1 - ABSORÇÃO DE NUTRIENTES POR VEGETAÇÃO DO SAPAL

2 - INFLUÊNCIA DA SALINIDADE NAS TAXAS DE FILTRAÇÃO,

RESPIRAÇÃO E EXCREÇÃO DO BIVALVE Corbicula fluminea

AULA TEÓRICO-PRÁTICA

Luis Chícharo, 2007

1 - ENQUADRAMENTO

2 - OBJECTIVO DA AULA

3 - APLICAÇÃO PRÁTICA

4 - BASE TEÓRICA

5 - EXEMPLOS

6 - DESENHO EXPERIMENTAL

7 - ANÁLISE DOS RESULTADOS

8 - ELABORAÇÃO DO RELATÓRIO

ESTRUTURA APRESENTAÇÃO DASEXPERIÊNCIAS

ABSORÇÃO DE NUTRIENTES PORVEGETAÇÃO DO SAPAL

A vegetação nas zonas de transição entre o sistema terrestre e aquático

desempenham um papel importante no controlo da entrada de materiais

nos sistemas aquáticos, nomeadamente nutrientes que, se em excesso,

podem promover “blooms” de algas, degradação da qualidade da água e

eutrofização. Alterações nas margens dos rios e ribeiras causadas por

práticas agrícolas, ou diminuição das zonas de sapal como consequência

da urbanização excessiva ou de alterações na hidrodinâmica dos

sistemas (p.ex. provocadas por barragens) podem reduzir a densidade e

ameaçar a presença desta vegetação. A reconstrução de ecotonos, como

zonas de sapal, é uma medida de gestão ambiental com potencialidade

de ser usada sempre que se pretender reduzir a entrada de

contaminantes nos sistemas aquáticos e desse modo controlar a

qualidade da água.

ENQUADRAMENTO

COMO FUNCIONA A FITOREMEDIAÇÃO?

Plant roots take contaminants from the ground into the

"body" of the plant. The plant root zone is referred to as the

rhizosphere, this is where the action occurs. This soil

supports large populations of diverse microorganisms. This

is due to chemicals exuded by plant roots which provide

carbon and energy for microbial growth. This combination of

plants and microorganisms appears to increase the

biodegradation of compounds.

OBJECTIVO DA AULA:

ANALISAR O POTENCIAL DA VEGETAÇÃO DO SAPAL PARA A REMOÇÃO DE CONCENTRAÇÕES EXCESSIVAS DE CONTAMINANTES

APLICAÇÃO PRÁTICA:

REMOÇÃO DE CONCENTRAÇÕES ELEVADAS DE CONTAMINANTES DOS CORPOS DE ÁGUA OU ZONAS LIMITROFES PARA GESTÃO DA QUALIDADE DA ÁGUA (REDUÇÃO DOS RISCOS DE EUTROFIZAÇÃO E DE BLOOMS DE ALGAS TÓXICAS)

BASE TEÓRICA:

Phytoremediation is the use of living green plants for in situ

risk reduction and/or removal of contaminants from

contaminated soil, water, sediments, and air.

BASE TEÓRICA: PROCESSOS

http://pubs.usgs.gov/fs/2004/3087/fig3.htm

PHYTOREMEDIATION OF SOIL AND ORGANIC COMPOUNDS

Phytoremediation can be a low cost, effective

alternative to the conventional methods of soil

remediation.

Phytoremediation is a process by which plants

decrease the mass of a contaminant through a variety

of chemical, physical, and biological means.

Phytoremediation can remove metals from water.

EXEMPLOS

W 2

water inflow

52%

29%

18%

1%

TOTAL PHOSPHORUS ACCUMULATIONIN FLOODPLAIN BIOMASS

INITIAL

164 kg P500 100 m

WATER INFLOW

I WPII WP

III WP

4% 6% 2%

88%

ENHANCED

350 kg P

Meadow species Carex gracilis et vesicaria Phragmites australi Salix sp.

