instituto biomÉdico departamento de microbiologia e ... · dissertação apresentada ao curso de...
Post on 11-Sep-2020
1 Views
Preview:
TRANSCRIPT
INSTITUTO BIOMÉDICO
DEPARTAMENTO DE MICROBIOLOGIA E PARASITOLOGIA
VIVIANE ALVES NASCIMENTO COSTA
“COMPARAÇÃO ENTRE DIFERENTES METODOLOGIAS PARA
O DIAGNÓSTICO DE GIARDIA DUODENALIS EM AMOSTRAS
FECAIS DE CÃES E GATOS DOMÉSTICOS”
ORIENTADORA: PROFª DRa ADRIANA PITTELLA SUDRÉ
Niterói
2016
VIVIANE ALVES NASCIMENTO COSTA
Comparação entre diferentes metodologias para o diagnóstico de Giardia
duodenalis em amostras fecais de cães e gatos domésticos
Dissertação apresentada ao curso de Pós-Graduação
Stricto Sensu em Microbiologia e Parasitologia
Aplicadas da Universidade Federal Fluminense,
como parte dos requisitos necessários para obtenção
do título de Mestre em Microbiologia e
Parasitologia
ORIENTADORA: PROFa DR
a ADRIANA PITTELLA SUDRÉ
Niterói
2016
VIVIANE ALVES NASCIMENTO COSTA
Comparação entre diferentes metodologias para o diagnóstico de Giardia
duodenalis em amostras fecais de cães e gatos domésticos
Dissertação apresentada ao curso de Pós-Graduação
Stricto Sensu em Microbiologia e Parasitologia
Aplicadas da Universidade Federal Fluminense,
como parte dos requisitos necessários para obtenção
do título de Mestre em Microbiologia e
Parasitologia
BANCA EXAMINADORA
_______________________________________________
Profa. Dr
a. Teresa Cristina Bérgamo do Bomfim
UFRRJ
________________________________________________
Prof. Dr. Valmir Laurentino Silva
Fiocruz
________________________________________________
Profa. Dr
a. Beatriz Brener
UFF
Niterói
2016
AGRADECIMENTOS
Primeiramente a Deus, por sua amizade, pelas aptidões e pelo dons a mim designados
e pelo seu amor incondicional em todos os momentos da minha vida.
À minha orientadora Adriana Pittella, pela paciência, profissionalismo e
disponibilidade para me orientar e transmitir seus conhecimentos desde o início até o final do
Mestrado.
Às professoras, Daniela Leles e Beatriz Brener, por terem me auxiliado e partilhado
alguns de seus ensinamentos durante a execução do presente estudo.
Aos meus pais, Elizabeth e Jorge, que foram minha base de formação e valores e
grandes exemplos de conduta moral e cumplicidade.
Ao meu irmão, Vitor, pelo exemplo, de coragem e pelos seus princípios de vida
ensinados.
Às minhas avós, Mariana e Léa, por serem minhas fontes de sabedoria, força e doçura.
Ao meu avô, Amaro (in memoriam) que hoje descansa em Paz no Reino Celeste,
agradeço pelas lindas lembranças e sorrisos.
Às minhas amigas de longa data, Juliana, Nádia pelos mais de 10 anos de amizade,
apoio fraterno, mesmo que a distância.
Aos meus amigos, Caio, Bruna Ponciano que tornaram este percurso mais leve, com
tanto carinho, horas de risos, trilhas sonoras diárias, muitas xícaras de cafés e, porque não
puxões-de-orelha bem-humorados.
Aos amigos, Sabrina, Chynthia, Jilder, Janaiara, Rozeli, Ana Claudia, Jefferson e Beth
que chegaram aos poucos ou retornaram após muitos anos, mas que agregaram sentimentos
verdadeiros e me incentivaram nestes últimos meses.
Ao meu amigo, Thyago (in memoriam), grande incentivador, que me fez acreditar e
despertar novamente para o meio acadêmico e me mostrou, antes de partir, que todo dia é um
recomeço.
Às meninas da turma de mestrado de 2014, em especial, Kamilla, Dayana, Bruna,
Fabielle e Daniele, por toda aprendizagem trocada e parceria ao longo desses dois anos de
convivência.
E a todos aqueles que embora não mencionados, puderam contribuir direta e
indiretamente pela realização deste trabalho.
“Para tudo há um tempo, para cada coisa
há um momento debaixo do céu:
tempo de nascer e tempo de morrer;
tempo de plantar e tempo de arrancar o que se plantou.
Tempo de matar e tempo de curar;
tempo de demolir e tempo de construir.
Tempo de chorar e de rir;
tempo de gemer e tempo de dançar.
Tempo de atirar pedras e tempo de ajuntá-las;
tempo de abraçar e tempo de apartar-se.
Tempo de procurar e tempo de perder;
tempo de guardar e tempo de jogar fora.
Tempo de rasgar e tempo de costurar;
tempo de calar e tempo de falar.
Tempo de amar e tempo de odiar;
tempo de guerra e tempo de paz”
(Eclesiastes, 3, 1-8).
RESUMO
Giardia duodenalis é um enteroprotozoário cosmopolita e que acomete várias espécies de
mamíferos. Sua taxa de prevalência é variável segundo o hospedeiro, localização geográfica e
principalmente de acordo com a metodologia diagnóstica utilizada. Considerando a escassez
de estudos para amostras animais que envolvam as técnicas imunológicas e a falta de
padronização e de informações acerca de seu desempenho para estas amostras, este estudo
teve por objetivo comparar os seguintes métodos de detecção de Giardia duodenalis em
amostras fecais de cães e gatos: microscopia (EPF), imunocromatografia e ELISA. Além
disso, foi realizada uma adaptação da técnica imunocromatográfica para utilização em
sedimentos fecais previamente congelados e comparado o seu desempenho em relação ao
tempo de armazenamento por congelamento das amostras fecais. Todas as técnicas foram
realizadas em um total de 100 amostras, sendo 50 de cada hospedeiro, que foram submetidas
ao testes estatísticos de concordância. O EPF foi positivo para cistos de Giardia duodenalis
em 18% das amostras. A metodologia do ensaio imunocromatográfico foi adaptada e
realizada com sucesso nos sedimentos fecais de felinos e caninos estudados, e o tempo de
congelamento não interferiu significativamente nos parâmetros do teste imunocromatográfico
modificado. O teste imunocromatográfico foi positivo para antígenos de Giardia duodenalis
em 29/100 amostras (29%), sendo 12 amostras caninas (24%; 12/50) e 17 amostras felinas
(34%; 17/50). Já o teste de ELISA foi positivo em 26/100 (26%) amostras, sendo 18/50 (36%)
amostras felinas e 8/50 (16%) amostras caninas. As comparações dos resultados entre os
métodos diagnósticos revelou uma concordância substancial entre o teste de
imunocromatografia e o ELISA, e moderada entre a microscopia e o ELISA e entre a
microscopia e o teste imunocromatográfico. Foi observada uma menor sensibilidade e valor
de preditividade negativa da microscopia em relação às demais técnicas utilizadas. No
entanto, sua especificidade e valor preditivo positivo foram superiores às técnicas
imunológicas. Sendo assim, as técnicas imunológicas se mostraram como excelentes
ferramentas diagnósticas para amostras oriundas de animais de companhia, tendo em vista os
resultados por elas gerados, devendo ser utilizadas como ferramenta complementar ao
diagnóstico microscópico.
Palavras-chave: Giardia duodenalis, exame coproparasitológico, imunocromatografia,
ELISA, animais de companhia.
ABSTRACT
Giardia duodenalis is a worldwide enteric protozoa that can affect various species of
mammals. Its prevalence rate varies according to the host, geographical location and mainly
according to the diagnostic methodology used. Considering the scarcity of studies on animal
samples involving the immunological techniques and the lack of standardization and
information about their performance for these samples, this study aimed to compare the
following methods for Giardia duodenalis detection in fecal samples from dogs and cats:
microscopy (EPF), immunochromatography and ELISA. Moreover, the study aimed to adapt
the immunochromatographic technique to be performed on previously frozen fecal sediment
and compare its performance in relation to the freezing storage time of fecal samples. All the
techniques were performed in a total of 100 samples, 50 of each host, which were subjected to
statistical tests of agreement. The EPF was positive for Giardia duodenalis cysts in 18% of
the samples. The immunochromatography methodology was successfully adapted and
performed in all fecal sediments from dogs and cats, and the freezing storage time did not
interfered significantly with the studied parameters. The immunochromatography test was
positive for Giardia duodenalis antigens in 29/100 samples (29%), 12 samples from dogs
(24%; 12/50) and 17 samples from cats (34%; 17/50). The ELISA was positive in 26/100
(26%) samples, 18/50 (36%) feline samples and 8/50 (16%) canine samples. The results
comparison between the diagnostic methods showed a substantial agreement between
immunochromatography and ELISA, and a moderate agreement between microscopy and
ELISA, and between microscopy and immunochromatography. A smaller sensitivity and
negative predictive value were observed for microscopy when compared with immunological
methods. However, the specificity and positive predictive value were higher than
immunological methods. Thus, immunological techniques could be excellent diagnostic tools
for samples from companion animals, because of their results observed in the present study,
and should be used as complementary techniques to the microscopy diagnosis.
Keywords: Giardia duodenalis, coproparasitological examination, immunochromatography,
ELISA, companion animals.
SUMÁRIO
1. Introdução.............................................................................................................................19
2. Fundamentação teórica.........................................................................................................21
2.1. Histórico do gênero Giardia..............................................................................................21
2.2. Taxonomia.........................................................................................................................23
2.3. Giardia duodenalis............................................................................................................24
2.3.1. Genótipos de Giardia duodenalis...................................................................................26
2.3.2. Transmissão e ciclo biológico.........................................................................................28
2.3.3. Giardíase.........................................................................................................................30
2.3.4. Epidemiologia.................................................................................................................35
2.3.5. Prevenção e controle.......................................................................................................39
2.3.6. Diagnóstico....................................................................................................................40
2.3.6.1. Microscopia óptica.......................................................................................................41
2.3.6.2. Técnicas imunológicas.................................................................................................45
2.3.6.3. Métodos moleculares...................................................................................................49
3. Objetivos...............................................................................................................................52
3.1. Geral...................................................................................................................................52
3.2. Específicos........................................................................................................................52
4. Materiais e Métodos..............................................................................................................53
4.1. Amostras...........................................................................................................................53
4.2. Exame parasitológico de fezes e microscopia óptica.........................................................56
4.3. Adaptação do Teste Imunocromatográfico ALERE GIARDIA Ag TEST KIT................57
4.4. Ensaio imunoenzimático (ELISA).....................................................................................59
4.5. Análise Estatística..............................................................................................................60
4.6. Aspectos Éticos..................................................................................................................61
5. Resultados.............................................................................................................................62
5.1. Exame parasitológico de fezes...........................................................................................62
5.2. Métodos imunológicos.......................................................................................................64
5.2.1. Imunocromatografia........................................................................................................64
5.2.2. ELISA......................................................................................................... ....................64
5.3. Comparação de técnicas.....................................................................................................65
5.3.1. Exame parasitológico de fezes e imunocromatografia...................................................68
5.3.2. Exame parasitológico de fezes e ELISA.........................................................................69
5.3.3. Imunocromatografia e ELISA.........................................................................................69
5.4. Concordância entre as técnicas..........................................................................................70
5.4.1. Frequência de concordância e teste de McNemar...........................................................70
5.4.2. Coeficiente kappa............................................................................................................70
5.5. Cálculo dos parâmetros de sensibilidade, especificidade, acurácia ,valor preditivo positivo
e valor preditivo negativo para cada metodologia....................................................................74
5.5.1. Valores totais...................................................................................................................74
5.5.2. Hospedeiro canino...........................................................................................................76
5.5.3. Hospedeiro felino............................................................................................................78
5.6. Influência do tempo de congelamento das amostras sobre os resultados do teste
imunocromatográfico modificado.............................................................................................79
6. Discussão..............................................................................................................................82
6.1. Resultados do exame parasitológico de fezes....................................................................82
6.2. Adaptação do teste imunocromatográfico e seu desempenho nas amostras congeladas
segundo o tempo de congelamento das amostras......................................................................86
6.3. Comparação e concordância entre as técnicas...................................................................88
7. Conclusão.................................................................................................................... ..........99
8. Referências Bibliográficas..................................................................................................100
LISTA DE FIGURAS
Figura 1. Estruturas celulares das formas trofozoítica e cística (Ankarklev et al.,
2010).........................................................................................................................................25
Figura 2. Ciclo biológico da G. duodenalis no hospedeiro humano.........................................29
Figura 3. Resposta imune desenvolvida contra Giardia sp. ao longo do tempo de
infecção.....................................................................................................................................33
Figura 4. Cartuchos provenientes do kit da técnica imunocromatográfica para Giardia sp.
realizada em duplicata...............................................................................................................58
Figura 5. Placa de ELISA de kits comerciais – ELISA (IVD Research®) para diagnóstico de
Giardia sp. realizado em duplicata...........................................................................................60
LISTA DE TABELAS
Tabela 1. Tempos de armazenamento das amostras congeladas e utilizadas no estudo,
considerando o total de amostras (n= 100)...............................................................................59
Tabela 2. Número de amostras negativas e positivas para Giardia duodenalis, obtidas pelo
exame parasitológico de fezes para cada hospedeiro................................................................64
Tabela 3. Número de amostras negativas e positivas para antígeno de Giardia duodenalis pelo
teste imunocromatográfico, para cada hospedeiro....................................................................64
Tabela 4. Número de amostras negativas e positivas para antígenos de Giardia duodenalis
pela técnica de ELISA, para cada hospedeiro...........................................................................65
Tabela 5. Resultados do teste imunocromatográfico e exame parasitológico de fezes (EPF) nas
amostras caninas e felinas analisadas (n=100)..........................................................................68
Tabela 6 . Resultados do teste de ELISA e exame parasitológico de fezes (EPF) nas amostras
caninas e felinas analisadas (n=100).........................................................................................69
Tabela 7. Resultados do teste imunocromatográfico (IC) e da técnica de ELISA nas amostras
caninas e felinas analisadas (n=100).........................................................................................69
Tabela 8. Resultados da comparação entre o exame parasitológico de fezes (EPF) e a técnica
imunocromatográfica (IC) considerando apenas o hospedeiro canino (n= 50)........................71
Tabela 9. Resultados da comparação entre o exame parasitológico de fezes (EPF) e o ELISA
considerando apenas o hospedeiro canino (n= 50)...................................................................71
Tabela 10. Resultados da comparação entre a técnica imunocromatográfica (IC) e o ELISA
considerando apenas o hospedeiro canino (n= 50)...................................................................72
Tabela 11. Resultados da comparação entre o exame parasitológico de fezes (EPF) e a técnica
imunocromatográfica (IC) considerando apenas o hospedeiro felino (n= 50)..........................72
Tabela 12. Resultados da comparação entre o exame parasitológico de fezes (EPF) e o teste de
ELISA considerando apenas o hospedeiro felino (n= 50)........................................................73
Tabela 13. Resultados da comparação entre a técnica imunocromatográfica (IC) e o teste de
ELISA considerando apenas o hospedeiro felino (n= 50)........................................................73
Tabela 14. Resultados do exame parasitológico (EPF) em relação as amostras consideradas
como verdadeiramente positivas (VP) e verdadeiramente negativas (VN), utilizando as
amostras totais analisadas (n=100)...........................................................................................74
Tabela 15. Resultados da técnica imunocromatográfica (IC) em relação as amostras
consideradas como verdadeiramente positivas (VP) e verdadeiramente negativas (VN),
utilizando as amostras totais analisadas (n=100)......................................................................75
Tabela 16. Resultados do ELISA em relação as amostras consideradas como verdadeiramente
positivas (VP) e verdadeiramente negativas (VN), utilizando as amostras totais analisadas
(n=100)......................................................................................................................................75
Tabela 17. Cálculos dos parâmetros estatísticos para cada técnica empregada no diagnóstico
de giardíase considerando as amostras caninas e felinas totais (n=100)..................................76
Tabela 18. Resultados do exame parasitológico de fezes (EPF) em relação as amostras
consideradas como verdadeiramente positivas (VP) e verdadeiramente negativas (VN),
utilizando somente as amostras caninas (n=50)........................................................................76
Tabela 19. Resultados da técnica imunocromatográfica (IC) em relação as amostras
consideradas como verdadeiramente positivas (VP) e verdadeiramente negativas (VN),
utilizando somente as amostras caninas (n=50)........................................................................76
Tabela 20. Resultados do ELISA em relação as amostras consideradas como verdadeiramente
positivas (VP) e verdadeiramente negativas (VN), utilizando somente as amostras caninas
(n=50)........................................................................................................................................77
Tabela 21. Cálculos dos parâmetros estatísticos para cada técnica empregada no diagnóstico
de giardíase considerando as amostras do hospedeiro canino (n=50) analisadas no presente
estudo.............................................................................................................................. ..........77
Tabela 22. Resultados do exame parasitológico de fezes (EPF) em relação as amostras
consideradas como verdadeiramente positivas (VP) e verdadeiramente negativas (VN),
utilizando somente as amostras felinas (n=50).........................................................................78
Tabela 23. Resultados da técnica imunocromatográfica (IC) em relação as amostras
consideradas como verdadeiramente positivas (VP) e verdadeiramente negativas (VN),
utilizando somente as amostras felinas (n=50).........................................................................78
Tabela 24. Resultados do ELISA em relação as amostras consideradas como verdadeiramente
positivas (VP) e verdadeiramente negativas (VN), utilizando somente as amostras felinas
(n=50)........................................................................................................................................78
Tabela 25. Cálculos dos parâmetros estatísticos para cada técnica para o diagnóstico de
giardíase, considerando as amostras do hospedeiro felino (n=50) analisadas no presente
estudo.............................................................................................................................. ..........79
Tabela 26. Resultados da técnica imunocromatográfica (IC) para o grupo 1 em relação as
amostras consideradas como verdadeiramente positivas (VP) e verdadeiramente negativas
(VN) agrupadas segundo o tempo de congelamento das amostras (n=100)...........................80
Tabela 27. Resultados da técnica imunocromatográfica (IC) para o grupo 2 em relação as
amostras consideradas como verdadeiramente positivas (VP) e verdadeiramente negativas
(VN) agrupadas segundo o tempo de congelamento das amostras (n=100)...........................80
Tabela 28. Resultados da técnica imunocromatográfica (IC) para o grupo 2 em relação as
amostras consideradas como verdadeiramente positivas (VP) e verdadeiramente negativas
(VN) agrupadas segundo o tempo de congelamento das amostras (n=100)...........................81
Tabela 29. Valores de sensibilidade, especificidade e acurácia das amostras agrupadas para o
teste imunocromatográfico em relação as amostras consideradas verdadeiramente positivas
(VP) e verdadeiramente negativas (VN)...................................................................................81
LISTA DE QUADROS
Quadro 1. Genótipos de Giardia duodenalis e seus respectivos hospedeiros..........................27
Quadro 2.Principais fatores de virulência de Giardia sp. e suas funções.................................32
Quadro 3. Informações sobre hospedeiro, origem, raça, sexo, faixa etária e data de
processamento do exame parasitológico de fezes e congelamento de sedimento fecal das
amostras de cães utilizadas no presente estudo.........................................................................54
Quadro 4. Informações sobre hospedeiro, origem, raça, sexo, faixa etária e data de
processamento do exame parasitológico de fezes e congelamento de sedimento fecal das
amostras de gatos utilizadas no presente estudo.......................................................................55
Quadro 5. Classificação do coeficiente Kappa segundo Smith (1995).....................................61
Quadro 6 . Número e frequências relativas (%) de amostras fecais de cães e gatos coletadas no
presente estudo, positivas para Giardia duodenalis e demais espécies de parasitos
gastrointestinais pelo exame parasitológico de fezes................................................................63
Quadro 7. Números das amostras estudadas, origem, data de processamento do exame
parasitológico de fezes e congelamento do sedimento fecal e resultados obtidos pelas técnicas
de exame parasitológico de fezes para diagnóstico de Giardia duodenalis,
imunocromatografia (IC) e ELISA para as amostras de gatos utilizadas no presente
estudo.............................................................................................................................. ..........65
Quadro 8. Números das amostras estudadas, origem, data de processamento do exame
parasitológico de fezes e congelamento do sedimento fecal e resultados obtidos pelas técnicas
de exame parasitológico de fezes para diagnóstico de Giardia duodenalis,
imunocromatografia (IC) e ELISA para as amostras de cães utilizadas no presente
estudo.............................................................................................................................. ..........67
LISTA DE GRÁFICOS
Gráfico 1. Resultados dos exames parasitológicos de fezes das 69 amostras de cães e gatos
coletadas durante o período de estudo......................................................................................62
Gráfico 2. Valores obtidos nos cálculos do coeficiente kappa comparando-se os métodos de
microscopia convencional (EPF), Imunocromatografia (IC) e ELISA para o diagnóstico de
Giardia duodenalis em todas as amostras analisadas (n=100).................................................71
Gráfico 3. Valores obtidos nos cálculos do coeficiente kappa comparando-se os métodos de
microscopia convencional (EPF), Imunocromatografia (IC) e ELISA, para o diagnóstico de
Giardia duodenalis utilizando as amostras referentes ao hospedeiro canino
(n=50)........................................................................................................................................72
Gráfico 4. Valores obtidos nos cálculos do coeficiente kappa comparando-se os métodos de
microscopia convencional (EPF), Imunocromatografia (IC) e ELISA, para o diagnóstico de
Giardia duodenalis utilizando as amostras referentes ao hospedeiro felino
(n=50)........................................................................................................................................73
Gráfico 5. Gráfico box plot representando o tempo de congelamento das amostras segundo a
concordância realizada entre a imunocromatografia e a microscopia......................................80
LISTA DE ABREVIATURAS
βg Gene codificante da β-giardina
CDC “Centers for Disease Control”
DNA Ácido desoxirribonucleico
ef-1 Gene codificante do fator de alongamento 1-α
EIA “ Enzyme Immunoassay”
ELISA “Enzyme Linked Immunosorbent Assay”
EPF Exame parasitológico de fezes
EUA Estados Unidos da América
gdh Gene codificante da glutamato desidrogenase
IFD Imunofluorescência direta
IgA Imunoglobulina A
IgG Imunoglobulina G
IL-6 Interleucina 6
IFN-γ Interferon gama
κ Coeficiente kappa
kDa Kilodáltons
NaCl Cloreto de sódio
nm Nanômetro
NO Oxido nítrico
pb Pares de base
PCR Reação em cadeia da polimerase
pH Potencial hidrogeniônico
PVA Álcool polivinílico
RFLP “Restriction Fragment Length Polymorphism”
RPM Rotação por minuto
ssurRNA Gene codificante da menor subunidade ribossômica
Se Sensibilidade
Sp Especificidade
tpi Gene codificante da triosefosfato isomerase
T CD4+
Células T auxiliares
T CD8+
Células T citotóxicas
µm Micrômetro
µl Microlitros
VPN Valor preditivo negativo
VPP Valor preditivo positivo
VPS Proteína variante de superfície
ZnSO4 Sulfato de zinco
WHO “World Health Organization”
1. INTRODUÇÃO
Giardia duodenalis é um parasito entérico flagelado cuja distribuição é cosmopolita,
podendo infectar humanos e uma variedade de outros membros do reino animal, incluindo
diversos mamíferos, tais como, os animais de companhia, de produção e silvestres. Assim
sendo, possui um ciclo de vida simples que compreende dois estádios evolutivos distintos: o
cisto, forma infectante, e o trofozoíto, o qual coloniza o lúmen intestinal de seus hospedeiros.
A espécie em questão é considerada de alta complexidade genética já que abrange oito
genótipos (A – H). Vale ressaltar que os genótipos C – H são considerados espécie-
específicos e os genótipos A e B já foram detectados tanto em humanos quanto em outros
animais, o que remete designá-los como potencialmente zoonóticos.
A giardíase em cães e gatos é apontada como uma das infecções parasitárias mais
comuns em todo mundo, estando associada a uma vasta gama de sinais clínicos. A
transmissão pode ocorrer de forma direta ou indireta, através da via fecal-oral, mediante a
ingestão de cistos, sendo que neste último caso, possui a água, alimentos e fômites
contaminados como importantes veículos para a difusão deste protozoário. Em virtude do seu
potencial papel como agente zoonótico, estando deste modo, entre as principais preocupações
atuais no que diz respeito à saúde coletiva, os estudos sobre esta espécie ganharam uma
proporção maior nestas últimas décadas, graças ao advento dos estudos imunológicos e
moleculares. Sendo assim, pesquisas epidemiológicas desse protozoário passaram a averiguar
a prevalência utilizando tanto o exame microscópico tradicional como as novas técnicas, a fim
de se confirmar o potencial zoonótico do mesmo.
No que se refere ao diagnóstico da giardíase, existem diferentes testes para avaliação
de G. duodenalis em cães e gatos. Porém, sabe-se que não existe um ensaio cuja sensibilidade
seja 100% para avaliação de amostras de fezes, por isso, recomenda-se a combinação de testes
para a elaboração mais fidedigna do diagnóstico.
20
Neste contexto, a primeira metodologia diagnóstica realizada em pacientes com
suspeita de giardíase é o exame microscópico das fezes para pesquisa de cistos e/ou
trofozoítos. Sendo esta, então, considerada a técnica padrão ouro para o diagnóstico de
giardíase, apesar do crescente avanço dos métodos imunológicos e moleculares.
Desta forma, cabe elucidar que a detecção de Giardia duodenalis foi melhorada (EIA)
e os testes imunocromatográficos. Dentre estas, a mais empregada é o ELISA (“Enzyme
Linked Immuno Sorbent Assay”), sendo este um teste diagnóstico altamente sensível e
específico para giardíase, além de ser facilmente executável e garantir o processamento
simultâneo de um grande número de amostras. Contudo, a maioria das técnicas
imunoenzimáticas para estudos de epidemiologia e principalmente para o diagnóstico foi
desenvolvida para uso em amostras clínicas humanas, logo, não se sabe ao certo sobre a
eficácia das mesmas quando empregadas em amostras animais.
Além disso, para o diagnóstico de Giardia sp. em cães e gatos, pode-se empregar os
testes imunocromatográficos, que são métodos específicos para ambos os hospedeiros,
baseados na utilização de kits comerciais, e que possuem como vantagens, a não necessidade
de equipamentos especiais e de um microscopista treinado. No entanto, nem estas técnicas e
nenhuma outra de cunho complementar, devem substituir o exame microscópico de fezes para
o diagnóstico de rotina, tendo em vista a sua incapacidade para detecção de outros parasitos
na amostra.
Com isso, pode-se dizer que a realização de um estudo comparativo entre
metodologias diversas para diagnóstico de Giardia duodenalis em amostras fecais de cães e
gatos, poderá contribuir tanto no que se refere à utilização destas na rotina clínica veterinária
como para que os estudos epidemiológicos em animais obtenham resultados mais fidedignos e
coerentes. Portanto, é fundamental que se estabeleça uma avaliação correta e consistente dos
parâmetros referentes às metodologias diagnósticas, sendo estes, a acurácia, a sensibilidade, a
especificidade e os valores preditivos, visando posteriormente à padronização destas para
utilização plena em amostras animais.
1DOBEL, C. The discovery of the intestinal protozoa of man. Proc. R. Soc. Med. v. 13, p. 1-
15, 1920. 2LAMBL, W. Mikroskopische untersuchungen der Darmexcrete. Vierteljahrsschr. Prakst.
Heikunde. v. 61, p. 1-58. 1859. 3DIESING, C.M. Systema Helminthium. Sumptibus Academiae Caesareae Scientiarum.
Vindobonae. Gerald’s Sohn, Vienna, 1850. 4BLANCHARD, R. Remarques sur le megastome intestinal. Bull. Soc. Zool. Fr. 13:18, 1888.
1. FUNDAMENTAÇÃO TEÓRICA
1.1. HISTÓRICO DO GÊNERO Giardia
O gênero Giardia foi inicialmente descrito, em 1681, por Van Leeuwenhoek, quando
o mesmo examinou as próprias fezes diarreicas em seu microscópio rudimentar (DOBEL1,
1920 apud ADAM, 2001). Contudo, coube a Vilem Lambl, em 1859, a primeira descrição de
um protozoário (que hoje sabemos ser deste gênero) em fezes humanas, o qual ele denominou
de Cercomonas intestinalis (LAMBL, 18592 apud ADAM, 2001). Ele escolheu alocar este
protozoário no já existente gênero Cercomonas Dujardin, 1841, pois acreditava que o mesmo
fosse comensal, sendo adequado a este gênero o qual engloba protozoários de vida livre.
Entretanto, Diesing em 1850 havia proposto a passagem da espécie Bodo intestinalis
Ehrenberg, 1838 para o gênero Cercomonas, sendo então proposta a espécie Cercomonas
intestinalis (EHRENBERG, 1838) (DIESING, 18503 apud MONIS et al., 2009).
Desta forma, Lambl ao denominar o protozoário de Cercomonas intestinalis criou uma
homonímia tanto para o gênero quanto para a espécie. Neste caso, o nome proposto por
Diesing seria o homônimo sênior, sendo privilegiado e ficando de posse do nome, enquanto
que o nome proposto por Lambl seria o homônimo júnior, devendo receber um novo nome.
Porém, apenas em 1888, Blanchard reconheceu a colocação errônea e estabeleceu o gênero
Lamblia Blanchard 1888, com a espécie Lamblia intestinalis Blanchard 1888, para designar o
parasito descrito por Lambl (BLANCHARD, 18884 apud ADAM, 2001).
22
1DAVAINE, C. MONADIENS. In Dictionnaires encyclopedique des sciences medicales.
(Ser. 2, Vol. 9) (Asselin, P. and Masson, G., eds). Place de l’Ecole-de-Medecine, Paris, 1875. 2STILES, C.W. The type species of certain genera of parasitic flagellates, particularly
Grassi’s genera of 1879 an 1881. Zool. Anz. v. 25, p. 689.1902. 3HEGNER, R.W. The systematic relationship of Giardia lamblia, Stiles 1915 from man
and G. agilis Kunstler, 1882 from the tadpole. Am. J. Hyg. v. 2, p. 435-441. 1922. 4DESCHIENS, R. Giardia cati R. Deschiens, 1925, du chat domestique (Felis
domestica). Annales de Parasitologie, Paris. v . 4, p. 33-48. 1926. 5FILICE, F.P. Studies on the cytology and life history of a Giardia from the laboratory rat.
Univ. Calif. Publ. Zool. v. 57, p. 53-146, 1952.
6KULDA J.; NOHYNKOVA, E. Flagellates of the human intestine and of intestine of the
other species, p. 1-183. In J. P. Kreier (ed.). Parasitic Protozoa, vol II, Academic Press, Inc.,
New York, NY, 1978.
Em 1882 Kunstler descreveu pela primeira vez um organismo em girinos e o
denominou de Giardia agilis Kunstler, 1882, sendo esta, a primeira vez que o nome Giardia
foi utilizado (ADAM, 2001). Em 1875 Davaine encontrou protozoários no intestino de
coelhos, e os denominou de Hexamita duodenalis Davaine, 1875 (DAVAINE, 18751 apud
MONIS et al, 2009). Em 1902, Stile alterou para Giardia duodenalis (STILES, 19022 apud
ADAM, 2001).
Ao longo de algumas décadas, diversos investigadores descreveram diferentes
espécies de Giardia tendo como base os diferentes hospedeiros. Hegner em 1922 denominou
de Giardia canis, a forma parasitária de Giardia em cães e, em 1925, Giardia felis em gato,
para o qual Deschiens no mesmo ano, concedeu uma designação diferente, Giardia cati
(HEGNER, 19223; DESCHIENS, 1926
4 apud BOWMAN & LUCIO-FORSTER, 2010).
Este cenário foi modificado com a publicação de um trabalho de revisão realizado por
Filice em 1952, onde o pesquisador realizou uma avaliação abrangente das espécies descritas
e reconheceu a existência de variabilidade dentro do gênero, mas as ferramentas necessárias
para esta discriminação ainda não estavam disponíveis. Neste trabalho, Filice considerou
válida apenas 3 espécies, em função de suas diferenças morfológicas: G. agilis Kunstler,
1882; G. muris (GRASSI, 1879) e G. duodenalis (DAVAINE, 1875). Este autor considerou
também que G. intestinalis e G. lamblia seriam sinônimos de G. duodenalis (FILICE, 19525
apud ADAM, 2001). Todavia, a controvérsia sobre o número de espécies de Giardia
continuou após muitos anos, com alguns pesquisadores sugerindo a nomenclatura com base
na origem do hospedeiro e outros propondo a taxonomia baseando-se na morfologia do
parasito (KULDA & NOHYNKOVA, 19786 apud ADAM, 2001).
Cabe ressaltar que, assim como exposto por Filice (1952), Monis et al. (2009) em seu
estudo, consideram o táxon específico duodenalis como sinônimo sênior uma vez que este foi
o primeiro a ser designado para o protozoário (DAVAINE, 18751 apud MONIS et al, 2009),
23
pois o táxon intestinalis inicialmente utilizado correspondia a um homônimo júnior, sendo
corrigido por Blanchard apenas em 1888. Desta forma, obedecendo-se a lei da prioridade, o
sinônimo sênior é considerado válido enquanto que o sinônimo júnior deve ser descartado.
Assim, utilizaremos a denominação de Giardia duodenalis ao longo do presente trabalho.
Mais tarde foram admitidas outras duas espécies, assinaladas em aves, G. psitacci e
G. ardeae (THOMPSON et al., 2000). G. microti foi proposta com base na morfologia do
cisto e na análise da sequência do gene codificante da menor subunidade ribossômica,
constituindo assim, a sexta espécie reconhecida (MONIS et al., 1999).
