avaliaÇÕes clÍnicas e laboratoriais da …livros01.livrosgratis.com.br/cp011187.pdf · cresce a...
Post on 01-Dec-2018
217 Views
Preview:
TRANSCRIPT
UNIVERSIDADE ESTADUAL PAULISTA FACULDADE DE MEDICINA VETERINÁRIA E ZOOTECNIA
AVALIAÇÕES CLÍNICAS E LABORATORIAIS DA INTOXICAÇÃO EXPERIMENTAL POR VENENO DE
SAPO EM CÃES
ANNELISE CARLA CAMPLESI
Dissertação apresentada à Faculdade de Medicina Veterinária e Zootecnia da Universidade Estadual Paulista – UNESP, Campus de Botucatu, como requisito para a obtenção do título de Mestre em Medicina Veterinária, Área de Clínica Veterinária
Orientadora: Profa. Ass. Dra. Michiko Sakate
BOTUCATU – SP 2006
DEDICATÓRIA
Livros Grátis
http://www.livrosgratis.com.br
Milhares de livros grátis para download.
ii
Mãe
A minha querida mãe, a minha melhor amiga, que me
acompanha e me orienta em todos os meus passos e me guia
para a direção certa. É maravilhoso ter você ao meu lado. Eu
não seria nada sem você.
Te amo.
Pai
Ao meu pai, por todo o apoio e incentivo, sem os quais eu
não teria chegado até aqui. Você sempre foi e sempre será
um exemplo em minha vida. Obrigada por ter o seu amor!
Dedico este trabalho a você, que sempre lutou e continua
lutando por uma vida melhor.
Aos Meus Pais
Obrigada pelo direito de existir. Sem os seus ensinamentos eu não teria
persistência e forças para superar todos os obstáculos impostos pela vida.
“Se você viver cem anos, eu quero viver cem anos menos um dia, assim nunca
terei de viver sem você.” (Winnie Pooh)
iii
“Cada um que passa em nossa vida, passa sozinho, pois cada pessoa é única
e nenhuma substitui a outra. Aqueles que passam por nós, passam sozinhos,
mas não vão sós nem nos deixam sós. Deixam um pouco de si, levam um
pouco de nós. Há os que levam muito, há os que não levam nada. Essa é a
maior responsabilidade de nossa vida. E é a prova de que duas almas não se
encontram nunca ao acaso.”
Antoine de Saint - Exupéry
Profa. Michiko
À minha orientadora, que me acolheu e me passou
ensinamentos e orientações tão importantes, profissionais e
lições de vida. Obrigada pela compreensão, paciência,
amizade e maravilhosa convivência. Se pudesse, começaria
tudo de novo!
AGRADECIMENTO AOS ANIMAIS
iv
Aos animais, os que foram e os que continuarão a ser a razão de
nossos estudos e dedicação, e constituem o motivo de preferência por esta
nossa emérita profissão.
Luto por eles, defendo-os de qualquer maldade. Agora, nesta etapa
final, tenho muitos caminhos a seguir, mas uma certeza permanece: eles me
acompanharão por onde quer que eu ande, ensinando-me lições de vida, ora
me dando tombos, ora me pedindo socorro, fazendo com que eu me torne cada
vez mais apaixonada pelo sentido da palavra Veterinária, pois quanto mais me
aproximo deles, mais quero conhecê-los. Esta troca um tanto mágica, nos
torna menos preconceituosos e mais humanos!
Não poderia deixar de agradecer aos meus companheiros de sempre,
os cães, os melhores amigos do homem. Animais tão especiais, obras primas
da natureza em matéria de afeto e lealdade, independente de porte ou raça. O
único defeito que um cão pode ter, é o seu dono. Os cães merecem toda a
minha consideração. Os que evitam assaltos, os que orientam cegos, os que
salvam pessoas, os que capturam delinqüentes, os que morrem por nós. Os que
são fiéis companheiros e confidentes, guardam nossos segredos e lamentos.
Não há quem resista a olhares tão doces à espera de um carinho ou de uma
brincadeira. É tudo o que pedem em troca do muito que fazem. Estão sempre à
nossa disposição e não nos abandonam nos momentos de tristeza e desamparo.
Não nos julgam, e nos amam incondicionalmente. Procuram nossas mãos,
mesmo que estas não tenham alimentos a oferecer, lambem nossas feridas e
afastam nossas dores. Procuram em nós segurança, e também fazem com que
nos sintamos seguros com a sua presença e proteção.
v
Os cães impõem uma rotina de servidão e alerta, uma solidariedade
cuja única recompensa é saber que alguém se preocupa com eles, sejam bons
ou maus, dignos ou indignos de sua amizade. Cresce a cada dia a quantidade
de pessoas que têm um animal de estimação. Talvez para não nos
esquecermos das nossas raízes, talvez para livrar-nos das tristezas e solidão.
Meu reconhecimento a todos os animais que embelezam a natureza e
garantem a nossa sobrevivência. Nos ajudam a compreender a máquina do
corpo, permitem nossos estudos e nos fazem concluir quão complexa e
perfeita é a criação de Deus.
Espero que não esteja longe as palavras de Leonardo da Vinci:
“Chegará o dia em que o homem conhecerá o íntimo dos animais. Neste dia,
um crime cometido contra um animal será considerado um crime contra a
humanidade”.
Annelise C. Camplesi
vi
AGRADECIMENTOS
A Deus, pela luz da vida!
À toda a minha família, meus pais, aos quais não tenho palavras para dizer o que
significam a mim; aos meus irmãos: ao Tom, que mesmo de longe me socorreu com seus
“serviços” nos momentos que mais precisei. Ao Anderson, que se acha DJ, pelo ano de
convivência juntos e por todo o trabalho que me deu, mas também pela alegria que me
proporcionou e pelas madrugadas “congelantes” de Botucatu, para colher sangue dos cães
do experimento na faculdade...
À minha cunhada e amiga Maíra, pela amizade, pelo prazer da convivência e
pela ótima escolha em participar da melhor família do mundo, apesar de todos os
contratempos... e pela felicidade em trazer ao mundo a minha sobrinha Beatriz, a criança
mais espetacular e educada que já conheci, minha xuxu, meu tudo, e pela confiança em me
conceder o “cargo” de madrinha dessa belezinha.
Ao Gustavo, pelo amor a mim dedicado, pela compreensão e paciência com
minhas “crises existenciais”, meus surtos de loucura e desespero. Pela cumplicidade e por
ouvir todas as minhas reclamações do mundo, descontando nele, muitas vezes, o meu
descontentamento. Meu porto seguro, minha fonte de “cultura inútil” (brincadeira), meu
companheiro fiel de todas as horas.
À querida amiga Karina, companheira de república, de festas, de confidencias,
de trabalho. Minha super amiga nesta fase da minha vida. Agradeço por tudo, inclusive pela
ajuda com os ECGs... Vou sentir falta de você!
À companheira Carla, por anos de amizade, pelas longas conversas nas nossas
viagens, pelas ajudas “obstétricas” com minha Ky, por tudo, principalmente por me
presentear com sua amizade.
vii
À Vanessa e a Cris, companheiras de república da melhor fase da Ilha
Quadrada. Mesmo distantes, vocês sempre farão parte da minha história e da minha vida.
À Natália Simão, companheira de experimento, de horas de sono na faculdade,
pela convivência, pela amizade e pela paciência!
Ao Rodrigo Marucio, pela amizade, pelas dicas, e por anestesiar os cães durante
este experimento.
À Profa. Denise Schwartz, pelas sugestões, pelo apoio e ensinamentos
importantes para a realização deste trabalho.
Ao Prof. Adalberto Crocci, do Departamento de Estatística do Instituto de
Biociências da Unesp de Botucatu, pela análise estatística do presente estudo.
À Faculdade de Medicina da Unesp de Botucatu, em especial à Dra. Adriana,
pela realização de hemogasometrias e análises de CK-MB.
Aos funcionários da Faculdade de Medicina Veterinária e Zootecnia de
Botucatu, em especial ao sr. Luiz pelo cuidado com os cães, à Vera e ao Paulo do biotério
central, e a Cristina do laboratório deToxicologia pelo auxílio.
À Fundunesp, pelo auxílio pesquisa, sem o qual não conseguiria ter realizado
este experimento.
Ao CNPq pelo auxílio financeiro durante parte do meu mestrado.
À seção de Pós-Graduação da Faculdade de Medicina Veterinária e Zootecnia
de Botucatu.
viii
Aos meus doces e amados cães Johnny, Kyara e Thor, que me acompanham e
me incentivam a dar continuidade a esta longa caminhada...
A todos que contribuíram direta ou indiretamente na realização deste trabalho,
meu carinho e infinito agradecimento.
A todos os amigos e colegas conquistados na pós-graduação da FMVZ-UNESP,
minha solidariedade e meu agradecimento.
Àqueles que de alguma forma trazem felicidade para a minha vida!!
ix
Não deixe que a saudade sufoque,
que a rotina acomode,
que o medo impeça de tentar.
Desconfie do destino e acredite em você.
Gaste mais horas realizando que sonhando,
Fazendo que planejando,
Vivendo que esperando, porque,
embora quem quase morre esteja vivo,
quem quase vive já morreu.
Luiz Fernando Veríssimo
x
SUMÁRIO RESUMO xii ABSTRACT xiii ABREVIATURAS xiv LISTA DE TABELAS xv LISTA DE FIGURAS E GRÁFICOS xvii
1. INTRODUÇÃO E REVISÃO DE LITERATURA 02 2. OBJETIVOS
2.1 Objetivos Gerais 19 2.2 Objetivos Específicos 19
3. MATERIAIS E MÉTODOS
3.1 Animais 21 3.2 Obtenção de veneno 21 3.3 Conservação do veneno 22 3.4 Padronização da dose de veneno utilizada 22 3.5 Avaliação prévia dos animais 23 3.6 Indução anestésica 23 3.7 Intoxicação dos cães 24 3.8 Tratamento 24 3.9 Registro Clínico-Laboratorial 25 3.10 Avaliação eletrocardiográfica 27 3.11 Avaliação Anatomo-patológica 28 3.12 Análise Estatística 31
4. RESULTADOS
4.1 Sinais Clínicos 33 4.2 Freqüência Cardíaca 39 4.3 Pressão Arterial
4.3.1 Pressão arterial sistólica 42 4.3.2 Pressão arterial diastólica 44 4.3.3 Pressão arterial média 47
4.4 Eletrocardiograma e Tratamento com propranolol 51 4.5 Marcadores Cardíacos
4.5.1 Creatinaquinase fração MB 56 4.5.2 Troponina I Cardíaca 58
4.6 Eletrólitos 4.6.1 Sódio 60 4.6.2 Potássio 61 4.6.3 Cálcio 63
4.7 Avaliação Anatomopatológica 65
xi
5. DISCUSSÃO
5.1Considerações Iniciais 69 5.2 Sinais Clínicos 70 5.3 Alterações Cardiovasculares
5.3.1 Freqüência Cardíaca e Pressão Arterial 72 5.3.2 Arritmias e Tratamento com Propranolol 74 5.3.3 Marcadores Cardíacos 77
5.4 Eletrólitos 78 5.5 Avaliação Anatomopatológica 79
6. CONCLUSÃO 82 7. PROSSECUÇÃO 85 8. REFERÊNCIAS BIBLIOGRÁFICAS 87 9. APÊNDICE 94
xii
CAMPLESI, A.C. Intoxicação experimental por veneno de sapo: estudos clínico, laboratorial, eletrocardiográfico e da resposta ao tratamento com propranolol em cães. Botucatu, 2006, 103p. Dissertação de Mestrado em Medicina Veterinária, Área de Clínica Veterinária – Faculdade de Medicina Veterinária e Zootecnia, Campus de Botucatu, 2006. Universidade Estadual Paulista. RESUMO
O presente trabalho teve por objetivo avaliar os aspectos clínico, laboratorial, eletrocardiográfico de cães intoxicados por veneno de sapo, além de verificar a resposta ao tratamento com propranolol. Para tanto, foram utilizados 20 cães sem raça definida, machos e fêmeas, sadios, divididos em 2 grupos: controle (n=5) e intoxicados com veneno de sapo (n=15). Os cães foram submetidos à indução anestésica com tiopental sódico IV e mantidos em anestesia volátil com isoflurano a 3% durante o período de avaliação e registro de dados (duas horas e meia). Neste período, os animais do grupo controle receberam somente placebo (solução fisiológica) e os do grupo Intoxicado receberam uma alíquota do veneno de sapo por sonda orogástrica. Os animais que apresentaram taquicardia ventricular foram tratados com propranolol a 0,5 mg/kg IV. Durante a avaliação foram observadas as alterações dos sinais clínicos, tais como: freqüência e ritmo cardíacos, sialorréia, irritação da mucosa oral, evacuação e micção, alterações respiratórias, coloração das mucosas, temperatura corpórea e freqüência de pulso. Também foi mensurada a pressão arterial (sistólica, diastólica e média) e colhido material para dosagem de marcadores cardíacos (CK-MB e TnIc), além de dosagem de eletrólitos plasmáticos (Na, K e Ca iônico) e os animais foram monitorados com eletrocardiógrafo para verificação de arritmias. Os resultados mostraram que a intoxicação por bufotoxina causa alterações cardiovasculares, como hipertensão e arritmias ventriculares (VPCs e TV); alterações neurológicas com sinais variáveis; alterações gastrointestinais com vômito, sialorréia, hiperemia da mucosa e diarréia. Além disso, os animais intoxicados apresentaram elevação de CK-MB e TnIc, mostrando lesão miocárdica aguda. O propranolol, na dose utilizada, mostrou ser um medicamento bastante eficiente para tratamento das arritmias ventriculares provocadas pelo veneno de sapo. Apenas um animal intoxicado apresentou hipercalemia. As alterações eletrolíticas freqüentes foram a hipocalemia e uma diminuição dos valores de cálcio iônico. Foi realizada necrópsia de 2 cães intoxicados com o veneno de sapo,que foram a óbito durante o projeto piloto para padronização da dose de veneno utilizada. Este estudo revelou reação inflamatória intensa no trato digestório, além de lesões congestivas e hemorrágicas em outros órgãos como fígado, rins e pulmões.
Palavras-chave: intoxicação, veneno de sapo, marcadores cardíacos, eletrocardiograma, cães.
xiii
CAMPLESI, A.C. Experimental intoxication by toad venom: clinical, laboratorial, electrocardiographic evaluation and the efficacy of propranolol treatment in dogs. Botucatu, 2006, 103p. Dissertação de Mestrado em Medicina Veterinária, Área de Clínica Veterinária – Faculdade de Medicina Veterinária e Zootecnia, Campus de Botucatu, 2006. Universidade Estadual Paulista. ABSTRACT
The purpose of this study was to evaluate the clinical, laboratorial and eletrocardiographic aspects of the dogs intoxicated with toad venom, besides to check the answer to therapeutic with the use of propranolol. For this, were used 20 dogs without definitive breed, males and females, healthy, divided in two groups: Control (n=5) and Intoxicated with toad venom (n=15). These dogs were submitted to anesthesic induction with sodic thiopental IV and maintained in volatile anaesthesia with isoflurane 3% during the period of evaluation and value records (two and half hours). In this period, the Control group received only phisiologic solution and the Intoxicated group animals received a fraction of the toad venom through oro-gastric catheter. The animals that showed ventricular taquicardiac were treated with 0,5 mg/Kg Iv of propranolol. During the evaluation, was observed the present or not of these clinical signs: cardiac frequence and rhythm, profuse salivation, oral mucoses irritation, evacuation, urine, respiratory changes, color mucous, body temperature and pulse frequency. Also was mensured the arterial pressure (systolic, diastolic and medium) and was collected material by dosing cardiac markers (CK-MB and TnIc), besides dosing of eletrolyte plasmatics (Na, K and Ca ionic) and these animals were monitored with eletrocardiographic by cheking arrhythmias. The results showed that the intoxication by bufotoxin causes cardiovasculars alterations as hypertension and ventriculars arrhythmias (VPCs e TV), neurologics alterations with signs variables, digestive tract alterations as vomits, profuse salivation, hyperemic mucous membranes and diarrhoea. Besides, the intoxicated animals showed elevation of CK-MB and TnIc, showing sharp lesion of miocardic. Propranolol, in the dose utilized showed to be a medicine enough sufficient by treatment of ventryculars arrhythmias affronted by toad venom. Only an intoxicated animal produced hyperkalemia. The electrolitcs alterations more frequents were the hypokalemia and a decrease of the value of ionic calcium. It was realized necropsy of the two intoxicated dogs with toad venom, because they died during the pilot project while was being done the pattern of quantity of the venom would be utilized. This aplicattion revealed intensive reaction inflammatory in the digestive tract, besides lesions congestion and hemorrhagic in others organs as: liver, kidneys and lungs.
Key words: intoxication, toad venom, cardiac markers, electrocardiography, dogs.
xiv
ABREVIATURAS
FC – freqüência cardíaca P.A.S. – pressão arterial sistólica P.A.D. – pressão arterial diastólica P.A.M. – pressão arterial média CK - creatinaquinase CK-MB – creatinaquinase fração MB (cardíaca) TnIc – Troponina I cardíaca Na – sódio K – potássio Ca – cálcio et al – e colaboradores kg - kilo mmHg – milímetros de mercúrio ng/mL – nanogramas por mililitros mg/kg – miligramas por kilo s – segundos mV - milivolts IV – intravenosa TS – taquicardia sinusal BS – bradicardia sinusal FCN – freqüência cardíaca normal VPCs – complexos ventriculares prematuros TV – taquicardia ventricular ECG - eletrocardiograma
xv
LISTA DE TABELAS
Tabela 1 - Momentos de coleta de material para exames laboratoriais. Tabela 2 - Cronograma de colheitas dos exames laboratoriais. . Tabela 3 – Freqüência (%) das alterações neurológicas observada no grupo Intoxicado com
o veneno de sapo (n=15). Tabela 4 – Presença ou não de respiração contra o aparelho de anestesia dos animais dos
grupos Controle (n=5) e Intoxicado (n=15) durante o período de registro clínico. Tabela 5 - Média da Freqüência Cardíaca (FC) dos cães dos grupos controle (n=5) e
Intoxicado com veneno de sapo (n=15) nos tempos de zero a 150 minutos. Tabela 6 – Número de cães que apresentaram taquicardia sinusal (TS), bradicardia sinusal
(BS) e frequência cardíaca normal (FCN) durante o período de registro clínico-laboratorial.
Tabela 7 – Médias e desvio padrão da Frequênca Cardíaca (FC) dos cães dos grupos
Controle (n=5) e Intoxicado com veneno de sapo (n=15). Tabela 8 - Média da Pressão Arterial Sistólica (PAS) dos cães dos grupos controle (n=5) e
intoxicados com veneno de sapo (n=15) nos tempos de zero a 150 minutos Tabela 9 - Pressão Arterial Sistólica (PAS) dos cães dos grupos Controle (n=5) e
Intoxicado com o veneno de sapo (n=15). Tabela 10 - Média da Pressão Arterial Diastólica (PAD) dos cães dos grupos Controle
(n=5) e Intoxicado com veneno de sapo (n=15) nos tempos de zero a 150 minutos.
Tabela 11 - Médias e desvio padrão da Pressão Arterial Diastólica (PAD) dos cães dos grupos Controle (n=5) e }Intoxicado com veneno de sapo (n=15).
