XIII JORNADA DE ENSINO, PESQUISA E EXTENSÃO – JEPEX 2013 – UFRPE: Recife, 09 a 13 de dezembro.

AVALIAÇÃO DA INIBIÇÃO DO CRESCIMENTO MICELIAL DE

Scytalidium, PATOGÊNICO A MANDIOCA, POR ISOLADOS DE

TRICHODERMAS SP.

Francisca Nívia Teixeira da Silva1,Viviane Maria da Silva

2, Emanuel Feitosa de Assunção

3, Luana Maria Alves da

Silva4, Rejane Rodrigues da Costa Carvalho

5, Delson Laranjeira

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Introdução

A mandioca (Manihot esculenta L. Crantz) é cultivada por pequenos agricultores em mais de 100 países tropicais e

subtropicais. Graças à sua utilização eficiente de água e nutrientes do solo e tolerância à seca. Segundo Masola &

Bedendo (2005), a mandioca, assim com a maioria das plantas cultivadas, é acometida por vários problemas

fitossanitários principalmente doenças como viroses, nematoses, bacterioses e de origens fúngicas. Doenças de origem

fúngicas, são mais frequentes e estão presente em todas as fases de cultivo e atacam todos os órgãos da planta. De todas

as doenças que acometem a mandioca as podridões radiculares são as que causam maior impacto, visto que, ataca o

principal produto de exploração da cultura. Esse tipo de doença pode gerar perdas de até 100% na produção

(FUKUDA, 1991). Segundo Notaro (2012), a podridão radicular da mandioca vem se tornando uma doença de alto

impacto econômico e social provocado uma queda progressiva na produtividade da mandioca além de inutilizar as áreas

para o plantio ao longo do ciclo da cultura. De acordo com Masola & Bedendo (2005), além de Phytophthora e

Fusarium, Scytalidium lignicola Pesante surge como um importante patógeno da cultura da mandioca causando a

podridão negra das raízes e do caule. As plantas de mandioca afetadas por S. lignicola apresentam como sintoma na

parte aérea, amarelecimento e queda das folhas, podendo ocorrer morte da planta toda. Manivas infectadas quando

plantadas podem apresentar redução na germinação das gemas. Os sintomas primários são visíveis nas raízes e caule, na

forma de podridão negra (MASOLA & BEDENDO, 2005).

O uso intensivo de agroquímicos para o controle de doenças tem promovido diversos problemas de ordem

ambiental, como a contaminação dos alimentos, da água, do solo e dos animais. Para redução do uso desses produtos o

controle biológico é uma das alternativas que tem sido bem discutido, podendo tanto aproveitar o controle biológico

natural, quanto introduzir um agente de biocontrole no ambiente (BETTIOL & MORANDI, 2009).

No desenvolvimento de uma agricultura alternativa e/ou sustentável, têm-se buscado novas medidas de proteção das

plantas contra as doenças (POPIA et al., 2007). No chamado controle alternativo inserem-se o controle biológico, a

indução de resistência em plantas (MORAES, 1992) e o uso de extratos naturais com propriedades antimicrobianas e ou

indutoras de resistência (STANGARLIN et al., 2008). Dentre os fungos que apresentam elevado potencial para serem

utilizados como agentes de biocontrole, o gênero Trichoderma Pers. é um dos mais pesquisados e estudados

(MENEZES et al., 2010). As espécies mais conhecidas de Trichoderma são: T. hamatum (Bonord.) Bainier, T. viride

Pers, T. aureoviride Rifai, T. harzianum Rifai, T. koningii Oudem, T. pseudokoningii Rifai e T. longibrachiatum Rifai

(BETTIOL; GHINI, 2005 ).

Por base no exposto este trabalho teve como objetivo avaliar isolados de Trichodermas que possam vir a ser

utilizados no biocontrole da podridão negra da mandioca.

Material e métodos

O presente trabalho foi conduzido no Laboratório de Fungos de Solo, Área de Fitossanidade, da Universidade

Federal Rural de Pernambuco (UFRPE).Foram utilizados 10 isolados de Trichoderma e um isolado de Scytalidium

patogênico a cultura da Mandioca.10 isolados de Trichoderma (T 2 ,T3 ,T5 ,T9 ,T11, T 25 LCB 48 , LCB 79,T225 e

T311) são pertencentes a coleção do Laboratório de fungos de solo da UFRPE e o Patógeno , a coleção de fungos

1 Primeiro Autor é Aluno de Mestrado da Universidade Federal Rural de Pernambuco. Av. Dom Manoel de Medeiros,s/n Prédio Otávio Gomes, Dois

irmãos ,Recife, PE,CEP 52171-900. E-mail: niviagronomia @yahoo.com. br

2 Segundo Autor é Aluno de Doutorado da Universidade Federal Rural de Pernambuco. Av. Dom Manoel de Medeiros, s/n Prédio Otávio Gomes,

Dois irmãos, Recife, PE, CEP 52171-900. E-mail: vmsilva.fito@gmail.com. 3 Terceiro Autor é Aluno de mestrado em fitopatologia da Universidade Federal Rural de Pernambuco. Av.Dom Manoel de Medeiros ,s/n. Prédio

Otávio Gomes ,Dois irmãos ,Recife ,PE ,CEP 52171-900.E-mail:emanuel@hotmail.com . 4 Quarto autor é aluno de Doutorado da Universidade Federal Rural de Pernambuco.Av.Dom Manoel de Medeiros ,s/n .Prédio Otávio Gomes ,Dois

irmãos ,Recife ,PE,CEP 52171-900.E-mail:luanaalves.agro@gmail.com.br. 5 Quarto Autor Pesquisadora da Universidade Federal Rural de Pernambuco .Av. Dom Manoel de Medeiros, s/n Prédio Otávio Gomes, Dois Irmãos

,Recife ,PE,CEP 52171-900.E-mail : rejanercosta@gmail.com 6 Sexto autor é Professor Doutor ,Adjunto do Departamento de Fitossanidade da Universidade Federal Rural de Pernambuco. Av. Dom Manoel de

Medeiros, s/n. Prédio Otávio Gomes, Dois irmãos, Recife, PE, CEP 52171-900. E-mail:delson@depa.ufrpe.

