caracterizaÇÃo morfolÓgica e antigÊnica do vÍrus...
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TAIS PINHEIRO DE ARAUJO
CARACTERIZAÇÃO MORFOLÓGICA E ANTIGÊNICA DO VÍRUS JURUAÇÁ,
ISOLADO DE MORCEGO NO ESTADO DO PARÁ.
Belém – Pará
2006
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TAIS PINHEIRO DE ARAUJO
CARACTERIZAÇÃO MORFOLÓGICA E ANTIGÊNICA DO VÍRUS JURUAÇÁ,
ISOLADO DE MORCEGO NO ESTADO DO PARÁ.
Dissertação apresentada ao Curso
de Pós-Graduação em Patologia
das Doenças Tropicais do Núcleo
de Medicina Tropical da
Universidade Federal do Pará como
requisito para a obtenção do grau
de Mestre em Patologia das
Doenças Tropicais.
Orientador: Prof. Dr. Pedro
Fernando da Costa Vasconcelos
Belém – Pará
2006
Araújo, Tais Pinheiro de Caracterização morfológica e antigênica do vírus Juruaçá,
isolado de morcego no Estado do Pará/ Tais Pinheiro de Araújo; Orientador, Pedro Fernando da Costa Vasconcelos. – Belém, 2006. 123f. Dissertação (Mestrado) – Universidade Federal do Pará, Núcleo de Medicina Tropical, Belém, 2006. 1. Arbovírus – Pará. 2. Morcego – Pará. 3.Virologia. I. Título.
CDD.21 ed. 576.6484
TAIS PINHEIRO DE ARAUJO
CARACTERIZAÇÃO MORFOLÓGICA E ANTIGÊNICA DO VÍRUS JURUAÇÁ,
ISOLADO DE MORCEGO NO ESTADO DO PARÁ.
Dissertação apresentada ao Curso de Pós-Graduação em Patologia das Doenças
Tropicais do Núcleo de Medicina Tropical da Universidade Federal do Pará como
requisito para a obtenção do grau de Mestre em Patologia das Doenças Tropicais,
pela comissão formada pelos professores:
Orientador: Prof. Dr. Pedro Fernando da Costa Vasconcelos Seção de Arbovirologia e Febres Hemorrágicas Instituto Evandro Chagas
Prof. Dr. Alexandre da Costa Linhares Seção de Virologia Geral Instituto Evandro Chagas
Prof. Dra. Rita Catarina Medeiros de Souza Núcleo de Medicina Tropical, UFPA Hospital Universitário João de Barros Barreto
Prof. Dr. Juarez Antonio Simões Quaresma Laboratório de Imunopatologia Núcleo de Medicina Tropical, UFPA
Suplente:
Profa. Dra. Ana Cecília Ribeiro Cruz Seção de Arbovirologia e Febres Hemorrágicas Instituto Evandro Chagas
Belém – Pará
2006
DEDICATÓRIA
Dedico esta dissertação de mestrado
à minha família, que sempre está presente
nos momentos mais especiais e decisivos, e
em especial à minha mãe (in memoriam), a
quem devo tudo o que sou.
AGRADECIMENTOS
À Deus pelo dom da vida, pelo infinito amor tão fiel, amigo e misericordioso
que faz Sua luz brilhar no meu caminho; porque nos momentos mais difíceis de
minha vida me sustentou com Seus braços santos, fortes e poderosos.
Aos meus pais, pelo carinho, amor e dedicação, que acompanharam cada
etapa de minha vida, apoiando e fortificando sempre; pela brilhante educação que
me deram, fazendo com que cada vez mais eu busque o sucesso profissional e
pessoal. Em especial à minha mãe, que mesmo em outro plano continua a me
iluminar e orientar em todos os momentos da minha vida.
A minha tia Stella, que toma conta do meu bem-estar e sempre torce por mim.
Aos meus irmãos Daniel e Igor, pelo carinho e convivência durante as várias
fases das nossas vidas.
Ao meu orientador, Dr. Pedro Vasconcelos, agradeço pelo apoio e atenção,
por dar-me a oportunidade de ampliar meus conhecimentos, contribuindo
sobremaneira na minha formação e caráter profissional.
À Dra. Amélia Travassos da Rosa, pela amizade, apoio, pelos primeiros
ensinamentos em arbovírus e sorologia, além das lições e experiência de vida.
Ao José Antonio Diniz, pela amizade, dedicação e paciência ao transmitir os
ensinamentos técnicos do laboratório, bem como pelo incentivo nos momentos
difíceis do desenvolvimento do trabalho, buscando sempre a melhoria profissional e
pessoal.
À Dra. Ana Cecília Cruz e ao Dr. Juarez Quaresma, pela amizade, apoio e
contribuição para a realização deste trabalho.
Aos amigos da seção de microscopia eletrônica: Ádila Dias, Ana Lúcia
Wanzeler, Crislaine Pinheiro, Daisy Silva, Francinete Alves, Ilce Moreira, Márcio,
Patrícia Ramos, Sueli Kataoka e Zaire, por todo o apoio prestado nas horas de
aflição e pelas alegrias nos momentos de descontração.
Aos amigos da seção de arbovirologia e febres hemorrágicas, por toda a
ajuda prestada, e em especial ao Basílio Buna, Geraldo Mendes, Luiz Roberto, Lívia
Carício, Eliana Pinto e Helena Vasconcelos.
À Dra. Lourdes Gomes e Ceyla Castro da Seção de Virologia Geral/IEC pela
contribuição para a realização deste trabalho.
À Profa. Maria Irene Weyl pela amizade e contribuição na revisão desta
dissertação.
À Celiane Tapety pela amizade e apoio na finalização deste trabalho.
À Secretaria de Pós-Graduação do NMT/UFPA.
À CAPES pelo apoio financeiro.
Ao Instituto Evandro Chagas, onde descobri uma paixão de trabalho que é a
pesquisa científica no campo da virologia.
Aos demais funcionários do IEC e a todos que contribuíram para o meu
crescimento profissional e pessoal, o meu eterno agradecimento.
EPÍGRAFE
“Há aqueles que lutam um dia, e por isso são bons...
Há aqueles que lutam muitos dias e por isso são muito
bons...
Há aqueles que lutam anos, e são melhores ainda...
Porém, há aqueles que lutam toda a vida...
Esses são imprescindíveis...”
Bertold Brecht
SUMARIO
LISTA DE FIGURAS ix
LISTA DE TABELAS xv
LISTA DE ABREVIATURAS xvi
RESUMO xx
ABSTRACT xxi
1 INTRODUÇÃO 1
2 FUNDAMENTAÇÃO TEÓRICA 3
2.1 GENERALIDADES SOBRE VÍRUS E CLASSIFICAÇÃO VIRAL 3
2.2 VÍRUS NÃO CLASSIFICADOS 15
2.3 A ORDEM CHIROPTERA 16
2.4 VÍRUS ISOLADOS DE MORCEGOS 20
2.5 FAMÍLIA PICORNAVIRIDAE 26
2.6 O SISTEMA NERVOSO CENTRAL 35
3 OBJETIVOS 38
3.1 GERAL 38
3.2 ESPECÍFICOS 38
4 MATERIAL E MÉTODOS 39
4.1 AMOSTRA 39
4.1.1 Isolamento do vírus em camundongo albino suíço recém-
nascido
40
4.1.2 Título Viral 41
4.1.3 Preparo do Soro Homólogo 42
4.1.4 Preparo de Antígeno (Sucrose-Acetona) 42
4.2 ISOLAMENTO EM CULTIVOS CELULARES 43
4.2.1 Cultivos de Linhagens Permanentes 43
4.2.2 Cultivo Primário de Astrócito 44
4.2.3 Cultivo Primário de Microglias 45
4.2.4 Cultivo Primário de Neurônios 45
4.2.5 Infecção dos Cultivos Celulares 46
4.3 TESTES FÍSICO-QUÍMICOS 46
4.3.1 Sensibilidade ao Desoxicolato de Sódio (DCA) 46
4.3.2 Teste de Hemaglutinação (HÁ) 47
4.4 TESTES SOROLÓGICOS 49
4.4.1 Fixação do Complemento (FC) 49
4.4.2 Inibição da Hemaglutinação (IH) 51
4.4.3 Imunofluorescência Indireta (IFI) 52
4.4.4 Imunofluorescência Indireta com dupla marcação 53
4.5 MICROSCOPIA ELETRÔNICA DE TRANSMISSÃO 55
4.5.1 Cortes ultrafinos 55
4.5.1.1 Cérebro de camundongo albino suíço recém-nascido 55
4.5.1.2 Cultivos Celulares 57
4.5.2 Contrastação Negativa 58
4.5.3 Imunomicroscopia Eletrônica 59
4.6 HISTOPATOLOGIA 60
4.6.1 Exame Histopatológico 60
4.6.2 Imunohistoquímica 62
4.7 BIOLOGIA MOLECULAR 63
4.7.1 Precipitação e Semi-Purificação viral 63
4.7.2 Extração do Ácido Nucleico viral 64
4.7.3 Reação de Transcrição Reversa (RT) com oligonucleotídeo
Random Hexâmero
65
4.7.4 Reação em Cadeia da Polimerase (PCR) 65
5 RESULTADOS 67
5.1 CARACTERÍSTICAS BIOLÓGICAS 67
5.1.1 Suscetibilidade dos camundongos albinos suíços 67
5.1.2 Suscetibilidade dos cultivos celulares 67
5.2 CARACTERÍSTICAS FÍSICO-QUÍMICAS 73
5.2.1 Presença de hemaglutinina 73
5.2.2 Sensibilidade ao desoxicolato de sódio 73
5.3 CARACTERÍSTICAS SOROLÓGICAS 73
5.4 CARACTERÍSTICAS MORFOLÓGICAS 76
5.4.1 Contrastação negativa 76
5.4.2 Imunomicroscopia eletrônica 77
5.4.3 Cortes ultrafinos 77
5.5 CARACTERÍSTICAS HISTOPATOLÓGICAS 78
5.5.1 Exame histopatológico 78
5.5.2 Imunohistoquímica 84
5.6 CARACTERÍSTICAS MOLECULARES 86
6 DISCUSSÃO 88
7 CONCLUSÕES 96
8 REFERÊNCIAS BIBLIOGRÁFICAS 97
LISTA DE FIGURAS
Figura 1 Simetria viral. (a) Diagrama de um vírus em forma de bastão
com simetria helicoidal; (b) Vírus com simetria icosaédrica,
apresentando nucleocapsídeo circundado pelo envelope
lipoprotéico; (c) Nucleocapsídeo com simetria icosaédrica,
mostrando ácido nucléico e capsômeros
4
Figura 2 O caminho das descobertas iniciais de novos agentes
infecciosos em humanos
6
Figura 3 Classificação esquemática para vírus de animais. Sumário
das principais características de 21 famílias representativas
de vírus que infectam vertebrados e uma que infecta inseto.
Nem todas as famílias virais são mostradas na figura
9
Figura 4 Classificação de Baltimore. Todos os vírus devem produzir
ARNm que pode ser traduzido por ribossomos celulares.
Neste sistema de classificação, a única via de vários
genomas virais para ARNm define classes específicas de
vírus com base na natureza e polaridade de seus genomas
11
Figura 5 Representação esquemática de 5 membros de uma classe
politética caracterizada por 5 propriedades, 1-5. Cada
membro apresenta diversas dessas propriedades, mas
nenhuma propriedade em comum está presente em todos os
membros da classe. A propriedade que falta em cada caso é
representada pela área cinza
13
Figura 6 (a) Morcego fitófago Artibeus jamaicensis. (b) Morcego
insetívoro Molossus molossus
17
Figura 7 Morcegos hematófagos. (a) Desmodus rotundus. (b) Diphylla
ecaudata
19
Figura 8 Morcego hematófago Diaemus youngi 19
Figura 9 Estrutura e organização genômica do poliovirus 30
Figura 10 Representação esquemática do vírion de poliovirus 32
Figura 11 Estratégia de replicação do poliovirus, membro da família
Picornaviridae
33
Figura 12 Localização geográfica da região de Porto Trombetas,
município de Oriximiná, na qual se isolou o vírus Juruaçá
39
Figura 13 Camundongos albinos suíços recém-nascidos utilizados para
as tentativas de isolamento viral no IEC. (a) Manutenção dos
camundongos em gaiolas. (b) Inoculação da suspensão viral
via i.c
41
Figura 14 Representação esquemática do teste de sensibilidade ao
DCA. (a) Vírus envelopado submetido ao DCA, resultando na
perda da infectividade viral e na sobrevivência dos
camundongos; (b) vírus não envelopado submetido ao DCA,
resultando na manutenção da infectividade viral e morte dos
animais
47
Figura 15 Representação esquemática da técnica de Hemaglutinação
(HA)..
48
Figura 16 Representação esquemática do teste de Fixação do
Complemento (FC)
50
Figura 17 Representação esquemática da técnica de Inibição da
Hemaglutinação (IH)
52
Figura 18 Representação esquemática do teste de Imunofluorescência
Indireta (IFI) utilizado para a detecção de antígeno viral em
cultivo celular
53
Figura 19 Representação esquemática do processamento para
Microscopia Eletrônica de Transmissão
57
Figura 20 Representação esquemática da técnica de Contrastação
Negativa
59
Figura 21 Representação esquemática da técnica de Imunomicroscopia
Eletrônica
60
Figura 22 Representação esquemática do exame histopatológico para
a técnica de Hematoxilina-Eosina (HE)
61
Figura 23 Representação esquemática da técnica de
Imunohistoquímica
63
Figura 24 Marcadores celulares. (A) Micrografia mostrando
imunomarcação de GFAP em cultivo de astrócitos. (B)
Micrografia de microglias marcadas com isolectina B4
conjugada com ITCF. (C) Micrografia de fluorescência
mostrando imunomarcação de neurofilamentos em cultivo de
neurônios
68
Figura 25 Micrografia de fluorescência mostrando ausência de
marcação em cultivo de microglias não infectadas com o
vírus Juruaçá
69
Figura 26 Dupla marcação. (A) Marcação de microglias com isolectina
B4 conjugada com ITCF. (B) Micrografia de fluorescência
com marcação para antígenos do vírus Juruaçá usando
segundo anticorpo conjugado com rodamina. (C)
Sobreposição das imagens A e B confirmando a infecção de
microglias com o vírus Juruaçá (5 dias p.i.).
70
Figura 27 Micrografia de fluorescência mostrando ausência de
marcação em cultivo de astrócitos não infectados com o vírus
Juruaçá
71
Figura 28 Imunofluorescência indireta com dupla marcação em cultivo
de astrócitos. (A) Micrografia de fluorescência com marcação
para GFAP usando segundo anticorpo marcado com
rodamina. (B) Micrografia de fluorescência com marcação
para antígenos do vírus Juruaçá usando segundo anticorpo
conjugado com ITCF. (C) Sobreposição das imagens A e B
em maior aumento confirmando infecção de cultivo de
astrócitos com o vírus Juruaçá (5 dias p.i.)
72
Figura 29 Contrastação negativa do vírus Juruaçá obtida de fluido de
cultivo de astrócitos (6 dias p.i.)
76
Figura 30 Imunomicroscopia eletrônica do vírus Juruaçá com seu soro
homólogo, mostrando partículas virais circundadas por um
halo denso de anticorpos (setas).
77
Figura 31 Micrografia eletrônica do vírus Juruaçá em cortes ultrafinos
de cérebro de camundongo albino suíço (8 dias p.i.). Notar
partículas virais desprovidas de envelope no citoplasma
78
celular (seta)
Figura 32 Aspectos histológicos dos animais controles e infectados. (A)
Histologia do sistema nervoso central de camundongo
controle. (B) Histopatologia mostrando reação glial
constituindo área algo nodular em cérebro de camundongo
infectado (7 dias p.i.). (C) Histopatologia mostrando núcleos
de aspecto picnótico (apoptóides) (a) e cariorrexe (necrose)
(c) (6 dias p.i.). (D) Histopatologia mostrando hipertrofia de
células endoteliais e congestão vascular (6 dias p.i.). (E)
Histopatologia mostrando marginação leucocitária
característica (6 dias p.i.). (F) Histopatologia mostrando
proeminente hipertrofia de endotélio (6 dias p.i.)
80
Figura 33 Aspectos histológicos dos animais controles e infectados.
(A) Histologia do miocárdio de camundongo controle. (B)
Histopatologia mostrando miocárdio com leve alteração
histológica representada, sobretudo por discreto infiltrado
linfomononuclear (6 dias p.i.). (C) Histologia do fígado de
camundongo controle. (D) Histopatologia do fígado
mostrando congestão em espaços porta e áreas acinares
com rarefação celular conseqüentes à necrose lítica
(retângulo) (6 dias p.i.). (E) Histologia do baço de
camundongo controle. (F) Histopatologia mostrando baço
com congestão e hiperplasia linfóide moderada (6 dias p.i.)
82
Figura 34 Aspectos histológicos dos pulmões e rins dos animais
controles e infectados. (A) Histologia do pulmão de
84
camundongo controle. (B) Histopatologia mostrando pulmão
com congestão e relativo colabamento e espessamento de
tabiques alveolares (5 dias p.i.). (C) Histologia do rim de
camundongo controle. (D) Histopatologia mostrando rim com
congestão glomerular e leve edema de células de
revestimento dos túbulos (6 dias p.i.)