Tabela 12 - Média da Pressão Arterial Média (PAM) dos cães dos grupos Controle (n=5) e
Intoxicado com veneno de sapo (n=15) nos tempos de zero a 150 minutos. Tabela 13 - Médias e desvio padrão da Pressão Arterial Média (PAM) dos cães dos grupos
Controle (n=5) e Intoxicado com veneno de sapo (n=15). Tabela 14 – Médias e desvio padrão das análises eletrocardiográficas dos cães dos grupos
Controle (n=5) e Intoxicado (n=15) antes da administração do veneno de sapo. Tabela 15 – Incidência de arritmias, tempo para o aparecimento de arritmias, cães que
receberam tratamento com propranolol (0,5mg/kg IV) e número de doses necessárias deste tratamento nos animais dos grupos Controle e Intoxicado.
xvi
Tabela 16 - Valores médios e desvio padrão de CK-MB em ng/mL dos cães dos grupos
controle (n=5) e intoxicados por bufotoxina (n=15) nos dois momentos avaliados. Tabela 17 - Valores medianos e percentis (P25; P75) de TnIc em ng/mL dos cães dos
grupos controle (n=5) e intoxicados por bufotoxina (n=15) nos 2 momentos avaliados.
Tabela 18 - Valores de sódio plasmático em mEq/L dos cães dos grupos Controle (n=5) e
Intoxicado com veneno de sapo (n=15). Tabela 19 - Média e desvio padrão dos valores de potássio plasmático em mEq/L dos cães
dos grupos Controle (n=5) e Intoxicado com veneno de sapo (n=15). Tabela 20 - Média e desvio padrão dos valores de cálcio iônico plasmático em mEq/L dos
cães dos grupos Controle (n=5) e Intoxicado com veneno de sapo (n=15).
xvii
LISTA DE FIGURAS E GRÁFICOS
FIGURAS Figura 1 - Registro eletrocardiográfico de cão apresentando contrações ventriculares
prematuras (CVPs) isoladas. Velocidade 50mm/s. Figura 2 – Sapo da espécie Bufo schneideri utilizado para a coleta do veneno utilizado no
experimento, demonstrando a glândula paratóide (seta). Figura 3 – Compressão manual da glândula paratóide para a coleta do veneno em direção
ao vidro. Figura 4 – Veneno liofilizado ressuspenso em 10 mL de água destilada para administração
por sonda orogástrica nos cães intoxicados Figura 5 – Canulação da artéria femoral para avaliação da pressão arterial por método
invasivo durante o período de registro clínico. Figura 6 – Cão do grupo Intoxicado apresentando intensa sialorréia após a administração
do veneno. Figura 7 - Cão do grupo Intoxicado apresentando midríase não responsiva e sialorréia após
a administração do veneno. Figura 8 -Cão do grupo Intoxicado apresentando decúbito lateral, olhar fixo e alheio ao
ambiente após a administração do veneno. Figura 9 - Cão do grupo Intoxicado apresentando opistótono e espasticidade dos membros
anteriores após a administração do veneno. Figura 10 – Monitor para análise de pressão arterial invasiva mostrando hipertensão em
animal do grupo Intoxicado. Observar pressão arterial sistólica igual a 219 mmHg, diastólica igual a 99 mmHg e média de 139 mmHg (seta).
Figura 11 - Traçado eletrocardiográfico de cão do grupo Intoxicado apresentando
taquicardia ventricular (Velocidade 25mm/s, derivação II, amplitude n). Figura 12 - Traçado eletrocardiográfico de cão do grupo Intoxicado apresentando
taquicardia sinusal com CVPs isolados (Velocidade 25mm/s, derivação II, n). Figura 13 - Traçado eletrocardiográfico de cão do grupo Intoxicado apresentando
taquicardia ventricular multiforme (Velocidade 25mm/s, derivação II, n). Figura 14 - Traçado eletrocardiográfico de cão do grupo Intoxicado apresentando
taquicardia ventricular paroxística (Velocidade 25mm/s).
xviii
Figura 15 - Traçado eletrocardiográfico de cão do grupo Intoxicado iniciando taquicardia ventricular após ritmo sinusal (Velocidade 25mm/s, derivação II, n).
Figura 16 - Traçado eletrocardiográfico de cão do grupo Intoxicado logo após tratamento
com propranolol, apresentando taquicardia ventricular multiforme e em seguida, ritmo sinusal (Velocidade 25mm/s, derivação II, n).
Figura 17 - Traçado eletrocardiográfico de cão do grupo Intoxicado apresentando
bradicardia sinusal (Velocidade 25mm/s). GRÁFICOS Gráfico 1 - Médias da Frequência Cardíaca dos cães dos grupos Controle e Intoxicado ao
longo do tempo em minutos. Gráfico 2 - Médias da Pressão Arterial Sistólica dos cães dos grupos Controle e Intoxicado
com bufotoxina ao longo do tempo em minutos. Gráfico 3 – Médias da Pressão Arterial Diastólica dos cães dos grupos Controle e
Intoxicado com veneno de sapo ao longo do tempo em minutos. Gráfico 4 – Valores médios de Pressão Arterial Média dos cães dos grupos Controle e
Intoxicado com o veneno de sapo ao longo do tempo em minutos. Gráfico 5 - Valores de CK-MB em ng/mL dos cães dos grupos Controle e Intoxicado no
período T3 (6 horas após a administração do veneno), mostrando o limite normal para cães (linha preta).
Gráfico 6 - Valores de CK-MB em ng/mL dos cães dos grupos Controle e Intoxicado no
período T5 (24 horas após a administração do veneno), mostrando o limite normal para cães (linha preta).
Gráfico 7 - Valores de TnIc em ng/mL dos cães dos grupos Controle e Intoxicado com
veneno de sapo no período T3 (6 horas após administração de veneno), mostrando o limite normal para cães (linha preta). Nota: foi excluído um valor de 1,41ng/mL para melhor visualização gráfica.
Gráfico 8 - Valores de TnIc em ng/mL dos cães dos grupos Controle e Intoxicado com
veneno de sapo período T5 (24 horas após a administração de veneno), mostrando o limite normal para cães (linha preta). Nota: foi excluído um valor de 2,47 ng/mL para melhor visualização gráfica.
Gráfico 9 - Médias dos valores de sódio plasmático dos cães dos grupos Controle (n=5) e
Intoxicado com veneno de sapo (n=15).
xix
Gráfico 10 - Médias dos valores de potássio plasmático dos cães dos grupos Controle (n=5) e Intoxicado com veneno de sapo (n=15).
Gráfico 11 - Médias dos valores de cálcio iônico plasmático dos cães dos grupos Controle
(n=5) e Intoxicado com veneno de sapo (n=15).
1
2
1. INTRODUÇÃO E REVISÃO DE LITERATURA
Muitas espécies de anfíbios produzem secreções glandulares na pele que
previnem seu ressecamento, controlam o crescimento de microrganismos nessa região e os
defendem de prededores. Essas secreções têm efeito citotóxico e algumas também podem
causar hemólise (Oehme, 1980).
Os sapos, por sua vez, secretam substâncias por essas glândulas que os
protegem de animais que tentam mordê-los. Cães, especialmente filhotes, estão propensos a
brincar com esses sapos e, assim, podem entrar em contato com o material secretado
podendo sofrer intoxicacões (Oehme, 1980).
Estes anfíbios (ordem Anura, família Bufonidae, gênero Bufo) têm distribuição
mundial e predileção pelas áreas de climas tropical e temperado úmido (Monti & Cardello,
1994). Existem várias espécies de Bufo no Brasil, mas nem todas apresentam secreções
com toxicidade suficiente para levar o cão acidentado a óbito (Bedford, 1974). Dentre
essas, podem ser citadas B. ictericus, B. schneideri, B. rufus, B. marinus (Zelnik, 1965).
Também nos EUA, das 18 espécies encontradas, apenas aqueles animais das espécies B.
marinus e B. alvarius estão relacionadas com casos de intoxicações (Eubig, 2001), sendo a
intoxicação por B. alvarius mais leve (Micuda, 1968). Na Austrália, devido à grande
população de B. marinus, este tem que ser controlado com o uso de produtos químicos
(McFarland, 1999).
Os acidentes com veneno de sapo em cães ocorrem, em sua grande maioria, na
zona rural, sendo que nas cidades, estes podem ocorrer, principalmente onde houver lagos,
represas, rios e riachos, habitats naturais de sapos. Esses acidentes têm maior incidência nas
estações mais quentes do ano, quando os sapos são mais ativos (Micuda, 1968).
3
Os cães são as vítimas mais comuns devido a sua natureza inquisitiva, sendo
atraídos pelo movimento lento do sapo, principalmente no período noturno (Macdonald,
1990). Esses se intoxicam, ou pela ingestão de sapos ou pelo abocanhamento destes,
fazendo com que o veneno entre em contato com as mucosas oral e do trato digestório, e
esse é absorvido e assim exerce sua ação tóxica (Knowles, 1968; Monti & Cardello, 1994;
McFarland, 1999).
Os sapos não possuem o aparelho inoculador de veneno, mas são considerados
venenosos, pois, na superfície de suas peles, possuem glândulas produtoras de veneno de
alta toxicidade, entre as quais, as paratóides, bilaterais, que se situam na região pós-orbital e
são especializadas na produção e armazenamento do veneno que possui aspecto leitoso.
Nas espécies mais perigosas, essas glândulas são extremamente bem desenvolvidas, com
dimensões de aproximadamente 7 X 3 cm cada e são capazes de estocar quantidades
consideráveis de veneno (Chen & Chen, 1933; Russel, 1986; Oehme, 1980).
Além das glândulas paratóides, ainda estão presentes, por toda a superfície
corpórea dos sapos, as glândulas mucosas. Estas secretam também substância tóxica,
embora suas concentrações não sejam tão altas quanto às secreções das glândulas
paratóides (Chen & Chen, 1933; Micuda, 1968; Bedford, 1974; Oehme et al, 1980;
Duellman & Trueb, 1986; McFarland, 1990; Miranda, 1990) e estão sob controle do
sistema nervoso simpático (McFarland, 1990).
As secreções tóxicas das glândulas produtoras de veneno foram consideradas
pelos autores, com propriedade de ação anti-predatória. As substâncias tóxicas dessas
secreções são o único mecanismo de defesa dos sapos desprovidos de espinhos, garras ou
dentes afiados, embora andar, saltar e bufar também sejam formas de defesa desses animais
(Monti & Cardello, 1994; Duellman & Trueb, 1986). A secreção da pele destes batráquios é
4
importante como proteção contra microrganismos que poderiam se desenvolver no muco
que cobre a sua pele, a qual possibilita a respiração cutânea, trocas eletrolíticas e
termorregulação (Russel, 1986; Monti & Cardello, 1994).
A composição química do veneno de sapo é muito complexa e variada entre as
espécies pertencentes ao gênero Bufo (Chen & Chen, 1933; Micuda, 1968; Eubig, 2001). A
maioria dos estudiosos da biologia dos sapos considera a composição do veneno como
sendo o melhor método para classificação taxonômica deste grupo de anfíbios. Também
constitui uma fonte importante de informações para a biofarmacologia, sendo que a pele do
sapo é usada desde mais de 3000 anos pelos chineses e japoneses como complemento no
tratamento de problemas cardíacos e respiratórios e também como diurético (Micuda, 1968;
McFarland, 1999). Assim, o profundo conhecimento desses venenos poderá contribuir para
a síntese de compostos quimicamente ativos com possíveis empregos na área da saúde
(Monti & Cardello, 1994).
O veneno de Bufo sp., apesar de sua estrutura complexa, possui dois grandes
grupos de substâncias ativas: as aminas biogênicas e os derivados esteróides (Zelnik, 1965).
Das aminas biogênicas, podem ser destacadas, pela importância toxicológica, adrenalina,
noradrenalina, serotonina, bufoteninas, dihidrobufoteninas e bufotioninas. Dos derivados
esteróides, os bufodienólides e as bufotoxinas agem de forma semelhante aos digitálicos,
causando a inibição da bomba de sódio e potássio das células da musculatura cardíaca
(Zelnik, 1965; Chen & Kovarikova, 1967; Eubig, 2001; Hoffman & Lefkowitz, 1991).
De acordo com a toxicodinâmica dos componentes do veneno de sapo, estes
podem ser destacados:
5
1) aminas biogênicas (compostos básicos)
Adrenalina: agonista do sistema nervoso autônomo simpático, atua sobre
receptores α1 gerando vasoconstricção de pele e vísceras, β1 eleva a freqüência cardíaca e
aumenta a força de contração do miocárdio, e β2 causa vasodilatação na musculatura e
broncodilatação (Eubig, 2001; Hoffman & Lefkowitz, 1991; McFarland, 1999).
Noradrenalina: agonista do sistema nervoso autônomo simpático, atua sobre
receptores α1 e β1, com os mesmos efeitos descritos para adrenalina (Eubig, 1990; Hoffman
& Lefkowitz, 1991; McFarland, 1999)
Serotonina: uma indolalquilamina, que além de ser um potente vasoconstrictor,
age como um neurotransmissor em centros específicos do cérebro e possivelmente em
alguns nervos periféricos. Isso gera efeitos na termorregulação, nos ciclos do sono e no
controle motor dos músculos periféricos (McFarland, 1999)
Bufotenina, Dihidrobufotenina e Bufotionina: possuem efeitos alucinógenos
por agir sobre o sistema nervoso central (Zelnik, 1965; Chen & Kovarikova, 1967; Monti &
Cardello, 1994), como apreensão, depressão, tremores, hiperestesia, hipertermia, vômitos e
diarréia, desde que sejam absorvidas em quantidade suficiente (Eubig, 2001). Por estes
efeitos, as bufoteninas têm sido usadas como estimulante a alguns estados de doença
psíquica, para estudos psiquiátricos (McFarland, 1999).
2) derivados esteróides
Colesterol, Ergosterol e γγγγ-Sistosterol: constituem a fração considerada neutra
do veneno (Zelnik, 1965).
6
Bufodienólides e Bufotoxinas: possuem ação semelhante aos digitálicos
(Balarz et al., 1986; Duellman & Trueb, 1986; Brownlee et al., 1990), ou seja, inibem a
bomba de sódio e potássio das células da musculatura cardíaca por se ligarem a receptores
presentes na enzima Na-K-ATPase (McFarland, 1999). Deste modo, aumentam a
concentração de sódio intracelular e, conseqüentemente, inibem a entrada deste íon em
troca da saída de íon cálcio que, por sua vez, tem sua concentração intracelular aumentada,
causando incremento na força de contração cardíaca e redução da freqüência de batimentos
cardíacos por ação reflexa (ação vagal). No entanto, este último efeito tende a ser
suplantado pelas ações das catecolaminas (adrenalina e noradrenalina). Além disso, esses
compostos do veneno reduzem a velocidade de condução do impulso elétrico cardíaco do
nódulo sinusal ao nódulo atrioventricular, com disparo de focos ectópicos ventriculares e
conseqüentes contrações ventriculares prematuras, que podem levar à fibrilação ventricular
(Chen & Kovarikova, 1967; Balarz et al., 1986; Eubig, 2001).
Os efeitos do veneno de sapo aparecem quase imediatamente, já que sua toxina
é rapidamente absorvida pelas mucosas bucal e gástrica. A maioria dos proprietários relata
a presença de sapos nos jardins e a tentativa de seu animal em mordê-los (Oehme, 1980;
Macdonald, 1990). Apesar disso, segundo Micuda (1968), podem ocorrer casos de mortes
tardios, principalmente em animais jovens, idosos ou muito debilitados.
Os animais intoxicados pelo veneno de sapo podem apresentar somente irritação
local ou sinais sistêmicos que evoluem para a morte do animal. Esta variação na gravidade
do quadro clínico depende de alguns fatores, entre os quais, a espécie de sapo, região onde
ocorreu o acidente devido à diferença intra-espécie de sapo (dieta, clima, adaptação
evolutiva), ocorrência de vômito e sialorréia, que servem como vias de eliminação de
veneno, potência do veneno, quantidade de veneno absorvida, espécie animal acometida,
7
porte e suscetibilidade individual do animal acidentado entre outros (Knowles, 1968; Otani
et al, 1969; Oehme et al, 1980; Eubig, 2001). Ainda segundo Eubig (2001), o tamanho do
cão também é importante, principalmente quando exposto a sapos maiores como o B.
marinus e o B. alvarius, sendo mais provável a ocorrência de sinais clínicos graves em cães
menores. O autor cita que animais menores ficam hospitalizados por mais tempo, com o
quadro de intoxicação mais grave, em relação àqueles de maior porte.
Os sinais clínicos de intoxicação por veneno de sapo são similares a aqueles por
“overdose” de glicosídeos cardíacos (Oehme, 1980; McFarland, 1999) e podem ser
divididos em três grupos, de acordo com a gravidade: leve, moderado ou grave. Em casos
leves, os sinais se resumem em irritação da mucosa oral e sialorréia. Quadros moderados
apresentam, além de irritação da mucosa oral e sialorréia, vômito, depressão, fraqueza,
ataxia, sinais neurológicos como andar em círculo, anormalidades do ritmo cardíaco, e
evacuação e micção espontâneas. Em casos graves, pode haver ainda diarréia, dor
abdominal, decúbito esternal, pupilas não responsivas à luz, convulsões, edema pulmonar,
cianose, podendo evoluir para o óbito (Knowles, 1968; Otani et al, 1969; Bedford, 1974;
Palumbo & Perry, 1983; McFarland, 1999).
Já segundo Macdonald (1990) e Micuda (1968), outros sinais encontrados na
intoxicação por veneno de sapo são o balançar incoordenado da cabeça, hiperemia da
mucosa bucal, polipnéia e diarréia frequentemente hemorrágica.
Os sinais sistêmicos na intoxicação por veneno de sapo são, principalmente, de
natureza cardiotóxica assemelhando-se à intoxicação digitálica, devido à ação dos
bufodienólides e bufotoxinas (Knowles, 1964; Zelnik, 1965; Chen & Kovarikova, 1967;
Oehme, 1980). As alterações eletrocardiográficas observadas consistem em gradual
deterioração dos padrões normais do ritmo cardíaco e surgimento de arritmias, que podem
8
evoluir para taquicardia ventricular multiforme. Esta alteração, eventualmente, se o cão
intoxicado por veneno de sapo não for tratado, pode evoluir para fibrilação ventricular e
morte (Palumbo et al., 1975; Russel, 1979; Palumbo & Perry, 1983; Oliveira, 1998; Sakate
& Oliveira, 2000; 2001).
Hipercalemia é freqüentemente observada, tanto em cães como em humanos
intoxicados por veneno de sapo, mas a hipocalemia também é relatada (Eubig, 2001). A
terapia com propranolol pode elevar os níveis séricos de potássio (Palumbo e Perry, 1983).
As taquicardias ventriculares estão associadas a muitos distúrbios como as
cardiomiopatias, miocardite, endocardite bacteriana entre outras, e muitos medicamentos e
toxinas foram incriminados como causadores dessa arritmia (Ettinger, 1997). Essas
taquicardias geralmente vêm ligadas a processos miocárdicos graves e dentre estes
processos podem ser citadas as intoxicações, principalmente a intoxicação digitálica
(Deccache, 1971).
No entanto, segundo Eubig (2001), os achados eletrocardiográficos mais
comuns em cães expostos às bufotoxinas são arritmia sinusal, taquicardia sinusal e ritmo
sinusal normal. Todavia, 10 de 94 cães avaliados precisaram de tratamento para controlar
bradicardia, enquanto apenas dois requereram medidas para controlar a leve taquicardia.
O eletrocardiograma (ECG) é o meio mais eficaz de avaliar e diferenciar as
arritmias. O ECG é o registro gráfico da voltagem produzido pelas células do miocárdio
durante sua despolarização e repolarização e fornece informações concernentes aos tempo e
curso exigidos para a ativação elétrica do coração, bem como a presença de arritmias. O
ECG de seis derivações fornece informações acerca das dimensões e orientação do coração,
enquanto a derivação II, isoladamente, é adequada para a interpretação de arritmias
(Germiniani, 1978; Ettinger, 1997).