1.2. TAXONOMIA
De acordo com a classificação sistemática antiga, o protozoário Giardia possui a
seguinte classificação (ADAM, 2001; IVANOV, 2010):
Reino: PROTISTA
Sub-reino: PROTOZOA
Filo: SARCOMASTIGOPHORA
Subfilo: MASTIGOPHORA
Classe: ZOOMASTIGOPHOREA
Ordem: DIPLOMONADIDA
Família: HEXAMITIDAE
Gênero: Giardia
Recentemente, há uma nova classificação taxonômica para o referido parasito, a qual
passa a ter um fundamento genético, estrutural e bioquímico. De acordo com esta nova
sistemática (CAVALIER-SMITH, 2003), Giardia pertence ao:
Filo: METAMONADA
Subfilo: TRICHOZOA
Superclasse: EOPHARYNGIA
Classe: TREPOMONADEA
Subclasse: DIPLOZOA
Ordem: GIARDIIDA
Família: GIARDIIDAE
Gênero: Giardia
24
Atualmente são reconhecidas seis espécies que compreendem o gênero Giardia, sendo
estas designadas de acordo com seus hospedeiros específicos e sua morfologia: G. duodenalis,
G. agilis, G. microti, G. muris, G. ardeae e G. psittaci (ADAM, 2001). G. duodenalis infecta
a maioria dos mamíferos, incluindo o homem. G. agilis, possui os anfíbios como hospedeiros;
G. microti e G. muris têm como hospedeiro os roedores; G. psittaci e G. ardeae são espécie
específicas de aves (THOMPSON et al., 2000).
A espécie mais estudada é indubitavelmente, Giardia duodenalis, devido aos seus
aspectos epidemiológicos e por ser a única que acomete diversos hospedeiros na classe dos
mamíferos, incluindo o homem. Deste modo, os estudos sobre esta espécie ganharam uma
proporção maior nestas últimas décadas e também graças ao advento dos ensaios moleculares.
Assim foi possível afirmar que somente a diferenciação de Giardia sp., baseada na origem do
hospedeiro, não era um critério propriamente válido e, também, estudar a variabilidade
existente na espécie G. duodenalis (SOGAYAR & GUIMARÃES, 2000). Desta forma, foram
estabelecidas as distinções genotípicas entre parasitos encontrados em diferentes hospedeiros,
agrupando-se estes parasitos em grupos ou genótipos, os quais variam de A a H
(THOMPSON, 2009).
2.3. Giardia duodenalis
Protozoários do gênero Giardia são parasitos flagelados que habitam o trato intestinal
de uma ampla gama de hospedeiros vertebrados (DUBEY, 1993; THOMPSON et al., 2000;
APPELBEE et al., 2005). A espécie Giardia duodenalis trata-se de um protozoário entérico
cosmopolita e que frequentemente pode acometer humanos, animais de companhia e de
produção e animais silvestres (KIRKPATRICK & GREEN, 1985; ADAM, 1991;
THOMPSON et al. 1993; OLSON et al., 1996; LANE & LLOYD, 2002; THOMPSON,
2004).
Este protozoário possui duas formas evolutivas: trofozoítica e cística. A sua forma
trofozoítica, forma móvel, apresenta corpo com formato piriforme com a porção anterior
dilatada e posterior afilada, com simetria bilateral, medindo aproximadamente de 12 a 20 µm
de comprimento e 6 a 10 µm de largura. Possui citoesqueleto, dois núcleos ovóides, com
grande cariossoma central ou excêntrico, localizados na porção anterior do parasito, um de
cada lado do grupo de axonemas, lisossomas e ribossomos. Em seu interior, não são
observadas mitocôndrias e nem retículo endoplasmático liso (RIVERA et al., 2002). Logo, é
25
um protozoário binucleado e multiflagelar que apresenta um complexo citoesqueleto
constituído por microtúbulos (CAMPANATI et al., 2003).
Os microtúbulos, por sua vez, são estruturas estáveis e essenciais para a manutenção
da forma e organização celular, sendo ainda importantes no transporte citoplasmático, na
motilidade e na divisão em células eucarióticas (WILSON & JORDAN, 1995). O
citoesqueleto do parasito em questão é representado, principalmente, pelos corpos basais e
axonemas de oito flagelos; pelos funis, microtúbulos que acompanham os axonemas caudais;
pelo corpo mediano, formado por um grupo irregular de microtúbulos e pelo disco adesivo
ventral, composto por microtúbulos que se dispõem paralelamente na forma de espiral (figura
1-A) (BENCHIMOL, 2004; ANKARKLEV et al., 2010).
O disco ventral é uma importante estrutura do gênero Giardia, ocupando a superfície
ventral anterior, sendo indispensável para a sobrevivência do parasito, devido ao fato de ser a
única que permite o estabelecimento da interação deste com o intestino do hospedeiro
(ADAM, 2001). A fixação mecânica ocorre mediante o desenvolvimento de uma pressão
negativa entre as superfícies parasitárias e as células do hospedeiro (WOLFE, 1992). Segundo
Peatiie et al. (1989), o disco ventral é constituído por um conjunto de microtúbulos que forma
a base de uma estrutura designada de microribbons, que por sua vez, são contituídos por
diversas proteínas, entre as quais se destacam as giardinas.
Figura 1. Estruturas celulares das formas trofozoítica (A) e cística (B). (Adaptado de:
Ankarklev et al., 2010).
O cisto (figura 1- B), por sua vez, é uma estrututa oval que apresenta membrana cística
evidente e que pode apresentar aspecto de duplo contorno limitante quando ocorre retração do
26
conteúdo, com formação de espaço entre o citoplasma e a parede. Possui de dois a quatro
núcleos e mede de 8 a 12 µm de comprimento e 7 a 10 µm de largura (LEVINE, 1985).
Encontra-se protegido por uma parede espessa e rígida, tendo como principal constituinte em
sua parte filamentosa, o glicídio N-acetil-D-galactosamina, sintetizado a partir das reservas
endógenas de glicose por enzimas no citosol (ANKARKLEV et al., 2010). Além da parede
externa (porção filamentosa), há ainda duas membranas internas, que consituem a porção
membranosa, as quais estão separadas por uma camada citoplasmática (DAVIDS et al., 2011).
As estruturas mais evidentes são os funis e os axonemas que dividem o cisto em duas metades
pelo eixo longitudional. Todas as demais estruturas que se observam no trofozoíto (flagelos,
vacúolos, ribossomos e fragmentos de disco ventral), encontram-se dispostas
desordenadamente dentro do cisto (RIVERA et al., 2002).
2.3.1. GENÓTIPOS DE G. duodenalis
Sabe-se que G. duodenalis é um protozoário ubíquo e seus isolados são oriundos de
diferentes hospedeiros, sendo estes isolados indistinguíveis morfologicamente. No entanto,
esta diferenciação é permitida mediante estudos moleculares, nos quais são empregados
diferentes genes-alvo. Os resultados destes apontam que este protozoário compreende uma
espécie de alta complexidade (MONIS et al., 1999).
Baseado em estudos recentes de biologia molecular, pode-se dizer que se trata de uma
espécie considerada de grande heterogeneidade genética, conforme ressaltaram Monis et al.
(2003) e Feng & Xiao (2011), por ser caracterizada como uma espécie que compreende 8
genótipos ou assemblages distintos. Para Cacciò et al. (2002), a realização de estudos onde se
compararam dados relativos a antígenos, isoenzimas, cariótipos e sequências de DNA de
isolados de origem animal e humana, foram fundamentais para a elucidação da diversidade no
grupo morfológico nomeado G. duodenalis.
Os genótipos deste grupo foram designados após a descoberta de substanciais
diferenças entre os genes glutamato desidrogenase (gdh), triosefosfato isomerase (tpi) e β-
giardina e subsequente análise filogenética, de maneira a descartar a possibilidade das
diferenças serem devido à heterogeneidade das cópias ou de variação intra-genotípica
(PLUTZER et al., 2010). Foi demonstrado, posteriormente, que G. duodenalis não é uma
espécie uniforme, mas sim um complexo de espécies com diversidade genética, mas
morfologicamente similares, exibindo uma adaptação a diferentes hospedeiros (THOMPSON,
27
2004). Assim, os genótipos mais próximos foram agrupados em genótipos (“assemblages”) e
subgenótipos (“subassemblages”) (PLUTZER et al. 2010).
Os genótipos A e B são os que apresentam uma maior variedade de hospedeiros, em
particular humanos e primatas não-humanos, além de animais domésticos e silvestres, o que
os destaca devido à importância de seu potencial zoonótico. Referente aos animais de
companhia, os genótipos C e D são encontrados em cães infectados e o genótipo F, em gatos,
sendo então considerados espécie-específicos (CACCIÒ & RYAN, 2008; BOWMAN &
LUCIO-FORSTER, 2010; TANGTRONGSUP & SCORZA, 2010). Além dos genótipos
previamente descritos, têm sido propostos outros, tais como, o genótipo E encontrado em
animais de produção, o genótipo G, detectado em roedores e o genótipo H, identificado em
focas (quadro 1) (FENG & XIAO, 2011).
Quadro 1. Genótipos de Giardia duodenalis e seus respectivos hospedeiros.
Genótipos Hospedeiro
A* Humanos e outros primatas, cão, gato, animais de produção, roedores
e outros mamíferos domésticos, dentre outros
B* Humanos, e outros primatas, cães
C Cão, coiotes e lobos
D Cão, coiotes e lobos
E Animais de produção: bovino, ovino, caprino, alpaca, suíno
F Gato e outros felinos
G Roedores
H Focas
*Genótipos com potencial zoonótico.
Fonte: Adaptado de Adam, 2001; Feng & Xiao, 2011.
Além dos genótipos referidos, existem os subgenótipos já descritos pela literatura para
os genótipos A (AI, AII, AIII e AIV) e B (BI, BII, BIII, BIV), sendo que os isolados humanos
pertencem aos subgenótipos AI, AII, BIII e BIV, enquanto que os isolados animais pertencem
aos subgenótipos AI, AII, AIII, AIV, BI e BII (RYAN & CACCIÒ, 2013). Os genótipos com
um maior risco zoonótico são aqueles pertencentes ao genótipo A, particularmente os do
subgenótipo AI e com uma menor extensão o genótipo B (THOMPSON et al. 2000).
28
Cabe ressaltar que a descoberta de que genótipos similares estão dispersos em
diferentes hospedeiros não é, por si só, prova concludente de que se trata de uma real
transmissão zoonótica. Todavia, a caracterização genética é designada por alguns autores
como uma ferramenta potencial preditiva não somente por proporcionar evidências diretas de
transmissão zoonótica, mas também por determinar fontes de infecção em situações de surto
(THOMPSON et al. 2000).
2.3.2. TRANSMISSÃO E CICLO BIOLÓGICO
Trata-se de um parasito monoxeno, não invasivo, que vive e se multiplica no lúmen e
superfície do intestino de seus hospedeiros. Assim sendo, o ciclo de Giardia sp. é direto,
conforme pode ser observado na figura 2, e compreende dois estádios evolutivos distintos, os
quais são discriminados morfologicamente: o trofozoíto, o qual coloniza, sobretudo, o jejuno
e o íleo do hospedeiro; e o cisto, a forma infectante, estável e resistente no meio ambiente
(ADAM, 1991; ECKMANN & GILLIN, 2001; GARCIA et al., 2006). Tanto os cistos quanto
os trofozoítos podem ser liberados nas fezes, entretanto, os últimos raramente sobrevivem por
um período significativo fora do hospedeiro (ADAM, 2001; TANGTRONGSUP & SCORZA,
2010). Deste modo, os trofozoítos são liberados para o meio externo apenas em situações nas
quais a motilidade intestinal encontra-se extremamente aumentada e em presença de diarreia
com consistência muito líquida (BOWMAN, 2009).
29
Figura 2. Ciclo biológico de Giardia duodenalis no hospedeiro humano (Adaptado de:
http://www.dpd.cdc.gov/dpdx/HTML/Giardiasis.htm. Acessado em: 07/10/2014).
Os hospedeiros adquirem a infecção por meio da ingestão de cistos, através da
transmissão fecal-oral, podendo ocorrer diretamente de indivíduos infectados ou
indiretamente, sendo esta a via mais comum, pela ingestão de cistos em águas, alimentos ou
fômites contaminados (LEIB & ZAJAZ, 1999). Logo, as rotas de transmissão ambiental
incluem todos os veículos que envolvam uma quantidade suficiente de cistos infecciosos que
possam culminar em infecção, principalmente água e alimento (SMITH et al., 2007).
Após a ingestão dos mesmos, dentro de poucas horas, se dá o desencistamento ou
abertura dos cistos, que ocorre inicialmente no estômago devido a ação do pH ácido sobre a
parede cística e termina na porção proximal do intestino delgado, em nível de duodeno, onde
dois novos trofozoítos são formados, liberados e colonizam a superfície dos enterócitos
(SOGAYAR & GUIMARÃES, 2000). De acordo com Castillo-Romero et al. (2009), o
trofozoíto sai por uma abertura da parede do cisto graças a sua motilidade flagelar. A
reprodução ocorre por fissão binária longitudinal, originando dois trofozoítos binucleados
(figura 2). Estes se aderem através do seu disco adesivo e se multiplicam neste habitat,
30
podendo assim iniciar a patogênese ou apenas colonizar o epitélio intestinal, onde realizam a
pinocitose de moléculas oriundas do bolo alimentar ingerido pelo hospedeiro. E se,
porventura, o fluxo intestinal estiver acelerado, este estádio pode ser observado nas fezes.
Para Cacciò & Sprong (2010), tradicionalmente, as espécies dentro do gênero
Giardia têm sido consideradas como eucariotos que mostram a ausência de uma reprodução
sexuada em seu ciclo de vida. Este fato tem sido alterado por alguns estudos que
demonstraram genes homólogos no genoma de G. duodenalis relacionados à meiose em
outros eucariotos, à troca de material genético em diferentes regiões cromossomiais entre
isolados humanos do parasito e à fusão entre núcleos dos cistos (cariogamia) e a transferência
de material genético (plasmídeos epissomais) entre eles (RAMESH et al., 2005; COOPER et
al., 2007; TEODOROVIC et al, 2007; POXLEITNER et al., 2008). Estes achados apontam
para uma possível existência de recombinação sexual. Entretanto, muitos detalhes do processo
permanecem desconhecidos e os dados experimentais ainda são escassos, logo mais estudos
neste sentido são necessários para o melhor esclarecimento da origem da meiose e
recombinação sexual nesses eucariotos (CACCIÒ & SPRONG, 2010).
Depois da multiplicação, o ciclo se completa, os trofozoítos atingem a porção terminal
do intestino delgado e formam novos cistos, processo este designado como encistamento, os
quais são excretados nas fezes. Acredita-se que este processo seja uma consequência de
estímulos ambientais, tais como, mudança de pH, concentração de sais biliares ou colesterol
no intestino. Os cistos são eliminados em quantidades variáveis e podem sobreviver
plenamente no ambiente, permitindo ao parasito alcançar outro hospedeiro susceptível e
causar nova infecção (ADAM, 1991; SULAIMAN & CAMA, 2006; CASTILLO-ROMERO
et al., 2009).
2.3.3. GIARDÍASE
De uma maneira geral, a giardíase pode ser apontada como uma protozoose com raras
complicações, porém com uma alta prevalência. Sua importância está relacionada ao impacto
para saúde coletiva e saúde animal, conforme apontam Schantz (1991) e Santana et al. (2014).
Cabe esclarecer que a infecção pode ser desencadeada após a ingestão de uma baixa dose
infectante, de 10 a 100 cistos de G. duodenalis (FAYER et al., 2004; BALLWEBER et al.,
2010).
31
A gravidade da sintomatologia varia consideravelmente com a idade, estresse, resposta
imunológica, estado nutricional, e também de acordo com as linhagens genéticas do parasito
(SAHAGUN et al., 2008). Logo, a infecção por este agente parasitário é multifatorial, já que
envolve elementos pertinentes ao parasito, ao hospedeiro e ao ambiente, conforme citaram
Geurden & Olson (2011). Para Ankarklev et al. (2010), os elementos referentes ao parasito
incluem seus diversos fatores de virulência, os quais apresentam funções específicas ao
entrarem em contato com as células dos seus hospedeiros (quadro 2).
A patogenia da giardíase ainda não está completamente esclarecida e a infecção pode
assumir um amplo espectro de quadros clínicos, que variam desde quadros assintomáticos até
manisfestações agudas com severa diarreia e ou formas crônicas (SPRONG et al., 2009).
Ortega-Pierres et al. (2009) acreditam que a patogenia seria resultante de produtos parasitários
que quebrariam a barreira epitelial determinando a produção de um uma resposta inflamatória.
Para estes autores, a disfunção do transporte hidroeletrolítico é responsável por uma
hipersecreção clorídrica que somada à má absorção da glicose, sódio e água, podem levar ao
acúmulo de líquidos no interior do lúmen intestinal.
Para Buret (2008), os mecanismos gerais da patogênese incluem: produção de toxinas,
alteração da microbiota normal, indução de doença inflamatória intestinal, interrupção da
função enzimática dos enterócitos, destruição das microvilosidades, indução de desordens de
motilidade e indução de apoptose das células epiteliais intestinais. Tudo isso, por conseguinte,
culminado com diarreia pela combinação da má-absorção intestinal e hipersecreção. Todavia,
a alteração da permeabilidade da membrana epitelial intestinal é certamente uma das
alterações mais importantes da infecção por Giardia, parecendo resultar dos efeitos
citopáticos diretos induzidos por substâncias produzidas pelo parasito (BURET et al., 2002).
Geurden et al. (2010) abordam que a referida alteração da mucosa pode ser decorrente da
apoptose dos enterócitos e ainda pelos produtos tóxicos dos trofozoítos, cujo aumento conduz
à elevação do número de linfócitos intra-epiteliais e à ativação dos linfócitos T.
32
Quadro 2. Principais fatores de virulência de Giardia sp. e suas funções.
Função Fatores de virulência
Ligação O disco ventral e as lectinas permitem a ligação e a
colonização do endotélio intestinal
Evasão dos fatores naturais do
lúmen intestinal
Motilidade (flagelos) permite a relocalização para
novo endotélio durante a colonização
Variação antigênica Alteração das PVS na superfície do trofozoíto evita a
ação das IgA
Alteração das defesas inatas do
hospedeiro
Liberação de produtos reguladores da diminuição da
produção de NO pelo epitélio
Modificações anti-inflamatórias Papel anti-inflamatório de produtos ainda
desconhecidos dos trofozoítos
Sobrevivência no ácido estomacal e
no ambiente externo
Diferenciação em cistos
PVS = Proteína Variante de Superfície; NO = óxido nítrico; IgA = imunoglobulina A.
Fonte: Adaptado de Ankarklev et al. (2010).
Segundo Tangtrongsup et al. (2010), os mecanismos patogênicos da giardíase
envolvem uma elevada taxa de apoptose em nível de enterócito, disfunção da barreira
intestinal, produção de toxinas, ativação de linfócitos, encurtamento da borda em escova das
microvilosidades com ou sem atrofia, má absorção intestinal, hipersecreção e aumento do
peristaltismo.
Para Cotton et al. (2011), a indução da apoptose dos enterócitos por Giardia sp.
representa um componente chave na patogênese da infecção. Sendo esta desencadeada e
controlada pela ativação sequencial, em cascata, de enzimas proteolíticas denominadas
caspases e que ocorre logo após a exposição dos hospedeiros aos trofozoítos.
Consequentemente, os pacientes com giardíase crônica apresentam uma área de superfície de
absorção reduzida. Processo esse mediado pela ativação dos linfócitos TCD8+. As células
TCD4+ são responsáveis pela produção de IFN-γ, importante na morte do parasito. O
encurtamento difuso da borda em escova causa deficiências de enzimas que auxiliam na
digestão, limita o acoplamento de nutrientes e absorção de eletrólitos, resultando em
hipersecreção, má-absorção e desencadeando diarreia (COTTON et al, 2011). Normalmente,
no decorrer da infecção, os trofozoítos não penetram no epitélio, não invadem os tecidos
33
adjacentes e nem entram na corrente sanguínea, mantendo-se a infecção restrita ao lúmen
intestinal do hospedeiro parasitado (FAUBERT, 2000).
Naturalmente, o organismo dos hospedeiros reúne uma série de barreiras que
dificultam o estabelecimento da infecção por Giardia sp., entre os quais, podem ser
destacados, o muco, o peristaltismo, as proteases e lipases, os sais biliares, a microbiota e
ainda, as células de Paneth (figura 3). Sobre imunidade desenvolvida durante a giardíase, Li et
al. (2004), mencionam que, no início da patogenia, os mastócitos assumem um papel
importante no controle da infecção, como fontes primordiais de IL-6 (interleucina 6), que
podem, por sua vez, influenciar o desenvolvimento da resposta celular e humoral. Porém,
Roxstrom-Lindquist et al. (2005), defendem a ideia de que mais estudos são necessários para
confirmar o papel dos mastócistos e da IL-6 durante a infecção por este protozoário, uma vez
que, em termos gerais pouco se conhece sobre a expressão de citocinas e quimiocinas no
epitélio intestinal do hospedeiro na giardíase. Os sinais clínicos da infecção são visíveis em
poucos dias, geralmente 6 a 10 dias após a infecção e, com apenas 10 a 100 cistos a infecção
pode ser desencadeada (THOMPSON & MONIS, 2004).
Figura 3. Resposta imune desenvolvida contra Giardia sp. ao longo do tempo de infecção.
Adaptado de: Roxstrom-Lindquist et al. (2005).
O período de incubação da giardíase é de uma a três semanas (9-15 dias) após a
ingestão do cisto pelo hospedeiro e o período pré-patente varia de 10 a 30 dias. No cão é de 5
a 16 dias (média de 10 dias) e os sintomas podem anteceder um a dois dias a eliminação dos
cistos (ZARJAC, 1992).
34
A infecção por G. duodenalis, usualmente, produz uma variedade de manifestações
clínicas tanto em animais quanto em humanos, podendo variar desde casos assintomáticos até
casos agudos e, além disso, há outra forma que deve ser contemplada, que é o quadro de
diarreia crônica (LEWIS & FREEDMAN, 1992; ECKMANN, 2003; OLSON et al. 2000;
JARVINEN, 2007; DOS ANJOS et al, 2013).
Sobre as manifestações clínicas, em casos sintomáticos, os sinais clínicos podem
incluir, desde leves desconfortos abdominais a cólicas abdominais. Quando ocorre diarreia,
esta pode se apresentar sob a forma pastosa ou líquida, pode conter frequentemente muco e
emitir um odor forte característico e, ainda, pode estar presente um sinal clínico conhecido
como esteatorreia (HUBER et al., 2005). A esteatorreia pode ser explicada pela diminuição da
atividade das lipases e também pelo aumento da produção de mucina (GEURDEN et al.,
2010). A giardíase, em geral, não configura ser uma causa frequente de óbitos humanos, mas
pode desencadear quadros de alergias, diarreias, anemias e ainda despesas com diagnóstico e
tratamento (SCHANTZ, 1991).
Mundim et al. (2003) afirmaram que a giardíase em cães, principalmente naqueles
mais jovens, pode causar diarreia intermitente com comprometimento da digestão e absorção
de alimentos, que pode deste modo culminar com desidratação, perda de peso e morte. Em
geral, a giardíase em cães não ocasiona febre, sendo que a diarreia quando ocorre é
normalmente auto-limitante em animais imunocompetentes (MUNDIM et al., 2003). Além
destas questões, a giardíase pode levar a perdas econômicas, especialmente as relacionadas à
redução da produtividade animal (SCHANTZ, 1991).
Em gatos é uma infecção que causa diarreia intermitente, de coloração clara, com odor
fétido, de consistência pastosa a aquosa, podendo em alguns casos, haver recidivas
(MENDES-DE-ALMEIDA et al., 2007). O quadro de má-absorção crônica é de possível
ocorrência em alguns animais domésticos e assim, pode ser observada perda de peso nos
mesmos. É importante dizer que as doenças imunossupressoras ou coinfecções podem, por
sua vez, potencializar o desenvolvimento dos sinais clínicos da doença (VASILOPULOS et
al., 2006; SCORZA & LAPPIN, 2007).
Animais de companhia considerados jovens, com menos de um ano de idade, possuem
uma maior sensibilidade quando comparados aos adultos, indicando o desenvolvimento de
certo grau de resistência com o aumento da idade (KIRKPATRICK, 1987; BECK et al., 2005;
FONTARRANOSA et al, 2006; LOPES et al., 2006; MEIRELES et al, 2008; NIKOLIC et al.,
2008; ITOH et al., 2009; SCORZA & LAPPIN, 2010). Contudo, de acordo com Gates &
Nolan (2009), mesmo havendo evidências de que os animais desenvolvam uma resposta
35
imune às infecções parasitárias, a proteção contra infecções posteriores não parecem ser
absolutas em alguns casos. Outro ponto que merece ser destacado é que em animais adultos a
infecção costuma ser assintomática, sendo raramente detectada. No entanto, em virtude destes
animais não apresentarem sintomatologia e de não serem diagnosticados e tratados, estes são
de extrema importância epidemiológica, uma vez que passam a assumir o papel principal de
disseminadores de cistos de Giardia sp. no ambiente (THOMPSON et al, 2000).
Os animais de companhia quando confinados em instalações com condições sanitárias
precárias, como canis e gatis, são mais vulneráveis, já que nestes locais a re-infecção é
facilitada pela presença do cisto em seus próprios pelos ou em outros animais. Além do mais,
fômites contendo cistos infectantes podem servir como fonte de infecção para os mesmos
(PAYNE & ARTZER, 2009).
Ocasionalmente, a infecção por este enteropatógeno, pode estar associada a sinais
clínicos menos frequentes, tais como, a prurido, urticária, uveíte e sinovite (ROBERTSON et
al., 2009). De acordo com estes autores, em animais, a infecção pode ser auto-limitante em
pacientes imunocompetentes, no entanto, o tratamento é preconizado devido à possibilidade
de cronicidade.
2.3.4. EPIDEMIOLOGIA
Giardia duodenalis é um protozoário de distribuição cosmopolita, ocorrendo tanto em
países em desenvolvimento como em países desenvolvidos (THOMPSON et al., 2000). Em
humanos, conforme os dados fornecidos pela “World Health Organization”, a estimativa era
de 200 milhões de casos de giardíase sintomática por ano (WHO, 1996). Já de acordo com
Lane & Lloyd (2002), a estimativa, por ano, é de aproximadamente 280 milhões de casos
sintomáticos em todo mundo. Sobre sua distribuição em animais de companhia, trata-se de
um parasito frequentemente relatado em todo o mundo (BALLWEBER et al., 2010;
CARMENA et al., 2012; DOS ANJOS et al., 2013).
Quanto a sua forma de transmissão, existem diversos mecanismos, sendo que a via
mais habitualmente citada é a ingestão indireta, na qual a infecção por este parasito ocorre
mediante a ingestão de água ou alimentos contaminados com cistos. No tocante as demais
vias, há a transmissão direta, com importância também considerável e que pode ocorrer por
meio do contato com cistos liberados nas fezes entre pessoas (pessoa-pessoa) ou entre animais
(animal-animal). E sob este aspecto ainda, considerando o contato próximo entre humanos e
36
animais, a forma de transmissão zoonótica não pode ser desprezada (GOMES et al., 2011).
Entre os animais, a transmissão direta ocorre principalmente onde há animais aglomerados,
como por exemplo, em criatórios de cães e gatos (BECK et al., 2005; PAYNE & ARTZER,
2009; GOMES et al, 2011). Logo, o modo de transmissão pode variar de um local para outro,
podendo ainda estar relacionado à heterogeneidade genética do parasito em questão
(NIKOLIC et al., 1993; MELONI et al, 1995).
Há diversos estudos epidemiológicos sobre a giardíase em animais, nos quais foram
empregadas diferentes técnicas de diagnóstico. Sendo assim, foi feita uma revisão para o
presente estudo enfatizando o ano, o local, as técnicas diagnósticas, os hospedeiros, as
frequências relativas e absolutas dos principais estudos epidemiológicos em cães e gatos
envolvendo Giardia duodenalis, conforme pode ser visto no anexo 1.
No Brasil e em todo mundo, a giardíase é uma protozoose usualmente relatada tanto
em humanos quanto em animais domésticos (JACOBS et al., 2001; LANE& LLOYD, 2002;
PAZ e SILVA et al., 2012). Entretanto, conforme pode ser observado no anexo 1, as taxas de
prevalência de G. duodenalis em cães e gatos apresentam variações, que por sua vez estão
associadas a alguns fatores, tais como, o desenho de estudo realizado, a localização
geográfica, o clima, a época do ano, o método utilizado para o diagnóstico, a população
estudada, o estado de saúde do indivíduo e as condições de manejo dos animais (DIXON et
al., 1997; ORTEGA & ADAM, 1997; HUBER et al., 2002; TORRICO et al., 2008;
BRINKER et al., 2009; GOMES et al., 2010; CAVALINI & ZAPPA, 2011; JAROS et al.,
2011). Além disso, em situações de estresse esta protozoose pode assumir uma proporção
maior, já que tais condições possivelmente acarretam uma queda do “status” imunológico do
hospedeiro (TORRICO et al., 2008).
Com relação à idade, a giardíase é mais frequentemente relatada em animais jovens já
que estes são mais susceptíveis a infecção, em razão de possuir um sistema imunológico em
desenvolvimento, hábitos comportamentais que favorecem sua infecção, sendo apontados,
então, como facilitadores dinâmicos da contaminação ambiental devido ao seu maior contato
com o solo e fômites, os quais podem estar contaminados com cistos de Giardia sp. (ROSEZ
et al., 2002; MUNDIM et al., 2003; ALVES et al., 2005; BECK et al., 2005; TORRICO et al.,
2008). No entanto, para outros pesquisadores, os animais mais velhos não podem ser
desconsiderados da epidemiologia das infecções parasitárias, conforme enfatizaram Gates &
Nolan (2009). Estes autores apontam que os exames fecais devem ser solicitados também para
animais adultos, já que a proteção imunológica frente aos enteroparasitos não parece ser
suprema.
37
De acordo com Beck et al. (2005), Giardia duodenalis acomete sobretudo os animais
que vivem em grupos. Os mesmos autores enfatizam que embora exista alta prevalência
nestes ambientes, nem todos os animais apresentam a forma clínica da doença. O fato é que
aglomerados populacionais com condições sanitárias deficientes e o maior contato entre os
hospedeiros são fatores predisponentes para que haja a disseminação deste enteropatógeno, e
ainda para a perpetuação do ciclo deste agente etiológico, conforme referido por Santana et al.
(2014). Neste cenário, Kirkpatric & Farrel (1984), reiteram que os animais errantes e os que
se encontram em abrigos são mais expostos aos fatores de risco, devido ao seu maior contato
com água, alimentos e fezes de animais ou pessoas infectadas, estando, deste modo, mais
vulneráveis.
A giardíase pode ser apontada ainda como uma protozoose de importância para a
saúde coletiva, onde os animais desempenham o papel de hospedeiros deste protozoário
gastrointestinal, favorecendo assim a contaminação ambiental e a possível disseminação deste
patógeno, através do contato direto ou pela via indireta que compreende a veiculação hídrica,
por alimentos e outros materiais contaminados com suas fezes (LANGONI, 2004; KEEPS et
al, 2006; SOTIRIADOU et al., 2013). Mesmo incipientes, já existem alguns relatos de
transmissão zoonótica entre humanos e seus animais de companhia, em particular cães e gatos
(LEIB & ZAJAC, 1999; TRAUB et al, 2004; BECK et al., 2005; VOLOTÃO et al. 2007;
KATAGIRI & OLIVEIRA-SIQUEIRA, 2008; BRINKER et al, 2009; DOS ANJOS et al,
2013). Segundo Keeps et al. (2006), em virtude do conhecimento acerca da contaminação
ambiental por agentes parasitários, é que vem sendo intensamente investigado o caráter
zoonótico de alguns destes nos últimos anos.
Embora haja a possibilidade de Giardia duodenalis ter caráter zoonótico, poucos
estudos têm comparado os seus isolados provenientes de humanos e de seus animais
coabitantes de forma a esclarecer esta questão (PAYNE & ARTZER, 2009). Por meio de
análises moleculares já foi demonstrado que um mesmo genótipo de G. duodenalis pode estar
presente em humanos e em outras espécies de mamíferos (THOMPSON et al., 2000). Feng &
Xiao (2011) também descreveram o potencial de transmissão de Giardia aos humanos pelos
animais, principalmente aos indivíduos imunocomprometidos, considerando cães e gatos
parasitados como origem de infecções humanas.
É importante destacar sobre o problema referente à subestimação dos resultados, uma
vez que a giardíase, em geral, se apresenta de forma assintomática, fator este que pode
contribuir para a geração de dados incompletos ou inconclusivos, e interpretações impróprias
dos dados publicados (SOTIRIADOU et al., 2013).
38
Sendo assim, para um entendimento mais preciso do potencial de transmissão de cães
e gatos para humanos, faz-se necessária a associação dos resultados de estudos biológicos,
moleculares e epidemiológicos. E embora os estudos moleculares sejam a chave para
complementar os outros dois dados, eles isoladamente não são capazes de fornecer respostas
conclusivas para elucidar o papel deste agente na transmissão zoonótica , uma vez que o estudo
ideal envolveria o emprego de diversos genes-alvo para a genotipagem e subgenotipagem de
isolados tanto de origem humana como de origem animal que coabitam em um mesmo local
(BALLWEBER et al. 2010).
Vale ressaltar também que os cistos são resistentes à maioria dos desinfetantes, sendo
capazes de sobreviver ao tratamento da água, podendo passar ainda através das barreiras
físicas, como os filtros com menor capacidade de retenção, ou ser resistentes à cloração,
sendo este último um importante método químico empregado para o tratamento da água
(CACCIÒ et al., 2005; SMITH et al., 2007). Tendo em vista a propriedade de resistência dos
cistos, Tseng et al. (2014) admitem que esta característica seja a grande responsável pela
contaminação das águas por este parasito, o que pode, por conseguinte, culminar com uma
infecção pandêmica.
Além das questões supramencionadas, há ainda o papel dos vetores mecânicos na
transmissão de Giardia sp. Santana et al. (2014), destacam que os cistos podem permanecer
viáveis no meio ambiente por até 60 dias, 24 horas no trato digestivo de moscas e por vários
dias no trato digestivo de baratas, sendo destruídos quando expostos a temperaturas superiores
a 64º C. Logo, estes vetores possuem algum papel na trasmissão deste protozoário.
Assim sendo, considerando a transmissibilidade e ubiquidade de Giardia sp., é
imprescindível que se conheça sua distribuição nas populações que compartilham o mesmo
ambiente, tais como, os animais de estimação e seus proprietários. Há de se considerar ainda o
fato do número crescente de animais de companhia, principalmente nos grandes centros
urbanos, o que leva ao estreitamento do contato entre estes hospedeiros, aumentando assim a
exposição humana a agentes potencialmente patogênicos e, por conseguinte, aos riscos
inerentes desta protozoose (GENNARI et al., 1999; KEULEN et al., 2002; APPELBEE et al.,
2005). Contudo, a infecção por si só não deve ser observada isoladamente, segundo Gomes et
al. (2011), deve-se estar atento aos problemas relacionados às condições sanitárias e
econômicas da população, os quais incluem hábitos higiênicos precários, má-nutrição e as
imunodeficiências em geral, que permitem o estabelecimento da infecção de forma mais
proeminente e também pelos muitos casos de giardíase sintomática.