Figura 35 Imunohistoquímica em cortes de cérebro de camundongo
infectado com o vírus Juruaçá 7º dia p.i. (A) Padrão de
imunomarcação em tecido, mostrando múltiplas células gliais
e neurônios com imunomarcação citoplasmática positiva. (B)
Padrão granular de depósito do antígeno viral mostrando
evidente localização citoplasmática, notar ausência de
marcação característica nuclear. (C) Área de extenso edema
onde se observa nítida predominância de células positivas
quando comparadas às áreas com menor intensidade de
lesões. (D) Neurônios com marcação citoplasmática positiva
para o vírus Juruaçá, notar imunoreação em prolongamentos
proximais do dendrito apical (setas)
86
Figura 36 Produto de PCR em gel de agarose a 1,5% corado por
brometo de etidium. Identificação das amostras: Faixa 1:
Controle negativo, Faixa 2: Padrão de peso molecular (123
bp DNA Ladder), Faixa 3: Amostra viral com primers HK2 e
HK3, Faixa 4: Amostra viral com primers HK2 e HK10
87
LISTA DE TABELAS
Tabela 1 Vírus não grupados, não classificados isolados na
Amazônia Brasileira pela Seção de Arbovirologia e Febres
Hemorrágicas do IEC
16
Tabela 2 Distribuição das famílias de morcegos no mundo 18
Tabela 3 Vírus isolados de morcegos 25
Tabela 4 A família Picornaviridae: gêneros, espécies representativas
e doenças que causam
26
Tabela 5 Interpretação dos resultados do teste de FC 50
Tabela 6 Oligonucleotídeo correspondente a região não traduzida 5’
do genoma de Poliovirus
66
Tabela 7 Resultados negativos pelo teste de IH para diversos vírus
das famílias Togaviridae, Flaviviridae e Bunyaviridae para o
vírus Juruaçá
74
Tabela 8 Soros imunes de diversos vírus de diferentes famílias com
resultados negativos pelo teste de FC para o vírus Juruaçá
75
xvi
LISTA DE ABREVIATURAS
ADN: Ácido Desoxiribonucléico
ARN: Ácido Ribonucléico
ARNm: ARN mensageiro
BSA: Albumina bovina
C6/36: Linhagem celular contínua de clone de células de Aedes albopictus
Ca2+: Íons cálcio
CaCl2: Cloreto de cálcio
CBS: Solução salina tamponada com cacodilato de sódio
CEPAN: Comitê de Ética para Pesquisas com Animais
CITV: Comitê Internacional de Taxonomia Viral
cm2: Centímetro quadrado
CO2: Gás carbônico
CsCl: Cloreto de césio
DAB: Sistema revelador composto por 3,3’diaminobenzidina
DCA: Desoxicolato de sódio
DGV: Dextrose Gelatina Veronal
DL50/0,02 mL: Dose letal capaz de matar 50% dos camundongos infectados
EUA: Estados Unidos da América
ECP: Efeito citopático
EEE: Vírus da encefalite eqüina leste
EMC: Vírus da encefalomiocardite
FC: Fixação do complemento
FUNASA: Fundação Nacional de Saúde
xvii
g: Grama
GFAP: Glial fibrilary acidic protein (Proteína acídica fibrilar glial)
HA: Teste de hemaglutinação
HE: Hematoxilina-Eosina
H2O2: Peróxido de hidrogênio
i.c.: Intracerebral
i.p.: Intraperitoneal
IEC: Instituto Evandro Chagas
IFI: Imunofluorescência indireta
IH: Inibição da hemaglutinação
IL: Interleucina
ITCF: Isotiocianato de fluoresceína
M: Molar
Meio 199: Meio nutriente 199
Meio D-MEM/F12: Meio Mínimo Essencial modificado por Dulbecco e suplementado
com a mistura de nutriente F-12
Meio L-15: Meio Leibowitz
MET: Microscópio eletrônico de transmissão
mg: Miligrama
Mg2+: Íons magnésio
MgCl2: Cloreto de magnésio
mL: Mililitro
mM: Milimolar
mm3: Milímetro cúbico
MML: Vírus Montana myotis leukoencephalitis
xviii
N: Neutralização
NaCl: Cloreto de sódio
nm: Nanômetro
NMT: Núcleo de Medicina Tropical
NTR: Nontranslated region (Região não traduzida)
O2: Oxigênio
ORFs: Open Read Frames (Cadeias abertas para leitura)
PBS: Solução salina fosfatada tamponada
PCR: Reação em Cadeia da Polimerase
PEG-8000: Polietileno glicol 8000
p.i.: Pós-inoculação
pH: Potencial hidrogeniônico
PTA: Ácido fosfotúngstico
r.p.m.: Rotação por minuto
RT: Reação de Transcrição Reversa
SBF: Soro bovino fetal
SESP: Serviço Especial de Saúde Pública
SN: Sistema nervoso
SNC: Sistema nervoso central
SNP: Sistema nervoso periférico
SVS: Secretaria de Vigilância em Saúde
TA: Temperatura ambiente
TBE: Tris-ácido bórico-EDTA
TNF: Fator alfa de necrose tumoral
UI: Unidade internacional
xix
UFPA: Universidade Federal do Pará
UTMB: University of Texas Medical Branch
Vero: Linhagem celular contínua de rim de macaco Cercophitecus aethiops
VEE: Vírus da encefalite eqüina venezuelana
ºC: Grau Celsius
g: Micrograma
L: Microlitro
m: Micrômetro
%: Percentagem
xx
RESUMO
O vírus Juruaçá (AN 401933) foi isolado a partir de um lote de vísceras de um
morcego capturado na região de Porto Trombetas, município de Oriximiná, Estado
do Pará, em 1982, sendo considerado um vírus não grupado/ não classificado. O
objetivo deste trabalho foi classificar o vírus Juruaçá em um táxon viral, baseando-se
nas suas propriedades morfológicas, físico-químicas, antigênicas e moleculares,
bem como descrever as alterações anatomo-patológicas associadas à infecção
experimental. Camundongos recém-nascidos mostraram suscetibilidade à infecção
pelo vírus Juruaçá por inoculação i.c., iniciando os sintomas com quatro dias p.i. e
culminando com morte dos animais oito dias p.i.. O vírus não é sensível à ação do
DCA e consegue aglutinar hemácias de ganso em pH 5,75. Pelos testes de IH e FC,
o vírus não se relaciona com nenhum arbovírus ou outros vírus de vertebrados
conhecidos testados, reagindo apenas com o seu soro homólogo. O vírus não causa
ECP em linhagens de células Vero e C6/36, e IFI destas células também foi
negativa. Entretanto, o vírus Juruaçá replica em cultivo primário de células do SNC
de camundongo (astrócitos e microglias), confirmada por IFI com dupla marcação.
Cultivos de neurônios não se mostraram susceptíveis à infecção pelo vírus Juruaçá,
porém a presença do antígeno viral nestas células foi confirmada por
imunohistoquímica. A microscopia eletrônica de transmissão revelou a presença de
partículas esféricas, com um diâmetro médio de 23-30nm. Alterações anatomo-
patológicas foram observadas principalmente no SNC de camundongos infectados
experimentalmente com o vírus Juruaçá. O resultado do RT-PCR sugere que o vírus
Juruaçá pode ser um novo vírus pertencente à família Picornaviridae, gênero
Enterovirus,
xxi
ABSTRACT
Juruaçá virus (BE AN 401933) was isolated from pooled organs of an unidentified bat
captured during field work in Porto Trombetas, Oriximiná, Pará State, in 1982, and
remains unclassified/ungrouped. The aims of this work were to classify Juruaçá virus
in a viral taxon taking in account its morphological, physicochemical, antigenic and
molecular properties, as well as, to describe the pathological alterations. This agent
is pathogenic only for infant mice, and the animal’s death occurs with eight days post-
inoculation. It’s not related to any of the arthropod borne viruses with which it has
been tested by serological tests, such as complement fixation (CF) and
hemagglutination inhibition (HI). Positive reactions were only observed with its
homologous serum. Juruaçá virus is not sensitive to sodium desoxicolate and can
hemagglutinate goose cells at pH 5.75. The virus didn’t show any cytophatic effect
and immunofluorescence was negative in Vero and C6/36 cell lines, but it replicates
in brain tissue primary culture cell line (astrocytes and microglias), confirmed by
immunofluorescent assay (IFA). Culture of neuronal cells appears not to be infected
by Juruaçá virus; however, infection of these cells was confirmed by
imunohistochemistry. By transmission electron microscopy and negative stain, the
virus is a spherical particle, with mean diameter of 23-30nm. Pathological alterations
were observed mainly in the central nervous system of newborn mice experimentally
infected with Juruaçá virus. The molecular results of RT-PCR suggest that Juruaçá
virus is a possible new virus belonging to the family Picornaviridae, genus
Enterovirus.
1
1 INTRODUÇÃO
Com a intensificação das descobertas de novos vírus no mundo, tornou-se
necessário a criação do Comitê Internacional de Taxonomia Viral (CITV) para
regulamentar os critérios utilizados na classificação e normatização viral. Este
comitê registra as características do maior número de possíveis novos vírus
isolados nas diversas regiões do mundo, visto que vírus não classificados podem
ser verdadeiros patógenos, reconhecidos ou não para homens e animais, ou
também podem representar famílias virais desconhecidas, registros duplicados ou
até mesmo contaminantes microbianos (Zeller et al., 1989a).
Várias técnicas têm sido utilizadas para a caracterização viral, que vão desde
as clássicas como os testes físico-químicos e sorológicos até às mais modernas de
biologia molecular. Dentre as técnicas clássicas, a microscopia eletrônica
desempenhou um grande papel na classificação taxonômica viral, pela contribuição
no detalhamento da morfologia das partículas virais.
A Seção de Arbovirologia e Febres Hemorrágicas do Instituto Evandro
Chagas (IEC) tem acompanhado o desenvolvimento da virologia ao longo dos
últimos 50 anos. Estes estudos foram iniciados em 1954, a partir de convênio
firmado entre o então Serviço Especial de Saúde Pública (SESP), hoje Secretaria de
Vigilância em Saúde (SVS) do Ministério da Saúde, e a Fundação Rockfeller
(Shope, 1998), objetivando a investigação dos arbovírus na Amazônia e avaliação
da sua importância como problema de saúde pública, fornecendo suporte
laboratorial à vigilância epidemiológica desses vírus. O IEC tem contribuído para a
caraterização de arbovírus e outros vírus de vertebrados na Amazônia Brasileira,
sendo que alguns destes agentes ainda permanecem sem classificação definida,
2
como é o caso do vírus Juruaçá, isolado de morcego, que é o objeto de nosso
estudo.
3
2 FUNDAMENTAÇÃO TEÓRICA
2.1 GENERALIDADES SOBRE VÍRUS E CLASSIFICAÇÃO VIRAL
Um vírus é um biosistema elementar que possui algumas propriedades de
sistemas vivos, tais como um genoma e capacidade de adaptação às mudanças
ambientais (Van Regenmortel, 2000), sendo considerados partículas passíveis de
subexistirem extracelularmente, capazes de adentrar e alterar os processos
metabólicos normais das células, objetivando recodificá-los para a sua própria
replicação. São compostos por um capsídeo proteico que protege o genoma viral, o
qual é constituído por ácido ribonucleico (ARN) ou ácido desoxirribonucleico (ADN),
sendo que muitos tipos virais podem ainda apresentar um envelope lipoprotéico
como um terceiro componente, o qual ainda possui glicoproteínas na forma de
projeções (Falke, 1979). A simetria do vírus é estabelecida pela forma e a
composição das subunidades protéicas que compõe o capsídeo, podendo ser de
forma helicoidal, icosaédrica ou estruturas complexas (Harrison et al., 1996; Pelczar
Jr et al., 1997) (Figura 1).
Apesar de todas estas características, isso não significa que os vírus
deveriam ser considerados como organismos, visto não possuírem atributos
essenciais de organismos vivos, tais como a habilidade de capturar e armazenar
energia livre, e não possuírem autonomia característica que resulta da presença de
um conjunto de atividades metabólicas integradas (Van Regenmortel, 2003).
4
Figura 1 - Simetria viral. (a) Diagrama de um vírus em forma de bastão com simetria helicoidal; (b)
Vírus com simetria icosaédrica, apresentando nucleocapsídeo circundado pelo envelope lipoprotéico;
(c) Nucleocapsídeo com simetria icosaédrica, mostrando ácido nucléico e capsômeros.
Fonte: Pelczar Jr et al., 1997
5
Os vírus foram reconhecidos como entidades biológicas distintas há pouco
mais de um século, entretanto, evidências de infecções virais têm sido encontradas
dentre os relatos primordiais das atividades humanas. No final do século XIX, a
existência de um mundo microbiano diverso de bactérias, fungos e protozoários já
era bem estabelecido.
O primeiro relato de um agente patogênico menor que qualquer bactéria
conhecida foi feito em 1892, através de experimentos realizados pelos cientistas
Adolf Mayer (1843-1942), Dimitrii Ivanowsky (1864-1920) e Martinus Beijerinck
(1851-1931) com a doença do Mosaico do Tabaco (um vírus de planta). Estes
cientistas contribuíram para o desenvolvimento de um novo conceito: um agente
filtrável e muito pequeno para ser observado à microscopia óptica, mas capaz de
causar doença por se multiplicar em células vivas, que na época foi chamando por
Beijerinck de contagium vivum fluidum, para enfatizar sua natureza infecciosa e
propriedades reprodutivas e físicas distintas. Posteriormente, os agentes que
passavam através de filtros que retêm bactérias foram chamados de vírus
ultrafiltráveis, mais tarde simplificado apenas para vírus, que em latim significa
veneno (Levine, 1996; Flint et al., 2000).
Walter Reed identificou o primeiro vírus humano em 1901, o vírus da febre
amarela, em Cuba, e nesta mesma ocasião foi comprovada a transmissão da
doença através de mosquitos (Flint et al., 2000). Outros vírus humanos foram
identificados neste século (Figura 2), apesar da dificuldade do processo, como pelo
perigo na manipulação experimental.
6
Figura 2 - O caminho das descobertas iniciais de novos agentes infecciosos em humanos.
Fonte: Flint et al., 2000
Com a crescente descoberta de novos vírus houve a necessidade da criação
de um sistema unificado de taxonomia viral. Em 1966, durante um congresso de
microbiologia realizado em Moscou, foi estabelecido o Comitê Internacional de
Nomenclatura Viral, posteriormente chamado de Comitê Internacional de Taxonomia
Viral (CITV). Desde 1971, o CITV, operando em nome da comunidade de
virologistas tem produzido seus relatórios descrevendo a situação corrente da
taxonomia viral, criando o Código Internacional de Nomenclatura Viral (Matthews,
1982). De acordo com Murphy (1996) e Pringle (1999), a classificação é baseada em
critérios primários e secundários.
Os critérios primários são:
1) A natureza do genoma viral (ADN ou ARN);
2) O tipo de fita do genoma viral (dupla ou simples, circular ou linear);
Ano
Núm
ero
cum
ula
tivo d
e d
escobert
as
Introdução dos
eficientes métodos
bacteriológicos de
Koch
Descoberta de
Ivanowsky sobre o
TMV
Fungi (17)
Bacteria (50)
Protozoa (11)
Vírus filtráveis (19)
Rickettsiae (4)
7
3) A facilidade na transcrição reversa;
4) A polaridade do genoma (positiva, negativa ou “ambisense”).
Os critérios secundários são caracterizados por:
1) Morfologia: Tamanho e forma do vírus; presença ou ausência de envelope
viral e espículas; simetria e estrutura do capsídeo.
2) Propriedades físicas e físico-químicas: Massa molecular do vírus;
densidade de flutuação do vírus (em CsCl e sacarose, entre outros); coeficiente de
sedimentação; estabilidade a variações de pH, calor, íons divalentes, detergentes,
solventes e radiação.
3) Propriedades secundárias do genoma: número e tamanho de
segmentos; tamanho do genoma ou dos segmentos; seqüência nucleotídica;
presença de elementos repetidos no genoma; taxa de Guanina + Citosina do
genoma; presença ou ausência e tipo de cap 5´ terminal; presença ou ausência de
proteínas ligadas covalentemente ao terminal 5´; presença ou ausência de cauda
poli A no terminal 3´; presença de isomerização (retrovírus).
4) Proteínas: Número, tamanho e atividade funcional de proteínas estruturais
e não estruturais; seqüências completa ou parcial de aminoácidos; detalhe das
atividades funcionais de proteínas especiais, em particular, transcriptase,
transcriptase reversa, hemaglutinina, neuraminidase e as de atividade de fusão; tipo
de propriedade de glicosilação, fosforilação e metilação das proteínas; estrutura
tridimensional da proteína.
5) Lipídios e carboidratos: Composição e teor dos lipídeos e açúcares
existentes.
8
6) Replicação viral e organização genômica: Organização do genoma;
estratégia de replicação; número e posição das seqüências de leitura aberta (open
read frames – ORFs); característica de transcrição e tradução; sítio de acúmulo de
proteínas virais; sítio de montagem, maturação e liberação da partícula viral.
7) Propriedades antigênicas: relações sorológicas obtidas através de testes
sorológicos.
8) Propriedades biológicas: hospedeiro natural, modo de transmissão em
natureza, relação entre vetores, distribuição geográfica, patogenicidade, tropismo
tecidual, patologia e histopatologia.
Um sumário das principais características de algumas famílias virais pode ser
observado na figura 3.
9
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10
Existem ainda outros modos de classificação dos vírus. Pelo primeiro,
baseado no tropismo do vírus e modo de transmissão, estão os vírus entéricos
(transmitidos pelo trato fecal-oral), os vírus respiratórios (transmitidos por via aérea),
os vírus oncogênicos (transmitidos através de contato direto, seja sexual,
inoculação, ou ainda por meios desconhecidos) e os arbovírus (transmitidos por
picada de artrópodes) (Murphy, 1996), e pelo segundo, o Sistema de Classificação
de Baltimore que é baseado no sistema genético de cada vírus e descreve a relação
obrigatória entre o genoma viral e seu ARNm (Figura 4).
Este tipo de classificação é raramente utilizado em vírus de animais, pois
apenas fornece características adicionais de definição. Entretanto, os princípios
incluídos nesta classificação são importantes, especialmente as designações de
polaridades positivas e negativas, amplamente utilizadas na descrição dos genomas.
A classificação de Baltimore é sobreposta na nomenclatura do CITV, havendo
complementação da classificação (Flint et al., 2000).
11
Figura 4 - Classificação de Baltimore. Todos os vírus devem produzir ARNm que pode ser traduzido
por ribossomos celulares. Neste sistema de classificação, a única via de vários genomas virais para
ARNm define classes específicas de vírus com base na natureza e polaridade de seus genomas.
Fonte: Flint et al., 2000
O oitavo relato do CITV, publicado em 2005, apresenta um esquema de
taxonomia viral compreendendo 3 ordens, 73 famílias, 9 subfamílias, 287 gêneros e
1938 espécies virais (Fauquet et al., 2005). Através deste relato, três categorias de
vírus de diversas taxonomias têm sido definidas: espécies tipos, as quais se
referem à espécie tipo usada na definição do táxon; outras espécies, inclui aqueles
vírus que na base da evidência presente definitivamente pertencem ao táxon, e
tentativas de espécies que, referem-se aos vírus para os quais há uma evidência
presuntiva mas não conclusiva de pertencerem ao táxon.
Um grupo de famílias com características em comum constitui uma ordem, e
para a sua designação utiliza-se o sufixo –virales. Até o presente, existem três
ordens aprovadas pelo CITV: a Caudovirales, que compreende as famílias
Myoviridae, Siphoviridae e Podoviridae; Mononegavirales, a qual pertencem as
12
famílias Bornaviridae, Filoviridae, Paramyxoviridae e Rhabdoviridae; e Nidovirales,
que engloba as famílias Coronaviridae e Arteriviridae (Van Regenmortel et al., 2000).