9
Outra forma de avaliação cardíaca é por meio da dosagem de marcadores
cardíacos, que podem indicar lesões no miocárdio. Marcadores cardíacos são substâncias
passíveis de serem determinadas na corrente sangüínea ou nos tecidos orgânicos, capazes
de indicar direta ou indiretamente o estado das células cardíacas ou o nível de ativação dos
sistemas compensatórios da insuficiência cardíaca no ser humano e nos animais. Dentre os
marcadores cardíacos de vazamento, podem ser citados a creatinaquinase fração MB, a
mioglobina, as troponinas, asparatato aminotransferase e lactato desidrogenase (Ettinger,
1997).
A creatinaquinase (CK) é uma enzima localizada no citosol celular, responsável
em tornar o ATP disponível para a contração muscular pela fosforilação do ADP, a partir
do fosfato de creatina (Meyer & Harvey, 1998). É formada pelas subunidades M (tipo
muscular) e B (tipo cerebral), resultando em três isoenzimas: CK-BB (encontrada no
cérebro, nervos periféricos, líquor e vísceras); CK-MB (encontrada no músculo cardíaco e
em pequenas quantidades em músculos esqueléticos), e CK-MM (nos músculos
esqueléticos e cardíaco). A meia vida plasmática da CK é de 24 a 48 horas, mas nos casos
de necrose persistente, as elevações plasmáticas dessa enzima são contínuas (Kaneko et al,
1997; Meyer & Harvey, 1998; Puschendorf, 1999).
A atividade da CK-MB, no plasma, corresponde a 5 a 45% da CK total.
Apresenta aumento dinâmico no músculo esquelético em conseqüência do reparo tecidual
após uma injúria, podendo apresentar concentrações semelhantes às do músculo cardíaco.
A CK-MB é bastante utilizada em medicina humana para o diagnóstico e
monitorização do infarto agudo de miocárdio. Em veterinária, tem sido utilizada para
avaliar cardiotoxicidade de fármacos em protocolos quimioterápicos e de peçonhas em
intoxicações experimentais. É considerada como o exame “gold standart” (padrão) para
10
avaliar lesões em cardiomiócitos, apesar de não ser 100% específica. Para determinar as
isoenzimas, utilizam-se eletroforese, técnicas imunológicas e a cromatografia de troca
iônica. Novos equipamentos têm determinado a CK-MB por massa, com maior
sensibilidade e acurácia (Kaneko et al, 1997; Meyer & Harvey, 1998; Puschendorf, 1999).
A mioglobina também é considerada um marcador cardíaco de vazamento,
porém não é específica. Apresenta alta especificidade para as células musculares, mas ainda
sem diferenciação entre músculos esquelético e cardíaco. A detecção de mioglobina é um
bom indicador de mionecrose em quadros de acidentes ofídicos, mas não é indicada para
avaliar cardiotoxicidade na intoxicação por veneno de sapo (Kaneko et al, 1997).
As troponinas são um complexo de proteínas associadas ao filamento fino das
miofibrilas da célula miocárdica, ocorrendo em intervalos regulares de 38 nm ao longo da
molécula de tropomiosina. Apresentam três subunidades estruturais classificadas em C, T e
I, de acordo com a sua participação na fisiologia muscular (Adams et al., 1993). A
troponina T ou TnTc (“T” de tropomiosina) liga o complexo troponina a tropomiosina e
tem sido indicada como um marcador sérico de injúrias isquêmica, física, metabólica,
infecciosa ou necrótica do miocárdio, entretanto, não apresenta correlação absoluta com o
músculo cardíaco, pois pode ser expressa pelo músculo esquelético durante processos de
regeneração tecidual após trauma e também nos casos de doença renal e tromboembolismo
pulmonar agudo (Schober et al., 2001).
A troponina I ou TnIc (“I” de inibição) é exclusivamente expressada no
miocárdio, tendo função regulatória crucial na interação entre a actina e a miosina durante a
contração muscular. É codificada a partir de diferentes seqüências genéticas em 2 tipos: de
origem esquelética ou cardíaca, na qual, esta última apresenta 30 resíduos de aminoácidos,
além da troponina I de origem esquelética. Tem sido intensamente estudada e utilizada
11
como um marcador dos mesmos quadros patológicos indicados para a TnTc, pois apresenta
especificidade cardíaca de 100% e não demonstra alterações séricas influenciadas por
doenças sistêmicas em modelos humanos ou animais (Missov et al., 1997). Por fim, a
troponina C ou TnCc (“C” de cálcio), liga-se ao cálcio e inicia a contração muscular,
entretanto não tem utilidade diagnóstica (Schober et al., 2001).
A troponina I apresenta-se marcadamente aumentada na circulação sangüínea
após quatro a seis horas da ocorrência de uma lesão nas células miocárdicas capaz de
produzir aumento na permeabilidade de membrana ou necrose celular (Schober et al.,
2001). É indicada primariamente na avaliação de lesões agudas do miocárdio, mas alguns
relatos têm descrito sua utilidade nos diagnósticos de cardiomiopatia dilatada canina,
cardiomiopatia hipertrófica e restritiva felina, pericardites, síndrome dilatação-torção
gástrica, cardiomiopatia induzida por doxorrubicina, contusão miocárdica e miocardites,
principalmente de etiologia infecciosa, como nos casos de babesiose canina (Adams et al.,
1993; Schober et al., 2001).
A literatura relata, de forma geral, baixa mortalidade de cães intoxicados por
veneno de sapo, desde que sejam tratados adequadamente, pois já existem relatos de 100%
de mortalidade para animais não tratados nos acidentes ocorridos na região da Flórida
(Knowles, 1964; Palumbo et al., 1975; Russel, 1979; Palumbo & Perry, 1983; Micuda,
1968; McFarland, 1999). Nesta área, os sapos das espécies B. marinus e B. alvarius
causam, em média, 40 casos de envenenamento em pequenos animais por ano (Oehme,
1980). Esta casuística deve-se, possivelmente, à dieta desses anfíbios, ao clima favorável e
a fatores genéticos, que propiciam a produção de uma toxina mais potente que aquela
produzida por essas espécies no Havaí (Palumbo & Perry, 1983). Ainda assim, no Havaí,
mais de 50 cães morrem intoxicados por veneno de sapo anualmente (Oehme, 1980). O
12
tratamento de intoxicação por veneno de sapo deve ser mais agressivo na presença de
hipercalemia, pois esta normalmente se associa a um prognóstico pobre e uma maior taxa
de mortalidade (Chi, 1998).
O diagnóstico clínico de intoxicação por bufotoxina é feito a partir da anamnese,
na qual pode haver relato de contato entre o paciente e um sapo ou relato da presença de
sapos nos locais freqüentados pelo cão (Michael, 1992), o que é suficiente para o início
imediato do tratamento de um animal que se apresenta já com algum sinal clínico (Palumbo
& Perry, 1983). Deve-se considerar que, pelos hábitos noturnos do sapo, esses acidentes
são mais comuns à noite (Micuda, 1968; Perry & Bracegirdle, 1973). Segundo McDonald
(1990), deve se diferenciar a intoxicação por veneno de sapo, de intoxicações por
estricnina, metaldeído e organofosforados.
Devido a ocorrência de reação cruzada entre a bufotoxina com a digoxina sérica
dosada por reação de imunofluorescência, a mensuração desta substância poderá auxiliar no
diagnóstico definitivo de intoxicação por bufotoxina em pequenos animais (Peterson e
Roberts, 2001)
Em casos de intoxicação humana por bufotoxina, normalmente se encontra um
alto nível de digoxina sérica, provavelmente devido à reação cruzada de substâncias
“digitálico-like” presentes no veneno de sapo. Num caso de um homem de 31 anos que se
alimentou de uma sopa de sapo cozido e foi internado apresentando alterações neurológicas
e cardíacas, inconsciência e hipotermia, a dosagem de digoxina sérica chegou a 2,1 ng/mL
no primeiro dia e foi diminuindo gradativamente conforme o passar dos dias, chegando a
0,4 ng/mL após sete dias de tratamento (Chern, 1991).
O fragmento de anticorpo digoxina-específico (Fab) tem sido utilizado, ainda
em doses empíricas, em pessoas que desenvolvem sintomas após ingerir produtos contendo
13
secreções glandulares de sapo (Eubig, 2001). O uso desta substância é o mais significante
avanço recentemente encontrado para o tratamento de intoxicações por digitálicos em
humanos (Antman, 1990; Eubig, 2001).
O tratamento com Fab é baseado em um simples mecanismo de ação. Após a
infusão intravenosa, o fragmento de Fab se liga à digoxina intravascular livre, formando um
composto farmacologicamente inerte, que é rapidamente eliminado pelos rins. Da mesma
forma, os anticorpos Fab se difundem do interior dos vasos para se ligar à digoxina livre
no espaço extravascular. Esses eventos produzem um gradiente de concentração que facilita
o egresso da digoxina do espaço intracelular (e mais especificamente do interior dos
miócitos) para os espaços extracelular e intravascular, onde será prontamente neutralizada
pelo Fab. Isso minimiza os efeitos tóxicos da digoxina na bomba Na-K-ATPase no
miocárdio, e este conseqüentemente retoma o funcionamento da bomba, diminuindo a
cardiotoxicidade (Bryson, 1989).
Esta substância Fab pode ser de grande valor no tratamento de pacientes que
exibem intoxicações graves por veneno de sapo, com arritmias, hipercalemia ou sinais
neurológicos, mas o uso desse produto pode ser inviabilizado pelo seu custo elevado
(Eubig, 2001). O Fab digoxina-específico para o tratamento de intoxicação por veneno de
sapo ainda é pouco relatado e necessita de melhores estudos (Chi et al, 1998).
Como diagnóstico diferencial, as outras causas que provoquem os sinais clínicos
similares aos causados pela intoxicação por veneno de sapo, devem ser consideradas.
Questionar sobre o uso recente de pesticidas como carbamatos e piretróides; ingestão
acidental de medicamentos simpatomiméticos como a pseudoefedrina, anfetamina,
teofilina, agentes beta bloqueadores ou beta agonistas ou um dos muitos antidepressivos
existentes. Também verificar possível exposição a plantas como Rhododendron spp,
14
Nerium oleander e Digitalis purpurea. Sinais orais, como sialorréia e hiperemia da mucosa,
podem ser causados por ingestão de agentes aromatizantes, produtos de limpeza cáusticos e
também plantas dos gêneros Dieffenbachia e Philodendron que podem conter oxalato de
cálcio insolúvel. Desordens convulsivas, traumas e hipertermia maligna também provocam
sinais semelhantes (Eubig, 2001).
Em relação ao tratamento, pode-se encontrar na literatura uma grande variedade
de terapias citada para intoxicação por veneno de sapo. Há muita divergência na escolha do
tratamento (Palumbo & Perry, 1983), entretanto, parece ser de comum acordo a escolha da
terapêutica com propranolol (ß-bloqueador adrenérgico não seletivo), com a intenção de
controlar as arritmias; atropina (bloqueador muscarínico) para reduzir as secreções
pulmonares e a sialorréia; pentobarbital sódico (barbitúrico de longa duração), que, além de
possuir ação anticonvulsivante, possibilita a intubação orotraqueal e a lavagem da cavidade
oral (Palumbo et al., 1975; Russel, 1979; Palumbo & Perry, 1983). Micuda (1968)
observou que cães braquicefálicos são mais sensíveis sendo afetados com maior gravidade.
O tratamento da intoxicação por bufotoxina é amplamente beneficiado pela
lavagem da cavidade oral do animal, para a retirada das secreções tóxicas que ainda não
foram absorvidas (Palumbo & Perry, 1983). A lavagem da mucosa oral com água
abundante, comumente com uma mangueira de jardim, e administração de atropina para
controle da sialorréia e diminuição das secreções pulmonares, são as condutas imediatas
indicadas por grande parte dos autores (Oehme, 1980; Macdonald, 1990; McFarland,
1999). Além disso, a atropina tem efeito inotrópico positivo, pois bloqueia a ação vagal.
Por essas razões, este medicamento, se bem utilizado, pode ser benéfico neste tipo de
intoxicação.
15
Todavia, sabe-se que a atropina não é um antídoto específico para o
envenenamento (Palumbo & Perry, 1983). O uso de atropina para diminuir a sialorréia é
contraindicado por outros autores, pelo fato de favorecer o aparecimento de arritmias
(Eubig, 2001), por diminuir a eliminação do veneno por meio da sialorréia (Sakate &
Oliveira, 2000) e por agravar quadros de taquicardia ou potencializar taquicardia
ventricular (Peterson & Roberts, 2001).
Anestesia com pentobarbital aumenta a sobrevida do cão intoxicado por veneno
de sapo. Em um experimento, cães que receberam bufotoxina e foram anestesiados,
toleraram uma dose de veneno que provavelmente seria fatal em cães não anestesiados
(Palumbo & Perry, 1983; Oehme, 1980).
Gluconato de cálcio é indicado na intoxicação por bufotoxina por alguns
autores, por via intravenosa, mas alguns dos efeitos dessa substância podem piorar o
quadro, induzindo arritmias cardíacas, bloqueio cardíaco e fibrilação ventricular, o que
pode levar o animal a óbito. Uma das ações atribuídas ao cálcio é a manutenção da
permeabilidade das membranas celulares. Porém, a intoxicação por bufotoxina inibe a
atividade da enzima ATPase nessas membranas, afeta a bomba de sódio-potássio, e
aumenta a permeabilidade dessas ao cálcio. Esse efeito é agravado pela administração de
cálcio adicional ou por depleção de potássio (Palumbo & Perry, 1983).
Anti-histamínicos e corticóides podem ser administrados por possuírem efeitos
benéficos como a redução dos efeitos lesivos da bufotoxina na mucosa oral e em outros
órgãos, como a diminuição de edema perivascular no cérebro de cães intoxicados (Palumbo
& Perry, 1983; Eubig, 2001).
16
O uso de diuréticos como a furosemida e agentes hiperosmolares como manitol
tem sido indicado para cães gravemente intoxicados, com sinais de colapso ou coma.
Porém, a hipocalemia deve ser monitorada nesses pacientes (Eubig, 2001).
Devido à propriedade cardioativa da bufotoxina, esta causa vários tipos de
arritmias, e agentes bloqueadores adrenérgicos são indicados como antiarrítmicos.
Fenoxibenzamina é indicada para bloqueio alfa adrenérgico e propranolol para bloqueio
beta adrenérgico. Quando o propranolol é administrado a um cão gravemente intoxicado
por bufotoxina, imediatamente após o início da fibrilação ventricular, o traçado
eletrocardiográfico demonstra a volta rápida do mesmo ao ritmo sinusal (Palumbo & Perry,
1983). Altas doses de propranolol têm sido recomendadas, mas o uso empírico de
propranolol não deve ser realizado devido à possibilidade de ocorrer bradiarritmias.
Entretanto, em estudos mais recentes, ao comparar a eficácia de alguns
antiarritmicos (lidocaína, propanolol, verapamil e amiodarona), na intoxicação
experimental por veneno de sapo em cães, foi concluído que, dentre as drogas utilizadas no
experimento, o verapamil foi a droga de escolha, mostrando ser eficaz, evitando em 100% o
óbito desses animais, além de requerer menor número de administrações que as outras
drogas e também não induzir bradicardia tão grave quanto a do propranolol (Oliveira; 1998;
Sakate & Oliveira, 2000 e 2001).
O encontro de partes de sapo no interior do trato gastrointestinal durante a
necrópsia é considerado evidência confirmatória de envenenamento por bufotoxina, no
entanto, outras alterações, embora inespecíficas, compreendem: processo inflamatório do
trato gastrointestinal, que pode ser hemorrágico decorrente da ação irritativa do veneno de
sapo (Perry & Bracegirdle, 1973); e congestão, edema e hemorragia pulmonares,
conseqüentes de alterações cardíacas provocadas pela ação do veneno (Humphreys, 1988).
17
A recente elucidação do mecanismo de ação e a bioquímica da bufotoxina nas
intoxicações por veneno de sapo, além de novas opções de terapia, têm sido muito
importante para as medicinas humana e veterinária (McFarland, 1999).
Desta forma, preconizou-se realizar um estudo para avaliações clínica,
laboratorial e eletrocardiográfica de cães intoxicados por veneno de sapo, além de avaliar a
eficácia da terapia com o propranolol, para uma melhor compreensão das ações do veneno
de sapo no organismo e chegar a um tratamento adequado para animais acometidos.
18
19
2. OBJETIVOS
2.1 Objetivo Geral
Este trabalho teve como objetivos os estudos clínico, laboratorial,
eletrocardiográfico e anatomopatológico de cães intoxicados experimentalmente por
veneno de sapo (gênero Bufo) e a resposta ao tratamento com propranolol.
2.2 Objetivos Específicos
1- Verificar os sinais clínicos desenvolvidos por cães anestesiados e
intoxicados por veneno de sapo;
2- Verificar, ao exame eletrocardiográfico, os tipos de arritmias cardíacas
desenvolvidas por cães intoxicados por veneno de sapo
3- Verificar se cães intoxicados por veneno de sapo apresentam alterações
celulares no músculo cardíaco, por meio da dosagem de CK-MB e troponina I cardíaca
(cTnI).
4- Verificar a eficácia do propranolol no tratamento de taquicardia ventricular
multiforme ao exame eletrocardiográfico de cães intoxicados por veneno de sapo;
5- Verificar a eficácia do propranolol na recuperação dos cães intoxicados por
veneno de sapo;
6- Estudar as lesões anatomopatológicas causadas pela intoxicação por veneno
de sapo em cães.
20
21
3. MATERIAL E MÉTODOS
3.1 Animais
Foram utilizados 20 cães sem raça definida, machos e fêmeas, adultos, com
aproximadamente 10 kg de peso vivo e hígidos segundo as características descritas por
Radostits et al (2002), provenientes do Biotério Central da Universidade Estadual Paulista
“Júlio de Mesquita Filho” – UNESP, Campus de Botucatu.
3.2 Obtenção do veneno
O veneno foi colhido de 20 sapos da espécie Bufo schineideri (antigo Bufo
paracnemis), provenientes do Laboratório de Herpetologia – Departamento de Zoologia do
Instituto Biológico, UNESP – Campus de Botucatu, Estado de São Paulo (Figura 2).
A extração foi realizada por compressão manual das glândulas paratóides,
localizadas na região pós-orbital. Para a coleta, a região foi previamente lavada com água
corrente, e em seguida com água destilada. Após a lavagem, a região foi seca com papel
toalha. O anfíbio foi então colocado no interior de uma caixa de isopor parcialmente
tampada com um vidro e a extração se realizou comprimindo as glândulas, uma de cada
vez, na direção do vidro. Devido à viscosidade do veneno, este aderia ao vidro e era então
removido com auxílio de uma espátula (Figura 3).
O veneno de sapo assim coletado foi armazenado em frascos de vidro obtendo-
se um “pool”, que foi homogeneizado visando eliminar variações na toxidez da secreção de
cada sapo doador e encaminhado ao Departamento de Imunologia da FMVZ, UNESP –
Campus de Botucatu, onde foi realizada a liofilização do veneno, em Liofilizador
convencional EdWards do Brasil, a –30o C, durante 3 dias.
22
Foram realizadas 4 coletas, sendo que era colhido o veneno de 5 sapos de cada
vez. Obteve-se um total de 4,788 gramas de veneno, ou seja, uma média de 0,2225 grama
de veneno/sapo.
3.3 Conservação do veneno
O “pool” de veneno, após homogeneizado e liofilizado, foi pesado em balança
digital e dividido em alíquotas iguais equivalentes a 70 % da quantidade de veneno de um
sapo, e cada parcela foi acondicionada em tubo de ensaio de 20mL, e conservada a 50C.
