelha (Beta vulgaris L.), nos valores de pH de 5 e 6,8,
temperatura de 25°C, ausência de luz e em presença de oxigênio. Constatou-se que o ácido
tânico e o ácido gálico promoveram um aumento significativo da estabilidade da cor do
Capítulo 3: Revisão Bibliográfica
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pigmento betacianina em pH 5,00, sendo que o ácido tânico apresentou uma proteção mais
efetiva (Drunkler, Falcão & Bordignon-Luiz, 2004).
Vários estudos ainda são necessários para elucidar de que forma as condições de
processos influenciará nas transformações e degradação na composição bioativa de produtos
vegetais e hortículas.
3.3.3- Métodos de extração de fenólicos
A extração de compostos fenólicos em materiais vegetais é influenciada pela sua
natureza química, o método de extração empregado, o tamanho da partícula da amostra,
tempo e condições de armazenagem, bem como a presença de substâncias interferentes. A
natureza química dos compostos fenólicos varia de simples a altamente polimerizados,
incluindo proporções variáveis de ácidos fenólicos, fenilpropanóides, antocianinas, taninos e
outros (Naczk & Shahidi, 2004). Sendo assim, a escolha do método de extração é de grande
importância para a extração de corantes naturais (Patil et al., 2009).
A extração com solventes tem sido o método mais comum utilizado para extrair os
diversos compostos de frutas, incluindo os flavonóides (Castañeda-Ovando et al., 2009). Os
compostos fenólicos são geralmente extraídos a partir do fruto fresco, ou também, por
trituração, secagem ou liofilização do mesmo e posterior extração por solvente (Merken &
Beecher, 2000). As antocianinas, por possuir a característica polar, são solúveis em diferentes
solventes como etanol, metanol, acetona e água.
A escolha do método de extração deverá maximizar a recuperação do pigmento com
uma quantidade mínima de interferentes e uma mínima degradação ou alteração em seu
estado natural (Rodriguez-Saona & Wrolstad, 2001). Entre os métodos mais comuns
utilizados estão aqueles que utilizam etanol e metanol acidificados (Cacace & Mazza, 2003).
3.4- Oxidação e radicais livres
A oxidação nos sistemas biológicos ocorre devido à ação dos radicais livres no
organismo. Estas moléculas têm um elétron isolado, livre para se ligar a qualquer outro
Capítulo 3: Revisão Bibliográfica
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29
elétron, e por isso são extremamente reativas. Elas podem ser geradas por fontes endógenas
ou exógenas. Por fontes endógenas, originam-se de processos biológicos que normalmente
ocorrem no organismo, tais como: redução de flavinas e tióis; resultado da atividade de
oxidases, cicloxigenases, lipoxigenases, desidrogenases e peroxidases; presença de metais de
transição no interior da célula e de sistemas de transporte de elétrons. Esta geração de radicais
livres envolve várias organelas celulares, como mitocôndrias, lisossomos, peroxissomos,
núcleo, retículo endoplasmático e membranas. As fontes exógenas geradoras de radicais livres
incluem tabaco, poluição do ar, solventes orgânicos, anestésicos, pesticidas e radiações
(Soares, 2002).
A oxidação é um dos processos responsável pela deterioração dos alimentos, pois pode
afetar a segurança alimentar, a cor, o sabor e a textura (Sánchez-Moreno, Larrauri & Saura-
Calixto, 1998). Os compostos fenólicos são antioxidantes primários que promovem a remoção
ou inativação dos radicais livres formados, através da doação de átomos de hidrogênio a estas
moléculas, interrompendo a reação em cadeia. Segundo o mecanismo de ação representado
pela Figura 3.9 (Ramalho & Jorge, 2006).
Em que: ROO· e R· – radicais livres; AH – antioxidante
com um átomo de hidrogênio ativo e A· – radical inerte
Figura 3.9: Mecanismo de ação para os antioxidantes primários.
3.4.1- Atividade Antioxidante
Os antioxidantes são agentes responsáveis pela inibição e redução das lesões causadas
pelos radicais livres nas células. Eles são capazes de interceptar os radicais livres gerados pelo
metabolismo celular ou por fontes exógenas, impedindo o ataque sobre os lipídeos, os
aminoácidos das proteínas, a dupla ligação dos ácidos graxos poliinsaturados e as bases do
DNA, evitando a formação de lesões e perda da integridade celular. Os antioxidantes obtidos
Capítulo 3: Revisão Bibliográfica
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30
da dieta, tais como as vitaminas C, E e A, os flavonóides e carotenóides são extremamente
importantes na interceptação dos radicais livres (Bianch & Antunes, 1999). A utilização de
compostos antioxidantes encontrados na dieta é um dos mecanismos de defesa contra os
radicais livres que podem ser empregados na indústria de alimentos.
As características químicas dos antioxidantes, incluindo a sua solubilidade, a
capacidade de se regenerar, sua relação estrutura/atividade e sua biodisponibilidade são
fatores importantes a serem considerados quando é levada em consideração a saúde humana
(Kaur & Kapoor, 2001).
Dentre os fatores que podem afetar os níveis de atividade antioxidante e compostos
fenólicos totais em frutas estão à espécie, o tamanho e a textura dos frutos, a forma de
preparação das amostras e as condições de armazenagem. Neste contexto, Patthamakanolporn
et al. (2008) estudaram as mudanças na atividade antioxidante e nos compostos fenólicos
totais de frutas selecionadas (manga madura e verde, goiaba, mamão, banana e dois frutos
indígenas – makiang e maluod) durante 10 dias de estocagem sob refrigeração (4 – 6ºC). A
atividade antioxidante e o teor de compostos fenólicos foram avaliados em 0, 3, 6 e 10 dias de
estocagem. A banana e o mamão apresentaram diminuição gradativa da atividade
antioxidante, a manga, a goiaba e os frutos indígenas exibiram altos níveis de atividade
antioxidante e reduzida diminuição da mesma ao longo do período de estocagem, bem como o
teor de fenólicos totais.
A atividade antioxidante do vinho, do suco de uva e de alguns constituintes fenólicos
sintéticos (ácido caféico, ácido ferúlico, ácido gálico, quercetina, rutina, ácido tânico e
resveratrol) mais comumente encontrados nos mesmos, foi investigada por diferentes
métodos: o método de inibição da oxidação lipídica (ferro-tiocianato - FTC) e por seqüestro
do radical livre (2,2-difenil-1-pricrilhidrazil - DPPH), sendo os seguintes reagentes tomados
como referência, DL-α-Tocoferol e 3-terc-butil-4-hidroxianisole (BHA). As principais
diferenças entre os métodos utilizados, FTC e DPPH, respectivamente, foram o meio
reacional (emulsão oleosa versus meio hidroalcoólico) e o tempo de análise (96 h para atingir
o controle da oxidação para o primeiro método e menos de 3 h para o outro). Assim, a
inibição da oxidação lipídica obedeceu à seguinte ordem: rutina = ácido ferúlico > ácido
tânico = ácido gálico = resveratrol > BHA = quercetina > DL-α-Tocoferol > ácido caféico, e
Capítulo 3: Revisão Bibliográfica
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31
essa disparidade deve-se a estrutura química de cada composto fenólico. Entretanto, a
atividade mais elevada de seqüestrar o radical livre DPPH foi a do ácido gálico, mostrando-se
intermediária para ácido tânico, ácido caféico, quercetina, rutina e BHA e baixa para o DL-α-
Tocoferol e resveratrol. O vinho apresentou uma maior atividade antioxidante do que o suco e
foram mais potentes para a capacidade de eliminação de radicais livres do que para a inibição
da oxidação lipídica. Por fim, os ácidos gálico e tânico mostraram uma eficiente atividade
antioxidante para ambos os métodos dentre todo o material analisado (Sánchez-Moreno,
Larrauri & Saura-Calixto, 1999).
Em estudo do efeito da temperatura de armazenamento sobre a capacidade
antioxidante, os fenólicos totais, as antocianinas e o teor de ácido ascórbico de morango,
framboesa e mirtilo, foi constatado uma correlação positiva da capacidade antioxidante com o
teor de compostos fenólicos e antocianinas. Já, o ácido ascórbico apresentou uma fraca
contribuição para a atividade antioxidante e isso foi devido a sua perda durante a estocagem
dos frutos (Kalt et al., 1999). Em outro estudo similar, este apenas com o mirtilo, foi
observado desempenho semelhante do ácido ascórbico sobre a atividade antioxidante,
ressaltando que reduções no teor de ácido ascórbico são geralmente observados após a
colheita, devido ao fato de ser antioxidante natural, envolvido em reações antioxidativas que
se processam durante a senescência dos frutos (Severo et al., 2009).
3.5- Inibição das enzimas α-amilase e α-glicosidase
Os carboidratos são moléculas complexas que constituem a classe de substâncias de
maior importância na dieta dos ocidentais. Entretanto, para que sejam aproveitados como
fonte de energia pelos seres vivos, os carboidratos precisam ser degradados em moléculas
menores, capazes de serem absorvidas pelo trato gastrintestinal. Diante de sua complexidade,
os carboidratos dependem de enzimas para sua degradação e posterior absorção, dentre elas as
α-amilases e α-glicosidases (Antunes, 2008).
Dos carboidratos ingeridos, em torno de 60% estão na forma de polissacarídeos,
principalmente amido e glicogênio, os quais têm que ser degradados em seus
monossacarídeos constituintes antes que possam ser usados com propósitos metabólicos. Esta
Capítulo 3: Revisão Bibliográfica
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degradação é inicialmente realizada pela α-amilase, secretada pelas glândulas salivares e pelo
pâncreas, e completada pelas glicosidases intestinais (Shils et al., 2003).
As α-amilases são largamente distribuídas em microorganismos, plantas e secreções
animais e os produtos resultantes da sua ação sobre o amido são oligossacarídeos de vários
comprimentos de cadeia (Muralikrishna & Nirmala, 2005; Payan, 2004; Yoon & Robyt,
2003). Uma das enzimas responsáveis pela quebra de oligossacarídeos e dissacarídeos em
monossacarídeos é a α-glicosidase. A inibição dessas enzimas leva a uma diminuição do
nível de glicose no sangue, porque os monossacarídeos são a forma de hidratos de carbono
que é absorvida através da borda da mucosa do intestino delgado (Funke & Melzig, 2006).
A atividade dessas enzimas também está envolvida com a progressão da cárie e da
placa dentária, com a formação do pico de concentração de glicose pós-prandial e com a
velocidade do esvaziamento gástrico. Por isso, pesquisas no sentido de se conseguir uma
inibição efetiva de α-amilases e α-glicosidases têm sido direcionadas, dentre outras áreas, no
controle da hiperglicemia pós-prandial típica dos estágios iniciais do diabetes tipo 2 (Antunes,
2008; Kwon, Apostolidis & Shetty, 2008).