39
2.3.5. PREVENÇÃO E CONTROLE
O caminho mais efetivo para prevenir a infecção e as reinfecções por Giardia sp. é
eliminar a disseminação ambiental dos cistos e evitar a ingestão dos mesmos (ROBERTSON
& THOMPSON, 2002; TANGTRONGSUP & SCORZA, 2010).
Logo, alguns procedimentos devem ser preconizados de maneira a evitar infecção por
este patógeno, sendo estes, a fervura e a filtração de águas coletadas do ambiente para
consumo, uma vez que a cloração da água não é um meio completamente efetivo para efetuar
a prevenção desta protozoose. Entretanto, cabe ressaltar que a fervura não é um procedimento
aplicável na prática de coletividade, por ser considerado caro e ainda alterar o sabor da água.
Uma outra medida importante é o manejo do ambiente, como por exemplo a prática de
recolhimento de fezes dos animais de companhia em locais públicos, bem como o destino
adequado para os referidos dejetos (TANGTRONGSUP & SCORZA, 2010).
Os banhos devem ser considerados, especialmente em animais nos quais se verifique a
presença de diarreia (TANGTRONGSUP & SCORZA, 2010). Assim, de acordo com
Tangtrongsup & Scorza (2010) e Dos Anjos et al. (2013), para reduzir os riscos de giardíase
em animais, deve-se manter a limpeza da água e do ambiente de maneira a estabelecer o
controle das infecções recorrentes.
Portanto, algumas estratégias devem ser adotadas como tentativa de contornar o
problema supracitado, tais como, limpeza e descontaminação do ambiente com desinfetantes à
base de amônia quaternária deixando-a agir por quarenta minutos no local, prevenir a
reintrodução da infecção isolando os animais com diarreia, educação sanitária e higiene das
liteiras e fômites (BARR & BOWMAN, 1994; SCORZA & LAPPIN, 2010).
Segundo Scaramozzino et al. (2009), provavelmente existe uma correlação entre os
elevados níveis de prevalência e o contingente populacional animal, deste modo, os animais
que se encontram abrigados em canis e gatis, são então, considerados focos de dispersão de
patógenos. Por isso, os autores recomendam como medidas profiláticas relevantes isolar os
animais novos e a realização de exame parasitológico de fezes periodicamente, além do uso
da água fervida de maneira à inativar os cistos.
De acordo com Tangtrongsup & Scorza (2010), os vetores mecânicos devem ser
também controlados, pois estes podem contribuir para a dispersão dos cistos.
O tratamento da giardíase, na Medicina Veterinária, é geralmente empreendido e
existem diversos fármacos que podem ser utilizados para a terapêutica da giardíase. Mas o
40
fármaco de escolha tem sido basicamente o metronidazol e outros nitroimidazóis pela boa
eficácia e pelos menores efeitos colaterais por eles ocasionados (LALLO et al., 2003). Apesar
de a quimioterapia ser eficiente para eliminar a infecção, frequentemente podem ocorrer casos
de reinfecção decorrentes da contaminação ambiental, condições estas normalmente
associadas a condições de higiene inóspitas. Logo, a eliminação das fontes de infecção deve
ser estabelecida na tentativa de evitar a ocorrência de novas infecções (THOMPSON, 1998).
Além disso, acredita-se, que a adição de fibra na dieta pode auxiliar no controle dos sinais
clínicos em alguns animais, uma vez que auxilia no controle da microbiota, inibindo com isso
a adesão dos trofozoítos às microvilosidades intestinais. No entanto, a administração desses
prebióticos não diminui os índices de infecção (TANGTRONGSUP & SCORZA, 2010).
Além das medidas preventivas acima citadas, há também uma vacina contra Giardia
sp., que foi proposta para animais de companhia e sua utilização assume duas vertentes,
inicialmente foi utilizada para fins preventivos e posteriormente foi assumindo um aspecto
mais terapêutico, particularmente em animais com infecção crônica (GRUFFYD-JONES et
al., 2013). Esta vacina (GiardiaVax® - Zoetis) foi produzida com base em trofozoítos
inativados de Giardia e inicialmente introduzida nos EUA com fins profiláticos e terapêuticos
para cães e gatos (OLSON et al., 2000). Possui aparentemente uma capacidade para diminuir
a duração da excreção dos cistos, e deste modo, pode constituir uma ferramenta útil para
diminuição das taxas de incidência da infecção e consequentemente a contaminação
ambiental, sendo de extrema importância em animais imunocomprometidos (ROBERTSON
& THOMPSON, 2002). Atualmente, observa-se uma descontinuidade no emprego da mesma,
já que sua eficácia não foi comprovada em alguns estudos (TANGTRONGSUP & SCORZA,
2010).
2.3.6. DIAGNÓSTICO
O diagnóstico clínico é considerado como presuntivo, já que as manifestações clínicas
observadas são inespecíficas e com isso, normalmente os exames laboratoriais são assim
solicitados de forma a garantir um diagnóstico definitivo de giardíase.
Existem inúmeros métodos diagnósticos para avaliação de Giardia duodenalis em cães
e gatos, sendo os mais comumente utilizados o exame parasitológico de fezes empregando-se
microscopia óptica, o ensaio imunoenzimático (ELISA) e a imunocromatografia. Porém não
existe um teste que seja 100% sensível para avaliação de amostras de fezes, por isso, a
41
combinação de testes para a confirmação do diagnóstico é frequentemente indicada, podendo
esta ser uma associação entre o exame parasitológico de fezes e técnicas imunológicas ou com
técnicas moleculares (TABOADA & MERCHANT, 1997; SCORZA & LAPPIN, 2007).
2.3.6.1. EXAME PARASITOLÓGICO DE FEZES
De uma forma geral, o exame coproparasitológico é o diagnóstico convencional e o
primeiro a ser requerido para giardíase, o qual se baseia no processamento das fezes por
diferentes técnicas, seguido de observação pela microscopia óptica para detecção de cistos
e/ou trofozoítos de G. duodenalis (GARCIA et al., 2006). Os métodos tradicionais para o
diagnóstico deste protozoário incluem o exame direto e as técnicas de concentração, as quais
podem ser baseadas na sedimentação ou na flutuação com soluções de densidades distintas
(como as soluções de sacarose, cloreto de sódio ou sulfato de zinco) (GARCIA, 2001;
CLETO, 2014).
O exame microscópico de fezes consiste em reconhecer as formas evolutivas típicas
dos parasitos, distinguido-as dos demais constituintes dos materiais fecais. Apresenta valor
preditivo igual a uma unidade (=1) (KATAGIRI & OLIVEIRA-SEQUEIRA, 2007).
O exame parasitológico de fezes pode ser realizado em fezes líquidas ou diarréicas,
neste caso, pode-se empregar o exame direto, no qual um fragmento da amostra fecal é
diluído em solução salina e posteriormente observado em microscópio óptico para detecção e
identificação de trofozoítos. Assim sendo, o exame direto de fezes ou exame a fresco é
preconizado primordialmente para detectar formas móveis de parasitos, tais como, trofozoítos
de protozoários e larvas de helmintos (KATAGIRI & OLIVEIRA-SEQUEIRA, 2010).
Conforme referido por Estevez & Levine (1985), trata-se de um método simples e rápido,
cujos resultados positivos são tão válidos como àqueles obtidos com os métodos de
concentração.
De acordo com Sloss et al. (1999), o exame direto pode ser empregado em situações
em que se deseja verificar as estruturas menos densas ou aquelas que podem ser distorcidas
mediante a adição de soluções específicas, como é o caso de trofozoítas de Giardia sp. O
exame direto tem como principais limitações o fato de avaliar uma quantidade muito ínfima
de fezes e a dificuldade de examinar amostras acondicionadas com conservantes, pois neste
último caso, os parasitos morrem e com isso perdem sua motilidade (BOWMAN et al. 2003).
Embora o exame direto possibilite a detecção de ovos e/ou larvas de helmintos, e cistos e/ou
42
oocistos de protozoários estes são mais comumente encontrados quando se utilizam as
técnicas de concentração, particularmente àquelas que empregam os princípios de flutuação.
Cabe lembrar que podem ser empregadas técnicas de coloração, como por exemplo,
hematoxilina férrica, para facilitar a observação das características morfológicas do parasito
(DE CARLI, 1994).
Por outro lado, em fezes formadas, nas quais se espera a observação das estruturas
císticas, utilizam-se os métodos de concentração para a detecção das mesmas (SOUZA et al.,
2003). Assim sendo, as técnicas coproparasitológicas que empregam procedimentos de
concentração acabaram substituindo o exame direto de fezes na rotina diagnóstica.
Tangtrongsup & Scorza (2010) citam que tais técnicas são de grande utilidade na rotina
clínica, uma vez que são consideradas como não invasivas, de fácil execução e pouco
dispendiosas, podendo as amostras serem armazenadas a 4° C por vários dias.
Os métodos de flutuação, que podem ser gravitacionais ou por centrifugação, se
baseiam na diferenciação de densidade específica (D.E) entre as formas evolutivas dos
parasitos e os detritos fecais, em uma solução empregada para flutuação (DRYDEN et al.,
2005). A técnica de flutuação com solução de sulfato de zinco (ZnSO4) a 33% (D.E. = 1,18),
parece ser a ideal, principalmente pelo fato de não induzir alterações morfológicas nos cistos,
facilitando a sua indentificação, diferentemente do que ocorre com as soluções de açúcar
(D.E. = 1,27) que parecem provocar distorções em nível citoplasmático ou influenciar no
processo de flutuação em fezes esteatorreicas. Já quando se utiliza soluções de cloreto de
sódio (NaCl) verifica-se um rápido processo de cristalização a temperatura ambiente, o que
também dificulta a observação do parasito (TANGTRONGSUP & SCORZA, 2010).
Para Katagiri & Oliveira-Sequeira (2010), estes métodos baseados na flutuação de
estruturas parasitárias possuem a limitação de exigir o pronto exame das lâminas
confeccionadas após emprego das soluções saturadas, em virtude da possibilidade de
alterações na morfologia do parasito.
As técnicas que utilizam a sedimentação para a concentração de formas evolutivas
parasitárias são especialmente recomendadas para detectar infecções por helmintos que
liberam ovos pesados, no entanto, permitem a recuperação de cistos ou oocistos de
protozoários, caso seja empregado um maior tempo de sedimentação (GARCIA, 2001). Tais
técnicas podem ser realizadas de várias formas, sendo estas, natural (gravitacional), por
centrifugação ou por meios químicos (TRUANT et al., 1981). A sedimentação por força
gravitacional possui como vantagens sua simplicidade, e o fator de não alterar a viabilidade
das estruturas parasitárias. As suas limitações incluem: a produção de uma preparação
43
contendo uma grande quantidade de detritos que dificulta a indentificação dos parasitos e o
longo tempo requerido para que a sedimentação espontênea ocorra. A sedimentação por
centrifugação elimina apenas o último impasse, o fator tempo (KATAGIRI & OLIVEIRA-
SEQUEIRA, 2007).
Na literatura, os diferentes achados sobre ocorrência e recorrência de parasitos,
sobretudo em animais de companhia são em sua maioria geradas pela realização das técnicas
que empregam a concentração da amostra fecal, dada as suas vantagens em relação ao exame
direto das fezes (TAPARÓ et al., 2006). Contudo, considerando a baixa sensibilidade do
exame coproparasitológico quando se emprega uma única amostra coletada, Zajac et al.
(2002) propuseram que a condução seriada dos exames parasitológicos de fezes seria
fundamental para melhorar a sensibilidade da técnica. Segundo Anderson et al. (2004), a
sensibilidade desta técnica quando se analisa uma única amostra fecal é de aproximadamente
70%, mas considerando a questão de intermitência na liberação dos cistos, o ideal é que se
realize a coleta de três amostras com intervalos de 2 a 3 dias, neste caso, observa-se uma
elevação da sensibilidade para 96%.
Além de todos estes pontos relacionados a sensibilidade intrínseca, há de se considerar
ainda os fatores extrínsecos que podem influenciar na eficiência de um determinado método
diagnóstico e nos seus resultados, a saber: o volume da amostra examinada, o tempo de
coleta, o uso de líquidos conservantes e as condições de envio ao laboratório. Há de se
considerar ainda que as amostras velhas ou precariamente preservadas são causas comuns de
erros diagnósticos (ASH & ORIEHL, 1987).
Dentre todas estas ferramentas diagnósticas supracitadas, o método de flutuação
utilizando a solução de sulfato de zinco (técnica de Faust et al., 1939) é considerado o
método diagnóstico de escolha na giardíase (SHERDING & JOHNSON ,1998; MUNDIM et
al., 2003; BARTMANN & ARAUJO, 2004; DA SILVA et al. 2007). Para Payner & Artzer
(2009), esta técnica é, de fato, designada como padrão ouro para o diagnóstico desta
protozoose. Da Silva et al. (2007), em seu estudo comparativo, demonstraram uma maior
porcentagem de amostras positivas pela técnica de flutuação quando comparado com os
resultados da técnica de sedimentação. Segundo Barr et al. (1992), mesmo a técnica de Faust
et al. (1939) sendo eficaz para detecção de cistos de Giardia sp., o sucesso do diagnóstico
nem sempre é atingido, sendo assim necessária a utilização de métodos mais sensíveis e
específicos, considerando, sobretudo, a intermitência do ciclo deste parasito.
Além da irregularidade de excreção dos cistos que pode culminar frequentemente com
os resultados falso-negativos, há ainda, os animais considerados como “baixos excretores”
44
que podem passar um período de até 21 dias sem eliminar cistos (ADAM, 1991; TABOADA
& MERCHANT, 1997; BRINKER et al., 2009). Além do mais, deve-se ter em mente
algumas limitações relacionadas ao exame parasitológico de fezes, já que é um método que
requer um tempo considerável para sua execução, sendo necessários procedimentos
apropriados de preparação e também necessita de um treinamento adequado do profissional
para que este possa diferenciar corretamente os cistos de Giardia sp. dos demais cistos de
protozoários, estruturas parasitárias e detritos fecais (WILSON & HANKENSON, 2010).
Na Medicina Veterinária, o método de escolha para o diagnóstico de cistos de Giardia
sp. é também o de flutuação com sulfato de zinco, apresentando uma especificidade de 100%,
conforme relataram Tangtrongsup & Scorza (2010). estes autores e Papini et al. (2013),
propõem a coleta de pelo menos três amostras fecais para serem submetidas aos exames
microscópicos de fezes, de forma a elevar a sensibilidade da técnica para 95%, dada a
intermitência natural na liberação de cistos, que leva ao declínio da sensibilidade da mesma
para 70%.
Em suma, as limitações do procedimento de diagnóstico microscópico incluem o baixo
número de cistos nas fezes, eliminação intermitente, pequeno tamanho dos cistos o que pode
levar a possíveis erros de identificação, principalmente de técnicos inexperientes, e a baixa
sensibilidade. Para Geurden et al. (2008), há ainda, os casos de esteatorreia, algumas vezes
presente no quadro clínico, que podem interferir na flutuação em algumas soluções, como, por
exemplo, na solução de sacarose. Estes autores mencionam também que a falta de um
treinamento adequado ou o cansaço do microscopista pode gerar resultados falso-negativos,
havendo então, a necessidade de métodos mais sensíveis e específicos para o diagnóstico de
G. duodenalis. É importante ressaltar que na rotina de clínica veterinária, alguns fatores como
disponibilidade de tempo do proprietário e até o custo, podem inviabilizar a realização de
duas ou três amostras como é o indicado (BARTMANN & ARAÚJO, 2004).
Segundo Geurden et al. (2008), mesmo que os testes parasitológicos clássicos sejam
apontados como referência para o diagnóstico desta protozoose, estudos recentes revelaram
que a sensibilidade destes pode ser relativamente baixa se comparada ao novo arsenal de
técnicas diagnósticas disponíveis. Com isso, nas últimas décadas, as técnicas imunológicas
foram emergindo neste cenário como tentativa de melhorar a sensibilidade das metodologias e
contornar as limitações relativas às técnicas parasitológicas de fezes até então utilizadas para
o diagnóstico de giardíase (DIXON et al., 1997; OLSON et al. 2010; DOS ANJOS et al,
2013).
45
Desta maneira, os testes complementares, embora mais onerosos, podem ser usados
para a detecção deste enteroparasito, para uma melhor confiabilidade dos resultados. Contudo,
os exames parasitológicos de fezes não devem ser substituídos sob nenhuma hipótese nos
exames laboratoriais de rotina, já que é a única técnica capaz de detectar outros parasitos
gastrointestinais na amostra (DRYDEN et al., 2006; DOS ANJOS et al., 2013).
2.3.6.2. TÉCNICAS IMUNOLÓGICAS
Nas últimas décadas, o diagnóstico de giardíase sofreu grandes tranformações diante
do advento das técnicas imunológicas. A baixa sensibilidade da técnica de microscopia, por
exemplo, pôde ser aumentada graças ao emprego de anticorpos fluorescentes utilizados na
imunofluorescência e também pelos métodos destinados a detecção de antígenos proteicos de
Giardia sp. em amostras fecais (DRYDEN et al., 2006). Assim, as técnicas imunológicas para
o diagnóstico da giardíase compreendem os seguintes métodos: imunofluorescência; ensaios
imunoenzimáticos, tendo como técnica principal o ELISA; o teste imunocromatográfico; e as
técnicas indiretas para detecção de anticorpos anti-Giardia no soro. Todavia, há uma fraca
correlação entre os títulos de anticorpos anti-Giardia e a presença de infecção aguda
(ROSOFF et al., 1989). E com isso, a detecção de anticorpos do parasito foi caindo em
desuso.
Para Santana et al. (2014), a sensibilidade dos testes imunológicos pode variar de 85 a
100%. Estes autores citam que o emprego dos mesmos pode contribuir para o diagnóstico de
giardíase uma vez que resolveria o problema dos resultados falso-negativos, resultados estes
frequentemente evidenciados pelo exame parasitológico de fezes com posterior análise pela
micrscopia óptica. Por outo lado, os resultados falso-positivos pelas técnicas imunológicas
também devem ser considerados conforme suscitaram Strand et al. (2008), sendo estes
decorrentes da presença de antígenos solúveis nas amostras fecais, mesmo após a eliminação
do parasito. Entretanto, para Olson et al. (2010), a presença destes antígenos nas amostras
fecais já são por si só, indicativo de que o hospedeiro contêm Giardia sp. e assim pode liberar
cistos em suas fezes contaminando o ambiente.
As técnicas imunológicas para detecção de antígeno utilizam anticorpos monoclonais
que se ligam especificamente a proteínas da parede do cisto e/ou do trofozoíto (GEURDEN et
al., 2008). Enquanto a técnica de imunofluorescência tem a capacidade de detectar estruturas
parasitárias intactas, os testes imunoenzimáticos e imunocromatográficos possuem a
46
propriedade de detectar antígenos solúveis nas fezes (GARCIA et al., 1993; GARCIA &
SHIMIZU, 2000).
A técnica de imunofluorescência direta (IFD) é realizada utilizando-se um anticorpo
monoclonal marcado com fluoresceína, com sensibilidade e especificidade de
aproximadamente 100% e 99,8%, respectivamente. É importante reiterar que a IFD
complementa a leitura de uma técnica parasitológica de fezes e os seus parâmetros de
qualidade também podem variar em função desta. Há de se considerar ainda que baseado em
sua maior sensibilidade e especificidade, alguns pesquisadores consideram esta metodologia
como padrão de referência para detecção de Giardia sp. em fezes caninas e felinas
(RISHNIW et al., 2010). Além disso, são consideradas como desvantagem desta, a
necessidade de se possuir um microscópio de fluorescência, o tempo de execução e mão-de-
obra especializada e, como vantagens, a impossibilidade de gerar resultados falso-positivos,
além de possibilitar a observação morfológica do organismo (RISHNIW et al., 2010;
TANGTRONGSUP & SCORZA, 2010). Já Corripio et al. (2010) apontam como vantagens
desta técnica: ser uma metodologia rápida, de fácil interpretação, e com isso podem ser
utilizadas com um bom desempenho para estudos de cunho epidemiológico.
Sobre os enzaios imumoenzimáticos para Giardia, de acordo com Garcia & Shimizu
(1997) e Rimhanen-Finne et al. (2007), as metodologias que envolvem tais ensaios possuem
uma alta sensibilidade e especificidade (> 90%), e com isso, podem ser utilizados com uma
relativa relevância na rotina clínica, pois fornecem resultados de forma rápida e não requer
um profissional treinado, especialmente em situações de surtos e riscos a saúde coletiva, visto
que são técnicas extremamente úteis em situações nas quais a carga parasitária é baixa.
Ungar et al. (1984) mostraram que as técnicas imunoenzimáticas possuem uma
sensibilidade de 92% e especificidade de 98%, porém, os mesmos atentam para o
inconveniente relativo a necessidade de serem empregados em amostras fecais frescas. No
entanto, tais técnicas foram sofrendo adaptações e tiveram uma melhoria em sua sensibilidade
e especificidade para 99% e 100%, respectivamente, a partir da aplicação de antígenos
específicos de Giardia sp., tais como GSA65 (65-KDa), proteína esta produzida
abundantemente pelos trofozoítos quando estes se multiplicam dentro do trato intestinal do
hospedeiro (GREEN et al., 1985; BIANCIARDI et al., 2004). Posterior a este evento, os kits
comerciais passaram a empregar estes antígenos, o que permitiu ampliar o uso dos ensaios
imunoenzimáticos, uma vez que a sensibilidade e especificidade aumentaram, sendo possível,
então, a sua utilização em amostras não-frescas, isto é, em amostras congeladas por um tempo
indeterminado (VIDAL & CATAPANI, 2005).
47
Dentre os ensaios imunoenzimáticos, o mais utilizado é o ELISA, o qual pode detectar
coproantígenos proteicos de G. duodenalis (UNGAR et al., 1984). A técnica de ELISA é de
fácil execução, menos demorada e permite o processamento simultâneo de um número
considerável de amostras sendo ainda uma técnica específica e com uma sensibilidade
relevante (ROCHA et al., 1999; VIDAL & CATAPANI, 2005; GEURDEN et al., 2008;
PAPINI et al., 2013). A sensibilidade e especificidade da técnica de ELISA são,
respectivamente, de 95% e 99% em comparação com o exame parasitológico de fezes
(MEKARU et al., 2007).
Conforme apontado por Knisley et al. (1989), as técnicas que procuram antígenos de
Giardia sp., como por exemplo, o ELISA, têm sido caracterizadas como indefinidamente
estáveis, posto que podem ser empregadas em amostras refrigeradas por uma semana e
congeladas. Segundo estes autores os diversos episódios de descongelamento e congelamento
parecem não afetar os resultados obtidos pelo ELISA. Porém, Ungar et al. (1984) suscitaram a
ideia de que é possível que a intensidade colorimétrica dos resultados da reação possa ser
reduzida por múltiplos (dois ou mais) eventos de descongelamento/congelamento,
principalmente quando as amostras contiverem baixos níveis antigênicos.
O estudo de Papini et al. (2013) confirmou a eficiência do ELISA para o diagnóstico
de giardíase canina e, além disso, forneceu evidências de que é possível aplicá-lo em fezes
caninas oriundas do ambiente/solos contaminados. E com isso, esta técnica pode ser
razoavelmente incluída, como uma alternativa válida e ainda como um recurso complementar
a outras técnicas em estudos epidemiológicos para identificação de áreas expostas ao risco de
contaminação ambiental.
Em relação aos testes imunocromatográficos, são procedimentos nos quais
normalmente utilizam-se kits comerciais, e estes, por sua vez, permitem que o diagnóstico de
Giardia sp. em cães e gatos seja realizado sem auxílio de equipamentos especiais e sem as
dificuldades intrínsecas das técnicas parasitológicas de fezes (OLSON et al, 2010). Nestes
testes empregam-se anticorpos e antígenos específicos no intuito de que o parasito seja assim
isolado e imobilizado no substrato (membrana do kit). Possui como vantagens ser um método
muito eficiente, de rápida execução, menos laborioso, de fácil interpretação, sendo que alguns
autores o consideram de baixo custo, já que os custos com reagentes são ínfimos (GARCIA et
al., 2003; PITÃES et al., 2015). Os mesmos autores salientam que se trata de uma técnica
extremamente útil quando não se tem um microscopista treinado, o que leva a redução dos
erros diagnósticos. Pillai & Kain (1999) enfatizam outras vantagems em relação à técnica, que
são: a estocagem dos seus kits, já que esta pode ser realizada em temperatura ambiente; e a
48
presença dos controles positivos e negativos já contidos na tira do teste. Em contrapartida,
citam como desvantagens, a necessidade deste recurso diagnóstico ser utilizado em amostras
fecais frescas ou recentemente congeladas, sem conservantes.
Segundo Behr et al. (1996) e Garcia et al. (2003), as técnicas imunológicas para
detecção de antígenos possuem como vantagens sua alta sensibilidade e especificidade, além
da sua acurácia e simplicidade, tendo em vista a sua capacidade de detectar quantidades
mínimas de antígeno em situações nas quais a densidade parasitária é mínima, enquanto que a
questão do custo empreendido para sua execução parece ser a principal desvantagem.
Convém salientar, que todos os métodos de detecção de antígenos geram bons
resultados no que diz respeito à sensibilidade e especificidade. Não obstante, apresentam
como maiores desvantagens o fato de serem dispendiosos (DOGRUMAN AL et al., 2006).
Todavia, apenas a IFD, permite a quantificação de cistos por grama de fezes. Neste sentido, a
imunofluorescência direta, é uma técnica bem utilizada para detecção e quantificação de
cistos e oocistos em águas, na qual, o micro-organismo de interesse é observado ao
microscópio de epifluorescência e, através de suas características morfológicas, é detectado e
quantificado, conforme referido por Greinert (2002).
As vantagens dos ensaios imunoenzimáticos sobre a imunofluorescência, são, em
primeiro lugar, que um número considerável de amostras pode ser analisado simultaneamente
e, secundariamente, há de se considerar a possibilidade de uma leitura mais objetiva por meio
de um espectofotômetro contra a subjetividade da microscopia por fluorescência (GARCIA &
SHIMIZU, 1997). A imunocromatografia, por sua vez, possui vantagens em relação às demais
técnicas imunológicas, que são, a possibilidade desta ser realizada a campo, não havendo
necessidade de ser executada em laboratórios, e a sua rapidez para fornecer os resultados e
facilidade de leitura (GEURDEN et al., 2008).
Contudo, um estudo comparativo realizado por Geurden et al. (2008) em cães, revelou
que o método de IFD foi o que demonstrou maior sensibilidade, seguido da
imunocromatografia, sendo o exame parasitológico menos sensível. No entanto, para Behr et
al. (1997) a utilidade das técnicas de detecção de antígenos torna-se limitada mediante casos
em que o paciente ainda manifesta sintomatologia, uma vez que estas técnicas detectam
coproantígenos e não os cistos e/ou trofozoítos deste protozoário e demais estruturas
parasitárias que podem estar presentes nas amostras fecais, assim, não permitem predizer a
intensidade da infecção e nem diagnosticar a infecção por outros parasitos gastrointestinais.
Nestas situações, recomenda-se o exame microscópico, para diagnóstico de outras estruturas
parasitárias condizentes com outros parasitos gastrointestinais.
49
Considerando que a maioria dos métodos imunológicos foi elaborada para utilização
em amostras humanas e que não há padronização destes para amostras de origem animal,
pode-se inferir que os estudos de prevalência e de comparação utilizando diferentes
metodologias disponíveis para o diagnóstico de giardíase são de suma importância, uma vez
que auxiliam na análise dos parâmetros inerentes aos métodos diagnósticos. E além disso,
conforme referido por alguns autores, os mesmos podem auxiliar na padronização destas
técnicas para sua utilização nos diversos hospedeiros infectados e, consequentemente,
contribuindo para uma obtenção mais fidedigna dos resultados (VIDAL & CATAPANI,
2005; DE VASCONCELOS et al., 2006; RIMHANEN-FINNE et al. 2007).
Entretanto, apesar da importância dos métodos para o diagnóstico da giardíase, sua
padronização para plena utilização em amostras animais é substancialmente limitada, já que
geralmente se empregam os exames parasitológicos de fezes nestes espécimes clínicos,
principalmente em função do seu menor custo, sendo que estes apresentam baixa
sensibilidade. Com isso, é comum haver falhas diagnósticas e assim o tratamento correto não
é empreendido, possibilitando as reinfecções de algumas ou novas fontes ambientais,
conforme observaram Gates & Nolan (2009).
2.3.6.3. MÉTODOS MOLECULARES
Técnicas moleculares, como a PCR, também podem ser realizadas para diagnóstico de
Giardia duodenalis. Estas são utilizadas para amplificar o DNA do parasito em amostras
fecais, podendo determinar os genótipos pela avaliação das sequências nucleotídicas obtidas o
que é importante para estudos de cunho epidemiológico (SCORZA & LAPPIN, 2007). As
maiores vantagens das técnicas moleculares são a sua elevada sensibilidade, já que a liberação
dos cistos de Giardia geralmente é baixa, não podendo ser detectável facilmente em outros
métodos de diagnóstico e a possibilidade da determinação do genótipo causador da infecção
(IVANOV, 2010). As técnicas moleculares baseadas na PCR apresentam maior sensibilidade,
sendo necessário apenas um cisto para gerar um resultado positivo, e também uma maior
especificidade, se comparadas às demais técnicas (GRUFFYDD-JONES et al., 2013).
Possui como desvantagem o custo elevado. Entretanto, durante os últimos anos, o
custo destes diminuiu ligeiramente, enquanto que a sua qualidade melhorou, tornando este um
método altamente importante de classificação e até mesmo de detecção (SULAIMAN &
CAMA, 2006). Além disso, considerando que as fezes são quimicamente complexas, a
50
extração de DNA a partir de amostras fecais torna-se difícil. Produtos de degradação da
hemoglobina, ácidos biliares e os íons de minerais, que estão presentes nas amostras de fezes,
podem inibir a amplificação do DNA e ocasionar resultados falsos negativos em ensaios
moleculares (NANTAVISAI et al., 2007). Com isso, as condições de armazenamento das
fezes são muito importantes para o diagnóstico de parasitoses intestinais e outros
microrganismos por meio de abordagens moleculares (KUK et al., 2012). Existem diversos
genes-alvo que podem ser empregados nestas técnicas de cunho molecular, tais como, os
genes de cópia única (β-giardina) e os de loci comuns (SSUrRNA, fator de elongação 1α,
gdh) (BALLWEBER et al., 2010). Outra limitação das técnicas moleculares que pode ser
levantada é a escolha de genes alvos adequados e que sejam facilmente amplificados
(SULAIMAN & CAMA, 2006).
Partindo da premissa de que a PCR e outras técnicas moleculares têm a melhor
sensibilidade e especificidade para a detecção de Giardia duodenalis, estas, quando
combinadas, fornecem informações mais abrangentes sobre a genotipagem deste protozoário
(CACCIÒ et al., 2002; MCGLADE et al., 2003). Assim, o uso de ferramentas moleculares
não só confirma a validade de uma espécie, mas pode identificar subpopulações específicas,
também descritas como genótipos (assemblages) ou subgenótipos (MONIS et al., 1999).
Vários estudos filogenéticos vêm sendo empreendidos com base na caracterização de
sequências nucleotídicas de genes-alvo diversos, tais como, o gene codificador da enzima
glutamato desidrogenase (gdh), o fator de elongação 1α (EF1α), o gene codificante da menor
subunidade ribossômica (SSU rRNA), e o gene codificante da enzima triosefosfato isomerase
(tpi) (MONIS et al., 1999; SULAIMAN et al., 2003). Além destes alvos, há o gene
codificador da proteína β-giardina, um gene de cópia única e que vem sendo utilizado também
para estudos de subgenotipagem, sendo então, capaz de definir pelo menos 8 subgenótipos
dentro do genótipo A e pelo menos 6 subgenótipos dentro do genótipo B, conforme referido
por Lalle et al. (2005).
Portanto, os métodos moleculares têm sido uma ferramenta válida para esclarecer a
complexidade referida a Giardia duodenalis e seus resultados a caracterizam como uma
espécie heterogênea. Todavia, novos recursos são necessários para fornecer a classificação
genotípica e subgenotípica, especificamente no que tange os genótipos A e B. Tais
ferramentas podem basear-se em loci únicos ou múltiplos e em microssatélites, e devem ser
desenvolvidas e avaliadas de forma a elucidar o status taxonômico desta espécie e esclarecer a
sua potencialidade no que diz respeito à transmissão zoonótica (BALLWEBER et al., 2010).
51
Estudos publicados vêm indicando a similaridade genética entre os genótipos
presentes em humanos e em muitas espécies de animais, o que suscita a hipótese da
transmissibilidade deste parasito entre diferentes espécies de hospedeiros, o que leva a
caracterizá-lo, de certa forma, como zoonótico. Assim sendo, G. duodenalis continua a ser um
patógeno emergente em vários cenários epidemiológicos, com isso, as ferramentas
moleculares, principalmente baseadas na PCR, são valiosas na identificação das rotas e da
dinâmica de transmissão deste ao fornecer dados mais robustos para estudos epidemiológicos
ou biológicos. Todavia, somente estes dados não são capazes de fornecer ao certo respostas
conclusivas com relação a essas questões (SCHANTZ, 1991; SULAIMAN et al, 2003;
BALLWEBER et al., 2010).
De acordo com Ballweber et al. (2010), as ferramentas moleculares embora
promissoras, ainda se apresentam de forma escassa e com isso não são capazes de traçar um
perfil de trasmissão completo do parasito em questão. Para estes autores, o estudo ideal para
elucidar estas incertezas seriam os longitudinais empregando vários genes-alvo para a
genotipagem e subgenotipagem de amostras positivas oriundas de animais de companhia e
humanos que compartilham o mesmo local.
3. OBJETIVOS
3.1. GERAL
Comparar diferentes metodologias parasitológicas e imunológicas para diagnóstico de
G. duodenalis em amostras fecais caninas e felinas.
3.2. ESPECÍFICOS
Realizar exame parasitológico de fezes (EPF) nas amostras fecais de cães e gatos
através de técnicas de flutuação e sedimentação com posterior visualização por
microscopia óptica.