Uma família é constituída por um grupo de gêneros (organizados ou não em
subfamílias), os quais compartilham diversas propriedades em comum e distintas
dos membros das outras famílias. Para a sua designação utiliza-se o sufixo –viridae
para a sua designação (Mayo, 1996). Certas famílias como Poxviridae,
Herpesviridae, Parvoviridae, Paramyxoviridae e Retroviridae possuem subfamílias,
cujos nomes apresentam-se agregados ao sufixo –virinae, e permitem uma
hierarquia taxonômica mais complexa através da complexidade intrínseca das
relações entre seus membros (Murphy, 1996).
Um gênero é um grupo de espécies que apresentam características em
comum, porém distintas dos membros de outros gêneros, e emprega-se o sufixo –
virus para a sua designação (Mayo, 1996). O critério usado para a criação de
gêneros difere entre as famílias, mas a base para a sua definição é a evidência
filogenética comum entre os seus membros (Murphy, 1996).
Uma espécie viral é definida como uma classe politética de vírus que
possuem uma linhagem de replicação e ocupam um nicho ecológico particular (Van
Regenmortel, 1989). Conceitua-se uma classe politética como aquela cujos
membros possuem diversas propriedades em comum, mas não há uma propriedade
que seja necessariamente compartilhada por todos os membros e que, por estarem
ausentes em outras espécies, pode ser usada como uma propriedade peculiar de
uma dada espécie (Van Regenmortel, 1989; Van Regenmortel et al., 1997) (Figura
5). Para o reconhecimento de uma espécie viral como uma classe politética
consideram-se as propriedades antigênicas como a reatividade sorológica entre
vírus individuais, e as propriedades biológicas como o espectro de hospedeiros, o
13
tropismo tecidual, os tipos de vetores e a via de transmissão (Van Regenmortel,
1990). A categoria de espécie tem sido aceita como o nível taxonômico mais baixo e
fundamental na classificação viral (Van Regenmortel & Fauquet, 2002).
Figura 5 - Representação esquemática de 5 membros de uma classe politética caracterizada por 5
propriedades, 1-5. Cada membro apresenta diversas dessas propriedades, mas nenhuma
propriedade em comum está presente em todos os membros da classe. A propriedade que falta em
cada caso é representada pela área cinza.
Fonte: Van Regenmortel, 2000
Na taxonomia viral formal, os nomes das ordens, famílias, subfamílias e
gêneros são sempre escritos em itálico e a primeira letra dos nomes é capitalizada.
Mayo & Horzinek (1998) ampliam esta convenção tipográfica aos nomes das
espécies objetivando melhor sinalização visual de que espécies são táxons virais
reconhecidos, assim como são gêneros e famílias. De acordo com a regra 3.40 do
Código Internacional de Classificação e Nomenclatura Viral (1998):
“Nomes de espécies são escritos em itálico e tem a primeira letra da
primeira palavra capitalizada. Outras palavras não são capitalizadas ao
menos que sejam nomes próprios, ou partes de nomes próprios.”
14
A identificação viral é um processo comparativo dos isolamentos individuais
com os membros das espécies virais estabelecidas, logo mutantes ou variantes
patogênicas que são claramente distintas do vírus tipo selvagem serão geralmente
reconhecidas e consideradas em termos de taxonomia, como sendo a mesma
espécie viral (Van Regenmortel & Mahy, 2004).
O CITV tem publicado ao longo dos anos diversas listas de abreviações
recomendadas de nomes de vírus. Inicialmente, estas abreviações se referiam aos
nomes de vírus comuns, mas posteriormente as listas publicavam as abreviações
para os nomes das espécies virais. Embora os nomes dos vírus e das espécies
virais correspondentes sejam usualmente os mesmos, não necessariamente pode
ser desta maneira, podendo gerar questionamentos de que nomes de espécies não
deveriam ser abreviados. Por este motivo o CITV recomenda que as abreviações
sejam aplicadas somente aos nomes dos vírus (Van Regenmortel & Mahy, 2004).
A substituição da palavra vírus pelo nome do gênero, no qual a espécie está
classificada é uma tentativa de padronização do sistema binominal de nomenclatura
viral (Van Regenmortel, 2001), principalmente em relação às espécies virais. Este
sistema, no entanto, gera muitas divergências e críticas entre alguns virologistas
(Bos, 1999; 2000), pois apesar de ser aplicável à maior parte dos gêneros de vírus
reconhecidos pelo CITV, algumas mudanças devem ser introduzidas em alguns
gêneros a fim de se evitar nomes questionáveis ou redundantes (Van Regenmortel &
Fauquet, 2002).
Alguns vírus, como os arbovírus, são classificados de acordo com suas
propriedades antigênicas ou segundo suas características físico-químicas. A
classificação antigênica é baseada principalmente nos testes de inibição da
hemaglutinação (IH), fixação do complemento (FC) e neutralização (N),
15
genericamente rotulados de testes convencionais ou de primeira geração (Casals,
1957). De acordo com os resultados, quando dois ou mais vírus mostram
cruzamento sorológico passam a constituir um grupo antigênico e, dentro de cada
grupo antigênico existem membros que exibem relacionamento mais próximo,
formando subgrupos ou complexos (Calisher & Karabatsos, 1988).
2.2 VÍRUS NÃO CLASSIFICADOS
Muitos vírus ainda não foram caracterizados apesar dos vários estudos já
realizados. A Seção de Arbovirologia e Febres Hemorrágicas do IEC reúne um
acervo de cerca de 11.000 isolamentos de arbovírus e outros vírus de vertebrados,
obtidos de pelo menos 196 tipos diferentes de vírus. Destes, 100 são novos para a
Ciência e 34 são associados com infecções humanas (Travassos da Rosa et al.,
1997). Entretanto existem vírus que permanecem sem classificação taxonômica
definida, a saber: Codajás, Galibi, Marajó, Tracambé, Uruará, Mucura, Iriri, Papura,
Cajazeiras e o vírus Juruaçá (Be AN 401933) (Travassos da Rosa et al., 1998) que é
o objeto de nosso estudo (Tabela 1).
16
Tabela 1 - Vírus não grupados e não classificados isolados na Amazônia Brasileira
pela Seção de Arbovirologia e Febres Hemorrágicas do IEC.
Vírus
Artrópodes
Vertebrado
silvestre
Chiroptera Mosquito Flebotomíneo
Codajás
Galibi
Marajó
Tracambé
Uruará
Mucura
Iriri
Papura
Cajazeiras
Juruaçá
Fonte: Adaptado de Travassos da Rosa et al., 1998.
2.3 A ORDEM CHIROPTERA
A palavra Chiroptera significa mão (chiro) transformada em asa (ptera) e têm
como representantes os morcegos, únicos mamíferos com capacidade de vôo,
graças à transformação de seus braços em asas. Os morcegos habitam a maioria
das regiões temperadas e tropicais dos hemisférios, e são encontrados em quase
todos os continentes, exceto na Antártica (Eisenberg & Redford, 1999). Dentre os
mamíferos, apenas os roedores (ordem Rodentia) se sobrepõem aos morcegos em
17
número de espécies, com 1.800 representantes (Nowak & Paradiso, 1983; Hill &
Smith, 1984; Nowak, 1994; FUNASA, 1998).
A ordem Chiroptera é subdividida em duas subordens, a Megachiroptera
(encontrada no Velho Mundo), é representada por uma única família, a Pteropodidae
com 170 espécies, todas frugívoras (Figura 6); e a Microchiroptera, que compreende
todas as outras 17 famílias, englobando mais de 800 espécies, encontradas no
Velho Mundo, no Novo Mundo, ou em ambos (Tabela 2) (FUNASA, 1998; Eisenberg
& Redford, 1999). Dentre as quase 1000 espécies de morcegos existentes no
mundo, aproximadamente 140 são encontradas no Brasil, distribuídas entre nove
famílias, sendo apenas três hematófagas (FUNASA, 1998).
Devido a sua variedade alimentar, os morcegos são classificados em
frugívoros, nectarívoros, insetívoros, carnívoros, hematófagos e piscívoros (Sulkin,
1962), ressaltando que não se trata de uma classificação sistemática, pois algumas
famílias de morcegos podem incluir diversas espécies das diferentes classes
mencionadas.
Figura 6 – (a) Morcego fitófago Artibeus jamaicensis. (b) Morcego insetívoro Molossus molossus.
Fonte: FUNASA, 1998.
(b)
(a)
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W.
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Fo
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W.
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(b)
18
Tabela 2 - Distribuição das famílias de morcegos no mundo.
Velho Mundo Novo Mundo Mundial
Pteropodidae
Rhinopomatidae
Nycteridae
Megadermatidae
Rhinolophidae
Hipposideridae
Craseonycteridae
Mystacinidae
Myzopodidae
Thyropteridae
Natalidae
Furipteridae
Mormoopidae
Phyllostomidae
Noctilionidae
Emballonuridae
Vespertilionidae
Molossidae
Fonte: Eisenberg & Redford,1999.
A maioria dos morcegos é do tipo insetívoro e estão presentes em todo o
mundo, auxiliando o controle das populações de diversos tipos de insetos, como
besouros, mariposas, percevejos e pernilongos (FUNASA, 1998). Os morcegos ditos
fitófagos (nectarívoros e frugívoros) são encontrados nas regiões tropicais e
subtropicais do mundo e promovem a polinização das flores e a dispersão das
sementes de plantas (Reis & Guillaumet, 1983; FUNASA, 1998).
Os morcegos hematófagos compreendem apenas três espécies: Desmodus
rotundus, Diphylla ecaudata e Diaemus youngii (Figuras 7 e 8), são restritas à
América Latina e atacam vertebrados endotérmicos (aves e mamíferos silvestres ou
rurais). Estes morcegos desempenham papel importante nos ecossistemas naturais,
através do auxílio no controle das populações de vertebrados herbívoros, evitando
19
que superpopulações dessas presas destruam a vegetação e, conseqüentemente, o
ecossistema (FUNASA, 1998).
Figura 7 – Morcegos hematófagos. (a) Desmodus rotundus. (b) Diphylla ecaudata.
Fonte: FUNASA, 1998.
Figura 8 – Morcego hematófago Diaemus youngi
Fonte: FUNASA, 1998.
Os morcegos podem transmitir diversos agentes infecciosos ao homem como:
vírus, leptospiras, rickettsias, e criptococos (Tamsitt & Valdivieso, 1970),
histoplasmas, tripanossomos, brucelas, cândidas e salmonelas (Constantine, 1988).
Entretanto, a doença mais grave transmitida pelos morcegos é a raiva humana, e os
Fo
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W.
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da
Fo
to:
W.
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(a) (b)
Fo
to:
W.
Uie
da
20
morcegos ocupam o segundo lugar na transmissão da doença humana na América
Latina, superados apenas pela transmissão pelos cães.
2.4 VÍRUS ISOLADOS DE MORCEGOS
De 1906 a 1908, em Santa Catarina, região sul do Brasil, bovinos e eqüinos
morreram de raiva paralítica e morcegos foram observados se aproximando dos
animais à luz do dia para tentar mordê-los. Carini (1911) suspeitou que os morcegos
pudessem estar envolvidos na transmissão, porém, o vírus da raiva só foi isolado a
partir de amostras do cérebro do morcego Phyllostoma superciliatum por Haupt &
Rehaag em 1925. A primeira epidemia de raiva humana transmitida por morcegos
hematófagos foi registrada em Trinidad na década de 1930, com registro de 55
óbitos (Verteuil & Urich, 1935).
O vírus da raiva tem sido isolado de morcegos hematófagos, frugívoros e
insetívoros em diversas regiões do mundo (Brass, 1994). No Brasil, recentemente foi
registrado um surto de raiva humana nos municípios de Portel e Viseu, Estado do
Pará, totalizando 22 mortes, das quais 10 foram confirmadas laboratorialmente como
infecção pelo vírus da raiva causada pela variante 3 (compatível com morcego
hematófago Desmodus rotundus), caracterizando assim, o maior surto de raiva
humana transmitida por morcego registrado no país e o maior no mundo em um
período curto de um mês. Registrou-se também o isolamento viral em morcego não
hematófago (Platyrrhinus sp.) (Wada et al., 2004; Travassos da Rosa et al., 2004).
Mais de 50 vírus diferentes têm sido isolados de morcegos sendo a maioria
vírus de ARN pertencentes a famílias distintas (Tabela 3).
21
Dentre a família Flaviviridae, o vírus Rio Bravo foi obtido de morcego
insetívoro (Tadarida braziliensis) nos Estados Unidos da América (EUA) e em
Trinidad (Burns & Farinacci, 1956; Price, 1978). O vírus Entebbe bat foi isolado de
Tadarida limbata na Uganda, local onde também foram isolados o vírus Dakar bat
(de morcego Scotophilus nigrita) e o vírus Bukalasa bat (de morcego Tadarida
pumila) (Wiliams et al., 1964). O vírus Montana myotis leukoencephalitis (MML) foi
isolado de Myotis lucifugus nos EUA (Bell & Thomas, 1964). Há isolamento de uma
cepa do vírus da febre amarela em morcego Epomophorus na Etiópia (Andral et al.
1968). Sulkin et al. (1966) e Allen et al., (1970) isolaram o vírus da encefalite de St.
Louis em Tadarida b. mexicana nos EUA e o vírus da encefalite japonesa de
Miniopterus schreibersi e Rhinolophus c. cornutus no Japão (Sulkin et al., 1970). O
vírus do Nilo ocidental foi isolado de morcego Rousettus leschenaulti (Paul et al.,
1970) e o vírus Doença da floresta de Kyasanur foi obtido de morcegos frugívoros e
insetívoros (Pavri & Singh, 1968; Rajagopalan et al., 1969). No Cambodia isolou-se
de morcego frugívoro Cynopterus brachyotis angulatus o vírus Phnom-Penh bat
(Salaun et al., 1974). O vírus Ilhéus também possui um isolamento de morcego
(Vasconcelos et al., 1998), bem como os vírus Sokuluk (Lvov et al., 1973a), Jugra,
Hypr, Carey Island (Karabatsos, 1985). O vírus Yokose também já foi isolado de
morcego no Japão (Tajima et al., 2005). Dentre as tentativas de espécies da família
o vírus Tamana bat também foi isolado de morcego insetívoro (Pteronotus parnellii)
em Trinidad (Price, 1978).
O Arenavirus Tacaribe já foi isolado de morcego em diversas ocasiões de
morcegos Artibeus lituratus e Artibeus jamaicensis em Trinidad (Downs et al.,1963;
Theiler & Downs, 1973).
22
Os vírus Lagos bat, Kern Canyon e a tentativa de espécie do Vesiculovirus
Mount Elgon (Rhabdoviridae) foram isolados de Eidolon helvum (Nigéria), Myotis
(EUA) e Rhinolophus (Quênia), respectivamente (Boulger & Porterfield, 1958; Theiler
& Downs, 1973). O Lyssavirus Australian bat foi isolado de Pteropus alecto na
Austrália (Fraser et al., 1996). Há ainda o relato de isolamento em morcego do vírus
Gossas (Karabatsos, 1985), sendo que este vírus ainda não foi assinalado dentro de
um gênero da família Rhabdoviridae, assim como o vírus Kern Canyon. O também
Lyssavirus Duvenhage tem sido isolado de morcegos insetívoros africanos (Meredith
et al., 1971; Van der Merwe, 1982; Amengual et al., 1997) e o vírus European bat
possui diversos isolamentos em morcegos em vários países da Europa (Amengual et
al., 1997).
Da família Herpesviridae foram isolados o vírus Água Preta de morcego
Carollia subrufa (Huth & Araújo, 1971) em Belém, Pará e o vírus Parixá de
Lonchophylla thomasi na região de Altamira, Pará (Machado, 1998). Tandler (1996)
identificou um Citomegalovirus em Myotis lucifugus.
Na família Bunyaviridae, os vírus Catú, Guamá (Theiler & Downs, 1973;
Karabatsos, 1985; Travassos da Rosa et al., 1998) e Mojuí dos Campos
(Karabatsos, 1985; Zeller et al., 1989b; Wanzeller et al., 2002) foram isolados de
morcegos no Pará. Calisher et al. (1971) isolaram o vírus Nepuyo de morcegos
Artibeus em Honduras. O vírus Kaeng Khoi foi isolado de Chaerephon plicata e
Taphozus theobaldi na Tailândia em 1969, e novamente na mesma região em 1970-
71 por Williams et al. (1976) e mais recentemente no Cambodia por Osborne et al.
(2003). Kalunda et al. (1986) isolaram o vírus Kasokero de Rousettus aegyptiacus
em Uganda. Há o registro de isolamento do Phlebovirus da febre do Vale do Rift em
morcegos na Guiné, África em 1981-83 (Boiro et al., 1987; Fontenille et al., 1998). O
23
Hantavirus Hantaan foi isolado do pulmão de morcegos insetívoros Eptesicus
serotinus e Rhinolophus ferrum-equinum (Kim et al., 1994). Existe isolamento em
morcegos dos vírus Issyk-Kul (Lvov et al., 1973b), Keterah e Yogue (Karabatsos,
1985), que ainda não possuem classificação dentro da família.
Na família Togaviridae, gênero Alphavirus, o vírus Chikungunya foi obtido de
Scotophilus sp. no Senegal, sendo o primeiro arbovírus conhecidamente patogênico
ao homem isolado em morcego (Theiler & Downs, 1973). Depois deste registro,
diversos arbovírus também já foram isolados de morcegos. O vírus da encefalite
eqüina venezuelana (VEE) já foi isolado de Artibeus e Desmodus durante epizootias
(Correa-Giron et al., 1972; Sanmartin et al., 1967) e em enzootias no México e
Guatemala também foram registradas infecções naturais em morcegos por vírus
VEE (Scherer et al., 1971; Seymour et al., 1978). No Brasil, a variante IF do
complexo VEE foi isolada de Carollia perspicillata (Calisher et al., 1982). O vírus da
encefalite eqüina leste (EEE) também já foi isolado de morcego, bem como os vírus
Sindbis (Blackburn et al., 1982), Cabassou, e Highlands J (Karabatsos, 1985).
O vírus Ife foi isolado de morcegos Eidolon helvum na África Central e
caracterizado como tentativa de espécie do gênero Orbivirus, na família Reoviridae
(Kemp et al., 1988), bem como o vírus Fomede, isolado de Nycteris nana, na Guiné
(Boiro et al., 1986; Zeller et al., 1989c) e o vírus Japanaut (Karabatos, 1985).
Na família Coronaviridae o vírus Bocas foi isolado de Myotis lucifugus
(Karabatsos, 1985).