O termo diabetes mellitus descreve uma desordem metabólica de múltipla origem,
caracterizada pela hiperglicemia crônica com distúrbio de carboidratos, gordura e do
metabolismo de proteínas resultantes de defeitos na secreção de insulina, da ação da insulina,
ou ambos. Os efeitos do DM incluem danos em longo prazo, disfunção e falência de vários
órgãos. Existem duas formas de DM: o DMT1 inclui os casos que podem ser atribuídos a um
processo auto-imune ou pela destruição das células-β, ocasionando a não produção de
insulina; e o DMT2, que resulta na resistência à insulina (WHOC, 1999), tem seu
desenvolvimento caracterizado por um declínio progressivo na ação da insulina e deterioração
da função da célula β e, conseqüentemente, da secreção da insulina (Fonseca, 2009). O único
tratamento do DMT1 é a substituição de insulina. Já para o DMT2, muitas e diversas
estratégias terapêuticas são conhecidas. Os tratamentos convencionais incluem a redução da
demanda por insulina, estimulação da secreção de insulina endógena, o reforço da ação da
insulina nos tecidos-alvo e a inibição da degradação de oligo e dissacarídeos (Funke &
Melzig, 2006).
Capítulo 3: Revisão Bibliográfica
Juliana Chrís Silva de Azevêdo, dezembro/2010
33
A hiperglicemia pós-prandial e sua cronicidade leva à glicolisação não-enzimática de
proteínas biológicas, com a formação irreversível de produtos finais de glicolisação (AGEs).
Este processo ocorre in vivo através da ligação covalente de grupos aldeído ou cetona ligado
aos açúcares redutores do grupo amina de proteínas, formando estruturas AGE de cor
castanho-amarelada e fluorescente. Os AGEs possuem a propensão para gerar espécies
reativas de oxigênio (ROs). Além disso, livres ou ligados a proteínas, podem sofrer auto-
oxidação e produzir radicais livres e outros intermediários oxidativos, como o H2O2 e outros
peróxidos, que também contribuem para a formação de AGEs (Wu, Yeh & Yen, 2010).
Uma investigação foi realizada em frutas nacionais e polpas congeladas, sobre a ação
de seus componentes bioativos na promoção da saúde: como possível fonte de antioxidante
natural, sua atividade anti-inflamatória e hipocolesterolêmica (relacionada a vitamina A, C e
E) e a presença de compostos fenólicos. As amostras analisadas mostraram-se fontes
satisfatórias de flavonóides e ácido elágico, com potente capacidade antioxidante e atividade
inibitória das enzimas α-amilase e α-glicosidase (Gonçalves, Lajolo & Genevese, 2010).
Pinto et al. (2008) investigaram a ação anti-hiperglicemia e anti-hipertensiva no uso
potencial de modelos in vitro de cultivares de morangos nacionais (Fragaria x ananassa
Duch.) e chegaram a conclusão que os morangos apresentaram uma satisfatória atividade de
inibição da enzima α-glicosidase, já a inibição da α-amilase mostrou-se baixa para todos os
cultivares de morango. É sabido que a inibição em excesso da α-amilase pode levar a não
digestão do amido no intestino delgado e isso acarretará distensão do estômago e conseqüente
desconforto. Assim, as cultivares de morango que apresentaram atividades inibitórias alta para
a α-glicosidase e baixa para a α-amilase são considerados candidatos potenciais para gerenciar
as fases iniciais da hiperglicemia.
Ranilla et al. (2010) investigaram a ação conjunta das enzimas α-amilase e α-
glicosidase em plantas medicinais, ervas e especiarias (temperos) da América latina. Algumas
delas, como a Chancapiedra (Phyllantus niruri L.), a Zarzaparrila (Smilax officinalis), a erva-
mate (Llex paraguayensis St-Hill) e a Huacatay (Tagetes minuta) apresentaram atividade
inibitória da α-glicosidase com nenhum efeito sobre a α-amilase. Todos os gêneros de
pimenta (Capsicum) analisados exibiram um bom potencial tanto para a ação anti-
hiperglicemica quanto para a ação anti-hipertensiva. Portanto, os produtos analisados
Capítulo 3: Revisão Bibliográfica
Juliana Chrís Silva de Azevêdo, dezembro/2010
34
possuem um bom potencial para a prevenção da hiperglicemia e hipertensão associada ao
DMT2.
Capítulo 4: Materiais e Métodos
Capítulo 4: Materiais e métodos
Juliana Chrís Silva de Azevêdo, dezembro/2010
36
4- Materiais e métodos
A presente pesquisa foi conduzida nos Laboratórios de Operações Unitárias, Sistemas
Particulados, Tecnologia de Alimentos, Engenharia Bioquímica (pertencentes ao
Departamento de Engenharia Química) e Química Analítica Qualitativa (pertencente ao
Departamento de Química), localizados na Universidade Federal do Rio Grande do Norte
(UFRN).
4.1- Materiais
4.1.1- Matéria-prima:
Os frutos do jambo vermelho (Syzygium malaccense) in natura foram provenientes da
cidade de Natal, Rio Grande do Norte, colhidos durante seu período de safra, entre os meses
de novembro de 2009 a março de 2010.
4.2- Metodologias
Foram empregadas duas estratégias para a obtenção do corante do jambo vermelho: A
estratégia 1 constituiu da extração sólido-líquido em reator enjaquetado com controle dos
parâmetros experimentais por planejamento composto central, e a estratégia 2, foi realizada
por desidratação em leito de jorro.
4.2.1- Estratégia 1: Obtenção do corante por extração sólido-líquido
As etapas desenvolvidas na estratégia 1 para se atingir o objetivo proposto neste
trabalho, encontram-se descritas no fluxograma apresentado na Figura 4.1.
Capítulo 4: Materiais e métodos
Juliana Chrís Silva de Azevêdo, dezembro/2010
37
Figura 4.1: Fluxograma da Estratégia 1.
As seguintes amostras foram submetidas à extração sólido-líquido do corante do
jambo vermelho (Figura 4.2):
Jambo
Casca Jambo inteiro sem caroço
Seleção
Extração em reator
Processador
Extrato A1: Produto A1’
Planejamento
Composto
Central
Planejamento
Composto
Central
Comparação
Processador
Extração em reator
Extrato A2: Produto A2’
Análises
Capítulo 4: Materiais e métodos
Juliana Chrís Silva de Azevêdo, dezembro/2010
38
• Amostra A1: casca;
• Amostra A2: jambo sem caroço.
Todas as amostras foram trituradas separadamente, acondicionadas em sacos plásticos
e refrigeradas até o momento de serem utilizadas.
Figura 4.2: Amostras preparadas para extração do corante. Fonte: Arquivo pessoal (2010).
As amostras A1 e A2 foram submetidas à extração em um reator enjaquetado (Figura
4.3) provido de um sistema com circulação de água e controle dos seguintes parâmetros:
temperatura, tempo e proporções variadas de solvente (H2O:EtOH) utilizado, segundo a
matriz planejamento experimental da Tabela 4.1. O sistema reacional era formado pelos
seguintes parâmetros fixos: 15 g da amostra em estudo (A1 e A2) e 12 rpm de agitação.
(A1) Casca
(A2) Jambo inteiro sem caroço
Capítulo 4: Materiais e métodos
Juliana Chrís Silva de Azevêdo, dezembro/2010
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Figura 4.3: Aparato experimental da extração sólido-líquido. Fonte: Arquivo pessoal (2010).
Para inibir uma possível degradação da cor do corante causada pela incidência da luz
nas amostras, os tubos tipo falcon (Figura 4.3e) foram revestidos com papel alumínio.
4.2.1.1- Análise estatística
4.2.1.1.1- Delineamento estatístico
Um delineamento estatístico de Composição Central com pontos axiais foi escolhido
para investigar a linearidade ou não dos efeitos dos fatores: temperatura e tempo de extração,
relação entre os solventes, no conteúdo total de fenólicos (CFT), na atividade antioxidante
(AA) e na quantificação de antocianinas totais (AT). Cada fator foi testado em três níveis
(Tabela 4.1).
B C
(a) A- Reator enjaquetado;
B- Termopar;
C- Banho termostatizado.
(b) extração em andamento (c) filtração (d) extrato (e) protegido da luz
� � �
A
Capítulo 4: Materiais e métodos
Juliana Chrís Silva de Azevêdo, dezembro/2010
40
Tabela 4.1: Matriz Experimental do Planejamento Composto Central.
Fatores Níveis
-α -1 0 +1 +α
1: T (°C) 33,18 40 50 60 66,82
2: t (min.) 3,18 10 20 30 36,82
3: s (mL) 0,318/3 1/3 2/3 1/1 3,682/3
Ensaio Ordem 1 2 3
1 5 - - -
2 3 + - -
3 14 - + -
4 13 + + -
5 4 - - +
6 15 + - +
7 17 - + +
8 1 + + +
9 16 0 0 0
10 11 0 0 0
11 6 0 0 0
12 7 -α 0 0
13 12 +α 0 0
14 8 0 -α 0
15 2 0 +α 0
16 10 0 0 -α
17 9 0 0 +α
Um Planejamento Composto Central com k-fatores e três níveis requer 2k + 2k + C
experimentos, onde 2k pontos estão nos cantos do quadrado, representando a amplitude (o
domínio) do experimento. Os pontos axiais 2k estão numa distância codificada de ±1,41 (±α)
do centro do delineamento e medem a possibilidade da não linearidade nos valores obtidos
das respostas analisadas em função dos fatores. Os pontos C em replicatas no centro do
Capítulo 4: Materiais e métodos
Juliana Chrís Silva de Azevêdo, dezembro/2010
41
quadrado (ponto central) são uma estimativa do erro experimental (Calado & Montgomery,
2003; Teófilo & Ferreira, 2006; Barros Neto, Scarminio & Bruns, 2007). Assim,
considerando três fatores e três replicatas do ponto central, o planejamento envolveu 17
experimentos, executados em ordem aleatória.
4.2.1.1.2- Análise de Superfície de Resposta
A metodologia de superfície de resposta baseia-se na construção de modelos
matemáticos empíricos que geralmente empregam funções polinomiais lineares ou
quadráticas para descrever o sistema estudado e, conseqüentemente, dão condições de
explorar (modelar e deslocar) o sistema até sua otimização. Geralmente usam-se superfícies
de respostas quando as variáveis de resposta são influenciadas por muitas variáveis
independentes e o objetivo é aperfeiçoar a resposta (Calado & Montgomery, 2003).
A temperatura, o tempo e a relação entre solventes podem ser otimizadas
estatisticamente (Wijngaard & Brunton, 2010) se o valor de CFT, AA e AT for conhecido
como uma função dos fatores experimentais, gerando um modelo matemático. Um gráfico
dessa função produz a superfície de resposta para os fenólicos, a atividade antioxidante e o
teor de antocianinas, a qual é obtida aplicando-se regressões lineares múltiplas para os valores
obtidos em função dos fatores experimentais.
A superfície de resposta pode ser representada pelo modelo matemático apresentado
na Equação 4.1 (Calado & Montgomery, 2003; Teófilo & Ferreira, 2006; Barros Neto,
Scarminio & Bruns, 2007):
(4.1)
Capítulo 4: Materiais e métodos
Juliana Chrís Silva de Azevêdo, dezembro/2010
42
4.2.1.1.3- Avaliação do modelo
O modelo obtido pode não ser exatamente aquele que descreve a região estudada do
sistema e, neste caso, não pode ser usado para fazer estimativas para deslocamento e muito
menos para extrair conclusões sobre a região ótima. A maneira mais confiável de se avaliar a
qualidade do ajuste do modelo é empregando a análise de variância (ANOVA) (Teófilo &
Ferreira, 2006).
A análise de variância (Calado & Montgomery, 2003; Teófilo & Ferreira, 2006;
Barros Neto, Scarminio & Bruns, 2007) está resumida na Tabela 4.2.