Adaptar a metodologia do ensaio imunocromatográfico para utilização em sedimentos
de amostras fecais e comparar o seu desempenho em relação ao tempo de
congelamento das amostras.
Empregar o método imunocromatográfico para detecção de antígenos de Giardia
duodenalis nos sedimentos fecais de felinos e caninos.
Executar o método imunoenzimático (ELISA) para detecção de coproantígenos de G.
duodenalis nos sedimentos fecais de felinos e caninos.
Comparar os resultados da microscopia óptica, do teste imunocromatográfico e do
ensaio imunoenzimático (ELISA).
4. MATERIAIS E MÉTODOS
4.1. AMOSTRAS
Para a realização do presente estudo foram selecionadas amostras fecais de cães e
gatos pertencentes a dois bancos de amostras distintos, sendo estes, os dos laboratórios de
Parasitologia (n=7, todas de gatos) e de Virologia (n=24, todas de cães), localizados no
Instituto Biomédico da Universidade Federal Fluminense - UFF. Todas as amostras fecais
provenientes destes bancos já haviam sido previamente analisadas pelo exame microscópico e
possuíam um tempo de armazenamento que variava de 1 a 13 anos em temperatura de – 20ºC
sem conservação química.
Para compor o quantitativo de amostras necessárias para realização dos ensaios de
comparação de técnicas diagnósticas, também foram coletadas amostras fecais de ambos os
hospedeiros (cão n=26; gato n=43). Após a coleta, as amostras foram acondicionadas em
potes plásticos sem líquido conservante e, assim, foram devidamente identificadas e
conservadas em geladeira por no máximo 24 horas até o seu processamento para realização do
exame parasitológico de fezes, o qual foi realizado no Laboratório de Diagnóstico
Coproparasitológico, localizado no Instituto Biomédico da UFF.
Sendo assim, utilizou-se um total de 100 amostras, sendo 50 amostras caninas e 50
amostras felinas. Com relação à origem, estas foram provenientes de animais domiciliados,
54
errantes e de abrigos coletivos, de diferentes locais do estado do Rio de Janeiro e com sexos,
raças e idades variadas. É importante salientar que foi utilizada apenas uma amostra fecal de
cada animal no presente estudo, em virtude do bancos de amostras supracitados possuírem
apenas um exemplar de sedimento fecal de cada animal. As informações sobre as amostras
utilizadas no presente estudo podem ser observadas nos quadros 3 e 4.
Quadro 3. Informações sobre hospedeiro, origem, raça, sexo, faixa etária e data de
processamento do exame parasitológico de fezes e congelamento de sedimento fecal das
amostras de gatos utilizadas no presente estudo.[a1]
Amostras obtidas da coleção do Laboratório de Parasitologia da UFF
Amostra Origem Faixa
etária
Sexo Raça Data processamento EPF e congelamento
do sedimento
1 ND ND F ND 03/05/2012
2 ND ND ND ND 17/05/2012
3 ND ND M SRD 21/05/2012
4 errante ND ND ND 01/06/2013
5 errante ND ND SRD 01/06/2013
6 errante ND ND SRD 01/06/2013
7 errante ND ND SRD 01/06/2013
Amostras coletadas para o presente estudo
Amostra Origem Faixa
etária
Sexo Raça Data processamento EPF e congelamento
do sedimento
8 domiciliado adulto* F SRD 30/10/2013
9 domiciliado jovem F SRD 30/10/2013
10 domiciliado jovem M SRD 06/11/2013
11 domiciliado jovem M SRD 06/11/2013
12 domiciliado jovem M SRD 06/11/2013
13 domiciliado adulto* F SRD 09/12/2013
14 domiciliado adulto* F SRD 09/12/2013
15 errante ND ND SRD 11/06/2014
16 errante ND ND SRD 11/06/2014
17 errante ND ND SRD 11/06/2014
18 errante ND ND SRD 11/06/2014
19 errante ND ND SRD 11/06/2014
20 errante ND ND SRD 11/06/2014
21 errante ND ND SRD 11/06/2014
22 errante ND ND SRD 11/06/2014
23 errante ND ND SRD 11/06/2014
24 errante ND ND SRD 11/06/2014
25 errante ND ND SRD 11/06/2014
26 gatil/abrigo adulto * ND SRD 27/06/2014
27 gatil/abrigo adulto * ND SRD 27/06/2014
28 gatil/abrigo adulto * ND SRD 27/06/2014
29 gatil/abrigo adulto * ND SRD 27/06/2014
30 gatil/abrigo adulto * ND SRD 27/06/2014
31 gatil/abrigo adulto * ND SRD 27/06/2014
32 gatil/abrigo adulto * ND SRD 27/06/2014
33 gatil/abrigo adulto * ND SRD 27/06/2014
34 gatil/abrigo adulto * ND SRD 27/06/2014
35 gatil/abrigo adulto * ND SRD 27/06/2014
36 gatil/abrigo adulto * ND SRD 27/06/2014
37 gatil/abrigo adulto * ND SRD 27/06/2014
*Idade não conhecida. ND= informação não disponível.
55
Quadro 3 (continuação). Informações sobre hospedeiro, origem, raça, sexo, faixa etária e data
de processamento do exame parasitológico de fezes e congelamento de sedimento fecal das
amostras de gatos utilizadas no presente estudo.[a2]
Amostras coletadas para o presente estudo
Amostra Origem Faixa
etária
Sexo Raça Data processamento EPF e congelamento
do sedimento
38 gatil/abrigo adulto * ND SRD 27/06/2014
39 gatil/abrigo adulto * ND SRD 27/06/2014
40 gatil/abrigo jovem * ND SRD 01/07/2014
41 gatil/abrigo jovem * ND SRD 01/07/2014
42 gatil/abrigo jovem * ND SRD 01/07/2014
43 gatil/abrigo jovem * ND SRD 01/07/2014
44 gatil/abrigo jovem * ND SRD 01/07/2014
45 gatil/abrigo jovem * ND SRD 01/07/2014
46 gatil/abrigo jovem * ND SRD 01/07/2014
47 gatil/abrigo jovem * ND SRD 01/07/2014
48 gatil/abrigo jovem * ND SRD 01/07/2014
49 gatil/abrigo jovem * ND SRD 01/07/2014
50 gatil/abrigo jovem * ND SRD 01/07/2014
*Idade não conhecida. ND= informação não disponível.
Quadro 4. Informações sobre hospedeiro, origem, raça, sexo, faixa etária e data de
processamento do exame parasitológico de fezes e congelamento de sedimento fecal das
amostras de cães utilizadas no presente estudo.
Amostras coletadas para o presente estudo
Registro
Amostra
Origem Faixa
etária
Sexo Raça Data processamento EPF e congelamento
do sedimento
51 domiciliado ND M Waimaraner 23/05/2014
52 domiciliado adulto F SRD 30/08/2013
53 domiciliado adulto F SRD 30/08/2013
54 canil jovem* ND SRD 30/08/2013
55 domiciliado jovem F SRD 30/08/2013
56 domiciliado adulto M Rottweiler 30/08/2013
57 domiciliado adulto F SRD 30/08/2013
58 domiciliado jovem M SRD 30/08/2013
59 domiciliado jovem M SRD 30/08/2013
60 canil adulto* M SRD 30/08/2013
61 domiciliado jovem F SRD 26/09/2013
62 domiciliado jovem F SRD 26/09/2013
63 domiciliado adulto F SRD 26/09/2013
64 domiciliado adulto M SRD 02/10/2013
65 canil adulto* F Labrador 08/10/2013
66 canil jovem* ND SRD 08/10/2013
67 canil adulto* M SRD 08/10/2013
68 domiciliado adulto* M SRD 09/10/2013
69 domiciliado adulto* M SRD 09/10/2013
70 domiciliado adulto* F SRD 30/10/2013
71 domiciliado adulto* M SRD 30/10/2013
72 domiciliado adulto* F SRD 13/11/2013
73 domiciliado jovem* F SRD 13/11/2013
74 domiciliado adulto* M SRD 13/11/2013
*Idade não conhecida. ND= informação não disponível.
56
Quadro 4 (continuação). Informações sobre hospedeiro, origem, raça, sexo, faixa etária e data
de processamento do exame parasitológico de fezes e congelamento de sedimento fecal das
amostras de cães utilizadas no presente estudo.
Amostras coletadas para o presente estudo
Registro
Amostra
Origem Faixa
etária
Sexo Raça Data processamento EPF e congelamento
do sedimento
75 domiciliado adulto* F SRD 13/11/2013
76 domiciliado adulto* ND SRD 13/11/2013
Amostras obtidas da coleção do Laboratório de Virologia da UFF
Amostra Origem Faixa etária Sexo Raça Data processamento EPF e congelamento
do sedimento
77 domiciliado jovem ND Cocker Spaniel 02/12/2002
78 domiciliado jovem F Cocker Spaniel 25/01/2003
79 domiciliado jovem F SRD 03/02/2003
80 errante jovem F Cocker Spaniel 18/02/2003
81 domiciliado jovem M Cocker Spaniel 06/03/2003
82 domiciliado jovem F Cocker Spaniel 01/03/2003
83 domiciliado jovem M Rottweiler 28/04/2003
84 domiciliado jovem M Rottweiler 05/05/2003
85 domiciliado jovem ND Pastor Alemão 12/09/2003
86 domiciliado jovem ND Pastor Alemao 12/09/2003
87 domiciliado jovem ND Pastor Alemao 12/09/2003
88 domiciliado jovem ND Pastor Alemao 12/09/2003
89 domiciliado jovem ND Pastor Alemao 12/09/2003
90 domiciliado jovem ND Pastor Alemao 12/09/2003
91 domiciliado jovem M SRD 24/09/2003
92 domiciliado jovem M Poodle 12/09/2003
93 domiciliado jovem M SRD 01/09/2003
94 domiciliado jovem M SRD 06/04/2004
95 domiciliado jovem M SRD 12/04/2004
96 domiciliado jovem F SRD 21/05/2004
97 domiciliado jovem M Yorkshire 05/07/2004
98 ND jovem M SRD 09/07/2004
99 domiciliado jovem F SRD 01/05/2004
100 domiciliado jovem M Rottweiler 01/08/2003
*Idade não conhecida. ND= informação não disponível.
4.2. EXAME PARASITOLÓGICO E MICROSCOPIA ÓPTICA
Todas as amostras coletadas para este estudo foram submetidas ao exame
parasitológico de fezes com posterior visualização pela microscopia óptica. Dentre as técnicas
coproparasitológicas de fezes empregadas, foram realizadas: o método de sedimentação
espontânea (Hoffman et al., 1934) e o método de centrífugo-flutuação em solução de sulfato
de zinco (Faust et al., 1939). Para cada técnica foi confeccionada uma lâmina para exame por
microscopia.
Assim, as amostras fecais foram homogeneizadas com água destilada e, logo em
seguida, filtradas em tamises de plástico contendo uma gaze sobre estes e acoplados em
57
cálices de sedimentação. Após esta etapa de filtragem, uma parte do material filtrado foi
depositado em tubos do tipo Falcon de 15 mL para serem processadas pela técnica de Faust et
al. (1939), a outra parte foi mantida no cálice supracitado, o qual foi completado com água
destilada para a realização da técnica de sedimentação espontânea (Hoffman et al, 1934). É
importante ressaltar que as leituras das lâminas pela técnica de sedimentação foram realizadas
24 horas após o processamento das fezes.
Referente à técnica de Faust et al. (1939), colocou-se aproximadamente 8 mL do
material filtrado e completou-se com água destilada até atingir o volume final do tubo. Em
seguida, procedeu-se a primeira centrifugação a 1.500 rpm durante aproximadamente 1
minuto. Após esta primeira centrifugação, o sobrenadante foi descartado e, em seguida, no
tubo foi colocado aproximadamente 8 mL de solução de sulfato de zinco (ZnSO4) a 33%
(densidade específica = 1,18). Depois da adição da solução de sulfato de zinco e
homogeinização, seguiu-se para etapa da segunda centrifugação a 1.500 rpm por 1 minuto. E
por fim, com auxílio de alça de platina foi retirado uma parte do sobrenadante, sendo este
depositado em lâmina para posterior leitura em microscopia óptica. Convém mencionar, que
no caso da técnica de Faust a leitura das lâminas foi feita logo em seguida a realização da
técnica e confecção das mesmas. Foi utilizado iodeto de Lugol como solução de contraste
para as lâminas confeccionadas por ambas as técnicas.
O sedimento restante da técnica de Hoffman et al. (1934), após coleta para confecção
das lâminas, foi dividido em alíquotas para serem subsequentemente empregadas nas demais
técnicas imunológicas, estas foram então, acondicionadas em tubos plásticos de fundo cônico
de 2mL e congeladas a uma temperatura de – 20º C até o seu uso posterior.
4.3. ADAPTAÇÃO DO TESTE IMUNOCROMATOGRÁFICO ALERE GIARDIA Ag
TEST KIT®
Em virtude do teste imunocromatográfico ter sido desenvolvido para utilização em
fezes frescas ou congeladas, por meio de coleta de fragmento fecal com um swab; e não em
sedimento fecal, foi necessária a adaptação da metodologia do kit para possibilitar sua
utilização neste estudo.
Desta forma, ao invés de utilizar o swab fornecido pelo fabricante, foram colocados 50
µL do sedimento da alíquota fecal e 50 µL do reagente proveniente do kit e essa mistura foi
homogeneizada por aproximadamente 10 segundos. Em seguida, foi retirada uma parte do
58
sobrenadante com auxílio da pipeta fornecida pelo fabricante, sendo então instiladas 4 gotas
deste no poço do kit. Por fim, foram feitas duas leituras, realizadas com os tempos de 5 e 10
minutos. Cada amostra foi testada em duplicata (cartucho 1/R1 e, cartucho 2/R2) (figura 4).
Baseado nas intruções do fabricante ALERE GIARDIA Ag TEST KIT®,
este kit possui
uma letra T (como linha do teste) e uma C (como linha de controle) na sua superfície. Ambas
as linhas não são visíveis na janela de resultado antes da aplicação da amostra. A linha de
controle deve aparecer sempre que o procedimento do teste estiver correto e se os reagentes
da linha de controle estiverem funcionando. Uma linha roxa será visível na janela do resultado
se houver a presença de antígenos de Giardia duodenalis na amostra testada (Figura 4).
Figura 4. Cartuchos provenientes do kit da técnica imunocromatográfica para Giardia sp.
realizada em duplicata. Em A - cartucho 1 gerando o primeiro resultado (R1); em B - cartucho
2 gerando o segundo resultado (R2). Neste caso como houve o aparecimento de uma banda
rosada em ambas as janelas dos dois cartuchos do kit, os resultados foram considerados
positivos. Linha controle do teste (C) circulada em vermelho e linha de resultado (T) circulada
em azul.
Para permitir a avaliação da influência do tempo de congelamento na eficiência da
técnica de imunocromatografia, os sedimentos fecais foram agrupados de acordo com os
tempos de armazenamento sob congelamento, os quais podem ser observados na tabela 1.
59
Tabela 1. Tempos de armazenamento das amostras congeladas e utilizadas no estudo,
considerando o total de amostras (n= 100).
Tempo de
armazenamento
Total de amostras
≤ 1 ano 37
> 1 ano e ≤ 3 anos 39
> 10 anos (10 a 13 anos) 24
TOTAL 100
4.4. ENSAIO IMUNOENZIMÁTICO (ELISA)
Foram usados neste ensaio 50μL de sedimento proveniente das alíquotas. O
diagnóstico foi efetuado pelo emprego de kits comerciais - ELISA (IVD Research®) para
detecção qualitativa de antígenos de Giardia duodenalis. A metodologia utilizada seguiu
conforme as orientações do fabricante. Todas as amostras foram avaliadas em duplicata.
Deste modo, 50 μl da amostra foi homogeneizado com 50 μL de diluente e em seguida
colocado em um poço da placa do kit (figura 5). Após este procedimento, 100 μL dos
controles foram dispostos em duplicata na mesma. Em seguida foi feita uma homogeneização
da placa com posterior incubação de 60 minutos em temperatura ambiente. Após a incubação,
a placa foi lavada com tampão por 5 vezes para adição subsequente de 2 gotas de conjugado
em cada poço. Posteriormente a adição do conjugado, a placa foi incubada pela segunda vez,
por 30 minutos, e lavada logo após por mais 5 vezes. Logo após a segunda lavagem, foram
colocadas 2 gotas de cromógeno e após 10 minutos desta adição foram colocadas 2 gotas de
solução de bloqueio em cada poço, deixando-o agir por 5 minutos. Por fim, as leituras dos
resultados foram feitas em um espectrofotômetro pela verificação da cor gerada pela reação
enzimática, e o resultado foi considerado positivo quando a leitura de absorbância foi igual ou
maior que 0,08 nm.
Não foi realizada a avaliação da influência do tempo de congelamento das amostras na
eficiência do resultado do teste de ELISA pois, como houve atraso na chegada de um dos kits
diagnósticos, os ensaios foram realizados com um ano de intervalo entre eles, não permitindo
a divisão dos grupos amostrais de forma homogênea impossibilitando assim a comparação
destes parâmetros.
60
Figura 5. Placa de ELISA de kits comerciais - ELISA (IVD Research®) para diagnóstico de
Giardia sp., realizado em duplicata. Nos quatro primeiros poços à esquerda, foram dispostos
os controles negativos (A1 e A2 – circundado em vermelho) e positivos (B1 e B2 –
circundado em azul), disponibilizados pelo kit.
4.5. ANÁLISE ESTATÍSTICA
A sensibilidade, especificidade, valores preditivos positivo e negativo e a acurácia dos
testes foram determinados segundo Coggon et al. (1993).
Geralmente o EPF é o teste considerado padrão ouro e referência para estudos de
comparação de metodologias diagnósticas. Entretanto, esta técnica pode apresentar resultados
falso-negativos devido a intermitência de eliminação e a baixa carga de parasitos em
infecções crônicas e assintomáticas. Em virtude das amostras do presente estudo serem de
uma única coleta e em grande parte provenientes de animais assintomáticos, para tentar
superar as limitações acima citadas, optamos por seguir o preconizado por Weitzel et al.
(2006) e utilizar um padrão de referência para comparação entre as metodologias diagnósticas
que não fosse baseado apenas nos resultados da análise por microscopia. Assim, foram
estabelecidos critérios para definição das amostras verdadeiramente positivas para Giardia
duodenalis, sendo estes: (1) amostra positiva pelo exame parasitológico de fezes; (2) amostra
negativa no EPF, mas positiva em ambos os ensaios imunológicos (imunocromatografia e
ELISA).
A concordância entre os testes foi calculada estimando-se a frequência de resultados
concordantes entre duas técnicas e também mensurada através do coeficiente Kappa segundo
Smith (1995), sendo classificada de acordo com o quadro 5. Também foram utilizados os
61
testes não paramétricos de Qui-quadrado, McNemar e Mann-Whitney a um nível de
significância de 5% para comparar os resultados das técnicas diagnósticas.
Quadro 5. Classificação do coeficiente Kappa segundo Smith (1995).
Valores de Kappa Concordância
0,0 Rara probabilidade de concordância
0,0 – 0,20 Fraca
0,21 – 0,40 Regular
0,41 – 0,60 Moderada
0,61 -0,80 Substancial/boa
0,81 - 0,99 Concordância quase perfeita entre os testes
1,0 Concordância perfeita
4.6. ASPECTOS ÉTICOS
Este estudo faz parte do projeto intitulado “Epidemiologia da giardíase no Brasil” de
número 239, o qual foi aprovado pelo Comitê de Ética no Uso de Animais da Universidade
Federal Fluminense em 09 de Agosto de 2012.
5. RESULTADOS
5.1. EXAME PARASITOLÓGICO DE FEZES
Em virtude das amostras obtidas das coleções de sedimentos fecais já terem sido
analisadas anteriormente pela microscopia óptica, tais resultados não serão descritos no
presente estudo por já terem sido utilizados anteriormente (DE CASTRO et al. 2007). Para
estas amostras, somente será considerado no presente estudo o resultado referente à presença
ou ausência de cistos de Giardia duodenalis.
Das 69 amostras coletadas para compor o número amostral do presente estudo, foi
possível diagnosticar diversos parasitos gastrointestinais, sendo estes: Giardia duodenalis,
ancilostomídeos, Toxocara sp., oocistos de coccídeos e Dipylidium caninum (gráfico 1 e
quadro 6). Infecções mistas também foram evidenciadas, todas em amostras felinas, sendo
estas: ancilostomídeos + oocisto de coccídeo; Giardia duodenalis + oocisto de coccídeo;
Dipylidium caninum + oocisto de coccídeo.
Gráfico 1. Resultados dos exames parasitológicos de fezes das 69 amostras de cães e
gatos coletadas durante o período de estudo.
63
Relativo à diversidade parasitária nos hospedeiros, um maior número de espécies foi
observado para o hospedeiro felino. Em cães foram evidenciadas somente duas espécies de
parasitos gastrointestinais, sendo estas os ancilostomídeos e Giardia duodenalis, e nenhuma
infecção mista pôde ser vista para o hospedeiro em questão. Em gatos, foram detectados os
protozoários, Giardia duodenalis e oocistos de coccídeos e, ainda, os helmintos
ancilostomídeos, Toxocara sp. e Dipylidium caninum (quadro 6).
Quadro 6 . Número e frequências relativas (%) de amostras fecais de cães e gatos coletadas no
presente estudo, positivas para Giardia duodenalis e demais espécies de parasitos
gastrointestinais pelo exame parasitológico de fezes.
Hospedeiro Parasitos encontrados Número de
amostras positivas
Frequência
relativa (%)
Cães (n = 26)
Ancilostomídeos 7 26,9%
G. duodenalis 4 15,4%
Gatos (n = 43)
Ancilostomídeos 8 18,6%
G. duodenalis 3 7,0%
Oocisto de coccídeo 1 2,3%
Toxocara sp. 3 7,0%
Dipylidium caninum 2 4,7%
Ancilostomídeo + oocisto de
coccídeo
1 2,3%
Giardia duodenalis + oocisto de
coccídeo
2 4,7%
Dipylidium caninum + oocisto de
coccídeo
1 2,3%
Dos 31 sedimentos fecais obtidos dos bancos de amostras, 9 possuíam resultado
positivo de EPF para cistos de Giardia duodenalis (7 de gato e 2 de cão). Desta forma,
considerando-se as 100 amostras utilizadas para os ensaios do presente estudo, 18% foram
positivas para Giardia duodenalis no EPF. Considerando-se a frequência de positividade
separadamente para cada hospedeiro, esta foi de 24% nos gatos (12/50) e 12% nos cães (6/50)
(tabela 2).
64
Tabela 2. Número de amostras positivas e negativas para Giardia duodenalis, obtidas pelo
exame parasitológico de fezes para cada hospedeiro.
Hospedeiro
Pesquisa de Giardia duodenalis por EPF
Total Positivo Negativo
Gato 12 (24%) 38 (76%) 50
Cão 6 (12%) 44 (88%) 50
Total 18 82 100
5.2. MÉTODOS IMUNOLÓGICOS
5.2.1 IMUNOCROMATOGRAFIA
O teste imunocromatográfico foi positivo para antígenos de Giardia duodenalis em
29/100 amostras (29%), sendo 12 amostras caninas (24%; 12/50) e 17 amostras felinas (34%;
17/50) (Tabela 3). Não foi observada diferença nos resultados das leituras nos tempo de 5 e 10
minutos. Não houve discordância nos resultados da mesma amostra quando testada em
duplicata pela imunocromatografia.
Tabela 3. Número de amostras positivas e negativas para antígeno de Giardia duodenalis pelo
teste imunocromatográfico, para cada hospedeiro.
Hospedeiro
Teste Imunocromatográfico
Total Positivo Negativo
Gato 17 (34%) 33 (66%) 50
Cão 12 (24%) 38 (76%) 50
Total 29 71 100
5.2.2. ELISA
O teste de ELISA foi positivo em 26/100 (26%) amostras, sendo 18/50 (36%)
amostras felinas e 8/50 (16%) amostras caninas (tabela 4).
65
Tabela 4. Número de amostras positivas e negativas para antígenos de Giardia duodenalis
pela técnica de ELISA, para cada hospedeiro
Hospedeiro
Técnica de ELISA
Total Positivo Negativo
Gato 18 (36%) 32 (64%) 50
Cão 8 (16%) 42 (84%) 50
Total 26 74 100
5.3. COMPARAÇÃO DAS TÉCNICAS
Os quadros 7 e 8 apresentam as informações referentes à positividade em cada uma
das técnicas empregadas para as 100 amostras utilizadas no presente estudo.
Quadro 7. Números das amostras estudadas, origem, data de processamento do exame
parasitológico de fezes e congelamento do sedimento fecal e resultados obtidos pelas técnicas
de exame parasitológico de fezes, imunocromatografia (IC) e ELISA para diagnóstico de
Giardia duodenalis, nas amostras de gatos utilizadas no presente estudo.
Amostras obtidas da coleção do Laboratório de Parasitologia da UFF
Amostra Data processamento EPF e congelamento do
sedimento
EPF IC ELISA
1 03/05/2012 + + +
2 17/05/2012 + + +
3 21/05/2012 + + +
4 01/06/2013 + + +
5 01/06/2013 + - -
6 01/06/2013 + - -
7 01/06/2013 + - -
Amostras coletadas para o presente estudo
Amostra Data processamento EPF e congelamento do
sedimento
EPF IC ELISA
8 30/10/2013 - - -
9 30/10/2013 - - -
10 06/11/2013 - + +
11 06/11/2013 - - -
12 06/11/2013 - - -
13 09/12/2013 - - -
14 09/12/2013 - - -
15 11/06/2014 + - +
16 11/06/2014 - - -
17 11/06/2014 + + +
(*) Banda fraca.
EPF = exame parasitológico de fezes; IC = teste imunocromatográfico.
66
Quadro 7(continuação). Números das amostras estudadas, origem, data de processamento do
exame parasitológico de fezes e congelamento do sedimento fecal e resultados obtidos pelas
técnicas de exame parasitológico de fezes, imunocromatografia (IC) e ELISA para
diagnóstico de Giardia duodenalis, nas amostras de gatos utilizadas no presente estudo.
Amostras coletadas para o presente estudo
Amostra Data processamento EPF e congelamento do
sedimento
EPF IC ELISA
18 11/06/2014 - - +
19 11/06/2014 - - -
20 11/06/2014 + - -
21 11/06/2014 - - -
22 11/06/2014 - - +
23 11/06/2014 - - -
24 11/06/2014 - - -
25 11/06/2014 - + +
26 27/06/2014 - - -
27 27/06/2014 + + +
28 27/06/2014 - - -
29 27/06/2014 - - -
30 27/06/2014 - - -
31 27/06/2014 - - -
32 27/06/2014 - - -
33 27/06/2014 - - -
34 27/06/2014 + - +
35 27/06/2014 - - -
36 27/06/2014 - - -
37 27/06/2014 - + +
38 27/06/2014 - - -
39 27/06/2014 - - -
40 01/07/2014 - + +
41 01/07/2014 - + (*) -
42 01/07/2014 - + +
43 01/07/2014 - + (*) -
44 01/07/2014 - + (*) -
45 01/07/2014 - + +
46 01/07/2014 - + +
47 01/07/2014 - - -
48 01/07/2014 - + +
49 01/07/2014 - - -
50 01/07/2014 - - -
(*) Banda fraca.
EPF = exame parasitológico de fezes; IC = teste imunocromatográfico.
67
Quadro 8. Números das amostras estudadas, origem, data de processamento do exame
parasitológico de fezes e congelamento do sedimento fecal e resultados obtidos pelas técnicas
de exame parasitológico de fezes, imunocromatografia (IC) e ELISA para diagnóstico de
Giardia duodenalis, nas amostras de cães utilizadas no presente estudo.
Amostras coletadas para o presente estudo
Amostra Data processamento EPF e congelamento do
sedimento
EPF IC ELISA
51 23/05/2014 + + +
52 30/08/2013 - - -
53 30/08/2013 - + +
54 30/08/2013 - - -
55 30/08/2013 - - -
56 30/08/2013 - + (*) +
57 30/08/2013 - - -
58 30/08/2013 - - -
59 30/08/2013 - - -
60 30/08/2013 - + +
61 26/09/2013 - - -
62 26/09/2013 - - -
63 26/09/2013 - - -
64 02/10/2013 - - -
65 08/10/2013 - - -
66 08/10/2013 + + +
67 08/10/2013 + + -
68 09/10/2013 - - -
69 09/10/2013 - - -
70 30/10/2013 - - -
71 30/10/2013 - - -
72 13/11/2013 - - -
73 13/11/2013 + + +
74 13/11/2013 - - -
75 13/11/2013 - - -
76 13/11/2013 - - -
Amostras obtidas da coleção do Laboratório de Virologia da UFF
Amostra Data processamento EPF e congelamento do
sedimento
EPF IC ELISA
77 02/12/2002 - - -
78 25/01/2003 - - -
79 03/02/2003 - - -
80 18/02/2003 - + (*) -
81 06/03/2003 - - -
82 01/03/2003 + - -
83 28/04/2003 - - -
84 05/05/2003 - - -
85 12/09/2003 - - -
86 12/09/2003 - - -
87 12/09/2003 - - -
88 12/09/2003 - - -
89 12/09/2003 - - -
.(*) Banda fraca.
EPF = exame parasitológico de fezes; IC = teste imunocromatográfico
68
Quadro 8 (continuação). Números das amostras estudadas, origem, data de processamento do
exame parasitológico de fezes e congelamento do sedimento fecal e resultados obtidos pelas
técnicas de exame parasitológico de fezes, imunocromatografia (IC) e ELISA para
diagnóstico de Giardia duodenalis, nas amostras de cães utilizadas no presente estudo.
Amostras obtidas da coleção do Laboratório de Virologia da UFF
Amostra Data processamento EPF e congelamento do
sedimento
EPF IC ELISA
90 12/09/2003 - - -
91 24/09/2003 - - -
92 12/09/2003 - - -
93 01/09/2003 - - -
94 06/04/2004 - - -
95 12/04/2004 - + -
96 21/05/2004 - - -
97 05/07/2004 - + -
98 09/07/2004 - - -
99 01/05/2004 - + +
100 01/08/2003 + + +
(*) Banda fraca.
EPF = exame parasitológico de fezes; IC = teste imunocromatográfico
5.3.1. EPF E IMUNOCROMATOGRAFIA
As frequências de positividade para Giardia duodenalis obtidas nas técnicas de
microscopia (EPF) e imunocromatografia para as 100 amostras analisadas podem ser
observadas na tabela 5. Vale ressaltar que houve algumas discrepâncias quando se comparou
a frequência de positividade entre as duas técnicas, onde 7 amostras nas quais encontrou-se
cistos de Giardia duodenalis pelo exame parasitológico de fezes (EPF), não houve detecção
de coproantígenos deste protozoário pela técnica imunocromatográfica. Por outro lado, em 18
amostras houve a detecção de antígenos parasitários pela imunocromatografia, porém não
foram encontrados cistos pelo EPF.
Tabela 5. Resultados do teste imunocromatográfico e exame parasitológico de fezes (EPF) nas
amostras caninas e felinas analisadas (n=100).
Imunocromatográfico Total
Positivo Negativo
EPF Positivo 11 7 18
Negativo 18 64 82
Total 29 71 100
69
5.3.2. EPF E ELISA
As frequências de resultados do exame parasitológico de fezes e aqueles obtidos pela
técnica de ELISA podem ser observados na tabela 6. Da mesma forma como observado na
comparação entre o EPF e a imunocromatografia, foram percebidas algumas divergências,
sendo 6 amostras positivas para cistos de Giardia duodenalis pelo EPF e negativas para
coproantígenos pelo ELISA. Além disso, em 14 amostras houve a detecção de antígenos
parasitários pelo ELISA, porém não foram encontrados cistos pelo parasitológico de fezes.
Tabela 6 . Resultados do teste de ELISA e exame parasitológico de fezes (EPF) nas amostras
caninas e felinas analisadas (n=100).
ELISA Total
Positivo Negativo
Imunocro-
matografia
Positivo 22 7 29
Negativo 4 67 71
Total 26 74 100
5.3.3. IMUNOCROMATOGRAFIA E ELISA
As frequências de resultados do teste imunocromatográfico e aqueles obtidos pela
técnica de ELISA podem ser observados na tabela 7. Da mesma forma como observado nas
comparações anteriores, foram notadas algumas disparidades entre os resultados, sendo 6
amostras positivas pelo teste imunocromatográfico e negativas para coproantígenos pelo
ELISA; e, ainda, 4 amostras tiveram detecção de antígenos parasitários pelo ELISA, porém
não houve detecção de coproantígenos pela imunocromatografia.
Tabela 7. Resultados do teste imunocromatográfico (IC) e da técnica de ELISA nas amostras
caninas e felinas analisadas (n=100).
ELISA Total
Positivo Negativo
IC Positivo 12 6 18
Negativo 14 68 82
Total 26 74 100
70
5.4. CONCORDÂNCIA ENTRE AS TÉCNICAS
5.4.1. FREQUÊNCIA DE CONCORDÂNCIA E TESTE DE MCNEMAR
Na comparação efetuada entre a imunocromatografia e o EPF, evidenciou-se uma
frequência de concordância de 75%. Aplicando-se o teste de McNemar foi observado um p-
valor de 0,043 (p<0,05), portanto, houve diferença estatisticamente significativa entre as
concordâncias das duas técnicas avaliadas.
Já na comparação efetuada entre o teste de ELISA e a microscopia, evidenciou-se uma
concordância de 80%. Através do teste McNemar foi observado um p-valor de 0,115 (p>0,05)
e, portanto, não houve diferença significativa nos resultados de concordâncias entre as duas
técnicas.
Pela comparação realizada entre o teste imunocromatográfico e o ELISA, identificou-
se uma concordância de 89%. E, através do teste de McNemar, foi observado um p-valor de
0,549, logo, para esta comparação também não houve diferença estatisticamente significativa
quanto a concordância entre as técnicas.
5.4.2 COEFICIENTE KAPPA
A realização do cálculo do coeficiente kappa para todas as amostras (n=100) sem
considerar o hospedeiro, demonstrou concordância substancial (κ = 0,75) para o teste de
imunocromatografia quando comparado ao ELISA, moderadas entre o exame parasitológico
de fezes em relação às técnicas de ELISA (κ=0,52) e imunocromatografia (κ=0,45) (Gráfico
2).