Pavri et al. (1971) isolaram uma cepa de parainfluenza em lote de vísceras de
morcego frugívoro Rosettus leschenaulti, na Índia. O vírus Mapuera, isolado de
Sturnira lilium no Pará, também foi caracterizado como pertencente à família
Paramyxoviridae (Karabatsos, 1985; Zeller et al., 1989a; Henderson et al., 1995). Os
24
morcegos Pteropus estão implicados como prováveis hospedeiros naturais do vírus
Nipah (Field et al., 2001; Yob et al., 2001; Wong et al., 2002), bem como do vírus
Menangle (Philbey et al., 1998; Halpin et al., 1999), visto a detecção de anticorpos
neutralizantes para esses vírus em morcegos. Mais recentemente, Chua et al. (2002)
conseguiram isolar o vírus Nipah da urina deste mamífero. Há o registro de
isolamentos de outros dois Paramyxovirus, o vírus Hendra, o qual também somente
se detectava anticorpos neutralizantes em morcegos (Young et al., 1996), mas foi
isolado de Pteropus por Halpin et al. (2000); e o Tioman, isolado da urina do
morcego frugívoro Pteropus hypomelanus (Chua et al., 2001).
25
Tabela 3 - Vírus isolados de morcegos.
Família Vírus Referência
Togaviridae Chikungunya Theiler & Downs, 1973 VEE Correa-Giron et al., 1972; Sanmartin et al., 1967; Scherer et
al., 1971; Calisher et al., 1982 Sindbis Blackburn et al., 1982 EEE, Cabassou e
Highlands J Karabatsos, 1985
Flaviviridae Rio Bravo Burns & Farinacci, 1956; Price, 1978 Entebbe bat, Dakar
bat e Bukalasa bat Wiliams et al., 1964
MML Bell & Thomas, 1964 Febre amarela Andral et al. 1968 Encefalite de St.
Louis Sulkin et al., 1966; Allen et al., 1970
Encefalite japonesa Sulkin et al., 1970 Nilo ocidental Paul et al., 1970 Doença da floresta
de Kyasanur Pavri & Singh, 1968; Rajagopalan et al., 1969
Phnom-Penh bat Salaun et al., 1974 Ilhéus
1 Vasconcelos et al., 1998
Sokuluk Lvov et al., 1973a Jugra, Hypr e Carey
Island Karabatsos, 1985
Yokose Tajima et al., 2005 Tamana bat Price, 1978 Bunyaviridae Catú
1 e Guamá
1 Theiler & Downs, 1973; Karabatsos, 1985; Travassos da Rosa et al., 1998
Mojuí dos Campos1
Karabatsos, 1985; Zeller et al., 1989b; Wanzeller et al., 2002 Nepuyo Calisher et al., 1971 Kaeng Khoi Williams et al., 1976; Osborne et al., 2003 Kasokero Kalunda et al., 1986 Febre do Vale do Rift Boiro et al., 1987; Fontenille et al., 1998 Hantaan Kim et al., 1994 Issyk-Kul Lvov et al., 1973b Keterah e Yogue Karabatsos, 1985 Rhabdoviridae Raiva
1 Carini, 1911; Haupt & Rehaag, 1925; Verteuil & Urich, 1935; Brass, 1994
Lagos bat, Kern Canyon e Mt. Elgon
Boulger & Porterfield, 1958; Theiler & Downs, 1973
Australian bat Fraser et al., 1996 Gossas Karabatsos, 1985 Duvenhage Meredith et al., 1971; Amengual et al., 1997 European bat Amengual et al., 1997 Herpesviridae Água Preta
1 Huth & Araújo, 1971
Parixá1
Machado, 1998 Citomegalovirus Tandler, 1996 Arenaviridae Tacaribe Downs et al.,1963; Theiler & Downs, 1973 Reoviridae Ife Kemp et al., 1988 Fomede Boiro et al., 1986; Zeller et al., 1989c Japanaut Karabatsos, 1985 Coronaviridae Bocas Karabatsos, 1985 Paramyxoviridae Mapuera
1 Karabatsos, 1985; Zeller et al., 1989a; Henderson et al., 1995
Tioman Chua et al., 2001 Nipah
2 Field et al., 2001; Yob et al., 2001; Chua et al., 2002
Hendra Young et al., 1996; Halpin et al., 2000 Menangle
2 Philbey et al., 1998; Halpin et al., 1999
¹ Vírus isolados de morcegos na região Amazônica Brasileira
² Vírus que aparentam ser de morcegos frugívoros
26
2.5 FAMÍLIA PICORNAVIRIDAE
A família Picornaviridae compreende os menores vírus de ARN conhecidos e
é uma das maiores e mais importantes famílias de patógenos humanos e agrícolas
(Rueckert, 1996) (Tabela 4). O prefixo pico designa uma unidade muito pequena de
mensuração, equivalente a 10-12. Atualmente a família é dividida em nove gêneros:
Aphtovirus, Cardiovirus, Rhinovirus, Enterovirus, Hepatovirus, Parechovirus,
Erbovirus, Kobuvirus e Teschovirus (Fauquet et al., 2005).
Tabela 4 – A família Picornaviridae: gêneros, espécies representativas e doenças
que causam.
Gênero Espécie representativa
Doença (s) Hospedeiro natural
Enterovirus Poliovirus Poliomielite Humano
Coxsackievirus Miocardite, pancreatite, meningite
Humano
Rhinovirus Rhinovirus Resfriado comum Humano
Cardiovirus Vírus da encefalomielite de Theiler
Encefalomielite Camundongo
Aphtovirus Vírus da febre aftosa Febre aftosa Ungulados de cascos fendidos
Erbovirus Vírus da rinite eqüina B Doença respiratória aguda
Cavalos
Kobuvirus Vírus Aichi Gastroenterite Humano
Teschovirus Porcine teschovirus Encefalomielite Porcos
Hepatovirus Vírus da hepatite A Hepatite Humano
Parechovirus Parechovirus humano Gastroenterite, doença respiratória
Humano
Fonte: Adaptado de Whitton, J.L.; Cornell, T.; Feuer, R., 2005.
No gênero Aphtovirus destaca-se o vírus da febre aftosa, que infecta
principalmente biungulados (bovinos, suínos e caprinos), mas tem sido isolado de
pelo menos 70 espécies de mamíferos, ocasionando lesões vesiculares, às vezes
27
associadas com miocardite aguda fatal em animais jovens. Raramente infecta
humanos.
Dentre os Cardiovirus, o vírus da encefalomiocardite (EMC) tem sido isolado
de mais de 30 espécies, incluindo mamíferos, pássaros e insetos, ocorrendo
miocardite e encefalite em camundongos e outros animais. Este vírus possui dois
subgrupos biológicos e ambos infectam camundongos, sendo que um causa uma
polioencefalomielite aguda e fatal e o outro causa uma desmielinização persistente
crônica na substância branca. O vírus de Theiler também tem cepas que se
diferenciam de acordo com a doença que causam em camundongos. Um grupo
(cepas GDVII e FA) causa uma encefalomielite rápida e fatal (Theiler & Gard, 1940;
Jarousse et al., 1998). Cepas do segundo grupo (DA, BeAn, TO4 e WW) são
atenuadas e causam uma doença bifásica (Lipton, 1975; Jarousse, et al., 1998;
Jnaoui et al., 2002). O vírus da encefalomielite humana de Vilyuisk, divergente do
vírus Theiler, tem sido implicado como causa de doença neurológica degenerativa
em humanos na Sibéria.
Os Rhinovirus causam um resfriado comum e outras doenças do trato
respiratório humano.
Nos Hepatovirus, o protótipo, representado pelo vírus da hepatite A, infecta
células epiteliais do intestino e hepatócitos de primatas, promovendo febre, icterícia,
dor abdominal, e ocasiona uma infecção persistente in vitro mas não in vivo.
Os Parechovirus se multiplicam primariamente no trato gastrointestinal
causando diarréia, frequentemente com complicações respiratórias, sendo
particularmente prevalente em crianças jovens.
Entre os Enterovirus destacam-se os enterovirus de origem humana, os vírus
da poliomielite (3 sorotipos), os coxsackievirus A (23 sorotipos) e B (6 sorotipos), os
28
echovirus (31 sorotipos) e os enterovirus 68 a 72 (Melnick, 1983; Rueckert, 1996;
Gomes et al., 1997). Estes agentes tem distribuição mundial e são transmitidos
principalmente pela via fecal-oral, comprometendo vários órgãos e ocasionando
diferentes quadros clínicos, como por exemplo poliomielite (formas inaparentes e
subclínicas até paralisias), meningite, febre exantemática, miocardite, entre outros.
Os coxsackievirus são extremamente infecciosos para camundongos recém-
nascidos; geralmente o tipo A causa miosite generalizada e o tipo B uma miosite
local. Os poliovírus infectam certos tipos de células nervosas, causando sérios
danos ou completa destruição das mesmas. No cérebro, a formação reticular, os
núcleos vestibular e cerebelar profundo são os mais frequentemente afetados.
Quase não se observa alteração no córtex, com exceção do córtex motor (Gomes &
Vasconcelos, 1997).
O gênero Erbovirus é representado pelo vírus da rinite eqüina B, o gênero
Kobuvirus pelo vírus Aichi, e o gênero Teschovirus pelo vírus Porcine teschovirus
(13 sorotipos).
Os picornavírus possuem ARN de fita simples, esféricos, simetria icosaédrica,
diâmetro de 22-30 nm, são estáveis em pH ácido, não envelopados, ou seja,
resistentes à solventes, tais como éter e desoxicolato de sódio, são rapidamente
inativados pela luz ultravioleta, infectam uma variedade de tipos celulares de origem
humana e animal e podem ou não possuir hemaglutininas. Receptores de eritrócitos
têm sido parcialmente caracterizados para Coxsackievirus B3 e Echovirus 7, assim
como para o vírus EMC. Este último se liga à eritrócitos humanos via glicoforina A, a
principal sialoglicoproteína distribuída na membrana que é primariamente
responsável pelos antígenos do grupo sanguíneo MN (Rueckert, 1996). A presença
de receptores de eritrócitos não demonstra um papel conhecido na patogênese viral.
29
O genoma dos picornavírus é uma molécula de ARN, única, contínua, linear e
de polaridade positiva, constituindo diretamente um ARNm para a síntese de
proteínas virais. Compreende uma faixa de aproximadamente 7.209 à 8.450
nucleotídeos, e são compostos por 30% de adenina, 24% de citosina, 22,5% de
guanina e 23,5% de uracila. Sua extremidade 3’ é poliadenilada e 5’ tem um
oligopeptídeo codificado pelo vírus ligado covalentemente denomidado VPg (Virion
protein genome) (Rueckert, 1996). O genoma é monocistrônico e apresenta em
ambas as extremidades da cadeia zonas não codificadoras chamadas NTR
(Nontranslated region – região não traduzida). No centro encontra-se uma zona
codificadora que possui um total de 11 genes que dão lugar a uma poliproteína de
247 kdaltons e, após um processo proteolítico originará três proteases virais (2A, 3C
e 3CD) e 11 proteínas finais com diversas funções. Cerca de 71% dos nucleotídeos
são comuns entre os três sorotipos de poliovirus, e os aminoácidos que os codificam
são comuns em 88%. Esta zona possui três domínios maiores denominados P1, P2
e P3 que darão lugar a três produtos primários: o P1 codifica a síntese de proteínas
do capsídeo e agrupa os genes 1A, 1B, 1C e 1D; o P2 codifica a síntese de
proteínas da morfogênese e agrupa os genes 2A, 2B e 2C; e o P3 codifica a síntese
de VPg, proteases e replicases, agrupando os genes 3A, 3B, 3C e 3D (Figura 9)
30
Figura 9 – Estrutura e organização genômica do poliovirus.
Fonte: Flint et al., 2000
Exceto os poliovírus, que requerem pH entre 4,5 e 8,5 e a presença de íons
monovalentes no meio, inicialmente ocorre a adsorção do vírus aos sítios receptores
da membrana plasmática, influenciados pelo baixo pH e dependentes de íons de
cálcio e magnésio. Depois da adsorção, os picornavírus entram na célula através de
diversas rotas, incluindo endocitose mediada por clatrina e caveolae (DeTulleo &
Kirchhausen, 1998; Bayer et al., 2001; Joki-Korpela et al., 2001; Marjomäki et al.,
2002; Stuart et al., 2002; Pietiäinen et al., 2004; O’ Donnell et al., 2005), seguindo do
desnudamento do mesmo e liberação do ARN viral dentro do citoplasma, onde irá
ocorrer o processo de replicação, utilizando diversas moléculas de superfície celular
como receptores (Rossmann et al., 2002).
Através do uso de ribossomos e outras proteínas da maquinaria celular do
hospedeiro, o ARN viral (que é o próprio ARNm), direciona para a síntese de uma
poliproteína que é proteoliticamente clivada. A tradução da mensagem viral não é
restrita à um único ribossomo, pois polissomos com até 40 ribossomos têm sido
31
descritos em células infectadas com poliovírus. Esta poliproteína origina os
precursores protéicos P1, P2 e P3. A clivagem de P3 é autocatalítica e forma mais
três proteínas menores que são: proteinase, 3C ou 3CD (necessária para a clivagem
de proteínas virais), proteína, 3AB (precursora de VPg e provavelmente necessária
para a síntese de ARN) e uma RNA polimerase, 3D (requerida para a cópia do ARN
(-) poli U em 5’ a partir do seu complementar (ARN (+) 3’ poli A)). Este ARN é
chamado de intermediário replicativo (IR) e no retículo endoplasmático liso servirá de
molde para a formação simultânea de ARN (+) para a tradução, e alguns para a
síntese adicional de ARN (-).
Para a organização do capsídeo viral, o precursor da proteína P1 clivado por
proteínas virais para formar uma subunidade 5s (protômero imaturo) composta por
três agregados protéicos (VP0, VP3 e VP1). Esta clivagem é lenta devido as
concentrações de P1 e da proteinase necessária (3C ou 3CD) serem baixas. Após o
aumento da atividade da proteinase, a concentração de protômeros imaturos 5s se
eleva e forma pentâmeros, requeridos no empacotamento de VPg-ARN para a
formação de provirions. A formação das partículas virais infecciosas é acompanhada
de clivagem de maturação de VP0 (em VP4, 3, 2 e 1), que originam as quatro
subunidades características dos picornavírus (Figura 10). Partículas virais
completas, que freqüentemente formam cristais no citoplasma das células
infectadas, são finalmente liberadas para o exterior através de lise celular (Figura
11).
32
Figura 10 – Representação esquemática do vírion de Poliovirus.
Fonte: Flint et al., 2000.
33
Figura 11 - Estratégia de replicação do Poliovirus, membro da família Picornaviridae.
Fonte: Adaptado de Flint et al., 2000.
A maioria dos picornavírus induz mudanças morfológicas características nas
células infectadas. Um dos efeitos iniciais é a marginação da cromatina,
caracterizado pela perda de textura homogênea microscópica do material nuclear
que se acumula dentro do envelope nuclear. Podem aparecer vesículas
34
membranosas no citoplasma, que se iniciam às proximidades do envelope nuclear e
se espalham até o citoplasma estar inteiramente envolvido. (Rueckert, 1996).
As doenças são caracterizadas pela especificidade do hospedeiro e um
determinado conjunto de sintomas (síndrome), os quais podem geralmente ser
correlacionados com infecção em tecidos específicos (tropismo celular). Por
exemplo, poliovírus infectam células nasofaríngeas e do intestino, e são estas
células que o vírus normalmente usa para se propagar em natureza. A forma
paralítica do poliovirus também tem alta especificidade pelas células do corno
anterior da medula espinhal, o que contribui para as características paralíticas
especiais da doença. Um tipo similar de especificidade é visto nos Coxsackievirus,
os quais, como os poliovírus, infectam as células nasofaríngeas, mas, ao contrário
dos poliovírus, tem uma propensão por músculos do coração e esqueléticos, e ainda
são capazes de infectar camundongos recém-nascidos, mas não adultos (Rueckert,
1996).
Os mecanismos responsáveis pelo tropismo celular não estão totalmente
esclarecidos. Há inúmeros relatos de infecções ditas abortivas ou restritas nas quais
o ARN viral sofre desnudamento com sucesso e inicia uma infecção, que em
seguida é abortada em uma etapa crítica do ciclo de replicação. Isto implica na
necessidade de moléculas celulares específicas na multiplicação do vírus, que
poderiam ser fatores do hospedeiro envolvidos na função de proteinase viral ou
proteínas virais envolvidas na síntese do seu ARN (Rueckert, 1996).
35
2.6 O SISTEMA NERVOSO CENTRAL
O sistema nervoso central (SNC) é envolvido em um grande número de
infecções virais, através das seguintes características: 1) neuroinvasividade, quando
o vírus possui a capacidade de invadir o SN a partir de sítios periféricos de
replicação; 2) neurotropismo, que é a habilidade de um vírus em infectar o SN
periférico (SNP) ou sítios específicos do SNC, e 3) neurovirulência, que refere-se à
habilidade de um vírus em produzir doença neurológica. Dentre os vírus que
primariamente causam doença neurológica ao homem podemos citar os membros
da família Picornaviridae (Polivovirus, Coxsackievirus, Echovirus), Togaviridae (Vírus
das encefalites eqüinas leste, oeste e venezuelana), Flaviviridae (Vírus do Nilo
ocidental, encefalite de St Louis, encefalite japonesa), Rhabdoviridae (Raiva),
Retroviridae (HIV 1 e 2, HTLV-2), Herpesviridae (Varicella-zoster, Herpes simples,
Epstein-Barr, citomegalovirus), entre outras.
O SNC é composto por dois distintos grupos celulares: os neurônios e as
células da glia, sendo estas últimas caracterizadas por quatro tipos:
oligodendrócitos, ependimócitos, astrócitos e microglia. A interação entre essas
células e os neurônios é responsável por diversas funções no processamento de
informações, garantindo a funcionalidade cerebral e o desenvolvimento do SNC
(Kandel, 1991; Lent, 2001).
O neurônio é a unidade morfofuncional do SNC responsável pela produção e
condução dos sinais elétricos, com habilidade de codificar o que se passa no
ambiente externo e no interior do corpo (Gartner et al., 1999; Lent, 2001). Apresenta
morfologia variada, dependente da localização no sistema nervoso. Os neurônios
possuem um corpo celular no qual se encontra a maioria das organelas
36
intracelulares, e deles partem longos e numerosos prolongamentos, chamados
neuritos, os quais são representados pelos axônios e pelos dendritos.
Os oligodendrócitos possuem corpo celular pequeno e com poucos
prolongamentos e participam na formação da bainha de mielina que envolve os
axônios dos neurônios na substância branca do cérebro (Kimelberg & Norenberg,
1989).