Foi realizado teste estatístico de F para determinar a significância dos diferentes
modelos obtidos. Todas as análises e testes foram conduzidos utilizando o pacote estatístico
Statistica, versão 6.0 da Statsoft.
Tabela 4.2: Análise de variância para o ajuste do modelo matemático.
Fonte de
variação
Soma Quadrática N.º de g.l. Média Quadrática F
Regressão p – 1
Resíduos n – p
Falta de ajuste m – p
Erro puro n – m
Total n – 1
% de variação explicada:
% máxima de variação explicável:
Capítulo 4: Materiais e métodos
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43
4.2.2- Estratégia 2: Desidratação em secador leito de jorro
As etapas desenvolvidas para alcançar o objetivo aqui proposto estão descritas no
fluxograma da estratégia 2 apresentado na Figura 4.4.
Figura 4.4: Fluxograma da Estratégia 2.
Jambo
Casca Jambo inteiro sem caroço
Seleção
Secagem:
Produto B1
Processador
Comparação
Processador
Secagem:
Produto B2
Análises
Capítulo 4: Materiais e métodos
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44
Foi utilizada secagem em leito de jorro (Figura 4.5), segundo o método desenvolvido
por Medeiros et al. (2001) com algumas modificações, para obtenção das amostras
desidratadas (Figura 4.6). O sistema foi operado nas seguintes condições: pré-aquecido a 60°,
utilização de 2,5 kg de material inerte, velocidade do ar 1,8 m/s e temperatura a 60°C. A
secagem foi realizada em bateladas com aproximadamente 45 g da matéria-prima, durante 20
minutos.
Figura 4.5: Leito de jorro. Fonte: arquivo pessoal (2010).
As seguintes amostras desidratadas foram submetidas à extração sólido-líquido do
corante do jambo vermelho (Figuras 4.6):
Capítulo 4: Materiais e métodos
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45
• Amostra B1: casca;
• Amostra B2: jambo sem caroço.
Figura 4.6: Amostras preparadas para extração.
Fonte: Arquivo pessoal (2010).
A partir das amostras B1 e B2 foram elaborados cinco tipos de extratos: 1-aquoso, 2-
EtOH 50%, 3-EtOH 70%, 4-EtOH 80% e 5-EtOH 100%, totalizando 10 grupos
experimentais. Dentre estes, 5 grupos foram obtidos com a amostra B1 (casca desidratada:
B1H2O, B150%, B170% B180% e B1100%) e os outros 5 obtidos com a amostra B2 (jambo inteiro
sem caroço: B2H2O, B250%, B270%, B280% e B2100%).
Os extratos foram obtidos pelo método de extração seqüencial de Rufino et al. (2010),
com modificações, em três etapas distintas. Na primeira etapa 1 g do material desidratado foi
adicionado a 40 mL do solvente, mantido durante 20 minutos sob agitação magnética e
filtrado (Figura 4.7a). O material depositado no papel de filtro foi adicionado a 30 mL do
(B1) Casca desidratada
(B2) Jambo inteiro sem caroço desidratado
Capítulo 4: Materiais e métodos
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46
mesmo solvente, agitado, e, após 20 min de agitação o material foi novamente filtrado, sendo
essa a segunda etapa de extração (Figura 4.7b). Novamente o material depositado é
adicionado a 30 mL, agitado, e, após 20 min de agitação, filtrado e a terceira e última etapa de
extração é concluída (Figura 4.7c). Os filtrados das três etapas são homogeneizados (Figura
4.7d) e acondicionados em um recipiente protegido da luz.
Figura 4.7: Extração seqüencial. Fonte: Arquivo pessoal (2010).
4.3- Análise funcional dos produtos obtidos nas duas estratégias de
extração
4.3.1- Determinação do teor de Compostos Fenólicos Totais (CFT)
O teor de fenólicos totais presentes nos extratos obtidos foi determinado segundo a
metodologia descrita por Cheplik et al. (2010): 1 mL do extrato foi adicionado a 1 mL de
etanol 95%, a 5 mL de água destilada e 0,5 mL do reagente Folin-Ciocalteau (RFC). A
solução assim preparada foi homogeneizada e deixada em repouso durante 5 minutos. Após
este tempo foi adicionado à solução 1 mL de carbonato de sódio 5% e em seguida mantida em
+ + =
(a) 1ª extração (b) 2ª extração (c) 3ª extração (d) Extrato homogeneizado
Capítulo 4: Materiais e métodos
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47
câmara escura por 60 minutos. Na seqüência as amostras foram homogeneizadas novamente e
tiveram suas absorbâncias medidas no comprimento de onda de 725 nm contra branco
(solução etanólica 95%). Estas medidas têm a finalidade de expressar os resultados de CFT
em miligramas equivalentes de ácido gálico por 100 g da amostra. Para isto utilizou-se uma
curva de calibração construída a partir de diferentes concentrações de ácido gálico, como
mostra a Figura 4.8, com a finalidade de converter as absorbâncias obtidas das amostras.
Figura 4.8: Curva de calibração do ácido gálico utilizada para o cálculo da concentração de fenólicos totais.
4.3.2- Atividade antioxidante pelo seqüestro do radical DPPH •
A atividade antioxidante foi determinada através da capacidade dos antioxidantes
presentes nas amostras em seqüestrar o radical (1,1-difenil-2-pricrilhidrazil) DPPH• de acordo
com o método de Duarte-Almeida et al. (2006). Foi preparada uma solução metanólica de
0,004 g de DPPH em 100 mL de álcool metílico, de forma a apresentar absorbância a um
comprimento de onda de 517 nm.
Capítulo 4: Materiais e métodos
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48
As determinações foram realizadas adicionando-se em cada cavidade da microplaca
200 µL da solução de DPPH• e 40 µL de metanol para o controle e também para os extratos.
As leituras das absorbâncias foram realizadas após 30 minutos de reação em
espectrofotômetro de microplaca com incubação a 25°C.
O decaimento da absorbância das amostras (Aamostra) foi correlacionado ao decaimento
da absorbância do controle (Acontrole) resultando na porcentagem de seqüestro de radicais
livres (%SRL), que pode ser expressa através da Equação 4.2.
(4.2)
Uma curva de calibração (Figura 4.9) foi preparada com diferentes concentrações de
Trolox e os resultados foram expressos em µmoles equivalentes de Trolox/g de amostra.
Figura 4.9: Curva de calibração utilizada para o cálculo de atividade antioxidante pelo método DPPH.
Capítulo 4: Materiais e métodos
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49
4.3.3- Antocianinas totais: método do pH-diferencial
Seguindo o método de Giusti & Wrolstad (2001), cada amostra obtida dos 17 ensaios
do planejamento experimental e dos extratos obtidos do material desidratado foi diluída, tanto
em tampão cloreto pH = 1,0, quanto em tampão acetato pH = 4,5, de acordo com o valor do
fator de diluição previamente calculado (FD = 10). Assim, foram adicionados 1,8 mL de cada
tampão a 0,2 mL de extrato, homogeneizados em agitador vortex e deixados em equilíbrio a
temperatura ambiente e na ausência de luz por 30 minutos. Ao término desse período, a
absorbância foi medida no comprimento de onda do visível no qual a absorbância é máxima,
sendo de 510 nm para os extratos de jambo, e a 700 nm para corrigir o espalhamento de luz
produzido por uma possível turbidez da amostra. Foi utilizada H2O destilada como branco e
as medidas foram feitas em triplicatas para cada amostra.
Determinou-se a absorbância resultante (A) pela Equação 4.3 a partir das leituras das
soluções obtidas.
(4.3)
O cálculo da concentração das antocianinas nos extratos foi feito de acordo com a
Equação 4.4 abaixo:
(4.4)
Em que: C é a concentração de antocianinas em mg/L;
A é a absorbância calculada pela Equação 4.3;
Capítulo 4: Materiais e métodos
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50
FD é o fator de diluição utilizado;
MM é a massa molar do padrão;
ε é o coeficiente de absortividade molar do padrão;
b é o caminho óptico (espessura da cubeta utilizada para leitura no
espectrofotômetro).
O cálculo baseia-se na diferença dos valores de absortividade molar em pH = 1,0 e pH
= 4,5, o qual é diretamente proporcional à concentração de antocianinas, e leva em
consideração a cianidina-3-glicosídeo com massa molecular (MM) de 449,2 g/mol e
coeficiente de absortividade molar (ε) de 26.900 (Lee, Durst & Wrolstad, 2005).
4.3.4- Concentração do pigmento
Para a quantificação da concentração do pigmento foi empregada uma adaptação dos
métodos descritos por Barroso et al. (2005) e Xavier (2004). Onde, dois mL de cada extrato
foram previamente centrifugados e o sobrenadante teve sua absorbância medida no
comprimento de onda de 530 nm contra branco (água destilada).
A partir de diferentes concentrações do corante sintético vermelho-congo foi obtida
uma curva de calibração (Figura 4.10) e os resultados foram expressos em mg equivalentes de
vermelho-congo/mL de amostra.
Capítulo 4: Materiais e métodos
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51
Figura 4.10: Curva de calibração do corante vermelho-congo utilizada para o cálculo da concentração de pigmentos.
A determinação do comprimento de onda adequado para os extratos do jambo foi
obtida pela varredura espectrofotométrica, na região do visível, de dois extratos obtidos a
temperatura ambiente (um aquoso e outro 50% EtOH). O que indicou a presença de um
máximo de absorbância em 530 nm, conforme pode ser visto na Figura 4.11.
Capítulo 4: Materiais e métodos
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52
Figura 4.11: Varredura de espectro para o jambo vermelho.
4.3.5- Inibição das enzimas α-amilase e α-glicosidase
4.3.5.1- α-amilase
A inibição da atividade da enzima α-amilase foi determinada pelo método
cromogênico descrito por Ali, Houghton & Soumyanath (2006). Neste experimento, 40 µL do
extrato obtido do jambo vermelho, 160 µL de água destilada e 400 µL de amido foram
misturados em um tubo plástico com tampa. A solução controle foi preparada substituindo-se
o extrato por 40 µL do solvente utilizado na preparação do mesmo. Já o branco, consistiu da
substituição da solução enzimática (Amilase pancreática R Porcina – CE 3.2.1.1, do tipo VI)
por 200 µL de água destilada. Assim, adicionaram-se 200 µL da enzima e passados 3 minutos,
200 µL da mistura preparada foram removidos e adicionados em um tubo separado contendo
100 µL da solução de DNS. Os tubos foram colocados em banho-maria a 85°C por 15 min.
Ao término desse período, a mistura foi diluída em 900 µL de água destilada e foram retiradas
do banho-maria. A atividade da α-amilase foi determinada através da absorbância da mistura
em comprimento de onda 540 nm. A absorbância (A) devido à maltose gerada foi calculada
segundo a Equação 4.5.
(4.5)
A partir da absorbância líquida obtida, a percentagem de maltose gerada foi calculada
usando uma curva padrão de maltose, (Figura 4.12).
A percentagem de reação foi calculada segundo a Equação 4.6 e o percentual de
inibição foi obtido pela diferença (100 - % reação) após 3 minutos.
(4.6)
Capítulo 4: Materiais e métodos
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53
Figura 4.12: Curva de calibração da maltose utilizada para o cálculo do percentual de inibição da enzima α-amilase.