A quantidade total de veneno “in natura” (4,788 gramas) reduziu o seu peso
após a liofilização, devido à dessecação. Assim, após liofilizado, restaram 2,858 gramas de
veneno. equivalente a 0,1429 grama de veneno liofilizado/sapo. Cada alíquota (dose/cão)
representou 0,1003 grama de veneno.
3.4 Padronização da dose de veneno utilizada
Foram realizados cinco pilotos para padronizar a dose de veneno a ser utilizada
durante o experimento. Os cães foram anestesiados e submetidos à intoxicação com
alíquotas de diferentes quantidades de veneno de sapo, e foram avaliados quanto aos sinais
e sintomas apresentados e quanto ao registro eletrocardiográfico. Nos dois primeiros, foi
utilizada a dose de 100%, ou seja, a quantidade total de veneno de um sapo, baseado no
experimento de Oliveira (1998). Porém, esses animais foram a óbito e a dose foi, então,
reduzida para 50%. Com a dose de 50%, foram realizados dois pilotos, sendo que um
apresentou sintomatologia clínica branda e poucos complexos ventriculares prematuros
(VPCs) ao eletrocardiograma, sem necessidade de tratamento, e outro não apresentou
sintoma cardíaco. Então optou-se por aumentar a dose, até que se obtivesse sintomatologia
23
cardíaca, porém sem provocar o óbito. Essa dose encontrada, para a espécie de sapo
utilizada, foi de 70% da quantidade de veneno de um sapo.
3.5 Avaliação prévia dos cães
Todos os cães foram submetidos a minucioso exame físico, incluindo avaliação
do estado geral, mensuração da temperatura corporal, análise da coloração das mucosas,
estado de hidratação, palpação abdominal e auscultação cardio-pulmonar. Foram realizadas
análises laboratoriais como hemograma, urinálise e hemogasometria e análise
eletrocardiográfica um dia antes dos animais serem utilizados para o experimento. Os cães
que apresentaram anormalidades ao exame físico segundo as características descritas por
Radostits et al (2002) ou alterações aos exames laboratoriais não foram utilizados.
3.6 Indução anestésica
Os cães foram anestesiados com medicamentos de pouca interferência sobre as
atividades cardiovasculares, para que não fossem atribuídas, ao veneno de sapo, alterações
cardiocirculatórias provocadas pelo anestésico. A utilização de clorpromazina como
medicação pré-anestésica foi suspensa devido a suas ações antiarritmogênicas e de
diminuição do limiar de convulsão, o que alteraria os resultados obtidos com a intoxicação.
Assim, após jejum de 12 horas para sólidos e líquidos, os cães foram submetidos ao
seguinte protocolo anestésico (Massone, 1994):
- indução anestésica direta com tiopental sódico, 25 mg/kg IV
- manutenção anestésica com isoflurano a 3%.
Durante todo o período anestésico os cães foram mantidos em colchão térmico
para controle da temperatura corpórea, mantida entre 37 e 38oC. Foi utilizada a ventilação
24
controlada pelo aparelho de anestesia inalatória em todos os cães, mantendo a freqüência
respiratória entre 10 e 15 movimentos por minuto (mpm). Aqueles cães que apresentaram
respiração contra o aparelho, eram transferidos para respiração espontânea.
3.7 Intoxicação dos cães
As alíquotas de veneno foram ressuspensas em 10 mL de água e administradas a
cada animal por sonda orogástrica (Figura 4). Os cães do grupo controle receberam
somente 10 mL de solução fisiológica.
3.8 Tratamento
Os animais que apresentaram taquicardia ventricular multiforme, no registro
eletrocardiográfico, foram submetidos ao tratamento com propranolol, na dose de 0,5
mg/kg de peso vivo, via IV. Foi considerada taquicardia ventricular multiforme quando
foram encontrados mais de três complexos ventriculares prematuros (CVPs) seguidos. Nos
casos em que ocorreram CVPs isolados (Figura 1), não foi necessário o tratamento. A
medicação foi reaplicada quando ocorria novamente as taquicardias ventriculares, com
freqüência cardíaca superior a 150 batimentos/minuto.
Figura 1 - Registro eletrocardiográfico de cão apresentando contrações ventriculares
prematuras (CVPs) isoladas. Velocidade 50mm/s.
25
3.9 Registro clínico-laboratorial
Cada animal permaneceu anestesiado durante duas horas e meia, sendo que a
cada 10 minutos, a pressão arterial, a freqüência e o ritmo cardíacos foram aferidos. Todos
os sinais e sintomas descritos por Palumbo et al. (1975) também foram observados e
anotados, como a presença ou não de sialorréia, irritação da mucosa oral, evacuação e
micção, alterações respiratórias, coloração das mucosas e temperatura corpórea. Durante
este período, os animais foram mantidos com fluidoterapia intravenosa com solução
fisiológica 0,9%, com velocidade aproximada de uma gota a cada 4 segundos.
Foi colhido material dos animais (sangue) nos tempos pré-determinados, como
mostra a Tabela 1.
Tabela 1 – Momentos de coleta de material para exames laboratoriais MOMENTOS T0 T1 T2 T3 T4 T5
Basal (antes da administração do veneno)
2 horas após administração do veneno
4 horas após administração do veneno
6 horas após administração do veneno
12 horas após administração do veneno
24 horas após administração do veneno
Foram realizados os seguintes exames:
- pressão sanguínea (diastólica, sistólica e média), mensurada a cada 20
minutos, por meio de método invasivo, durante todo o período que o animal permaneceu
anestesiado e acompanhamento posterior até retorno aos valores normais (Figura 5).
- Dosagens de creatina quinase –MB (CK-MB), com reativo seco VITROS,
Ortho-Clinical Diagnostics, USA, e troponina I cardíaca (cTnI) utilizando-se kit comercial
Reagente Flex® Troponina I Cardíaca – Dimension® - Dade Behringer, para avaliar
possíveis lesões no músculo cardíaco, realizadas em dois tempos, seis horas e 24 horas
após a administração do veneno.
26
- Hemogasometria, para dosagem dos eletrólitos plasmáticos sódio (Na),
cálcio iônico (Ca) e potássio (K),com colheitas de amostras de sangue arterial com seringa
heparinizada, por punção da artéria safena, nos períodos T0, T1, T2, T3 e T4 (Tabela 2).
- As dosagens séricas da CK-MB foram realizadas no Laboratório de
Bioquímica da Seção Técnica de Laboratórios e Análises Clínicas do Hospital das Clínicas,
Faculdade de Medicina da Unesp, Campus de Botucatu, sob a orientação da Profa. Dra.
Maria Salete Sartori; e as dosagens de Troponina I cardíaca foram realizadas no Hospital
Sinhá Junqueira, na cidade de São Paulo – SP. Esses marcadores cardíacos foram
mensurados nos tempos T3 e T5 (Tabela 2), por serem marcadores de lesões agudas
(aumentam 4 a 6 horas após lesão) e sua meia vida ser de aproximadamente 24 horas.
Tabela 2 - Cronograma de colheitas dos exames laboratoriais
Tempo Eletrólitos CK-MB TnI-C
T0 (Basal) X
T1(2 horas) X
T2 (4 horas) X
T3 (6 horas) X X X
T4 (12 horas) X
T5 (24 horas) X X
Após o período de registro das alterações clínico-laboratoriais, os animais
receberam tratamento convencional e de suporte. Ao final do experimento e do tratamento
de suporte, 75 % dos cães (total de 15) foram castrados e doados em feira de doação de
animais realizada pela Associação de Proteção aos Animais juntamente com a FMVZ,
27
UNESP de Botucatu. O restante (5 cães) foram utilizados no curso de graduação e pós-
graduação de Medicina Veterinária da FMVZ – UNESP, Botucatu, para fins didáticos e
experimentais.
Os cães que foram a óbito durante a realização de “piloto” para padronização da
dose do veneno de sapo foram submetidos à necropsia para avaliação anatomopatológica.
Foram realizadas duas necrópsias no total. Após padronização da dose em 70% da
quantidade de veneno de um sapo, nenhum outro animal foi a óbito.
3.10 Avaliação Eletrocardiográfica
O eletrocardiógrafo foi mantido durante todo o período de avaliação (duas horas
e meia). Foi registrada a derivação bipolar II, na velocidade de 50mm/s, em amplitude n.
Foram efetuadas as medidas eletrocardiográficas descritas abaixo para avaliação prévia dos
animais, descartando qualquer alteração eletrocardiográfica prévia:
- freqüência cardíaca/minuto (visualizada por meio do aparelho)
- onda P: foi medida a amplitude em milivolts (mV) e duração em segundos (s).
- intervalo P-R: duração em segundos.
- complexo QRS: foram medidas a amplitude (mV) e sua duração (s).
- segmento ST: foi observada a ocorrência de supra ou infradesnível.
- intervalo QT: duração em segundos.
- onda T: foram observados seu tamanho em amplitude (mV) e sua polaridade
(positiva, negativa, bifásica ou achatada).
- ritmo: foi classificado conforme TILLEY (1992), em ritmos sinusais (ritmo
sinusal normal, arritmia sinusal, bradicardia sinusal, taquicardia sinusal), arritmias
supraventriculares, arritmias ventriculares e distúrbios de condução.
28
3.11 Avaliação Anatomopatológica
Durante a realização do projeto “piloto” para padronização da dose de veneno
de sapo a ser utilizada, dois cães foram a óbito. Foi realizada necropsia destes animais
seguindo as técnicas de Jones et al (1954) e Baker et al (1969) associadas, junto ao serviço
de Patologia Veterinária da FMVZ – UNESP, Campus de Botucatu, sob a orientação da
Profa. Dra. Noeme S. Rocha, para avaliações macro e microscópica das lesões causadas
pelo veneno de sapo no organismo.
29
Figura 2 – Sapo da espécie Bufo schneideri utilizado para coleta do veneno usado no
experimento, demonstrando a glândula paratóide (seta).
Figura 3 – Compressão manual da glândula paratóide para coleta de veneno em direção ao
vidro.
30
Figura 4 – Veneno liofilizado ressuspenso em 10 mL de água destilada para administração
por sonda orogástrica nos cães do grupo Intoxicado.
Figura 5 – Canulação da artéria femoral para avaliação da pressão arterial por método
invasivo durante o período de registro clínico.
31
3.12 Análise Estatística
Foi utilizada a análise multivariada de Perfil (Morrison, 1990) visando comparar
o efeito do tempo (momentos) em cada grupo para cada variável avaliada no experimento,
bem como comparar, em média, o efeito entre grupos em cada momento.
Para comparação entre grupos da variável troponina I cardíaca foi utilizado o
teste não paramétrico de Mann-Withney (Zar, 1996).
O nível de significância adotado foi de 5% de probabilidade.
32
33
4. RESULTADOS
4.1 SINAIS CLÍNICOS
Grupo controle
Os cães do grupo controle não apresentaram nenhuma alteração dos sinais
clínicos durante o período em que permaneceram sob anestesia, retornando à consciência
logo após o desligamento do aparelho de anestesia inalatória. Nenhum animal deste grupo
apresentou micção ou defecação espontânea durante a anestesia. A temperatura corpórea foi
controlada com colchão térmico e mantida em torno de 37 – 38 º C. Os cães foram
observados até 48 horas após a anestesia, e todos permaneceram em bom estado geral,
alimentaram-se normalmente e apresentaram fezes e urina normais em relação a coloração,
aspecto e quantidade.
Todos os cães do grupo controle foram mantidos sob ventilação controlada,
durante o período anestésico, mantendo a respiração entre 10 e 15 movimentos por minuto.
Nenhum animal deste grupo apresentou respiração contra o aparelho (Tabela 4).
Grupo Intoxicado
Todos os animais (100%) do grupo Intoxicado com o veneno de sapo
apresentaram sinais clínicos gastrointestinais três a seis horas após a intoxicação, com
vários episódios eméticos, com freqüência variável (3 – 8 episódios), e conteúdo líquido
espumoso, de coloração amarelada. Seis destes cães (40%) continuaram a apresentar êmese
até 24 horas após a administração do veneno. Diarréia pastosa de coloração castanho
amarelada foi observada em cinco cães (33%) do grupo Intoxicado até 48 horas após a
34
administração do veneno. Este quadro desapareceu sem qualquer tratamento específico
(autolimitante).
A sialorréia também foi evidente e presente em 100% dos animais intoxicados
com bufotoxina no período pós-anestesia imediato. Seis cães (40%) apresentaram
congestão e hiperemia da mucosa oral (Figuras 6 e 7).
As alterações neurológicas estavam presentes em todos os animais do grupo
Intoxicado com veneno de sapo e estiveram presentes em até 96 horas após administração
do veneno. Estes sinais foram bastante variáveis conforme ilustra a Tabela 3 e as Figuras 7,
8 e 9. Os sinais clínicos como midríase, nistagmo, depressão, taquipnéia e estupor estavam
presentes em todos os cães deste grupo (100%).
Tabela 3 – Freqüência (%) das alterações neurológicas observada no grupo
Intoxicado com o veneno de sapo (n=15)
Sinais clínicos neurológicos Freqüência % Midríase não responsiva 100 Nistagmo 100 Depressão 100 Taquipnéia 100 Estupor 100 Opistótono 73 Contração espástica dos membros anteriores 66 Ataxia 53 Desorientação 53 Inconsciência 46 Olhar fixo 46 Animal alheio ao ambiente 46 Déficit de propriocepção 26 Vocalização 20 Hipermetria 13 Andar compulsivo 13 Andar em círculos 06
35
Não houve alteração da temperatura corpórea nos animais dos grupos Controle e
Intoxicado com veneno de sapo, pois o uso de colchão térmico permitiu a manutenção da
mesma em torno de 37 – 38 º C.
Oito cães (55%) do grupo Intoxicado com o veneno de sapo apresentaram
micção e/ou defecação espontânea durante a anestesia.
12 cães (80%) intoxicados como o veneno de sapo, recuperaram-se em 48 horas,
porém, em três cães (20%), a recuperação total ocorreu em até 96 horas após a
administração do veneno, principalmente em relação aos sinais neurológicos.
Em relação à ventilação controlada, 13 cães (86%) do grupo Intoxicado por
bufotoxina apresentaram respiração contra o aparelho (Tabela 4), necessitando mudar para
respiração espontânea a partir de 30 minutos após a administração do veneno, e todos
apresentaram valores acima dos iniciais utilizados (10 a 15 movimentos por minuto),
chegando a 60 movimentos por minuto (hiperventilação).
36
Tabela 4 – Presença ou não da respiração contra o aparelho de anestesia durante o
período de registro clínico nos animais dos grupos Controle (n=5) e Intoxicado (n=15)
RESPIRAÇÃO CONTRA O APARELHO DE ANESTESIA Cão SIM NÃO
1 X
2 X
3 X
4 X
5 X
CO
NTR
OLE
Total 0 5
6 X
7 X
8 X
9 X
10 X
11 X
12 X
13 X
14 X
15 X
16 X
17 X
18 X
19 X
20 X
INTO
XIC
AD
O
Total 13 2
37
Figura 6 – Cão do grupo Intoxicados apresentando intensa sialorréia após a administração do
veneno.
Figura 7 - Cão do grupo Intoxicado apresentando midríase não responsiva e sialorréia após a
administração do veneno.
38
Figura 8 - Cão do grupo Intoxicado apresentando decúbito lateral, olhar fixo e alheio ao
ambiente após a administração do veneno.
Figura 9 - Cão do grupo Intoxicado apresentando opistótono e espasticidade dos membros
anteriores após a administração do veneno.
39
4.2 FREQUÊNCIA CARDÍACA
A freqüência cardíaca (FC) dos cães do grupo Controle variou de 73 a 118 bpm,
com médias mostradas conforme o tempo na Tabela 5 e ilustrado no Gráfico 1. Estes
valores se encontravam dentro da faixa de normalidade determinada para cães (Muir &
Hubbell, 1995).
Os animais do grupo Intoxicado com veneno de sapo apresentaram FC entre 42
e 181bpm, com médias mostradas na tabela 5 e ilustradas no Gráfico 1. Os valores variaram
muito, sendo que quatro animais apresentaram bradicardia (26%) (Figura 17), sete
apresentaram taquicardia (46%) e quatro animais (26%) apresentaram valores dentro da
normalidade, como mostra a Tabela 6.
Tabela 5. Média da Freqüência Cardíaca (FC) dos cães dos grupos Controle (n=5) e
Intoxicado (n=15) nos tempos de zero a 150 minutos após a administração do veneno
de sapo
Tempo em minutos
GRUPOS Basal 10 20 30 40 50 60 70 80 90 100 110 120 140 150
Controle 102 92 87,6 87 90,4 91 92,2 95 92,4 92,4 94,2 91,8 90,4 90,4 91,2
Intoxicado 105 106 104 105 106 113 111 113 110 108 107 109 106 105 106
40
FC
50,0
60,0
70,0
80,0
90,0
100,0
110,0
120,0
0 20 40 60 80 100 120 140
TEMPO(MIN)
FC
Intoxicados
Controle
Gráfico 1 - Médias da Frequência Cardíaca (FC) dos cães dos grupos Controle e
Intoxicado ao longo do tempo em minutos.
Tabela 6 – Número e freqüência (%) de cães que apresentaram taquicardia sinusal
(TS), bradicardia sinusal (BS) e frequência cardíaca normal (FCN), durante o período
de registro clínico-laboratorial
GRUPOS TS BS FCN
Controle _____ ______ 5 (100%)
Intoxicado 7 (46%) 4 (26%) 4 (26%)
41
Os valores médios da freqüência cardíaca foram analisados estatisticamente
comparando os momentos basal, 20, 60 e 120 minutos após a administração do veneno de
sapo. Foi realizada também a comparação entre os grupos Controle e Intoxicado nos
diferentes momentos. Não houve diferença significativa (p>0,05) no tempo zero (basal)
nem nos tempos 20, 60 e 120 min, entre os momentos estudados e nem entre os grupos
Controle e Intoxicado com o veneno de sapo, como mostra a Tabela 7.
Tabela 7 – Médias e desvio padrão da Freqüência Cardíaca dos cães dos grupos
Controle e Intoxicado com veneno de sapo
MOMENTOS (minutos) 20 60 120 P. value
CONTROLE 87,6 ±9,63 92,2 ±7,20 90,4 ±7,30 (P = 0,283) INTOXICADO 104,1 ±27,40 110,8 ±33,6 105,6 ±36,40 (P= 0,709)
P. value (P= 0,211) (P= 0,242) (P= 0,374) Controle: n=5 Intoxicado: n=15 P > 0,05.
42
4.3 PRESSÃO ARTERIAL
• 4.3.1 Pressão Arterial Sistólica
A Pressão Arterial Sistólica (PAS) dos cães do grupo controle variou de 75 a
168 mmHg, com médias mostradas conforme o tempo na Tabela 8 e ilustrado no Gráfico 2.
Somente um cão deste grupo apresentou valores levemente acima da normalidade (Muir &
Hubbell, 1995).
Os animais do grupo Intoxicado apresentaram PAS entre 85 e 269 mmHg, com
médias mostradas na Tabela 8 e ilustradas no Gráfico 2. Neste grupo, 13 cães (86%)
apresentaram valores acima dos considerados normais para cães (até 150mmHg), ou seja,
aumento da pressão arterial sistólica. Dois cães (13%) apresentaram valores dentro da
normalidade durante todo o período de análise.