International Centre for Ecology Polish Academy of Sciences, Warsaw Department of Applied Ecology University of Lodz

CONTROL EUTROPHICATION BY ENHANCING ABSORBING CAPACITY OF FLOODPLAIN FOR NUTRIENTS (P) TRAPPING: Pilica River (POLAND)

Salix purpureaL.

0,00

0,50

1,00

1,50

2,00

P [%

]

1,52

0,840,74

spring summer fall

Salix alba L.

0,00

0,50

1,00

1,50

2,00

P [%

]

spring summer fall

0,56

0,97

0,48

Salix triandraL.

0,00

0,50

1,00

1,50

2,00

P [%

]

spring summer fall

0,870,99

1,77

(Zalewski, Zielinska, 2000)

15 years7 years

1 year

Age

of w

illow

25.7 g 43.3 g 173.4 g

Amount of phosphorusremoved with 100 kg

of Salix purpurea

APPLICATION OF PLANTS TO REDUCE P TRANSPORTATION TO FRESHWATER

leavesbranchesroots

Billingham Industrial complex: A view from the air

CONTROL OF HYDROCARBONS POLLUTION BY VEGETATION

(Heglig, SUDAN)

• The optimization applied is the use of plants to mitigate pollutants in produced water through its root system - Creation of an artificial wetland

• Wetland plants, such as reeds, transfer atmospheric oxygen down through their roots in order to survive in water logged conditions. – phytostimulation

• This creates soil conditions, which allowing microbial species to flourish.

• The bacteria and fungi use organic pollutants as a food source, breaking down the organic chemical products into harmless basic components.

Reed Root System (Phragmites australis)

CONTROL OF HYDROCARBONS POLLUTION BY VEGETATION

(Heglig, SUDAN)

Gaseous Pathways

(CH2O)nCarbohydrates

NH4Ammonia

0022OxygenOxygen

N2Nitrogen

H2OWater

CO2Carbon dioxide

NONO33NitratesNitrates

Gaseous Pathways

(CH2O)nCarbohydrates

NH4Ammonia

0022OxygenOxygen

N2Nitrogen

H2OWater

CO2Carbon dioxide

NONO33NitratesNitrates

Gaseous Pathways

(CH2O)nCarbohydrates

NH4Ammonia

0022OxygenOxygen

N2Nitrogen

H2OWater

CO2Carbon dioxide

NONO33NitratesNitrates

Heglig post Construction

Prior to Development

CONTROL OF HYDROCARBONS POLLUTION BY VEGETATION

(Heglig, SUDAN)

Heglig Inlet

JULY 03

October 03

May 04

January 05

18 Months Growth at Heglig

Fully Matured

CONTROL OF HYDROCARBONS POLLUTION BY VEGETATION

(Heglig, SUDAN)

VANTAGENS E DESVANTAGENS DAFITOREMEDIAÇÃO

ADVANTAGES:Phytoremediation is cost effective

It is suited to remediation of large areas of soil It is environmentally friendly

Phytoremediation sites are more aesthetically pleasing Phytoremediation sites require low maintenance

It involves no noisy and expensive equipment

DISADVANTAGES Not as effective for sites with high contaminant concentrations

Phytoremediation is slower than conventional methods It does not work through the winter (Seasonally effective)

OBJECTIVO: ANALISAR O POTENCIAL DE USAR VEGETAÇÃO DE SAPAL NA REMOÇÃO DE CONCENTRAÇÕES EXCESSIVAS DE CONTAMINANTES ORGÂNICOS

DESENHO EXPERIMENTAL:

SpFToA

BRANCO

FOSFATOS

Turma 1+Turma 2

SpFT1A

SpFT2A

SpFToB

SpFT1B

SpFT2B

BRANCO

SaFToA

BRANCO

FOSFATOS

Turma 5

SaFT1A

SaFT2A

SpNToA

BRANCO

NITRATOS

Turma 3+Turma 4

SpNT1A

SpNT2A

SpNToB

SpNT1B

SpNT2B

BRANCO

SpNToA

BRANCO

NITRATOS

SpNT1A

SpNT2A

Turma 1+ Turma 2 (terças)

Turma 3 + Turma 4 (quintas)

Turma 5 (sexta)