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fitopatogênico Maria Meneses da UFRPE.A técnica então utilizada foi a da cultura pareada .Discos de micélio de

diâmetro 0,5 cm de ambos os fungos cultivados em meio BDA (Batata dextrose e ágar) ,temperatura 26º C ± 2º C e

fotoperíodo de 12 horas foram postos em uma mesma placa de Petri de nove cm contendo 20 mL de BDA. Os discos

foram dispostos um em cada extremidade da placa distanciando um cm da borda. A testemunha constituiu-se apenas do

patógeno cultivado em meio BDA, o qual foi depositado em uma das extremidades da placa na outra extremidade um

disco de BDA. As placas foram vedadas e mantidas à temperatura de 26°C ± 2 º C e fotoperíodo de 12 horas. A

avaliação da inibição do crescimento micelial de Scytalidium foi realizada pela medição do diâmetro médio das colônias

mensurados diariamente a partir do segundo dia após o pareamento com o antagonista se estendendo até a chegada do

micélio da testemunha a outra extremidade da placa. Foram realizadas avaliações calculando-se a porcentagem de

inibição do crescimento do fungo dos tratamentos em relação à testemunha, utilizando - se a fórmula:

PIC = (diâmetro da testemunha – diâmetro do tratamento) x 100

Diâmetro da testemunha

Após o encontro dos micélios as placas permaneceram em observação para se verificar a ocorrência de halo de

inibição ou sobreposição da colônia do patógeno pelo o antagonista. Os dados obtidos neste estudo foram submetidos à

análises de variâncias ,e as médias comparadas pelo teste de Tukey a 5% de probabilidade realizados pelo programa

Estatistic.9

Resultados e Discussão

Quanto ao crescimento vegetativo do patógeno não foi observado nenhum resultado para a inibição do crescimento

micelial, conforme pode ser observado na tabela 1. Observou-se que inicialmente o isolado de Scytalidium se mostrou

bastante competitivo ao ser confrontado com Trichoderma, porém ao se encontrarem na placa de Petri o Trichoderma

sobrepôs a colônia do patógeno, após três dias já não era mais possível visualizar a colônia do patógeno somente a do

antagonista resultado este observado para todos os isolados. Não houve formação de halo de inibição entre as colônias

apenas sobreposição pelo o antagonista. O material observado da região sobreposta pelo antagonista indica que ali

houve uma ação enzimática degradativa da hifa visto que não se destinguia com precisão hifas do patógeno apenas

esporos e hifas do antagonista. São vários os mecanismos de ação exercidos por Trichoderma sobre diferentes espécies

de fungos, conforme Harman (2006) e Woo et al. (2006), os principais são antibiose, competição e indução de

resistência. Dentre estas a competição foi a mais evidente. Antibiose não foi identificada. Por base nessas informações

acredita-se que o principal fator envolvido na interação Trichoderma versus Scytalidium é o enzimático. Estudos

demonstram Trichoderma controlando diversos fungos fitopatogênicos, entre eles: Rhizoctonia spp. DC., Sclerotium

spp. To de, Sclerotinia spp. Fuckel, Pythium spp. Pringsh., Phytophthora spp. De Bary, Fusarium spp. Link, Rosellinia

spp. De not. e Botrytis spp. P. Micheli ex Pers (MELO, 1996).

Conclusão

Os isolados Trichoderma (T2, T3, T5, T9, T11, T 25, T225, T311 LCB 48 e LCB 79) só exerceram ação antagônica

quando em contato direto com o patógeno.

Agradecimentos

Os autores agradecem a Universidade Federal Rural de Pernambuco (UFRPE), ao Conselho Nacional de

Desenvolvimento Científico e Tecnológico – CNPq e a todos que contribuíram para a realização deste trabalho.

Referências

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Bettiol, W.; Morandi, M.A.B.; Pinto, Z.V.; Paula JunioR, T.J. de.; Correa, E.B.; Moura, A.B.; Lucon, C.M.M.; Costa, J.

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Popia, A.F.; Cidade Junior, H.A.; Hammerschmidt, I.; Toledo, M.V.; Assis, O.Manual de olericultura orgânica.

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Tabela 1. Avaliação da inibição do crescimento micelial de Scytalidium patogênico a mandioca por isolados de

Trichoderma (T2, T3, T5, T9, T11, T 25, T225, T311 LCB 48 e LCB 79).

TRATAMENTOS

MÉDIAS

CONTROLE 44,44 a1

LCB 79 53,33 a1 a2

T 311 53,33 a1 a2

T11 54,30 a2

T9 54,44 a2

T5 54,72 a2

T25 54,86 a2

LCB 48 55,13 a2

T2 55,55 a2

T225 55,83 a2

T3 56,94 a2

C.V % 6.76

* Médias seguidas pela mesma letra não diferem significativamente entre si pelo teste de Tukey a 5% de probabiliddade