71
0
0,2
0,4
0,6
0,8
1
EPF x ELISA EPF x IC IC x ELISA
Co
efi
cie
nte
ka
pp
a
Métodos empregados
0,52
0,45
0,75
Mo
de
rad
a
Mo
de
rad
a Sub
stan
cial
Gráfico 2. Valores obtidos nos cálculos do coeficiente kappa comparando-se o exame
parasitológico de fezes (EPF), Imunocromatografia (IC) e ELISA para todas as amostras
analisadas (n=100).
A comparação entre os resultados das técnicas para o hospedeiro canino pode ser
observada nas tabelas 8, 9 e 10. Os níveis de concordância entre os testes foram: moderadas
para a comparação efetuada entre o EPF e o ELISA (κ= 0,56) e também entre o EPF e a
imunocromatografia (κ= 0,51). Além disso, verificou-se uma substancial concordância entre o
teste imunocromatográfico e o ELISA (κ=0,75) (gráfico 3).
Tabela 8. Resultados da comparação entre o exame parasitológico de fezes (EPF) e a técnica
imunocromatográfica (IC) considerando apenas o hospedeiro canino (n= 50).
Imunocromatografia Total
Positivo Negativo
EPF Positivo 4 2 6
Negativo 4 40 44
Total 8 42 50
Tabela 9. Resultados da comparação entre o exame parasitológico de fezes (EPF) e o ELISA
considerando apenas o hospedeiro canino (n= 50).
ELISA Total
Positivo Negativo
EPF Positivo 4 2 6
Negativo 4 40 44
Total 8 42 50
72
Tabela 10. Resultados da comparação entre a técnica imunocromatográfica (IC) e o ELISA
considerando apenas o hospedeiro canino (n= 50).
ELISA Total
Positivo Negativo
IC Positivo 8 4 12
Negativo 0 38 38
Total 8 42 50
Gráfico 3. Valores obtidos nos cálculos do coeficiente kappa comparando-se o exame
parsasitológico de fezes (EPF), Imunocromatografia (IC) e ELISA utilizando as amostras
referente ao hospedeiro canino (n=50).
No que diz respeito o hospedeiro felino, a comparação entre os resultados das técnicas
pode ser observada nas tabelas 11, 12 e 13. Os resultados da análise de concordância entre os
testes foram: moderadas, para a comparação efetuada entre o EPF e o ELISA (κ= 0,49) e entre
o EPF e a imunocromatografia (κ= 0,44); e substancial entre o teste imunocromatográfico e o
ELISA (κ= 0,73) (gráfico 4).
Tabela 11. Resultados da comparação entre o exame parasitológico de fezes (EPF) e a técnica
imunocromatográfica (IC) considerando apenas o hospedeiro felino (n= 50).
Imunocromatografia Total
Positivo Negativo
EPF Positivo 6 6 12
Negativo 11 27 38
Total 17 33 50
73
Tabela 12. Resultados da comparação entre o exame parasitológico de fezes (EPF) e o ELISA
considerando apenas o hospedeiro felino (n= 50).
ELISA Total
Positivo Negativo
EPF Positivo 8 4 12
Negativo 10 28 38
Total 18 32 50
Tabela 13. Resultados da comparação entre a técnica imunocromatográfica (IC) e o ELISA
considerando apenas o hospedeiro felino (n= 50).
ELISA Total
Positivo Negativo
IC Positivo 14 3 17
Negativo 4 29 33
Total 18 32 50
Gráfico 4. Valores obtidos dos cálculos do coeficiente kappa comparando-se o exame
parasitológico de fezes (EPF), Imunocromatografia (IC) e ELISA utilizando as amostras
referente ao hospedeiro felino (n=50).
74
5.5. CÁLCULO DOS PARÂMETROS DE SENSIBILIDADE, ESPECIFICIDADE,
ACURÁCIA, VALOR PREDITIVO POSITIVO E VALOR PREDITIVO NEGATIVO
PARA CADA METODOLOGIA
Das 100 amostras analisadas, 30 preencheram os critérios estabelecidos para definição
das amostras verdadeiramente positivas, sendo 18 correspondentes ao critério 1 e 12 ao
critério 2. Desta forma, foram considerados para cálculo dos parâmetros acima descritos 30
amostras verdadeiramente positivas e 70 amostras verdadeiramente negativas. Deve-se
ressaltar, que os valores de predição podem variar em função da prevalência.
5.5.1. VALORES TOTAIS
As tabelas 14, 15 e 16 descrevem os resultados dos testes diagnósticos estudados em
relação às amostras consideradas como verdadeiramente positivas e verdadeiramente
negativas. Os valores calculados de sensibilidade, especificidade, acurácia, valor preditivo
positivo e negativo para as técnicas de exame parasitológico de fezes (EPF),
imunocromatografia e ELISA, sem considerar o hospedeiro, encontram-se descritos na tabela
17.
Tabela 14. Resultados do exame parasitológico (EPF) em relação as amostras consideradas
como verdadeiramente positivas (VP) e verdadeiramente negativas (VN), utilizando as
amostras totais analisadas (n=100).
EPF Total
Positivo Negativo
Amostras VP 18 12 30
VN 0 70 70
Total 18 82 100
75
Tabela 15. Resultados da técnica imunocromatográfica (IC) em relação as amostras
consideradas como verdadeiramente positivas (VP) e verdadeiramente negativas (VN),
utilizando as amostras totais analisadas (n=100).
Imunocromatografia Total
Positivo Negativo
Amostras VP 23 7 30
VN 6 64 70
Total 29 71 100
Tabela 16. Resultados do ELISA em relação as amostras consideradas como verdadeiramente
positivas (VP) e verdadeiramente negativas (VN), utilizando as amostras totais analisadas
(n=100).
ELISA Total
Positivo Negativo
Amostras VP 24 6 30
VN 2 68 70
Total 26 74 100
Sobre a eficiência das técnicas empregadas, pode-se dizer que foi observada uma
menor sensibilidade (60%) e valor de preditividade negativa (85,4%) do EPF em relação às
demais técnicas utilizadas. No entanto, sua especificidade (100%) e valor preditivo positivo
(100%) foram superiores às técnicas imunológicas. A acurácia, por sua vez, foi de 88%,
próxima a obtida pelo teste imunocromatográfico, que apresentou uma acurácia de 87%.
A imunocromatografia apresentou uma sensibilidade de 76,7%, valor este bem
próximo ao do ELISA, que por sua vez, foi a técnica mais sensível (80%). Os parâmetros de
especificidade e valor preditivo positivo para o teste imunocromatográfico foram menores do
que as outras metodologias estudadas, com 91,4% e 79,3%, respectivamente. Contudo, por
este teste, encontrou-se um valor de 90,1% de preditividade negativa, sendo este um valor
muito próximo ao obtido pelo ELISA, que foi 91,9%.
Pelo ELISA, notaram-se as maiores porcentagens de sensibilidade, conforme
mencionado anteriormente, e também de acurácia (92%). Porém, em seus valores de
preditividade positiva e de especificidade obsevou-se uma porcentagem de 92,3% e 97,1%,
respectivamente. Sendo estas, então, um pouco abaixo das obtidas pelo EPF. Notou-se ainda
um valor de preditividade negativa de 91,9% pelo ELISA, valor este similar ao encontrado
pela imunocromatografia.
76
Tabela 17. Cálculos dos parâmetros estatísticos para cada técnica empregada no diagnóstico
de giardíase considerando as amostras caninas e felinas totais (n=100).
Técnica Se
(%)
Sp
(%)
Acurácia
(%)
VPP
(%)
VPN
(%)
EPF 60 100 88 100 85,4
Imunocromatografia 76,7 91,4 87 79,3 90,1
ELISA 80 97,1 92 92,3 91,9
Onde: Se= sensibilidade; Sp=especificidade; VPP= valor preditivo positivo; VPN= valor
preditivo negativo.
5.5.2. HOSPEDEIRO CANINO
Os cálculos dos parâmetros considerando-se apenas as amostras do hospedeiro canino
foram realizados mediante a utilização dos dados contidos nas tabelas 18, 19 e 20 e podem ser
observados na tabela 21.
Tabela 18. Resultados do exame parasitológico de fezes (EPF) em relação as amostras
consideradas como verdadeiramente positivas (VP) e verdadeiramente negativas (VN),
utilizando somente as amostras caninas (n=50).
EPF Total
Positivo Negativo
Amostras VP 6 4 10
VN 0 40 40
Total 6 44 50
Tabela 19. Resultados da técnica imunocromatográfica (IC) em relação as amostras
consideradas como verdadeiramente positivas (VP) e verdadeiramente negativas (VN),
utilizando somente as amostras caninas (n=50).
Imunocromatografia Total
Positivo Negativo
Amostras VP 9 1 10
VN 3 37 40
Total 12 38 50
77
Tabela 20. Resultados do ELISA em relação as amostras consideradas como verdadeiramente
positivas (VP) e verdadeiramente negativas (VN), utilizando somente as amostras caninas
(n=50).
ELISA Total
Positivo Negativo
Amostras VP 8 2 10
VN 0 40 40
Total 8 42 50
Pelos resultados observados neste hospedeiro, a imunocromatografia foi certamente a
técnica que apresentou maior sensibilidade (90%), seguidas posteriormente pelo ELISA
(80%) e microscopia (60%) (tabela 21).
A maior especificidade foi obtida pela microscopia e pelo ELISA (100%) e a menor
pela imunocromatografia (92,5%). Foi ainda encontrado pelo exame microscópico e também
pelo ELISA o maior valor preditivo positivo (100%) e em contrapartida, um menor valor
preditivo negativo foi notado pelo imunocromatográfico, já que a porcentagem deste por esta
técnica foi de 75%.
Cabe ressaltar que para acurácia, os valores encontrados foram os mesmos (92%) pela
microscopia e pelo teste imunocromatográfico. Entretanto, pelo ELISA foi o maior valor
evidenciado, sendo este de 96%.
O maior valor preditivo negativo foi observado pela técnica de imunocromatografia
(97,4%), seguida pelo ELISA (95,2%) e por fim, pela microscopia (90,9%).
Tabela 21. Cálculos dos parâmetros estatísticos para cada técnica empregada no diagnóstico
de giardíase considerando as amostras do hospedeiro canino (n=50) analisadas no presente
estudo.
Técnica Se
(%)
Sp
(%)
Acurácia
(%)
VPP
(%)
VPN
(%)
Microscopia 60 100 92 100 90,9
Imunocromatografia 90 92,5 92 75 97,4
ELISA 80 100 96 100 95,2
Onde: Se= sensibilidade; Sp=especificidade; VPP= valor preditivo positivo; VPN= valor
preditivo negativo.
78
5.5.3. HOSPEDEIRO FELINO
Com base nos resultados das tabelas 22, 23 e 24 e considerando apenas as amostras
felinas, os resultados calculados dos parâmetros para este hospedeiro, podem ser evidenciados
na tabela 25.
Tabela 22. Resultados do exame parasitológico de fezes (EPF) em relação as amostras
consideradas como verdadeiramente positivas (VP) e verdadeiramente negativas (VN),
utilizando somente as amostras felinas (n=50).
EPF Total
Positivo Negativo
Amostras VP 12 8 20
VN 0 30 30
Total 12 38 50
Tabela 23. Resultados da técnica imunocromatográfica (IC) em relação as amostras
consideradas como verdadeiramente positivas (VP) e verdadeiramente negativas (VN),
utilizando somente as amostras felinas (n=50).
Imunocromatografia Total
Positivo Negativo
Amostras VP 14 6 20
VN 3 27 30
Total 17 33 50
Tabela 24. Resultados do ELISA em relação as amostras consideradas como verdadeiramente
positivas (VP) e verdadeiramente negativas (VN), utilizando somente as amostras felinas
(n=50).
ELISA Total
Positivo Negativo
Amostras VP 16 4 20
VN 2 28 30
Total 18 32 50
Para o parâmetro sensibilidade, a técnica que obteve um maior valor foi o ELISA
(80%), seguida pela imunocromatografia (70 %) e por fim, pela microscopia (60%).
Relativo aos parâmetros especificidade e valores preditivos positivos, os valores
máximos foram observados pela microscopia (100%), sendo que os valores de especificidade
79
obtidos pelas técnicas imunológicas foram bem próximos entre si (90% e 93,3%
respectivamente para imunocromatografia e ELISA), porém menores do que os obtidos pelo
EPF. Já, os valores de preditividade positiva pelas técnicas imunológicas foi de 82,4% para a
técnica imunocromatográfica e de 88,9% para o ELISA e, assim também foram inferiores ao
EPF.
Pelo ELISA também foram identificados os maiores valores de acurácia (88%) e de
preditividade negativa (87,5%). Pela imunocromatografia e pelo EPF encontraram-se valores
de acurácia de 82% e 84%, respectivamente. E referente aos valores de preditividade negativa
notou-se frequências de 78,9% pelo EPF e de 81,9% pelo teste imunocromatográfico.
Tabela 25. Cálculos dos parâmetros estatísticos para cada técnica para o diagnóstico de
giardíase, considerando as amostras do hospedeiro felino (n=50) analisadas no presente
estudo.
Técnica Se
(%)
Sp
(%)
Acurácia
(%)
VPP
(%)
VPN
(%)
EPF 60 100 84 100 78,9
Imunocromatografia 70 90 82 82,4 81,9
ELISA 80 93,3 88 88,9 87,5
Onde: Se= sensibilidade; Sp=especificidade; VPP= valor preditivo positivo; VPN= valor
preditivo negativo.
5.6. INFLUÊNCIA DO TEMPO DE CONGELAMENTO DAS AMOSTRAS SOBRE O
SRESULTADO DO TESTE IMUNOCROMATOGRÁFICO MODIFICADO
O gráfico 5 representa a distribuição dos valores concordantes e discordantes entre o
teste imunocromatográfico e o EPF, em relação ao tempo de congelamento. Por meio dele,
pode-se dizer que os resultados concordantes estão distribuídos ao longo do tempo, enquanto
que os resultados discordantes estão localizados mais próximos das amostras com os menores
tempos de congelamento. Logo, o tempo de congelamento não influenciou nos resultados
obtidos pela imunocromatografia.
80
Gráfico 5. Gráfico boxplot representando o tempo de congelamento das amostras segundo a
concordância realizada entre a imunocromatografia e a microscopia.
Os parâmetros de sensibilidade, especificidade e acurácia para cada um dos grupos de
congelamento foram calculados baseando-se nas tabelas 26, 27 e 28. Os resultados obtidos
podem ser observados na tabela 29.
Tabela 26. Resultados da técnica imunocromatográfica (IC) para o grupo 1 em relação as
amostras consideradas como verdadeiramente positivas (VP) e verdadeiramente negativas
(VN) agrupadas segundo o tempo de congelamento das amostras (n=100).
Imunocromatografia Total
Positivo Negativo
Grupo 1 VP 10 3 13
VN 3 21 24
Total 13 24 37
Tabela 27. Resultados da técnica imunocromatográfica (IC) para o grupo 2 em relação as
amostras consideradas como verdadeiramente positivas (VP) e verdadeiramente negativas
(VN) agrupadas segundo o tempo de congelamento das amostras (n=100).
Imunocromatografia Total
Positivo Negativo
Grupo 2 VP 11 3 14
VN 0 25 25
Total 11 28 39
81
Tabela 28. Resultados da técnica imunocromatográfica (IC) para o grupo 3 em relação as
amostras consideradas como verdadeiramente positivas (VP) e verdadeiramente negativas
(VN) agrupadas segundo o tempo de congelamento das amostras (n=100).
Imunocromatografia Total
Positivo Negativo
Grupo 3 VP 2 1 3
VN 3 18 31
Total 5 19 24
Os resultados, descritos na tabela 29, demonstram que o grupo 3, cujo tempo de
congelamento ultrapassou o período de 10 anos, apresentou um menor valor de sensibilidade
(66,7%) se comparado ao grupo 1 (Se = 76,9%) e ao grupo 2 (Se = 78,6%), grupo estes com
amostras mais recentes. No entanto, os valores de acurácia e especificidade observados tanto
para o grupo 1 (acurácia = 83,8,% ; Sp = 87,5) como para grupo 3 (acurácia = 83,3% ; Sp =
87,5%) foram bem próximos entre si. O grupo 2 foi o que apresentou os maiores valores para
os parâmetros sensibilidade (78,6%), especificidade (100%) e acurácia (92,3%).
Tabela 29. Valores de sensibilidade, especificidade e acurácia das amostras agrupadas para o
teste imunocromatográfico em relação as amostras consideradas verdadeiramente positivas
(VP) e verdadeiramente negativas (VN).
Tempo de
congelamento
Se
(%)
Sp
(%)
Acurácia
(%)
Grupo 1 (n=37) 76,9 87,5 83,8
Grupo 2 (n=39) 78,6 100 92,3
Grupo 3 (n=24) 66,7 85,7 83,3
6. DISCUSSÃO
6.1. RESULTADOS DO EXAME PARASITOLÓGICO DE FEZES
No presente estudo, foram diagnosticados diversos parasitos gastrointestinais, além da
espécie Giardia duodenalis, incluindo algumas associações parasitárias, as quais foram
evidenciadas apenas nos felinos. Meraku et al. (2007) e Pivoto et al. (2013) também
observaram uma grande diversidade parasitária em amostras de felinos, incluindo o
protozoário Giardia sp., bem como infecções mistas.
Em cães a diversidade parasitária foi bem menor, sendo evidenciadas somente duas
espécies de parasitos gastrointestinais, os ancilostomídeos e Giardia duodenalis, e nenhuma
infecção mista foi detectada. Estes dados são divergentes de diversos estudos publicados (DE
VASCONCELOS et al., 2006; DA SILVA et al., 2007;), BARNABE et al., 2015), os quais
encontraram uma maior diversidade parasitária em amostras caninas. Os dois últimos estudos
foram realizados em cidades diferentes, logo, a localização geográfica pode ter influenciado
nas taxas de prevalência dos parasitos encontrados. Sobre o estudo realizado por De
Vasconcelos et al. (2006), também realizado no estado do Rio de Janeiro, a explicação para as
diferenças encontradas pode ser devido a população escolhida, já que os autores utilizaram
amostras provenientes de canis municipais, enquanto que as amostras do presente estudo eram
constituídas majoritariamente de cães domiciliados.
Nos cães e nos gatos deste estudo, os ancilostomídeos foram um dos parasitos mais
detectados, sendo o único helminto encontrado no hospedeiro canino, corroborando com os
dados de diversos estudos brasileiros (DA SILVA et al., 2007; DE VASCONCELOS et al.,
2006; GENNARI et al., 1999; MAESTRI et al., 2012; PIVOTO et al., 2013; TORRICO et
al., 2008). Este achado já era esperado, pois foram coletadas amostras de animais com
diferentes faixas etárias e segundo Urqhart et al. (1991) este parasito pode estar presente em
83
animais independentemente de suas idades, e com isso, podem parasitar os referidos
hospedeiros por toda a vida.
Giardia duodenalis foi o protozoário diagnosticado com maior frequência (18%) no
presente estudo, assim como observado por Maestri et al. (2012). Similarmente, em seu
estudo sobre as parasitoses gastrointestinais realizado em cães e gatos, na cidade de São
Paulo, Tavares et al. (2005) utilizando o exame parasitológico de fezes, observou uma
prevalência de 19,55% (26/133) de infecção por Giardia sp. Diferentemente, Gennari et al
(1999) e Torrico et al. (2008) encontraram Cystoisospora sp. como protozoário mais
prevalente em suas amostras.
A literatura mundial apresenta uma grande variabilidade nas frequências de positividade
para Giardia duodenalis tanto para o hospedeiro canino como para o hospedeiro felino. Nos
cães, podem ser observadas frequências que variam de 5 a 70% (GENNARI et al., 1999;
GREZANA & MARQUES, 2003; MUNDIM et al., 2003; ZÁRATE et al., 2003; BECK et al.,
2005; BRENER et al. 2005; LABRUNA et al., 2006; LÓPEZ et al., 2006; DA SILVA et al.,
2007; TORRICO et al., 2008; BRINKER et al., 2009; KATAGIRI & OLIVEIRA-
SEQUEIRA, 2010; MAESTRI et al., 2012; MARQUES & BORGES, 2014; MOTA et al.,
2014; PIPIA et al., 2014; TSENG et al., 2014).
Já nos gatos, esta faixa varia de 0,9% a 35% (GENNARI et al., 1999; ARBABI &
HOOSHYAR, 2000; HUBER et al., 2002; SERRA et al., 2003; TAVARES, 2005;
TESSEROLLI et al., 2005; LÓPEZ et al., 2006; PALMER et al., 2008; TORRICO et al.,
2008; BRINKER et al. , 2009; GATES & NOLAN, 2009; DALL´AGNOL et al., 2010;
KINGSBURY et al., 2010; JAROS et al., 2011; KHALAFALLA et al., 2011; MCDOWALL
et al., 2011; DADO et al., 2012; PIVOTO et al., 2013). Portanto, as taxas de positividade
observadas no presente estudo de, respectivamente, 12% e 24% para cães e gatos, estão dentro
da faixa observada na literatura.
Outros estudos também conduzidos no estado do Rio de Janeiro utilizando o exame
parasitológico de fezes encontraram frequências de positividade para Giardia duodenalis em
amostras fecais caninas e felinas semelhantes as obtidas no presente estudo (HUBER et al.,
2002; SERRA et al., 2003; BRENER et al., 2005). Contudo, no estudo realizado por De
Vasconcelos et al. (2006), no Rio de Janeiro, foi observado uma frequência inferior, de 1,5%,
para as amostras de cães avaliadas, embora estes cães fossem oriundos de abrigos municipais.
Alguns fatores podem explicar as divergências encontradas na literatura no que diz
respeito as taxas de prevalência deste protozoário. Uma delas seria a população escolhida, a
84
qual é bastante heterogênea entre os estudos, tanto em relação à faixa etária quanto às
questões de criação dos animais (errantes, domiciliados, canis ou gatis). Cabe ressaltar
também que a maioria das amostras do presente estudo foi coletada de caninos e felinos que
não possuíam evidências de sinais clínicos (animais assintomáticos). Conforme exposto por
Sotiriadou et al. (2013), a ausência de sintomas pode levar a subestimação na detecção deste
protozoário, em função de uma baixa eliminação de cistos nas fezes, o que por sua vez,
culmina com dados incompletos e interpretação imprópria dos resultados publicados.
O fato dos gatos apresentarem uma maior diversidade parasitária e uma maior frequência
de positividade para Giardia duodenalis pode ser explicado parcialmente pela escolha da
população amostral, uma vez que a maioria das amostras de gatos do presente estudo foi
obtida de gatis e abrigos, enquanto que a maioria dos cães eram domiciliados. Segundo Beck
et al. (2005), Giardia duodenalis pode acometer principalmente os animais que vivem em
grupos. Para Kirkpatric & Farrel (1984) os animais errantes e aqueles que se encontram em
abrigos são mais expostos aos fatores de risco, devido ao seu maior contato com água,
alimentos e fezes de animais ou pessoas infectadas, estando, deste modo, mais vulneráveis.
Além do mais, deve ser pontuado um outro fator, que seria o hábito de individualismo e
independência inerentes ao hospedeiro felino, conforme descreveram Huber et al. (2002), já
que esses animais normalmente não ficam limitados a uma área específica e, assim, percorrem
o território no qual estão inseridos, facilitando, por conseguinte, a dispersão de doenças
parasitárias.
Neste contexto, algumas hipóteses devem ser acrescentadas. Há de se considerar ainda
que as amostras do hospedeiro canino, em sua grande parte foram oriundas de coleções de
espécimes fecais, e portanto, o exame parasitológico foi realizado em diferentes momentos ao
longo de 13 anos e por um número maior de microscopistas, o que pode ter contribuído para a
maior quantidade de amostras negativas encontradas pela análise microscópica. Para Dixon et
al. (1997) e Vidal & Catapani (2005), a experiência e o nível de fadiga do microscopista, além
da quantidade de debris presentes na lâmina, podem influenciar no resultado da análise por
microscopia óptica.
Outro aspecto que deve ser considerado é o número de amostras analisadas de cada
hospedeiro. Mundim et al. (2003), utilizaram em seu estudo três amostras de cada hospedeiro,
coletadas ao longo de sete dias, e obtiveram uma positividade de aproximadamente 68% para
Giardia duodenalis. Taboada & Merchant (1997) ressaltam que o número de coletas é de
suma importância para obtenção de resultados satisfatórios pelo exame parasitológicos com
85
visualização por microscopia óptica, uma vez que quanto maior o número de amostras
coletadas, maior a chance de obtenção de positividade. Estes autores recomedam a realização
do exame em 3 amostras coletadas em dias alternados, visto que os cistos são excretados de
forma intermitente, evitando assim os resultados falso-negativos. Além disso, segundo
Brinker et al. (2009), deve-se atentar para os animais considerados “baixos excretores”, os
quais podem passar por um período de até 21 dias sem eliminar cistos. Portanto, a utilização
de uma única amostra de fezes no presente estudo pode ter influenciado no número de animais
positivos encontrados, contribuindo para a obtenção de frequências inferiores à algumas das
relatadas na literatura. A utilização de uma única amostra fecal de cada animal ocorreu em
virtude da dificuldade na coleta de amostras seriadas, especialmente dos animais errantes e
provenientes de abrigos (canis e gatis). Tal dificuldade também já foi relatada por Bartmann
& Araújo (2004). Além disso, todas as amostras provenientes das coleções não haviam sido
coletadas de forma seriada.
Assim, apesar de entendermos que a utilização de uma única amostra de fezes de cada
animal pode ter influenciado nos níveis menores de positividade no EPF, acreditamos que isto
não acarreta em uma depreciação da importância do presente estudo, uma vez que este não
possui um caráter epidemiológico, e sim o de comparação de metodologias diagnósticas.
Conforme mencionado por Mundim et al. (2003), as disparidades nos resultados
encontrados na literatura podem ser atribuídas ainda às diferenças nas técnicas de diagnóstico
empregadas. Para Bartmann & Araújo (2004), as técnicas parasitológicas de fezes trazem
consigo algumas limitações, sendo estas, o baixo número de cistos encontrados nas fezes,
eliminação intermitente destes, pequeno tamanho dos cistos o que pode culminar com os
possíveis erros de identificação, principalmente de técnicos inexperientes e, portanto, trata-se
de um método de baixa sensibilidade. Além disso, há de se considerar alguns pontos que
ocorrem corriqueiramente na rotina da clínica veterinária, tais como a disponibilidade de
tempo do proprietário, o que pode inviabilizar a realização do exame em duas ou três
amostras como é o indicado (BARTMANN & ARAÚJO, 2004).
86
6.2. ADAPTAÇÃO DO TESTE IMUNOCROMATOGRÁFICO E SEU DESEMPENHO
NAS AMOSTRAS AGRUPADAS SEGUNDO O TEMPO DE CONGELAMENTO
Segundo Ungar et al. (1984) as técnicas imunológicas apresentam uma alta
sensibilidade e especificidade, porém, possuem como limitação a necessidade de só poderem
ser utilizadas em amostras frescas para que não haja diminuição de sua sensibilidade. Pillai &
Kain (1999), também citam que a técnica imunocromatográfica deve ser utilizada em
amostras frescas e amostras frescas congeladas. Assim, acreditamos que as adaptações
realizadas na metodologia do teste imunocromatográfico podem contribuir neste sentido,
permitindo sua utilização em sedimentos fecais congelados, expandindo assim o espectro de
utilização deste teste.
Vale ressaltar que a técnica imunocromatográfica modificada foi a que obteve a maior
frequência de positividade em relação às demais metodologias estudadas. Os resultados das
frequências encontradas coincidem com os achados de outros autores que empregaram a
técnica imunocromatográfica em diferentes hospedeiros (GARCIA & GARCIA, 2006;
IGNATIUS et al., 2014). As frequências aqui identificadas para as amostras caninas (24%;
12/50) e felinas (34%; 17/50) foram superiores as encontradas por outros autores, como por
exemplo, Huamancayo & Chavés (2015), que encontraram uma prevalência menor (17,9%)
em um estudo com amostras de cães em Lima (Peru). Enquanto que Pitães et al. (2015), em
seu estudo em Portugal, utilizando um grupo amostral composto por 51 cães obtiveram uma
frequência de positividade de 21,6% (11/51), bem próxima a encontrada no presente estudo.
Uma questão que deve ser observada é a de que os parasitos não se distribuem de
forma homogênea na amostra fecal, e portanto a utilização de um swab para coleta de uma
porção de fezes sólidas ou semisólidas para utilização no kit imunocromatográfico poderia
levar a resultados falso-negativos, especialmente em baixas cargas parasitárias (CURRENT &
GARCIA, 1991). Assim, acreditamos que a utilização do sedimento fecal, em detrimento da
amostra fecal total, pode ter favorecido o diagnóstico de amostras com baixa quantidade de
cistos, em virtude da concentração da amostra necessária para obtenção do sedimento fecal.
A diferença entre os índices de positividade observados para a técnica
imunocromatográfica nas amostras de cães e de gatos pode ter ocorrido em virtude da maior
parte das amostras felinas ter sido considerada como positiva pelas demais técnicas, enquanto
que grande parte das amostras de cães foi identificada como negativa pelos outros métodos,
não havendo correlação com o tempo de congelamento. Contudo, de acordo com Ash & Ariel
(1987) e Verhoeven (2015), amostras mais antigas costumam culminar com possíveis erros no
87
diagnóstico, pois o tempo de congelamento das amostras pode interferir na observação de
Giardia, já que este pode influenciar na concentração dos cistos nas amostras, tornando sua
detecção mais difícil.
Entretanto, Knisley et al. (1989) afirmam que as técnicas imunológicas para detecção
de antígenos de Giardia são estáveis, mesmo quando os antígenos são submetidos ao
congelamento a – 20ºC ou refrigerados a 2 -7ºC. No entanto, estes autores cogitaram a idéia
de que a intensidade colorimétrica dos resultados pode ser reduzida por múltiplos episódios de
congelamento/descongelamento (> 2 eventos), sobretudo nas amostras cujas cargas
parasitárias são baixas, gerando, por conseguinte, os chamados resultados fracamente
positivos ou falsos negativos. Já para Ungar et al. (1984), a realização do processo de
descongelamento de amostras (até 15 vezes) não interfere na característica de antigenicidade
do protozoário. Tal afirmativa é corroborada pelo próprio processo de preparo dos antígenos
utilizados em técnicas sorológicas, o qual envolve o congelamento e descongelamento dos
parasitos.
Mediante a análise dos resultados apresentados e considerando a similaridade
evidenciada nos parâmetros estatísticos, pode-se afirmar que o tempo de congelamento não
interferiu significativamente nos parâmetros de sensibilidade, especificidade e acurácia do
teste imunocromatográfico modificado, corroborando assim com as observações de Knisley
et al. (1989) e Ungar et al. (1984).
Sendo assim, mediante os resultados obtidos, pode-se afirmar que o teste
Imunocromatográfico ALERE GIARDIA Ag TEST KIT® adaptado apresentou, de uma
maneira geral, um bom desempenho independentemente do tempo de armazenamento da
amostra. Deve-se destacar a importância destes resultados, que permitem o emprego desta
metodologia para um escopo ainda maior de análises, especialmente para triagem de
sedimentos fecais congelados em bancos de amostras, permitindo análises epidemiológicas e
comparativas ao longo de diferentes décadas. Tais estudos são dificultados quando se
emprega o exame parasitológico de fezes com posterior visualização por microscopia
convencional, visto que o congelamento destrói os cistos e torna sua detecção muito difícil.
Além disso, a utilização de métodos moleculares nestas amostras pode não trazer resultados
satisfatórios em virtude do armazenamento não ter sido realizado a uma temperatura de –
70°C, considerada ideal para preservação do material genético. Portanto, de acordo com os
resultados aqui apresentados, esta adaptação metodológica pode ser um recurso válido para
amostras mais antigas e que foram armazenadas em temperatura de congelamento usual (-20°
88
C), como as aqui estudadas, uma vez que foi possível detectar positividade em amostras com
mais de 10 anos de congelamento.
De acordo com Garcia & Shimizu (2000), Garcia et al. (2003), Regnath et al. (2006) e
Weitzel et al. (2006), a detecção de antígeno pela imunocromatografia pode ser uma
ferramenta diagnóstica alternativa, considerando a sua facilidade e a sua rapidez de execução,
podendo ser aplicada tanto para amostras frescas como para amostras conservadas, além de
não dependerem de equipamento mais sofisticado para sua realização.
6.3. COMPARAÇÃO E CONCORDÂNCIA ENTRE AS TÉCNICAS
É importante salientar que são poucos os estudos que comparam diferentes
metodologias para diagnóstico de Giardia duodenalis em amostras de cães e gatos, sobretudo
referentes aos níveis de concordância entre as ferramentas diagnósticas. Sendo que para o
hospedeiro felino, os estudos são mais raros ainda, dadas as dificuldades inerentes a coleta das
amostras destes hospedeiros em particular. Assim sendo, pode-se dizer que o presente estudo
foi um dos primeiros que utilizou diferentes metodologias e que procurou estudar os
parâmetros e os níveis de concordância das técnicas empregadas para amostras oriundas de
ambos os hospedeiros. Contribuindo assim com dados valiosos para comparação em estudos
futuros.
Outro ponto que merece ser abordado é a definição do padrão de referência (padrão-
ouro) para os estudos de comparação, já que a escolha de um teste de referência pode
interferir nos resultados obtidos pelas técnicas estudadas. Segundo Weitzel et al. (2006), a
utilização do exame parasitológico de fezes como padrão-ouro, por exemplo, pode
comprometer a comparação, em virtude dos resultados gerados pela referida técnica poderem
ser falso-negativos em casos cuja densidade parasitária é baixa ou quando os parasitos
intactos encontram-se ausentes na amostra. Além disso, este é um método mais subjetivo do
que os ensaios imunológicos, pois dependem das habilidades individuais dos microscopistas
envolvidos, visto que os cistos são diminutos e similares a outros micro-organismos, tais
como as leveduras (DRYDEN et al., 2006). Assim, estes pesquisadores consideram não haver
uma técnica padrão-ouro confiável para os estudos de comparação, e propõem a classificação
das amostras em verdadeiramente positivas e negativas baseado em critérios envolvendo mais
de uma técnica diagnóstica. De fato, a utilização desta metodologia no presente estudo
89
permitiu traçar comparações mais adequadas, especialmente pelo fato das amostras serem em
grande parte de baixa carga parasitária, o que é sabido resultar em falso-negativos no EPF.