Os ependimócitos também são células da glia e formam uma camada de
células que limita o espaço ventricular do cérebro dos vertebrados (Reichenbach,
1989). Por estarem presentes, mesmo no cérebro de indivíduos adultos, uma
subpopulação destas células é associada com a possível função precursora neural
do sistema nervoso (Momma et al., 2000).
Os astrócitos podem ser divididos de acordo com a sua morfologia e função
em dois grupos: astrócitos fibrosos, de corpo celular pequeno e com prolongamentos
longos e finos, encontrados na substância branca, e astrócitos protoplasmáticos, que
apresentam um corpo celular maior, com prolongamentos finos e ramificados, sendo
encontrados na substância cinzenta (Marin-Padilla, 1995). Os astrócitos possuem
diversas funções no SNC, desde os primórdios embrionários até a fase adulta.
Podem secretar fatores de crescimento para neurônios, modulando a sobrevivência
e a diferenciação dos mesmos (Gomes et al, 1999), além de funcionarem como
células acessórias nas reações imunes, produzindo moléculas de resposta
inflamatória (Aloisi et al., 2001).
As microglias, sob condições fisiológicas, são encontradas inativas e
distribuídas por todo o SNC. No seu processo clássico de fagocitose são
encontradas moderadamente ativadas. Proliferam alterando para uma morfologia
amebóide e fagocitam células que são lesadas ou desnecessárias. O início da
37
ativação microglial ainda não foi estabelecido, embora algumas citocinas estejam
envolvidas, promovendo ativação ou inibição (Nakamura, 2002).
Infecção em astrócitos já foi observada pelo Citomegalovirus induzindo a
produção de fator transformador do crescimento beta (Kossmann et al., 2003). Os
astrócitos também estão associados como reservatórios para herpes vírus 6 humano
(Donati, et al., 2005). O vírus Theiler infecta microglias, astrócitos e oligodendrócitos
in vivo (Aubert et al., 1987). A cepa GDVII infecta principalmente neurônios, onde o
capsídeo viral determina a habilidade na infecção de neurônios em cultivos primários
(Jarousse et al., 1998). As cepas atenuadas DA e BeAn são encontrados na
segunda fase da doença em macrófagos, oligodendrócitos e astrócitos (Jarousse, et
al., 1998; Jnaoui, et al., 2002). Os Coxsackievirus B3 infectam principalmente
neurônios, provocando extensa morte neuronal em camundongos recém-nascidos
(Feuer et al., 2003).
Na infecção por HIV os astrócitos podem servir como reservatório para o
vírus, produzindo uma infecção restrita em oligodendrócitos e neurônios, embora
haja estudos controversos (Nitkiewicz et al., 2004; Borgmann, et al., 2005; Kramer-
Hammerle, et al., 2005; Seth & Major, 2005). Nos coronavírus a neurovirulência está
associada com a habilidade diferencial do vírus em induzir citocinas pró-inflamatórias
(Interleucina 12 [IL-12] p40, fator alfa de necrose tumoral [TNF], IL-6, IL-15 e IL-
1beta) em astrócitos e microglias também no cérebro e medula espinhal de
camundongos (Li, et al., 2004). Replicação do vírus do Nilo ocidental foi observada
em neurônios e astrócitos, mas não em células microgliais, entretanto, as mesmas
induziram a produção de IL-6, TNF e quimiocinas, influenciando desta maneira a
neuropatogênese da infecção (Cheeran, et al., 2005).
38
3 OBJETIVOS
3.1 OBJETIVO GERAL
Caracterizar o vírus Juruaçá, isolado de morcego, baseando-se em suas
propriedades morfológicas, físico-químicas, antigênicas e moleculares, bem como
aspectos histopatológicos.
3.2 OBJETIVOS ESPECÍFICOS
Realizar a caracterização viral utilizando testes sorológicos e físico-químicos;
Determinar sistemas de cultivos celulares sensíveis à replicação viral;
Caracterizar ultraestruturalmente as partículas virais a partir de cultivos
celulares e tecidos de cérebro de camundongos albinos suíços recém-nascidos
infectados pelo vírus Juruaçá;
Caracterizar o ácido nucléico viral a partir de cérebro de camundongos
albinos suíços recém-nascidos infectados pelo vírus Juruaçá;
Avaliar alterações anatomo-patológicas em camundongos albinos suíços
recém-nascidos experimentalmente infectados pelo vírus Juruaçá;
Classificar, preliminarmente, o vírus Juruaçá em um táxon viral.
39
4 MATERIAL E MÉTODOS
4.1 AMOSTRA
O vírus Juruaçá (BE AN 401933) foi isolado de um morcego capturado no dia
03 de maio de 1982, às proximidades do Igarapé do Batata, localizado no km 15, na
região de Porto Trombetas, município de Oriximiná (longitude - 57º29’ O e latitude -
1º12’ S), mesorregião Baixo Amazonas, Pará, Brasil (Figura 12).
Figura 12 – Localização geográfica da região de Porto Trombetas, município de
Oriximiná, onde o morcego foi capturado.
Fonte: http://www.guianet.com.br/pa/mapapa.htm e http://www.aondefica.com/mapaparaax.asp
40
Até o momento da utilização o material coletado foi acondicionado em botijão
criobiológico contendo nitrogênio líquido e posteriormente estocado em freezer
mecânico à temperatura de –70ºC.
O vírus foi isolado em camundongos albinos suíços recém-nascidos, a partir
de um lote de fragmentos de vísceras (baço, coração, fígado e rins) de morcego, não
identificado em família. Inicialmente foi feita uma triagem sorológica contra vírus de
diferentes gêneros e famílias, não se obtendo nenhum cruzamento sorológico,
postergando assim, o processo de caracterização viral à época em que o vírus foi
isolado.
4.1.1 Isolamento do vírus em camundongo albino suíço recém-nascido
Todos os procedimentos foram executados observando-se as normas e
critérios pré-estabelecidos e exigidos pelo Comitê Internacional de Biossegurança ,
sendo também aprovado pelo Comitê de Ética para Pesquisas com Animais
(CEPAN) do IEC para a execução de procedimentos de isolamento e técnicas
sorológicas destinadas a agentes infecciosos pertencentes ao nível de
biossegurança 2.
O estoque viral foi estabelecido a partir de suspensões de cérebro de
camundongos infectados com o vírus Juruaçá, proveniente da quinta passagem, do
estoque da Seção de Arbovirologia e Febres Hemorrágicas do IEC.
Essas suspensões de cérebro de camundongos infectados foram feitas a
partir da maceração de cérebro de camundongo infectado na proporção de 1:10 em
solução fosfato salina tamponada (PBS) pH 7,2 contendo albumina bovina a 0,75%,
estreptomicina (100 g/mL) e penicilina (100 UI/mL); sendo centrifugadas a 8.000
41
r.p.m. durante 15 minutos à 4ºC, e em seguida, foram inoculadas por via
intracerebral (i.c.) em camundongos albinos suíços recém-nascidos (dois a três dias
de idade). Os camundongos foram observados diariamente até manifestarem sinais
de doença (paralisia, tremores, retardo no crescimento, entre outros), observando-se
as convenções: E = estragado; ? = desaparecido; D = doente; M = moribundo; + =
morto; = sacrificado, quando então foram acondicionados a –70ºC para posterior
manipulação (Figura 13).
Figura 13 – Camundongos albinos suíços recém-nascidos utilizados para as tentativas de isolamento
viral no IEC. (a) Manutenção dos camundongos em gaiolas. (b) Inoculação da suspensão viral via i.c.
Fonte: Seção de Arbovirologia e Febres Hemorrágicas - IEC
4.1.2 Título Viral
A titulação viral foi realizada a partir do preparo de diluições seriadas de 10
vezes (10 –1 a 10 – 7) de suspensão de cérebro de camundongo infectado em PBS
pH 7,2 contendo albumina bovina e antibióticos, como descrito anteriormente. O
volume de 0,02 mL das diluições foi inoculado via i.c. em grupos de seis
(a)
(b)
42
camundongos recém-nascidos. O título viral foi calculado pelo método descrito por
Reed & Muench (1938) e expresso como DL50/0,02 mL, que representa a dose letal
para 50 % dos camundongos infectados.
4.1.3 Preparo do Soro Homólogo
O soro homólogo foi produzido a partir de quatro inoculações de 0,2 mL de
suspensão de cérebro de camundongo infectado na proporção de 1:10 em solução
de NaCl a 0,85%, via intraperitonial (i.p.), em camundongos albinos suíços adultos
(três a quatro semanas de idade), administradas num intervalo de uma semana. Ao
final da última inoculação, os animais foram anestesiados e sangrados por punção
cardíaca e o sangue coletado foi centrifugado a 8.000 r.p.m. durante 10 minutos
para a obtenção do soro, e depois armazenado a –20ºC para posterior uso (Casals,
1967). A especificidade do soro foi comprovada pelo teste de FC e IFI.
4.1.4 Preparo de Antígeno (Sucrose-Acetona)
Para a sua realização foram utilizados 2g de cérebros de camundongos
infectados em uma solução de sucrose a 8,5%, num volume correspondente a
quatro vezes o peso final de cérebros infectados (8 mL). Em seguida colocou-se esta
mistura em acetona pura, num volume igual a 20 vezes a quantidade final da mistura
sucrose-antígeno (200 mL), agitando-se e guardando-se a mistura por cinco minutos
a 4ºC. Depois deste tempo, a acetona foi decantada e reposta em mesmo volume,
permanecendo o material em repouso por uma hora a 4ºC. Decantou-se a acetona e
o material precipitado foi colocado para secar em uma bomba de vácuo por uma
43
hora, sendo posteriormente hidratado por 30 minutos a 4ºC, utilizando-se uma
solução de NaCl a 0,85% num volume correspondente a duas vezes o peso inicial
de cérebros infectados (4 mL). O material foi centrifugado por 10 minutos a 8.000
r.p.m. a 4ºC, separando-se o sobrenadante que foi conservado a – 70ºC até o uso.
4.2 ISOLAMENTOS EM CULTIVOS CELULARES
Para o crescimento viral em cultivos celulares foram utilizadas linhagens
contínuas derivadas de vertebrados como a Vero (rim de macaco Cercophitecus
aethiops); a linhagem originária de invertebrado clone C6/36 (Aedes albopictus),
além de cultivo primário de astrócitos, microglias e neurônios de camundongo albino
suíço recém-nascido.
4.2.1 Cultivos de Linhagens Permanentes
A linhagem de células Vero foi mantida em estufa a 37 ºC, contendo uma
atmosfera de 95% de O2 e 5% de CO2, sendo semanalmente tripsinizada. As células
foram mantidas com o uso de meio 199 acrescido de 2% de L-glutamina (200 mM),
10% de soro bovino fetal (SBF), penicilina (100 UI/mL) e estreptomicina (100g/mL)
(Lennette, 1995).
A linhagem C6/36 foi mantida em meio Leibowitz (L-15), acrescido de triptose
fosfato, aminoácidos não essenciais, estreptomicina (100 g/mL), penicilina (100
UI/mL) e 5% de SBF, para o meio de crescimento e 2% para o meio de manutenção
(Beaty et al., 1989). Essas células foram mantidas em temperatura ambiente (TA),
44
sem necessidade de atmosfera de CO2 e repicadas a cada sete dias não sendo
utilizada a etapa de tripsinização.
4.2.2 Cultivo Primário de Astrócito
Os cultivos primários de astrócitos foram preparados a partir de cérebro de
camundongo albino suíço recém-nascido. Inicialmente foi retirado o órgão, através
da decapitação dos animais, seguido da extração da calota craniana e das
meninges. O encéfalo foi picotado em solução de PBS acrescida de 0,6% de glicose
e os fragmentos foram dissociados mecanicamente através do uso de pipetas
pasteurs, em solução PBS/glicose acrescida de tripsina 0,02M. As células
dissociadas foram colocadas em estufa a 37ºC por cinco minutos e posteriormente
centrifugadas a 3000 r.p.m. por 3 minutos a 4 ºC e ressuspensas em meio
DMEM/F12 (Gibco) - suplementado com 30 mM de glicose, 2 mM de glutamina, 3
mM de bicarbonato de sódio, penicilina (100 µg/mL), estreptomicina (100 UI/mL),
fungizon (2,5 µg/mL) e 10% de SBF.
As células foram contadas em câmara de Neubauer e plaqueadas à
densidade de 103 células por poço de uma placa de cultura de 24 poços (1,9 cm2 por
poço) e 105 células por garrafa de cultura (25 cm2), previamente tratadas com poli-L-
lysina a 0,0025% (Sigma). As células foram mantidas em estufa a 37ºC sob
atmosfera úmida e 5% de CO2 (Moura Neto et al., 1983) e a observação foi diária em
microscópio invertido Axiovert S100 (Zeiss).
45
4.2.3 Cultivo Primário de Microglias
Para o preparo de cultivo de células da microglia foi utilizada a técnica
descrita por Lima et al. (2001) com adaptações. As microglias foram obtidas de
garrafas de cultivo primário de astrócito envelhecidas (2 semanas). As microglias
foram soltas por agitação manual por 5 minutos. O sobrenadante foi coletado e
centrifugado a 3.000 r.p.m. por 5 minutos. As células foram dissociadas e
plaqueadas com D-MEM/F-12 contendo 10% de SBF. O cultivo foi mantido em
estufa a 37ºC sob atmosfera úmida e 5% de CO2 e observado em microscópio
invertido Axiovert S100 (Zeiss).
4.2.4 Cultivo Primário de Neurônios
Para o cultivo de neurônios foram utilizados camundongos embrionários (15-
16 dias de vida intra-uterina). Primeiramente anestesiou-se o camundongo fêmea
prenha, seguido do sacrifício do animal por deslocamento cervical. O útero com os
fetos foi retirado e colocado em PBS-glicose, seguido da dissecação dos fetos para
a obtenção do encéfalo. Retirou-se as meninges e dissociou-se o encéfalo com
auxílio de pipeta Pasteur em PBS-glicose. Centrifugou-se a suspensão de células a
3.000 r.p.m. por três minutos. Desprezou-se o sobrenadante e o precipitado foi
ressuspenso em meio Neurobasal (Gibco), de acordo com o protocolo adaptado de
Brewer (1997). As células foram contadas em câmara de Neubauer e plaqueadas,
sendo a manutenção do cultivo feita em estufa a 37ºC sob atmosfera úmida e 5% de
CO2 e observado em microscópio invertido Axiovert S100 (Zeiss).
46
4.2.5 Infecção dos cultivos celulares
Após o estabelecimento de uma monocamada celular foi feita a inoculação do
vírus nos cultivos celulares, onde uma suspensão de cérebro de camundongo
infectado foi adicionada na proporção de 1:10 com o meio de manutenção adequado
para cada tipo celular. Seguindo-se a inoculação, os cultivos celulares foram
mantidos à 37ºC em atmosfera úmida de 5% CO2, com exceção do clone C6/36
(mantido em TA), e observados diariamente ao microscópio óptico invertido (LEICA,
modelo BMIRB) com objetivo de visualizar efeito citopático (ECP). Para a
confirmação da presença do vírus nas células infectadas, foram realizados testes de
imunofluorescência indireta (IFI). O controle foi feito a partir da inoculação de
suspensão de cérebro de camundongo normal.
4.3 TESTES FÍSICO-QUÍMICOS
4.3.1 Sensibilidade ao Desoxicolato de Sódio (DCA)
O teste de sensibilidade ao desoxicolato de sódio (Theiler, 1957), tem como
objetivo verificar a presença ou ausência de envelope viral (Figura 14). Inicialmente
foi feita uma suspensão de cérebros de camundongos infectados com o vírus
Juruaçá a 1:5 em PBS pH 7,2 contendo albumina bovina a 0,75%, estreptomicina
(100g/mL) e penicilina (100UI/mL), a qual vai foi centrifugada a 10.000 r.p.m.
durante 1 hora a 4ºC. Em seguida foi feita uma mistura de volumes iguais da
suspensão 1:5 do vírus estoque e DCA (1:500), e outra de volumes iguais da
referida suspensão viral e albumina bovina a 0,75% em PBS (controle negativo sem
47
DCA). Estas misturas foram mantidas em banho-maria a 37ºC por 1 hora, sendo
posteriormente realizadas diluições seriadas de 10 vezes, as quais foram inoculadas
0,02 mL em camundongos albinos recém-nascidos via i.c. O cálculo do título foi
baseado no método de Reed & Muench (1938) e expresso como DL50/0,02mL, ou
seja, a dose capaz de matar 50% dos animais inoculados, em que a positividade é
representada pelas amostras que apresentaram um índice logarítmico igual ou
superior a 1,8.
Figura 14 – Representação esquemática do teste de sensibilidade ao DCA. (a) Vírus
envelopado submetido ao DCA, resultando na perda da infectividade viral e na sobrevivência
dos camundongos; (b) vírus não envelopado submetido ao DCA, resultando na manutenção da
infectividade viral e morte dos animais.
4.3.2 Teste de Hemaglutinação (HA)
O teste de HA tem como objetivo constatar a presença ou ausência de
hemaglutininas na superfície viral. Este teste é utilizado baseado na técnica de
Clarke & Casals, seguindo as modificações estabelecidas por Shope (1963).
(a) (b)
48
Para a realização do teste de HA utilizou-se uma placa de 96 orifícios, sendo
primeiramente acrescentado 25 μL do antígeno do vírus Juruaçá preparado pelo
método de sucrose-acetona em cada poço da primeira coluna da placa. Em seguida,
foi acrescentado, em todos os orifícios, 25 μL de albumina bovina (BSA) a 0,4% pH
9,0. Com o auxílio de microdiluidores foi realizada a diluição do antígeno a partir da
primeira coluna da placa. Nas fileiras correspondentes, acrescentou-se 25 μL das
soluções de pH (5,75; 6,0; 6,1; 6,2; 6,4; 6.8 e 7.0) acrescidas de glóbulos de ganso
em solução de Dextrose-Gelatina-Veronal (DGV) na proporção de 1:5. Agitou-se a
placa por 15 segundos deixando em seguida em repouso, para finalmente realizar a
leitura, considerando o resultado positivo quando há aglutinação dos glóbulos, e
negativo quando há sedimentação dos mesmos, formando um botão (Figura 15).
Figura 15 – Representação esquemática da técnica de Hemaglutinação (HA).