Tabela 8 - Média da Pressão Arterial Sistólica (PAS) dos cães dos grupos Controle
(n=5) e Intoxicado com veneno de sapo (n=15), nos tempos de zero a 150 minutos GRUPOS Tempo em minutos
Basal 10 20 30 40 50 60 70 80 90 100 110 120 140 150
Controle 90,4 90,4 97,6 101 107 109 113 114 112 115 115 111 110 112 109
Intoxicado 99,3 115 142 170 175 182 178 178 175 169 166 166 165 168 173
43
PAS
0,0
20,0
40,0
60,0
80,0
100,0
120,0
140,0
160,0
180,0
200,0
0 20 40 60 80 100 120 140 160
PA
S Intoxicados
Controle
Gráfico 2 - Médias da Pressão Arterial Sistólica (PAS) dos cães dos grupos
Controle e Intoxicado com bufotoxina ao longo do tempo em minutos.
Os valores médios de PAS foram analisados comparando os dois grupos nos
tempos pré-administração do veneno (basal), com 20, 60 e 120 minutos após a
administração do veneno (Tabela 9). Não houve diferença significativa (p>0,05) de PAS,
na análise no tempo zero (basal) em relação aos valores da PAS entre os dois grupos
estudados.
Nos tempos 20, 60 e 120 min, houve diferença significativa (p<0,05), na
comparação entre os grupos Controle e Intoxicado com o veneno de sapo. Também houve
diferença estatística (p<0,05) no grupo Intoxicado quando se comparou os momentos. O
momento 20 minutos apresentou PAS significativamente menor que os momentos 60 e 120
minutos.
44
Tabela 9 - Pressão Arterial Sistólica (PAS) dos cães dos grupos Controle (n=5) e
Intoxicado com o veneno de sapo (n=15)
MOMENTOS (minutos) 20 60 120 P. value
CONTROLE 97,6 ±25,12 a 113,4 ±22,72 a 109,60 ±14,81 a (P = 0,134) INTOXICADO 142,1 ±29,12 Ab 177,7 ±30,72 Bb 164,9 ±25,44 Bb (P = 0,001 )
P. value (P = 0,007) (P = 0,001) (P = 0,001) Letras maiúsculas: comparação entre linhas Letras minúculas: comparação entre colunas Letras iguais não diferem entre si P<0,05.
• 4.3.2 Pressão Arterial Diastólica
A Pressão Arterial Diastólica (PAD) dos cães do grupo Controle variou de 44 a
96 mmHg, com médias mostradas conforme o tempo na Tabela 10 e ilustradas no Gráfico
3. Somente um animal deste grupo apresentou valores acima da normalidade (Muir &
Hubbell, 1995).
Os cães do grupo Intoxicado com veneno de sapo apresentaram PAD entre 44 e
178 mmHg, com médias mostradas na Tabela 10 e ilustradas no Gráfico 3. Treze cães deste
grupo (86%) apresentaram valores acima dos considerados normais para cães. Neste grupo,
dois (13%) cães apresentaram valores dentro da normalidade (Muir & Hubbell, 1995).
45
Tabela 10 - Média da Pressão Arterial Diastólica (PAD) dos cães dos grupos Controle
(n=5) e Intoxicado com veneno de sapo (n=15) nos tempos de zero a 150 minutos GRUPOS Tempo em minutos
Basal 10 20 30 40 50 60 70 80 90 100 110 120 140 150
Controle 50,2 47,2 53 54,8 57 59,6 65 67,8 66,6 67,4 68,2 66 64,4 65,4 63,6
Intoxicado 58,8 71,1 86,3 96,2 97,5 98,1 93,6 95,7 91 86,2 83,6 85,6 82,1 85,1 87,8
PAD
0,0
20,0
40,0
60,0
80,0
100,0
120,0
0 20 40 60 80 100 120 140 160
PA
D Intoxicados
Controle
Gráfico 3 – Médias da Pressão Arterial Diastólica (PAD) dos cães dos grupos
Controle e Intoxicado com veneno de sapo ao longo do tempo em minutos.
46
Os valores médios da PAD foram analisados estatisticamente comparando os
dois grupos e os momentos nos tempos pré-administração do veneno (basal), 20, 60 e 120
minutos após a administração do veneno de sapo. Houve diferença significativa (p<0,05)
quando foram comparados os grupos Controle e Intoxicado em todos os momentos. Os
animais do grupo Intoxicado com veneno de sapo apresentaram PAD significativamente
maior que o grupo controle (Tabela 11). Não houve diferença significativa (p>0,05) entre
os momentos em um mesmo grupo.
Tabela 11 - Médias e desvio padrão da Pressão Arterial Diastólica (PAD) dos cães dos
grupos Controle (n=5) e Intoxicado com veneno de sapo (n=15)
MOMENTOS (minutos) 20 60 120 P. value
CONTROLE 53,00 ±15,21 a 65,00 ±11,94 a 64,41 ±9,02 a (P = 0,181) INTOXICADO 86,3 ±22,30 b 93,60 ±20,94 b 82,10 ±18,45 b (P = 0,214)
P. value (P = 0,006) (P = 0,010) (P = 0,050) Letras minúculas: comparação entre colunas Letras iguais não diferem entre si. P<0,05.
47
• 4.3.3 Pressão Arterial Média
A Pressão Arterial Média (PAM) dos animais do grupo Controle variou de 50 a
122 mmHg, com médias mostradas conforme o tempo na Tabela 12 e no Gráfico 4.
Somente um animal deste grupo apresentou valores acima da normalidade para a espécie
(Muir & Hubbell, 1995).
Os cães do grupo Intoxicado com veneno de sapo apresentaram PAM entre 59 e
183 mmHg, com médias mostradas na Tabela 12 e ilustradas no Gráfico 4. Todos os
animais (100%) deste grupo apresentaram valores acima dos considerados normais para
cães anestesiados (Muir & Hubbell, 1995), ou seja, todos apresentaram aumento da pressão
arterial média (Figura 10).
Tabela 12. Média da Pressão Arterial Média (PAM) dos cães dos grupos Controle
(n=5) e Intoxicado com veneno de sapo (n=15) nos tempos de zero a 150 minutos
GRUPOS Tempo em minutos
Basal 10 20 30 40 50 60 70 80 90 100 110 120 140 150
Controle 63,6 61,8 69 68 73,4 76 81,6 83,6 81,8 83,2 83,8 82,4 78 81,4 83
Intoxicado 72,5 85,3 103 119 121 123 121 122 116 113 108 111 107 105 114
48
PAM
0,0
20,0
40,0
60,0
80,0
100,0
120,0
140,0
0 20 40 60 80 100 120 140 160
PA
M Intoxicados
Controle
Gráfico 4 – Valores médios de Pressão Arterial Média (PAM) dos cães dos
grupos Controle e Intoxicado com o veneno de sapo ao longo do tempo
em minutos.
Os valores médios de PAM foram analisados comparando os momentos e os
grupos nos tempos pré-administração do veneno de sapo (basal), 20, 60 e 120 minutos após
a administração do mesmo. Não houve diferença significativa (p>0,05) no tempo zero
(basal) e no momento 20 minutos em relação aos valores da PAM na comparação entre
grupos.
Nos tempos 60 e 120 min, houve diferença (p<0,05) na comparação entre os
grupos Controle e Intoxicado com bufotoxina. Os animais do grupo Intoxicado
apresentaram PAM significativamente maior que o grupo Controle nesses dois momentos
(Tabela 13).
49
Quando foram analisados os momentos dentro do mesmo grupo, os animais do
grupo Intoxicado apresentaram PAM significativamente maior no momento 60 minutos, em
relação ao momento 20 minutos (Tabela 13).
Tabela 13 - Médias e desvio padrão da Pressão Arterial Média (PAM) dos cães dos
grupos Controle (n=5) e Intoxicado com veneno de sapo (n=15)
MOMENTOS (minutos) 20 60 120 P. value
CONTROLE 69,0 ±17,82 a 81,6 ±15,98 a 78,0 ±8,25 a (P = 0,170) INTOXICADOS 102,9 ±26,11 Aa 120,7 ±24,43 Bb 107,1 ±18,56 ABb (P = 0,035)
P. value (P = 0,015) (P = 0,004) (P = 0,004) Letras maiúsculas: comparação entre linhas Letras minúculas: comparação entre colunas Letras iguais não diferem entre si P<0,05.
50
Figura 10 – Monitor para análise de pressão arterial invasiva mostrando hipertensão em cão
do grupo Intoxicado. Observar pressão arterial sistólica igual a 219 mmHg,
diastólica igual a 99 mmHg (seta).
51
4.4 ELETROCARDIOGRAMA e TRATAMENTO COM PROPRANOLOL
Em relação às análises eletrocardiográficas realizadas no momento basal (antes
da administração do veneno de sapo), não houve diferença significativa (p>0,05) nas
variáveis duração de onda P (s), amplitude de onda P (mV), duração do segmento PR (s),
duração do complexo QRS (s), amplitude da onda R (mV) e duração do segmento ST (s).
A Tabela 14 mostra esta afirmação com as médias das variáveis em cada momento nos dois
grupos estudados.
Tabela 14 – Médias e desvio padrão das análises eletrocardiográficas dos cães dos
grupos Controle e Intoxicado antes da administração do veneno de sapo
Duração P
(s)
Amplit. P
(mV)
Duração
PR (s) Duração
QRS (s)
Amplit. R
(mV)
Duração
QT (s)
CONTROLE 0,04 ± 0,004 0,16 ± 0,05 0,1 ± 0,0 0,04 ± 0,0 0,98 ± 0,59 0,27 ± 0,02
INTOXICADOS 0,05 ± 0,01 0,18 ± 0,08 0,10 ± 0,02 0,05 ± 0,01 0,97 ± 0,40 0,25 ± 0,02
(P = 0,32) (P = 0,60) (P =0,59) (P =0,25) (P =0,95) (P =0,06)
Amplit: amplitude
• ARRITMIAS e TRATAMENTO
Os animais do grupo Controle não apresentaram nenhum tipo de arritmia ao
longo do experimento. Já no grupo Intoxicado, sete (46%) cães apresentaram arritmias e
nestes (100%) foram identificados complexos ventriculares prematuros (Figura 12) e
taquicardia ventricular (TV) em cinco animais (71%), como mostra a Tabela 15.
52
As formas de taquicardia ventricular observadas foram tanto negativa
(esquerdo) (Figura 11), quanto positiva (direito), sendo denominada taquicardia ventricular
multiforme (Figuras 13, 15). Quando esta alteração de ritmo cardíaco intercalava com
intervalos de ritmo sinusal, denominou-se taquicardia ventricular paroxística (Figura 14).
Nos cinco animais intoxicados com veneno de sapo que apresentaram
taquicardia ventricular, foi necessária a administração do antiarrítmico propranolol. Assim,
foi necessária uma aplicação do antiarrítmico em um animal, duas aplicações em três
animais e três aplicações em um animal, conforme ilustrada na Tabela 15. Após a
administração do propranolol, todos os animais retornaram ao ritmo sinusal (Figura 16).
O tempo médio para o aparecimento das arritmias foi de 63 minutos, conforme
mostrado na Tabela 15.
53
Tabela 15 – Incidência de arritmias, tempo para o aparecimento de arritmias, cães
que receberam tratamento com propranolol (0,5mg/kg IV) e número de doses
necessário deste tratamento nos animais dos grupos Controle e Intoxicado
CVPs: complexos ventriculares prematuros TV: taquicardia ventricular Min: minutos
ANIMAL CVPs TV Tempo para
aparecimento de
arritmias (min)
Tratamento
com
propranolol
Número de
doses
necessário
1 ------ ------ ------ ------ ------
2 ------ ------ ------ ------ ------
3 ------ ------ ------ ------ ------
4 ------ ------ ------ ------ ------
CO
NT
RO
LE
5 ------ ------ ------ ------ ------
6 X X 80 X 2 7 X ------ 50 ------ zero
8 ------ ------ 90 ------ zero
9 X ------ 70 ------ zero
10 ------ ------ ausência ------ zero
11 ------ ------ 30 ------ zero
12 ------ ------ ausência ------ zero
13 ------ ------ ausência ------ zero
14 X X 160 X 2 15 X X 30 X 1 16 ------ ------ ausência ------ zero
17 ------ ------ ausência ------ zero
18 ------ ------ 30 ------ zero
19 X X 70 X 2
INT
OX
ICA
DO
20 X X 50 X 3
54
Figura 11 - Traçado eletrocardiográfico de cão do grupo Intoxicado apresentando
taquicardia ventricular (Velocidade 25mm/s, derivação II, amplitude n).
Figura 12 - Traçado eletrocardiográfico de cão do grupo Intoxicado apresentando
taquicardia sinusal com CVPs isolados (setas) (Velocidade 25mm/s, derivação
II, n).
Figura 13 - Traçado eletrocardiográfico de cão do grupo Intoxicado apresentando
taquicardia ventricular multiforme (Velocidade 25mm/s, derivação II, n).
Figura 14 - Traçado eletrocardiográfico de cão do grupo Intoxicado apresentando
taquicardia ventricular paroxística (entre as setas) (Velocidade 25mm/s).
55
Figura 15 - Traçado eletrocardiográfico de cão do grupo Intoxicado iniciando taquicardia
ventricular após ritmo sinusal com dois batimentos de fusão (setas) (Velocidade
25mm/s, derivação II, n).
Figura 16 - Traçado eletrocardiográfico de cão do grupo Intoxicado logo após tratamento
com propranolol, apresentando taquicardia ventricular, um batimento de fusão
(seta) e em seguida, ritmo sinusal (Velocidade 25mm/s, derivação II, n).
Figura 17 - Traçado eletrocardiográfico de cão do grupo Intoxicado apresentando
bradicardia sinusal (Velocidade 25mm/s, derivação II, n).
56
4.5 MARCADORES CARDÍACOS
• 4.5.1 Creatinaquinase Fração MB (CK-MB)
Os valores da CK-MB dos cães do grupo controle variaram de 0,107 a 0,446
ng/mL, apresentando média de 0,360 ng/mL no momento T3 (6 horas após a administração
do placebo e média de 0,175 ng/mL no momento T5 (24 horas após a administração do
placebo), conforme ilustram os Gráficos 5 e 6.
Já os cães do grupo Intoxicado com veneno de sapo apresentaram valores de
CK-MB entre 0,020 e 0,755 ng/mL, com média de 0,543 ng/mL no momento T3 (6 horas)
e média de 0,185 ng/mL no momento T5 (24 horas), conforme ilustram os Gráficos 5 e 6.
Houve diferença significativa (p<0,05) entre os grupos no momento T3, sendo
que os cães do grupo Intoxicado apresentaram média de CK-MB significativamente maior
que a média do grupo Controle no referido momento, como mostra a Tabela 16.
Tabela 16 - Valores médios e desvio padrão de CK-MB em ng/mL dos cães dos grupos
Controle (n=5) e Intoxicado por bufotoxina (n=15) nos dois momentos avaliados
Média da CK-MB dos grupos: T3 (6 horas) T5 (24 horas)
Controle 0,360 ± 0,086 a 0,175 ± 0,039 a
Intoxicados 0,543 ± 0,169 b 0,185 ± 0,099 a
(P = 0,033) (P = 0,822)
Letras minúculas: comparação entre colunas Letras iguais não diferem entre si. P<0,05.
57
CK-MB (T3)
0
0,54
Controle Intoxicado
Gráfico 5 - Valores de CK-MB em ng/mL dos cães dos grupos Controle e Intoxicado
no período T3 (6 horas após administração do veneno), mostrando o limite
normal para cães segundo Larsson (2005) (linha preta).
CK-MB (T5)
0
0,54
Controle Intoxicado
Gráfico 6 - Valores de CK-MB em ng/mL dos cães dos grupos Controle e Intoxicado
no período T5 (24 horas após administração do veneno), mostrando o limite
normal para cães segundo Larsson (2005) (linha preta).
58
• 4.5.2 Troponina I Cardíaca (TnIc)
Os valores de TnIc dos cães do grupo Controle variaram de 0,08 a 0,16ng/mL,
apresentando mediana de 0,11 ng/mL no momento T3 (6 horas após a administração do
placebo e mediana de 0,08 ng/mL no momento T5 (24 horas após a administração do
placebo), como ilustram os Gráficos 7 e 8.
Já os cães do grupo Intoxicado com veneno de sapo apresentaram valores de
TnIc entre 0,05 e 2,47 ng/mL, com mediana igual a 0,12 ng/mL no momento T3 (6 horas
após administração de veneno) e mediana de 0,26 ng/mL no momento T5 (24 horas após
administração de veneno), como ilustram os Gráficos 7 e 8.
Houve diferença significativa (p<0,05) entre os grupos no momento T5 (Tabela
17).
Tabela 17 - Valores medianos e percentis (P25; P75) de TnIc em ng/mL dos grupos
Controle (n=5) e Intoxicado por bufotoxina (n=15) nos dois momentos avaliados
T3 (6 horas) T5 (24 horas)
GRUPOS Mediana P25 P75 Mediana P25 P75
Controle 0,11 a 0,09 0,138 0,08 a 0,08 0,095
Intoxicados 0,12 a 0,1 0,255 0,26 b 0,14 0,347
(P = 0,407) (P =0,005)
Letras minúculas: comparação entre colunas Letras iguais não diferem entre si. P<0,05.
59
TnIc (T3)
0
0,9
Controle Intoxicado
Gráfico7 - Valores de TnIc em ng/mL dos cães dos grupos Controle e Intoxicado com veneno
de sapo no período T3 (6 horas após administração de veneno), mostrando o limite
normal para cães segundo Larsson (2005) (linha preta). Nota: foi excluído um valor
de 1,41ng/mL para melhor visualização gráfica.
TnIc (T2)
0
0,9
Controle Intoxicados
Gráfico 8 - Valores de TnIc em ng/mL dos cães dos grupos Controle e Intoxicado com veneno
de sapo período T5 (24 horas após administração de veneno), mostrando o limite
normal para cães segundo Larsson (2005) (linha preta). Nota: foi excluído um
valor de 2,47 ng/mL para melhor visualização gráfica.
0,16
0,16
60
4.6 ELETRÓLITOS
• 4.6.1 Sódio
Os valores de sódio plasmático, no grupo Controle, variaram de 140 a 149
mEq/L, sendo que todos os valores permaneceram dentro dos valores normais considerados
para cães segundo DiBartola (1990), ilustrados no Gráfico 9.
No grupo Intoxicado com o veneno de sapo, os valores de sódio plasmático
variaram de 133mEq/L a 150mEq/L, sendo que 11 animais (73%) apresentaram valores
levemente abaixo dos valores de referência para a espécie segundo DiBartola (1990) e o
restante (27%) apresentaram valores dentro da normalidade (Gráfico 9). Nenhum animal
apresentou hipernatremia e não houve diferença significativa (p>0,05) entre os momentos e
entre os grupos (Tabela 18).
Tabela 18 - Valores de sódio plasmático em mEq/L dos cães dos grupos Controle
(n=5) e Intoxicado com veneno de sapo (n=15)
MOMENTOS
T0 T1 T2 T3 T4 P. Value
CONTROLE 143,0 ±±±± 3,54 143,0 ±±±± 2,12 142,0 ±±±±1,30 144,0 ±±±± 1,58 143,0 ±±±± 1,15 (P = 0,696)
INTOXICADOS 141,5 ±±±± 3,50 140,2 ±±±± 3,70 141,1 ±±±± 4,80 141,3 ±±±± 4,02 140,8 ±±±± 3,37 (P = 0,752)
P. Value (P = 0,410) (P = 0,130) (P = 0,630) (P = 0,170) (P = 0,086)
T0 = basal; T1 = 2 horas após intoxicação; T2 = 4 horas após intoxicação; T3 = 6 horas após intoxicação; T4 = 12 horas após intoxicação; T5 = 24 horas após intoxicação P>0,05.