Os resultados do estudo de Rimhanen-Finne et al. (2007), também apontam que outros
métodos podem ser empregados como padrões de referência. Estes pesquisadores realizaram
um estudo comparativo entre as técnicas de microscopia por imunofluorescência (utilizada
como padrão de referência) e o ELISA, empregando 150 amostras caninas, e observaram uma
sensibilidade de 100% e especifidade de 96% em relação ao padrão de referência, e uma boa
concordância entre as técnicas (κ=0,71).
A literatura mundial apresenta uma grande variabilidade nas frequências de
positividade para Giardia duodenalis em testes imunológicos tanto para o hospedeiro canino
como para o hospedeiro felino. Neste sentido, Olson et al. (2010), no Canadá, evidenciaram
em seu estudo frequências positivas inferiores, 13% das amostras caninas (241/1871) e 4,1%
das amostras felinas (16/389); e Carlin et al. (2006), nos EUA, obtiveram taxas de
positividade de 10,28% para amostras felinas (513/4.978) e de 15,6% paras as amostras
caninas (2.506/16.114). Zanzani et al. (2004), também encontraram em seu estudo conduzido
na Itália, uma frequência inferior de 11,06 % (51/463) nos cães examinados, enquanto que
Papini et al. (2013), no mesmo país, utilizando a mesma metodologia observou uma taxa de
positividade maior, de 55,2% (101/183) em cães de diferentes abrigos. Itoh et al. (2006),
estudando a prevalência de G. duodenalis em gatos de um distrito do Japão, encontraram uma
prevalência de 40% (n=600) nos felinos pelo ELISA. Entretanto, há de se considerar que uma
frequência menor ou maior de observação de parasitos pode não refletir a capacidade do
método diagnóstico empregado, e sim a variação da prevalência local e a presença de outros
condicionantes, como por exemplo, fatores climáticos.
No estado do Rio de Janeiro, destaca-se o estudo realizado por Mendes-de-Almeida et
al. (2007), que também utilizaram o método de ELISA, no qual foi evidenciado uma taxa de
positividade de 28,4% (n=208) em felinos. E a pesquisa de Labarthe et al. (2008), que
utilizaram tanto amostras caninas como felinas, nas quais foram observadas frequências de
positividade de 9,7% e 15,6%, respectivamente. Tais resultados foram bem próximos aos
encontrados no presente estudo.
Na comparação efetuada entre as frequências de positividade obtidas pelo exame
parasitológico de fezes (18%), pela técnica imunocromatográfica (29%) e pelo ELISA (26%)
no presente estudo, foi observada uma diferença importante entre as frequências dos métodos
imunológicos quando comparados ao EPF. Deve-se destacar que os resultados das técnicas
90
imunológicas foram bem próximas, já que estas utilizam princípios semelhantes. A ligeira
diferença encontrada pode estar relacionada a especificidade dos métodos empregados, uma
vez que o material fornecido pelos dois laboratórios não informa quais são as proteínas
utilizadas como alvo dos anticorpos presentes no kit.
Olson et al. (2010) estudaram a prevalência e diagnóstico de infecção por Giardia sp.
em cães e gatos, notando os seguintes resultados: 18,5% (241/1.871) dos cães foram positivos
para o protozoário em questão pela técnica imunocromatográfica e dessas 241 amostras, em
31,8% (61/241) foi possível a detecção de cistos pelo exame parasitológico de fezes; nas
amostras felinas, foi detectado coproantígeno de Giardia sp. em 10,8% (16/389) pelo teste
imunocromatográfico e dessas amostras positivas, em 26,7% (4/16) foi possível observar
cistos deste parasito.
Cleto (2014) em estudo de prevalência realizado com gatos para detecção de
Giardia spp., coletou amostras de 34 animais e as submeteram as técnicas microscópicas e
imunocromatográficas, obtendo baixas taxas de positividade: 4 amostras (11,8%) foram
positivas e 30 amostras (88,2%) foram negativas por ambas as técnicas.
Quadros et al. (2015), em seu estudo realizado em Santa Catarina, utilizando 108
amostras de cães domiciliados e 357 amostras de cães de abrigos, obtiveram índices de
positividade de 14,58% pela técnica de centrifugo-flutuação e 11,24% pela técnica de
sedimentação. Além disso, estes autores analisaram amostras de 56 cães domiciliados e 159
de cães de abrigo pela técnica ELISA, encontrando uma positividade de 33,68% (37/215).
Cirak & Bauer (2004), na Alemanha, também compararam as metodologias
convencionais e técnicas comerciais ELISA para detecção de antígenos de Giardia sp. em 270
cães e 100 gatos. Neste estudo, foram encontrados pela técnica parasitológica de fezes, 9,5%
e 0% de positividade nas amostras de cães e gatos, respectivamente e, já pela técnica ELISA
foi possível notar positividade em 29,5% das amostras caninas e em 22,4 % das amostras
felinas.
As diferenças encontradas nos diversos dados da literatura podem ser resultantes de
uma falta de padronização dos métodos utilizados, uma vez que a sensibilidade varia
conforme o método diagnóstico empregado. Além disso, outros fatores também podem
contribuir para esta variabilidade, sendo os principais a variação geográfica, diferenças no
número amostras, características da população estudada (p.ex., idade, raça, imunidade), e até
mesmo as diferenças nas condições de manejo dos animais, que reflete assim na taxa de
91
exposição dos mesmos aos fatores de risco (BIANCIARDI et al., 2004; BECK et al., 2005;
WEITZEL et al., 2006).
A frequência de concordância entre a imunocromatografia e o EPF foi de 75% e o
coeficiente kappa calculado revelou nível de concordância moderado para as amostras totais
(κ = 0,45), para as amostras caninas (κ = 0,51) e felinas (κ = 0,44). Ademais, o resultado do
teste de Mcnemar revelou diferença estatisticamente significativa entre os testes. Já a
comparação entre EPF e ELISA obteve frequência de concordância de 80% e foram
encontrados valores de kappa moderados tanto para as amostras gerais (κ = 0,52) como para
as amostras caninas (κ = 0,56) e felinas (κ = 0,49).
Estas diferenças observadas se devem a discrepâncias nos resultados de positividade
em 28 amostras. Em 8 amostras nas quais encontrou-se cistos de Giardia pela microscopia,
não houve detecção de coproantígenos deste protozoário em 5 amostras. Nas outras três
amostras, foi possível detectar coproantígenos, em uma pela técnica imunocromatográfica e,
em duas pela técnica ELISA. Estes resultados discordantes também foram observados por
Garcia & Garcia (2006).
Em contrapartida, em 20 amostras houve a detecção de antígenos parasitários, porém
não foram encontrados cistos pela microscopia convencional. Destas, 12 amostras foram
consideradas verdadeiramente positivas em razão de apresentarem positividade em ambos os
ensaios imunológicos (imunocromatografia e ELISA). Das oito amostras restantes, seis foram
positivas apenas na imunocromatografia e duas apenas no ELISA.
Das seis amostras positivas apenas na imunocromatografia, 4 apresentaram linhas
muito fracas na leitura do teste imunocromatográfico, o que pode indicar baixa carga
parasitária ou possivelmente resultados falso–positivos. Entretanto, o aparecimento da linha
tênue no resultado de teste imunocromatográfico também ocorreu em uma amostra que foi
positiva também pelo ensaio de ELISA, o que indica que estes resultados possivelmente se
tratam de um resultado falso-negativo obtido pela microscopia em função de uma baixa carga
parasitária. É importante destacar que tanto a imunocromatografia como o ELISA foram
realizados utilizando-se o sedimento fecal, o que pode ter contribuído para uma concentração
do coproantígeno e facilitado sua detecção nas amostras contendo baixa quantidade de
parasitos.
Vale ressaltar que devido ao alto número de divergências encontrado, os resultados de
concordância entre a microscopia e a imunocromatografia apresentaram diferenças estatísticas
92
significativas, o que não foi observada nas demais comparações, visto que para estas os
números de divergências foram proporcionalmente menores.
Para a comparação feita entre as técnicas imunológicas foi evidenciado um maior nível
de concordância tanto pelo Teste McNemar (89%) como pelo coeficiente kappa (κ > 0,73). A
similaridade em relação às duas metodologias imunológicas, em virtude de ambas as técnicas
utilizarem como alvo proteínas da superfície de cistos e trofozoítos do parasito, proporcionou
menores divergências de resultados. Entretanto, o número pequeno de divergências
observadas pode ter ocorrido em razão de diferenças no reconhecimento antigênico destas
proteínas a partir de um mesmo substrato (sedimento fecal).
Huamancayo & Chavés (2015) em seu estudo comparativo entre a
imunocromatografia e as técnicas parasitológicas utilizando amostras caninas encontraram
uma concordância moderada (κ=0,58) entre a técnica imunocromatográfica e a de
sedimentação e uma concordância substancial (κ=0,78) entre a imunocromatografia e a
técnica de flutuação.
Entretanto, outros autores puderam contemplar melhores resultados de concordância
em seus estudos. Eduardo (2008), em seu estudo de detecção de Giardia sp. em Portugal tanto
em amostras de origem humana (n= 29 crianças) como de origem canina (n= 61),
empregando o mesmo kit (Simple Giardia®, Operon, S.A.), encontrou pela técnica
imunocromatográfica uma positividade de 13,8% e 49,2%, respectivamente. É importante
destacar que o kit empregado pelo referido autor foi diferente do que foi utilizado no presente
estudo. Das 29 amostras humanas, em 6,9% foi possível detectar cistos nas fezes e das 64
amostras caninas foi possível identificar em 49,2% cistos deste protozoário. Na comparação
efetuada entre as técnicas foi verificado um grau de concordância excelente para as amostras
caninas, já que em ambos os resultados os valores das frequências foram os mesmos.
Segundo Eduardo (2008), as discrepâncias entre os resultados podem ser
multifatoriais, tendo como principais fatores a intermitência de liberação dos cistos,
problemas na hora da coleta bem como no armazenamento e transporte das amostras, ou
mesmo devido a erros inerentes à realização das técnicas laboratoriais, em especial a
microscopia. Uma outra questão importante que pode influenciar os resultados de detecção
deste protozoário está relacionado à diversidade genética entre os isolados do parasito na
população ou grupo estudado (Ignatus et al., 2014).
De acordo com Rishniw et al. (2010), os resultados negativos obtidos em ensaios
imunológicos podem ser em parte explicados por concentrações antigênicas baixas nas
93
amostras analisadas, estando abaixo dos limites de detecção do teste, produzindo, por
conseguinte, resultados falso-negativos. Cabe ressaltar também que os limiares de detecção
são diferentes entre os métodos imunológicos, o que pode gerar divergências de resultados
quando se emprega testes com metodologias diferentes em amostras com baixa carga
parasitária. Chan et al. (2000), sugeriram ainda que o nível antigênico pode ficar
temporariamente abaixo do limiar de detecção, explicando as discrepâncias que podem haver
nas técnicas que se baseiam na detecção de antígenos.
Além disso, Strand et al. (2008) e Rishniw et al. (2010) chamam a atenção para a
possibilidade de excreção persistente de antígenos solúveis nas amostras fecais, por várias
semanas ou meses, mesmo após a eliminação do parasito, o que poderia contribuir para
resultados falso-positivos.
Em relação aos resultados fracamente positivos, como por exemplo os observados na
imunocromatografia no presente estudo, Meraku et al. (2007) levantaram a hipótese de estes
poderem ocorrer nas amostras diarréicas, devido a diluição da concentração dos cistos, tendo
em vista a maior quantidade de líquido presente nestas amostras. Referente esta questão, não
foi possível avaliar uma possível correlação entre os resultados fracamente positivos obtidos
no presente estudo e a presença de diarréia no animal, uma vez que a informação acerca da
consistência fecal não estava disponível para todas as amostras analisadas.
Sobre os resultados falso-negativos encontrados no exame parasitológico de fezes,
Weitzel et al. (2006) e Mahdy et al. (2008), reiteram que podem ocorrer em casos em que a
carga parasitária é baixa ou pela ausência das formas parasitárias intactas ou completas. Cabe
aqui destacar que, conforme mencionado anteriormente, a grande maioria das amostras
utilizadas no presente estudo foi obtida de animais assintomáticos, e que portanto
provavelmente estavam eliminando baixas concentrações de cistos.
Além destas questões cogitadas anteriormente, devem ser considerados ainda os
fatores extrínsecos que podem assim influenciar na eficiência de um método diagnóstico em
particular, assim sendo, o volume da amostra examinada, o tempo de coleta, o uso de líquidos
conservantes e as condições de envio ao laboratório também podem provocar alterações nos
resultados dos exames (ASH & ORIEHL, 1987).
Com relação ao nível de concordância pelo coeficiente kappa, há poucos dados na
literatura para amostras animais. Desta forma, para o hospedeiro canino, o nível de
concordância e os valores de kappa encontrados na comparação da microscopia e do ELISA
94
foram menores dos que os obtidos no estudo comparativo realizado por Uchôa (2009), que
obteve em seus resultados uma concordância quase perfeita (κ = 0,83).
Sobre o hospedeiro felino, não há dados na literatura acerca do nível de concordância
empregando o coeficiente kappa entre as técnicas imunológicas e a microscopia convencional
e, com isso, não foi possível discutir esta variável para este hospedeiro. Assim, os dados
obtidos no presente estudo poderão contribuir de forma a subsidiar outras pesquisas futuras de
cunho comparativo.
Um fato que deve ser contemplado é que o ELISA foi elaborado para ser utilizado em
amostras humanas. Logo, o esperado é que mais estudos com este hospedeiro sejam
encontrados e, geralmente, os dados obtidos relativos a performance das técnicas
imunológicas sejam melhores do que aqueles observados para as amostras de origem animal.
Por exemplo, Rodrigues-Ulloa & Riviera-Jacinto (2011), em seu estudo comparativo entre
ELISA e a técnica de sedimentação espontânea observaram uma taxa de positividade de
28,3% (49/174) em amostras humanas pela técnica de sedimentação e uma taxa de 29,3%
pelo ELISA (51/174). Sendo que em 118 amostras, foi notada a detecção do parasito pelas
duas técnicas, e 7 amostras que foram negativas pela sedimentação foram positivas pelo
ELISA.
Os cálculos dos parâmetros estatísticos apresentaram valores bem próximos para as
técnicas imunológicas. E comparando estes com o exame parasitológico, foi observada uma
maior sensibilidade dos métodos imunológicos em relação ao exame parasitológico, o que já
era esperado. Entretanto, a acurácia e o valor preditivo negativo do exame parasitológico
foram bem próximos aos dos métodos imunológicos.
Os dados da literatura sobre estes parâmetros são vastos para amostras de origem
humana, tendo em vista que a maioria das técnicas e kits imunológicos foram desenvolvidos
para uso nestes espécimes. Dentre os estudos, realizados tanto pela técnica de ELISA como
pelo método imunocromatográfico em amostras humanas, em que foi encontrada uma alta
sensibilidade e especificidade, destacam–se o de Behr et al. (1997), Rocha et al. (1999),
Hanson & Cartwright (2001), Garcia et al. (2003), Meraku et al. (2007).
No entanto, alguns estudos encontraram valores menores, como por exemplo, Rishniw
et al. (2010), que compararam 4 técnicas, duas de detecção de cistos (microscopia
convencional e IFD) e duas para detecção de coproantígenos (ELISA e imunocromatografia).
Estes autores mencionaram alguns pontos que podem explicar a grande quantidade de
resultados negativos gerados, sendo os principais a intermitência na liberação dos cistos e as
95
baixas concentrações antigênicas excretadas em animais infectados subclinicamente ou
cronicamente, podendo estas, estarem abaixo dos limites de detecção, produzindo, por
conseguinte, resultados falso-negativos.
Pelos resultados observados para as amostras caninas, a imunocromatografia foi
certamente a técnica que apresentou a maior sensibilidade e maior valor de preditividade
positiva. O valor de acurácia desta foi bem próximo das demais técnicas comparadas.
Entretanto, seu valor de especificidade e de preditividade negativa foram os menores. Estes
achados foram similares aos relatados por Sadaka et al. (2015) em seu estudo com amostras
humanas, no qual foi comparado as técnicas de imunocromatografia e de ELISA com a
microscopia. Estes autores observaram valores próximos para os parâmetros estatísticos
calculados para as técnicas imunológicas e ainda notaram um desempenho superior das
técnicas imunológicas em relação ao exame parasitológico de fezes.
Para Sadaka et al. (2015), os menores valores obtidos para especificidade pelas
técnicas imunológicas podem ser explicados pela detecção de amostras positivas por ambas as
técnicas, mas que foram negativas pelo EPF, sendo estas amostras consideradas por estes
autores como falso-positivas.
A alta sensibilidade encontrada pela técnica de ELISA para amostras caninas vai de
encontro com alguns dados encontrados na literatura sobre a alta sensibilidade desta técnica
imunológica. Zanzani et al. (2014), em estudo de prevalência realizado na Itália, evidenciaram
uma sensibilidade de 99,6% e uma especificidade de 100% (n=463). Papini et al. (2013),
utilizando uma amostragem de 143 amostras fecais caninas, encontraram pela técnica de
ELISA, uma sensibilidade de 88,9% e especificidade de 95,8%. Ambos os estudos foram
realizados com amostras caninas coletadas de solos oriundos de diversas cidades da Itália.
Decock et al. (2003), compararam a microscopia e o ELISA e encontraram uma alta
sensibilidade, maior que 90%. É importante salientar que estes autores trabalharam com
amostras de cães da raça Beagle, de ambos o sexos, todos filhotes, assintomáticos e
clinicamente sem alterações aparentes e realizaram o sistema de coleta seriado composto por
três amostras coletadas em dias alternados, o que pode explicar a alta sensibilidade observada
pelos mesmos.
Entretanto, Mircean et al. (2012), em seu estudo conduzido em amostras caninas na
Romênia encontraram um valor baixo de sensibilidade (19,44%) e especificidade para a
técnica de ELISA, e com isso o valor de concordância calculado foi baixo (κ = 0,19) em
relação ao EPF. Cabe ressaltar que os referidos autores utilizaram em seu estudo, amostras de
96
cães de diferentes origens (domiciliados, de canis, errantes, de pastoreio), com idade entre 1 a
16 anos, e realizaram coleta de somente uma amostra por animal. Estes fatores podem, então,
ter influenciado no baixo valor de sensibilidade encontrado.
Para as amostras felinas, o teste de ELISA foi o que apresentou melhor performance,
já que apresentou os maiores valores de sensibilidade, acurácia e valor preditivo negativo. A
técnica imunocromatográfica por sua vez, apresentou valores similares, porém, ligeiramente
mais baixos. Olson et al. (2010), em contrapartida, encontraram para o teste de ELISA uma
sensibilidade bem inferior (26,7%) e especificidade similar (96,5%). Neste caso, algumas
hipóteses podem ser cogitadas, sendos estas, a escolha do padrão de referência ou o número
de resultados falso-negativos e falso-positivos encontrados em seu estudo, uma vez que essas
condições possuem relação com os parâmetros de sensibilidade e especifidade.
Behr et al. (1997) mencionaram que o diagnóstico utilizando a detecção de
coproantígenos é altamente acurado e parece ser uma ferramenta útil para o diagnóstico deste
parasito, particularmente em situações nas quais não se têm profissionais experientes para
determinar os resultados pela microscopia. Porém, os mesmos salientam que tais técnicas não
possuem a habilidade de predizer a intensidade da infecção, uma vez que estas detectam a
presença de antígenos solúveis e não de cistos. Segundo Anderson et al. (2004), a
sensibilidade desta técnica ao analisar uma única amostra fecal é de aproximadamente 70% e
quando a coleta é realizada em 3 amostras com intervalos de 2 a 3 dias, a sensibilidade
aumenta para 96%.
A alta especificidade das técnicas de detecção de antígenos pode ser explicada pelo
fato de que estas empregam normalmente anticorpos monoclonais que agem diretamente
contra antígenos específicos de Giardia duodenalis e com isso ocorre uma redução na
possibilidade de haver reações cruzadas com outros micro-organismos (ROSOFF et al. 1989).
Conforme observado anteriormente, as técnicas que se baseiam na detecção de
antígenos de Giardia sp. apresentam uma sensibilidade acima de 90% e especificidade que
pode atingir o valor de 100%. Para Hopkins et al. (1993), além da alta sensibilidade e
especificidade, este método pode ser utilizado com uma relativa relevância na rotina clínica,
pois fornece resultados de forma rápida, particularmente em situações de riscos, como são os
casos dos surtos de veiculação hídrica. Bianciardi et al. (2004), citaram também outras
vantagens destas técnicas, tais como, a sua habilidade para detectar antígenos de Giardia em
amostras frescas e congeladas em aproximadamente 15 minutos, o que amplia a sua utilidade,
97
uma vez que também podem ser utilizadas na prática veterinária, sendo assim, um diagnóstico
alternativo para infecções deste parasito em cães e gatos.
Sobre as vantagens da imunocromatografia em relação ao ELISA e as demais técnicas,
Chan et al. (2000) pontuam que as primeiras são menos laboriosas e mais rápidas, já que em
sua metodologia não há etapas de incubação, lavagens e não envolve tantos reagentes como é
o caso dos ensaios imunoenzimáticos. Pillai & Kain (1999) citam como uma vantagem
adicional desta técnica imunocromatográfica as condições de armazenamento dos kits
comerciais que empregam tal metodologia, já que estes podem ser estocados em temperatura
ambiente. De acordo com Hopkins et al. (1993), as técnicas imunocromatográficas podem ser
realizadas tanto a campo como em laboratórios, já que os valores encontrados, em seu
estudo, para a sensibilidade e especificidade nestes dois ambientes foram bem próximos.
Entretanto, pode-se inferir que a técnica parasitológica de fezes permanece ainda como
um método de grande utilidade para detecção de Giardia sp., já que é a única capaz de
identificar outros parasitos na amostra, possuindo elevada especificidade para detecção tanto
de helmintos como de protozoários (Dryden et al., 2006; Katagiri & Oliveira-Sequeira, 2007;
Meraku et al. ,2007; Dos Anjos et al., 2013). É importante ressaltar também que cinco
amostras foram positivas apenas pelo EPF, não sendo detectado antígeno pelas técnicas
imunológicas. Para Paulino (2005), mesmo com o advento das ténicas imunológicas e
moleculares, é possível a ocorrência de resultados falso negativos em todas as técnicas devido
ao caráter intermintente da eliminação dos cistos.
De acordo com Thompson (1999), em muitos casos não se justifica a substituição das
técnicas coproparasitológicas convencionais pelas demais, tendo em vista ser o recurso
diagnóstico de eleição devido a sua simplicidade, a sua sensiliblidade e o seu baixo custo.
Logo, Chalmers (2009) acredita que estas novas metodologias devem ser empregadas
como complementares e não devem substituir o exame microscópico de fezes. Pois apesar dos
avanços nas técnicas imunológicas e moleculares para o diagnóstico deste parasito, o exame
parasitológico de fezes permanece como a técnica padrão-ouro para o diagnóstico de
giardíase.
Portanto, tendo em vista as questões discutidas e mediante os resultados obtidos,
pode-se dizer que o diagnóstico de Giardia duodenalis na Medicina Veterinária possui
inúmeras limitações e dificuldades, sendo estas, a menor quantidade de ferramentas
diagnósticas disponíveis nesta área, a escassez de estudos baseados nas técnicas imunológicas,
a falta de concordância entre os testes, e os problemas referentes à coleta das amostras fecais
98
de cães e gatos. Sendo assim, pesquisas voltadas para o desenvolvimento, adaptação de
metodologias diagnósticas e ainda estudos do tipo comparativo na área veterinária tornam-se
imprescindíveis para que estas possam ser empregadas com sucesso tanto na rotina clínica
como nas pesquisas de cunho epidemiológico.
Neste sentido, considerando todas as análises e resultados, pode-se inferir que a
técnica imunocromatográfica em relação as outras técnicas utilizadas no presente estudo,
mostrou-se eficaz para as amostras oriundas de animais de companhia, sobretudo, para as
amostras caninas, considerando suas diversas vantagens, podendo ser empregada em amostras
frescas e também em amostras armazenadas por vários anos. Portanto, trata-se de uma
alternativa complementar válida que pode ser empregada tanto para a rotina clínica veterinária
como para estudos de cunho epidemiológico, uma vez que permite gerar resultados com
elevada acurácia.
7. CONCLUSÕES
O exame parasitológico de fezes mediante a realição das técnicas de sedimentação
espontânea e centrífugo-flutuação com posterior visualização pela microscopia óptica
mostrou-se de suma importância já que permitiu a detecção de outros parasitos
gastrointestinais, além de Giardia duodenalis, nas amostras analisadas.
A metodologia do ensaio imunocromatográfico adaptada foi realizada com sucesso
nos sedimentos fecais de felinos e caninos estudados, podendo ser empregada tanto na clínica
médica veterinária como em estudos de cunho epidemiológico em sedimentos fecais
congelados.
O tempo de congelamento não interferiu significativamente nos parâmetros de
sensibilidade, especificidade e acurácia do teste imunocromatográfico modificado.
O ELISA foi o teste que apresentou maior sensibilidade para detectar coproantígenos
de Giardia duodenalis.
As comparações dos resultados entres os métodos diagnósticos revelou uma
concordância substancial entre o teste de imunocromatografia e o ELISA e, moderada entre o
EPF e o testes de imunocromatografia e o ELISA.
8. REFERÊNCIAS BIBLIOGRÁFICAS
ADAM, R. D. The Biology of Giardia spp.Clinical Microbiology Reviews. Arizona, v. 55, n.
4. p: 706-732. 1991.
ADAM, R. D. Biology of Giardia lamblia. Clinical Microbiology Reviews. Arizona, v. 14, n.
3, p: 447-475. 2001.
AHMED, W.M.; MOUSA, W.M.; ABOELHADID, S.M.; TAWFIK, M.M. Prevalence of
zoonotic and other gastrointestinal parasites in police and house dogs in Alexandria, Egypt.
Veterinary World. v. 7, n. 5, p. 275-280. 2014.
ALVES, O.F.; GOMES, A.G.; DA SILVA, A.C. Ocorrência de enteroparasitos em cães do
município de Goiânia, Goiás: Comparação de técnicas de diagnóstico. Ciência Animal
Brasileira, v. 6, n. 2, p. 127-133. 2005.
ANDERSON, K.A.; BROOKS, A.; MORRISON A.L., REID-SMITH, R.J.; MARTIN, S.W.;
BENN, D.N. Impact of Giardia vaccination on asymptomatic Giardia infections in dogs at a
research facility. Can Vet J. v. 45, n.11, 924–930. 2004.
ANKARKLEV, J.; JERLSTROM-HULTQVIST, J.; RINGQVIST, E.; TROELL, K., &
SVARD, S. G. Behind the smile: Cell biology and disease mechanisms of Giardia species.
Nature Reviews Microbiology. v. 8, p. 413-422. 2010.
APPELBEE, A.J.; THOMPSON, R.C.; OLSON, M.E. Giardia and Cryptosporidium in
mammalian wildlife - current status and future needs. Trends Parasitol. v. 21, p. 370-376,
2005.
ARAUJO, W.T.; CHÁVEZ, A.V.; EVA-CASAS, A.; FÁLCON, N.P. Prevalencia de Giardia
sp. em Canis familiaris de los distritos de La Provincia Constitucional Del Callao. Rev. Inv.
Péru. v. 15, n. 2, p. 145-150. 2004.
ARBABI, M.; HOOSHYAR, H. Gastrointestinal parasites of strays cats in Kashan, Iran.
Tropical Biomedicine. v. 26, n . 1, p. 16-22. 2000.
101
ASH, L.R.; ORIEHL, T.C. Parasites: a guide to laboratory procedures and identification.
Chicago: ASCP Press, 1987. 328 p.
BALLWEBER L.R.; XIAO L.; BOWMAN D.D.; KAHN G.; CAMA V.A. Giardiasis in dogs
and cats: update on epidemiology and public health significance. Trends Parasitol. v.26, n. 4,
p. 180-189. April, 2010.
BARNABE, A.S; FERRAZ, R.R.N.; DE CARVALHO, V.L.; DE MENESES, R.G.; DA
SILVA, L.F.C.; KATAGIRI, S. Prevalência de parasitas intestinais em cães domiciliados na
Zona Oeste da região metropolitana de São Paulo. Revista UNILUS Ensino e Pesquisa. v.12,
n. 27, p. 28-31. 2015.
BARR, S.C.; BOWMAN, D.D.; ERB, H.N. Evaluation of two test procedures for diagnosis
of giardiasis in dogs. American Journal Veterinary Research, v. 53, p. 2028-2031. 1992.
BARR, S.C.; BOWMAN, D.D. Giardiasis in dogs and cats. Compend Cont Educ Pract Vet. v.
6, p. 603-614. 1994.
BARTMANN, A.; ARAUJO, F. A. Freqüência de Giardia lamblia em cães atendidos em
clínicas veterinárias de Porto Alegre, RS, Brasil. Cienc. Rural, v.34, n.4, p. 1093-1096. 2004.
BECK, C.; ARAÚJO, F. A.P.; OLICHESKI, A. T.; BREYER, A. S. Frequência da infecção
por Giardia lamblia (Kunstler, 1882) em cães (Canis familiaris) avaliada pelo Método de
Faust e cols. (1939) e pela Coloração da Auramina, no município de Canoas, RS, Brasil.
Ciência Rural. Santa Maria. v. 35, n.1, p. 126-130. 2005.
BEHR, M.; KOKOSKIN, E.; GYORKOS, T.W.; CEDILOTTE, L.; FAUBERT, G.M.;
MACLEAN, J.D. Laboratory diagnosis for Giardia lamblia infection: A comparison of
microscopy, coprodiagnosis and serology. Can. J. Infect. Dis. v. 8, n. 1, p. 33-38. 1997.
BENCHIMOL, M. Participation of the adhesive disc during karyokinesis in Giardia lamblia.
Biol Cell. v. 96, p. 291-301. 2004.
BIANCIARDI, P.; PAPINI, R.; GIULIANI, G.; CARDINI, G. Prevalence of Giardia antigen
in stool samples from dogs and cats. Revue Méd Vét. v.155, n. 8-9, p. 417-422. 2004.
BOWMAN D.D.; LYNN, R.C.; EBERHARD, M.L. Georgi’s Parasitology for
veterinarians. 8 ª ed. St. Louis: Saunders, 2003, 422 p.
BOWMAN, D. Georgis’ parasitology for veterinarians. 9ª ed. St. Louis: Saunders, 2009,
464 p.
BOWMAN, D. D.; LUCIO-FORSTER, A. Cryptosporidiosis and giardiasis in dogs and cats:
Veterinary and public health importance. Experimental Parasitology. v. 124, p. 121–127.
2010.
BRENER, B.; LISBOA, L.; MATTOS, D.P.B.G.; ARASHIRO, , E.K.N.; MILLAR, P.R.;
SUDRÉ, A.P.; DUQUE, V. Frequência de enteroparaitas em amostras fecais de cães e gatos
dos municípios do Rio de Janeiro e Niterói. Rev. Bras. Ci Vet. v. 12, n. 113, p. 102-105. 2005.
102
BRINKER, J.C.; TEIXEIRA, M. C; ARAUJO, F.A.P. Ocorrência de Giardia spp. em cães e
gatos no município de Caxias do Sul, RS. Revista da FZVA. Uruguaiana, v. 16, n.1, p. 113-
119. 2009.
BURET, A.G.; MITCHELL, K.; MUENCH, D.G.; SCOTT, K.G.E. Giardia lamblia disrupts
tight junctional ZO-1 and increases permeability in non-transformed human small intestinal
epithelial monolayers: effects of epidermal growth factor. Parasitology. v. 125, n. 01, p. 11-
19. 2002.
BURET, A.G. Pathophysiology of enteric infections with Giardia duodenalis. Parasite. 15:
261-265, 2008.
CACCIÒ, S.; DE GIACOMO M.; POZIO, E. Sequence analysis of the β-giardin gene and
development of a polymerase chain reaction-restriction fragment length polymorphism assay
to genotype Giardia duodenalis from human faecal samples. International Journal for
Parasitology. 32:1023–1030, 2002.
CACCIÒ S.M.; THOMPSON, R.C.; MCLAUCHLIN, J.; SMITH, H.V. Unravelling
Cryptosporidium and Giardia epidemiology. Trends Parasitol. v. 21, n. 9, n. 430-437, 2005.
CACCIÒ, S.M.; RYAN, U. Molecular Epidemiology of Giardiasis. Molecular & Biochemical
Parasitology. v. 160, n.2, p. 75-80. 2008.
CACCIÒ, S.M.; SPRONG, H. Giardia duodenalis: genetic recombination and its implications
for taxonomy and molecular epidemiology. Experimental Parasitology. v. 124, p. 107-112.
2010.
CAMPANATI, L.; TROESTER, H.; MONTEIRO-LEAL, L.H.; SPRING, H.;
TRENDELENBURG, M.F.; SOUZA, W. Tubulin diversity in trophozoites of Giardia
lamblia. Histochem Cell Biol. v. 119, p. 323-331. 2003.
CARLIN, E.P.; BOWMAN, D.D.; SCARLETT, J.M.; GARRETT, J.; LORENTZEN, L.
Prevalence of Giardia in symptomatic dogs and cats throughout the United States as
determined by the IDEXX SNAP Giardia test. Veterinary Therapeutics. v. 7, p. 199–206.
2006.
CARMENA D.; CARDONA G.A.; SÁNCHEZ-SERRANO L.P. Current situation of Giardia
infection in Spain: Implications for public health. W. J. Clin. Infec. Dis. v. 25, 1, p. 1-12.
2012.
CASTILLO-ROMERO, A.; LEON-AVILA, G.; RANGEL, A. P.; ZARATE, R. C.; TOVAR,
C. G.; HERNANDEZ, J.M. Participation of actin on Giardia lamblia growth nd encystation.
Plos One, Bristol, v.4. n. 9. 2009.
CAVALIER-SMITH, T. Protist phylogeny and the high-level classification of Protozoa.
European J. Protist. v. 39, p. 338–348. 2003.
CAVALINI, P.P.; ZAPPA, V. Giardíase Felina. Revista Científica Eletrônica de Medicina
Veterinária. Garça-São Paulo. n. 16, Ano IX. Jan, 2011.