4.3.5.2- α-glicosidase
A atividade da enzima α-glicosidase foi determinada segundo o método modificado
por Ranilla et al. (2010) que consiste na preparação de 50 µL do extrato adicionado a 50 µL
de tampão fosfato de potássio (0,1 M e pH = 6,9) e a 100 µL da solução enzimática, com
incubação a 25°C. Passados 10 minutos, adicionaram-se 50 µL de 5 mM do reagente p-nitro-
fenil-α-D-glicopiranosidase. O segundo período de incubação foi de 5 minutos e a mesma
temperatura de 25°C. A solução controle consistiu na substituição do extrato por 50 µL do
tampão fosfato de potássio. As leituras das absorbâncias foram feitas a um comprimento de
onda de 405 nm.
Os resultados de inibição da enzima α-glicosidase foram expressos de acordo com a
Equação 4.7:
Capítulo 4: Materiais e métodos
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54
(4.7)
Capítulo 5: Resultados e
Discussão
Capítulo 5: Resultados e discussão
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56
5- Resultados e discussão
Neste capítulo estão apresentados e discutidos os resultados obtidos para cada uma das
estratégias investigadas.
5.1- Estratégia 1: Estudo do extrato da casca e fruto inteiro do jambo sem caroço
A Tabela 5.1 apresenta os resultados experimentais para o Planejamento Composto
Central da casca e do jambo inteiro sem caroço. Os melhores resultados obtidos com as
amostras A1’ e A2’ em base seca e úmida foram respectivamente: 1371,22 mg GAE/100g MS
da amostra e 174,15 mg GAE/100 g para o teor de compostos fenólicos totais; 28,07 µmol
Trolox eq/g MS da amostra e 3,56 28,07 µmol Trolox eq/g para a atividade antioxidante e
1051,9 mg ci-3-gli/100 g MS e 133,59 mg ci-3-gli/100 g para a concentração de antocianinas
totais.
Os extratos do jambo inteiro (A2’) apresentaram, de maneira geral, resultados
inferiores em relação aos valores dos extratos da casca (A1’), isso se deve ao fato dos
pigmentos fenólicos estarem concentrados na casca do jambo vermelho.
Os resultados para CFT, AA e AT foram bastante expressivos quanto aos compostos
fenólicos e antocianinas totais, quando comparados a análise de outros autores, como
Kuskoski et al., (2006), que obtiveram valores de 897,6; 229,6; 118,9; 117,1; 136,8 e 132,1
em mg GAE/100 g para fenólicos totais e 596,4; 111,2; 41,8; 30,9; 22,8 e 23,7 mg/100g para
antocianinas totais em extratos etanólicos de frutos de baguaçu, jambolão e polpas congeladas
de amora, uva, açaí e morango. No entanto, a atividade antioxidante dos extratos da casca do
jambo mostrou-se inferior ao obtido anteriormente para os frutos do estudo mencionado
acima (111,2; 13,3; 4,3; 7,0; 6,9 e 9,2 µmoles/g, respectivamente).
A concentração de pigmento em extratos da casca do jambo (A1’) variou entre 26,40
a 41,57 mg/L e no jambo inteiro de 10,00 a 18,78 mg/mL (A2’). Em estudo realizado por
Xavier (2004), essa concentração variou de 1,8 a 9,8 mg/L para a cebola roxa, evidenciando
que a casca do jambo apresentou valores mais elevados, como também, os valores do jambo
inteiro.
Capítulo 5: Resultados e discussão
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57
Tabela 5.1: Resultados para extração dos pigmentos do jambo vermelho. Ensaio X1 X2 X3 CFTA1’ CFTA2’ AAA1’ AAA2’ ATA1’ ATA2’ CPA1’ CPA2’
1 60 (+) 30 (+) 1:1 (+) 1199,7 704,15 27,55 27,59 1051,9 391,80 41,57 18,78
2 50 (0) 36,82 (+α) 2:3 (0) 901,38 666,48 27,35 26,57 865,62 639,90 27,43 16,79
3 60 (+) 10 (-) 1:3 (-) 837,16 613,75 26,90 20,07 950,21 657,70 26,40 16,38
4 40 (-) 10 (-) 1:1 (+) 834,45 583,89 27,46 25,62 879,65 365,20 28,93 16,97
5 40 (-) 10 (-) 1:3 (-) 879,16 475,62 28,07 15,67 880,53 707,30 28,58 10,87
6 50 (0) 20 (0) 2:3 (0) 1050,15 530,04 26,84 28,22 987,03 346,10 36,48 10,99
7 33 (-α) 20 (0) 2:3 (0) 1371,22 477,06 27,27 29,83 872,64 293,30 28,86 10,00
8 50 (0) 3,18 (-α) 2:3 (0) 922,04 511,06 27,52 29,70 926,55 346,60 33,34 11,60
9 50 (0) 20 (0) 3,682:3 (+α) 728,30 531,68 25,14 28,26 720,60 248,90 27,38 12,81
10 50 (0) 20 (0) 0,318:3 (-α) 789,74 547,37 25,40 22,80 860,40 401,00 29,31 14,70
11 50 (0) 20 (0) 2:3 (0) 1026,62 542,31 26,95 29,79 981,77 368,10 37,29 10,71
12 66 (+α) 20 (0) 2:3 (0) 1114,99 585,84 27,29 26,27 912,52 252,80 34,49 11,60
13 60 (+) 30 (+) 1:3 (-) 994,98 613,47 27,04 26,12 984,84 507,50 33,18 12,90
14 40 (-) 30 (+) 1:3 (-) 804,12 554,59 26,43 24,65 907,70 472,00 28,36 13,03
15 60 (+) 10 (-) 1:1 (+) 976,42 636,63 27,39 25,74 930,93 399,90 37,18 14,58
16 50 (0) 20 (0) 2:3 (0) 1057,0 530,04 26,94 27,69 987,30 333,30 37,71 10,66
17 40(-) 30 (+) 1:1 (+) 902,95 583,61 26,27 27,20 767,45 420,50 32,85 13,33
Em que: X1 = temperatura (°C); X2 = tempo (minutos); X3 = proporção H2O/EtOH; CFT = compostos fenólicos totais (mg GAE/100g MS amostra); AA = atividade antioxidante (µmol Trolox eq/g MS amostra); AT= antocianinas totais (mg ci-3-gli/100 g MS) e CP = concentração de pigmento em equivalentes de vermelho-congo (mg/L).
Capítulo 5: Resultados e discussão
Juliana Chrís Silva de Azevêdo, dezembro/2010
58
Mané et al. (2007) investigaram a presença de fenólicos e antocianinas na casca e
polpa de diferentes cultivares de uvas por otimização mediante planejamento experimental.
Foram bem sucedidos, obtendo modelo matemático preditivo e significante estatisticamente.
A partir dos valores reais obtidos na extração foram calculadas as estimativas dos
efeitos, que correspondem aos parâmetros β dos modelos matemáticos de regressão (Tabela
5.2). A mesma tabela apresenta os parâmetros estatisticamente significantes (p 0,05) e os
cálculos da análise de variância (ANOVA) para os resultados da regressão, lembrando que os
espaços em branco dizem respeito aos efeitos que não apresentaram significância estatística.
Os valores dos coeficientes de correlação (R2) de cada modelo matemático gerado variaram
de 73,34 a 99,20% para os extratos do jambo vermelho e demonstram que os modelos
quadráticos que obtiveram correlação na faixa de 92,14 a 99,20% seriam adequados para
descrever as condições de extração empregadas. Os modelos que obtiveram correlação na
faixa de 73,34 – 80,10% demonstram a necessidade de modificação dos níveis dos parâmetros
de controle para as análises em que ocorreram moderadas correlações.
Para verificar a representatividade do modelo matemático, foi conduzida a análise de
variância e a análise estatística através da distribuição F, que apresentou valores de Fcalculado >
1 e Ftabelado < 1. Uma vez que os modelos propostos são válidos, as equações de regressão
permitem prever o efeito dos três parâmetros estudados sobre a extração dos pigmentos do
jambo vermelho. Assim sendo, o modelo matemático gerado pode ser usado para fins de
predição (Barros Neto, Scarminio & Bruns, 2007).
Calado & Montgomery (2003) destacam que uma das intenções de um planejamento
experimental é detectar a importância relativa dos efeitos e verificar a possibilidade de
eliminar fatores menos importantes. Assim, o termo linear β2 não foi importante para três das
análises realizadas: para o teor de fenólicos totais, para a concentração de antocianinas totais e
para a intensidade de coloração dos extratos da casca do jambo. O mesmo termo mostrou
irrelevância, nos extratos do jambo inteiro, para as análises da capacidade antioxidante e
antocianinas totais.
O parâmetro de maior significância para todas as análises em extratos do jambo
vermelho foi a relação proporcional dos solventes (H2O:EtOH) que apresentou relevância
para as interações lineares (β3) e quadráticas (β32), Tabela 5.2.
Capítulo 5: Resultados e discussão
Juliana Chrís Silva de Azevêdo, dezembro/2010
59
Tabela 5.2: Coeficientes dos modelos matemáticos para os termos significantes, coeficiente de correlação (R2) e o teste F para os ensaios de extração.
Constante CFTA1’ CFTA2’ AAA1’ AAA2’ ATA1’ ATA2’ CPA1’ CPA2’
β0 2778,24 - 38,7317 - 718,571 1373,178 - 24,4573
β1 -81,90 1,8396 -0,3576 - 7,677 - 1,0672 -
β12 0,66 - 0,00240 - - - -0,0140 -
β2 - -5,3521 -0,34594 - - - - -1,0020
β22 -0,51 - 0,00295 - - 3,458 -0,0186 0,0207
β3 890,34 56,7532 1,92894 46,4544 218,591 -932,69 - -10,4148
β32 -1125,6 - -4,23346 -15,7947 -454,236 259,730 -23,2022 11,2190
β12 0,48 - 0,00391 - 0,301 - - 0,0028
β13 10,90 - 0,06639 - - - 0,5354 -0.0868
β23 7,84 - - - - 18,207 - -
R2 99,20 80,10 92,14 95,74 94,80 96,30 76,71 73,34
Fcalculado 2,76 2,69 3,408 11,64 3,93 22,30 1,70 1,06
Ftabelado 0,8811 0,1313 0,83 0,036 0,186 0,1413 0,051 0,24
CFT, AA , AT e CP, sendo, respectivamente, compostos fenólicos totais, atividade antioxidante, antocianinas totais e concentração de pigmentos
para a casca (A1’) e jambo inteiro sem caroço (A2’).
Capítulo 5: Resultados e discussão
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60
5.1.1- Análise de Superfície de Resposta e Diagrama de Pareto
5.1.1.1- Teor de Compostos Fenólicos Totais
As superfícies de resposta (ASR) (Figuras 5.1a1, 5.1b1, 5.1c1 e 5.1d1) representam
tridimensalmente a relação entre as variáveis dependentes (CFT) e independentes
(temperatura versus tempo e temperatura versus solvente). As curvas de nível (CN) (Figuras
5.1a2, 5.1b2, 5.1c2 e 5.1d2) fornecem a análise da tendência de resposta da variável dependente.
Cada linha tem um mesmo valor da variável de resposta. Quando essas linhas não têm
curvatura, pode-se dizer que não há efeito de interação entre as variáveis colocadas nos eixos
(Calado & Montgomery, 2003).