61
SÓDIO
130,0
132,0
134,0
136,0
138,0
140,0
142,0
144,0
146,0
148,0
150,0
0 2 4 6 8 10 12 14
MOMENTO
MÉ
DIA
S
Controle
Intoxicados
Gráfico 9 - Médias dos valores de sódio plasmático dos grupos Controle e Intoxicado
com veneno de sapo.
• 4.6.2 Potássio
Os valores de potássio plasmático, no grupo Controle, variaram de 2,9 mEq/L a
4,2 mEq/L, sendo que todos os animais deste grupo apresentaram valores levemente abaixo
dos valores normais considerados para cães segundo DiBartola (1990), como ilustrados no
Gráfico 10.
No grupo Intoxicado com veneno de sapo, os valores variaram de 2,5 mEq/L a
5,9 mEq/L, e todos os animais apresentaram valores levemente abaixo dos valores de
referência para a espécie segundo DiBartola (1990) e apenas um animal apresentou
hipercalemia, como ilustrados no Gráfico 10.
62
Não houve diferença estatística (p>0,05) entre os momentos dentro do mesmo
grupo. Porém, houve diferença significativa (p<0,05) entre os grupos, no momento T4 (12
horas após administração de veneno). Os cães do grupo Intoxicado apresentaram valores
médios de potássio significativamente menores (p<0,05) que os do grupo Controle neste
momento (Tabela 19).
Tabela 19 - Média e desvio padrão dos valores de potássio plasmático, em mEq/L, dos
cães dos grupos Controle e Intoxicado com veneno de sapo
MOMENTOS
T0 T1 T2 T3 T4 P. Value
CONTROLE 3,3 ±±±± 0,26 3,6 ±±±± 0,31 3,4 ±±±± 0,41 3,3 ±±±± 0,20 3,9 ±±±± 0,40 a (P = 0,082)
INTOXICADOS 3,2 ±±±± 0,36 3,4 ±±±± 0,50 3,2 ±±±± 0,83 3,1 ±±±± 0,65 3,2 ±±±± 0,45 b (P = 0,348)
P. Value (P = 0,40) (P = 0,45) (P = 0,53) (P = 0,44) (P = 0,008)
T0 = basal; T1 = 2 horas após intoxicação; T2 = 4 horas após intoxicação; T3 = 6 horas após intoxicação; T4 = 12 horas após intoxicação; T5 = 24 horas após intoxicação Letras minúculas: comparação entre colunas Letras iguais não diferem entre si. P<0,05.
63
POTÁSSIO
0,00
0,50
1,00
1,50
2,00
2,50
3,00
3,50
4,00
4,50
0 2 4 6 8 10 12 14
MOM.
MÉ
DIA
S
Controle
Intoxicados
Gráfico 10 - Médias dos valores de potássio plasmático dos cães dos grupos Controle e
Intoxicado com veneno de sapo.
• 4.6.3 Cálcio
Os valores de cálcio iônico plasmático, no grupo Controle, variaram de 0,69 a
1,17 mg/dL, sendo que todos os animais deste grupo apresentaram valores dentro dos
valores normais considerados para cães segundo DiBartola (1990), como ilustra o Gráfico
11.
Já no grupo Intoxicado com veneno de sapo, os valores variaram de 0,31 a 1,4
mg/dL, sendo que todos os animais deste grupo apresentaram valores considerados normais
para a espécie segundo DiBartola (1990), como ilustra o Gráfico 11.
64
Não houve diferença significativa (p>0,05) entre os momentos dentro do mesmo
grupo. Porém, houve diferença significativa (p<0,05) entre os grupos, nos momentos T2 e
T4 (4 e 12 horas após administração de veneno, respectivamente). Os cães do grupo
Intoxicado apresentaram valores médios significativamente menores que os do grupo
Controle nestes dois momentos (Tabela 20).
Tabela 20 - Média e desvio padrão dos valores de cálcio iônico plasmático em mEq/L
dos cães dos grupos Controle e Intoxicado com veneno de sapo MOMENTOS
T0 T1 T2 T3 T4 P. Value
CONTROLE 0,96 ±±±± 0,11 0,93 ±±±± 0,20 0,97 ±±±± 0,06a 0,93 ±±±± 0,18 0,98 ±±±± 0,08a (P = 0,969)
INTOXICADOS 0,86 ±±±± 0,18 0,74 ±±±± 0,28 0,74 ±±±± 0,22b 0,74 ±±±± 0,20 0,74 ±±±± 0,23b (P = 0,416)
P. Value (P = 0,26) (P = 0,19) (P = 0,03) (P = 0,074) (P = 0,037)
T0 = basal; T1 = 2 horas após intoxicação; T2 = 4 horas após intoxicação; T3 = 6 horas após intoxicação; T4 = 12 horas após intoxicação; T5 = 24 horas após intoxicação Letras minúculas: comparação entre colunas P<0,05.
65
CÁLCIO
0
0,2
0,4
0,6
0,8
1
1,2
0 2 4 6 8 10 12 14
M OM .
Cont role
Int oxicados
Gráfico 11 - Médias dos valores de cálcio iônico plasmático dos cães dos grupos
Controle e Intoxicado com veneno de sapo.
4.7 AVALIAÇÃO ANATOMOPATOLÓGICA
Os resultados encontrados à necropsia dos dois cães que foram a óbito após a
intoxicação experimental por veneno de sapo, no projeto piloto, para padronização da dose
de veneno a ser utilizada, seguem descritos abaixo de acordo com os órgãos avaliados.
BAÇO
Leve esplenomegalia e, histologicamente com discretas áreas de células
apoptóticas nos centros germinativos.
66
LINFONODOS
Congestão e hemorragia acentuadas e hiperplasia linfóide visualizada à
microscopia.
PULMÃO
Congestão acentuada, edema pulmonar de moderado a severo, com alterações
microscópicas como discreto infiltrado inflamatório mononuclear perivascular, enfisema
alveolar moderado e edema.
SISTEMA NERVOSO CENTRAL
Congestão e edema, com alterações microscópicas como coagulação
intravascular disseminada (CID), degeneração intensa, discreto edema cerebral e gliose
focal.
FÍGADO
Degeneração hepática com alteração na coloração (fígado em noz-moscada). À
histopatologia, foram observadas congestão multifocal e intensa necrose de coagulação em
região de veia centrolobular.
RIM
Congestão cortico-medular e estriações corticais. À histopatologia, foram
observadas sinéquias discretas, CID, presença de proteínas na luz tubular e espaço urinário.
67
ESTÔMAGO
Intensa hiperemia e congestão da mucosa gástrica. Na análise histopatológica,
foram observados edema e congestão, com intensa hemorragia da mucosa.
INTESTINO
Intensa hiperemia e congestão da mucosa intestinal com presença de conteúdo
aquoso. Na análise histopatológica, foram observados edema e congestão, com intensa
hemorragia da mucosa.
68
69
5. DISCUSSÃO
5.1 CONSIDERAÇÕES INICIAIS
A escolha do gênero Bufo foi baseada na importância dos acidentes causados
por este anfíbio. Sapos (gênero Bufo) são comuns no Brasil, devido às excelentes condições
para sua sobrevivência. Deste modo, o envenenamento por sapo se trata de um problema
para saúde animal e também humana (Chi, 1998; Sakate & Oliveira, 2000; Eubig, 2001). A
gravidade do quadro clínico e o conseqüente risco de óbito são consideráveis (Eubig,
2001).
A espécie utilizada, Bufo schneideri, é uma espécie bastante comum na região
de Botucatu, São Paulo, onde este trabalho foi realizado, e é responsável, juntamente com a
espécie Bufo ictericus, pela maioria dos acidentes por veneno de sapo desta região
(Nadaleto, 2005).
A dose de veneno utilizada (0,10g de veneno liofilizado/cão) corresponde a 70%
da quantidade total de veneno retirada das glândulas paratóides de um sapo adulto. Esta
dose foi testada em experimento piloto e foi observado que a referida dose reproduz as
alterações clíncas, laboratoriais e eletrocardiográficas de intoxicação por bufotoxina, sem
causar o óbito dos animais, prestando-se aos objetivos deste trabalho.
O tratamento antiarrítmico com propranolol foi escolhido baseado em
indicações de literatura, na disponibilidade no mercado e baixo custo do medicamento para
uso na rotina clínica veterinária.
70
Buscou-se a menor variação possível entre os animais estudados, principalmente
relacionadas a peso, idade e estado geral destes, para evitar interferência nos resultados
obtidos, porém a susceptibilidade individual é inevitável.
A opção de anestesiar os animais durante o experimento foi baseada na tentativa
de aliviar o sofrimento dos cães e evitar sinais neurológicos graves como as convulsões,
comuns na intoxicação por bufotoxina. Para tanto, foi utilizado protocolo anestésico
segundo Massone (1994), com baixa interferência nos parâmetros cardiovasculares, para
que não fossem atribuídas, ao veneno de sapo, alterações provocadas pelo anestésico.
5.2 SINAIS CLÍNICOS
Os animais do grupo Intoxicado por veneno de sapo apresentaram vários sinais
clínicos compatíveis com os de intoxicação por bufotoxina. Estes sinais foram
principalmente de origens gastrointestinal, cardíaca e neurológica.
Os sinais gastrointestinais apresentados pelos cães intoxicados por veneno de
sapo foram vômitos freqüentes de conteúdo amarelado, sialorréia intensa, hiperemia e
congestão da mucosa oral e diarréia pastosa. Esses sinais clínicos foram autolimitantes,
desaparecendo em 48 horas após a administração do veneno de sapo Bufo schineideri, sem
tratamento específico. Estes resultados concordam com os sinais descritos por Knowles
(1968), Otani et al., (1969), Bedford (1974), Palumbo & Perry, (1983) e McFarland (1999).
As alterações cardíacas não estiveram presentes em todos os animais
intoxicados com o veneno de sapo. Foram observadas alterações na freqüência e no ritmo
cardíacos, arritmias cardíacas de origem ventricular (CVPs e TV), e alterações na pressão
71
sangüínea. Essas alterações serão melhor discutidas em item a parte. Porém, esses
resultados obtidos discordam da afirmação de que os sinais sistêmicos da intoxicação por
veneno de sapo são, principalmente, de natureza cardiotóxica (Knowles, 1964; Zelnik,
1965; Chen & Kovarikova, 1967; Oehme, 1980), mas os sinais neurológicos também foram
bastante evidentes, com sinais variáveis, e presentes em 100% dos animais intoxicados
neste trabalho.
Em relação às alterações neurológicas, foram observados vários sinais, como
ilustra a Tabela 1. Midríase não responsiva, nistagmo, depressão, estupor, taquipnéia,
opistótono e ataxia foram os sinais neurológicos mais comumente observados e estavam
presentes em todos os animais intoxicados. Como os animais foram anestesiados e
permaneceram sob anestesia durante duas horas e meia, os sinais neurológicos foram
observados somente após o período anestésico. Estes sinais estiveram presentes em até 96
horas após a administração do veneno em alguns animais. Os sinais neurológicos
encontrados neste trabalho concordam com os descritos na literatura (Knowles, 1968; Otani
et al., 1969; Bedford, 1974; Palumbo & Perry, 1983; Macdonald, 1990; McFarland, 1999).
Durante a anestesia, sob ventilação controlada, 86% dos animais intoxicados por
veneno de sapo apresentaram respiração contra o aparelho, sendo transferidos para
ventilação espontânea, onde se instalou a taquipnéia. Esta alteração na freqüência
respiratória, possivelmente se deva à ação de componentes do veneno (bufoteninas e
bufotioninas) sobre o sistema nervoso central, estimulando o centro bulbar, o que leva a um
aumento da freqüência respiratória (Zelnik, 1965; Chen & Kovarikova, 1967; Monti &
Cardello, 1994). Além disso, a acidose metabólica, comum em casos de intoxicação por
bufotoxina, pode ajudar a elevação da freqüência respiratória, para uma maior eliminação
72
de gás carbônico, causando uma alcalose respiratória compensatória (Ettinger, 1997;
DiBartola, 2000).
A variação no quadro clínico deve-se a vários fatores, como a espécie de sapo,
a região onde se encontra este sapo (clima, dieta e adaptação evolutiva), potência do
veneno, susceptibilidade individual, entre outros (Knowles, 1968; Otani et al, 1969; Oehme
et al, 1980; Eubig, 2001).
5.3 ALTERAÇÕES CARDIOVASCULARES
5.3.1 – FREQUÊNCIA CARDÍACA E PRESSÃO ARTERIAL
A freqüência cardíaca (FC) dos animais do grupo Controle sofreu pequena
variação ao longo do experimento. Este parâmetro se manteve dentro da faixa da
normalidade nos animais do grupo Controle (Muir & Hubbell, 1995).
Nos animais do grupo Intoxicado com o veneno de sapo, a FC apresentou
bastante variação ao longo do tempo. A FC se elevou progressivamente, e esta elevação
normalmente precedia o aparecimento da taquicardia ventricular. Neste grupo, 26% dos
animais apresentaram bradicardia sinusal e 46% apresentaram taquicardia sinusal. Esses
achados concordam com Peterson & Roberts (2001), que relatam que taquicardia ou
bradicardia sinusal, além de arritmias ventriculares, são alterações comumente observadas.
As bufotoxinas, ao inibir a bomba de sódio e potássio, provocam um aumento
na concentração de cálcio intracelular, causando incremento na força de contração cardíaca
e redução da freqüência de batimentos por ação reflexa vagal. No entanto, este último efeito
pode ser suplantado pela ação das catecolaminas presentes no veneno (Sakate & Oliveira,
73
2000). Isto explica porque se pode observar tanto a bradicardia como a taquicardia sinusal.
Apesar de não haver diferença significativa (p>0,05), em todos os momentos, pôde se
observar que os valores médios da FC dos animais intoxicados se mantiveram maiores em
relação aos do grupo controle durante praticamente todo o período de registro clínico,
porém essas médias se encontraram dentro dos valores de FC normais considerados para
cães segundo Muir & Hubbell (1995).
A mensuração da pressão arterial (P.A.) (sistólica, diastólica e média)
demonstrou que os animais intoxicados por veneno de sapo apresentam uma elevação
significativa desses valores, sugerindo hipertensão. Esta elevação da P.A. foi
estatisticamente significativa em todos os momentos avaliados (20, 60 e 120 minutos)
quando comparados com o grupo controle. Quando se comparam os momentos, a elevação
de P.A. também foi estatisticamente significativa no momento 20 minutos, em relação às
pressões arteriais sistólica e média. Isto se deve ao fato de que o veneno causa aumento
gradual da P.A. (Oehme, 1980; McFarland, 1999), e os valores estavam acima da faixa de
normalidade para a espécie a partir de 30 minutos após a administração do veneno. A partir
deste momento, os valores médios de pressão arterial (sistólica, diastólica e média)
encontravam-se acima dos valores normais para cães segundo Muir & Hubbell (1995).
Devido a isto, pode-se considerar, no ponto de vista clínico, este resultado importante, uma
vez que após 30 minutos, praticamente 90% dos animais intoxicados apresentaram valores
de P.A. acima da faixa de normalidade (hipertensão).
A hipertensão na intoxicação por veneno de sapo é justificada pela presença de
aminas biogênicas como adrenalina, noradrenalina e serotonina na composição do veneno,
além da hidroxidimetiltriptamina, conhecida como bufotenina. Estas substâncias são
potentes vasoconstrictores, aumentam a resistência vascular periférica, elevando a pressão
74
arterial (Oehme, 1980; McFarland, 1999). Os achados do presente trabalho discordam de
Palumbo et al. (1975), Palumbo & Perry (1979) e Eubig (2001), que descrevem que em
intoxicação experimental por veneno de sapo, via oral, os cães não apresentam elevação da
pressão arterial. Eles explicam que as substâncias como adrenalina, noradrenalina e
serotonina são degradadas e inativadas pelos trato digestório e fígado, mas quando na
corrente sangüínea, potencializam a intoxicação. Palumbo et al. (1975) e Palumbo & Perry
(1979) relatam que a bufotoxina, quando administrada por via intravenosa, causa um rápido
aumento da pressão arterial e dispnéia. No presente trabalho, o veneno de sapo foi
administrado por sonda orogástrica, e o aumento da P.A. foi evidente.
Nenhum animal apresentou valores de P.A. abaixo da normalidade (hipotensão).
Em humanos, bradicardia, hipotensão e bradiarritmias como bloqueio átrio-ventricular são
descritos em quadros de intoxicação por veneno de sapo (Chern, 1991; Peterson & Robets,
2001).
5.3.2 – ARRITMIAS E TRATAMENTO COM PROPRANOLOL
Os animais intoxicados com veneno de sapo apresentaram arritmias de origem
ventricular, sendo que sete animais (46%) apresentaram CVPs e destes, cinco evoluíram
para TV, sendo necessária instituição do tratamento com propranolol, na dose de 0,5 mg/kg
IV. Em quatro animais, a TV retornou em alguns minutos após a administração de
propranolol, sendo necessário repetir a dose do antiarrítmico. Em três animais, foi
necessária apenas uma segunda dose, e em um animal foi preciso a terceira dose. O
surgimento de arritmias deve-se à ação das substâncias bufodienólides e bufotoxinas,
presentes no veneno de sapo, que possuem ação semelhante aos digitálicos (Balarz et al.,
75
1986; Duellman & Trueb, 1986; Brownlee et al., 1990), ou seja, inibem a bomba de sódio e
potássio das células da musculatura cardíaca por se ligarem a receptores presentes na
enzima Na-K-ATPase, produzindo sinais clínicos similares a aqueles por overdose de
glicosídeos cardíacos (Oehme, 1980; McFarland, 1999).
Além disso, os bufodienólides e bufotoxinas reduzem a velocidade de condução
do impulso elétrico cardíaco do nódulo sinusal ao nódulo atrioventricular, com disparo de
focos ectópicos ventriculares e conseqüentes contrações ventriculares prematuras, que
podem levar à fibrilação ventricular (Chen & Kovarikova, 1967; Balarz et al., 1986; Eubig,
2001). Arritmias supraventriculares não são freqüentemente relatadas, mas também podem
ocorrer e respondem bem aos beta-bloqueadores ou manobra vagal (Peterson & Roberts,
2001). Roberts et al. (2000), ao analisarem 94 casos de intoxicação por bufotoxina em cães
atendidos entre 1997 e 1998, observaram alterações eletrocardiográficas em 68% dos cães.
O tempo médio para inicio das arritmias foi de 63 minutos, com variação de 30
a 160 minutos. Essa observação concorda com a da literatura, que classifica a intoxicação
por veneno de sapo como aguda, uma vez que os efeitos do veneno aparecem quase
imediatamente, já que sua toxina é rapidamente absorvida pelas mucosas bucal e gástrica
(Oehme, 1980; Macdonald, 1990).
O uso de agentes beta-bloqueadores, para o tratamento das arritmias
ventriculares causadas pelo veneno de sapo, é indicado por diversos autores (Palumbo &
Perry, 1983; Oehme, 1980; MacDonald, 1990). Para Russel (1979), o propranolol é o mais
efetivo tratamento na intoxicação por bufotoxina. Segundo este autor, este agente beta-
bloqueador tem mostrado espetacular capacidade de reverter as alterações cardíacas e
prevenir a fibrilação ventricular em cães experimentalmente intoxicados com veneno de
sapo. Peterson & Roberts (2001) indicam o uso de propranolol ou o esmolol, em forma de
76
bolus e/ou em infusão contínua. No presente trabalho foi evidenciada a eficácia do
propranolol para o tratamento das arritmias ventriculares causadas pelo veneno de sapo. Os
animais que apresentaram taquicardia ventricular foram tratados com este medicamento, e
todos retornaram ao ritmo sinusal.