103
CHALMERS, R.M. Advances in diagnosis - is microscopy still the benchmark? p.143. In:
Ortega-Pierres M.G., Caccio S., Fayer R., Mank T., Smith H., Thompson R.C.A. Giardia and
Cryptosporidium: From molecules to disease, Ed. 1, Cabi publishing, 2009.
CHAN, R.; CHEN, J.; YORK, M;K.; SETIJONO, N.; KAPLAN, R.L. GRAHAM, F.;
TANOWITZ, H.B. Evaluation of a Combination Rapid Immunoassay for Detection
of Giardia and Cryptosporidium antigens. J. Clin. Microbiol. v. 38, n.1, p. 393–394. 2000.
CIRAK, V.Y.; BAUER, C. Comparison of conventional coproscopical methods and
commercial coproantigen ELISA kits for the detection of Giardia and Cryptosporidium
infections in dogs and cats. Berl. Münch. Tierärzl. Wschr. v. 177, p. 410-413. 2004.
CLAEREBOUT, E.; CASAERT, S.; DALEMANS, A.; DE WILDE, N.; LEVECKE, B.;
VERCRUYSSE, J. GEURDEN, T. Giardia and other intestinal parasites in diferrent dogs
populations in Nothern Belgium. Vet Parasitol. v. 161, n 1-2, p. 41-46, 2009.
CLETO, E.L.A. Estudo de prevalência de infecção por Giardia spp. em gatos no Concelho de
Manteigas. Mestrado Integrado em Medicina Veterinária Relatório de estágio curricular de
domínio fundamental na área de Saúde Pública e Inspeção Sanitária. Universidade de Évora,
Portugal, 2014, 98 p.
COELHO, W.M.D.; DO AMARANTE, A.F.T.; DE SOUTELLO, R.V.G.; MEIRELES,
M.V.; BRESCIANI, K.D.S. Ocorrência de parasitos gastrintestinais em amostras fecais de
felinos no município de Andradina, São Paulo. Rev. Bras. Parasitol. Vet., Jaboticabal. v. 18,
n. 2, p. 46-49. 2009.
COGGON, T.; ROSE, G.; BARKER, D. J. Measurement error and bias. In: COGGON, T.;
ROSE, G.; BARKER, D. J. Epidemiology for the Uninitiated. 3 ed. London: BMJ
Publishing Group. p.20-25. 1993.
COLLI, C.M.; BEZAGIO, R.C.;, NISHI, L.; BIGNOTTO, T.S.; FERREIRA, E.C.;
FALAVIGNA-GUILHERME, A.L.; GOMES, M.L. Identical Assemblage of Giardia
duodenalis in Humans, Animals and Vegetables in an Urban Area in Southern Brazil
Indicates a Relationship among Them. PLoS ONE. v. 10, n. 3, p. 1-12. 2015.
COOPER, M.A.; ADAM, R.D.; WOROBEY, M.; STERLING, C.R. Populations genetics
provides evidence for recombination in Giardia. Currente Biology. v.17, n. 22, p. 1984-1988.
2007.
CORRIPIO, I.F.; CISNEROS, M.J.G.; ORMAECHAE, T.G. Diagnóstico de las parasitosis
intestinalis mediante a detección de coproantígenos. Enferm. Infecc. Microbiol Clin. v. 28, p.
33-39. 2010.
COTTON, J.A.; BEATTY, J.K.; BURET, A.G. Host parasite interactions and
pathophysiology in Giardia infections. International Journal for Parasitology. v. 41, p. 925–
933. 2011.
CURRENT, W.L.; GARCIA, L.S. Cryptosporidiosis. Clin Laboratory Med. v. 11, p. 873–
897. 1991.
104
DADO, D.; MONTOYA, A, BLANCO, M.A.; MIRÓ, G.; SAUGAR, J.M.; BALLO, B.;
FUENTES, I. Prevalence and genotype of Giardia duodenalis from dogs in Spain: possible
zoonotic transmission and public health importance. Parasitol. Res. v. 11, p. 2419-2422.
2012.
DA SILVA, A.S.; CEOLIN, L.V.; CARGNELUTTI, J.F.; PESSOA, G.A.; OLIVEIRA, C.B;
QUINTAL, A. P.N.; MONTEIRO, S.G. Prevalência de Parasitismo em cães domiciliados
num bairro de Santa Maria – RS. Saúde Santa Maria. v. 33, n. 1, p. 27-31, 2007.
DA SILVA, S.M.M.D. Prevalência de Giardia sp. e Cryptosporidium spp. .m populações de
cães de diferentes regiões do munícipio de Porto Alegre, RS, Brasil. Dissertação de mestrado
em Ciências Veterinárias. Universidade Federal do Rio Grande do Sul, Porto Alegre, 2010,
138 p.
DALL´AGNOL, L.P.; OTTO, M.A.; DA SILVA, A.S.; MONTEIRO, S.G. Parasitos
gastrointestinais em gatos naturalmente infectados no município de Santa Maria no estado do
Rio Grande do Sul, Brasil. Acta Veterinária Brasilica. v. 4, n. 3, p. 181-184. 2010.
DAVIDS, B.J.; GILBERT, M.N.; LIU, Q.; REINER, D.S.; SMITH, A.J.; LAUWAET, T.;
MCARTHUR, A.G.; GILLIN, F.D. An Atypical Proprotein Convertase in Giardia
lamblia Differentiation. Mol Biochem Parasitol. v. 175, n. 2, p. 169–180. 2011.
DE ALMEIDA, C.C.; MARQUES, S.M.T.; MIQUELLUTI, D.J.; DE QUADROS, R.M.
Giardíase em crianças e cães do mesmo domícilio e de bairros periféricos de Lages, Santa
Catarina. Revista Ciência e Sáude, Porto Alegre. v. 3, n. 1, p. 9-13. 2010.
DE CARLI, G.A. Diagnóstico laboratorial das parasitoses humanas. Métodos e técnicas.
1ª ed. Rio de Janeiro, Medsi, 1994, 315 p.
DE CASTRO, T.X.; UCHOA, C.M.A.; DE ALBUQUERQUE, M.C.; LABARTHE, N.;
GARCIA, R.C.N.C. Canine Parvovirus (CPV) and Intestinal Parasites: Laboratorial Diagnosis
and Clinical Signs From Puppies With Gastroenteritis. Intern J Appl Res Vet Med. v. 5, n. 2,
p. 72-76. 2007.
DECOK, C.; CADIERGUES, M.C.; LARCHER, M.; VERMOT, S. FRANK, M. Comparison
of two techniques for diagnosis of giardiasis in dogs. Parasite. v. 10, p. 69-72. 2003.
DE VASCONCELOS, M.C.; BARROS, J.S.L.; OLIVEIRA, C.S. Parasitas gastrointestinais
em cães institucionalizados no Rio de Janeiro, RJ. Rev. Saúde Pública. v. 40, n. 2, p. 321-323.
2006.
DIXON, B.R.; PARENTEAU, M.; MARTINEAU, C.; FOURNIER, J. A comparison of
conventional microscopy, immunofluorescence microscopy and flow cytometry in the
detection of Giardia lamblia cysts in beaver fecal samples. Journal of Immunological
Methods. v.202, p. 27-33. 1997.
DOGRUMAN AL, F.; KUSTIMUR, S.; OZEKINCI, T.; BALABAN, N.; ILHAN, M.N. The
use of enzyme linked immunosorbent assay (ELISA) and direct fluorescent antibody (DFA)
methods for diagnosis of Giardia intestinalis. Turkye Parazitoloji Dergisi. v. 30, n. 4, p. 275-
278. 2006.
105
DOS ANJOS, D. S.; BABO-TERRA, V. J.; BORGES, F. A. Giardíase felina – Uma
zoonose?. Acta Veterinaria Brasilica. v. 7, p.81-90. 2013.
DRYDEN, M.W.; PAYNE, P.A.; SMITH, V. Comparison of common fecal flotation
technique for the recovery of parasite eggs and oocysts. Veterinary Therapeutics. v. 6. n. 1, p.
15-18. 2005.
DRYDEN, M.W.; PAYNE, P.A.; SMITH, V. Accurate diagnosis of Giardia spp. and proper
fecal examination procedures. Veterinary Therapeutics. v. 7, p. 4-14. 2006.
DUBEY, J.P. Zoonotic Diseases Laboratory, U.S. Department of Agriculture, Beltsville,
Maryland. The Veterinary Clinics of North America. Small Animal Practice, v. 23, n. 1, p.
37-55, 1993.
ECKMANN, L.; GILLIN, F.D. Microbes and microbial toxins: paradigms for microbial-
mucosal interactions. I. Pathophysiological aspects of enteric infections with the lumen-
dwelling protozoan pathogen Giardia lamblia. Am J Physiol Gastrointest Liver Physiol. v.
280, p. 1-6. 2001.
ECKMANN, L. Mucosal defences against Giardia. Parasite Immunol. v. 25, p. 259–70,
2003.
EDUARDO, J.M.C. Caracterização genética de Giardia Lamblia de origem humana e animal
em Portugal. Dissertação de mestrado em Microbiologia Molecular. Aveiro: Universidade de
Aveiro – Departamento de Biologia, Portugal, 2008, 110 p.
ESTEVEZ, E.G; LEVINE, J. A. Examination of preserved stool specimens for parasites lack
of values of the direct wet mount . Journal of Clinical Microbiology. v. 22, p. 666-667. 1985.
FACIULLI, P; RUBINI, A.S.; TAKAHIRA, R.K.; LOPES, R.S. Ocorrência de Giardia sp.
em duas populações de cães do município de Botucatu, São Paulo. ARS Veterinaria,
Jaboticabal, SP. v. 21, n.1, p. 47-50. 2005.
FAUBERT, G. Immune response to Giardia duodenalis. Clin. Microbiol. Rev. v. 13, p. 35-54.
2000.
FAUST, E.C.; SAWITZ, W.; TOBIE, J.; ODOM, V.; PERES, C.; LINCICOME, D.R.
Comparative efficiency of various technics for the diagnosis of Protozoa anda helminthes in
feces. J. Parasitol. v. 25, p. 241-262. 1939.
FAYER, R.; DUBEY, J.P.; LINDSAY, D.S. Zoonotic protozoo: from land to sea. Trends
Parasitol. v. 20, p. 531-536. 2004.
FENG, Y.; XIAO, L. Zoonotic potential and molecular epidemiology of Giardia species and
giardiasis. Clin Microbiol Rev. v. 24, n.1, p. 110-140. 2011.
FERREIRA, M.A.S.; RODRIGUES, J.S.; ANDRADE, R.L.F.S.; JESUS, H.A.; BARROS,
S.L.B. Avaliação de endoparasitos em cães domiciliados, de abrigo e errantes na cidade de
Aracaju- Sergipe. Medicina Veterinária, Recife. v. 3, n.3, p. 20-25. 2009.
106
FONTARRANOSA, M.F.; VEZZANI, D.; BASABE, J.; EIRAS, D.F. An epidemiological
study of gastrointestinal parasites of dogs from Southern Greater Buenos Aires (Argentina):
age, gender, breed, mixed infections, and seasonal and spatial patterns. Vet. Parasitol. v.136,
p. 283–295. 2006.
GARCIA, L.S. Diagnostic Medical Parasitology. Ed. Washington: ASM Press, 2001. 1092
p.
GARCIA, L.S; SHUM, A. C. ; BRUCKNER, D. A. Evaluation of a new monoclonal antibody
combination reagent for direct fluorescence detection of Giardia cysts and Cryptosporidium
oocysts in human fecal specimens. J. Clin. Microbiol. v. 30, n. 12, p. 3255–3257. 1993.
GARCIA, L.S.; SHIMIZU, R.Y. Evaluation of nine Immunoassay kits (Enzyme
Immunoassay and direct fluorescence) for detection of Giardia lamblia and Cryptosporidium
parvum in Human Fecal Specimens. Journal of Clinical Microbiology. p. 1526-1529, v. 35, n.
6, 1997.
GARCIA L.S.; SHIMIZU, R.Y. Detection of Giardia lamblia and Cryptosporidium parvum
antigens in human fecal specimens using the ColorPAC combination rapid solid-phase
qualitative immunochromatographic assay. J. Clin. Microbiol. v. 38, n. 3, p. 1267-1268.
2000.
GARCIA, L.S.; SHIMIZU, R.Y.; NOVAK, S.; CARROLL, M.; CHAN, F. Commercial assay
for detection of Giardia lamblia and Cryptosporidium parvum antigens in human fecal
specimens by rapid solid-phase qualitative immunochromatography. J. Clin. Microbiol.v. 41,
p. 209-212. 2003.
GARCIA, J.G.D.; SIMÕES, M.J.S; ALVARENGA, V.L.S. Avaliação de diferentes métodos
no diagnóstico laboratorial de Giardia lamblia. Revista de Ciências Farmacêuticas Básica e
Aplicada, v. 27, n.3, p. 253-258. 2006.
GARCIA, L.S.; GARCIA, J.P. Detection of Giardia lamblia Antigens in Human Fecal
Specimens by a Solid-Phase Qualitative Immunochromatographic Assay. J. Clin.
Microbiol. v. 44, n. 12, n. 4587-4588. 2006.
GATES, M.C.; NOLAN, T.J. Endoparasite prevalence and recurrent across different age
groups of dogs and cats. Veterinary Parasitology. v. 166, n. 1-2, p. 153-158. 2009.
GENNARI, S. M.; KASAI, N.; PENA, H. F. J.; CORTEZ, A. Ocorrência de protozoários e
helmintos em amostras de fezes de cães e gatos da cidade de São Paulo. Braz. J. Vet. Animal.
Sci., v. 36, n. 2, SP. 1999.
GEURDEN, T.; BERKVENS, D.; CASCERT, S.; VERCRUYSSE, J.; CLAEREBOUT, E. A
Bayesian evaluation of three diagnostic assays for the detection of Giardia duodenalis in
symptomatic and asymptomatic dogs. Vet. Parasitol. v. 157, n. 14-20. 2008.
GEURDEN, T.; VERCRUYSSE, J.; CLAEREBOUT, E. Is Giardia a significant pathogen in
production animals?. Exp Parasitol. v. 124, n. 1, p. 98-106. 2010.
107
GEURDEN, T.; OLSON, M. Giardia in pet and farm animals, and their zoonotic potential, p.
71-79. In: Luján, H.D.; Svärd, S. Giardia: A model organism. Austria, SpringerWien
NewYork, 2011.
GOMES, K. B; FERNANDES, A. P.; MENEZES, A.; JUNIOR, R. A.; SILVA, E. F.;
ROCHA, M. O. Giardia duodenalis: genotypic comparison between a human and a canine
isolates. Revista da Sociedade Brasileira de Medicina Tropical. v. 44, n. 4, p. 508-510. 2011.
GREEN, E.L.; MILES, M.A.; WARHUST, D.C. Immunodiagnostic detection of Giardia
antigen in faeces by rapid visual enzyme-linked immunosorbent assay. The Lancet. v. 28, p.
691-693.1985.
GREZZANA, R.B.; MARQUES, S.M.T. Prevalência de Giardia sp. em cães na cidade de
Concórdia, SC, Brasil. Revista de Ciências Agroveterinárias, Lages. v. 2, n. 2, p. 136-139.
2003.
GREINERT, J. A. Avaliação de técnicas para detecção e quantificação de Giardia spp. e
Cryptosporidium spp. em água de piscinas. Dissertação de Mestrado do Programa de Pós-
Graduação em Biotecnologia, da Universidade Federal de Santa Catarina, 2002, 103 p.
GRUFFYDD-JONES, J.; ADDIE, D.; BELAK, S.; BOUCRAUT-BARALON, C.;
EGBERINK, H.; FRYMUS, J.; HARTMANN, K.; HOSIE, M.J.; LIORET, A.; LUTZ, H.;
MARSILIO, F.; MOSTI, K.; PENNISI, M.G.; RADFORD, A.D.; THIRY, E.; TRUYEN, U.;
HORZINEK, M.C. Giardiasis in cats (ABCD guidelines on prevention and management).
Journal of Feline Medicine and Surgery. v. 15, p. 650-652. 2013.
HANSON, K.L.; CARTWRIGHT, C.P. Use of an enzyme immunoassay does not eliminate
the need to analyse multiple stool specimens for sensitive detection of Giardia lamblia.
Journal of Clinical Microbiology. v. 39, n. 2, p. 474-477. 2001.
HOFFMANN, W. A.; PONS, J.A.; JANER, J.L. The sedimentation-concentration method in
schistosomiasis mansoni. Puerto Rico. J. Public. Hlth. Trop Med. v. 9, p. 283-298. 1934.
HOPKINS, R.M.; DEPLAZES, P.; MELONI, B.P.; REYNOLDSON, J.A.; THOMPSON,
R.C.A. A Field and laboratory evaluation of a commercial ELISA for the detection of Giardia
coproantigens in humans and dogs. Transactions oh the Royal Society of Tropical Medicine
and Hygiene. v. 87, p. 39-41. 1993.
HUAMANCAYO, F.L.; CHAVÉS, A. V. Giardiasis em perros menores de três años que
concurren a los Parques Públicos Del Distrito de Santigo de Surco em Lima Metropolitana.
Rev. Inv. Vet. Péru. v. 26, n. 2, p. 296-302. 2015.
HUBER, F.; BOMFIM, T.C.B.; GOMES, R.S. Comparação entre infecção por
Cryptosporidium sp. e por Giardia sp. em gatos sob dois sistemas de criação. Rev. Bras.
Parasitol. Vet. v.11, n. 1, p. 7-12. 2002.
HUBER, F.; BOMFIM, T.C.B.; GOMES, R.S. Comparison between natural infection by
Cryptosporidium sp., Giardia sp. in dogs in two living situations in the west zone of the
municipality of Rio de Janeiro. Vet. Parasitol. v.130, p. 69-72. 2005.
108
IGNATIUS, R.; GAHUTU, J.B.; KLOTZ, C.; MUSEMAKWERI, A.; AEBISCHER, T.;
MOCKENHAUPT, F. P. Detection of Giardia duodenalis assemblage A and B isolates by
immunochromatography in stool samples from Rwandan children. Clin. Microbiol. Infect. v.
20, p. 783–784. 2014.
ITOH, N.; MURAOKA, N. KAWAMOTA, J.; AOKI, M.; ITAGAKI, T. Prevalence of
Giardia intestinalis infection in household cats of Tohoku District in Japan. J. Vet. Med. Sci.
v. 68, n. 2, p. 161-163. 2006.
ITOH, N.; KANAI, K.; HORI, Y.; HOSHI, F.; HIGUCHI, S. Prevalence of Giardia
intestinalis and other zoonotic intestinal parasites in private household dogs of the Hachinohe
area in Aomori prefecture, Japan in 1997, 2002 and 2007. J. Vet. Sci. v.10, p. 305–308. 2009.
IVANOV, A. I. Giardia and giardiasis. Bulg. J. Vet. Med. v. 13, n. 2, p. 65−80. 2010.
JACOBS, S.R.; FORRESTER, C.P.; YANG, J. A survey of the prevalence of Giardia in dogs
presented to Canadian veterinary practices. Can. Vet. J. v. 42, n. 1, p. 45–46. 2001
JAROS, D.; ZYGNER, W.; JAROS, S.; WEDRYCHOWICZ, H. Detection of Giardia
intestinalis assemblages A, B and D in domestic cats from Warsaw, Poland. Pol J Microbiol.
v. 60, n.3, p. 259-263. 2011.
JARVINEN, J.A. Blackwell’s Five Minute Veterinary Consult: Canine and Feline, Blackwell
Publishing, 2007.
KATAGIRI, S.; OLIVEIRA-SEQUEIRA, T.C.G. Zoonoses causadas por parasitas intestinais
de cães e o problema de diagnóstico. Arq. Int. Biol., São Paulo, v. 74, n. 2, p 175-184. 2007.
KATAGIRI, S.; OLIVEIRA-SEQUEIRA, T.C.G. Prevalence of dog intestinal parasites and
risk perception of zoonotic infection by dog owners in Sao Paulo State, Brazil. Zoonoses
Public Health. v. 55, p. 406-413. 2008.
KATAGIRI, S.; OLIVEIRA-SEQUEIRA, T.C.G. Comparison of three concentration methods
for the recovery of canine intestinal parasites from stool samples. Experimental Parasitology.
v. 126, p. 214-219. 2010.
KEEPS, M.S.S.F.; DIONELLO, M.A.; GATTI, F.;SUSIN, L.R.O.; SIGNORINI, V.R.M.;
SCAINI, C. J. Infecção por parasita com potencial zoonótico em cães semidomiciliados e
domiciliados. XIX Congresso Brasileiro de Parasitologia.
Rev. Pat. Trop. Porto Alegre – RS. 2006.
KEULEN H.; VAN KEULEN, H.; MACECHKO, P.T.; WADE, S.; SCHAAF, S.; WALLIS,
P.M.; ERLANDSEN, S.L. Presence of human Giardia in domestic, farm and wild animals,
and environmental samples suggests a zoonotic potential for giardiasis. Veterinary
Parasitology. v.108, p. 97-107. 2002.
KHALAFALLA, R. E. A Survey Study on Gastrointestinal Parasites of Stray Cats in
Northern Region of Nile Delta, Egypt. PLoS ONE. v.6, n. 7, p. 1-4. 2011.
109
KINGSBURY, D.D.; MARKS, S.L.; CAVE, N.J.; GRAHN, R.A. Identification os
Tritrichomonas foetus and Giardia spp. infection in pedigree show cats in New Zeland. New
Zealand Veterinary Journal. v. 58, n. 1, p. 6-10. 2010.
KIRKPATRICK, C. E.; GREEN, G. A. Susceptibility of Domestic Cats to Infections with
Giardia lamblia Cysts and Trophozoites from Human Sources. Journal of Clinical
Microbiology. v. 21, n. 5, p. 678-680. 1985.
KIRKPATRICK, C. E.; FARREL, J.P. Feline giardiasis: observations on natural and induced
infections. Am. J. Vet. Res. v. 45, p. 2182-2188. 1984.
KIRKPATRICK, C.E. Giardiasis. Vet Clin North Am Small Anim Pract. v. 17, n. 6, p. 1377–
1387. Nov, 1987.
KNISLEY, C.V.; ENGELKIRK P.G.; PICKERING, L.K. Rapid detection of Giardia antigen
in stool with the use of enzyme immunoassays. Am. J. Clin Pathol. v. 91, p. 704-708. 1989.
KOFOID, C.A; CHRISTENSEN, E.B. On binary an multiple fission in Giardia muris
(Grassi). Univ. Calif. Publ. Zool. v.16, p. 30-54. 1915.
KOFOID, C.A.; CHRISTENSEN, E.B. A critical review of the nomenclature of human
intestinal flagellates. Univ. Calif. Publ. Zool. 20: 160, 1920.
KUK S.; YAZAR S.; CETINKAYA U. Stool sample storage conditions for the preservation
of Giardia intestinalis DNA. Mem Inst Oswaldo Cruz, Rio de Janeiro.v. 107, n. 8, p. 965-968.
2012.
LABARTHE, N.; MENDES-DE-ALMEIDA, F.; BALBI, M., SALOMÃO, M.; PAIVA, J.;
CRISSIUMA, A.L.; GARCIA, R.C.N.C.; MIRANDA, M. Prevalence of Giardia in
household dogs and cats in the State of Rio de Janeiro using the Idexx Snap® Giardia Test.
Intern. J. Appl. Res. Vet. Med. v. 6, n. 3, p. 200-206. 2008.
LABRUNA, M.B.; PENA, H.F.J.; SOUZA, S.L.P.; PINTER, A. SILVA, J.C.R.; RAGOZO,
A.M.A.; CAMARGO, L.M.A.; GENNARI, SM. prevalencia de endoparasitas em cães da área
urbana do município de Monte Negro, Rondônia. Arq. Inst. Biol., São Paulo. v. 73, n. 2, p.
183-193. 2006.
LALLE, M.; POZIO, E.; CAPELLI, G.; BRUSCHI, F.; CROTTI, D.; CACCIÒ, S.M.
Genetic heterogeneity at the b-giardin locus among human and animal isolates of Giardia
duodenalis and identification of potentially zoonotic sub-genotypes. International Journal for
Parasitology. v.35, p. 207–213. 2005.
LALLO, M.A.; RODRIGUES, L.C.S.; BONDAN, D.F. Giardíase em cães e gatos: revisão.
Clínica veterinária, São Paulo, n. 43, p. 4040-4046, 2003.
LANE, S.; LLOYD, D. Current trends in research into the waterborne parasite Giardia. Crit
Rev Microbiol. v. 28, p.123–47. 2002.
LANGONI, H. Zoonoses and human beings. J. Venom. Anim. Toxins. incl Trop. Dis. v. 10, n.
22, p.111. 2004.
110
LEIB, M.S.; ZAJAC, A.M. Giardiasis in dogs and cats. Veterinary Medicine, v. 94, n.9,
p.793-802. 1999.
LEVINE, N.D. Veterinary Protozoology, Ames: Iowa State University Press. 1985, 414 p.
LEWIS; D.J.; FREEDMAN, A.R. Giardia lamblia as an intestinal pathogen. Dig Dis. v. 10,
p. 102-111. 1992.
LI, E.; ZHOU, P.; PETRIN, Z.; SINGER, S.M. Mast Cell-Dependent Control of Giardia
lamblia Infections in Mice. Infection and immunity. v. 72, n. 11, p. 6642-6649. 2004.
LOPEZ, J.; ABARCA, K.; PAREDES, P.; INZUNZA, E. Intestinal parasites in dogs and cats
with gastrointestinal symptoms in Santiago, Chile. Rev. Med. Chil. v. 134, p. 193–200. 2006.
MAESTRI, MC.H.; TONELO, L.M.; D’AGOSTINI, F.M.; MULLER, G.A.; DALLANOVA,
F.J.; WAGNER, G. Prevalência de enteroparasitos em cães no município de Capinzal, Santa
Catarina, Brasil. Unoesc & Ciências – ACBS, Joaçava. v. 3, n. 2, p. 183-190. 2012.
MAHDY, A.K.M.; LIM, Y.A.L.; SURIN, J.; WAN, K.L.; AL-MEKHLAFI, M.S.H. Risk
factors for endemic giardiasis: highlighting the possible association of contaminated water
and food. Transactions of the Royal Society of Tropical Medicine and Hygiene, v.102, p.465-
470, 2008.
MARQUES, B.C.; BORGES, F.A. Frequência de Giardia sp.; em fezes de cães, no município
de Campo Grande, MS. Rev. Bras. Med. Vet. v. 36, n. 1, p. 21-23. 2014.
MCDOWALL, R.M; PEREGRINE, A.S.; LEONARD, E.K; LACOMB, C.; LAKE, M.;
REBELO, A.R.; CAY, H.Y. Evaluation of the zoonotic potential of Giardia duodenalis in
fecal samples from dogs and cats in Otario. Can Vet J. v. 52, n. 12, p. 1329–1333. 2011.
MCGLADE, T. R.; ROBERTSON, I. D.; ELLIOTT, A. D.; THOMPSON R. C. A. High
prevalence of Giardia detected in cats by PCR. Vet. Parasitol. v. 110, p. 197–205. 2003.
MEIRELES, P.; MONTIANI-FERREIRA, F.; THOMAZ-SOCCOL, V. Survey of giardiosis
in household and shelter dogs from metropolitan areas of Curitiba, Parana state, Southern
Brazil. Vet. Parasitol. v. 152, n. 242–248. 2008.
MEKARU, S.R.; MARKS, S.L.; FELLEY, A.J.; CHOUICHA, N.; KASS. P.H. Comparison
of direct immunofluorescence, immunoassays, and fecal flotation for detection of
Cryptosporidium spp. and Giardia spp. in naturally exposed cats in 4 northern California
animal shelters. J Vet Int Med. v. 21, p. 959–965. 2007.
MELONI, B.P.; LYMBERY, A.J.; THOMPSON, R.C. Genetic characterization of isolates of
Giardia duodenalis by enzyme electrophoresis: implications for reproductive biology,
population structure, taxonomy, and epidemiology. J. Parasitol. v. 81, p. 368-383. 1995.
MENDES-DE-ALMEIDA, F.; SILVA, M. M. O.; LABARTHE, N. Giardia spp. em amostras
fecais de gatos domésticos do Rio de Janeiro, RJ. Acta Scientiae Veterinariae. v. 35, n. 1, p.
468-469. 2007.
111
MIRCEAN. V.; GÖRRKE. A.; COZMA, V. Prevalence and risk factors of Giardia
duodenalis in dogs from Romenia. Vet Parasit. v. 18, p. 325-329. 2012.
MONIS, P. T.; ANDREWS, R. H.; MARYHOFER, G.; EY, P. L. Molecular systematics of
the parasitic protozoan Giardia intestinalis. Mol. Biol. Evol. v. 16, p. 1135–1144. 1999.
MONIS, P.T; THOMPSON, R.C.A. Cryptosporidium and Giardia - zoonoses: fact or
fiction? Infection, Genetics and Evolution. v. 3, n. 4, p. 233-244. 2003.
MONIS, P.T.; CACCIO, S.M.; THOMPSON, A. Variation in Giardia: towards a taxonomic
revision of the genus. Trends in Parasitology, v.25, n.2, p.93-100. 2009.
MOTA, K.C.P.; GOMES-HERNANDEZ, C.; RESENDE-OLIVEIRA, K. Frequência de
enteroparasitos em amostras de fezes de cães em um município do Pontal do Triângulo
Mineiro, Minas Gerais, Brasil. Rev. Patol. Trop. v. 43, n. 20, p. 219-227. 2014.
MUNDIM, M.J.S.; SOUZA, S. Z.; HORTÊNCIO, S.M.; CURY, M.C. Frequência de Giardia
spp. por duas técnicas de diagnóstico em fezes de cães. Arq. Bras. Med. Vet. Zootec. v. 55, n.
6, p. 770-773. 2003.
NANTAVISAI, K.; MUNGTHIN, M; TAN-ARIYA, P. Evaluation of the sensitivities of
DNA extraction and PCR methods for detection of Giardia duodenalis in stool specimens. J
Clin Microbiol. v.45, p. 581-583. 2007.
NIKOLIC, A.; KULISIC, Z.; BOJKOVSKI, J. Giardiasis as a zoonosis: the prevalence of
Giardia in dogs in Belgrade. Acta Vet. (Belgrade), v.43, p. 239-243. 1993.
NIKOLIC, A.; DIMITRIJEVIĆ, S.; KATIĆ-RADIVOJEVIĆ, S.; KLUN, I.; BOBIĆ, B.;
DJURKOVIĆ-DJAKOVIĆ, O. High prevalence of intestinal zoonotic parasites in dogs from
Belgrade, Serbia. Acta Vet. Hung. v. 56, p. 335–340. 2008.
OLSON, M. E; MORCK, D. W.; CERI, H. The Efficacy of a Giardia lamblia Vaccine in
Kittens. Can. J. Vet. Res. v. 60, p. 249-256. 1996.
OLSON M.E; CERI H.; MORCK, D.W. Giardia vaccination. Parasitol Today. v. 16, p. 213-
217. 2000.
OLSON, M.E,; LEONARD, N.J.; STROUT, J. Prevalence and diagnosis of Giardia infection
in dogs and cats using a fecal antigen test and fecal smear. Can. Vet. J. v. 51, p. 640-642.
2010.
ORTEGA, Y.R.; ADAM, R.D. Giardia: overview and update. Clin. Infect. Dis. v. 25, p. 545–
549. 1997.
ORTEGA-PIERRES, G.; SMITH, H.V.; CACCIÒ, S.M.; THOMPSON, R.C. New tools
provide further insights into Giardia and Cryptosporidium biology. Trend in Parasitology,
Oxford. v. 25, 9, p. 410-416. 2009.
112
PALMER, C.S.; THOMPSON, R.C.A.; TRAUB, R.J.; REES, R.; ROBERTSON, I.D.
National study of the gastrointestinal parasites of dogs and cats in Australia. Veterinary
Parasitology. v. 151, p. 181–190. 2008.
PAPINI, R.; CARRERAS, G., MARANGI, M.; MANCIATI, F.; GIANGASPERO, A. Use of
commercial enzyme-linked immunosorbent assay for rapid detection of Giardia duodenalis in
dog stools in the enviroment: a Bayesian evaluation. Journal of Veterinary Diagnostic
Investigation. v. 35, n. 3, p. 418-422. 2013.
PAULINO, R.C. Detecção de Giardia sp. em amostras decais e água: extração de DNA
genômico, PCR e RFLP. Tese de Doutorado em Saúde humana e animal., Curitiba, PR.
Universidade Federal do Paraná, Setor de Tecnologia, 2005, 107 p.
PAYNE, P.; ARTZER, M. The biology and control of Giardia spp and Tritrichomonas foetus.
Vet Clin N Am Small. v. 39, n. 6, p. 993-1007. 2009.
PAZ e SILVA, F.; MONOBE, M.M.; LOPES, R.S.; ARAUJO JUNIOR, J.P. Molecular
characterization of Giardia duodenalis in dogs from Brazil. Parasitol. Res. v. 110, p. 325-
334. 2012.
PEATTIE, D. A.; ALONSO, R.A.; HEIN,A.; CAULFIELD, J. P. Ultrastructural Localization
of Giardins to the Edges of Disk Microribbons of Giardia lamblia and the Nucleotide and
Deduced Protein Sequence of Alpha Giardin. The Journal of Cell Biology. v,109, 2323-
2335.1989
PILLAI, D.R.; KAIN, K.C. Immunochromatographic strip-based detection of Entamoeba
histolytica-Entamoeba dispar and Giardia lamblia coproantigen. Journal of Clinical
Microbiology. v. 37, n. 9, p. 3017-3019. 1999.
PIPIA, A.P.; VARCASIA, A.; TAMPONI, C.; SANNA, G.; SODA, M.; PAOLETTI, B.;
TRAVERSA, D.; SCALA, A. Canine giardiosis in Sardina Island Italy: prevalence, molecular
characterization and risk factors. J. Infect. Dev. Ctries. v. 8, n. 5, p. 665-670. 2014.
PITÃES, A.; NUNES, T.; FERNANDES, A.; DE CARVALHO, L.M.M. Papel do
Parasitismo por Giardia sp. em sistemas de produção canina – Resultados em canis de criação
na região de Viseu, Portugal. Veterinary Medicine. pp. 29-36, Março/Abril, 2015.
PIVOTO, F.L.; LOPES, L.F.D.; VOGEL, F.S.F.; BOTTON, S.A.; SANGIONI, L. A.