As superfícies apresentadas para os extratos da casca evidenciam uma boa interação
entre a temperatura e tempo de extração (Figura 5.1a1 e 5.1a2), onde observaram-se duas
zonas com bons resultados a temperatura e tempo elevados. Porém os resultados para a
interação entre os parâmetros temperatura de extração e concentração de solvente foram mais
relevantes (Figura 5.1b1 e 5.1b2). Foram obtidos ótimos resultados em T menores e a relação
de solvente numa faixa média (0,4 – 0,8) e bons resultados na faixa de 0,2 a 1,0. Observa-se,
por exemplo, máxima extração a temperatura de 50ºC com 2 H2O/3 EtOH (v/v), ou seja,
1371,22 mg GAE/100g MS amostra, presentes no ensaio de número 7.
As Figuras 5.11c1 e 5.11d1, para as superfícies de respostas, e as 5.11c2 e 5.11d2, para
as curvas de nível, geradas pelos modelos de regressão reproduz os resultados das condições
de extração do jambo inteiro sem o caroço. Constata-se que as faixas ótimas de trabalho para
determinação dos fenólicos totais estão entre 50 a 60 °C, intervalos de tempo de 25 a 30
minutos e relação entre solventes 1 H2O:1 EtOH (v/v). Apresentando, de um modo geral,
melhores resultados em T e t maiores (relação T vs t) e em T elevadas com maior diluição do
EtOH (T vs S). Ou seja, ótimos resultados também para T maiores e relação de solvente entre
0,5 e 1,1.
Estudos realizados sobre a relação entre a presença de compostos fenólicos e o
desempenho da capacidade de seqüestro de radicais livres mostram divergências. Há casos de
relação positiva, como a encontrada em casca de arroz (Lee et al., 2003), outros demonstram
haver uma relação moderada e há casos de baixa correlação.
Capítulo 5: Resultados e discussão
Juliana Chrís Silva de Azevêdo, dezembro/2010 61
Em que: (a1) ASR e (a2) CN para a interação entre os parâmetros T vs t; (b1) ASR e (b2) CN para a interação entre os parâmetros S vs t para a casca. (c1) ASR e (c2) CN para a interação entre os parâmetros T vs t; (d1) ASR e (d2) CN para a interação entre os parâmetros S vs t para o jambo inteiro.
Figura 5.1: Superfície de resposta e curvas de níveis para os compostos fenólicos totais do jambo vermelho.
(a1)
(a2)
(c1)
(c2) (b2)
(b1) (d1)
(d2)
Capítulo 5: Resultados e discussão
Juliana Chrís Silva de Azevêdo, dezembro/2010 62
Para análises em hortaliças, como tomate e cebola roxa, por exemplo, foi observada
uma baixa relação entre os constituintes fenólicos e a propriedade antioxidante (Melo et al.,
2006).
Os diagramas de Pareto (Figura 5.2) demonstram os valores dos efeitos das diversas
variáveis sobre a resposta para 95% de confiança (p < 0,05) (Rodrigues & Iemma, 2005).
(e1) casca e (e2) jambo inteiro.
Figura 5.2: Diagrama de Pareto para o teor de compostos fenólicos totais.
Na Figura 5.2e1, para os extratos da casca, os valores - 26,05 e - 10,63 observados para
as variáveis s(Q) e t(Q), respectivamente, indicam que quanto maior for a diluição da solução
etanólica e o tempo de extração, menor seria a concentração de fenólicos totais (CFT).
(e1)
(e2)
Capítulo 5: Resultados e discussão
Juliana Chrís Silva de Azevêdo, dezembro/2010 63
Entretanto, os valores para a temperatura (13,77), as interações entre T vs t (8,50), T vs S
(6,98), t vs S (4,58) influenciaram positivamente no teor de CFT para a casca de jambo
vermelho.
Para os extratos do jambo inteiro o diagrama de Pareto (Figura 5.12e2) aponta efeitos
relevantes para temperatura (6,57994), tempo (4,844676) e solvente (4,447915). É visível que
os parâmetros empregados ao sistema de extração convencional foram mais atuantes para os
extratos da casca.
De acordo com Halliwell (1996), as ações defensivas de antioxidantes naturais em
frutas e vegetais estão relacionadas à presença de ácido ascórbico e fenólicos como
antioxidantes hidrofílicos e carotenóides como antioxidantes lipofílicos. Isso explica, em
parte, a atuação conjunta dos diferentes constituintes que compõem uma fonte de antioxidante
natural.
5.1.1.2- Atividade antioxidante
Na análise das superfícies e curvas de nível geradas, a interação entre temperatura e
tempo (Figura 5.3f1 e 5.3f2) não favoreceu a atividade antioxidante dos extratos obtidos da
casca do jambo e o aumento do tempo de extração não contribuiu para a manutenção da
atividade antioxidante dos extratos. A interação entre T e t foi de baixa significância
mostrando uma pequena região de bons resultados (Figura 5.3f1 e 5.3f2), para temperatura e
tempo menores. Já a interação entre o solvente e a temperatura (Figura 5.3g1 e 5.3g2)
apresentou melhor desempenho no que diz respeito à atividade antioxidante medida pelo
método DPPH em toda faixa de temperatura avaliada. Os resultados ótimos, no entanto, estão
na faixa de T entre 30 e 37°C e relação entre solventes de 0,1 e 0,9 e na faixa de T entre 60 e
65°C e solvente de 0,5 e 1,0.
As Figuras 5.3h1, 5.3h2, 5.3i1 e 5.3i2 mostram a tendência dos resultados obtidos para o
jambo inteiro, bem como a região onde sua atuação é abrangente. As superfícies geradas
apresentaram grandes regiões significativas para a interação da temperatura com o tempo e o
solvente, com destaque para a faixa de T entre 38 e 60ºC e t entre 15 e 38 minutos e solvente
entre 0,6 e 1,2. A partir das superfícies geradas é possível observar que a ação antioxidante é
mais atuante no fruto inteiro do jambo vermelho.
Capítulo 5: Resultados e discussão
Juliana Chrís Silva de Azevêdo, dezembro/2010
64
Em que: (f1) ASR e (f2) CN para a interação entre os parâmetros T vs t; (g1) ASR e (g2) CN para a interação entre os parâmetros S vs t para a casca. (h1) ASR e (h2) CN para a interação entre os parâmetros T vs t; (i1) ASR e (i2) CN para a interação entre os parâmetros S vs t para o jambo inteiro.
Figura 5.3: Superfície de resposta e curvas de nível para atividade antioxidante do jambo vermelho.
(g1)
(g2) (f2)
(f1)
(h1)
(h2)
(i1)
(i2)
Capítulo 5: Resultados e discussão
Juliana Chrís Silva de Azevêdo, dezembro/2010 65
É provável que a formação de produtos de escurecimento não enzimático possa
influenciar na coloração final dos pigmentos extraídos e em suas propriedades. Alguns
trabalhos relatam a geração e o acúmulo de melanoidinas, derivadas da reação de Maillard, as
quais podem ter certo grau de atividade antioxidante e com isso melhorar as propriedades
antioxidantes em processos a altas temperaturas, como, por exemplo, a 80 e 90 º C (Que et al,
2008; Miranda et al., 2009).
Assim como acontece com os compostos fenólicos, a capacidade antioxidante dos
extratos da casca do jambo sofreu diminuição devido ao emprego de temperaturas superiores
a 60ºC. Sobre esse assunto, há estudos que relatam tanto ação desfavorável quanto favorável
ao uso de altas temperaturas no processamento de matérias-primas de origem vegetal. Isso se
deve, provavelmente, à presença de diferentes constituintes bioativos do alimento, tipo de
extração, solventes empregados e estruturas químicas (Miranda et al, 2009).
Apesar disso, é importante destacar que a utilização de tempos relativamente curtos
associados a temperaturas de moderadas a altas, parece levar à melhores resultados em
análises de fenólicos totais e atividade antioxidante. Foi observado previamente que o
emprego da combinação entre 0, 2, 4 e 6 minutos a 70ºC para análise dos teores de fenólicos
totais, atividade antioxidante e antocianinas totais em extratos de uvas Isabel (Vittis labrusca)
e Refosco (Vittis vinifera L.) foi efetivo na preservação da cor antociânica e das propriedades
dos fenólicos totais avaliados, sendo uma delas a sua capacidade antioxidante (Falcão et al.,
2007).
A utilização do etanol como solvente em aplicações analíticas na indústria alimentícia
é freqüente. Monrad et al. (2010) compararam o uso de diferentes sistemas solventes na
extração de procianidinas de bagaço seco de uva “Sunbelt” (Vitis labrusca L.) a diferentes
temperaturas (40, 60, 80, 100, 120 e 140°C). Um dos sistemas utilizou etanol em seis
diferentes diluições (EtOH/H2O 0, 10, 30, 50, 70 e 90% v/v) e o outro sistema foi constituído
de acetona/água/ácido acético a 70:29,5:0,5% v/v. De uma maneira geral, os autores
observaram que o sistema constituído por 50% etanol/água foi capaz de extrair mais
procianidinas, alcançando teor total de até 115% superior. Além disso, etanol a 50%, em
temperaturas entre 80 e 140°C apresentou melhores resultados na obtenção de outros
constituintes, como epicatequina, catequina e dímeros. Assim, concluíram que a extração
Capítulo 5: Resultados e discussão
Juliana Chrís Silva de Azevêdo, dezembro/2010 66
acontece de maneira mais eficiente usando a relação 50% EtOH/H2O (v/v) a 80, 100, 120 e
140°C de temperatura otimizada.
O Diagrama de Pareto (Figura 5.4j1), igualmente como o observado para o CFT em
extratos da casca do jambo, revela que o efeito quadrático do solvente (- 25,96) e linear do
tempo (- 12,52) influenciaram negativamente na atividade antioxidante. Constata-se, no
entanto, efeitos positivos para a interação entre T e t, o t (Q), T(Q) e entre T e S.
Para extração dos constituintes antioxidantes do jambo inteiro, foi apenas o solvente,
influenciando tanto positivamente (7,10266) quanto negativamente (- 5,3952) nos resultados
finais que indicou uma maior relevância (Figura 5.4j2).
(j1) casca e (j2) jambo inteiro.
Figura 5.4: Diagrama de Pareto para atividade antioxidante.
(j1)
(j2)
Capítulo 5: Resultados e discussão
Juliana Chrís Silva de Azevêdo, dezembro/2010 67
5.1.1.3- Antocianinas totais
As superfícies de resposta geradas, auxiliadas pelas curvas de contorno, para o estudo
da concentração de antocianinas totais na casca do jambo mostram uma ampla região de
atuação do processo de extração empregado (Figuras 5.5k1, 5.5k2, 5.5l1 e 5.5l2). Já para o
jambo inteiro, o uso de temperatura de moderada a alta, dentro da faixa estudada, em
associação a curto tempo de extração, leva a região ótima de extração e, conseqüentemente,
diminuição do tempo de extração e aumento de produção do processo (Figuras 5.5m1 e
5.5m2). Ribeiro & Seravalli (2007), por exemplo, recomendam o uso de tratamento HTST
(“high temperature short time”) para uma melhor retenção do pigmento. Falcão et. al. (2007)
observaram, anteriormente, aumento no teor de antocianinas em extratos de uva a condições
em alta temperatura (70ºC). Os autores sugerem que isso ocorre porque o aumento da
temperatura auxilia a transferência dos pigmentos das cascas de uvas para o ‘mosto’, bem
como, auxilia a inativação de enzimas que degradam as antocianinas, preservando-as.