49
4.4 TESTES SOROLÓGICOS
4.4.1 Fixação do Complemento (FC)
O teste de FC é utilizado segundo a microtécnica modificada por Fulton &
Dumbell, como descrita por Shope & Sather (1979) (Figura 16). Utilizou-se o
antígeno do vírus Juruaçá preparado pelo método de sucrose-acetona, o qual foi
diluído nas proporções de 1:8, 1:16, 1:32 e 1:64. Paralelamente, foi feita uma
diluição seriada do soro em veronal 1:5, sendo em seguida, inativado por 20 minutos
a 60ºC. Numa placa, foram misturados 25L do soro, 50L de duas unidades de
complemento de cobaia e 25L do antígeno viral, permanecendo a placa em
repouso overnight (~16h) a 4ºC.
Posteriormente, preparou-se o sistema hemolítico, constituído de hemácias
de carneiro (2,5%) e hemolisina (1:400), que é um anticorpo anti-hemácias de
carneiro, e em seguida, sensibilizado em banho-maria a 37ºC por 15 minutos, bem
como as placas, também incubadas em estufa 37ºC por 15 minutos. Após esse
tempo, adicionou-se 50L do sistema hemolítico em cada orifício da placa, a qual foi
colocada para incubar a 37ºC durante 30 minutos, sendo agitada a cada 10 minutos.
Por fim, guardou-se a placa a 4ºC e realizou-se a leitura após três horas. A
interpretação dos resultados é baseada no percentual de hemólise observado
(Tabela 5).
50
Figura 16 – Representação esquemática do teste de Fixação do Complemento (FC).
Tabela 5 - Interpretação dos resultados do teste de FC.
Percentagem de
hemólise
Interpretação em
cruzes
Resultado
0 % 4 Reação positiva
25 % 3 Reação positiva
50% 2 Reação negativa
75% 1 Reação negativa
100% 0 Reação negativa
Fonte: Beaty et al., 1989
51
4.4.2 Inibição da Hemaglutinação (IH)
Para o tratamento do soro, colocou-se 50L do soro num tubo 13x100 mm e
acrescentou-se 0,45 mL de solução de NaCl a 0,85%. Com auxílio de uma seringa
de 1mL e agulha nº26, retirou-se do tubo a mistura de soro e NaCl e adicionou-se 12
volumes (6 mL) de acetona gelada. Com a mesma seringa e agulha, verteu-se o
soro misturado com NaCl no tubo contendo acetona, tampando e agitando o tubo.
Deixou-se em repouso a 4ºC por 5 minutos e, após este tempo, centrifugou-se por 2
minutos a 600 r.p.m.. Desprezou-se o sobrenadante e recolocou-se 6 mL de
acetona, permanecendo a mistura em repouso a 4ºC por 1 hora. Centrifugou-se 5
minutos a 1.500 r.p.m. e novamente desprezou-se o sobrenadante. Colocou-se para
secar no vácuo durante 1 hora e hidratou-se com solução borato salina pH 9,0 com a
quantidade de 0,5 mL, podendo ser utilizado imediatamente ou acondicionado a
-20ºC até o uso.
Para a preparação das soluções de pH, utilizou-se hemácias de ganso,
centrifugadas durante 10 minutos a 1.800 r.p.m. e os glóbulos foram lavados 4 vezes
em DGV (um volume de glóbulos e três volumes de DGV). No final, após as
lavagens, as hemácias foram suspendidas 1:5 em DGV e guardadas a 4ºC em
geladeira.
O soro e antígenos foram devidamente identificados nas microplacas, nas
quais colocou-se 25L do soro teste e 25 L do antígeno diluídos, cobrindo-se a
placa para evitar evaporação e incubando-a a 4C, overnight. Após esse período,
colocou-se 50L de glóbulos de ganso diluídos (1:40) no pH apropriado e agitou-se
a placa. Deixou-se em repouso a TA por 30 minutos e observou-se a formação do
botão, cuja leitura é interpretada como positiva (Figura 17).
52
Figura 17 – Representação esquemática da técnica de Inibição da Hemaglutinação (IH).
4.4.3 Imunofluorescência Indireta (IFI)
Foram utilizados os cultivos celulares infectados e controles crescidos sobre
lamínulas em placas de quatro poços segundo a técnica de IFI descrita por Gubler et
al. (1984) (Figura 18).
Em seguida, as amostras foram fixadas em metanol durante 15 minutos a
-20ºC e posteriormente em acetona por cinco minutos à mesma temperatura. Em
seguida as lamínulas foram passadas rapidamente em PBS e imersas em soluções
de BSA nas concentrações de 1% e 3% em PBS pH 7,4 durante 10 minutos em TA.
Após esse período o material foi incubado por um período de 12h a 4ºC com o
primeiro anticorpo (soro homólogo), que foi diluído na proporção de 1:10 em
PBS/BSA 1% pH 8,0. Posteriormente, as lamínulas foram lavadas em PBS/BSA nas
concentrações de 3% e 1% durante 10 minutos cada lavagem em TA. O segundo
53
anticorpo (anticorpo anti-camundongo conjugado com isotiocianato de fluoresceína -
ITCF) (ICN) foi incubado por 30 minutos, sendo diluído na proporção de 1:100 em
PBS/BSA 1% pH 8,0. O material foi lavado em PBS/BSA nas concentrações de 3% e
1% durante 10 minutos cada lavagem em TA. Depois as lamínulas foram lavadas em
PBS por 10 minutos a TA. e rapidamente em água destilada, sendo posteriormente
montadas em lâminas com n-propil-galato. As amostras foram observadas em
microscopia de epifluorescência (Zeiss, Axiophot).
Figura 18 – Representação esquemática do teste de Imunofluorescência Indireta (IFI) utilizado para a
detecção de antígeno viral em cultivo celular.
4.4.4 Imunofluorescência Indireta com dupla marcação
As amostras foram fixadas em metanol durante 15 minutos a -20ºC e
posteriormente em acetona por cinco minutos à mesma temperatura. Foi feita uma
Anticorpo conjugado
à ITCF
Anticorpo específico
Antígeno
Microscópio de Fluorescência
Cultivo de células infectadas
54
etapa de bloqueio com PBS/BSA 3% adicionado de soro normal de cabra na
proporção 1:1 por 30 minutos a TA. Adicionou-se o anticorpo primário anti-Juruaçá
(1:10) e os anticorpos contra marcadores celulares, no caso de neurônio foi usado
anti neurofilamento diluído 1:200 (Sigma) e para astrócitos anticorpos para proteína
acídica fibrilar glial (glial fibrilary acidic protein – GFAP) (Dako) na diluição 1:100. O
material permaneceu incubado durante 12h a 4ºC. Após etapas de lavagem com
PBS e novo bloqueio com PBS/BSA 3% com soro normal de cabra, foi adicionado o
anticorpo secundário anti-IgG de camundongo conjugado com rodamina (Zymed)
diluído 1:50, incubado juntamente com o anticorpo anti-IgG de camundongo
conjugado com ITCF (ICN) diluído 1:100 por 1 hora a TA. O material foi lavado em
PBS/BSA 1% durante 10 minutos em TA. Depois as lamínulas foram lavadas em
PBS por 10 minutos a TA e rapidamente em água destilada, sendo posteriormente
montadas em lâminas com n-propil-galato. As amostras foram observadas em
microscopia de epifluorescência (Zeiss, Axiophot).
Para o cultivo de microglia, o procedimento foi semelhante, excetuando-se a
incubação do primeiro anticorpo (anti-Juruaçá) que foi feita sem a adição simultânea
de marcador celular. Na segunda etapa do teste foram utilizados o anticorpo
secundário anti-IgG de camundongo conjugado com rodamina diluído 1:50 (Zymed)
e a isolectina B4 conjugada a ITCF (Vector) diluída 1:100 por 1 hora a TA. Seguiram-
se as etapas de lavagem, montagem das lâminas e observação das mesmas em
microscopia de epifluorescência (Zeiss, Axiophot).
Os controles negativos das reações de IFI foram feitos subtraindo o primeiro
anticorpo (anticorpo específico). Para controle negativo do vírus foram utilizados
cultivos não infectados. Para controle negativo de isolectina B4 e neurofilamento
55
utilizou-se cultivo de astrócitos, e para controle de GFAP utilizou-se cultivo de
microglias.
4.5 MICROSCOPIA ELETRÔNICA DE TRANSMISSÃO
A microscopia eletrônica é de grande importância para a classificação viral
visto a sua contribuição no estudo detalhado da morfologia das partículas. A técnica
de contrastação negativa (Brenner & Horne, 1959) permite o estudo de propriedades
físicas essenciais à classificação viral, como: tamanho e forma das partículas;
simetria do capsídeo; visualização de estruturas de superfície; e presença ou
ausência de envelope viral. Os cortes ultrafinos de cultivos celulares e tecidos
infectados complementam o estudo da morfologia viral e contribuem para o
entendimento do processo de morfogênese das partículas.
4.5.1 Cortes Ultrafinos
4.5.1.1 Cérebro de camundongo albino suíço recém-nascido
Camundongos albinos suíços recém-nascidos foram inoculados via i.c. com
0,02 mL de uma suspensão viral 1:10 preparada com PBS pH 7,2, contendo
albumina bovina e antibióticos. Ao apresentarem sinais da doença, os animais foram
coletados, sendo retirado o cérebro para seguir com o processamento de rotina para
microscopia eletrônica. Como amostra controle, camundongos albinos suíços recém-
nascidos foram inoculados via i.c. com 0,02 mL de uma solução de PBS pH 7,2,
contendo albumina bovina e antibióticos sem vírus.
56
Fragmentos de aproximadamente 1mm3 de cérebro de camundongo infectado
e controle foram fixados pela técnica de imersão em solução de glutaraldeído a 2,5%
mais paraformaldeído a 4% em tampão PHEM 0,1 M pH 7,2 (Karnovsky,1965) por
30 minutos TA, seguido de sua refixação em glutaraldeído a 2,5% e CaCl2 em
tampão cacodilato de sódio (CBS) 0,1 M pH 7,2 por 1 hora; pós-fixação em tetróxido
de ósmio a 1%, ferrocianeto de potássio 0,8% e tampão CBS 0,1 M pH 7,2 por 1
hora a 4ºC, protegido da luz (Hepler, 1980); contrastação em bloco em acetato de
uranila a 5% diluída em acetona 50% por 1 hora a 4ºC na ausência de luz;
desidratação em série crescente de acetona (50%, 70%, 90% e três vezes de 100%)
por 10 minutos cada etapa; infiltração em série crescente de epon-acetona – 1:2,
1:1, 2;1 – até epon puro (Luft, 1961) por 12 horas cada diluição; e inclusão na
mesma resina, deixando polimerizar a 60ºC por 48 horas.
Após trimagem manual dos blocos, foram obtidos cortes ultrafinos na faixa de
70 nm com o auxílio de um ultramicrótomo (Reichert Ultracuts, Leica) e navalha de
diamante (Drukker International). Os cortes foram coletados em grade de cobre de
400 malhas, sendo em seguida contrastados positivamente com acetato de uranila
a 5% e citrato de chumbo pH 12,0 (Reynolds, 1963) e visualizados ao microscópio
eletrônico de transmissão (MET) (Zeiss, modelo EM 900) (Figura 19) sob orientação
do Dr. José Antonio Picanço Diniz, da Seção de Microscopia Eletrônica do IEC.
57
Figura 19 – Representação esquemática do processamento para Microscopia Eletrônica de
Transmissão.
Fonte: Adaptado de Bozzola & Russel, 1999
4.5.1.2 Cultivos Celulares
Foram utilizadas garrafas de cultura celular de 25 cm2 contendo uma
monocamada confluente de células. As células infectadas foram inoculadas, na
proporção de 1:10, com uma suspensão de cérebro de camundongo infectado. As
garrafas foram coletadas em diferentes dias para seguir com o processamento. As
células controle foram inoculadas, também na proporção 1:10, com uma suspensão
de cérebro de camundongo normal (não infectado), sendo processadas
simultaneamente com as células infectadas.
58
Após a remoção do meio de cultura, as células infectadas e controles foram
lavadas rapidamente com tampão PHEM 0,1 M, para retirar as células mortas. Ainda
aderidas à garrafa, as células foram fixadas, como descrito. Em seguida, as células
foram desprendidas da parede da garrafa, com o auxílio de um raspador de células,
e processadas como descrito anteriormente, adicionando-se etapas de
centrifugação.
4.5.2 Contrastação Negativa
Para a realização da técnica de contrastação negativa foram utilizados
sobrenadantes provenientes de cultivos celulares infectados com o vírus Juruaçá.
Uma gota do material foi colocada sobre uma grade de cobre de 400 malhas,
revestida por uma película plástica de formvar reforçada por uma delgada camada
de carbono (Almeida, 1980). Após um minuto, o excesso de material foi retirado com
uma tira de papel filtro, sendo em seguida adicionada uma gota de ácido
fosfotúngstico (PTA) a 2%, pH 6,6, por um minuto (Brenner & Horne, 1959). O
excesso também foi retirado com uma tira de papel filtro, sendo o material,
posteriormente, observado em MET (Zeiss, modelo EM 900) (Figura 20).
59
Figura 20 – Representação esquemática da técnica de Contrastação Negativa.
4.5.3 Imunomicroscopia Eletrônica
Fluidos celulares infectados com o vírus e não infectados (controle) foram
centrifugados a 12.000 r.p.m. por 15 minutos a 4ºC. O sobrenadante foi utilizado
para a diluição do soro homólogo da amostra em estudo, sendo este diluído a 1:250,
1:500 e 1:750. A mistura permaneceu sob homogeneização em aparelho
homogeneizador overnight a 4ºC. Após este período, a mistura foi centrifugada a
12.000 r.p.m. por 30 minutos a 4ºC, sendo o sobrenadante desprezado e o pellet
formado foi ressuspenso em água destilada e processado segundo a técnica de
contrastação negativa (Brenner & Horne 1959) (Figura 21).
Microscópio Eletrônico de
Transmissão Fluido de células infectadas +
Ácido fosfotúngstico (PTA) Grade de cobre
(400 malhas)
+
60
Figura 21 – Representação esquemática da técnica de Imunomicroscopia Eletrônica.
4.6 HISTOPATOLOGIA
4.6.1 Exame Histopatológico
Para a realização do exame histopatológico foram utilizados camundongos
albinos suíços recém-nascidos inoculados com a amostra viral, como descrito
anteriormente. A cada dia após a inoculação, foram colhidos camundongos
infectados e camundongos controles (não infectados) para exame histopatológico
utilizando microscopia óptica, os quais foram fixados em paraformol a 4% através de
perfusão dos animais, e as amostras obtidas de cérebro, coração, rins, pulmões,
fígado e baço foram coradas pela técnica de Hematoxilina-Eosina (HE), que consiste
na passagem do tecido em diversas soluções de álcool, iniciando com álcool a 50%
Fluido celular infectado + soro
homólogo
Ácido fosfotúngstico
(PTA)
Grade de cobre
(400 malhas)
Microscópio Eletrônico de
Transmissão
+
Centrifugação
Fluido de células infectadas
61
até o etanol absoluto (100%), seguido de duas passagens em xilol à TA, com
posterior imersão em dois banhos de parafina à 60ºC e inclusão e formatação de
blocos de parafina, que após resfriados foram seccionados utilizando micrótomo
rotativo (Jung Histocult 820 – Leica), para obtenção de cortes de 5 m de espessura
que foram corados pela técnica de HE (Prophet et al., 1992, Michalany, 1998)
(Figura 22). Os cortes foram analisados sob supervisão de médico anatomo-
patologista do Núcleo de Medicina Tropical (NMT) da Universidade Federal do Pará
(UFPA).
Figura 22 – Representação esquemática do exame histopatológico para a técnica de Hematoxilina-
Eosina (HE).
62
4.6.2 Imunohistoquímica
A técnica utilizada foi a do sistema da peroxidase como descrito por Hsu et al.
(1981) (Figura 23), em que os cortes de tecidos foram desparafinizados com banhos
em xilol e re-hidratados em álcool absoluto, seguido de lavagens em PBS e H2O2 por
5 minutos em cada incubação para reduzir a ação da peroxidase endógena. Em
seguida, os cortes foram incubados em tampão cítrico e tratados com tripsina e
novamente lavados em PBS. O anticorpo primário policlonal para o vírus Juruaçá
(soro hiperimune anti-Juruaçá 1:800) foi adicionado e incubado a 4ºC por 20
minutos, seguido de lavagens em PBS e aplicação do sistema LSAB (Dako, EUA)
conjugado à peroxidase. A reação foi revelada com a imersão das lâminas em DAB
(3,3’diaminobenzidina) (Dako, EUA) por três minutos. Posteriormente os cortes
foram desidratados e contra-corados com hematoxilina 1:1 por um minuto, lavados
em água amoniacal e água destilada, sendo montadas em seguida com Entelan
(Merck). O exame das lâminas foi realizado sob supervisão de médico anatomo-
patologista do NMT da UFPA.
63
Figura 23 – Representação esquemática da técnica de Imunohistoquímica.
4.7 BIOLOGIA MOLECULAR
4.7.1 Precipitação e Semi-Purificação viral
A técnica foi executada segundo Pinto (2000), com algumas modificações.
Foram utilizados trinta cérebros de camundongos albinos suíços recém-nascidos
infectados com o vírus Juruaçá, os quais foram macerados em solução salina a
0,9% e centrifugados a 5.000 r.p.m. por 30 minutos a 4ºC. Ao sobrenadante obtido
(74 mL) foi adicionado polietileno glicol 8000 (PEG-8000) a 50% e NaCl a 23% (p/v)
pela adição de 37g e 17,02g dos respectivos reagentes. A mistura foi incubada
durante 1 hora a temperatura de 4ºC em agitador automático objetivando uma
melhor homogeneização da solução. Posteriormente realizou-se a centrifugação
64
deste material a 5.000 r.p.m. por 30 minutos a 4ºC, decantou-se o sobrenadante e
adicionou-se Tris-ácido bórico-EDTA (TBE). A amostra foi ultracentrifugada a 30.000
r.p.m. por 6 horas a 4ºC. Após este período, foi adicionado mais TBE à amostra que
foi novamente ultracentrifugada a 30.000 r.p.m. por 6 horas a 4ºC. O sobrenadante
foi desprezado e o precipitado obtido foi rehidratado em 1 mL de água livre de
RNase, estocando-se a mesma a -70ºC para posterior extração do ARN viral.
4.7.2 Extração do Ácido Nucleico viral
Para o isolamento do ARN viral utilizou-se a técnica do TRIZOL LS reagente
(Gibco). Em tubos contendo 250l de amostra foi adicionado 750l de TRIZOL LS e
agitados por 15 segundos, sendo este responsável por lisar as células. Após 5
minutos à TA, foram adicionados 200l de clorofórmio e novamente agitados, e os
tubos deixados à TA por 10 minutos.