Em 80% dos animais intoxicados com veneno de sapo e tratados, apenas uma
dose de propranolol não foi suficiente, porém, em no máximo três doses, foram suficientes
para que todos os animais retornassem ao padrão eletrocardiográfico normal.
O tratamento com propranolol não evidenciou bradicardia severa em nenhum
dos cinco animais tratados, discordando de Oliveira & Sakate (2001), que, ao comparar a
eficácia de vários antiarrítmicos (lidocaína, amiodarona, verapamil e propranolol) para o
tratamento de intoxicação por bufotoxina, consideram o verapamil melhor alternativa para
o tratamento das arritmias causadas pelo veneno, uma vez que o propranolol, usado por via
intravenosa, causou uma bradicardia mais severa que o verapamil, apesar de citar também,
neste trabalho, que o verapamil foi menos eficiente que o propranolol em manter a
freqüência cardíaca dentro dos valores normais. A dose utilizada neste experimento, assim
como utilizada por Oliveira & Sakate (2001) foi de 0,5 mg/kg, por via intravenosa, e foi
suficiente para reverter as arritmias, sem causar efeitos colaterais graves como hipotensão
ou bradicardia.
Palumbo et al. (1979) afirmam que o propranolol deve ser usado na dose de 5
mg/kg de peso vivo, pois a dose de 2,5mg/kg não foi suficiente para reverter as arritmias
assim como Russel (1979), que indica o uso de propranolol na dose de 3 a 5 mg/kg por via
intravenosa, com repetição da dose em vinte minutos, quando necessária. Já Peterson &
Roberts (2001) recomendam propranolol, IV, na dose de 0,5 a 2mg/kg de peso vivo, assim
como Macdonald (1990), que utilizou a dose de 2 mg/kg em um cão Terrier atendido
77
durante rotina do hospital veterinário. Eubig (2001) relata que a hipotensão é um efeito
adverso comum após o uso de beta-bloqueadores em infusão contínua, porém o efeito cessa
rapidamente quando a infusão é descontinuada.
5.3.3 – MARCADORES CARDÍACOS
A avaliação cardíaca, por meio da dosagem de marcadores cardíacos, pode
indicar lesões no miocárdio. Marcadores cardíacos são substâncias passíveis de serem
determinadas na corrente sangüínea ou nos tecidos orgânicos, capazes de indicar direta ou
indiretamente o estado das células cardíacas ou o nível de ativação dos sistemas
compensatórios da insuficiência cardíaca no ser humano e nos animais.
Como verificado anteriormente, os animais do grupo Intoxicado com o veneno
de sapo apresentaram valores de CK-MB significativamente maiores que os animais do
grupo Controle no momento T3 (6 horas após a administração do veneno). Este resultado
tem grande importância clínica, pois o aumento desta enzima sugere injúria nas células
cardíacas, confirmando a cardiotoxicidade do veneno de sapo. Em relação aos valores de
CK-MB encontrados nos animais intoxicados, 60% estavam acima dos valores
considerados normais para a espécie segundo Larsson (2005), no momento T3. Já com 24
horas após a administração do veneno (T5), todos os animais apresentaram valores dentro
da faixa de normalidade. Este fato nos leva a pensar que a injúria causada é aguda, porém
pode ser reversível, uma vez que os valores da enzima retornaram ao normal.
Em relação à TnIc, o aumento foi significativo no momento T5 (24 horas após a
administração do veneno de sapo), indicando lesão miocárdica. No momento T3, apesar de
não haver diferença significativa, os valores de TnIc obtidos em 47% dos animais do grupo
78
Intoxicado estavam elevados se comparados com os valores considerados normais segundo
Larsson (2005). Este resultado é de grande importância clínica, pois a elevação indica
algum grau de lesão aos miócitos e o aumento é diretamente proporcional à extensão da
lesão (Ricchiuti et al., 1998).
5.4 ELETRÓLITOS
Os valores de sódio plasmático dos animais intoxicados com o veneno de sapo
não sofreram alterações significativas, permanecendo dentro dos valores normais
estabelecidos para cães (DiBartola, 2000) em todos os momentos analisados. Palumbo et al.
(1975), Russel (1979) e Peterson & Roberts (2001) relatam a presença de leve diminuição
nos níveis de sódio plasmáticos em animais intoxicados por veneno de sapo. Esses autores
relatam que esta alteração eletrolítica pode ocorrer, pois, ao ocorrer o bloqueio da bomba de
sódio e potássio pela ação da bufotoxina, o sódio se acumula no interior da célula. Porém,
esta alteração não foi presenciada no presente trabalho, possivelmente porque a troca entre
os íons cálcio e sódio compensou o acúmulo inicial de sódio.
Já em relação ao potássio, a hipocalemia observada tanto nos animais controle
quanto nos intoxicados com bufotoxina, possivelmente se deve à fluidoterapia
administrada. Essa alteração foi mais evidente nos animais intoxicados. Na comparação
entre grupos, houve diferença significativa (p<0,05) 12 horas após a administração do
veneno (T4). Um animal intoxicado apresentou hipercalemia e segundo Eubig (2001), a
hipercalemia é freqüentemente observada em cães e humanos intoxicados com veneno de
sapo, mas a hipocalemia também tem sido relatada.
79
No caso do cálcio iônico, os animais intoxicados apresentaram valores
significativamente menores que os dos animais controle nos tempos T2 e T4, porém sem
significado clínico, uma vez que todos os valores estavam dentro dos parâmetros normais
para cães (DiBartola, 2000).
Palumbo et al. (1975) e Russel (1979) descrevem uma elevação dos níveis de
potássio e cálcio plasmáticos, em animais intoxicados experimentalmente com bufotoxina.
Peterson & Roberts (2001) concordam com esses resultados. A ocorrência de hipercalemia
e a hipercalcemia justifica-se na intoxicação por bufotoxina, pois as substâncias digitálico-
like inibem a bomba de sódio e potássio ao se ligar a enzima Na-K-ATPase, e este bloqueio
da bomba leva ao acúmulo de potássio extracelular, eleva o sódio dentro da célula, e por
estimular a troca entre sódio e cálcio, conseqüentemente aumenta a concentração de cálcio
nas células do miocárdio (Palumbo & Perry, 1983; Chi et al., 1998; MacFarland, 1999;
Eubig, 2001).
Chi et al (1998) relatam uma correlação positiva significativa com o nível sérico
de potássio e a taxa de mortalidade em casos de intoxicação por veneno de sapo em
humanos. Indivíduos com severa hipercalemia têm prognóstico mais pobre, e necessitam de
um tratamento mais agressivo.
5.5 AVALIAÇÃO ANATOMOPATOLÓGICA
Os resultados observados na avaliação anatomopatológica dos cães que foram a
óbito após a administração do veneno de sapo por sonda orogástrica, sugerem que o veneno
causa intensa inflamação do trato digestório, evidenciada pela congestão, edema e
hemorragias observadas nas mucosas gástrica e intestinais. Os resultados obtidos nos outros
80
órgãos, como pulmão, rins e fígado, possivelmente foram causados pela elevação intensa da
pressão arterial que estes animais apresentaram logo após a intoxicação com o veneno de
sapo durante período prolongado (apresentaram pressão arterial sistólica acima de
200mmHg por mais de 60 minutos), e que, provavelmente, foi a causa do óbito destes.
Estes resultados concordam com Perry & Bracegirdle (1973), que descrevem a ocorrência
de alterações inespecíficas à necropsia, como processo inflamatório do trato digestório, que
pode ser hemorrágico decorrente da ação irritativa do veneno de sapo. Humphreys (1988)
descreve a presença de congestão, edema e hemorragias pulmonares, conseqüentes das
alterações cardiovasculares provocadas pelo veneno de sapo no organismo. Alterações
histológicas não têm sido reportadas em intoxicações por veneno de sapo (Peterson &
Roberts, 2001).
81
82
6. CONCLUSÃO
Perante as condições nas quais este experimento foi realizado, pode-se concluir
que:
1 – a intoxicação experimental, com 0,1003 g de veneno liofilizado (0,17g de
veneno “in natura”) de sapo da espécie Bufo schineideri é suficiente para causar
sintomatologias cardíaca, neurológica e sinais gastrointestinais.
2 - as principais arritmias observadas durante o registro eletrocardiográfico
foram CVPs e aparecimento de taquicardia ventricular.
3 – a hipertensão é uma alteração comum em cães intoxicados por veneno de
sapo e esteve presente em 90% dos cães intoxicados.
4 – os sinais neurológicos são evidentes e variáveis, sendo que as alterações
mais comumente observadas são midríase, nistagmo, depressão, taquipnéia e estupor.
5 – os sinais gastrointestinas observados são episódios eméticos de conteúdo
líquido amarelado, diarréia pastosa, sialorréia, congestão e hiperemia da mucosa oral.
6 – O propranolol, na dose de 0,5mg/kg IV, é eficaz para tratamento de
taquicardia ventricular sem causar efeitos colaterais severos.
7 – os cães intoxicados por veneno de sapo apresentam elevação dos níveis dos
marcadores cardíacos CK-MB e TnIc, confirmando a cardiotoxicidade do veneno.
8 – as alterações eletrolíticas mais freqüentes são a hipocalemia e hipocalcemia .
9 – o veneno de sapo causa uma reação inflamatória intensa no trato digestório,
além de provocar lesões em outros órgãos como fígado, rins e pulmões pelas alterações
cardiovasculares.
83
10 - a intoxicação por veneno de sapo é uma intoxicação aguda e grave, que
deve ser tratada rapidamente, com monitoramento dos parâmetros cardiovasculares e
respiratórios, incluindo anestesia, fluidoterapia, registro eletrocardiográfico, e tratamento
sintomático adequado.
84
85
7. PROSSECUÇÃO
Sugere-se, em estudos futuros em intoxicação experimental com veneno de
sapo, reconfirmar a eficácia do propranolol como antiarrítmico e compará-la à do
tratamento com verapamil, uma vez que, em estudos anteriores (Sakate & Oliveira, 2001),
o verapamil foi apontado como medicamento alternativo para o tratamento de intoxicação
por bufotoxina. Além disso, sugere-se estudos mais aprofundados em relação às lesões
miocárdicas possivelmente causadas pelo veneno, por meio de estudos histopatológicos,
histoquímicos ou outros, confirmando os dados laboratoriais obtidos por meio da dosagem
de marcadores cardíacos neste experimento.
86
87
8. REFERÊNCIAS BIBLIOGRÁFICAS
ADAMS, J.E.; BODOR, G.S.; DAVILA-ROMAN, V.G.; DELMEZ, J.A.; APPLE, F.S.;
LADENSON, J.H.; JAFFE, A.S. Cardiac Troponin I: a marker with high especificity for
cardiac injury. Circulation, v.88, p.101-106, 1993.
ANTMAN, E.M.; WENGER, T.L.; BUTLER, V.P. Treatment of 150 cases of life-
threatening digitalics intoxication with digoxin-specific Fab antibody fragments.
Circulation, v.81, p.1744, 1990.
BAKER, R. D.; ALVARADO, D.M. Técnicas de Necropsia. Editorial Interamericana, 1a.
ed, México, 1969.
BALARZ, T.; HANIG, J.P.; HERMAN, E.H. Toxic responses of cardiovascular system.
In: CASARETT, L.J.; DOULL, J. Toxicology: the basic science of poisons. 3. ed. New
York: Macmillan, 1986. p.402.
BEDFORD, P.G.C. Toad venom toxicity and its clinical occurrence in small animals in the
United Kingdom. Vet. Rec., v.94, p. 613-614, 1974.
BRYSON, P.D. Cardiac Glycosides. In: Comprehensive review in Toxicology. Rockville:
Aspen, 1989.
BROWNLEE, A.A.; JOHNSON, P.L.; MILLS, I.H. Actions of bufalin of cinobufalin,
twobufadienolides respectively more active and less active than ouabain, on ouabain
binding and6Rb uptake by human erythrocytes. Clin. Sci., v.78, p.169-174, 1990.
CHEN, K.K.; CHEN, A.L. Notes on the poisonous secretions of twelve species of toads.
Pharmacol. Exp. Ther., v.47, p.281-293, 1933.
CHEN, K.K.; KOVARIKOVA, A. Pharmacology and toxicology of toad venom.
Pharmacol. Exp. Ther., v.56, p.1535-1541, 1967.
88
CHERN, M-S; RAY, C-Y; WU, D. Biologic intoxication due por digitalis-like substance
after ingestion of cooked toad soup. Am. J. Cardiol., v. 67, p. 443-444, 1991.
CHI, H-T; Hung, D-Z; HU, W-H; YANG, D-Y. Prognostic implication of hiperkalemia in
toad toxin intoxication. Human Exp. Toxicol.,v.17p. 343-346, 1998
DECCACHE, W. Arritmias cardíacas: fisiopatologia, clínica e terapêutica. São Paulo:
Livraria Atheneu, 1971. 301 p.
DI BARTOLA, S. P. Fluid Therapy in Small Animal Practice. 2a. ed. Philadelphia: W.
E. Saunders, 2000. 611p.
DUELLMAN, W.E.; TRUEB, L. Introduction to the amphibian. In: DUELMANN, W. E.
Biology of amphibians. New York: MacCraw-Hill, 1986. p.1-9.
ETTINGER, S.J.; FELDMAN, E.C. Tratado de medicina interna veterinária, 4. ed. São
Paulo: Editora Manole, 1997. v.1, 1495p.
EUBIG, P. A. Bufo species toxicosis: Big toad, big problem. Vet. Med., p. 595-599, 2001.
GERMINIANI, H. Diagnóstico e terapêutica das arritmias cardíacas. 2. ed. São Paulo:
Fundo Editorial Byk-Procienx, 1978. 406p.
HOFFMAN, B.F.; LEFKOWITZ, R.J. Catecolaminas e drogas simpatomiméticas.
In:GOODMAN, L.S.; GILMAN, A. As bases farmacológicas da terapêutica. 8. ed. Rio
de Janeiro: Guanabara Koogan, 1991. p. 123-144.
HUMPHEREYS, D. J. Veterinary toxicology, 3.ed. London: Balliere Tindall, 1988. p
315-316.
JONES, T.C.; GLEISER, C.A. Veterinary Necropsy Procedures. Philadelphia: J.B.
Leppincott Company, 1954.
KANEKO, J.J.; HARVEY, J. W.; BRUSS, M.L. Clinical biochemistry of domestic
animals, 5. ed. San Diego: Academic Press, 1997. 932 p.
89
KNOWLES, R.P. The poison toad and the canine. Vet. Med. Small Anim. Clin., p.39-42,
1964.
KNOWLES, R.P. Toad poisoning in dogs. Am. Vet. Med. Assoc., v. 153, p. 1202, 1968.
LARSSON, M.H.; SANTOS, A.L.F.; PEREIRA, G.G.; GUTIERREZ, V.C.R. Serum level
of Creatine Kinase isoenzime MB and Cardiac Troponin I (CTnI) in dogs with normal
electrocardiogram and in those with ST segment deviation using chemiluminescence assay.
In: World Congress of theWorld Small Animal Veterinary Association. Proceedings.
Mexico, 2005.
MACDONALD, B. Terrier toad toxicity syndrome. Austr. Vet. Practit, v.20. n. 2, p. 118,
1990.
MASSONE, F. Anestesiologia veterinária-farmacologia e técnicas. 2. ed. Rio de Janeiro:
Guanabara Koogan, 1994. 252 p.
MCFARLAND, P.J. Toad Toxicity. Aust. Vet. Pract. v.29, n.3, p. 98-103, 1999.
MEYER, D.J.; HARVEY, J.W. Veterinary laboratory medicine: interpretation and
diagnosis. Philadelphia: Saunders Company, 1998.
MICHAEL, E. M. Toxicologia. In: ETTINGER, S.J. Tratado de medicina interna
veterinária. 3.ed. São Paulo: Manole, 1992. v.1, p.496-497.
MICUDA, J. Toad poisoning. In: HOSKINS, H.P. Canine medicine, Santa Barbara :
American Veterinary Publications, 1968. p. 260-261.
MIRANDA, I.M. Principais lagartos, anfíbios e animais aquáticos de interesse médico. In:
SOERENSEN, B. Animais peçonhentos. 2.ed. Rio de Janeiro: Atheneu, 1990. p. 85-86.
MISSOV, E.; CALZOLARI, C.; PAU, B. Circulation cardiac troponin I in severe
congestive heart failure. Circulation, v. 96, n.9, p. 2953-2959, 1997.
90
MONTI, R.; CARDELO, L. Bioquímica do veneno de anfíbios. In: BARRAVIERA, B.
Venenos animais: uma visão integrada. Rio de Janeiro : EPUC, 1994. p.225-232.
MORRISON, D.F. Multivariate Statistical Methods. São Paulo: Mc Grawl-Hill,1990. 475p.
MUIR, W.W.; HUBBELL, J. A.E. Handbook of Veterinary Anesthesia. 2. ed, Mosby:Year
Book, 1995.
NADALETO, D. Análise comparativa da constituição e toxicidade do veneno de
híbrido natural de Bufo ictericus Spix, 1824 e Bufo schneideri Werner, 1894 e do
veneno das espécies parentais. Botucatu, 2005. Dissertação (Mestrado) – Instituto de
Biociências, Universidade Estadual Paulista, Botucatu.
OEHME, F.W.; BROWN, J.F.; FOWLER, M.E. Toxins of animal origin. In: CASARETT,
L.J.; DOULL, J. Toxicology: the basic science of poisons. 2. ed. New York : MacMillan,
1980. p. 568.
OLIVEIRA, P.C.L. Uso de lidocaína, propranolol, verapamil e amiodarona na
intoxicação por veneno de sapo (gênero Bufo) em cães. 1998. 99f. Dissertação
(Mestrado) – Faculdade de Medicina Veterinária e Zootecnia, Universidade Estadual
Paulista, Botucatu.
OTANI, A.; PALUMBO, N.E.; READ, G. Pharmacodynamics and treatment of mamals
poisoned by Bufo marinus toxin. Am. Vet. Res., v. 30, p. 1865 – 1872, 1969.
PALUMBO, N.E.; PERRI, S.; READ, G. Experimental induction and treatment of toad
poisoning in the dog. Am. Vet. Med. Assoc., v.167, p.1000 –1005, 1975.
PALUMBO, N.E.; PERRY, S. F. Toad poisoning. In: KIRK, R.W. Current veterinary
therapy: small animal practice. 8. ed. Philadelphia: W.B. Saunders, 1983. p.160-162.
PERRY, B.D.; BRACEGIRDLE, J.R. Toad poisoning in small animals. Vet. Rec., v. 92, p.
589-590, 1973.
91
PETERSON, M. E.; ROBERTS, B. K. Amphibian Toxins. In: PETERSON, M. E.;
TALCOTT, P. A. Small Animal Toxicology. W. B.Saunders Company, 2001.
PUSCHENDORF, B. Strategies for cardiac marker measurement. Clin. Chem. Lab. Med.,
v. 37, p. 997-999, 1999.
RADOSTITS, O.M.; MAYHEW, I.G.; HOUSTON, D.M. Exame Clínico e Diagnóstico em
Veterinária. Rio de Janeiro: Editora Guanabara Koogan. 2002.
RICCHIUTI, V. et al. Cardiac troponin I alterations in dog hearts with myocardial
infarction. Am. J. Clin. Pathol., v. 110, p. 241-247, 1998.
ROBERTS, B. K; ARONSOHN, M. G.; MOSES, B.L; BURK, R.L.; TOLL, J.; WEEREN,
F. R. Bufo marinus intoxication in dogs: 94 cases (1997-1998). JAVMA, v.216, n. 12, p.
1941-1944, 2000.
RUSSEL, F. E. Toad poisoning. In. HOSKINS, H.P. Canine medice. 4.ed. Santa Barbara:
American Veterinary Publications Incorporation, 1979. v.1, p. 183-185.