Observa-se também que tanto as interações entre T vs t quanto entre T vs S foram
efetivas na extração dos pigmentos antociânicos presentes na casca (Figura 5.5k1, 5.5k2, 5.5l1
e 5.5l2), apresentando uma vasta região favorável. Para extratos do jambo inteiro a relação
entre temperatura e solvente é favorecida por uma menor diluição do EtOH em água, ou seja,
a adição de um maior volume de água resultou em menor concentração de pigmentos (Figuras
5.5n1 e 5.5n2).
Ao compararmos os teores de antocianinas totais aqui obtidos (variaram de 248,9 –
1371,22 mg/100g MS e em base úmida, respectivamente, 174,15 – 84,17 mg/100g), observa-
se que os valores são comparáveis a resultados existentes na literatura. Malacrida & Motta
(2006) falam em conteúdo de 30 a 750 mg/100 g em uvas tintas maduras. Em uvas das
variedades Carbenet Franc, Merlot e Pinot Noir as concentrações médias variam de 994 a
1162; 1071 a 1165; 662 a 852 mg/100g, respectivamente (Mazza et al., 1999).
Lee et al. (2003) citam que, geralmente, as camadas externas das plantas, como a
casca, contêm grandes quantidades de compostos fenólicos para proteger o material interno.
Longo & Vasopollo (2006) estudaram a presença de antocianinas na casca de bagas de Smilax
aspera L., um arbusto rasteiro típico da região do Mediterrâneo, em que foram extraídos os
pigmentos e, do total de antocianinas obtidas 83% eram de pelargonidina-3-rutinosídeo.
Capítulo 5: Resultados e discussão
Juliana Chrís Silva de Azevêdo, dezembro/2010 68
Em que: (k1) ASR e (k2) CN para a interação entre os parâmetros T vs t; (l1) ASR e (l2) CN para a interação entre os parâmetros S vs t para a casca. (m1) ASR e (m2) CN para a interação entre os parâmetros T vs t; (n1) ASR e (n2) CN para a interação entre os parâmetros S vs t para o jambo inteiro.
Figura 5.5: Superfície de resposta e curvas de nível para antocianinas totais do jambo vermelho.
(l1)
(l2)
(k1)
(k2)
(m1)
(m2)
(n1)
(n2)
Capítulo 5: Resultados e discussão
Juliana Chrís Silva de Azevêdo, dezembro/2010 69
O diagrama de Pareto (Figura 5.6o1), para o teor de antocianinas da casca, mostra
influência negativa do solvente, tanto a parte linear (- 5,42) quanto à quadrática (- 10,34) do
modelo matemático, indicando que quanto mais diluído o etanol em H2O, menor será o teor
de AT nos extratos finais. Há, também, uma importante influência da T (9,08), seguida da
interação entre T e t (5,19).
O diagrama (Figura 5.6o2) para os extratos do jambo inteiro revela a contribuição do
solvente, tanto negativa (- 15,7194) quanto positiva (5,504), ao processo de extração
empregado e as contribuições positivas do fator quadrático tempo (8,7429) e do fator linear da
interação entre tempo e solvente ao sistema (8,685).
(o1) casca e do (o2) jambo inteiro.
Figura 5.6: Diagrama de Pareto para antocianinas monoméricas totais.
(o1)
(o2)
Capítulo 5: Resultados e discussão
Juliana Chrís Silva de Azevêdo, dezembro/2010 70
Teixeira, Stringheta & Oliveira (2008) avaliaram pelo método do pH diferencial, dez
fontes como matrizes antociânicas (casca de berinjela (Solanum melongena) e jabuticaba
(Myrciaria jaboticaba), polpa de repolho roxo (Brassica oleraceae), casca e polpa de
sabugueiro (Sambucus negra), morango (Fragaria ssp), Maria-pretinha (Solanum
americanum), açaí (Euterpe oleracea), romã (Punica granatum), pétalas de hibisco (Hibiscus
rosa-sinensis) e inflorescência de capim-gordura (Mellins minutiflora)) e sua viabilidade de
emprego como aditivo bioativo. Verificaram que a casca de jabuticaba, as pétalas de hibisco e
a casca e polpa de sabugueiro apresentaram maior conteúdo de antocianinas (p < 0,05) dentre
os substratos estudados (641,01; 229,75; 221,45 mg/100 g, respectivamente), sendo
consideradas fontes de elevado teor do pigmento.
Estudo com acerolas de diferentes regiões do Brasil mostrou teores de antocianinas
entre 3,79 e 59,74 mg/100 g (Lima et al., 2003). Os resultados para a concentração do
pigmento na casca do jambo variaram, em unidade de massa úmida, numa faixa de 97,46 a
133,59 mg/100g e para o jambo inteiro variaram de 29,61 a 84,17 mg/100 g, sendo, portanto,
inferiores ao primeiro estudo citado e superiores ao segundo.
5.1.1.4- Concentração de pigmentos
A concentração dos pigmentos dos extratos obtidos para a casca apresenta tendências
similares às observadas para o teor de antocianinas totais, o que é esperado, uma vez que
quanto mais intensa a coloração, maior a quantidade de pigmentos presentes nas amostras
(Barroso et al., 2005). De maneira semelhante ao que foi observado para as antocianinas, as
condições ótimas de extração para os pigmentos foram alcançadas mediante extração a
temperatura de 60ºC, 30 minutos e relação EtOH/H2O 1:1 (Figura 5.7).
Observando as superfícies de respostas (Figura 5.7p1, 5.7p2, 5,7q1 e 5,7q2) obtidas para
a casca é visto que o modelo gerado compreende uma extensa área do conjunto de ensaios
executados. Por exemplo, foi detectado que o emprego de um tempo de extração médio
maximiza a extração de pigmentos em grande intervalo de temperatura avaliado (Figuras
5.17p1 e 5.17p2). Na interação entre temperatura e solvente (Figuras 5.17q1 e 5.17q2),
observam-se pelas curvas de nível que quanto mais diluído o EtOH melhores resultados eram
obtidos e, por conseguinte, as condições ótimas de extração.
Capítulo 5: Resultados e discussão
Juliana Chrís Silva de Azevêdo, dezembro/2010 71
Em que: (p1) ASR e (p2) CN para a interação entre os parâmetros T vs t; (q1) ASR e (q2) CN para a interação entre os parâmetros S vs t para a casca. (r1) ASR e (r2) CN para a interação entre os parâmetros T vs t; (s1) ASR e (s2) CN para a interação entre os parâmetros S vs t para o jambo inteiro.
Figura 5.7: Superfície de resposta e curvas de nível para concentração de pigmento do jambo vermelho.
(p1)
(p2)
(q1)
(q2)
(r1) (s1)
(r2) (s2)
Capítulo 5: Resultados e discussão
Juliana Chrís Silva de Azevêdo, dezembro/2010
71
As superfícies e curvas geradas (Figura 5.7r1, 5.7r2, 5.7s1 e 5.7s2) para o jambo inteiro
apresentam semelhança com as obtidas para as antocianinas totais. Entretanto, diferentemente
do que ocorreu nos ensaios da casca, às condições ótimas de extração diferiram para a
quantificação de antocianinas e concentração de pigmentos do jambo inteiro sem caroço. As
condições ótimas do processo foram 40ºC, 10 minutos e 1 H2O/3 EtOH para AT e 60ºC, 30
minuto e 1 H2O/1 EtOH para CP. Existem alguns possíveis motivos para que isso ocorra: a
presença de diferentes constituintes que podem desencadear reações químicas que
influenciam diretamente no produto final obtido, como degradação pela presença de
copigmentos, o pH do meio, a presença de íons metálicos e outros fatores (Mazza, 1997).
O diagrama de Pareto (Figura 5.8t1) para extratos da casca mostra contribuição
negativa do solvente (-13,8435), da temperatura (- 7,51715) e tempo de extração (- 9,96648),
todos da parte quadrática do modelo. Isso se deve, possivelmente, à região que ultrapassou as
condições ótimas de extração, que são superiores a 60°C, 30 minutos e 1:1 da relação de
solvente, ocorrendo a degradação dos pigmentos antociânicos. Tal fato, ao contrário de
provocar a perda de cor do pigmento, pode provocar seu escurecimento (Giusti & Wrolstad,
2001). Araújo (2008) afirma que os pigmentos são degradados em temperatura acima de
60°C, ocorrendo hidrólise da ligação 3-glicosídica, liberando a aglicona, e conseqüentemente
gerando compostos escuros insolúveis de natureza polifenólica. A degradação das
antocianinas frente à degradação térmica aumenta com a diminuição do pH e ausência de
oxigênio.
Os demais parâmetros significativos para a casca foram: temperatura (12,57008),
relação de solvente (9,015163) e a interação entre temperatura e solvente (8,07731), sendo
todos termos lineares.
O diagrama de Pareto para o jambo inteiro (Figura 5.8t2) mostra que todos os
parâmetros significantes exercem efeito positivo sobre a concentração de pigmentos, sendo
eles tempo, solvente e temperatura. A única exceção foi o efeito de interação entre
temperatura e solvente (- 4,60608).
Capítulo 5: Resultados e discussão
Juliana Chrís Silva de Azevêdo, dezembro/2010
72
(t1) casca e do (t2) jambo inteiro.
Figura 5.8: Diagrama de Pareto para concentração dos pigmentos.
5.1.1.5- Inibição das enzimas α-amilase e α-glicosidase
A Tabela 5.3 mostra os resultados de inibição das enzimas α-amilase e α-glicosidase.
Segundo Gonçalves, Lajolo & Genevese (2010), moderadas inibições de α-amilase associada
a elevada inibição de α-glicosidase seria a condição mais favorável para utilização como fonte
de controle da hiperglicemia pós-prandial. Baseado nisso, os melhores valores encontrados
foram, respectivamente, 29,62 e 98,98% no ensaio 3 para a casca do jambo e 22,40 e 96,31%
no ensaio 2 para o jambo inteiro. Altas inibições de α-amilase não são favoráveis, pois podem
provocar distensões abdominais e desconfortos intestinais no organismo humano (Murai et al,
2002; Kwon, Vattem & Shetty, 2006), uma vez que promovem a interrupção da hidrólise de
(t1)
(t2)
Capítulo 5: Resultados e discussão
Juliana Chrís Silva de Azevêdo, dezembro/2010
73
polissacarídeos durante a digestão, principalmente por retardar a quebra de dissacarídeos em
monossacarídeos, em particular a glicose (Abesundara, Matsui & Matsumoto, 2004).
Tabela 5.3- Resultados da extração dos pigmentos do jambo vermelho para inibição enzimática.