Inicio/dia 1 dia 2 dia 3 dia 4 dia 5

xxx

x xx x

x x

(11/4)

(12/4)

(13/4)

(12/4) (13/4)

(13/4) (17/4)

(15/4) (16/4)

PROCEDIMENTOS PRÁTICOS:

1 – lavar a vegetação e remover sedimento

2 – pesar cada conjunto e apontar valores

3 – colocar num copo cada conjunto separadamente e colocar etiqueta

4 – preparar solução com concentrações de fosfatos e nitratos

5 – medir as concentrações no fotómetro (seguir cuidadosamente as

indicações relativas à quantidade e tipo de reagentes a utilizar). Estas

medições constituem os valores T0.

6 – anotar os valores medidos

7 – colocar os frascos com a vegetação junto à janela para permitir o

fotoperíodo normal.

8 – efectuar medições da concentração de fosfatos e nitratos nos copos com

vegetação e brancos nos intervalos de tempo determinados

PREPARAÇÃO DAS AMOSTRAS DE VEGETAÇÃO:LAVAGEM DOS SEDIMENTOS

PESAGEM DAS AMOSTRAS DE VEGETAÇÃO PREPARAÇÃO DA CONCENTRAÇÃO INICIAL DE NUTRIENTES (P+N)

SALICORNIA

SPARTINA

ABSORÇÃO DE FÓSFORO E AZOTO POR VEGETAÇÃO DE SAPAL

MEDIÇÃO DAS CONCENTRAÇÕES INICIAIS DE NUTRIENTES (P + N)

COLOCAÇÃO DE 200 ml DE SOLUÇÃO COM NUTRIENTESNOS COPOS RESPECTIVOS E USAR NOMENCLATURA ADEQUADA

MANTER COPOS COM VEGETAÇÃO EXPOSTOS AO FOTOPERÍODO NORMAL

MEDIR CONCENTRAÇÕES DE NUTRIENTES NOS INTERVALOS DE TEMPO ESTABELECIDOS

ABSORÇÃO DE FÓSFORO E AZOTO POR VEGETAÇÃO DE SAPAL

(Cf-Ci)*V/pv/d

Cf – concentração final Ci – concentração inicialVol. Copo (l) d - dias experiência Pv - peso vegetação (gramas)

TAXA ABSORÇÃO mg P ou N/d/g vegetação

T2T1T0

conc. controlo

conc. exp.

Peso (g)HoraData

Turma nºFOSFATOS

0.00

0.50

1.00

1.50

2.00

2.50

3.00

3.50

4.00

PO4 T0 PO4 T72H PO4 T96H

JUNCUS

SPARTINA

Figura 1 – Evolução das concentrações médias de Fosfatos nos copos com Spartina e com Juncus, por mg de peso húmido da vegetação, em três tempos: inicial (T0) e ao fim de 72 h e de 96 h.

ANÁLISE DOS RESULTADOS:

-2.00E-04

-1.50E-04

-1.00E-04

-5.00E-05

0.00E+00

5.00E-05

1.00E-04

1.50E-04

2.00E-04

2.50E-04

PO4 T72H PO4 T96H

JUNCUS

SPARTINAFigura 2 – Taxas médias de absorção de Fosfatos por hora e por mg de peso húmido da vegetação(Spartina e Juncus), após 72h e 96 h do início da experiência

ELABORAÇÃO DO RELATÓRIO:

O relatório sobre um tema/experiência tratado nas aulas práticas, à escolha dos estudantes, deve ter um máximo de 10 páginas (Times New Roman, 12, a espaço 1,5), incluindo figuras e tabelas.

O relatório deve ser estruturado considerando as secções de um artigo científico (Título, Autores, Resumo, Introdução, Material e Métodos, Resultados, Discussão, Referências).