Ocorrência de parasitos gastrointestinais e fatores de risco de parasitismo em gatos
domésticos urbanos de Santa Maria, RS, Brasil. Ciência Rural, Santa Maria. v. 43, n. 8,
p.1453-1458. 2013.
PLUTZER, J.; ONGERTHB, J.; KARANIS, P. Giardia taxonomy, phylogeny and
epidemiology: Facts and open questions. International Journal of Hygiene and
Environmental Health. v. 213, p. 321–333. 2010.
POXLEITNER, M.K.; CARPENTER, M.L.; MANCUSO, J.J.; WANG, C.J.; DAWSON,
S.C.; CANDE, W.Z. Evidence for karyogamy and exchange of genetic material in the
bionucleate intestinal parasite Giardia duodenalis. Science. v. 319, p. 1530-1533. 2008.
113
QUADROS, R.M.; WEISS, P.H.E.; MILETTI, L.C.; MARQUES, S.M.T. Comparação entre
métodos coproparasitológicos e de Enzyme-Linked Immunosorbent Assay (ELISA) para o
diagnóstico de Giardia duodenalis em crianças e cães em Santa Catarina, Sul do Brasil.
Parasitologia Americana. v. 64, n. 1, p. 11-17, 2015.
RAMESH, M.A.; MALIK, S.B.; LONGSDON JR., J.M. A phylogenomic inventory of
meiotic genes, evidences for sex in Giardia and an early eukaryotic origin of meiosis. Current
Biology. v. 15, p. 185-191. 2005.
REGNATH, T.; KLEMM, T.; IGNATIUS, R. Rapid and accurate detection of Giardia
lamblia and Crypstosporidium spp. antigens in human fecal specimens by new commercially
available qualitative immunochromatographic assay. J. Clin. Microbiol. Infect. Dis. v. 25, p.
807-809. 2006.
RIMAHANEN-FINNE, R.; ENEMAR, H.L.; KOLEHMAINEN, J.; TOROPAINEN, P.;
HANNINEM, M.L. Evaluation of immunofluorescence microscopy and enzyme-linked
immunosorbent assay in detection of Cryptosporidium and Giardia infections in
asymptomatic dogs. Veterinary Parasitology. v. 145, p. 345-348. 2007.
RISHNIW, M.; LIOTTA, J.; BELLOSA, M., BOWMAN, D.; SIMPSON, K.W. Comparison
of 4 Giardia diagnostic tests in diagnosis of naturally acquired canine chronic subclinical
giardiasis. J. Vet. Inter. Med. v. 24, p. 293-297. 2010.
RIVERA, M.; MARÍA A.; DE LA PARTE, M.A.; HURTADO, P.; MAGALDI, L.;
COLLAZO, M. Giardiasis intestinal. Mini-Revisión. Investigacion clínica, Maracaibo. v. 43,
n.2, p. 119-128. 2002.
ROBERTSON, L.J.; HANEVIK, K.; ESCOBED, A.A.; MORCH, K. Giardiasis – Why do the
symptoms sometimes never stop? Trend in Parasitology. v. 26, p. 75-82. 2009.
ROBERTSON, I.D.; THOMPSON, R.C. Enteric parasitic zoonoses of domesticated dogs
and cats. Microbes Infect. v. 4, n. 8, p. 867-73. 2002.
ROCHA, M. O.; DE MELLO, R. T.; GUIMARÃES, T. M. P. D.; DE TOLDEDO, V. P. C.
P.;, MOREIRA, M. C. C. G.; DA COSTA, C. A. Detection of a Giardia lamblia
coproantigen by using a commercially available immunoenzymatic assay, in Belo Horizonte,
Brazil. Rev. Inst. Med. trop. S. Paulo, São Paulo. v. 41, n. 3, p. 151-154. 1999.
RODRÍGUEZ-ULLOA, C.; RIVERA-JACINTO, M. ELISA y técnica de sedimentación
espontânea para el diagnóstico de infección por Giardia lamblia em muestrasfecales de niños
de Perú. Salud Púb Méx. v. 53, p. 516-519. 2011.
ROSEZ, K.V.; ALVES, F.; BLEICH, I. M. Giardia: uma infecção global. Revista Nosso
Clínico. n. 26, p. 30-34. 2002.
ROSOFF, J.D.; SANDERS, C.A.; SONNAD, S.S.; DE LAY, P.R.; HADLEY,
W.K.; VINCENZI, F.F.; YAJKO, D.M.; O'HANLEY, P.D. Stool diagnosis of giardiasis using
a commercially available enzyme immunoassay to detect Giardia-specific antigen 65 (GSA
65). J. Clin. Microbiol. v. 27, n. 9, p. 1997-2002. 1989.
114
ROXSTROM-LINDQUIST, K.; PALM, D.; REINER, D.; RINGQVIST, E.; SVARD, S.G.
Giardia immunity: na update. Trends in Parasitology. v. 22, p. 26-37. 2005.
RYAN, U.; CACCIÒ, S.M. Zoonotic potencial of Giardia. International Journal for
Parasitology. v. 43, n.12-13, p. 943-956. 2013.
SADAKA, H.A.; GAAFAR, M.R.; MADY, R.F.; HEZEMA, N.N. Evaluation of
ImmunoCard STAT test and ELISA versus light microscopy in diagnosis of giardiasis and
cryptosporidiosis. v. 114, p. 2853-2863. 2015.
SAHAGUN, J.; CLAVEL A.; GONI, P.; SERAL, C.; LLORENTE, M.T.; CASTILLO, F.J.;
CAPILLA, S.; ARIAS, A.; GÓMEZ-LUS, R. Correlation between the presence of symptoms
and the Giardia duodenalis genotype. Eur J Clin Microbiol Infect Dis. v. 27, n. 1, p. 81-83.
2008.
SANTANA, L.A.; VITORINO, R.R.; ANTONIO, V.E.; MOREIRA, T.R.; GOMES, A.P.
Atualidades sobre giardíase. Jornal Brasileiro de Medicina. v. 102, n. 1, p. 1-4. 2014.
SANTOS, L.U.; BONATTI, T.R.; CANTUSIO NETO, R.; FRANCO, R.M. Occurrence of
Giardia cysts and Cryptosporidium oocysts in activated sludge samples em Campinas, SP,
Brazil. Rev. Inst. Med. Trop. São Paulo. v. 46, p. 309-313. 2004.
SCARAMOZZINO, P.; CAVE, D.D.; BERRILLI, F., D’ORAZI, C.; SPAZIANI, A.;
MAZZANTI, S.; SCHOLL, F.; DE LIBERATO, C. A study of the prevalence and genotypes
of Giardia duodenalisinfecting kennelled dogs. The Veterinary Journal. v. 182, n.2, p. 231–
234. 2009.
SCHANTZ, P.M. Parasitic zoonoses in perspective. International Journal for Parasitology.
v. 21, n. 2, p. 161-170. 1991.
SCORZA, A.V.; LAPPIN, M.R. Co-infection of Cryptosporidium and Giardia in naturally
infected cats. In.: Diagnosis and Treatment of Cryptosporidiosis and Giardiasis in Cats
and Dogs in the United States, Clinical Sciences, Colorado State University, Fort Collins,
2007, 488 p.
SCORZA, A.V. LAPPIN, M.R. Gastrointestinal Protozol Infections, p.204-208. In.: August,
J.R., Consultation in Feline Internal Medicine. Ed 6ª, St. Louis, Elsevier, 2010, 920 p.
SERRA, C.M.B.; UCHÔA, C.M.A.; COIMBRA, R.A. Exame parasitológico de fezes de
gatos (Felis catus domesticus) domiciliados e errantes da Região Metropolitana do Rio de
Janeiro, Brasil. Revista da Sociedade Brasileira de Medicina Tropical. v. 36, n.3, p. 331-335.
2003.
SHERDING, R.G.; JOHNSON, S.E. Doença dos intestinos. In: BIRCHARD, S.J.;
SHERDING, R.G. Manual Saunders: clínica de pequenos animais. São Paulo: Roca. p.
771-803, 1998.
SHIN, J.C.; REYES, A.W.B.; KIM, .S.H.; KIM. S.; PARK, H.J.; SEO, K.W.; SONG, K. H.
Molecular detection of Giardia intestinalis from stray dogs in animal shletres of
115
Gyeongsangbuk-do (Province) and Daejeon, Korea. Korean Parasitol. v. 53, n. 4, p. 1-5.
2015.
SLOSS, M. W.; ZAJAC, A. M.; KEMP, R. L. Parasitologia clínica veterinária. São Paulo:
Manole, p. 198, 1999.
SMITH, R. D. Veterinary Clinical Epidemiology: A problem-Oriented Approach. 2 ed.
CCR Press, 279p., 1995.
SMITH, H.V.; CACCIÒ, S.M.; COOK, N.; NICHOLS, R.A.; TAIT, A. Cryptosporidium and
Giardia as foodborne zoonoses. Vet Parasitol. 149(1): 29-40, 2007.
SOGAYAR, M.I.T.L; GUIMARÃES, S. Giardia lamblia. In: NEVES, D.P. et al.
Parasitologia humana, 10 ed. São Paulo: Ateneu, 2000. p. 107-113.
SORIANO, S.V.; PIERANGELI, N.B.; ROCCIA, I.; BERGAGNA, H.F.J.; LAZZARINI,
L.E.; CELESCINCO, A.; SAIZ, M.S.; KOSSMA, A.; CONTRERAS, P.A.; ARIAS, C.;
BASUALDO, J.A. A wide diversity of zoonotic intestinal parasites infects urban and rural
dogs in Neuquén, patagônia, Argentina. Veterinary Parasitology. v. 167, p. 81-85. 2010.
SOTIRIADOU, I.; PANTCHEV, N., GASSMANN, D.; KARANIS, P. Molecular
identification of Giardia and Cryptosporidium form dogs and cats. Parasite. v. 20, n. 8, p. 1-
7, 2013.
SOUZA, D.S.; BARREIROS, J.T.; PAPP, K.M.; STEINDEL, M.; SIMOES, CM.;
BARARDI, C.R. Comparison between immunomagnetic separation, coupled with
immunofluorescence, and the techniques of Faust et al. and of Lutz for the diagnosis of
Giardia lamblia cysts in human feces. Rev Inst Med Trop Sao Paulo. 45(6):339-42, 2003.
SOUZA, S.L.P.; GENNARI, S.M.; RICHTZENHAIN, L.J.; PENA, H.F.J.; FUNADA, M.R.;
CORTEZ, A.; GREGORI, F.; SOARES, R.M. Molecular identification of Giardia duodenalis
isolates from humans, dogs, cats and catlle from the states of São Paulo, Brazil, by sequence
analisys of fragments of glutamate dehydrogenase (gdh) coding gene. Veterinary
Parasitology. v. 149, p. 258-264. 2007.
SPRONG, H.; CACCIÒ, S.M.; GIESEN, J.W.B. Identification of zoonotic genotypes of
Giardia duodenalis. PLOS Neglected Tropical Diseases, v. 3, n. 12. 2009.
STRAND, E.E.; ROBERTSON, L.J.; HANEVIK, K.; ALVSVAG, J.O.; MORCH, K.;
LANGELAND, N. Sensitivity of a Giardia antigen test in persistent giardiasis following an
extensive outbreak. Clinical Microbiology and infection. v. 14, n. 11, p. 1069-1071. 2008.
SULAIMAN, I. M.; FAYER, R.; BERN, C.; GILMAN, R. H.; TROUT, J. M.; SCHANTZ, P.
M.; DAS, P.; LAL, A. A.; XIAO, L. Triosephosphate isomerase gene characterization and
potential zoonotic transmission of multispecies Giardia intestinalis. Emerg. Infect. Dis. v. 9,
p. 1444–1452. 2003.
SULAIMAN, I. M.; CAMA, V. The biology of Giardia parasites, p. 15-32. In: Y. R. Ortega,
Foodborne Parasites. New York, USA: Springer, 2006, 284 p.
116
TABOADA, J.; MERCHANT, S.R. Infecções por protozoários e por outras causas. In:
Ettinger, S. J.; Feldman E. C. Tratado de medicina interna veterinária. 4ª Ed., Editora
Manole, São Paulo. v.1, cap.68, p. 554-572. 1997.
TANGTRONGSUP, S.; SCORZA, V. Update on the diagnostic and management of Giardia
spp. infections in dogs and cats. Topics in Companion Animal Medicine, v. 25, n.3, p. 155-
162. 2010.
TAPARÓ, C.V.; PERRI, S.H.V.; SERRANO, A.C.M.; ISHIZAKI, M.N.; DA COSTA, T.P.;
AMARANTE, A.F.T.; BRESCIANI, K.D.S. Comparação entre técnicas coproparasitológicas
no diagnóstico de ovos de helmintos e oocistos de protozoários em cães. Rev. Bras. Parasitol.
Vet. v. 15, n.1, p. 1-5. 2006.
TAVARES, F. G. Estudo das parasitoses gastrointestinais de cães e gatos domésticos no
município de São José dos Campos, SP. Relatório Final de Graduação, Curso de Ciências
Biológicas - da Faculdade de Educação da Universidade do Vale do Paraíba, 2005, 43 p.
TEODOROVIC, S.; BRAVERMAN, J.M.; ELMENDORF, H.G. Unusually low levels of
genetic variation among Giardia lamblia isolates. Eukariotic Cell. v. 6, p. 1421-1430. 2007.
TESSEROLLI, G.L.; FAYSANO, L.; AGOTANNI, J.V.B. Ocorrência de parasitas
gastrointestinais em fezes de cães e gatos, Curitiba – PR. Ver. Acad., Curitiba. v. 3, n.4, p. 31-
34. 2005.
THOMPSON, R.C.A.; REYNOLDSON, J.A.; MENDIS, A.H.W. Giardia and giardiasis.
Advanc. Parasit. v. 32, p. 1-160. 1993.
THOMPSON, R.C.A. The Eradication of Infectious Diseases. Trends in Parasitology. v. 14,
n. 11, p. 469. 1998.
THOMPSON, R.C.A. Veterinary Parasitology: Looking to the Next Millennium. Trends in
Parasitology. v. 15, n. 8, p. 320–325. 1999.
THOMPSON, R. C. A.; HOPKINS, R. A.; HOMAN, W. L. Nomenclature and genetic
groupings of Giardia infecting mammals, Parasitology. v. 16, p. 210–218. 2000.
THOMPSON, R.C.A. The zoonotic significance and molecular epidemiology of Giardia and
giardiasis. Vet Parasitol. v. 126, p. 15–35. 2004.
THOMPSON, R.C.A.; MONIS, P.T. Variation in Giardia: implications for taxonomy and
epidemiology. Adv. Parasitol. v. 58, p. 69-137. 2004.
THOMPSON, R.C.A., PALMER, C.S.; O’HANDLEY, R. The public health and clinical
significance of Giardia and Cryptosporidium in domestic animals. Vet J. v. 177, p. 18-25.
2008.
THOMPSON, R.C.A. Echinococcus, Giardia and Cryptosporidium: observational studies
challenging accepted dogma. Parasitology, Cambridge, v. 136, n.12, p. 1529-1535, 2009.
117
TORRICO, K.J.; SANTOS, K.R.; MARTINS, T.; SILVA, F.M.P.; TAKAHIRA, R.K.;
LOPES, R.S. Ocorrência de parasitas gastrointestinais em cães e gatos na rotina do
laboratório de enfermidades parasitárias da FMVZ/Unesp – Botucatu, SP. Rev. Bras.
Parasitol. Vet. v. 17, n. 1, p. 182-183. 2008.
TRAUB, R.J.; MONIS, P.T.; ROBERTSON I.; IRWIN P.; MENCKE N.; THOMPSON, RC.
Epidemiological and molecular evidence supports the zoonotic transmission of Giardia
among humans and dogs living in the same community. Parasitology. v. 128, p. 253–262.
2004.
TRUANT, A.L.; ELLIOT, S.H.; KELLY, M.T.; SMITH, J.H. Comparison of formalin-ethyl
ether sedimentation, formalin-ethylacetate sedimentation, and zinc sulfate flotation techniques
for detection of intestinal parasites. Journal of Clinical Microbiology. v. 13, n. 5, p. 882-884.
1981.
TSENG, Y.C.; HO, G.D.; CHEN, T. T. W.; HUANG, B.F.; CHENG, P.C.; CHEN, J.L.;
PENG, S,Y. Prevalence and genotype of Giardia duodenalis from faecal samples of stray
dogs in Hualien city of eastern Taiwan. Tropical Biomedicine. v. 31, n. 2, p. 305-311. 2014.
UCHÔA, F.F.M. Ensaio imunoenzimático (ELISA) e técnica de Faust e cols (1939) para o
diagnóstico da infecção por Giardia spp. (Lamb, 1859) em Canis familiares. Dissertação de
mestrado em Microbiologia e Parasitologia Aplicadas da Universidade Federal Fluminense,
2009, 131 p.
UNGAR, B.L. P.; YOLKEN, R. H.; NASH, T.; QUINN, T. C. Enzyme linked
immunosorbent assay (ELISA) for the detection of Giardia lamblia in fecal specimens, J.
Infect. Dis. v. 149, p. 90–97. 1984.
UPJOHN, M.; COBB, C.; MONGER, J., GEURDEN, T.; CLAEREBOUT, E.; FOX, M.
Prevalence, molecular typing and risk factor analysis for Giardia duodenalis infections in
dogs in a central London rescue shelter. Veterinary parasitology. v. 172, p. 341-346. 2010.
URQUHART, G.M.; ARMOUR, J.; DUNCAN, J.L.; DUNN, A.M.; JENNINGS, F.W.
Parasitologia veterinária. Rio de Janeiro : Guanabara Koogan, 1991. 306p.
VASILOPULOS, R.J.; MACKIN, A.J.; RICKARD, L.G., PHARR, G.T.; HUSTON, C.L.
Prevalence and factors associated with fecal shedding of Giardia spp. in domestic cats. J.
Anim. Hosp. Assoc. v. 42, p. 424-429. 2006.
VERHOEVEN, L.G.A. A comparison of three diagnostic techniques for the detection of
Giardia lamblia in pet dogs. University of Utrecht, Faculty of veterinary medicine, 2015, p.
26.
VIDAL, A.M.B.; CATAPANI, W.R. Enzyme-linked immunosorbente assay (ELISA)
immunoassaying versus microscopy; advantages and drawbacks for diagnosing giardiasis.
São Paulo Med. J. v. 123, n. 6, p. 282-285. 2005.
VOLOTÃO, A.C.C.; COSTA-MACEDO, L.M.; HADDAD, F.S.; BRANDÃO, A.;
PERALTA, J.M.; FERNANDES, O. Genotyping of Giardia duodenalis from human and
118
animal samples from Brazil using beta-giardin gene: a phylogenetic analysis. Acta Trop. v.
102, p. 10-19. 2007.
VOLOTÃO, A.C.C.; RAMOS, N.M.D.; FANTINATII, M.; DE MORAES, M.V.D,.;
NETTO, H.A.; STORTI-MELO, L.M.; GODOY,, E.A.M.; ROSSIT, A.R.B.; FERNANDES,
O.; MACHADO, R.L.D. Giardiasis zoonosis: between proof of principle and paradigm in the
Northwestern region of São Paulo States, Brasil. Braz. J. Infect. Dis. v. 15, n. 4, p. 382-383.
2011.
WEITZEL, T.; DITTRICH, S.; MÖHL, I.; ADUSU, E.; JELINEK, T. Evaluation of seven
commercial antigen detection tests for Giardia and Cryptosporidium in stool samples.
Clinical Microbiology and Infection. v. 12, n. 7, p. 656-659. 2006.
WILSON, J.M; HANKENSON, F.C. Evaluation of an Inhouse Rapid ELISA Test for
Detection of Giardia in Domestic Sheep (Ovis aries). Journal of the American Association for
Laboratory Animal Science. v. 49, n. 6, p. 809–813. 2010.
WILSON, L.; JORDAN, M.A. Microtubule dynamics: taking aim at a moving target.
Chemistry & Biology. September. v. 2, p. 569-573. 1995.
WOLFE, M. S. Giardiasis. Clin Microbiol Rev. v. 5, n. 1, p. 93-100, 1992.
World Health Organization. The World Health Report, 1996, Worl Health Organisation,
Geneva, 1996.
ZAJAC, A.M. Giardiasis. Compendium on continuing education. v. 14, p. 604-610. 1992.
ZAJAC, A.M.; JOHNSON, J.; KING, S.E. Evaluation of the importance of centrifugation as a
component sulfate fecal flotation examination. J. Am. An. Hosp. Assoc. v. 38, p. 221-224.
2002.
ZANZANI, S.A; DI CERBO, A.R.; GAZZONIS, A.L.; GENCHI, M.; RINALDI, L.;
MUSELLA, V.; CRINGOLI, G.; MANFREDI, M.T. Canine fecal contamination in a
metropolitan area (Milan, North-Western Italy): Prevalence of intestinal parasites and
evaluation of health risks. The Scientific World Journal, v. 2014, p. 1-6. 2014.
ZÁRATE, D.V.; CHÁVES, A.V.; CASAS, E.A.; FÁLCON, N.P. Prevalência de Giardia sp.
em canes de los distritos del cono Sur de Lima Metropolitana. Rev. Int. Vet. Perú. v. 14, n. 2,
p. 134-139. 2003.
119
ANEXO 1
Dados epidemiológicos da giardíase em diferentes anos, localidades, hospedeiros e
empregando técnicas diversas.
Autores Ano Local Técnicas Hospedeiros Frequência
(n. de
amostras
positivas)
N. total de
amostras
Gennari et
al.
1999 Brasil
(SP)
EPF (flutuação e
sedimentação)
Cães
Gatos
7,65%
16,04%
353
187
Arbabi &
Hooshyar
2000 Irã EPF (exame
direto e
sedimentação)
Gatos 0,9% (1) 113
Huber et al. 2002 Brasil
(RJ)
EPF (flutuação) Gatos 31,25% (15) 48
Serra et al. 2003 Brasil
(RJ)
EPF (flutuação) Gatos 12,1% (8)
amostras + =
cães errantes
131 amostras =
domiciliados e
errantes
Mundim et
al.
2003 Brasil
(MG)
EPF (flutuação e
sedimentação)
Cães 68, 04% (68) 100 (3
amostras
coletadas)
Grezzana &
Marques
2003 Brasil
(SC)
EPF (flutuação) Cães 40% (24/60) 60
Zárate et al. 2003 Peru (Lima)
EPF (exame direto)
sedimentação
espontânea
Cães 8,8% - (Exame
direto)
15,7%
(sedimenta-
ção)
204
Decock et
al.
2003 França EPF (flutuação)
ELISA
Cães 3 exames –
flutuação:
100%;
1 exame de
flutuação com
1 ELISA: 93%
2 Exames de
ELISA– 97%
1 exame
flutuação:
72%
30
Bianciardi
et al.
2004 Itália ELISA Cães
Gatos
19,04%
(20/105)
4,16% (2/48)
105
48
Cirak &
Bauer
2004 Alemanha
Central
ELISA e EPF
(flutuação)
Cães
Gatos
EPF: 9,5%
ELISA: 29,5%
EPF: 0%
ELISA: 22,4%
270
100
Araújo et
al.
2004 Peru EPF
(sedimentação)
Cães 9,4% (36/385) 385
120
Autores Ano Local Técnicas Hospedeiros Frequência
(n. de
amostras
positivas)
N. total de
amostras
Tesserolli
et al.
2005 Brasil
(PR)
EPF (flutuação e
sedimentação)
Cães
Gatos
19,28% (54)
13,33% (4)
280
30
Beck et al. 2005 Brasil
(RS)
EPF (flutuação) Cães 34,04% (113) 332
Alves et al. 2005 Brasil (GO)
EPF (flutuação) Cães 18 %- técnica de Sheater
7,33% - Faust
434
Tavares et
al.
2005 Brasil
(SP)
EPF (flutuação e
sedimentação)
Cães e gatos 16,55% (26) 133
Brener et
al.
2005 Brasil
(RJ)
EPF (flutuação e
sedimentação)
Cães
Gatos
5% (4)
0% (0)
212
40
López et al. 2006 Chile EPF
(sedimentação)
Cães
Gatos
21,7% (211)
19,1% (44)
972
230
De
vasconcelos
et al.
2006 Brasil
(RJ)
EPF (flutuação) Cães 1,5% (3) 204
Itoh et al. 2006 Japão ELISA Gatos 40% 240 amostras
Carlin et al. 2006 EUA EPF (flutuação)
e Imunocromato-grafia
Cães
Gatos
15,6% (2506)
10,8% (513)
16114
4978
Mekaru et al.
2007 EUA EPF (flutuação), IFD,Imuno-
ensaios (EIA E
NEIA)
Gatos 9,9% 344
Volotão et
al.
2007 Brasil
(RJ)
EPF (triagem)
Moleculares
(Gene: β-
giardina)
Humanos
Cães e Gatos
60% (223)-
EPF;
31% (62):
60- genótipo
AI;
2- genótipo
AII
8 amplificadas genótipo AI (7
cães e 1 de
gato)
366
62
29 amostras cães e 1 gato
Souza et al. 2007 Brasil
(SP)
EPF (triagem)
Molecular
Gene-alvo: gdh
Humanos
Cães
Gatos
Bovinos
29 - genótipo
AII; 8
genótipo B
7 genótipo C e
20 genótipo D
11- genótipo
F; 8 genótipo
AI
4- genótipo E;
1- genótipo
AI.
37
27
19
5
121
Autores Ano Local Técnicas Hospedeiros Frequência
(n. de
amostras
positivas)
N. total de
amostras
Da Silva et
al.
2007 Brasil
(RS)
EPF (exame
direto e
flutuação)
Cães 12,08 % (29) 248
Rimhanen-
Finne et al.
2007 Finlândia IFD
ELISA
Cães IFD - 5,33%
(8)
150
Mendes-de-Almeida et
al.
2007 Brasil (RJ)
ELISA Gatos 28,4% (59) 208
Palmer et
al.
2008 Austrália EPF
(sedimentação e
flutuação)
Cães
Gatos
9,3%
2%
1400
1063
Torrico et
al.
2008 Brasil
(SP)
EPF (flutuação) Cães
Gatos
17,91% (67);
20,96% (13)
872
140
Eduardo 2008 Portugal Imunocromato-
grafia
EPF (método de concentração
comercial e
flutuação)
Humanos
Cães
Humanos Cães
13,8% (4)
49,32% (30)
6,9% (2) 33,8% (34)
29
61
29 61
Labarthe et
al.
2008 Brasil
(RJ)
EIA Cães
Gatos
9,7%
15,6%
1837
462
Brinker et
al.
2009 Brasil
(RS)
EPF (flutuação) Cães
Gatos
5,2% (4)
13% (3)
77
23
Gates &
Nolan
2009 EUA
(Filadél-
fia)
EPF (flutuação e
sedimentação)
Cães
Gatos
3.3% (216);
2,3% (36)
6555;
1566
Coelho et
al.
2009 Brasil
(SP)
EPF (flutuação)
ELISA
Gatos 5,9% (3/51)
13,7% (7/51)
51
Uchôa 2009 Brasil
(RJ)
EPF (flutuação)
ELISA
Cães 19,1% (18/94)
14,9% (14/84)
94
Claerebout
et al.
2009 Bélgica EPF (flutuação)
Molecular
(gene alvo:β-
giardina)
Cães 9,3%
43,9% 18,1%
AII- 3;
AII- 36;
A-2
B-4;
C- 26;
D1- 16;
D2- 25;
D- 8
Domiciliados
(451); Canis
(357); Clínicas sintomáticos
(351)
63
Ferreira et
al.
2009 Brasil
(SE)
EPF (flutuação e
sedimentação)
Cães 1,9% 150
122
Autores Ano Local Técnicas Hospedeiros Frequência
(n. de
amostras
positivas)
N. total de
amostras
Olson et al. 2010 Canadá Imunocromato-
grafia (IC) e EPF
(exame direto e
flutuação)
Cães
Gatos
18,5% (241) –
IC;
Desses 241 -
31,8% (61) -
EPF
10,8%(16) –
IC;
Desses 16 –
26,7% (4) - EPF
1871
389
Katagiri e Oliveira-
Sequeira
2010 Brasil (SP)
EPF (flutuação, sedimentação e
teste de
concentração
comercial)
Cães 16,9% 254
Da Silva 2010 Brasil
(RS)
EPF (flutuação) Cães 18,50% (85) 454
Dall´Agnol
et al
2010 Brasil
(RS)
EPF (exame
direto e
flutuação)
Gatos 34,5% 116
Kingsbury
et al.
2010 Nova
Zelândia
EPF (flutuação)
ELISA
Gatos 22,7% (5)
27,3% (6)
22
Upjohn et
al.
2010 Inglaterra ELISA
Molecular (gene
alvo:β-giardina e ssurRNA )
Cães 9,9% (87)
41
amplificaram
genótipos C e
D
878
51
De Almeida
et al.
2010 Brasil
(SC)
EPF (flutuação) Humanos
Cães
20% (21)
18% (19)
105
105
Soriano et
al.
2010 Argenti-
na
EPF (flutuação e
sedimentação)
Cães 1,29% 1944
Volotão et
al.
2011 Brasil
(SP)
Moleculares,
para triagem
ensaios imuno-
enzimáticos e
EPF
Cães
Humanos
subgenótipos:
A1-3; A2-2
38
subgenótipos
A1; 6
subgenótipos
A2
5
44
Jaros et al. 2011 Polônia IFD
Moleculares
(gene-alvo: gdh)
Gatos 3,75% (6); 2
genótipo A; 2
genótipo B e 2
genótipo D
160
McDowall
et al
2011 Canadá
(Ontário)
EPF (flutuação),
ELISA – triagem
Moleculares
(genes-alvos:
gdh, tpi, β-
giardina,
ssurRNA)
Cães
Gatos
31% 37/118)-
33 genótipo D e 3 genótipo C
27% (4) -
genótipo F
118
15
123
Autores Ano Local Técnicas Hospedeiros Frequência
(n. de
amostras
positivas)
N. total de
amostras
Khalafalla
et al
2011 Egito EPF (flutuação) Gatos 2% (2) 113
Dado et al. 2012 Espanha EPF
(sedimentação)
Molecular (gene: gdh)
Cães
Gatos
Cães
Gatos
16,4% (99)
4,2% (6)
15,9%
genótipo A;
73% genótipo B; 19%
genótipo C;
34,9%
genótipo D;
9,5% genótipo
E.
Genótipo AI e
F
604
144
63
1
Pivoto et al. 2013 Brasil
(RS)
EPF (flutuação e
sedimentação)
Gatos 4,2% (08) 191
Sotiriadou et al.
2013 Alemanha Moleculares Gene-alvo: gdh
Gatos
Cães
10,5% (2)
6,2% (5)
7 - genótipo A
19
81
Papini et al. 2013 Itália ELISA
Molecular (PCR
em tempo-real)
Cães 28% (40) ;
30,8% (44)
143
Marques &
Borges
2014 Brasil
(MT)
EPF (flutuação) Cães 27,33% (41) 151
Pipia et al. 2014 Itália EPF (flutuação)
Moleculares:
(gene-alvo:β-
giardina e ssurRNA )
Cães 26,3% (172)
17 genótipos
C; 23
genótipos D;
2 genótipos A
655
47 amostras
(42
amplificadas)
Zanzani et
al.
2014 Itália ELISA Cães 11,06% (50) 463
Tseng et al. 2014 China
(Taiwan)
EPF (exame
direto)
Moleculares
Gene-alvo: β-giardina
Cães 9,3% (11)
7- genótipo C;
4 genótipo D
118
Cleto 2014 Portugal EPF (flutuação)
Imunocroma-
tografia
Cães 11,8% (4)
11,8% (4)
34
Mota et al. 2014 Brasil
(MG)
EPF (flutuação) Cães 42,5% (34) 80
Ahmed 2014 Egito EPF (flutuação e
sedimentação)
Cães 12% (21) 180
124
Autores Ano Local Técnicas Hospedeiros Frequência
(n. de
amostras
positivas)
N. total de
amostras
Pitães et al. 2015 Portugal IC
EPF (flutuação)
Cães 21,6% (11)
19,67% (10)
51
Quadros et
al.
2015 Brasil
(SC)
EPF (flutuação e
sedimentação)
ELISA
Humanos
Cães
12,08%
(11/91) EPF;
17,54%
(10/57)
ELISA
5,29%
(28/529) EPF;
22,15% (35/1580)
ELISA
9,25%
(10/108)EPF;
16,07%
(9/56)ELISA
8,1% (29/357)
17,61%
(28/159)
grupoI
(amostras
coletadas
escola)
Grupo II
(amostras
enviadas ao laboratório)
grupo III- cães
domiciliados
Grupo IV -
cães CCZ
Pitães et al. 2015 Portugal IC
EPF (Flutuação)
Cães 21,6% (11)
19,67% (10)
51
Huaman-
cayo & Chavés
2015 Peru EPF (flutuação e
sedimentação)
Imunocro-
matografia
Cães Flutuação:
17,9%;
Sedimen-
tação:12,1%
25,0%
140
Verhoeven 2015 Bélgica EPF (flutuação)
x
IFD (padrão-
ouro)
PCR em tempo
real (gene-alvo: ssurRNA) x
IFD (padrão-
ouro)
Cães 41%
(145/354)
10% (35/354)
4 %
6%
354
comparadas
14
(comparadas)
Shin et al. 2015 Coreia Molecular
(gene alvo:β-
giardina)
Cães 25,7%
(39/152)
56% (28/50)
Genótipos A e
C
152 =
Gyeongbuk
50= Daejeon
202 total
125
Autores Ano Local Técnicas Hospedeiros Frequência
(n. de
amostras
positivas)
N. total de
amostras
Colli et al. 2015 Brasil
(PR)
Molecular
(genes-alvos:
gdh e β-giardina)
Humanos
Cães
EPF (34);
76,5% (26/34
amplificaram)
19 amostras
subgenótipo
BIV
EPF( 2)
3 amostras genotipadas :
2 + pelo EPF(
Genótipos
BIV, C); e 1 –
pelo EPF(
genótipo D)
Nenhuma
amostra
positiva foi encontrada
2 amostras-
genótipo BIV
380 amostras
humanas
34 amostras animais
44 amostras de
água
11 amostras de
vegetais
* NEIA: Ensaio não-imunoenzimático; IC: Imunocromatografia; EPF: exame parasitológico de Fezes;
EIA: Ensaio imunoenzimático; IFD: Imunofluorescência direta.
top related