RUSSEL, F.E. Toxic effects of animal toxin. In: CASARETT, L.J., DOULL,J. Toxicology:
the basic science of poisons. 3. ed. New York: MacMillan Publishing Company, 1986. p.
718-719.
SAKATE, M.; OLIVEIRA, P.C.L. Toad envenoming in dogs: effects and treatment. J.
Venom. Anim. Toxins, v. 6, n.1, p. 52-62, 2000.
SAKATE, M.; OLIVEIRA, P.C.L. Use of lidocaine, propranolol, amiodarone and
verapamil in toad envenoming (Genus Bufo) in dogs. J. Venom. Anim. Toxins, v. 7, n.2, ,
p.240-259, 2001.
SCHOBER, K.E.; KIRBACH, B.; CORNAND, C.; OECHTERING, G. Circulation cardiac
troponins in small animals. In: AMERICAN COLLEGE OF VETERINARY INTERNAL
MEDICINE, 19, 2001, Denver. Proceeding. Denver: ACVIM, 2001. p 91-92.
92
TILLEY, L.P. Essentials of canine and feline eletrocardiography: interpretation and
treatment. 3.ed. London: Lea & Febiger, 1992. 469p.
ZAR, J.H. Biostatistical analysis. Englewood Cliffs: Prentice Hall, 1996. p. 718.
ZELNIK, R. A natureza química do veneno de sapo. Ciênc. Cult., v. 17, p. 10-14, 1965.
93
94
9. APÊNDICE Apêndice 1 - Valores individuais de freqüência cardíaca dos cães do grupo Controle (n=5) e do grupo Intoxicado com veneno de sapo em número de batimentos/minuto (bpm), com as respectivas médias e desvio padrão.
s = desvio padrão.
CO
NT
RO
LE
IN
TO
XIC
AD
O
Animal zero 10 20 30 40 50 60 70 80 90 100 110 120 140 150
1 104 91 87 89 90 93 96 101 100 100 97 90 86 85 832 91 89 89 78 88 90 89 89 92 91 100 99 99 95 933 118 107 100 100 100 100 101 95 96 96 98 97 96 96 1054 96 76 73 76 80 81 82 100 82 80 79 80 81 87 855 103 97 89 92 94 91 93 90 92 95 97 93 90 89 90
Media 102 92 87,6 87 90,4 91 92,2 95 92,4 92,4 94,2 91,8 90,4 90,4 91,2
DesvPad 10,2 11,4 9,63 10 7,4 6,82 7,19 5,52 6,69 7,64 8,58 7,46 7,3 4,88 8,67
6 93 114 101 91 107 133 135 143 146 153 158 142 136 139 1377 88 98 88 76 65 71 122 86 95 117 96 90 87 85 858 93 74 71 75 111 98 109 85 61 49 42 60 49 51 519 105 88 83 58 114 166 153 150 151 146 130 127 122 114 122
10 122 124 136 150 130 139 146 150 142 139 139 133 133 136 13111 113 122 123 171 172 153 157 162 176 174 181 176 176 176 17112 117 105 95 107 101 87 77 75 83 85 91 100 107 95 7813 123 128 125 142 127 132 116 114 108 119 125 136 155 153 15314 82 83 60 66 78 77 78 67 49 68 74 74 65 65 9615 102 75 100 86 47 70 49 89 120 100 98 98 92 83 6916 123 125 117 95 96 111 130 91 74 81 82 111 69 75 9517 118 133 129 130 125 130 139 130 133 125 129 127 127 131 13018 80 64 60 55 104 82 68 67 75 65 65 65 67 73 6519 106 130 140 151 101 90 85 90 142 107 111 111 115 114 114
20 113 129 133 125 112 156 98 193 91 85 88 88 84 82 89
Media 105 106 104 105 106 113 111 113 110 108 107 109 106 105 106
DesvPad 14,9 23,9 27,4 37,3 29,2 33 33,5 39,2 37,8 35,9 36,8 31,7 36,4 36,1 34,6
FREQUENCIA CARDIACA (FC)
95
Apêndice 2 - Valores individuais de pressão arterial sistólica dos cães do grupo controle (n=5) e do grupo intoxicado com veneno de sapo, em mmHg, com as respectivas médias e desvio padrão.
s = desvio padrão
CO
NT
RO
LE
IN
TO
XIC
AD
O
Animal Zero 10 20 30 40 50 60 70 80 90 100 110 120 140 1501 100 107 141 140 140 141 147 161 162 168 156 140 125 126 1212 86 80 82 90 105 110 114 109 112 116 120 120 112 110 1093 88 86 79 75 83 91 83 84 93 97 97 97 98 103 1014 95 89 91 96 99 97 110 104 79 78 85 85 91 107 1165 83 90 95 104 108 108 113 112 112 114 115 115 122 114 98
Media 90,4 90,4 97,6 101 107 109 113 114 112 115 115 111 110 112 109
DesvPad 6,95 10,1 25,1 24,2 20,8 19,3 22,7 28,5 31,4 33,6 27,1 21,3 14,8 8,8 9,72
6 78 104 123 159 152 157 166 174 170 140 181 183 172 170 1707 98 89 111 164 141 167 168 182 175 185 171 169 169 171 1788 94 103 110 166 239 237 237 227 213 205 220 199 197 188 1969 92 99 121 135 118 207 194 193 173 172 169 168 135 131 144
10 108 131 184 173 192 176 182 169 162 156 156 148 145 148 15511 105 151 147 182 198 210 191 204 193 175 173 175 184 180 18012 86 115 127 190 194 188 173 164 155 158 160 162 156 168 17913 107 123 192 200 220 240 225 180 197 162 150 143 175 178 17014 103 132 135 140 145 146 144 144 148 155 161 161 164 235 26015 113 131 203 269 223 222 217 205 198 182 178 178 195 202 22416 109 114 143 137 139 138 133 120 127 126 125 149 135 129 14117 85 104 138 144 153 162 167 184 190 190 199 210 218 218 20818 95 96 114 136 147 134 137 145 147 141 142 142 143 142 13919 99 107 142 154 164 164 163 168 158 163 145 145 139 121 11920 118 133 142 194 197 178 169 213 225 230 165 165 146 140 141
Media 99,3 115 142 170 175 182 178 178 175 169 166 166 165 168 174
DesvPad 11,2 17,4 29,1 35,2 36,5 34,4 30,7 28,4 27 26,7 23,3 20,3 25,4 33,6 37,2
PRESSAO ARTERIAL SISTOLICA
96
Apêndice 3 - Valores individuais de pressão arterial diastólica dos cães do grupo Controle (n=5) e do grupo Intoxicado com veneno de sapo, em mmHg, com as respectivas médias e desvio padrão.
s = desvio padrão
Animal Zero 10 20 30 40 50 60 70 80 90 100 110 120 140 1501 44 45 80 81 81 83 86 95 91 96 86 75 62 70 632 48 45 44 48 51 54 61 62 69 68 76 76 70 69 703 56 53 49 44 48 53 56 58 58 56 57 57 58 58 574 46 45 47 53 57 57 61 60 47 46 50 50 55 62 725 57 48 45 48 48 51 61 64 68 71 72 72 77 68 56
Media 50,2 47,2 53 54,8 57 59,6 65 67,8 66,6 67,4 68,2 66 64,4 65,4 63,6
s 5,93 3,49 15,2 15 13,9 13,3 11,9 15,4 16,3 18,8 14,6 11,8 9,02 5,18 7,3
6 45 65 76 99 92 95 98 99 94 81 108 108 109 104 1047 46 50 64 98 77 93 85 94 87 97 85 85 76 76 798 50 55 60 103 149 136 121 106 85 76 71 81 67 60 649 47 52 68 69 116 125 115 113 94 98 96 92 95 93 111
10 59 84 112 102 96 92 101 94 86 86 86 80 77 76 7711 65 98 101 127 127 141 113 127 116 106 105 108 113 105 11012 49 63 72 84 80 69 58 49 54 57 61 68 62 80 7913 68 88 109 116 102 127 126 130 130 71 64 67 60 65 6514 79 88 86 88 93 87 86 80 77 87 93 89 89 164 17815 64 72 137 140 115 105 95 107 110 92 89 96 96 97 9816 73 81 100 78 69 67 73 59 54 61 59 80 62 57 7017 54 66 79 83 85 91 93 90 92 93 104 102 101 95 9718 44 46 56 67 83 63 55 66 60 55 55 55 56 54 4919 62 70 86 94 92 85 85 88 96 96 87 88 89 79 7520 77 88 89 95 86 96 100 133 130 137 91 85 80 71 61
Media 58,8 71,1 86,3 96,2 97,5 98,1 93,6 95,7 91 86,2 83,6 85,6 82,1 85,1 87,8
s 12 16,2 22,3 20,1 21,2 24,4 20,9 25,1 24 21,1 17,5 14,9 18,4 27,4 31,3
PRESSAO ARTERIAL DIASTOLICA
CO
NT
RO
LE
IN
TO
XIC
AD
O
97
Apêndice 4 - Valores individuais de pressão arterial média dos cães do grupo Controle (n=5) e do grupo Intoxicado com veneno de sapo, em mmHg, com as respectivas médias e desvio padrão.
s = desvio padrão
Animal Zero 10 20 30 40 50 60 70 80 90 100 110 120 140 1501 61 66 100 102 101 103 109 120 117 122 111 98 83 90 842 62 57 57 50 67 70 76 77 82 82 91 91 81 79 783 67 64 59 55 60 66 67 69 69 69 72 72 72 73 734 62 60 68 67 71 71 78 72 58 56 62 65 67 78 885 66 62 61 66 68 70 78 80 83 87 83 86 87 87 92
Media 63,6 61,8 69 68 73,4 76 81,6 83,6 81,8 83,2 83,8 82,4 78 81,4 83
s 2,7 3,49 17,8 20,3 15,9 15,2 16 20,8 22,2 24,8 18,8 13,6 8,25 6,95 7,62
6 56 77 93 121 112 118 122 124 119 109 139 132 131 128 1267 65 62 80 118 98 115 113 123 116 127 111 113 105 106 1088 65 70 76 125 183 172 162 146 120 108 106 114 101 91 979 62 66 85 91 110 153 142 139 121 122 120 117 113 112 126
10 76 101 134 125 122 116 126 116 110 105 108 105 99 98 10211 78 116 118 144 150 164 138 153 138 129 125 128 135 127 13112 60 79 65 115 112 101 87 78 80 87 89 94 89 104 10813 81 99 139 146 132 156 159 147 143 97 88 87 98 102 10014 87 102 100 105 110 104 105 101 99 109 116 112 112 114 19215 80 90 157 172 143 133 135 133 133 118 114 124 124 126 13716 88 91 112 95 92 86 93 79 76 80 78 102 84 80 9317 63 78 100 106 110 116 121 123 127 133 141 138 141 132 13418 59 63 73 88 104 84 78 91 87 80 80 84 82 79 7419 75 83 103 113 115 109 108 112 114 118 103 107 101 83 8920 92 102 108 128 122 122 122 158 156 167 103 112 91 89 88
Media 72,5 85,3 103 119 121 123 121 122 116 113 108 111 107 105 114
s 11,7 16,5 26,1 22,4 23,2 27,1 24,4 25,6 22,9 22,6 19,1 15,6 18,6 18,1 28,8
PRESSAO ARTERIAL MEDIA
CO
NT
RO
LE
IN
TO
XIC
AD
O
98
Apêndice 5 - Valores de Creatinaquinase fração MB (CK-MB) dos animais dos grupos Controle e Intoxicado em ng/dL nos tempos T3 e T5 (6 e 24 horas após a administração do veneno, respectivamente) com as médias de cada grupo.
Animal T 3 (6 horas) T 5 (24 horas) 1 446 1892 376 1953 248 1074 432 2045 296 178
Média 359,6 174,6
6 383 1947 458 2148 816 1219 549 143
10 462 12311 400 2012 547 2013 566 18814 225 16615 707 41616 633 19317 755 22818 361 26119 765 28620 523 204
Média 543,33 185,13
CK-MB (ng/dL)
CO
NT
RO
LE
IN
TO
XIC
AD
O
99
Apêndice 6 - Valores de troponina I cardíaca (TnIc) dos animais dos grupos Controle e Intoxicado em ng/dL nos tempos T3 e T5 (6 e 24 horas após a administração do veneno, respectivamente) com as médias de cada grupo.
CO
NT
RO
LE
IN
TO
XIC
AD
O
Animal T3 (6h) T5 (24h) 1 0,09 0,11 2 0,09 0,08 3 0,16 0,09 4 0,13 0,08 5 0,11 0,08
Média 0,12 0,09 DesvPa 0,03
00,0136 0,05 0,06
7 1,41 2,47 8 0,19 0,35 9 0,28 0,26 10 0,10 0,14 11 0,22 0,63 12 0,11 0,34 13 0,26 0,32 14 0,08 0,12 15 0,12 0,14 16 0,83 0,54 17 0,12 0,31 18 0,05 0,16 19 0,24 0,18 20 0,10 0,13
Média 0,28 0,41 DesvPa 0,36 0,59
TROPONINA I CARDÍACA (TnIc) ng/mL
100
Apêndice 7 - Valores individuais de cálcio iônico plasmático, em mEq/L, dos cães dos grupos Controle (n=5) e Intoxicado com veneno de sapo com as respectivas médias nos momentos T0, T1, T2, T3 e T4.
T0: basal T1: 2 horas após administração do veneno de sapo T2: 4 horas após administração do veneno de sapo T3: 6 horas após administração do veneno de sapo T4: 12 horas após administração do veneno de sapo.
Animal T0 T1 T2 T3 T41 0,92 1,21 0,98 0,72 0,892 1,09 0,78 0,94 0,84 0,933 0,79 0,98 1,07 1,17 1,024 0,98 0,69 0,89 1,06 1,15 1,01 0,97 0,98 0,87 0,97
Media 0,958 0,926 0,972 0,932 0,982
6 1,2 0,77 0,98 1,21 1,037 0,97 1,08 1,13 0,66 0,598 0,87 0,81 0,8 0,91 0,749 1,05 0,091 0,78 0,76 1,1
10 0,99 0,64 0,79 1,08 0,7611 0,68 0,68 0,91 0,55 1,0712 0,6 0,9 0,51 0,7 0,5613 0,72 0,75 0,46 0,82 0,7914 0,67 0,68 1,02 0,71 0,6315 0,98 0,48 0,63 0,63 1,0416 0,58 0,58 0,37 0,44 0,3117 0,9 1,4 0,81 0,65 0,5918 0,98 0,82 0,54 0,54 0,4919 0,89 0,75 0,62 0,63 0,7420 0,8 0,62 0,78 0,77 0,65
Media 0,859 0,737 0,742 0,737 0,739
Cálcio (Ca) em mEq/L
INT
OX
ICA
DO
C
ON
TR
OL
E
101
Apêndice 8 - Valores individuais de sódio plasmático, em mEq/L, dos cães do grupo controle (n=5) e do grupo intoxicados com veneno de sapo com as respectivas médias nos momentos T0, T1, T2, T3 e T4.
T0: basal T1: 2 horas após administração do veneno de sapo T2: 4 horas após administração do veneno de sapo T3: 6 horas após administração do veneno de sapo T4: 12 horas após administração do veneno de sapo
Animal T0 T1 T2 T3 T41 149 146 144 142 1442 140 141 141 146 1443 143 141 143 145 1434 141 144 141 144 1425 142 143 142 143 145
Media 143 143 142,2 144 143,6
6 144 143 136 138 1397 139 143 146 144 1408 145 145 143 148 1479 141 142 144 142 14110 141 136 136 139 13811 141 137 142 143 13912 138 137 149 141 14213 138 137 138 145 14114 139 140 135 136 14315 142 141 139 138 13716 136 135 134 135 13317 150 146 146 145 141,518 144,9 144,9 145,8 146,7 14319 142 136 138 142 14520 141 140 145 137 142
Media 141,46 140,1933 141,12 141,3133 140,7667
Sódio (Na) em mEq/L
CO
NT
RO
LE
IN
TO
XIC
AD
O
102
Apêndice 9 - Valores individuais de potássio plasmático, em mEq/L, dos cães do grupo Controle (n=5) e do grupo Intoxicado com veneno de sapo com as respectivas médias nos momentos T0, T1, T2, T3 e T4.
T0: basal T1: 2 horas após administração do veneno de sapo T2: 4 horas após administração do veneno de sapo T3: 6 horas após administração do veneno de sapo T4: 12 horas após administração do veneno de sapo
Animal T0 T1 T2 T3 T41 3 4 3,8 3,3 4,22 3,4 3,5 3,4 3 4,13 3,2 3,5 3,1 3,6 4,24 3,7 3,8 3,8 3,2 3,75 3,3 3,2 2,9 3,6 3,2
Media 3,32 3,6 3,4 3,34 3,88
6 3,8 3 5,9 5 3,37 3,2 4 3,3 2,8 3,18 3,3 3,1 2,4 3 2,79 3,3 3,3 2,9 2,8 3,810 3,5 3,1 3,3 2,8 3,411 2,8 2,9 3 2,6 4,212 3,3 4,4 3,3 3,2 2,913 3 3 2,3 3,7 3,514 2,9 3,3 2,9 2,9 3,115 3 3 3,5 3,4 3,316 2,6 3,6 3,1 2,7 2,517 2,6 4,4 3 3,7 2,718 3,67 3,19 2,72 2,51 2,7119 3,4 3,1 2,7 2,5 3,520 3,2 3,8 2,9 2,9 3,1
Media 3,171333 3,412667 3,148 3,100667 3,187333
Potássio (K) em mEq/L
CO
NT
RO
LE
IN
TO
XIC
AD
O
103
Apêndice 10 - Ficha individual de registro dos parâmetros clínicos durante o experimento. ANIMAL GRUPO DATA
Basal 10 20 30 40 50 60 70 80 90 100 110 120 140 150FC
PA Sist Diast Média
FRCO2To.
Obs.
ECG
Tto
Livros Grátis( http://www.livrosgratis.com.br )
Milhares de Livros para Download: Baixar livros de AdministraçãoBaixar livros de AgronomiaBaixar livros de ArquiteturaBaixar livros de ArtesBaixar livros de AstronomiaBaixar livros de Biologia GeralBaixar livros de Ciência da ComputaçãoBaixar livros de Ciência da InformaçãoBaixar livros de Ciência PolíticaBaixar livros de Ciências da SaúdeBaixar livros de ComunicaçãoBaixar livros do Conselho Nacional de Educação - CNEBaixar livros de Defesa civilBaixar livros de DireitoBaixar livros de Direitos humanosBaixar livros de EconomiaBaixar livros de Economia DomésticaBaixar livros de EducaçãoBaixar livros de Educação - TrânsitoBaixar livros de Educação FísicaBaixar livros de Engenharia AeroespacialBaixar livros de FarmáciaBaixar livros de FilosofiaBaixar livros de FísicaBaixar livros de GeociênciasBaixar livros de GeografiaBaixar livros de HistóriaBaixar livros de Línguas
Baixar livros de LiteraturaBaixar livros de Literatura de CordelBaixar livros de Literatura InfantilBaixar livros de MatemáticaBaixar livros de MedicinaBaixar livros de Medicina VeterináriaBaixar livros de Meio AmbienteBaixar livros de MeteorologiaBaixar Monografias e TCCBaixar livros MultidisciplinarBaixar livros de MúsicaBaixar livros de PsicologiaBaixar livros de QuímicaBaixar livros de Saúde ColetivaBaixar livros de Serviço SocialBaixar livros de SociologiaBaixar livros de TeologiaBaixar livros de TrabalhoBaixar livros de Turismo
top related