INFLUÊNCIA DA SALINIDADE NAS TAXAS DE FILTRAÇÃO, RESPIRAÇÃO E

EXCREÇÃO DO BIVALVE Corbiculafluminea

1 - ENQUADRAMENTO

2 - OBJECTIVO DA AULA

3 - APLICAÇÃO PRÁTICA

4 - BASE TEÓRICA

5 - EXEMPLOS

6 - DESENHO EXPERIMENTAL

7 - ANÁLISE DOS RESULTADOS

8 - ELABORAÇÃO DO RELATÓRIO

ESTRUTURA DA AULA

Características da espécie : http://nis.gsmfc.org/nis_factsheet.php?toc_id=128

Corbicula fluminea (Muller, 1774)

variable in their external morphology

is found both in lotic and lentic habitats

small bivalves - high densities

relatively high growth rate

Life span varies with habitat, max. 7 years

tolerate salinities up to 13 for short periods

ENQUADRAMENTO

Corbicula flumineaESPÉCIE INTRODUZIDA

Diminuição do caudal

Salinização do alto estuário

Colonização do alto estuárioCompetição com espécie

autóctone

Qual a resposta fisiológica do bivalve em diferentes condições de salinidade?

Unio spp. ESPÉCIE AUTÓCTONE

ENQUADRAMENTO

1 - Previsão da área de distribuição da espécie face ao factor

ambiental salinidade?

2 – Discutir o efeito da presença do bivalve (densidade) na

disponibilidade de alimento para outras espécies planctívoras?

3 - Discutir o efeito da presença do bivalve (densidade) na

qualidade da água: conc. O2 e presença de NH4?

OBJECTIVOS

Model simulations: biota controls hydrology

Efficiency = 0.9

Efficiency = 0.7

Efficiency = 0.5

Efficiency = 0.3

Risk of algal bloomRisk of algal bloom

NO3

NH4

C. flumineam.C

Phytoplankton

LL

LL: Light Limitation,LL: Light Limitation,m.Cm.C: Corbicula mortality.: Corbicula mortality.

• Model based on azote exchangebetween variables

• Phytoplankton limited by azote supply

• Unit box model (0-D)

• Day/Night phytoplankton limitation

• Corbicula mortality to balance growthConstant biomass.

• Filtration rates based on 18mm lengthspecimens

Top-down control

APLICAÇÃO PRÁTICA

BASE TEÓRICAIf freshwater mussels form a large component of the benthic biomass ofrivers (Mann, 1964), they may be expected to play an important role in riverfunctioning through their filtering. Invasive freshwater bivalves, such as D. polymorpha and C. fluminea, have had large impacts on river ecosystems (Phelps, 1994; Caraco et al., 1997). Quantifying the effect of freshwater mussels isimportant, because mussels are routinely (but accidentally) removed during riverdredging and weed-cutting operations (McIvor, 1999; Aldridge, 2000), and are often negatively affected by other forms of river management, such as the buildingof dams (Williams et al., 1993). If mussels are found to play important roles in waterpurification and river function, it will encourage managers to use ‘mussel-friendly’approaches to river management. This will benefit both the mussels themselves, many of which are considered a conservation priority (Willing, 1997; Neves, 1999), and will also help maintain healthy river function. In order to assess the magnitude of mussel filtration in natural waterbodies, it is firstnecessary to measure the filtration rates of individual mussels. These can then besummed over populations to estimate the population filtration rate of musselsin their natural environment. The filtration rate of a mussel is defined as the volume of water which passes through the mussel’s gills per unit time.

Corbicula

0

0,010,02

0,03

0,04

0,050,06

0,07

0 2 4 6 8

Tempo

Taxa

de

Inge

stão Bivalve 1

Bivalve 2Bivalve 3Bivalve 4

Unio

-0,002

0

0,002

0,004

0,006

0,008

0,01

0,012

0 2 4 6 8

Tempo

Taxa

de

inge

stão Bivalve 1

Bivalve 2Bivalve 3Bivalve 4

µg C

hl.a

/h/m

g

Time (hours)

Time (hours)

Corbicula fluminea

Unio sp.