Ensaio %I α-amilaseA1’ %I α-glicosidaseA1’ %I α-amilaseA2’
%I α-glicosidaseA2’
1 35,40 ± 0,050 98,68 ± 0,028 38,62 ± 0,045 95,24 ± 0,021
2 42,34 ± 0,055 99,16 ± 0,027 22,40 ± 0,057 96,31 ± 0,030
3 29,62 ± 0,020 98,98 ± 0,032 29,06 ± 0,049 95,02 ± 0,042
4 39,81 ± 0,027 99,31 ± 0,030 50,85 ± 0,019 87,05 ± 0,044
5 37,14 ± 0,035 99,27 ± 0,026 37,47 ± 0,017 92,17 ± 0,032
6 31,76 ± 0,083 98,98 ± 0,046 42,02 ± 0,013 99,46 ± 0,049
7 43,37 ± 0,015 98,99 ± 0,048 42,29 ± 0,050 98,50 ± 0,043
8 35,39 ± 0,012 98,39 ± 0,027 26,30 ± 0,040 97,47 ± 0,030
9 36,70 ± 0,019 96,21 ± 0,036 38,04 ± 0,022 97,79 ± 0,029
10 36,49 ± 0,046 78,89 ± 0,052 41,67 ± 0,084 90,05 ± 0,049
11 39,02 ± 0,069 98,75 ± 0,050 36,94 ± 0,009 98,95 ± 0,038
12 35,81 ± 0,005 98,73 ± 0,019 42,70 ± 0,034 98,17 ± 0,029
13 40,14 ± 0,039 98,99 ± 0,032 37,37 ± 0,028 97,82 ± 0,055
14 36,71 ± 0,050 99,25 ± 0,034 34,61 ± 0,043 97,17 ± 0,024
15 35,28 ± 0,018 98,63 ± 0,029 35,53 ± 0,033 96,88 ± 0,028
16 31,21 ± 0,013 98,84 ± 0,036 42,25 ± 0,036 99,26 ± 0,025
17 32,35 ± 0,022 98,98 ± 0,048 34,01 ± 0,016 97,41 ± 0,021
%I α-amilaseA1’ = porcentagem de inibição da α-amilase;
%I α-glicosidaseA1’ = porcentagem de inibição da α-glicosidase;
%I α-amilaseA2’ = porcentagem de inibição da α-amilase;
%I α-glicosidaseA2’ = porcentagem de inibição da α-glicosidase. Média ± DP, p < 0,05.
Capítulo 5: Resultados e discussão
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74
Ali, Houghton & Soumyanath (2006) estudaram as propriedades inibitórias de seis
plantas da Malásia (Phyllanthus amarus, Anacardium occidentale, Lagerstroemia speciosa,
Averrhoa bilimbi, Pithecellobium jiringa and Parkia speciosa), com conhecida utilidade no
tratamento contra a diabetes. Constataram que a Phyllanthus amarus foi a única que
apresentou 24,3% de inibição efetiva a α-amilase.
Pinto et al. (2010) investigaram o potencial uso de cranberry (Vaccinium
macrocarpon), fruta vermelha popular dos Estados Unidos, em terapia de controle da
hiperglicemia e hipertensão arterial associado ao DMT2, uma vez que fontes naturais têm
demonstrado um menor efeito inibitório da α-amilase contra uma forte inibição da α-
glicosidase e efeitos colaterais mínimos. Os autores obtiveram percentuais de inibição de
21,69% e 90% para a inibição da α-amilase e α-glicosidase, respectivamente, e creditam estes
bons resultados a presença de constituintes fenólicos. Dessa forma, concluíram que o
cranberry pode ser considerado uma fonte eficaz no gerenciamento dos estágios iniciais da
hiperglicemia associada ao DMT2.
Cheplick et al. (2010) realizaram investigações in vitro em extratos aquosos e
etanólicos de cultivares de morango (Honeoye, Jewel, Seneca, Sparkle, N’Easter, Ovation,
Tristar, Cavendish, Mira, Eros, Florence, DarSelect, Idea e Lambada), quanto à inibição das
enzimas α-amilase e α-glicosidase. Os autores obtiveram percentuais de inibição a α-amilase
de cerca de 50% para extratos etanólicos nas cultivares Honeoye, Idea e Jewel. A ação mais
efetiva a α-amilase foi de 15% para extratos aquosos de Sparkle. Para a α-glicosidase houve
melhor inibição nos extratos etanólicos, com atividade inibitória para Ovation de 71% em
extrato aquoso e 97% em extrato etanólico, por exemplo.
Dessa forma, os resultados obtidos em relação à inibição das enzimas α-amilase e α-
glicosidase neste estudo motivam futuras pesquisas in vivo quanto ao uso de extratos de
jambo no controle da hiperglicemia pós-prandial, associada aos estágios iniciais do diabetes
tipo 2. Vale ressaltar que o uso dos compostos bioativos não poderia, a priori, significar
tratamento da doença, mas sim uma ferramenta para uma melhor convivência com esse tipo
de enfermidade.
Capítulo 5: Resultados e discussão
Juliana Chrís Silva de Azevêdo, dezembro/2010
75
5.2- Estratégia 2: Estudo do extrato da casca e fruto inteiro sem caroço desidratados
As amostras B1 e B2 foram obtidas mediante secagem em leito de jorro, da casca e do
jambo inteiro, respectivamente, a 60ºC por 20 minutos. O teor de compostos fenólicos totais,
atividade antioxidante e antocianinas monoméricas totais estão apresentados nas Tabelas 5.4
(resultados em base úmida e em base seca).
Tabela 5.4: Valores experimentais para o produto desidratado.
CFT1 CFT2a AA1 AA2
b AT1 AT2c
B1H2O 721,06 ± 0,013 796,31 25,05 ± 0,022 27,67 618,42 ± 0,033 683,00
B150% 1024,22 ± 0,01 1131,10 26,19 ± 0,029 28,90 1193,41 ± 0,084 1317,90
B170% 818,02 ± 0,034 903,40 28,20 ± 0,023 31,15 939,03 ± 0,026 1037,03
B180% 790,13 ± 0,010 872,60 28,40 ± 0,021 31,36 822,70 ± 0,019 908,56
B1100% 650,13 ± 0,018 718,60 28,28 ± 0,045 31,23 557,74 ± 0,017 615,95
B2H2O 435,50 ± 0,003 479,60 24,35 ± 0,029 26,81 156,41 ± 0,007 172,25
B250% 595,55 ± 0,007 655,90 27,49 ± 0,027 30,27 387,97 ± 0,018 427,28
B270% 557,03 ± 0,002 613,47 26,86 ± 0,029 29,60 484,82 ± 0,012 534,00
B280% 532,46 ± 0,007 586,40 29,03 ± 0,017 32,00 475,36 ± 0,029 523,52
B2100% 425,20 ± 0,012 468,30 22,15 ± 0,019 23,30 296,68 ± 0,032 326,74
CFT = (mg GAE/100 g amostra); AA = (µmol Trolox eq/g amostra); AT= (mg ci-3-gli/100
g). Onde: 1 = resultados em base úmida e 2 = resultados em base seca. Em: a, b e c os
mesmos desvios padrões dos valores em base úmida.
B1H2O = extrato aquoso, B150% = extrato 50% EtOH, B170% = extrato 70% EtOH,
B180% = extrato 80% EtOH e B1100% = extrato 100% EtOH da casca desidratada;
B2H2O = extrato aquoso, B250% = extrato 50% EtOH, B270% = extrato 70% EtOH,
B280% = extrato 80% EtOH e B2100% = extrato 100% EtOH do jambo inteiro sem caroço
desidratado. Média ± DP, p < 0,05.
Capítulo 5: Resultados e discussão
Juliana Chrís Silva de Azevêdo, dezembro/2010
76
Os resultados do presente estudo são comparáveis a pesquisas encontradas na
literatura. Por exemplo, Ikram et al. (2009) realizaram estudos sobre o teor de fenólicos e
capacidade antioxidante de 58 frutos de diferentes espécies e gêneros, dentre eles o jambo,
verificando para o mesmo teor de fenólicos de 555,57 mg GAE/100 g da amostra. Neste
trabalho foram obtidos valores para CFT que variaram de 425,20 a 1029,5 mg GAE/100 g da
amostra, situando-o dentro da faixa de valores anteriormente observados.
Vega-Gálvez et al. (2009) investigaram a capacidade antioxidante, o teor de vitamina
C e os composto fenólicos totais de pimentas vermelhas (Capsicum annuum, L. var.
Hungarian) submetidas ao processo de secagem, onde avaliaram o efeito causado pelo ar
quente aos seus constituintes bioativos. As temperaturas empregadas variaram entre 50ºC e
90ºC e foi constatado que o conteúdo de vitamina C e fenólicos totais diminuiu à medida que
a temperatura do ar de secagem diminuiu. O uso de temperaturas mais elevadas (80ºC e 90ºC)
levou a maior atividade antioxidante quando comparado a condições de temperaturas mais
brandas (50ºC, 60ºC e 70ºC). Esse comportamento pode estar relacionado à necessidade de se
ter um maior tempo de secagem ao se empregar baixas temperaturas, o que pode ocasionar
diminuição da capacidade antioxidante (Garau et al., 2007).
Da mesma maneira, o emprego de diferentes temperaturas (50ºC, 60ºC, 70ºC e 90ºC)
na desidratação de mirtilo (blueberries) da variedade O’Neil, revelou que a atividade
seqüestradora de radicais livres foi maior em altas temperaturas (80ºC e 90ºC) do que em
baixas temperaturas (50ºC, 60ºC e 70ºC), segundo López et al. (2010).
Observaram-se no presente trabalho maiores valores para CFT nos extratos obtidos a
partir da casca do jambo vermelho, quando comparado ao fruto inteiro do jambo. Alguns
relatos asseguram que as cascas de frutas são particularmente ricas em compostos fenólicos,
provavelmente, devido à função que desempenham na defesa da fruta (Balasundram, Sundram
& Samman, 2006; Ribeiro et al., 2008; Michodjehoun-Mestres et al., 2009).
A concentração de pigmento dos extratos, bem como a atividade inibitória frente as
enzimas α-amilase e α-glicosidase estão na Tabela 5.5. A concentração de pigmentos variou
de 19,68 – 27,90 mg/L para a casca desidratada e de 4,66 – 9,14 mg/L para o jambo
desidratado mostrando-se superior aos valores encontrados por Xavier (2004) em extratos de
cebola roxa (1,8 – 9,8 mg/L).
Capítulo 5: Resultados e discussão
Juliana Chrís Silva de Azevêdo, dezembro/2010
77
Tabela 5.5: Valores experimentais para concentração de pigmentos e inibição enzimática para o produto desidratado.
CP % α-amilase % α-glicosidase
B1H2O 19,58 ± 0,167 31,70 ± 0,65 67,09 ± 8,68
B150% 21,02 ± 0,160 46,63 ± 0, 89 97,67 ± 3,98
B170% 27,90 ± 0,140 26,27 ± 3,25 97,01 ± 2,20
B180% 27,56 ± 0,821 27,65 ± 5,67 96,89 ± 2,22
B1100% 8,86 ± 0,355 12,31 ± 0,96 98,97 ± 3,16
B2H2O 5,66 ± 0,464 49,28 ± 8,17 27,92 ± 4,51
B250% 9,09 ± 0,261 62,20 ± 4,09 98,19 ± 1,41
B270% 8,66 ± 0,196 37,60 ± 5,31 94,93 ± 2,10
B280% 9,14 ± 0,333 33,49 ± 3,00 95,85 ± 1,61
B2100% 4,66 ± 0,633 30,96 ± 2,32 93,16 ± 0,19
CP = concentração de pigmento em equivalentes de vermelho-congo (mg/L); %α-amilase (em
equivalentes Maltose) e %α-glicosidase.