Posteriormente, os tubos foram centrifugados a 12.000 r.p.m. por 15 minutos
para separação das fases. A fase aquosa foi transferida para novos tubos, e nestes
foram adicionados 500l de isopropanol para a precipitação do ARN, sendo em
seguida agitados e centrifugados a 12.000 r.p.m. por 10 minutos. Após a
centrifugação, o isopropanol foi retirado cuidadosamente para não perder o
precipitado. Em seguida, adicionou-se 1mL de etanol 75% para a lavagem do
precipitado, centrifugou-se a 7.500 r.p.m. por 5 minutos e o etanol foi descartado. Os
tubos foram deixados à TA para secar o precipitado. Adicionou-se 20 l de água livre
de RNAse para eluir o ARN que foi estocado à - 70C até o momento do uso. Todos
os materiais e reativos usados estavam livres de RNases.
65
4.7.3 Reação de Transcrição Reversa (RT) com oligonucleotídeo Random
Hexâmero
O teste de RT foi realizado usando oligonucleotídeo Random Hexâmero
(Invitrogen). O método seguiu as orientações do fabricante. Inicialmente foi colocado
5l de ARN viral em microtubo e adicionado os seguintes reativos: 1 l de
olidonucleotídeo random hexâmero, 1 l de uma mistura de dNTPs (A, C, G e T) 10
mM e 5 l de água livre de RNase. A seguir foi deixado a 65 ºC por 5 minutos e
colocado no gelo rapidamente; fez-se uma centrifugação rápida e adicionou-se 4 l
de tampão 5X, 2 l de DTT 0,1 M e 1 l de inibidor de RNase (RNase
OUT/Invitrogen) 40 U/l. Em seguida foi incubado a 25 ºC por 2 minutos e
posteriormente adicionado 1 l (200 U) da enzima transcriptase reversa superscript
II, seguida de uma incubação a 25 ºC por 10 minutos e logo a seguir incubada a
42ºC por 50 minutos. Terminada a transcrição a reação foi aquecida a 70 ºC por 15
minutos. Para eliminar ARN não transcrito foi feita uma incubação com a enzima
RNase H a 37 ºC por 20 minutos. O cDNA produzido foi armazenado a -20 ºC até o
momento do uso.
4.7.4 Reação em Cadeia da Polimerase (PCR)
Após a síntese do cDNA, preparou-se a mistura para a realização da PCR
contendo: tampão 1X, MgCl2 2mM, dNTPS 1mM, iniciador sense HK-2 e HK-10 0,2
M, iniciador anti-sense HK-3 0,2 M (Tabela 6), enzima platinum TAQ DNA
polimerase (2,5U), água livre de RNAse e DNAse para um volume final de 30l e foi
adicionado em cada tubo de cDNA sintetizado, e estes foram imediatamente levados
66
ao termociclador. O programa para amplificação consistiu de uma desnaturação
prévia de 94C por 2 minutos, seguido de 35 ciclos, cada um composto por etapas
de desnaturação a 94C por 30 segundos, hibridização a 55C por 30 segundos e
extensão a 72C por 2,5 minutos, seguido de um ciclo de extensão final de 72C por
5 minutos. O produto de PCR foi analisado em gel agarose a 1,5% corado com
brometo de etídio, e visualizado em transiluminador.
Tabela 6 - Oligonucleotídeo correspondente a região não traduzida 5’ do
genoma de Poliovirus.
Oligonucleotídeo
iniciador
Seqüência Posição no
genoma
HK-2 (sense) 5´- caagcacttctgtttccccgg – 3´ 162-182
HK-3 (anti-sense) 5´- attgtcaccataagcagcca – 3´ 577-596
HK-10 (sense) 5´- cgactactttgggtgtccgt – 3´ 538-557
67
5 RESULTADOS
5.1 CARACTERÍSTICAS BIOLÓGICAS
5.1.1 Suscetibilidade dos camundongos albinos suíços
Os camundongos albinos suíços recém-nascidos apresentaram
suscetibilidade à infecção pelo vírus Juruaçá quando inoculados pela via i.c. Os
animais adoeceram no 4º dia pós-inoculação (p.i.) e apresentaram tremores e
paralisia flácida, culminando com a morte no 8º dia p.i.. O título viral dos animais
inoculados foi de 5,6 DL50/0,02 mL.
5.1.2 Suscetibilidade dos cultivos celulares
Os cultivos celulares Vero, C6/36 e cultivos primários de astrócito, neurônio e
microglia inoculados com o vírus Juruaçá não apresentaram ECP. Embora tenha
sido observada ausência de ECP nos cultivos celulares de microglias e astrócitos
mantidos por aproximadamente 60 dias p.i., a presença de antígenos virais foi
confirmada por IFI. Os marcadores celulares para astrócitos, microglias e neurônios
foram evidenciados pelo uso de anti-GFAP, isolectina B4 e anti-neurofilamento,
respectivamente em cultivos controle (Figura 24) e infectado.
Em experimentos de dupla marcação para antígenos virais e proteínas
marcadoras foi observada em cultivo de microglias uma intensa marcação
citoplasmática para antígenos virais (Figuras 25 e 26), enquanto que no cultivo de
astrócitos foi verificada uma marcação de menor intensidade, caracterizada por
68
pequenos pontos de fluorescência no citoplasma, próximos ao núcleo da célula
(Figuras 27 e 28).
Figura 24 - Marcadores celulares. (A) Micrografia mostrando imunomarcação de GFAP em cultivo de
astrócitos. (B) Micrografia de microglias marcadas com isolectina B4 conjugada com ITCF. (C)
Micrografia de fluorescência mostrando imunomarcação de neurofilamentos em cultivo de neurônios.
50 µm
50 µm
30 µm (B)
(C)
(A)
69
Figura 25 – Micrografia de fluorescência mostrando ausência de marcação em cultivo de microglias
não infectadas com o vírus Juruaçá.
50 µm
70
Figura 26 – Dupla marcação. (A) Marcação de microglias com isolectina B4 conjugada com ITCF. (B)
Micrografia de fluorescência com marcação para antígenos do vírus Juruaçá usando segundo
anticorpo conjugado com rodamina. (C) Sobreposição das imagens A e B confirmando a infecção de
microglias com o vírus Juruaçá (5 dias p.i.).
30 µm
30 µm 30 µm (A) (B)
(C)
71
Figura 27 – Micrografia de fluorescência mostrando ausência de marcação em cultivo de astrócitos
não infectados com o vírus Juruaçá.
50 µm
72
Figura 28 – Imunofluorescência indireta com dupla marcação em cultivo de astrócitos. (A) Micrografia
de fluorescência com marcação para GFAP usando segundo anticorpo marcado com rodamina. (B)
Micrografia de fluorescência com marcação para antígenos do vírus Juruaçá usando segundo
anticorpo conjugado com ITCF. (C) Sobreposição das imagens A e B em maior aumento confirmando
infecção de cultivo de astrócitos com o vírus Juruaçá (5 dias p.i.).
30 µm
30 µm
30 µm (A) (B)
(C)
73
5.2 CARACTERÍSTICAS FÍSICO-QUÍMICAS
5.2.1 Presença de hemaglutinina
O teste de HA do vírus Juruaçá mostrou-se positivo para a presença de
antígenos virais a partir de cérebros infectados num título de 1:80. O antígeno foi
preparado pela técnica de sucrose-acetona utilizando pH de 5,75 e incubação a
37ºC.
5.2.2 Sensibilidade ao desoxicolato de sódio
Tanto o vírus Juruaçá tratado com DCA e o ensaio controle do vírus sem DCA
apresentaram títulos de 5,3 DL50/0,02 mL, mostrando que o vírus Juruaçá não é
sensível à este solvente, indicando ausência de envelope viral.
5.3 CARACTERÍSTICAS SOROLÓGICAS
Em relação ao teste de IH, apesar de não ter se encontrado positividade para
nenhum dos vírus de diferentes famílias testados contra o vírus Juruaçá (Tabela 7),
foi feito um estudo com 200 amostras de soros de morcegos oriundos da soroteca
da Seção de Arbovirologia e Febres Hemorrágicas do IEC e provenientes da mesma
área e obtidos no mesmo período em que o vírus Juruaçá foi isolado, obtendo-se
uma reação positiva 1:20 em um dos soros testados contra o vírus Juruaçá.
74
Tabela 7 - Resultados negativos pelo teste de IH para diversos vírus das famílias
Togaviridae, Flaviviridae e Bunyaviridae para o vírus Juruaçá
Família Vírus
Togaviridae Sindbis, Mucambo, encefalite eqüina leste, Mayaro,
Chikungunya, Highlands J, Una
Flaviviridae Entebbe bat, Rio Bravo, encefalite de St. Louis, encefalite
japonesa, Nilo ocidental, Dakar bat, Saboya, febre amarela,
Ilhéus
Bunyaviridae Maguari, Nepuyo, Oropouche, Oriboca, Caraparú, Itaqui,
Marituba, Apeú, Tlacotalpan, Punta Toro, febre do Vale do Rift
Por FC o vírus Juruaçá não apresentou cruzamento sorológico com nenhum
dos soros de arbovírus e outros vírus de vertebrados isolados na Amazônia
Brasileira (Tabela 8). A reação positiva restringiu-se ao soro homólogo da amostra
viral em estudo quando testado com antígeno de cérebro e o título foi de 4096/64.
75
Tabela 8 – Soros imunes de diversos vírus de diferentes famílias com resultados
negativos pelo teste de FC para o vírus Juruaçá.
Família Vírus
Togaviridae Sindbis, Trocará, encefalite eqüina leste, encefalite eqüina
venezuelana, Tonate, Chikungunya, Highlands J, Aurá, Una
Flaviviridae Doença da floresta de Kyasanur, Tamana bat, Montana
myotis leukoencephalitis, Entebbe bat, Rio Bravo, encefalite
de St Louis, encefalite japonesa, Nilo Ocidental, Jugra, Dakar
bat, Cacipacoré, Saboya, Yaounde, Uganda S
Bunyaviridae Lukuni, Maguari, Wyeomyia, Tucunduba, Nepuyo, Melao,
Catú, Guamá, Guaratuba, Mirim, Oropouche, Mojuí dos
Campos, Yogue, Issyk-kul, Arumowot, Gabek Forest, Mucura,
Soldado, Bandia, Witwatersrand
Reoviridae Chenuda, Irituia, Ife, Japanaut, Codajás, Tracambé, Acado-
like, Abadina, Arkonam, Bauline, Bluetongue, febre do
carrapato do Colorado, Changuinola, Corriparta, D’Aguillar,
Eubenangee, Doença hemorrágica epizoótica, Eyach, Gurupi,
Ieri, Jacareacanga, Kasba, Kemerovo, Lebombo, Lipovinik,
Minnal, Mitchell River, Mono Lake, Orungo, Palyam, Pata,
Tribec, Tembe, Seletar, Vellore, Wallal, Wad Medani,
Warrego
Rhabdoviridae Lagos bat, raiva, Piry, Kwatta-like, Kern Canyon, Gossas, Mt
Elgon bat, Iriri, Itacaiunas, Curionópolis
Arenaviridae Tacaribe, Coriomeningite linfocítica
Orthomyxoviridae Araguari
Herpesviridae Água Preta, Parixá, Herpes simples
Paramyxoviridae Mapuera
Poxviridae Cotia
Picornaviridae Parechovirus 1 e 2, Enterovirus, Poliovirus, Coxsackievirus,
Ljungan, GDVII, Viliusik, EMC
Não Grupados/
Não Classificados
Quaranfil, Estero Real, Matucare, Cajazeiras, Marajó, Papura,
Galibi, Rio Preto da Eva, Breu Branco
76
5.4 CARACTERÍSTICAS MORFOLÓGICAS
5.4.1 Contrastação negativa
Fluidos dos diversos tipos de cultivos celulares trabalhados foram utilizados
para a realização da técnica de contrastação negativa, porém, só foram encontradas
partículas virais em sobrenadante de cultivos primários de astrócitos. As partículas
virais observadas apresentaram formato esférico e diâmetro médio em torno de 23-
30 nm (Figura 29)
Figura 29 - Contrastação negativa do vírus Juruaçá obtida de fluido de cultivo de astrócitos (6 dias
p.i.).
50nm
77
5.4.2 Imunomicroscopia eletrônica
A reação antígeno-anticorpo entre o sobrenadante de cultivo de astrócitos
infectados (6 dias p.i.) com o vírus Juruaçá e o seu respectivo soro homólogo
mostraram numerosos agrupamentos de partículas virais com morfologia esférica,
circundadas por um halo denso de anticorpos na diluição 1:500. (Figura 30)
Figura 30 – Imunomicroscopia eletrônica do vírus Juruaçá com seu soro homólogo, mostrando
partículas virais circundadas por um halo denso de anticorpos (setas).
5.4.3 Cortes ultrafinos
A análise por microscopia eletrônica de transmissão dos cortes ultrafinos de
cérebro de camundongo albino suíço recém-nascido infectado com o vírus Juruaçá
mostrou partículas virais visíveis a partir do 4º dia p.i. apresentando morfologia
esférica, medindo aproximadamente 23-30 nm de diâmetro localizadas no
citoplasma celular, não sendo observada a presença de envelope viral (Figura 31).
100 nm 50 nm
78
Figura 31 - Micrografia eletrônica do vírus Juruaçá em cortes ultrafinos de cérebro de camundongo
albino suíço (8 dias p.i.). Notar partículas virais desprovidas de envelope agrupadas no citoplasma
celular (seta).
5.5 CARACTERÍSTICAS HISTOPATOLÓGICAS
5.5.1 Exame histopatológico
A partir dos animais controles e infectados, secções de tecido foram obtidas
do cérebro, pulmões, coração, fígado, baço, rins e submetidas à análise
histopatológica. Não foram observadas alterações histológicas significativas nas
vísceras dos animais do grupo controle. Nos animais infectados não se notaram
alterações nos animais perfundidos até o 3º dia p.i.
150 nm
79
A análise histopatológica do cérebro de animais infectados revelou alterações
cuja intensidade e freqüência variaram ao longo do curso da infecção.
No 4º dia p.i. verificou-se uma reatividade glial com tendência à formação de
nódulos gliais, leve espongiose, com vasos proeminentes e presença de células
neuronais com aspecto apoptótico (condensação citoplasmática, picnose nuclear de
células isoladas).
A partir do 5º dia p.i., observou-se a presença de esboços de nódulos gliais,
com glia ativada e proeminente, acompanhado de leve à moderada espongiose. Os
vasos mostraram endotélio hipertrofiado, com freqüente marginação leucocitária e
congestão, além de neurônios apresentando aspecto necrótico com cariorrexis
nuclear, por vezes com aspecto apoptótico, e presença de raros neutrófilos no
parênquima.
Do 6º ao 8º dia p.i. intensificaram-se as lesões (Figura 32). De fato, os
animais perfundidos apresentaram intenso aspecto espongiótico e comprometimento
do parênquima cerebral associado à proeminência vascular, necrose e apoptose
neuronal, além de infiltrado por células inflamatórias com polimorfonucleares
(neutróflios).
80
Figura 32 - Aspectos histológicos dos animais controles e infectados. (A) Histologia do sistema
nervoso central de camundongo controle. (B) Histopatologia mostrando reação glial constituindo área
algo nodular em cérebro de camundongo infectado (7 dias p.i.). (C) Histopatologia mostrando
núcleos de aspecto picnótico (apoptóides) (a) e cariorrexe (necrose) (c) (6 dias p.i.). (D)
Histopatologia mostrando hipertrofia de células endoteliais e congestão vascular (6 dias p.i.). (E)
Histopatologia mostrando marginação leucocitária característica (6 dias p.i.). (F) Histopatologia
mostrando proeminente hipertrofia de endotélio (6 dias p.i.).
8m
20m 20m
c
a
a
20m
100m 100m (A)
(C)
(B)
(D)
(E) (F)
81
A análise histopatológica dos demais órgãos dos animais infectados revelou
alterações que variaram de discreta à moderada intensidade em geral acompanhada
de discreto infiltrado inflamatório misto (Figura 33).
O miocárdio não mostrou alterações histológicas significativas entre os
animais controles e inoculados independente da sobrevida dos mesmos. Há,
entretanto discreto infiltrado com predomínio de linfomononucleraes entre as fibras
miocárdicas dos animais infectados.
O fígado dos animais infectados pelo vírus Juruaçá mostrou freqüente
congestão vascular acompanhada de tumefação celular e por vezes alterações
vacuolares sugestivas de degeneração gordurosa (esteatose). Há focos de necrose
lítica por vezes circundados por infiltrado inflamatório predominantemente
linfomononuclear.
O baço dos animais infectados mostra congestão e hiperplasia de células
linfóides de intensidade moderada.
82
Figura 33 - Aspectos histológicos dos animais controles e infectados. (A) Histologia do miocárdio de
camundongo controle. (B) Histopatologia mostrando miocárdio com leve alteração histológica
representada, sobretudo por discreto infiltrado linfomononuclear (6 dias p.i.). (C) Histologia do fígado
de camundongo controle. (D) Histopatologia do fígado mostrando congestão em espaços porta e
áreas acinares com rarefação celular conseqüentes à necrose lítica (retângulo) (6 dias p.i.). (E)
Histologia do baço de camundongo controle. (F) Histopatologia mostrando baço com congestão e
hiperplasia linfóide moderada (6 dias p.i.).
(A) (B)
(C) (D)
(E) (F)
83
A análise histológica pulmonar dos animais infectados mostrou congestão e
tabiques alveolares espessados à custa de infiltrado inflamatório linfomononuclear
conferindo aspecto característico de pneumonite viral. Por vezes esse
espessamento se intensificava pelo colabamento das paredes alveolares formando
áreas sólidas mais proeminentes (Figura 34).
O rim demonstrou leve congestão de glomérulos associadas à tumefação de
células de revestimento dos túbulos e discreto infiltrado inflamatório
linfomononuclear (Figura 34).
Todas as vísceras examinadas dos animais do grupo controle (não
infectados) mostraram aspectos de normalidade e sem alterações teciduais.
84
Figura 34 - Aspectos histológicos dos pulmões e rins dos animais controles e infectados. (A)
Histologia do pulmão de camundongo controle. (B) Histopatologia mostrando pulmão com congestão
e relativo colabamento e espessamento de tabiques alveolares (5 dias p.i.). (C) Histologia do rim de
camundongo controle. (D) Histopatologia mostrando rim com congestão glomerular e leve edema de
células de revestimento dos túbulos (6 dias p.i.).