µg C

hl.a

/h/m

g

Comparison of bivalves filtration rates

EXEMPLOS

DESENHO EXPERIMENTAL

EXP. RESPIRAÇÃO

EXP. EXCRECÇÃO

EXP. FILTRAÇÃO

DESENHO EXPERIMENTAL

TX. FILTRAÇÃO TX. RESPIRAÇÃO TX. EXCREÇÃO

CONSUMO FITOPLÂNCTON(CLOROFILA a)

CONSUMO OXIGÉNIO EXCREÇÃO AMÓNIA

FLUORÍMETRO OXÍMETRO FOTÓMETRO

S1F1

S1F2

S1F3

S1CT

S2F1

S2F2

S2F3

S2CT

S3F1

S3F2

S3F3

S3CT

S1=0.2 S2=4.2 S3=10

S1E1

S1E2

S1E3

S1EC

S2E1

S2E2

S2E3

S2EC

S3E1

S3E2

S3E3

S3ECT

S1=0.2 S2=4.2 S3=10

S1R1

S1R2

S1RC

S2R1

S2R2

S2RC

S3R1

S3R2

S3RC

S1=0.2 S2=4.2 S3=10

Taxa de Filtração (TF)/Tx de ingestão (TI)(l/h/g) mgChl/h/g

TF = fluxo x ((Ci chl - Cf clo)/ Cf chl))/peso seco ind.

TI = fluxo x(Ci chl - Cf chl)/peso seco ind.

Ci chl and Cf chl= concentração de clorofila a àentrada e à saída dos recipientes

TAXA FILTRAÇÃO

Ci Cf

FILTRAÇÃO/INGESTÃO

SEDIMENTAÇÃOÁGUA ´FILTRADA

200µm

TAXA RESPIRAÇÃO

O2

OXÍMETRO

O2

OXÍMETRO

t1t0 tn

Taxa de Respiração (mgO2/g/h)

TR = [V/(PS x t)] x [(Ci - Cf) - (Cic - Cfc)],

V= volume do recipiente (L)

PS = peso seco bivalve (g)

t =intervalo tempo (h),

Ci and Cf = concentração de oxigénio inicial e final

Cic and Cfc = concentração de oxigénio inicial e final no controlo

ÁGUA ´FILTRADA55µm

TAXA EXCREÇÃO

NH4t1t0

ÁGUA ´FILTRADA55µm

NH4

Taxa de Excreção (mgNH4/g/h)

TE = [V/ (PS x t)] x [(Cf - Ci) - (Cfc- Cic)],

V= volume do recipiente (L)

PS = peso seco bivalve (g)

t =intervalo tempo (h),

Cf e Ci = concentração de amónia final e inicial Cfc e Cic = concentração de amónia final e inicial e final no controlo

FOLHA DADOS Espécie:Data:Temperatura da água: _________ºCSalinidade:

Conc. clorofila (TAXA INGESTÃO) Conc. Amónia (TAXA EXCRECÇÃO) Conc. O2 (TAXA RESPIRAÇÃO)#1 #2 #3 controlo #1 #2 controlo #1 #2 #3 controlo

T1 27-03-2007 15.30h 15.30h 15.30h

T1 27-03-2007 16.30h 16.30h 16.30h

T2 27-03-2007 17.30h 17.30h 17.30h

T2 27-03-2007 18.30h 18.30h 18.30h

T2 27-03-2007 19.30h 19.30h 19.30h

T3 29-03-2007 11.30 h 11.30 h 11.30 h

T3 29-03-2007 12.30 h 12.30 h 12.30 h

T3 29-03-2007 13.30 h 13.30 h 13.30 h

T4 29-03-2007 14.30 h 14.30 h 14.30 h

T4 29-03-2007 15.30 h 15.30 h 15.30 h

T4 29-03-2007 16.30 h 16.30 h 16.30 h

T5 30-03-2007 17.00 H 17.00 H 17.00 H

T5 30-03-2007 18.00 h 18.00 h 18.00 h

T5 30-03-2007 19.00 h 19.00 h 19.00 h

Taxa de Respiração

Comp. (mm) PH (g) Nº tara Tara (g) Tara + PS (g) PS(g) Nº do recipiente Volume (L) T0 (h) Ci O2 (mg/L) T1 (h) Cf1 O2 (mg/L) T2 (h)