B1H2O = extrato aquoso, B150% = extrato 50% EtOH, B170% = extrato 70% EtOH,
B180% = extrato 80% EtOH e B1100% = extrato 100% EtOH da casca desidratada;
B2H2O = extrato aquoso, B250% = extrato 50% EtOH, B270% = extrato 70% EtOH,
B280% = extrato 80% EtOH e B2100% = extrato 100% EtOH do jambo inteiro sem caroço
desidratado. Média ± DP, p < 0,05.
Em estudo feito por Reynertson et. al. (2008) entre 14 diferentes frutos da família
Myrtaceae foram realizadas investigações quanto à concentração de fenólicos totais, atividade
antioxidante e antocianinas totais. Os extratos dos frutos liofilizados foram elaborados
utilizando como solvente extrator metanol-ácido fórmico na proporção 9:1 v/v. Dentre os
frutos investigados estava o jambo vermelho que apresentou valores para fenólicos de 8,58
mg GAE/g em BU, atividade antioxidante de 269 IC50 em µg/mL e apenas traços (0,02 mg/g)
do pigmento antociânico cianidina-3-glicosídeo foram detectados.
Capítulo 5: Resultados e discussão
Juliana Chrís Silva de Azevêdo, dezembro/2010
78
As Figuras 5.9 e 5.10 mostram, respectivamente, que houve moderada correlação entre
os teores de fenólicos (R2 = 69,46%) e antocianinas totais do jambo vermelho (R2 = 52,20%)
em relação à capacidade antioxidante. Essa tendência também foi observada por Vasco,
Ruales & Kamal-Eldin (2008) ao analisar 17 frutos do Equador quanto ao teor de compostos
fenólicos solúveis e sua capacidade antioxidante. Os frutos foram secos em estufa a 80°C por
seis horas e depois obtidos os extratos a temperatura ambiente por extração seqüencial (duas
etapas) sob agitação continua por uma hora com 20 mL de metanol:água (50:50 v/v) e, em
seguida, por 20 mL de acetona:água (70:30 v/v). Os valores variaram entre 26 e 2100
GAE/100 mg BU, sendo que frutos como o maracujá, manga e tomate apresentaram baixo
teor (< 100 mg GAE/100 g); ameixa e a goiaba apresentaram teores intermediários (250 – 400
mg GAE/100 g) e os frutos que mostraram os maiores valores foram a amora andina, cereja e
banana (respectivamente 2167, 1494 e 1010 mg GAE/100 g BU da amostra). A relação entre
capacidade antioxidante e CFT não foi linear, ou seja, alguns frutos que apresentaram alto
teor de fenólicos não demonstraram alto poder antioxidante. Vale ressaltar que frutas, como a
goiaba, apresentaram baixo teor de fenólicos, mas elevada capacidade antioxidante (em
equivalentes Trolox), indicando que essas frutas contêm potentes fenólicos antioxidantes.
Figura 5.9: Correlação entre compostos fenólicos totais
e atividade antioxidante.
Capítulo 5: Resultados e discussão
Juliana Chrís Silva de Azevêdo, dezembro/2010
79
Figura 5.10: Correlação entre antocianinas totais e atividade antioxidante.
A correlação entre os valores de compostos fenólicos totais e o conteúdo de
antocianinas totais obtidos neste estudo está representada na Figura 5.11, e indica uma relação
positiva entre esses constituintes nos extratos do jambo vermelho (R2 = 94,61%). Essa alta
correlação evidencia que os compostos fenólicos presentes no jambo são antociânicos.
Figura 5.11: Correlação entre compostos fenólicos totais e antocianinas totais.
Capítulo 5: Resultados e discussão
Juliana Chrís Silva de Azevêdo, dezembro/2010
80
No entanto, nem sempre altos valores de CFT implicam necessariamente em teores
elevados de antocianinas totais: Tsanova-Savova, Dimov e Ribarova (2002) ao investigar os
CFT e atividade antioxidante em várias marcas de vinhos detectaram valores de 15552,3;
1640,8 e 1404,8 mg/L para CFT, as quais apresentam respectivamente, antocianinas totais de
40,8; 59,1 e 65,6 mg/L. No entanto, diferentemente Malacrida e Motta (2005) observaram em
diferentes sucos de uva, que quanto maior o teor de fenólicos, maior a concentração de
antocianinas. Por exemplo, amostras com 1,29 e 0,86 g/L para fenólicos apresentavam 36,23 e
16,94 mg/L, respectivamente, de antocianinas.
Abe et al. (2007) em estudo realizado nas cultivares de uvas Vitis labrusca L. e Vitis
vinifera L. para determinação da capacidade antioxidante e de compostos fenólicos totais,
incluindo resveratrol, antocianinas e outros flavonóides, observaram que o teor de
antocianinas apresentou forte correlação com a capacidade antioxidante (R2 = 93,00%),
enquanto que entre fenólicos totais e antocianinas foi baixa a correlação apresentada (R2 =
65,00%). Essa baixa correlação representa a presença de outros fenólicos, como as catequinas,
epicatequinas, quercetinas, caempferol e ácidos hidrocinâmicos.
A percentagem de inibição enzimática determinada no presente trabalho foi de 12,31%
e de 98,97% para a casca e de 30,96% e de 93,16% para o jambo, respectivamente, para a α-
amilase a α-glicosidase, ambos em extrato 100% EtOH. A investigação realizada por
Cheplick et al. (2010) em diferentes cultivares de morango divergiu quanto ao solvente
empregado na extração, apresentando moderadas percentagens de inibição a α-amilase em
água e elevadas percentagens de inibição a α-glicosidase em etanol.
5.3-Comparação entre as Estratégias 1 e 2
A Estratégia 1 obteve bons resultados no controle de parâmetros da extração do
corante do jambo vermelho. As condições para se obter as melhores respostas em cada um
dos parâmetros estudados diferiram. Esse achado demonstra a necessidade de otimizar as
condições para cada uma das análises sob investigação, ou seja, existem condições específicas
para maximizar o teor de compostos fenólicos totais, capacidade antioxidante, quantificação
de antocianinas totais e concentração de pigmentos.
Capítulo 5: Resultados e discussão
Juliana Chrís Silva de Azevêdo, dezembro/2010
81
A Estratégia 2, a qual consistiu da obtenção de material desidratado, levou a resultados
superiores nos atributos funcionais incluídos no estudo. Isto é de fundamental importância em
se tratando da utilização de uma fruta sazonal como o jambo. Segundo Andrade et al. (2003)
processos industriais em que há redução da atividade de água surgem como alternativa para
solucionar ou minimizar problemas, trazendo vantagens como, redução no custo de transporte
e armazenagem; estabilidade microbiológica e química; aumento na oferta em épocas em que
a safra tenha finalizado, e redução nas perdas devido à deterioração; além dessas vantagens,
há o fato de agregar valor ao produto. Araújo et al. (2010) em estudo realizado em frutos do
jambo vermelho, empregaram o processo de desidratação como uma possível forma de
reduzir as perdas pós-colheita e diversificação de seu aproveitamento industrial.
A Tabela 5.6 mostra os maiores valores obtidos para ambas as estratégias. Conforme
comentado anteriormente, os resultados obtidos a partir da estratégia 2 para os estudos de
CFT, AA e AT são superiores, sendo inferior apenas para a CP. Sugere-se que os valores
inferiores da estratégia 1 para CFT, AA e AT, resultem da formação de produtos de
escurecimento ou degradação dos pigmentos do jambo por polimerização (Giusti & Wrolstad,
2001; Malacrida & Motta, 2005; Que et al, 2008; Miranda et al., 2009) devido ao efeito
térmico (Araújo, 2008), e pela possível copigmentação causada por outros constituintes
presentes na matriz vegetal, que ocasiona um emparelhamento ou sobreposição dos mesmos
(Stringheta & Bobbio, 2000; Dimitric-Markovic et al., 2001; Ribeiro & Seravalli, 2007).
A menor concentração de pigmentos observados nas amostras desidratadas pode ser
resultado do efeito térmico associado à possível oxidação ocasionada pelas condições de
secagem.
Capítulo 5: Resultados e discussão
Juliana Chrís Silva de Azevêdo, dezembro/2010
82
Tabela 5.6: Valores do estudo funcional para as Estratégias 1 e 2.
Estratégia 1 Estratégia 2
Produtos A1’ A2’ B1 B2
CFT (mg GAE/100 g amostra) 174,15 83,80 1024,22 595,50
AA (µmol Trolox eq/g amostra) 3,56 3,55 28,40 29,03
AT (mg ci-3-gli/100 g amostra) 133,59 84,17 1193,41 484,82
CP (mg/L) 41,57 18,78 27,90 9,14
α-amilase (%) 29,62 22,40 12,31 30,96
α-glicosidase (%) 98,98 96,31 98,97 93,16
Em que: A1’ e A2’ são produtos da estratégia 1; B1 e B2 são produtos da estratégia 2.
Capítulo 6: Conclusões
Capítulo 6: Conclusões
Juliana Chrís Silva de Azevêdo, dezembro/2010 84
6- Conclusões
Os resultados da presente pesquisa permitem concluir que:
� A estratégia 1 possibilitou a geração de modelos preditivos e significantes
estatisticamente para análises de fenólicos totais, atividade antioxidante e antocianinas
totais. A alta correlação dos modelos definidos pela análise de superfície de resposta
demonstrou que o modelo polinomial de segunda ordem pode ser usado para
otimização das condições de extração do corante do jambo vermelho.
� As melhores condições de extração para a estratégia 1 foi de:
o 33°C, 20 min. e 2H2O/3EtOH para CFT;
o 50°C, 20 min. e 2H2O/3EtOH para AA;
o 60°C, 20 min. e 1H2O/1EtOH para AT e CP;
o 50°C, 36,82 min. e 2H2O/3EtOH para a capacidade de inibição das enzimas α-
amilase e g α-glicosidase;
� A estratégia 2 mostrou resultados superiores para a concentração de compostos
fenólicos totais, atividade antioxidante e antocianinas totais, apresentando-se inferior
apenas no teor de concentração de pigmentos. O EtOH a 50% (CFT para B1 e B2; AT
para B1) e 80% (AA para B1 e B2) foram mais efetivos em relação as demais
concentrações.
� Os resultados máximos, respectivamente, para os produtos da estratégia 1 e os
produtos da estratégia 2, foram de:
o 174,15 e 1024,22 mg GAE/100 g da amostra para CFT;
o 3,56 e 28,40 µmol Trolox eq/g da amostra para a AA;
o 133,59 e 1193,41 mg ci-3-gli/100 g da amostra para AT;
Capítulo 6: Conclusões
Juliana Chrís Silva de Azevêdo, dezembro/2010
85
o 41,57 e 27,90 mg/L para CP;
o 22, 40% e 26,27% para o percentual de inibição da enzima α-amilase;
o 98,98% e 97,01% para o percentual de inibição da enzima α-glicosidase;
� Os dados apresentados nesse estudo evidenciam que o jambo vermelho é uma rica
fonte de pigmentos antociânicos. Estudos complementares precisam ser conduzidos
de forma a averiguar a aplicação desse produto como corante natural e sua aplicação
em sistemas alimentares. Espera-se que os resultados aqui obtidos possam servir de
consulta para futuras pesquisas com outras frutas tropicais.
Capítulo 7: Referências
bibliográficas
Capítulo 7: Referências bibliográficas
Juliana Chrís Silva de Azevêdo, dezembro/2010
87
7- Referências bibliográficas
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