5.5.2 Imunohistoquímica
A partir da análise histopatológica que evidenciou o acomentimento
predominante do sistema nervoso central, sem evidências de lesões importantes de
outros órgãos (coração, fígado, rim, pulmão e baço), foi processado técnica
imunohistoquímica no tecido neural.
O padrão de imunomarcação revelou nítida positividade representada pelo
depósito de material acastanhado e granular, sobretudo nas áreas mais acometidas
reveladas pela análise histopatológica. A positividade para a técnica foi
(A) (B)
(C) (D)
85
citoplasmática, marcando tanto neurônios quanto células gliais. Por vezes foi
observado imunomarcação positiva nítida no citoplasma de células piramidais que
evidenciava as porções proximais do dendrito apical, sendo esse padrão também
observado em neurônios não piramidais, ou seja, marcação positiva das porções
proximais dos dendritos (Figura 35). Não foi observado imunomarcação evidente de
axônios.
Quanto à intensidade do padrão de imunohistoquímica, este foi diretamente
proporcional à intensidade das alterações histopatológicas, com pico evidente no 7º
ao 8º dia p.i.
Células inflamatórias dio tipo linfócitos e neutrófilos não apresentaram
positividade pela técnica.
Os animais controles não apresentaram imunomarcação evidente.
86
Figura 35 - Imunohistoquímica em cortes de cérebro de camundongo infectado com o vírus Juruaçá
7º dia p.i. (A) Padrão de imunomarcação em tecido, mostrando múltiplas células gliais e neurônios
com imunomarcação citoplasmática positiva. (B) Padrão granular de depósito do antígeno viral
mostrando evidente localização citoplasmática, notar ausência de marcação nuclear. (C) Área de
extenso edema onde se observa nítida predominância de células positivas quando comparadas às
áreas com menor intensidade de lesões. (D) Neurônios com marcação citoplasmática positiva para o
vírus Juruaçá, notar imunoreação em prolongamentos proximais do dendrito apical (setas).
5.6 CARACTERÍSTICAS MOLECULARES
De acordo com os resultados morfológicos descritos anteriormente (item 5.4)
mostrando a semelhança do vírus Juruaçá com os membros da família
Picornaviridae, definiu-se uma estratégia de análise para identificar o tipo viral dentro
de um gênero desta família. Neste sentido, utilizou-se a técnica de RT-PCR onde a
síntese de cDNA por RT foi feita utilizando oligonucleotídeos iniciadores randômicos
hexâmeros e para o PCR foram utilizados oligonucleotídeos específicos para o
25m
1 m 1 m
1 m (A) (B)
(C) (D)
87
gênero Enterovirus correspondente à região não traduzida 5’ do genoma de
Poliovirus.
Na PCR foram realizadas duas reações com duas associações de iniciadores
HK2 com HK3 e HK2 com HK10 (Tabela 6), que produziram dois produtos de PCR
com peso molecular semelhantes de 1,23 kb, sendo que na amplificação do HK2
com HK3 foram observadas duas bandas de peso molecular diferentes, uma de 1,23
kb e outra de 922 pb (Figura 36).
Figura 36 – Produto de PCR em gel de agarose a 1,5% corado por brometo de etidium. Identificação
das amostras: Faixa 1: Controle negativo, Faixa 2: Padrão de peso molecular (123 bp DNA Ladder),
Faixa 3: Amostra viral com iniciadores HK2 e HK3, Faixa 4: Amostra viral com iniciadores HK2 e HK10.
1230 1107 984 861 738 615 492
369
246
123
1230 pb
1 2 3 4
922 pb
pb
88
6 DISCUSSÃO
O estudo do vírus Juruaçá foi iniciado em 1982 quando foi obtido o seu
isolamento em camundongos albinos suíços recém-nascidos, a partir de vísceras de
morcegos. Na época em que foi isolado, procederam-se testes sorológicos clássicos
em uma tentativa de caracterização viral, entretanto, não foi obtida nenhuma
evidência sorológica que pudesse sugerir o táxon ao qual este vírus poderia
pertencer.
No presente trabalho foi desenvolvido um estudo experimental mais amplo do
vírus Juruaçá, incluindo outras metodologias, como microscopia eletrônica,
imunomarcação, técnicas moleculares e o uso de cultivos primários de células do
sistema nervoso central de camundongos albinos suíços.
Inicialmente nos propusemos a realizar um estudo de susceptibildade de
cultivos celulares de linhagens contínuas e cultivos primários de células do sistema
nervoso central ao vírus Juruaçá, além de infeção experimental em camundongos
albinos suíços recém-nascidos que continuam sendo usados extensivamente no
estudo de arbovírus e outros vírus de vertebrados.
As células Vero e C6/36 usadas rotineiramente no isolamento de arbovírus e
outros vírus de vertebrados não foram sensíveis à infecção pelo vírus Juruaçá. A
ausência de ECP e a não detecção de antígenos virais pelas técnicas de IFI e FC,
sugerem que tais linhagens celulares não apresentam receptores para este vírus.
O uso de cultivos primários de cérebros de camundongos albinos suíços,
além de constituir um sistema alternativo eficiente para o isolamento de vírus que
infectam o SNC, permite também a identificação do tropismo viral e estudos in vitro
89
da interação vírus-célula, mesmo dentre populações subcelulares dos hemisférios
cerebrais (Diniz et al., 2002).
Em estudos de neurotropismo viral usando cultivo primário de células do
SNC, Graves et al. (1986) demonstraram que o vírus Theiler (gênero Cardiovirus)
infecta liticamente neurônios, oligodendrócitos e persistentemente astrócitos e
macrófagos. Nossos resultados também sugerem uma infecção persistente em
astrócitos e microglias com a ausência de ECP, porém em relação à infecção com
neurônios pelo vírus Juruaçá, difere dos de Graves et al. uma vez que não foi
observado ECP nem foram detectados antígenos virais por IFI. Ainda em relação à
susceptibilidade em neurônios nossos resultados também diferem dos de Jarousse
et al. (1998) com a cepa GDVII do vírus Theiler que infecta principalmente neurônios
causando completa destruição do cultivo celular com 24 horas p.i.. e com a cepa
atenuada DA que infecta neurônios sem causar morte celular aparente.
Apesar de microglias apresentarem uma intensa marcação citoplasmática
para antígenos virais por IFI, partículas virais não foram observadas por técnicas de
microscopia eletrônica (contrastação negativa e cortes ultrafinos). Embora cultivos
de astrócitos não tenham apresentado uma intensa marcação por IFI, foi detectada a
presença de partículas virais nos fluidos analisados por contrastação negativa.
Estes resultados preliminares obtidos a partir da infecção de cultivos primários
de células do SNC, quando comparados com os resultados da histopatologia e
imunohistoquímica sugerem que neurônios só expressam receptores para o vírus
Juruaçá in vivo, enquanto que as células gliais expressam tais receptores in vivo e in
vitro. Todavia novos estudos de infecção experimental em cultivo primário de
neurônios devem ser realizados para confirmação desta hipótese.
90
A atividade hemaglutinante do vírus Juruaçá utilizando-se eritrócitos de
ganso foi observada em antígeno de sucrose-acetona proveniente de cérebros de
camundongos recém-nascidos infectados, na faixa de pH 5,75, demonstrando desta
maneira presença de proteínas hemaglutinantes (hemaglutininas) atuando como
antígenos. Assim, com o objetivo de detectar a circulação do vírus Juruaçá na
população de morcegos que habitavam a mesma área e proximidades à época em
que o vírus foi isolado, 200 soros de morcegos provenientes da soroteca da Seção
de Arbovirologia e Febres Hemorrágicas do IEC foram testados através da técnica
de IH e uma amostra foi positiva, o que nos leva a supor que nesta região, pelo
menos durante este período, o vírus Juruaçá estava circulando na população de
morcegos.
Os resultados de FC demonstraram que o vírus Juruaçá pode ser um novo
vírus, uma vez que não houve cruzamento sorológico entre o antígeno deste vírus
com nenhum dos soros hiperimunes de vírus de diversas famílias testados, bem
como de vírus não grupados, não classificados e isolados de morcegos, cedidos do
acervo da Seção de Arbovirologia e Febres Hemorrágicas do IEC e Departamento
de Patologia da University of Texas Medical Branch (UTMB) em Galveston-Texas,
ocorrendo reação sorológica somente com o soro homólogo da amostra.
A análise físico-quimica foi feita utilizando DCA, que por ser um sal biliar com
propriedade lipossolúvel, atua na bicamada lipídica e danifica o envelope viral,
interferindo na infectibilidade das partículas. Uma vez que se observou infectividade
após o tratamento do vírus com este solvente, há fortes indicações que o vírus
Juruaçá trata-se de um vírus não envelopado.
Para confirmar a evidência da ausência de envelope e caracterizar
morfologicamente o vírus em estudo, realizamos a análise ultraestrutural do tecido
91
nervoso de camundongos infectados com o vírus Juruaçá, em cortes ultrafinos, a
qual revelou a presença de partículas virais esféricas não envelopadas,
apresentando em média 23-30 nm de diâmetro, sendo essas características
compatíveis com membros da família Picornaviridae (Fauquet et al., 2005). O vírion
Ifoi visualizado apenas no citoplasma de células do SNC a partir do 4º dia p.i., o que
condiz com o tempo de aparecimento das lesões teciduais observadas no estudo
histopatológico dos animais infectados com o vírus Juruaçá.
Os achados acima foram corroborados pela análise morfológica por
contrastação negativa de fluido de cultivos primários de astrócitos, que também
mostrou a presença de partículas virais com as mesmas características daquelas
encontradas nos cortes ultrafinos. A imunomicroscopia eletrônica apresentou uma
reação antígeno-anticorpo, com formação de um halo denso de anticorpos anti-
Juruaçá ligados à superfície viral confirmando a especificidade do soro hiperimune.
O conjunto dos resultados obtidos nos leva a relacionar o vírus Juruaçá aos
vírus pertencentes à família Picornaviridae, que apresentam tropismo por diversos
tecidos e células.
Os estudos experimentais em camundongos recém-nascidos infectados com
o vírus Juruaçá para avaliar as alterações anatomo-patológicas, demonstraram que
a partir do 4º dia p.i. são observadas alterações progressivas, principalmente no
cérebro dos animais, apresentando leve espongiose com vasos proeminentes e
presença de células neuronais com aspecto apoptótico, evoluindo para intenso
aspecto espongiótico e comprometimento do parênquima cerebral associado à
proeminência vascular, necrose e apoptose neuronal, além de infiltrado inflamatório
polimorfonuclear com oito dias p.i., semelhante aos poliovírus, que apesar de
geralmente causarem uma gastroenterite, em certos casos eles invadem
92
secundariamente o sistema nervoso, lesando especificamente os neurônios motores
inferiores e ocorrendo gliose duradoura nos cornos anteriores afetados da medula
espinhal (Girolami et al., 1996).
Em outros estudos de neurotropismo, realizados com macacos, observou-se
nas células mais atingidas uma cromatólise difusa que leva a desintegração
neuronal, além de infiltrado inflamatório polimorfonuclear e linfomononuclear
acompanhada de congestão vascular e microhemorragias (Diament & Kok, 1996),
como observado no cérebro de camundongos infectados com o vírus Juruaçá.
Ainda no gênero Enterovirus, temos outros membros que também podem
ocasionar lesões no cérebro, como o vírus Coxsackie A7. Na literatura encontra-se
descrito a presença de alterações neuro-histológicas em alguns casos - e quando
estão presentes são semelhantes àquelas produzidas pelos poliovírus – bem como
haver relatos de pancardirtes difusas e pneumonites.
Já os Coxsakievirus B ocasionam principalmente miocardites e
meningoencefalites, e com menor freqüência, alterações no pâncreas, adrenais,
fígado e pulmões, ocorrendo dilatações dos ventrículos e do miocárdio, com
infiltração de neutrófilos, macrófagos e eosinófilos, sendo as lesões focais, com o
SNC mostrando meninges congestas, edema e células inflamatórias, sendo citados
também focos de hemorragia e congestão no parênquima pulmonar com necrose do
epitélio bronquiolar e necrose aguda centro lobular do fígado (Fechner et al., 1963;
Baker & Philips, 1979; Waldman & Granato, 1996).
Os demais órgãos dos animais infectados com o vírus Juruaçá revelaram
alterações que variaram de discreta à moderada intensidade em geral acompanhada
de parco infiltrado inflamatório misto.
93
Assim sendo utilizamos outra importante ferramenta no nosso estudo, que foi
a análise por imunohistoquímica, a qual revelou padrão de positividade que coincidiu
com as áreas de maior acometimento do SNC observadas na histopatologia,
sobretudo com os achados de nódulos gliais. O padrão de imunomarcação foi
difuso, acometendo todas as áreas cerebrais, entretanto com nítida preferência por
áreas onde predomina os achados de nódulos gliais e maior intensidade de infiltrado
inflamatório. De fato, corpos neuronais, bem como células gliais apresentaram
positividade característica para essa técnica, o que pode indicar que a ativação da
resposta imune específica cerebral é desencadeada no processo de
reconhecimento, processamento e mecanismos efetores da resposta imune.
Esses achados podem em parte confirmar os resultados obtidos in vitro que,
aponta para um papel fundamental da resposta imune na indução da lesão neuronal,
uma vez que em cultivos primários não houve ECP. Entretanto, a avaliação do
fenótipo celular específico, bem como do perfil citocínico são ainda necessários para
as correlações imunopatológicas adequadas, identificação do papel das principais
células imunes e citocinas envolvidas na indução da lesão celular específica durante
a infecção.
Foi nítida a constatação de que o vírus Juruaçá ocasionou lesão
principalmente no SNC e com menos intensidade nos demais órgãos. As alterações
histopatológicas descritas no experimento com camundongos recém-nascidos
inoculados com o vírus Juruaçá, se mostraram condizentes com os dados da
literatura sobre alterações teciduais provocadas por membros da família
Picornaviridae, gênero Enterovirus.
Os experimentos desenvolvidos com o vírus Juruaçá in vitro (com células sem
ECP) e in vivo (com morte dos animais) se comportaram de maneira diferente,
94
sugerindo a possibilidade de que as lesões observadas nos animais infectados com
o vírus Juruaçá possam ter sido ocasionadas por mecanismos imunes, como
descrito por Palma et al. (2003), que observou uma potente habilidade do vírus
Theiler (gênero Cardiovirus) em rapidamente induzir a expressão de citocinas pró-
inflamatórias em cultivo de astrócitos de camundongos principalmente IL-2, IL-1,
IFN-, TNF- e IL-6, assim como também foi demonstrado nos estudos in vivo de
Begolka et al. (1998), Chang et al. (2000), Theil et al. (2000) e Kim et al. (2001).
Outras células gliais como microglias e oligodendrócitos também são capazes
de expressar níveis significantes de citocinas pró-inflamatórias como resposta à
infecção pelo vírus Theiler, embora os níveis de citocinas induzidas possam variar
dependendo do tipo celular (Palma et al., 2003).
Um outro exemplo de doença de base imunopatológica é verificado na
infecção pelo vírus da hepatite A (gênero Hepatovirus), para o qual se observou que
o vírus não interrompe a tradução celular do hospedeiro e aparenta ser
relativamente não citopático em células de cultura de tecido, onde o dano
hepatocelular e consequente icterícia resulta da destruição imunopatológica dos
hepatócitos infectados, talvez por células T CD8+ vírus-específicas que tenham sido
identificadas no fígado infectado (Kurane et al., 1985; Karayiannis et al., 1986;
Whitton et al., 2005). Por outro lado, Coxsackievirus têm sido associado com o
desenvolvimento de diabetes mellitus tipo 1 pela expressão de citocinas e
quimiocinas que podem atuar como iniciadores de uma reação autoimune contra as
células beta das ilhotas de Langerhans (Serreze et al., 2004; Varela-Calvino et al.,
2004; Olsson et al., 2005). O vírus Juruaçá não demonstrou ECP em culturas
primárias de células do SNC de camundongos, já no tecido cerebral de
95
camundongos infectados, foi observada uma intensa destruição celular culminando
ao final da infecção (8º dia) com um quadro de inflamação generalizada.
Embora não tenha sido realizado experimentos para avaliar a alteração da
expressão de citocinas, os resultados deste trabalho sugerem que os animais
infectados com o vírus Juruaçá estejam morrendo não só pela presença do vírus
mas também por uma resposta imune do hospedeiro, o que poderá ser comprovado
em futuros testes qualitativos e quantitativos relacionados à expressão de citocinas
pró-inflamatórias e fenótipo da resposta imune na infecção pelo vírus Juruaçá.
Todos os resultados obtidos indicaram para a família Picornaviridae, gênero
Enterovirus, dessa forma direcionamos a análise molecular utilizando
oligonucleotídeos iniciadores específicos para o gênero Enterovirus, correspondente
à região não traduzida 5’ do genoma de Poliovirus, que é uma região extremamente
conservada (Dorner et al., 1982). Nosso resultado do RT-PCR sugere que o vírus
Juruaçá pode ser um novo vírus pertencente ao gênero Enterovirus, pois obtivemos
fragmentos de cDNA a partir do ARN do vírus Juruaçá com oligonucleotídeos
iniciadores específicos de Poliovirus. Entretanto, estudos visando o sequenciamento
nucleotídico devem ser feitos posteriormente, para confirmar sua relação genética
com os membros do gênero Enterovirus.
Todos os resultados obtidos, apresentados e discutidos nesta dissertação
sugerem que os estudos de caracterização antigênica, ultraestrutural e molecular
básicos realizados, indicam uma classificação taxonômica preliminar na família
Picornaviridae, gênero Enterovirus, para o vírus Juruaçá.
96
7 CONCLUSÕES
Camundongos albinos suíços recém-nascidos são sensíveis à replicação do
vírus Juruaçá, quando inoculados pela via i.c.;
Células Vero e C6/36 não foram suscetíveis à infecção pelo vírus Juruaçá;
O vírus Juruaçá infecta persistentemente astrócitos e microglias em cultivos
primários;
Experimentos de cultivos primários de neurônios não foram conclusivos em
relação à infecção pelo vírus Juruaçá;
O vírus Juruaçá apresentou tropismo por neurônios e células gliais em
camundongos albinos suíços recém nascidos;
Alterações anatomopatológicas e reações imunohistoquímicas realizadas
indicam o SNC de camundongos albinos suíços como principal alvo da infecção,
caracterizada por uma doença imune-inflamatória;
O vírus Juruaçá apresenta hemaglutininas para eritrócitos de ganso em pH
5,75;
O vírus Juruaçá apresenta morfologia compatível com os membros da família
Picornaviridae;
Nossos resultados sugerem que o Juruaçá é um novo vírus isolado de
morcego, pertencente à família Picornaviridae, gênero Enterovirus.
97
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