1S1R2S1R

1S2R2S2R

1S3R2S3R

CS1R

CS3R

CS2R

Taxa de Excreção

Comp. (mm) PH (g) Nº tara Tara (g) Tara + PS (g) PS(g) Nº do recipiente Volume (L) T0 (h) Ci NH4 (umol/T1 (h) Cf NH4 (umol/L)0,25

1S1E 0,252S1E 0,253S1E 0,25

0,251S2E 0,252S2E 0,253S2E 0,25

0,251S3E 0,252S3E 0,253S3E 0,25

CS1E

CS2E

CS3E

FOLHA DADOS

- Colocar cada grupo de bivalves em recipientes contendo 200 ml água do habitat natural da espécie;

-Um recipiente controlo sem bivalves será utilizado para corrigir a taxa de sedimentação;

- Medir a concentração de clorofila a “in vivo” inicial e após cada 30 min. durante uma hora. Para tal, retirar 5 ml de água com pipeta volumétrica, colocar numa cuvette de vidro para leitura.

-De forma a calibrar a concentração de clorofila a “in vivo, retirar amostras de água do branco inicial e filtrar através de filtros fibra de vidro Whatman GF-F, colocar em tubos de polipropileno e conservar a –80ºC, no escuro até procedimento de clorofila extractiva pelo método de Lorenzen (1967)

- Medir e pesar os bivalves (peso húmido), depois calcular peso seco (100ºC, 24h) e peso seco livre cinzas (450ºC, 3 h)

Taxa Ingestão – circuito aberto

PROCEDIMENTOS PRÁTICOS

Taxa de excreção (TE):

- Colocar os bivalves em erlenmeyers contendo 200 ml de água

previamente saturada em oxigénio e filtrada por filtros Millipore (0,2 µm);

- Colocar dois erlenmeyers adicionais (controlo) sem bivalves para

detectar variações da concentração de amónia.

- Após 45 min , retirar 10 ml de água de cada um dos erlenmeyers e

determinar a concentração de amónia

PROCEDIMENTOS PRÁTICOS

Taxa de respiração

-Os bivalves serão transferidos para recipientes acrílicos fechados de volume conhecido (~780ml);

- A concentração de oxigénio será medida em intervalos de tempo regulares com uma sonda de oxigénio durante aproximadamente 1 hora, antes que a concentração diminua abaixo dos 30% do valor inicial de controlo;

- Um recipiente control sem bivalves será utilizado para corrigir respiração bacteriana, electrodos,etc.

PROCEDIMENTOS PRÁTICOS

0,00000,00200,00400,00600,00800,01000,01200,01400,01600,0180

t1 t2 t3 t4 t5 t6 t7 t8 t9 t10

tempo

Tx F

iltra

ção

(L/h

/gPS

)

S1S2S3

0,0000

0,0005

0,0010

0,0015

0,0020

0,0025

0,0030

t1 t2 t3 t4 t5 t6 t7 t8 t9 t10

tempo

Tx In

gest

ão (u

g Cla

/h/g

PS)

S1

S2

S3

Resultados experiência fisiologia bivalvesResposta fisiológica de Corbicula fluminea em diferentes salinidades

ANÁLISE DOS RESULTADOS

00,01

0,020,030,04

0,050,06

0,070,08

T1 T2 T3 T4

Turmas

Tx E

xcre

çao

NH

4Cl

s1s2s3

0

0,05

0,1

0,15

0,2

0,25

0,3

0,35

t1 t2 t3 t4 t5

Tempo

Tx re

spir

ação

(mg

O2.

L/h/

gPS

)

s1s2s3

Resultados experiência fisiologia bivalvesResposta fisiológica de Corbicula fluminea em diferentes salinidades

ANÁLISE DOS RESULTADOS

ELABORAÇÃO DO RELATÓRIO:

O relatório sobre um tema/experiência tratado nas aulas práticas, à escolha dos estudantes, deve ter um máximo de 10 páginas (Times New Roman, 12, a espaço 1,5), incluindo figuras e tabelas.

O relatório deve ser estruturado considerando as secções de um artigo científico (Título, Autores, Resumo, Introdução, Material e Métodos, Resultados, Discussão, Referências).